Mendelova univerzita v Brně Agronomická fakulta Ústav rybářství a hydrobiologie
Likvidace sinic a řas ekologicky šetrným algicidem Diplomová práce
Vedoucí práce:
Vypracoval: Bc. Tomáš Vaněk
doc. Ing. Radovan Kopp, Ph.D.
Brno 2012
PROHLÁŠENÍ Prohlašuji, ţe jsem diplomovou práci na téma likvidace sinic a řas ekologicky šetrným algicidem vypracoval samostatně a pouţil jen pramenů, které cituji a uvádím v přiloţeném seznamu literatury. Diplomová práce je školním dílem a můţe být pouţita ke komerčním účelům jen se souhlasem vedoucího diplomové práce a děkana Agronomické fakulty Mendelovy univerzity v Brně. dne ……………………………………… podpis diplomanta ……………………….
PODĚKOVÁNÍ Příspěvek byl zpracován s podporou Výzkumného záměru č. MSM6215648905 „Biologické a technologické aspekty udrţitelnosti řízených ekosystémů a jejich adaptace na změnu klimatu“ uděleného Ministerstvem školství, mládeţe a tělovýchovy České republiky. Děkuji doc. Ing. Radovanu Koppovi, Ph.D. za čas, který mi věnoval při konzultacích a odborných radách po dobu zpracování mé diplomové práce. Všechny rady byly odborně zodpovězeny a vţdy přistupoval k dotazům profesionálně.
ABSTRAKT Moje diplomová práce je zaměřena na likvidaci sinic a řas ekologicky šetrným algicidem. Předmětem práce jsou prvotní experimenty s kyselinou pelargonovou, guanicidem a jeho kombinace s ostatními přípravky a 1 % PHMG a jeho kombinace s ostatními přípravky. Testy probíhaly v laboratorních podmínkách za konstantních podmínek se zelenou řasou Desmodesmus communis. Vzhledem k nedostatku informací o přípravcích a jejich toxických účincích byly zvoleny pro testy se zelenou řasou Desmodesmus communis koncentrace 1, 10 a 50 ml.m-3. Sledovali jsme inhibici fotosyntézy pomocí úbytku koncentrace chlorofylu a. Dále byly prováděny krátkodobé testy toxicity na rybách Poecilia reticulata a stanovení střední letální koncentrace. Pro krátkodobé testy toxicity byly zvoleny koncentrace u kyseliny pelargonové 0,5; 0,6; 0,7; 0,8 a 0,9 ml.l-1, u guanicidu 0,1; 0,3; 0,7; 0,8 a 0,9 ml.l-1 a u 1 % PHMG 0,5; 0,7; 0,9; 1,1 a 1,5 ml.l-1. Střední letální koncentrace (48LC 50) u kyseliny pelargonové byla 0,493 ml.l-1. U guanicidu byla 48LC50 0,177 ml.l-1 a u 1 % PHMG byla 48LC50 0,095 ml.l-1. Klíčová slova: algicidní látka, koncentrace, sinice, zelená řasa, inhibice, stimulace, kyselina pelargonová, guanicid, polyhexamethylene guanidine hydrochloride ( PHMG), IC50, LC50
ABSTRACT My thesis is focused on the destruction of cyanobacteria and algae environmentally friendly algaecides. This thesis investigates the initial experiments with pelargonic acid, guanidine and its combination with other substances and 1% PHMG and its combination with other substances. Tests conducted in the laboratory under constant conditions with green algae Desmodesmus communis. Due to the lack of information about products and their toxic effects have been selected for the tests with the green algae Desmodesmus communis concentration of 1, 10 and 50 ml.m-3. We observed inhibition of photosynthesis by the loss of chlorophyll a concentrations. Were also carried out short-term toxicity tests on fish Poecilia reticulata and the determination of median lethal concentration. For short-term toxicity tests were selected pelargonic acid concentration at 0,5; 0,6; 0,7; 0,8 and 0,9 ml.l-1, at guanidine 0,1; 0,3; 0,7; 0,8 and 0,9 ml.l-1 and 1% PHMG 0,5; 0,7; 0,9; 1,1 and 1,5 ml.l-1. The median lethal
concentration (48LC50) at pelargonic acid was 0,493 ml.l-1, for guanidine 48LC50 was 0,177 ml.l-1 and 1% PHMG 48LC50 was 0,095 ml.l-1 Keywords: algicides, concentration, cyanobacteria, green algae, inhibition, stimulation, pelargonic acid, guanidine, polyhexamethylene guanidine hydrochloride ( PHMG), IC50, LC50
1
ÚVOD ............................................................................................................................ 8
2
CÍL PRÁCE .................................................................................................................. 9
3
LITERÁRNÍ PŘEHLED ............................................................................................ 10 3.1
ZÁKLADNÍ CHARAKTERISTIKA ŘAS ......................................................................... 10
3.1.1 Co jsou řasy?..................................................................................................... 10 3.1.2 Řasy jako ekologická skupina ........................................................................... 11 3.1.3 Řasy jako producenti látek negativně ovlivňující přírodní prostředí ................... 13 3.1.4 Řasy, jejich vyuţití, akvakultura a biotechnologie ............................................. 14 3.2
ZÁKLADNÍ CHARAKTERISTIKA SINIC ....................................................................... 16
3.2.1 Morfologie a funkce buněk ............................................................................... 16 3.2.2 Ekologie a adaptabilita sinic .............................................................................. 17 3.3
BIOLOGICKY AKTIVNÍ LÁTKY PRODUKOVANÉ SINICEMI VODNÍHO KVĚTU ................. 18
3.3.1 Toxiny sinic ...................................................................................................... 18 3.3.2 Vliv caynotoxinů na teplokrevné obratlovce a na zdraví obyvatel ...................... 19 3.3.3 Vliv cyanotoxinů na ryby a vodní ţivočichy ...................................................... 20 3.3.4 Řasy a sinice jako alergeny ............................................................................... 21 3.4
MOŢNOSTI A PRINCIPY OMEZENÍ MASOVÉHO ROZVOJE SINIC .................................... 22
3.4.1 Zásahy ve vodním sloupci ................................................................................. 23 3.4.1.1
Sražení fosforu z vodního sloupce .............................................................. 23
3.4.1.1.1 Sráţení fosforu z vodního sloupce za vyuţití Al2(SO4)3 ....................... 23 3.4.1.1.2 Sráţení fosforu z vodního sloupce za vyuţití Polyaluminium chloridu (PAX-18)............................................................................................... 25 3.4.1.1.3 Sráţení fosforu z vodního sloupce za vyuţití FeCl2 , FeCl3 ..................... 26 3.4.1.1.4 Sráţení fosforu z vodního sloupce za vyuţití Ca(OH)2, CaCO3 .............. 27 3.4.2 Aplikace látek cyanocidních a cyanostatických ................................................. 28 3.4.2.1
Chemické algicidní látky............................................................................ 28
3.4.2.1.1 Vyuţití měďnatých sloučenin Cu2+, ekologická rizika a přípustné .............. dávky..................................................................................................... 29 3.4.2.1.2 Vyuţití sloučenin Ag+, ekologická rizika a přípustné dávky ................... 30 3.4.2.1.3 Vyuţití kyseliny pelargonové ................................................................ 31 3.4.2.1.4 Vyuţití guanicidu .................................................................................. 31 3.4.2.1.5 Vyuţití polyhexamethylenu guanicidu hydrochloridu ............................ 31 3.4.2.1.6 Ostatní anorganické cyanocidy .............................................................. 32 3.4.2.1.7 Organické algicidní látky ....................................................................... 32 6
3.4.2.2
Přírodní algicidní látky .............................................................................. 33
3.4.2.2.1 Ječná sláma ........................................................................................... 34 3.4.2.2.2 Ostatní rostlinné materiály ..................................................................... 35 3.4.2.2.3 Extrakty a přírodě blízké rostlinné algistatika ........................................ 36 3.4.2.2.4 Ideální algicidní látka (Drábková, Maršálek 2004) ................................. 36 3.4.3 Vyuţití fotosentitizérů ....................................................................................... 37 3.4.4 Trendy v omezování rozvoje sinic ..................................................................... 37
4
3.4.4.1
Ošetření ultrazvukem ................................................................................. 37
3.4.4.2
Ošetření UV zářením ................................................................................. 38
3.4.4.3
Ostatní trendy ............................................................................................ 38
MATERIÁL A METODIKA ..................................................................................... 39 4.1
TEST AKUTNÍ TOXICITY NA RYBÁCH ....................................................................... 39
4.2
TEST INHIBICE RŮSTU SLADKOVODNÍCH ŘAS ........................................................... 40
4.3
SPEKTROFOTOMETRICKÉ STANOVENÍ CHLOROFYLU A ............................................. 41
4.3.1 Činidla .............................................................................................................. 41 4.3.2 Postup stanovení ............................................................................................... 41 4.3.3 Výpočet ............................................................................................................ 41 5
VÝSLEDKY................................................................................................................ 42 5.1
TEST AKUTNÍ TOXICITY NA RYBÁCH ....................................................................... 42
5.1.1 Testované látky ................................................................................................. 42 5.1.2 Sledované parametry ......................................................................................... 42 5.1.3 Výsledky testu akutní toxicity na rybách ........................................................... 43 5.2
TEST INHIBICE RŮSTU SLADKOVODNÍCH ŘAS ........................................................... 45
5.2.1 Testované látky ................................................................................................. 45 5.2.2 Sledované parametry ......................................................................................... 45 5.2.3 Výsledky testu inhibice růstu sladkovodních řas ................................................ 46 5.3
SPEKTROFOTOMETRICKÉ STANOVENÍ CHLOROFYLU A ............................................. 50
6
DISKUZE .................................................................................................................... 53
7
ZÁVĚR........................................................................................................................ 55
8
PŘEHLED POUŢITÉ LITERATURY...................................................................... 56
9
SEZNAM OBRÁZKŮ ................................................................................................ 60
10
SEZNAM TABULEK ................................................................................................. 65
7
1
ÚVOD Sinice a řasy jsou převáţně fotoautotrofní organismy, které mají společný způsob
ţivota a získávají energii pomocí fotosyntézy. Jedná se o primární producenty zhodnocující biogenní prvky, hlavně fosfor a dusík. Souhrnně jej můţeme označovat jako fytoplankton nebo fytobentos popřípadě mohou vytvářet různé nárosty na předmětech ve vodním prostředí. Jsou součástí kaţdého vodního ekosystému. Ideální prostředí pro rozvoj sinic a řas je eutrofní aţ hypertrofií prostředí. Ve spoustě případů dochází právě v eutrofním prostředí k přemnoţení sinic a řas, coţ v mnoha případech můţe způsobovat problémy. Většinou dochází ke kyslíkovým výkyvům mezi dnem a nocí, kdy v odpoledních hodinách je vysoký obsah kyslíku ve vodě a naopak v ranních hodinách můţe nastat deficit, který můţe způsobit hromadný úhyn vodních ţivočichů včetně rybí obsádky. Právě proto se čím dál častěji řeší otázka způsobu omezování sinic a řas a vytvoření rovnováţného prostředí, ve kterém tyto problémy nebudou nastávat. Existuje celá řada opatření. Mezi hlavní způsoby omezení sinic a řas je aplikace algicidních látek přírodního nebo chemického původu. V České republice se hodně často vyuţívá síran měďnatý, díky vysoké účinnosti, snadné aplikaci a především nízké pořizovací ceně. Často pouţívané jsou koagulanty, které fungují na principu vysráţení fosforu z vodního sloupce a sníţení trofie vod, která je tak důleţitá pro masivní rozvoj sinic a řas. V současné době se objevuje celá řada algicidních nebo algistatických látek a z prvotních testů je zřejmě, ţe se jedná o nadějnou skupinu látek, která by v budoucnu mohla pomoci v boji proti masivnímu rozvoji sinic a řas ve volné přírodě. Ve spoustě případů jsou látky jako guanicid, jeţ je povaţovaný za nadějnou algicidní látku, pouţívány k úpravě vody ve vodárenství nebo v bazénech. Naopak jejich negativní stránka spočívá ve vysoké pořizovací ceně a to můţe být problém pro řadu menších a středních podniků, které uţ tak mají vysoké náklady a nemohou si dovolit nakupovat tyto, byť účinné látky, ale pro ně příliš drahé.
8
2 CÍL PRÁCE Tato diplomová práce vznikla za účelem seznámení se s novými přípravky, které nám v budoucnu mohou pomoci při boji proti masivnímu rozvoji sinic a řas. Jelikoţ se jedná o přípravky, o kterých se mnoho neví, snaţili jsme se stanovit pro jednotlivé přípravky účinné koncentrace, které u sinic a řas vyvolají inhibici a nebudou mít na rybí obsádku negativní vlivy.
9
3 3.1
LITERÁRNÍ PŘEHLED Základní charakteristika řas Kalina a Váňa (2005) uvádí, ţe řasy latinsky Algea, řecky Phykos, představují
skupinu, která – nehledě na současné systematické zařazení do čtyř říší – má řadu podobných vlastností jako biotická skupina. Studiem řas se zabývá algologie, často téţ nazývaná fykologie. V české odborné literatuře se pouţívá spojení „sinice a řasy“, coţ ukazuje na rozdíl mezi prokaryotními sinicemi a eukaryotními řasami. Tab. 1 Van Den Hoek et al. (1995) uvádí přehled řasových oddělení a jejich současné zařazení Impérium
Říše
Oddělení
Prokarya
Bakterie (Bacteria)
Sinice (Cyanobackteria)
Eukarya
Prvoci (Protozoa)
Eugleny (Euglenophyta) Obrněnky (Dinophyta) Chlorarachniophyta Skrytěnky (Cryptophyta)
Chromista
Heterokontophyta Rostliny (Plantae)
Glaucophyta Ruduchy (Rhodophyta) Zelené řasy (CHlorophyta) Paroţnatky (Charophyta)
3.1.1 Co jsou řasy? Kalina a Váňa (2005) uvádí, ţe řasy jsou převáţně fotoautotrofní oraganismy, které mají oxygenní fotosyntézu zaloţenou na podobné funkci a struktuře fotosyntetického aparátu, přítomnosti a sloţení fotosyntetických pigmentů. Je zřejmé, ţe oxygenní fotosyntéza se vyvíjela na základě podobného biochemického modelu, jehoţ předchůdcem je bakteriální anoxygenní fotosyntéza. Chloroplasty obsahují sadu biochemicky a funkčně odlišných fotosyntetických pigmentů. Chloroplasty eukaryotních řas obsahují kruhovou molekulu DNA, jejích genom obsahuje 73 – 400 kb (kilobází). Z Biochemicky a funkčně odlišných fotosyntetických pigmentů je nejdůleţitější chlorofyl. Chlorofyl se vyskytuje ve čtyřech formách a označujeme je jako chlorofyl a, chlorofyl b, chlorofyl c a poslední typ chlorofylu je chlorofyl d. Chlorofyly jsou zelené pigmenty, a tyto zelené pigmenty jsou uloţeny v tylakoidech. 10
Chlorofyl a povaţujeme za hlavní fotosyntetický pigment všech řasových skupin. Chlorofyly a+b se nejčastěji vyskytují v chloroplastech euglen, kořenonoţce Chlorarachnion a u všech zelených rostlin (podříše Viridiplantae). Chlorofyl a vţdy převládá nad chlorofylem b. Chlorofyly a+c můţeme nalézt v chloroplastech obrněnek a fotoheterotrofních druhů říše Chromista. Chlorofyl c se nachází ve třech různých formách, kterou jsou označované jako c 1, c2 a c3. Oproti jiným typům chlorofylu není chlorofyl c povaţován za pravý chlorofyl, protoţe má odlišnou biosyntézu neţ chlorofyl a, b (Kalina, Váňa 2005). Nejen chloroplasty jsou významnou sloţkou fotosyntetických pigmentů, a proto rozlišujeme i další významnou sloţku fotosyntetických pigmentů jako jsou červenooranţové nebo ţluté pigmenty, karotenoidy. Tyto pigmenty rozdělujeme do dvou skupin, na karoteny a xantofyly. Karotenoidy jsou součástí světlosběrné antény, absorbující světelné záření v širší oblasti neţ chlorofyly, a tím zvyšují přísun fotonů pro fotosyntézu. Velmi důleţitou funkcí karotenoidů, kromě zvýšení přísunu fotonů pro fotosyntézu je ochrana před škodlivým UV zářením a eliminace volných radikálů. Xantofyly tvoří velkou skupinu přibliţně 30 látek, které byly nalezeny v plastidech řas. Tak jako karotenoidy, je většina z nich součástí světlosběrných antén fotosyntetického aparátu (Kalina, Váňa 2005). 3.1.2
Řasy jako ekologická skupina Hlavním významem řas v přírodě, jako jsou fotoautotrofní organismy, je primární
produkce organické hmoty. Na jejich přítomnosti a produktivitě závisí řetězec sekundárních producentů, konzumentů i destruentů organické hmoty. Nejnovější studie ukazují, ţe řasy hrají významnou úlohu v biogeochemickém koloběhu na Zemi (Kalina, Váňa 2005). Moře nebo kontinentální vody s rozdílným obsahem rozpuštěných solí (brakické a sladké vody) se povaţují za základní ţivotní prostředí, ve kterém prodělávaly řasy svůj dlouhý vývoj. Za velmi pravděpodobné se povaţuje, ţe vodní prostředí, charakterizované stabilitou řady vnějších faktorů, mělo význam na utváření řasových stélek a způsob rozmnoţování řas. Převáţná většina řas ţije ve vodním prostředí, ale nesmíme zapomínat i na menší skupinu řas, která se přizpůsobila ţivotu v povrchových vrstvách půdy, na povrchu skal, na povrchu listů nebo na borce stromů, příkladem jsou terestrické a aerofytické řasy (Kalina, Váňa 2005).
