UNIVERSITEIT GENT FACULTEIT DIERGENEESKUNDE. Academiejaar LONGWORMINFECTIES BIJ HOND EN KAT IN EUROPA. door

UNIVERSITEIT GENT

FACULTEIT DIERGENEESKUNDE

Academiejaar 2011-2012

LONGWORMINFECTIES BIJ HOND EN KAT IN EUROPA

door Nicole SMITS

Promotor: Prof. dr. E. Claerebout

Literatuurstudie in het kader van de Masterproef

UNIVERSITEIT GENT

FACULTEIT DIERGENEESKUNDE

Academiejaar 2011-2012

LONGWORMINFECTIES BIJ HOND EN KAT IN EUROPA

door Nicole SMITS

Promotor: Prof. dr. E. Claerebout

Literatuurstudie in het kader van de Masterproef

De auteur en de promotor(en) geven de toelating deze studie als geheel voor consultatie beschikbaar te stellen voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van gegevens uit deze studie. Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze studie berust bij de promotor(en). Het auteursrecht beperkt zich tot de wijze waarop de auteur problematiek van het onderwerp heeft benaderd en neergeschreven. De auteur respecteert daarbij het oorspronkelijke auteursrecht van de individueel geciteerde studies en eventueel bijbehorende documentatie, zoals tabellen en figuren. De auteur en de promotor(en) zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze studie geciteerd en beschreven zijn.

VOORWOORD Graag wil ik de mensen bedanken, die het voor mij mogelijk hebben gemaakt om deze masterproef goed af te ronden. In het bijzonder wil ik Prof. dr. E. Claerebout bedanken dat hij mij de mogelijkheid heeft gegeven om mijn voorgedragen onderwerp uit te voeren. Ook wil ik hem bedanken voor al zijn professionele begeleiding en feedback. Tot slot zou ik mijn familie en vrienden willen bedanken voor alle steun en liefde, die ze me tijdens het maken van de masterproef hebben gegeven.

INHOUDSOPGAVE VOORWOORD INHOUDSOPGAVE SAMENVATTING .................................................................................................................................... 1 INTRODUCTIE ........................................................................................................................................ 2 LITERATUURSTUDIE ............................................................................................................................. 4 1.

TAXONOMIE ................................................................................................................................... 4

2.

EPIDEMIOLOGIE ............................................................................................................................ 6 2.1.

Levenscyclus, transmissie, leeftijdsdistributie en risicofactoren ............................................. 6

2.1.1.

Longwormen bij de kat .................................................................................................... 6

2.1.2.

Longwormen bij de hond en kat ...................................................................................... 8

2.1.3.

Longwormen bij de hond ................................................................................................. 9

2.1.3.1. Crenosoma vulpis ........................................................................................................... 9 2.1.3.2. Filaroides spp. .............................................................................................................. 10 2.2. 3.

4.

5.

Prevalenties en verspreidingsgebied..................................................................................... 12

PATHOGENESE EN KLINISCH BELANG .................................................................................... 14 3.1.

Longwormen bij de kat .......................................................................................................... 14

3.2.

Longwormen bij de hond en kat ............................................................................................ 15

3.3.

Longwormen bij de hond ....................................................................................................... 15

3.3.1.

Crenosoma vulpis .......................................................................................................... 15

3.3.2.

Filaroides spp. ............................................................................................................... 16

DIAGNOSE .................................................................................................................................... 17 4.1.

Longwormen bij de kat .......................................................................................................... 17

4.2.

Longwormen bij de hond en kat ............................................................................................ 19

4.3.

Longwormen bij de hond ....................................................................................................... 19

4.3.1.

Crenosoma vulpis .......................................................................................................... 19

4.3.2.

Filaroides spp. ............................................................................................................... 20

BEHANDELING EN PREVENTIE ................................................................................................. 21 5.1.

Longwormen bij de kat .......................................................................................................... 21

5.2.

Longwormen bij de hond en kat ............................................................................................ 22

5.3.

Longwormen bij de hond ....................................................................................................... 22

5.3.1.

Crenosoma vulpis .......................................................................................................... 22

5.3.2.

Filaroides spp. ............................................................................................................... 23

DISCUSSIE ........................................................................................................................................... 24 REFERENTIELIJST .............................................................................................................................. 26

SAMENVATTING In verschillende Europese landen is het aantal longworminfecties bij de hond en de kat de laatste jaren toegenomen. Aelurostrongylus abstrusus komt het meest voor bij de kat en de prevalentie in Europa varieert van 1% tot 24,4%. Capillaria aerophila komt in mindere mate voor bij de hond en de kat en is een zoönose. Bij de hond komen ook Crenosoma vulpis, Filaroides osleri en F. hirthi voor, maar niet in dezelfde mate als A. abstrusus bij de kat. Longworminfecties kunnen zowel asymptomatisch als klinisch voorkomen, en kunnen zelfs een fatale afloop hebben. Aan de hand van klinische symptomen alleen zijn longworminfecties niet te diagnosticeren, want de symptomen zijn hetzelfde als die van andere respiratorische ziekten. F. osleri veroorzaakt nodules ter hoogte van de tracheale bifurcatie, die bij een zware infectie te zien zijn met een bronchoscoop. Longworminfecties vertonen aspecifieke radiografische en hematologische bevindingen, waardoor vaak ook geen definitieve diagnose kan gesteld worden. De Baermann techniek voor het aantonen van larven in fecesmonsters, is de gouden standaard methode om A. abstrusus en C. vulpis infecties te bevestigen, maar wordt zelden in de praktijk gebruikt. Voor F. osleri en F. hirthi is de sedimentatie-flotatie techniek met zinksulfaat oplossing de beste diagnostische methode, vanwege het feit dat de larven lethargisch zijn en niet actief uit de feces migreren. Ook voor het aantonen van Capillaria eieren wordt de sedimentatie-flotatie techniek gebruikt. De meeste longworminfecties zijn goed te behandelen met fenbendazole.

Key words: Europa- Hond- Kat- Longworminfecties

INTRODUCTIE Verschillende wormsoorten bij de hond en de kat hebben larvale stadia die door de longen migreren en hierbij eventueel schade kunnen veroorzaken. Bij de kat komen onder andere Toxocara cati en Toxascaris leonina voor. T. cati penetreert de intestinale mucosa en migreert via de lever naar de longen (Taylor et al., 2007). De larven worden opgehoest en doorgeslikt, zodat ze weer in het intestinaal kanaal terecht komen, waar de larven ontwikkelen tot ei producerende adulten (Kahn, 2010). Bij T. leonina ontbreekt de extra-intestinale migratie, maar bij een massale infestatie van T. leonina kunnen de larven toch naar de longen, lever, pancreas, buikholte, mesenteriale lymfeklieren en spieren migreren. In deze organen zullen de larven van T. leonina vervellen, maar er zal geen verdere ontwikkeling plaatsvinden (Parsons, 1987). Toxocara canis en ook T. leonina komen voor bij de hond. T. canis migreert vanuit het intestinaal kanaal via de lever en bloedbaan naar de longen en daar vervelt de parasiet voor de tweede keer. De larven migreren, net als bij T. cati, via de trachea terug naar het intestinaal kanaal. De volwassen wormen van T. canis, T. cati en T. leonina hebben allen als predilectieplaats de dunne darm (Taylor et al., 2007). Angiostrongylus vasorum en Dirofilaria immitis zijn hartwormen bij de hond en de vos. D. immitis komt occasioneel ook voor bij de kat en wordt zelden bij de mens gezien (Taylor et al., 2007). A. vasorum heeft een predilectieplaats voor het rechter ventrikel en de arteria pulmonalis (Chapman et al., 2004; Taylor et al., 2007) en D. immitis heeft als predilectieplaats het rechter ventrikel, het rechter atrium, de arteria pulmonalis en de vena cava caudalis (Taylor et al., 2007). Onder andere Ash (1970), Traversa en Guglielmini (2008) en Taubert et al. (2009) hebben in hun wetenschappelijke artikelen A. vasorum besproken onder de longwormen, die infecties in de longen veroorzaken, terwijl deze worm vaker bij de parasieten, die letsels veroorzaken in het cardio-vasculair systeem, worden besproken. In deze studie gaan we ons echter beperken tot de “echte” longwormen bij de hond en de kat in Europa, die een predilectieplaats hebben voor het respiratoir systeem. Volgens Taylor et al. (2007) zijn er vijf nematoden bij de hond en kat in Europa met een predilectieplaats voor het respiratoir systeem, namelijk Aelurostrongylus abstrusus (kattenlongworm) bij de kat, Capillaria aerophila (Eucoleus aerophila) bij kat en hond, Crenosoma vulpis (vossenlongworm) bij de hond, Filaroides osleri (Oslerus osleri) bij de hond en Filaroides hirthi (hondenlongworm) bij de hond. Het aantal longworminfecties bij de hond en de kat is de laatste jaren toegenomen in verschillende Europese landen. De precieze reden voor deze toename is onbekend, maar verschillende factoren kunnen hierbij een rol spelen, zoals onder andere de klimaatveranderingen, de verplaatsingen van dierenpopulaties en seizoensgebonden veranderingen in de populatie van de vector (Traversa et al., 2010; Di Cesare et al., 2011). Vroeger werden gevallen van longworminfecties vaak verkeerd gediagnosticeerd, onder andere door het ontbreken van de kennis over de longwormen. Een infectie met C. vulpis werd bijvoorbeeld symptomatisch behandeld voor een allergische respiratoire aandoening en klinisch ging het dier erop vooruit. De clinicus zal dus geen reden hebben om te denken dat er een verkeerde diagnose is gesteld (Traversa et al., 2010). Ook kunnen op CT-scan laesies in de longen, veroorzaakt door een longworm, aangezien worden voor longkanker (Lalošević

2

et al., 2008; Traversa et al., 2010). Longwormen bij de hond en de kat in Europa hebben dus duidelijk een toenemend belang gekregen in de diergeneeskunde. Het is daarom ook belangrijk dat de dierenartsen op de hoogte zijn van longworminfecties en hun ontwikkelingen (Traversa et al., 2009a, 2010). Veel recente studies over longworminfecties zijn gericht op de epidemiologie, controle en distributie van longwormen. Met name de biologie, de pathologie en de diagnose van de longwormen mag nog wel wat meer opgehelderd worden (Traversa et al., 2010).

3

LITERATUURSTUDIE 1. TAXONOMIE Chilton et al. (2006) hebben in hun studie een polygene fylogenetische analyse uitgevoerd van vertegenwoordigers van de vier suborders en zeven superfamilies van de orde Strongylida. Bij deze analyse hebben ze gebruik gemaakt van sequentie data van de 18S en 28S ribosomaal RNA genen. De resultaten van deze studie laten zien dat de Strongylida een monofyletische assemblage is. We zien dat de predilectieplaats van de adulte nematoden en het gastheer type de evolutionaire origine reflecteert van de verschillende taxonomische groepen binnen de Strongylida (Chilton et al., 2006).

