Mendelova zemědělská a lesnická univerzita v Brně Agronomická fakulta Ústav chovu a šlechtění zvířat
Růst a vývoj folikulů u krav v prvním trimestru gravidity Diplomová práce
Vedoucí práce: Ing. Martin Hošek, PhD.
Vypracovala: Lucie Šicová Brno 2007
PROHLÁŠENÍ Prohlašuji, že jsem diplomovou práci na téma Růst a vývoj folikulů u krav v prvním trimestru gravidity vypracovala samostatně a použila jen pramenů, které cituji a uvádím v přiloženém seznamu literatury. Diplomová práce je školním dílem a může být použita ke komerčním účelům jen se souhlasem vedoucího diplomové práce a děkana AF MZLU v Brně.
Dne…………………………………….. Podpis diplomantky…………………….
PODĚKOVÁNÍ Tímto si dovoluji poděkovat vedoucímu diplomové práce Ing. Martinu Hoškovi, PhD. za odborné vedení, metodickou pomoc při zpracování diplomové práce a ochotné konzultace. Dále děkuji Ing. Petru Humpolíčkovi za pomoc a ochotu při matematicko – statistickém zpracování výsledků.
ABSTRAKT Cílem bylo sledování vybraných ukazatelů na pohlavních orgánech skupiny krav Holštýnského plemene získaných ultrasonografickým vyšetřením a posouzení jejich vlivu na zabřeznutí, jalovost či přeběhnutí a využití pro metodu OPU/IVF. Vlastní práce byla realizována na ŠZP v Žabčicích. Data od krav byla získávána v období od června roku 2005 do září roku 2006. Bylo provedeno 104 ultrasonografických vyšetření. Vzájemné porovnání bylo provedeno mezi roky 2005 - 2006 a v rámci každého roku zvlášť, a to z pohledu aktuálního stavu (tzn. zjištěné březosti či jalovosti) a podle počtu dnů od inseminace do vyšetření. Ultrasonografická diagnostika gravidity má praktický význam po 30. dnu od poslední inseminace.Vždy je nezbytně nutné po vyšetření ovarií provést také okamžité komplexní vyšetření dělohy. Na základě okamžitého vyhodnocení stavu na obou ovariích a stavu dělohy může být kráva určena jako březí či jalová. Klíčová slova: reprodukce, folikuly, žluté tělísko, gravidita, ultrasonografie, inseminace ABSTRACT The aim was to watch chosen characteristics of reproductive system obtained by ultrasonographic examination in the group of cows of Holstein breed and to find out their influence of conception, nonpregnancy or return to heat and their influence of possible use for OPU/IVF method. Proper work took place in school farm in Žabičce. Data were obtained in period starting from June 2005 till September 2006. There were made 104 ultrasonographic examinations. Data were compared between years 2005 and 2006 and also for each year separately according to actual situation (meaning conception or nonpregnancy) and according to day count from insemination till examination. Ultrasonographic examination of gravidity has it’s sense when it’s made 30 days after last insemination. After examination of ovaries it is always necessary to make total examination of uterus immediatelly. According to immediate analysis of conditions of both ovaries and uterus we can determine whether the cow conceived or not. Keywords: reproduction, follicles, corpus luteum, gravidity, ultrasonography, insemination
OBSAH 1. ÚVOD........................................................................................................................... 8 2. CÍL PRÁCE............................................................................................................... 10 3. SOUČASNÝ STAV ŘEŠENÉ PROBLEMATIKY ............................................... 11 3.1 PLODNOST .............................................................................................................. 11 3.1.1 Vlivy působící na plodnost............................................................................. 11 3.1.1.1 Vliv dědičnosti......................................................................................... 11 3.1.1.2 Vliv výživy ............................................................................................... 12 3.1.1.3 Vliv kondice............................................................................................. 14 3.1.1.4 Bioklimatologické vlivy........................................................................... 14 3.2 REPRODUKČNÍ UKAZATELE .................................................................................... 15 3.2.1 Mezidobí......................................................................................................... 15 3.2.2 Servis perioda ................................................................................................ 16 3.2.3 Inseminační interval ...................................................................................... 16 3.2.4 Interinseminační intervaly ............................................................................. 16 3.3 SAMIČÍ POHLAVNÍ SOUSTAVA ................................................................................ 17 3.3.1 Vaječníky........................................................................................................ 17 3.3.2 Vejcovody....................................................................................................... 17 3.3.3 Děloha............................................................................................................ 17 3.3.4 Pochva ........................................................................................................... 18 3.3.5 Poševní předsíň.............................................................................................. 18 3.3.6 Vulva .............................................................................................................. 18 3.4 OVOGENEZE ........................................................................................................... 18 3.4.1 Vajíčko ........................................................................................................... 19 3.4.2 Folikuly .......................................................................................................... 20 3.4.3 Ovulace .......................................................................................................... 21 3.4.4 Žluté tělísko (corpus luteum) ......................................................................... 22 3.5 POHLAVNÍ ( ESTRÁLNÍ ) CYKLUS ............................................................................ 22 3.5.1 Proestrus........................................................................................................ 23 3.5.2 Estrus (říje) .................................................................................................... 23 3.5.3 Metestrus........................................................................................................ 24 3.5.4 Diestrus.......................................................................................................... 24 3.6 SAMIČÍ POHLAVNÍ HORMONY ................................................................................. 24 3.6.1 Estrogeny ....................................................................................................... 24 3.6.2 Gestageny....................................................................................................... 25 3.6.2.1 Progesteron............................................................................................. 25 3.6.3 Relaxin ........................................................................................................... 25
3.6.4 Gonadotropiny ............................................................................................... 25 3.6.5 Prostaglandin F2α .......................................................................................... 26 3.7 NEINFEKČNÍ PORUCHY PLODNOSTI ......................................................................... 26 3.7.1 Tichá říje........................................................................................................ 26 3.7.2 Atrézie folikulů............................................................................................... 27 3.7.3 Perzistence folikulů........................................................................................ 27 3.7.4 Ovariální cysty............................................................................................... 27 3.8 BIOTECHNICKÉ METODY V CHOVU SKOTU .............................................................. 28 U
3.8.1 Embyotransfer (ET) ....................................................................................... 28 3.8.2 Transvaginální aspirace oocytů (OPU)......................................................... 28 3.9 DIAGNOSTIKA GRAVIDITY ...................................................................................... 29 3.9.1 Rektální metoda ............................................................................................. 30 3.9.2 Stanovení progesteronu v mléce .................................................................... 30 3.9.3 Test nepřeběhlých plemenic (NRT)................................................................ 30 3.9.4 Zjišťování březosti sonografem...................................................................... 31 3.10 ULTRASONOGRAFIE V REPRODUKCI SKOTU .......................................................... 31 U
4. MATERIÁL A METODY ZPRACOVÁNÍ ........................................................... 33 4.1 ŠKOLNÍ ZEMĚDĚLSKÝ PODNIK ŽABČICE ................................................................. 33 4.1.1 Pracoviště Žabčice......................................................................................... 33 4.2 VLASTNÍ METODIKA ............................................................................................... 34 5. VÝSLEDKY PRÁCE A DISKUSE ......................................................................... 36 5.1 ZHODNOCENÍ VÝSLEDKŮ MEZI ROKY 2005 – 2006................................................. 36 5.2 ZHODNOCENÍ VÝSLEDKŮ ROKU 2005 ..................................................................... 40 5.3 ZHODNOCENÍ VÝSLEDKŮ ROKU 2006 ..................................................................... 43 7. SEZNAM LITERATURY........................................................................................ 48 8. SEZNAM TABULEK............................................................................................... 52 9. SEZNAM OBRÁZKŮ .............................................................................................. 53 PŘÍLOHY...................................................................................................................... 54
7
1. ÚVOD Chov skotu má v naší republice nezastupitelné místo ve výrobě potravin, které jsou a budou důležitým hospodářským a strategickým nástrojem zahraniční politiky. Každý stát se snaží vybudovat zemědělskou výrobu na takové úrovni, aby měl zajištěnou soběstačnost alespoň v základních potravinách. Současné ekonomické podmínky kladou velký důraz především na efektivnost výroby. Rozhodující roli v efektivnosti zemědělské prvovýroby chovu dojnic hraje ekonomická výroba mléka, na níž se podílí mnoho faktorů, avšak rozhodující roli sehrává úroveň reprodukce. Současná situace v reprodukci je charakterizována zhoršujícími se ukazateli plodnosti plemenic. Z ukazatelů plodnosti je varující prodlužující se délka inseminačního intervalu, délka servis periody a snižující se úroveň zabřezávání. Ačkoliv se významně zlepšily podmínky pro chov dojnic a potenciál pro vysokou produkci mléka je srovnatelný s potenciálem v chovatelsky vyspělých zemích, úroveň reprodukce poněkud pokulhává jakožto významný stabilizující prvek vysoké ekonomicky únosné produkce. Současný neuspokojivý stav reprodukce krav v České republice má za následek nižší produkci telat a spolu s nízkou průměrnou dojivostí se podílí na neuspokojivých ekonomických výsledcích chovu skotu. Jedním ze základních předpokladů dosahování příznivých výrobních a ekonomických výsledků produkce mléka je dobrá a pravidelná plodnost krav. Ekonomický význam plodnosti krav nespočívá pouze v „hodnotě“ narozeného telete, ale také v hormonální stimulaci následné laktace. Z tohoto pohledu je nutno považovat plodnost krav za stejně významnou jako schopnost produkovat mléko. Ztráty vzniklé v důsledku snížení plodnosti jsou velké. Lze jim ale předcházet realizací celé řady opatření týkajících se zejména managementu chovu. Jedním z těchto opatření je ultrasonografie. Tento způsob diagnostiky gravidity umožňuje člověku pohled do nitra těla, aniž by musely být otevírány tělní dutiny. Jedná se při tom o šetrnou, vysoce intenzívní a zcela neagresivní diagnostickou metodu. Dokonalá ovariální diagnostika představuje nástroj k poznání zákonitostí řízení pohlavního cyklu, ke zjišťování některých příčin poruch plodnosti a umožňuje sledovat i účinky farmak určených k usměrňování a řízení pohlavního cyklu. Na použití kvalitní echokamery a sondy s dostatečnou rozlišovací schopností je závislá přesná diagnostika folikulů, žlutých tělísek, cyst a dalších útvarů na ovariích. Pomocí ultrasonografie lze 8
tedy studovat zákonitosti folikulogeneze, intraovariální poměry během estrálního cyklu, podmínky vzniku jednotlivých folikulárních vln, dominantní folikul, vliv kauterizace dominantního folikulu na průběh folikulogeneze apod.