11
Kalina a Váňa (2005) uvádí charakteristická společenstva, která se vyskytují ve vodním prostředí:
Mořský a sladkovodní fytoplankton obývá osvětlené vodní vrstvy a sestupuje do
hlubin s minimální intenzitou fotosynteticky aktivního záření (FAR), odpovídající 0,05 0,001% povrchové intenzity. Různé velikostní frakce fytoplanktonu mají odlišný podíl na primární produkci biomasy (uvedené rozměry znamenají velikost buněk): - mikroplankton: 20 - 2000 mm v moři, 50 - 500 mm v kontinentálních vodách; - nanoplankton: 2 - 20 mm v moři, 2 - 50 mm v kontinentálních vodách; - pikoplankton (ultraplankton): < 2 mm Velikostní rozsah frakcí se u jednotlivých autorů liší.
Vodní květy a vegetační zbarvení vody jsou specifické projevy přemnoţení sinic a
eukaryotních řas v povrchových vrstvách mořských i kontinentálních vod. V mořích se v souvislosti s vegetačním zbarvením vody pouţívá označení „red tide“ nebo „white tide“. Přemnoţení sinic a řas je reakcí na zvýšený obsah ţivin splachovaných do vody.
Pobřeţí moří a kontinentálních vod obývají řasy, které přirůstají na dno a sestupují po
jeho povrchu do hlubin. Pobřeţní pás kontinentální vod, zejména tůní, rybníků a mokřadů, bývá porostlý vyššími rostlinami. Při popisu vertikální zonace moře rozlišujeme pobřeţní pásmo, litorál, který se liší výkyvy vodní hladiny při odlivu a přílivu. Ve vertikálním směru následuje další rozsáhlé pásmo zasahující do větší hlouby, sublitorál. Vrchní hranice sublitorálu je vymezena maximálním odlivem, spodní hranice sublitorálu je vymezena minimální intenzitou pronikajícího světla, tj. 0,05 - 0,001 % povrchové intenzity. Litorální i sublitorální společenstva mají charakteristické sloţení řasové vegetace i fauny bezobratlých ţivočichů, které závisí na zeměpisné poloze, expozici (vlnobití) a charakteru dna (písčité, bahnité, skalnaté, kamenité). Nejhojnější litorální řasy najdeme na skalnatém pobřeţí, které není vystaveno prudkému vlnobití.
Perifyton je společenstvo řas porůstající vodní rostliny (epifytické řasy), vodní
ţivočichy (epizoické řasy), předměty ponořené ve vodě (povrch kamenů – epilitické řasy) a povrch bahna (epipelické řasy). Metafyton je pobřeţní společenstvo rybníků a tůní, ve kterém najdeme planktonní řasy spolu se shluky vláknitých řas a vyššími rostlinami.
Bentické řasy rostou na dně vodních nádrţí.
Aerické řasy jsou spolu s částicemi různého původu součástí aeroplanktonu. 12
Terestrické řasy v mírném pásmu osidlují povrchové vrstvy půdy do hlouby několika
centimetrů, ale jejich přítomnost je jen zřídka přímo patrná. Výraznější nárosty najdeme na borce stromů, na pařezech, na skalách a v porostech mechů. Zde se vyskytují jako epifyté.
3.1.3
Řasy jako producenti látek negativně ovlivňující přírodní prostředí Sinice a řasy produkují celou řadu látek, které negativně ovlivňují kvalitu přírodního i
ţivotního prostředí, mnohé jsou pro člověka nebezpečné. Vzestupná tendence, zaznamenaná v minulých 20-30 letech, je primárně spojena se zvýšeným přísunem ţivin, tedy s procesem označovaným jako eutrofizace. Jejím přímým důsledkem je zvýšený růst sinic a řas. V mořském prostředí se jedná zejména o litorál a sublitorál, výrazně postiţené jsou oblasti moře, v deltách velkých řek, hustě obydleného pobřeţí atd. Totéţ platí i o vodách kontinentálních, sladkých a brakických, zatíţených nejen odpadními vodami sídlišť a městských aglomerací, ale také zemědělskou činností, odpadními vodami z průmyslových podniků apod. Zvýšená produkce řas se projevuje například jako vodní květy sinic, vznášející se na hladině. Vegetační zbarvení (zelené, červenohnědé, ţlutooranţové aj.) je vyvoláno s přemnoţením mikroskopických planktonních druhů. Jednobuněčné a vláknité zelené řasy mohou tvořit nepříjemné zelené nárosty na přehradních hrázích, stavbách, památkách ap., jejichţ povrch narušují agresivní kyselinou uhličitou, vznikající při respiraci. Zvláštní skupinu tvoří invazivní mořské druhy, které znehodnocují rekreační pláţe, porůstají trupy lodí a přístavní konstrukce. Caulerpa taxifolia (Chlorophyta, Ulvophyceae) se rozmnoţila tak, ţe nyní porůstá litorál moří v šesti zemích s délkou pobřeţí 180 km a plochou 10 000 ha. Ve Středozemním moři patří k invazivním druhům také Caulerpa racemosa, Codium fragile (Chlorophyta, Ulvophyceae) a tři druhy ruduch Acanthophora najadiformis, Asparagopsis armata a Womersleyella setacea (syn. Polysiphonia setacea), (Kalina, Váňa 2005).
13
Tab. 2 Vliv řas na přírodní a životní prostředí Skupina
Biotop
Společenstvo
Druh působení
Látka
Sinice (Caynophyta)
Kontinentální vody, moře
Vodní květy, fytoplankton
Cyanotoxiny
Druhově specifické toxiny, 1–3
Obrněnky (Dinophyta)
Sladké vody
Fytoplankton, „red tide“
Zápach pitné vody po rybím tuku
Saxitoxin, caguatoxin, ichtyotoxin, brevitoxin, okaidová kyselina aj., 1 - 3
Zlativky (Chrysophyceae)
Moře, záliv Prince Edwarda, Kanada
Fytoplankton, Pseudonizschia multiseries
Toxická pro člověka
Kyselina domoiková, 1
Hnědé řasy (Phaeophyceae)
Moře
Litorál, sublitorá
Produkce dimetylsulfidu (DMS), oraganobromidů
Kyselé deště, redukce ozonosféry
Chloromonády (Raphidophyceae)
Moře
Fytoplankton „red tide“, Fibrocapsa, Chatonella
Toxické pro ryby
Haptophyta
Moře, brakické vody
Fytoplankton
Toxiny nebezpečné pro bezobratlé a pro ryby, Prymnesium, Chrysochromulina
Galaktolipidové toxiny, kyselé deště (10% atmosférického toku DMS)
Zelené řasy (Ulvophyceae)
Moře
Bentos litorálu
Caulerpa, Codium
Invazní druhy na pláţích ve Středozemním moři
*Druhy toxinů: 1 - neurotoxin, 2 – hepatotoxin, 3 – cytotoxin. Neurotoxiny a hepatotoxiny mohou způsobit smrtelné otravy ryb, teplokrevných ţivočichů a člověka.
3.1.4 Řasy, jejich vyuţití, akvakultura a biotechnologie Sinice a řasy jsou dlouhodobě vyuţívány v různých oblastech lidské činnosti, ale těţiště i rozsah zájmu se měnily v průběhu času. V zemích dálného východu (Korea, Čína, Japonsko) jsou sinice i řasy tradiční součástí lidských pokrmů. První zmínky o pěstování jedlé ruduchy Porphyra v Tokijském zálivu jsou z roku 1970. Dlouhou historii mají pokrmy z řas na Britských ostrovech, v Jiţní a Severní Americe. Řasy jsou součástí jídelníčku také na jiných místech mořského pobřeţí. V nehostinných poměrech Faerských ostrovů slouţí řasy vyvrţené příbojem k potravě pro kozy, lidé je pouţívají při vytápění svých příbytků. Ve 20. letech minulého století slouţily mořské řasy jako surovina pro výrobu potaše, sody a jódu. 14
Proces byl spojen se spalováním řas a následnou extrakcí poţadovaných látek. Komerční vyuţití má vápenaté hnojivo maerl. Jedná se kalcifikované stélky bentických ruduch (rod Lithothamnoin, Phymatolithon a jiné). Tento materiál tvoří na pobřeţí Bretaně a jiţního Irska vrstvy o mocnosti 2 m (Kalina, Váňa 2005). V 80. letech minulého století bylo vyuţití nejrůznějších sinic a řas spojeno s programy, které řešily problémy výţivy lidstva. Kromě tradičního přístupu se objevily četné inovace. Při kultivaci jedlých mořských makrofytických řas se uplatnila selekce nejvhodnějších kmenů. Pro rod Porphyra jsou zaloţeny genobanky produkčních kmenů. Současná kultivace je zaloţena na přesné znalosti ţivotního cyklu. Plně mechanizovaná je sklizeň i konečné zpracování stélek (Kalina, Váňa 2005). Jednou z oblastí rozsáhlého vyuţití sinic je alginizace rýţových polí v Indii, která doznala určitou racionalizaci při zachování tradičních postupů. Zvýšení výnosů rýţe zajišťuje substrát obohacený sinicemi řádu Nostocales, které mají schopnost fixovat dusík. Takový substrát se podobně jako kompost dodává na pole předtím, neţ začne výsadba sazenic rýţe. Ze stejných důvodů se poţívá „zelené hnojení“ vodní kapradinou Azolla, obsahující symbiotické sinice (Kalina, Váňa 2005). Novou oblastí zájmu se staly velkoobjemové kultury mikroskopických řas a s nimi spojené biotechnologické postupy zaloţené na metodách průmyslového pěstování bakterií a kvasinek. Předmětem intenzivního zájmu se stala vláknitá sinice Arthrospira (často pod synonymním jménem Spirulina). Vyuţití mikro-řas v lidské výţivě postupně narazilo na některá omezení. Nepříznivý je vysoký obsah nukleových kyselin a některých alergizujících látek, vznikajících při technologickém zpracování. Takovou látkou je například feoforbitin, rozpadový produkt chlorofylu. Povolené denní dávky preparátů ze spireiny nebo chlorely jsou proto omezeny na několik gramů. Další problémy souvisejí s kultivací mikro-řas v otevřených kultivačních systémech, které mohou být kontaminovány patogenními bakteriemi. Nejnovější omezení se týká negativního vlivu buněčných stěn ze spireiny na lidské zdraví (Kalina, Váňa 2005´. Pro intenzivnější zbarvení mas lososů má význam xantofyl astaxantin z bičíkovce Haematococcus. Význam mají různé druhy mastných kyselin, které se vyuţívají v některých dietách. Příkladem je mastná kyselina dokosahexaenová nebo eikosapentenová (Kalina, Váňa 2005).
15
3.2
Základní charakteristika sinic Sinice jsou prokaryontní autotrofní organizmy s fotosyntézou rostlinného typu,
provázenou produkcí kyslíku. Jejich stélky jsou jednobuněčné nebo vláknité, v obou případech mohou ţít jednotlivě nebo tvořit kolonie. Na rozdíl od eukaryotních buněk nemají buněčné jádro ani buněčné organely, tj. chybějí chloroplasty, mitochondrie, diktiozomy (Golgiho tělíska). Sinice nemají mikrotubuly, cytoskelet ani ţádný druh bičíku. Pevná buněčná stěna je řadí mezi gramnegativní (G-) bakterie. Protoplazma obsahuje kruhovou molekulu DNA, ribozomy a další buněčné struktury. Fotosyntetické pigmenty jsou uloţeny ve fykobilizomech (fykobiliproteiny) a v tylakoidech (chlorofyl a, nebo chlorofyl a+b, a+c, a+d), které jsou uloţeny v cytoplazmě. Sinice se rozmnoţují buněčným dělením a fragmentací vláken. Pohlavní proces (rekombinace a transformace) je znám u jednobuněčných druhů. Četné sinice mají schopnost fixovat molekulární dusík (Kalina, Váňa 2005). Sinice jsou všeobecně rozšířené ve vodním prostředí, v půdě i v biotopech s extrémní teplotou, salinitou i s extrémními hodnotami pH 0,05 – 13,5. Najdeme je na pouštích i v polárních oblastech. Sinice ochotně vstupují do symbiotických interakcí. Nejvýznamnější z nich je edosymbióza, která dala vznik chloroplastům všech fotoautotrofních organismů a rostlin. Sinice jsou nejstarší fotoautotrofní organismy na Zemi, první paleontologické nálezy jsou z doby před 3,2 miliardami let. S jejich vývojem je spojen vznik kyslíkové atmosféry (Kalina, Váňa 2005). Oddělení má dvě platná vědecká jména. Jméno Cyanophyta je vytvořeno podle nomenklatorických pravidel botanického kódu, jméno Cyanobacteria odpovídá kódu prokaryontnímu (Kalina, Váňa 2005). 3.2.1
Morfologie a funkce buněk Sinice patří mezi G - bakterie, a to napovídá, ţe jejich buňky mají pevnou buněčnou
stěnu, která svým sloţením znemoţňuje barvení protoplastu podle K. Gramma. Buněčná stěna je vícevrstevná. Vnější slizový obal tvoří slizová vrstva, sloţená z lipopolysacharidů (glykokalyx). Lipopolysacharidová vrstva má fibrilární strukturu a bývá vyvinuta v různé míře. U některých sinic tvoří nápadný homogenní nebo vrstevnatý, někdy zbarvený obal buňky, nazývaný pochva. Postupujeme-li buněčnou stěnou směrem k protoplastu, pak další sloţkou je dvojice lipoproteinových membrán, vnější a vnitřní membrána. Pevná sloţka buněčné stěny je uloţena mezi oběma membránami a je sloţena z peptidoglykenu, kde hlavní sloţkou je murein. Mureinová vrstva je poměrně tenká. Můţe být enzymaticky odbourána
16
lyzozynem. Syntézu buněčné stěny znemoţňuje, podobně jako u bakterií, penicilin (Kalina, Váňa 2005). Hlavní strukturou fotosyntetického aparátu jsou tylakoidy, fotosyntetické membrány uloţené v periferické plazmě nebo prorůstají celým protoplastem. Tylakoidy jsou ploché měchýřky, jejichţ stěny jsou tvořeny fotosyntetickou membránou. Povrch tylakoidů pokrývají polokruhovité fykobilizomy, které představují hlavní světlosběrnou anténu fotosyntetického aparátu sinic. Fykobilizomy první a druhé skupiny obsahují tři druhy fikobiliproteinů: jejich chromoforovou skupinu tvoří modrý allofykocyanin, modrý fykocyanin a červený fykoerytrin. V tylakoidech je obsaţený chlorofyl a, který je u většiny sinic hlavním fotosyntetickým pigmentem. Dále byly zjištěny: β.karoten, zeaxantin, echinenon, kantaxantin a myxoxantofyl, coţ je specifický xantofyl sinic (Kalina, Váňa 2005). Pro sinice je charakteristická rychlá reakce na změnu spektrálního sloţení světla, kterou nazýváme jako chromatická adaptace. Při chromatické adaptaci hrají hlavní roli fikobilizomy a to tak, ţe dojde ke změně počtu fykocyaninových a fykoerytrinových subjednotek (Kalina, Váňa 2005). Zásobní látkou u sinic je převáţně sinicový škrob. Jedná se o polysacharid patřící mezi α-1,4-glukany a je svými vlastnostmi shodný s glykogenem některých bakterií, hub a ţivočichů. Sinice mají schopnost vázat plynný dusík a pomocí enzymu nitrogenázy syntetizovat amonné sloučeniny. Celý proces probíhá za anaerobních podmínek, jelikoţ nitrogenáza je inaktivována v přítomnosti kyslíku. Fixace plynného dusíku probíhá v heterocytech. Jedná se o specializované buňky, které se vytvoří v průběhu asi 24 hodin jako reakce na nízký obsah dusíkatých látek v prostředí (Kalina, Váňa 2005). 3.2.2 Ekologie a adaptabilita sinic Vodní květ je výsledkem přemnoţení určité skupiny sinic ve vodách s nadbytkem dusíkatých a fosforečnanových ţivin. V našich zeměpisných šířkách se objevuje zejména v letních měsících a způsobuje hygienické problémy na koupalištích a přehradách, které byly původně určeny jako zdroje pitné vody. Nejčastější druhy, které můţeme najít ve vodním prostředí, vytvářející vodní květ, jsou druhy rodu Microsystis, Anabaena, Aphanizomenon, Planktothrix aj. Jejich výskyt u hladiny umoţňují aerotopy, které jsou vytvořeny u všech druhů vodních květů. Jiţ koncem jara můţeme sledovat první náznaky vodního květu. Do té doby se sinice nacházejí na dně nádrţe a na hladině se přítomnost sinic nijak zvláště 17
neprojevuje. Jakmile se blíţí jarní období, sinice se vynořují a vytvářejí větší či menší obláčky vodního květu, které vítr postupně rozptýlí po celé vodní hladině. V plném rozvoji vytváří vodní květ hustý koberec u břehů a hlavně v klidných částech vodní plochy, například v zátokách nebo zálivech. Ve večerních hodinách se část vodního květu opět stahuje do větších hloubek a příští den se celý proces opakuje. Jak uţ je známo, sinice produkují toxiny, mimo jiné dochází při rozkladu biomasy k hnilobným procesům spojeným s vyčerpáním kyslíku a s další produkcí toxických látek. Odstranění vodního květu je obtíţné, zejména díky schopnostem sinic se přizpůsobit téměř jakýmkoliv podmínkám. Nepomohl ani biologický boj za pouţití cyanofága, který znamenal určitou naději. Vodní květ postihuje nejen sladkovodní nádrţe, ale vyskytuje se ve velkém mnoţství i v pobřeţních vodách moří, například Nodularia, Trichodesmium (Kalina, Váňa 2005).