Figuur 1: De fylogenetische boom van de orde Strongylida, die van de 18S rRNA gen sequenties is afgeleid. Symbolen: Levenscyclus:■, direct; □, indirect; ∆, direct, maar de worm heeft wel de mogelijkheid om een paratenische gastheer te gebruiken en *, L3 larven die de mogelijkheid hebben om de huid of gastheer te penetreren. Predilectieplaats: P, pulmonair systeem; GI, gastro-intestinaal kanaal; N, nasale sinussen; R, perirenaal weefsel en M, spieren. (Uit Chilton et al., 2006)

4

De fylogenetische verwantschap van verschillende species van de Strongylida, die van de 18S RNA gen sequentie is afgeleid, wordt getoond in Figuur 1. De L1 larven van veel verschillende species binnen de Metastrongylina hebben landslakken of regenwormen nodig als intermediaire gastheer om tot de infectieuze L3 larven te kunnen ontwikkelen (Anderson, 2000). Een uitzondering op de regel is O. osleri, die als enige species van de Metastrongylina, een directe levenscyclus heeft. Men suggereert dat deze directe levenscyclus van de indirecte levenscyclus is afgeleid (Chilton et al., 2006).

Figuur 2: De fylogenetische boom van de Strongylida, die van de 18S en 28S rRNA sequentie data zijn afgeleid. Symbolen: Levenscyclus:■, direct; □, indirect; ∆, direct, maar hij heeft wel de mogelijkheid om een paratenische gastheer te gebruiken en *, L3 larven die de mogelijkheid hebben om de huid of gastheer te penetreren. Predilectieplaats: P, pulmonair systeem; GI, gastro-intestinaal kanaal en R, perirenaal weefsel. (Uit Chilton et al., 2006)

Figuur 2 toont dat de Metastrongylina een aparte specifieke tak in de fylogenetische boom van de Strongylida inneemt. Ze hebben als predilectieplaats vooral het respiratoir systeem. Deze studie toont aan dat de Metastrongylina gemeenschappelijke voorouders hebben en er is dus een genetische verwantschap tussen de longwormen, die onder de Metastrongylina vallen (Chilton et al., 2006).

5

Aelurostrongylus

Capillaria

Crenosoma vulpis

Filaroides osleri

Filaroides hirthi

abstrusus

aerophila

Phylum

Nemathelminthes

Nemathelminthes

Nemathelminthes

Nemathelminthes

Nemathelminthes

Klasse

Nematoda

Nematoda

Nematoda

Nematoda

Nematoda

Subklasse

Secernentea *

Aphasmidia*

Secernentea *

Secernentea *

Secernentea *

(Plasmidia)

(Plasmidia)

(Plasmidia)

(Plasmidia) Orde

Strongylida*

Enoplida*

Strongylida*

Strongylida*

Strongylida*

Superfamilie

Metastrongyloidea

Trichuroidea

Metastrongyloidea

Metastrongyloidea

Metastrongyloidea

Familie

Angiostrongylidae

Capillariidae*

Crenosomatidae*

Filaroididae*

Filaroididae*

Genus

Aelurostrongylus

Capillaria

Crenosoma

Filaroides

Filaroides

Species

Aelurostrongylus

Capillaria

Crenosoma vulpis

Filaroides osleri

Filaroides hirthi

abstrusus

aerophila

(Oslerus osleri)

Tabel 1: De taxonomie van de vijf longwormen die in Europa voorkomen. (Uit Soulsby*, 1982 en Taylor et al., 2007)

Uit Tabel 1 kunnen we concluderen dat alle longwormen van de kat en de hond in Europa onder de subklasse Secernentea vallen, met uitzondering van C. aerophila, die onder de subklasse Aphasmidia valt. A. abstrusus, C. vulpis, O. osleri en F. hirthi vallen onder dezelfde orde (Strongylida) en superfamilie (Metastrongyloidea). Wanneer we naar de familie van de longwormen kijken, zien we dat er een duidelijk splitsing ontstaat. C. vulpis valt onder de Crenosomatidae, A. abstrusus onder de Angiostrongylidae (Chilton et al., 2006) en de laatste twee longwormen (F. osleri en F. hirthi) onder de Filaroididae.

2.

EPIDEMIOLOGIE

2.1. Levenscyclus, transmissie, leeftijdsdistributie en risicofactoren 2.1.1. Longwormen bij de kat De indirecte levenscyclus van A. abstrusus bij de kat wordt getoond in Figuur 3. Er is een intermediaire gastheer nodig om de longworm haar levenscyclus af te laten maken. De intermediaire gastheer van A. abstrusus bij de kat is een landslak (naaktslakken of huisjesslakken) (Pennisi et al., 1995; Taylor et al., 2007). Hieronder vallen onder andere Epiphragmophora spp., Agriolimax spp., Helminthoglypta spp., Biomphalaria glabrata, Cepaea spp. en Helix aspersa (Bourdeau, 1993; Pennisi et al., 1995). De mannelijke volwassen worm van A. abstrusus heeft een lengte van 4-7 mm en de vrouwelijke worm is 9-10 mm lang (Soulsby, 1965; Levine, 1980; Pennisi et al., 1995; Schnieder, 2006). De wormen hebben een diameter van 50-80 µm (Euzeby, 1981a; Bourdeau, 1993). Ze leven in de terminale respiratoire bronchiolen en de alveolaire ruimten (Mackerras, 1957; Hamilton, 1963; Stockdale, 1970; Pennisi et al., 1995). Na ongeveer een maand gaan de volwassen wormen eieren

6

produceren, die in de alveolaire kanalen en alveoli ontwikkelen tot L1 larven (Hobmaier en Hobmaier, 1935; Pennisi et al., 1995). L1 larven van A. abstrusus zijn 360-400 µm lang en hebben een diameter van 15 µm (Euzeby, 1981b; Bourdeau, 1993). Ze migreren actief van de terminale bronchiolen naar de bovenste luchtwegen en worden hierbij geholpen door het mucociliaire mechanisme. De L1 larven worden dan doorgeslikt en komen met de feces in de omgeving terecht (Taylor et al., 2007; PayoPuente et al., 2008).

Figuur 3: De levenscyclus van A. abstrusus bij de kat. (Uit Foreyt, 2001)

Pennisi et al. (1995) citeren uit Blaisdell (1952) dat L1 larven ongeveer vijf maanden kunnen overleven in een vochtige omgeving rijk aan organische materiaal. Binnen deze periode moeten de larven een intermediaire gastheer vinden en actief binnendringen. In de spieren van de voet van de intermediaire gastheer ondergaan de L1 larven twee vervellingen en ontwikkelen ze tot infectieuze L3 larven. De larven kunnen twee jaar in de intermediaire gastheer overleven en één slak kan tot 600 larven in zich dragen (Wright, 1985; Pennisi et al., 1995). De landslakken worden opgegeten door paratenische gastheren, waaronder knaagdieren, vogels, reptielen en amfibieën (Hamilton, 1963; Pennisi et al., 1995; Taylor et al., 2007). De kat (eindgastheer) wordt geïnfecteerd met A. abstrusus door een met L3 larven besmette intermediaire gastheer of paratenische gastheer te consumeren (Scott, 1972; Lautenslager, 1976; Barrs et al., 1999). Wanneer we experimenteel een besmette slak aan een kat toedienen, zullen we zien dat dit een emetisch effect geeft (Wright, 1985; Pennisi et al., 1995). De kat wordt dus frequenter geïnfecteerd door het consumeren van een besmette paratenische gastheer dan door het opeten van een intermediaire gastheer. Pennisi et al. (1995) citeren uit Clinton et al. (1976) dat het lijkt dat de overdracht van infectie door de placenta of melk kan gebeuren en dit is waargenomen bij een kitten van negen weken oud. Via het bloed en de lymfatische stroom zullen de vrijgekomen L3 larven vanuit het intestinaal kanaal naar de longen migreren. A. abstrusus larven kunnen 24 uur na opname teruggevonden worden in de longen en na vier tot zes dagen bereiken ze het L5 stadium (Wright, 1985; Pennisi et al., 1995). Vijf tot zes weken na infectie van de kat verschijnen de L1 larven in de feces (Bowman en Lynn, 1995).

7

Het voorkomen van A. abstrusus bij katten is sterk afhankelijk van de levenswijze van de katten. Zwerfkatten en katten die buiten kunnen rondlopen hebben de mogelijkheid om prooien te vangen en hierbij is er ook een mogelijkheid dat de kat geïnfecteerd raakt met A. abstrusus. Katten die niet in aanraking komen met de paratenische gastheer of intermediaire gastheer, zullen niet worden besmet. Katten tussen de één en drie jaar oud lijken het meest te worden geïnfecteerd met A. abstrusus. Toch is de aandoening waargenomen bij katten van negen weken oud tot vijftien jaar. Er lijken geen bepaalde rassen of geslachten te zijn, die een predispositie hebben voor de longworminfectie (Pedersen, 1988; Pennisi et al., 1995). A. abstrusus is niet besmettelijk voor de hond. De L3 larven van A. abstrusus zullen in de hond naar het peritoneum migreren, maar daar zal de migratie eindigen. De larven zullen nooit het volwassen stadium bereiken (Soulsby, 1965; Pennisi et al., 1995).

2.1.2. Longwormen bij de hond en kat C. aerophila kan een directe levenscyclus bij de hond en de kat hebben, maar ook een indirecte levenscyclus, waarbij de regenworm als facultatieve intermediaire gastheer kan dienen (Bowman en Lynn, 1995; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008; Traversa et al., 2009a, 2010). De eindgastheren van C. aerophila zijn vossen en marterachtigen. Af en toe komt het ook voor bij honden, katten en mensen (Taylor et al., 2007). Wanneer we met de directe levenscyclus van C. aerophila (Figuur 4) te maken hebben, worden de geëmbryoneerde eieren rechtstreeks opgenomen door de eindgastheer via het voedsel of het water (Kahn, 2010). De eieren zullen openbreken tijdens de passage in het intestinaal kanaal (Taylor et al., 2007; Traversa et al., 2009a) en de larven penetreren de dunne darm. Ze migreren via het bloed en de lymfatische stroom naar de luchtwegen, waar ze de mucosa binnendringen (Anderson, 2000; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008). Deze migratie naar de longen duurt ongeveer zeven tot tien dagen (Morgan en Hawkins, 1949).

Figuur 4: De levenscyclus van C. aerophila bij de hond of kat. (Uit Foreyt, 2001)

8

Bij de indirecte levenscyclus van C. aerophila worden de eieren opgenomen door de regenworm en hierin zullen ze zich ontwikkelen tot infectieuze larven. Deze infectieuze larven worden opgenomen door de eindgastheer door het consumeren van een geïnfecteerde regenworm. Na opname van de infectieuze larven penetreren ze de dunne darm, waarna ze ook met het bloed en de lymfatische stroom naar de luchtwegen migreren (Anderson, 2000; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008). In de longen zullen de larven zich binnen drie tot zes weken na infectie ontwikkelen tot volwassen wormen (Anderson, 2000; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008; Traversa et al., 2009a). Mannelijke volwassen wormen zijn ongeveer 24,5 mm lang en vrouwelijke wormen zijn ongeveer 32 mm (Morgan en Hawkins, 1949; Taylor et al., 2007). De volwassen wormen leven ingebed in het epithelium van de bronchiolen, bronchen en trachea van de eindgastheer (Ettinger en Feldman, 2005; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008; Traversa et al., 2009a). Occasioneel komen ze voor in de nasale wegen of frontale sinussen (Taylor et al., 2007). Volwassen wormen produceren eieren in de longen en de eieren worden opgehoest. Ze worden dan doorgeslikt door de eindgastheer en uitgescheiden met de feces in de omgeving (Morgan en Hawkins, 1949). Het duurt 30 tot 45 dagen voordat de eieren het infectieus stadium bereiken (Taylor et al., 2007; Traversa et al., 2009a) en ze kunnen maandenlang overleven in de omgeving onder optimale omstandigheden (Morgan en Hawkins, 1949; Taylor et al., 2007). C. aerophila is vooral een probleem bij vossen, die samen gehouden worden voor de productie van bont. Vossen jonger dan achttien maanden vertonen de aandoening het meest (Taylor et al., 2007) en de infectie komt vooral voor in onhygiënische vochtige vossen- en hondenkennels (Soulsby, 1965). Volgens Barrs et al. (2000) wordt de kat gevoeliger voor respiratorische infecties, waaronder C. aerophila, door immunosuppressie, veroorzaakt door FIV infecties.

