Vízgyűjtő-gazdálkodási Terv A Duna-vízgyűjtő magyarországi része háttéranyag: A felszíni vizek biológiai állapotértékelési rendszere

Vízgyűjtő-gazdálkodási Terv - 2015 A Duna-vízgyűjtő magyarországi része

6-1. háttéranyag: A felszíni vizek biológiai állapotértékelési rendszere

Módszertani útmutató a fitobentosz élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához Draft

Készítette: Dr. Ács Éva, Dr. Borics Gábor, Dr. Kiss Keve Tihamér és Dr. Várbíró Gábor Lektor: Dr. Buczkó Krisztina

2 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT


Tartalomjegyzék 1. Fitobentosz .......................................................................................................................................... 5 2. Mintavevő eszközök, kellékek ............................................................................................................. 5 3. A mintavétel általános szempontjai .................................................................................................... 5 3.1. Vízfolyások .................................................................................................................................... 6 3.2. Állóvizek........................................................................................................................................ 7 4. Mintavételezés .................................................................................................................................... 8 4.1. Vízfolyások .................................................................................................................................... 8 4.1.1. Gyűjtés kőről ......................................................................................................................... 8 Mintavétel kőről .................................................................................................................................. 9 4.1.2. Gyűjtés emerz makrofitonról ................................................................................................ 9 4.1.3. Gyűjtés szubmerz makrofitonról ......................................................................................... 10 4.1.4. Gyűjtés mesterséges aljzatokról.......................................................................................... 10 4.1.5. Gyűjtés epipsammonról és epipelonról .............................................................................. 12 Eikelkamp féle üledék mintavevő és a kiszúrt üledékmag ................................................................ 12 4.2. Állóvizek...................................................................................................................................... 13 Különböző, állóvizekben használt mesterséges aljzatok és tartóik................................................... 13 5. Mintavételi jegyzőkönyv.................................................................................................................... 13 6. Minta tárolása és tartósítása ............................................................................................................. 14 7. Tartós preparátum készítéshez szükséges eszközök, kellékek .......................................................... 14 8. Minta előkészítés............................................................................................................................... 15 8.1. Roncsolás .................................................................................................................................... 15 8.2. Beágyazás ................................................................................................................................... 16 9. A minta feldolgozásához szükséges eszközök ................................................................................... 19 10. A minta feldolgozása ....................................................................................................................... 19 10.1. A mintafeldolgozás általános szempontjai ............................................................................... 19 10.2. A számolás menete................................................................................................................... 21 11. Értékelés .......................................................................................................................................... 21 11. 1. Az értékeléskor figyelembe veendő általános szempontok .................................................... 22 11.2 Értékelés a különböző vizek esetében ...................................................................................... 24 11.2. 1. Vízfolyások ........................................................................................................................ 24 11.2.2. Állóvizek ............................................................................................................................ 26

4 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT 12. Az eredmények közlése ................................................................................................................... 30 13. Hivatkozott irodalmak ..................................................................................................................... 30 14. Melléklet.......................................................................................................................................... 32 14.1. melléklet: Különböző aljzatokon kialakult bevonatok, gyűjtésre alkalmas és alkalmatlan kövek (néhány példa)................................................................................................................................... 32 14.2. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- vízfolyások ........................................................... 36 14.3. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- állóvizek............................................................... 37 15. Háttér információk a folyóvízi fitobentosz minősítő módszerhez .................................................. 38 15.1.Referencia feltételek ................................................................................................................. 38 15.2. Terhelés-hatás elemzések ........................................................................................................ 40 15.3. Az indexek érzékenysége.......................................................................................................... 48 15.4. Az adatok elfogadhatóságának feltételei ................................................................................. 48 15.4.1. Mintavételre vonatkozó követelmények ........................................................................... 49 15.4.2. Minta előkészítésre vonatkozó követelmények ................................................................. 49 15.4.3. A minta feldolgozására, vizsgálatára, értékelésére, a vizsgálati eredmények közlésére vonatkozó követelmények ............................................................................................................. 49 15.5. A módszer pontossága, megbízhatósága ................................................................................. 50 16. Háttér információk a tavi fitobentosz minősítő módszerhez .......................................................... 50 16.1. Referencia feltételek ................................................................................................................ 50 16.2. Határértékek megadásának lépései ......................................................................................... 52 16.3. Az indexek érzékenysége.......................................................................................................... 52 16.4. Az adatok elfogadhatóságának feltételei ................................................................................. 52


1. Fitobentosz A fitobenton (vagy fitobentosz, újabban az angolszász terminológia ekvivalensként kezeli a két fogalmat és egységesen a fitobentosz elnevezést használja, így a továbbiakban mi is ezt használjuk) a mederfenéktől eltérő, vízzel borított aljzatokon kialakuló élőbevonat. Ezen élőlénycsoport vizsgálati módszertanának kialakítása a korábbi Módszertani útmutató (2007_VITUKI), Ács és Kiss (2004) könyve, a “Vízminőség. Útmutató folyók bentikus kovamoszatainak általános mintavételéhez és minta-előkészítéséhez (EN 13946: 2003)” és a “Vízminőség. Útmutató szabvány folyóvizekből vett minták bentikus kovamoszatjainak azonosításához, számlálásához és értékeléséhez (EN 14407:2004)” c. szabványok előírásainak, valamint az EcoSurv (2005a) és az azóta eltelt idő monitorozásából származó tapasztalatok figyelembe vétele alapján készült. A hazai tapasztalatokat a nemzetközi ajánlások figyelembe vételével értelmeztük, alakítottuk (pl. Schaumburg et al. 2012). A fitobentoszt alkotó algák közül a bevonatban való előfordulási aránya, aránylag könnyű határozhatósága és jól ismert ökológiája miatt az elemzésekhez a kovaalgák csoportja került kiválasztásra, mint biológiai minősítő elem. Az állóvízi bentonikus kovaalgákra vonatkozóan jelenleg nincs érvényben sem nemzetközi, sem hazai szabvány, ezért a mintavételi helyek kiválasztására, a minta gyűjtésére, előkészítésére és analizálására vonatkozóan ahol nincs külön jelezve, ott a folyókra vonatkozó eljárások tekinthetők irányadónak.

2. Mintavevő eszközök, kellékek • • • • • • • • • • •

gumicsizma (szükség esetén combcsizma) műanyag tálca (elegendően nagyméretű a nagyobb kövek számára is és legalább 2 cm mély felcímkézett, jól zárható műanyag mintatartó edény, legalább 100 ml-es ceruza pauszpapír alkoholos filctoll mintavevő eszköz (kaparó -pl. szike-; vagy fogkefe; vagy metszőolló; vagy üledék mintavevő) fixáló szer (Lugol) 1N HCl hordozható pH mérő terepi jegyzőkönyv

3. A mintavétel általános szempontjai A mintavételi idő, hely valamint az aljzat (szubsztrátum) kiválasztásánál az alábbi szempontokat kell figyelembe venni:


3.1. Vízfolyások •

• • • • • • • • • • •

•

A bevonat élőlény együttesei jelentősen különbözhetnek a víz tápanyag ellátottsága, az aljzat minősége, a bevonat kora, a fényellátottság és az áramlási viszonyok különbségei miatt. Emiatt kerülni kell a fizikai variabilitást (pl. eltérő áramlási viszonyoknak kitett helyek) a mintavételi helyek között amennyire lehetséges és érett (4-6 hetes) bevonatot kell gyűjteni. Az áradások jelentős mennyiségű algát sodornak ki a bevonatból, sokszor csaknem teljesen újra indul a kolonizáció. Így a mintavétel legalább 4 héttel az áradásos időszak után történjen. Terepi vagy mintavételi jegyzőkönyvben jegyezzünk fel minden olyan, a vizsgálat kimenetelét befolyásoló tényezőt, ami később segíthet az adatok értelmezésében. A mintát a fő sodorból, kevéssé árnyékolt helyről, az eufotikus zónából (vízfelszín alatti 10-30 cm-ről), az áramlást biztosító szakaszokról kell venni. Vízfolyások kövein kialakuló élőbevonat fajösszetétele más-más a sodor vagy part felőli, az áramlással szemben, vagy átelleni oldalon, így az aljzatoknak mindig ugyanarról az oldaláról gyűjtsünk; a sodor felöli, függőlegesen álló oldaláról. Mintavételi gyakoriság: 2 mintavétel/ év (május-június és szeptember-október). Azokat a mintákat, amelyeket összehasonlításra akarunk használni (pl. alsó-, felső szakasz összehasonlítása) ugyanazon a napon gyűjtsük. Az egyes években többé-kevésbé ugyanazokon a napokon ismételjük meg a gyűjtéseket (ha egyéb tényezők nem gátolnak, mint pl. áradás). Egy-egy új mintavételi helyen az első mintavételeket tekintsük felderítésnek, kísérletnek és szükség esetén (a minta vizsgálata, elemzése után) módosítsuk mintavételi stratégiánkat. A felső szakaszokon általában kisebb a fajszám, az alsóbb szakaszokon pedig már gyakran érvényesülnek az antropogén hatások. Ezért a legjellegzetesebb flóra a középső szakaszokra jellemző, a mintavételt ezeken a szakaszokon javasoljuk. Általában 10-100 m hosszúságú szakaszról célszerű random módon mintát venni, kivételes esetben ennél hosszabb szakasz mintázása is indokolt lehet a meder fizikai tulajdonságaitól és az aljzat homogenitásától függően (EN 13946: 2003, FURSE et al. (2006)). Fitobentosz gyűjtésére a leginkább rendelkezésre álló (az adott vízfolyásra leginkább jellemző) aljzatot kell választani. A vízfolyás jellemző (keskenyebb, gyorsabb áramlású és kiöblösödő, lassabb áramlású) állapotának leírásához a lassúbb és a gyorsabb folyású folyó szakaszokról is gyűjteni kell. Ha többféle aljzat is rendelkezésre áll, a bevonat gyűjtéséhez az ökölnyi, vagy gyermekfej nagyságú kövek a legmegfelelőbbek. Olyan helyről kell a követ kiválasztani, amely a mintavételt megelőzően hosszú ideig víz alatt volt (célszerű a teljes mederszélesség kb. 10%-ánál gyűjteni). 5 ismétlésben gyűjtsünk, szemre barna bevonatú köveket választva. A bevonatot mindig a kő függőleges oldaláról gyűjtsük, a sodorvonal felöli részről. Ha az adott folyó természetes mederében a finomszemcsés homok, iszap vagy szerves mederüledék adja a jellemző felszínt, és a szilárd aljzatot csak a hidakat kísérő mesterséges kőszórások vagy a hídlábak jelentik, akkor az EcoSurv (2005a, b) tapasztalatai alapján a felsőbb folyószakasz a preferált mintavételi helyszín. A mesterséges kőszórások ugyanis gyakran adnak helyet az adott víztípusra atipikus bevonatlakó algáknak. Amennyiben a felsőbb folyószakaszon sem található megfelelő természetes aljzat, a bentonikus kovamoszatok általános mintavételére és minta-előkészítésére vonatkozó EN 13946: 2003-as szabvány 6.3.2-3. pontja lehetőséget ad a tartósan víz alatt lévő mesterséges szilárd aljzatokról (kőszórás, pontonoldal, hídlábak, egyéb sima vagy érdes felületű tárgyakról) történő mintavételre is. Célszerű olyan helyről venni a mintát, amely aljzattípus várhatóan a legközelebbi mintavételkor is mintázható lesz.

7 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT •

A köves aljzat hiánya esetén egyéb aljzat is választható, amely a vizsgált vízfolyásra jellemző. Emerz makrofitáról történő gyűjtés során lehetőleg ugyanarról a fajról, vagy nemzetségről gyűjtsünk, legalább 10 cm-rel a vízfelszín alatti részekről. Szubmerz makrofita közül a fitobentosz gyűjtésére az apró levelű növényfajok (Myriophyllum, Ceratophyllum) a legjobbak. Abban az esetben, ha nincs sem alámerült, sem vízből kiemelkedő makrofiton, sem kő, sem pedig mesterséges aljzat, akkor epipsammon (homokon kialakuló bevonat) vagy epipelon (iszapon kialakuló bevonat) mintát kell gyűjteni. A kovamoszat-bevonatok zöldes-barnás rétegként vannak jelen az iszap felületén. A víz alatti fás részek (faág, gyökér) csak abban az esetben mintázhatóak, ha az adott folyószakaszon semmi más megfelelő aljzat nem található.

• •

Törekedni kell arra, hogy egy-egy víztest esetében a gyűjtés ugyanolyan aljzatféleségről történjen. Az egy-egy helyről ismétlésben gyűjtött mintákat kompozit mintaként kell kezelni, azaz a lemosást követően össze kell önteni, majd homogenizálás után vizsgálni.

3.2. Állóvizek • • • • • •

•

Amennyire lehetséges olyan alzatokról gyűjtsünk, melyek mentesek a fonalas algáktól, a legkevésbé árnyékolt helyen vannak és lehetőleg a litorális régió pelágiál felöli oldalán találhatók. A tavi kovaalgák mintavételére a legkedvezőbb időszak a május közepétől-június végéig terjedő időszak. Mintavételi gyakoriság: minimálisan 1 mintavétel/év, ha 2 mintavételre is van lehetőség, a másodikra augusztus közepe és szeptember közepe között kerüljön sor. Sekély, időszakos szikes tavak esetében a gyűjtésre csak a május közepétől-június végéig terjedő időszak alkalmas, mert csak így kerülhető el a kiszáradás időszaka. A tóra legjellemzőbb makrofitonról gyűjtsünk (ez általában zsióka). Vízkivezetéssel rendelkező tavaknál a kifolyáshoz közeli terület mintázása javasolt, azon a területen, ahol az áramlási sebesség nullához közeli, ill. elegendő a napfény a megfelelő algabevonat kialakulásához. Vízkivezetéssel nem rendelkező tavaknál a napsütésnek leginkább kitett területen kell mintát venni. Gyakori előfordulása miatt a közönséges nád (Phragmites australis), vagy egyéb makrofita pl. Scirpus lacustris, Typha latifolium és T. angustifolium, Sparganium vagy az apró levelű Myriophyllum, Ceratophyllum, Elodea, Potamogeton fajok is alkalmas aljzatok. Irodalmi adatok (King et al 2006) szerint azt az aljzatot kell előnyben részesíteni, amelyik a legjellemzőbb az adott tó litorális régiójára. Magyarországon számos tó esetében a zöld nádszárról történő mintavételt kell előnyben részesíteni, mert ezek jól reprezentálják a tó litorális régiója legjellemzőbb aljzatát, a rajtuk képződött bevonat friss, az évi, vagyis nem tartalmaz előző évről áttelelt egyedeket, továbbá epipelikus és fitoplanktonból kiülepedett fajokat. Ügyelni kell arra, hogy az aljzatról érett bevonatot gyűjtsünk (vagyis a friss nád már legalább 6 hetes legyen). A mintavételek során a bevonat vertikális rétegzettségét is figyelembe kell venni, így a mintákat 10-30 cm-es mélységből, 5 ismétlésben gyűjtjük, véletlenszerűen kiválasztott aljzatokról. Mindig a makrofita állomány vízfelőli oldaláról gyűjtünk.

8 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT • •

• •

Epipsammon vagy epipelon minta is vehető és mesterséges aljzat is alkalmazható. A víz alatti fás részekről csak abban az esetben vegyünk mintát, ha egyéb aljzattípus nem áll rendelkezésre a mintavételezéshez. Kőről is gyűjthetünk, ha az a legjellemzőbb aljzat a tó litorális régiójában. Ilyenkor kerüljük a fonalas zöldalgákkal vagy vándorkagylóval borított köveket, keressünk barnás bevonatúakat. 20-30 cm mélyen lévő köveket keressünk, és 5-szörös ismétlésben gyűjtsünk. Kerüljük a zárt öblöket, csónakkikötőket, strandokat, a vízi madarak kedvenc tartózkodási helyeit. Lehetőség szerint egyugyanazon aljzat típusról gyűjtsünk a tó minden részén azért, hogy minimalizáljuk a szubsztrát hatást (vagyis azt a tényt, hogy a különböző típusú aljzatokon gyakran nagyon eltérő a bevonat összetétele). Az egyes mintavételi helyek (tavak) valódi összehasonlítása csak akkor lehetséges, ha ugyanolyan aljzatról és az évnek ugyanabban az időszakában gyűjtünk!

Néhány jellegzetes bevonatképet a módszertani útmutató 14.1. mellékletében bemutatunk.

4. Mintavételezés 4.1. Vízfolyások A kiválasztott mintavételi területen random módon 5 nagyobb követ/ 10 kavicsot vagy 5 makrofita egyedet (ill. annak részeit) választunk ki, amelyek jellemzőek a folyó természetes élőhelyi viszonyaira. Mindezek hiányában mesterséges aljzatot, melyről szintén 5 ismétlésben gyűjtünk.

4.1.1. Gyűjtés kőről • •

•

•

Távolítsuk el a követ a vízből, előtte enyhe rázással mossuk bele a gyengén tapadt szervezeteket a vízbe. A kivétel során jegyezzük meg, melyik volt a kő felső része és melyik a sodorvonal felé eső. A sodorvonal felé eső függőleges részéről kaparjuk le a bevonatot. A mintavételt késsel, szikével, vagy kefével (legjobb a fogkefe) végezzük 10 cm2 nagyságú felületről (pl.: 2 cm-es kefehosszúságú fogkefével 5 db random módon kiválasztott kőről) lesikálva a bevonatot. A követ tegyük tálcára és tiszta vizet (pl. csapvíz) használjunk öblítővízként. A tálat csapvízzel a használat előtt ki kell öblíteni. Minden egyes mintavételi helyen, minden mintához külön fogkefét használjunk. A fogkefék megfelelő elmosás után újra felhasználhatók. Könnyebb a fogkefék tisztán tartása, ha a gyűjtés végeztével sem hagyjuk teljesen rászáradni a bevonatot, hanem azt erőteljes rázással belemossuk a vízbe, majd a fogkeféket nedvesen tartva, nylon zacskóban gyűjtjük, és a laboratóriumba érve azonnal beáztatjuk, lemossuk. A tálcába előzetesen tegyünk egy kis csapvizet, abba mossuk bele gyakran a kefét a sikálás közben. A kefével alaposan és erőteljesen keféljük le a kőnek a függőleges felületét (kerülve az esetlegesen fonalas algás részeket, ha csak olyan követ tudtunk gyűjteni, ahol fonalas algák is vannak, előtte távolítsuk el az algafonalakat és ezt mindenképpen jegyezzük föl a jegyzőkönyvbe). Sötét barnás színű szuszpenziót kell kapnunk a lemosás után.


•

A tálcában összegyűlt szuszpenziót öntsük egy előzetesen felcímkézett, jól záródó műanyag edénybe. A címkén a következő információk szerepeljenek: folyó neve, mintavételi hely neve, dátum, gyűjtést végző neve/azonosítója. Ugyanezen információkkal ellátva, készítsünk egy másik címkét is, amit magába a mintatároló műanyag edénybe tegyünk, közvetlenül bele a mintába (erre a célra pausz papírt használjunk, melyre ceruzával írunk). Ez megbízhatóvá teszi a minta azonosítását abban az esetben, ha a műanyag edényre ragasztott címkén az információ szállítás, ill. tárolás során olvashatatlanná válna. A minták fixálását a helyszínen is végezhetjük, de legkésőbb a laboratóriumba érkezéskor tegyük meg. Ügyeljünk arra, hogy a gyűjtés és a fixálás között 24 óránál több idő ne teljen el. Fixálásig sötét, hűvös helyen (nyáron hűtőtáskában) tartsuk a mintát.

Mintavétel kőről 4.1.2. Gyűjtés emerz makrofitonról •

•

5 ismétlésben gyűjtsünk, metszőollóval a vízfelszínen átvágva a növény szárát, majd a víz alatti szárrészt is átvágva óvatosan emeljük ki az aljzatot, enyhe rázással mossuk bele a folyóvízbe a gyengén tapadt szervezeteket. A víz alatti 10-20 cm-es szár-szakaszt vágjuk bele a mintagyűjtő edénybe (címkézés a korábbiakban leírtak szerint). Miután mind az 5 darab benne van, tegyünk kicsi csapvizet az edénybe, hogy a bevonat nedves térben maradjon és zárjuk le. A mintát a laboratóriumba szállításig tartsuk sötét, hűvös helyen. A bevonat lemosását célszerű a laboratóriumban elvégezni. Lemosáskor tegyük a szárdarabokat kevés vizet tartalmazó Petri csészébe és kefe segítségével dörzsöljük le a felületéről a bevonatot (egyenként végezve a műveletet, majd mérjük le az aljzat felületét, ha felületegységre eső egyedszámot akarunk számolni, vagy

10 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT klorofillt mérni, egyéb esetben nincs szükségünk az aljzat méretére), és öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.

Gyűjtés emerz makrofitonról 4.1.3. Gyűjtés szubmerz makrofitonról • •

•

5 ismétlésben gyűjtsünk, a növény szárából is és leveléből is (s ha lehet, a csúcsi részből is). Tegyük műanyag flaskába a levágott növénydarabkát és vigyük laborba (címkézés a korábbiakban leírtak szerint). A laborban a növényi részeket erőteljesen rázzuk egy kis csapvízzel megtöltött nagy edényben (kézzel mosogatással, enyhe dörzsöléssel segíthetjük a bevonat leválást a makroszkópikus növényi részekről), majd vegyük ki a növényi darabokat. (Ha túl sok vizet kellett használnunk, hagyjuk leülepedni az algákat és dekantáljuk). Öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.

4.1.4. Gyűjtés mesterséges aljzatokról •

•

Gyűjtés stégek függőleges felületéről: Kb. 30 cm mélységből kaparjuk le a bevonatot hálós kaparóval. 5 különböző helyéről gyűjtsünk az aljzatnak (legalább 10 cm2-nyi részt kaparjunk le, ha kevés a kovaalga rajta, még többet). Fontos, hogy az aljzat mintázott része legalább 4 hete már víz alatt legyen (oligotrófikus feltételek, alacsony hőmérséklet, erős árnyékoltság mellett több). A lekapart bevonatot jól záródó, felcímkézett műanyag edénybe rakjuk és a laboratóriumba szállításig sötét, hűvös helyen tartjuk, ahol majd fixáljuk, de fixálhatjuk a helyszínen is.

11 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT • • •

Ha magunk készítette mesterséges aljzatot (pl. mattított felszínű tárgylemezeket) helyezünk ki, arról is 5 ismétlésben gyűjtünk, a tárgylemezeket enyhén megrázva mossuk bele a gyengén tapadt szervezeteket a vízfolyás vizébe. Egy-egy mintavételkor 5 tárgylemezt veszünk fel, ezeket kevéske csapvízzel megtöltött, jól zárható műanyag edénybe tesszük (címkézés a korábbiakban leírtak szerint) és sötét, hűvös helyen a laboratóriumba szállítjuk. Lemosáskor tegyük az aljzatot kevés vizet tartalmazó Petri csészébe és kefe segítségével dörzsöljük le a felületéről a bevonatot (egyenként végezve a műveletet, majd mérjük le az aljzat felületét, ha felületegységre eső egyedszámot akarunk számolni, vagy klorofillt mérni, egyéb esetben nincs szükségünk az aljzat méretére), és öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.

Mély, nagy sebességű vízfolyásokban is használható, rögzíthető keret, melyre szárnyas anyával rendelkező csavarokkal 5-5 tárgylemez elhelyezésére alkalmas mintatartókat lehet rögzíteni.


Mintavételhez használható hálós kaparó és gyűjtőedény

4.1.5. Gyűjtés epipsammonról és epipelonról •

•

Mintavételkor a kovaalga réteget a puha üledékről úgy kell eltávolítani, hogy a mintába lehetőleg csak a barnás bevonatréteg kerüljön. Ezt célszerű úgy végezni, hogy a Petri csészét az üledékre fordítjuk, majd spatula segítségével eltávolítjuk az üledéket, végül átöblítjük a mintát a mintatartó edénybe (Ács-Kiss 2004). Ha mélyebb rétegből veszünk üledéket, használjunk üledék mintavevőt (pl. Eikelkamp féle mintavevő). Vegyük figyelembe a fotikus zóna nagyságát. A mintavevővel az üledékből kiszúrjuk a magot, kihozzuk a partra, majd a felső 1-2 cm-es réteget spatulával felcímkézett, jól záródó műanyag edénybe rakjuk és a laboratóriumba szállításig sötét, hűvös helyen tartjuk. A laboratóriumban fixáljuk a mintát (de fixálhatjuk a gyűjtés során a helyszínen is).

Eikelkamp féle üledék mintavevő és a kiszúrt üledékmag


4.2. Állóvizek •

A mintavételi technikák az egyes aljzatok esetében megegyeznek a vízfolyásoknál leírtakkal. Az a legmegfelelőbb, ha a mintázott terület a nyíltvízzel összeköttetésben van, tehát pl. a nádas víz felőli oldaláról kell gyűjteni. A mintázás során olyan szárdarabokat szedjünk, amelyek állandóan a víz alatt voltak (a mintavételezést megelőző utolsó hónapokban is). A vízfelszín alatti 10-30 cm-es nádszár vagy egyéb makrofiton szár darabot gyűjtsük be (ÁcsKiss 2004).

•

Epipsammon és epipelon mintázása esetén a vízfolyásokhoz hasonlóan a kovaalgákban gazdag élőhelyi foltokat mintázzuk meg. Ha mélyebb rétegből veszünk üledéket, itt is használjunk üledék mintavevőt (pl. Eikelkamp féle mintavevő). Vegyük figyelembe a fotikus zóna nagyságát. Többit ld. a vízfolyásoknál. A kő aljzat esetén kerüljük a fonalas algákkal, illetve vándorkagylóval, szivaccsal borított köveket.

•

Néhány jellegzetes bevonatképet a módszertani útmutató 3. mellékletében bemutatunk.

Különböző, állóvizekben használt mesterséges aljzatok és tartóik

5. Mintavételi jegyzőkönyv

14 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Javasoljuk a mellékletként csatolt mintavételi jegyzőkönyv terepi használatát (14.2. melléklet, 14.3. melléklet) a mintavétel során. A vizsgált folyószakaszra, illetve állóvízre vonatkozó egyéb hidromorfológiai és élőhelyi jellemzőket a részletes terepi jegyzőkönyvben célszerű feltüntetni, és lehetőség szerint fényképpel dokumentálni, valamint ugyancsak feltüntetni a hely pontos GPS koordinátáit is.

6. Minta tárolása és tartósítása A mintákat hideg, sötét helyen szállítjuk a laboratóriumba, tároljuk feldolgozásig vagy fixálásig. Ha 24 óránál több idő telik el a gyűjtés és a feldolgozás között, a mintákat rögzíteni kell. A fixáláshoz Lugol oldatot használjunk, úgy adva a mintához, hogy annak végkoncentrációja 1 térfogat százalékos legyen. A Lugolt a következőképpen készítsük: 300 g desztillált vízben oldjunk föl 2 g kálium jodidot és 1 g kristályos jódot. Fontos, hogy a Lugollal tartósított minta nem tartható el sokáig, ezért 3 hónapon belül történjen meg a kovaalgák roncsolása. A mintát tartalmazó edényen lévő címke minimálisan a következő adatokat tartalmazza: mintavételi hely (vízfolyás vagy állóvíz neve, szakasz vagy legközelebbi település, GPS koordináta), mintavétel ideje, aljzat típusa. A további információkat a terepen kitöltött mintavételi jegyzőkönyvben tüntessük fel. Fontos megjegyzés: ha a - terepen mért - pH >8,7 akkor a mintát a laboratóriumban 7-es pH-ra állítsuk be (1N sósavval), nagyon lúgos mintákban ugyanis a törékeny kovavázak feloldódnak.

7. Tartós preparátum készítéshez szükséges eszközök, kellékek • • • • • • • • • • • • • • • •

Tárgylemez Fedőlemez Alkoholos filctoll 10-15 ml-es, vastag falú, hőálló üvegedények (pl. orvosságos üvegfiolák) Szabályozható hőmérsékletű (legalább 50-120 oC-ig) elektromos főzőlap Elszívófülke Pamut védőkesztyű Desztillált, vagy ioncserélt víz Tömény H2O2 1 N HCl Automata pipetta pipettahegyek Eppendorf csövek befogadására alkalmas centrifuga (legalább 2-10 ezer rpm között változtatható) 1,5 ml-es Eppendorf csövek Beágyazóanyag (pl. Naphrax műgyanta) 70 %-os etanol

15 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT • • •

papírvatta Fogpiszkáló Fogócsipesz

8. Minta előkészítés A kova-vázak tisztítására a forró hidrogén-peroxidos roncsolási módszert javasoljuk. Jelenleg Magyarországon ezt a módszert használják legszélesebb körben. Az ismételt forralásnál vegyük figyelembe, hogy a hidrogénperoxid forráspontja ugyan 116 °C, de magasabb hőmérsékleten bomlékony, vagyis 100 °C környékén kiforrhat. Vigyázzunk, mert gőze irritálja a szemet és az orrot. Mivel erős, részben forró oxidálószerekkel dolgozunk, igen lényeges a megfelelő munkavédelem! Ha lehet, elszívófülke alatt roncsoljunk, ha erre nincs lehetőség, megfelelő szellőzésről kell gondoskodni. A bőrre került vegyszereket azonnal mossuk le. Lehetőség szerint legyen a laborban szemzuhany.

8.1. Roncsolás • •

• • •

• • •

A roncsolás megkezdése előtt meg kell vizsgálnunk a roncsolatlan mintát. Ha szükséges, az eredeti minta előzetes mikroszkópos vizsgálatával meg kell állapítani az élő/holt sejt arányt. A minta minőségéről nyert információ segít az ideális roncsolási eljárás kiválasztásában. Alaposan homogenizáljuk a mintát. Hőálló üvegedénybe ismert térfogatú mintát pipettázunk (a térfogatot a minta sűrűsége szabja meg, bár célszerű a mintát úgy besűríteni – pl. ülepítéssel tömöríteni -, hogy a feltáráshoz 1-2 ml minta elegendő legyen). Úgy választjuk meg az edény térfogatát, hogy ha az összes anyagot hozzáadtuk, akkor is maximum ¾-ig legyen töltve. Minden minta kimérésénél külön pipetta hegyet használjunk, ezzel is kerülve a minták egymással való keveredését. Ezután hozzámérünk 1/3-nyi 1N HCl. Nagy mész- és vastartalmú mintánál a hozzáadott HCl több lehet (a HCl adást addig folytatjuk amíg pezsgést tapasztalunk). A minta térfogatának 3-szorosa mennyiségű tömény hidrogén-peroxidot adunk hozzá és termosztátban vagy rezsón, vagy vízfürdőn, kb. 90 oC-on addig „főzzük” (nem forraljuk!), míg a kivett minta eredeti térfogatára párolódik be. Ezután egy cseppjét mikroszkóp alatt ellenőrizzük, hogy jól elroncsolódott-e a sejttartalom. Ha nem teljesen üresek a vázak, ismét adunk hozzá hidrogén-peroxidot és újra bepároljuk az eredeti térfogatra ugyancsak kb. 90 oC-on. Ezalatt a sejtek szervesanyag tartalma oxidálódik, a minta üledéke a kovavázakkal együtt világos színűvé, fehérré válik. Ezután 1 napig hagyjuk ülepedni a vázakat, majd óvatosan dekantáljuk a mintát (úgy, hogy a fehér vázakat ne öntsük ki) és desztillált vízzel teljesen megtöltjük az üvegcsét. Ismét 1 napig hagyjuk ülepedni, majd dekantáljuk. Ezt a mosást 3-szor megismételjük. A legvégén a dekantált mintából egy részt beágyazunk, a többit eltesszük, hogy szükség esetén elektronmikroszkópos vizsgálatot végezhessünk belőle, vagy újabb tartós preparátumok készítésére (tárolását ld. később). Az ülepítés és dekantálás folyamatát helyettesíthetjük óvatos centrifugálással is, ez meggyorsítja a preparátum készítésének folyamatát, viszont ekkor számolni kell a vázak összetöredezésének kockázatával. 10 percig, 6000 rpm-mel centrifugálható (kivéve, ha a minta sok törékeny vázú

16 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT kovaalgát tartalmaz, ilyenek a Skeletonema, Chaetoceros, Rhizosolenia, Urosolenia, Acanthoceras fajok).

Amire figyelni kell: 1. A kiindulási minta sűrűsége: ha túl ritka, ülepíteni kell, ha túl sűrű, desztillált vízzel hígítani 2. A frusztulumoknak és láncoknak teljesen szét kell válnia. Ha sok a nehezen szétváló lánc (pl. Fragilaria sensu lato fajok), roncsolás után, de még beágyazás előtt szonikálni érdemes a mintát (ultrahangos kezelés, vízbe téve a mintát, kb. 20 percig, de szükség esetén lehet tovább is). 10 percenként ellenőrizni mikroszkóp alatt a minta egy cseppjét, hogy nem töredezik-e el a többi kovaváz, illetve, hogy elváltak-e a láncok. 3. Legyen nagyon tiszta minden edény! 4. Ha egy minta leég (szárazra párlódik), az edényt el kell dobni és újra kell kezdeni a roncsolást. 5. Megfelelő méretű és tisztaságú roncsoló-üvegcsével kezdjünk hozzá a munkához. 6. Fontos a hozzáadott vegyszerek aránya. 7. Óvatos legyen a melegítés, nem szabad forralni, a sejtek ne repüljenek ki a pezsgés során, a minta ne égjen oda, az edények ne legyenek egymáshoz túl közel (üres vázak átrepülhetnek). 8. Alapos desztillált vizes mosás szükséges, bő vízzel. Gyanú esetén lakmuszpapírral ellenőrizni. 9. Fontos a sejttartalom teljes elroncsolása.

8.2. Beágyazás A tárgylemez és fedőlemez előkészítése: Mindig teljesen új tárgylemezeket és fedőlemezeket használjunk Használat előtt etanollal zsírtalanítsuk Készítsük el a tárgylemez feliratát (mintázott víz neve, mintavételi hely, mintavételi időpont, a minta kódja, mintavevő személy neve, mintázott aljzat típusa). • • •

•

Desztillált vízzel hígítsuk a roncsolt és tisztított mintát a megfelelő koncentrációra (egy mikroszkópi látótérben 10-15 valva legyen 1000 x-es nagyításon). Alaposan rázzuk fel, majd tiszta fedőlemezre cseppentsünk belőle egy akkora cseppet, hogy kb. 2/3-át kitöltse a fedőlemeznek. Lassú melegítéssel (pl. radiátor tetején) szárítsuk be a cseppet. Mikroszkóp alatt ellenőrizzük a minta sűrűségét, ha túl híg, még egy cseppet cseppentsünk rá és szárítsuk be (harmadik cseppet általában már nem tudunk rátenni, mert lehetnek hordalék/törmelék szemcsék a mintában, amik eltakarják a valvákat, ha még mindig híg, tömörítsük a mintát), ha túl sűrű, kezdjük újra, előtte desztillált vízzel hígítva a mintát. A beágyazó anyagból (mely egy mézszerű anyag, a gyártótól függően többféle fantázianéven kerül forgalomba, úgy mint Naphrax-, Styrax-, Pleurax-, Hyrax-, Zrax gyanta, lényeg, hogy a törésmutatója 1,70 körüli legyen) fogpiszkálóval tegyünk a tárgylemez közepére egy pici cseppet


•

(annyit, hogy a fedőlemezt rátéve és rányomva kitöltse a felületét és ne folyjon ki alóla a fölösleg. Ha mégis kifolyna, 24 óra múlva, ha teljesen megszilárdult a gyanta, az oldószerével átitatott vattával le lehet törölgetni a fölösleget) és mintával a gyanta felé fordítsuk bele a fedőlemezt. Az ujjunkkal finoman rányomjuk a fedőlemezt a tárgylemezre és csipesszel rezsó fölé tartva buborékolásig felforraljuk a gyantát. Ha már forr, elvesszük a melegről, rövid ideig hagyjuk hűlni (míg a forrás abbamarad), majd megismételjük a rövid forralást (ekkor párologtatjuk el a gyanta oldószerét, mely általában xilol vagy toluol). Ezután a még buborékolva forró mintát elvesszük a tűz fölül és gyors mozdulattal, a tárgylemezt letéve (vigyázat, forró, tehát ne tegyük olyan felületre, melyet megrongálhat, és kézzel ne fogjuk meg!), a csipesz tompa nyelével picit rányomunk a fedőlemezre, hogy a gyantában lévő buborékokat kiszorítsuk és a fedőlemezt teljesen rányomjuk a tárgylemezre. A művelet csak addig végezhető el, amíg a beágyazó anyag forró. Gyorsan kell cselekedni, mert hamar megszilárdul és az esetleg benne maradó buborékok zavarják majd a mikroszkópos vizsgálatot (ha mégis buborékos maradna a preparátumunk, egyszer még felmelegíthetjük a gyantát és megismételjük az eljárást).

