UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2009 – 2010
PBFD bij een Witkuifkaketoe door Annelies MICHIELS
Promotor : Dierenarts R. De Smet
Casus in het kader van de masterproef
Inhoudsopgave SAMENVATTING……………………………………………………………………………………….1 1. INLEIDING...................................................................................................................................2 2. CASE REPORT ...........................................................................................................................3 2.1. ANAMNESE ..........................................................................................................................3 2.2. KLINISCH ONDERZOEK .....................................................................................................3 2.2.1. Uitwendige inspectie. .........................................................................................................3 2.2.2. Aanvullend onderzoek. ......................................................................................................3 2.3. AUTOPSIE ............................................................................................................................4 3. BESPREKING .............................................................................................................................4 3.1. ETIOLOGISCH AGENS .......................................................................................................4 3.2. EPIDEMIOLOGIE .................................................................................................................4 3.2.1. Getroffen vogelspecies. .....................................................................................................4 3.2.2. Distributie. ..........................................................................................................................5 3.2.3. Beïnvloedende factoren. ....................................................................................................5 3.3. PATHOGENESE ..................................................................................................................5 3.3.1.Infectieroute ........................................................................................................................5 3.3.2.Transmissie ........................................................................................................................6 3.3.3.Incubatieperiode .................................................................................................................6 3.4. KLINIEK ................................................................................................................................7 3.4.1.Symptomen ........................................................................................................................7 3.4.2.Letsels ................................................................................................................................8 3.5. PROGNOSE .........................................................................................................................9 3.6. IMMUNITEIT .........................................................................................................................9 3.6.1.Actieve immuniteit ..............................................................................................................9 3.6.2.Passieve immuniteit............................................................................................................9 3.7. DIAGNOSE ...........................................................................................................................9 3.8. DIFFERENTIAAL DIAGNOSE .......................................................................................... 10 3.9. BEHANDELING ................................................................................................................. 11 3.10. PREVENTIE EN CONTROLE ......................................................................................... 11 3.10.1.Preventie ....................................................................................................................... 11 3.10.2.Controle ......................................................................................................................... 11 4. CONCLUSIE ............................................................................................................................ 11 5. LITERATUURLIJST ................................................................................................................. 13
De auteur geeft de toelating deze studie voor consultatie beschikbaar te stellen voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van deze studie. Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze studie berust bij de promotor(en). Het oorspronkelijke auteursrecht van de individueel geciteerde studies en eventueel bijhorende documentatie, zoals tabellen en figuren, blijft daarbij gevrijwaard. De auteur en de promotor(en) zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze studie geciteerd en beschreven zijn.
SAMENVATTING Psittacine Beak and Feather Disease (PBFD) wordt veroorzaakt door een 14-16 nm groot virus van de familie Circoviridae, genus circovirus. De ziekte komt voor bij zo‟n 60 species Psittaciformen waarvan de Kaketoe‟s het meest worden aangetast. De leeftijdsgroep die het meest gevoelig is, zijn de juveniele vogels en jong volwassenen, maar in feite kunnen alle leeftijdsgroepen worden aangetast. PBFD treft zowel wild levende vogels als vogels in gevangenschap en komt voor in alle continenten. Het virus repliceert zich in snel delende cellen en het heeft vooral een tropisme voor lymfoïde organen en voor epithelia. Het vermenigvuldigen in de lymfoïde organen zorgt wellicht voor een immunosuppressie en het vermeerderen in het folliculair epitheel van de huid doet de vederafwijkingen ontstaan. Het aangetaste dier scheidt het virus uit in feces, in vederstof, huidschilfers en kropsecreten. Bijgevolg kan een gevoelige vogel besmet worden door inhalatie of orale opname van virale partikels. Het dier kan een peracuut, acuut of chronisch ziekteverloop vertonen. Qua microscopische lesies zijn vooral de inclusielichaampjes belangrijk. Ze zijn zeer karakteristiek voor PBFD. Deze inclusielichaampjes worden intranucleair aangetroffen in de epitheliale cellen van de epidermis en intracytoplasmatisch in de macrofagen in het epitheel van de vederpulpa. Gelijkaardige inclusies kunnen zich ook extracutaan bevinden. De aangetaste vogels kunnen volledig herstellen of kunnen asymptomatische dragers worden. Meestal zullen vogels met vederabnormaliteiten sterven. Voorlopig is er nog geen doeltreffende behandeling voor PBFD. Iedere vogel met progressief vederverlies is PBFD-verdacht. Verdere diagnose kan men stellen met histologie, elektronenmicroscopie, PCR en nog enkele andere technieken. Men moet PBFD differentiëren van andere aandoeningen die vederafwijkingen kunnen veroorzaken zoals bv. Polyomavirus. Preventief kan men de vogels vaccineren en regelmatig de omgeving reinigen en desinfecteren. Bij aanschaf wordt de vogel best gescreend op PBFD. Dit screenen is enkel nuttig indien alle andere vogels getest zijn.
1
1. INLEIDING In 1970 werd een ziekte ontdekt, gekenmerkt door symmetrisch vederverlies, vederdystrofie, ontwikkeling van bekdeformaties en eventueel sterfte bij verschillende Australische Kaketoe‟s. De ziekte werd Psittacine Beak and Feather Disease genoemd (PBFD) (Ritchie en Carter, 1995). Er werden in de loop der tijd verschillende oorzaken toegekend aan de ziekte waardoor de naam ook navenant veranderde naar Cockatoo Beak and Feather Syndrome, Cockatoo Feather Picking, Cockatoo Molt Disease, Bekrot, Nonresponsive Fungal Dermatitis, Feather Maturation Syndrome en Adrenal Gland Insufficiency (Bijnierinsufficientie) (Gerlach, 1986). Sindsdien werd de ziekte ook bij veel andere Psittaciformen aangetroffen en werd het duidelijk dat de onderliggende oorzaak van de ziekte een virus was (Ritchie en Carter, 1995). De eerste bewijzen hiervoor waren gebaseerd op natuurlijke en experimentele transmissie van de ziekte, intranucleaire en/of intracytoplasmatische inclusielichaampjes
op
histologische
sectie
en
kristalachtige
partikels
zichtbaar
met
de
elektronenmicroscoop (Latimer et al., 1990). Het virus behoorde tot een eigen familie waarvoor de naam Diminuviridae naar voor werd geschoven. Later werd deze familienaam gewijzigd tot de Circoviridae (Ritchie et al.,1990; Woods et al., 1994; Ritchie en Carter, 1995). Dit virus staat gekend als één van de belangrijkste infectieuze ziektes bij Psittaciformen (Heath et al., 2004).
2
2. CASE REPORT 2.1. ANAMNESE Een drie jaar oude Witkuifkaketoe (Cacatua alba), vrouwelijk, gewicht 335 gram, werd in 2008 in de kliniek aangeboden wegens progressief vederdystrofie en -verlies. Het vederverlies werd eerst opgemerkt in februari. De vogel vertoonde geen afwijkend gedrag en at normaal. Het dier werd als kuiken gevoed door de ouderdieren en door de kweker verder opgevoed tot het dier volwassen werd. De kweker had nog Kaketoe‟s en ook andere vogelspecies. Het dier werd samen met een mannelijke nestgenoot gehuisvest in een kooi van 100 2
m . De ouders waren tien jaar geleden geïmporteerd uit Fig. 1: Witkuifkaketoe met vederverlies (uit Werther et al., 1998)
Australië en hadden sindsdien jaarlijks nakomelingen gehad waarvan er geen enkele vederabnormaliteiten vertoonde. Ook bij de nestgenoot was er geen teken van vederabnormaliteiten
te zien. 2.2. KLINISCH ONDERZOEK 2.2.1. Uitwendige inspectie In november werd de vogel onderzocht. De vogel had abnormale veren over het ganse lichaam en vertoonde snaveldeformatie. De feces hadden een normaal uitzicht. Vervolgens werd de vogel onder anesthesie gebracht met isofluraan om het klinisch onderzoek gemakkelijker te laten verlopen. Het vederverlies was symmetrisch en dystrofisch en was te vinden over gans het lichaam. De vederabnormaliteiten hielden in: ingehouden vederschachten, knotsvormige en misvormde veren, constricties en bloed in de vederschacht. Er was een gedeeltelijk verlies van de borst en staartveren op te merken. De bovensnavel was verlengd en het harde gehemelte vertoonde necrose. Ook het onderste gedeelte van de snavel vertoonde abnormaliteiten. 2.2.2. Aanvullend onderzoek 2.2.2.1. Bloedonderzoek Er kon een milde non-regeneratieve anemie aangetroffen worden op het bloedonderzoek. Verder werd er een milde monocytose gevonden en het aantal bloedplaatjes was normaal. Bloedparasieten werden niet gezien. 2.2.2.2. Radiografie De nieren waren licht vergroot, de proventriculus was een beetje gedilateerd en de ventriculus bevatte voldoende grit. De caudale thoracoabdominale luchtzakken waren opgezet. 2.2.2.3. Huid- en vederfollikel biopsie HE-kleuring
(Haematoxyline-eosinekleuring)
van
een
vederdoorsnede toonde een necrotische pulpa aan en een intense infiltratie van heterofielen. Op preparaten waar er ook vederepitheel te zien was, kon men necrose van de basale epitheelcellen zien. Sommige van deze cellen
bevatten
ook
basofiele
nucleaire
inclusies.
Macrofagen die aangetroffen werden in de basale lagen van Fig. 2: HE-kleuring van een vederdoorsnede, inclusies in epitheelcellen en macrofagen, necrose van basale epitheelcellen ( uit Werther et al., 1998)
het
vederepitheel
bevatten
basofiele,
intracytoplasmatische inclusies. 2.2.2.4. DNA in situ hybridisatie
3
Deze techniek kon de aanwezigheid van PBFD viraal nucleïnezuur aantonen.
2.3. AUTOPSIE De vogel stierf veertien dagen later. Er werden preparaten gemaakt van verschillende organen. Deze preparaten
ondergingen
ook
een
DNA
in
situ
hybridisatie om de verspreiding van het viraal DNA na te gaan. Het virus kon gedetecteerd worden in de huid, de veren, de milt, de lever, de darmen, de schild- en bijschildklier, de bijnieren, het hart, de grote bloedvaten, de longen, de nieren en het ovarium. Verder werden er trematoden aangetroffen in de pancreas.
Fig. 3: DNA in situ hybridisatie, lever, viraal nucleïnezuur donkerblauw gekleurd in de Kuppfercellen (uit Werther et al., 1998)
(uit Werther et al., 1998).
3. BESPREKING 3.1. ETIOLOGISCH AGENS Bij psittaciforme species waarvan de klinische symptomen of histologische laesies Psittacine Beak and Feather Disease (PBFD) doen vermoeden, kan men uit de epidermis van de vederfollikel of uit de bursa en thymus een virus isoleren (Ritchie, 1995; Gabrisch en Zwart, 2001). Dit virus, het Psittacine Beak and Feather Disease virus (PBFDV) genaamd, bezit een circulaire ssDNA-ring, dat codeert voor zeven proteïnen (Phalen, 1994; Ritchie, 1995). Deze icosahedrale partikels van 14-16 nm grootte, bezitten geen envelop (Gabrisch en Zwart, 2001; Schmidt et al., 2003). Het virus behoort tot de familie van de Circoviridae (Ritchie, 1995). Deze familie bezit de kleinste virussen die pathogeen kunnen zijn voor mens en dier (Reed, 2000). De Circoviridae omvat twee genera: het genus circovirus waartoe het PBFDV behoort en het porcien circovirus 1 en 2 (PCV1 & 2), het kanarie- en ganzencircovirus (Raidal et al., 2005). Het tweede genus is het genus gyrovirus waartoe enkel het Chicken anemia virus (CAV) behoort (Woods en Latimer, 2008). 3.2. EPIDEMIOLOGIE 3.2.1. Getroffen vogelspecies Sedert de eerste vaststelling van de ziekte bij Kaketoe‟s, werd PBFD bij wel 60 verschillende species Psittaciformen van de Oude Wereld, de Nieuwe Wereld en het gebied rond de Stille Zuidzee aangetroffen (Axelson, 1997; Woods en Latimer, 2008). Per species is er een verschil in gevoeligheid en manifestatie van de ziekte. Kaketoe‟s worden het meest aangetast, terwijl Amazone‟s en Ara‟s veel minder ziektesymptomen vertonen (Koski, 2002). Alleen Psittaciformen zouden vatbaar zijn voor PBFDV maar volgens Rahaus en Wolff (2003) zouden er positieve DNA-stalen gevonden zijn bij Beo‟s (genus Gracula, familie van de Sturnidae, lijsters) en Streptopelia senegalensis (een soort duif). Het kan natuurlijk ook dat de PCR om het PBFDV te detecteren niet alleen een fragment exclusief voor PBFDV, maar een fragment amplifiëerde dat ook voorkomt in een ander Circovirus (Rahaus en Wolff, 2003; Verhoef, 2006). 3.2.1.1. Leeftijd (gevoelige periode) PBFDV kan alle leeftijdsgroepen aantasten, maar de juveniele vogels en jong volwassenen zijn het meest gevoelig (Cross, 1996; Koski, 2002). Men treft in de leeftijdscategorie van acht maand tot drie jaar de meest aangetaste vogels aan, hoewel er ook gevallen van de ziekte gemeld zijn bij
4
vogels van twintig jaar (Schmidt et al., 2003; Woods en Latimer, 2008). Een studie waar men 176 aangetaste vogels bekeek resulteerde in de volgende cijfers: slechts 8% van de dieren was ouder dan drie jaar terwijl de overige vogels minder dan drie jaar oud waren (Ritchie en Carter, 1995). 3.2.1.2. Vogels in het wild – vogels in gevangenschap PBFD is de meest voorkomende virale ziekte bij wilde Psittaciformen in Australië (Rahaus en Wolff, 2003). Ook elders ter wereld waar Psittaciformen in het wild leven is deze ziekte aanwezig (Kiatipattanasakul-Banlunara et al., 2002). PBFD vormt een ernstig gevaar voor Psittaciformen die reeds met uitsterven zijn bedreigd (Zuid-Afrika, Australië en Nieuw-Zeeland) (Bassami et al., 2001; Khalesi et al., 2005). Overal waar deze vogels in gevangenschap gehouden worden, heeft men ook met deze ziekte te kampen (Bert et al., 2005). Eigenlijk zijn alle populaire papegaaiachtigen die in gevangenschap gehouden worden vatbaar voor infectie, maar Kaketoe‟s en Agaporniden zijn speciaal gevoelig (Cross, 1996). 3.2.2. Distributie Door intensieve export van papegaaien kan men het PBFDV nu in alle continenten vinden, zowel bij de wildlevende als de vogels in gevangenschap (Bert et al., 2005; Woods en Latimer, 2008). De hoogste prevalentie is te vinden bij de species afkomstig van de Oude Wereld. Nieuwe Wereld species worden minder vaak aangetast (Woods en Latimer, 2008). Naast de export verantwoordelijk te stellen voor de wereldwijde verspreiding van het virus kan het ook zijn dat de dierenklinieken, broedcentra, enz. verantwoordelijk zijn voor de circulatie en de transmissie van het virus. Het zijn dus niet alleen de dieren afkomstig van gebieden waar het circovirus veel voorkomt, maar ook de dieren die leven in gevangenschap die een bron van infectie zijn (Bert et al., 2005). 3.2.3. Beïnvloedende factoren De incidentie van de ziekte stijgt wanneer de vogels eveneens besmet zijn met andere ziekten zoals Chlamydia en Reovirus (Clubb en Rosskopf, 1996). Een belangrijke factor is het broedseizoen. Verschillende kwekers stellen een stijgende incidentie van PBFD vast naarmate het broedseizoen vordert en naarmate het aantal legsels per vogel toeneemt (Gerlach, 1986). Dit zou te maken hebben met het optreden van stress bij de vogels en de aanwezigheid van veel jonge gevoelige vogels (Ritchie en Carter, 1995). Waarschijnlijk speelt het regelmatig reinigen, de hygiëne van de nesten en het bestrijden van mijten en luizen ook een rol (Gerlach, 1986). Het virus vertoont geen geslachtspredispositie (Rahaus en Wolff, 2003). 3.3. PATHOGENESE 3.3.1. Infectieroute Over de pathogenese van PBFD is nog weinig geweten (Raidal et al., 1993). Wel is zeker dat het virus een tropisme voor de lymfoïde organen en voor de epithelia vertoont. Na opname van het virus door de gastheer zal het zich hematogeen verspreiden (Paré en Robert, 2007). Er treedt vermenigvuldiging op in de Bursa Fabricii, in het lymfoïd weefsel van het gastro-intestinaal stelsel, de lever, de thymus, het folliculair epitheel van de huid en waarschijnlijk nog andere weefsels (Phalen, 1994; Schmidt et al, 2003). Het virus moet wegens een klein genoom beroep doen op de cellulaire enzymen om zich te kunnen repliceren. De replicatie vindt plaats in de nucleus van snel delende cellen, ondermeer de darm, het lymfoïd weefsel en het folliculair epitheel, waar het intranucleaire inclusies vormt (Woods en Latimer, 2008). Door vermeerdering in het folliculair
5
epitheel van de huid ontstaan er vederafwijkingen (Paré en Robert, 2007). Het vermenigvuldigen in de thymus en Bursa Fabricii zorgt wellicht voor een immunosuppressie (Heath et al, 2004). Er wordt namelijk vaak gezien dat vogels onderhevig aan een onderdrukte immuniteit bezwijken aan secundaire infecties zoals gelokaliseerde bacteriële en virale infecties, peritonitis, Chlamydiosis, mycotische ventriculitis, Aspergillosis, Mycobacteriosis en Cryptosporidiosis (Latimer et al., 1990; Ritchie en Carter, 1995). De pathogeniciteit van het virus is afhankelijk van de leeftijd van de vogel op het tijdstip van infectie, de natuurlijke weerstand van het individu, van de vogelspecies en van de stam van het virus (Phalen, 1994). Niet alle vogels gaan ten onder aan deze ziekte (Paré en Robert, 2007). Een extreem geval vond men in Australië: de vogel in kwestie leefde 30 jaar lang met PBFD (Schmidt, 1996). De aangetaste vogels kunnen dus volledig herstellen of asymptomatische dragers worden (Thomas et al., 2007). Deze vogels kunnen echter hervallen wanneer
het
immuunsysteem
onder
druk
staat.