2.1.3. Longwormen bij de hond 2.1.3.1. Crenosoma vulpis C. vulpis is ovo-vivipaar en heeft een indirecte levenscyclus. In Figuur 5 zien we dat de L1 larven in de omgeving terecht komen via de feces. In de omgeving proberen ze de voet van de intermediaire gastheer te penetreren. De intermediaire gastheer is, net als bij A. abstrusus, een landslak (Morgan en Hawkins, 1949; Taylor et al., 2007). Hieronder vallen de huisjesslakken en de naaktslakken, zoals Helix pomatia, Cepea hortensis, C. nemoralis en Arianta arbustorum, Agriolomax agresti, Arion circumscriptus en A. hortensis. De L1 larven ontwikkelen zich in de landslak binnen 15 tot 20 dagen tot infectieuze L3 larven (Soulsby, 1965). De eindgastheer van C. vulpis is de vos, maar ook de hond, de das, de wasbeer, de veelvraat en de wolf kan geïnfecteerd raken met C. vulpis. Ook zijn infecties met C. vulpis bij de zwarte beer waargenomen (Morgan en Hawkins, 1949). De eindgastheer zal de landslakken opeten en de L3 larven komen vrij bij de digestie. Ze migreren via lymfeklieren en de hepatische circulatie naar de longen (Taylor et al., 2007). De larven ontwikkelen zich in de longen tot volwassen wormen in 21 dagen (Morgan en Hawkins, 1949; Soulsby, 1965; Taylor et al., 2007). De volwassen wormen van C. vulpis leven in de trachea, bronchen en bronchiolen (Bihr en Conboy, 1999; Taylor et al., 2007; Taubert et al., 2009). De mannelijke wormen zijn 3,5-8 mm lang en de vrouwelijke

9

wormen zijn 12-15 mm (Morgan en Hawkins, 1949; Levine, 1980; Schnieder, 2006; Taylor et al., 2007). De breedte van de mannelijke worm is 280-320 µm en de vrouwelijke worm is 300-480 µm (Levine, 1980).

Figuur 5: De levencyclus van C. vulpis bij de hond. (Uit Foreyt, 2001)

Vooral jonge dieren zijn gevoelig voor C. vulpis infecties en ook hier komt het vaker voor bij honden gehouden in kennels (Soulsby, 1965).

2.1.3.2. Filaroides spp. In de superfamilie Metastrongyloidea hebben enkel F. osleri en de sterk gerelateerde F. hirthi, een directe levenscyclus (Taylor et al., 2007). In Figuur 6 zien we de directe levenscyclus van Filaroides spp., waaronder F. osleri bij de hond valt. De mannelijke volwassen worm is 5 mm en de vrouwelijke worm is 9-15 mm lang (Morgan en Hawkins, 1949; Taylor et al., 2007). De volwassen wormen leven in de bronchen. De vrouwelijke worm is ovo-vivipaar en de meeste eieren komen uit in de trachea. Veel L1 larven worden opgehoest, doorgeslikt en worden samen met de feces uitgescheiden in de omgeving (Taylor et al., 2007). De L1 larven in de trachea zijn 237-267 µm en als de L1 larven worden uitgescheiden met de feces zijn ze 325-378 µm lang (Foreyt, 2001). L1 larven worden bij F. osleri ook uitgescheiden via het speeksel en ze zijn onmiddellijk infectieus voor de eindgastheer. Bij F. osleri worden vooral de pups besmet door de teef, die met haar L1 larven besmette speeksel, de pups likt (Outerbridge en Taylor, 1998; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008) of als de pup voeding eet, die besmet is met L1 larven (Soulsby, 1965). Volgens Dorrington (1968) is de transmissie niet transmammair. De eindgastheer van F. osleri zijn wilde en gedomesticeerde honden (Dunsmore en Spratt, 1979). De eerste vervelling van de L1 larven gebeurt in de dunne darm en deze L2 larven zullen dan via het bloed en de lymfatische stroom naar de longen migreren. In de alveoli en bronchen ontwikkelen de L2 larven tot L5 larven. De volwassen wormen migreren naar de bifurcatie van de trachea. F. osleri heeft een prepatente periode die varieert tussen de 10 en 18 weken (Dunsmore en Spratt, 1979; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008; Yao et al., 2011).

10

Figuur 6: De levenscyclus van Filaroides spp. bij de hond. (Naar Foreyt, 2001)

F. osleri wordt het meest waargenomen in kennels (Levitan et al., 1996; Ettinger en Feldman, 2005; Burgess et al., 2008), vooral in grote kennels met zowel teven als hun pups. Individuele gevallen worden echter ook regelmatig gezien (Soulsby, 1965). Volgens Yao et al. (2011) is er geen sekse - en raspredispositie. De meeste infecties komen voor in pups en jonge honden tot twee jaar oud. Er zijn maar twee gevallen gerapporteerd waarin de hond ouder was dan twee jaar. Het ging hier om twee honden van drie en vier jaar oud (Yao et al., 2011). Een hoge mortaliteit, veroorzaakt door een pneumonie of bronchitis samen met F. osleri, wordt ook waargenomen en dit komt vooral in kennels voor en onder specifieke rashonden (Dunsmore en Spratt, 1979), waaronder de Foxhound in Canada (Osler, 1877; Dorrington, 1968) en de Greyhound in Schotland (Urquhart et al., 1954). De levenscyclus van F. hirthi, wordt ook getoond in Figuur 6 en is, net als F. osleri, direct. De eindgastheer van F. hirthi is de hond en de predilectieplaats van de volwassen wormen zijn de longen (Taylor et al., 2007). De wormen leven in het longparenchym, de alveoli en soms in de terminale bronchiolen (Ettinger en Feldman, 2005; Burgess et al., 2008). De mannelijke worm is 2,3-3,2 mm en de vrouwelijke worm is 6,6-13 mm lang (Levine, 1980; Schnieder, 2006). De vrouwelijke wormen zijn ovo-vivipaar. De prepatente periode is veel korter dan bij F. osleri, namelijk 5 weken. F. hirthi wordt vooral uitgescheiden via de feces, maar er kan ook auto-reïnfectie optreden, waarbij de migratie naar de longen opnieuw plaatsvindt (Georgi et al., 1976; Bahnemann en Bauer, 1994). Ook wordt F. hirthi uitgescheiden via het speeksel, net als F. osleri, en hierbij worden de pups ook besmet door het speeksel van de teef (Outerbridge en Taylor, 1998; Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008). Als pups voeding eten, die besmet is met L1 larven van F. hirthi, kunnen ze ook geïnfecteerd raken (Soulsby, 1965). De transmissie is niet transmammair (Dorrington, 1968). F. hirthi infecteert vooral Beagles (Hirth en Hottendorf, 1973; Georgi et al., 1978; Beveridge et al., 1983; Genta en Schad, 1984; Spencer et al., 1985; Carrasco et al., 1997). Er worden ook gevallen van F. hirthi infecties gezien bij huishonden, waarbij de honden immunosuppressief zijn, door bijvoorbeeld een langdurige corticosteroïd behandeling (Craig et al., 1978; Pinckney et al. 1988;

11

Bourdeau en Ehm, 1992), een adrenale corticale carcinoma (Valentine en Georgi, 1987) of door stress na een operatieve ingreep (August et al., 1980).

2.2. Prevalenties en verspreidingsgebied Volgens Di Cesare et al. (2011) zijn longworminfecties opkomend in verschillende Europese landen. Ze verspreiden zich naar gebieden waar ze eerst niet voorkwamen. Er zijn een aantal hypotheses over verschillende factoren, die aan de grond kunnen liggen voor de recente stijging van de longworminfecties, waaronder klimaatveranderingen, verplaatsingen van dieren, dierenhandel, modificaties van de fenologie van de gastheren en seizoensgebonden veranderingen in de populatie van de vector (Traversa en Guglielmini, 2008; Traversa et al., 2010; Di Cesare et al., 2011). Land

Aa%

Cv%

Ca%

Italië

24,4

S

2,8(D)-5,5(C)

Frankrijk

S

-

-

Zwitserland

S

S

-

Spanje

1

-

1,3(C)*

Portugal

17,4

-

0,3(D)

Groot-Brittannië

S

S

-

Denemarken

S

1,4

-

Nederland

2,6

-

-

Ierland

S

S

-

Duitsland

0,7-6,5

0,9-6

0,2 (C,D)*

België

S

-

-

Noorwegen

S

-

-

Polen

S

-

-

Hongarije

S

-

-

Kroatië

0,38-22

-

-

Griekenland

S

-

-

Roemenië

5,6

-

3,1 (C)

Turkije

S

-

-

Tabel 2: De prevalentie waarden (%) van A. abstrusus (Aa), C. vulpis (Cv) en C. aerophilus (Ca) in verschillende Europese landen. Enkel sporadische gevallen bekend (S), katten (C) en honden (D). * betekent dat de nematode is geïdentificeerd als Capillaria spp. (Uit Traversa et al., 2010)

A. abstrusus is de meest voorkomende longworm bij de kat (Bowman en Lynn, 1995) en is op alle continenten waargenomen (Pennisi et al., 1995). Uit Tabel 2 en Figuur 7 blijkt dat A. abstrusus over heel Europa verspreid is gerapporteerd. De prevalenties van A. abstrusus in Europa variëren van 1% (Miró et al., 2004) tot 24,4% (Traversa et al., 2008b). Vanwege het verschil in bemonsterde gebieden en het verschil in aantallen en karakteristieken van de bemonsterde dieren kunnen we deze studies niet vergelijken volgens Payo-Puente et al. (2008). In de studie van Payo-Puente et al. (2008) hebben ze bijvoorbeeld gebruik gemaakt van zwerfkatten, die opgenomen waren in een dierenasiel en

12

zwerfkatten in de stad Porto. De bemonsterde groep bestond uit wilde en verlaten katten uit het noorden van Portugal met een straal van 80 km om de stad Porto. Alle 97 katten waren ouder dan twee maanden en de katten hadden geen contact meer met de paratenische gastheren. De bemonsterde dieren in de studie van Taubert et al. (2009) waren 4151 honden uit Denemarken en 958 honden en 231 katten uit Duitsland. Ze hadden allen symptomen van respiratorische en circulatorische ziekten en er was dus een vermoeden voor longworminfecties bij deze dieren. Volgens Tabel 2 en Figuur 7 is C. aerophila enkel bij honden in Duitsland en Italië gesignaleerd en bij katten is C. aerophila in Duitsland, Italië, Spanje en Roemenië gerapporteerd. Er zijn weinig C. vulpis infecties bij de hond waargenomen in Europa. In Duitsland (Barutzki en Schaper, 2003; Epe et al., 2004), Denemarken (Taubert et al. 2009), Italië (Rinaldi et al., 2007), Zwitserland (Unterer et al., 2002), Groot-Brittannië (McGarry et al., 1995) en Ierland (Reilly et al., 2000) zijn C. vulpis infecties gerapporteerd. In Tabel 2 zien we dat het vaak maar om een enkel geval van infectie gaat.