Egyéb javaslatok: Tartós preparátumból célszerű 3-at készíteni egyszerre, ebből kettő legyen különböző sűrűségű (érdemes hígítási sort készíteni, az első, sűrű cseppet kicseppentve, a következő minta 10x hígabb, míg a hamradik már 100xra higított minta jut (a második minta 10x-en higítva). A maradék roncsolt mintát sűrítsük be és leforrasztott üveg ampullába tegyük el a kiszáradás elkerülése végett, rakjunk hozzá 90%-os etanolt (1 ml mintához ~0,5 ml-t), és tároljuk sötét helyen. 2 ismétlésben készítsük el. A roncsolt minta ilyen megtartása azért fontos, mert néhány esetben az elektromikroszkópos ellenőrzésre is szükséges lehet. Ha az előzetes mikroszkópos ellenőrzéskor sok törékeny vázú kovaalgát találtunk (pl. Rhizosolenia fajok), akkor finom preparálási módszert kell alkalmazni (hideg hidrogénperoxidos roncsolást, ld. Ács és Kiss 2004). Az archivált tárgylemezek adatait számítógépes adatbázisban is tároljuk. A tárgylemeztartó dobozra is kerüljön pontos feliratozás.

Jó preparátum: 1000x nagyításnál 10-15 valva van egy látótérben, kevés a dupla héj, kevés az oldalára fordult (meghatározhatatlan, kivéve a Rhoicosphenia egyedeket) egyed. Rossz preparátum: túl sűrű, valvák egymás hegyén-hátán, vagy az algasejtek tökéletlenül roncsolódtak el (a kovaváz belseje nem üres, és/vagy vastagabb sejtfalú nem-kovaalgák – pl. Scenedesmus fajok, zöldalga fonalak – maradványai felfedezhetőek), vagy túl sok az egyben maradt frusztulum (dupla héj), és/vagy túl sok az oldalra fordult (meghatározhatatlan) egyed.


Hőálló üvegedény a roncsoláshoz

Jó preparátum részlete. A valvák egymás mellett helyezkednek el, nem fedik egymást, nincsenek az oldalukra fordulva és elegendően sok valva van egy látótérben.

A

B

C

D

Rossz preparátumok. A: túl sok törött valva, B: sok valva egymáson fekszik, C: túl sok az oldalra fordult, együtt maradt valva, D: túl ritka a minta és nem tökéletes a roncsolódás (a kovavázakon kívül egyéb maradványok is vannak a mintában).


9. A minta feldolgozásához szükséges eszközök • • • • • •

Fénymikroszkóp – 100-as olajimmerziós lencsével, DIC-kel, okulár-mikrométerrel, „számoló hálóval”, fényképezőgéppel Határozókönyvek Immerziós olaj cseppentővel Lencse tisztító kendő Sebbenzin Füzet vagy számítógép a közvetlen adatbevitelhez

10. A minta feldolgozása 10.1. A mintafeldolgozás általános szempontjai A meghatározás és számolás 1000-1500x-os nagyításban + immerziós olajban történik. A jobb felbontóképesség és kisebb színhiba miatt -lehetőség szerint- ajánlott az apochromát típusú lencsék használata. A 100-as objektívnek minimum 1,3-as legyen a numerikus apertúrája (NA). A mikroszkóp 100-as DIC (Differenciál Interferencia Contrast) optikával is rendelkezzen, valamint legyen benne okulármikrométer. Az okulárok lehetőség szerint nagylátószögűek legyenek, s 10-15 x-ös nagyításúak. Az okulármikrométer skálabeosztását tárgymikrométer segítségével minden objektívhez kalibrálni kell. A mikroszkópnak nagyon fontos része a kondenzor. Optimális esetben a kondenzor NA is változtatható. Minden objektív NA-hoz be kell a kondenzor NA-ját állítani. Eldöntjük, hogy valvát vagy frusztulumot számolunk-e (szerencsésebb valvát számolni, hiszen legtöbb kovaváz szétesik a két doboz félre a roncsolás után) és a minta szélétől haladva, látótérről látótérre minden kovaalga sejtet meghatározunk addig, amíg ily módon vízfolyások esetében 400, állóvizek esetében 500 valvát meg nem határoztunk. A számolás többféle módszerrel történhet (látómezők, vízszintes vagy függőleges transzektek mentén vagy ezek kombinációjával). Ezek közül a vízszintes transzekt ajánlható leginkább, lassú mozgatással látótérről látótérre megszámolunk és meghatározunk minden valvát. o mintából nem kevesebb, mint 400 valvát számolunk és határozunk meg vízfolyások, míg 500-at állóvizek esetében.

Számolás vízszintes transzektekben (Dell’Uomo 2004 nyomán)

20 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Célszerű olyan mérő berendezést használni, melynek rácsozása fixpontként szolgálhat a számolás során. Így elkerülhető, hogy ugyanazt az egyedet többször vegyük figyelembe a számolás során. A dupla héjakat kettőnek számoljuk (a mikrocsavar mozgatásával eldönthető, hogy dupla-e). A törött kovavázakat csak akkor számlálhatjuk bele a mintába, ha az egyed pontosan meghatározható és legalább a ¾-e látszik - a középső része is és az egyik csúcsi része is látható. Ha ez nem így van, hagyjuk ki a számolásból. Asterionella, Nitzschia, Diatoma és más olyan taxonoknál, ahol a középső rész nem egyértelmű, csak akkor számoljuk bele, ha majdnem hiánytalan a valva. Ha túl sok a fedésben lévő váz, a törött valva, a dupla héj, új preparátum szükséges. Ha több, mint 10 %-a a teljes számolásnak meghatározatlan egyed, új számolás szükséges!

Két példa arra, hogy kezeljük a törött sejteket: Fragilaria vaucheriae (a és b) és Nitzschia dissipata (c és d): a= F. vaucheriae törött valvája az egyik véggel és a közép résszel, ekkor bele kell számolni, b= a törött valva az egyik véggel, de a közép rész nélkül, ezt nem kell beleszámolni. A N. dissipatanak nincs elkülöníthető középső része, összehasonlítva az ép valvával, a „c”-t bele kell számolni, a „d”-t nem (Kelly, M. 2001 nyomán).

Azokat a kovaalga vázakat, amelyeket nem lehet meghatározni, szintén fel kell jegyezni - a 400, illetve 500 kötelezően megszámolt valván kívül. Fényképet vagy vázlatot kell készíteni a fontosabb taxonómiai bélyegekről (kovaváz alakja, striák sűrűsége, középső és csúcsi rész, pontozások száma és helyzete, a rafék végi része, stb.), ha a határozásban bizonytalanság merül fel. Oldalra fordult egyedeket - hacsak nem lehet egyértelműen azonosítani a faji bélyegek miatt (pl.: Rhoicosphaenia abbreviata fajt lehet oldalról is) - csak nemzetség szinten (pl. Gomphonema sp.) lehet figyelembe venni a számolásnál. Amennyiben a mintában sok oldalra fordult egyed van (több mint 5 %), új tartós preparátumot kell készíteni. Az oldalukra fordult egyedeket is figyelembe kell venni, de TILOS! a domináns fajba besorolni, csak nemzetség szintig marad meghatározva (pl. Gomphonema sp. övnézetben), de az is beleértendő a 10%nyi meghatározatlan egyedbe. Ha egy faj erőteljesen domináns (70% feletti), vízfolyásokban 500-ig, állóvizekben 600-ig számoljunk.

21 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Fontos, hogy a Thalassiosirales fajokat is pontosan meghatározzuk, mert ha az arányuk meghaladja a mintában a 25%-ot, akkor jelentősen módosítják az index értékét. Az OMNIDIA program nem számol a pl. Centrales spp.-ként bevitt operatív taxonómiai egységekkel, így a minősítés hibás eredményre vezet. Erre különösen a hidromorfológiai beavatkozásoktól (pl. tározás) érintett vizek esetén fontos odafigyelni. A nagyméretű taxonokat (pl.: Gyrosigma, Didymosphaenia) kisebb nagyítás (40-es objektív) mellett keressük meg a mintában és külön, a 400 (illetve 500) taxon mellett tüntessük fel a fajlistában, mert a dominaciaviszonyokat és ezzel az értékelés eredményét is nagymértékben módosítják (EN 14407:2004). A határozáshoz a Süsswasserflora von Mitteleuropa Bacillariophyceae kötetei használandók minimálisan (2/1, 2/2, 2/3, 2/4-es kötet), azonban hosszú távon mindenképpen be kell szerezni az Iconographia Diatomologica, Bibliotheca Diatomologica, Diatoms of Europe és Diatom Monographs összes kötetét is. Ajánlott alapirodalom még: Hofmann, G., M. Werum und H. Lange-Bertalot (2011) (vagy 2013; 2nd edition). Diatomeen im Süßwasser-Benthos von Mitteleuropa. Bestimmungsflora Kieselalgen für die ökologische Praxis. Über 700 der häufigsten Arten und ihre Ökologie. A.R.G. Gantner Verlag

10.2. A számolás menete • • • • •

• • • •

Ellenőrizzük a mikroszkópot, hogy jól van-e beállítva és tiszta-e Helyezzük a lemezt a mikroszkópba és írjuk föl a szükséges információkat a címkéjéről (minimum információ: minta száma, víz neve, hely neve, mintavétel dátuma, a számolást végző neve) Tegyünk immerziós olajat az immerziós objektív és a fedőlemez közé. Válasszunk ki egy kezdő pontot a lemezen, ahonnan a számolást indítjuk (pl. egyik széle) 100-as lencsét használva meghatározunk minden valvát, ami a látótérben van (töröttek esete ld. előbb). Dupla héjak esetén kettőnek számoljuk (mikrocsavar mozgatásával eldönthető hogy dupla-e). Kezdő számláló jó, ha előtte átnézi és meghatározza a taxonokat, mielőtt számolni kezd (monorafésoknál mindkét oldallal célszerű ismerkedni) Ha nem tudjuk meghatározni, készítsünk róla jó képet, mérjük le (szélesség, hosszúság, 10 mikronra eső stria szám, stb.) és jelöljük be a helyzetét a lemezen Ha egy faj erőteljesen domináns (a fajok több mint 70%-át ez adja), a számolását vízfolyások esetében 500-ig, állóvizek esetében 600-ig végezzük. Néha szükség lehet arra, hogy a nagyméretű taxonokat 400-as nagyítás mellett megkeressük (pl. Gyrosygma, Didymosphenia). Ilyenkor csak, mint jelen lévő taxon kerül feljegyzésre Ha végeztünk, vegyük ki a lemezt és töröljük le róla is és a lencséről is az immerziós olajat (benzines papírvattával)

11. Értékelés


11. 1. Az értékeléskor figyelembe veendő általános szempontok Minden szervezetnek különböző faktorok által kontrollált, egyedi „niche” van. Néhány faktor közvetlen kapcsolatban áll a vízminőséggel (pl. tápanyag kínálat), míg mások nem (pl. vízsebesség, legelés). Előfordulhat, hogy két mintavételi hely faktorai annyira különböznek, hogy olyan különbségeket okoznak a dominanciában, mely nem a vízminőség megváltozásával függ össze. Ha egy vagy két olyan taxon erőteljesen domináns a mintában, aminek feltehetően más oka van, mint a vízminőség, a mintát zárjuk ki az index számolásból, vagy ne számoljunk ezekkel a domináns fajokkal (pl. Cocconeis placentula erőteljes dominanciája lassan áramló vízben, nyáron, ahol jelentős a legelés, vagy Navicula lanceolata erőteljes dominanciája tavasszal). A C. placentula tág ökológiai valenciájú faj, legtöbb vízben megtalálható (kivéve az alacsony tápanyagtartalmú vagy a savas vizeket). Meglehetősen toleráns a közepes szerves szennyezéssel, és a magasabb sótartalommal szemben is. Abundáns kövön, de más alzaton is, pl. fonalas algán és makrofitonon. Számára kedvező körülmények között dominanciája meghaladhatja a 80%-ot. Ezekben a vizekben tavasszal az algaközösség érzékenyebb a tápanyag-ellátottságra, mint máskor. Ugyancsak dominánssá válik, ha pl. csigák legelik a bevonatot, mivel teljes testfelületével a szubsztrát felületére tapadva nem esik áldozatul. A Navicula lanceolata-nak szintén tág ökológiai valenciája van, de különbözik a Cocconeis placentula-tól, mert mozgásra képes és a szervesanyagban gazdag környezet felé megy. Emellett jól nő alacsony hőmérsékleten és gyakran domináns a vízminőség széles tartományában késő télen és kora tavasszal. Emiatt ezekben a vizekben nyáron az algaközösség érzékenyebb a tápanyag-ellátottságra, mint máskor. Egyszeri mintavételen alapuló adatainkból nem vonható le messzemenő következtetés!

23 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Néhány nem-tápanyag függő faktor, ami hatással van a kovaalga közösség összetételére: Példa taxon, ami előnyben részesíti ezeket a feltételeket

faktor

válasz

1. Az alzat milyensége

Gomphonema Kemény alzat, melyet a kötődő kovaalgák „szeretnek” • Iszapos felületek, melyeket a Navicula, Nitzschia mozgékony kovaalgák „szeretnek” Bizonyos taxonok jellemzően Cocconeis pediculus epifitikusak

2. Fonalas algák v. más makrofiton jelenléte 3. Vízsebesség

•

• •

4. Predáció

5. Szerves szennyezés

Néhány faj rezisztensebb, mint mások

• •

6. Nehézfém

A lassú áramlást a gyengén Melosira varians kötődő kovaalgák „szeretik” A gyors áramlást a „közelre nyomott” formák „szeretik” Cocconeis

• •

Cocconeis placentula

Néhány faj képes heterotróf Nitzschia palea módon is növekedni Néhány faj a kis szervesanyag tartalmat N. fonticola részesíti előnyben Néhány faj teratológiás lesz Fragilaria capucina nehézfém jelenlétében Néhány faj képes tolerálni Achnanthidium minutissimum

7. Szalinitás

Néhány taxon jellemzően nagy sótartalmat tűrő

Pleurosigma, Chaetoceros muelleri

8. pH

Néhány taxon alacsony pH-t részesít Eunotia , Pinnularia, Nupela, előnyben Kobayasiella Alkalikus vizekben a kovavázak feloldódhatnak.

9. hőmérséklet

Néhány taxonnak kompetitív előnye Navicula lanceolata, N. gregaria van alacsony hőmérsékleten

24 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT 10. kiszáradás

Néhány faj képes tolerálni a teljes kiszáradást is (aerophyta fajok)

Pinnularia boralis, Hantzschia amphyoxis, Orthoseira roseana

11.2 Értékelés a különböző vizek esetében 11.2. 1. Vízfolyások

A fitobentosz adatok értékeléséhez az EU-ban széles körben használt OMNIDIA (Lecointe et al. 2008) program javasolható. Az értékelésben használt indexek és pontszámok a taxonok relatív abundancia értékei alapján különböző tényezők (szerves szennyezés, növényi tápanyag kínálat, sótartalom, savasodás) szempontjából jellemzik a mintát. Vizeinkben gyakran a szerves és szervetlen terhelések együttesen jelentkeznek, így egyes típusokban az IPS (Specific Pollution Sensitivity index, Coste in CEMAGREF 1982), SI (Austrian Saprobic Index, Rott et al. 1997) és TI (Austrian Trophic Index, Rott et al. 1999) indexek átlagolásával képzett multimetrikus index (IPSITI= (IPS+SI+TI)/3) jobb korrelációt mutatott a vízkémiai változókkal, ezért a minősítés során ezzel számolunk (Várbíró et al. 2011). Az egyes típusokban használt indexeket és határait az alábbi táblázat tartalmazza:

25 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT kova típus 1

hidromor fológiai típus 1

referencia kiváló/jó

index 16,4 15,8

egyenlet y = 0.1176x - 1.0588 y = 0.1176x - 1.0588

EQR metrika 0,87 IPS 0,80

y = 0.1176x - 1.0588

0,60

y = 0.0426x y = 0.0426x y = 0.0909x - 0.4545 y = 0.0909x - 0.4545

0,40 0,20 0,85 0,80

y = 0.0909x - 0.4545

0,60

y = 0.0519x - 0.0017 y = 0.0519x - 0.0017

0,40 0,20

y = 0.25x - 2.175 y = 0.25x - 2.175

0,88 0,80

y = 0.25x - 2.175

0,60

y = 0.0541x y = 0.0541x

0,40 0,20

y = 0.0556x - 0.1167 y = 0.0556x - 0.1167

0,81 0,80

y = 0.0556x - 0.1167

0,60

y = 0.0465x y = 0.0465x

0,40 0,20

y = 0.125x - 0.7

0,84

y = 0.125x - 0.7

0,78

y = 0.125x - 0.7

0,58

y = 0.058x - 0.0019 y = 0.058x - 0.0019 y = 0.0465x + 0.2279 y = 0.0465x + 0.2279

0,40 0,20 0,81 0,80

y = 0.0465x + 0.2279 y = 0.0755x - 0.0025 y = 0.0755x - 0.0025 y = 0.0769x - 0.4 y = 0.0769x - 0.4 y = 0.0769x - 0.4 y = 0.0462x - 5E-16 y = 0.0462x - 5E-16 y = 0.5x - 5.75 y = 0.5x - 5.75 y = 0.5x - 5.75 y = 0.0472x y = 0.0472x

0,60 0,40 0,20 0,82 0,80 0,60 0,40 0,20 0,85 0,80 0,60 0,40 0,20

14,1 jó/mérsékelt

a maradék rész 3 felé osztva

9,4

2

2,3

mérsékelt/gyenge gyenge/rossz referencia kiváló/jó

4,7 14,3 13,8

IPSITI


3

4,5,8,9,11 ,12

3,9


11,9

12,2

IPSITI

11,1 jó/mérsékelt 7,4 mérsékelt/gyenge gyenge/rossz 4

6,7,10,13, 14


3,7 16,6 16,5

IPSITI

8,6 mérsékelt/gyenge gyenge/rossz 5

15,16,17, 18,21,22

referencia

4,3 12,5

jók 5. percentilise jók 10. percentilise az az EQR érték, ahol először csökken az érzékeny fajok aránya 50% alá a maradék rész 3 felé osztva



7,7 mérsékelt/gyenge gyenge/rossz

módszer jók 5. percentilise jók 10. percentilise az az EQR érték, ahol először csökken az érzékeny fajok aránya 50% alá


IPSITI

jók 5. percentilise

12,0 kiváló/jó

jók 10. percentilise az az EQR érték, ahol először csökken az érzékeny fajok aránya 50% alá

10,4 jó/mérsékelt 6,9

6

19,20

mérsékelt/gyenge gyenge/rossz referencia kiváló/jó

3,5 12,6 12,3

a maradék rész 3 felé osztva IPSITI


IPS

jók 5. percentilise jók 10. percentilise indexek mediánjai a maradék rész 3 felé osztva

IPS

jók 5. percentilise jók 10. percentilise indexek mediánjai a maradék rész 3 felé osztva

8,0

7

23

8

24

jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge gyenge/rossz referencia kiváló/jó jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge gyenge/rossz referencia kiváló/jó jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge gyenge/rossz

5,3 2,7 15,8 15,6 13,0 8,7 4,3 13,2 13,1 12,7 8,5 4,2


A hidromorfológiai típusok a következők: Típus

Tengerszint feletti

száma

magasság

Geokémiai jelleg

Mederanyag

Vízgyűjtő méret

Mederesés

1

dombvidéki-hegyvidéki

szilikátos

durva

kicsi

nagy esésű (>5‰) és közepes esésű (1-5%)

2


meszes

durva

kicsi

nagy esésű (>5‰)

3


meszes

durva

közepes

nagy esésű (>5‰)

4

dombvidéki

meszes

durva

kicsi

közepes esésű (1-5‰)

5

dombvidéki

meszes

durva

közepes


6

dombvidéki

meszes

durva

nagy


7

dombvidéki

meszes

durva

nagyon nagy


8

dombvidéki

meszes

közepes-finom

kicsi


9

dombvidéki

meszes

közepes-finom

közepes


10

dombvidéki

meszes

közepes-finom

nagy


11

síkvidéki

meszes

durva

kicsi

kis esésű (<1‰)

12

síkvidéki

meszes

durva

közepes

kis esésű (<1‰)

13

síkvidéki

meszes

durva

nagy

kis esésű (<1‰)

14

síkvidéki

meszes

durva

nagyon nagy

kis esésű (<1‰)

15

síkvidéki

meszes

közepes-finom

kicsi

kis esésű (<1‰)

16

síkvidéki

meszes

közepes-finom

kicsi

nagyon kis esésű (<0,1‰)

17

síkvidéki

meszes

közepes-finom

közepes

nagyon kis esésű (<0,1‰)

18

síkvidéki

meszes

közepes-finom

közepes

kis esésű (<1‰)

19

síkvidéki

meszes

közepes-finom

nagy

kis esésű (<1%)

20

síkvidéki

meszes

közepes-finom

nagyon nagy

kis esésű (<1%)

21

síkvidéki

szerves

finom

kicsi

kis esésű (<1%) és nagyon kis esésű (<0,1‰)

22

síkvidéki

szerves

finom

közepes

kis esésű (<1%) és nagyon kis esésű (<0,1‰)

23

síkvidéki

meszes

durva

Duna méretű

kis esésű (<1%)

24

síkvidéki

meszes

közepes-finom

Duna méretű

kis esésű (<1%)

11.2.2. Állóvizek

Az egyes típusokban használt indexeket és határértékeit, valamint az EQR határokat a következő táblázat tartalmazza:

27 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT kova típus

hidromor fológiai típus

1

1

2

3

4

5

2,4

3,6

5

7,8,9,10,1 1,12,13,1 4,15,16,1 7

index

egyenlet

EQR metrika

referencia

17

y = 0.1053x - 0.9789

0,81

kiváló/jó

16,9

y = 0.1053x - 0.9789

0,80

jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge gyenge/rossz referencia

15 10 5 12,4

y = 0.1053x - 0.9789 y = 0.04x y = 0.04x y = 0.0465x + 0.2279

0,60 0,40 0,20 0,80

kiváló/jó

12,3

y = 0.0465x + 0.2279

0,80

jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge

8 5,3

y = 0.0465x + 0.2279 y = 0.0749x + 0.0007

0,60 0,40

gyenge/rossz referencia

2,7 14,8

y = 0.0749x + 0.0007 y = 0.0313x + 0.3531

0,20 0,82

kiváló/jó

14,3

y = 0.0313x + 0.3531

0,80


7,9 5,3

y = 0.0313x + 0.3531 y = 0.0769x - 0.0077

0,60 0,40

gyenge/rossz referencia

2,7 10,7

y = 0.0769x - 0.0077 y = 0.0769x - 0.0154

0,20 0,81

kiváló/jó

10,6

y = 0.0769x - 0.0154

0,80


8 5,3

y = 0.0769x - 0.0154 y = 0.0755x - 0.0033

0,60 0,40

gyenge/rossz

2,7

y = 0.0755x - 0.0033

0,20

referencia

14,4

y = 0.1282x - 0.9821

0,86

kiváló/jó

13,9

y = 0.1282x - 0.9821

0,80

jó/mérsékelt mérsékelt/gyenge gyenge/rossz

12,3 8,2 4,1

y = 0.1282x - 0.9821 y = 0.0486x - 6E-16 y = 0.0486x - 6E-16

0,60 0,40 0,20

MIB

módszer jók 5. percentilise

jók 10. percentilise ahol az érzékeny fajok relatív abundanciája először éri el az 50%-ot a maradék rész 3 felé osztva MISL


jók 10. percentilise ahol az érzékeny fajok relatív abundanciája először éri el az 50%-ot a maradék rész 3 felé osztva

H


jók 10. percentilise ahol a sótoleráns fajok relatív abundanciája először eléri az 50%-ot a maradék rész 3 felé osztva

MISL



MIL



28 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A hidromorfológiai típusok a következők: 2

Hidromorfológiai típusok kódjai

Tengerszint fölötti magasság (m)

Vízkémiai karakter

Méret (km )

1

< 200 m (síkvidéki)

meszes

> 10 (km )

2

> 3-6 m

2


szikes

> 10 (km )

2

< 3m

állandó

3


szikes

1- 10 (km )

2

< 1m

időszakos

4


szikes

1- 10 (km )

állandó

5


szikes

6


szikes

7


szerves

1- 10 (km )

8


szerves

9


meszes

1- 10 (km )

10


meszes

1- 10 (km )

11


meszes

< 1 (km )

12


meszes

< 1 (km )

13


szerves

> 10 (km )

14


meszes

> 10 (km )

15

> 200 m (dombvidéki)

meszes

> 10 (km )

16


meszes

17


meszes

Átlagos Vízforgalom vízmélység (m) állandó

2

< 3m

< 1 (km )

2

< 3m

állandó

< 1 (km )

2

< 1m

időszakos

2

< 3m

állandó

< 1 (km )

< 3m

állandó

2

< 3m

állandó

2

3-6 m

állandó

2

< 3m

állandó

2

3-6 m

állandó

2

< 3m

állandó

2

< 3m

állandó

2

< 3m

állandó

2

< 1m

időszakos

< 3m

időszakos

2

> 10 (km ) 2 > 10 (km )

A MIL (Multimetric Index for Lakes) indexet három index segítségével számoljuk:

MIL = (TDIL(1-20+IBD+EPI-D)/3

Az IBD (Indice Biologique Diatomées, Lenoir & Coste 1996, Prygiel & Coste 1998, 2000) és az EPI-D (Eutrophication Pollution Index Diatoms, Dell’Uomo 1996) indexeket az OMNIDIA program számolja és értékük 1-20 között változik. A TDIL (Trophic Diatom Index for Lakes, Stenger-Kovács et al. 2007) kiszámolása egyedileg készített segédprogram segítségével történhet, értéke 1-5 közé eső szám. A MIL kiszámolásához a következő egyenlet szerint igazítjuk 1-20 közé esővé a TDIL értékeit:

TDIL(1-20):

a = 3,8 * b + 1

A MIB (Multimetric Index for Balaton) az OMNIDIA program által számolt IBD és EDI-D indexek átlaga.

H index számítást a következőképpen végezzük:

OMNIDIÁból Van Dam féle halobitás értékeket vettük figyelembe az egyes fajoknál: azzal a változtatással, hogy a Nitzschia filiformis var conferta-nak 4-es értéket adtunk (ezt ugyan az OMNIDIA nem skálázta be), de a var. filiformis-nak 4-est adott, vagyis mezohalofób fajként kezeli és mivel a mi szikes tavainkban erőteljesen domináns a conferta változata is, ezért ezt vettük át. A

29 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Nitzschia pusilla értékénél eltértünk az OMNIDIÁ-tól, 3-as, azaz halofil fajnak tekinthetjük Trobajo et al. 2011 cikke alapján.

Első lépésként a relatív abundanciákat áttranszformáljuk abundanciákká (a lenti képletbe mindenhol ezt helyettesítjük majd be) a következőképpen:

a számoláskor a megtalált taxon relatív abundanciája

áttranszformált abundancia

<=1%

2

>1% és <=2.5%

3

>2.5% és <=10%

5

>10% és <=25%

7

>25%

9

A H indexet a következő képlettel számoljuk (Ziemann et al. 2001 alapján):

x=szum(3,4,5)-szum(1,2)/szum(összes taxon áttranszformált abundanciája, ami jelen van a mintában)

ahol 1=HALOFOB; 2=OLIGOHALOB; 3=HALOFIL; 4=MEZOHALOB; 5=BRACKISH taxonok áttranszformált relatív abundanciája. Majd a

H = 0.19x + 1

egyenlettel 1-20 közé eső számmá alakítjuk (ahol 1 a legrosszabb, 20 a legjobb értéke az indexnek). Az állandó vizű szikes tavak esetében a halobitás változása mellett a trofitás változása is fontos hatással van a víztest ökológiai állapotára, ezért ezekben a típusokban ugyancsak multimetrikus indexet alkalmazunk (MISL: Multimetric Index for Sodic Lakes), mely a fentebb leírt H index és az OMNIDIA által számolt IBD index alapján számolódik a következőképpen:

MISL= (H+IBD)/2


12. Az eredmények közlése Az adatexport az Omnidia programból történjen (kivéve TDIL és SCIL) INVENTORIES menüpont EXPORT/TEXT+tab. Az eredményként kapott PRN fájlt kell elküldeni, és csatolni kell egy excel fájlban a SLIDE NUMBER-hez tartozó mintavételi helyet, ha ez az OMNIDIA fájlból nem derülne ki.

13. Hivatkozott irodalmak Ács Éva (2007): A Velencei-tó bevonatlakó algáinak tér- és időbeli változása, kapcsolata a tó ökológiai állapotával. (Spatial and temporal change of epiphytic algae and their connection with the ecological condition of shallow lake Velencei-tó (Hungary).- Acta Biologica Debrecina Oecologica Hungarica 17, Hydrobiological Monographs Vol. 1: 9-111. Ács, É., Kiss Keve, T. (szerk. 2004): Algológiai praktikum, ELTE Eötvös Kiadó, Budapest, pp. 361. Ács, É., Borics, G., Fehér, G., Kiss, K.T., Reskóné, N.M., Stenger-Kovács, Cs., Tóth, A., Várbíró, G. (2009): A fitobenton élőlénycsoport zárójelentése. II. Állóvizek. – Témajelentés, pp. 87. CEMAGREF (1982): Etude des méthodes biologiques d’appréciation quantitative de la qualité des eaux. Rapport Q. E. Lyon – Agence de l’Eau Rhône-Méditerranée-Corse, pp. 218. Dell’Uomo, A. (1996): Assessment of water quality of an Appenine river as a pilot study. In: Whitton, B. A., Rott, E (eds) Use of Algae for Monitoring Rivers II. E. Rott, Institut für Botanik, Universität Innsbruck: 65-73. EcoSurv (2005a): Ecosurv mintavételezési és határozói kézikönyv, KvVm, Arcadis Co., 15-20pp. EcoSurv (2005b): Ecosurv biológiai minősítési elemek: Fitobentosz, KvVm, Arcadis Co., 1-56. EN 13946: 2003: Vízminőség. Útmutató folyók bentikus kovamoszatainak általános mintavételéhez és minta-előkészítéséhez EN 14407:2004: Vízminőség. Útmutató szabvány folyóvizekből vett minták bentikus kovamoszatjainak azonosításához, számlálásához és értékeléséhez Furse, M., Hering, D., Moog, O., Verdonschot, P., Johnson, R.K., Brabec, K., Gritzalis, K., Buffagni, A., Pinto, P., Friberg, N., Murray-Bligh, J., Kokes, J., Alber, R., Usseglio-Polatera, P., Haase, P., Sweeting, R., Bis, B., Szoszkiewicz, K., Soszka, H., Springe, G., Sporka, F., Krno, I. (2006): The STAR project: context, objectives and approaches. Hydrobiologia 566:3–29 King, L., Clarke, G., Bennion, H., Kelly, M., Yallop, M. (2006) Recommendation for sampling littoral diatoms in lakes for ecological status assessments. - Journal of Applied Phycology 18: 15-25. Lecointe C, Coste M, Prygiel J 2008. OMNIDIA version 5.2 software for diatom-based water quality assessment. CD-ROM. Lenoir, A., Coste, M. (1996): Development of a practical diatomic index of overall water quality applicable to the French National Water Board Network. – In: Rott, E. (ed.) 2nd Workshop on Algae for monitoring Rivers, Innsbruck 18-19 Sept. 95, Studia Student. G.M.B.H, Innsbruck. MSZ EN ISO/IEC 17025:2005 Vizsgáló- és kalibrálólaboratóriumok felkészültségének általános követelményei. Prygiel, J., Coste, M. (1998): Mise au point de l’Indice Biologique Diatomée, un indice diatomique pratique applicable au réseau hydrographique francais. – L’Eau, l’Industrrie, les Nuisances 211: 40-45. Prygiel, J., Coste, M. (2000): Guide méthodologique pour la mise en ceuvre de l’Indice Biologique Diatomées. – NF T 90-354. Agences de l’eau – Cemagref, Douai. Rott, E. Hofmann, G. Pall, K. Pfister, P. & E. Pipp, 1997. Indikatorlisten für aufwuchsalgen in Österreichischen fliessgewässern. Teil. 1: Saprobielle Indikation. Bundesministerium für Landund Forstwirschaft, Wasserwirtschaftskataster, Wien.

31 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Rott, E., E. Pipp, P. Pfister, van H. Dam, K. Orther, N. Binder & K. Pall, 1999. Indikationslisten für Aufwuchsalgen in Österreichischen Fliessgewassern. Teil 2: Trophieindikation. Bundesministerium für Land- und Forstwirschaft, Wasserwirtschaftskataster, Wien. Schaumburg, J. Schranz, C., Stelzer, D., Vogel, A., Gutowski, A. 2012. Instruction Manual for the Assessment of Running Water Ecological Status in Accordance with the Requirements of the EGWater Framework Directive: Macrophytes and Phytobenthos Version January 2012. Bavarian Environment Agency Bayerisches Landesamt für Umwelt:, Augsburg/Wielenbach, 192 S. http://www.planktonforum.eu/index.php?id=502&L=1v Stenger-Kovács, Cs., Buczkó, K., Hajnal, É., Padisák, J. (2007): Epiphytic, littoral diatoms as bioindicators of shallow lake trophic status: Trophic Diatom Index for Lakes (TDIL) developed in Hungary. – Hydrobiologia, 589:141–154. Trobajo, R., Rovira, L., Mann, D.G., Cox, E.J. (2011): Effects of salinity on growth and on valve morphology of five estuarine diatoms. – Phycological Research 59: 83-90. Várbíró, G., Borics, G., Csányi, B., Fehér, G., Grigorszky, I., Kiss, K.T., Tóth, A., Ács, É. (2011): Improvement of the ecological water qualification system of rivers based on first results of the Hungarian phytobenthos surveillance monitoring. – accepted paper in Hydrobiologia. Ziemann, H., Kies, L., Schulz, C-J. (2001): Desalinization of Running Waters. III. Changes in the Structure of Diatom Assemblages Caused by a Decreasing Salt Load and Changing Ion Spectra in the River Wipper (Thuringia, Germany). Limnologica 31: 257-280.