3.3
Biologicky aktivní látky produkované sinicemi vodního květu Sinice ţijí fototrofně, jsou však schopny ţít i mixotrofně nebo heterotrofně (Fott,
1967). Můţou do svého okolí uvolňovat dle způsobu metabolismu tzv. biologicky aktivní látky (BAL), které mohou ovlivňovat růst a vývoj ostatních vodních ţivočichů, sebe navzájem, ale i chemické a fyzikální vlastnosti vody (Maršálek et al., 1996). Řasy a sinice produkují enzymy, vitamíny, toxiny, extracelulární polysacharidy, atraktanty, aminokyseliny, odory, antibiotika a hormony. Těmito produkovanými látkami můţou ovlivňovat vztahy mezi populacemi a společenstvími, ale také růst a vývoj vyšších rostlin, mikrobiálních společenstev, zooedafonu, zooplanktonu a zoobentosu (Maršálek et al., 1996). 3.3.1 Toxiny sinic Sinice produkují celou řadu toxinů, které vznikají jako látky sekundárního metabolismu, tudíţ nejsou vyuţívány organismem pro jeho primární metabolismus. Při srovnání s ostatními přírodními toxiny jsou toxiny produkované sinicemi toxičtější, neţ toxiny vyšších rostlin a hub, ale pokud je srovnáme s toxiny produkovanými bakteriemi, jsou méně toxické viz. Tab. 3 (Maršálek et al., 1996).
18
Tab. 3 uvádí srovnání toxicity přírodních toxinů. Akutní LD50 µg.kg-1 živé hmotnosti při intraperitoneální injekci myší Toxin
Zdroj
Skupina
Aphanotixin
Aphanizomenon flos- Sinice aquae
10
Anatoxin – A
Anabena flos-aquae
Sinice
20
Microcystin LR
Microcystis aeruginosa
Sinice
43
Nodularin
Nodularia spumigena Sinice
50
Botulin
Clostridium botulinum
Bakterie
0,00003
Tetan
Clostridium tetani
Bakterie
0,0001
Kobra
Naja naja
Had
20
Kurare
Chondrodendron tomentosum
Rostlina
500
Strychnin
Strychnos vomica
nux- Rostlina
LD50
20000
Toxiny produkované sinicemi nejčastěji dělíme podle metod detekce na cytotoxiny a biotoxiny. Cytotoxiny vykazují široké spektrum aktivit proti bakteriím, houbám, řasám, prvokům a savčím tkáňovým kulturám. Nejčastěji můţeme ze sinic izolovat cytotoxické antibiotika a depsipeptidy, u kterých byly prokázány protinádorové účinky. Prozatím nejsou v literatuře známa úmrtí zvířat či lidí způsobené cytotoxiny sinic. Biotoxiny jsou testovány nejčastěji na savčích tkáňových liniích, myších, zooplanktonu a rybách. Biotoxiny dělíme na neurotoxiny, hepatotoxiny, genotoxiny, imunotoxiny a embryotoxiny, přičemţ jiţ zmíněné toxiny mají často smíšenou biologickou aktivitu. Můţe také nastat případ, ţe jedna populace sinice dokáţe produkovat souběţně několik druhů toxinů (Maršálek et al., 1996). 3.3.2 Vliv caynotoxinů na teplokrevné obratlovce a na zdraví obyvatel V rekreačních nádrţích a hlavně v pitných vodách se můţeme setkat s přítomností cyanotoxinů, které představují rostoucí nebezpečí. Cyanotoxiny mohou způsobovat tři druhy onemocnění. Mezi první onemocnění se řadí poruchy zaţívacího traktu. Jako druhé onemocnění jsou alergické reakce, a to respiračního charakteru nebo kontaktní dermatitidy. Posledním typem onemocnění je onemocnění jater. Často jsou však jako prvotní důvody onemocnění uváděny jiné příčiny. Podle Maršálka et al., (1996) pacienti, kteří trpí na hepatitidy, astmatici a ekzematici pozorují zhoršení zdravotního stavu po kontaktu s cyanotoxiny. V návaznosti na tyto objevy probíhá celá řada modelových pokusů 19
s teplokrevnými obratlovci ovlivněnými různými cyanotoxiny. Velkou zásluhu na tomto intenzivním výzkumu mají americké experimenty v Číně, kde bylo 50 000 lidí odkázáno na zdroj pitné vody, ve kterém docházelo k masivnímu rozvoji sinic rodu Microcystis. Díky těmto intenzivním výzkumům bylo zjištěno, ţe celá řada typů onemocnění můţe být způsobována toxiny. Jakmile se do intenzivních výzkumů zapojili epidemiologové, byla zjištěna řada dalších onemocnění, které dokazovaly negativní vliv na zdraví obyvatel. Mezi nejzávaţnější onemocnění řadíme kancerogenezi, oslabení imunitního sytému, malátnost, celkovou slabost, zvracení, zaţívací problémy (křeče, průjmy), respirační a alergické onemocnění (podráţdění kůţe, ekzémy, otoky, záchvaty kašle, dušení) a poruchy funkce jater. Předpokládá se, ţe obyvatelé, kteří konzumují pitnou vodu v oblastech, kde dochází k produkci toxinů, mohou ohrozit daleko niţší koncentrace, neţ jsou uváděny při pouţití akutních testů toxicity. U těchto lidí, kteří jsou vystaveni konzumaci pitné vody s masovým rozvojem vodních květů sinic, by měly být sledovány změny hladiny jaterních enzymů v krevním séru. Příkladem můţou být statistiky, které prokazují nárůst hladiny gama-glutamyltransferázy (GGT) u pacientů, kteří v době masového rozvoje vodního květu sinic pouţívali vodu z tohoto zdroje k pitným účelům. Mnoho autorů uvádí, ţe pitná voda s masovým rozvojem vodních květů sinic můţe při chronické expozici vyvolat Dawnův syndrom. Podle jiných autorů se prozatím nevěnuje taková pozornost na masivní rozvoje vodních květů sinic, neţ je jim obecně dáváno (Maršálek et al., 1996). 3.3.3 Vliv cyanotoxinů na ryby a vodní ţivočichy Cyanotoxiny jsou produkty, které vznikají jako látky sekundárního metabolismu a nejsou aktivně vylučovány z buňky. Pokud nedojde ke konzumaci vodního květu, nejsou cyanotoxiny nebezpečné, ale za předpokladu, ţe se jedná o vodní květ na počátku rozvoje. Výjimkou jsou koţní alergie. Největší nebezpečí představují stárnoucí buňky a lyzující buňky vodního květu sinic. Tyto stárnoucí buňky můţou způsobit velké úhyny vodního ptactva a domácích zvířat v době, kdy aplikujeme do vodního prostředí algicidní látky na omezení rozvoje vodního květu. Po aplikaci dochází k velkému úhynu buněk a vyplavení obsahu buněk do vodního prostředí. Dojde-li ve vodním prostředí k masivnímu úhynu vodního květu sinic, nejsou bakteriální populace schopny detoxikovat tak velké mnoţství cyanotoxinů najednou. Jako průvodní jev odumíraní vodního květu sinic jsou kyslíkové deficity, které jsou často uváděny jako primární faktory úhynu rybích populací. Histopatologická šetření ukázala, ţe příčinou úhynu ryb bylo v Anglii poškození ţaber, trávicího ústrojí nebo hepatopankreatu 20
(Rodger et al., 1994). V Anglii byly pozorovány masové úhynu pstruhů právě v období odumírání vodního květu. Při 85 – 90 % nasycení vody kyslíkem a při pH 9,35 probíhal kolaps populace sinice Anabaena flos-aquae. Biomasa sinic obsahovala 539 µg MCYST-LR v 1g sušiny. Většinu poškození ţaber způsobilo pravděpodobně vysoké pH, vyvolané fotosyntetickou aktivitou sinic, spolu se zvýšenou hladinou amoniaku při jejich rozkladu. Poškození ţaber izolovaným MCYST-LR prokázal experimentálně na tilapii a pstruhu Garcia (1989). Lépe je prostudovaný vliv cyanotoxinů na histopatologii trávicího traktu, pokoţky a svalstva. Změny, které jsou dávány do souvislosti s vodními květy sinic, byly nalezeny na játrech, srdci, ledvinách, pokoţce, ţabrech a slezině (Rabergh et al., 1991, Garcia, 1989). Posledně jmenovaný autor zpracovával experimenty se pstruhy. Rodger et al., (1994) pracoval s kaprem a pozoroval degenerativní změny v ledvinových tubulech a glomerulech. Bylo zjištěno, ţe mechanizmus toxického účinku MIC-LR je shodný u savců i u ryb (Codd, Carmichael, 1982). 3.3.4 Řasy a sinice jako alergeny Řasy a sinice jsou organismy, které můţeme najít téměř po celém světě. Nejčastěji je nacházíme ve vodě a půdě, na sněhu, na skalách, na kůře stromů, na srsti zvířat, ale také v jeskyních. Řasy a sinice se dokáţou šířit větrem, coţ jim umoţňuje dostat se na taková místa, která jsou pro jiné organismy za normálních podmínek nepřístupná. Dokonce byly sinice a řasy nalezeny jako součást domácího prachu, coţ můţe být problém pro řadu obyvatel, kteří jsou citliví na tyto organismy, a můţe jim to způsobovat značné zdravotní problémy. Sinice a řasy jsou schopny produkovat nejrůznější látky, z nichţ protein můţe tvořit 12 – 80 % jejich biomasy (Maršálek et al., 1996). Podle nejnovějších průzkumů můţeme říct, ţe počet alergiků oproti minulým rokům stoupá. Otázkou je, co je příčinou takového trendu. Zda se jedná o zvýšení citlivosti na alergeny důsledkem ţivotního stylu obyvatel nebo zda dochází ke změně struktury a aktivity alergenů (Maršálek et al., 1996).
21
3.4
Moţnosti a principy omezení masového rozvoje sinic Sinice jsou organismy, které řadíme mezi kosmopolitní druhy s širokou ekologickou
valencí, schopny se přizpůsobit téměř jakýmkoliv podmínkám. Dnes jiţ sinice nejsou spojovány pouze s vodním prostředím, ale nacházíme je na místech, kde bychom je vůbec nečekali. Takovým příkladem jsou termální prameny, vody s extrémními výkyvy pH nebo polární oblasti. Masový rozvoj sinic se stává celosvětovým problémem a jiţ zdaleka to není pouze lokální problém. Existuje řada opatření, která by byla oproti masovému rozvoji sinice účinná a aplikovatelná na různé typy vodních nádrţí a zároveň by neměla negativní dopady na populaci a celkový ekosystém vyskytující se v blízkosti sinic. U nás i ve světě existuje celá řada opatření proti masovému rozvoji sinic, ale jednotlivé metody se liší v účinnosti. Pokud chceme být úspěšní, je zapotřebí před pouţitím takového opatření omezit rozvoj sinic a řas a dobře znát tuto problematiku. Mezi nejdůleţitější parametry patří hloubka, plocha, průtočnost, chemismus vody, sloţení, mnoţství a rozloţení sedimentů, vyuţití nádrţe, zdroje a mnoţství přísunu ţivin, druhová skladba ryb a ostatních organismů, druh a mnoţství vodního květu. Důleţitou stránkou je i finanční situace a obnos peněz, které hodláme investovat do obnovy nádrţe (Drábková, Maršálek 2004). Na tvorbě vodního květu sinic se podílí cela řada faktorů (teplota, pH, obsah kyslíku, obsah oxidu uhličitého, sluneční záření a další). Krom těchto faktorů je velmi důleţité znát mnoţství minerálních ţivin, a to dusíku a fosforu. Tyto minerální ţiviny jsou především hlavním důvodem přemnoţení sinic. Za limitující faktor se především povaţuje fosfor. Zpravidla aţ po odstranění nebo výrazném sníţení obsahu fosforu v povodí nad nádrţí má smysl provádět opatření v nádrţi samotné. K nejmasivnějšímu rozvoji vodního květu sinic dochází aţ po dosaţení eutrofie nebo hypertrofie. Při tomto stavu se nachází v nádrţi více jak 50 µgP.l-1. Jiţ při 10 µgP.l-1 můţe dojít k vysoké produkci, proto se povaţuje za spolehlivou hranici koncentrace fosforu menší neţ 10 µgP.l-1 (Štěpánek, Červenka 1974). Tento jev přemnoţení sinic není způsoben pouze koncentrací fosforu ve vodním prostředí, ale je úzce spojen s poměrem dusíku a fosforu. Nízký poměr koncentrací dusíku a fosforu upřednostňuje rozvoj vodního květu. Ideální poměr dusíku a fosforu, který upřednostňuje rozvoj vodního květu je 10-6:1 (Schreus, 1992).
22
3.4.1 Zásahy ve vodním sloupci Mezi nejúspěšnější zásahy omezení masového rozvoje sinic ve vodním sloupci patří vysráţení fosforu z vodního sloupce pomocí chemikálií a odpouštění na ţiviny bohaté hypolimnické vody. Sražení fosforu z vodního sloupce
3.4.1.1
Metoda sráţení fosforu z vodního sloupce je účinná za předpokladu, ţe byly odstraněny všechny významné zdroje přivádějící do vodní nádrţe fosfor. Tato metoda se nedoporučuje pro mělké nádrţe, jelikoţ můţe dojít k opětovné resuspenzi vysráţeného fosforu ze sedimentů větrem. Naopak tato metoda je doporučována v hlubokých nádrţích s dlouhou dobou zdrţení vody, kde je zamezeno opětovné resuspenzi fosforu ze sedimentů větrem. Jedná se o finančně nenáročnou metodu, ale za předpokladu, ţe se jednotlivé chemické přípravky dají sehnat lokálně a nemusí se k nám importovat. Při sráţení fosforu se nejčastěji pouţívá síran hlinitý, chlorid a síran ţelezitý, síran ţelezito-hlinitý, vápno ve formě hydroxidu nebo uhličitanu vápenatého a jílové částice (Chorus, Mur 1999). Doporučuje se, ţe metoda má být pouţita v době, kdy se fosfor nachází v relativním maximu. Toto relativní maximum se ve vodě nachází od pozdního podzimu aţ do časného jara. Metoda by měla být ukončena v období časného jara, neţ dojde k jarnímu růstu fytoplanktonu (Wolter, 1996). Cílem metody je sníţit obsah fosforu pod 30 – 40 µgP.l-1. 3.4.1.1.1
Srážení fosforu z vodního sloupce za využití Al2(SO4)3
Jak uvádí Lukavský (2000) v procesu úpravy pitné vody se nejčastěji pouţívá jako koagulační činidlo hliník, kde účinná koncentrace síranu hlinitého je přibliţně 40 mg.l-1. Obvykle je hliník dodáván do vodního prostředí ve formě síranu hlinitého. Jsou případy, kdy je hliník dodáván v kombinaci se ţelezem jako ţelezito-hlinitý síran. Velkou výhodou aplikace hlinitých komplexů oproti pouţití ţeleza je, ţe se ze sedimentů při anoxii hliník neuvolní (Foy, 1986). Další výhodou pouţití hlinitých komplexů je, ţe jsou levnější oproti ţelezitým. Doba trvání pozitivního účinku ošetření síranem hlinitým je velmi různorodá a pohybuje se od 1 roku aţ po 20 let (Welch, Cooke 1999).