Meestal
zullen
de
vogels
met
vederabnormaliteiten toch sterven en dit vaak binnen de vier jaar (Schmidt, 1996). Bij Nieuwe Wereld species wordt er vaker volledig herstel vastgesteld (Ritchie en Carter, 1995). 3.3.2. Transmissie 3.3.2.1. Horizontaal Het aangetaste dier scheidt het virus uit in feces, vederstof, huidschilfers en kropsecreten (Phalen, 1994; Ritchie et al., 1997; Paré en Robert, 2007). Besmetting gebeurt dus via inhalatie van virale partikels onder de vorm van een aerosol, door orale opname van gecontamineerd materiaal of door cloacale opname (Axelson, 1997; Paré en Robert et al., 2007). Neonaten kunnen onmiddellijk na de geboorte geïnfecteerd worden wanneer het ei-oppervlak bevuild is met besmette feces. Kuikens en jonge vogels worden hoofdzakelijk geïnfecteerd tijdens het voederen, namelijk wanneer het besmette ouderdier het voeder regurgiteert (Schmidt, 1996). Het vederstof en de feces zijn verantwoordelijk voor enorme contaminatie van de omgeving, vooral bij vogels in gevangenschap (Paré en Robert et al., 2007). 3.3.2.2. Verticaal Het virus kan verticaal worden doorgegeven. Dit wordt aangetoond met het volgende experiment: de eieren van een PBFD-positieve Naaktoogkaketoe (Cacatua sanguinea) worden weggenomen van de hen. De kuikens worden apart van het moederdier opgekweekt. Na verloop van tijd vertonen deze kuikens de klinische symptomen van PBFD (Ritchie et al., 1997; Paré en Robert, 2007). Ondersteuning van dit experiment wordt gegeven door detectie van het virus in het mannelijk en vrouwelijk gonadaal weefsel (Gaskin, 1996). De verticale transmissieroute speelt waarschijnlijk een ondergeschikte rol in vergelijking met de horizontale transmissie (Clubb en Rosskopf, 1996). 3.3.3. Incubatieperiode De minimum incubatieperiode is 21 tot 25 dagen (Ritchie et al., 1997). Wanneer vogels echter op jong volwassen leeftijd worden besmet, kan de incubatieperiode maanden duren. Zelfs een incubatieperiode van jaren is geen uitzondering (Phalen, 1994; Ritchie et al., 1997). Zo zijn er vogels gemeld die hun eerste ziektesymptomen vertonen op een leeftijd van vier - vijf tot zelfs tien à twintig jaar. Men spreekt van een verlengde incubatieperiode. Normaalgezien zullen volwassen vogels na besmetting een kortstondige viraemie vertonen tegenover het virus, maar blijven ze klinisch normaal (Ritchie en Carter, 1995). Soms echter treedt er een latente infectie op (Woods en Latimer, 2008). Deze vogels zien er na infectie normaal uit, maar wanneer er een andere ziekte (bv. Chlamydia of Reovirus) het afweersysteem belaagt, kan het PBFDV doorbreken
6
(Rosskopf en Woerpel, 1996). Anderzijds bestaat de mogelijkheid dat oudere naïeve vogels geïnfecteerd kunnen worden, met de daaropvolgende klinische symptomen (Woods en Latimer, 2008). Bij jonge vogels is de incubatieperiode dus korter dan bij volwassen individuen (Ritchie en Carter, 1995). 3.4. KLINIEK 3.4.1. Symptomen Het ziekteverloop kan drie vormen aannemen. Het dier vertoont ofwel een peracuut, acuut of chronisch ziekteverloop (Rupley, 1997). De peracute vorm, komt voor bij neonaten. Deze vorm wordt gekarakteriseerd door anemie, leukopenie en sterfte (Ha et al., 2009). De aangetaste vogels kunnen ook kropstase, enteritis, pneumonie, depressie en gewichtsverlies vertonen (Ritchie et al., 1997; Rupley, 1997). Vooral bij Kaketoe‟s en de Grijze Roodstaart (Psittacus erithacus) komt deze vorm veel voor (Ritchie en Carter, 1995). De aangetaste dieren sterven vrij plots, vooraleer er vederafwijkingen optreden en hierdoor wordt de diagnose vaak gemist (Ritchie en Carter, 1995; Ritchie et al., 1997). Fig. 4: Grote Geelkuifkaketoe (Cacatua galerita) met progressief vederverlies (uit Raidal et al., 2005)
De acute vorm wordt in Australië vaak “French Molt” genoemd (Franse rui). Deze aandoening verschilt echter van de abnormale rui die men met deze term bedoelt in andere landen (Gerlach, 1986). Het zijn vooral de nestjongen en juveniele
vogels
die
deze
vorm
vertonen
en
de
vederveranderingen worden pas duidelijk na het optreden van de eerste rui, tijdens de eerste vedervorming (Ritchie et al., 1997). Deze vederveranderingen houden in: necrose, bloeding in de vederpulpa, breken, plooien van de veren en het prematuur uitbuizen van de veren (Ritchie et al., 1997; Rupley, 1997). Soms vertonen slechts enkele veren deze dystrofische veranderingen (Rupley, 1997). De dieren kunnen verder nog depressie vertonen, groene diarree en kropstase. Ze kunnen sterven binnen één of twee weken (Ritchie en Carter, 1995; Rupley, 1997; Doneley, 2003). Het chronisch ziekteverloop wordt gekenmerkt door een progressieve aantasting van de veren (Ritchie et al., 1997). Wanneer de rui optreedt worden de normale veren geleidelijk vervangen door dystrofische veren (Raidal, 1995). Deze vorm komt voor bij vogels die de acute fase overleven (Ritchie en Carter, 1995). De veren vertonen bloedingen in de pulpaholte (zie figuur 5), retentie van de vederschachten, gebroken veren en constricties (Wylie en Pass, 1987; Rupley, 1987). Ze zijn vervormd, kort, knotsvormig en gekruld (Ritchie et al., 1990; Rupley, 1997). Deze dystrofische veranderingen zijn progressief en als de vogel lang genoeg leeft kan de vogel kaal worden door inactiviteit van de vederfollikel (zie figuur 4) (Rupley, 1997). Het patroon van vederdystrofie is afhankelijk van het stadium van de rui waarin de vogel zich bevindt wanneer de ziekte voor Fig. 5: Bloed in de pulpaholte van de aangetaste veren van een Grijze Roodstaart (Psittacus erithacus) (foto: Ellen Uittenbogaard)
het eerst begon (Raidal, 1995). Vaak
zijn de
poederdonsveren het eerst aangetast omdat deze
7
veren bijna continu doorgroeien (Raidal, 1995; Hoefer, 1997). Bij de Kaketoe zal de anders dof uitziende bek hierdoor beginnen glanzen. Het dier zal er dof uit gaan zien en vervolgens worden de contourveren en daarna de primaire en secundaire staart-
en
borstveren aangetast (Raidal, 1995; Rupley, 1997). Bij sommige species treden er kleurveranderingen op, bv. bij de Grijze Roodstaart zal grijs rood worden (Rupley, 1997). Bij andere vogels zullen groene veren geel worden, blauw wordt wit en voor de rest lijken de veren normaal (Raidal, 1995; Doneley, 2003). Soms kunnen de snavel en de mondholte worden aangetast. Dit komt vooral voor bij de Kaketoe en treedt meestal op nadat er al redelijk wat veren verloren zijn (Gerlach, 2000; Doneley, 2003). Het omgekeerde is ook mogelijk (Olsen, 2000). Er treedt deformatie van de snavel op (Rahaus en Wolff, 2003). De snavel vertoont hyperkeratosis, kan abnormaal zacht worden en vertoont een progressieve verlenging (Raidal,
Fig. 6: Necrose op de verbinding van de rhinotheca met de orale mucosa (uit Phalen, 1994)
1995; Olsen, 2003). Dit laatste is het resultaat van een degeneratie van de epidermis en het stratum corneum (Olsen, 2003). Er kunnen longitudinale of transversale breuken ontstaan. Necrose van de mondmucosa (zie figuur 6) kan optreden en er ontstaat osteomyelitis. Dit kan ervoor zorgen dat de bek wordt afgeworpen (Raidal, 1995; Olsen, 2003). Het virus kan de extremiteiten ook aantasten. De huid is hyperkeratotisch en ziet er schilferachtig, verdikt en vochtig uit. Huid dat is blootgesteld aan de zon kan er donker gepigmenteerd gaan uitzien. Er kunnen chronische huidulcers ontstaan bv. aan de ellebogen (Raidal, 1995). Deformatie, fracturen, necrosis en afwerpen van de nagels komt occasioneel voor en dan vooral bij de Kaketoe (Raidal, 1995; Rupley, 1997). 3.4.2. Letsels 3.4.2.1. Macroscopische letsels De uitwendig zichtbare letsels werden besproken in het hoofdstuk van de symptomen. Bij de peracute vorm, waar geen vederdystrofie wordt aangetroffen, kunnen we een septicemiebeeld aantreffen (Paré en Robert, 2007). De inwendige laesies die gezien worden zijn afhankelijk van het type secundaire infectie en van de leeftijd van de getroffen vogel (Ritchie et al., 1997). De thymus en Bursa Fabricii kunnen op autopsie geatrofieerd zijn (Raidal, 1995). Men treft dit vooral aan bij jonge vogels. Bij volwassen dieren vindt men vaak een kleine milt (Ritchie en Carter, 1995). 3.4.2.2. Microscopische letsels Men treft necrose aan van de epitheliale cellen, in de epidermis en in het germinaal epitheel van de snavel (Ritchie et al., 1990; Schmidt, 1996). In de inflammatoire reactie zijn vooral lymfocyten, macrofagen en heterofielen betrokken (Schmidt, 1996; Woods en Latimer, 2008). De meest aangetaste cellen zijn te vinden in de intermediaire laag van de vederfollikel. Hier vindt het grootste deel van de keratineproductie plaats. Deze verstoring in keratineproductie kan misschien de klinische tekenen zoals vederverlies verklaren (Trinkhaus et al., 1998). Er kan een dermatitis aangetroffen worden die vaak ernstiger is bij Lovebirds (Ritchie en Carter, 1995). Het lymfoïd
8
weefsel wordt vaak aangetast. Dit kan leiden tot lymfocellulaire necrose. Men treft dan virale inclusies aan in de macrofagen van de milt, het bursaal folliculair epitheel, het BALT (bronchus associated lymphoid tissue) en het GALT (gut associated lymphoid tissue) (Woods en Latimer, 2008). Inclusielichaampjes zijn zeer karakteristiek voor PBFD (Raidal, 1995). Ze worden intranucleair aangetroffen in de epitheliale cellen van de epidermis of ze kunnen zich intracytoplasmatisch bevinden, in macrofagen in het epitheel van de vederpulpa (Schmidt, 1996). Gelijkaardige inclusielichaampjes kunnen zich ook extracutaan bevinden, namelijk in de oesophagus, de bek, de thymus, de Bursa Fabricii en de Kupffercellen van de lever (zie figuur 1) (Raidal, 1995; Trinkhaus et al., 1998). Karakteristiek bij een PBFDV besmetting is dat de aangetaste
cellen
morfologische
veranderingen
vertonen
(chromatine
condensatie,
vacuolevorming in het cytoplasma en condensatie van het cytoplasma) die eveneens voorkomen bij apoptosis. Deze apoptotische lichaampjes zorgen waarschijnlijk voor het verspreiden van het virus van cel naar cel (Trinkhaus et al., 1998). Elektronenmicroscopisch zijn de virale partikels als parakristallen in rijen vast te stellen. Ze bevinden zich in de inclusielichaampjes in de macrofagen en de epitheliale cellen (Ritchie et al., 1990). 3.5. PROGNOSE Sommige vogels kunnen herstellen van de ziekte en dit wordt geassocieerd met seroconversie. De meeste vogels zullen echter bezwijken aan de ziekte (Cross, 1996). Sterfte kan één à twee weken na het ontstaan van de klinische symptomen optreden (Raidal, 1995). Sommige vogels kunnen ongeveer zes maanden overleven, hetgeen nog verlengd kan worden door een ondersteunende behandeling. De meeste vogels met vederabnormaliteiten zullen uiteindelijk sterven (Cross, 1996). De meeste sterftes zijn te wijten aan secundaire infecties (Woods en Latimer, 2008). 3.6. IMMUNITEIT 3.6.1. Actieve immuniteit Vogels die een actieve infectie doormaken vertonen een lage antistoffentiter, terwijl klinisch normale vogels die werden blootgesteld aan het PBFDV een hoge antistoffentiter hebben (Woods en Latimer, 2008). Deze antistoffen verhinderen dus het ontstaan van een klinische ziekte bij de gastheer (Ritchie en Carter, 1995). 3.6.2. Passieve immuniteit Het moederdier kan antistoffen doorgeven aan de kuikens, die hen kan beschermen wanneer ze in contact komen met het PBFDV (Woods en Carter, 2008). Dit werd aangetoond door een experiment waarbij gevaccineerde en niet-gevaccineerde moederdieren werden blootgesteld aan het virus. De kuikens van de niet-gevaccineerde groep ontwikkelden klinische en histologische letsels, terwijl de kuikens van de gevaccineerde moederdieren beschermd waren (Ritchie et al., 1992). 3.7. DIAGNOSE Iedere vogel met progressief vederverlies is verdacht voor PBFD. Daar staat tegenover dat ook vogels met normale veren PBFD-positief kunnen zijn. Macroscopisch onderzoek van de veren alleen volstaat dus niet (Ritchie en Carter, 1995). In eerste instantie kan men histologisch onderzoek verrichten op geplukte veren of op de vederfollikels in huidbiopten (Phalen, 1994). Voor de staalnamen neemt men best aangetaste veren (Axelson, 1997). Het vermoeden van PBFD kan
9
bevestigd worden door histologisch onderzoek. Na HE-kleuring van de preparaten kunnen de intracytoplasmatische inclusielichaampjes in de macrofagen en epidermale cellen herkend worden (Burr, 1987; Hoefer, 1997). Histologische diagnose is echter niet praktisch wanneer men zeer veel vogels moet testen (Phalen, 1994). Een andere methode is het aantonen van de inclusielichaampjes met elektronenmicroscopie. De virale partikels zijn makkelijk herkenbaar omdat ze parakristallen vormen, gerangschikt in rijen (Sanada et al., 1999). De beste methode echter, ook om latente en vroege infecties te detecteren is PCR. Deze test wordt uitgevoerd op bloed, vederpulp, stukjes aangetast weefsel en cloacale swabs (Hess et al., 2004; Koski, 2002). De PCR herkent een fragment van het viraal genoom dat voor alle PBFD-isolaten hetzelfde is, dus een universele PCR is bruikbaar voor de verschillende isolaten (Ypelaar et al., 1999). Differentiaaldiagnostisch is PCR een interessant gegeven omdat men hiermee onderscheid kan maken tussen bijvoorbeeld PBFDV en Polyomavirus, dat ook vederafwijkingen veroorzaakt (Rupley, 1997; Ogawa et al., 2005). Met kwantitatieve PCR (qPCR) kan men zelfs een idee krijgen over de hoeveelheid genetisch materiaal in een staal (Shearer et al., 2009). Een positieve test bij een vogel met vederafwijkingen betekent dat de vogel een actieve infectie doormaakt. Een positieve test bij een vogel zonder vederafwijkingen wil zeggen dat het dier in contact is geweest met het PBFDV of dat het dier een latente drager is van het virus (Ritchie en Carter, 1995). Wanneer men zo‟n vogel na 90 dagen hertest en de uitslag is positief, dan wil dit zeggen dat het dier inderdaad een latente drager is. Is de uitslag echter negatief, dan heeft de vogel het virus waarschijnlijk geëlimineerd (Rupley, 1997). Antigendetectie kan door middel van hemagglutinatie en is gebaseerd op de capaciteit van het virus om erythrocyten te hemagglutineren (Sanada en Sanada, 2000). Hemagglutinatie inhibitie daarentegen zal antistoffen gericht tegen het virus detecteren (Raidal, 2004). Deze test geeft echter geen informatie over een subklinische infectie. Antistoffen kunnen laag zijn bij vogels die nog niet zijn blootgesteld aan het virus of vogels die een klinische infectie doormaken (Ritchie en Carter, 1995; Phalen, 2001). Verder worden er nog andere diagnostische technieken beschreven zoals immunohistochemie, veder immuunassay, blocking ELISA, DNA hybridizatie (zie figuur 2) (Ramis et al., 1994; Raidal, 2004; Shearer et al., 2009). 3.8. DIFFERENTIAAL DIAGNOSE Men moet onderscheid maken met vederpikken (Axelson, 1987). Dit heet psychogene dermatose (Thomas et al., 2007) Wanneer er zich ook aangetaste veren bevinden op het hoofd van de vogel en/of de bek is aangetast, gaat het om PBFD (Axelson, 1987). Budgerigar short tail disease is een ziekte die voorkomt bij parkieten en verward kan worden met acute PBFD. Deze ziekte loopt niet fataal af en kan uiteindelijk aanleiding geven tot korte staartpennen. In de vederfollikels ontstaan er meerdere schachten en de veren kunnen onder de huid groeien. Hierdoor ontstaat automutilatie (Gerlach, 1987). Het Polyomavirus geeft dezelfde vederlesies maar is meestal na twee ruiperiodes opgelost, in tegenstelling tot PBFD, dat progressief verloopt. Het Polyomavirus heeft een voorkeur voor de kernen van endotheliale cellen, hepatocyten en renale tubulicellen (Ritchie en Carter, 1995). Men moet er echter rekening mee houden dat het Polyomavirus simultaan met PBFD kan voorkomen (Paré en Robert, 2007). Chlamydia, Mycoplasma, mycobacteria, Papovavirus en andere infectieuze agentia kunnen resulteren in vederfolliculitis, leidend tot vederdystrofie. Een nutritioneel,
endocrien of metabool probleem en reactie op
bepaalde medicijnen zoals penicilline en cephalosporines kan eveneens leiden tot vederdystrofie die ook zichtbaar is bij PBFD (Gerlach, 1987; Ritchie en Carter, 1995; Woods en Latimer, 2008). Eigenlijk kan iedere aandoening die de bloedtoevoer naar de zich ontwikkelende veer onderbreekt aanleiding geven tot dezelfde vederafwijkingen (Ritchie en Carter, 1995).