14. Melléklet 14.1. melléklet: Különböző aljzatokon kialakult bevonatok, gyűjtésre alkalmas és alkalmatlan kövek (néhány példa)

Mesterséges aljzaton kialakult bevonat

Nádszáron kialakult bevonat


Kövön kialakult bevonat

Megfelelő kő a gyűjtésre (kovaalgával borított, megfelelő méretű – kiemelhető -, vízzel megfelelően borított, eufotikus zónában található)


Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert túl nagyméretű (nem kiemelhető) és vízzel nem megfelelően borított

Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert fonalas zöldalgával (Cladophora) borított


Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert szivaccsal borított


14.2. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- vízfolyások

Víztest neve:

Mintavételi helyszín azonosító kódja:

Mintavételező

Mintavételi helyszín megnevezése

Dátum

Minta sorszáma:

EOVkoordináta koordináta UTM

X

Y

A mintázott élőhely típusa: [ ] Makrofita/ -alga [ ] Üledék (iszap/homok) [ ] Természetes kövek és kavicsok

[ ] Mesterséges anyagok, tégla

[ ] Holt fa, lábon álló holt fa , faág [ ] Mesterséges aljzat (hajóról és kompról nézve) [ ] Állati eredetű aljzat (pl. kagylóhéj) Árnyékoltság (becsült arány): Bal part: nem Jobb part: nem

részben jelentősen részben jelentősen

Élőhelyek aránya: öböl Víz tisztasága: átlátszó

fősodor opálos

Fénykép:

pangó

zavaros

Mederágy állandósága: tömör szilárd Utolsó áradás óta eltelt idő: <3 nap 3-7 nap

zúgó

nem szilárd

7-14 nap

Felső szakaszról__________

>14 nap

laza

nem ismert

Alsó szakaszról__________

Minta gyűjtése: Használt szerszám___________ gyűjtés módja: begázolva

partról

csónakból

________________________________________________________________________________________ Megjegyzések (Használd ennek a lapnak a hátoldalát skiccelt térképhez vagy más megjegyzéshez):


14.3. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- állóvizek Víztest neve:

Mintavételi helyszín azonosító kódja:

Mintavételező

Mintavételi helyszín megnevezése

Dátum

Minta sorszáma:

EOV koordináta koordináta UTM

X

Y

A mintázott élőhely típusa: [ ] Makrofita/ -alga [ ] Üledék (iszap/homok) [ ] Természetes kövek és kavicsok

[ ] Mesterséges anyagok, tégla [ ] Holt fa, lábon álló holt fa , faág [ ] Mesterséges aljzat (hajóról és kompról nézve) [ ] Állati eredetű aljzat (pl. kagylóhéj) Fizikai paraméterek Felület:_______________ Mélység:___________________ Tó medre (becsült %): Kő Homok iszap/agyag tőzeg Parti rész (%): köves talaj vegetáció más Parti vegetáció sűrűsége (becsült %): zárt borítottság

részben fedett

nincs

Emberi hatások, építmények (van – nincs): „építmény” a tóban , építmény a tó körül , utak , mezőgazdasági területek , füves rész , szemétlerakat , földfeltöltés Víz tisztasága: fenékig átlátszó

részben átlátszó (pl. opálos)

zavaros

Parti erózió (0-4, 0= nincs, 4= erőteljes): Becsült vízhiány mértéke (ha van, cm-ben): Utolsó vihar óta eltelt idő: <3 nap 3-7 nap

7-14 nap

>14 nap

nem ismert

A mintázott aljzat kb. hány %-át borítja Cladophora vagy más fonalas alga: Fénykép: __________ Minta gyűjtése: Használt szerszám___________ gyűjtés módja: begázolva partról csónakból _________________________________________________________________________ _______________Megjegyzések (Használd ennek a lapnak a hátoldalát skiccelt térképhez vagy más megjegyzéshez):


15. Háttér információk a folyóvízi fitobentosz minősítő módszerhez 15.1.Referencia feltételek A referencia viszonyok megadásánál az ú.n. LDS (less disturbed site) helyek indexeinek 5. percentilisét vettük a referencia index értéknek. Az LDS helyeket a referencia feltételek alapján választottuk ki.

Vízfolyások esetében a következő referenciális feltételeket definiáljuk a kovaalgák esetében (vastagon szedtük az oligotróf indikátor fajokat Hofmann et al. 2006 alapján):

39 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Tengerszint BIOL_T HM Típus feletti ipus magasság

1

1

dombvidékihegyvidéki

Geokémi Mederan Vízgyűjtő Mederes kovatí ai jelleg yag méret és pus

szilikátos durva

kicsi

nagy esésű (>5‰) és közepes esésű (15%) 1

2

2,3

3 4,5,8,9

dombvidékihegyvidéki

dombvidéki

nagy kicsiesésű közepes (>5‰)

meszes

durva

meszes

közepes durvaesésű (1kicsiközepes5‰)- kis közepes finom esésű (<1‰)

4

6,7,10,13, dombvidéki 14

meszes

durva

nagy, közepes nagyon- esésű (1nagy 5‰)

5

11,12 síkvidéki

meszes

durva

kis esésű kicsiközepes (<1‰)

15,16,17, 6 síkvidéki 18,21,22

7

19 síkvidéki

kis esésű közepes(<1‰),na meszeskicsifinom, gyon kis szerves közepes finom esésű (<0,1‰)

meszes

közepesnagy finom

20 síkvidéki

meszes

közepes- nagyon finom nagy

23 síkvidéki

meszes

durva,

Duna méretű

3

24 síkvidéki

közepes- Duna finom méretű

kis esésű (<1%)

kis esésű (<1%)

kis esésű (<1%)

kis esésű (<1%)

16,4

14,3

12,2

Fallacia lenzi (FLEN), Fragilaria recapitellata (FRCP), Geissleria acceptata (GACC), Psammothidium punctulatum (PPUN), Simonsenia delognei (SIDE) fajok 4 közül több dominanáns Fallacia lenzi (FLEN), Nitzschia archibaldii (NIAR) 3 dominancia Cymbopleura naviculiformis (CBNA), Eunotia bilunaris (EBIL), E. minor (AMIN), Gomphonema acuminatum (GACU), G. clavatum (GCVT), G. truncatum 8GTRU), Hippodonta costulata (HCOS), Karayevia oblongella (KOBG), Navicula menisculus (NMEN), N. oppugnata (NOPU), Psammothidium bioretii (PBIO), Stauroneis kriegeri (STKR), Staurosira martyi (SRMA), Tabellaria flocculosa (TFLO) fajok közül több előfordul és/vagy 5 domináns

7 10

ref. Indexhat ár

Fallacia lenzi (FLEN), Nitzschia archibaldii (NIAR) dominancia

6

9

Chamaepinnularia mediocris (CHME), C. soehrensis (CHSO), Diatoma mesodon (DMES), Eunotia incisa (EINC), E. paludosa (EUPA), E. paratridentula (EPTD), E. rhomboidea (ERHO), E. tenella (ETEN), Fragilaria virescens (FVIR), Karayevia oblongella (KOBG), Navicula exilis (NEXI), Pinnularia spp. - e.g. P. perirrorata (PPRI), P. sinistra (PSIN), P. subcapitata (PSCA) Psammothidium bristolicum (PBRI), P. daonense (PDAO), P. helveticum (PHEL), P. subatomoides (PSAT), Surirella roba (SRBA) fajok közül több előfordul és/vagy domináns

Achnanthidium catenatum (ADCT), A. pyrenaicum (ADPY), Denticula tenuis (DTEN), Diatoma ehrenbergii (DEHR), Encyonopsis minuta (ECPM), Eucocconeis laevis (EULA), Fragilaria austriaca (FAUT), Gomphonema tergestinum (GTER), Nitzschia pura (NIPR) fajok közül 2 több előfordul és/vagy dominanáns

6

8

referenciális közösség taxonjai

Bacillaria paxillifera (BPAX), Cymbella neocistula (CNCI), Fallacia cryptolyra (FCRY), Navicula perminuta (NPNU), N. phyllepta (NPHY), N. vilaplanii (NVIP), Nitzschia amplectens (NAMC), Nitzschia fruticosa (NIFT), N. gracilis (NIGR), N. subacicularis (NSUA), N. sublinearis (NSBL) fajok közül több előfordul és/vagy domináns Bacillaria paxillifera (BPAX), Cymbella neocistula (CNCI), Fallacia cryptolyra (FCRY), Navicula perminuta (NPNU), N. phyllepta (NPHY), N. vilaplanii (NVIP), Nitzschia amplectens (NAMC), Nitzschia fruticosa (NIFT), N. gracilis (NIGR), N. subacicularis (NSUA), N. sublinearis (NSBL) fajok közül több előfordul és/vagy domináns Achnanthidium minutissimum (ADMI), Amphora pediculus (APED), Cocconeis placentula (CPLA), Gomphonema angustum(GANT), G. pumilum (GPUM), G. tergestinum (GTER), Melosira varians (MVAR), Navicula cryptotenella (NCTE), N. recens (NRCS), N. tripunctata (NTPT), Nitzschia dissipata dominancia (NDIS)

Amphora pediculus (APED), Gomphonema olivaceum (GOLI), Nitzschia dissipata (NDIS), Rhoicosphenia 8 abbreviata (RABB) dominancia

16,6 12,2

12,5

12,6

12,6

15,8

13,2


15.2. Terhelés-hatás elemzések – idáig van aktualizálva, innetől még a VGT1 A korreláció analízisek egyértelműen igazolják, hogy az indexek többsége és a kémiai változók között van összefüggés. Ez koránt sem meglepő, mivel az indexek jelentős része célzottan arra lett kialakítva, hogy az adott típusú terhelést jelezze. Ugyanakkor az is igazolást nyert, hogy a természetvédelmi szempontból kiemelt mutatóként kezelt diverzitás nincs összefüggésben a terheléssel, (annak értékét sokkal inkább befolyásolja a vizsgált víztér/vízgyűjtő mérete, a vízszint ingadozása, stb.) így a multimetrikus indexek kialakításakor azt mellőzni kell. Az egyes vízfolyástípusokra nézve nem volt kellő számú adat, ezért a vízfolyásokat a fitobentosz alapján képezett típuscsoportokba rendeztük, majd regresszió vizsgálatokat végeztünk. Az eredmények nemcsak a kapcsolat meglétét jelzik, hanem azt is, hogy milyen mértékben támaszkodhatunk az indexre a mérnöki gyakorlat számára fontos célkoncentrációk megadásakor. Az alábbiakban azokra a vizsgálatokra térünk ki melyek esetén a változók közötti összefüggés bizonyítható. Az adatbázis szerkezetéből adódóan az elemzéseket úgy tudtuk interpretálni, hogy független változóként a kovaalga index szerepel, míg a kémiai és hidromorfológiai mutatók az Y tengelyen helyezkednek el. (Ez némiképp zavaró lehet, de az eredményekre semmilyen befolyása nincs). Hidromorfológiai beavatkozások

IPS

Box Plo t (kova _hidr o 2 5v*3 53c)

20

18

16

14

12

10

8

6 1

2

3

Hidr omor f ológiai_általáno s

4

Median 25% -7 5% 1% -9 9% Outliers Ext re mes


A völgyzáró gát megléte (1), hiánya (0) és a metrikák között nem találtunk szignifikáns összefüggést:

A jelenleg rendelkezésre álló adatok alapján az a következtetés vonható le, hogy a hidromorfológiai kockázatnak nincs szignifikáns hatása a kovaalga indexek értékének alakulására, legalábbis a jelen hidromorfológiai kockázati skála alapján. A hidromorfológiai beavatkozások hatása többnyire nem ismert. Ezek közül a fontosabbak vizsgálata nélkülözhetetlen. Ilyen pl. a duzzasztások hatása, ami azért is fontos, mert teljesen eltérő hatást fejthet ki a duzzasztás a hegy- ill. síkvidéki vízfolyások esetén, és ugyancsak nem mindegy, hogy milyen mértékben terhelt vizet tározunk be, hiszen a tározás hatása akár pozitív is lehet az alvízi mikrobióta összetételre. (Ezek említhetők annak okaiként, hogy a kovaindexek és a duzzasztás metrikái között nem találtunk összefüggést.).

Tájhasználat Egyenlőre kevés adat áll rendelkezésünkre a tájhasználat és a metrikák közötti összefüggések feltárására, de pl. az 1-es típusban szignifikáns különbséget találtunk az IPS index és a legelő területek aránya között:


Az összefüggés jelzi, hogy a többnyire erdők által dominált vízgyűjtő esetén a legeltetéses állattartás milyen negatív hatással van a víz állapotára. Tápanyag terhelések

Hegyvidéki vízfolyások:

Az alábbi két ábra az 1. típuscsoportba tartozó vízfolyások példáján mutatja be, hogy az index értéke és a fajlagos vezetőképesség, valamint az összes nitrogén tartalom között milyen összefüggés áll fönn.

dex:Fajlagos vezeté: r2 = 0,1707; r = -0,4132; p = 0,0048; y = 1037,5445 - 43,6569*x


A vezetőképesség G/M határa 600 µS cm-1-nél található, ha az index értéke jó állapotot jelzett, a vezetőképesség gyakorlatilag ez alatt az érték alatt volt. Jóllehet az R2 értéke alacsony az ábra tanúsága szerint a hegyvidéki kisvízfolyások esetén a vezetőképesség magasabb tartományában a kovaalga index értéke alacsony. Ez az összefüggés a tekintetben is érdekes, hogy az indexet alkotó metrikák nem halobitás metrikák az összefüggés mégis fönnáll. A magyarázat az lehet, hogy a megnövekedett sótartalom egyéb terhelések kísérőelemeként jelentkezik.

Index:log(ON): r 2 = 0,2716; r = -0,5211; p = 0,0013 Az összes nitrogén tartalom hatása még inkább tetten érhető. hiszen pl. logTN>0,6 –os érték esetén jó állapot a bentonikus kovaalgák alapján nem várható (az egyetlen pont outliernek tekinthető), ahogy látjuk az index értékei mindig a G/M határ alatt voltak. Dombvidéki vízfolyások:

A 2. típuscsoport esetén mindössze egy olyan összefüggést találtunk, ami bemutatásra érdemes:


:log(NH4):

r = -0,2186; p = 0,0458; y = 0,2898 - 0,019*x

Az ammónium-ion koncentráció és az index értéke közötti gyenge negatív összefüggés tapasztalható. (Az ammónium-ion mennyiségének változása, nem mint trofitási tényező, hanem mint az emelkedő szaprobitás negatív kísérő eleme vehető figyelembe.) Az ábrán az R értéke és nem az R2 szerepel. Ez utóbbi ~0,04 lenne, így a kapcsolat puszta tényén kívül az ábra alapján más következtetést nem vonhatunk le.

A 3. típuscsoportban a biokémiai oxigénigénnyel (BOI) történő összevetésre érdemes kitérni:

Index:log(boi): r 2 = 0,1442; r = -0,3797; p = 0,00006; y = 1,0044 - 0,0375*x

45 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Az index szerves terheléssel való kapcsolata egyértelmű. Az eredmény összhangban van mind a BOI értékére tett hazai javaslattal, mind az irodalmi értékekkel, ugyanis jó állapotra utaló index értéket logBOI>0,6 (BOI >~4mg l-1) esetén nem remélhetünk.

Síkvidéki vízfolyások:

A 4 típuscsoport adatainak elemzése kapcsán a nitrát ionnal való kapcsolat érdemel figyelmet.

Az ábra jó példa arra, hogy mivel kell számolnunk akkor, ha a mérések száma megfelelő, de nincs kellő mennyiségű adat az alacsony terheléssel jellemezhető vizekre nézve. Nem dönthető el, hogy a logNO3 <0,2 tartományban az index értéke valóban magas lenne, vagy az ábrán látható egyetlen pont outliernek tekinthető.

Index:log(NO3): r2 = 0,1507; r = -0,3883; p = 0,0049

46 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Az ortofoszfát-foszfor és az index közötti összefüggést több típuscsoport vízfolyásai esetén teszteltük. (Az Y tengelyen – a felirattól eltérően– az ortofoszfát-foszfor természetes alapú logaritmusa szerepel). 5. típuscsoport (kis és közepes méretű síkvidéki vízfolyások):

ndex:log(PO4): r 2 = 0,0719; r = -0,2682; p = 0,0022; y = 6,8695 - 0,1679*x log(PO4) = 6,8695-0,1679*x

7. típuscsoport (erősen módosított víztestek):

x:log(PO4): r2 = 0,0607; r = -0,2463; p = 0,0077; y = 5,4681 - 0,1162*x

47 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT 6. típuscsoport (nagy folyók):

x:log(PO4): r 2 = 0,0645; r = -0,2539; p = 0,0447; y = 6,8215 - 0,0837*x A fenti 3 ábra ponteloszlása hasonló elrendeződést mutat. A terhelés és az index közötti összefüggés látható. Jóllehet az R2 értéke alacsony, ez nem jelenti azt, hogy az összefüggés a gyakorlati szempontból nem használható. Egyértelműen látszik a terhelés azon értéke mely fölött magas indexérték előfordulása nem remélhető. (pl. az 5 típuscsoport: lnPO4>6; 6. típuscsoport: lnPO4>7; 7 típuscsoport: lnPO4>5 esetén jó állapot nem várható) Még néhány stresszor (COD: kémiai oxigénigény, BOD: biokémiai oxigénigény, TN: összes nitrogén, TP: összes foszfor) és az EQR közötti korreláció nagy folyóink esetében:

48 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A terhelés – hatás analízisek fenti példái igazolják, hogy a metrikák és a stresszorok között számos esetben kimutatható az összefüggés. Ez az összefüggés nem feltétlen szignifikáns, ill. amennyiben az, az R2 értéke többnyire alacsony. Számos esetben azonban az összefüggések alapján akár a terhelések megengedhető mértéke is megadható, s az eredmények akár konkrét beavatkozások tervezéséhez is használhatók. Ez azért lehetséges, mert a pontok eloszlása jelzi azt a koncentráció tartományt, mely tartományban magas, azaz a jó állapotra utaló indexértékek nem várhatók.

15.3. Az indexek érzékenysége Az IPS és az IPSITI indexek elsősorban a növényi tápanyagterhelésre és a szervesanyag terhelésre érzékenyek, azonban kimutatható a hidromorfológiai beavatkozások hatása is (pl. tározók jelenléte), mert ha jelentősen megnő a planktonikus fajok aránya a mintában, akkor leromlik az index értéke. A Duna esetében pl. a következő összefüggést találtuk a planktonikus fajok aránya (holt sejt arány elhanyagolható volt a mintákban) és az IPS index értékének a csökkenése között (r=0.71):

Planktonikus guild arány (%)

0,436

Sorozatok1; 1,2; 82,39608802

y = 48,297x Sorozatok1; 3,6; Sorozatok1; 3; Sorozatok1; 2,4;R² = 0,5092 93,33333333 93,08641975 90,71428571 Sorozatok1; 3,4;4,7; Sorozatok1; Sorozatok1; 4,4; 80 79,26829268 75,86206897 Sorozatok1; 2,7; 62,87128713

Sorozatok1; 0,7; 27,47524752 csökkenés az index értékében

Jól látszik, hogy pl. egy 70%-os arány már több mint 3-mal csökkentheti az index értékét (természetesen fajtól függően, mert pl. a Discostella fajok nem, de pl. a Cyclotella meduane jelentősen csökkenti az IPS nagyságát).

15.4. Az adatok elfogadhatóságának feltételei • •

Módszertani útmutató szerinti gyűjtés és minta előkészítés A számolási protokoll betartása


A minőségbiztosítás során végzett laboratóriumi körmérésekben legalább „jó” minősítést kapott laboratórium biológusa végezze a számolást

15.4.1. Mintavételre vonatkozó követelmények A korábban ismertetett szempontok figyelembevételével kiválasztott helyes mintavételi időpont, mintavételi hely és használható aljzat a sikeres, minőségbiztosítás szempontjából is megbízható mintázás alapja. Ehhez kapcsolódóan alapvető követelmény, a terepi jegyzőkönyv vagy mintavételi jegyzőkönyv, ahol dokumentálni kell a gyűjtés mikéntjét (mintázott aljzatok számát, mintavétel pontos helyét, idejét) annak rögzítése céljából, hogy a mintavétel a módszertani útmutató előírásai szerint történt-e (1. és 2. melléklet). Lehetőleg fényképes dokumentáció is készüljön a mintavételi helyszínről. Abban az esetben, ha a mintázás módja valamilyen előre nem látható ok miatt eltér a mintavételi tervben foglaltaktól, a változást a jegyzőkönyvben is fel kell tüntetni. Amennyiben a körülmények olyanok, hogy a mintázást nem teszik lehetővé, pl. kiszáradt patak meder, pangó víztér vagy egyéb mintavétel szempontjából kedvezőtlen körülmény, másik jellemző mintavételi helyet, vagy ha erre nincs mód, más mintavételi időpontot kell keresni.

15.4.2. Minta előkészítésre vonatkozó követelmények A minőségbiztosítás szempontjából lényeges a mintavétel, mintakezelés, a minta szállítás és tárolás, illetve a laboratóriumba való érkezés és mintaátadás körülményeinek dokumentálása. Ennek egy része a mintavételi jegyzőkönyvben kerül dokumentálásra. A minta laboratóriumba való érkezésének időpontját rögzíteni kell, a mintát a követhetőség érdekében azonosító számmal kell ellátni. A minta tartósítását 24 órán belül el kell végezni. Amennyiben roncsolása 24 órán belül megoldható, a minta előkészítés eredeti mintából is történhet. A natív mintával való bánásmód munkaegészségügyi szempontból is kedvezőbb feltételeket nyújt. Ha ez mégsem lehetséges, a műveletet fixált mintából végezzük. Fontos, hogy a mintával való bánásmód minden lényeges mozzanatát feljegyezzük. A visszavezethetőség érdekében a roncsolt mintát és a tartós preparátumot meg kell őrizni. A tartós preparátum minőségének ellenőrzésére a laboratórium saját eljárást dolgozhat ki. Pl. egy külső ellenőr szúrópróbaszerűen ellenőrzi, hogy állapota kielégíti-e a jó preparátum kritériumát (ld. 2.5.), a határozás megfelelőségét laboratóriumok közötti, vagy akár kiterjedtebb interkalibráció szervezésével lehet biztosítani.

15.4.3. A minta feldolgozására, vizsgálatára, értékelésére, a vizsgálati eredmények közlésére vonatkozó követelmények A vizsgálathoz a laboratórium rendelkezik megfelelő vizsgálati környezettel, jól képzett személyzettel és a vizsgálatokhoz szükséges eszközökkel, berendezésekkel. A vizsgálati eredmények minőségbiztosítása érdekében a laboratóriumon belül minőség-ellenőrzés, ún. „belső ellenőrzés” működik, ami minden olyan mozzanatra, ami a vizsgálat során valamilyen

50 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT hibalehetőséget hordoz, megfelelőség-ellenőrzést épít. Ez a személyzet munkájára, precizitására (pl. ismételt mintafeldolgozások és azok eredményének ellenőrzése), a használt anyagok, eszközök, berendezések állapotára, az értékelést végző személy felkészültségére, az informatikai háttér megbízhatóságára terjed ki. A vizsgálati eredmények minőségbiztosításának másik fontos feltétele a külső összemérés, vagy interkalibráció.

15.5. A módszer pontossága, megbízhatósága A bentonikus kovaalgákkal történő minősítés hibája a G/M határon 10%.

16. Háttér információk a tavi fitobentosz minősítő módszerhez 16.1. Referencia feltételek A referencia viszonyok megadásánál az ú.n. LDS (less disturbed site) helyek indexeinek 5. percentilisét vettük a referencia index értéknek. Az LDS helyeket a referencia feltételek alapján választottuk ki. A Balaton esetében a Korponai János és Braun Mihály 2006-es siófoki (Siófok 2006 jelzetű mag) fúrásának 17-21 cm közötti szakaszát tekintettük a tó zavartalan állapotának, mivel a VKI céljainak megvalósítása érdekében a zavartalan állapotot a mezőgazdaság intenzifikálása, vagy az iparosodás előtti korszakhoz viszonyítva lehet meghatározni. Ennek a rétegnek a domináns fajait tekintettük referenciális fajoknak. Állóvizek esetében a következő referenciális feltételeket definiáljuk a kovaalgák esetében (vastagon szedtük az oligotróf indikátor fajokat):

51 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT BIOL_Tip Hidromor us f tipus

1

Tengerszint Vízkémia fölötti i karakter magasság (m)


1

Méret 2

(km )

Átlagos Vízforgal kovatí vízmélys om pus ég (m)

meszes > 10 (km2) > 3-6 m

referenciális közösség taxonjai Cocconeis neodiminuta (CNDI), Cocconeis neothumensis (CNTH), Cyclotella ocellata (COCE), Diploneis pseudovalis (DPSO), Eolimna seminuloides (NSEO), Eolimna utermoehlii (EUTE), Hippodonta costulata (HCOS), Karayevia clevei (KCLE), Staurosira berolinensis (STSB), Staurosira grigorszky (SGRI), dominancia

állandó

17

1

2

3

4

5


2

3,6



4


5

szikes > 10 (km2)

< 3m

szikes <1; 1- 10 (km < 1m

szikes 1- 10 (km2)

szikes

2

< 1 (km )

< 3m

< 3m

állandó

időszakos

állandó

jelen vannak: Anomoeneis sphaerophora (ASPH), Anomoeneis sphaerophora f. costata (ASCO), Campylodiscus clypeus (CCLY), Ctenophora pulchella (CTPU), Entomoneis paludosa var. subsalina (EPSU), Navicula oblonga (NOBL), Surirella peisonis (SPEI), dominánsak: Achnanthidium minutissimum (ADMI), Encyonema lacustris (ELAC), Gomphonema olivaceum var. calcareum (GOLC), Nitzschia perminuta (NIPM), 2 Staurosira construens (SCON), Halamphora kevei (HKEV) és Nitzschia filiformis var. conferta (NFIC) erőteljes dominanciája, emellett dominánsak lehetnek még, vagy előfordulnak: Anomoeneis sphaerophora (ASPH), Anomoeneis sphaerophora f. costata (ASCO), Ctenophora pulchella (CTPU), Halamphora paraveneta (HPVE), Haslea spicula (HSPC), Nitzschia clausi (NCLA), N. liebetruthii (NLBT), N. 3 pusilla (NIPU) jelen vannak: Anomoeneis sphaerophora (ASPH), Anomoeneis sphaerophora f. costata (ASCO), Campylodiscus clypeus (CCLY), Ctenophora pulchella (CTPU), Entomoneis paludosa var. subsalina (EPSU), Navicula oblonga (NOBL), Surirella peisonis (SPEI), dominánsak: Achnanthidium minutissimum (ADMI), Encyonema lacustris (ELAC), Gomphonema olivaceum var. calcareum (GOLC), Nitzschia perminuta (NIPM), 2 Staurosira construens (SCON),

állandó

4

7,8,9,10,1 *

1,12 ,

< 200 m 2 < 3m szerves, meszes < 1 (km2), 1- 10 (km ), >10 km2 állandó (síkvidéki)

6

13,14,16, 17

7

15


meszes > 10 (km2)

< 3m

állandó

ref. Indexhat ár

Navicymbula pusilla (NCPU) és Nitzschia filiformis var. conferta (NFIC) erőteljes dominanciája, emellett dominánsak lehetnek még, vagy előfordulnak: Anomoeneis sphaerophora (ASPH), Anomoeneis sphaerophora f. costata (ASCO), Craticula buderi (CRBU), Halamphora kevei (HKEV), N. liebetruthii (NLBT)

12,4

14,8

12,4

10,7

Achnanthidium lauenburgianum (ADLB), Amphora inariensis (AINA), Cymbella cymbiformis (CCYM), Cymbella helvetica s.l. (CHEL), Cymbopleura hustedtii (CBHD), Gomphonema clavatum (GCLA), G. gracile (GGRA), Navicula oblonga (NOBL), N. oppugnata (NOPU), N. upsaliensis (NUSA), Planothidium joursacense (PJOU), 5 Platessa zieglerii (PZIE), Staurosira martyi (SRMA)

14,4


14,4


14,4


16.2. Határértékek megadásának lépései Az LDS-t külön, minden kovatípusban elkülönítettük, az alábbi kritériumok alapján: Minden esetben csak a nem mesterséges kategóriájú vizeket (artificial=N) vettük figyelembe és csak olyan víztesteket vettünk figyelembe, ahol a vízgyűjtőn nincs jelentős pontforrás. A kémiai határértékek alapján további leválogatást végeztünk. A 3-as biológiai típusban (síkvidéki, szikes, kis-közepes, sekély, időszakos) a kémiai határértékek táblázatban megadott feltételeken kívül a Na+, m-lúgosság és HCO3- mennyiségét is figyelembe vettük, az alábbiak szerint: LDS-nek tekintettük, ha Na+>900 mg/l, m lúgosság >32 mmol/l, HCO3->1500 mg/l volt. Referenciális határértéknek az így leválogatott LDS-ek index értékeinek 5. percentilisét tekintettük, a kiváló/jó határának pedig a 10. percentilisét. A jó/közepes határának a toleráns és érzékeny fajok relatív egyedszámának átcsapási pontjához tartozó értéket tekintettük, a fenti táblázatban részletezettek szerint, majd a fennmaradó részt 3 részre osztottuk, ezt kivonva a G/M értékéből kaptuk a közepes/tűrhető, majd ebből kivonva a tűrhető/rossz határértékét. Az EQR-t normalizálással határoztuk meg.

16.3. Az indexek érzékenysége A MIL és a MIB index a növényi tápanyagterhelésre érzékeny, a MISL index a halobitásra és a növényi tápanyagterhelésre, a H index a halobitásra.

16.4. Az adatok elfogadhatóságának feltételei Megegyeznek a folyóvizeknél leírtakkal.

Módszertani útmutató a Fitoplakton élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához Draft

Készítette: Dr. Borics Gábor, Dr. Kiss Keve Tihamér 2015


Az ökológiai állapotértékelés mérőszámainak kialakítása A Víz Keretirányelv elvárásainak megfelelően a felszíni vizek ökológiai állapotértékelése során a fitoplankton három jellemző paraméterét kell figyelembe venni; ezek a biomassza, taxonómiai összetétel és a vízvirágzások gyakorisága és intenzitása. E jellemzők mindegyikét számszerűsíteni kell, határértékkel kell jellemezni és olyan mérőszámokká alakítani melyek alkalmasak arra, hogy azokat összevonva egyetlen számmal tudjuk jellemezni a vizeket.

Tavak ökológiai állapotértékelése a fitoplankton biomasszán alapuló mérőszám alapján A fitoplankton biomassza mérőszámaként (ahogyan az az EU valamennyi országában történik) a vizek klorofill-a tartalma alapján képzett metrika szolgál. Első lépésben határértékeket kell megállapítani valamennyi típuscsoport esetén, majd e határértékek figyelembevételével a megfelelő algoritmus alkalmazásával a klorofill-a értékeket 0-1 közötti számmá kell alakítani. Ez úgy kell történjen, hogy az ökológiai állapot kategóriái szabályos osztályközökkel különüljenek el egymástól, azaz: kiváló=0,8; jó=0,6 …stb. A határértékek megadását nehezíti, hogy a hazai tavak egyike sem tekinthető érintetlennek, így valódi referenciaként egyik sem szolgálhat. A referenciális közösségek megadása így részben szakértői becslés alapján (azaz az adott típusba tartozó kiváló állapotú vizek EQR értékének mediánja alapján), ill. olyan extrapoláción alapuló modellek alapján, melyek esetén a mérőszámok és a terhelés(ek) közötti kapcsolatot vizsgáltuk. A jó-közepes határértékek megadásakor releváns ökológiai változást vettünk alapul. A hazai hidromorfológiai tótípusok fitoplankton alapján 5 biológiai típusba sorolhatók (lásd Tipológiai validáció). E típusokba tartozó vizeket olyan mérőszámokkal jellemeztük melyeket két kompozíciós metrika és két klorofill-a határérték rendszer kombinációjából állítottunk elő. A klorofill-a koncentráció alapján két határértékrendszert alkalmaztunk, a Balatonra a Közép-európai Geográfiai Interkalibrációs Csoportban elfogadott és interkalibrált határértékeket alkalmaztuk. A Hazai sekély tavak esetén a Kelet-Európai Interkalibrációs csoport sekély tavaira kidolgozott határértékeket alkalmaztuk.

A klorofill-a határértékei (µg L-1) az egyes minőségi osztályokban Kiváló

jó

közepes

gyenge

Rossz

Balaton (LCB-GIG javaslat)

11

23

35

50

>50

Egyéb sekély tavak (EC-GIG javaslat)

18

40

75

100

>100

Ahhoz, hogy a fenti határértékeket multimetrikus index részévé tegyük, azokat 0 és 1 közötti számokká kell alakítanunk, mégpedig úgy, hogy az így kapott határértékek egyenlő

3 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT osztálytartományokat jelöljenek ki (0,2; 0,4; 0,6; 0,8;). Az egyenleteket a következő táblázat tartalmazza. Az x helyébe az a-klorofill koncentrációt helyettesítve kapjuk a normalizált a-klorofill értéket (y-t).

táblázat. Az egyes tótípusok a-klorofill határértékeinek normalizálásához használt formulák:

Tótípusok és típuscsoportok Balaton (LCB-GIG javaslat) Egyéb sekély tavak (EC-GIG javaslat)

A normalizáláshoz használt formula Ha kl-a<50 µL-1 y = - 0,0161*x + 0,9826; Ha kl-a<50 µL-1 y=-0,004*x +0,4 Ha kla>150;Y= 0; Ha kla<150 y= -0,0000001*x3 + 0,00005*x2 0,0113*x+0,9802)

Tavak ökológiai állapotértékelése a fitoplankton összetételén alapuló mérőszám alapján A fitoplankton összetétele alapján számos mérőszám számolható (diverzitás metrikák, taxon arányok stb.). Ahogyan az korábban említésre került, e mérőszámok alkalmazhatósága erősen megkérdőjelezhető, mivel nem adnak határozott választ a terhelésekre. A fitoplankton összetétel másik mérőszám csoportját az un. érzékenységi-tolerancia metrikák képezik. Ezek esetén megállapítható, hogy a fajok autökológiai sajátságainak mélyebb ismerete híján a rájuk kidolgozott érzékenységi és/vagy tolerancia értékek geográfiailag erősen torzítottak, azaz többnyire csak abban a régióban használhatók, ahol kidolgozták őket. Az élőlényközösségek állapotát nemcsak a fajok szintjén értékelhetjük, hanem egy magasabb szerveződési szinten, az asszociációk szintjén is. Erre azok után nyílt lehetőség, hogy Reynolds és mtsai. (2002) kidolgozták a fitoplankton asszociációknak egy, a Braun-Blanquet (1951) fitocönológiai rendszeréhez hasonló rendszerét. Amint az korábban bemutatásra került a szerzők 31 fitoplankton asszociációt (funkcionális csoportot) különítettek el. Ismertették e funkcionális csoportok elemeit és értékelték azokat a környezeti háttérmintázatokat, melyek egy-egy ilyen csoport kialakulásához vezetnek. Ezen elméleti alapok figyelembevételével tettek javaslatot Padisák és mtsai. (2006) egy, a fitoplankton funkcionális csoportjain alapuló minősítési rendszer kidolgozására. A módszer lényege az, hogy ismerve a fitoplankton funkcionális csoportjainak környezeti igényét, és ismerve egy adott tótípusra jellemző fizikai, kémiai és biológiai változók mintázatát, becsülhető, hogy egy adott funkcionális csoport jelenléte a természetes állapotú tóban milyen mértékben kívánatos (magasabb F érték) illetve nem az (alacsony F érték). Amennyiben nagy számban volna referenciális állapotú, vagyis érintetlen tavunk az adott típusban, az értékelés természetesen történhetne empirikus modell alapján. Azonban ilyen tavak híján a funkcionális csoportokhoz rendelt F értékek megadásakor csak historikus adatokra és szakértői becslésre lehet támaszkodni. Az F értéke típusfüggő, azaz az asszociációk értékelése típusonként más és más lehet. Tehát ugyanaz a taxon más és más F értékkel szerepelhet különböző víztípusokban, attól függően, hogy jelenlétük kedvező (eredeti természetes állapotra jellemző) vagy éppen kedvezőtlen folyamatokat indikál az adott víztérben. Lássunk erre

4 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT rögtön egy példát. A Balaton esetén a bő tápanyagkínálatot igénylő taxonok negatívabb értékelést kaptak, mint ugyanezen taxonok a holtmedreket és egyéb, természetes állapotukban is eutrófnak tekinthető állóvizekben. Az olyan alacsony tápanyagkínálatot és sótartalmat kedvelő (oligohalin) taxonok, mint amilyenek, az A és B kodonokba tartozó kovaalgák szikeseinkben „nem kívánatosak”, és ezért e típusokban alacsony F értéket kaptak. 17. táblázat. A fitoplankton funkcionális csoportjainak értékelése (F0-9-ig) a hazai tótípusokban.