23
Jakmile přidáme hliník do vody, vytváří se hydroxyhlinité komplexy a následně vločky. Al3+ + H2O → Al(OH)2+ + H+ + 2 H2O → Al(OH)3 + 3 H+ Anorganický fosfát se váţe na hliník buď přímo, nebo se adsorbuje na vločky hydroxidu hlinitého. Al(OH)3 + PO43- → AlPO4 + 3 OHAl(OH)3 + PO43- → Al(OH)3 ~ PO43Vzniklé vločky s přijatým fosfátem klesají ke dnu a začleňují se do sedimentu dna. Také můţe nastat jev, kdy buňky sinic a řas jsou schopny fyzikálně vychytat vzniklé vločky a jiný partikulární materiál, avšak k zachycování těchto částic do hliníkových vloček dochází pouze při vysokých koncentracích síranu hlinitého (přes 5 g Al3+.m-3) a jejich aplikace můţe být omezena nedostatkem pufrační kapacity dané nádrţe nebo jezera (Wolter, 1996). Fosforečnanový fosfor se odstraní účinněji neţ organické částice a rozpuštěný organický fosfor méně neţ vázané částice (Straškraba, Tundisi 1999). Hliník, který se usadí v sedimentu, zvyšuje kapacitu pro další navázání fosforu. Z laboratorních pokusů můţeme říct, ţe tato vrstva dokáţe vázat fosfor po více let. Problém je v tom, ţe po určité době je tato vrstva překryta jinými sedimenty, coţ vede ke sníţení schopnosti vázat další hliníkové částice. Z tohoto zjištění je zřejmé, ţe sledování dlouhodobého zachycení fosforu v sedimentu je téměř nemoţné (Wolter, 1996). Hliník aplikujeme do vodního prostředí nejčastěji ve formě koncentrovaného roztoku. Do vody je rozprašován buď z malého plavidla, nebo z pontonu. Dále se hliník můţe aplikovat přímo na hladinu, přímo do určité hloubky tak, aby bylo zajištěno maximálního efektu nebo jen do určitých částí jezera (Sondergaard et al., 2002). Nejběţnější aplikované koncentrace jsou 5 – 100 g.m-2 nebo 5 – 25 g.m-3 . Aplikované mnoţství jde nejlépe stanovit z alkality jezera a koncentrace fosforu v sedimentech (Welch, Cooke 1999). Fosfor komplexovaný hydroxyhlinitanem je citlivý na vyšší hodnoty pH. Vlivem intenzivní fotosyntézy fytoplanktonu a makrofyt můţe dojít ke zvýšení hodnot pH a tím pádem ke sníţení úspěšnosti této metody. Pouţijeme-li tuto metodu v hustě zarostených vodách makrofyty, můţeme dosáhnut minimálního úspěchu. Příčinou můţe být, ţe makrofyta sníţí rovnoměrnost distribuce vloček na dně. Metoda není doporučována pro vody s hustými porosty makrotyf a pro vody, kde dochází k častému mísení vody. Zvýšení úspěšnosti této
24
metody roste s dobou, kde doba zdrţení vody je delší neţ jeden rok. V opačném případě je toto pouţití vhodné pouze tehdy, je-li zátěţ fosforem nízká (Drábková, Maršálek 2004). Při hydrolýze síranu hlinitého a chloridu ţelezitého dochází k uvolňování protonů, a tak se předpokládá, ţe po jejich aplikaci můţe přijít okyselení vody, obzvláště u jezer s nízkou pufrační kapacitou. Proto při aplikaci těchto látek je zapotřebí hlídat hodnoty pH, a to především v zimním období. Jestliţe poklesne pH pod 5,5, dojde ke zvýšení rozpustnosti sloučenin hliníku. Toto zvýšení rozpustnosti hliníku má za následek, ţe se vytváří větší mnoţství iontů Al3+, které je toxické pro ryby a ostatní vodní ţivočichy. Pokud stoupne pH na 8, začne se vytvářet rozpustný a toxický Al(OH) 4- (Jekel, 1991). Tento problém s velkými výkyvy pH hodnot je charakteristický pro vodní nádrţe se střední alkalitou (< 100 mgCaCO3.l-1), které mají niţší pufrační kapacitu, a proto je v těchto případech potřeba současně aplikovat uhličitan nebo hydroxid vápenatý. Udává se, ţe koncentrace 50 µg.l-1 Al3+ není pro ryby v jezerech škodlivá. Ve vodách, které disponují nízkou pufrační kapacitou a kde byl pouţíván síran hlinitý, byla dokázána akumulace hliníku v rybách. Při laboratorních pokusech docházelo k častému úmrtí, z důvodu pouţívání těchto látek. V přirozených podmínkách se tyto vlivy projevují o poznání méně, neboť ryby a vodní ţivočichové mají schopnost uniknout (Wolter, 1996). 3.4.1.1.1
Srážení fosforu z vodního sloupce za využití Polyaluminium chloridu (PAX18)
Polyaluminium chlorid, známý pod komerčním názvem PAX-18 je světle ţlutá, s vodou neomezeně mísitelná, kysele reagující kapalina. PAX-18 je směs s účinnou sloţkou polyaluminiumhydroxidchlorid ve vodném roztoku. Mutagenní a karcinogenní účinky nejsou u přípravku PAX-18 známy. Při práci se doporučuje pouţívat ochranné pomůcky, včetně ochranných brýlí a gumových rukavic, jelikoţ přípravek dráţdí pokoţku, sliznici a oči. Ve vodě hydrolyzuje za tvorby hydroxidu hliníku a iontů H+ v rozmezí pH 5 - 7. EC50 pro Daphnia 290 mg.l-1. Pouţívá se jako čiřící činidlo při úpravě pitné vody a při čištění odpadních a průmyslových vod. PAX - 18 je dále vhodný ke sráţení fosforu a k odstraňování vláknitých bakterií v čistírnách odpadních vod při jeho dávkování do biologického stupně. Při jeho pouţití jako předsráţecího činidla se dosáhne efektivního odlehčení flokulačního stupně. Jančula et al., (2006) uvádí účinnou koncentraci v rozmezí 10 – 100 µl.l-1, v závislosti na mnoţství organické hmoty ve vodě. PAX-18 byl úspěšně pouţit v boji proti sinicím na Máchově jezeře, kdy byla aplikována dávka 40 µl.l-1 PAX-18. Po aplikaci se projevil úbytek 25
sinic po celé ploše o 70 – 80 % a po 12 dnech byl další mírný úbytek v podobě 20 %. Před aplikací PAX-18 byly změřeny hodnoty chlorofylu, které dosahovaly hodnot 30 – 35 µg.l-1. Po aplikaci PAX-18 se sníţily hodnoty chlorofylu na 4 – 5 µgl-1. 3.4.1.1.1
Srážení fosforu z vodního sloupce za využití FeCl2, FeCl3
Při aplikaci ţeleza do vodního prostředí dojde k hydrolýze a vzniku vloček hydroxidu ţelezitého, kterou mohou přecházet do směsi oxidu a hydroxidu ţeleza (Drábková, Maršálek 2004). FeCl3 + 3 H2O → Fe(OH)3 + 3 H+ + 3 ClFe(OH)3 → FeO(OH) + H2O Podobně jako u sráţení síranem hlinitým se fosforečnan váţe do ţelezitofosforečnanových minerálů nebo je adsorbován vločkami hydroxidu ţelezitého (Drábková, Maršálek 2004). FeO(OH) + H3PO4 → FePO4 + 2 H2O FeO(OH) + PO43- → FeO(OH) ~ PO43- (aq) Z fosforových frakcí je ţelezem nejlépe vázán anorganický fosforečnan. Jiné důleţité vazby organického fosforu nebyly nalezeny. V porovnání s hliníkem není moţné sráţet částice (například buňky) obsahující organický fosfor jejich zabudováním do tvořících se vloček sloučenin ţeleza. Jakmile dojde k sedimentaci, i nadále je ţelezo schopno vázat fosfor na povrchu sedimentu. Pokud porovnáme vazby fosforu na hliník a vazby fosforu na ţelezo, je ţelezo citlivější na změnu redoxního potenciálu. V sedimentu můţe dojít k anoxii, v takovém případě se začne vytvářet sirovodík, který je prudce jedovatý. Fosfor, který je vázaný na ţelezo, se začne uvolňovat ze sedimentu a ve většině případů začne přecházet do vodního sloupce. V takovém případě je zapotřebí tomuto jevu zabránit, a to tak, ţe sráţení fosforu musí být doplňováno dalšími typy ošetření (Wolter, 1996). Do vodního prostředí je nejčastěji aplikován chlorid ţelezitý, ale můţe být vyuţit i síran ţelezitý. Nejpřijatelnější dodaná forma ţeleza je v rozpuštěné formě jako koncentrovaný roztok, který se přímo ředí s vodou, do které je ţelezo aplikováno. Aplikace ţeleza probíhá pomocí lodě. Vzniklý roztok je injektován pod vodní hladinu. Pro zvýšení výsledného efektu je nutné aplikovat roztok co nejrovnoměrněji nad sedimentem. Při aplikaci ţeleza nedochází ke sráţení buněk a dílčího organického materiálu. Z tohoto zjištění je moţné usoudit, ţe daný zásah nebude účinný během rozvinutého vodního květu. Pouţití této metody je vhodné v období, kdy se fosfát nachází v maximu, a to především v pozdním podzimu nebo brzy na 26
jaře. Velikost aplikované dávky je nutno vypočítat ze stechiometrického poměru ke koncentraci fosfátu ve vodě (Sondergaard et al., 2002). Při hydrolýze chloridu ţelezitého vzniká velké mnoţství volných protonů, které sniţují pH vody. V tomto případě je nutné přikročit k pufraci nebo neutralizaci, přidáním uhličitanu vápenatého. Nenastane-li pokles pH pod hodnotu 6, jsou toxické vlivy na ryby a bentickou faunu pozorovány jen výjimečně. U ţelezitých sloučenin nejsou známy toxické vlivy na ryby a bentickou faunu. Naopak u ţeleznatých sloučenin jsou toxické vlivy prokázány. Vzhledem k tomu, ţe ţelezo můţe být za určitých podmínek ve vodě limitujícím prvkem, můţe dojít k nárůstu sinic. Při vnášení těchto sloučenin nedochází k lyzi buněk Microcystis aeruginosa, a tím pádem nedochází k uvolnění toxinů do vody. V případě, ţe je přidáván chlorid ţelezitý, koncentrace chloridů stoupají od 50 do několika set mg.l-1. Veškerý nárůst závisí na dávce a na době zdrţení vody. Zvýšení obsahu chloridů, i v koncentraci 500 mg.l-1 by nemělo způsobovat ţádné negativní účinky (Schönborn, 1992). Během ošetření můţe docházet k hnědému zabarvení vody, toto zabarvení můţe trvat i několik dnů a také k tvorbě nadbytečného mnoţství vloček ţeleza. Doporučuje se po několik dnů v takto ošetřené vodě nekoupat (Drábková, Maršálek 2004). 3.4.1.1.1
Srážení fosforu z vodního sloupce za využití Ca(OH)2, CaCO3
Velmi často se přidává do vod zasaţených masivním rozvojem sinic hašené vápno, které eliminuje vyuţití fosforu vysráţením fosfátu na nerozpustné Ca-PO4 komplexy (hydroxyapatit). Hydroxid vápenatý a uhličitan vápenatý se vyuţívá jako algicid k vysráţení a shlukování buněk fytoplanktonu z vodního sloupce. Hydroxyapatit je malý stabilní vápenatý krystal, který má nejniţší rozpustnost při pH větší jak 9,5. Hydroxyapatit poskytuje větší počet vazebných míst a tak je vhodný pro jeho vázání v sedimentech (Drábková, Maršálek 2004). Vápno můţeme aplikovat z lodi jako směs hydratovaného vápna smíchaného s vodou. Tato směs se rozpráší na hladinu, do určité hloubky nebo je moţná aplikace do hypolimnia za vyuţití aerace (Dittrich et al., 2000). Doporučované dávkování je v mnoţství 25 – 300 mg.l-1. Afinita vápníku vázat fosfor je s porovnáním ţeleza niţší. Hašené vápno má větší kapacitu k vázání fosforu neţ kalcit. Při aplikaci kalcitu vznikají krystaly kalcitů za přítomnosti fosfátu, který tak vstoupí dovnitř. Tato metoda sníţení fosforu z vodního sloupce je výhodná z několika stanovisek díky tomu, ţe je netoxická, finančně dostupná a nenastávají velké pH šoky. Aby tomu tak bylo, je potřeba vápno přidávat v menších dávkách a po delší časový úsek (Drábková, Maršálek 2004). 27
Při aplikaci vápna je zapotřebí brát i ohled na turbiditu, která se projeví na několik dní po aplikaci vápna. Jakmile aplikujeme vápno, ve většině případů nastává pH šok, který postihuje velké bezobratlé. Negativní vlivy z důvodu pH šoku můţou přetrvávat i více jak jeden rok. Vše závisí na pufrační kapacitě vody. Ve vodách s tvrdou vodou je snazší udrţet pH pod 10, ale ve vodách, kde je měkká voda, můţe docházet ke vzrůstu pH nad 11 a to je jiţ pro většinu vodních organismů nepřijatelné (Drábková, Maršálek 2004).
3.4.2 Aplikace látek cyanocidních a cyanostatických Existuje celá řada způsobů, jak omezit rozvoj růstu vodního květu sinic. Nejčastěji se pouţívají látky toxické pro řasy a sinice, které přímo působí na populaci nebo společenstvo, kterou chceme omezit, takové látky označujeme za algicidní nebo algistatické. Tyto způsoby aplikace toxických látek jsou technologicky nenáročné a vysoce účinné. Problémem je, ţe aplikace takových látek po většinu případů můţe zanechat rezidua, které můţou přetrvávat ve vodní nádrţi i více jak jeden rok. Pokud se zaměříme pouze na sinice (Cyanobakterie), rozlišujeme dvě skupiny látek omezující růst sinic, a to cyanocidní a cyanostatické. Cyanocidní látky jsou látky, které můţou zabíjet sinice, a tak sníţit jejich mnoţství ve vodě. Jako cyanostatické látky označujeme takovou skupinu látek, které přímo nezabíjejí sinice, ale pouze jen omezují jejich mnoţství a brání sinicím k dalšímu nárůstu. Cyanostatické látky je nejlepší pouţít před začátkem sezóny (brzké jaro) jako prevenci proti nárůstu sinic. Pokud je pouţijeme v období masivního růstu sinic, nebude opatření účinné. Podle původu látek, které omezují růst sinic a řas je můţeme rozdělit na dvě skupiny: látky chemické a přírodní (Drábková, Maršálek 2004). 3.4.2.1
Chemické algicidní látky Jedná se pravděpodobně o nejúčinnější skupiny látek, které se dnes vyuţívají pro
omezení rozvoje sinic a řas. Chemické algicidní látky se vyznačují toxicitou, která působí na jednu nebo více druhů sinici a řas. Mezi chemické algicidy patří kvartérní amonné soli, herbicidy, těţké kovy (CuSO4, ZnSO4, ZnCl4 , Mn a Ag), oxidanty (H2O2, KMnO4, naftoporfyrin, ftalocyanin) a antibiotika. Další důleţitou skupinou je jiţ dříve zmíněná skupina koagulantů a flokulantů, které jsou zaloţeny na vysráţení dané látky podporující růst sinic a řas z vodního sloupce (Drábková, Maršálek 2004). Jak uvádí Drábková a Maršálek (2004), chemické algicidní látky můţeme z praktického hlediska rozdělit na anorganické a organické. Za anorganické můţeme povaţovat sloučeniny mědi a chlóru, stříbro, manganistan draselný (KMnO 4), ozón a síran 28
amonný. Ozón a chlór je hojně vyuţíván ve vodárenském odvětví a v bazénové technice při jednotlivých fázích úpravy kvality vody. Do skupiny organických chemických algicidních látek řadíme přípravek Reglon A, Roundup biaktiv, Simazin, DCMU, L-lysin, Algipropre a Algistop. 3.4.2.1.1
Využití měďnatých sloučenin Cu2+, ekologická rizika a přípustné dávky
Měďnaté sloučeniny jsou pravděpodobně nejčastěji vyuţívané algicidní prostředky, díky jejich nízké ceně, rychlým účinkům a snadnému pouţití. Síran měďnatý (CuSO 4 . 5H2O, triviální název skalice modrá) je nejvíce vyuţívaný měďnatý algicid. Pouţívá se od roku 1904. Princip úspěšnosti měďnatých sloučeni je vytěsnění Mg 2+ z molekuly chlorofylu a následnému zabránění dalších fotosyntetických pochodů. Další výhodou měďnatých sloučenin je jejich vysoká úspěšnost při nízkých koncentracích (25 – 1000 µg.l-1) a enormní citlivost sinic vůči Cu2+ (Lukavský, 2000). Toto široké rozpětí účinné koncentrace je závislé na fyzikálně-chemických parametrech vody a způsobu vyuţívání vodní nádrţe. Zda účinnost působení sloučenin Cu2+ bude úspěšná či nikoliv záleţí na mnoha parametrech. Jedním z nejdůleţitějších parametrů je chemické sloţení vody, do kterého je síran měďnatý aplikován. Měď nereaguje pouze s vodou, ale i s celou řadou jiných látek, které upravují vnitřní podmínky ve vodě. Mezi takové látky patří huminové kyseliny, uhličitan nebo fulvokyseliny. V mnoha případech můţou vznikat i koloidní částice nacházející se ve vodním sloupci (Haughey, 2000). Významnou roli v procesu omezování sinic a řas hraje minerální výţiva, jelikoţ ve vodách bohatých na eutrofní látky jsou buňky odolnější (Lukavský, 2000). Doporučená koncentrace pro sinice rodu Anabaena, Microcystis a Oscillatoria je 0,09 – 1mg.l-1 Cu2+, ale za předpokladu, ţe hustota buněk není výrazná. V opačném případě dochází k podstatnému sníţení účinnosti. Jestliţe je na rybníku jiţ vytvořená biocenóza a my chceme potlačit růst sinic a řas, pravděpodobně nám k tomu nebude stačit ani dávka v rozpětí 30 – 300mg.l-1 Cu2+. Ve vegetačním období maximálního rozvoje sinic a řas dochází ke zvýšení asimilačních pochodů, při kterých dochází ke zvýšení pH vody (podpora sráţení mědi uhličitany), které můţe vystoupat i k hranici 10,5 – 11, coţ je pro spoustu vodních ţivočichů včetně rybí obsádky smrtelné. Komplexy mědi s organickými látkami toxický efekt netvoří. Toxický je tedy pouze volný měďnatý iont, popřípadě některé nestálé komplexy mědi jako je Cu(OH)+. Pokud se ve vodním prostředí vyskytuje větší mnoţství organického materiálu je doporučováno navýšit koncentraci mědi o 2 % na kaţdých 10mg.l-1 (Drábková, Maršálek 2004).