10
3.9. BEHANDELING Voorlopig is er nog geen behandeling beschikbaar voor PBFD (Koski, 2002; Woods en Latimer, 2008). Aangezien de meeste vogels sterven aan secundaire infecties kan het nuttig zijn om de dieren hiervoor te behandelen (Woods en Latimer, 2008). Men kan de dieren best rustig houden, vitamines en calcium geven en de snavel voorzichtig bijsnijden, dus een ondersteunende behandeling geven (Gabrisch en Zwart, 2001; Paré en Robert, 2007). Bestrijding van parasieten en een verhoogde omgevingshygiëne zijn geen overbodige luxe (Axelson, 1997). Enkele producten hebben enig resultaat. Een voorbeeld hiervan is gamma-interferon afkomstig van kippen. Tien Grijze Roodstaarten met ernstige leukopenie werden hiermee behandeld. Na 180 dagen zag men een significante stijging in het aantal leucocyten en na week 30 testen bloed- en vederstalen negatief voor circovirus met PCR. Hoewel de resultaten veelbelovend zijn, is deze behandeling te duur in vergelijking met de prijs voor de aanschaf van een nieuwe vogel (Stanford, 2004). Andere producten zoals immunostimulerende, antivirale middelen en plantenextracten kunnen een positieve invloed hebben op de vederconditie en de mentale toestand van de vogel. Deze producten kunnen het virus echter niet uit het bloed verwijderen (Ritchie en Carter, 1995). Wanneer de toestand van de vogel te vergevorderd is (vooral de snavel- en nagellesies zijn zeer pijnlijk), is euthanasie de beste oplossing (Axelson, 1997; Ritchie et al., 1997). 3.10. PREVENTIE EN CONTROLE 3.10.1. Preventie Regelmatig reinigen, desinfecteren van de omgeving en ectoparasietenbestrijding zijn belangrijk in de preventie van PBFD (Burr, 1987). Het PFDV heeft geen envelop en is dus resistent in de omgeving en tegen de meeste desinfectantia (Clubb en Rosskopf, 1996). Waarschijnlijk is PBFDV even omgevingsresistent als CAV en PCV, zodus zou verwarming aan 80°C, beta-propriolactone, glutaaraldehyde, jood en natriumhypochloriet er eveneens werkzaam tegen moeten zijn (Paré en Robert, 2007). Ook het onderbreken van de kweek en het niet kweken met hele jonge, zeer oude vogels of aangetaste vogels wordt aangeraden (Burr, 1987; Axelson, 1997). Vaccinatie kan nuttig zijn in de preventie van zowel groepen als individuele vogels (Raidal et al., 1993; Raidal, 2004). De vaccinatie zal niet beschermen tegen een infectie maar wel tegen de klinische tekenen van de ziekte (Woods en Latimer, 2008). Het vaccin is afkomstig van vederhomogenaten van aangetaste vogels omdat men er tot op heden nog niet in geslaagd is het virus in vitro te kweken (Raidal, 2004). 3.10.2. Controle Bij de aanschaf wordt de vogel best gescreend op PBFD. Deze test wordt nog eens herhaald na 30 dagen om de vogel de kans te geven om viraemisch te worden. Dit is enkel nuttig indien alle andere vogels getest zijn (Phalen, 1996). Positief testende vogels moeten uit de volière worden verwijderd (Rupley, 1997). Ook moet men erop letten geen naïeve vogels te plaatsen in een besmette omgeving (Ritchie et al., 1997). 4. CONCLUSIE De vogel in kwestie valt net binnen de leeftijdscategorie van de meest aangetaste vogels (Schmidt et al, 2003; Woods en Latimer, 2008). Het is een Witkuifkaketoe. Kaketoe‟s zijn het meest gevoelig van alle Psittaciformen (Koski, 2002). De snavel van de vogel was aangetast. Toch at de
11
vogel normaal. Men ziet nogal vaak dat de dieren dan anorectisch worden (Ritchie en Carter, 1995). De Kaketoe werd door de ouders gevoed tot de volwassen leeftijd en dan verder opgevoed door de kweker. Alhoewel de ouders zelf nooit vederafwijkingen vertoonden en verder geen nakomelingen voortbrachten die tekenen van PBFD vertoonden, kan de Kaketoe besmet geworden zijn door het regurgiteren van voedsel (Rosskopf en Woerpel, 1996). Een andere mogelijkheid is dat de vogel besmet is geworden door een andere besmette vogel van de kweker via inhalatie van virale partikels (Hoefer, 1997; Thomas, 2007). De klinische symptomen stemmen overeen met hetgeen in de literatuur te vinden is, namelijk abnormale veren en snaveldeformatie (Ritchie et al., 1997; Rahaus en Wolff, 2003). Waarschijnlijk had de vogel de chronische ziektevorm aangezien het vederverlies al over gans het lichaam aan te treffen was (Rupley, 1997). De anemie is echter een kenmerk van de peracute fase, maar de leeftijd van de vogel spreekt dit dan weer tegen (Ha et al., 2009). De milde monocytose is een niet-specifieke bevinding dat zowel bij acute als chronische ziektes is aan te treffen (Werther et al., 1998). De bevindingen op radiografie dragen niet bij tot het stellen van de diagnose want in de literatuur wordt nergens melding gemaakt van radiografie als diagnostische tool voor PBFD. Bij de inflammatoire reactie zijn er vaak heterofielen betrokken. Deze werden op de HE-kleuring aangetroffen (Schmidt, 1996; Woods en Latimer, 2008). Ook de necrose van de epitheelcellen is kenmerkend voor PBFD (Ritchie
et
al.,
1990;
Schmidt,
1996).
Verder
werden
nog
de
zeer
karakteristieke
inclusielichaampjes aangetroffen (Raidal, 1995). Door al deze voorgaande gegevens werd het vermoeden van PBFD nog eens ondersteund. Een echte bevestiging wordt verkregen door de positieve in situ hybridisatie test. Het voorkomen van het viraal DNA in zo veel verschillende organen wijst wellicht op een systemische infectie. De trematoden in de pancreas zijn waarschijnlijk te wijten aan de immunosupressie ontstaan door de PBFD want dit is een ongewone bevinding bij vogels in gevangenschap (Werther et al., 1998).
12
5. LITERATUURLIJST 1. 2. 3.
4. 5.
6. 7. 8. 9. 10. 11.
12.
13.
14.
15.
16. 17.
18.
19. 20. 21. 22.
23. 24.
25. 26.
Axelson R.D. (1997). Avian Dermatology. In: Hoefer H.L. (editor) Practical Avian Medicine, Veterinary Learning Systems, New Jersey, p. 192-193. Bassami M.R., Ypelaar I., Berryman D., Wilcox G.E., Raidal S.R. (2001). Genetic Diversity of Beak and Feather Disease Virus Detected in Psittacine Species in Australia. Virology 279, 392-400. Bert E., Tomassone L., Peccati C., Navarrete M.G., Sola S.C. (2005). Detection of Beak and Feather Disease Virus (BFDV) and Avian Polyomavirus (APV) DNA in Psittacine Birds in Italy. Journal of Veterinary Medicine B 52, 64-68. Burr E. (1987). Diseases of the Avian Integument. In: Companion Bird Medicine. Iowa State University Press, Iowa, p. 46-48. Clubb S.L., Rosskopf W.J. (1996). History of Importation of Birds into the United States. In: Rosskopf W.J., Woerpel R.W. (editors) Diseases of Cage and Aviary Birds. William en Wilkins, London, p. 904906. Cross G. (1996). Avian Viral Diseases. In: Rosskopf W.J., Woerpel R.W. (editors) Diseases of Cage and Aviary Birds. William en Wilkins, London, p. 548-550. Doneley R.J.T. (2003). Acute Beak and Feather Disease in juvenile African Grey parrots-an uncommon presentation of a common disease. Australian Veterinary Journal 81, 206-207. Gabrisch K., Zwart P. (2001). Wellensittiche. In: Krankheiten der Heimtiere. 5. Aufl. Schlütersche GmbH & Co, Hannover, p. 448. Gaskin J.M. (1996). Serology of Psittacine Birds. In: Rosskopf W.J., Woerpel R.W. (editors) Diseases of Cage and Aviary Birds. William en Wilkins, London, p. 821-826. Gerlach H. (1986). Viral Diseases. In: Harrison G.J., Harrison L.R. (editors) Clinical Avian Medicine and Surgery. W.B. Saunders Company, London, p. 408-432. Ha H.J., Alley M.R., Cahill J.I., Howe L., Gartrell B.D. (2009). The prevalence of psittacine beak and feather disease virus infection in native parrots in New Zealand. New Zealand Veterinary Journal 57, 5052. Heath L., Martin D.P., Warburton L., Perrin M., Horsfield W., Kingsley C., Rybicki E.P., Williamson A. (2004). Evidence of Unique Genotypes of Beak and Feather Disease Virus in Southern Africa. Journal of Virology 78, 9277-9284. Hess M., Scope A., Heincz U. (2004). Comparative sensitivity of polymerase chain reaction diagnosis of psittacine beak and feather disease on feather samples, cloacal swabs and blood from budgerigars (Melopsittacus undulates, Shaw 18005). Avian Pathology 33, 477-481. Khalesi B., Bonne N., Stewart M., Sharp M., Raidal S. (2005). A comparison of haemagglutination, haemagglutination inhibition and PCR for the detection of psittacine beak and feather disease virus infection and a comparision of isolates obtained from loriids. Journal of General Virology 86, 3039-3046. Kiatipattanasakul-Banlunara W., Tantileartcharoen R., Katayama K;, Suzuki K., Lekdumrogsak T., Nakayama H., Doi K. (2002). Psittacine Beak and Feather Disease in Three Captive Sulphur-Crested Cockatoos (Cacatua galerita) in Thailand. The Journal of Veterinary Medical Science 64, 527-529. Koski M.A. (2002). Dermatologic Diseases in Psittacine Birds: An Investigational Approach. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 11, 105-124. Latimer K.S., Rakich P.M., Kircher I.M., Ritchie B.W., Niagro F.D., Steffens III W.L., Lukert P.D. (1990). Extracutaneous viral inclusions in psittacine beak and feather disease. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation 2, 204-207. Ogawa H., Yamaguchi T., Fukushi H. (2005). Duplex Shuttle PCR for Differential Diagnosis of Budgerigar Fledgling Disease and Psittacine Beak and Feather Disease. Microbiology and Immunology 49, 227-237. Olsen G.H. (2000). Problems of the Bill and Oropharynx. In: Olsen G.H., Orosz S.E. (editors) Manual of Avian Medicine, Mosby, Missouri, p. 359-364. Olsen G.H. (2003). Oral biology and beak disorders of birds. Veterinary Clinics of North America: Exotic Animal Practice 6, 505-521. Paré J.A., Robert N. (2007). Circovirus. In : Thomas N.J., Hunter D.B., Atkinson C.T. (editors) Infectious Diseases of Wild Birds, Blackwell Publishing, Oxford, p. 194-199. Phalen D.N. (1994). Implications of Viruses in Clinical Disorders. In: Ritchie B.W., Harrison G.J., Harrison L.R. (editors) Avian Medicine: Principles and Application, Wingers Publishing, Florida, p. 721727. Phalen D.N. (2001). The Use of Serologic Assays in Avian Medicine. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 10, 77-89. Rahaus M., Wolff M.H. (2003). Psittacine Beak and Feather Disease: a First Survey of the Distribution of Beak and Feather Disease Virus Inside the Population of Captive Psittacine Birds in Germany. Journal of Veterinary Medicine B 50, 368-371. Raidal S.R., Bonne N.J., Stewart M. (2005). Development of Recombinant Proteins as a Candidate Vaccine for Psittacine Beak and Feather Disease. Murdoch University, Perth, Western Australia, p. 1-14. Raidal S.R., Firth G.A., Cross G.M. (1993). Vaccination and challenge studies with psittacine beak and feather disease virus. Australian Veterinary Journal 70, 437-441.