Figuur 7: Toont waar C. aerophila, A. abstrusus en C. vulpis in Europa gerapporteerd zijn. (Afkomstig van Traversa et al., 2010)

Volgens Yao et al., 2011 worden infecties met F. osleri in de gedomesticeerde hond als zeldzaam beschouwd. Er zijn gevallen bekend in Groot-Brittannië (Darke, 1976; Brownlie, 1990), Nederland (Boersema et al., 1989), Frankrijk (Bourdoiseau et al., 1994), Duitsland (Schuster en Hamann, 1993; Bourdoiseau et al., 1994) en België (E. Claerebout, persoonlijke communicatie, 2012). In Frankrijk zijn de meeste gevallen van honden geïnfecteerd met F. osleri bekend. In één studie waren 29 van de 66 honden geïnfecteerd met F. osleri (Bourdoiseau et al., 1994). Daarna komen de meeste gevallen voor

13

in Groot-Brittannië, namelijk 28 honden geïnfecteerd met F. osleri in twee studies (Darke, 1976; Brownlie, 1990).

Respiratorische infecties met F. hirthi komen relatief weinig voor (Burgess et al., 2008). F. hirthi is voor het eerst in Europa in een Beagle in Engeland waargenomen (Spencer et al., 1985; Bahnemann en Bauer, 1994). Er zijn verschillende gevallen van subklinische infecties van F. hirthi in Beagle groepen gevonden bij onderzoekslaboratoria in Duitsland (Bahnemann en Bauer, 1994) en Groot-Brittannië (Spencer et al., 1985). Verder zijn er sporadische gevallen van klinisch zieke honden gerapporteerd in Groot-Brittannië (Crawford, 2000), Ierland (Torgerson et al., 1997) en Spanje (Carrasco et al., 1997).

3.

PATHOGENESE EN KLINISCH BELANG

3.1. Longwormen bij de kat A. abstrusus heeft een lage pathogeniciteit. De meeste infecties met A. abstrusus worden incidenteel bij postmortale onderzoeken gevonden als multipele, kleine, verheven, grijze subpleurale foci of als grotere (tot 1 cm in diameter) nodules, die kunnen versmelten tot verharde gebieden in de longen. De nodules bevatten wormen en weefseldebris. Formatie tot granuloma’s kan gebeuren als de alveoli door de eieren, larven, wormen en cellulaire aggregaties geblokkeerd worden. Hypertrofie en hyperplasie van de spieren kunnen de bronchiolen, alveolaire kanalen en de media van de pulmonaire arteries irreversibel aantasten, wat een typische verandering is van A. abstrusus. Een witte vloeistof kan in de pleurale holtes gevonden worden bij zware infecties (Taylor et al., 2007). De symptomen van A. abstrusus bij de kat kunnen behoorlijk variëren. Er zijn verschillende gradaties van infecties en deze zijn afhankelijk van de lokalisatie, de infectiedruk en gastheer gerelateerde factoren, zoals de immuunrespons, de leeftijd en de aanwezigheid van andere ziekten (Conboy, 2009; Traversa et al., 2010; Di Cesare et al., 2011). A. abstrusus bij de kat kan asymptomatisch of klinisch verlopen (Scott, 1972; Lautenslager, 1976; Payo-Puente et al., 2005; Traversa et al., 2008b, 2010; Di Cesare et al., 2011). Een milde vorm van infectie kan zelflimiterend zijn en binnen een week zullen geleidelijk de respiratoire symptomen verdwijnen. Dit is vaak het geval bij volwassen katten en bij katten, waarin de besmettingsdruk van A. abstrusus laag is (Lautenslager, 1976; Traversa et al., 2010). Wanneer er klinische symptomen aanwezig zijn, komt dit door de inflammatoire reactie op het uitkomen van de eieren bij de volwassen vrouwelijke wormen en de migratie van de L1 larven. De L1 larven zullen omhoog migreren in de bronchen en hierbij veroorzaken ze laesies in de lokale arteries, de bronchiolen en de alveoli (Naylor et al., 1984; Traversa et al., 2008b, 2010). De klinische symptomen, die kunnen voorkomen bij een kat geïnfecteerd met A. abstrusus, zijn milde ademhalingsproblemen, dyspnee, niezen, een milde tot intense hoest (droog of productief), mucopurulente neusvloei, open mond abdominale ademhaling, hydrothorax en zelfs sterfte. Dit wordt het meest gezien in jonge, verzwakte en immunosuppressieve dieren (Hamilton, 1963; Stockdale, 1970; Scott, 1972; Ribeiro en Lima, 2001; Tüzer et al., 2002; Traversa et al., 2008b, 2010; Di Cesare et al., 2011). Volgens Pennisi et al. (1995) kunnen de symptomen duidelijker worden na inspanning of

14

handeling (Scott, 1972; Pedersen, 1988). Gewichtsverlies, lethargie en depressie kunnen ook voorkomen (Hamilton, 1963; Grandi et al., 2005; Traversa et al, 2008b). Bij katten, die experimenteel geïnfecteerd met A. abstrusus waren, verschenen de ergste symptomen 6 tot 12 weken na infectie. Dit is wanneer de uitscheiding van de eieren maximaal is (Taylor et al., 2007).

3.2. Longwormen bij de hond en kat Volgens Taylor et al. (2007) kan C. aerophila bij de kat tot verhoogde secreties in de longen leiden door irritatie van de respiratoire mucosa. Soms kan emfyseem en constrictie van de luchtwegen optreden. Bronchopneumonie, met occasioneel abcesvorming in het longweefsel, wordt geïnduceerd bij zware infecties. Een milde catarrale inflammatie kan veroorzaakt worden door een milde infectie en een zware irritatie en obstructie van de luchtwegen kan worden veroorzaakt door een zware infectie. De meeste respiratorische infecties, veroorzaakt door C. aerophila, zijn subklinisch (Ettinger en Feldman, 2005; Burgess et al., 2008). Wanneer de infectie met C. aerophila klinisch wordt, wordt deze vaak gekarakteriseerd door een chronische bronchitis. De honden of katten kunnen minimale respiratoire symptomen vertonen tot inflammatie, niezen, piepende geluiden en een droge chronische hoest. Een secundaire bacteriële infectie kan leiden tot een vochtige productieve hoest en kan verder ontwikkelen tot een bronchopneumonie en respiratoir falen. Bij zware infecties met C. aerophila kan door een bronchopneumonie of respiratoir falen de infectie uiteindelijk tot de dood leiden (Holmes en Kelly, 1973; Taylor et al., 2007; Burgess et al, 2008; Traversa et al., 2010). C. aerophila is een zoönose en kan humane capillariosis veroorzaken. Het wordt bij de mens gekarakteriseerd door dyspnee, koorts, hoesten, bronchitis, haemoptisis, mucoïde sputum en het kan letsels induceren die lijken op een bronchiaal carcinoom (Lalošević et al., 2008; Traversa et al., 2009a, 2010).

3.3. Longwormen bij de hond 3.3.1. Crenosoma vulpis Een bronchopneumonie ontstaat doordat C. vulpis de mucosa van de luchtwegen beschadigt. Verder ontstaan er occlusies in de kleinere bronchen en bronchiolen. Grijze verhardingen in de dorsale regio’s van de caudale lobben van de long worden vaak in honden geobserveerd bij zware laesies. Het veroorzaakt een catarrale, eosinofiele bronchitis en bronchiolitis (Taylor et al., 2007). C. vulpis infectie bij de hond wordt, net als bij C. aerophila, gekarakteriseerd door een bronchitis met een niet productieve hoest. Deze hoest kan worden uitgelokt door tracheale palpatie en kan gepaard gaan met kokhalzen (Cobb en Fisher, 1992; Shaw et al., 1996; Traversa et al., 2010). Naast hoesten komen ook niezen en nasale uitvloei voor en vaak zijn deze geassocieerd met tachypnee (Taylor et al., 2007). Zware infecties kunnen een mucoïde of mucopurulente uitvloei van de luchtwegen veroorzaken en de chronische hoest is dan productief. Een infectie met C. vulpis bij de hond heeft nog nooit een fatale afloop gehad (Conboy, 2009; Traversa et al., 2010).

15

3.3.2. Filaroides spp. Vooral in de buurt van de tracheale bifurcatie, maar ook in de trachea en in de aangrenzende bronchen, komen fibreuze nodules van 2 tot 20 mm voor, waarin de wormen van F. osleri liggen ingebed. F. osleri wordt zelden dieper in de longen teruggevonden. Ongeveer twee maanden na infectie verschijnen de eerste nodules. Deze nodules zien eruit als paars-grijzige granuloma’s en soms steken er gedeeltelijk wormen door het oppervlak heen. De nodules zijn stevig bevestigd aan de mucosa en hebben een fibreus karakter. Chronische tracheobronchitis kan worden veroorzaakt door een infectie met F. osleri (Taylor et al., 2007). Het aantal en de grootte van de nodules bepaalt de ernst van de klinische verschijnselen (Boersema et al., 1989). F. osleri is vaak subklinisch bij de hond en de typische nodules in de bronchen (Figuur 8) worden incidenteel op lijkschouwingen gevonden (Taylor et al., 2007).

Figuur 8: De fibrineuze nodules in de bronchen veroorzaakt door F. osleri. (Afkomstig van http://instruction.cvhs.okstate.edu/jcfox/htdocs/Disk1/Images/Img0051d.jpg)

Uitstekende grijswitte submucosale nodules in de buurt van de tracheale bifurcatie zijn typische letsels van F. osleri. Grote nodules bevatten adulte wormen en kleinere nodules immature wormen. Lokale lymfocytaire infiltratie en formatie van een dunne capsule worden uitgelokt door de levende wormen. Een vreemd voorwerp reactie met neutrofielen en een paar reuzencellen wordt uitgelokt door dode wormen (Taylor et al., 2007). Honden met klinische F. osleri infecties worden gepresenteerd met een chronische (milde tot erge) niet productieve hoest en ze hebben een piepende inspiratorische ademhaling, die erger zal worden bij inspanning (Outerbridge en Taylor, 1998; Ettinger en Feldman, 2005; Burgess et al., 2008). Infecties met F. hirthi verlopen bijna altijd asymptomatisch en worden alleen op postmortaal onderzoek teruggevonden (Taylor et al., 2007). Bij immunosuppressieve honden, jonge pups met een geschiedenis van stress en volwassen honden, die in een kennel hebben gezeten, komen wel klinische gevallen voor (Caro-Vadillo et al., 2005; Burgess et al., 2008). De laesies in de longen zijn zachte, kleine, grijze miliaire nodules. Deze nodules komen samen voor met wormen, die verspreid zijn door het subpleuraal weefsel en het longparenchym. Bij zwaar geïnfecteerde honden, waar experimenteel immunosupressieve medicijnen aan toegediend zijn, kunnen de nodules versmelten tot grijze massa’s. Bij zware infecties komt er soms hyperpnee voor (Taylor et al., 2007).

16

4.

DIAGNOSE

Het is zeer moeilijk om longworminfecties aan de hand van hun klinische symptomen te diagnosticeren in de praktijk, want ze hebben allemaal bijna of exact dezelfde klinische symptomen als andere respiratorische aandoeningen. Deze infecties vertonen bovendien aspecifieke radiografische en hematologische bevindingen (Traversa et al., 2010).