9
2. CÍL PRÁCE Cílem této diplomové práce bylo sledování vybraných ukazatelů na pohlavních orgánech
skupiny
krav
Holštýnského
plemene
získaných
ultrasonografickým
vyšetřením a posouzení jejich vlivu na zabřeznutí, jalovost či přeběhnutí. Dále posoudit jednotlivá vývojová stádia folikulů pro případné využití biotechnické metody OPU/IVF. Mezi vybrané ukazatele patří: počet a velikost malých a velkých folikulů na ovariích; přítomnost a velikost žlutého tělíska na ovariích a výskyt a velikost dutiny žlutého tělíska. Cílem bylo provést statistické zhodnocení těchto ukazatelů v daném období a zjistit, zda jsou průkazné rozdíly mezi počtem a velikostí folikulů, žlutých tělísek a dutin žlutého tělíska a výslednou březostí či jalovostí krav. Srovnání bylo prováděno mezi roky 2005 – 2006 a v rámci každého roku zvlášť.
10
3. SOUČASNÝ STAV ŘEŠENÉ PROBLEMATIKY 3.1 Plodnost Plodnost na požadované úrovni představuje jeden ze základních pilířů dosahování kladných výrobních a ekonomických výsledků chovu skotu. Plodnost je důležitým faktorem pro rentabilitu chovu mléčných i masných plemen skotu. Základním ukazatelem dobré reprodukce stáda je stav, kdy od jedné krávy chovatel získá do roka jedno tele, kdy užitková plemenice se 5 – 6 krát za život otelí a brakace pro poruchy plodnosti nepřesáhne 10% (STÁDNÍK, 2000). Plodnost jako základní biologická a užitková vlastnost zvířat umožňuje jejich rozmnožování a tím zachování rodu. Pojem plodnost vyjadřuje schopnost zvířat produkovat oplození schopné pohlavní buňky. Pro samice znamená schopnost pravidelného oplodnění, gravidity a narození životaschopného potomstva. Jen zdravé, kondičně dobře připravené zvířata disponují dobrou a pravidelnou plodností (KLIMENT et al., 1989). 3.1.1 Vlivy působící na plodnost Plodnost zvířat závisí nejen na jejich druhové a plemenné příslušnosti, ale je podmíněna i dědičným založením a působením činitelů vnějšího prostředí. Z činitelů vnějšího prostředí je to zejména výživa, klimatické vlivy, způsob chovu, užitkovost a další (KLIMENT et al., 1989). Plodnost je určována zhruba 20% dědičným založením a 82% vnějším prostředím (LOUDA, 2001) 3.1.1.1 Vliv dědičnosti Dědivost plodnosti je obecně na nízké úrovni. Pohybuje se kolem 0,02 – 0,03 (STÁDNÍK, 2000). Stejně tak KLIMENT st al. (1989) uvádí, že většina reprodukčních vlastností je podmíněna působením neaditivních genů, což znamená, že mají nízký koeficient heritability a ve větší míře závisí na působení faktorů vnějšího prostředí, ve kterém se realizují. Plodnost jako vlastnost je podle LOUDA et al. (2001) založena polygenně a nelze ji oddělovat od dědičnosti konstituce. Dle KLIMENT et al. (1989) mají zvířata pevného konstitučního typu větší předpoklad dobré plodnosti než zvířata konstitučně 11
slabší, které mají menší schopnost adaptability. Genetické systémy určující reprodukční vlastnosti jsou v důsledku působení přirozeného výběru během fylogeneze velmi stabilní. Pro zachování druhu je biologicky výhodné zabezpečení plodnosti v určitých optimálních hranicích. Proto jsou rozdíly v plodnosti v rámci druhu podstatně menší než meziplemenné či individuální (KLIMENT et al., 1989). 3.1.1.2 Vliv výživy Výživa krav je považována za nejvýznamnější faktor vnějšího prostředí, který determinuje produkci mléka, plodnost, zdravotní stav zvířat a je předpokladem realizace genetického potenciálu jedince i celého chovu. Se zvyšující se užitkovostí dochází ke zhoršení zdravotního stavu a především plodnosti (NEHASILOVÁ, 2005). STÁDNÍK (2000) uvádí, že vyšší mléčná produkce způsobuje zhoršení reprodukčních ukazatelů. Za kritické období pro vznik poruch plodnosti lze považovat především období přípravy na porod, období porodu a puerperia i období vysoké laktace (NEHASILOVÁ, 2005). VAN SAUN (2002a) uvádí, že i reprodukce v následujících 3, 4, i 5 měsících může být ovlivněna výživou krav stojících na sucho. Podle STÁDNÍK (2000) je z hlediska výživy nejproblematičtějším obdobím reprodukce prvních sto dní laktace, kdy dochází ke zvyšování užitkovosti a k dosažení maximální produkce, ale schopnost přijímat sušinu krmiva se zvyšuje podle rozvoje trávícího traktu. Tím dochází k deficitu živin a energie. VAN SAUN (2002b) uvádí, že při otelení dochází k nejnižšímu příjmu sušiny, což je normální fyziologický proces.(viz. tab. č.1 v příloze, str. I) Při porovnání krav stojících na sucho první měsíc s posledními třemi týdny před porodem se u březích jalovic snížil příjem sušiny z 10,2 na 8,8 kg. U krav je tento pokles z 15 na 13 kg sušiny, což znamená podvyživenost jak v energii, tak v proteinech. VAN SAUN (2002a) uvádí že pokud sledujeme růstovou křivku plodu, zjistíme, že během posledních dvou měsíců naroste plod o 60%. Březost stojí krávu mnoho živin, které jsou pro vlastní plod velice málo využívány. Například pouze 12 až 16 % energie a 32 % proteinů, které kráva vyčlení pro potřeby plodu, je skutečně uloženo v jeho buňkách. Pak je zřejmé, že přísun proteinů pro potřebu plodu musíme zvýšit téměř dvojnásobně. Jedním z nejvýznamnějších faktorů, který ovlivňuje reprodukci, je negativní energetická bilance (NEB). Ta většinou začíná již několik dnů před porodem, kdy 12
vysokobřezí kráva významně omezuje příjem krmné dávky a přitom potřeba energie i ostatních živin pro potřebu plodu, plodových obalů, dělohy i tvořícího se kolostra se významně zvyšuje. Negativní energetická bilance přetrvává několik týdnů po porodu, přičemž nejvýraznější bývá v prvním a druhém týdnu laktace. Záleží na kondici krávy před porodem a na schopnosti krávy zvyšovat příjem sušiny krmné dávky v poporodním období a na výši produkce kolostra a mléka. NEB vyvolává v organizmu krávy řadu změn, a to biochemických, humorálních i morfologických. NEB omezuje tvorbu gonadotropních hormonů, především luteinizačního hormonu a znemožňuje ovulaci. NEB ovlivňuje koncentraci progesteronu v krvi. Bylo prokázáno, že krávy s výraznou NEB v prvních dnech po porodu mají nízkou koncentraci progesteronu v krvi po velmi dlouhou dobu – až do třetího i čtvrtého estrálního cyklu. Dostatečná hladina progesteronu je pro fertilitu nezbytná, neboť koncentrace progesteronu v krvi v průběhu jednoho cyklu ovlivňuje koncentraci progesteronu i v následujících cyklech. Situace, kdy folikuly jsou NEB ovlivněny, vede k dlouhodobé nízké koncentraci progesteronu v krvi a k redukci fertility. Koncentrace progesteronu v krvi v období gravidity má významný vliv na výsledek inseminace. Řada experimentálních sledování a výsledky provozních pokusů naznačují, že koncentraci progesteronu v krvi lze ovlivnit výživou (NEHASILOVÁ, 2005). Přijímáme – li hypotézu, že rozvoj od primárního folikulu po folikul schopný ovulace trvá 60 až 80 dnů, pak období rozvoje těchto folikulů a jejich metabolické aktivity se kryje s obdobím NEB a tyto folikuly nebývají správně funkční (VAN SAUN, 2002b). ŘÍHA a BJELKA (2002) uvádí, že oocyty rostoucí a zrající v období negativní energetické bilance jsou nekvalitní a mají jen 20 % šanci na zdárný vývoj. Teprve oocyty dozrávající po 100 dni p. p. jsou kvalitní. Pokud byly krávy v poslední fázi stání na sucho krmeny dietou s vysokým obsahem proteinů, nebyla zjištěna žádná závislost mezi NEB a dny první ovulace po porodu. V 1. fázi rozvoje folikulu je třeba dostatek proteinů pro tvorbu receptorů pro hormony, aby byla zajištěna správná funkce folikulu. U krav v závěru gravidity krmených nízkou hladinou proteinů v krmné dávce dochází k nedostatečné tvorbě těchto receptorů, což má za následek sníženou hladinu progesteronu u těchto krav. U takových jedinců se pak často vyskytují folikulární cysty (VAN SAUN, 2002b). Výživa a následné poruchy metabolizmu tvoří významný komplex, který má na vznik poruch reprodukce značný vliv. Vyrovnaná výživa v průběhu celého mezidobí, 13