Kodon A B C D N P T S1 S2 SN Z X3 X2 X1 Y YPh E F G J K H1 H2 U LO LM M V W0 W1 W2 WS Q MP

Meszes tavak 9 9 5 7 9 5 5 1 1 1 9 9 9 5 7 1 7 9 3 3 7 1 1 9 7 5 1 5 5 5 5 7 5 7

Nagy sótartalmú tavak 1 1 1 3 3 5 3 3 3 1 9 3 3 3 1 1 1 3 3 5 9 3 3 1 1 1 1 9 9 9 9 1 1 9

Az egyes funkcionális csoportok F-értékének, valamint relatív gyakoriságának ismeretében egy un Q indexet képezünk, ami a fitoplankton kompozíció alapján számolt mérőszám. A Q index képzése: s

Qk = ∑ ( pi F ), i =1

ahol: s az adott mintában található fajszám, pi= i Faktorértékű kodonok (funkcionális csoportok) relatív gyakorisága (biomassza alapon), Fi az adott kodon faktorsúlya 1 és 9 között.

5 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A kapott értéket Qk elméleti maximuma 9. A gyakorlatban 7,95-ös érték volt a legmagasabb érték ezért ezzel az értékkel osztva a Qk értéket 0 és 1 közötti EQR értéket kapunk. Erre az EQR-ra állapítottunk meg határértékeket. A Q indexre javasolt határértékek kialakítása részben az adott F értékű csoportok mintán belüli arányait figyelembe véve történt, szakértői becslés alapján, részben pedig a növényi tápanyagok és tóhasználat alapján javasolt kombinált terhelésre adott válasz alapján történt. A Q index határértékei meszes tavak esetén Osztály Kiváló Jó Közepes Gyenge Rossz

EQR

Normalizált EQR

0,73

0,8

0,63

0,6

0,5

0,4

0,2

0,2

< 0,2

< 0,2

A Q index normalizáláshoz használt formula a következő: HA(EQR<0,5001;Y= -0,6667*EQR2+1,1333*EQR+0,016; HA(EQR<1,0001; y= -1,5398*EQR2+3,5317*EQR-0,9893) y pedig a normalizált Q index értéke lesz, mely 0 és 1 közé eső szám. A Q index határértékei szikes tavak esetén Osztály Kiváló Jó Közepes Gyenge Rossz

EQR

Normalizált EQR

0,6

0,8

0,4

0,6

0,3

0,4

0,2

0,2

< 0,2

< 0,2

A Q index normalizáláshoz használt formula a következő: HA(EQR2<0,2;y= EQR;HA(EQR<1001;y= 1,4612*EQR3-3,9199* EQR2+3,8983*EQR-0,4399)) A Q indexre javasolt határértékek kialakítása az adott F értékű csoportok mintán belüli arányait figyelembe véve történt, szakértői becslés alapján. A Q értékének csökkenése többnyire az eutrofizációt, és egyben a szaprobitás emelkedését is jelezheti. A szikesek (természetes állapotukban nagy sótartalommal, Na+ és HCO3– iondominanciával jellemezhető vizek) esetén azonban a faktor értékek úgy lettek becsülve, hogy a Q index csökkenése a sótartalom csökkenését is jelzi. Vagyis amíg a legtöbb víztípus esetében a sótartalom növekedés kedvezőtlen folyamatokat jelent az adott víztérben, a szikes tavak esetében ez fordítva érvényes.


A mérőszámok egyesítése Tekintettel arra, hogy a biomasszán alapuló mérőszámok robusztusabb metrikának tekinthetők (Carvalho és mtsai. 2013) (vagyis értéküket kevésbé befolyásolják a mintavétel és mintafeldolgozás módszereinek bizonytalanságai), e mérőszámok a nemzetközi gyakorlatban is nagyobb hangsúlyt kapnak. Ez az értékelés során úgy juttatható érvényre, hogy a mérőszámok egyesítése során a biomassza és kompozíciós mérőszámok normalizált értékeit nem egyszerűen átlagoljuk, hanem súlyozott átlagot képezünk. 2NChl− a × NQki HLPI = 3 Ahol HLPI : magyar tavi fitoplankton index, (angol akroníma) NChl-a: az a-klorofill tartalom normalizált mérőszáma, NQki : a fitoplankton taxonómiai összetételén alapuló normalizált mérőszám. Ezt a súlyozást alkalmaztuk az 1. (Balaton) 2 (Velencei-tó) és a 4 (meszes és szerves tavak) biológiai típusok esetén. A 3. biológiai típusban (szikesek) ahol a trofitásnak kisebb a szerepe és a kiédesülés az ami a vizeket fenyegeti a klorofill-a metrika szerepét úgy csökkentettük, hogy a mérőszámok egyesítésekor a normalizált metrikákat átlagoltuk.

NChl− a × NQki 3 Az így kialakított mérőszámok jelzik vizek aktuális ökológiai állapotát. Tekintettel arra, hogy a fitoplankton szezonális szukcessziója során annak biomasszája és összetétele jelentős mértékben változik, a minősítés a vegetációperiódusban gyűjtött minták aktuális értékeinek átlagai alapján történik. Mivel mindkét mérőszám normalizált értékeit átlagoltuk, a két metrika egyesítése után kapott multimetrikus index (HLPI) határértékei az egyenlő terjedelmű osztályhatárokhoz igazodva 0,8; 0,6; 0,4; 0,2 lesznek. HLPI =

HLPI Éves Ahol:

∑ =

N

1

HLPI N

HLPIÉves: a folyóvízi index éves értéke HLPI: aktuális HRPI

Vízfolyások ökológiai állapotértékelése A Víz Keretirányelv a vízfolyások ökológiai állapotértékelése során a fitoplanktont nem tekinti releváns biológiai elemnek. A hazai vízfolyások jelentős részéről ugyanakkor elmondható, hogy azok klorofill-a tartalmuk alapján akár eutrófok is lehetnek. Ez a tény több évtizede ismert a hazai szakmai körökben, így nem meglepő, hogy a vízügyi/környezetvédelmi hatóságok már jóval a Víz Keretirányelv hazai alkalmazása előtt rutinszerűen végezték a folyók klorofill-a tartalmának mérését, és fitoplanktonjának mikroszkópos elemzését. Mivel a nagy, potamális jellegű folyók esetén a bentikus közösségek mintavétele gyakran komoly nehézségekbe ütközik, a könnyen mintázható

7 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT fitoplankton vizsgálata nemzetközi szinten is növekvő figyelmet kap. Bár a folyóvízi fitoplankton dinamikáját olyan, a tavak esetén kevésbé releváns tényezők is befolyásolják, mint a tartózkodási idő, vagy a vízhozambeli, és az ezzel együtt járó lebegőanyag tartalom változások, alapvetően e vizekre is igaz, hogy a fitoplankton biomasszája évszakosan változik, és szukcessziója is követhető. A folyók ökológiai állapotértékelése a tavakéhoz hasonló mérőszámok alapján történik.

A fitoplankton biomasszán alapuló mérőszám kialakítása A folyóvízi fitoplankton biomasszájának jellemzésére a vizek klorofill-a tartalma alapján képezhető mérőszámot használjuk. Ennek kialakításakor a korábban bemutatott típuscsoportok klorofill-a tartalmának leíró statisztikáit vesszük figyelembe. Megállapítjuk a határértékeket, majd ezeket a megfelelő formula alkalmazásával 0-1 közötti számmá alakítjuk. A határértékek megállapítása során az osztályhatárok a típuscsoportra jellemző klorofill-a tartalom adott percentiliseiként lettek definiálva (kiváló:50; jó: 75; közepes:90, gyenge:95; rossz >95). A jellemző statisztikák képzése előtt az elemzésekből kizártuk azon vízfolyásokat, melyek esetén jelentős tározói hatás vagy tavi befolyó jelenléte igazolható. A Duna esetén az adatbázis ilyen jellegű szűkítésére nem volt lehetőség, ott a fenti percentilisek fölöttébb enyhe határértékeket jelöltek volna ki, ezért 23, 24, számú dunai típusok esetén szakértői becsléssel lettek a határértékek kialakítva. táblázat. Javasolt a-klorofill határértékek (az adott kategória alsó határai) az egyes típuscsoportokba tartozó vízfolyásokra. kiváló jó közepes gyenge rossz 1. Típuscsoport 1/2/3/4/5/8/9/11/12 2,7 5,6 10,5 15,5 >15,5 2. Típuscsoport 6/7/10/14 5,9 10,0 18,3 27,6 >27,6 3. Típuscsoport 13/15/16/18/19/21/22 4,2 8,7 18,5 28,0 >28,0 4. Típuscsoport 20 6,0 10,0 18,0 28,0 >60,0 5. Típuscsoport 23/24 15 30,0 45,0 60,0 >80,0 A klorofill-a értékeket a határértékek ismeretében a korábbiakhoz hasonlóan a megfelelő formulát alkalmazva normalizáltuk (21. táblázat). A-klorofill normalizálásához használt formulák az egyes típuscsoportokban (ahol x: klorofill-a; y:a normalizált klorofill-a mérőszám, (értéke 0-1)

Típuscsoportok

A normalizáláshoz használt formula

1. 2. 3. 4. 5

y = 1,0478e-0,1018x y = 1,0728e-0,0584x y = 1,0109e-0,0558x y = 1,0728e-0,0584x y = -0,0133x + 1


A fitoplankton összetételén alapuló mérőszám kialakítása A folyóvízi fitoplankton taxonómiai összetételen alapuló minősítése Borics és mtsai. (2007) munkáján alapul. Hasonlóan a tavi minősítéshez itt is a fitoplankton egyes funkcionális csoportjai (kodonjai) kerültek értékelésre, mégpedig aszerint, hogy az adott típusú fitoplankton asszociáció a környezeti feltételek milyen mintázata mellett alakul ki, valamint ezen mintázatok mennyire esnek közel ahhoz, amit egy természetes folyóvízi rendszer tud biztosítani. A fitoplankton funkcionális csoportjainak Reynolds (2002) által publikált listája, illetve annak bővített változata (Padisák és mtsai, 2003) alapvetően a tavi fitoplankton asszociációk bemutatására és jellemzésére irányul. A fitoplankton terminusz jelen esetben a lehető legszélesebb értelemben veendő, vagyis a valódi planktonikus elemeken kívül beleértjük a fenékről fölkavart, illetve az élőbevonatról leszaggatott bentonikus fajokat is, melyek kisebb vízfolyások esetén még közepes vízhozam mellett is jelentős arányban vannak jelen a merített mintákban. Ezek figyelembevétele semmiképp sem mellőzhető, éppen ezért szükségesnek tartottuk az eredeti listát három tichoplanktonikus kodonnal (csoporttal) kiegészíteni (Borics és mtsai., 2007). • A TB csoportba kizárólag a többnyire nagytestű, bentonikus Bacillariophyceae fajok tartoznak. • A TD csoport a bentonikus Desmidiales fajokat foglalja magába. • A TC csoportba kerültek a bentikus cianobaktérium fajok. Reynolds (2002) maga is előrevetítette, hogy a W1 és W2 csoportokat elképzelhetően tovább kell finomítani. Ezzel összhangban hoztuk létre a W0 funkcionális csoportot, melybe az olyan, főleg ostoros szervezeteket gondoljuk belefoglalni, amik kifejezetten a nagy szerves anyag tartalmú, olykor már szeptikus viszonyokkal is jellemezhető állóvizekben fordulnak elő. E vízterek természetes képviselői a rothadó növényzetű pangó vizek, mesterséges képviselőik pedig pl. a szennyvíz tisztására szolgáló tórendszerek.

9 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A súlyfaktorok megadása a folyóvízi fitoplankton asszociációk sajátsága alapján Kodon A B C D TIB TIC TID N P T S1 S2 SN Z X3 X2 X1 Y YPh E F G J K H1 H2 U LO LM M V W0 W1 W2 WS Q

Folyó 4 4 4 4 5 2 4 3 3 3 0 0 0 3 3 4 3 3 2 3 3 1 2 2 1 1 1 1 1 0 0 0 2 3 3 1

A fitoplankton összetételének mérőszáma a Qk társulás index az alábbi formula szerint adható meg: s

Qk = ∑ ( pi Fi), i =1

ahol: s az adott mintában található fajszám, pi az egyes kodonok (funkcionális csoportok) relatív abundanciája (biomassza alapon), és Fi az adott kodon 0 és 5 közti faktorértéke. A Qk pedig a társulás index. A határértékek megadásakor az adott folyóvíztípus hidromorfológiai sajátságai és különösen a víz becsült tartózkodási ideje voltak a meghatározó szempontok. (Ez utóbbinak kiemelkedően fontos jelentősége van a folyók esetén, hiszen a nagy potamális folyók kivétel euplanktonikus elemekben gazdag fitoplanktonnal nem volna szabad találkozzunk. Minél kisebb a vízfolyás, annál inkább a bentikus elemek dominanciája és magasabb indexértékek várhatók.) A hidromorfológia és a tartózkodási idő alapján három csoportot alakítottunk ki. Az indexértékekre vonatkozó határértékek megadása során azt számoltuk, hogy adott gyakoriságok esetén az index milyen értékeket vesz föl.


Típuscsoport 1 2 3 4 5

Q-index Kiváló 0,95 0,9 0,95 0,9 0,8

Jó 0,8 0,75 0,8 0,75 0,7

Közepes 0,7 0,65 0,7 0,65 0,6

Gyenge 0,6 0,55 0,6 0,55 0,5

Rossz <0,6 <0,55 <0,6 <0,55 <0,5

A Q index normalizálása (x helyébe az aktuális Q/Qmax azaz Q/5 helyettesítendő, y pedig a normalizált Q értéket adja, amely így már 0 és 1 közé eső szám lesz)

Típuscsoportok 1. 2. 3.

A normalizáláshoz használt formula y =1,3377*x2 - 0,4252*x + 0,0451 y =1,205*x2 - 0,1805*x - 0,0063 y =1,3377*x2 - 0,4252*x + 0,0451

4.

y =1,205*x2 - 0,1805*x - 0,0063

5.

y = 0,7334*x2 + 0,3253*x - 0,0137

A metrikák egyesítése A VKI előírásainak megfelelően élőlénycsoportonként egyetlen mérőszámmal kell jellemezni a vizeket. Ez azt jelenti, hogy az élőlények mennyiségi és minőségi jellemzői alapján kidolgozott mérőszámokat egyesíteni kell. Az egyesítés során úgy célszerű eljárni, hogy nagyobb hangsúlyt kapjon az a mérőszám, amelyik érzékenyebben reagál a terhelésekre. Vizsgálni kell tehát, hogy milyen összefüggés van az egyes metrikák és a terheléssel kapcsolatos fizikai és kémiai paraméterek között. A kapcsolatot leggyakrabban lineáris regresszióval jellemzik, megadva a determinációs koefficiens (R2) értékét. Magasabb R2 értékek az a-klorofill metrikákat jellemezték, ugyanakkor a Qk metrika is több esetben szignifikáns (de gyenge) összefüggést mutatott. Éppen ezért a két metrikát a tavakhoz hasonlóan úgy különböző módon kombinálták, majd újból vizsgálták azok kapcsolatát a terhelések mértékével. E vizsgálatok alapján az alábbi formula használata javasolható:

2 NChla + NQr 3 Ahol HRPI : magyar folyóvízi fitoplankton index ( angol akroním) NChla: normalizált a-klorofill metrika NQr: normalizált folyóvízi fitoplankton társulás metrika Az így előállított index már elemszintű értékelést jelent, amivel a folyók aktuális állapota értékelhető. Tekintettel arra, hogy mindkét mérőszám úgy lett normalizálva, hogy értékeik 0-1 közé essenek, a két metrika egyesítése után kapott multimetrikus index (HRPI) határértékei az egyenlő terjedelmű osztályhatárokhoz igazodva 0,8; 0,6; 0,4; 0,2 lesznek. HRPI =

11 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A folyók ökológiai állapotát az adott évre is meg kell adni. Az állóvizeknél alkalmazott gyakorlatnak megfelelően itt is úgy kell eljárni, hogy az adott év vegetáció periódusbeli mintáit külön minősítjük, majd azok értékeinek átlagát képezzük.

HRPI Éves Ahol:

∑ =

N

1

HRPI N

HRPIÉves: a folyóvízi index éves értéke HRPI: aktuális HRPI

Mivel az aktuális értékek már normalizált formában vannak (0-1 közé eső értékekként) további transzformációra már nincs szükség. A határértékeket valamennyi típusra Az EQR = 0 – 1 közötti intervallumban 0,2-es egyenlő osztályközökkel adjuk meg.


A vízvirágzások mérőszáma A Víz Keretirányelv a fitoplankton biomassza és összetétel mellett a vízvirágzások erősségét és intenzitását is olyan indikatív jellemzőként említi, amit az ökológiai állapotértékelés során figyelembe kell venni. Ha számba vesszük, hogy a vízvirágzásoknak milyen nemkívánatos mellékhatásai lehetnek, ez különösen akceptálható elvárás. Smayda (1997) nyolc olyan hatást említ, ami közvetve vagy közvetlenül érintve az ökológiai rendszer valamely elemét, annak mortalitását idézheti elő. 1. A nagy algatömeg, egyéb táplálékul szolgáló fajokat kiszorítva, a szűrő szervezetek éhezését idézi elő, vagy túlzott fogyasztása esetén hiánybetegséget okoz. 2. Mechanikai irritációt okoz, elsősorban a halaknál (pl. tűszerű kovaalgák). 3. Kocsonyás algák kopoltyú eltömődést okozhatnak, csökkenthetik a kopoltyú mucoid (kocsonyás) rétegének vastagságát (bakteriális infekció lehetőségét növeli). 4. Anoxiát idéz elő. 5. A vizek NH4 tartalmát növelhetik, ami magas pH-n toxikus szabad ammóniává (NH3) alakul. 6. Fikotoxinokat bocsáthat ki. 7. Allelopatikus hatást válthat ki (másodlagos bomlástermékek), melyek csökkenthetik az algákat legelő zooplankton szervezet(ek) vitalitását, reproduktív képességét. 8. Bizonyos dinoflagelláták okozta vízvirágzásokban maguk a dinoflagelláták viselkednek predátorként. 9. Egyéb, nem ismert hatások. A fenti lista főként tengeri példák alapján lett összeállítva, azonban ezek között számos olyan jelenség van, ami édesvízi rendszerekben is gyakorta jelentkezik, mint a vízvirágzások nem kívánatos hatása. Ezek között említhető az oxigéntartalom szélsőséges határok közötti napi ingadozása, az ammóniumion (NH4+) tartalom növekedése, a fikotoxinok (főként cianotoxinok) megjelenése, vagy a mechanikai irritáció. A fentiek miatt a vízvirágzások gyakoriságának és intenzitásának beépítése a fitoplankton alapján végzendő ökológiai állapotértékelésbe valóban indokolt, ám e jellemző figyelembevételét jelentős mértékben nehezíti, hogy a vízvirágzásnak nincs általánosan elfogadott, egzakt definíciója. Korábban a hazai terminológia Felföldy (1984) javaslatát követve vízvirágzásnak (illetve neusztonszíneződésnek) csupán azt a jelenséget tekintette, ha a víz elszíneződését előidéző algatömeg a vízfelszínen, mint neuszton jelentkezik. Amennyiben az algatömeg a szuszpenzióban marad, és nem jelentkezik a felszínen, planktonszíneződésről beszél. Ilyen jellegű elkülönítés a nemzetközi szakirodalomban nem található, ott többnyire definíció nélkül minden szokatlanul nagy algatömeget „algal bloom”-ként, azaz vízvirágzásként kezelnek. A „szokatlanul nagy algatömeg” természetesen nem abszolút, hanem viszonylagos jelenség. Amennyiben egy ultraoligotróf tengerrészben, ahol az átlagos klorofill-a tartalom hozzávetőleg 0,2 mg/ m3 koncentrációval jellemezhető, a klorofill-a tartalom 4mg/ m3 értékre emelkedik, a szakemberek már vízvirágzásról beszélnek. Hazai sekély állóvizeink esetén a szakemberek még 80100mg /m3 klorofill-a tartalmat sem tekintenek vízvirágzásnak. A vízvirágzás ökológiai szempontból elfogadható definícióját Carstensen és mtsai. (2007) úgy fogalmazták meg, hogy vízvirágzás az, ha a klorofill-a tartalom az adott pillanatban jelentősen meghaladja a szezonális mintázatra jellemző értéket. Így tehát a vízvirágzást nemcsak típus specifikusan, hanem „periódus specifikusan” is értelmeznünk kell, azaz ugyanaz az érték vízvirágzást jelenthet pl. koratavasszal, de jellemző értéknek tekinthető a nyári időszakban. Természetesen az,

13 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT hogy mit tekintünk jelentős eltérésnek, általánosan elfogadott számítási mód híján, csak konszenzus alapján történhet. A másik probléma a vízvirágzás mérőszámának alkalmazásakor az, hogy bizonyos tekintetben redundáns információnak tekinthető, mivel a fitoplankton biomassza metrikában a klorofill-a tartalom, mint mérőszám már szerepel. A nagy biomassza eleve alacsony klorofill-a EQR-t eredményez, amit a vízvirágzás mérőszám csak megerősít. Egy, az EU Víz keretirányelvének végrehajtását segítő tudományos program (WISER) keretében is kísérletet tettek arra, hogy a vízvirágzásnak egyfajta definícióját adják. Két megközelítést alkalmaztak, egyik ami a cianobaktériumok relatív és abszolút mennyisége alapján igyekezett megközelíteni a problémát, míg a másik eljárás a fitoplankton diverzitását vizsgálva próbált egzakt definícióval szolgálni. Az a feltevés, miszerint a vízvirágzások során a diverzitás csökken igaz, de az adatbázis elemzése mégsem adott megnyugtató választ. Azaz a nagy biomasszájú állapotok nem feltétlen estek egybe a diverzitás minimumával. Ugyanez mondható el a cianobaktériumok relatív abundanciájáról. A kékalgák nagy relatív részesedése kis biomassza tartományban is megfigyelhető, másrészt jó néhány vízvirágzást nem cianobaktériumok, hanem euglenofitonok, vagy zöldalgák tömeges megjelenése okoz. Az egyetlen értékelhető javaslat a cianobaktériumok abszolút mennyisége kapcsán került megfogalmazásra (Carvalho és mtsai. 2013). E megközelítés nem ökológiai, hanem közegészségügyi alapon történt. Részben a WHO ajánlása alapján, két olyan határértéket javasoltak, ami egyfajta vízvirágzási riasztási küszöbként értékelhető. Alacsony rizikót jelent 2mgl-1, míg magas kockázatot a 10 mgl-1 cianobaktérium biomasssza érték. Ezen értékek, mint fitoplankton vízvirágzás metrikák, alkalmazását több Európai Uniós tagállam is megfontolásra érdemesnek tartja. A hazai alkalmazásukat nagymértékben megkérdőjelezi az a tény, hogy 2mgl-1 cianobaktérium biomassza akár ~10mg m-3 klorofill-a tartalom esetén is mérhető, azaz abban a tartományban ahol vizeink még kifejezetten jó állapotúnak tekinthetők. A 10mgl-1-es cianobaktérium biomassza pedig már kellően magas ahhoz, hogy a fitoplankton egyéb mérőszámai, így a klorofill-a és a kompozíciós metrika is eleve közepes vagy annál rosszabb ökológiai állapotot jelezzenek. Így a metrika beépítése a hazai fitoplankton alapú ökológiai állapotértékelésbe nem feltétlenül jelent érezhető előrelépést.


Fitoplankton mintavétel Általános szempontok Az ökológiai állapotértékelés során az első és vitathatatlanul legfontosabb lépés a mintavétel, hiszen nincs az a laboratóriumi mérési technika vagy statisztikai procedúra, ami egy elhibázott mintavétel során gyűjtött mintákból megbízható eredményeket állítana elő. Ezért egy adott víztér vizsgálatakor tudni kell azt, hogy az milyen víztípusba tartozik, arra vonatkozóan milyen mintavételi gyakoriságot, (esetleg milyen térbeli elrendezést) és milyen mintavételi technikát írnak elő a hatályos protokollok.

Mintavételi gyakoriság tavak esetén A planktonikus algák gyors életciklusú élőlények. Generációs idejük rövid, némely faj esetén órákban, többnyire azonban napokban mérhető. A populáció mérete néhány hét alatt több nagyságrenddel is növekedhet. Ugyanez azonban elmondható a populációméret csökkenéséről is, hiszen a kimosódás, a fényklíma megváltozása, vagy a szűrő szervezetek szintén ugrásszerű elszaporodása miatt az algák mennyisége rendkívül gyorsan csökkenhet. Tény, hogy olyan gyakori mintavétel, mellyel a fitoplankton időbeni mintázata nagy biztonsággal megadható lenne, a felügyeletet végző hatóságok által üzemeltetett rendszeres monitorozás keretein belül nem valósíthatók meg. A VKI éppen ezért pragmatikus módon, az un. operatív monitorozás esetében évente 4-6 mintavételt javasolt, amelyből egy tavasszal, a makrovegetáció kifejlődése előtti időszakban (április-május), 2-4 nyár folyamán, egy pedig az ekvilibrum időszakában augusztus 15. és szeptember 15. között aktuális. Meg kell jegyezni, hogy a VKI érvényessége Európai Uniós direktívaként a teljes EU területére és valamennyi víztípusra kiterjed. Így a gyakoriságok és a lefedett időtartam megadásakor azt is figyelembe kellett venni, hogy az alpesi vagy észak-európai oligotróf tavakra jellemző tavaszi fitoplankton biomassza figyelembevétele elengedhetetlen az állapotértékelés szempontjából. Tekintettel arra, hogy a minősítés során figyelembe vehető határértékek kidolgozása Magyarországon és az Unió valamennyi más tagállamában egyaránt a június– szeptemberi időszak adatai alapján történt, ezért e négy hónap adatait kell figyelembe venni a minősítéskor, s így értelemszerűen a mintavételeknek is e periódusban kell történniük. Vitathatatlan, hogy a nyári időszakban gyűjtött mindössze 4 mintán alapuló értékelés jelentős bizonytalansággal terhelt, ez azonban jelentős mértékben csökkenthető amennyiben az értékelés több év figyelembevételével történik. Carvalho és mtsai. (2013) munkája alapján legalább négy egymást követő év eredményei alapján kapunk megnyugtató választ tavaink ökológiai állapotáról.

Mintavételi gyakoriság folyóvizek esetén Folyóvizekben a fitoplankton vizsgálata azoknál a dombvidéki és síkvidéki nagy, illetve nagyon nagy vízgyűjtőjű vízfolyásoknál indokolt, ahol a fitoplankton szervezetek jelentős mennyiségben vannak jelen. Akárcsak a tavaknál, itt is fontos kérdés a mintavételek gyakoriságának meghatározása. Bár a vízfolyások esetén a fitoplankton alapján történő ökológiai állapotértékeléssel kapcsolatosan a nemzetközi tapasztalatok jóval szerényebbek, ismert, hogy a folyóvízi fitoplankton dinamikája, a rendszer jellegéből adódóan, még a tavinál is változatosabb képet mutat. A biomasszában akár egy napon belül is jelentős különbségek mérhetők (Kiss, 1996). Ezt a variabilitást természetesen egy rutinszerűen végzendő monitorozási tevékenység nem képes lefedni. A finanszírozhatóság

15 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT szempontjait szem előtt tartva a vízfolyások esetén is a vegetációperiódusra eső havi gyakoriságú mintavétel javasolható. A folyóvízi fitoplankton klorofill-a határértékei – akár csak a tavak esetén – a június - szeptemberi időszak adatain alapulnak, ezért a minősítés során ezeket kell figyelembe venni. Tekintettel kell azonban lenni a vízjárási viszonyokra, kerülni kell a nagyvízi, illetve a közvetlen áradás utáni időszakot, mert az áradások teljesen átrendezhetik az algaállományt. A mintavételt az áradást követő 2-3 hét elteltével ajánlott végezni.

A vízterenkénti mintaszám A fitoplankton biomassza és összetétel horizontálisan megmutatkozó különbségei bizonyos vízterek esetén olyan mértékűek lehetnek, hogy nem lehet egyetlen minta alapján megbízható értékelést adni. Míg az időbeli bizonytalanságot mind a szakirodalmak mind maga a Keretirányelv is kezelni próbálja azzal, hogy elvár egy adott mintaszámot, a térbeli különbségek kezelésére jóval kevesebb támpontot találunk. Hazai és nemzetközi tapasztalatok alapján (Carvalho és mtsai., 2013) igazolható, hogy a kisebb (néhány 10 ha felületű) tavak esetén, amennyiben azok széltől nem árnyékoltak, és alakjuk sem elongált vagy dendritikus (mint ahogyan az a holtmedrek és a tározók esetén gyakran megfigyelhető), a tó középen a fotikus rétegből gyűjtött egyetlen minta is jól reprezentálja a vízteret. Nagyobb vízterek, illetve az említett morfológiai sajátságú kisebb vízterek esetén elővizsgálatok szükségesek. Ennek során úgy járunk el, hogy a tómeder morfológiai sajátságainak, a makrovegetáció mintázatának figyelembevételével több ponton is végzünk gyűjtéseket, és az eltérő minősítési eredményt mutató pontokat javasoljuk megtartandó mintavételi pontként. A heterogenitás ellenőrzésének legegyszerűbb módja a kisebb állóvíztestek esetén a különböző pontokon történő Secchi átlátszóság mérése. Csekély (5-10 cm) eltérés esetén az almintázás mellőzhető. A heterogenitást mutató kisebb vízterek esetén – amennyiben az eltérések megjelenítése nem indokolt – az almintákat egyesíthetjük, és egyetlen mintaként vizsgálhatjuk. Az olyan nagy vízerek esetén azonban mint a Balaton, vagy a Tisza-tó, a méretből adódóan már a tavat érő hatások tekintetében is jelentős heterogenitás feltételezhető, s ezek azonosítása és kezelése csak a minősítési eredményeknek az egyes tó-medencénként történő figyelembevételével történhet. A folyóvizek fényklímája, növényi tápanyagtartalma, egyes hidromorfológiai sajátosságai (mélység, sebesség) a folyásirány mentén jelentős mértékben változik, és ez érthető módon a fitoplankton mennyiségében és összetételében is kifejezésre jut. A vízfolyások ökológiai állapotértékelése során éppen ezért nem az egész vízfolyást, hanem annak az adott mintavételi ponttal jellemezhető szakaszát értékeljük. A horizontális különbségek tekintetében a vízfolyások esetén a kérdés az, hogy keresztszelvényben a fitoplankton mennyiségében, illetve összetételében van-e olyan szisztematikus különbség, ami olyan mértékű eltérést okoz, ami a minősítés eredményét befolyásolja. Amint az korábban bemutatásra került nagy folyók esetén a keresztszelvényben gyűjtött minták távolról sem homogének, ugyanakkor szisztematikus eltérés nem tapasztalható, ezért az értékelést a sodorból gyűjtött minták alapján végezzük. A sodorból történő mintavétel során több mintát is merítünk úgy, hogy köztük lehetőleg néhány perc időeltolódás legyen. Ez a gyakorlatban azt jelenti, hogy pl. egy vödörbe öt percen keresztül, percenként egy liternyi mintát merítünk, s ha a vödör megtelt, abból az átlagmintából merítjük a vizsgálathoz használandó egy-két litert. Így kb. 500−600 m-es „folyószakasznyi” mintát gyűjtünk, ami homogenitását tekintve már elfogadható (Kiss és mtsai. 1996).

16 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A vízfolyások minősítése során a mintavételi pont helyének kijelölésekor figyelembe kell venni azt a jelenséget, amit csóva hatásnak nevezünk. Ez azt jelenti, hogy két vízfolyás találkozásakor (vagy akár egy kisebb vizet érintő szennyvíz bevezetést követően) a két víztömeg csak jóval a összefolyás alatt keveredik tökéletesen. A keveredést lassítja, ha a vizek hőmérséklete jelentősen különbözik. A jelenség olykor szemmel is követhető, mint pl. a Tisza és a Szamos összefolyását követő folyószakaszon, ahol a Tisza gyakran hűvösebb, kékeszöld, fitoplanktonban szegény vize és a sárgásbarna, kovaalgákban bövelkedő Szamos, olykor kilométereken keresztül is éles elválást mutat. Ilyen esetekben a mintavételi pontot olyan távol kell az összefolyás alatt kijelölni, ahol csóvák elkülönülésével már nem kell számolni. A horizontális eltérések mellett jóval ismertebb az a jelenség, hogy a mély tavak fitoplanktonja vertikálisan is rétegzett. E tavak esetén csak a fotikus réteget mintázzuk, melynek mélységét a Secchi átlátszóság alapján becsüljük (Secchi átlátszóság x 2,5). Amennyiben a fotikus réteg vastagsága kisebb, mint 3 m, a mintát oszlop-mintavevővel vételezzük. Vastagabb fotikus réteg esetén, mélységi mintavevőt alkalmazva, méterenként mintázzuk a réteget. A méterenként gyűjtött almintákat egyetlen edénybe öntve keverjük, és ebből merítjük a vizsgálatok által megkívánt mennyiséget. A mintavételt sekély (Zmax<3m), jól átkevert állóvizekben olyan módon végezzük, hogy a gyűjtött minta a teljes vízoszlopot reprezentálja. Amennyiben a tó nem mélyebb három méternél, oszlopmintavevővel célszerű gyűjteni, így a legegyszerűbb integrált mintához jutni.

A mintavétel kivitelezése Mivel a fotikus réteg vastagságának becslése a Secchi átlátszóság alapján történik, ezért a mintavétel első lépéseként a Secchi átlátszóság mérését kell elvégezni. Ez úgy történik, hogy a csónak árnyékos oldalán leengedjük a korongot, följegyezzük azt a mélységet, melynél a korong eltűnik, majd a korong fölhúzásakor följegyezzük azt, amikor újból láthatóvá válik. A két mélység átlagát tekintjük a Secchi átlátszóságnak. Állóvizek esetén a mintavétel többnyire csónakból, oszlop-mintavevővel történik. A Secchi átlátszóság ismeretében az oszlop mintavevőt a kívánt mélységig eresztjük, majd zárjuk a talp szelepet. A vízoszlop kiemelését követően az oszlop tartalmát egy nagyobb térfogatú edénybe eresztjük úgy, hogy az ne zúduljon az edénybe, mert ez a háttérváltozók (oxigéntartalom) értékét befolyásolhatja. A kisléptékű horizontális különbségek elkerülése végett mintavételi pontonként legalább három oszlopminta vétele szükséges. A homogenizálást követően a nagy térfogatú edényből 0,3-0,5 dm3 mintát átlátszó üvegbe töltünk. Ugyanebből a homogenizált mintából vesszük ki az 1 dm3 térfogatú mintát klorofill-a tartalom vizsgálatára. Ismeretlen víztér esetén a ritkábban előforduló szervezetek határozásának megkönnyítése érdekében hálóplanktont is gyűjthetünk, melyhez 10µm-es lyukbőségű planktonhálót kell használni. (A háló szemeinek tömődése miatt a 10µm-nél kisebb méretű taxonok is megfoghatók.)