29
Při aplikaci měďnatých sloučenin nastává řada ekologických rizik. Jestliţe pouţijeme účinnou koncentraci a docílíme omezení sinic a řas, jednotlivé buňky odumírají a dochází k rozkladu biomasy. V tomto momentu dochází k výraznému poklesu obsahu kyslíku ve vodě, které můţe mít za následek úhyn ryb. Při opakovaném pouţití mědi si ţijící populace organismů můţou vytvořit určitou rezistenci na měď, a tak dojde ke sníţení účinnosti aplikované látky a můţou nastat změny ve druhové skladbě. Dalším negativním projevem mědi je, ţe se můţe akumulovat v sedimentu, a tak ovlivnit bentické organismy a zrychlit koloběh mědi ve vodě (ryby specializující se na potravu ze dna). Při aplikaci mědi do vody nastává lyze buněk, uvolnění sekundární metabolitů (sinice – cyanotoxiny) a s těmito jevy mohou být spojeny nepříjemné pachy a pachutě vody. V takovém případě musíme dávat pozor na styk s takto kontaminovanou vodou, která můţe způsobit v mnoha případech alergické nebo zdravotní potíţe člověku, zvláště v oblastech, která jsou rekreačně nebo vodárensky vyuţívána (Drábková, Maršálek 2004). Přípustná dávka pro pstruha duhového je 0,14 mg.l-1 CuSO4, pro okouna říčního 0,67 mg.l-1 CuSO4 (Hale, 1954). Pokud tyto přípustné dávky přepočítáme na koncentrace kovu, zjistíme, ţe se jedná o dávky nezbytné pro omezení růstu sinic a řas (0,036 – 0,17 mgCu.l-1). Zvláštním případem jsou lokality, kde jsou hodnoty mědi na kilogram sušiny několikanásobně překročené v řádech desítek a stovek mg, a přesto je zde ekosystém zcela funkční a vztahy mezi jednotlivými populacemi na úrovni rovnováhy (Jančula et al., 2006). Mezní hodnota pro pitnou vodu činní 0,1 mg.l-1. Smrtelná dávka pro člověka je 10g CuSO4 (Drábková, Maršálek 2004). 3.4.2.1.1
Využití sloučenin Ag+, ekologická rizika a přípustné dávky
Samotné stříbro se na omezení růstu sinic a řas nedá nevyuţít, proto byl vyroben a registrován algicid pod názvem CA 350. Jedná se o kombinaci mědi a stříbra s obsahem 300 µg Cu2+ : 50 µg Ag+. Drábková a Maršálek (2004) uvádí, ţe algicidním přípravkem CA 350 lze úspěšně potlačit i silnou plovoucí krustu rozvinutého vodního květu. Účinek algicidního přípravku je zvýšen navíc o baktericidní účinky, coţ velmi zvýhodňuje tento přípravek. Díky baktericidním účinkům dochází k postupnému rozkladu biomasy a nenastává markantní sníţení kyslíku ve vodě. Navíc nedochází k rozkladu biomasy u hladiny, ale biomasa klesá ke dnu. Po roce 2000 byl na český trh uveden výrobek pod obchodním názvem Sanosil, který disponuje nejen baktericidními účinky, ale i antivirovými účinky, za vyuţití stříbra a peroxidu vodíku. Určité problémy mohou nastat, jestliţe se ve vodě vyskytuje ve větším mnoţství
30
fosforečnanů, které sniţují účinnost a zároveň prodluţují dobu kontaktu Ag+ iontů nezbytnou pro potlačení bakterií jiţ při koncentraci 0,01 – 0,1 mg.l-1. Všechny vodní organismy jsou více citlivé na stříbro neţ na měď. Toxicita AgNO 3 pro pstruha duhového (doba expozice 96h) je 10 – 200 µg.l-1, pro Daphnia magna (doba expozice 48h) je 1 - 20µg.l-1 a pro rod Scenedesmus (doba expozice 48h) je 3 – 15 µg-l-1 (Hogstrand, 1996). Štěpánek a Červenka (1974) uvádí, ţe limitní dávka dusičnanu stříbrného je 0,04 mg.l1
.
3.4.2.1.1
Využití kyseliny pelargonové
Kyselina pelargonová je mastná kyselina běţně se vyskytující v přírodě. V dnešní době se v mnohých přípravcích vyuţívá jako účinná látka. Pouţívá se k odstranění plevelů i trav, likviduje mechy i řasy. Prvotní testy prokázaly inhibiční účinek jiţ při koncentraci 20 mg.l-1 a to za 24 hodin. 3.4.2.1.1
Využití guanicidu
Jedná se o desinfekční přípravek pro ošetření vody v plaveckých bazénech. Je to modrá kapalina plně rozpustná ve vodě bez zápachu s bodem varu od 100 °C. Guanicid je škodlivý pro vodní organismy a můţe vyvolat dlouhodobé nepříznivé účinky ve vodním prostředí. Patří do skupiny přípravků R 52/53. Guanicid je směs amonných sloučenin (kvartérní amoniová sůl a derivát močoviny). Strukturálně obsahuje méně jak 0,2 % nalkyl(C12-C16)(benzyl) dimetrylamoniumchlorid a méně jak 0,9 % polyhexamethylenu guanidinu hydrochloridu. 3.4.2.1.1
Využití polyhexamethylenu guanicidu hydrochloridu
Polyhexamethylen guanicid hydrochlorid je kationový polyelektrolyt, který má jedinečné fyzikálně-chemické biocidní účinky. Díky jedinečným účinkům jej můţeme pouţit ve všech oblastech hospodářství a průmyslu. Tento polymer nemá ţádnou barvu a vůni, je nehořlavý a nevýbušný, plně rozpustný ve vodě a alkoholu, při nízkých teplotách nepodléhá zkáze, udrţuje si své biocidní účinky aţ do teploty 120 °C, pH 1 % vodného roztoku je přibliţně v rozpětí 7 – 10,5. Expirační doba 20 % vodného roztoku je minimálně 5 let a 100 % vodného roztoku minimálně 7 let (NOZA, 2012). PHMG se nejčastěji vyuţívá na omezení G - a G+ bakterií (například Mycobacterium tuberculosis), proti virům, houbám včetně plísní, kvasinek a v budoucnu se předpokládá jeho pouţití i na omezení sinic a řas. Krom omezení na určitě skupiny organismů se mimo jiné 31
pouţívá jako účinný deodorant, který úspěšně potlačuje zápach. Ošetřené plochy mají dlouhou dobu baktericidní účinek, ale vše závisí na vnějších podmínkách. Takto ošetřená plocha můţe mít baktericidní účinek aţ 8 měsíců (NOZA, 2012). 3.4.2.1.1
Ostatní anorganické cyanocidy
Kromě jiţ zmíněné mědi a stříbra se pouţívá celá řada dalších přípravků pro omezování rozvoje sinic a řas. Manganistan draselný (KMnO 4), známý i pod názvem Hypermangan je sloučenina manganu s černo-šedými krystaly, která je dobře rozpustná ve vodě za vzniku fialového roztoku. V praxi se moc nevyuţívá, z důvodů vedlejších účinků (ve styku s kyselinou sýrovou je vysoce výbušný). Účinná koncentrace je 1 – 3 mg.l-1 (Lam, 1995). Chlór se vyuţívá pouze jako desinfekční přípravek ve vodárenství a v bazénech. Účinná koncentrace chlorinu (NaOCl) je 0,5 – 1,5 mg.l-1 (Drábková, Maršálek 2004). Chlornan sodný, jakoţto silný oxidant, jehoţ produkty jsou ţíravé, má schopnost tvorby persistentních organochlorových látek (Jančula et al., 2006). Peroxid vodíku (H2O2) se jeví jako nadějný algicid za pouţití nízkých koncentrací. Po aplikaci nevnáší na rozdíl od většiny anorganických látek do ekosystému ţádné kovy a rozkládá se na vodu a kyslík, takţe zde oproti mědi a stříbru odpadá hromadění toxických reziduí v sedimentu. Nespornou výhodou peroxidu vodíku je i zvyšování fotokatalytické oxidace microsystinu-LR a podpora odbourávání toxinů sinic (Cornish, 2000). LD50 peroxidu vodíku pro ryby je 35 mg, coţ odpovídá koncentraci 0,005 %. Na peroxid je vysoce citlivá sinice Microcystis aeruginosa, jejíţ populace byla potlačena jiţ při koncentraci 0,0001 % a na konci sezóny byla potřebná účinná koncentrace 0,001 %. Podle Drábkové a Maršálka (2004) koncentrace peroxidu 0,001 % měla negativní vliv na ţivot vodních makrofyt. Jiţ zmíněnou výhodou je, ţe po aplikaci se rozkládá na vodu a kyslík, ovšem negativní vliv na vodní organismy se nedá tak jednoduše vyloučit a z hlediska finančního je ošetření rozvoje sinic a řas za vyuţití peroxidu vodíku přibliţně 10x vyšší neţ u síranu měďnatého. 3.4.2.1.1
Organické algicidní látky
Tato skupina nadějných algicidů je převáţně komerčního původu. Jedná se o velmi strukturálně sloţité přípravky, které jsou v mnoha případech vysoce účinné, ale díky vysoké pořizovací ceně nemoţné v praxi vyuţít. Reglone A obsahuje účinnou látku diquat, 1,1 – ethylene – 2,2 – dipyridium dibromid a účinná koncentrace 2 – 3,9 mg.l-1. Reglone A je registrovaná látka pouţívána ve vodních nádrţích spíše k omezování vodních makrofyt. 32
Roundup biaktiv osahuje účinnou látku glyfosát nebo jeho soli. Je označován jako neselektivní herbicid s velmi krátkou biologickou dobou rozloţitelnosti 32 dnů (Jančula et al., 2006). Tento přípravek je určen pouze na likvidaci vodních makrofyt a vůbec se nedoporučuje na omezování sinic a řas. Toxicita účinné látky pro zelenou řasu Selenastrum capricornutum je 150 mg.l-1. Drábková a Maršálek (2004) zjistili EC50 glyfosátu pro Microcystis aeruginosa 135 mg.l-1. Dalším světovým přípravkem je Simazin s účinnou látkou 2 – chloro – 4,6 – bis(ethylamino) - s – triazine a účinnou koncentrací 0,5 mg.l-1 a DCMU s účinnou látkou 3,4 – dichlorphenyl - 1 – dimethyl urea a účinnou koncentrací 1 mg.l-1. Také byla zjištěna selektivní toxicita L-lysnu pro různé kmeny Microcystis. Při laboratorních testech se ukázala jako nejlepší účinná koncentrace L-lysinu dávka 0,6 – 5 mg.l-1, při této koncentraci byla populace Microcystis zcela vyhubena (Hehmann et al., 2002). Mimo jiţ zmíněné organické algicidy je moţné pouţít i antibiotik, kde účinná koncentrace je přibliţně kolem 2 mg.l-1, ale vyuţití antibiotik v praxi je nemoţné z důvodu vysoké ceny. Další skupinou látek omezující růst sinic a řas je skupina přípravků na bázi přírodních enzymů. Poločas setrvání v přírodě se uvádí v řádech dnů, oproti jiţ zmíněným látkám, které se mohou udrţet v přírodě i několik let. Mezi přípravky na bázi přírodních enzymů můţeme zařadit komerční přípravek Algipropre, který je určen hlavně pro omezování sinic a řas ve vodním sloupci, aniţ by došlo k poškození ostatních organismů včetně ryb. Účinná koncentrace se udává v rozmezí 50 – 100 µl.l-1. Účinné mnoţství, které aplikujeme do vodního prostředí, se stanoví na základě mnoţství sinic a řas ve vodě. Tak jako i jiné komerční přípravky, je i Algipropre finančně náročný a pro výrazné sníţení sinic je potřeba aplikovat velké mnoţství (Jančula et al., 2006). 3.4.2.1
Přírodní algicidní látky
Obecně můţeme říct, ţe přírodní algicidní látky jsou přírodě více blízké neţ chemické látky. Doba dosaţení poţadovaného účinku u přírodních látek je velmi proměnlivá, ale oproti chemickým látkám je mnohonásobně delší. Spousty chemických látek zanechávají ve vodním prostředí rezidua, které se mohou kumulovat v sedimentu, ve vodních organismech včetně ryb. Z tohoto důvodu je potřeba stanovit pro tyto látky limity, aby se zamezilo negativním vlivům. V mnoha případech se tak děje, ale znamená to určité omezení pro boj s omezováním růstu sinic a řas, proto je snahou najít přírodě blízkou algicidní látku, která bude účinná, ale zároveň šetrná k ţivotnímu prostředí.
33
3.4.2.1.2
Ječná sláma
Drábková a Maršálek (2004) uvádí, ţe u ječné slámy byl prokázán algistatický efekt při laboratorních pokusech kultury sinice Microcystis aeruginosa. Úspěšnost pokusu byla 95 % při dávce 2,57 g suché slámy.m-3 vody. Everall a Lees (1996) se soustředili na omezení sinic ve vodní nádrţi po aplikaci ječné slámy. Dále se soustředili i na pokusy s pitnou vodou, kde bylo dosaţeno poţadované kvality vody a dostatečného sníţení sinic. Doba účinku, za kterou začne fungovat ječná sláma proti omezování sinic a řas, je přibliţně 6 týdnů, takţe nemůţeme očekávat okamţitý účinek. Ječná sláma se jeví jako velmi schopná při inhibici sinic Anabaena sp., Aphanisomeno sp., Microcystis sp. a Scillatoria sp. Další moţná varianta jak omezovat růst sinic a řas ve vodě, je aplikace extraktu z ječné slámy. Princip omezování sinic a řas je pravděpodobně zaloţen tak, ţe bakterie váţou do své biomasy fosfor a tím konkurují sinicím a řasám, které nemají dostatečné mnoţství eutrofních látek na vytvoření vodního květu. Jako další principy omezování sinic a řas se uvádí produkce antibiotických látek mykoflórou asociovanou z ječné slámy, produkce antibiotik přímo bakteriemi nebo přítomnost fenolových látek, kterou se uvolňují z rozkládající se slámy. Za jako velmi pravděpodobný princip se jeví vznik kyslíkových radikálů, které mohou vznikat oxidací uvolněných látek ze slámy nebo vznik oxidovaných polyfenolických sloučenin z ligninu. Oproti chemickým algicidům zde pravděpodobně nepůsobí pouze jedna látka, ale nastává zde kombinace a součinnost mnoha látek vyskytujících se v ječné slámě a vodním prostředí. Tato součinnost působení mnoha látek nezpůsobí okamţitý účinek, ale s největší pravděpodobností zabezpečí dlouhodobý pozitivní účinek (Jančula et al., 2006). Ječnou slámu umístíme do pytlů nebo do síťoviny a zajistíme dostatečný přísun kyslíku. Za ţádných okolností nesmíme slámu udusat, abychom zajistili dostatečný přísun kyslíku pro rovnoměrný rozklad slámy. Zvýšení přísunu kyslíku můţeme podpořit automatickými aerátory. Důleţité je, aby ječné bloky byly na hladině, protoţe pokud je umístíme pod hladinu nebo ke dnu, algistatický efekt se sniţuje. Toho docílíme tak, ţe pouţijeme plováky, které umístíme buď přímo do pytlů, nebo ječné bloky umístíme do předem připravených plovoucích rámů. Doporučená dávka ječné slámy pro vodní nádrţe s hloubkou 1,5m je 16 g.m-3. Minimální dávka ječné slámy pro vodní nádrţe je 6 g.m-3. Pokud se v nádrţi vyskytuje nadměrné mnoţství sinic a řas je moţné aplikovat maximální dávku 60 g.m-3. K tomuto řešení přikračujeme pouze v krajních případech, jelikoţ nadměrné mnoţství ječné slámy můţe způsobit kyslíkový deficit a následný úhyn rybí obsádky. Rychlost rozkladu ječné slámy závisí na teplotě vody a okolního prostředí. Při teplotě 10°C začnou inhibiční účinky působit za 6 – 8 týdnů. Při teplotě 20°C začnou inhibiční účinky působit za 1 34
– 2 týdny. Proto je důleţité si umístění ječných bloků naplánovat dostatečně dopředu a začít s ním jiţ brzy na jaře, nejlépe koncem března. Maximální doba účinků ječné slámy se uvádí 4 – 6 měsíců (Drábková, Maršálek 2004). Ječnou slámu nemusíme umisťovat přímo do vodní nádrţe, ale je moţné ji umístit do přítoku. Tím, ţe ji umístíme do přítoku, zabezpečíme rovnoměrné proudění skrze ječný blok a dostatečné mnoţství potřebného kyslíku. Drábková a Maršálek (2004) uvádí, ţe tuto aplikaci ječných bloků do přítoku provedli na několika lokalitách. Lokalita Osek, Hrady, Rakovník a jiné. Všechny testované lokality byly do 1 ha. Výsledkem bylo omezení masového rozvoje a potlačení vodních květů sinic. Problém nastal u nádrţe Rakovník ve druhém roce aplikace, kdy se projevila hypertrofie Lišanského potoka. V potoce bylo nadměrné mnoţství ţivin koncentrované v nárostech vláknitých řas. Aplikace ječných bloků má řadu výhod, které je potřeba zmínit. Nemá negativní vliv na vodní makrofyta. V mělkých eutrofních jezerech s dominancí řas nad makrofyty můţe znovu obnovit dominanci makrofyt. Nesporný pozitivní účinek má na zastavení růstu mycelií hub rodu Saprolegnia, které mohou způsobovat plísňové onemocnění ryb. V tomto případě je doporučená dávka 1 g slámy.l-1. Ječná sláma nemá negativní vliv na vodní bezobratlé ţivočichy a na ryby. Například nemá negativní vliv na čolka obecného (Triturus vulgaris), ani na skokana hnědého (Rana temporaria) (Ridge, 1999). Abychom nezmiňovali pouze pozitiva ječné slámy, je nutné se podívat i na negativní stránky. Mezi největší negativní vlastnost patří tvorba kyslíkových deficitů a sedimentace organické hmoty. Nutné je také zmínit hygienické problémy spojené s výskytem mikroorganismů rozkládající slámu. 3.4.2.1.2