kvalita krmiv a jejich hygienická nezávadnost jsou důležitými předpoklady prevence poruch reprodukce u krav. Minimalizování vlivu NEB v poporodním období se jeví z hlediska prevence poruch plodnosti jako rozhodující (NEHASILOVÁ, 2005). 3.1.1.3 Vliv kondice Kondice je důležitým ukazatelem zásob metabolické energie u dobytka. Index bodování tělesné kondice (BCS) podle Fergusona se používá na celém světě ke zhodnocení výživného stavu mléčných krav. Metoda spočívá na zrakovém posouzení míst nacházejících se v okolí beder, kyčelního a sedacího hrbolu, žebrových výrůstků páteře a kořene ocasu. Kondice se posuzuje pětibodovou stupnicí. V kritických bodech se měří tloušťka podkožní tukové tkáně. Zároveň s BCS se určila norma pro krávy v různých fázích reprodukčního cyklu. Kondice zastavených krav by měla být 3,5 bodu (JAŚKOWSKI a TWARDOŃ, 2002). Dle VAN SAUN (2002b) jsou pro krávy stojící na sucho doporučovány hodnoty 3,25 až 3,75. V rané laktaci hodnota BCS může klesnout o 0,5 - 1 bod. Třetí měsíc po porodu má kráva zahájit postupnou obnovu stavby těla, žádaná kondice je 3 body. Kondice jalovic před otelením má být 3 body (JAŚKOWSKI a TWARDOŃ, 2002). ŘÍHA a BJELKA (2002) považují za ideální chovnou kondici bodové rozmezí 2,5 až 3,5 bodu. Pokud se po otelení kondice sníží o více než 20 %, takto postiženým kravám je třeba zabezpečit péči, aby se zabránilo nadměrné mobilizaci tukových rezerv. Kondice rovněž ovlivňuje synchronizaci říje. U krav s nedostatečnou kondicí (menší než 2,5) se dosáhly horší výsledky zapuštění po aplikaci GnRH a prostaglandinů k indukci říje a ovulace. Vyšetření poukazují také na vliv kondice na inseminační index u krav - příjemkyň embryí. Největší počet gravidit dosahují krávy s BCS 3 (JAŚKOWSKI a TWARDOŃ, 2002). 3.1.1.4 Bioklimatologické vlivy Významným faktorem v souboru činitelů, které působí na reprodukci a plodnost jsou klimatické vlivy (světlo, teplota, tlak vzduchu, roční období a všechny mikroklimatické podmínky). Rozsah vlivu závisí na druhu zvířete (polyestrické, sezónně polyestrické) a způsobu chovu. Pro normální a nerušený průběh pohlavních funkcí je optimální teplota od +12 do +15 °C. Extrémně vysoké nebo nízké teploty zapříčiňují narušení funkcí, protože termoregulační mechanismy nejsou schopné 14
přizpůsobit organismus takovýmto změnám (KLIMENT et al., 1989). Skot patří mezi druhy zvířat s velmi dobrými termoregulačními schopnostmi. Jeho organismus je vybaven řadou pohotových mechanismů, které dokáží udržet tepelnou rovnováhu těla i ve velmi nepříznivých chladných podmínkách. Obecně je tedy skot lépe uzpůsoben podmínkám nízkých teplot vzduchu nežli vysokým (KNÍŽKOVÁ, KUNC, 2006). VAN SAUN (2002b) uvádí, že právě stres z chladu a z horka způsobuje sezónní zvýšení výskytu metabolických poruch.
3.2 Reprodukční ukazatele Přesné aktuální informace o reprodukci jednotlivých plemenic a stád poskytují chovateli možnost okamžitě realizovat potřebná opatření vedoucí k dosažení optimálních výsledků v zabřezávání krav. Mezi základní ukazatele plodnosti lze zařadit: interval, service periodu (SP), inseminační index, mezidobí, březost po 1.inseminaci a březost po všech inseminacích. Pomocné ukazatele plodnosti jsou: % zabřezlých plemenic ze stavu krav, hrubá natalita, čistá natalita, úhyn telat a embryonální mortalita (LOUDA, 2001). 3.2.1 Mezidobí Mezidobí se vypočítá jako aritmetický průměr délky mezi dvěma porody všech krav (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). O velmi dobré plodnosti hovoříme, když je mezidobí stáda do 375 dní, dobrá plodnost je při mezidobí 376 – 400 dní, málo vyhovující plodnost je při 401 – 440 dní a celkově nevyhovující při mezidobí nad 440 dní (KLIMENT et al., 1989). STÁDNÍK (2000) uvádí, že je vhodné prodloužit délku mezidobí u vysokoprodukčních stád na 400 – 420 dní. Dle BURDYCH, VŠETEČKA et al. (2004) by se mělo mezidobí pohybovat v rozmezí 365 až 405 dnů. Při prodloužení mezidobí o jeden den nad 365 dní se prodlouží délka laktace o 0,7 dne a délka neprodukční části laktace o 0,3 dne. Tím se zvýší produkce mléka za celé i normované laktace, snižuje se však užitkovost v přepočtu na kalendářní rok, respektive na jeden den produkčního věku dojnice (ŘÍHA, BJELKA 2002). Nové zahraniční poznatky z roku 2003 naznačují, že při prodloužení mezidobí u dojnic s užitkovostí 7000 kg mléka z 365 na 405 dní, dochází ke ztrátě 20% produkce mléka, zatímco u dojnic s užitkovostí 9000 kg pouze o 5% (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). 15
3.2.2 Servis perioda Vyjadřuje se počtem dnů mezi porodem a inseminací, po které plemenice zabřezla. Patří k nejvýznamnějším ukazatelům reprodukce. Ideální hodnota je 85 dní, ovšem u vysokoužitkových zvířat může být i delší, zejména ve vztahu k délce laktace.(viz. tab. č.3 v příloze, str. II). Výsledky se hodnotí: výborná 81 – 95 dnů, vyhovující 96 – 110 dnů, nevyhovující 111 – 120 dnů a špatná nad 120 dnů (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). ŘÍHA a BJELKA (2002) uvádí, že prodloužení servis periody o jeden den má za následek snížení roční produkce mléka o 9,2 litru denně, to je asi o 190 litrů mléka při prodloužení servis periody o jeden pohlavní cyklus (21 dní). Za posledních jedenáct let se servis perioda prodloužila o 16 dní. Ekonomická ztráta se s prodlužováním servis periody nad optimální délku zvyšuje. V prvním prodlouženém cyklu lze ekonomickou ztrátu odhadnout na 1 000 Kč (100%), ve druhém cyklu na 1 300 Kč (130%) a ve třetím cyklu pak na 1 400 Kč (140%). Při přepočtu na jeden den prodloužené SP o jeden až tři pohlavní cykly vychází ekonomická ztráta na 48 až 67 Kč. 3.2.3 Inseminační interval Inseminační interval vyjadřuje počet dnů, které uplynuly od porodu nebo zmetání do provedení první inseminace. Jeho délka závisí především na průběhu involuce pohlavních orgánů, obnovení plnohodnotných ovariálních cyklů a projevů říje. Toto období trvá u většiny plemenic 5 až 6 týdnů, u vysoce užitkových dojnic i déle. Jeho doporučená hodnota by se měla pohybovat mezi 65-ti až 80-ti dny. (viz. tab. č. 2 v příloze, str. I) 3.2.4 Interinseminační intervaly Interinseminační intervaly by měly být shodné s délkou říjových cyklů u přebíhajících se plemenic. Stanoví se počtem dnů do následujících skupin: zkrácené cykly pod 18 dnů, normální cykly 18 – 25 dnů a prodloužené cykly nad 25 dnů. Nepravidelné prodloužené cykly v rozmezí 45 až 55 dní se mohou vyskytovat v chovech, kde se provádí raná diagnostika gravidity a kdy krávy vyšetřené jako nebřezí jsou ošetřeny luteolytiky. V chovech s nepravidelnými cykly se efektivně uplatní ultrasonografické vyšetření březosti kolem 28. až 35.dne po inseminace (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). 16
3.3 Samičí pohlavní soustava Samičí pohlavní orgány mají vedle funkcí shodných s pohlavními orgány samců, tj. tvorby pohlavních buněk a hormonů a zajištění páření, ještě další speciální funkci. U savců slouží jako prostředí poskytující ochranu a výživu pro vyvíjející se zárodek a plod od oplození vajíčka do porodu. Samičí pohlavní orgány se rozdělují na vnitřní, tj. vaječník, vejcovod, dělohu a pochvu, a zevní, k nimž patří poševní předsíň, vulva a poštěváček (MARVAN et al., 1992) 3.3.1 Vaječníky Vaječník (ovarium) je párová samičí pohlavní žláza, v níž se tvoří samičí pohlavní buňky – vajíčka a pohlavní hormony – estrogeny a progesteron (MARVAN et al., 1992). Nacházejí se na stropě kaudální části břišní dutiny a jejich velikost a tvar jsou značně závislé na druhové příslušnosti, věku zvířete a funkčním stavu (JELÍNEK et al., 2003). U krávy je vaječník relativně malý, ovoidního tvaru, velikostí i tvarem připomíná plod švestky. Je 3 – 4,5 cm dlouhý, 2 – 3cm široký a má hmotnost 15 – 20 g (MARVAN et al., 1992). 3.3.2 Vejcovody Vejcovod (tuba uterina) je párová svalová a slizniční trubička tloušťky stébla, dlouhá u krávy 20 – 30 cm. Slouží k zachycení ovulované vaječné buňky a k jejímu přemístění do dělohy (MARVAN et al., 1992). Na kraniálním konci se rozšiřuje a vytváří nálevku vejcovodu. Volný okraj nálevky se rozděluje na řasy. Některé z nich přirůstají k povrchu vaječníku. Za břišním otvorem se vejcovod rozšiřuje a ve střední části je zúžený, takže vytváří tzv. isthmus. Stěna vejcovodu se skládá ze sliznice, svalové vrstvy a serózy (KLIMENT et al., 1989). 3.3.3 Děloha Děloha (uterus) je silnostěnný dutý orgán, sloužící k vývoji nového jedince z oplozeného vajíčka až do narození mláděte. Skládá se ze tří základních částí. Je to kaudálně umístěný děložní krček, který dopředu přechází v děložní tělo, na němž kraniálně navazují dva děložní rohy. Tento typ dvourohé dělohy je vyvinut u krávy, ovce, kozy, prasnice, klisny, feny i kočky (MARVAN et al., 1992). Děložní rohy jsou uloženy v břišní dutině. U krav jsou 35 – 40 cm dlouhé a stáčejí se mírně dolů, pak 17