A fitoplankton minták tartósítása A fitoplankton mintát a helyszínen Lugol-oldattal (készítése: Németh, 1998) rögzítjük: 100 ml mintához kb. 10 csepp Lugol-oldatot csöpögtetünk (annyit, hogy a minta konyak színű legyen). A minták vizsgálat utáni végső konzerválását formaldehid-oldattal végezhetjük, úgy, hogy a mintában ~ 4%-os végkoncentrációt állítunk be. (A vizsgálat előtti formaldehides rögzítés egészségügyi vonatkozásai miatt kerülendő).


A fitoplankton mintavételi jegyzőkönyv A mintavétel során a helyszíni jegyzőkönyvben rögzítjük a mintavétel idejét és helyét, a meteorológiai viszonyokat, a mintavétel módját, jellegét (átlagminta, pontminta), a minta azonosításához szükséges adatokat, valamint a mintavétel idején jellemző környezeti paramétereket.

Mikroszkópos vizsgálatok A fitoplankton mennyiségi jellemzése Az állomány mennyiségi jellemzésére a következő paraméterek mérése ad releváns információt: egyedszám (sejtszám) biomassza a-klorofill Az alga egyedszám kapcsán számos probléma merül föl, ami részben az egyed definíciójából, részben pedig az egyedek között lévő, olykor több nagyságrendnyi méretbeli különbségből adódik. Az algológiai gyakorlatban elfogadott konvenció szerint egyetlen egyednek tekintik a magányos sejtet és a sejtkolóniát, vagy fonalat egyaránt, tekintet nélkül az azokat alkotó sejtek számára. Látszólag pontosabb lehetne a sejtszám/ml érték, de épp az utóbbi fajok esetében igen nehéz a pontos sejtszámot megadni. Amennyiben a mintában sok a változó sejtszámú egyed, célszerű egy átlagértéket megadni, s ezt az eredményekkel együtt közölni. Azért is fontos, hogy a lehető legpontosabban adjuk meg a sejtszám adatokat, és az adott fajhoz tartozó különböző egyedek jellemző, átlagos méretét, mert ebből számoljuk a mennyiségi vizsgálatok eredményét reprezentáló nyers biomassza értékeket.

Az egyedszám meghatározása A mennyiségi meghatározás fordított mikroszkóppal, Utermöhl-féle módszerrel történik (Utermöhl, 1958, Lund és mtsai., 1958). A mikroszkóp a következő elvárásoknak kell megfeleljen: 10×-es, 20×-os, 40×-es és 100×-os nagyítású apochromát objektívek (a 40×esnek legalább 0,7-es, a 100×-osnak 1,2 – 1,3-as legyen a numerikus apertúrája). Az okulárok lehetőség szerint nagylátószögűek legyenek, s legalább 10×-es nagyításúak. Nagyon fontos kiegészítést jelent, ha DIC optikánk (Differential Interference Contrast) van, ez a 40×-es és 100×-os lencsékhez elegendő. A kondenzor is feleljen meg a 100×-os objektívnek, illetve magába foglalja a DIC kondenzor-elemeket is.

Az Utermöhl módszer alkalmazása Az Utermöhl módszer lényege (MSZ EN 15460:2008), hogy az eredeti, Lugol-oldattal rögzített, tömörítés nélküli mintákat a speciális számlálókamrába öntjük, abban a mintát ülepedni hagyjuk. A teljes ülepedéshez a 2 ml-es kamráknál kb. 1 óra elegendő, a nagyobbaknál úgy kell számolnunk, hogy az ülepedés sebessége kb. 4 óra/cm. Amennyiben a fitoplankton egyedszáma nagyobb 15

18 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT 000−20 000 ind/ml-nél, 2 ml-es kamra használatakor is hígítanunk kell a mintákat. A hígításhoz lugolos desztillált vagy csapvizet használhatunk. Az 1, ill, 0,5ml-es kamrák esetén az ülepedés ideje ~1 óra. Meg kell azonban jegyezni, hogy ezek a kis térfogatú kamrák egy vastagabb ragasztott fenéklemezzel rendelkeznek, ami zavaró lehet, amennyiben az objektív lencse kifejezetten 0,17mm vastagságú fedő- illetve fenéklemezre van tervezve. Az 5 ml-esnél nagyobb kamrák feltöltésénél egy speciális perforált töltőtoldatot használunk, hogy a minta körkörös keveredését megakadályozzuk, s az algák a lehető legegyenletesebb eloszlásban ülepedjenek le. A színültig töltött kamrát vízszintesen helyezzük el. 10 ml-nél nagyobb mintatérfogat esetében célszerű a lapos kamrával kombinált ülepítőkamrát használni, mivel a nagy folyadékréteg a vizsgálatokat megnehezíti. Amennyiben kombinált ülepítőkamra nem áll rendelkezésre, a mintát egy mérőhengerben előülepítjük, majd a fölösleget leöntve az ismert térfogatú tömörített mintát öntjük a megfelelő ülepítőkamrába. Miután a minta leülepedett, a kamrát a fordított mikroszkóp tárgyasztalára helyezzük, és a számlálást elvégezzük. Az okulárba számláló hálót helyezünk (legcélszerűbb egy 4-, vagy 9 négyzetre, s nem többre osztott számláló háló), ezzel jelöljük ki a vizsgálandó sávszélességet. A 20-30 éve gyártott mikroszkópoknál a látótér sávszélességét egy speciális, mozgatható vonalpárt magába foglaló okulárral állíthattuk be. Ezek az okulárok kis nagyításúak és optikailag kevésbé voltak jók. Emiatt ma mindenképp okulárháló alkalmazását javasoljuk. Okulárháló híjján az okulármikrométer használata javasolható. A nemzetközi gyakorlatnak megfelelően 400 algaegyedet számlálunk meg, s közben meg is határozzuk azokat. Így maximum ±10%-os hibával dolgozunk. Hazai tapasztalatok alapján, ha a kamra föltöltésekor körültekintően jártunk el és az ülepedés egyenletes, a hibánk inkább csak ±5%-os. A számolást általában 40-szeres objektívvel végezzük, mivel így szinte minden faj meghatározható (a 40×-es objektív használata miatt fontos, hogy az a lehető legjobb felbontóképességű legyen). (Természetesen a fajmeghatározást jelentősen segíti, ha előtte az élő mintát hagyományos rendszerű mikroszkóppal már tanulmányoztuk. Szükség esetén, különösen a néhány µm-es méretű fajoknál, immerziós objektívet használunk.) A kamra méretét, a minta esetleges hígítását úgy választjuk meg, hogy egy kamraátmérő végigszámlálása során 130-150 egyedet találjunk. A fentebb említett hibahatár akkor tartható, ha legalább három, egymással ~60ºos szöget bezáró átmérőt számolunk végig. Ha a minta algákban gazdag, a számláló háló segítségével inkább keskenyebb látótérsávot számoljunk át, semmint a megvizsgált átmérők számát csökkentsük. Természetesen a sávszélességet okulár mikrométer segítségével mindig pontosan lemérjük, hogy azt a végső számolásnál használhassuk. Így elérhető, hogy a három sávban kb. 400 egyedet számoljunk meg. Mivel a kamrákban az ülepedés nem egyenletes, teljes sávokat kell mindig számolni, még akkor is, ha közben már megtaláltunk 400 egyedet. A mintában lévő nagy testű, kis egyedszámú fajokat, vagy nagyobb kolóniát alkotókat (pl. Ceratium hirundinella, Microcystis aeruginosa, Botryococcus braunii) kis nagyítású objektív használatával, a teljes kamrafenék átvizsgálásával számláljuk meg.

Az algaszámot a kamra fenéklemezének felülete, a vizsgált sávok felülete, valamint a kamra térfogata és a számlálás során talált egyedszám ismeretében számoljuk ki. Az értékét fitoplankton esetén általában ind/ml-ben adjuk meg (egyed/ml), az alábbi képlet segítségével. Alg aszám=

r 2 ×π × I 2 × n × r × a ×V


ahol: n: átszámolt átmérők száma r: a kamra zárólapjának sugara (mm) a: az átszámolt sáv szélessége (mm) I: átszámolt területen (n r a) talált algák száma V: a számlálókamra térfogata (ml)

A fitoplankton biomasszájának becslése Az egyes taxonok fajlagos biomasszáját valamilyen egyszerű geometriai modellel való közelítéssel, a megfelelő lineáris méretekből számítjuk ki (Ács és Kiss, 2004; Németh, 1998). Egy-egy alga egyedszámát megszorozzuk annak térfogatával, majd az értékeket fajonként összegezve, megkapjuk az össztérfogatot. Az algák fajsúlyát 1-nek véve ez egyben a biomassza is lesz, melyet általában mg/l-ben fejezünk ki. Mivel az algák mérete egy-egy populáción belül is változó lehet, a statisztikai megbízhatóság végett 10-50 egyed térfogatát határozzuk meg külön-külön, majd az adatokat átlagoljuk és az adott faj átlagos térfogatértékével szorozzuk meg az egyedszámát. Nagyon fontos, hogy az algák mérete még egy-egy víztér esetében is időről időre változik, így a nagyobb egyedszámú fajok esetében minden mintában meg kell mérni a méretüket. A térfogat ismeretében a sűrűséget egységnyinek tételezve, a fajlagos biomasszát tömeg-egységben fejezzük ki.

A klorofill-a tartalom meghatározása Az algaállomány mennyiségi becslésére a fotoszintetikus pigmentek térfogategységre vonatkoztatott mennyisége is alkalmas. A módszer elve, hogy az algasejtekből kivonjuk valamilyen extraháló szerrel a pigmenteket és az extraktum sűrűségét fotometriásan határozzuk meg az MSZ ISO 10260:1993 szabvány szerint. Az eredményt µgl-1-ben (mg m–3 -ben) adjuk meg.

Folyó- és állóvizek makrofiton állományainak felmérési segédlete és a makrofiton alapú vízminősítés módszertana Készült a Víz Keretirányelv terepi monitoring vizsgálatait végző kutatók részére

Dr. Lukács Balázs András Baranyai Nagy Anikó Dr. Papp Beáta

Makrofiton módszertan

Megbízó: Projektvezető: Projekt koordinátor: Edényes növények:

Mohák:

Vidékfejlesztési Minisztérium Zagyva Andrea, Kiss Ildikó (Vidékfejlesztési Minisztérium) Zagyva Andrea (Vidékfejlesztési Minisztérium) Dr Lukács Balázs András (MTA Ökológiai Kutatóközpont); Baranyai Nagy Anikó (Közép-Duna-Völgyi Környezetvédelmi Természetvédelmi és Vízügyi Felügyelőség) Dr. Papp Beáta (Magyar Természettudományi Múzeum, Növénytár)

2


Tartalomjegyzék I.

Terepi mintavétel................................................................................................................ 4 Célkitűzés ............................................................................................................................... 4 Mintavételi egység ................................................................................................................. 4 Mintavétel előtt ...................................................................................................................... 4 Mintavétel............................................................................................................................... 5 A terepi mintavétel módszertanának részletes leírása............................................................ 5 Folyóvizek .......................................................................................................................... 6 Állóvizek .......................................................................................................................... 10 Felhasznált irodalom ............................................................................................................ 12

II.

Ökológiai állapotértékelés................................................................................................ 13 Bevezetés.............................................................................................................................. 13 Minősítés .............................................................................................................................. 13 A Referencia Index (RI) számítása .................................................................................. 13 A végleges minősítés (EQR) ............................................................................................ 28 Irodalom ............................................................................................................................... 28

1. melléklet. Makrofiton alapú biológiai indikáció .................................................................. 30 2. melléklet Az EQR határértékek meghatározásának egy példája az EC-1 (=SL, sekély tavak) tótípusra.................................................................................................................................... 31

3


I. Terepi mintavétel Célkitűzés A hazai makrofita terepi felmérési módszertan (továbbiakban módszertan) átdolgozását a Víz Keretirányelv módszertani interkalibrációs munkálatai tették szükségessé. A módszertan kidolgozása során figyelembe vettük az EN 15460:2008 és EN 14184:2004 szabványok előírásait, illetve azokat az alap statisztikai szabályokat, amelyek az adatok gyűjtésére, mintavételi egységek számára és a randomitásra vonatkoznak. A módszertan azon biológiai módszertanok közé tartozik, amelyek célja a vizek, mintavételi helyek ökológiai állapotának megállapítása. Jelen módszertan mindezt a makrofita növények előfordulási sajátosságai alapján igyekszik megállapítani. A módszertan célja, hogy terepen könnyen használható, egyszerűen elsajátítható, kvalitatív és kvantitatív adatokat egyaránt szolgáltató legyen, továbbá, hogy megmutassa a mintavételi hely ember által zavart e vagy sem. A módszertan jelen formában alkalmas a VKI alapján rendszeresített rutin mintavételi eljárások, folyamatos monitoring rendszerek vizsgálatainak elvégzéséhez. Ugyanakkor más célú feladatok esetén (nem VKI monitorozás) lehetőség van a módszer elemeinek változtatásra (mintavételi egységek száma, mérete). Ennek előnye, hogy így egyszeri részletesebb, átfogóbb vizsgálatok elvégzése is kivitelezhető.

Mintavételi egység A módszertan a vízi makrofita növények (makrofitonok) összeírásán alapul. Vízi makrofita növénynek (aquatic macrophytes) nevezzük azokat a növényeket, amelyek a megfigyelés pillanatában, a vízben puszta szemmel észrevehetőek és meghatározhatóak (Holmes & Whitton 1977). Ez alapján a vízi makrofita növény, mint kategória, magába foglalja a vízben élő vagy életmenetének egy adott szakaszában a vízhez erősen kötődő edényes növényeket, mohákat, májmohákat és harasztokat, illetve a makroalgák (pl. csillárkamoszatok) egy jelentős csoportját is. De a terresztris fajok pillanatnyilag vízben álló képviselőit is ide soroljuk, ezek közül azokat a fajokat amelyek fotoszintetizáló szerveiket állandóan, vagy minden évben néhány hónapra vízben alámerülten, a víz felszínén úsztatva vagy a vízből kiemelve tartják.

Mintavétel előtt Mintavétel előtt minden helyszín esetében tájékozódjunk, hogy mi vár ránk. • Vegyük elő a korábbi felmérési adatlapokat és fényképfelvételeket (ha fel volt mérve korábban). • Ha új kijelölésű a helyszín, válasszuk a legmegfelelőbb mintavételi szakaszt, amely kellően reprezentatív. Tájékozódjunk a területről légifelvételek vagy a Google Earth segítségével.

4


• Különösen állóvizek esetében készítsünk vázlatos élőhelytérképet az elkülöníthető állományok berajzolásával, amely segít eldönteni a transzszektek számát és helyét. • Készüljünk fel a terepi viszonyokra. Pl. ha láthatóan vannak nagyon mély szakaszok, területek vigyünk csónakot stb.

Mintavétel A terepi mintavételi eljárás megfelel az Európai Unióban széleskörben alkalmazott módszernek. Ez Kohler (1978) módszertanán alapul. • A mintavételi időpontot átlagos időjárási körülmények között július és szeptember között kell kijelölni. Nagyon száraz év, illetve magasabb térszintek esetén a mintavétel kitolható június és október közé. • Minden, a transzszektben (mintavételi sávban) előforduló fajt fel kell írni. • Ne írjuk fel a belógó, nem a transzszektben gyökerező fajokat. • A makrofita növényeket minden esetben faji szintig kell határozni. • Használjunk polárszűrős napszemüveget (vagy üveg aljú dobozt) a víz alatti területrészek könnyebb és precízebb áttekintéséhez. • Különösen figyeljünk a kis mennyiségben vagy kis területen előforduló fajokra. • Használjunk csáklyát vagy gereblyét a meg nem közelíthető helyek eléréséhez. • A terepen nehezen vagy meg nem határozható fajokat gyűjtsük be, készítsünk herbáriumot.

A terepi mintavétel módszertanának részletes leírása A makrofita mintavétel során a kijelölt mintavételi sávban található összes makrofita faj nevét fel kell írni, illetve növénymennyiség indexet kell minden egyes fajhoz becsülni. A növénymennyiség nem azonos a biomasszával (kg/egységnyi terület), sokkal inkább értelmezhető úgy, mint a fajok háromdimenziós térben elképzelt mennyisége. Az index továbbá nem a relatív borításon (%) alapul, de magába foglalja a fajok vertikális elrendeződését. Megj.: Szárazföldi környezetben a növények általában elérnek egy adott magasságot, amelyet a környezeti tényezők (szél, eső, tápanyagfeldúsulás) csak időszakosan tudnak befolyásolni. Vízi környezetben ugyanakkor a víz mélysége (víznyomás, fényviszonyok stb.) és mozgási sebessége állandó jelleggel meghatározzák a makrofitonok növekedését. Ezért a makrofitonok vízben való vertikális elrendeződése döntő fontosságú a borítás (abundancia) és mennyiség becslése szempontjából.

A növénymennyiség index skála ötfokozatú. A fokozatok a szálanként előforduló nagyon ritka mennyiségtől a tömeges, nagy összefüggő állományokig terjed. A skála öt fokozatának „beosztása” a terepi felmérő szubjektivitásra hagyatkozik. Tapasztalatok alapján az öt fokozat „beosztása” különböző tapasztalattal rendelkező személyek esetén sem ad nagy különbséget. A skála egyes fokozatainak beosztását segítő felosztás a következő:

5


1= ritka, szálanként előforduló faj. 2= ritka, de már kisebb csoportokban megjelenő faj. 3= a felmérendő sávban gyakori, de nem alkot összefüggő telepeket. 4= nagy kiterjedésű, sűrű állományokkal rendelkezik, de csak a felmérendő sáv egy kisebb részén. 5= a teljes sávban folyamatosan nagy mennyiségben, összefüggő telepeket alkotó faj.

Folyóvizek Folyóvizek makrofita felmérése hosszirányú/parttal párhuzamos transzszekt mentén történik (1-2. kép). A mintavétel a víz folyásával ellentétes irányban halad, növelve a víz felszínén lebegő makrofita állomány megtalálási esélyét. A mintavétel során legelőször ki kell választani a megfelelő mintavételi helyszínt és meg kell határozni a mintavételi szakasz szélességét a ’channel area-t’. A mintavételi helyszín legfőbb kritériumai a következők: • A mintavétel helyszíne meg kell feleljen a VKI V. mellékletének 1.3. pontjában megfogalmazott követelményeknek. • A mintavételi helyszín kellően reprezentatív kell legyen a víztest egészére, mivel kevés számú (1–3) helyszín alapján kerül minősítésre a teljes víztest. • Homogenitás. Olyan mederszakaszt jelöljünk ki, amelyen jó kifejlődésű növényállomány(ok) található(ak) (vagyis nincs levágva, permetezve, égetve stb.) és a lehető leghomogénebb környezeti viszonyok uralkodnak rajta. Környezeti viszonyok alatt legfőképp a mintavételi sávban uralkodó árnyékoltságot, az ott található víz folyási sebességét és a közvetlen part mentén található kapcsolódó területek földhasználati viszonyait értjük. (Ezek alapján nem megfelelő mintavételi hely az ahol a növényzetbe belekaszáltak vagy szélsőséges árnyékoltsági körülmények vannak. Nem megfelelő továbbá az sem, ha a mintavételi hely olyan táji környezetben helyezkedik el ahol a kijelölt szakasz közvetlen partja mentén található természetes ligeterdő és pl. szántóföld vagy mesterséges aljzat is. A táji környezetet csak és kizárólag a közvetlen szomszédos élőhely alapján kell megállapítani.) • A mintavételi szakasz hossza 100 m kell legyen. • Opcionálisan készíthetünk vázlatos terepi élőhelytérképet a mintavételi szakaszról a II. mellékletben megadott adatlapra. Ez megkönnyíti a későbbi helyszín beazonosítását, illetve pontosabb kiértékelést tesz lehetővé a későbbiekben. • Belvízcsatornák, csatornák, patakok, csermelyek és erek esetében a mintavétel során a meder két partja közti terület egészét fel kell felmérni, mivel ezen élőhelyek medermorfológiai sajátosságaik miatt teljes szélességükben makrofita növényekkel benőttek lehetnek. • Főcsatornák, folyamok és folyók esetében az egyik kiválasztott part mentén, megfelelő mintavételi sáv szélességben kell a felmérést elvégezni, mivel ezen élőhelyek medermorfológiai sajátosságaik miatt középső részükön teljesen növényzetmentesek lehetnek.

6


(A mintavételi helyszín fentebb ismertetett megkülönböztetését a víztestek medermorfológiai sajátságaiból adódó növény-zonalitási különbségek miatt kellett felállítani. Az eredmények értékelést torzítaná, ha a nagyobb folyók vagy mélyebb csatornák egyébként természetesen növényzetmentes részét is belevennénk a mintavételi helyszínbe.) • Amennyiben a mintavételi helyszínen nem eldönthető, hogy a meder teljes keresztszelvényében vagy csak az egyik parton kell e a mintavételi egységet kijelölni úgy válasszuk az egyik oldali felmérés megoldást. Ez előfordulhat nagyon mély, éppen magas vízállású, nehezen mintázható állapotban levő élőhelyek esetében. A módszertan legkevésbé pontosan meghatározható eleme a mintavételi szakasz szélességének megállapítása, illetve a mintavételi sáv part felőli határának kijelölése. Ez rutin tereptapasztalat alapján viszonylag könnyedén kijelölhető a domináns növényi életformák alapján. A mintavételi sáv határa a mocsári (helophyton) növények zónájának part felőli széle. Ki lehet jelölni a mintavételi sávot a vízjárás alaőján is: a mintavétel során mindazokat a területeket kell a felmérésbe belevonni, amelyek az év legalább 30%-ában vízben állnak. (Ez az arány észak-európai államok definíciójában jóval magasabb, akár 85% is lehet, azonban a száraz kontinentális klímán jellemző szélsőséges vízállási viszonyok, és a többségében belvizes időszakban működő víztestek miatt ezt az arányt csökkentettük.) Az esetek egy részében ez a határ könnyen megállapítható, hiszen a csatornák egy jelentős többségének partja vagy rézsűje kaszált. (A VKI monitoring helyszínek többsége az elmúlt két év távlatában láthatóan nem a legkülönlegesebb, speciális élőhelyeken van kijelölve, többségük csatorna vagy egyéb erősen zavart helyszín.) A felmérés során csak a hínár állományt, illetve a mocsári élőhelyeket, fajokat kell felmérni, de az itt előforduló fás szárú növényfajok felmérése, illtve adatainak rögzítése is kötelező. A mocsári növények közé tartozik azonban több olyan többnyire szárazföldi faj is, amely mocsári élőhelyeken is megjelenhet. Ez a tapasztalatlan, a szárazföldi fajokat kevésbé ismerő felvételezőt elbizonytalaníthatja. A határ megállapítát az alábbiak segíthetik: • Saját magunk képzésével igyekezzünk megismerni a leggyakoribb, tömegesebb part mentén élő növényfajokat. • A kaszálás határa általában jól kijelöli a parti sáv határát is, hiszen kaszálásra a pázsitfűfélék dominálta, vagy a már nagyon száraz gyom vegetáció alkalmas. Ott ahol ez nem jelölhető ki ilyen könnyedén ez csak fajismeret alapján dönthető el. • A pázsitfűfélék tömeges megjelenése (néhány kivételétől eltekintve, pl. Alopecurus pratensis, Alopecurus geniculatus, Alopecuris aequalis, Agrostis alba, Beckmannia eruciformis, Calamagrostis canescens stb.) a sáv határát jelzi.

7


• Nagyon-nagy folyók mentén található olyan mintavételi pont is, ahol a vízben hínár és mocsári vegetáció nem fordul elő, hanem csak puhafás ligeterdő található. Ezeken a pontokon a makrofita mintavétel nem lehet releváns. (A folyókat kísérő ligeterdő sáv bár anyag- és energiaforgalmi szempontból szoros összeköttetésben van a folyóval, és e miatt az ökológiai minősítésben is helye lenne, mégis kikerül a mintavételi helyszínek közül. Ennek oka egyrészt, hogy a VKI monitoring rendszerében csak a vízi vegetációt kell felmérni, másrészt a ligeterdők nagy része erdészetileg erősen kezelt, invazív fajokkal erősen fertőzött élőhely, ami a minősítés során félrevezető eredményt szolgáltatna.) • Nagyobb folyók esetében, ahol található kisebb hínár-, mocsári és természetes ruderális (Bidention) vegetáció a felmérendő sáv határa a puhafa ligeterdő víz felőli oldala. • A tartósan víz borította terület és a felmérendő vegetáció határa egybe esik. Akár a víz átlagos szintjének a parton látható egyéb fizikális nyomai alapján is kijelölhető. • Ha máshogy nem tudjuk eldönteni, a fajok vízigény értékszáma jól mutatja terresztris, illetve mocsári jellegét. A vízigény tekintetében a 8–12-ig terjedő értékű fajokat tekintjük hínár, illetve mocsári fajoknak. Az ettől kisebb értékszámmal rendelkező fajok már nagyfokú szárazodást mutatnak. Ahol már döntően 8-as alatti értékszámú fajokat találunk, kikerül a felmérendő sávból. (Természetesen ez az értékszám egyben jó indikátora is az élőhelyek vízzel való ellátottságának. Minél nagyobb mennyiségben találunk 8-as alatti értékszámú fajokat egy területen annál rosszabb vízellátottságú a terület.) A mintavételi adatlap egyéb, a mintavételi területre vonatkozó kiegészítő adatokra kérdez rá, amelyek a makrofita növények esetében relevánsak az ökológiai állapot meghatározása tekintetében. Ezek kitöltésével és rögzítésével a későbbi adatértékelést lehet kiegészíteni és pontosítani.

8


1. kép. Mintavételi transzszekt kijelölése kisvízfolyások mentén. A felmérendő sáv határa a töltés lábánál végződik.

2. kép. Mintavételi transzszekt kijelölése kisvízfolyások mentén. A felmérendő sáv határa a töltés lábánál végződik.

9


Állóvizek Állóvizek makrofita felmérése a part mentén elhelyezett, azzal párhuzamos, a víztest méretétől függő számú transzszekt mentén történik (3-4. kép). A transzszektek száma Schaumburg et al. (2007) irányelvei alapján a következő: <0,5 km2: 1-5 transzszekt 0,5 – 2,0 km2: 4-8 transzszekt 2,0 – 5,0 km2: 5-10 transzszekt 5,0 - 10 km2: 6-12 transzszekt >10 km2: 8-15 transzszekt Az állóvíz mérete alapján láthatóan egy tól-ig érték van megadva a mintavételi transzszektek számára. A transzszektek pontos számát a felmérő határozza meg, amelyben figyelembe kell venni a part menti élőhelyek típusában és természetességében (zavartságában) megjelenő változatosságát. A cél, hogy minél többféle élőhely kerüljön felmérésre adott víztestből, amellyel reprezentáljuk a víztest egészét. Minden egyes a parttal párhuzamos transzszekt felmérése során további négy övtranszszektet jelölünk ki, amely a partra merőleges. Az övtranszszektek szélessége 2 m, hossza változó, a nyílt víztől a parton található makrofita zóna határáig terjed. A part menti határ megállapítása a folyóvíznél ismertetett módon történik. Az övtranszszekten belül lehetőség van azt részekre bontva mélységi zónák (0 – 1m, 1 – 2 m, 2 – 4 m, 4 – 8 m és mélyebb, mint 8 m) vagy növényzeti zónák (lebegő hínaras, gyökerező hínaras, mocsári növények, puhafa ligeterdő) szerint felmérni. Ez nem kötelező érvényű, esetlegesen plussz információt szolgáltathat, illetve a terepi felmérést könnyítheti meg. Az övtranszszektek felmérése során minden egyes övtranszszektben előforduló makrofita fajt és azok becsült növénymennyiségét jegyezzük fel a fentebb ismertetett módon. A felmérés végén (esetleg már a laborban) a 4 övtranszszekt adatsorát egységesítjük, az azonos fajok különböző mennyiség indexeit átlagoljuk. Az átlagolás során 0,5-től felfelé kerekítünk. Végeredményül egy állóvízhez annak méretétől függően 1–15 db transzszekt eredményét kell kapjuk.

10


3. kép. A szükséges számú mintavételi transzszektek kijelölése állóvizek mentén. Ebben az esetben 23 transzszekt kijelölése javasolt, mivel a halastó partját homogén nádas veszi körül.

4. kép. A szükséges számú mintavételi transzszektek kijelölése állóvizek mentén. Ebben az esetben 4 transzszekt kijelölése javasolt. A fő mocsári növény állomány összetételétől függően 1 zsiókás és 3 keskenylevelű gyékényes.

11


Felhasznált irodalom Dawson, F. H. 2002. Guidance for the field assessment of macrophytes of rivers within the STAR project. (http://www.eu-star.at/frameset.htm) EN 14184. Water quality - Giudance standard for the surveying of aquatic macrophytes in running waters. European Standard. European Comittee for Standardization, Brussels EN 15460. Water quality - Giudance standard for the surveying of macrophytes in lakes. European Standard. European Comittee for Standardization, Brussels Holmes, N.T.H. & B.A. Whitton 1977. Macrophytes of the River Wear: 1966-1976’. Naturalist 102: 53–73. Kohler, A. 1978. Methoden der Kartierung von Flora und Vegetation von Süßwasserbiotopen. Landschaft & Stadt 10/2: 73–85. Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann, A. Gutowski, J. Foerster. 2006. Instruction Protocol for the ecological Assessment of Running Waters for Implementation of the EU Water Framework Directive: Macrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 121. Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann. 2007. Action Instructions for the ecological Evaluation of Lakes for Implementation of the EU Water Framework Directive: Makrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 69.

12

II. Ökológiai állapotértékelés Bevezetés A felszíni vizek makrofitonok alapján végzett hidrobiológiai minősítése a német Referencia Index (Schaumburg et al. 2006, 2007) alapján került kidolgozásra. Jelen dokumentum tartalmazza a Referencia Index (RI) által megkövetelt makrofiton fajlistát, amely indikációs kategóriákba csoportosítja a fajokat. Ezt a csoportosítást főképp az ECOSURV (2005) projekt során készült adatbázis, más országok módszertana és részben szakértői becslés alapján állapítottuk meg. A hazai lista összeállításának oka, hogy a fajok ökológiai indikációs tulajdonsága eltérő geográfiai viszonyok között különböző lehet (Schneider 2007).

Minősítés A Referencia Index (RI) számítása A RI számítása az alámerült, szabadon úszó, gyökerező hínarak, illetve az iszap- és mocsári növények adatai alapján történik. A minősítés során kizárólag a Kohler-módszeren alapuló gyűjtés során szerzett adatok kiértékelése történik. Az abundancia adatok számítása mennyiségi adatokká A terepi helyszínen megállapított 1–5-ig terjedő abundancia értékeket az alábbi módon konvertáljuk mennyiségi értékekké: Abundance³ = mennyiségi egység

A fajok besorolása indikációs csoportokba A mintavételi helyszínen megtalált fajokat az 1. és 2. táblázat alapján indikációs csoportokba rendezzük. Az indikációs csoportok jelentése a következő: A csoport: Olyan fajok, amelyek referenciális, vagy azt megközelítő ökológiai állapotú élőhelyeken nagy egyedszámban fordulnak elő. C csoport: Olyan fajok, amelyek referenciális, vagy azt megközelítő ökológiai állapotú élőhelyeken nem vagy csak ritkán fordulnak elő. Jellemzően zavart élőhelyek domináns fajai. B csoport: Olyan fajok, amelyek kitüntetett indikációs tulajdonsággal nem rendelkeznek. Jellemzően mind zavart, mind referenciális állapotú élőhelyeken nagy mennyiségben megtalálhatóak. A fajok indikációs csoportba történő besorolása az ECOSURV vizsgálat adatsora és szakértői becslés alapján történt. A besoroláskor figyelembe vettük a fajok szociális magatartás


típusait, a vízigény-, sóigény- és növényi tápanyag értékszámokat (Borhidi 1995) valamint a német, osztrák és szlovák rendszerek kategóriáit.

Víztest típusok Vízfolyások MtRw – Hegyvidéki meszes és szilikátos aljzatú rhitrális jellegű patakok. (1, 2, 3) LRw – Nagy méretű folyók (6, 10, 13, 19) SMRw – Kis- és közepes méretű folyók (4, 5, 8, 9, 11, 12, 15-18, 21, 22) Nem releváns folyóvíz típusok – Nagyon nagy és Duna méretű folyók (7, 14, 20, 23, 24) Állóvizek AP – Szikes tavak (4-9) SL – Sekély tavak (1-3, 10-16) RES – Dombvidéki mélyvizű tározók

A A A A A A A

A A A A A A A A A A A A A A A

C C C C C C C C B B C C C C C

A B A A B B B B A A B B B B B

14

RES

A A A A A A

SL

A A A A A A A

AP

C B A A A C C

SMRw

Érvényes fajnév Acorus calamus L. Agrostis stolonifera L. Angelica palustris (Besser) Hoffm. Apium repens (Jacq.) Lag. Berula erecta (Huds.) Coville Bidens cernua L. Bidens tripartita L. Blysmus compressus (L.) Panz. Callitriche cophocarpa Sendtn. Callitriche palustris L. Caltha palustris L. Cardamine amara L. Cardamine flexuosa With. Cardamine parviflora L. Carex bohemica Schreb.

LRw

Funkcionális csoport Hydrophytes Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes

MtRw

1. Tábla. Az indikátor fajok listája (kivéve mohák) és a fajok indikációs kategóriái.

A B A A A A A A A A

A


Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Macroalgae Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Pteridophytes Helophytes Pteridophytes Pteridophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes

Carex buekii Wimm. Carex disticha Huds. Carex elata All. Carex lasiocarpa Ehrh. Carex lepidocarpa Tausch Carex limosa L. Carex melanostachya Willd. Carex otrubae Podp. Carex paniculata L. Carex pendula Huds. Carex pseudocyperus L. Carex remota L. Carex rostrata Stokes Carex vulpina L. Catabrosa aquatica (L.) P. Beauv. Cerastium lucorum (Schur) Möschl Chaerophyllum hirsutum L. Chara Cicuta virosa L. Cirsium canum (L.) All. Cirsium oleraceum (L.) Scop. Cirsium palustre (L.) Scop. Cirsium rivulare (Jacq.) All. Cladium mariscus (L.) Pohl Cyperus flavescens L. Cyperus glaber L. Cyperus glomeratus L. Cyperus longus L. Cystopteris fragilis (L.) Bernh. Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv. Dryopteris carthusiana (Vill.) H.P. Fuchs Dryopteris cristata (L.) A. Gray Eleocharis acicularis (L.) Roem. et Schult. Epipactis palustris (L.) Crantz Equisetum fluviatile L. em. Ehrh. Equisetum sylvaticum L. Euphorbia palustris L. Euphorbia villosa Waldst. et Kit. Festuca gigantea (L.) Vill. Geum rivale L. Glyceria declinata Bréb. Glyceria fluitans (L.) R. Br. Glyceria maxima (Hartm.) Holmb. Glyceria nemoralis (Uechtr.) Uechtr. et Körn.