13
27. Raidal S.R., Cross G.M. (1994). The haemagglutination spectrum of psittacine beak and feather disease virus. Avian Pathology 23, 621-630. 28. Raidal S.R. (1995). Viral Skin Diseases of Birds. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine 4, 72-82. 29. Ramis A., Latimer K.S., Niagro F.D., Campagnoli R.P., Ritchie B.W., Pesti D. (1994). Diagnosis of psittacine beak and feather disease (PBFD) viral infection, avian polyomavirus infection, adenovirus infection and herpesvirus infection in psittacine tissues using DNA in situ hybridization. Avian Pathology 23, 643-657. 30. Reed H.H. (2000). Circovirus in Lorikeets. Point Defiance Zoo & Aquarium, Tacoma Washington. Presented at the American Association of Zoo Veterenarians & International Association For Aquatic Animal Medicine. New Orleans, Louisiana-September 17-21. Internetreferentie: http://www.geocities.com/calliefeather/hollyspeech.html 31. Ritchie B.W., Carter K. (1995). Avian Viruses, Function and Control. Wingers Publishing, Florida, p. 52,56,57, 223-251. 32. Ritchie B.W., Harrison G.J., Harrison L.R. (1997). Avian Medicine: Principles and Application. Wingers Publishing, Florida, p. 489-494. 33. Ritchie B.W., Niagro F.D., Latimer K.S., Lukert P.D., Steffens W., Rakich P.M., Pritchard N. (1990). Ultrastructural, Protein Composition and Antigenic Comparison of Psittacine Beak and Feather Disease Virus Purified from Four Genera of Psittacine Birds. Journal of Wildlife Diseases 26, 196-203. 34. Ritchie B.W., Niagro F.D., Latimer K.S., Steffens W.L., Pesti D., Aron L., Lukert P. (1992). Production and characterization of monoclonal antibodies to psittacine beak and feather disease virus. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation 4, 13-18. 35. Ritchie B.W., Niagro F.D., Latimer K.S., Steffens W.L., Pesti D., Campagnoli R.P., Lukert P.D. (1992). Antibody response to and maternal immunity from an experimental psittacine beak and feather disease vaccine. American Journal of Veterinary Research 53, 1512-1518. 36. Rupley A.E. (1997). Manual of Avian Practice, W.B. Saunders Company, London, p. 281-283. 37. Sanada N., Sanada Y. (2000). The Sensitivities of Various Erythrocytes in a Haemagglutination Assay for the Detection of Psittacine Beak and Feather Disease Virus. Journal of Veterinary Medicine B 47, 441-443. 38. Sanada Y., Sanada N., Kubo M. (1999). Electron Microscopical Observations of Psittacine Beak and Feather Disease in an Umbrella Cockatoo (Cacatua alba). 39. Shearer P.L., Sharp M., Bonne N., Clark P., Raidal S. (2009). A blocking ELISA for the detection of antibodies to psittacine beak and feather disease virus (BFDV). Journal of Virological Methods 158, 136140. 40. Shearer P.L., Sharp M., Bonne N., Clark P., Raidal S. (2009). A quantative, real-time polymerase chain reaction assay for beak and feather disease virus. Journal of Virological Methods 159, 98-104. 41. Schmidt R.E., Reavill D.R., Phalen D.N. (2003). Pathology of Pet and Aviary Birds, Iowa State Press, Iowa, p. 183-187. 42. Stanford M. (2004). Interferon Treatment of circovirus infection in grey parrots (Psittacus erithacus). Veterinary Record 154, 435-436. 43. Trinkhaus K., Wenisch S., Leiser R;, Gravendyck M., Kaleta E.F. (1998). Psittacine beak and feather disease infected cells show a pattern of apoptosis in psittacine skin. Avian Pathology 27, 555-561. e 44. Verhoeff E. (2006). Geïllustreerde Kooivogels en Volièrevogelsencyclopedie, 12 druk, Rebo, Lisse, pp. 208, 212. 45. Werther K., Durigon E.L., de Freitas Raso T., Latimer K.S., Campagnoli R.P. (1998). Proceedings of International Virtual Conferences in Veterinary Medicine : Diseases of Psittacine Birds. Internetreferentie: http://www.vet.uga.edu/vpp/ivcm/1998/werther/index.php 46. Woods L.W., Latimer K.S. (2008). Circovirus Infection of Pigeons and Other Avian Species. In: Diseases th of Poultry, 12 edition, Blackwell Publishing, Iowa, p. 236-249. 47. Woods L.W., Latimer K.S., Niagro F.D., Riddell C., Crowley A.M., Anderson M.L., Daft B.M., Moore J.D., Campagnoli R.P., Nordhausen R.W. (1994). A retrospective study of circovirus infection in pigeons: nine cases (1986-1993). Journal of Veterinary Diagnostic Investigation 6, 156-164. 48. Wylie S.L., Pass D.A. (1987). Experimental Reproductions of Psittacine Beak and Feather Disease/French Moult. Avian Pathology 16, 269-281. 49. Ypelaar I., Bassami M.R., Wilcox G.E., Raidal S.R. (1999). A universal polymerase chain reaction for the detection of psittacine beak and feather disease virus. Veterinary Microbiology 68, 141-148.
14
DANKWOORD Graag zou ik een paar personen willen bedanken voor de hulp bij het tot stand komen van dit werk. Vooreerst de vakgroep Morfologie omdat zij twee jaar geleden de fundamenten legden waarop kon worden verder gebouwd voor de werken die nog zouden volgen. Vervolgens wou ik mijn promotor Rebecca De Smet bedanken voor het probleemloze verloop van de begeleiding bij mijn masterproef. Hilde Verhaeghe en Inge Vander Beke voor de technische kant van de zaak. En dan vergeet ik waarschijnlijk nog een heleboel mensen.
15
UNIVERSITEIT GENT
FACULTEIT DIERGENEESKUNDE
Academiejaar 2009 – 2010
EEN GEVAL VAN POKKENDIFTERIE BIJ Gallus domesticus door Annelies MICHIELS
Casus in het kader Promotor : Prof. Dr. A. Martel
van de Masterproef
16
Inhoud SAMENVATTING 1. INLEIDING......................................................................................................................................... 2 2. CASE REPORT ................................................................................................................................ 3 2.2.1. Macroscopisch ................................................................................................................... 3 2.2.2. Microscopisch..................................................................................................................... 3 2.2.3. Morfologische diagnose .................................................................................................... 4 2.2.4. Diagnose ............................................................................................................................. 4 3. BESPREKING................................................................................................................................... 5 3.1. ETIOLOGISCH AGENS ........................................................................................................... 5 3.1.1. Taxonomische positie ....................................................................................................... 5 3.1.2. Morfologie ........................................................................................................................... 5 3.1.3. Chemische samenstelling van het virus ......................................................................... 6 3.1.4. Replicatie van het virus ..................................................................................................... 7 3.1.5. Virusisolatie en kweken van het virus ............................................................................ 8 3.1.6. Gevoeligheid aan fysische en chemische agentia ..................................................... 10 3.2. EPIDEMIOLOGIE ................................................................................................................... 10 3.2.1. Incidentie en distributie ................................................................................................... 10 3.2.2. Gastheren ......................................................................................................................... 11 3.2.3. Factoren die het optreden van de ziekte beïnvloeden ............................................... 11 3.3. LEVENSCYCLUS ................................................................................................................... 12 3.3.1. Vectoren en transmissie ................................................................................................. 12 3.3.2. Incubatieperiode .............................................................................................................. 13 3.3.3. Pathogenese .................................................................................................................... 13 3.4. KLINIEK .................................................................................................................................... 14 3.4.1. Morbiditeit ......................................................................................................................... 14 3.4.2. Mortaliteit........................................................................................................................... 14 3.4.3. Symptomen....................................................................................................................... 14 3.4.4. Letsels ............................................................................................................................... 18 3.5. IMMUNITEIT ............................................................................................................................ 19 3.6. DIFFERENTIAAL DIAGNOSE .............................................................................................. 19 3.7. DIAGNOSE .............................................................................................................................. 19 3.8. PREVENTIE EN CONTROLE............................................................................................... 21 17
3.9. BEHANDELING....................................................................................................................... 22 3.10. PROGNOSE .......................................................................................................................... 23 3.11. ECONOMISCH BELANG VAN DE ZIEKTE ..................................................................... 23 4. CONCLUSIE ................................................................................................................................... 25 6. LITERATUURLIJST ....................................................................................................................... 27
De auteur geeft de toelating deze studie voor consultatie beschikbaar te stellen voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van deze studie. Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze studie berust bij de promotor(en). Het oorspronkelijke auteursrecht van de individueel geciteerde studies en eventueel bijhorende documentatie, zoals tabellen en figuren, blijft daarbij gevrijwaard. De auteur en de promotor(en) zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze studie geciteerd en beschreven zijn.
18
SAMENVATTING Kippenpokken worden veroorzaakt door een virus, het Fowl pox virus (FPV) of Borreliota avium. Het is een dubbelstrengig DNA–virus. Het virus repliceert zich in het cytoplasma en vormt hierbij de Bollingerlichaampjes die pathognomonisch zijn voor de ziekte. Het is een resistent virus dat buiten het lichaam zeer lang kan overleven wegens een hoge weerstandig aan droogte. Deze eigenschap zorgt ervoor dat het virus jarenlang kan overleven in opgedroogde korsten. Het virus kent een wereldwijde distributie en komt vooral voor in de periodes met extensieve regenval dus wanneer er het meeste muggen zijn. Sinds de ontwikkeling van de broilerindustrie is het FPV–seizoen zich echter gaan uitbreiden. Het tast dus vooral hoenderachtigen aan, ongeacht geslacht, leeftijd en ras. Het virus vereist beschadiging van de huid voor de overdracht aangezien het niet kan vermeerderen in intacte epitheelcellen. De ziekte kan overgedragen worden wanneer dieren in contact komen met zieke dieren, besmette voorwerpen of via bloedzuigende insecten. Vooral deze laatsten vormen een zeer belangrijke schakel in de levenscyclus van het virus. Ook kan het dier geïnfecteerd worden via aerosol van viruspartikels. Deze overdracht kan zelfs plaatsvinden in afwezigheid van kwetsuren. Na binnendringen in het lichaam van de gastheer duurt het nog zo‟n vier à tien dagen vooraleer het dier de eerste ziektesymptomen vertoont. Het virus zal eerst lokaal vermenigvuldigen, vervolgens vindt er een primaire viraemie plaats, die eventueel gevolgd kan worden door een secundaire viraemie. De morbiditeit en mortaliteit variëren erg. Dieren die van een infectie herstellen, zullen over het algemeen immuun zijn tegen een volgende natuurlijke infectie met FPV. De ziekte kan zich uiten onder twee vormen: de cutane vorm en de difterie vorm. De eerste vorm uit zich door het verschijnen van proliferatieve huidlaesies op onbevederde delen van de huid. Bij de tweede vorm worden er laesies aangetroffen ter hoogte van de bovenste ademhalingswegen en het spijsverteringsstelsel. Er kan zich ook een mengvorm voordoen. Qua microscopische letsels zijn vooral de intracytoplasmatische inclusies of Bollingerlichaampjes van de epitheelcellen kenmerkend. Differentiaaldiagnostisch zijn vooral andere huidaandoeningen in het geval van de cutane vorm en andere respiratiore infecties van belang in het geval van de difterie vorm. De diagnose kan gesteld worden aan de hand van de kenmerkende pokkenletsels. In het geval van de difterievorm is de diagnose niet zo eenvoudig te stellen en is aanvullend onderzoek noodzakelijk. Wat de preventie betreft is vooral de vaccinatie van belang. Een behandeling bestaat niet.
19
1. INLEIDING Kippenpokken, in het engels gekend als Fowl pox, Chicken pox, contagious epithelioma, avian diphteria en sore-head, avian molluscum, cancker, in het Frans als variole aviaire, in het Duits als Geflugelpocken
en Borreliota avium in het Latijn. Het is een traag spreidende maar hoog
infectieuze ziekte veroozaakt door een virus, het kippenpokkenvirus of fowl pox virus (FPV) (Barger en Card, 1949; Tripathy, 1989; Tripathy en Reed, 2008). Deze ziekte is al geobserveerd sinds mensenheugnis (Cunningham, 1959). Lange tijd werd echter gedacht dat bacteriën of protozoa aan de bron lagen van de infectie (Barger en Card, 1949). Tot in 1902 aangetoond werd door Marx en Sticker dat de oorzaak van de ziekte geassocieerd met pokken een filtreerbaar virus is, hetgeen bevestigd werd door andere onderzoekers (Barger en Card, 1949; Cunningham, 1959). De ziekte kan zich uiten onder twee vormen. De ene ziektevorm of cutane vorm, wordt gekenmerkt door proliferatieve huidlaesies en de difterievorm manifesteert zich vooral als laesies ter hoogte van de bovenste ademhalingswegen en het spijsverteringsstelsel. De beide vormen kunnen ook aangetroffen worden bij dezelfde vogel (Barger en Card, 1949). Deze vormen werden vroeger als twee verschillende entiteiten beschouwd tot men zag dat de vogels die herstellen van de huidvorm immuun waren voor de difterievorm en vice versa (Barger en Card, 1949). Zowel de hobbydieren als de dieren in de commerciële kippenhouderij worden getroffen en bij deze laatste is er een daling in de eileg en een stagnering van de groei (Tripahty en Reed, 2008).
2
2. CASE REPORT 2.1. ANAMNESE Een kip (Gallus domesticus) wordt in de snijzaal aangeboden voor lijkschouwing. Het dier was mager, niet meer in de leg en vertoonde snot. Het dier had verder slijm en etter in de bek en had dikke ogen. Het dier is uiteindelijk gestorven en wordt aangeboden in de snijzaal met de bedoeling om te achterhalen aan welke aandoening het dier leed.
2.2. AUTOPSIE 2.2.1. Macroscopisch Het dier is cahectisch en vertoont lichte cyanose. De huid en adnexa zijn normaal, wel vertoont het dier hyperkeratotische plugs op beide voetzolen en zijn de buitenste slagpennen afgeknipt. De ogen, oren en sinus zijn normaal en in de neus is er vocht aanwezig. In de mond wordt er necrotisch beleg en cyanose aangetroffen en in de slokdarmwand necrotische plaques en eveneens cyanose. De krop vertoont beginnende pseudomelanose en is gevuld met granen en gras. De kliermaag is leeg, de spiermaag is normaal en de dundarm bevat een normale inhoud. De caeca zijn eveneens normaal, de einddarm bevat een dikke vloeibare inhoud en de cloaca bevat vloeibare feces. De trachea is volledig geobstrueerd door necrotisch materiaal en de mucosa van de wand is gestuwd. De long en luchtzakken zijn normaal. De lever is vrij groot, doch niet duidelijk gezwollen. Er is pseudomelanose van de lever en de galblaas is gedilateerd. De milt vertoont eveneens pseudomelanose. De pancreas, bijnier en nier hebben een normaal aspect. De ureter is moeilijk te onderscheiden van het vas deferens en de testes zijn actief. Het epicard is oedemateus, de plexi lumbosacrales zijn beiderzijds normaal en de plexus brachialis is normaal. Qua lymfoïde organen is er geen bursa aanwezig en geen duidelijke thymus. De schildklier is normaal. De spieren zijn geatrofieerd en vertonen lichte cyanose. Het skelet en de gewrichten zijn normaal.
2.2.2. Microscopisch 2.2.2.1. Hemacolor-kleuring De Hemacolor-kleuring van de long is moeilijk interpreteerbaar. Er is stuwing en hemolyse te zien. Het preparaatje van de lever vertoont hemosiderine en we zien eveneens stuwing. Wat de milt betreft, is er een onduidelijke celmorfologie zichtbaar en treffen we hemosiderine aan. Op het nierpreparaatje is er syncitiumvorming zichtbaar en zijn er vrij veel uraatkristallen te zien. Het preparaatje is echter voor de rest moeilijk interpreteerbaar. Wat het caecum betreft is er syncitiumvorming zichtbaar, en voor de rest geen pathogenen herkenbaar.
3
2.2.2.2. Resultaten histologie Het preparaatje van het ooglid is niet bruikbaar aangezien het huid en haarfollikels van een zoogdier bevat. Het verhemelte vertoont focale epitheliale hyperplasie. Het weefsel vertoont een hoge graad van inflammatie en verschillende epitheelcellen bezitten grote intracytoplasmatische, eosinofiele inclusies (Bollingerlichaampjes). Het lumen van de trachea zit vol met celdebris en necrotische heterofielen. Hierin treffen we ook micorcolonies van coccen aan. Het epitheel van de trachea is volledig verdwenen, enkel de mucosale kliertjes blijven over. Op enkele plaatsen is er meerlagig onverhoornd epitheel aan te treffen.
2.2.3. Morfologische diagnose De morfologische diagnose van het verhemelte is als volgt: focale dermale hyperplasie met intralesionale Bollingerlichaampjes (pokkenvirusstomatitis). Ter hoogte van de trachea spreken we van necropurulente tracheïtis met intralesionale bacteriën.
2.2.4. Diagnose De diagnose die aan de hand van de lijkschouwing kan gesteld worden is pokkendifterie (de inwendige vorm van pokken) met secundaire cocceninfectie.
4
3. BESPREKING
3.1. ETIOLOGISCH AGENS 3.1.1. Taxonomische positie Het kippenpokkenvirus of Borreliota avium behoort tot de familie van de Poxviridae, subfamilie Chordopoxvirinae, genus Avipox (Alfonso et al., 2000; Herenda en Franco, 1996). De naam van deze familie is afgeleid van het meervoud van het oude Engelse woord „poc‟ dat „blaasjesvormende huidlaesie‟ betekent (McFerran en McNulty, 1993). Naast FPV bevat het genus Avipox nog het kalkoenen-, kanarie-, mussen-, spreeuwen-, duiven-, kwartel-, papegaaien- en vinkenpokkenvirus en dan nog een aantal virussen waarvan hun status onzeker is (pauwen-, pinguin- en kraaienpokkenvirus) (Herenda en Franco, 1996; Manarolla et al., 2010; Samour, 2008; Wilner, 1969). Er wordt aangenomen dat de virussen species-specifiek zijn, alhoewel enige overschrijding van de familie- of genusgrenzen niet onmogelijk is (Harcourt-Brown en Chitty, 2005).