nahoru a zpět. Děložní krček má silně vyvinutou svalovinu a prochází jím klikatě kanálek krčku. Je uzavřený a otevírá se jen při říji a porodu. Je dlouhý 7 – 12 cm (SOVA et al., 1990). Děložní stěna se skládá z povrchové serózy (perimetrium), podélné a kruhové vrstvy hladkého svalstva (myometrium) a sliznice (endometrium). Děložní sliznice obsahuje četné tubulózní žlázky a u přežvýkavců jsou na ní ve čtyřech řadách rozsety základy karunkulů (80 – 160). které se v průběhu březosti rozrůstají a představují místo, na němž dochází ke spojení s kotyledony placenty (JELÍNEK et al., 2003). 3.3.4 Pochva Pochva (vagina) je silnostěnný trubicovitý orgán a rozlišujeme na ní poševní klenbu, stěnu a poševní dno. Kaudálním směrem přechází pochva v poševní předsíň, která je u mladých samic, které dosud nekopulovaly, oddělena více či méně vyvinutou slizniční řasou (hymen). Poševní stěna je tvořena sliznicí a hladkosvalovou vrstvou. Sliznice pochvy nemá žlázky (JELÍNEK et al., 2003). 3.3.5 Poševní předsíň Poševní předsíň (vestibulum vaginae) představuje pokračování pochvy a vyúsťuje do ní z ventrální strany krátká močová roura. Sliznice poševní předsíně obsahuje četné žlázy, jejichž hlenovitý sekret zvlhčuje sliznici předsíně i pochvy a usnadňuje zavedení pyje (KOMÁREK et al., 1964). 3.3.6 Vulva Vulvu tvoří dva stydké pysky, stýkající se v horní a dolní spojce. Svírají stydkou štěrbinu. Ve ventrální spojce je uložen poštěváček jako vývojový zbytek po samčím pyji. Jeho podkladem je topořivé těleso, volný konec je zakončen žaludem. Sliznice stydkých pysků přechází navenek v bezchlupou kůži (MIHOLOVÁ a LIPSKÝ, 1976)
3.4 Ovogeneze Germinativní funkce vaječníků je představována tvorbou samičích pohlavních buněk – vajíček. Je to složitý proces, který označujeme jako ovogeneze. Probíhá ve třech obdobích (stadiích): období rozmnožování, růstu a zrání (JELÍNEK et al., 2003). Období rozmnožování začíná už u plodu samice, a to na povrchu vaječníku, kde se 18
buňky zárodečného epitelu – ovogonie – rychle mnohokrát za sebou mitoticky dělí. Výsledkem je velké množství ovogonií, z nichž většina přestupuje z povrchu vaječníku pod vazivový obal do kůry. Zde se každá vaječná buňka jako ovocyt I.řádu obaluje jednou vrstvou folikulárních buněk. Tak vznikají primární folikuly. Jsou přítomné ve velkém množství již ve vaječníku u novorozených samic (u telete 100 – 300 tisíc). Období růstu je velmi dlouhé, navazuje na období rozmnožování a probíhá ve dvou fázích. V první fázi, která se uskutečňuje ještě před narozením samice, dochází u ovocytů I.řádu ke konjugaci chromozomů a k vzájemné výměně jejich genového materiálu. Druhá fáze pokračuje po dlouhém přerušení až v období pohlavního dospívání samice (SOVA et al., 1990). Období růstu je charakterizováno zmnožováním cytoplazmy ovocytů, pomnožením folikulárních buněk a vytvořením vaječné blány. V podstatě v tomto období dochází k přeměně primárních folikulů ve folikuly rostoucí a zralé (JELÍNEK et al., 2003). Posledním stádiem vývoje vajíčka je období zrání, charakteristické dvěma zracími děleními. První zrací dělení začíná ještě v dozrávajícím folikulu vaječníku, dokončuje se ale až po ovulaci ve vejcovodu, kde se ovocyt I.řádu rozdělí na ovocyt II.řádu, do kterého přejde téměř všechna cytoplazma, a na malé pólové tělísko, polocyt. Druhé zrací dělení se uskuteční za předpokladu, že do cytoplazmy ovocytu pronikla spermie. V takovém případě se ovocyt II.řádu opět rozdělí na velké vajíčko (ovum) a malé pólové tělísko. Výsledkem ovogeneze je tedy jedno oplození schopné vajíčko a tři neplnohodnotná pólová tělíska (SOVA et al., 1990). 3.4.1 Vajíčko Vajíčka savců jsou kulovitého nebo elipsoidního tvaru o průměru 100 – 200 μm. Vlastní primární obal tvoří zesílená cytoplazmatická membrána (ovolemma) a dále sekundární obal – průsvitná blanka (zona pellucida) (JELÍNEK et al., 2003). Tento sekundární obal vzniká ještě během vývoje ve vaječníku a je produktem folikulárních buněk. Má významnou úlohu v biologii vajíčka, udržuje se dlouho po oplodnění až do nidace zygoty. Praská tehdy, když tlak uvnitř rýhující se zygoty stoupne přibližně o 30 – 40% (KLIMENT et al., 1989). Folikulární buňky nejsou však jen pouhými obalovými buňkami ovocytu, ale vykazují i významnou inkreční aktivitu; vylučují samičí pohlavní hormony – estrogeny. (SOVA et al., 1990). 19
Hlavní součástí vajíčka je cytoplazma s excentricky uloženým jádrem o průměru 25 – 50 μm. Vajíčka domácích zvířat jsou chudá na zásobní energetické látky (žloutek) a jsou označována jako sekundárně oligolecitální (JELÍNEK et al., 2003). Zralé folikuly obsahují u krávy zpravidla jen jednu vaječnou buňku; u vícerodých zvířat jich může být i více (2 – 4) (SOVA et al., 1990). 3.4.2 Folikuly Ovulační plocha vaječníku je na svém povrchu kryta epitelem, pod nímž se nachází bělavý obal, který jako vazivové pouzdro obaluje vlastní tkáň vaječníku. Tkáň se skládá z povrchově uložené korové vrstvy a z uvnitř situované cévní vrstvy – dřeně. Ve vazivovém stromatu kůry jsou rozmístěny hlavní strukturální součásti vaječníku, a to vaječníkové váčky – folikuly. (MARVAN et al., 1992). Folikuly uvnitř kůry jsou klasifikovány jako 1) primordiální (někdy nazývané primární), 2) rostoucí folikuly a 3) měchýřkovité neboli Graafovy folikuly (REECE, 1998). Nejmenší a nejpočetněji zastoupené jsou primární folikuly, uložené jednotlivě nebo ve skupinách v nejzevnější vrstvě vaječníkové kůry. Jsou to kulovité útvary o velikosti 30 – 50 μm. Převážná většina těchto primárních folikulů se však dále nevyvíjí a podléhá atrézii. K atrézii primárních folikulů dochází v průběhu celého života samice, nejvíce však před pubertou a v období končící pohlavní aktivity. Přesto však zůstává ve vaječníku pohlavně dospělé samice mnohem větší množství folikulů, než může během celého jejího života dozrát. S nástupem puberty se jednotlivé primární folikuly začínají postupně zvětšovat a přeměňovat tak v rostoucí – sekundární folikuly. Růst primárního folikulu je podmíněn zvětšováním vaječné buňky, která ve své cytoplazmě ukládá zásobní látky v podobě žloutkových inkluzí. Rovněž folikulární buňky se zvětšují, mitotickým dělením se množí a postupně obalují ovocyt v několika vrstvách. Nejvnitřnější vrstva folikulárních buněk rostoucího folikulu se nazývá corona radiata. Činností těchto buněk se vytvoří kolem buňky další obal – zona pellucida (průsvitná blanka) (MARVAN et al., 1992). Velké sekundární folikuly jsou už makroskopické útvary, obsahující drobnou dutinku vyplněnou folikulárním mokem, a mírně prominují nad povrch vaječníku (SOVA et al., 1990). Když rostoucí folikul dosáhne velikosti asi 200 μm, začnou se mezi jeho folikulárními buňkami objevovat drobné štěrbiny, vyplněné mokem. Postupným sléváním těchto štěrbin se nakonec vytvoří jednotná dutina, obsahující folikulární mok. 20