A

A A

A A A A B A A

A A A A

A A A A

A A A A A

C A A A

A A C B A A A A A A

A A B B C B

A A B B C C

A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A

C A B C C C A C C A

B B B B B B B B B A B

B A A

B B B

C A C B

B B B A B A

B A B B B B

A B C C

A A A A

15

A

A

A A

C A A

B A A A A A A A A B A B A A A B

A A C A A A A A A B A A A A

B A B B

B B C C


Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Helophytes Mudflat Pteridophytes Helophytes Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Macroalgae Helophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes

Glyceria notata Chevall. Groenlandia densa (L.) Fourr. Hippuris vulgaris L. Hottonia palustris L. Hypericum tetrapterum Fr. Juncus articulatus L. Juncus subnodulosus Schrank Juncus tenageia Ehrh. ex L. Leersia oryzoides (L.) Sw. Ludwigia palustris (L.) Elliott Marsilea quadrifolia L. Mentha aquatica L. Myricaria germanica (L.) Desf. Myriophyllum spicatum L. Najas marina L. Nasturtium officinale R. Br. Nitella spp. Petasites albus (L.) Gaertn. Petasites hybridus (L.) G. Gaertn., B. Mey. et Scherb. Peucedanum palustre (L.) Moench Potamogeton acutifolius Link Potamogeton filiformis Pers. Potamogeton gramineus L. Potamogeton lucens L. Potamogeton natans L. Potamogeton perfoliatus L. Potamogeton pusillus subsp. pusillus Pseudolysimachion longifolium (L.) Opiz Ranunculus circinatus Sibth. Ranunculus flammula L. Ranunculus fluitans Lam. Ranunculus trichophyllus Chaix Rumex hydrolapathum Huds. Rumex maritimus L. Rumex palustris Sm. Samolus valerandi L. Schoenus nigricans L. Scirpus radicans Schkuhr Scirpus sylvaticus L. Scutellaria hastifolia L. Sisymbrium strictissimum L. Sium latifolium L. Solanum dulcamara L. Sonchus palustris L.

B B B

C A B

A B A

A A

A A

A A A A C C C C B C C C C

A

A A A

A

A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A B A B B B A A A A A

A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A A

A C B C

B B A A B B B B A B A B B B C

C C C B C C C A C A

B

C C C C C B C B B C C C A C A C B C B B C

B A A A A A A A B A B A A A B A B B B B A A B B B

B C C

16

C A B B A A A B A B B A A

A A A A B A C A B A B A B A B B B A A A A A


Hydrophytes Mudflat Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Helophytes Helophytes Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Macroalgae Mudflat Mudflat Pteridophytes Mudflat Mudflat Mudflat

Stratiotes aloides L. Tephroseris crispa (Jacq.) Rchb. Urtica dioica L. (1-3) Urtica kioviensis Rogow. Utricularia australis R. Br. Utricularia vulgaris L. Valeriana officinalis L. Veronica anagallis-aquatica L. Veronica anagalloides Guss. Veronica beccabunga L. Veronica catenata Pennell Veronica scardica Griseb. Veronica scutellata L. Aegopodium podagraria L. Alopecurus aequalis Sobol. Alopecurus geniculatus L. Angelica sylvestris L. Beckmannia eruciformis (L.) Host Bolboschoenus glaucus (Lam.) S.G. Sm. Bolboschoenus laticarpus Marhold, Hroudová, Ducháček et Zákr. Bolboschoenus maritimus (L.) Palla Bolboschoenus planiculmis (F. Schmidt) T.V. Egorova Butomus umbellatus L. Calystegia sepium (L.) R. Br. Cardamine impatiens L. Cardamine pratensis L. Carduus crispus L. Carex acuta L. Carex acutiformis Ehrh. Carex divisa Huds. Carex hirta L. Carex hordeistichos Vill. Carex riparia Curtis Carex vesicaria L. Chaerophyllum aromaticum L. Chaerophyllum bulbosum L. Cirsium brachycephalum Jur. Cladophora spp. (1-3) Cyperus fuscus L. Dichostylis micheliana (L.) Nees Dryopteris filix-mas (L.) Schott Eleocharis austriaca Hayek Eleocharis carniolica W.D.J. Koch Eleocharis mamillata H. Lindb.

A B B B B

C A A A A A B A A A A B A B B B B

C C A A B B B

B B B B B A A

B B B B

A A B B

A A A

A A A A

B

B B A B A

A A A A A A A A A A A A A B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B

C C C C B B C B B B B B B C A A C A A A A A C C C C C B C A C A A A

A B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B A B B A B

B B B B B A A

17

C B A A A A B A A A A B B B B B

B C B B A A

A A B B B B A B A


Mudflat Helophytes Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Helophytes Hydrophytes Mudflat Helophytes Mudflat Mudflat Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes

Eleocharis ovata (Roth) Roem. et Schult. Eleocharis palustris (L.) Roem. et Schult. Eleocharis quinqueflora (Hartmann) O. Schwarz Eleocharis uniglumis (Link) Schult. Epilobium hirsutum L. Epilobium palustre L. Epilobium parviflorum Schreb. Epilobium roseum Schreb. Epilobium tetragonum L. Equisetum arvense L. Equisetum hyemale L. Equisetum palustre L. Equisetum telmateia Ehrh. Equisetum variegatum Schleich. Eupatorium cannabinum L. Festuca arundinacea Schreb. Galium boreale L. Galium elongatum C. Presl in J. Presl et C. Presl Galium palustre L. Galium rivale (Sibth. et Sm.) Griseb. Galium rubioides L. Gnaphalium luteoalbum L. Gnaphalium uliginosum L. Gratiola officinalis L. Hydrocharis morsus-ranae L. Impatiens noli-tangere L. Iris pseudacorus L. Juncus bufonius L. Juncus compressus Jacq. Juncus conglomeratus L. Juncus inflexus L. Juncus sphaerocarpus Nees Juncus tenuis Willd. Lycopus europaeus L. Lycopus exaltatus L. f. Lysimachia nummularia L. Lysimachia vulgaris L. Lythrum hyssopifolia L. Lythrum salicaria L. Lythrum tribracteatum Salzm. in Spreng. Lythrum virgatum L. Mentha longifolia (L.) Nath. Mentha x spp. Myosotis caespitosa Schultz

A

B

A A

C B B A B

C A B B

C C B B B B B B B A B

B B B B B B B B B B A B B B B B B A A B B B B B B B B A B B B B B B B B B B B

B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B

A B A A B C C C C B B B B C

B B B B B B B B B B B B B B B

C C C C C B B B C

B B B B B B B B A

B B B B B A A B B

C C A A C C B C C C C C C B C C C C

B B B B B B B B B B B B B B B B B B

B A A A B A B B B B B B B

18

A

B B B B B B B B B B A

B B B B


Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Mudflat Hydrophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes

Myosotis nemorosa Besser Myosotis scorpioides L. Myosotis sicula Guss. Myosoton aquaticum (L.) Moench Myriophyllum verticillatum L. Najas minor All. Oenanthe aquatica (L.) Poir. Peplis portula L. Persicaria amphibia (L.) Delarbre Persicaria dubia (Stein) Fourr. Persicaria hydropiper (L.) Delarbre Persicaria lapathifolia (L.) Delarbre Persicaria maculosa Gray Persicaria minor (Huds.) Opiz Phalaris arundinacea L. Phragmites australis (Cav.) Steud. Poa nemoralis L. Poa palustris L. Poa trivialis L. Potamogeton compressus L. Potamogeton crispus L. Potamogeton obtusifolius Mert. et W.D.J. Koch Potamogeton pectinatus L. Potentilla supina L. Puccinellia limosa (Schur) Holmb. Puccinellia peisonis (Beck) Jáv. Pulicaria dysenterica (L.) Bernh. Pulicaria vulgaris Gaertn. Ranunculus aquatilis L. Ranunculus baudotii Godr. Ranunculus parviflorus L. Ranunculus peltatus Schrank Ranunculus rionii Lagger Ranunculus sardous Crantz Ranunculus sceleratus L. Ranunculus aquatilis L. Ranunculus tripartitus DC. Rorippa amphibia (L.) Besser Rorippa palustris (L.) Besser Rorippa sylvestris (L.) Besser Rubus caesius L. Rubus idaeus L. Rumex aquaticus L. Rumex conglomeratus Murray

A A

B B B B B B C C A A A C C C C

C C C C C C C C C B C B B B A B

B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B C B C B

B B B B B B B B B B B B B B B B B

B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B

C C A C C A C B C B C C C B C C C C C B B C A C A A A A A A A A A A A B A B B B C C

B B B B A B B B B B B B B B B B B B B A A A B B B B B B A A C A A B B A A B B B B B

B B B B B B B B B B B B B B B C B B B B C B C B

B

B

B

19

B B B B B B B B B B B B B B B


Helophytes Helophytes Helophytes Pteridophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Macroalgae Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Helophytes Hydrophytes Mudflat Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Helophytes Helophytes

Rumex crispus L. Rumex sanguineus L. Sagittaria sagittifolia L. Salvinia natans (L.) All. Schoenoplectus lacustris (L.) Palla Schoenoplectus litoralis (Schrad.) Palla Schoenoplectus mucronatus (L.) Palla Schoenoplectus pungens (Vahl) Palla Schoenoplectus setaceus (L.) Palla Schoenoplectus supinus (L.) Palla Schoenoplectus tabernaemontani (C.C. Gmel.) Palla Schoenoplectus triqueter L. Scirpoides holoschoenus (L.) Soják Scrophularia nodosa L. Scrophularia umbrosa Dumort. Scutellaria galericulata L. Senecio aquaticus Hill Senecio doria Nath. Senecio paludosus L. Senecio sarracenicus L. Senecio umbrosus Waldst. et Kit. Serratula tinctoria L. Solanum nigrum L. Sparganium emersum Rehmann Sparganium erectum L. Spirodela polyrhiza (L.) Schleid. Spirogyra spp. (1-3) Stachys palustris L. Stellaria alsine Grimm Stellaria graminea L. Stellaria palustris Retz. Symphytum officinale L. Trapa natans L. Tussilago farfara L. Typha angustifolia L. Typha latifolia L. Typha laxmannii Lepech. Typha minima Hoppe Typha shuttleworthii W.D.J. Koch et Sond. Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimm. Zannichellia palustris L. Aethusa cynapium L. Alisma lanceolatum With. Alisma plantago-aquatica L.

B B

B B B B C

C C

C C A C

B B C C

C C C C

B B B B B B B B B B B B B C B B B B B B B B C C C C C B C C C C

B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B C C C

B B B C A B B B B A A A A C C C C C C B B C B C C B B C C C C C B

B B B B C

C C C C C B A

B B B B B C B C B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B B C B C B C

B B

B B

B B

20

C B B B B B B B B B B B B B C B B B B B B B B C C C C C B C


Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Pteridophytes Macroalgae Mudflat Mudflat Helophytes Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes

Amorpha fruticosa L. Anthriscus cerefolium (L.) Hoffm. Anthriscus sylvestris (L.) Hoffm. Aster lanceolatus Willd. Azolla filiculoides Lam. Azolla mexicana C. Presl Bacopa caroliniana (Walter) B.L.Rob Bacopa monnieri (L.) Wettst. Bidens frondosa L. Cabomba caroliniana A. Gray Carex distans L. Ceratophyllum demersum L. Ceratophyllum submersum L. Ceratophyllum muricatum subsp. muricatum Ceratopteris thalictroides (L.) Brongn. Cladophora spp. (4-5) Conium maculatum L. Cyperus difformis L. Echinochloa crus-galli (L.) P. Beauv. Echinocystis lobata (Michx.) Torr. et A. Gray Egeria densa Planch. Eichhornia crassipes (Mart.) Solms Eichhornia diversifolia Urb. Elodea canadensis Michx. Elodea nuttallii (Planch.) H. St. John Fallopia japonica (Houtt.) Ronse Decr. Gymnocoronis spilanthoides DC. Houttuynia cordata Thunb. Hydrilla verticillata (L. f.) Royle Hydrocotyle ranunculoides L. f. Hygrophila corymbosa Lindau. Hygrophila difformis Blume Hygrophila polysperma (Roxb.) T. Anderson Impatiens glandulifera Royle Impatiens parviflora DC. Lagarosiphon major (Ridl.) Moss. Limnophila sessiliflora (Vahl) Blume Ludwigia alternifolia L. Ludwigia peploides (Kunth) Raven Ludwigia repens J.R. Forst. Ludwigia grandiflora (Michx.) Greuter & Burdet Mimulus guttatus Fisch. ex DC. Monochoria korsakowii Regel et Maack Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc.

C C C C C C

C

C C C

C C C C C C C C C C

C C

C C C C C C

C

B C C C

C

C C

C C

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C

C C C C C C

C A B B B C C C C C

21

C C C C C C C C C C B B B B C C C C C C C C C C C

C C C C C C C C C C

C C C C C C C C

C C C C C C C C

C C C C C C C C

C C C C C C C C C

C C C C C C C B C C C C


Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Pteridophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Macroalgae Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Helophytes Hydrophytes Helophytes Helophytes Mudflat Helophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat

Myriophyllum heterophyllum Michx. Najas guadelupensis (Spreng.) Magnus Najas gracillima (A.Braun ex Engelm.) Magnus Nelumbo nucifera Gaertn. Nuphar lutea (L.) Sm. Nuphar advena R. Br. Nymphaea alba L. Nymphaea rubra Roxb. Nymphaea x ssp. Nymphaea lotus var. thermalis (DC.) Tuzson Nymphaea nouchali var. caerulea (Savigny) Verdc. Pontederia cordata L. Potamogeton berchtoldii Fieber Potamogeton coloratus Hornem. Potamogeton nodosus Poir. Potamogeton trichoides Cham. et Schltdl. Rorippa austriaca (Crantz) Besser Rotala rotundifolia (Roxb.) Koehne Sagittaria subulata (L.) Buchenau Salvinia molesta D.S. Mitch. Saururus cernuus L. Solidago canadensis L. Solidago gigantea Aiton Spirogyra spp. (4-5) Trichocoronis rivularis A.Gray Urtica dioica L. (4-5) Utricularia gibba L. Vallisneria gigantea Graebn. Vallisneria spiralis L. Veronica peregrina L. Aldrovanda vesiculosa L. Alisma gramineum Lej. Caldesia parnassifolia (L.) Parl. Camphorosma annua Pall. Carex flava L. Chrysosplenium alternifolium L. Crypsis aculeata (L.) Aiton Cyperus pannonicus Jacq. Cyperus serotinus Rottb. Elatine alsinastrum L. Elatine hungarica Moesz Elatine hydropiper L. em. Oeder Elatine triandra Schkuhr Fallopia × bohemica (Chrtek et Chrtková) J.P. Bailey

C C C C C

C C C C

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C B

C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C C

B B

C B C B A C

C C C

B C A C A

A A

C C C C B C B C C C C C C C B C C C C C C C C C C

C C C C B B A

C C C B

B A A C C C C C

C

C C C C B C A C C C C C A A A A C C C C C C C C C

B B B B B B B C

C

22

C


Mudflat Mudflat Hydrophytes Mudflat Helophytes Mudflat Helophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Mudflat Pteridophytes Hydrophytes Mudflat Macroalgae Hydrophytes Helophytes Pteridophytes Hydrophytes Hydrophytes Mudflat Mudflat Helophytes Helophytes Hydrophytes Mudflat Helophytes Helophytes Mudflat Mudflat Mudflat Pteridophytes Mudflat Hydrophytes Hydrophytes Mudflat

Fallopia japonica (Houtt.) Ronse Decr. Fallopia sachalinensis (F. Schmidt) Ronse Decr. Hydrocotyle vulgaris L. Juncus bulbosus L. Juncus effusus L. Juncus gerardii Loisel. Juncus maritimus Lam. Lemna aequinoctialis Welw. Lemna gibba L. Lemna minor L. Lemna minuta Kunth Lemna trisulca L. Lemna turionifera Landolt Lepidium cartilagineum (J.C. Mayer) Thell. Limosella aquatica L. Lindernia dubia (L.) Pennell Lindernia procumbens (Krock.) Philcox Liparis loeselii (L.) Rich. Matteuccia struthiopteris (L.) Tod. Menyanthes trifoliata L. Montia fontana L. Nitellopsis obtusa Nymphoides peltata (S.G. Gmel.) Kuntze Oenanthe fistulosa L. Osmunda regalis L. Parnassia palustris L. Pistia stratiotes L. Poa remota Forselles Potentilla palustris (L.) Scop. Ranunculus lateriflorus DC. Ranunculus lingua L. Ranunculus polyphyllus Waldst. et Kit. Salicornia prostrata Pall. Sium sisarum L. Sparganium natans L. Suaeda pannonica (Beck) Graebn. Taraxacum palustre agg. Teucrium scordium L. Thelypteris palustris Schott Triglochin maritimum L. Utricularia bremii Heer Utricularia minor L. Valeriana dioica L.

C

C

B C

A B

C B

B B C B C

C

B

A C A

A

A

C C C B A A C C B C A C A A C A

A B B B B C C B C B C C B C B A B A

C C

C

A A

B B C B C A C A A

A B B

B A A A A C

C C A

A A

A C A A B C A C

A B A A A B B A B

C A C C

B C B B

A

23

C


moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss

Amblystegium tenax (Hedw.) C.E.O. Jensen Amblystegium varium (Hedw.) Lindb. Aneura pinguis (L.) Dumort. Aphanorrhegma patens (Hedw.) Lindb. Brachythecium mildeanum (Schimp.) Schimp. ex Milde Brachythecium rivulare Schimp. Brachythecium rutabulum (Hedw.) Schimp. Bryum pallens Sw. Bryum pseudotriquetrum (Hedw.) P. Gaertn., B. Mey. & Scherb. Calliergonella cuspidata (Hedw.) Loeske Chiloscyphus pallescens (Hoffm.) Dumort. Chiloscyphus polyanthos (L.) Corda Cinclidotus fontinaloides (Hedw.) P. Beauv. Cinclidotus riparius (Host ex Brid.) Arn. Conocephalum conicum (L.) Dumort. Conocephalum salebrosum Szweykowski, Buczkowska & Odrzykoski Cratoneuron filicinum (Hedw.) Spruce Dichodontium pellucidum (Hedw.) Schimp. Dicranella rufescens (Dicks.) Schimp. Dicranella schreberiana (Hedw.) Hilf. ex H.A. Crum & L.E. Anderson Dicranella staphylina H. Whitehouse Dicranella varia (Hedw.) Schimp. Didymodon sinuosus (Mitt.) Delogne Didymodon spadiceus (Mitt.) Limpr. Didymodon tophaceus (Brid.) Lisa Drepanocladus aduncus (Hedw.) Warnst. Eucladium verticillatum (Brid.) Bruch & Schimp. Eurhynchium hians (Hedw.) Sande Lac. Eurhynchium speciosum (Brid.) Jur. Fissidens adianthoides Hedw. Fissidens arnoldii R. Ruthe Fissidens crassipes Wilson ex Bruch & Schimp. subsp. crassipes Fissidens exiguus Sull.

A

B B

B B

A

B B

B B

B

B

B

B

A

A

A

B

B

B

RES

B

SL

A B

AP

SMRw

moss moss moss moss moss moss moss moss moss

Érvényes fajnév Amblystegium fluviatile (Hedw.) Schimp. Amblystegium humile (P. Beauv.) Crundw. Amblystegium radicale (P. Beauv.) Schimp.

LRw

Funkcionális csoport moss moss moss

MtRw

2. Tábla. Az indikátor moha fajok listája és a fajok indikációs kategóriái.

A B A B A B A A B A B A A A B A

A A A B A B A A A B

B A A A A

A A

A

B

B B

B B

B

B B A

B B

B

B

B

B

B

B

B

B A

A B A

A

24


moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest

Fissidens pusillus (Wilson) Milde Fontinalis antipyretica Hedw. Funaria hygrometrica Hedw. Hygrohypnum luridum (Hedw.) Jenn. Leptodictyum riparium (Hedw.) Warnst. Lophocolea bidentata (L.) Dumort. Lunularia cruciata (L.) Dumort. ex Lindb. Marchantia polymorpha L. subsp. polymorpha Marchantia polymorpha L. subsp. ruderalis Bischl. et Boisselier Oxystegus tenuirostris (Hook. & Taylor) A.J.E. Sm. Palustriella commutata (Hedw.) Ochyra Pellia endiviifolia (Dicks.) Dumort. Philonotis arnellii Husn. Philonotis caespitosa Jur. Philonotis fontana (Hedw.) Brid. Physcomitrium eurystomum Sendtn. Physcomitrium pyriforme (Hedw.) Brid. Plagiomnium elatum (Bruch & Schimp.) T.J. Kop. Plagiomnium undulatum (Hedw.) T.J. Kop. Platyhypnidium riparioides (Hedw.) Dixon Pohlia melanodon (Brid.) A.J. Shaw Pohlia wahlenbergii (F. Weber & D. Mohr) A.L. Andrews Rhizomnium punctatum (Hedw.) T.J. Kop. Rhynchostegiella curviseta (Brid.) Limpr. Rhynchostegiella tenella (Dicks.) Limpr. Rhynchostegiella teneriffae (Mont.) Dirkse & Bouman Riccia cavernosa Hoffm., emend. Raddi Riccia fluitans L., emend. Lorb. Riccia glauca L. Ricciocarpos natans (L.) Corda Scapania undulata (L.) Dumort. Thamnobryum alopecurum (Hedw.) Gangulee Trichocolea tomentella (Ehrh.) Dumort.

B A B B C A

Amblystegium serpens (Hedw.) Schimp. Atrichum undulatum (Hedw.) P. Beauv. Brachythecium populeum (Hedw.) Schimp. Brachythecium salebrosum (F. Weber & D. Mohr) Schimp. Brachythecium velutinum (Hedw.) Schimp. Bryum laevifilum Syed Eurhynchium crassinervium (Wilson) Schimp. Dicranella heteromalla (Hedw.) Schimp.

B B B B

B

B

B

B

B B B B

B B

B

B B A A B A A A

A B B B A B A A A

B A B B B A B B B

B B B B

B

A A

B B

A A

A

B B A B B B A

B B B B B

A A A A

B

B B B A

A A

A A A

25


moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest moss-forest

Fissidens crassipes Wilson ex Bruch & Schimp. subsp. warnstorfii (M. Fleisch.) Brugg. Fissidens taxifolius Hedw. Hypnum cupressiforme Hedw. Hypnum pallescens (Hedw.) P. Beauv. Isothecium alopecuroides (Dubois) Isov. Leskea polycarpa Ehrh. ex Hedw. Mnium marginatum (Dicks.) P. Beauv. Mnium stellare Hedw. Plagiomnium cuspidatum (Hedw.) T.J. Kop. Plagiothecium cavifolium (Brid.) Z. Iwats. Plagiothecium denticulatum (Hedw.) Schimp. Plagiothecium nemorale (Mitt.) A. Jaeger Plagiothecium succulentum (Wilson) Lindb. Polytrichum formosum Hedw. Rhynchostegium confertum (Dicks.) Schimp. Schistidium crassipilum H.H. Blom Lophocolea heterophylla (Schrad.) Dumort. Radula complanata (L.) Dumort.

A B B B B B B B B B B B B B B B B B

B B

B B

B B B B B

B B

B

Csoport mennyiség számítása A vizsgálandó víztest típusban (oszlop) szereplő fajok figyelembevételével az egy indikációs csoportba tartozó fajok abundancia értékeit össze kell adni.

A számítás feltételei Nem tekintjük relevánsnak a fajt (vagyis a számítási feltételek ellenőrzésekor nem kell figyelembe venni), ha: 1. Ha adott oszlopban nincs egy faj mellett kategória. 2. Ha egy olyan faj kerül elő a felmérés során, amelyet az 1. táblázat nem tartalmaz. Ha az ilyen, nem releváns fajok mennyisége magas, úgy az a teljes számítást torzíthatja. Így ha a nem releváns fajok abundancia összegének aránya ≥ 25 %, a számított index értéke nem tekinthető megbízhatónak! A felmérés során előkerülő nem releváns fajokat természetesen fel lehet (és ajánlott is) írni, egy későbbi, más célú adatfelhasználás érdekében. Vízfolyások • Az indikátor (táblázatban szereplő) fajok abundancia értékének összege eléri a 16-ot. • Az indikátor fajok számának aránya eléri a 75 %-ot.

26


Állóvizek • Az indikátor (táblázatban szereplő) fajok mennyiségeinek összege eléri az 55-öt, kivéve a szikes tavakat, ahol ez az érték minimum 15. • Az indikátor fajok számának aránya eléri a 75 %-ot.

További feltételek • Ha a fajszám kevesebb, mint kettő a minősítés eredménye nem releváns. Az EQR = 1. • Ha az alábbi fajok dominánsan jelennek meg a területen (a teljes mennyiségük legalább 80% a teljes minta mennyiséghez viszonyítva) az RI értékét 50-el csökkenteni kell. o Amorpha fruticosa o Elodea canadensis/ nuttallii o Myriophyllum spicatum o Najas marina o Potamogeton pectinatus o Ceratophyllum demersum o Ceratophyllum submersum • Ha e feltételek miatt az RI értéke < -100, akkor RI= -100.

A RI számítása Minden víztest típusban az alábbi képlet segítségével számítjuk a Referencia Indexet: nC

nA

RI =

∑Q − ∑Q i=1

Ai

i=1

ng

Ci

∗100

∑Q i=1

gi

ahol: RI = Referencia Index; QAi = Az 'A' csoportba tartozó fajok “mennyisége” ; QCi = A 'C' csoportba tartozó fajok “mennyisége”; Qgi = Mind a három csoport fajainak “mennyisége”; nA = Az 'A' csoport fajainak száma; nC =A 'C' csoport fajainak száma; ng = (A+B+C) teljes fajszám.

27


A végleges minősítés (EQR) Az RI értékét az alábbi képlet segítségével alakítjuk a VKI által megkövetelt 0 és 1 közé eső értékké.

EQR = {(RI + 100) * 0,5}/100

3. Táblázat: A minősítési határértékek. Ökológiai

AP

SL

RES

SMRw

LRw

MtRw

állapot

EQR

EQR

EQR

EQR

EQR

EQR

Kiváló

5

1.00 – 0.61

1.00 – 0.75

1.00 – 0.71

1.00 – 0.71

1.00 – 0.71

1.00 – 0.68

Jó

4

0.60 – 0.31

0.74 – 0.55

0.70 – 0.51

0.70 – 0.38

0.70 – 0.48

0.67 – 0.55

Közepes

3

0.30 – 0.16

0.54 – 0.35

0.50 – 0.31

0.37 – 0.11

0.47 – 0.30

0.54 – 0.25

Gyenge

2

0.15 – 0.05

0.34 – 0.05

0.30 – 0.05

0.10 – 0.05

0.29 – 0.05

0.24– 0.05

Rossz

1

-

-

-

-

-

-

MtRw – Hegyvidéki meszes és szilikátos aljzatú rhitrális jellegű patakok. (1, 2, 3) LRw – Nagy méretű folyók (6, 10, 13, 19) SMRw – Kis- és közepes méretű folyók (4, 5, 8, 9, 11, 12, 15-18, 21, 22) AP – Szikes tavak (4-9) SL – Sekély tavak (1-3, 10-16) RES – Dombvidéki mélyvizű tározók

Irodalom Borhidi, A. 1995. Social behaviour types, the naturalness and relative ecological indicator values of the higher plants in the Hungarian Flora. Acta Botanica Hungarica 39 (1-2): 97– 181. ECOSURV (Ecological Survey of the surface waters of Hungary) 2005. Botanical program. Phare project. EuropeAid/114951/D/SV/2002-000-180-04-01-02-02. Kohler, A. 1978. Methoden der Kartierung von Flora und Vegetation von Süßwasserbiotopen. Landschaft & Stadt 10,2: 73–85. Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann, A. Gutowski, J. Foerster. 2006. Instruction Protocol for the ecological Assessment of Running Waters for Implementation of the EU Water Framework Directive: Macrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 121.

28


Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann. 2007. Action Instructions for the ecological Evaluation of Lakes for Implementation of the EU Water Framework Directive: Macrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 69. Schneider, S. 2007. Macrophyte trophic indicator values from a European perspective. Limnologica 37: 281-289.

29


1. melléklet. Makrofiton alapú biológiai indikáció A makrofita referencia index használhatóságának próbáját a nemzetközi interkalibrációban végeztük el. Az interkalibrációt a Keleti-Kontinentális Földrajzi Interkalibrációs Csoportban (EC-GIG) végeztük, amelynek Románia és Magyarprszág a tagjai. Ennek során biotikai és környezetei adatokat tartalmazó adatbázist állítottunk össze az EC-1 típusú (sekély, nem szikes) tavakra és vizsgáltuk, hogy milyen környezeti stresszorokra érzékeny a módszertan. Az értékelés során regresszió analízist végeztünk. Azadatbázis 87 darab hazai víztest adatait tartalmazta. Az elemzés során a hazai vizekre az alábbi környezeti változókra kaptuk a legmagasabb korrelációs együtthatót: 1. táblázat A környezeti változók és az EQR értékek korrelációja az interkalibrációra kiválasztott magyar helyszínek adatai alapján. Környezeti változó Komplex tájhasználati metrika Ammónia

Korreláció erőssége (r) -0.60 -0.74

BOD

-0.45

Nitrát

0.33

Összes foszfor

-0.62

Az eredményekből látható, hogy a módszertan megfelelően jelzi a növényi tápanyagok (nitrogén és foszforformák) mennyiségét és a környezet bolygatottságát.

30


2. melléklet Az EQR határértékek meghatározásának egy példája az EC-1 (=SL, sekély tavak) tótípusra A határértékek meghatározása a nemzetközi interkalibrációhoz készített módszertan (IC guidance) alapján készült. Kiváló/Jó határ: Mivel a hazai állóvizek mindegyike bizonyos fokú antropogén bolygatásnak (pl. tóhasználat) van kitéve, ezért referenci állapotú tavat nem tudunk megnevezni, vagyis referenciális állapotra vonatkozó biológiai adataink nincsenek. E miatt alternatív referencia tavakat kell megneveznünk, amelyeket jó ökológiai állapotúnak tekintünk, és amelyek a következő kritériumoknak kell megfelelniük: 1. átlagos TP < 57 mgl-1 2. A mocsári növény zonáció bolygatottsága minimális. 3. Hal telepítés minimális vagy nincsen. A jó ökológiai állapotból tudunk következtetni a kiváló ökológiai állapotra a következő eljárás alapján: Mivel az alternatív referencia tavakat jó ökológiai állapotúnak tekintjük, ezért a kiváló állapotú tavaknak a fentebbi kritériumokra kisebb értéket kell mutatniuk. A Kiváló/Jó határt ezen alternatív referencia tavak EQR értékeinek 95%-os percentilis értéke fölé helyeztük. Az e fölötti pontos határértéket szakértői becsléssel állapítottuk meg. A LUS (komplex tájhasználat) metrika (lásd 1. ábra) alapján a kiváló ökológiai állapotú tavak LUS metrika értéke kisebb, mint az alternatív referencia tavak értékének mediánja. Jó/Közepes határ: Ezt a határértéket az EQR és a LUS metrika értékeinek korrelációs ábrájára (1. ábra) illesztett Lowes görbe alapján határoztuk meg. A görbe lefutásának első töréspontja LUS=1.33 értéknél van, amely 0.54-es EQR értéknek felel meg. A jó ökológiai állapotban levő tavak esetében a bolygatás érzékeny (A) növényfajok borításának aránya magasabb, mint a bolygatás tűrő (C) fajoké (2. ábra).

31


0.8 0.7 0.6

nEQR

0.5 0.4 0.3

Benchmark lakes

0.2 0.1 0.0 -0.1 0.8

1.0

1.2

1.4

1.6

LUS:nEQR: r = -0.5810; p = 0.0000

1.8

2.0

2.2

2.4

2.6

2.8

3.0

3.2

3.4

3.6

LUS

1. ábra A tavak LUS (komplex tájhasználati metrika) és EQR értékeinek korrlációja, és a benchmark tavak helyzetének megállapítása a makrofitonok alapján. Zöld vonal: lineáris regresszió, fekete vonal: Lowes illesztés.

2. ábra A tavak EQR illetve a bolygatás érzékeny (A) és bolygatás tűrő (C) típusú makrofiton fajok relatív borításának korrelációja. A görbék polinomiális regressziót jelölnek.

32


Közepes/Gyenge határ: Az EQR határ a közepes és gyenge állpotúnak tekintett tavak EQR értékeinek 95%-os percentilise alá heyeztük. Az ez alatti pontos határértéket szakértői becsléssel állapítottuk meg (3. ábra). Ennek megfelelően a közepes ökológiai állapotú tavakben a ’C’ és ’A’ fajok arány közel egyenlő (2. ábra).

3. ábra A közepes és gyenge ökológiai állapotúnak tekintett tavak EQR értékeinek eloszlása makrofitonok alapján. Gyenge/Rossz hatérérték Mivel a makrofitonokra vonatkozó rendelkezésre álló adatok alapján igen kevés rossz állapotú tavat ismerünk a határérték megállapítása során szakértői becslésre kellett szorítnoznunk. Azokat a tavakat tekintettük rossz ökológiai állapotúnak, amelyek nem tartalmaztak bolygatás érzékeny (A) fajokat, illetve amely tavak EQR értéke 0.01 érték alatti volt.

33


1. táblázat. A bolygatás érzékeny (A) és bolygatás tűrő (C) típusú fajok mennyiségének vltozása az egyes állapotkategóriákban. EQR

average abundance of species A

average abundance of species C

Gyenge

4.8

128.5

Közepes

5.4

3.72

Jó

45.9

4.9

34

Módszertani útmutató a makroszkopikus vízi gerinctelenek élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához Készítette: Dr. Várbíró Gábor , Dr. Boda Pál, Dr. Csányi Béla, Szekeres József


Tartalomjegyzék 1. Bevezetés............................................................................................................................................. 3 2. A makroszkopikus gerinctelen vizsgálat részletes leírása ................................................................... 3 2.1. A mintavétel megtervezése.......................................................................................................... 4 2.3. A mintavétel ................................................................................................................................. 5 2.3.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek......................................................................... 5 2.3.2. Folyók: mély vizek ................................................................................................................. 8 2.3.3. Tavak: lábalható mélységű vizek ......................................................................................... 11 2.3.4. Tavak: mély vizek (nem lábalható mélység, nyílt vízi tájék)................................................ 13 2.4. Mintaelőkészítés (válogatás, tartósítás, tárolás) ....................................................................... 14 2.4.1. Mintatárolás, tartósítás ....................................................................................................... 14 2.4.2. Válogatás ............................................................................................................................. 14 2.6. Adatbevitel ................................................................................................................................. 16 3. Értékelés............................................................................................................................................ 17 Az értékeléskor figyelembe vett metrikák kiválasztása általános szempontok ................................ 17 Folyóvizek értékelése ........................................................................................................................ 18 A stresszor-specifikusság............................................................................................................... 19 Referenciális Makroszkopikus közösség jellemzése...................................................................... 23 Tavak ................................................................................................................................................. 26 A stresszor-specifikusság............................................................................................................... 27 Referenciális Makroszkopikus közösség jellemzése...................................................................... 28 3.4 Az ökológiai állapot értékelések megbízhatóságának jellemzése............................................... 28 A ROM (Risk of Misclassification) Hibás besorolás kockázata........................................................... 29


Vizi makrogerinctelen módszertani útmutató VGT 2, 2015 1. Bevezetés E Módszertani útmutatóban rögzítjük azokat a mintavételi és értékelési módszereket, amelyek alkalmasak az EU Víz Keretirányelv (továbbiakban VKI) által megszabott feltételeknek megfelelően a biológiai minőségi elemek (Biological Quality Elements, BQEs) közül a vízi makrogerinctelen élőlény-együttes rutinszerű vizsgálatára, valamint a víztestek állapotértékelésére. Az Útmutatóban szereplő makrogerinctelen mintavételi és értékelési módszer a nemzetközi ökológiai interkalibrációban elfogadott és interkalibrált módszer, tehát alkalmas a VKI-követelményeinek megfelelő monitoring és állapotértékelés kivitelezésére az adott vízgyűjtő-gazdálkodás tervezési és végrehajtási ciklusban. A vizsgálatok objektumai a makroszkopikus vízi gerinctelenek (makrozoobenton), melyek jelenlétük, tömegességi adataik, állományaik eloszlása révén jól jelzik (indikálják) a vízterek ökológiai állapotát, annak természetességét, illetve emberi beavatkozások hatására történő degradációs folyamatait. Rendszertani határozásuk néhány csoport kivételével nem okoz nagy problémát, a fajok többségének környezeti igénye jól ismert, bioindikációs jelentőségük tehát széles körben érvényesül. Birk et al. (2006). A nemzetközi ökológiai interkalibrációs eljárás során, új stresszor és típus -specifikus, multimetrikus értékelési módszer (HMMI) lett kidolgozva folyó és állóvizekre egyaránt..