3.1.2. Morfologie De opbouw en samenstelling van het virus verschilt danig van die van andere virussen. De morfologie van alle leden van de Poxviridae is daarentegen gelijkaardig (Fenner, 1968; Tripathy en Reed, 2008). De Poxviridae zijn de meest complexe en grootste virussen van de gewervelden. Ze zijn net zichtbaar met de lichtmicroscoop, maar met de elektronenmicroscoop verkrijgen we een beter ultrastructureel beeld (Knipe en Howley, 2007). Het virion is cillindervormig met de volgende dimensies: 300x 250x200 nm en op de uitwendige membraan bevinden er zich tubulaire structuren (Jordan, 1990; Knipe en Howley, 2007; Wagner et al., 2008). Occasioneel is het virion omgeven door een cytoplasmatische membraan. Deze membraan verschilt van de envelop van het virus, die afkomstig is door budding uit de celmembraan (Fenner, 1968). De kern is haltervormig (zie figuur 1) en bevat een niet gesegmenteerd, lineair, gesloten dsDNA streng dat codeert voor zo‟n 150 à 300 verschillende proteïnen (Fenner, 1968; Knipe en Howley, 2007; Samour, 2008).
5
Fig. 1: transmissie elektronenmicroscopisch beeld van pokkenviruspartiekels met de typische haltervormige kern (zwarte balk: 500 nm ) (uit: Beytut en Haligür, 2007).
In de concave holtes van de haltervormige kern bevindt zich heterogeen materiaal (Knipe en Howley, 2007). Dit zijn de laterale lichaampjes en ze bevatten waarschijnlijk virale enzymen (Jordan, 1990). De kernmembraan zou samengesteld zijn uit 2 lagen waarvan de totale dikte 1819 nm bedraagt (Fenner, 1968; Knipe en Howley, 2007). De inwendige laag bevat een klein aantal kanaaltjes en de uitwendige laag vertoont palissadevorming en zou bestaan uit T-vormige spikes van acht nm lang en vijf nm breed. Met de vriesbreuk- en diepetsingelektronenmicroscopie, werd de aanwezigheid van een inwendige kernmembraan echter tegengesproken. De kernwand zou eerder bestaan uit twee fases, elk bestaande uit nucleoproteïnes (Knipe en Howley, 2007).
3.1.3. Chemische samenstelling van het virus De hoofdbestanddelen waaruit het virus is opgebouwd zijn proteïnen, nucleïnezuur en lipiden (Tripathy en Reed, 2008). Wat de proteïnen betreft bezitten de poxvirussen een groepsspecifiek nucleoproteïne (Fenner, 1968). Dit nucleoproteïne is een precipiterend antigen. Tenminste 1 lid van elke subgroep van de poxvirussen bezit dit antigen maar niet alle poxvirussen zijn hiervoor al getest (Wilner, 1969). Het DNA van FPV is vrij gemakkelijk te extraheren met natriumlaurlylsulfaat. Toch is dit proces moeilijker dan dit van andere virussen zoals papovavirussen of adenovirussen. Dit komt omdat het membraan die het genetisch materiaal van FPV omgeeft complexer is dan van de meeste virussen. Ook de sterke verbinding van het nucleïnezuur met proteïnes is daar waarschijnlijk een reden voor (Fenner, 1969). De G+C-inhoud van het DNA maakt ongeveer 35% uit (Andrewes en Pereira, 1972). Ongeveer 1/3 van het FPV bestaat uit lipiden (Knipe et al., 2007). Deze lipiden zijn enorm belangrijk voor de infectiviteit van het virus en zijn hoofdzakelijk squaleen-en cholesterolesters (Fenner, 1968; Tripathy en Reed, 2008). Wanneer het virus behandeld wordt met chloroform gaan deze lipiden snel verloren (Fenner, 1968).
6
3.1.4. Replicatie van het virus De replicatie van het FPV vindt in tegenstelling tot de meeste DNA-virussen plaats in het cytoplasma
(Ritchie
en
Carter,
1995).
Het
virus
vormt
hierbij
inclusielichaampjes
(Bollingerlichaampjes), die viruspartikels bevatten ingebed in een matrix die zowel proteïnes als lipiden bevat (Andrewes en Pereira, 1972; Tripathy, 1989). Het zou evenwel kunnen dat de kern toch een rol speelt in de replicatie van het virus, omdat er viraal DNA en RNA werd teruggevonden in de nucleus van geïnfecteerde cellen 24-72 u p.i. Bij een vogelpokkenvirus geisoleerd uit een grijze Junco (een soort Amerikaanse mus) werden er naast de gebruikelijke intracytoplasmatische inclusies ook intranucleaire inclusies teruggevond, die evenwel vrij waren van virale partikels (Tripathy en Reed, 2008). De genen die noodzakelijk zijn voor de replicatie van het virus zijn in hoge mate geconserveerd binnen de familie van de Poxviridae. Dit wil zeggen dat de replicatie van de poxvirussen op moleculair niveau enorm gelijklopend is (McFerran en McNulty, 1993). Men neemt meestal de replicatie van het Vacciniavirus als modelvoorbeeld (Traktman, 1996). Vooraleer het virus zijn doelwitcel kan binnentreden moet het eerst vasthechten aan die cel (McFerran en McNulty, 1993). Het virus vertoont hiervoor interactie met specifieke cellulaire receptoren op de gevoelige cellen (Wagner et al., 2008). Deze interactie resulteert in een receptor-gemedieerde endocytose waardoor het virion zijn membraan partieel verliest (McFerran en McNulty, 1993). Allereerst vindt de vroege genexpressie plaats (Wagner et al., 2008). Virion geassocieerde transcriptie-enzymes
zorgen ervoor dat vroege mRNA‟s tot expressie kunnen
gebracht worden. Deze virale mRNA‟s worden door de cellulaire gastheermechanismen vertaald waardoor er enzymes verkregen worden die de membraan van het virion volledig doen verdwijnen (Wagner et al., 2008). Hierdoor komt het genoom van het virus in het cytoplasma terecht en kunnen de nieuw gesynthetiseerde replicatieproteïnes ervoor zorgen dat het virus zich verder kan repliceren (McFerran en McNulty, 1993; Traktman, 1996). Andere genen die afgelezen worden geven aanleiding tot proteïnen die interfereren met de gastheerrespons. Dit doen ze door complementgemedieerde cellyse te veroorzaken en apoptosis, of door inhibitie van de cytokine en/of chemokine respons. FPV bezit bovendien een gen dat codeert voor een DNA-herstelenzyme en dat UV-geïnduceerde schade kan herstellen. Dit stelt het virus waarschijnlijk in staat om langer te overleven in de omgeving en in de uitwendige letsels van pluimvee (Tripathy en Reed, 2008). Verder wordt er tijdens deze fase een proteïne gesynthetiseerd dat het transport van een nucleaire proteïne vanuit de kern naar het cytoplasma mogelijk maakt. Hierdoor start de intermediaire fase, waarin de intermediaire genen worden afgelezen (Flint et al., 2009; Wagner et al., 2008). Deze fase is op zijn beurt noodzakelijk voor de productie van transcriptiefactoren die dan weer nodig zijn voor de expressie van de late genen (Traktman, 1996). Dit resulteert vervolgens in late proteïnen
die o.a. vereist zijn voor de rijping van het virion en voor de
transcriptiefactoren noodzakelijk om een nieuwe replicatiecyclus te starten (Flint et al., 2009; Wagner et al., 2008). De intracellulaire mature virions zijn virions die in het cytoplasma van de geïnfecteerde cel blijven en omgeven worden door een membraan afkomstig van het compartiment gelegen tussen het Golgi-complex en het endoplasmatisch reticulum. Er wordt
7
gezegd dat ze een rol spelen in de horizontale spreiding van het virus (Traktman, 1996). Sommige mature virions zullen in de omgeving terecht komen via cellyse (McFerran en McNulty, 1993). Andere virions verspreiden zich dan weer naar nabijgelegen cellen via cellulaire juncties en nog andere verwerven een supplementaire membraan afkomstig van het Golgi-complex en ondergaan vervolgens exocytose (McFerran en McNulty, 1993; Wagner et al., 2008). Sommige van deze laatste virions blijven echter vastgeketend aan de cel. Ze worden cel-geassocieerde virions genoemd (Traktman, 1996). De virale genexpressie en genoomreplicatie neemt zo‟n zes uur in beslag, terwijl de rijping van het viruspartikel nog een verdere 14 à 16 uur vereist (Wagner et al., 2008).
3.1.5. Virusisolatie en kweken van het virus 3.1.5.1. Algemeen Verdacht virusmateriaal kan geïnoculeerd worden in geëmbryoneerde kippeneieren of in de gevoelige diersoort in kwestie (Cunningham, 1959). Men kan ook gebruik maken van allerlei celculturen (Tripathy, 1989). In de jaren 1900 beschikte men nog niet over celculturen of diepvriezers. Men was toen genoodzaakt om labodieren te infecteren om een virusstock te kunnen onderhouden. Niet alleen is dit een omslachtige methode van werken, maar men verkreeg ook een selectie van virale mutanten (Flint et al., 2009).
8
3.1.5.2. Geëmbryoneerde eieren Ongeveer 0,1 ml virussuspensie afkomstig van dermale of difteroïde letsels wordt geïnoculeerd op de chorioallantoismembraan (CAM) van negen tot twaalf dagen oude embryo‟s (Castro en Heuschele, 1992; Tripathy, 1989). Vooral kippeneieren komen hiervoor in aanmerking, alhoewel er ook gewerkt wordt met eendeneieren (Andrewes en Pereira, 1972; McFerran en McNulty, 1993). Gedurende vijf tot zeven dagen worden de geïnoculeerde kippeneieren bij 37°C geïncubeerd (Tripathy, 1989). Vervolgens wordt de CAM onderzocht op pokkenlesies. Die kunnen aangetroffen worden als witte opake zones of als een gegeneraliseerde verdikking van de CAM zoals zichtbaar op figuur 2 (Tripathy, 1989).
Fig. 2: Pokkenlaesies op de CAM van een 16 dagen oude kippenembryo (links) in vergelijking met de normale CAM (rechts) (uit Diallo et al., 2010).
3.1.5.3. Gevoelige vogels Hier zijn er twee methodes te vermelden. De kam van een kip wordt gescarificeerd en nadien wordt er hierop een suspensie van een lesie op de kam gebracht (Tripathy, 1989). Men kan ook een andere onbevederde zone van de huid nemen (McFerran en McNulty, 1993). De tweede werkwijze gaat als volgt: men plukt vijf à zes veren en hierna wordt een lesiesuspensie met een borsteltje op de blote vederfollikels aangebracht (McFerran en Mcnulty, 1993; Tripathy, 1989). Gevoelige kippen zullen letsels ontwikkelen binnen de vijf à tien dagen (Tripathy, 1989). 3.1.5.4. Celculturen Celculturen van aviaire oorsprong zijn het meest geschikt (Castro en Heuschele, 1992). Men kan kippenembryo-,
kippenembryodermis-,
kippenembryonier-,
eendenembryoniercellen
en
secundaire kwartelcellen gebruiken (Tripathy, 1992). Als alles goed gaat zien we een cytopathisch effect (CPE) optreden binnen de vier à zes dagen. Het kan eventueel ook vroeger gezien worden (McFerran en McNulty, 1993). CPE treedt op door het ontstaan van kristallijne rijen virale proteïnes, membraan blebbing, fragmentatie van organellen, duplicatie van membranen en door
9
de ontwikkeling van intracellulaire virions of nog niet geassembleerde virale componenten in het cytoplasma en/of nucleus (Flint et al., 2009). De cellen van de cultuur vertonen degeneratie. Ze worden rond en refractiel (McFerran en McNulty, 1993). Er kunnen plaques gezien worden op de met agar overdekte monolayers van cellen (Tripathy, 1989). Men moet de virussen wel laten adapteren aan de celcultuur. Dit kan door ze verschillende passages te laten doormaken. Men doet dit omdat niet alle stammen een CPE vertonen bij eerste inoculatie (Castro en Heuschele, 1992).
3.1.6. Gevoeligheid aan fysische en chemische agentia Het doorsnee virus is redelijk teer. FPV is daarentegen resistent, vooral wanneer het zich bevindt in geïnfecteerde cellen. Het behoudt zijn infectiviteit veel langer dan de meeste virussen (Hungerford, 1969; Mohanty en Dutta, 1981). Het virus is in staat om buiten het lichaam zeer lang te overleven omdat het niet gevoelig is aan de meeste ontsmettingsmiddelen (Voeten, 1974). Harcourt-Brown en Chitty (2005) daarentegen melden dat het virus wel degelijk gevoelig is aan de meeste desinfectantia, maar dat er een lange blootstelling nodig is vooraleer het virus gedood wordt. Deze blootstellingstijd kan oplopen tot 90 minuten. Een kenmerkende eigenschap van de poxviridae is dat ze niet gevoelig zijn aan ether. Toch wordt voor sommige Fowlpoxstammen gemeld dat ze er wel gevoelig aan zijn (McFerran en McNulty, 1993). Ook 1% caustische soda kan het virus inactiveren. Verwarming gedurende 30 minuten aan 50°C of acht minuten aan 60°C is eveneens een mogelijkheid. Het virus kan gedurende negen dagen weerstaan aan 1% fenol of 1:1000 formaline. Trypsine heeft geen effect (Chairman et al., 1989; Tripathy, 2008). FPV is zeer weerstandig aan droogte. Deze eigenschap zorgt ervoor dat het virus kan persisteren op een bedrijf (Barger en Card, 1949). In opgedroogde korsten kan het virus maanden tot jaren overleven ( McFerran en McNulty, 1993). Naast droogte is het virus ook resistent aan licht en vochtigheid, en dit vooral tijdens de koudere seizoenen. Vochtigheid gecombineerd met warmte is echter nefast voor het virus (Cunningham, 1959).
3.2. EPIDEMIOLOGIE 3.2.1. Incidentie en distributie FPV komt overal voor waar pluimvee gehouden wordt (Röher, 1967). Het kent met andere woorden een wereldwijde distributie (Mohanty en Dutta, 1981). De ziekte kan soms een epizoötische vorm aannemen zoals bv. in tropisch- en Noord-Afrika, maar meestal heeft FPV een regionale verspreiding en dus een enzoötisch karakter (Röher,1967). Een hoge densiteit van vogels gehouden onder strikte omstandigheden, gecombineerd met het samenhouden van vogels van verschillende leeftijden zorgt ervoor dat de ziekte de neiging heeft om op zulke plaatsen voor lange tijd te persisteren desondanks preventieve vaccinatie. De incidentie is dus m.a.w. variabel in tegenstelling tot de distributie (Tripathy en Reed, 2008).
10
3.2.2. Gastheren Hoenderachtigen (kippen, kalkoenen, parelhoenders en pauwen) zijn het meest gevoelig aan deze ziekte (Hungerford, 1969). Ook duiven worden door FPV getroffen en zelden ook watervogels (Barger en Card, 1959). Volgens Fritzsche en Gerriets (1959) komt de FPV niet spontaan voor bij kanaries en duiven. Ook worden wilde vogels met pokken niet zo vaak aangetroffen. Dit komt misschien omdat deze vogels in slechte algemene toestand een gemakkelijke prooi zijn voor roofvogels, of dat deze zieke vogels zich verschuilen (Röher, 1967). Op natuurlijke wijze kan deze ziekte niet aanslaan bij zoogdieren (Barger en Card, 1949).