Tím se rostoucí folikul mění v měchýřkovitý folikul, viditelný už pouhým okem. Má mírně ovoidní tvar a jedním pólem zasahuje hluboko do vaječníkové kůry, druhým blíže k povrchu vaječníku. Zralý měchýřkovitý – terciální folikul (Graafův folikul) představuje poslední vývojové stádium vaječníkového váčku. Dosahuje velikosti 15 – 20 mm a polokulovitě prominuje nad povrch vaječníku. Stěnu zralého měchýřkovitého folikulu tvoří na povrchu jeho obal (theca folliculi). Uvnitř od obalu se nachází zrnitá vrstva (stratum granulosum), která na straně od povrchu vaječníku zesiluje v tzv. vejconosný hrbolek. Ten se vyklenuje dovnitř folikulární dutiny a ve svém středu obsahuje vaječnou buňku. Během vývoje folikulu se vaječná buňka postupně zvětšuje, takže před ovulací dosahuje velikosti 150 – 200 μm (MARVAN et al., 1992).(viz. obr. č. 1 v příloze, str. IX) Pomocí ultrasonografického vyšetření bylo zjištěno, že růst folikulů je soustředěn do folikulárních vln. Tento kontinuální proces je spojen s probíhajícím pohlavním cyklem, ale není na něm striktně závislý, poněvadž pokračuje i v prvním trimestru gravidity a dokonce i v případě anestru. V průběhu estrálního cyklu se u skotu objevují 2 – 3 folikulární vlny, které produkují vždy jeden dominantní folikul. Během svého vývoje prochází dominantní folikul fázemi selekce, růstu, stagnace a regrese, která je u dominantního folikulu 2. nebo 3. vlny nahrazena ovulací. (tab. č. 4 v příloze, str II). Někteří autoři uvádějí relativně vysoký podíl zvířat (80%) s dvouvlnným cyklem ve srovnání se zvířaty s cyklem trojvlnným, jiní jsou opačného názoru. Obecně je platné, že u krav s dvouvlnným folikulárním cyklem se folikulární vlny objevují 0. a 10. den a u krav s třívlnným cyklem 0., 10. a 16. den po ovulaci (ŘÍHA et al., 1999). 3.4.3 Ovulace Vaječník nemá žádný zvláštní vývod a vaječné buňky se z něj na povrch uvolňují prasknutím dozrálého folikulu – ovulací. Je to složitý pochod, řízený a kontrolovaný jednak nervově, jednak hormony mozkového podvěsku, při němž se uplatňuje vedle zvýšení tlaku folikulárního moku i enzymatické narušení folikulární stěny. U jednorodých zvířat dozrává a praská na vaječníku zpravidla jen jeden folikul, u vícerodých i větší počet folikulů současně. Proudem vylévající se folikulární tekutiny je při ovulaci vaječná buňka z dutiny folikulu vyplavena a stržena do nálevky vejcovodu, kde dokončuje svůj vývoj (MARVAN et al., 1992). Ovulace probíhá spontánně (bez 21
další stimulace) u všech domácích druhů mimo kočku. Výběr folikulu pro ovulace je, zdá se, náhodný. Při regresi žlutého tělíska ovuluje obvykle nejaktivnější rostoucí folikul. Ke vzniku ovulace je nutná vlna LH. Folikuly, i když téměř dokončily vývoj, ale nemají potřebné LH receptory, nereagují na vlnu LH ovulací a podléhají atrézii (REECE, 1998). 3.4.4 Žluté tělísko (corpus luteum) CL se začne vyvíjet po ovulaci na vaječníku v místě prasklého folikulu. Vzniká proliferací zbylých buněk zrnité vrstvy a vnitřního obalu folikulu. Tyto buňky, tzv. luteinní, ukládají ve své cytoplazmě tukové kapénky a žlutý lipochrom lutein, který podmiňuje barvu celého tělíska. V důsledku proliferace luteinních buněk žluté tělísko v podobě zaobleného kužele nebo stopkatého hrbolku vyčnívá i nad povrch vaječníku. Pokud byla dozrálá vaječná buňka ve vejcovodu oplozena, CL se silně zvětšuje a zůstává na vaječníku po celou dobu březosti. Nazývá se pravé – březostní či gravidní žluté tělísko a zaujímá často víc než polovinu objemu vaječníku. Jeho buňky syntetizují a vyměšují pohlavní hormon progesteron, který na vaječníku blokuje dozrávání a ovulaci dalších folikulů. V poslední třetině březosti začíná pravé CL podléhat involuci, zmenšuje se až se nakonec po porodu změní v bělavou jizvu. CL se na vaječníku vyvíjí i v případě, že nedošlo k oplození vajíčka. Toto žluté tělísko se nazývá nepravé – periodické a od pravého se liší jen menšími rozměry a kratší dobou trvání. U krávy trvá jeho růst 7 – 9 dní a v době svého největšího rozkvětu dosahuje velikosti 2 – 3 cm. Přibližně 13.den pohlavního cyklu, tj. 11 den po ovulaci, začne nepravé CL podléhat involuci. Můžeme tak ve vývoji periodického CL rozlišovat stádium růstu, rozkvětu a zániku (MARVAN et al., 1992).
3.5 Pohlavní ( estrální ) cyklus Termín „estrální cyklus“ označuje rytmické změny pozorované v chování u všech savců, které zahrnují pravidelné, ale omezené periody svolnosti k páření (estrus = říje). Ty se vyskytují v intervalech charakteristických pro daný druh. Jeden interval cyklu je definován jako čas od začátku jednoho cyklu říje (svolnosti k páření) k dalšímu (ovulační interval) (REECE, 1998). Rytmus říjových cyklů je druhově dosti odlišný. U některých zvířat dochází k říji jen jednou do roka, u některých dvakrát za rok a u jiných se pohlavní cyklus opakuje pravidelně v poměrně krátkých intervalech po celý rok. 22
Podle toho se pak zvířata dělí na monoestrická, diestrická a polyestrická (MARVAN et al., 1992). Estrální cyklus u plemenic skotu trvá v průměru 21 dní. Kratší estrální cyklus je u jalovic. U některých zvířat může trvat i 17 dnů. Delší je u krav, kde může u řady kusů trvat i 23 až 24 dnů. Může se prodlužovat v horkých letních měsících (VINKLER, 2004). Estální cyklus se dělí na 4 fáze: proestrus, estrus, metestrus a diestrus (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). 3.5.1 Proestrus Proestrus (období před říjí) zahrnuje 20. až 21. den estrálního cyklu. Na vaječnících dochází postupně k regresi žlutého tělíska z předchozího cyklu a růstu folikulu (PETELÍKOVÁ, 1997a). Na povrchu vaječníku vystupuje rostoucí folikul jako elastická kulovitá struktura o průměru asi 10 mm. Zvyšuje se přívod krve do pohlavních orgánů, dochází ke zduření a silné proliferaci sliznic vývodných cest, uvolňuje se děložní krček a z vulvy začíná vytékat řídký hlen (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). 3.5.2 Estrus (říje) Trvá 1 den +/- 12 hodin, toto období bývá označováno jako 0.den cyklu (LOUDA et al., 2001). BOLDISZAR (2006) uvádí, že podle posledních průzkumů pokleslo trvání říje na 7 – 8 hodin. Rozdíly hodnot se však liší mezi jednotlivými zvířaty, ale ne mezi jednotlivými stády. Estrogeny produkované zralými Graafovými folikuly navozují období ochoty k páření – sexuální chování. Krček děložní se otevírá, dostavuje se reflex nehybnosti, který trvá 7 – 10 hodin, plemenice na sebe nechá skákat ostatní krávy, z pohlavních orgánů vytéká sklovitý hlen (LOUDA et al., 2001). Graafův folikul, který má průměr 15 až 25 mm je vyplněn folikulární tekutinou v níž dozrává vajíčko. Z adenohypofýzi se vyplavuje luteinizační hormon (LH), který dokončuje zrání Graafova folikulu a ke konci tohoto období dochází k ovulaci (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). Většina domácích zvířat ovuluje na konci estru, ale krávy ovulují 12 – 14 hod. po estru. Nejúspěšnější jsou inseminace okolo 12 hod. po začátku říje. Inseminace tedy u krav předchází ovulaci (REECE, 1998). Dle MARVAN et al. (2002) dochází k ovulaci u krav 6 – 16 hodin po odeznění zevních příznaků říje. VINKLER (2004) uvádí dobu 23
ovulace 6 až 8 hodin po odeznění příznaků říje a vhodné období pro inseminaci druhou polovinu říje, ideální však konec říje. 3.5.3 Metestrus Metestrus (období po říji) následuje po ovulaci od 1. do 4. dne cyklu. Dominantní úloha folikulu je nahrazena tvořícím se žlutým tělískem v místě prasklého folikulu a vystupuje 15 – 20 mm nad povrch, u jalovic bývá větší. CL produkuje progesteron, který tlumí sekreci FSH a LH z předního laloku hypofýzy. Postupně mizí příznaky říje na pohlavních orgánech plemenice. U krav bývá pozorován krvavý výtok 2 dny po skončení říje (LOUDA et al., 2001). Pokud plemenice nezabřezla, měla by přijít další říje za 18 dní po krvavém výtoku (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). 3.5.4 Diestrus Diestrus (období pohlavního klidu) je typický aktivitou steroidního hormonu progesteronu. Na ovariu roste žluté tělísko, které od 8. do 15. dne cyklu rozkvétá a dosahuje velikosti 10 až 30 mm. V této době se také na vaječníku vyskytuje rostoucí folikul, který dosahuje až 14 mm v průměru. Jedná se o tzv. meziovulační folikul, který podléhá atrézii, ale je schopen vyvolat i příznaky nepravé říje kolem 10. dne (BURDYCH, VŠETEČKA et al., 2004). Pokud plemenice zabřezla, žluté tělísko přetrvává – perzistuje a zabraňuje nástupu nové říje. V případě, že nedošlo k zabřeznutí 14 – 15.den cyklu, děložní sliznice začíná produkovat prostaglandin F2α, který navodí regresi žlutého tělíska. Pokles hladiny progesteronu v krevní plazmě ovlivní vzestup sekrece FSH a LH a nastupuje nový pohlavní cyklus (LOUDA et al., 2001).