4.1. Longwormen bij de kat Een kat met langdurige ademhalingsproblemen en conditieverlies is verdacht van A. abstrusus infectie. De aanwezigheid van een eosinofilie heeft ook een diagnostische waarde (Hamilton, 1963). De longen presenteren granulomateuze letsels, die met name ontwikkelen in de caudale longvelden en superficiële zones van de long (Bourdeau, 1993). Op een radiografische foto zullen er toegenomen vasculaire en focale parenchymale verdichtingen zichtbaar zijn (Taylor et al., 2007). In Figuur 9 is een radiografie van de thorax te zien van een kat geïnfecteerd met A. abstrusus. Vooral de caudodorsale longvelden zijn aangetast.

Figuur 9: Een laterale (A) en een dorsoventrale (B) opname van de thorax van een zes maanden oude kat met A. abstrusus. Een interstitieel peribronchiaal patroon is te zien en vooral de caudodorsale longvelden (cirkels) zijn aangetast. (Afkomstig van Traversa en Guglielmini, 2008)

Om een A. abstrusus infectie bij de kat met zekerheid te diagnosticeren moeten de typische L1 larven gevonden worden. Figuur 10 toont de typische L1 larven van A. abstrusus, met subterminaal een dorsaal uitsteeksel op hun S-vormige staart. Herhaalde verse fecale onderzoeken met een direct uitstrijkje, centrifuge-sedimentatie-flotatie methode of Baermann techniek zijn nodig om de L1 larven te vinden. De Baermann techniek is de gouden standaard, maar wordt niet veel toegepast in de praktijk. De techniek heeft getrainde microscopisten nodig om de larven van A. abstrusus goed te differentiëren van andere species, kost veel tijd (12-24 uur) en er zijn veel vals negatieve resultaten, die voorkomen tijdens de prepatente infecties en door de intermitterende fecale larvale uitscheiding (Traversa en Guglielmini, 2008; Conboy, 2009; Traversa et al., 2010; Di Cesare et al., 2011). Herhaalde fecale onderzoeken zijn nodig om de sensitiviteit te verhogen (Traversa en Guglielmini, 2008; Conboy, 2009; Traversa et al., 2010). Probeer een vers staal met feces zo snel mogelijk te onderzoeken (Traversa et al., 2010).

17

Figuur 10: De L1 larven van A. abstrusus (A) met het typische S-vormige uiteinde met subterminaal een dorsaal uitsteeksel (zie cirkel) en een vergroting daarvan (B). (Uit Traversa et al., 2010)

Een direct uitstrijkje is goedkoop en makkelijk uit te voeren, maar het heeft een lage sensitiviteit door de inadequate steekproefomvang. Deze techniek zal enkel infecties bij katten detecteren, die grote aantallen L1 larven met de feces uitscheiden (Traversa en Guglielmini, 2008; Traversa et al., 2010). De fecale flotatiemethode heeft ook een lage sensitiviteit door problemen met de steekproefomvang en doordat de flotatiemedia de L1 larven kunnen beschadigen. De geconcentreerde zout- en suikeroplossingen kunnen osmotische schade induceren, waardoor de larven uitdrogen en moeilijker te identificeren zijn (Traversa en Guglielmini, 2008; Traversa et al., 2010). Zinksulfaat is het meest betrouwbare medium van de flotatiemethode om L1 larven mee te detecteren, maar dit medium zal alsnog 40 tot 90% van de positieve dieren missen (Conboy, 2004; Traversa et al., 2010). Een bijkomende bruikbare procedure kan onderzoek van een faryngeale swab zijn (Taylor et al., 2010). Moleculaire studies stappen over de limitaties van de conventionele methodes heen. Het DNA van A. abstrusus is te detecteren met PCR, die gebaseerd is op genetische merkers binnen het ribosomaal DNA. Het kan toegepast worden op feces en op een faryngeale swab. De PCR heeft een specificiteit van 100% en een sensitiviteit van 97% (Traversa et al., 2008a, 2010). De wormresten en typische L1 larven van A. abstrusus zijn ook op autopsie te zien als een stukje van het longoppervlak wordt afgesneden, geprepareerd en onder de microscoop wordt gelegd (Figuur 11) (Taylor et al., 2007).

Figuur 11: Eieren en larven van A. abstrusus in de alveoli van de kat (zie pijltjes). (Uit Gerdin et al., 2011)

18

4.2. Longwormen bij de hond en kat Het vinden van eieren in de feces of nasale uitvloei is indicatief voor een infectie met C. aerophila (Taylor et al., 2007). De centrifuge-sedimentatie-flotatie methode is in staat om de eieren van C. aerophila in de feces te vinden (Euzeby, 1981b; Taylor et al., 2007; Di Cesare et al., 2011). Zowel met de zinksulfaat als met de suikeroplossing als media testen ze positief, dus voor een getraind microscopist moet het makkelijk zijn om een C. aerophila infectie te diagnosticeren (Traversa et al., 2009a). De eieren van C. aerophila worden echter vaak verward met de eieren van Eucoleus boehmi (nasale capillariasis) en de eieren van Trichuris vulpis (Campbell, 1991; Burgess et al., 2008, Conboy, 2009; Traversa et al, 2010; Di Cesare et al., 2011). De eieren van E. boehmi zijn kleiner (50-60 µm lang en 30-35 µm breed) dan die van C. aerophila en ze hebben kleine putjes in het oppervlak. De eieren van T. vulpis zijn groter (70-80 µm lang en 30-35 µm breed) dan de eieren van C. aerophila, ze zijn niet asymmetrisch en ze hebben ringachtige verdikkingen op de basis van de bipolaire plugs. Verder hebben ze een glad oppervlak (Campbell, 1991; Burgess et al., 2008; Traversa et al., 2009a). In Figuur 12 zijn de eieren van C. aerophila en T. vulpis te zien. De eieren van C. aerophila (60-65 µm lang en 25-40 µm breed) hebben een vatachtige vorm met asymmetrische bipolaire mucoïde plugs. Verder hebben de eieren een dicht opeen gestreepte buitenkant met een netwerk van anastomose richeltjes (Barrs et al., 2000; Taylor et al., 2007; Di Cesare et al., 2011).

Figuur 12: Eieren van C. aerophila (A) en eieren van T. vulpis (B). (Uit Traversa et al., 2010)

4.3. Longwormen bij de hond 4.3.1. Crenosoma vulpis De Baermann techniek wordt geprefereerd als diagnostisch middel voor een infectie bij de hond met C. vulpis, omwille van dezelfde redenen als besproken bij A. abstrusus. In Figuur 13 zien we dat de L1 larven van C. vulpis een karakteristieke rechte staart hebben, waardoor ze onderscheiden worden van Filaroides spp. (Taylor et al., 2007; Burgess et al., 2008). Verder kan C. vulpis ook gediagnosticeerd worden door het directe uitstrijkje en de flotatiemethode, maar deze technieken hebben een lage sensitiviteit (Taylor et al., 2007; Traversa et al., 2010).

19

Figuur 13: L1 larven van C. vulpis met de Baermann techniek. Het omcirkelde gebied duidt de karakteristieke rechte staart van C. vulpis aan. (Uit Traversa et al., 2010)

4.3.2. Filaroides spp. Bronchoscopie onder anesthesie is de meest betrouwbare diagnostische methode voor F. osleri, omdat het de aanwezigheid, grootte en locatie van de nodules, veroorzaakt door F. osleri laat zien. Verder kan ook gelijk tracheale mucus verzameld worden om eieren en larven in te zoeken (Taylor et al., 2007). Bij een laterale thorax radiografie kunnen er ook grote parasitaire nodules zichtbaar zijn, indien F. osleri uitgebreid aanwezig is. In het speeksel, de tracheale mucus en de feces kunnen de L1 larven en soms de eieren geïdentificeerd worden 10 tot 18 weken na infectie (Outerbridge en Taylor, 1998; Ettinger en Feldman, 2005; Taylor et al., 2007; Burgess et al. 2008). Herhaalde staalnames kunnen nodig zijn (Taylor et al., 2007). De eieren zijn dunschalig, kleurloos, gevuld met larven en hebben een grootte van 50-80 µm. De larven hebben een lengte van 325-378 µm (feces) en 232-266 µm (trachea) en ze hebben een typische geknikte staart zonder dorsaal uitsteeksel (Ettinger en Feldman, 2005; Zajac en Conboy, 2006; Di Cesare et al., 2011). De Baermann methode is een minder betrouwbare methode om L1 larven van F. osleri en F. hirthi te vinden, omdat deze larven lethargisch zijn en dus niet actief uit de feces zullen migreren. De centrifugale fecale flotatiemethode met zinksulfaat oplossing is betrouwbaarder. Verder kan er ook een direct uitstrijkje gemaakt worden en dit is een goedkope en snelle methode, alleen heeft het een lage sensitiviteit (Traversa et al., 2010; Yao et al., 2011). Het is erg belangrijk dat de feces vers zijn. Wanneer de feces een tijd hebben gestaan, kunnen de eieren van Ancylostoma en Uncinaria uitkomen en die larven verwarren de diagnose (Zajac en Conboy, 2006; Burgess et al., 2008). Als er klinische symptomen van tracheobronchitis aanwezig zijn, voornamelijk in honden jonger dan twee jaar, en de behandeling voor Bordetella bronchoseptica faalt, dan moet F. osleri zeker in de differentiaal diagnose worden opgenomen (Yao et al., 2011). F. hirthi is enkel gediagnosticeerd in experimenteel besmette honden. L1 larven zijn aanwezig in de feces en in het sputum. De larven zijn gekronkeld, hebben een inkeping in de staart, gevolgd door een vernauwing en een terminale lansachtige punt. De flotatiemethode met zinksulfaat is een effectieve methode om F. hirthi te diagnosticeren. Post mortem kan F. hirthi worden gediagnosticeerd door een preparaat van een stukje long onder de microscoop te onderzoeken, zoals getoond in Figuur 14. Hierin kunnen wormfragmenten, eieren en larven gevonden worden (Taylor et al., 2007).

20

Figuur 14: F. hirthi in het longweefsel van de hond (108 maal vergroot). De zwarte objecten, aangetoond met de pijl, zijn de eieren en larven in de uterus van de vrouwelijke worm. (Uit Bowman en Lynn, 1995)

5.