2. A makroszkopikus gerinctelen vizsgálat részletes leírása A hazai vízterek ökológiai állapotának felmérését és osztályozását az EU Víz Keretirányelv (WFD 2000) Article 8; Section 1.3 of Annex II; és Annex V-ben megfogalmazott követelmények szerint kell teljesíteni. A jelenleg javasolt mintavételi módszertan a következő szabványok előírásait veszi figyelembe: MSZ EN 27828: 1998: Vízminőség. Biológiai mintavétel. A vízi bentikus makroszkopikus gerinctelenek kézihálós mintavételének irányelvei (ISO 7828: 1985) MSZ EN 28265: 1998: Vízminőség. Kavicsos aljzatú sekély édesvizekben élő bentikus makroszkopikus gerinctelenek gyűjtésére alkalmas mennyiségi mintavevők szerkezete és használata (ISO 8265:1988) MSZ EN ISO 9391: 2000: Vízminőség. Mélyvízi makroszkopikus gerinctelenek mintavétele. Útmutató a telepítéses, a minőségi és a mennyiségi mintavevők használatához


(ISO 9391:1993) A módszertani mintavételi útmutató a következő fontosabb lépéseket sorolja fel a makrogerinctelen élőlény-együttes vizsgálatánál (tervezés, mintavétel, mintaválogatás, határozás, adatbevitel, értékelés); a módszertani útmutató is ezeket a lépéseket követi.

2.1. A mintavétel megtervezése A mintavételi helyet a vizsgálat céljának megfelelően kell kiválasztanunk, úgy, hogy az adott víztestre, és a víztest adott szakaszára reprezentatív legyen. A reprezentatív (bejárt) és a reprezentatív mintázott szakaszt úgy válasszuk ki, hogy ne essen különleges és jelentős hidromorfológiai módosulással érintett (pl. híd, partvédő kövezés, sarkantyú) mederszakaszra. Kivételt jelent az az eset, ha az ilyen típusú erősen módosított mederrészek jellemzőek az adott vízfolyásszakaszra, és ebből fakadóan ezeket is szükséges mintázni a reprezentativitás érdekében. A reprezentatív szakasz hossza a víztesten kisvízfolyásoknál (vízgyűjtő mérete: 10-100 km2): 5 km, közepes vízfolyásoknál (100-1000 km2): 10 km-es szakasz felvíz-alvíz irányban, ezen belül a reprezentatív mintavételi szakasz kis vízfolyásoknál: 250 m, közepes vízfolyásoknál: 500 m-es szakaszt felvíz-alvíz irányban, a mintavételi terület kisvízfolyásoknál általában 20-50 m-es, közepes folyóknál 50-100 m-es szakasz. A nagyon nagy folyók esetében (>1000 km2) a mintavételi szakasznak a vizsgált terület legalább 500 m-es szakaszára vagy a vízfolyás átlagos szélességének 100x-ára kell jellemzőnek lennie (http://www.eu-star.at/frameset.htm). A mintavétel idejét, illetve gyakoriságát a feltáró monitoring esetében évente 2-szer, az operatív monitoring-pontokon évente 1-szer kell elvégezni. A mintavétel idejének kiválasztásánál arra kell törekedni, hogy a mintavétel az adott vízfolyáson minden évben ugyanabban az időszakban történjen, ezáltal a különböző évekből származó adatok összehasonlíthatóak, és az évszakos változásokból adódó minősítési hibák kiküszöbölhetőek (VLEK, 2004). A szezonalitás alapján való időzítés típus-specifikusan eltérő lehet a különböző víztestek esetében:

Hegy- és dombvidéki kisvízfolyásaink esetében, valamint az ország területére beérkező közepes és nagy folyóink határszelvényének környezetében, ahol a folyó még a tengerszint feletti 200 m-es magasságban helyezkedik el, a kora-tavaszi időszak: március –április javasolt, kifejezetten a vízi rovarlárva-együttesek tanulmányozására;

A síkvidéki nagyobb folyóknál azonban ez az időszak általában nagy vízhozamokkal jellemezhető, ami nem kedvez a makrogerinctelen mintavételeknek, többek között a makrovegetáció kifejlődése miatt, így a későbbi, május-június kedvezőbb lehet. ekkorra már számos rendszertani csoportnak stabil együttesei alakulnak ki;


Állóvizeinkben szintén a nyár eleji, vagy a nyár közepi időszak az optimális mintavételi időpont, az előzőeknek megfelelő megfontolásból.

2.3. A mintavétel A vizsgálatra kijelölt víztereket a vízmélység alapján két fő csoportba lehet sorolni: Folyók: Lábalható/gázolható mélységű vizek (átlagosan 1,5 m mélység) (Lásd 2.3.1.) Mély vizek (nem lábalható mélység) (Lásd 2.3.2.) Tavak: Lábalható/gázolható mélységű szegélyzóna, a parti öv vizei (Lásd 2.3.3.) Mély vizek (nem lábalható mélység, nyíltvízi régió) (Lásd 2.3.4.) 2.3.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek

Mintavételi jegyzőkönyv A mintavételi jegyzőkönyv kitöltésével: A mintavételi helyszínt egyértelműen meghatározzuk (vízfolyás és lokalitás megnevezésével, koordináták rögzítése GPS segítségével); A mintavétel körülményeit feljegyezzük; Az előkerült taxonok nevét, becsült tömegességét is rögzítjük; A helyszínen informatív fénykép-felvételeket készíthetünk akár a mintavétel körülményeiről, akár a mintáról. Mindezekre a megfelelően kialakított Mintavételi jegyzőkönyv űrlapja (Függelék – I.) szolgál, amelyet a helyszínen értelemszerűen ki kell tölteni. Ha kiszáradt medret találunk, adatlap kitöltése akkor is szükséges a tapasztalt jelenség és egyéb észlelt dolgok feltüntetésével. A jegyzőkönyv fejlécében a Függelékben szereplő példa alapján célszerű feltüntetni a vizsgálatot végző intézményre vonatkozó információkat. Fontos eleme a mintavételnek a foto-dokumentáció. Célszerű az egész helyszínről több képet is készíteni, folyóvizek esetén alvízi és felvízi irányban egyaránt. A fényképezőgép adta sorszámot a jegyzőkönyvben az információ-vesztés elkerülése érdekében fel kell jegyezni. Mintavevő eszközök: 1 mm névleges lyukbőségű nyeles mintavevő háló (standard FBA pond net) nyele dm-es beosztásokkal van ellátva, vagy külön mércével rendelkező bot a vízmélység becslésére mellcsizma vagy gumicsizma; jegyzőkönyv; tálca, csipesz, megfelelő nagyobb gyűjtőedények, kis üvegcse; grafitceruza (nem ázik le); matrica; tartósítószer (a 4 %-os töménységű formalin vagy 70%-os/terepi


tartósításhoz 96%-os alkohol); vízhőmérő; GPS készülék; fényképezőgép.

Mintavétel Lábalható/gázolható mélységű vizekben a vízi makrogerinctelenek gyűjtése a víz medrének rugdosásán, felkavarásán és összehálózásán alapuló keverő-hálózó mintavétel, amelyet szabványosított nyeles háló (Standard Pond Net) segítségével kell végezni. A 25 cm x 25 cm-es fémkeretre szerelt háló névleges szembősége 1 m. A mintavételt 10, ill. 20 hálókeretnek megfelelő (25cmx25cm) kvadrátról végezzük, aszerint, hogy az élőhely-típusok száma kevesebb vagy több mint 3. A javasolt mintavételi eszközzel és technikával mintázható vízmélység kb. 120-150 cm. Amennyiben a vízfolyás legnagyobb mélysége is kisebb, mint 120150 cm, akkor alapvető elvárás, hogy a mintavétel a teljes keresztszelvényre terjedjen ki és legyen reprezentatív. A rutinszerű monitorozás mellett természetesen alapkutatási szinten (hidrobiológia kutatóintézetekben és alapkutatással foglalkozó egyetemeken) szükség van a nagy folyók és tavak 150 cm-es vízmélységtől mélyebb régióinak vizsgálatára is. A javasolt mintavételi módszer alkalmazásának feltétele közepes és nagy folyókon, hogy a mintavétel kisvízi időszakban történjen. Az élőhely-típusok arányát vizuálisan, ill. mély vizekben az alábbi szempontok figyelembevételével törekszünk feltérképezni: legalább 2 vagy 3 mintavételi szakaszt választunk ki a partszegély közelében a részmintákat nagy kiterjedésű aljzattípus esetében úgy osztjuk el, hogy mind a partszegélyi, mind a vízfolyás középső szakaszán veszünk mintát, lehetőség szerint egy transzekt mentén ahol ezt a vízfolyás mérete lehetővé teszi, a keresztszelvényben végezzük a mintavételt, azaz vizsgálni kell mindkét partot és a mederközepet is ha egy aljzat-típus a gyors és lassú áramlású szakaszokon is gyakori, mind a kettő áramlási szakaszon veszünk mintát, az aljzat-típus gyakorisága szerint a részmintákat az élőhely-típusok arányának megfelelően (10 részminta: 10%, 20 részminta: 5 % élőhely-típusonként) vesszük a reprezentatívnak választott mintavételi szakaszon. az olyan ritka élőhely-típusokból, amelyek aránya a mintavételi szakaszon 20 részminta esetén <5%, 10 részminta esetén <10%, még egy részmintát veszünk és egyesítjük 21. és 11. mintaként és a terepi jegyzőkönyvben „x” –szel jelezzük. Ez gyakran előfordul kis területi kiterjedésű kevert típusú élőhelyek esetében. (a német AQEM/STAR protokoll almintázást alkalmaz 20 részminta 1/6-t, ha pl.: a 21. minta 3 ritka élőhely-típust egyesít, annak 1/3-át válogatja ki a határozáshoz). Az értékelésnél ezt is hozzászámoljuk a mintázott felülethez (20


részminta esetén: 1,25 m2, 21. minta esetén: 1,3125 m2 és ezt vonatkoztatjuk 1m2-re az index számításához és a minősítéshez). A speciális, ritkább élőhelyek mintázása (aljzat-típus előfordulása a mintavételi szakaszon <5%) azt a célt is szolgálja, hogy a ritka és/vagy védett fajokat is megtalálhassuk. Ilyenkor tüzetesebben szemügyre lehet venni az adott vízteret, fel lehet deríteni azokat a mederrészeket, ahol a ritka, kis egyedszámú taxonok (pl. Unionidae) előfordulhatnak. a lábbal felkavart aljzatról, a vízáramlattal sodródó állatokat keverő mozdulatokkal, a folyásiránnyal szemben állva a hálóba gyűjtjük finom üledékből álló aljzat mintázása esetén a felső 2-5 cm-es réteget a hálóba „húzzuk” agyagos aljzat mintázása esetén a felső felszínt mintázzuk óvatosan lábbal, vagy kézzel történő öblítéssel megalítikus aljzaton amennyire lehetséges a kick & sweep technikát alkalmazzuk, a kövek felületéről alaposan lábbal felkavarva, a hálóval begyűjtve vagy kézzel leöblítve az állatokat a mintázott felületre eső kövek felületéről, holt faanyagról, nagyobb gyökerekről az állatokat kézi egyeléssel, csipesz segítségével vagy vizes öblítéssel juttatjuk a hálóba mélyebb vizekben, ill. emerz makrofita mintázása esetén az alatta levő aljzat lábbal történő felkavarásával, a mintázott felületnek megfelelő területről vesszük a mintát, úgy, hogy a mintázott terület feletti függőlegesen, a vízfelszínig kimetszett vízoszlopba eső növényzetet is kavaró mozdulatokkal megmintázzuk. Több típusú vizinövényzet mintázása esetén veszünk részmintát a partközeli- lassúbb áramlású és a gyorsabb sodrású helyekről is 3-5 részminta után az összegyűjtött mintát 2 vagy 3 liter vízzel feltöltött 10 l-es vödörbe tesszük.

A minta térfogatának csökkentése A minta térfogat-csökkentésére azért van szükség, hogy optimalizáljuk a mintavétellel és a feldolgozással kapcsolatos erőfeszítést. A minta térfogatát dekantálással csökkentjük. Ennek során az élő szervezeteket tartalmazó mintát nagyméretű műanyag-vödörbe vagy tálcára helyezzük és erőteljes felkavarás után a lebegésbe került frakciót a szűrőhálóba öntjük. A szűrőháló a sekély mintázásra való, 1 mm lyukbőségű mintavevő háló. Ha elsősorban iszap-, illetve homok-frakció dominál, akkor a helyszíni szűrés során azt könnyen ki lehet mosni a mintából, a sekély zónában használatos, ugyancsak hálón történő intenzív átmosással, szitálással. A dekantálást többször ismételjük. A teljes mintát általában csak több részben tudjuk hatékonyan dekantálni. Az állatok nagy részétől megszabadított maradék mintát vagy elrakjuk a későbbi teljes válogatásra - ekkor azt tartósítani kell -, vagy pedig a helyszínen részletesen kiválogatjuk a még benne maradt szervezeteket. Egyéb részeket, fadarabokat, vízinövény-csomókat gondos visszamosással mentesítjük a rajtuk esetleg rögzült állatoktól. A lemosott alkotóelemeket eldobhatjuk. A törmelék térfogatának csökkentése jelentős mértékben megkönnyíti a minta későbbi válogatását, az állatok szortírozását. Ennek során természetesen fokozott figyelmet kell fordítani arra, hogy ne okozzunk veszteséget a gyűjtött anyagban, tehát állatot véletlenül se


dobjunk ki a térfogat-csökkentés folyamata során. Mindemellett fokozottan ügyelni kell arra, hogy az átmosás kíméletes módon történjen, mert így nem sérülnek a szervezetek. Almintázás A teljes mintát, vagy nagyon sok szervetlen és szerves törmelék esetén a minta egy részét a válogatótálcába helyezzük és megállapítjuk, hogy melyek azok a genuszok vagy családok, melyekből a teljes mintában több száz egyed található. Ezután a mintából kiválogatjuk azon taxonok egyedeit, melyeket a mennyiségük alapján nem almintázunk. A minta, válogatás után fennmaradó részét összegyűjtjük, majd a mintát átengedjük a mintavevő hálón ezáltal eltávolítva róla a felesleges vizet (a kis víztartalmú minta sokkal jobban kezelhető az almintázás során). A minta anyagát ezután egyenletesen szétoszlatjuk a válogatótálcában (előnyös a fehér szín választása), majd egy rácsot helyezünk a tálca aljára, mely a tálcát egyenlő egységekre osztja. 75x60 cm-es külső átmérőjű fotótálca használata esetében javasoljuk olyan rács alkalmazását, mely 16 db 16x12 cm-es egységre osztja a tálca alját. Ezután, a 16 egységből véletlenszerűen kiválasztunk 4-et, melyekből kiválogatjuk az almintázásra kerülő nagy abundanciájú taxonok egyedeit. Az almintázás során a taxonokat külön fiolákba gyűjtjük, melyek feliratozása során jelezzük, hogy almintázás történt, hiszen az egyedsűrűség számításánál figyelembe kell venni, hogy az almintázás során az eredeti mintaméret a negyedére csökkent. Az almintázást addig folytatjuk, amíg ezt az egyedszámot el nem érjük. Ha egy egyed két alminta- egység határán található, akkor ahhoz az egységhez tartozónak számítjuk, amelyikben az állat testének nagyobb része fordul elő. Az eredeti AQEM módszer 700 egyedet ír elő, költség- és időhatékonyság miatt mi javasoljuk a német módszer módosításának követését a magyar monitorozási gyakorlatban, amely a mintából 350 egyedet használ. Az almintázás során figyelni kell arra, hogy a tálcán lévő teljes minta ki ne száradjon. 2.3.2. Folyók: mély vizek

A folyók mély víztereinek vizsgálata összetett, szigorú balesetvédelmi vonatkozásai vannak, s számos olyan eszközt kell hozzá használni, amely a rendszeres, rutin monitoring során széleskörűen nem alkalmazható. Ennek ellenére mégis elengedhetetlenül szükség van a mély vizek élőlényegyütteseinek feltárására, hiszen egy adott folyó fontos jellemzője, hogy a meder hossz- és kereszt-szelvénye mentén élővilága hogyan változik, annak abundancia-viszonyait hogyan befolyásolják a különböző hidrológiai viszonyok és hidraulikai körülmények. Ez a Mintavételi útmutató ebben a mélyvízi témakörben új hazai és nemzetközi, elsősorban a Dunára vonatkozó eredményeken alapul. Mintavételi jegyzőkönyv A mintavételi jegyzőkönyv (jelen esetben: (Függelék – II-III.) kitöltése a 2.2.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek, mintavételi jegyzőkönyv pontjában leírtakhoz hasonlóan történik. A tapasztalt


hidrológiai állapot/jelenség rögzítése és egyéb észlelt dolgok feljegyzése mind elengedhetetlen. A vízjárás és vízállás adatokról nagyobb folyóink esetében a tájékozódhatunk. Mintavevő eszközök: mederkotró, kötél (kb. 25 m) kábeldobon, vaslánc (kb. 2 m); motorcsónak; mélységmérő; jegyzőkönyv; műanyag vödör (20 l), tálca, csipesz, megfelelő nagyobb gyűjtőedények, kis üvegcse; grafitceruza (nem ázik le); matrica; tartósítószer (a 4 %-os töménységű formalin vagy 70%-os alkohol/terepi tartósításhoz 96%-os alkohol); vízhőmérő; GPS készülék; fényképezőgép. Néhány balesetvédelmi vonatkozás Ha mély vizeken a vízi járművön munkavégzéskor védőfelszerelést (mentőmellény) kell használni, még akkor is, ha az kényelmetlen. A folyami munka során számos baleseti forrás jelentkezhet, amelyekre a munkavégzést megelőzően megfelelően fel kell készülni. A munka során különös körültekintésre van szükség a balesetek elkerülésére. A makrogerinctelenek vizsgálatakor a mélyvízi mederkotrás az egyik legveszélyesebb tevékenység, mert számos veszélyforrás van (vízbeesés, csónak elakadása, kotróeszköz leakadása, előre nem látható víz alatti tárgyakkal történő találkozás, hajóforgalom, stb.). A mederkotrás és az egyidejű motorcsónak-navigálás összeszokott munkát követel, a kotrásra fordított erőfeszítést jelentősen meg lehet takarítani megfelelően harmonizált csónak-mozgással. Mintavétel Sekély zóna: keverő-hálózó mintavétel Mély vizű folyók esetében a sekély, lábalható parti zónájában keverőhálózó mintavételt alkalmazunk, a korábban ismertetett, sekély vizű folyókra vonatkozó részletes módszertani útmutatónak megfelelően, az alábbi kiegészítésekkel. Mélyebb vizekben, ill. ahol nem látható a meder, törekedni kell a 20 részmintának megfelelő felületen minden aljzat-típus megmintázására, lehetőség szerint az élőhely-típusok arányának minél pontosabb megadására, de legalább a makrofita-fedettség becslésére. A részminták számát az élőhely-típusok/makrofita-fedettség aránya szerint a lábalható és mederfenékig átlátható vizek mintavételi protokolljához hasonlóan határozzuk meg (5%-1 részminta, ha az élőhely- típusok száma >3- összesen 20 részminta, 10%-1 részminta, ha az élőhely-típusok száma <3- összesen 10 részminta). A módosított AQEM módszerrel való összevethetőség miatt olyan vízfolyásokon, ahol a víz mélysége/lebegőanyag-tartalma miatt csak a parti régióban, ill. a gyors sodrású szakaszokon állapítható meg a mederben az élőhely-típusok


aránya, 5 részmintát a mederközepe felé eső szakaszról, 15 részmintát pedig a parti régióból (közvetlen a parton és a partközelben) veszünk. Mélyvízi mintavétel: mederkotrás Mély, nem lábalható vízfolyás, folyó, vagy folyam esetében vízi jármű segítségével történő mintavételi eljárás alkalmazására van szükség. Ennek során a mélyebben fekvő mederrészek élőhelyei, a mederanyag mintavétele valósul meg, mégpedig lehetőség szerint kvantitatív módon. Kisebb folyó esetében a vízi jármű kisebb méretű gumicsónak, ami kis motorral működik, nagy hajózható folyón pedig nagyobb motorteljesítményű motorcsónak használata javasolt. A csónakhoz ultrahangos vízmélység-mérő csatlakoztatható. Nagyobb csónak vízre helyezése csak speciális, erre alkalmas helyszínen (megfelelő lejtésű, kemény parton, kiépített rámpán, stb.) valósítható meg. Mindeközben természetesen a vízi közlekedésre vonatkozó szabályok maradéktalan betartása, valamint a balesetvédelmi megfontolások figyelembe vétele alapvető fontosságú. A sokszor hajózó útban is végzett munkához hivatásos kisgéphajó-vezetői jogosítvány szükséges, a vízirendőrök ennek meglétét rendszeresen ellenőrzik a lajstromszámmal ellátott vízi jármű okmányai mellett. A mélyvízi meder kotrásos mintavételére használt kotróberendezés nyílása egy egyenlő oldalú fogazott vas háromszög, melynek oldalai 30 cm-esek. Az enyhén kihajlított fogak olyan szögben állnak, hogy vízszintes vontatás esetén a mederfenéknek kb. 5 cm vastag felső rétegét tudja összegyűjteni. A kotrókeret sarokpontjaiból előreirányuló három, 60 cm hosszúságú vasrúd elől találkozik, s e ponton csatlakoztatható a vontató lánc és a kötél. A kotró hátrafelé egy 500 µm lyukátmérőjű, műanyag szita hálóanyagból készült 1 m hosszú zsákban végződik. A zsák hátulja nyitott, azt minden egyes mintavétel előtt műanyag gyorskötözővel megfelelő hosszúságban (kb. 50 cm) lezárjuk. A mederkotró 1 cm vastag műanyag vontatókötele egy kb. 2 m hosszú nehéz vaslánccal kezdődik, s bár a motorcsónakból a kötél ferdén fut le a mederfenékig, a lánc tömegénél fogva a vonatást vízszintes irányba kényszeríti. A berendezés mederfenéken, folyásirányban történő vontatásával a zsák megtelik az állatokat tartalmazó mederanyaggal, amely ezután kiemelhető a vízből. A kitermelt mederanyagot megfelelő nagyságú, sorszámmal ellátott vödrökbe helyezzük, majd partra szállítjuk. Az adott kereszt- szelvényben mindig a jobb parttól kezdjük a mintavételt és azok számozását (római szám). A zsák meghatározott térfogata megszabja a belekerülő hordalékanyag mennyiségét. A kotrással vett minta megközelítőleg 10 l térfogatú, amely nagyjából 0,25 m2 felületről származik. A minták tehát mennyiségüknél (térfogatuknál) fogva kvantitatív módon összehasonlíthatók egymással, tehát a módszer alkalmas mennyiségi adatértékelésre is. Másik két mélyvizi mintavételi lehetőségként a német protokoll a kotrást- 20 részmintának megfelelő felületről (1,25 m2) és az Ekman/Bridge markolóval történő mintavételt javasolja (20 részmintának megfelelő felületről (1,25 m2), fele részminta a partközeli, negyede közvetlen a parti és negyede a parttól távolabbi régióból (Methodisches Handbuch Fliessgewässerbewertung). A mederkotrást a következő módon kell megvalósítani. A motorcsónak


hegymentben áll, majd hátramenetben sebessége eléri, majd kissé meghaladja a víz áramlási sebességét. Ekkor kell a csónak orrából kidobni a kotrót, ami a fenékre süllyed. Ugyanekkor kell GPS segítségével rögzíteni a mintavételi pont koordinátáit, és a vízmélységet is. A csatlakozó kötél feszesen tartásával a kotrót irányban lehet tartani, s a kézben tartott kötélen keresztül jól érzékelhető a meder struktúrája, a mederanyag összetétele, valamint ellenőrizhető, hogy a kotró jól működike. Elegendő vontatás után a csónakmotort újra hegymentbe kapcsoljuk és megkezdhető a kotró gyors beszedése, a csónakba emelése. A gyorskötöző kioldásával a minta közvetlenül a 20 l térfogatú műanyag vödörbe kerül. A mintákról átmosás és válogatás előtt fényképfelvételeket készítünk annak érdekében, hogy megfelelő módon dokumentáljuk a mederanyag mennyiségét és a szemcseösszetételt. A laborban feldolgozásra kerülő mintamennyiség csökkentésének érdekében a kotort anyagot dekantáljuk, azaz vízzel többször átmosva a felülúszó frakciót a hálóba öblítjük. A még nem kimosódott élő anyagot (pl. kagylók, csigák), az átmosott mederanyaggal együtt a helyszínen nagyméretű műanyag tálcára helyezzük és kézzel válogatjuk ki az élő állatokat. Az ilyen módon csökkentett térfogatú mintát végül fedeles és feliratozott műanyag dobozba rakjuk és tartósítjuk. Minta térfogatának csökkentése mély vízi minta esetén A mélységi kotort minta térfogata megközelítőleg egy vödörnyi, ezért annak csökkentésére van szükség a további feldolgozás optimalizálására. A minta tekintélyes mennyiségű, nagy szemcseméretű görgetett hordalékanyagot tartalmazhat (pl. durva kavics-frakció a Duna esetében). A minta térfogatának csökkentését a 2.2.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek pontban leírtakhoz hasonlóan végezzük. 2.3.3. Tavak: lábalható mélységű vizek

Állóvizeink makrogerinctelen monitoringjának végrehajtását ugyancsak az EU VKI Article 8; Section 1.3 of Annex II; és Annex V előírásai szabályozzák. Ennek értelmében azokat a víztereinket kell vizsgálni, amelyek felszínének területe meghaladja az 50 ha mérethatárt. Az állóvizek makrogerinctelen élőlény- együttesének vizsgálata jóval elmaradottabb Európa-szerte, mint a folyóké. Ennek egyik fő oka, hogy az állóvízi monitoring során korábban ilyen vizsgálatokat nem végeztek. A tavakra vonatkozó nemzetközi interkalibráció kezdetén fel is merült az alapkérdés: Lehet-e, érdemes-e makrogerinctelenek alapján az ökológiai állapotot minősíteni? További kérdést jelentett, hogy a tavak sekély, parti zónáját, és/vagy a mélységi zónát célszerű-e vizsgálni? A mélységi zóna vizsgálatával kapcsolatos ellenérvek a következők: Szegényes a bentikus fauna; Azok az élőlény-csoportok dominálnak, amelyek rendszertani azonosítása a leginkább problematikus (Oligochaeta, Chironomidae); A mintavételi módszerek nehezen megvalósíthatók a mélység


következtében; Lehetséges-e az elmondottak alapján, hogy a vízi makrogerincteleneket ugyanúgy fogjuk tudni használni tavaink ökológiai állapotának jellemzésére, mint a folyóvízi bentikus makrofaunát? Úgy tűnik, hogy erre a kérdésre még nincs egyértelmű válasz. Az azonban nyilvánvaló, hogy tavaink bentikus élővilága ugyanolyan diverz, mint a folyóvizeké, ezért elengedhetetlenül szükség van az állóvizek faunisztikai vizsgálatára, a széleskörű, országos léptékű adatgyűjtésre. Az állóvizek parti szegélyzónájában általában jóval gazdagabb makrofiton együttes képes megtelepedni, mint számos nagy, szignifikáns áramló víztérben. Emiatt fokozott mértékben jelentkezik az az abundancia-becsléssel kapcsolatos probléma, hogy tulajdonképpen mire is vonatkoznak az egyedszámok, hiszen ebben az esetben nem is annyira a függőlegesen vetített alapterületre (felületre), hanem adott tér-részre kell vonatkoztatni az előforduló taxonok mennyiségét. Nem is beszélve a r r ó l a nehézségről, amit ebben az esetben a mennyiségi mintavétel kivitelezése jelent, hiszen itt a mintavételi kvadrát is teljesen elveszíti az értelmezhetőségét: egy olyan bonyolult tér-részből kell kiemelni az élőlényeket, amelyet a szerves aljzat komplikált módon „struktúrál”. Egy zárt nádas nyílt vízzel érintkező szegélyzónájában igen gazdag bevonatlakó életközösség él. Ebből a bonyolult térből, az erőteljes, szilárd nádszálakkal átszőtt közegből csak olyan módon lehet ezt az élőlény-együttest részlegesen kiemelni, ha eközben összezúzzuk a szilárd struktúrát, szétroncsoljuk az alzatot, felkavarjuk a tér víz-közegét. Ha egy mintáról elmondható, hogy zavart, akkor az ilyen típusú minta ténylegesen az. Ennek ellenére sokan ragaszkodnak a parti szegélyzóna, a sekély, lábalható tavi littorális öv vizsgálatához, hiszen itt jóval diverzebb élőlény-együttes találja meg életfeltételeit, mint a mélységi, profundális tájékon. Pedig a mélységi tájék jóval homogénebb szerkezetű alzattal rendelkezik, ahonnan a reprezentatív kvantitatív mintavétel aránylag egyszerű módon megvalósítható (pl. Ekman markoló, mint tipikus kvadrát segítségével kellően pontos egyedszámokat lehet becsülni). Jelen mintavételi útmutatóban olyan eljárást javaslunk a rutin monitoring számára, amely egyszerűen kivitelezhető, olcsó és emellett részletes adatokat szolgáltat hosszabb távon az állóvizeink ökológiai állapotának megítéléséhez. Mintavételi jegyzőkönyv A mintavételi jegyzőkönyv (Függelék - I.) kitöltése a 2.2.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek pontban megfogalmazott szempontok szerint történik. Mintavevő eszközök: 1 mm névleges lyukbőségű nyeles mintavevő háló (standard FBA pond net) nyele dm-es beosztásokkal van ellátva, vagy külön mércével rendelkező bot a vízmélység becslésére mellcsizma vagy gumicsizma; jegyzőkönyv;


tálca, csipesz, megfelelő nagyobb gyűjtőedények, kis üvegcse; grafitceruza (nem ázik le); matrica; tartósítószer (a 4 %-os töménységű formalin vagy 70%-os alkohol/terepi tartósításhoz 96%-os alkohol); vízhőmérő; GPS készülék; fényképezőgép. Mintavétel Tavak esetében a sekély, lábalható parti övben a korábban ismertetett keverő-hálózó mintavételt lehet alkalmazni, a sekély áramló vízi mintavételnél leírt részletes módszertani útmutatónak megfelelően. A tavak esetében szóba jöhető, vizsgálni kívánt élőhelyek a következők: Emerz és szubmerz makrofitonos littorális élőhely; Köves mederfenék (beleértve a mesterséges partvédelmi kőszórást); Növényzet-mentes part közeli mederfenék. A monitoringban a rendelkezésre álló eszközök és a parti élőhelyek nagyobb diverzitása miatt a littorális élőhely mintázását javasoljuk. Minta térfogatának csökkentése A minta térfogatának csökkentését a 2.2.1. Folyók: lábalható/gázolható mélységű vizek pontban leírtakhoz hasonlóan végezzük.