3.6 Samičí pohlavní hormony Činnost pohlavního ústrojí je složitým biologickým řetězcem procesů, které na sebe úzce navazují a vzájemně se podmiňují. Vlastní řízení je neurohumorální a řídící centra představují kůra koncového mozku, hypotalamus, hypofýza a ovaria (JELÍNEK et al., 2003). 3.6.1 Estrogeny Steroidy s estrogenním účinkem jsou estradiol, estron a produkt jejich degradace estriol. Estrogeny se tvoří ve vaječníku, především v terciálních folikulech, ale také 24
v intersticiu, placentě a v malé míře i v kůře nadledvin (KLIMENT et al., 1989). Největší aktivitu má 17 beta estradiol. Pod jeho vlivem se vytvářejí sekundární pohlavní znaky a odvíjí se chování zvířat při říji. Má pozitivní zpětnou vazbu na systém hypothalamohypofyzární, stimuluje sekreci GnRH (ŘÍHA et al., 1999). 3.6.2 Gestageny Getageny se začínají vylučovat až po první říji účinkem estrogenů, a proto nemají vliv na dospívající samici. Jejich přebytek vyvolává zánik říje (sterilitu) a nedostatek u březích samic zmetání. Gestageny vznikají ve žlutém tělísku vaječníku a jejich zástupcem je progesteron (MIHOLOVÁ a LIPSKÝ, 1976). 3.6.2.1 Progesteron Progesteron vzniká ve třech rozdílných žlázách: vaječníku, placentě a v kůře nadledvin. Hlavním zdrojem progesteronu jsou buňky zrnité vrstvy Graafova folikulu a zejména pak tyto buňky žlutého tělíska (KLIMENT et al., 1989). Aktivity spojené s progesteronem probíhají často společně s estrogeny a obvykle vyžadují předběžné působení estrogenů, které zcitliví, nebo nabudí tkáň pro přijetí signálu, který poskytuje progesteron (REECE, 1998). Ve srovnání s estrogeny je asi 10 000krát méně účinný. Připravuje děložní sliznici pro přijetí vajíčka, zabraňuje děložním stahům, a tím chrání graviditu. Na vaječnících inhibuje za gravidity dozrávání nových vajíček, a tím blokuje nástup dalších říjí a ovulací (KLIMENT et al., 1989). 3.6.3 Relaxin Žluté tělísko, děloha a placenta secernují polypeptidový hormon relaxin. Je to hormon vysoce gravidních samic, které připravuje na následný optimální průběh porodu. Významně přispívá k odvápnění pánevní spony, uvolnění pánevních vazů a rozšíření kanálku děložního krčku (JELÍNEK et al., 2003). 3.6.4 Gonadotropiny Folikulostimulační hormon (FSH – folitropin) a luteinizační hormon (LH – lutropin) jsou společně nazývány gonadotropiny, a to pro jejich úlohu nebo vliv na buňky vaječníků, čili uvnitř gonád. FSH a LH jsou hormony secernované buňkami předního laloku hypofýzy (REECE, 1998). 25
FSH stimuluje růst preantrálních folikulů, podílí se na zrání folikulů, řídí produkci estrogenu a způsobuje reverzi atrezie folikulů větších než 1,7 mm v průměru. LH se podílí společně s FSH na zrání folikulu. Vrchol LH odpovídá za úspěšný průběh meiozy v předovulačních oocytech. Když peak LH nastane brzy nebo pozdě ve vztahu v vývoji oocytu, může to mít za následek degradaci oocytu nebo nízké oplození, eventuelně degradaci embrya (ŘÍHA et al., 1999). Uvolňování FSH a LH z předního laloku hypofýzy je řízené releasing hormony (řídícími) z hypotalamu. Jedná se o tzv. LHRH (luteinizing hormone – releasing hormone), doslova „hormon uvolňující luteinisační hormon. Někdy je nazýván jako gonadotropin releasing hormon – GnRH. LHRH je secernován jako odpověď na nízkou hladinu LH nebo FSH a je potom doprovázen sekrecí LH nebo FSH (REECE, 1998). 3.6.5 Prostaglandin F2α PGF2α je velice účinný hormon pro činnost vaječníků a mechanismus porodu. Na žluté tělísko má luteolytický účinek a inhibuje produkci progesteronu jak u nepravého žlutého tělíska, tak u žlutého tělíska březosti. Vyvolává kontrakce myometria a zvyšuje hladinu oxytocinu. Má základní význam pro kontrakci Graafova folikulu při ovulaci. Tlumí také produkci progesteronu v placentě a kůře nadledvin. U krávy je v endometriu produkována kyselina arachidonová, která jakmile dospěje do vaječníku, je ve žlutém tělísku přeměněna na PGF2α, který přivodí destrukci žlutého tělíska (KLIMENT et al., 1989).
3.7 Neinfekční poruchy plodnosti 3.7.1 Tichá říje Je charakterizována nedostatečnou psychickou erotizací a málo výraznými změnami na pohlavním ústrojí v důsledku snížení produkce estrogenů. Při tiché říji vyzrává na vaječníku Graafův folikul, dochází k ovulaci biologicky plnohodnotného vajíčka, plemenice je svolná k páření, ale zevní příznaky říje jsou jen těžko rozeznatelné nebo nejsou rozeznatelné vůbec (KLIMENT et al., 1989). VÝMOLA (2005) uvádí, že existuje negativní přímá souvislost mezi nárůstem dojivosti v posledních letech a problémy s říjemi. Důkazem toho jsou australské výzkumy, které prokázaly, že dojnice, které v prvních šesti týdnech nadojí více než 1 400 kg mléka, aniž by měly projevy říje, mají desetinásobně nižší pravděpodobnost zabřeznutí do 150. dne než ty, které při stejné 26
dojivosti vykazují zřetelné symptomy říje. Také krávy stojící na sucho mají častěji tiché říje, stejně jako ty po těžkém porodu (viz. tab. č.5 v příloze, str. III). 3.7.2 Atrézie folikulů Atrézie vaječníků je stav, kdy se při říji začne vyvíjet Graafův folikul, ale jeho vývoj se zastaví a folikul nepraskne. Tento atretický folikul se zpravidla zmenšuje a zaniká, může však i luteinizovat a přetvořit se v luteinovou cystu. Jako patologická forma je atrézie folikulů důsledkem snížené tvorby luteinizačního hormonu a snížené produkce FSH. 3.7.3 Perzistence folikulů Při perzistenci folikulů na vaječníku dozraje Graafův folikul, který však pro nedostatečnou produkci nebo opožděné uvolnění luteinizačního hormonu nemůže prasknout a dochází k uvolnění vajíčka o několik hodin až dní později (KLIMENT et al., 1989). 3.7.4 Ovariální cysty Ovariální cysty jsou definovány jako anovulační folikulární struktury o průměru více než 2,5 cm, perzistující po dobu nejméně 10 dnů. Obecně jsou rozdělovány do dvou skupin. Folikulární cysty (FC) jsou tenkostěnné solitární nebo mnohočetné útvary, které produkují variabilní množství estradiolu (E2), koncentrace profesteronu (P4) v krevním séru je nízká (< 1 ng / ml) (KUMMER, 1998). Objevují se zejména u plemenic na 2. – 4. laktaci v době nejvyšší laktační křivky, tj. mezi 2. – 4. měsícem po porodu. FC vznikají při nadměrné produkci FSH a nedostatečné produkci LH. To má za následek, že folikul nepraská a přeměňuje se v cystu (KLIMENT et al., 1989). Luteální cysty (LC) jsou obvykle solitární, jejich stěna je silnější a funkční luteální tkáň se prezentuje produkcí P4 v koncentracích nad 1 ng / ml. Jejich výskyt je méně častý (7 až 30 %). Asi u 30 až 40 % krav postižených ovariálními cystami lze diagnostikovat simultánní výskyt cyst a žlutého tělíska. Vznik ovariálních cyst je situován nejčastěji do období 15. až 45. dne po porodu. Jedná se o poměrně dynamické struktury, které mohou perzistovat, podléhat atrézii, luteinizaci a regresi se spontánním obnovením ovariálního cyklu nebo s tvorbou nové 27
vlny cystických folikulů. V chovech dojnic je výskyt cystické degenerace ovarií udáván v rozmezí 6 až 30 % (KUMMER, 1998).