BEHANDELING EN PREVENTIE

5.1. Longwormen bij de kat Asymptomatische dragers hebben geen behandeling nodig (Reinhardt et al., 2004). Wereldwijd worden benzimidazoles en macrocyclische lactonen in verschillende formuleringen gebruikt om infecties met A. abstrusus in de kat te behandelen (Traversa et al., 2010). Een doeltreffende behandeling tegen A. abstrusus is fenbendazole (20 mg/kg) in suspensie of tabletvorm gedurende 5 dagen (Hamilton et al., 1984) of fenbendazole (50 mg/kg) per os gedurende 3 tot 15 dagen (Schmid en Düwel, 1990; Bowman en Lynn, 1995; Barrs et al., 1999; Grandi et al., 2005; Taylor et al., 2007; Traversa et al., 2010). In Amerika heeft een orale pasta met 18,75% fenbendazole een licentie gekregen voor de behandeling van A. abstrusus bij de kat (Traversa et al., 2010). De orale pasta is vergeleken met twee spot-on formuleringen op de effectiviteit en veiligheid van de behandeling tegen A. abstrusus. De eerste spot-on bevatte imidacloprid 10%/moxidectine 1% en de tweede spot-on bevatte emodepside 2,1%/praziquantel 8,6%. Alle drie de behandelingen waren veilig en doeltreffend tegen A. abstrusus bij de kat. Emodepside 2,1%/praziquantel 8,6% en de orale pasta hadden dezelfde activiteit en imidacloprid 10%/moxidectin 1% was de meest effectieve behandeling van de drie (Traversa et al., 2009b, 2009c, 2010). Kirkpatrick en Megella (1987) hebben met één enkele parenterale dosis van 400 µg/kg (subcutaan) ivermectine een infectie bij de kat succesvol behandeld (Bowman en Lynn, 1995; Pennisi et al., 1995; Reinhardt et al., 2004). Ivermectine is een off-label product om katten met A. abstrusus mee te behandelen. Het wordt afgeraden om dit product te gebruiken, omdat het levensbedreigende bijwerkingen heeft bij jonge dieren (Lewis et al., 1994; Traversa et al., 2010). Volgens Reinhardt et al. (2004) zijn er ook behandelingen beschreven met diethylcarbamazine en tetramisole (Hamilton et al., 1984). Volgens Bowman en Lynn (1995) kan met levamisole (8 mg/kg per

21

os, drie keer met een interval van twee dagen) het uitscheiden van A. abstrusus larven met de feces gestopt worden. Wanneer er irreversibele chronische pulmonaire laesies aanwezig zijn en er na behandeling met antihelminthica geen duidelijke verbetering optreedt, zou een corticosteroïdbehandeling voor verbetering kunnen zorgen. Deze behandeling is ook zeker nodig indien na de behandeling met antihelminthica plotseling een verslechtering van de respiratoire symptomen optreedt. Deze verslechtering kan worden veroorzaakt doordat er wormen sterven en grote hoeveelheden antigenen vrijkomen (Pedersen, 1988; Pennisi et al., 1995). De preventie van een infectie met A. abstrusus bij de kat bestaat uit het voorkomen dat de kat in aanraking komt met geïnfecteerde intermediaire gastheren en paratenische gastheren. Er moet dus verhinderd worden dat katten prooien vangen, zoals vogels, knaagdieren en hagedissen (Bourdeau, 1993; Bowman en Lynn, 1995; Pennisi et al., 1995; Taylor et al., 2007). Vaak is de preventie hiervan niet makkelijk en niet praktisch (Taylor et al., 2007).

5.2. Longwormen bij de hond en kat Er is weinig informatie gepubliceerd omtrent de behandeling van C. aerophila bij de hond en de kat. Verdere studies zijn nodig om de veiligheid en effectiviteit van de antihelminthica tegen C. aerophila te kunnen beoordelen (Traversa et al., 2010). Burgess et al. (2008) melden dat een orale behandeling met fenbendazole (50 mg/kg) gedurende 14 dagen effectief was voor één hond geïnfecteerd met C. aerophila en voor een kat een subcutane toediening van abamectine (0,3 mg/kg) gedurende 14 dagen (Barrs et al., 2000; Traversa et al., 2010). Levamisole (7,5 mg/kg) toedienen twee dagen achter elkaar en na 14 dagen herhalen is ook effectief tegen C. aerophila (Taylor et al., 2007). Er wordt geadviseerd dat eigenaren hun hond op eigen grond houden en een beperkte tot geen toegang moeten geven tot omliggende gebieden. Alle feces dienen dagelijks te worden opgeruimd. Hygiëne is essentieel om de accumulatie van infectieuze eieren te reduceren. Om herinfectie snel te detecteren, wordt aangeraden zes maanden tot een jaar na succesvol behandelen de hond opnieuw te testen door fecaal onderzoek te doen (Campbell, 1991; Burgess et al., 2008).

5.3. Longwormen bij de hond 5.3.1. Crenosoma vulpis Volgens Conboy et al. (2009) is een behandeling met een enkele topicale toediening van imidaclopride 10%/moxidectine 2,5% spot-on 100% doeltreffend bij de honden, die experimenteel geïnfecteerd zijn met C. vulpis. Een eenmalige orale dosis milbemycine oxime (0,5 mg/kg) heeft bij experimenteel geïnfecteerde honden een doeltreffendheid van 98-99% (Conboy et al., 2007; Traversa et al., 2010). Fenbendazole (25-50 mg/kg/dag, per os, gedurende 3 tot 14 dagen) en febantel (14 mg/kg/dag, per os, gedurende 7 dagen) werden in gevallen van natuurlijk geïnfecteerde honden met C. vulpis ook vermeld als een effectieve behandeling (Cobb en Fisher, 1992; Peterson et al., 1993;

22

Bihr en Conboy, 1999; Traversa et al., 2010). Diethylcarbamazine is wereldwijd niet meer beschikbaar, maar dit was een effectief product tegen C. vulpis (Taylor et al., 2007). Om C. vulpis te voorkomen kunnen de intermediaire gastheren uitgeschakeld worden. Dit kan worden gedaan door de kennels te sprayen met een molluscicide. Verder kan tot 20 cm boven de grond het hout van de hokken geverfd worden met creosoot. Feces dienen verwijderd te worden zodat de slakken hier niet bij kunnen komen (Taylor et al., 2007).

5.3.2. Filaroides spp. Volgens Yao et al. (2011) worden vooral de benzimidazoles en macrocyclische lactonen gebruikt om F. osleri te behandelen. Na een behandeling met fenbendazole (50 mg/kg/dag) gedurende tien dagen verdwijnen de klinische symptomen bij de hond. Wanneer fenbendazole gedurende 26 dagen wordt toegediend, zullen ook de tracheale en bronchiale nodules oplossen. Thiabendazole zorgt ook voor het verdwijnen van de klinische symptomen en de tracheale en bronchiale nodules als de dosis voldoende hoog is. Eerst wordt gedurende vijf dagen twee maal daags 35 mg/kg toegediend om braken te voorkomen en dan wordt er twee maal daags gedurende 21 dagen 70 mg/kg toegediend (Levitan et al., 1996). Oxfendazole (10 mg/kg/dag) gedurende 28 dagen neemt ook de klinische symptomen en nodules weg (Kelly en Mason, 1985). Een groot nadeel van het behandelen met benzimidazoles is de lange behandelingsduur. Macrocyclische lactonen zoals ivermectine hebben deze nadelen niet. Een eenmalige subcutane injectie van 0,2-0,3 mg/kg ivermectine verzacht de klinische symptomen. De dosis kan twee à drie keer herhaald worden om de drie weken, indien nodig. Er is echter niet gedocumenteerd of deze behandeling de nodules ook doet verdwijnen (Boersema et al., 1989; Outerbridge en Taylor, 1998; Yao et al., 2011). Men moet er rekening mee houden dat ivermectine toxisch is voor bepaalde rassen, waaronder Collies (Mealey et al., 2001; Neff et al., 2004; Yao et al., 2011). Preventie van F. osleri is erg moeilijk. Hiervoor zouden de geïnfecteerde teven herkend moeten worden en behandeld, voordat ze de pups likken. De enig zekere preventieve methode is de pups te scheiden van de teef bij geboorte en ze zelf groot te brengen (Taylor et al., 2007). Honden geïnfecteerd met F. hirthi kunnen doeltreffend worden behandeld met albendazole, hoewel er maar zelden een behandeling nodig is. Preventie van F. hirthi is niet nodig (Taylor et al., 2007).

23

DISCUSSIE De laatste jaren zijn er veel studies verschenen over de epidemiologie en de preventie van longwormen bij de hond en de kat. Longwormen hebben de afgelopen jaren een behoorlijke geografische verspreiding meegemaakt en ze zijn zelfs naar gebieden, eerder vrij van longworminfecties, gemigreerd. Er worden dan ook steeds meer gevallen van longworminfecties gezien bij de hond en de kat in Europa. Factoren die aan de grond zouden kunnen liggen van deze toename, zijn onder andere klimaatveranderingen, verplaatsingen van dierenpopulaties en seizoensgebonden veranderingen in de populatie van de vector (Traversa et al., 2010; Di Cesare et al., 2011). De belangrijkste longworminfectie bij de kat in Europa wordt veroorzaakt door A. abstrusus. Deze worm is wereldwijd verspreid (Taylor et al., 2007). In Europa varieert de prevalentie van A. abstrusus van 1% (Miró et al., 2004) tot 24,4% (Traversa et al., 2008b). Soms is er een groot verschil in prevalentie tussen verschillende studies in één land en dit kan liggen aan de verschillende groepen dieren, die bemonsterd werden bij het onderzoek. Er zijn nog maar enkele gevallen van longworminfecties bij de kat, veroorzaakt door C. aerophila, bekend. Het is echter wel belangrijk dat deze infecties gedetecteerd worden, aangezien C. aerophila een zoönose is (Lalošević et al., 2008; Traversa et al., 2010). C. aerophila is dus een potentieel gevaar voor de humane gezondheid. Bij de hond komen longworminfecties niet veel voor en vaak gaat het om een enkel klinisch geval. F. osleri wordt van de longwormen bij de hond het meest gezien en deze worm wordt vooral geassocieerd met kennels (Levitan et al., 1996; Ettinger en Feldman, 2005; Burgess et al., 2008). Daarna komt C. vulpis bij de hond het meest voor, hoewel dit ook slechts om enkele gevallen gaat. Gevallen met F. hirthi komen zelden voor (Burgess et al., 2008). F. hirthi is vaak subklinisch, gaat onopgemerkt voorbij en wordt vooral aangetroffen in Beagle populaties (Hirth en Hottendorf, 1973; Georgi et al., 1978; Beveridge et al., 1983; Genta en Schad, 1984; Spencer et al., 1985; Carrasco et al., 1997). Longworminfecties komen zeer vaak asymptomatisch voor en deze dieren zullen dus niet onderzocht worden, waardoor de dieren geïnfecteerd en onbehandeld blijven. Ook worden veel longworminfecties verkeerd gediagnosticeerd, omwille van de aspecifieke klinische symptomen (Traversa et al., 2010). Het is belangrijk dat de Baermann techniek routinematig wordt gebruikt bij een kat of hond met klinische symptomen, suggestief voor een longworminfectie. Deze techniek wordt echter bijna nooit in de praktijk gebruikt (Traversa en Guglielmini, 2008; Traversa et al., 2010). Enkel voor F. osleri en F. hirthi wordt de Baermann techniek afgeraden en raadt men de centrifugale flotatietechniek met zinksulfaat oplossing aan, omdat de larven lethargisch zijn en niet actief uit de feces migreren (Traversa et al., 2010; Yao et al., 2011). Momenteel wordt er vooral gesteund op de benzimidazoles als behandeling van longwormen bij de hond en de kat, maar als nadeel hebben de benzimidazoles dat ze langdurig moeten worden toegediend (Yao et al., 2011). De nieuwe (formuleringen van) anthelminthica, die op de markt komen, blijken vaak ook werkzaam te zijn ten opzichte van de longwormen.

24

Er is een accurate diagnose nodig om op tijd een effectieve behandeling in te stellen en dit heeft een grote impact op de prognose voor het dier. Longworminfecties kunnen een behoorlijke impact hebben op de gezondheid van de hond en de kat. Het is cruciaal dat dierenartsen en diagnostische laboratoria zich hiervan bewust zijn. Ze zouden goed op de hoogte moeten zijn van welke diagnostiche middelen ze het beste kunnen gebruiken en hoe ze longwormen kunnen voorkomen. Longworminfecties moeten dus bij respiratorische aandoeningen altijd in de differentiaal diagnose worden opgenomen. In de toekomst zouden verschillende aspecten van de biologie, pathologie en diagnose nog wel wat meer opgehelderd kunnen worden.