3.2.3. Factoren die het optreden van de ziekte beïnvloeden Er is in de literatuur nogal wat onenigheid te vinden wat betreft het seizoen waarin FPV het meest voorkomt. De meesten vermelden de herfst en winter als hoogseizoen voor FPV (Barger en Card, 1949; Mohanty en Dutta, 1981; Röher, 1967). Röher (1967) nuanceert evenwel dat er ook veel gevallen van FPV gezien worden tijdens de zomer en vroege herfst. Volgens Andrewes en Pereira (1972) echter komen de meeste epidemies voor tijdens de lente, zomer of herfst. Ritchie en Carter (1995) verengen zich niet tot een seizoen. Volgens hen worden de meeste laesies
gezien
wanneer de muggen het meest actief zijn, of dus tijdens periodes van extensieve regenval. Hungerford (1969) merkt op dat de ziekte tot de jaren 1945 vooral tijdens de herfst veelvuldig voorkwam, maar dat sinds de ontwikkeling van de broilerindustrie en de tendens om de kippen gedurende het jaar rond te kweken, het FPV-seizoen zich ook is gaan uitbreiden. Het seizoen bepaalt ook in zeker mate welke vorm van FPV het meest zal voorkomen. In koude klimaten komt de difterievorm meer voor en in de warmere gebieden de cutane vorm (Röher, 1967). FPV komt bij alle kippen even vaak voor, ongeacht geslacht, leeftijd en ras (McFerran en McNulty, 1993; Ritchie en Carter, 1995). Volgens Boden (1995) echter, zouden de jongste dieren het meest gevoelig zijn. Ook komt FPV in de praktijk meer voor bij de hanen van de lichte rassen. Deze zijn meer exciteerbaar (meer kans op kwetsuren) en hebben ook een grotere kam (zie verder) (Gordon en Jordan, 1982). Zoals vermeld in puntje 3.2.1. kan FPV in bepaalde regio‟s persisteren voor lange tijd desondanks vaccinatie. Dit is te wijten aan een hoog aantal vogels gehouden in een beperkte ruimte en mengen van de leeftijdscategorieën (Tripathy en Reed, 2008). Dieren met een grote kam zijn meer gepredisponeerd voor de cutane vorm van de ziekte (Knipe et al., 2007). Verspreiding van het virus vindt sneller plaats onder slechte hygiënische omstandigheden aangezien het virus kan overleven in opgedroogde korsten (McFerran en McNulty, 1993). Ook de immuunstatus van het dier speelt een rol (Boden, 1993). Slechte verluchting en voedingsfouten (vooral vitamine A- gebreken) kunnen het ziekteverloop in snelheid doen toenemen (Hilbrich, 1958)
11
De aanwezigheid van letsels is van groot belang, aangezien het virus niet via de intacte huid of epitheel kan binnendringen. Vooral letsels in de regio van de bek of kwetsuren van de kam spelen een grote rol. Ook het kwetsen van wratten kan het binnendringen van FPV mogelijk maken (Gordon en Jordan, 1982). Onder veldomstandigheden heeft men ontdekt dat een infectie met FPV gecombineerd met H. paragallinarum een meer ernstige ziekte tot gevolg heeft. Men heeft echter nog niet veel aandacht besteed aan de invloed van multipele infecties onder extrinsieke omstandigheden (Boden, 1993). De difterievorm en de huidvorm kunnen apart, samen of gecombineerd voorkomen met een septicaemievorm. De factoren die dit beïnvloeden zijn tot op heden nog niet bekend (Ritchie en Carter, 1995).
3.3. LEVENSCYCLUS 3.3.1. Vectoren en transmissie FPV kan worden overgedragen op gevoelige dieren wanneer ze in contact komen met zieke dieren, carrier-kippen (zie verder), of dieren die zich nog in de incubatieperiode bevinden (Andrewes en Pereira, 1972). Het virus is niet in staat om het lichaam binnen te dringen via intact epitheel. Dit werd duidelijk uit het volgende experiment: er werd dagelijks virus aangebracht op de intacte kam van kippen. Bij geen enkele van de kippen sloeg de infectie aan. Wanneer het virus echter subcutaan, intramusculair of intraperitoneaal geïnjecteerd werd of werd ingedruppeld in de conjunctivaalzak van het oog, resulteerde dit in een infectie (Cunningham, 1959). Het virus dringt het lichaam dus binnen via beschadigingen van de huid, vooral via de voeten, kam of andere onbevederde lichaamsdelen en tevens via de mucosa van de bek en bovenste luchtwegen (Barger en Card, 1949; Fritzsche en Gerriets, 1959). De beschadigingen van huid kunnen ontstaan door verwondingen opgelopen tijdens het vechten, door kannibalisme, vederpikken of door op een niet zachtaardige manier de veren van een andere vogel glad te strijken (Barger en Card, 1949, Ritchie en Carter, 1993). In de mond kunnen letsels ontstaan door opname van grit of scherpe voedseldelen (Cunningham, 1959). De jongen kunnen besmet worden tijdens het voederen door de ouders of via agressie van nestgenoten (Ritchie en Carter, 1993). Het is dus duidelijk dat overbevolking en dus de intensieve pluimveehouderij het risico op kwetsuren vergroot, en dus ook de kans op het oplopen van een FPV-infectie doet stijgen (Gordon en Jordan, 1982). Het gevoelige dier kan geïnfecteerd worden via direct contact met geïnfecteerde dieren of via geïnfecteerde bodem, voeder- en drinkbakjes, zitstokken handschoenen enz.. Personen kunnen zonder dat ze het weten het virus overdragen via hun handschoenen, bijvoorbeeld tijdens de vaccinatie (Tripathy, 2008). Of er nu al dan niet carrier-kippen bestaan voor FPV is het onderwerp geweest voor veel onderzoekswerk. Deze vogels recupereren van de ziekte maar blijven persisterend besmet. Ze zouden het virus dragen in de inwendige organen en intermitterend virus uitscheiden. De trigger voor de activatie van de latente infectie is waarschijnlijk stress (Ritcher en Carter, 1993). Het zou
12
kunnen dat deze theorie is overgenomen van hetgeen men ziet bij duiven. Het duivenpokkenvirus kan inderdaad voor aanzienlijke tijd persisteren in de inwendige organen (Cunningham, 1959). Een belangrijke rol in de transmissie is weggelegd voor bloedzuigende insecten. Ze fungeren als intermediaire carriers (Cunningham, 1959; Hilbrich, 1958). Muggen kunnen na één bloedmaal bij een geïnfecteerd dier het virus overdragen op verscheidene gevoelige dieren, zelfs wanneer ze een tussentijdse maaltijd nemen bij dieren van een ander species ( experiment werd uitgevoerd met cavia‟s) (Barger en Card, 1949; Cunningham, 1959; McFerran en McNulty, 1993). Ook na 16 dagen zijn de muggen nog in staat om de infectie over te brengen. Het virus is aanwezig in de proboscis en zou de hibernatieperiode van het insect kunnen overleven (Hungerford, 1967). Het zijn vooral Aëdes aegypti en Culex pipiens die een belangrijke rol spelen, niet alleen als mechanische vectoren maar ook als mobiele vectoren (Cunningham en Biester, 1959; Hungerford, 1967). Ze zijn namelijk in staat om de infectie van het ene kippenhok over te dragen naar een ander (Hungerford, 1969). Ook steekvliegen, wantsen en teken kunnen als mechanische vector fungeren. Mijten en vederluizen echter niet (Röher, 1967). In een erg gecontamineerde omgeving is er zowel een huidinfectie als respiratoire infectie mogelijk. Dit vindt plaats via aerosols, die gevormd worden uit veren en viruspartikels uit opgedroogde korsten. De cellen van de mondmucosa en bovenste ademhalingswegen zijn zo gevoelig dat er zelfs overdracht van FPV kan plaatsvinden in afwezigheid van kwetsuren (Tripathy en Reed, 2008). Bij kalkoenen is het aangetoond dat het FPV kan worden overgedragen via kunstmatige inseminatie (Herenda en Franco, 1996).
3.3.2. Incubatieperiode Voor een infectie bij kippen die langs de natuurlijke weg het lichaam is binnengetreden bedraagt de incubatieperiode vier tot tien dagen (Tripathy en Reed, 2008).
3.3.3. Pathogenese Na intrede van het virus in het lichaam, hetzij via een wonde, hetzij via orale of respiratoire mucosa, zal het virus eerst lokaal vermenigvuldigen op de intredeplaats en hier ook laesies veroorzaken (McFerran en McNulty, 1993). In de huid ontstaan de typische huidletsels (zie verder) en waarschijnlijk ontstaat de difterievorm wanneer er ingestie of inhalatie van virus plaatsvindt, maar de exacte pathogenese hiervan is nog niet gekend. Waarschijnlijk spelen zaken zoals verzwakking, stress, malnutritie en schade aan de respiratoire mucosa een rol (Ritchie en Carter, 1995). Na de lokale vermenigvuldiging ter hoogte van de intredeplaats, worden er viruspartikels vrijgesteld in het bloed. Dit stadium noemt men de primaire viraemie (Harcourt-Brown en Chitty, 2005). Het virus geraakt vervolgens in de lever en het beenmerg en repliceert zich opnieuw in deze organen (Röher, 1967). De mate van replicatie in deze organen bepaalt of er een secundaire viraemie optreedt (Fritzsche en Gerriets, 1959). Na deze fase kan het virus de rest van de organen bereiken en dit leidt tot de dood van het dier. De secundaire viraemie treedt niet altijd op (Harcourt-Brown en Chitty, 2005). Bij zwak virulente stammen blijft de infectie beperkt tot de
13
inoculatieplaats of de primaire organen en komt het niet tot een secundaire viraemie (Ritchie en Carter, 1995; Röher, 1967). Vaak worden bij vogels geïnfecteerd met pokken ook Chlamydophila, fungale of andere bacteriële infecties aangetroffen. Waarschijnlijk ontstaat er door de pokkeninfectie immunosupressie maar er is nog niet voldoende onderzoek gedaan naar het effect van een pokkenvirusinfectie op het immuunsysteem (Ritchie en Carter, 1995). Vaak kunnen er op de huidlaesies secundaire bacteriële infecties ontstaan (Hungerford, 1969).
3.4. KLINIEK 3.4.1. Morbiditeit De morbiditeit kan variëren. Soms zijn er slechts enkele vogels aangetast, terwijl in andere gevallen de ganse stal kan aangetast worden. Dieren met de difterievorm hebben minder kans op herstel dan deze met de cutane vorm (Tripathy en Reed, 2008). Wanneer herstel optreedt, duurt dit meestal een maand (Mohanty en Dutta, 1981).
3.4.2. Mortaliteit De mortaliteit varieert eveneens (Hilbrich, 1958). Over het algemeen is de mortaliteit laag bij gezonde kippen. Wanneer de dieren echter onderhevig zijn aan stress, kan de mortaliteit oplopen tot 50% (Knipe et al., 2007). Vooral wanneer de lesies interfereren met de normale functie van het lichaam (bv. korsten rond de ogen of difteroïde letsels in de bek of bovenste ademhalingswegen), is de kans op sterfte groot (Tripathy en Reed, 2008). Bij legkippen kan de mortaliteit serieuze proporties aannemen. De leg kan tijdelijk vertraagd worden of soms kan de leg volledig onderbroken worden (Barger en Card, 1949; Cunningham, 1959). De gewichtstoename verloopt eveneens niet optimaal en soms is het dier ten gevolge van de FPV- infectie volledig uitgemergeld (Tripathy en Reed, 2008).
3.4.3. Symptomen De symptomen die kunnen opgemerkt worden zijn afhankelijk van de virulentie van de virusstam, de gevoeligheid van de gastheer voor het virus, enkele andere complicerende factoren en natuurlijk ook welke vorm van de ziekte optreedt (McFerran en McNulty, 1993; Tripahty en Reed, 2008). Er bestaan verschillende vormen van de ziekte gepaard met een FPV-infectie: de cutane vorm, de difterie vorm, de mengvorm en de vorm die gepaard gaat met septicaemie (Hungerford, 1969; Tripathy en Reed, 2008). Deze laatste komt vooral voor bij kanaries (Tripathy en Reed, 2008).
14
Fig. 3: de letsels typisch voor een FPV-infectie worden bij deze kip aangetroffen op de kam en het ooglid en worden aangeduid door de pijlen (uit Beytut en Haligür, 2007).
De huidvorm (droge vorm) was vroeger vooral gekend onder de naam “besmettelijk epithelioma”. Deze term is echter verkeerd (Biester en Schwarte, 1959). Karakteristiek zijn de typische pokkenletsels die kunnen aangetroffen worden op onbevederde huid (Gordon en Jordan, 1982; Samour, 2008). Bij de milde vorm vertonen de dieren enkel laesies op de kam en de lellen (zie figuur 3). Soms kan deze vorm zelfs onopgemerkt voorbijgaan (Tripathy, 1992). Bij de meer ernstiger gevallen kunnen er zich laesies ontwikkelen op het ganse lichaam. Deze worden dan vooral teruggevonden op de kam, de lellen, aan de hoek van de bek, aan de ventrale zijde van de vleugels, de loopbenen en de cloaca (McFerran en McNulty, 1993). De huidlaesies verschillen in uitzicht. Ze kunnen discreet zijn of grote oppervlakten van het lichaam beslaan door het samenvloeien van verschillende kleine laesies (Tripathy, 1992). In het eerste geval ontwikkelt er zich eerst een papel die snel evolueert naar een vesikel, die dan weer overgaat naar een pustule. Finaal krijgt men een korst (Jordan, 1990). Deze wratachtige letseltjes zijn eerst geel van kleur, maar worden al snel donkerbruin en eindigen bijna zwart (Hungerford 1969). Het oppervlak van de laesie voelt in eerste instantie vochtig aan, maar droogt al snel op met als resultaat een ruw aanvoelende verhevenheid (Tripathy, 1992). De dikte van deze verhevenheden en grootte neemt toe over een periode van acht dagen. In welke mate de letsels in dikte toenemen en hoe groot ze zullen worden hangt af van de weerstand van de vogel en de virulentie van de virusstam (Hungerford, 1969). Uiteindelijk zulllen deze korstjes afvallen met al dan niet een litteken als eindresultaat (Hungerford, 1969; Jordan, 1990). Wanneer de korst echter verwijderd wordt, vooraleer het letsel volledig is opgedroogd, komt er een hemorraghisch oppervlak tevoorschijn (Tripathy, 1992). In zeer ernstige gevallen eindigt het samenvloeien van de letstel in het volledig bedekken van de kam en lellen met gele tot zwarte korsten (Hungerford, 1969).
15
Wanneer de huid rond oogleden getroffen wordt door de wratachtige woekeringen kan het dier het oog niet meer openen (Tripathy, 1992). Ook kan het zijn dat de dieren niet mee kunnen eten vanwege de letsels die zich rond de bek bevinden (Ritchie en Carter, 1995). De dieren kunnen de symptomen van algemeen ziek zijn vertonen wanneer het gaat om een zware infectie. Ze hebben geen eetlust en vertonen gewichtsverlies. Ze zijn lusteloos en er treedt een daling op van de leg of de leg wordt volledig onderbroken (Barger en Card, 1949; Hungerford, 1969). Bij de difterie-vorm (natte vorm) ontstaan de laesies doordat het virus de mucosa binnendringt. Hierin vermeerdert het virus zich en zorgt voor necrose en vervloeiing van cellen. Bovenop dit beschadigd weefsel vindt er vervolgens een invasie van allerlei bacteriën plaats waardoor er kaasachtige massa‟s gevormd worden (Hungerford, 1969; Samour, 2008). Deze laesies kunnen samen smelten en aldus grote necrotische nodules vormen (Gordon en Jordan, 1982). Vitamine A gebrek triggert het ontstaan van de difterievorm omdat de mucosa dan blijkbaar minder weerstand vertoont (Hungerford, 1969). Wanneer men de cazeuze massa‟s los maakt van het onderliggend weefsel, resulteert dit in een bloedend en ruw oppervlakje dat nog overblijft (Barger en Card, 1949). De ziektetekens van de difterievorm zijn gerelateerd aan de distributie van de laesies (McFerran en McNulty, 1993). Laesies in het spijsverteringsstelsel (de tong, gehemelte, oesophagus of krop) kunnen aanleiding geven tot weigering van voedsel en water (Jordan, 1990, McFerran en McNulty, 1993). Hierdoor treedt een snelle afname op van het gewicht en het zal het dier een slechte algemene indruk maken (Barger en Card, 1949). Wanneer de laesies de normale luchtpassage belemmeren, zal het dier happen naar lucht in een poging om voldoende zuurstof binnen te krijgen (Hungerford, 1969; McFerran en McNulty, 1993). Het dier kan soms ook geeuwen en men hoort een piepende ademhaling. Deze symptomen komen voor wanneer de pharynx, larynx, trachea of longen in het ziekteproces zijn betrokken (Ritchie en Carter, 1995).
16
Fig. 4: de letstels in de tracha gepaard gaande met difterie sluiten hier bijna volledig het lumen van de trachea af (uit Beytut en Haligür, 2007)
Wanneer de trachea volledig wordt afgesloten (zie figuur 4) zal de vogel uiteindelijk stikken (Hungerford, 1969). Soms worden de ogen en nares ook in het ziekteproces betrokken. Er ontstaat neusvloei en in de vroege fase van de infectie ontstaat blefaritis en conjunctivitis gepaard gaande met waterige oogvloei (Barger en Card, 1949; Jordan, 1990; McFerran en McNulty, 1993). De oogleden kunnen oedemateus worden waardoor de dieren hun ogen niet meer volledig kunnen openen (McFerran en McNulty, 1993). Vervolgens kan er zich in het oog kazige, gele etter opstapelen in het oog, waardoor het oog zal uitpuilen en een opgezwollen aspect zal vertonen (Barger en Card, 1949). Door absorptie van toxische producten uit de laesies kunnen de dieren systemisch ziek worden met uitmergeling en diarree als gevolg. Een onwelriekende geur is kenmerkend voor deze vorm van de ziekte (Hungerford, 1969). Bij kalkoenen kon FPV overgedragen worden via kunstmatige inseminatie. Men ziet bij deze dieren laesies op de cloacale mucosa, de cloacaranden en soms op de mucosa van de oviduct (McFerran en McNulty, 1993). Uitgezonderd van deze speciale locatie van de letsels verloopt een FPV-infectie bij de kalkoen op dezelfde manier als bij de kip. De letsels zijn echter meer uitgesproken (Gordon en Jordan, 1982). Bij de mengvorm komen de huidlesies en difterieletsels gelijktijdig naast elkaar voor (Fritzsche en Gerriets, 1959). Deze vorm komt nog tamelijk veel voor en gaat van alle vormen ook het meest gepaard met algemene symptomen en sterfte (Röhrer, 1967). Bij kuikens wordt de ziekte geuit door het verschijnen van een wratachtige woekering aan de basis van de snavel.