3.8 Biotechnické metody v chovu skotu Po druhé světové válce se zootechnický výzkum začal intenzivně zabývat zušlechťováním hospodářských zvířat. Na úseku reprodukce se výzkum zaměřil na jedné straně na rozvoj metod inseminace a dlouhodobé konzervace býčího spermatu. Na druhé straně se intenzívně studoval proces ovlivnění zrání a ovulace oocytů s perspektivou jejich získávání, konzervace a přenosu (LOUDA, 2001). 3.8.1 Embyotransfer (ET) Embryotransfer má menší, ale přesto nemalý význam pro chov skotu. ET je nejdůležitější biotechnickou metodou především ve šlechtitelských chovech, které chtějí zvýšit reprodukci špičkových matek býků. Inseminační chovné programy směřují k tomu, aby byli z nejlepších krav vyprodukováni býci pro zkušební nasazení v inseminačních stanicích. Použitím ET mohou vynikající krávy poskytnout prostřednictvím svého potomstva výrazně zvýšený příspěvek k chovatelskému programu. Podíl zkušených býků z ET pro inseminační chovný program značně vzrostl v posledních letech, v některých zemích však ještě značně kolísá. (AUMÜLLER, 2005). Efektivnost ET je individuální, neboť 15 – 20 % potencionálních dárkyň nereaguje na provedenou superovulaci. I od spolehlivých dárkyň lze získat jen omezený počet embryí v intervalu 5 – 6 týdnů. Od nejlepších krav lze v průměru ročně získat přibližně 30 embryí. Perspektivní metodou v tomto směru se jeví „in vitro produkce embryí (IVP)“ (LOUDA, 2001). Tato metoda zahrnuje zrání oocytů (IVM), jejich oplození (IVF) a následnou
kultivaci
(IVC)
raných
embryí
v laboratorních
podmínkách
do
přenosuschopných stádií. K produkci embryí in vitro se dají využít jak oocyty získané od dárkyň v průběhu života, včetně období rané pohlavní zralosti, tak i oocyty získané post mortem (ŠPANIHELOVÁ, 2005). 3.8.2 Transvaginální aspirace oocytů (OPU) Metodu transvaginální aspiraci oocytů – ovum pick up (OPU) prováděnou pod ultrasonografickou kontrolou, lze úspěšně využít k získání oocytů v průběhu života plemenice. Touto metodou lze odebírat oocyty punkcí folikulů na vaječnících dárkyň 28
opakovaně v období několika týdnů nebo měsíců bez jejího zatěžování preparáty k navození superovulace. Pro opakovaný odběr oocytů jsou nejvhodnější dárkyně ve třetím dnu říjového cyklu, kdy jsou na vaječnících folikuly první folikulární vlny, to je ještě před selekcí dominantního folikulu (ŠPANIHELOVÁ, 2005). Při správné aplikaci metody, založené na pravidelně se opakující aspiraci oocytů, dochází u donorek k aktivaci folikulárního vývoje, poněvadž každá z provedených punkcí vyvolá na ovariích novou folikulární vlnu. Proto je metoda OPU/IVF vhodná i pro donorky problémové, které nezabřezávají po inseminaci, neodpovídají na superovulaci anebo neposkytují přenosuschopná embrya (MACHATKOVÁ et al. 2006). ŘÍHA (1999) uvádí jako hlavní přednosti metody OPU/IVF možnost opakovaného získání oocytů od donorek po relativně dlouhou dobu v období rané puberty a gravidity; výrazné zkrácení generačního intervalu a možnost rozšíření kombinací rodičovských párů. Dále uvádí, že při transvaginálním odběru oocytů pomocí ultrasonografie je dosahováno průměrně 60 % úspěšnosti aspirace, to znamená, že je možno získat 6 – 8 oocytů na jednu donorku a aspiraci. Podobně MACHATKOVÁ (2006) uvádí úspěšnost transvaginálního odběru oocytů 60 %, což znamená při punkci 10 – 12 folikulů aspiraci asi 6 – 7 oocytů na jednu donorku. Při fertilizaci těchto ovocytů je průměrně získáno 1,5 embrya. V současné době jsou studovány možnosti jak maximalizovat počet použitelných folikulů na ovariích, zvyšovat účinnost aspirace, kvalitu oocytů a jejich vývojový potenciál. Pokud se podaří tyto otázky úspěšně řešit, může v budoucnu metoda OPU/IVF postupně nahradit metodu superovulace (MACHATKOVÁ, 2006).
3.9 Diagnostika gravidity Období březosti začíná dnem připuštění, při kterém došlo k zabřeznutí, a končí porodem. Březost krav můžeme zjišťovat: -
rektálně – ve třech měsících březosti
-
rektálně – v 5 až 6 týdnech
-
stanovením progesteronu v mléce
-
mikroskopickÿ posouzením roztěru poševních hlenů
-
pomocí sonografu
-
testem nepřeběhlých plemenic (NRT – non return test)
-
pomocí pedometru (LOUDA, 2001).
29
Prvním náznakem, že je zvíře březí, je vynechání následných říjí po inseminaci. Přesnější údaj nám může poskytnout odzkoušení býkem v době předpokládané říje (udává se až 95% spolehlivost) (VINKLER, 2004). 3.9.1 Rektální metoda Rektální metoda diagnostiky gravidity má vysokou spolehlivost od 35. dne u jalovic a 42 dne u krav (VINKLER, 2004). Palpuje se zejména děloha, vaječníky (do 3. měsíce gravidity) a střední děložní tepna (od 4. měsíce gravidity) (KLIMENT et al., 1989). Po 5. týdnu březosti se rozšiřuje oplodněný děložní roh, ale částečně i neoplodněný. Tělo dělohy s děložními rohy vytváří tzv. lyrovité rozšíření. Stěna dělohy se stává jemnější a je možné zjistit fluktuaci plodových vod v oplodněném děložním rohu a fenomén dvojité stěny jako důkaz allantochoria. Délka zárodku na konci 3. měsíce je 12 – 15 cm. Zabřezlý roh je 3 – 5x zvětšen, mezirohová rýha je již jasně zřetelná a děloha má tvar „boxerské rukavice“. Obřezlý roh se jeví na pohmat jako vak naplněný fluktující tekutinou, jeho stěny jsou tenké, jemné, dvojité, pružné, měkké a hladké. Děložní krček je uložen v poslední třetině pánevní dutiny. Vaječníky jsou uložené u pánevního vchodu nebo za okrajem stydkých kostí v dutině břišní. Střední děložní tepna je neztluštělá a normálně tepe (LOUDA, 2001). 3.9.2 Stanovení progesteronu v mléce Při této metodě se používá citlivé laboratorní metody radioimunologického stanovení obsahu progesteronu v mléce mezi 23 – 28. dnem březosti. Využívá se zjištění, že progesteron se vylučuje mlékem a jeho koncentrace odpovídá stádiu pohlavního cyklu a stupni březosti. Koncentrace progesteronu v mléce je 2 – 4x vyšší než v krvi a je odvislá od produkce mléka. Z těchto důvodů lze od sebe oddělit dojnice v říji (do 1,5 ng/cm3) od dojnic březích (17 – 22 ng/cm3) (LOUDA, 2001). 3.9.3 Test nepřeběhlých plemenic (NRT) V zemích, kde se neprovádí soustavně raná diagnostika březosti, se vývoj gravidity hodnotí testem nepřeběhlých ve 30, 60, a 90 dnech po zapuštění s relativně velkou chybou (VINKLER, 2004). Spolehlivost testu se zvyšuje s počtem inseminovaných plemenic a časem, který uplynul od inseminace. Pokud je hodnota 30
NRT ve 30 dnech u krav 70% a u jalovic více než 80% lze hodnotit zabřezávání jako dobré (LOUDA, 2001). 3.9.4 Zjišťování březosti sonografem Ultrasonograficky lze zjistit březost již mezi 16 – 21. dnem. V děloze jsou rozlišitelné menší anechogenní struktury plodových vod a často i nepatrná echogenní struktura embrya, ale výsledek dosud není dostatečně spolehlivý. Ten lze získat až při vyšetření kolem 30. dne březosti, kdy lze zjistit anechogenní strukturu plodových vod, v nich echogenní strukturu plodu a lze též detekovat první ozvy srdeční (PETELÍKOVÁ, 1997b) GRYGAR a KUDLÁČ (1997) uvádí, že diagnostika březosti u skotu je velmi nejistá ještě 21. a 22. den po koncepci, sonografický nález je zřetelnější mezi 23. a 24. dnem a s dostatečnou jistotou je koncept rozpoznatelný 25. den březosti. Obecně je diagnostika v raných stádiích vývoje snažší a zřetelnější u jalovic než u krav. Vlastní embryo se poprvé zobrazí 19. – 27. den, v průměru asi 21.den březosti. Přibližně ve stejné době jako embryo začínají být rozlišitelné jednotlivé plodové obaly. Zobrazení celého plodu je možné do začátku 4. měsíce březosti.