25

REFERENTIELIJST 1.

2.

3.

4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12.

13. 14. 15. 16. 17.

18. 19.

20.

21. 22.

23. 24.

Anderson R.C. (2000). Order Strongylida (the bursate nematodes). Uit: Nematode Parasites of nd Vertebrates. Their Development and Transmission, 2 ed. C.A.B. International Publishing, University Press, Wallingford. Ash L.R. (1970). Diagnostic morphology of the third-stage larvae of Angiostrongylus cantonensis, Angiostrongylus vasorum, Aelurostrongylus abstrusus, and Anafilaroides rostratus (Nematoda: Metastongyloidea). The Journal of Parasitology 56(2), 249-253. August J.R., Powers R.D., Bailey W.S., Diamond D.L. (1980). Filaroides hirthi in a dog: fatal hyperinfection suggestive of autoinfection. Journal of the American Veterinary Medical Association 176(4), 331-334. Bahnemann R., Bauer C. (1994). Lungworm infection in a beagle colony: Filaroides hirthi, a common but not well-known companion. Experimental and Toxicologic Pathology 46, 55-62. Barutzki D., Schaper R. (2003). Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitology Research 90, 148-150. Barrs V.R., Swinney G.R., Martin P., Nicoll R.G. (1999). Concurrent Aelurostrongylus abstrusus infection and salmonellosis in a kitten. Australian Veterinary Journal 77(4), 229-232. Barrs V.R., Martin P., Nicoll R.G., Beatty J.A., Malik R. (2000). Pulmonary cryptococcosis and Capillaria aerophila infection in an FIV-positive cat. Australian Veterinary Journal 78(3), 154-158. Beveridge I., Dunsmore J.D., Harrigan K.E., Richard M.D. (1983). Filaroides hirthi in dogs. Australian Veterinary Journal 60(2), 59. Bihr T., Conboy G.A. (1999). Lungworm (Crenosoma vulpis) infection in dogs on Prince Edward Island. Canadian Veterinary Journal 40(8), 555-559. Blaisdell K.F. (1952). A study of the cat lungworm Aelurostrongylus abstrusus. PhD thesis, Cornell University, Ithaca, New York. Geciteerd door Pennisi M.G. et al. (1995). Boersema J.H., Baas J.J.M., Schaeffer F. (1989). Een hardnekkig geval van ‘kennelhoest’ veroorzaakt door Filaroides osleri. Tijdschrift Diergeneeskunde 114(1), 10-13. Bourdeau P., Ehm J.P. (1992). Cas original de Filaroïdose due à Filaroides sp. chez le chien. Données actuelles sur la Filaroïdose à Filaroides hirthi Georgi et Anderson 1975. Recueil de Médecine Vétérinaire 168(5), p. 315-321. Bourdeau P. (1993). L’aelurostrongylus féline. Recueil de Médecine Vétérinaire-Spécial Helminthoses-Protozooses 169(5/6), 409-414. Bourdoiseau G., Cadore J.L., Fournier C., Gounel J.M. (1994). L’oslérose du chien: actualités diagnostiques et thérapeutiques. Parasite 1(4), 369-378. th Bowman D.D., Lynn R.C. (1995). Georgis’ Parasitology for Veterinarians 6 ed. W.B. Saunders Company, Philadelphia, 195-197, 228-229. Brownlie S.E. (1990). A retrospective study of diagnosis in 109 cases of canine lower respiratory disease. Journal Small Animal Practice 31(8), 371-376. Burgess H., Ruotsalo K., Peregrine A.S., Hanselman B., Abrams-Ogg A. (2008). Eucoleus aerophilus respiratory infection in a dog with Addison’s disease. Canadian Veterinary Journal 49(4), 389-392. Campbell B.G. (1991). Trichuris and other Trichinelloid nematodes of dogs and cats in the United States. Compendium on Continuing Education for the Practicing Veterinarian 13, 769-778. Caro-Vadillo A., Martínez-Merlo E., García-Real I., Fermín-Rodríguez L., Mateo P. (2005). Verminous pneumonia due to Filaroides hirthi in a Scottish terrier in Spain. The Veterinary Record 157(19), 586-589. Carrasco L., Hervás J., Gómez-Villamandos J.C., de Lara F.C., Sierra M.A. (1997). Massive Filaroides hirthi infestation associated with canine distemper in a puppy. Veterinary Record 140, 72-73. Chapman P.S., Boag A.K., Guitian J., Boswood A. (2004). Angiostrongylus vasorum infection in 23 dogs (1999-2002). Journal of small Animal Practice 45(9), 435-440. Chilton N.B., Huby-Chilton F., Gasser R.B., Beveridge I. (2006). The evolutionary origins of nematodes within the order Strongylida are related to predilection sites within hosts. Molecular Phylogenetics and Evolution 40(1), 118-128. Clinton R.L., Strump F.J., Wiggers K.L. (1976). Lungworm infection in a nine weeks old kitten. Feline Practice 6, 45-46. Geciteerd door Pennisi M.G. et al. (1995). Cobb M.A., Fisher M.A. (1992). Crenosoma vulpis infection in a dog. Veterinary Record 130(20), 452.

26

25. Conboy G.A. (2004). Natural infection of Crenosoma vulpis and Angiostrongylus vasorum in dogs in Atlantic Canada and their treatment with milbemycin oxime. Veterinary Record 155(1), 16-18. 26. Conboy G., Bourque A., Miller L., Seewald W., Schenker R. (2007). Efficacy of milbemycin oxime in the treatment of dogs experimentally infected with Crenosoma vulpis. Proceedings of the 52nd Annual Meeting of the American Association of Veterinary Parasitologists. Washington, DC, 74. Geciteerd door Traversa D. et al. (2010). 27. Conboy G. (2009). Helminth parasites of the canine and feline respiratory tract. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice 39(6), 1109-1126. 28. Conboy G., Hare J., Charles S., Settje T., Heine J. (2009). Efficacy of a Single Topical Application of Advantage Multi® (=Advocate®) Topical Solution (10% imidocloprid + 2,5% moxidectin) in the Treatment of Dogs Experimentally Infected with Crenosoma vulpis. Parasitology Research 105(1), 49-54. 29. Craig T.M., Brown T.W., Shefstad D.K., Williams G.D. (1978). Fatal Filaroides hirthi infection in a dog. Journal of the American Veterinary Medical Association 172 (9), 1096-1098. 30. Crawford P. (2000). What is your diagnosis? Filaroides hirthi infection. Journal of Small Animal Practice 41 (3), 133-134. 31. Darke P.G. (1976). Use of levamisole in the treatment of parasitic tracheobronchitis in the dog. Veterinary Record 99(15), 293-294. 32. Di Cesare A., Castagna G., Meloni S., Milillo P., Latrofa S., Otranto D., Traversa D. (2011). Canine and feline infections by cardiopulmonary nematodes in central and southern Italy. Parasitology Research 109 (1), 87-96. 33. Dorrington J.E. (1968). Studies on Filaroides osleri infestation in dogs. The Onderstepoort journal of veterinary research 35(1), 225-285. 34. Dunsmore J.D., Spratt D.M. (1979). The life history of Filaroides osleri in wild and domestic canids in Australia. Veterinary Parasitology 5(2-3), 275-286. 35. Epe C., Coati N., Schnieder T. (2004). Results of parasitological examinations of faecal samples from horses, ruminants, pigs, dogs, cats, hedgehogs and rabbits between 1998 and 2002. Deutsche tierärztliche Wochenschrift 111(6), 243-247. 36. Ettinger S.J., Feldman E.C. (2005). Textbook of Veterinary Internal Medicine 6th ed. St. Louis: Elsevier Saunders. 1221-1222, 1254-1256, 1118-1136. 37. Euzeby J. (1981a). Diagnostic expérimental des helminthoses animals (animaux domestiques, animaux de laboratoire, primates): travaux pratiques d’helminthologie vétérinaire, Livre 1 Généralités, diagnostic ante-mortem, Informations Techniques des Services Vétérinaires, Paris, France, 349 p, 206. 38. Euzeby J. (1981b). Diagnostic expérimental des helminthoses animals (animaux domestiques, animaux de laboratoire, primates): travaux pratiques d’helminthologie vétérinaire, Livre 2 Diagnostic direct post mortem et diagnostic indirect. Informations Techniques des Services Vétérinaire’, Paris, France, 364 p. Geciteerd uit Bourdeau P. (1993) en Di Cesare A. et al. (2011). th 39. Foreyt W.J. (2001). Veterinary Parasitology Reference Manual 5 ed. Blackwell Publishing, Iowa State University Press, 28-29, 56-57. 40. Genta R.M., Schad G.A. (1984). Filaroides hirthi: Hyperinfective lungworm infection in immunosuppressed dogs. Veterinary pathology 21(3), 349-354. 41. Georgi J.R., Fleming W.J., Hirth R.S., Cleveland D.J. (1976). Preliminary investigation of the life history of Filaroides hirthi. Cornell Veterinarian 66(3), 309-323. 42. Georgi J.R., Slauson D.O., Theodorides V.J. (1978). Anthelmintic activity of albendazole against Filaroides hirthi lungworms in dogs. American Journal of Veterinary Research 39(5), 803-806. 43. Gerdin J.A., Slater M.R., Makolinski K.V., Looney A.L., Appel L.D., Martin N.M., Mc Donough S.P. (2011). Post-mortem findings in 54 cases of anesthetic associated death in cats from two spayneuter programs in New York State. Journal of Feline Medicine & Surgery 13(12), 959-966. 44. Grandi G., Calvi L.E., Venco L., Paratici C., Genchi C., Memmi D., Kramer L.H. (2005). Aelurostrongylus abstrusus (cat lungworm) infection in five cats from Italy. Veterinary Parasitology 134(1-2), 177-182. 45. Hamilton J.M. (1963). Aelurostrongylus abstrusus infestation of the cat. The Veterinary Record 75(16), 417-422. 46. Hamilton J.M., Weatherley A., Chapman A.J. (1984). Treatment of lungworm disease in the cat with fenbendazole. Veterinary Record 114(2), 40-41. 47. Hirth R.S., Hottendorf G.H. (1973). Lesions produced by a new lungworm in Beagle dogs. Veterinary Pathology 10(5), 385-407. 48. Hobmaier M., Hobmaier A. (1935). Mammalian phase of the lungworm Aelurostrongylus abstrusus in the cat. Journal of the American veterinary association 87, 191-198.