17
Dit kan al gezien worden op de leeftijd van tien dagen oud. Bij zeer ernstige uitbraken (vooral van in de herfst uitgekipte kuikens) kunnen de typische wrat-achtige letsels voorkomen over het ganse lichaam en is de ziekte veralgemeend (Hungerford, 1969). De systemische of septicemische vorm komt zoals hierboven gezegd voor bij kanaries maar is ook al gemeld bij waterhoenders. Bij de aangetaste dieren treft men geen huidveranderingen aan maar wel algemene symptomen zoals slaperigheid, cyanose en uitputting (Samour, 2008).
3.4.4. Letsels 3.4.4.1. Macroscopische letsels De uitwendig zichtbare letsels werden besproken in het hoofdstuk van de symptomen. Wanneer er een viraemie optreedt kan het virus in verscheidene organen terecht komen, toch gaat dit niet gepaard met grote pathologische veranderingen (Jordan, 1990). Wanneer men toch letsels zou aantreffen die verschillend zijn van de karakteristieke pokkenlaesies, dan is dit waarschijnlijk te wijten aan andere micro-organismen (Barger en Card, 1949). Volgens Siegmann (1993) kan er necrose en degeneratie ontstaan van de lever en soms ook van de hartmusculatuur. 3.4.4.2. Microscopische letsels De epitheliale cellen vertonen hydropische degeneratie vacuolisatie en zwelling (McFerran en McNulty, 1993; Samour, 2008; Tripathy en Reed, 2008). Het stratum germinativum en spinosum is hyperplastisch en dit is wellicht te wijten aan de expresie van een epitheliale groeifactordomein in het genoom van het virus (Siegmann, 1993; Tripathy en Reed, 2008). Verder vertonen de cellen eosinofiele intracytoplasmatische inclusies of Bollingerlichaampjes (zie figuur 5), welke pathognomonisch zijn voor de ziekte, vasculaire dilatatie en in een later stadium perivasculaire neutrofielen- en mononucleaireninfiltratie (Harcourt-Brown en Chitty, 2005; Samour, 2008). Men treft eveneens oedeem aan (Samour, 2008). De Bollingerlichaampjes
vullen
cytoplasma,
resulteert
hetgeen
bijna in
het
ganse
celdegeneratie
(Triphathy en Reed, 2008). De basale cellen van het epitheel blijken niet vatbaar te zijn voor het virus en zien er min of meer normaal uit (Biester en Schwarte, 1959). De difterieletsels worden gekenmerkt door hydropische degeneratie, oedeem en metaplasie van het larynx- en tracheaepitheel (McFerran en McNulty, 1993; Tripathy en Reed, 2008). Bij kalkoenen waar de ziekte door kunstmatige inseminatie kan worden overgedragen,
kan
men
squameuze
metaplasie
aantreffen van het mucosa-epitheel van de cloaca, hyperplasie van de mucosacellen en submucosale klieren en eveneens plooivorming van de mucosa (McFerran en McNulty, 1993). Fig. 5: eosinofiel intracytoplasmatische inclusies in het tracheaepitheel (uit: Randall, 1991).
18
3.5. IMMUNITEIT Kippen die geïnfecteerd zijn geweest met FPV en herstellen zullen over het algemeen immuun zijn tegen een natuurlijke infectie met het FPV (Hungerford, 1969; Ritchie en Carter, 1995). Zelfs naïeve dieren die in contact komen met gevaccineerde dieren bouwen een redelijke weerstand op tegen de infectie. Soms is de opgebouwde immuniteit echter niet voldoende om weerstand te kunnen bieden aan een infectie. Dit treed bv. op wanneer men de dieren op jonge leeftijd vaccineert (Hungerford, 1969). Het dier komt de infectie te boven vooral te wijten aan de celgemedieerde immuniteit. Daarnaast speelt ook de humorale immuniteit een rol (McFerran en McNulty, 1993). Men moet wel opletten met latent geïnfecteerde dieren. Men kan deze dieren immuun achten tegenover de ziekte maar wanneer deze vogels immunosupressieve geneesmiddelen toegediend krijgen zullen ze de karakteristieke pokkenletsels ontwikkelen (Ritchie en Carter, 1995).
3.6. DIFFERENTIAAL DIAGNOSE Allereerst moet men de pokkenletsels onderscheiden van simpele verwondingen. Eventueel is verwarring met papilomen of huidontstekingen waarbij stafylokokken een rol spelen ook mogelijk (Siegmann, 1993; Voeten, 1974). De difterievorm geassocieerd met ademhalingssymptomen kan verward worden met infectieuze laryngotracheïtis (Chairman et al., 1989). Dit is een herpesvirusinfectie waarbij men in tegenstelling tot bij een FPV-infectie , intranucleaire inclusies in het epitheel van de trachea kan aantreffen (Tripathy en Reed, 2008). Coryza contagiosa en mycoplasma-infecties veroorzaken eveneens ademhalingssymptomen (Siegmann, 1993). Ook kan men de difterievorm verwarren met vitamine A gebrek omdat men dan ook beslag in de keel kan aantreffen. (Voeten, 1974). Laesies veroorzaakt door T-2 toxine, panthotheenzuur (vitamine B5) en biotine deficiëntie bij kuikens kunnen ook voor pokkenletsels aanzien worden (Tripahty en Reed, 2008). Andere aandoeningen bij kuikens die verward kunnen worden met een FPV- infectie zijn chronische ademhalingsaandoeningen, infectieuze bronchitis en ammoniakdampen (Voeten, 1974).
3.7. DIAGNOSE De klinische veranderingen zichtbaar bij de cutane vorm zoals pokkenletsels op de kam en lellen, de poten en andere onbevederde delen van het lichaam zijn meestal zeer suggestief (Ritchie en Carter, 1993; Siegmann, 1993). Dit in tegenstelling tot hetgeen men ziet bij de difterievorm (Cunningham,1959). Deze is gemakkelijk te verwarren met bv. avitaminose A of andere respiratoire aandoeningen. Bij andere aandoeningen waar ook cazeus materiaal kan aangetroffen worden, is dit makkelijk verwijderbaar van het onderliggende weefsel (Gordon en Jordan, 1982). Dit in tegenstelling tot de pseudomembranen bij een FPV-infectie die wanneer ze worden losgemaakt een ruwe, geülcereerde zone nalaten (Barger en Card, 1949; Gordon en Jordan, 1982). Wanneer een dier gepresenteerd wordt met de difterievorm, doen we er goed aan om de andere dieren van hetzelfde koppel te bekijken. Al overheerst de difterievorm bij de dieren, er
19
zullen zelden of nooit dieren zonder de typische huidletsels aangetroffen worden. Soms is de diagnose echter moeilijk te stellen wanneer we een atypisch of alleenstaand geval gepresenteerd krijgen (Gordon en Jordan, 1982). Dus bevestiging van de diagnose wordt ten zeerste aangeraden (Samour, 2008). Na het nemen van een huidbiopsie ter hoogte van de verdachte letsels, kan men een histologisch onderzoek uitvoeren (Harcourt-Brown en Chitty, 2005). Hiermee kan men de inclusielichaampjes (Bollingerlichaampjes), die pathognomonisch zijn voor de ziekte aantonen (Harcourt-Brown en Chitty, 2005). Ze zijn groot genoeg om gezien te kunnen worden met de lichtmicroscoop (Cunningham, 1959; McFerran en McNulty, 1993). Ze zijn rond of ovaal en worden meestal korte ketens aangetroffen, soms per twee of geschikt in een ronde vorm (Cunningham, 1959). Het cytologisch onderzoek wordt uitgevoerd op coupes van verdachte laesies. Men schraapt wat materiaal van een verdacht letsel, vervolgens wordt dit bevochtigd en op een draagglaasje gelegd (Cunningham, 1959). Na deze stap kan men vervolgens verscheidene kleuringen aanwenden om de inclusielichaampjes aan te tonen. Ze kleuren onder andere blauw met safranine O-eriocyanine, roze met azuur-eosinaat en de HE-kleuring, rood met Mallory‟s phoxine-methyleen blauw en Lendrum‟s kleuring (McFerran en McNulty, 1993; Tripathy, 1992). Met de Gimenez methode kan men zelfs de elementaire lichaampjes (dit zijn de Borrel lichaampjes of de virions aanwezig in de Bollingerlichaampjes) aantonen (Chairman et al., 1989; McFerran en McNulty, 1993). Men kan ook de ballonvormige degeneratie van de epitheelcellen zien op coupe. Deze vorm van degeneratie ontstaan doordat het virus zich vermenigvuldigt in het epitheel waardoor het gaat prolifereren (McFerran en McNulty, 1993). De inclusielichaampjes zijn ook zichtbaar met de donkerveld-microscoop en ze kleuren bleekgroen aan met de acridineoranjekleuring wanneer het preparaat wordt onderzocht met de fluorescentiemicrocoop (McFerran en McNulty, 1993). Via negatieve contrast elektronenmicroscopie kan men de virale partikels rechtstreeks aantonen in verdacht materiaal (exsudaten en laesies), cultuurcellen of CAM-laesies (Chairman et al., 1989; Tripathy, 1992). Aangezien het virus een zeer karakteristieke morfologie heeft, is deze methode erg geschikt (Samour, 2008). Een andere methode die toepasbaar is op ongekleurde
preparaten
is
het
aantonen
van
de
inclusielichaampjes
met
de
faze-
contrastmicroscoop (Angulo et al., 1949). Men kan het virus ook isoleren op celculturen of op de CAM van kippenembryo‟s (Siegmann, 1993). Hierbij moet men wel opletten omdat celculturen soms een vals negatieve respons kunnen geven (Mohanty en Dutta, 1981). Een andere methode om het virus te kunnen aantonen is om in verzamelde vloeistof afkomstig van de laesies of biopsienames nucleïnezuur afkomstig van het FPV aan te tonen door middel van een PCR-test (Harcourt-Brown en Chitty, 2005; Ritchie en Carter, 1995). Infectiviteitstesten worden soms bij twijfelgevallen uitgevoerd. Men maakt een suspensie van de verdachte laesie en dit wordt dan aangebracht op de gescarificeerde huid of vederfollikels van een gevoelig dier. Wanneer de infectie aanslaat, zal het dier binnen de vijf à zeven dagen de typische laesies ontwikkelen. Na histologisch onderzoek van deze laesies kan men de typsiche Bollingerlichaampjes aantreffen (Tripahty, 1992). Men kan een FPV-infectie eveneens aantonen door antilichamen tegenover het virus te detecteren (Ritchie en Carter, 1995). Hiervoor worden de volgende immunologische methodes
20
gebruikt: ELISA, Hemagglutinatie-inhibitietest agargelprecipitatie en virusneutralisatie (Tripathy, 1992).
3.8. PREVENTIE EN CONTROLE Er zijn twee types vaccins voor handen. Enerzijds kan men vaccineren met levende FPV-vaccins en anderzijds worden ook levende duivenpokkenvaccins gebruikt (McFerran en McNulty, 1993; Mohanty en Dutta, 1981). Het voordeel van de FPV-vaccins is dat ze een plus minus levenslange en ook een hogere graad van bescherming bieden in vergelijking met het duivenpokkenvaccin (Hungerford, 1969). Een nadeel is wel dat er een ernstige systemische reactie kan ontstaan en dat dit vaccin zeker niet toegediend mag worden wanneer de dieren een andere infectie doormaken, een slechte conditie hebben of wanneer ze in de leg zijn (Tripathy en Reed, 2008). Dit omdat het vaccin eigenlijk een milde vorm van de ziekte veroorzaakt wanneer het op een correcte manier wordt gebruikt (Cunningham, 1959; Tripathy en Reed, 2008). De vaccins worden geproduceerd aan de hand van de CAM van geëmbryoneerde kippeneieren of door middel van celculturen van aviaire oorsprong (Tripathy, 1992). De manier van toediening is als volgt: de naald wordt in het vaccin ondergedompeld. De naald bezit een oog, net zoals de naald van een naaimachine, dat een hoeveelheid vaccin kan bevatten (Gordon en Jordan, 1982). Men kan het vaccin ook toedienen doormiddel van een dubbele entnaald (Siegmann, 1993). Vervolgens prikt men de naald in de vlieghuid van het dier. Dit vaccin wordt niet alleen toegediend bij kippen, maar ook kalkoenen en eventueel fazanten kunnen hiermee ingeënt worden (Cunningham, 1959). Met het duivenpokkenvaccin is het dier slechts tot zes maand na inoculatie beschermd tegen een FPV-infectie en de graad van immuniteit is ook niet zo hoog als kan verkregen worden met een FPV-vaccin want er treedt slechts een plaatselijk reactie op (Gordon en Jordan, 1982; Samour, 2008; Voeten, 1974). Ook dit vaccin wordt door middel van geëmbryoneerde kippeneieren geproduceerd, maar soms wordt het nog verkregen aan de hand van duiven geïnfecteerd met het duivenpokkenvirus. De manier van toediening verloopt via de vederfollikelmethode aangezien dit virus enkel een affiniteit vertoont voor de cellen van de vederfollikels (Cunningham, 1959). Aan de voorzijde van het dijbeen worden er zes tot elf veren geplukt, de huid wordt gescarificeerd en het vaccin wordt door middel van een borsteltje in de vederfollikels geborsteld. Na zeven tot tien dagen moet men controleren of de vaccinatie is aangeslaan (Butcher, 2009). Men zoekt of men de korsten eigen aan een pokkenvirus-infectie aantreft op de plaats van inoculatie. Bij een kip geïnoculeerd met het duivenpokkenvaccin zal men enkel een zwelling van de vederfollikels aantreffen (Cunningham, 1959). Wanneer een vaccinatie niet aanslaat kan dit aan verscheidene oorzaken te wijten zijn. Het vaccin kan bv. niet krachtig genoeg zijn, of het werd op een verkeerde manier toegediend (Hungerford, 1969). Ook wanneer het dier reeds immuun was voor een FPV-infectie zullen de typische pokkenlaesies niet verschijnen op de plaats van inoculatie (Tripathy, 1992). Een vaccinatie voert men door waar FPV endemisch is of op plaatsen waar de ziekte in het vorig seizoen is voorgekomen (Tripathy en Reed, 2008).