Ostatní rostlinné materiály
Algistatický efekt u ječné slámy je prokázán. To je důvod, proč studovat i další přírodní produkty. Mezi další studované rostlinné materiály patří listnaté stromy v podobě opadaného listí (Aescullus hippocastanum, Acer campestre, Quercus robur). Mezi nejúspěšnější ze studovaných stromů byl Quercus robur, u kterého se algistatický efekt rozděluje do dvou period. V první periodě, která trvá 4 – 90 dnů dochází k působení oxidovaných taninů. Tento efekt nevykazovaly listy jasanu, ani listy dubu, sesbírané aţ po pár týdnech rozkladu v přirozeném prostředí. Ve druhé periodě, která trvala 120 – 900 dnů dochází k působení oxidativního rozkladu ligninu (Ridge, 1999). Další studie byly zaměřeny na dřevo rozloţené hnědou hnilobou, které rozkládá celulózu a další polysacharidy buněčné stěny, ale ne lignin. V případě, ţe bylo dřevo rozkládáno bílou hnilobou, která rozkládá lignin, nebyly algistatické účinky pozorovány. 35
Algistatické účinky byly prokázány i u jehličnatého opadu. Zdá se, ţe tyto přírodní materiály jsou velkou nadějí do budoucna, ale prozatím je problém, ţe hnědá hniloba se v přírodě vyskytuje jen zřídka a jehličnatý materiál ovlivňuje chemismus vody v podobě sníţení pH a vytvoření acidobazického prostředí. S těmito negativními vlivy je nutné počítat a prozatím jej není doporučováno v přirozených podmínkách pouţívat (Drábková, Maršálek 2004). Pokusy nezůstaly pouze u ječné slámy, ale pro další pokusy byla pouţita i pšeničná sláma. Výsledkem bylo, ţe u pšeničné slámy se neprojevují algistatické účinky u řasy Scenedesmus sp. a ani u sinice Microcystis aeruginosa. Dokonce byl prokázán po 14 dnech stimulační účinek. Tento stimulační účinek můţe být připisován k menšímu obsahu ligninu v pšeničné slámě a moţnému vyluhování eutrofních ţivin, které jsou nutné pro podporu růstu sinic a řas (Drábková, Maršálek 2004). 3.4.2.1.2
Extrakty a přírodě blízké rostlinné algistatika
Krom přímé aplikace rostlinného materiálu do vodního prostředí je moţné aplikovat extrakty z rostlin a zjednodušit tak aplikaci, která v případě aplikace ječných bloků do velkých vodních nádrţí byla značně náročná a sloţitá. Drábková a Maršálek (2004) poukazují na vliv vodného roztoku z rozkládající se čerstvé slámy na růst Microcystis aeruginosa. Test trval 28 dnů. Na konci testu vše vyhodnotili a zjistili, ţe u extraktu z čerstvé slámy nebyl pozorován algistatický efekt na růst sinice Microcystis aeruginosa, zatímco u extraktu z rozkládající se slámy byl pozorován 10× menší nárůst sinice Microcystis aeruginosa oproti kontrole. Tento výsledek byl pozorován i u nejmenší koncentrace testovaného extraktu 0,005 % vodného roztoku. 3.4.2.1.2 Ideální algicidní látka (Drábková, Maršálek 2004) Selektivní pro kontrolu neţádoucích druhů sinic
Pozitivní účinky při nízkých koncentrací – řádově v µg.l-1
Krátká environmentální persistence
Netoxické účinky pro necílové organismy (ryby, bezobratlí, ptáci, člověk)
Mělo by být známo, jestli a jak se látka a rezidua akumulují v rybách
Spolehlivé účinky
Finančně dostupná
36
3.4.3 Vyuţití fotosentitizérů Fotosenzitizéry se řadí mezi biocidy vyuţívající fotokatalitický efekt některých látek. V současnosti je snaha začít pouţívat fotosenzitizéry v boji proti sinicím, ale prozatím je to spíše na úrovni výzkumu. Fotosenzitizéry jsou excitovány vlivem slunečního záření nebo i umělého osvětlení a následnou reakcí s vodou nebo kyslíkem produkují kyslíkové radikály. Příkladem těchto radikálů můţe být singentní kyslík 1O2, superoxidový radikál O2 - ·, hydroxylový radikál OH·, peroxidový radikál H 2O2. Takto vzniklé radikály mají biocidní účinky. V dnešní době máme na výběr celou řadu fotosenzitizérů , ať jiţ umělé či přírodní nebo organické a anorganické. Za uměle syntetizovaný organický fotosenzitizér můţeme povaţovat ftalocyanin, který se vyuţívá při léčbě rakoviny. Jako příklad přírodního organického fotosenzitizéru můţeme uvést huminové kyseliny, které běţně v přírodě nacházíme a jsou obsaţené jak v půdě, tak v kaustobiolitech. Oxid titaničitý (TiO2) je povaţován za nejčastěji uváděný anorganický fotosenzitizér. Jeho momentálně největší uplatnění je v ošetření pitné vody a úpravě odpadních vod (Jančula et al., 2006). 3.4.4 Trendy v omezování rozvoje sinic Odvětví omezování sinic se posunuje neustále dopředu. Uţ nestačí starší metody, ale je nutné vyuţívat novodobé technologie, které nám usnadní pracovní postup, zvýší účinnost aplikovaného opatření, čas strávený při samotném pokusu nebo při vyhodnocování výsledků. Snahou dnešních pokusů, aplikovaných opatření nebo zavádění nových metod do praxe je zakomponování technického, ekologického a ekonomického hlediska. Existuje mnoho opatření, které by byly úspěšné v praxi, ale prozatím jsou zkoumány pouze na úrovni laboratorní. Jedná se především o preparáty vyuţívající jako hlavní sloţku přírodní látky. Tyto preparáty mají do budoucna velký potenciál, jelikoţ by mohly splňovat výše zmíněná kritéria. 3.4.4.1
Ošetření ultrazvukem Ošetření ultrazvukem řadíme mezi nechemické ošetření vodních květů sinic, ale
přesnější zařazení by mohlo být mezi tzv. fyzikálními algicidy. Při omezení sinic a řas můţeme vyuţít jiţ dnes plně dostupných ultrazvukových generátorů o výkonu 100 – 3000 W a kmitočtu 20 – 135 kHz. Tyto výše specifikované ultrazvukové generátory jsou plně funkční proti boji se sinicemi a řasami. Princip ultrazvuku je zaloţen na zničení aerotopů, pomocí kterých sinice dokáţou měnit polohu ve vodním sloupci, a tak se lépe přizpůsobit daným podmínkám. Problémem je, ţe některé sinice si dokáţou během 48 hodin znovu obnovit 37
aerotopy, a tak se znovu navrátit do původního stavu, při kterém jsou plně funkční a schopny se dále mnoţit. Takovým příkladem můţe být sinice rodu Microcystis. Z tohoto zjištění je jasné, ţe metoda ošetření ultrazvukem je účinná, ale za předpokladu častého opakování a to v podobě kaţdých 48 hodin (Maršálek et al., 2008). 3.4.4.1
Ošetření UV zářením Sinice jsou adaptovány na vysoké dávky UV-B záření (280 – 315 nm), a to na hladině
vody, kde se vodní květ nachází. I přes jejich adaptabilitu je dokázáno, ţe ošetření pomocí UV záření můţe být úspěšné. Při zasaţení organismu UV zářením nejčastěji dochází k poškození organel, ovlivnění osmotického tlaku, lyzi buněk. Nejčastěji pouţívané UV lampy jsou nízkotlaké nebo vysokotlaké (Maršálek et al., 2008). 3.4.4.1
Ostatní trendy Elektrochemická metoda s vyuţitím Ti/Ru02 anody byla pouţita k inhibici typické
cyanobakterie, Microcystis aeruginosa za různých elektrolytických podmínek. Ukázalo se, ţe Ti/RuO2 anoda byla účinnější v inhibici Microcystis aeruginosa neţ tradiční grafitová metoda. 100 % úspěšnost by mohla být dosaţena při hustotě proudu 12 mA cm-2, kdyţ by byl pouţit podpůrný elektrolyt NaCl. Metoda elektroporace je zaloţena na vyvolání změn genového systému. Radiofrequency heating a ultra-heat treatment jsou metody zaloţeny na rychlém vzrůstu teplot a zničení některých alkaloidních neurotoxinů sinic. Diffuse air flotation je nová metoda zaloţená na vyuţívání fyzikální principů bez vnášení chemických látek do vodního prostředí. Metoda je na úrovni vědecké a téměř nedotčená. Další novodobou metodou jsou generátory ROS (ractive oxygen species), které produkují (většinou) kyslíkové radikály (Maršálek et al., 2008).
38
4 MATERIÁL A METODIKA 4.1
Test akutní toxicity na rybách Stanovovali jsme střední letální koncentraci (LC50) testovaných algicidních látek pro
ryby (Poecilia reticulata). Testované ryby se vystavily po dobu 48 - 72 hodin účinku různých koncentrací testované látky rozpuštěné ve standardně připravené ředící vodě. Do jednoho akvária se vystavily ryby bez přídavku jakékoliv testované látky jako kontrolní akvárium. V průběhu testu jsme sledovali stav ryb, chování ryb a uhynulé ryby z nádrţe jsme odstraňovali. Naměřené hodnoty se zaznamenávaly v průběhu 24 - 72 hodin. V těchto časových úsecích jsme zaznamenávali jednotlivé úhyny v akváriích, teplotu, pH, obsah rozpuštěného kyslíku ve vodě a vodivost. Na úkor zjištěných hodnot se na konci testu stanoví střední letální koncentrace LC50. Průměrná teplota při testu 23 ± 2 °C. Délka expozice 72 hodin. V testovaných akváriích bylo 5 ks ryb na 1000 ml testovaného roztoku bez aerace. Ředící voda byla připravena podle normy ISO 6341 sestavená ze zásobních roztoků v mnoţství 11,76 g CaCl2 · 5 H2O, 4,93 g MgSO4 · 7 H2O, 2,59 g NaHCO3 a 0,23 g KCl. Kaţdý zásobní roztok se rozpustil v 1 litru destilované vody. Ředící voda byla 24 hodin před zahájením pokusu sycena vzdušných kyslíkem. Poté se ředící voda nechala 24 hodin odstát a následně po 24 hodinách jsme změřili pH, které bylo 7,5. Testy probíhaly na ţivorodce duhové (Poecilia reticulata). Byly pouţity pohlavně diferenciované ryby v délce těla 15 – 25 mm a ve věku 3 – 4 měsíců. Samice neměly zřetelnou „zárodečnou“ skvrnu. Jednotlivé ryby byly roztříděny a vybrány náhodně. Ryby byly 24 hodin před testem umístěny do ředící vody a nebyly krmeny. V průběhu testu jsme pouţívali síťku a pomůcky pro odlov a přenášení ryb, celoskleněné akvária, automatické pipety, odměrné baňky, pH metr, oximetr a analytické váhy. Hodnoty v průběhu testu byly zaznamenávány do pracovního deníku a na konci testu zpracovány. Výsledky testů jsme vyhodnocovaly pomocí počítačového programu probitovou analýzou metodou ML.
39
4.2
Test inhibice růstu sladkovodních řas Stanovovali jsme inhibiční účinky (IC50) testovaných algicidních látek na růst zelené
řasy Desmodesmus communis. Testované zelené řasy se inkubovaly po dobu 168 hodin při účinku různých koncentrací testované látky, rozpuštěné v destilované vodě. V další Erlenmayerově baňce se inkubovaly zelené řasy bez přídavku jakékoliv testované látky jako kontrolní vzorek. V průběhu testu jsme u řas sledovali inhibici nebo stimulaci, kterou jsme stanovovali počítáním buněk v Bürkerově komůrce. Kromě počítání buněk jsme sledovali i pH, které se měřilo ve stejnou dobu, kdy došlo k počítání buněk pod mikroskopem. Na úkor zjištěných hodnot se na konci testu stanoví inhibiční koncentrace IC50. Průměrná teplota při testu byla 25 ± 2 °C. Délka expozice 168 hodin. V Erlenmayerových baňkách o objemu 100 ml bylo 10 000 ± 2 000 buněk v 1 ml. V průběhu testu jsme pouţívali kultivační nádoby Erlenmayerovy baňky o objemu 100 ml, vatu na uzavření baněk, fluorescenční mikroskop, Bürkerovu počítací komůrku, pipetu s balonkem, automatickou pipetu, odměrné baňky a pH metr. Pro zjištění inhibičních nebo stimulačních účinků dané testované látky jsme pouţili kvantitativní metodu počítání buněk v Bürkerově komůrce. Princip počítací metody dle Bürkera je zaloţen na počítání buněk v komůrce pod krycím sklíčkem za pouţití mikroskopu s fluorescencí. Přikrytím krycího sklíčka na Bürkerově komůrce vzniká vrstvička vody o výšce 0,1 µm. Na dně Bürkerovi komůrky je vyrytá síť čtverců, která nám rozděluje plochu dna komůrky na 144 čtverců o ploše jednoho čtverce 1/25 mm2. V Bürkerově komůrce se počítají všechny buňky uvnitř čtverce a buňky, které se dotýkají zevnitř nebo zvěnčí horní a pravé strany, ostatní buňky, které se dotýkají spodní a levé strany se nepočítají.
40
4.3
Spektrofotometrické stanovení chlorofylu a Podstatou stanovení chlorofylu a je extrakce chlorofylu horkým etanolem a změření na
spektrofotometru při vlnových délkách 665 a 750 nm. 4.3.1 Činidla Ke stanovení chlorofylu jsme pouţili činidla, kyselinu chlorovodíkovou (HCl) a čistý etanol (můţe být i denaturovaný). 4.3.2 Postup stanovení Přes vakuovou pumpičku jsme zfiltrovali 100 ml vzorku přes filtr ze skleněné vlákniny (průměr póru 0,5 a 1 µm). Zfiltrovaný papír jsme nechali usušit přibliţně 15 minut (nesmí se dotýkat zfiltrovaného papíru prsty) a následně přelili horkým etanolem. Po extrakci 5 minut jsme filtr homogenizovali a nechali extrahovat v ledničce po dobu 2 hodin. Po extrakci jsme extrakt znovu přefiltrovali a doplnili na objem 25 – 100 ml. Následně jsme filtráty změřili na spektrofotometru při vlnových délkách 665 a 750 nm. Nakonec jsme filtrát okyselili několika kapkami HCl a přibliţně po 5 minutách změřili na spektrofotometru při vlnových délkách 665 a 750 nm. 4.3.3 Výpočet c(µg.l-1) = 26,7 . [ (Ao - Ap) - (Ao,ac - Ap,ac) ] . v / (V . d) Ao.......................absorbance při 665 nm Ap...................... absorbance při 750 nm Ao,ac ..................absorbance při 665 nm po okyselení HCl Ap,ac ..................absorbance při 750 nm po okyselení HCl v..........................objem extraktu (ml) V.........................objem přefiltrované vody (l) d..........................délka kyvety (cm)
41
5 VÝSLEDKY 5.1
Test akutní toxicity na rybách Cílem tohoto pokusu bylo zjištění účinnosti různých koncentrací testovaných látek
rozpuštěné ve standardně připravené ředící vodě, které byly přidány do akvárií s rybami (Poecilia reticulata). Ředící voda byla připravena podle normy ISO 6341. 5.1.1 Testované látky Při testech byly pouţity kyselina pelargonová, Guanicid a 1% PHMG. Pro tyto látky byly vypočteny střední letální koncentrace LC50. Z prvotních experimentů byly stanoveny následující koncentrace. U kyseliny pelargonové byla stanovena koncentrační řada 0,5; 0,6; 0,7; 0,8 a 0,9 ml.l-1. U Guanicidu byla stanovena koncentrační řada 0,1; 0,3; 0,7; 0,8 a 0,9 ml.l-1. U 1% PHMG byla stanovena koncentrační řada 0,5; 0,7; 0,9; 1,1 a 1,5 ml.l-1. 5.1.2 Sledované parametry V průběhu kaţdých 24 hodin byly sledovány základní hydrochemické parametry (teplota, obsah rozpuštěného kyslíku, pH a vodivost). Kromě základních hydrochemických parametrů byla sledována také mortalita, která byla také zaznamenávána v průběhu 24 hodin.