27

49. Holmes P.R., Kelly J.D. (1973). Capillaria aerophila in the domestic cat in Australia. Australian Veterinary Journal 49(10), 472-473. 50. Internetreferentie:http://instruction.cvhs.okstate.edu/jcfox/htdocs/Disk1/Images/Img0051d.jpg (geconsulteerd op 24 april 2012). th 51. Kahn C. M. (2010). The Merck Veterinary manual 10 ed. MERCK & CO., INC., WHITEHOUSE STATION, N.J., U.S.A., 383-384. 52. Kelly P.J., Mason P.R. (1985). Successful treatment of Filaroides osleri infection with oxfendazole. Veterinary Record 116(16), 445-446. 53. Kirkpatrick C.E., Megella C. (1987). Use of ivermectin in treatment of Aelurostrongylus abstrusus and Toxocara cati infections in a cat. Journal of American Veterinary Medical Association 190(10), 1309-1310. 54. Lalošević D., Lalošević V., Klem I., Stanojev-Jovanović D., Pozio E. (2008). Pulmonary capillariasis miming bronchial carcinoma. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 78(1), 14-16. 55. Lautenslager J.P. (1976). Internal helminthes of cats. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practica 6(3), 353-365. nd 56. Levine N.D. (1980). Nematode Parasites of domestic animals and of man. 2 ed., Burgess Publishing Company, Minneapolis, Minnesota, USA, 233-238, 430. 57. Levitan D.M., Matz M.E., Findlen C.S., Fister R.D. (1996). Treatment of Oslerus osleri infestation in a dog: case report and literature review. Journal of the American animal hospital association 32(5), 435-438. 58. Lewis D.T., Merchant S.R., Neer T.M. (1994). Ivermectin toxicosis in a kitten. Journal of American Veterinary Medical Association 205(4), 584-586. 59. Mackerras M.J. (1957). Observation on the life history of the cat lungworm Aelurostrongylus abstrusus. Aust J Zool 5(2), 188-195. Geciteerd door Pennisi M.G. et al. (1995). 60. McGarry J.W., Martin M., Cheeseman M.T., Payne-Johnson C.E. (1995). Crenosoma vulpis, the fox lungworm, in dogs. Veterinary Record 137(11), 271-272. 61. Mealey K.L., Bentjen S.A., Gay J.M., Cantor G.H. (2001). Ivermectin sensitivity in collies is associated with a deletion mutation of the mdr1 gene. Pharmagenetics 11(8), 727-733. 62. Miró G., Montoya A., Jiménez S., Frisuelos C., Mateo M., Fuentes I. (2004). Prevalence of antibodies to Toxoplasma gondii and intestinal parasites in stray, farm and household cats in Spain. Veterinary Parasitology 126(3), 249-255. 63. Morgan B.B., Hawkins P.A. (1949). Veterinary Helminthology. Burgess Publishing Company, Minneapolis, Minnesota, USA, 340-341, 276-279, 282-283. 64. Naylor J.R., Hamilton J.M., Weatherley A.J. (1984). Changes in the ultrastructure of feline pulmonary arteries following in infection with the lungworm Aelurostrongylus abstrusus: 2 clinic cases. British Veterinary Journal 140 (2), 181-190. 65. Neff M.W., Robertson K.R., Wong A.K., Safra N., Broman K.W., Slatkin M., Mealey K.L., Pedersen N.C. (2004). Breed distribution and history of canine mdr1-1delta, a pharmacogenetic mutation that marks the emergence of breeds from the collie lineage. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America 101(32), 11725-11730. 66. Osler W. (1877). Verminous bronchitis in dogs. Veterinarian 50, 387-397. Geciteerd door Dunsmore J.D. en Spratt D.M. (1979). 67. Outerbridge C.A., Taylor S.M. (1998). Oslerus osleri tracheobronchitis: Treatment with ivermectin in 4 dogs. Canadian Veterinary Journal 39(4), 238-240. 68. Parsons J.C. (1987). Ascarid infections of cats and dogs. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice 17(6), 1307-1339. 69. Payo-Puente P., Diez A., Gonzalo-Orden J.M., Notomi M.K., Rodríguez-Altónaga J.A., RojoVázquez F.A, Orden A.M. (2005). Computed Tomography in cats infected by Aelurostrongylus abstrusus: 2 clinic cases. The International Journal of Applied Research in Veterinary Medicine 3(4), 339-343. 70. Payo-Puente P., Botelho-Dinis M., Carvaja Urueῆa A. M. C., Payo-Puente M., Gonzalo-Orden J.M., Rojo-Vázquez F.A. (2008). Prevalence study of the lungworm Aelurostrongylus abstrusus in stray cats in Portugal. Journal of Feline Medicine and Surgery 10(3), 242-246. 71. Pedersen N.C. (1988). Feline Infectious Diseases. American Veterinary Publications Inc., 305309. 72. Pennisi M.G., Niutta P.P., Giannetto S. (1995). Longwormziekte bij katten veroorzaakt door Aelurostrongylus abstrusus. Tijdschrift voor Diergeneeskunde 120(9), 263-266.

28

73. Peterson E.N., Barr S.C., Gould W.J., Beck K.A., Bowman D.D. (1993). Use of fenbendazole for treatment of Crenosoma vulpis infection in a dog. Journal of American Veterinary Medical Association 202(9), 1483-1484. 74. Pinckney R.D., Studer A.D., Genta R.M. (1988). Filaroides hirthi infection in two related dogs. Journal of the American Veterinary Medical Association 193(10), 1287-1288. 75. Reilly G.A., McGarry J.W., Martin M., Belford C. (2000). Crenosoma vulpis, the fox lungworm, in a dog in Ireland. Veterinary Record 146, 764-765. 76. Reinhardt S., Ottenjann M., Schunack B., Kohn B. (2004). Lungenwurmbefall (Aelurostrongylus abstrusus) bei einer Katze. Kleintierpraxis 49(4), 239-246. 77. Ribeiro V.M., Lima W.S. (2001). Larval production of cats infected and re-infected with Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda: Protostrongylidae). Revue de Médecine Vétérinaire 152(11), 815-829. 78. Rinaldi L., Calabria G., Carbone S., Carella A., Cringoli G. (2007). Crenosoma vulpis in dog: first case report in Italy and use of the FLOTAC technique for copromicroscopic diagnosis. Parasitology Research 101(6), 1681-1684. 79. Scott D.W. (1972). Current knowledge of Aelurostrongylus abstrusus in the cat. Cornell Veterinarians 63, 483-500. Geciteerd door Pennisi M.G. et al. (1995), Barrs V.R. et al. (1999) en Traversa D. et al. (2010). 80. Schmid K., Düwel D. (1990). Zum Einsatz von Fenbendazol (Panacur Tabletten ad us. vet.) gegen Helminthenbefall bei Katzen. Tierärztliche Umschau 45(12), 868-875. 81. Schnieder T. (2006). Hoofdstuk 5: Helminthosen von Hund und Katze. Uit: Veterinärmedizinische th Parasitologie 6 ed. Parey, Germany, 785 p. (488, 491-493, 516). 82. Schuster R., Hamann F. (1993). Ein Fall einer Oslerus osleri-Infektion (Nematoda) beim Hund. Applied Parasitology 34, 125-130. 83. Shaw D.H., Conboy G.A., Hogan P.M., Horney B.S. (1996). Eosinophilic bronchitis caused by Crenosoma vulpis infection in dogs. Canadian Veterinary Journal 37(6), 361-363. 84. Soulsby E.J.L. (1965). Textbook of Veterinary Clinical Parasitology. Volume I Helminths. Blackwell Scientific Publications, Oxford, 66-80. th 85. Soulsby E.J.L. (1982). Helminths, Arthropods and Protozoa of Domesticated Animals 7 ed. Baillière Tindall, London, 141-142, 172, 269, 276-279, 283-284, 329, 337, 340. 86. Spencer A., Rushton B., Munro H. (1985). Filaroides hirthi in a british bred Beagle dog. Veterinary record 117(1), 8-10. 87. Stockdale P.H.G. (1970). The pathogenesis of the lesions elicited by Aelurostrongylus abstrusus durings its prepatent period. Veterinary Pathology 7(2), 102-115. 88. Taubert A., Pantchev N., Vrhovec M.G., Bauer C., Hermosilla C. (2009). Lungworm infections (Angiostrongylus vasorum, Crenosoma vulpis, Aelurostrongylus abstrusus) in dogs and cats in Germany and Denmark in 2003-2007. Veterinary Parasitology 159(2), 175-180. 89. Taylor M.A., Coop R.L., Wall R.L. (2007). Veterinary Parasitology, third ed. Blackwell Publishing Ltd., Oxford, UK. 1, 7-9, 361-364, 395-400, 410-411. 90. Torgerson P.R., McCarthy G., Donnelly W.J.C. (1997). Filaroides hirthi verminous pneumonia in a West Highland white terrier bred in Ireland. Journal of Smal Animal Practice 38(5), 217-219. 91. Traversa D., Guglielmini C. (2008). Feline aelurostrongylosis and canine angiostrongylosis: A challenging diagnosis for two emerging verminous pneumonia infections. Veterinary Parasitology 157(3-4), 163-174. 92. Traversa D., Iorio R., Otranto D. (2008a). Diagnostic and clinical implications of a nested PCR specific for ribosomal DNA of the feline lungworm Aelurostrongylus abstrusus (Nematoda, Strongylida). Journal of Clinical Microbiology 45(5), 1811-1817. 93. Traversa D., Di Cesare A., Milillo P., Iorio R., Otranto D. (2008b). Aelurostrongylus abstrusus in a feline colony from central Italy: clinical features, diagnostic procedures and molecular characterization. Parasitology Research 103(5), 1191-1196. 94. Traversa D., Di Cesare A., Milillo P., Iorio R., Otranto D. (2009a). Infection by Eucoleus aerophilus in dogs and cats: Is another extra-intestinal parasitic nematode of pets emerging in Italy? Research in Veterinary Science 87(2), 270-272. 95. Traversa D., Di Cesare A., Milillo P., Lohr B., Iorio R., Pampurini F., Schaper R., Bartolini R., Heine J. (2009b). Efficacy and safety of imidacloprid 10%/moxidectin 1% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitology Research 105(1), 55-62. 96. Traversa D., Di Cesare A., Milillo P., Lohr B., Iorio R., Pampurini F., Schaper R., Bartolini R., Heine J. (2009c). Efficacy and safety of emodepside 2,1%/praziquantel 8,6% spot-on formulation in the treatment of feline aelurostrongylosis. Parasitology Research 105(1), 83-89.

29

97. Traversa D., Di Cesare A., Conboy G. (2010). Canine and feline cardiopulmonary parasitic nematodes in Europe: emerging and underestimated. Parasites & Vectors 2010, 3:62. 98. Tüzer E., Toparlak M., Gargili A., Keles V., Ulutaş Esatgil M. (2002). A case of Aelurostrongylus abstrusus infection in a cat in Istanbul, Turkey and its treatment with moxidectin and levamisole. Turkish Journal of Veterinary and Animal Science 26, 411-414. 99. Unterer S., Deplazes P., Arnold P., Flückiger M., Reusch C.E., Glaus T.M. (2002). Spontaneus Crenosoma vulpis infection in 10 dogs: laboratory, radiographic and endoscopic findings. Schweizer Archiv für Tierheilkunde144(4), 174-179. 100. Urquhart G.M., Jarrett W.F.H., O’Sullivan J.G. (1954). Canine tracheo-bronchitis due to infection with Filaroides osleri. Veterinary Record 66, p.143-145. 101. Valentine B.A., Georgi M.E. (1987). Filaroides hirthi hyperinfection associated with adrenal cortical carcinoma in a dog. Journal of Comparative Pathology 97 (2), 221-225. 102. Wright A.I., Endoparasites. In: Chandler E.A., Gaskell C.J., Hilbery A.D.R. (1985). Feline Medicine and Therapeutics. Blackwell Scientific Publications, Oxford, 352-361. 103. Yao C., O’Toole D., Driscoll M., McFarland W., Fox J., Cornish T., Jolley W. (2011). Filaroides osleri (Oslerus osleri): Two case reports and a review of canid infections in North America. Veterinary Parasitology 179, 123-129. th 104. Zajac A.M., Conboy G.A. (2006). Veterinary Clinical Parasitology. 7 ed. Ames: Blackwell Publishing, 12-13, 54, 66.

30