2.3.4. Tavak: mély vizek (nem lábalható mélység, nyílt vízi tájék)

Felmerül a kérdés: szükség van-e tavak esetében a mélyvízi (profundális) tájék makrogerinctelen élővilágának vizsgálatára? A válaszunk hasonló, mint a folyókkal kapcsolatosan, hiszen az ökológiai állapot megnyugtató jellemzéséhez a mély vízben uralkodó viszonyokról ugyanúgy tájékozódnunk kell, mint a sekély víz élőlény-együtteseire vonatkozóan. Tavak mélyvízi mintavételi eljárásait nem részletezzük olyan mértékben, mint ahogyan azt az áramló vizeknél alkalmazott módszertani leírásnál tettük. Ennek oka az, hogy e tekintetben még jóval kevesebb elsősorban a Balatonra és a Velencei-tóra vonatkozó - tapasztalat áll rendelkezésre, mint a folyókkal kapcsolatban. Ennél fogva csupán fő pontokban rögzítjük a célszerű tennivalókat azzal a megjegyzéssel, hogy a mélyvízi tavi monitoringgal kapcsolatban a nemzetközi eredmények figyelembe vétele mellett is még jelentős erőfeszítésekre és további kutatásokra van szükség annak módszertani véglegesítéséhez. A legfontosabb pontok, amelyeket meg kell fontolni, a következőkben foglalhatók össze: Balesetvédelmi szempontok; A mélyvízi mintavételhez szükséges vízi jármű használata, feltételei, speciális eszközigénye; Mintavétel: mélységi tájék többnyire homogén élőhely-típusa


(finomszemcséjű üledék) Függély menti mérések: oldott oxigén és hőmérséklet mérése fenékig, szükség szerinti számú ponton, egyéb mintavétel (fitoplankton, kémiai komponensek, üledék, stb.); Eszközök: Markoló (Ekman, Van Veen, Ponar), mélységmérő, műszer (szonda); Minta kezelése, szűrése, tartósítása; Jegyzőkönyv kitöltése (Függelék-II)

2.4. Mintaelőkészítés (válogatás, tartósítás, tárolás) 2.4.1. Mintatárolás, tartósítás

A begyűjtött mintát jól záródó dobozokba/üvegekbe tesszük és a helyszínen tartósítjuk. A mintavételi hely adatait (vízfolyás neve, település, dátum) rögzítjük a mintatároló edényeken. Tartósítás előtt a mintából még eltávolítható vizet kiszűrjük. Az edényeket a mintával addig töltjük, hogy maradjon elegendő hely kellő mennyiségű tartósítószernek Erre a célra használhatunk 70%-os alkoholt vagy formaldehid 4 %-os végtöménységű oldatát. Alkoholban tartósított mintáknál az állatok rugalmasabbak, könnyebben kezelhetőek maradnak, nem száradnak ki könnyen. A formalin az állatok színét, mintázatát jobban megőrzi, viszont rugalmatlanná teszi azokat, így egyes határozó bélyegek nehezebben hozzáférhetők. A formaldehid párolgásával jobban irritál, egészségkárosító, közismerten rákkeltő hatása miatt alkohollal való keverékként vagy csak kis mennyiségben javasolt. Az egészség megóvása érdekében inkább a 70%-os alkoholt javasoljuk! Abban az esetben, ha a válogatás későbbi időpontban történik, javasoljuk a 96%-os alkohol használatát a válogatásig. A tartósítószer párolgása csökkenthető, ha a minta a laboratóriumba szállítás után azonnal hűtőbe kerül és a válogatásig 2-5 °C hőmérsékleten tároljuk. 2.4.2. Válogatás

Az ECOSURV projekt (2005) során vizsgálták a terepi mintaválogatás hatékonyságát: a különböző víztest-típusokból származó 10 minta esetében a mintát újraválogatták laboratóriumi körülmények között. A vizsgálat eredménye szerint az országos léptékben végzett mintavétel során terepi körülmények között élő állapotban végrehajtott mintaválogatás esetében átlagosan az állatok 3,9%-a marad a mintában. Ebből azt a következtetést vonhatjuk le, hogy a terepi mintaválogatás 3,9%-os hibával működik. Feltételezve, hogy a laboratóriumi mintaválogatás tökéletes és az eredetileg laboratóriumban válogatott minta újraválogatása során egyetlen egyedet sem találnánk a mintában. A 3,9% a biológiai adatelemzések során általában szignifikánsnak tekintett 5%-os hibahatáron belül van, ez alapján a két különböző mintaválogatás eredménye azonosnak tekinthető. A fenti eredmény alapján mindkét mintaválogatási módszer alkalmazható, attól függően, hogy a körülmények melyik módszer alkalmazását, előnyeinek hatékonyabb kihasználását teszik lehetővé. A teljes minta helyszíni válogatásának számos előnye van, de ha nincs rá idő, akkor végezhetjük a laborban is. Amennyiben a mintavétel idején nagyon kedvezőtlenek az időjárási körülmények (heves eső, erős szél), akkor mindenképpen célszerű a laboratóriumi mintaválogatást preferálni és tartósítani a mintát. Amennyiben ideálisak az időjárási körülmények a terepi


mintaválogatáshoz és a szükséges terepi asszisztencia rendelkezésre áll, akkor célszerű az élő állapotban történő terepi mintaválogatás módszerét választani. Nagyobb méretű (pl.: csigák, kagylók) és könnyen azonosítható taxonok (különösen a védett fajok) egyedeinek kiválogatására is sort lehet keríteni, ezeket mennyiségi adataikkal együtt feljegyezzük, majd eredeti élőhelyükre visszahelyezzük. A monitorozás során a költség és időmegtakarítás miatt a laboratóriumi válogatást javasoljuk, azzal a kiegészítéssel, hogy a sérülékeny és a ritka taxonokból néhány példányt a terepen elkülönítünk, a későbbi határozás pontossága érdekében és ezt terepi jegyzőkönyvben rögzítjük. A válogatás során a szerves és szervetlen törmelék közül tálcán finom csipesz segítségével kiszedjük és a megfelelő felirattal (vízfolyás neve, település, dátum, gyűjtő neve) ellátott üvegcsében gyűjtjük az észlelt és tartósított vízi gerinctelen állatokat. Először ki kell mosni a mintából a tartósítószert, hogy az ne károsítsa a mintával foglalatoskodó személy egészségét. A kimosást óvatosan kell végezni, folyó víz alatt, szűrő segítségével (amely nem ritkább szövésű, mint a mintavevő háló), mert a tartósított szervezetek merevek, törékenyek, mindennemű mozgatáskor könnyen sérülnek. A mintaválogatás javasolt eszköze 75 × 60 cm-es fotótálca, mint válogató tálca, melyre a mederből származó minta kiöntésre kerül, ill. univerzális 100-150 mm közötti méretű fémcsipeszek, melyekkel a tálcából a mintában található egyedek az üveg vagy műanyag mintatároló fiolákba helyezhetők. Válogatáskor sztereomikroszkóp vagy kézi nagyító használata ajánlott, mert vannak nehezen észrevehető, kisméretű állatok. Biztonság kedvéért átvizsgálhatjuk a tálca tartalmát akkor is, amikor már úgy látjuk, mindent kiválogattunk már. Nem válogatunk ki és nem veszünk figyelembe az értékelésnél: üres kagyló és csigahéjakat, tegzes házakat (kivétel: ha az előforduló élő példányok meghatározását elősegítik, de a számolásnál nem vehetők figyelembe) töredezett állatokat (kivétel: ha a határozóbélyegek egyértelműen láthatóak) lárvabőröket (exuviumokat). 2.5. Határozás Az eredményeket a Mintavételi jegyzőkönyvben rögzítjük a Függelék – IV. adatlapon. A mintafeldolgozás után létrejött alapadatok sokoldalú kiértékelésének alapja a fajszintű határozás. Ez teszi lehetővé az indikátor- indikátum -indikandum kapcsolat teljes körű leírását, az összefüggések feltárását, a víztest ökológiai állapotának részletes jellemzését. A részletes faj szintű információ egyben feltétele az AQEM szoftver által történő kiértékelésnek, valamint a minősítésre használt indexek alkalmazhatóságának, és ezzel a nemzetközi egyezményekbe foglalt közös vizsgálatok más európai országok eredményeivel való összehasonlíthatóságának is. A költségek és az erőfeszítés optimalizálása (minimalizálása) céljából a következő élőlénycsoportok faj szintig történő határozását javasoljuk: Gastropoda (csigák), Bivalvia (kagylók), Hirudinea (piócák), Malacostraca (magasabbrendű rákok), Ephemeroptera (kérészek), Odonata (szitakötők), Heteroptera (vízi- és vízfelszíni-poloskák), Megaloptera (recésszárnyúak), Plecoptera (álkérészek), Coleoptera (vízbogarak)


Trichoptera (tegzesek). A kevés sertéjű gyűrűsférgek (Oligochaeta) és a kétszárnyúak (Diptera) esetében a faj szintig való határozás specialisták bevonása nélkül aránytalanul nagy erőfeszítést igényel, ezért a makrogerinctelen monitoring során taxonómiai azonosításuk magasabb (család) szinten is elfogadható. Diptera bábokat csak az egyértelműen azonosítható Blephariceridae és Simuliidae csoportban vegyük figyelembe az elemzés során. A mintákat tartalmazó edényeket őrizzük meg felcímkézve, hogy könnyen visszakereshető legyen szükség esetén. A címke tartalmazza a mintavétel helyét, a dátumot, a gyűjtő nevét. Az eredményeket megadhatjuk bizonyos esetekben magasabb rendszertani is. Erre a célra egy ún. operatív taxonlistát hoztak létre, amely többéves adatsorok tapasztalatára alapozva összefoglalja az egyes fajok egyedi élőhelyhez kötődő előfordulását, és azokat az eseteket, amikor megadható nemzetség vagy család szintű adat is (Operatív taxonlistahttp://www.fliessgewaesserbewertung.de). Tömeges előfordulású taxonoknál, amelyeknél várható, hogy a taxonösszetétel egy bizonyos egyedszám felett már nem változik (pl: Gammaridae, Simulidae) elegendő 50 egyed meghatározása. Ezt követően megbecsüljük az adott taxonhoz tartozó összegyedszámot és az 50 egyedre eső taxonösszetételt az értékelésnél az adott taxoncsoport egészére vonatkoztatjuk. Fiatal, vagy töredezett példányoknál, ahol a fajszintű határozóbélyegek nem ismerhetőek fel (pl.: Hirundinea, Ephemeroptera, Plecoptera, Odonata) ezt az információt a genus szintű adat mellett tüntessük fel az adatlapon. Azoknál az egyedeknél, ahol bizonytalan a határozás, jelezzük ezt “cf” jelzéssel vagy magasabb taxonómiai szinten adjuk meg az eredményeket, tartósítva különítsük el, és küldjük el olyan specialistának, aki azzal a csoporttal foglalkozik.

2.6. Adatbevitel A mintavételi jegyzőkönyv és a többi adatlap segítségével töltsük fel az adatokat az országos makrozoobenton adatbázisba. Az adatelemzések tanulságai alapján kiemelten fontos. hogy az országos adatbnázisba ne kerüljenek: nem megfelelő mintavételi módszerrel vett adatok nem megfelelő mintavételi időszakból származó adatok nem a víztestre reprezentatív adatok.(pl. csak kövezett mederfal külön mintaként nem megfelelő mintavétel adatai pl. áradás, extrém vízállás, stb.


3. Értékelés A hazai gyakorlatban alkalmazott jelenlegi minősítési rendszer (HMMI) 2011-ben a nemzetközi ökológiai interkalibráció keretén belül, a Víz Keretirányelv (VKI) kompatibilitás követelményének megfelelően, a Környezetvédelmi, Természetvédelmi és Vízügyi Felügyelőségek által üzemeltetett VKI monitoring állomások adatai alapján lett kidolgozva. Az interkalibrációs eljárás során az egy ökorégióba tartozó országok ökológiai állapotértékelő módszereiket összehasonlítva meghatározták a közös interkalibrációs típusokban a kiváló-jó, valamint a jó-mérsékelt ökológiai állapot határát. Ez lehetővé teszi a jövőben, hogy az egyes terhelések hatását jelző ökológiai állapot változása ezekben a víztípusokban összehasonlítható eredményeket adjon az ugyanabba az ökorégióba tartozó tagországok közös víztípusaira. Az interkalibráció lezárult eredményeit az Európai Bizottság Határozatban teszi közzé, amely minden tagország számára kötelezően végrehajtandó joganyag.(EC 2014)

A Multimetrikus Makrozoobenton (HMMI) indexcsalád hat indexet tartalmaz: Index rövidítése

Index típus neve

HMMI_m

Multimetrikus Makrozoobenton Index - hegyi vízfolyás típusokra

HMMI_sc

Multimetrikus Makrozoobenton Index-dombvidéki kis és közepes vízfolyás típusokra

HMMI_lc

Multimetrikus Makrozoobenton Index - dombvidéki nagy vízfolyás típusokra

HMMI_sl*

Multimetrikus Makrozoobenton Index - síkvidéki kis és közepes vízfolyás típusokra*

HMMI_ll

Multimetrikus Makrozoobenton Index - síkvidéki nagy és nagyon nagy vízfolyás típusokra

HMMI_to

Multimetrikus Makrozoobenton Index tavakra

Az értékeléskor figyelembe vett metrikák kiválasztása általános szempontok A Multimetrikus Makrozoobenton (HMMI) indexcsalád kifejlesztésénél elsődleges szempont volt, hogy megfeleljen a VKI követelményeinek: - multimetrikus indexeket tartalmazzon, amelyekben szerepelnek a közösségre jellemző abundancia, diverzitási, tolerancia és funkcionális viszonyokat leíró metrikák is, így megfelelően jelzik a víztér állapotát. Az indexek alapján egyértelműen öt kategória különíthető el (kiváló-jó-közepes-gyenge-rossz) a VKI előírásainak megfelelően. A kiváló jó határ megállapítása az alternatív benchmark helyekhez tartozó metrikák variabilitásán alapul. A határértékek megállapítása biológiai elemek alapján lett meghatározva az egyes biológiailag validált víztértipusokban. A határértékek normalizálva EQR értékként


vannak megadva, és így vannak alkalmazva az indexekben. Azz interkalibrációs víztípusokban R-E1b, R-E2, R-E3, R-E4, R-EX5, R-EX6 esetekben az indexek megfelelnek a VKI tipológiai követelményeinek és az ECOSTAT is jóváhagyta A vízterek értékelése típus specifikus és természetközeli referencia állapotokhoz van viszonyítva. BIOL HM Típus Tipus

Tengerszint feletti magasság

Geokémiai Mederanyag Vízgyűjtő Mederesés jelleg méret

1 1

dombvidéki- szilikátos hegyvidéki

durva

kicsi

2 2,3

dombvidéki- meszes hegyvidéki

durva

kicsiközepes

3 4,5,8,9

dombvidéki

meszes

durvaközepesfinom

4 6,7,10,13,14

dombvidéki

meszes

durva

5 11,12

síkvidéki

meszes

durva

6 15,16,17,18,21,22 síkvidéki

meszesszerves

közepesfinom, finom

7 19

síkvidéki

meszes

8 20

síkvidéki

meszes

9 23

síkvidéki

meszes

közepesfinom közepesfinom durva,

10 24

síkvidéki

meszes

közepesfinom

HMMI

nagy esésű (>5‰) és közepes esésű (1-5%) nagy esésű (>5‰)

HMMI_m

kicsiközepes

közepes esésű (1-5‰)- kis esésű (<1‰)

HMMI_sc

nagy, nagyonnagy kicsiközepes kicsiközepes


HMMI_lc

HMMI_sc

nagyon nagy Duna méretű

kis esésű (<1‰) kis esésű (<1‰),nagyon kis esésű (<0,1‰) kis esésű (<1%) kis esésű (<1%) kis esésű (<1%)

Duna méretű

kis esésű (<1%)

nagy

Folyóvizek értékelése Folyüvizek esetében az alábbi alapmetrikákból számolhatóak a HMMI EQR-ok. HMMI_m

Kiváló

Jó

Közepes

Gyenge

Egyenlet

EP taxon szám

7

5

3

1

y = 0.1x + 0.1

SH

2.2

1.8

1.3

0.9

y = 0.4536x - 0.2031

ASPT

5.0

4.6

4.3

3.8

y = 0.5081x - 1.7485

Log(Litoral zone abundance)

0.5

1

1.8

2.3

y=-0.3196x + 0.9474

HMMI_m

HMMI_sl

HMMI_ll HMMI_ll HMMI_ll HMMI_ll

19 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT eq. 1. HMMI _ m = EPEQR + SH EQR + ASPT EQR + Lit EQR 4

HMMI_sc

Kiváló

Jó

Közepes

Gyenge

Egyenlet

EPT taxon szám

9

6

3

1

y = 0.0828x + 0.1276

ASPT

4.5

4.0

3.5

3

y = 0.4x - 1

Eu-hr %

60

50

40

30

y = 0.02x - 0.4

eq. 2. HMMI _ sc =

EPT EQR + ASPT EQR + EuHrEQR 3

HMMI_lc

Kiváló

Jó

Közepes

Gyenge

Egyenlet

EPT%

78

63

48

28

y = 0.0121x - 0.154

ASPT

4.7

4.4

4.0

3.7

y = 0.6027x - 2.0164

RB%

0.30

0.28

0.24

0.15

y = 3.3149x - 0.3453

eq. 3. HMMI _ lc = EPT % EQR + ASPTEQR + RB% EQR 3

HMMI_sl

Kiváló

Jó

Közepes

Gyenge

Egyenlet

EPTCOB taxon szám

14

11

7

4

y = 0.0586x - 0.0276

ASPT

4.0

3.8

3.6

3.4

y = 1x - 3.2

LR%

0.25

0.20

0.15

0.1

y = 4x - 0.2

SH

2.4

2.1

1.8

1.5

y = 0.6667x - 0.8

eq. 4. HMMI _ sl = EPTCOBEQR + SH EQR + ASPTEQR + LR%EQR 4

HMMI_ll

Kiváló

Jó

Közepes

Gyenge

Egyenlet

EPTCOB taxon szám r

13

10

7

4

y = 0.0586x - 0.0276

ASPT

4.6

4.3

4.0

3.7

y = 0.6667x - 2.2667

LR%

0.25

0.2

0.15

0.1

y = 4x - 0.2

SH

1.8

1.6

1.4

1.2

y=x-1

eq. 5. HMMI _ ll = EPTCOBEQR + SH EQR + ASPTEQR + LR%EQR 4

A stresszor-specifikusság

A stresszorspecifikusság igazolására az indexeket vízkémiai és tájhasználat ill hidromorfológiai stresssz változükra teszteltük. A táblázatban a korrelációs együttható (R) értékét a korreláció számítás során alkalmazott elemszámot elemszámot(N=) és a szignifikancia szintet(p=) tüntettük fel. Szignifikáns összefüggés p<0.05 értéknél tapasztalhatunk.

surrantó

1

2

3

4

5

--

-.1169

--

-.2745

--

N=8

N=82

N=0

N=24

N=4

p= ---

p=.295

p= ---

p=.194

p= ---

20 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Völgyzárógátas tározó db

tarozo_szam_RWBodyn

Kommunalis_vizbev

urban

int_agr

nonint_agr

natural

landused_index

Leggyakoribb_Q

Szelesseg

Kozepsebesseg

Slope

pH (helyszíni mérés)

Vezetőképesség

Ammónia-ammónium-nitrogén_log

-.5404

.0090

--

-.3537

--

N=42

N=45

N=0

N=20

N=0

p=.000

p=.953

p= ---

p=.126

p= ---

-.2209

-.1184

--

-.1859

.4257

N=190

N=761

N=125

N=868

N=185

p=.002

p=.001

p= ---

p=.000

p=.000

-.0959

.2947

-.2595

-.2975

.0515

N=59

N=323

N=113

N=348

N=143

p=.470

p=.000

p=.006

p=.000

p=.541

-.1110

.1312

-,3377

-.1803

-.1379

N=190

N=761

N=171

N=868

N=185

p=.127

p=.000

p=,000

p=.000

p=.061

-.4198

-.1308

-,1785

.0818

.0024

N=190

N=761

N=171

N=868

N=185

p=.000

p=.000

p=,020

p=.016

p=.974

-.4990

.0619

-,0024

.0953

-.0109

N=190

N=761

N=171

N=868

N=185

p=.000

p=.088

p=,975

p=.005

p=.883

.5190

.0630

,4007

-.0619

.0350

N=190

N=761

N=165

N=868

N=185

p=.000

p=.083

p=,000

p=.069

p=.636

-.4625

-.0098

-,3380

-.0191

-.0613

N=190

N=761

N=171

N=868

N=185

p=.000

p=.787

p=,000

p=.573

p=.407

-.2365

.0765

-.6629

.0130

-.0712

N=190

N=754

N=125

N=808

N=180

p=.001

p=.036

p=.000

p=.711

p=.342

-.2785

-.0723

-.7557

.2249

-.0988

N=190

N=709

N=91

N=795

N=176

p=.000

p=.054

p=.000

p=.000

p=.192

-.2439

.0107

.7678

-.1814

-.1031

N=190

N=687

N=91

N=791

N=176

p=.001

p=.779

p=.000

p=.000

p=.173

.6578

.2131

.3416

-.1207

-.1949

N=146

N=592

N=113

N=746

N=143

p=0.00

p=.000

p=.000

p=.001

p=.020

-.1330

-.1249

-.0012

-.0746

-.1176

N=77

N=146

N=92

N=376

N=95

p=.249

p=.133

p=.991

p=.149

p=.256

-.5906

-.2875

-.2158

-.2079

.1375

N=152

N=464

N=92

N=557

N=136

p=.000

p=.000

p=.039

p=.000

p=.110

-.4437

-.3232

.0856

-.2357

-.3744


Biokémiai oxigénigény (BOI5)_log

Klorid_log

Nátrium százalék_log

Nitrát-nitrogén (NO3-N)_log

Nitrit-nitrogén (NO2-N)_log

Oldott oxigén (oxigén telítettségi százalék)_log

Ortofoszfát_log

Oxigén (oldott)_log

Oxigénfogyasztás (KOId) eredeti_log

Összes foszfor_log

Összes nitrogén_log

N=152

N=468

N=92

N=557

N=136

p=.000

p=.000

p=.417

p=.000

p=.000

-.1310

-.1887

,0143

-.1264

-.1572

N=152

N=468

N=169

N=537

N=126

p=.108

p=.000

p=,854

p=.003

p=.079

-.4568

-.2995

-,1907

-.2423

.3470

N=107

N=411

N=138

N=496

N=114

p=.000

p=.000

p=,025

p=.000

p=.000

.0188

-.2351

-,1259

-.0544

.1690

N=78

N=144

N=113

N=344

N=92

p=.870

p=.005

p=,184

p=.314

p=.107

-.6047

.1039

-,2623

-.3687

-.0679

N=152

N=468

N=170

N=557

N=136

p=.000

p=.025

p=,001

p=0.00

p=.432

-.4698

-.2773

-,1721

-.3920

-.2752

N=151

N=468

N=169

N=556

N=136

p=.000

p=.000

p=,025

p=0.00

p=.001

-.1816

.3407

,2054

-.1258

.0264

N=152

N=468

N=167

N=541

N=134

p=.025

p=.000

p=,008

p=.003

p=.762

-.3400

-.2744

-,3443

-.1660

-.0778

N=152

N=468

N=169

N=557

N=136

p=.000

p=.000

p=,000

p=.000

p=.368

-.0859

.3807

,2739

-.1603

.0111

N=152

N=468

N=169

N=541

N=134

p=.293

p=.000

p=,000

p=.000

p=.899

-.0946

-.3572

-,2882

.0463

-.0243

N=152

N=468

N=169

N=556

N=134

p=.246

p=.000

p=,000

p=.276

p=.781

-.3276

-.2763

-,3734

-.2140

-.0129

N=152

N=468

N=170

N=556

N=134

p=.000

p=.000

p=,000

p=.000

p=.883

-.5582

.0438

-,2627

-.1437

.1641

N=152

N=468

N=169

N=555

N=134

p=.000

p=.345

p=,001

p=.001

p=.058

Az egyes indexek korrelációs kapcsolata a stresszorokkal kiemelt példák alapján (minden index esetében 2 példa alapján):

HMMI_m

22 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT 0.35

100

90

0.30

80 Ammónia-ammónium-nitrogén

0.25

70

natural

60

50

0.20

0.15

0.10

40

30

0.05

20

0.00 0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

Mean Mean±SE

1.0

index_e

10 0.0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

index_e:natural: r = 0.5190; p = 0.0000; r2 = 0.2694

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

HMMI_m

HMMI_sc 2.2

68 66

2.0 64

1.8 intenzív mezőgazdaság területhasználat %

62

Ammónia-ammónium-nitrogén

1.6

1.4

1.2

1.0

0.8

60 58 56 54 52 50 48 46

0.6 44

0.4

42 40

0.2

38 0,0

0.0 0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

0,2

Mean Mean±SE

0,4

0,6

0,8

Mean Mean±SE

1,0

HMMI_sc

HMMI_sc

HMMI_lc AvgOfmz_HMMI:logÖsszes foszfor: r = -0,3734; p = 0,00000; r2 = 0,1395

3,0

20

2,8

18 Oxigénfogyasztás (KOId) eredeti

log Összes foszfor(ug*L-1)

2,6

2,4

2,2

2,0

16

14

12

1,8

10 1,6 0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5 HMMI_lc

0,6

0,7

0,8

0,9

8 0,2

0,4

0,6 HMMI_lc

HMMI_sl

0,8

1,0

Mean Mean±SE

23 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT index_e:Nitrát-nitrogén (NO3-N)_log: r = -0.3687; p = 0.0000; r2 = 0.1359

1.6

1.5

1.4

1.0

1.2 tarozo_szam_RWBodyn

Nitrát-nitrogén (NO3-N)_log

2.0

0.5

0.0

1.0

0.8

0.6

-0.5

0.4

-1.0

0.2

-1.5 -0.2

0.0

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

0.2

0.4

1.2

0.6

0.8

1.0

Mean Mean±SE

HMMI_sl

HMMI_sl

HMMI_ll 1.6

12

1.4

11

1.2

városi, ipari területhasználat %

Ammónia-ammónium-nitrogén

10 1.0

0.8

9

8

0.6

7

0.4

0.2

6

0.0 0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

Mean Mean±SE

5

index_e

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Mean Mean±SE

HMMI_ll

Referenciális Makroszkopikus közösség jellemzése

HMMI_m: HMMI_m: Gyorsfolyású, durva mederanyagú kisvizek, melyekben jellemzőek a predátorok mellett a kaparók, detritusz fogyasztók és a gyűjtögetők. Tipikusan rheofil fajok, melyek nem tolerálják a vízszennyezést. Jellemzőek az álkérész családok, minta Perlidae és Chloroperlidae, vagy a hegyvidékeken jellemzően előforduló Cordulegastridae családba tartozó szitakötő fajok. Jellemző a kérész és az álkérész fajok magas száma (N > 7), az ASPT 5-nél magasabb értéke, a Shannon diverzitás értéke magasabb, mint 2.2.

24 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT HMMI_m: Gyorsfolyású, durva mederanyagú kisvizek, melyekben jellemzőek a predátorok mellett a kaparók, detritusz fogyasztók és a gyűjtögetők. Tipikusan rheofil fajok, melyek nem tolerálják a vízszennyezést. Jellemzőek az álkérész családok, minta Perlidae és Chloroperlidae, vagy a hegyvidékeken jellemzően előforduló Cordulegastridae családba tartozó szitakötő fajok. Jellemző a kérész és az álkérész fajok magas száma (N > 7), az ASPT 5-nél magasabb értéke, a Shannon diverzitás értéke magasabb, mint 2.2. HMMI_sc: HMMI_sc: A referenciaközösség jórészt aprító szervezetekből áll, melyek leveleket, durva szemcsés szerves törmeléket fogyasztanak azok aprítása során. A lárváik gyorsfolyású, alacsony hőmérsékletű vízfolyásokban fejlődnek. Ezek mellett jellemzőek a detrituszfogyasztó Gammariade család tagjai, valamint a rheofil fajojok magas száma (pl. Potamanthidae, Simuliidae) . Jellemző a közösségre a EPT (kérész, álkérész, tegzes) fajok magas száma (N > 9), Eu-hr 60 % feletti aránya és a ASPT 4.5-nél magasabb értéke.

HMMI_lc:

HMMI_lc: A durva mederanyagú nagyobb folyókra jellemzőek a Dryopidae, Aphelocheiridae, Platycnemididae család ragadozó és vagy carnivor fajai. A referencia közösségben az EPT taxonok aránya meghaladja a 70 %-ot, és a családok magas száma is jellemző (N > 5), az RB % > 0.30. HMMI_sc: A referenciaközösség jórészt aprító szervezetekből áll, melyek leveleket, durva szemcsés szerves törmeléket fogyasztanak azok aprítása során. A lárváik gyorsfolyású, alacsony hőmérsékletű vízfolyásokban fejlődnek. Ezek mellett jellemzőek a detrituszfogyasztó Gammariade család tagjai, valamint a rheofil fajojok magas száma (pl. Potamanthidae, Simuliidae) . Jellemző a közösségre a EPT (kérész, álkérész, tegzes) fajok magas száma (N > 9), Eu-hr 60 % feletti aránya és a ASPT 4.5-nél magasabb értéke.

HMMI_ sl:

HMMI_ sl: Kis vízgyűjtőjű, lassú folyású növényzetben gazdag síkvidéki vizek tartoznak ide. Európában ritka, de hazánkban az Alföldön jellegzetesen előforduló kisvizek. Jellemző rájuk az aktív predátorok (Noteridae, Notonectidae) és a csigák jelenléte (Bithiniidae, Planorbidae). Jellemző detrituszfogyasztó faja az Asellus aquaticus (Asellidae). A referencia közösségre jellemző az ASPT 4 körüli értéke, illetve a EPTCOB ephemeroptera, plecoptera, trichoptera coleoptera, odonata és bivalavia taxonok magas aránya (N > 15), továbbá a Shannon diverzitási index 2.5 feletti értéke.

HMMI_ll:

HMMI_ll: A nagy folyók makroszkopikus közösségeiben, a magas reprodukciós potenciállal rendelkező fajok a legjellemzőbbek. Ilyenek például a Corophiidae , Hydrobiidae vagy a Mysidae családba tartozó fajok. Az invazív fajok jellemzően a nagyfolyók mentén terjednek, így egyes invazív Dreissenidae vagy Mysida fajok jellemzően kapcsolhatók ehhez a tipushoz. A síkvidékeken átfolyó közepesen-finom, finom mederaljzatú vízfolyások jellemző közösségalkotó családjai a tegzesek (Odontoceridae és Ecnomidae), továbbá a Palingenidae családba tartozó legnagyobb méretű kérészfaj a Palingenia longicauda. Emellett a referencia közösségre jellemző a ASPT 5 körüli értéke, illetve a EPTCOB ephemeroptera, plecoptera, trichoptera coleoptera, odonata és bivalavia taxonok magas aránya (N > 13).

25 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT HMMI_ll: A nagy folyók makroszkopikus közösségeiben, a magas reprodukciós potenciállal rendelkező fajok a legjellemzőbbek. Ilyenek például a Corophiidae , Hydrobiidae vagy a Mysidae családba tartozó fajok. Az invazív fajok jellemzően a nagyfolyók mentén terjednek, így egyes invazív Dreissenidae vagy Mysida fajok jellemzően kapcsolhatók ehhez a tipushoz. A síkvidékeken átfolyó közepesen-finom, finom mederaljzatú vízfolyások jellemző közösségalkotó családjai a tegzesek (Odontoceridae és Ecnomidae), továbbá a Palingenidae családba tartozó legnagyobb méretű kérészfaj a Palingenia longicauda. Emellett a referencia közösségre jellemző a ASPT 5 körüli értéke, illetve a EPTCOB ephemeroptera, plecoptera, trichoptera coleoptera, odonata és bivalavia taxonok magas aránya (N > 13).


Tavak Korábban makroszkopikus gerinctelenek estében nem volt minősítési rendszer a tavakra, és most is kizárólag a természetes tavak esetében van olyan index kifejlesztésére lehetőség, ami kielégíti a VKI követelményeket. A VKI követelményeinek megfelelően referencia állapothoz kell viszonyítani az egyes vízterek állapotát, illetve referencia helyek hiányában megengedhető egy benchmark site alkalmazása, mint az elérhető lehető legjobb állapotú site. A VKI normatív definiciója szerint a biológiai elemek leírására figyelembe kell venni azok közösségeinek az összetételi, abundancia és diverzitási viszonyait, valamint a zavarásra érzékenyen és kevésbé érzékenyen reagáló taxonok arányát, ezen jellemzők számban kifejezett értékét hívjuk metrikának. A nuktimetrikus indexek alklamazásával megfelelően írhatók le különböző ökológiai állapotok. Ezen multimetrikus indexeket ma már rutinszerűen alkalamzzák a vízgazdálkodási folymaatokban. A hazai tavakta kifejlesztett multimetrikus index neve Hungarian Multimetric Macroinvertebrate Index for Lakes, mnelynek rövidítése a HMMI_lakes, azaz Magyar Makroszkopikus Vízi gerinctelen Multimetrikus Index Tavak. Az index habitat degradáció, szerves anyag szennyezés és a vízinövényzet változást , mint stresszorokra érzékeny. A referencia állapot hiánya miatt Interkalibrációs adatbázisból származó benchmark siteok volt a viszonyítási alap. A referencia kritériumok az alábbiak voltak: - szennyező pontforrások hiánya a vízgyűjtőn - a litorális zónában a amkrofiton zonáció megléte - a partvonal természetes állapota, a mesterséges vagy módosított partvonalszakasz nem jelentős -nincs jelentős igénybevétel, használat (úszás, hotgászat) - nincs jelentős halászat az egyesített stresszor értékek < 1.5, azaza minimális haászati hasznosítás átlagos TP a vegetációs periódusban < 115 µgl-1 átlagos TN a vegetációs periódusban < 1550 µgl-1 átlagos COD a vegetációs periódusban < 32 mgl-1

HMMI_lakes

Kiváló

Családszám Shannon-Wiener diverzitás Index mz_bmwp_hu_i

Jó

Közepes

Egyenlet

24

18

10

6

y = 0,0318x + 0,039

3,12 82

2,92

2,29

55

34

1,18 12

y = 0,2814x - 0,1698 y= 0,0086x + 0,1052

HMMI _ lake = eq. 3.

Gyenge

EQR family + EQRdiversity + EQRBMWP 3

27 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT A stresszor-specifikusság

HMMI_lake Összes foszfor vs. Tó EQR

7500 5000

Összes foszfor (ug L-1)

2500

750 500

Jó Kiváló

250

75 50 25

0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

EQR

110

TO:Nátrium százalék: r2 = 0.2495

100 90

Nátrium százalék (%)

80 70 60 50 40 30 20 10 0 0.0

0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

EQR

Az így kidolgozott tavas index érzékeny a vezetőképesség változására és arra negatívan reagál így a szikes tavakban nem alkalmazható. A szikes tavak élőlény közösségük alapján is elkülönül.


6000

5000

Vezetőképesség

4000

3000

2000

1000

0 0.2

0.4

0.6

0.8

1.0

Median 25%-75% Non-Outlier Range

EQR

Tavi HM típusok NMDS ábrája a poligonok az azonos csoportba tartozó vizeket jelentik a makroszkopikus gerinctelen közösségek alapján

Referenciális Makroszkopikus közösség jellemzése

A referencia jellemezhető, melyben stabilan előfordulnak az alábbi fajok: Coleoptera: Dytiscus marginalis, Hydrophilus piceus, Noterus clavicornis Gastropoda: Bithynia tentaculata, Lymnea stagnalis, Planorbarius corneus ,Odonata: Coenanagrion puella, Lestes viridis, Libellula depressa,Minimális terhelés mellett is nagyszámban megfigyelhetőeka Heteroptera fajok, mint Corixa punctata, Hydrometra stagnorum, Ilyocoris cimicoides, Ranatra linearis. A fajdiverzitás értéke magas (Sannon-Wiener Diversity Index min. - 3,12). Érzékeny fajok jelenléte is kimutatható (BMWP – min. 82).

3.4 Az ökológiai állapot értékelések megbízhatóságának jellemzése A biológiai értékelések megbízhatóságát két értékkel jellemeztük. Az első érték az adatok megbízhatóságának nem-statisztikai megbízhatóságát jelzi (ICPDR javaslat alapján). Ennél négy ismérv alapján lett az érték kialakítva: a mintavétel és értékelés módja, az értékelő módszer interkalibrált-e vagy sem, ill. az alapján, hogy az értékelés az értékelt évek száma alapján megegyezike a VKI által elvárt gyakoriságokkal. Makroszkópikus gerinctelenek esetében a megbízhatóság az interkalibrált viztipusokban 3 -as értéket kap.

A statisztikai megbízhatóság jelen esetben a precizitást jelenti, azaz azt, hogy milyen mértékben reprodukálható a minősítés eredménye. Ennek során a VKI elvárásainak megfelelően az adott víztér

29 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT esetén végzett több mérés alapján számolt EQR értékek konfidencia intervallumának felét adtuk meg.

A ROM (Risk of Misclassification) Hibás besorolás kockázata A hibás besorolás kockázatát a legfontosabb jó-közepes határérték közelében lévő víztesteken lévő mintavételek szórása alapján számolhatjuk. A számolás alapja a normál valószínűségi eloszlás. EQR Jó határértéke Aktuális EQR EQR Jó állapotú helyeken mért szórás Annak valószínűsége hogy gyengébb mint jó állapotú Annak valószínűsége hogy jó állapotú

0.60 0.67 0.06 12.16 87.83

30 MTA ÖKOLÓGIAI KUTATÓKÖZPONT Irodalomjegyzék

G. Várbíró - Cs. Deák - G. Borics - E. Krasznai: Current issues in ecological water qualification: Developing multimetric macroinvertebrate index on lowland, small and medium sized watercourses a case study Acta Biologica Debrecina Supplementum Oecologica Hungarica 21., 254 pp. Várbíró, G. - Fekete, O. - Ortmann-Ajkai, A. - Ficsor, M. - Cser, B. - Kovács, K. - Kiss, G. - Czirok, A. Horvai, V. - Deák, Cs.: Developing a multimetric macroinvertebrate index on mountainous, small and medium sized water bodies Acta Biologica Debrecina, Supplementum Oecologica Hungarica 26., 220 pp. Hering, D., O. Moog, L. Sandin & P.F.M. Verdonschot, 2004. Overview and application of the AQEM assessment system. Hydrobiologia 516: 1-20. Moog, O., 1995. Fauna Aquatica Austriaca. Wassewirtschaftskataster, Bundesministerium für Landund Fortwirtschaft, Wien. • AQEM Consortium, 2006 AQEM Consortium ASTERICS: AQEM/STAR Ecological river classification system, Version, 4.0.2 (2006)

Vízgyűjtő-gazdálkodási Terv A Duna-vízgyűjtő magyarországi része háttéranyag: A felszíni vizek biológiai állapotértékelési rendszere

Recommend Documents