42
5.1.3 Výsledky testu akutní toxicity na rybách Tab. 4 Naměřené hodnoty za 24 hodin Látka/Koncentrace
Teplota
Kyslík
pH
Vodivost
Mortalita
20,7
84
7,50
652
0
1
Kontrola ISO voda
2
Kys. Pelargonová 0,5 ml
21
75,6
7,30
664
1
3
Kys. Pelargonová 0,6 ml
21,1
76,9
7,37
671
3
4
Kys. Pelargonová 0,7 ml
21
76,7
7,42
683
3
5
Kys. Pelargonová 0,8 ml
21,1
77,8
7,48
699
4
6
Kys. Pelargonová 0,9 ml
21
81,7
7,50
713
5
7
Guanicid 0,1 ml
20,6
85,3
7,43
590
4
8
Guanicid 0,3 ml
20,5
85,5
7,54
492
4
9
Guanicid 0,7 ml
20,3
88,2
7,59
600
3
10
Guanicid 0,8 ml
20,2
88,9
7,59
619
5
11
Guanicid 0,9 ml
20,2
89,8
8,22
633
5
12
1 % PHMG 0,5 ml
20,7
84,6
7,53
567
5
13
1 % PHMG 0,7 ml
20,7
85,8
7,53
626
5
14
1 % PHMG 0,9 ml
20,7
86,1
7,58
653
5
15
1 % PHMG 1,1 ml
20,6
88,1
7,27
616
5
16
1 % PHMG 1,5 ml
20,8
89,3
7,34
629
5
-1
*jednotky sledovaných hydrochemických parametrů teplota - °C, kyslík - %, vodivost - µS.cm , mortalita - ks
Tab. 5 Naměřené hodnoty za 48 hodin Látka/Koncentrace
Teplota
Kyslík
pH
Vodivost
Mortalita
20,8
81,4
7,51
707
1
1
Kontrola ISO voda
2
Kys. Pelargonová 0,5 ml
20
48,8
7,56
703
1
3
Kys. Pelargonová 0,6 ml
19,9
71,8
7,58
709
1
4
Kys. Pelargonová 0,7 ml
20
67,1
7,54
713
1
5
Kys. Pelargonová 0,8 ml
21,1
72,9
7,52
725
1
6
Kys. Pelargonová 0,9 ml
-
-
-
-
-
7
Guanicid 0,1 ml
20,3
74,5
7,55
643
1
8
Guanicid 0,3 ml
19,9
90,1
7,54
665
2
9
Guanicid 0,7 ml
-
-
-
-
-
10
Guanicid 0,8 ml
-
-
-
-
-
11
Guanicid 0,9 ml
-
-
-
-
-
12
1 % PHMG 0,5 ml
-
-
-
-
-
13
1 % PHMG 0,7 ml
-
-
-
-
-
14
1 % PHMG 0,9 ml
-
-
-
-
-
15
1 % PHMG 1,1 ml
-
-
-
-
-
16
1 % PHMG 1,5 ml
-
-
-
-
-1
*jednotky sledovaných hydrochemických parametrů teplota - °C, kyslík - %, vodivost - µS.cm , mortalita - ks
43
Pro test akutní toxicity na rybách byly vybrány tři algicidní látky, u kterých se předpokládá pozitivního inhibičního účinku. Cílem testu bylo vypočtení střední letální koncentrace LC50 pomocí probitové analýzy. V průběhu testu se ve všech akváriích pohybovala teplota v rozmezí 19,9 – 21,3 °C. Nikde nebyly zaznamenány teplotní výkyvy. Prvotní experimenty zahrnovaly zkoušku, zda bude potřeba vzduchování, ale nakonec k tomu nemuselo být přikročeno a stačilo nasycení vody atmosférickým kyslíkem. Hladina kyslíku ve všech akváriích se pohybovala nad hranicí 67 % nasycení, pouze v jednom akváriu kleslo nasycení kyslíkem pod tuto hranici. Bylo to v akváriu, kde byla testována kyselina pelargonová v koncentraci 0,5 ml.l-1. Hodnota pH ve všech akváriích vykazovala mírně zásadité prostředí, které je plně vhodné pro chov ryb. Vodivost se pohybovala v rozmezí od 492 po 725 µS.cm-1. Mortalita v jednotlivých akváriích byla různá a pohybovala se od 1 kusu po 5 kusů. V kontrolním akvárium, kde byla pouze ředící voda, byla úmrtnost 1 kus za 48 hodin. V ostatních akváriích byla mortalita vyšší. U kyseliny pelargonové byla mortalita od 2 kusů po 5 kusů a platilo, ţe s rostoucí koncentrací rostla i úmrtnost. V akváriu s koncentrací 0,9 ml.l-1 byla kompletní úmrtnost zaznamenána do 24 hodin. U guanicidu se pohybovala mortalita od 4 kusů do 5 kusů v prvních 24 hodinách. V koncentracích 0,7; 0,8 a 0,9 ml.l-1 byla zaznamenána kompletní úmrtnost do 24 hodin, pouze v niţších koncentracích, a to 0,3 a 0,1 ml.l-1 přeţily některé ryby do druhého dne pokusu, ale na konci testu (po 48 hodinách) i v těchto koncentracích byla mortalita 100 %. Nejrychlejší toxické účinky se projevily u 1 % PHMG, kde mortalita byla 100 % jiţ v prvních 24 hodinách a první ryby začaly hynout jiţ po několika hodinách po zahájení testu. Střední letální koncentrace (48LC50) u kyseliny pelargonové byla 0,493 ml.l-1. U guanicidu byla 48LC50 0,177 ml.l-1 a u 1 % PHMG byla 48LC50 0,095 ml.l-1.
44
5.2
Test inhibice růstu sladkovodních řas Cílem tohoto pokusu bylo zjištění účinnosti různých koncentrací testovaných látek
rozpuštěných v destilované vodě, které byly přidány do Erlenmayerových baněk se zelenou řasou (Desmodesmus communis). 5.2.1 Testované látky Při testech byly pouţity 30% peroxid + Guanicid, 12% peroxid + Guanicid, PHMG + PAHCL, PHMG + PAHCL + skalice, PAHCL + skalice, 1% PHMG a 1% PHMG + 0,1% terbutryn. Pro tyto látky byly vypočteny inhibiční koncentrace IC 50. Z prvotních experimentů byly stanoveny následující koncentrace. U 30 % peroxid + Guanicid, 12 % peroxid + Guanicid, PHMG + PAHCL, PHMG + PAHCL + skalice, PAHCL + skalice, 1% PHMG a 1% PHMG + 0,1% terbutryn byly stanoveny jednotné koncentrační řady 0,001 ml.l-1, 0,01 ml.l-1 a 0,05 ml.l-1. 5.2.2 Sledované parametry V průběhu kaţdých 24 hodin bylo sledováno pH a mnoţství buněk. pH se měřilo pomocí kapesního pH metru WTW pH 315i a ke zjištění mnoţství buněk se pouţila kvantitativní metoda počítání buněk v Bürkerově komůrce. Postup pro počítání viz test inhibice růstu sladkovodních řas.
45
5.2.3 Výsledky testu inhibice růstu sladkovodních řas
1% PHMG + 0,1%
10000
10000
24
6945
13889
10417
6944
15625
-
3472
17361
48
20254
32986
6944
6944
4340
-
1736
43981
72
70023
44271
2604
27778
-
-
6944
52257
96
43588
28620
19177
29960
-
-
-
61584
168
28143
38194
57870
27199
-
-
-
100694
Kontrola
1% PHMG
10000
terbutryn
PAHCL + skalice
10000
skalice
PHMG + PAHCL +
10000
Guanicid
10000
12% peroxid +
10000
Guanicid
10000
30% peroxid +
0
Hodiny (h)
PHMG + PAHCL
Tab. 6 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 0,001 ml.l-1
*PHMG - polyhexamethylen guanicid hydrochlorid, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
Obr. 1 Počet buněk zelená řasy Desmodesmus communis při koncentraci 0,001 ml.l-1 Z grafu je patrno, ţe nejlepší varianta s inhibičními účinky je 1 % PHMG. V této variantě se účinky dostavily jiţ do 24 hodin a inhibice zde byla 100 %. V dalších variantách s PHMG nebyly účinky, tak jednoznačné, ale pokud byla vytvořena varianta s PHMG, byl zde 46
inhibiční účinek zaznamenán. Naopak úplně nejhorší varianta byla kombinace 30 % a 12 % peroxidu s guanicidem. V této variantě zde algicid působil stimulačně a jiţ po 24 hodinách zde došlo ke zdvojnásobení počtu buněk.
10000
10000
24
4340
13021
24884
28935
3472
2604
5208
17361
48
10417
31829
12292
12732
1736
1736
2604
43981
72
27199
68287
5208
7813
-
-
-
52257
96
24190
82384
1736
1736
-
-
-
61584
168
12731
103588
3472
3472
-
-
-
100694
terbutryn
Kontrola
1% PHMG 10000
1% PHMG + 0,1%
PAHCL + skalice 10000
skalice
PHMG + PAHCL +
10000
Guanicid
10000
12% peroxid +
10000
Guanicid
10000
30% peroxid +
0
Hodiny (h)
PHMG + PAHCL
Tab. 7 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 0,01 ml.l-1
*PHMG - polyhexamethylen guanicid hydrochlorid, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
Obr. 3 Počet buněk zelená řasy Desmodesmus communis při koncentraci 0,01 ml.l-1 Z grafu je patrno, ţe oproti variantě s koncentrací 1ml.m-3 je v této variantě více patrná a stabilní inhibice. Opět je zde velmi účinné 1 % PHMG, ale pozitivní účinky jsou i ve 47
variantě PAHCL + skalice. V rozmezí 48 – 72 hodin byla zaznamenána 100 % inhibice ve variantách PAHCL + skalice, 1 % PHMG a 1 % PHMG + 0,1 % terbutryn. Nejhorší inhibiční účinky byly zaznamenány ve variantě 12 % peroxidu + guainicid, kde na konci testu byl aţ 10ti-násobek buněk oproti počáteční koncentraci. Ve variantě s 30 % peroxidem + guanicid byl v průběhu prvních 24 hodin zaznamenána 50 % inhibice, po 24 hodinách působila látka stimulačně.
48
10000
10000
24
22569
6944
-
17361
1735
3472
10417
17361
48
5208
4340
-
1736
-
-
5208
43981
72
-
15046
-
1736
1736
-
-
52257
96
-
17940
-
-
-
1736
-
61584
168
-
23148
-
-
-
3472
-
100694
terbutryn
Kontrola
1% PHMG 10000
1% PHMG + 0,1%
PAHCL + skalice 10000
skalice
PHMG + PAHCL +
10000
Guanicid
10000
12 %peroxid +
10000
Guanicid
10000
30 %peroxid +
0
Hodiny (h)
PHMG + PAHCL
Tab. 8 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 0,05 ml.l-1
*PHMG - polyhexamethylen guanicid hydrochlorid, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
Obr. 3 Počet buněk zelená řasy Desmodesmus communis při koncentraci 0,05 ml.m-3 Z grafu a tabulky je patrno, ţe ve variantě s 30 % peroxidem + guanicid byl za prvních 24 hodin vysoký nárůst buněk. Inhibice se začala projevovat aţ po 24 hodinách. Inhibiční účinek pokračoval i ve 48 hodinách od začátku testu. Při kontrole nebyly nalezeny ţádné buňky. Opačný efekt jsme mohli sledovat ve variantě s 12 % peroxidem + guanicidm, kdy do 48 hodin byl zaznamenán inhibiční účinek. Po 48 hodinách inhibiční účinky odezněly a látka 49
se začala projevovat stimulačně, kdy na konci testu byl zjištěn více jak dvojnásobný počet buněk oproti počátečnímu mnoţství. 100 % inhibice byla zaznamenána do 24 hodin u varianty s PAHCL + skalice. Tato varianta byla ze všech variant při koncentraci 50 ml.l-1 nejefektivnější. Varianty s PHMG při koncentraci 50 ml.l-1 se nejevily, tak účinné jako v niţších koncentracích. V mnohých případech zde byl dokázán stimulační efekt jak je tomu v případě PHMG + PAHCL + skalice v prvních 24 hodinách. Velmi nadějná je zde varianta 1 % PHMG + 0,1 % terbutryn, kdy do 24 hodin byl zjištěn mírný nárůst buněk (4,17 %) a po 24 hodinách se naplno začala projevovat inhibice (48 %). Po 48 hodinách byla inhibice 100 %. Pro jednotlivé varianty byla stanovena inhibiční koncentrace 48IC50 a 168IC50. Tab. 9 Hodnoty 48IC50 a 168IC50 v ml.l-1 Látka
48IC50
168IC50
1
30 % peroxid + Guanicid
0,0000000014
0,0025
2
12 % peroxid + Guanicid
0,023
-
3
PHMG + PAHCL
0,001
0,00056
4
PHMG + PAHCL + skalice
0,011
0,00030
5
PAHCL + skalice
0,00031
0,00000000053
6
1% PHMG
0,034
0,039
7
1% PHMG + 0,1% terbutryn
0,029
0,037
*PHMG - polyhexamethylenu guanicidu hydrochloridu, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
5.3
Spektrofotometrické stanovení chlorofylu a Cílem tohoto pokusu bylo zjištění mnoţství vyprodukovaného chlorofylu a v průběhu
testu zelenou řasu Desmodesmus communis. Tab. 10 Hodnoty chlorofylu a v µg.l-1 po týdenní expozici 1
chlorofyl a (µg.l-1) po týdenní expozici 30 % peroxid + Guanicid
0,001 ml.l-1
0,01 ml.l-1
0,05 ml.l-1
199,31
18,75
9,87
2
12 % peroxid + Guanicid
139,12
408,48
102,61
3
PHMG + PAHCL
187,47
16,77
-
4
PHMG + PAHCL + skalice
221,01
-
-
5
PAHCL + skalice
79,92
6,91
0,99
6
1% PHMG
-
-
-
7
1% PHMG + 0,1% terbutryn
0,99
-
1,97
8
Kontrola
210,16
224,96
156,88
*PHMG - polyhexamethylenu guanicidu hydrochloridu, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
50
Tab. 11 Hodnoty chlorofylu a v % po týdenní expozici chlorofyl a (%) po týdenní expozici
0,001 ml.l-1
0,01 ml.l-1
0,05 ml.l-1
1
30 % peroxid + Guanicid
101
9,50
5,00
2
12 % peroxid + Guanicid
70,50
207
52
3
PHMG + PAHCL
95
8,50
-
4
PHMG + PAHCL + skalice
112
-
-
5
PAHCL + skalice
40,50
3,50
0,50
6
1% PHMG
-
-
-
7
1% PHMG + 0,1% terbutryn
0,50
-
1
8
Kontrola
100
100
100
*PHMG - polyhexamethylenu guanicidu hydrochloridu, PAHCL - Poly(allylamine) hydrochloride
Po 7 dnech od začátku experimentu byl ve všech variantách stanoven chlorofyl a (dle ISO 10260). Průměrná koncentrace chlorofylu a v kontrole dosahovala hodnoty 197,33 µg.l-1, coţ představuje 100 %. Testy stanovení chlorofylu a byly provedeny v Erlenmayerových baňkách o objemu 100 ml s počáteční koncentrací řas 10 000 buněk.l-1 (± 2000), při umělém osvětlení s intervalem 12 hodin světlo, 12 hodin tma. Všechny varianty byly ve třech opakování. Ve variantě s 1 ml.m-3 30 % peroxidu + guanicid dosahovala hodnoty 199,31 µg.l-1 (101 %), ve variantě s 10 ml.m-3 30 % peroxidu + guanicid 18,75 µg.l-1 (9,50 %) a ve variantě s 50 ml.m-3 30 % peroxidu + guanicid 9,87 µg.l-1 (5 %). Ve variantě s 1 ml.m-3 12% peroxidu + guanicid dosahovala hodnoty 139,12 µg.l-1 (70,50 %), ve variantě s 10 ml.m-3 12% peroxidu + guanicid 408,48 µg.l-1 (207 %) a ve variantě s 50 ml.m-3 12% peroxidu + guanicid 102,61 µg.l-1 (52 %). Ve variantě s 1 ml.m-3 PHMG + PAHCL dosahovala hodnoty 187,47 µg.l-1 (95 %), ve variantě s 10 ml.m-3 PHMG + PAHCL 16,77 µg.l-1 (8,50 %) a ve variantě s 50 ml.m-3 PHMG + PAHCL byla hodnota chlorofylu a pod limitem detekce 0,1 µg.l-1. Ve variantě s 1 ml.m-3 PHMG + PAHCL + skalice dosahovala hodnoty 221,01 µg.l-1 (112 %), ve variantě s 10 ml.m-3 PHMG + PAHCL + skalice a ve variantě s 50 ml.m-3 PHMG + PAHCL + skalice byla hodnota chlorofylu a pod limitem detekce 0,1 µg.l-1. Ve variantě s 1 ml.m-3 PAHCL + skalice dosahovala hodnoty 79,92 µg.l-1 (40,50 %), ve variantě s 10 ml.m-3 PAHCL + skalice 6,91 µg.l-1 (3,50 %) a ve variantě s 50 ml.m-3 PAHCL + skalice 0,99 µg.l-1 (0,50 %).
51
Ve variantě s 1 ml.m-3 1 % PHMG, ve variantě s 10 ml.m-3 1 % PHMG a ve variantě s 50 ml.m-3 1 % PHMG byla hodnota chlorofylu a pod limitem detekce 0,1 µg.l-1. Ve variantě s 1 ml.m-3 1% PHMG + 0,1 % terbutryn dosahovala hodnoty 0,99 µg.l-1 (0,50 %), ve variantě s 10 ml.m-3 1% PHMG + 0,1 % terbutryn byla hodnota chlorofylu a pod limitem detekce a ve variantě s 50 ml.m-3 1% PHMG + 0,1 % terbutryn 1,97 µg.l-1 (1 %).
52
6 DISKUZE Svobodová et al., (1985) uvádí, ţe v minulosti hojně vyuţívaný algicidní prostředek na omezení masového rozvoje sinic a řas byl pouţívaný Kuprikol 50, obsahující nejméně 47,5 % kovové mědi ve formě oxychloridu mědi. Při stanovení akutní toxicity přípravku Kuprikol 50 pro vodní organismy zjistili hodnotu 48LC50, která činila pro ryby Poecilia reticulata 129 mg.l-1. V porovnání námi prováděnými testy byla u kyseliny pelargonové stanovena 48LC 50, která činila 49,3 mg.l-1, u guanicidu byla hodnota 48LC50 17,7 mg.l-1 a u 1 % PHMG byla hodnota 48LC50 9,5mg.l-1. V porovnání s Kuprikolem 50 jsou u nově zkoumaných látek niţší letální koncentrace, které při nízkých dávkách mohou zanechat na rybách dlouhodobě negativní účinky, ale pokud jej porovnáme s potřebnými inhibičními koncentracemi IC50, které jsou nutné k omezení sinic a řas, zjistíme, ţe z prvotních testů se těchto dlouhodobých negativních účinků nemusíme obávat. Při porovnání LC50 u 1 % PHMG, která je 0,095 ml.l-1 pro ryby a potřebnou inhibiční koncentraci IC50, která je 0,039 ml.l-1 k omezení sinic a řas zjistíme, ţe se jedná o dostatečně bezpečnou dávku, která by neměla mít ţádné negativní vlivy na testované ryby Poecilia reticulata a naopak by měla být dostatečně účinná pro omezení růstu sinic a řas.
Zasadil (2007) porovnával u komerčních přípravků účinné koncentrace doporučené výrobcem k omezení růstu sinic a řas. U přípravku JBL Algol, který je určen pro akvaristy a neobsahuje měď je doporučená dávka 0,5 ml.l-1. Tento přípravek se jevil jako nejlepší ze všech testovaných přípravků. V porovnání s námi testovanými přípravky můţeme říct, ţe naše testované přípravky fungovaly jiţ v dávkách o řád niţších koncentracích. Pokud testované přípravky porovnáme s dalšími přípravky jako je Tetra Aqua Algumin, Sera - Algovec jsou výsledky velmi podobné jako u přípravku JBL Algol, kde pouţíváme o řád niţší koncentrace. Srovnatelné účinky s námi testovanými přípravky je moţné pozorovat o přípravku Protalon 707, kde doporučená dávka pro první den 0,025 ml.l-1, pro druhý den 0,006 ml.l-1, pro třetí den 0,006 ml.l-1, čtvrtý a pátý den je v aplikaci účinné koncentrace pauza, šestý den je doporučená dávka 0,0125 ml.l-1 a pro sedmý den je doporučována dávka 0,006 ml.l-1. Z toho soudím, ţe se jedná o velmi nadějný přípravek, který je srovnatelný jak s kyselinou pelargonovou, guanicidem a 1 % PHMG a můţeme jej zařadit mezi přípravky, které jsou do budoucna velmi nadějné.