21
De leeftijd waarop men best vaccineert is vier à vijf maanden, vooraleer de dieren in de leg gaan. Bij kuikens kan men vaccineren vanaf de leeftijd van zes weken, maar in sommige regio‟s kan het noodzakelijk zijn om eerder te gaan vaccineren (Gordon en Jordan, 1990). Wanneer men het duivenpokkenvaccin aanwendt, speelt de leeftijd geen rol, aangezien er geen systemische reactie optreedt bij kippen. De dieren moeten wel al pluimen bezitten aangezien men dit vaccin in de vederfollikels inborsteld (Cunningham, 1959). Men moet wel opletten dat men de dieren vaccineert nadat de maternale antistoffen voldoende gedaald zijn. Zoniet kan er interferentie optreden met de vermenigvuldiging van het vaccinatievirus (McFerran en McNulty, 1993). 5
Om een goede immuniteit op te bouwen moet het vaccin een virustiter van 10 EID50/ml bezitten (Tripathy, 1992; Tripathy en Reed, 2008). Men moet voldoende voorzorgen nemen bij het vaccineren. Alle vogels moeten op dezelfde dag gevaccineerd worden. Het vaccin moet eens geopend, binnen de twee uur worden opgebruikt (Tripathy en Reed, 2008). Men moet de handen grondig wassen en ervoor zorgen dat het vaccin enkel maar ter hoogte van de inoculatieplaats in contact komt met het dier en dat er dus ook geen contaminatie van de omgeving of materiaal plaatsvindt (Cunningham, 1959; Tripathy en Reed, 2008). Veelbelovende resultaten heeft men al verkregen bij het vaccineren in ovo. Dit doet men bij 18 dagen oude kippen-embryo‟s. Deze manier van werken kan de stress voor de dieren minimaliseren en ook de kosten drukken (Tripathy en Reed, 2008). Er wordt ook al onderzoek gedaan naar vaccinatie aan de hand van het drinkwater. Het vaccin moet wel een voldoende hoge 6
virustiter bezitten (10 EID50/ml) (McFerran en McNulty, 1993; Tripathy en Reed, 2008). Ook vaccinatie door middel van aerosol werd reeds toegepast. Deze toedieningsvormen maken massavaccinatie mogelijk, maar jammergenoeg kennen ze variabele resultaten (McFerran en McNulty, 1993). Wanneer een FPV-infectie uitbreekt op een bedrijf, verwijdert men best de reeds aangetaste diern. De overige niet-aangetaste dieren moet men vaccineren. Dit heeft nog zijn nut aangezien de ziekte zich traag verspreid (Tripathy, 1992). De dieren die gevaccineerd werden moeten tot 14 dagen na de vaccinatie beschermd worden tegen blootstelling aan aangetaste dieren (Gordon en Jordan, 1982; Tripathy, 1992). Verder bekijkt men voortdurend of er nog zieke dieren bijkomen, die men dan verwijdert. Karkassen moeten verwijderd worden en begraaft of verast men best (Gordon en Jordan, 1990). Verder moeten de gewoonlijke reinigings-en desinfectie procedures aangehouden worden (Ritchie en Carter, 1995). Ook het gebruik van anti-parasitaire middelen is aangeraden (Gordon en Jordan, 1990). Om de ziekte te voorkomen doet men er goed aan om aan muggenpreventie te doen. Ook goede hygiënische omstandigheden en een goed management zijn onontbeerlijk. Verder kan men de dieren vaccineren als profylactische maatregel (Hungerford, 1969; McFerran en McNulty, 1993).
3.9. BEHANDELING Allereerst is het nuttig om bij het vaststellen van een FPV-infectie alsnog een preventieve enting uit te voeren. Afhankelijk van hoe ver gevorderd de ziekte al is kan men de ziekte misschien
22
alsnog een halt toeroepen. Dit is ook toepasbaar bij kuikens (Voeten, 1974). Er bestaat echter geen specifieke behandeling (McFerran en McNulty, 1993). Men kan wel proberen om bacteriële infecties te vermijden door middel van anti-infectieuze zalven (Siegmann, 1993). Vitamine A-zalf heeft een gunstige werking, vooral wanneer het vroeg in het ziekteproces wordt toegediend (Potel, 1967; Ritchie en Carter, 1993). Ook toediening van vitamine C heeft een gunstige invloed op het herstel (Ritchie en Carter, 1993). Men kan proberen om de korsten af te weken met behulp van Jood-glycerine in een verhouding van 4:1, maar deze therapie is enkel vol te houden indien de dieren niet groot zijn in aantal (Siegmann, 1993). Indien men toch beslist om over te gaan op deze therapie, moet men na het verwijderen van de korsten, de ruwe oppervlakjes die verschijnen instrijken met Joodtinctuur of mercurochroom, om de heling te bespoedigen. Ook heeft het dier er baat bij om de laesies die interfereren met drinken en eten te verwijderen (Barger en Card, 1949). Wanneer ze nog steeds niet willen eten kan dwangvoedering de oplossing zijn (Ritchie en Carter, 1993). Normaalgezien zullen de letsels goed helen, maar bij zeer uitgebreide infecties kunnen er wel littekens overblijven. Wanneer er secundaire infecties onstaan moeten deze worden behandeld met antimycotica en antibiotica (Harcourt-Brown en Chitty, 2005). In de mondholte kunnen de letsels bijvoorbeeld geïnfecteerd worden met Candida sp. Wanneer de vogel getroffen wordt door gastro- intestinale of respiratoire letsels moeten er systemische antibiotica worden toegediend (Ritchie en Carter, 1995). Wanneer de ogen en nares aangetast zijn, verwijdert men best het exsudaat en wordt er gereinigd met kamillethee-extract of een drie procentige oplossing van boorzuur. Dit protocol moet men dagelijks herhalen tot er geen exsudaat meer gevormd wordt (Potel, 1967).
3.10. PROGNOSE De mortaliteit varieert enorm en kan oplopen tot 50% (Mohanty en Dutta, 1981). Dieren die de cutane vorm vertonen hebben meer kans om te herstellen dan dieren aangetast met de difterievorm (Ritchie en Carter, 1995). Het zijn vooral de letsels ter hoogte van het respiratiestelsel en ter hoogte van de oogleden die vaker voor sterfte zorgen en dan nog zeker indien de laesies worden geïnfecteerd met fungi of bacteriën (Biester en Schwarte, 1959). De huidlaesies predisponeren echter tot stafylokokkeninfecties en dan kan de mortaliteit bij de cutane vorm ook wel hoog oplopen (Hungerford 1969). De dieren zullen bij de huidvorm binnen de maand herstellen. Wanneer er echter complicaties optreden kan het ziekteverloop echter langere tijd in beslag nemen (Tripathy en Reed, 2008). Ook wanneer er parasitaire of andere infecties aanwezig zijn of wanneer de dieren slecht gevoed zijn en het management laat te wensen over, dan is de prognose gereserveerder (Biester en Schwarte, 1959). De korsten zullen naargelang de ergheid van de infectie al dan niet een litteken achterlaten (Jordan, 1990).
3.11. ECONOMISCH BELANG VAN DE ZIEKTE Het is een economisch belangrijke ziekte (McFerran en McNulty, 1993). De aangetaste dieren blijven achter in groei en bij de legkippen treedt er een voorbijgaande daling in de leg op (Chairman, 1989). In het slachthuis kunnen kippen die hersteld zijn van de ziekte goedgekeurd
23
worden, mits verwijderen van de eens aangetaste delen. Dieren met gegeneraliseerde pokkenletsels worden afgekeurd (Herenda en Franco, 1996).
24
4. CONCLUSIE Er is in de anamnese enkel info over de species en niet over het geslacht, de leeftijd of het ras. Ook de hygiëne en management op de plaats van afkomst van het dier was niet in de anamnese bijgevoegd. Dit gebrek aan informatie zal de einddiagnose niet beïnvloeden aangezien een pokkenvirusinfectie kan voorkomen bij alle kippen ongeacht ras, leeftijd en geslacht of gebruik (hobby of industrieel) (McFerran en McNulty, 1993; Ritchie en Carter, 1995; Tripathy en Reed, 2008). De ziekte zou wel een voorkeur hebben voor de jongere dieren en hanen van lichte rassen omdat deze dieren grote kammen hebben, maar verder in de bespreking zal blijken dat we deze bijkomende informatie niet nodig hebben wegens het voorkomen van pathognomonische letsels op de histologische preparaten (Boden, 1995). Wat het macroscopisch uitzicht van het dier betrof viel op dat het dier mager was. Weigering van voedsel komt vooral voor bij de difterievorm van de ziekte aangezien de letsels in het spijsverteringstelsel het dier er toe aanzetten om voedsel te weigeren (Jordan, 1990; McFerran en McNulty, 1993). Dit is al een eerste aanwijzing dat het dier mogelijks aan de difterievorm van een FPV-infectie kan leiden aangezien er necrotisch beleg werd gevonden in de mond en necrotische plaques in de slokdarm. Een bijkomende verklaring voor het magere aspect van het dier is dat de kip systemisch ziek kan worden wanneer er toxische producten uit de laesies geabsorbeerd worden naar de onderliggende weefsels (Hungerford, 1969). Het dier vertoonde tevens snot en dikke ogen. Dit is eveneens uit te leggen aan de hand van een FPV-infectie aangezien soms de nares en ogen in het ziekteproces betrokken worden. Er ontstaat neusvloei en de oogleden kunnen oedemateus worden, waardoor de ogen niet meer geopend kunnen worden. (Barger en Card, 1949; Jordan, 1990; McFerran en McNulty, 1993). Vervolgens kan er zich etter opstapelen en dit verklaart het dik en opgezwollen aspect van de ogen (Barger en Card, 1949). De laesies in de trachea kunnen zodanig uitgesproken aanwezig zijn dat ze het lumen van de trachea kunnen obstrueren en zodoende de luchtpassage haast onmogelijk maken (Hungerford, 1969; McFerran en McNulty, 1993). Dit werd ook bij deze kip aangetroffen op lijkschouwing. Vervolgens gaan we over naar de microscopische bevindingen. Het epitheel van het verhemelte vertoonde hyperplasie en inflammatie. De hyperplasie is al een eerste microscopisch kenmerk van een FPV-infectie (Siegmann, 1993; Tripathy en Reed, 2008). Ook inflammatie kan aangetroffen worden (Harcourt-Brown en Chitty, 2005; Samour, 2008). De belangrijkste bevinding is echter het aantreffen van de Bollingerlichaampjes in de epitheelcellen van het verhemelte. Deze eosinofiele intracytoplasmatische inclusies zijn pathognomonisch voor de ziekte (Harcourt –Brown en Chitty, 2005; Samour, 2008). Het aantreffen van coccen in het lumen van de trachea is geen verrassing aangezien het virus de weg vrij maakt voor secundaire bacteriële infecties, die dan ook het ziekteverloop in snelheid kunnen doen toenemen (Ritchie en Carter, 1995). Het dier is uiteindelijk gestorven. Normaalgezien bestaat de mogelijkheid bij een FPV-infectie dat de dieren herstellen van de infectie, maar toch is er een sterftepercentage van 50% (Knipe et al., 2007). Sterfte treedt voornamelijk op bij de difterievorm (hetgeen deze vogel dus had) wegens infterferentie van de laesies met het normaal functioneren van het ademhalings- en spijsverteringsstels (Tripathy en Reed, 2008).
25
Er zijn dus voldoende aanwijzingen om te kunnen besluiten dat het dier inderdaad leed aan de difterievorm van een FPV –infectie.
26
6. LITERATUURLIJST 1. Alfonso C.L., Tulman E.R., Lu Z., Zsak L., Kutish G.F., Rock D.L. (2000). The Genome of Fowlpox Virus. Journal of Virology 74, 3815-3831. 2. Andrewes C., Pereira H.G. (1972). Viruses of vertebrates. Baillière Tindall, London, p. 394-397. 3. Angulo J.J., Richards O.W., Roque A.L. (1949). Demonstration of viral inclusion bodies in unstained tissue sections with the aid of the phase microscope. Archives of Virology 4, 118-129. 4. Barger E.H., Card L.E. (1949). Diseases and parasites of poultry. Lea & Febiger, Philadelphia, p. 145-155. 5. Beytut E., Haligür M. (2007). Pathological, Immunohistochemical, and Electron Microscopic Findings in the Respiratory Tract and Skin of Chickens Naturally Infected with Avipoxvirus 31, 311-317. 6. Boden E. (1993). Poultry practice. Baillière Tindall, London, p. 41-43. 7. Butcher G.D. (2009). Prevention and Control of Fowl Pox in Backyard Chicken Flocks. University of Florida, IFAS extension, p. 1-2. 8. Cunningham C.H. (1959). Fowl Pox. In : Biester H.E., Schwarte L.H. Diseases of poultry. The Iowa State University Press, Iowa, p. 575-597. 9. Diallo I.S., Taylor J., Gibson J., Hoad J., De Jong A., Hewitson G., Corney B.G., Rodwell B.J. (2010). Diagnosis of a naturally occurring dual infection of layer chickens with fowlpox virus and gallid herpesvirus 1 (infectious laryngotracheitis virus). Avian Pathology 39, 2530. 10. Fenner F. (1968). The biology of animal viruses. Academic Press, London, p. 18-20, 9398. 11. Fenner F., McAuslan B.R., Mims C.A., Sambrook J., White D.O. (1974). The biology of animal viruses. Academic Press London, p. 479-480, 93-96, 556, 588-591. 12. Flint S.J., Enquist L.W., Racaniello V.R., Skalka A.M. (2009). Principles of Virology, Volume I : Molecular Biology. ASM Press, Washington, p. 523, 36-37. 13. Flint S.J., Enquist L.W., Racaniello V.R., Skalka A.M. (2009). Principles of Virology, Volume II : Pathogenesis en Control. ASM Press, Washington, p. 12. 14. Fritzsche K., Gerriets E. (1959). Geflügelkrankheiten, lerbuch für tierärzte und studierende der veterinärmedizin, Paul Parey, Berlin, p. 91-105. 15. Gordon R.F., Jordan R.T.W. (1982). Poultry diseases. Baillière Tindall, London, p. 118123. 16. Harcourt –Brown N., Chitty J. (2005). BSAVA Manual of Psittacine Birds. Fusion Design, Dorset, p. 156. 17. Herenda D.C., Franco D.A. (1996). Poultry diseases and meat hygiene. Iowa State University Press, Iowa, p. 249-251. 18. Hilbrich P. (1958). Das Huhn – ein wirtschaftlicher Faktor. Kleine Geflügelkunde für den Tierarzt. Farbwerke Hoechst AG, Frankfurt, p. 53-54.
27
19. Hungerford T.G. (1969). Diseases of Poultry including Cage birds and Pigeons. F.H. Booth & Son PTY. LTD., Sydney, p. 142-160. 20. Jordan F.T.W. (1990). Poultry Diseases. Baillière Tindall, London, p. 147-153. 21. Knipe D.M., Griffin D.E., Lamb R.A., Straus S.E., Howley P.M., Martin M.A., Roizman B. (2007). Fields Virology volume 2. Wolters Kluwer/Lippincott Williams & Wilkins, London, p. 2969, 2906-2907, 2919-2920. 22. Manarolla G., Pisoni G., Sironi G., Rampin T. (2010). Molecular biological characterization of avian poxvirus strains isolated from different avian species. Veterinary Microbiology 140, 1-8. 23. McFerran J.B., McNulty M.S. (1993). Virus infections of birds. Elsevier Science Publishers B.V., London, p. 1-15. 24. Mohanty S.B., Dutta S.K. (1981). Veterinary Virology. Lea & Febiger, Philadelphia, p. 252254. 25. Potel K. (1967). Geflügelpocken, Variola avium. In : Röher H. Handbuch der Virusinfektionen bei Tieren. VEB Gustav Fischer Verlag Jena, Leipzig, p.603-631. 26. Randall C. (1991). Diseases and disorders of the domestic fowl and turkey. Mosby-Wolfe, London, p. 55-56. 27. Ritchie B.W., Carter K.C. (1995). Avian Viruses, function and control. Wingers Publishing, Florida, p. 285-311. 28. Samour J. (2008). Avian medicine. Mosby Elsevier, London, p. 285, 364-368. 29. Siegmann H.C. (1993). Kompendium der Geflügelkrankheiten. Verlag Paul Parey, Berlin, p. 180-184. 30. Traktman P. (1996). Poxvirus DNA Replication. Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York, p. 775-798. 31. Tripathy D.N. (1992). Poxviruses. In : Castro A.E., Heuschele W.P. Veterinary diagnostic virology. Mosby –Year Book Inc., London, p. 60-62. 32. Tripathy D.N. (1989). Pox. In : Chairman H.G.P., Arp L.H., Domermuth C.H., Pearson J.E. A laboratory manual of the isolation and identification of avian pathogens. Kendall/Hunt Publishing Company, Iowa, p. 23, 104. 33. Tripathy D.N., Reed W.M. (2008). Pox. In: Saif Y.M., Fadly A.M., Glisson J.R., McDougald L.R., Nolan L.K., Swayne D.E. Disease of Poultry. Blackwell Publishing, Oxford, p. 291307. 34. Voeten C. (1974). Gezondheid en ziekte bij bedrijfspluimvee. Agon Elsevier, Brussel, p. 88-90. 35. Wagner E.K., Hewlett M.J., Bloom D.C., Camerini D. (2008). Basic Virology. Blackwell Publishing, Oxford, p. 360-365. 36. Wilner B.I. (1969). A classification of the major groups of human and other animal viruses. Burgess Publishing Company, Minneapolis, p. 97-102.
28
Dankwoord Deze laatste pagina, maar niet de minst belangrijke is gereserveerd voor de mensen die mij geholpen hebben om dit werk tot stand te laten komen. In de eerste plaats zou ik graag mijn promotor Prof. Dr. Martel A. bedanken voor de probleemloze begeleiding, het telkens zeer snel antwoorden op de emails en dat ik altijd bij haar terecht kon met mijn vragen. Vervolgens wil ik ook nog mevrouw Verhaeghe H. en mevrouw Verbeken C. bedanken. Zonder hen had ik de technische kant van de zaak nooit zo snel kunnen afhandelen. Als laatste wil ik graag de mensen bedanken die mij altijd gesteund hebben en dit ook blijven doen.
29