53
Svobodová et al., (1987) uvádí rozdílné hodnoty 48LC50 u síranu měďnatého pro kapra obecného (Cyprinus carpio) získané v rybniční vodě a ve studniční vodě. V rybniční vodě byla 48LC50 8,1 mg.l-1. Ve studniční vodě byla hodnota 48LC50 pouze 1,5 mg.l-1. Ve stejném pokusu byla hodnota 48LC50 skalice modré pro pstruha duhového za pouţití studniční vody 0,8 mg.l-1. Dále uvádí, ţe nejvyšší přípustná koncentrace mědi ve vodě pro ryby je 0,001 – 0,01 mg.l-1. V porovnání námi prováděnými testy byla u kyseliny pelargonové stanovena 48LC50, která činila 49,3 mg.l-1, u guanicidu byla hodnota 48LC50 17,7 mg.l-1 a u 1 % PHMG byla hodnota 48LC50 9,5mg.l-1. I kdyţ testy byly prováděny na akvarijních rybách, můţeme říci, ţe z výše uvedených hodnot jsou naše hodnoty velmi uspokojivé a nemusíme se obávat vedlejších účinků na kaprovité ryby. Maršálek et al., (2006) uvádí, ţe ve většině případů je hliník přidáván do vodního prostředí v koncentracích 100 – 25 mg.l-1 pro dosaţení omezení sinic a řas. Toto velké rozpětí je dáno díky různorodé alkalitě jezera a koncentraci fosforu v sedimentu. V porovnání s 1 % PHMG stačila koncentrace 0,1mg.l-1 pro dosaţení poţadovaného účinku omezení rozvoje zelené řasy Desmodesmus communis. Tato koncentrace začala působit do 24 hodin a po 24 hodinách nebyly v testu zaznamenány fotosyntetizující zelené řasy. Naopak u přípravku 12 % peroxidu + guanicid v koncentraci 1 mg.l-1 byla zaznamenána silná stimulace k růstu buněk. Na ţádost firmy FIMA Brno prováděl ústav rybářství a hydrobiologie, pod vedením doc. Radovana Koppa statický test toxicity u kyseliny pelargonové na zelené kokální řase Pseudokirchneriella subcapitata, kde zjistili, ţe jiţ v koncentracích 20 mg.l-1 lze pozorovat inhibiční účinky na růst zelené řasy Psedokirchneriella subcapitata. Princip účinnosti kyseliny pelargonové je pravděpodobně zaloţen na narušení důleţité výměny látek mezi buňkami rostlin a rostlina tak není schopna přijímat potřebně ţiviny. U námi testovaných přípravku stačila účinná koncentrace k dosaţení inhibičního účinku 1 mg.l-1. Maršálek et al., (1996) uvádí dle svých experimentů aplikaci sloučenin hliníku na omezení masového rozvoje sinic vodního květu účinnou koncentraci od 80 do 150 mg.l -1. Sloučeniny ţeleza doporučuje aplikovat v dávkách 8 – 60 mg.l-1, hydroxid vápenatý 20 – 200 mg.l-1 a NaOCl 0,5 – 20 mg.l-1. Pokud bychom aplikovali 12 % peroxid + guanicid stačila by aplikace 2,3 mg.l-1, PHMG + PAHCL + skalice 1,1 mg.l-1 a u PHMG + PAHCL 0,1 mg.l-1. U algicidních látek je velmi důleţité, aby nedošlo k masivnímu úhynu biomasy, a aby se nevylil buněčný obsah do okolí. Cílem je omezit fotosyntetickou asimilaci tak, aby kolonie klesly ke dnu mimo dosah fotosynteticky aktivního slunečního záření a postupně se u dna začaly rozkládat. Proto i v této diplomové práci se na konci testu stanovoval obsah chlorofylu 54
a, kde bylo moţné vidět, které kolonie zelené řasy Desmodesmus communis jsou stále fotosynteticky aktivní, a u kterých došlo vytěsnění Mg2+ z molekuly chlorofylu a následnému zabránění dalších fotosyntetických pochodů.
7 ZÁVĚR Cílem této diplomové práce bylo nastínit problematiku omezování sinic a řas pomocí chemických přípravků kyseliny pelargonové, guanicidu a jeho kombinace s ostatními přípravky a PHMG a jeho kombinace s dalšími přípravky, která je v této době hodně diskutovaným tématem. Sinic a řasy řadíme mezi kosmopolitní druhy s širokou ekologickou valencí a není jednoduché potlačit jejich růst. S vybranými přípravky probíhaly prvotní experimenty s vybranou kulturou zelené řasy Desmodesmus communis. Zjišťovaly se účinné koncentrace nutné k likvidaci sinic a řas. U přípravku 30 % peroxidu + guanicid, 12 % peroxidu + guanicid, PHMG + PAHCL, PHMG + PAHCL + skalice, PAHCL + skalice, 1% PHMG a 1% PHMG + 0,1% terbutryn byla stanovena inhibiční koncentrace IC50. Dále se kontrolovala účinnost přípravku za pomocí měření optické hustoty v Bürkerově komůrce pod mikroskopem s fluorescencí a stanovení mnoţství chlorofylu a po 168 hodinách. V další části se zjišťovala toxicita pouţívaných přípravků na ryby Poecilia reticulata a proběhly i krátkodobé testy toxicity na rybách Poecilia reticulata, kde byla stanovena pro kyselinu pelargonovou, guanicid a 1 % PHMG střední letální koncentrace LC 50. Z testovaných přípravků se jeví jako nejlepší pro omezení sinic a řas vodního květu 1 % PHMG a kombinace 1 % PHMG + 0,1 % terbutryn. Inhibiční koncentrace 1 % PHMG 48IC50 1 % PHMG činní 0,034 ml.l-1 a 168IC50 0,039 ml.l-1. Inhibiční koncentrace 48IC50 je 0,029 ml.l-1 a 168IC50 0,037 ml.l-1. Výhodou oproti běţně pouţívaným přípravkům je pouţití o řád niţších koncentrací. Kyselina pelargonová, guanicid a 1 % PHMG se jeví jako bezpečné pro ryby bez vedlejších účinků. Střední letální koncentrace kyseliny pelargonové 48LC 50 je 0,493 ml.l-1, guanicidu 0,177 ml.l-1 a 1 % PHMG 0,095 ml.l-1.
55
8 PŘEHLED POUŢITÉ LITERATURY KALINA, Tomáš a Jiří VÁŇA. Sinice, řasy, houby, mechorosty a podobné organismy v současné biologii. 2005. vyd. Praha: Karolinum, 2005, 606 s. Vydání první. ISBN 80-2461036-1. MARŠÁLEK, Blahoslav, Vladimír KERŠNER a Petr MARVAN. Vodní květy sinic. 1996. vyd. Brno: Nadatio flos-aquae, 1996, 142 s. První vydání. NOZA, s.r.o. [online]. [cit. 2012-04-22]. Dostupné z: http://www.nozasro.cz/phmg.html SVOBODOVÁ, Zdeňka et al. Použití kuprikolu 50 v rybářství. 1985. vyd. Vodňany: Výzkumný ústav rybářský a hydrobiologický, Vodňany, 1985. SVOBODOVÁ, Zdeňka et al. Toxikologie vodních ţivočichů. 1987. vyd. Praha: Státní zemědělské nakladatelství, 1987, 231 s. CYANOBACTERIA 2006: Omezení masového rozvoje planktonních sinic. 2006. vyd. Průhonice: Botanický ústav AV ČR, 2006. 1.vydání. ISBN 80-86188-22-1. DRÁBKOVÁ, M., MARŠÁLEK, B. (2004): Přehled moţností a principů omezení masového rozvoje sinic. Sborník „Cyanobakterie“, Brno, 21. 1. 2004: 113-142 JANČULA, D., MARŠÁLEK, B., DRÁBKOVÁ, M., (2006): Přípravky pro redukci masového rozvoje řas a sinic. Sborník „Cyanobakterie“, 2006, 156-161 EVERALL, N. C., LEES, D. R. (1996): The use of barley-straw to kontrol general and bluegreen algal growth in a Derbyshire resrvoir. Water Research. 30: 269-276 ŠTĚPÁNEK, M., ČERVENKA, R. (1974): Problémy eutrofizace v praxi. Avicenum. Praha. str.232 SCHREUS, H. (1992): Cyanobacterial dominance – relation to eutrophication and lake morphology. Ph.D. thesis. University of Amsterodam. Amsterodam CHORUS, I., MUR, L. E. (1999): Preventative masures. In: Chorus, I., Bartram, J. (edit.): Toxic cyanobacteria in water. E & FN SPON. London and New York. 235 - 273 WOLTER, K. D. (1996): Sráţení fosforu. In: Eiseltová, M. (edit.): Wetlands International, 32: 63-68 LUKAVSKÝ, J. (2000): Závěrečná zpráva projektu vodní květ. Botanický ústav AV ČR. Třeboň
56
FOY, R. H. (1986): Suppresion of phosphorus repase fprm lake sediments by the addition of nitrate. Water research. 11: 1345-1351 WELCH, E. B., COOKE, G. D. (1999): Effectiveness and longevity of phosphorus inactivation with alum. Journal of lake and reservoir managment. 15: 5-7 STRAŠKRABA, M., TUNDISI, J. G. (1999): Reservoir water quality managment. Guidelines of lake managment. Vol.9. International lake environment commitee. str.229 SONDERGAARD, M., WOLTER, K. D., RIPL, W. (2002): Chemical treatment of water and sediments with special reference to lake. In: Perrow, M. R., Davy, A. J. (eds.) Handbook of ecological restoration, Volume 1, Cambridge university press, 2002, str.184-205 JEKEL,
M.
(1991):
Aluminium
salts
as
flucculants.
In:
Arbeitsgemainschaft
Trinkwassertalsperren e. V., Vortagveranstaltung „Trinkwasse aus Talsperren „ München, Wien: R. Oldenbourg Verlag. str.163-175 ZASADIL, Adam. Omezení rozvoje sinic a řas za využití běžně dostupných chemických přípravků. Brno, 2007. Bakalářská práce. Mendelova Univerzita v Brně. Vedoucí práce doc. Ing. Radovan Kopp, Ph.D. Česká republika. Bezpečnostní list - POLYALUMINIUMCHLORID PAX-18. In: Kosmonosy, 1994, č. 7. Dostupné z: http://www.prochemie.cz/chem/bez-list-pax-18polyaluminiumchlorid.pdf SCHÖNBORN, W. (1992): Fliessgewasserbiologie. Jena, Germany: Gustav Fisher DITTRICH, M., CASPER, P., KOSCHEL, R. (2000): Changes of the porewater chemistry of profundal sediments in response to artificial hypolimnetic calcite precipitation. Archiv für hydrobiologische Ergebnisse der Limnologie. 55: 421-432 HAUGHEY, M. A., ANDERSON, M., A., WHITNEY, R. D., TAYLOR, W. D., LOSEE, R. F. (2000): Forms and fate of Cu in a source drinking water reservoir following CuSO 4 treatment. Water Research. 34: 3440-3452 HALE, F. E. (1954): The use of copper sulphate on control of microscopic organism. Phelps Dodge Ref. Corp. N. Y. str.44 HOGSTRAND, C., F. GALVEZ a CM. WOOD. Toxicity, silver accumulation and metallothionein induction in freshwater rainbow trout during exposure to different silver salts. [online].
s.
1102-1108
[cit.
2012-04-26].
Dostupné
http://hero.epa.gov/index.cfm?action=reference.details&reference_id=98721 57
z:
Česká republika. Bezpečnostní list - guanicid. In: Praha, 2009. Dostupné z:
[email protected] LAM, A. K. Y., PREPAS, E. E., SPINK, D., HRUDEY, S. E. (1995): Chemical control of hepatotoxic fytoplankton blooms – implications for human health. Water Research. 29: 18451854 CORNISH, B., LAWTON, L. A., ROBERTSON, P. K. J. (2000): Hydrogen peroxide enhanced photocatalytic oxidation of microcystin-LR using titanum dioxide. Applied Catalysis B-Environmental. 25: 59-67 HEHMANN, A., KAYA, K., WATANABE, M. M. (2002): Selective kontrol of Microcystis using an amino acid – laboratoř assai. Journal of Applied Phycology. 14: 85-89 EVERALL, N. C., LEES, D. R. (1996): The use of barley-straw to kontrol general and bluegreen algal growth in a Derbyshire reservoir. Water Research. 30: 269-276 RIDGE, I., WALTERS, J., STREET, M. (1999): Algal growth kontrol by terrestrial Lea litter: a realistic tool. Hydrobiologia. 396: 173-180 GARCIA, G.O. Toxicity of cyanobacterium Microcystis aeruginosa strain 7820 to trout and tilapia: Clinical and hystopathological study. 1989. vyd. University Stirling, 1989. RABERGH, C. M. I., BYLUND, G., EROKSON, J. E. (1991): Histopathological effect of microcystin-LR a cyclic polypeptide from the cyanobacterium Microcystis aeruginosa on common carp (Cyprinus carpio). Aqua toxicity. 20: 131-146 RODGER, H. D., TURNBULL, T., EDWARDS, C., COOD, G. A. (1994): Cyanobacterial bloom associated pathology in brown trout Salmo trutta. Scotland. J. Fish. 17: 177-181 CODD, G. A., CARMICHAEL, W. W. (1982): Toxicity of a clonal isolate of the cyanobacterium Microcystis aeruginosa from Great Britain. 13: 409-420 SVOBODOVÁ, Zdeňka. Ekotoxikologie - praktická cvičení: Část I. Testy toxicity na organismech vodního prostředí. 1. vyd. Brno: Veterinární a farmaceutická univerzita, 2000, 70 s. ISBN 80-851-1495-X. GONCHARUK, V. V., V. F. VAKULENKO, Yu. O. SHVADCHINA, L. M. OLEINIK a T. N. SITNICHENKO. Impact of polyhexamethylene guanidine hydrochloride on the process of coagulation treatment of river waters. Journal of Water Chemistry and Technology. 2008, roč. 30, č. 5, s. 314-321. ISSN 1063-455x. DOI: 10.3103/S1063455X08050081. Dostupné z: http://www.springerlink.com/index/10.3103/S1063455X08050081
58
O?MALLEY, Leon P., Andrew N. COLLINS, Graham F. WHITE, L. M. OLEINIK a T. N. SITNICHENKO. Biodegradability of end-groups of the biocide polyhexamethylene biguanide (PHMB) assessed using model compounds. Journal of Industrial Microbiology. 2006, roč. 33, č. 8, s. 677-684. ISSN 1367-5435. DOI: 10.1007/s10295-006-0103-6. Dostupné z: http://www.springerlink.com/index/10.1007/s10295-006-0103-6 ČSN 75 7746. Jakost vod - Stanovení inhibičních účinků látek na účinnost fotosyntézy. Prosince 2008. Český normalizační institut, 2008. ČSN 75 7740. Jakost vod - Zkouška inhibice růstu sladkovodních řas. Červenec 2005. Český normalizační institut, 2008. HOLEŠOVSKÝ, Martin. Moţnosti pouţití slámy z obilovin k omezení růstu sinic a řas. Brno, 2000. Diplomová práce. Mendelova Univerzita. Vedoucí práce doc. Ing. Radovan Kopp, Ph.D.
59
9 SEZNAM OBRÁZKŮ Obr. 4 Zelená řasa Desmodesmus communis v kontrolní variantě
Obr. 5 Zelená řasa Desmodesmus communis v kontrolní variantě
60
Obr. 6 Zelená řasa Desmodesmus communis ve variantě s 1 % PHMG (obr.a bez pouţití fluorescence, obr.b s pouţitím fluorescence)
Obr. 8 Zelená řasa Desmodesmus communis v kontrolní variantě s pouţití fluorescence
Obr. 9 Fotosynteticky aktivní zelená řasa Desmodesmus communis ve variantě s kyselinou pelargonovou
61
Obr. 10 Fotosynteticky neaktivní zelená řasa Desmodesmus communis ve variantě s kyselinou pelargoniovou
Obr. 11 Zelená řasa Desmodesmus communis ve variantě s kyselinou pelargonovou po týdenní expozici v koncentraci 1 mg/l
62
Obr. 12 Zelená řasa Desmodesmus communis za působení algicidní látky s pouţití fluorescence
Obr. 13 Shluky buněk zelené řasy Desmodesmus communis při průběţné kontrole v Bürkerově komůrce za vyuţití mikroskopu s fluorescencí
63
Obr. 14 Laboratorní testy se zelenou řasou Desmodesmus communis
Obr. 15 Stanovení chlorofylu a
64
10 SEZNAM TABULEK Tab. 1 Van Den Hoek et al. (1995) uvádí přehled řasových oddělení a jejich současné zařazení Tab. 2 Vliv řas na přírodní a životní prostředí Tab. 3 uvádí srovnání toxicity přírodních toxinů. Akutní LD50 µg.kg-1 živé hmotnosti při intraperitoneální injekci myší Tab. 4 Naměřené hodnoty za 24 hodin Tab. 5 Naměřené hodnoty za 48 hodin Tab. 6 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 1ml.m-3 Tab. 7 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 10ml.m-3 Tab. 8 Počet buněk v 1ml při koncentraci testovaných látek 50ml.m-3 Tab. 9 Hodnoty 48IC50 a 168IC50 v ml.l-1 Tab. 10 Hodnoty chlorofylu a v µg.l-1 po týdenní expozici Tab. 11 Hodnoty chlorofylu a v % po týdenní expozici
65