3.10 Ultrasonografie v reprodukci skotu Použití ultrasonografie v reprodukci skotu je mnohoúčelové. Uplatnění nachází především v diagnostice rané gravidity, ovariální diagnostice, při vyšetření dělohy, při zjišťování poruch plodnosti, při určování pohlaví plodů březích plemenic, při odběru oocytů a folikulární tekutiny aspirací, při studiu pohlavních funkcí a poruch plodnosti býků, při výuce specialistů v inseminaci a přenosu embryí, dále pak ke kontrole místa inseminace u živých plemenic. (PETELÍKOVÁ, 1997b). Ultrasonografie je diagnostická metoda, která využívá vysokofrekvenční vlny k mapování orgánů a tkání (LOUDA, 2001). Ultrazvuk je definován frekvencí 20 000 – 1010Hz. Pro diagnostické lékařské přístroje se používá ultrazvuk o frekvenci 1 – 10 MHz (GRYGAR a KUDLÁČ, 1997). Nejčastěji se používají lineární nebo sektorové sondy o frekvencích 5,0 MHz nebo 7,5 MHz, přičemž frekvence je indikátor rozlišovací schopnosti. Nižší frekvence má nižší rozlišovací schopnost, ale větší hloubku penetrace, sondy o vyšší frekvenci mají dokonalejší rozlišovací schopnost, ale nižší hloubku penetrace (PETELÍKOVÁ, 1997b). Jedinečnost metody je dána skutečností, že výsledky jsou známy okamžitě, jsou objektivní a mohou být dokumentovány – 31
fotografií nebo vizuálně (LOUDA, 2001). Při vyšetřování reprodukčních orgánů plemenic skotu se vesměs používá transrektální metoda, při níž je sonda umístěna v rektu a pohlavní orgány jsou přibližovány ke stěně rekta tak, aby byl dosažen dokonalý kontakt sondy s vyšetřovaným orgánem (PETELÍKOVÁ, 1997b). Sondy mají být protáhlé, válcovitého nebo hranolovitého tvaru, a jejich aktivní část má směřovat ventrálně. Tyto požadavky dobře splňuje lineární sonda s dostatečnou šíří zobrazení – záběru (kolem 6 cm) (GRYGAR a KUDLÁČ, 1997). Ultasonografie pracuje na principu vysílání a příjmu ultrazvukového vlnění. Impulsy elektrického proudu vycházejí ze zdroje – echokamery a způsobují vibraci piezoelektrických krystalů v sondě, čímž dochází ke vzniku ultrazvukových vln. Tyto vlny se šíří v závislosti na impendaci (odporu) tkání a orgánů ve směru, v jakém je sonda nastavena. Odražené vlny – echa – modifikované průchodem tkáněmi, se navracejí zpět k piezoelektrickým krystalům v sondě a mění se na impulsy elektrického proudu. Tyto jsou v přijímači amplifikovány a poté zpracovány v digitálním konvektoru. V konečné fázi jsou znázorněny na obrazovce jako obraz vyšetřované tkáně nebo orgánu. Echostruktura je vyjádřena v různé škále odstínů šedi, od bílé až po černou. Tekutiny ultrazvukové vlny neodrážejí, jsou anechogenní a jsou znázorněny černě, naopak tkáně jsou echogenní. Echogenita je vyjádřena škálou šedé barvy, hyperechogenita bílou barvou (například kost) (PETELÍKOVÁ, 1997b).
32
4. MATERIÁL A METODY ZPRACOVÁNÍ Vlastní práce byla realizována na ŠZP v Žabčicích, respektive na dojnicích Holštýnského plemene, které podnik za účelem produkce mléka chová
4.1 Školní zemědělský podnik Žabčice Školní zemědělský podnik Žabčice je součástí Mendelovy zemědělské a lesnické univerzity v Brně. Naplňuje své poslání nepřetržitě 80 let a svůj vznik datuje v létech 1922 - 1925. Školní zemědělský podnik Žabčice ve své současné podobě vznikl tedy teprve nedávno, tj. 1. ledna 2001, kdy byly na základě rozhodnutí rektora sloučeny oba, do té doby samostatné školní podniky ŠZP Žabčice a ŠZP Lednice. Sloučený ŠZP Žabčice je organizačně členěn na dvě pracoviště: Žabčice a Lednice. 4.1.1 Pracoviště Žabčice Území Žabčic se širokým okolím leží v úvalu Dyjsko - svrateckém, který je tvořen převážně sedimenty neogenními. Půdy v katastru pracoviště jsou neutrální až slabě kyselé s nedostatkem humusu. Půdy jsou různého složení, a to od půd písčitých, kterých je převaha, až po půdy jílovité. Na území pracoviště Žabčice se nejčastěji vyskytují genetické půdní typy černozemě. Pozemky jsou většinou rovinatého charakteru s průměrnou nadmořskou výškou 185 m. Statek leží v jihomoravské suché oblasti s typickým vnitrozemským klimatem s průměrnými ročními srážkami 450 - 550 mm a průměrnou roční teplotou 9,3 °C. Celková výměra zemědělské půdy činí 2 586 ha. Z toho je 2 074 ha orné půdy, 296 ha trvalých travních porostů a 170 ha vinic. Celý podnik je rozdělen na 19 organizačních středisek a zaměstnává 157 pracovníků. Středisko živočišné výroby je zaměřeno na chov dojnic s uzavřeným obratem stáda. V současnosti ŠZP Žabčice má stádo černého strakatého Holštýnského mléčného plemene, jehož potenciál byl vylepšen nákupem vysokobřezích jalovic francouzské provenience, které nahradilo původní stádo. Původní kruhová dojírna byla v 90. letech nahrazena dojírnou Alfa - laval 2x5 tandem. Krmivo je dávkováno pomocí krmných vozů Farezin TMR 1050. Dojivost dosahuje výše 8 293 litrů na každou dojnici s průměrnou tržní produkcí kolem 94 %. Mléko je dodáváno v kvalitě Q. Významným opatřením bylo vybudování nového kravína pro 300 ks dojnic v závěru roku 2005, který nahradí již nevyhovující prostory a výrazně zlepší hygienické podmínky a wellfare zvířat. 33
Vývoj užitkovosti u jednotlivých kategorií zvířat, průměrné stavy zvířat, reprodukční ukazatele a výroba mléka ve ŠZP Žabčice viz. tab. č. 6, 7, 8 a 9 v příloze, str. III – IV. Mimo jiné se v podniku nachází vzorník 11 masných plemen skotu, vzorník 15 plemen ovcí a dále chov sportovních koní. Holštýnské plemeno je plemeno dojné, velkého tělesného rámce o hmotnosti kolem 650 - 700 kg. Základní zbarvení je černostrakaté s černou hlavou, ve 3 - 10% se vyskytuje červenostrakatá linie (tzv. „red holštýn“). Průměrná užitkovost na laktaci je v ČR asi 8 000 kg mléka při tučnosti kolem 3,8 %. Toto plemeno je rané, první otelení by mělo být do 26 měsíců. Průměrné mezidobí se pohybuje kolem 400 - 420 dnů. Výsledky kontroly užitkovosti černostrakatých holštýnských krav z roku 2006 viz. příloha.
4.2 Vlastní metodika Vyšetření pohlavních orgánů dojnic byla prováděna pomocí ultrasonografu ALOKA SSD 500 s použitím rektální lineární sondy UST 5820U – 5 o frekvenci 5 MHz. Dokumentace některých nálezů byla zajištěna videotiskárnou UP – 895 CE fy SONY na teplocitlivý papír. Technika práce zahrnovala přípravu a ultrasonografické vyšetření samotné. Příprava spočívala v umístění plemenic do fixačních boxů a v přípravě sondy. Sonda se spolu s trochou speciálního gelu uzavřela do inseminační rukavice pro zvýšení přenosu UZ vln, ochrany sondy a zvýšení hygieny práce. Vyšetření bylo prováděno rektální metodou po řádném vyčištění rekta a sonda zaváděna pod manuální ochranou ruky pro zabránění případné traumatizace. Pro lepší kluzkost inseminační rukavice byl použit Kerolan nebo speciální gel. Byl sledován počet a velikost velkých a malých folikulů na obou ovariích. Malé folikuly – do 10 mm a velké folikuly – nad 10 mm. Z dalších struktur byla sledována přítomnost a velikost žlutého tělíska, eventuálně přítomnost a velikost dutin ve žlutém tělísku. Data od krav byla získávána v období od června roku 2005 do září roku 2006. Bylo provedeno 104 ultrasonografických vyšetření.
34
Matematicko-statistické vyhodnocení bylo provedeno pomocí obecného lineárního modelu s pevnými efekty GLM (General Linear Model), v programu SAS for Windows 9.1.3. Aplikovány byly dva modely. První srovnával sledované znaky v rámci daného roku (zvlášť pro rok 2005 a 2006). Druhý vyhodnocoval vliv mezi roky 2005 a 2006. Rovnice lineárních modelů s popisem použitých pevných efektů je uveden níže. Srovnání let 2005 a 2006: yijk = μ + Skup i + rok j + Grav k + eijkl yijk………………….naměřená sledovaná užitkovost Skup i ……….efekt skupiny krav do 30, nebo do 60 dní od inseminace do vyšetření Rok j ………. .efekt roku, ve kterém inseminace proběhla Grav k .............efekt zjištěné gravidity, či jalovosti po inseminaci Srovnání v rámci jednoho roku: yijk = μ + Skup i + Grav j + eijk; kde yijk………………….naměřená sledovaná užitkovost Skup i ……….efekt skupiny krav do 30, nebo do 60 dní od inseminace do vyšetření Grav j.............efekt zjištěné gravidity, či jalovosti po inseminaci
35
5. VÝSLEDKY PRÁCE A DISKUSE 5.1 Zhodnocení výsledků mezi roky 2005 – 2006 Celkem bylo v letech 2005 a 2006 vyšetřeno 104 ks dojnic. V roce 2005 to bylo celkem 53 ks dojnic (50,96 %) a v roce 2006 51 ks dojnic (49,04 %). Nejvíce vyšetření bylo provedeno v měsíci srpnu, a to 42 (40,38 %), dále v měsíci září 26 vyšetření (25 %) a červenci a červnu po 18 vyšetřeních (17,31 %). Nejvíce říjí proběhlo u krav v červenci, a to 33 říjí (31,73 %), v červnu 32 říjí (30,77 %), v květnu 20 říjí (19,23 %), v srpnu 13 říjí (12,5 %) a v dubnu 6 říjí (5,77 %). Počet kusů dojnic v 1. skupině (tzn. do 30 dní po inseminaci) bylo 57 ks (54,81 %) a ve 2. skupině (tzn. do 60 dní po inseminaci) bylo 47 ks (45,19 %). Celkový počet jalových krav byl 66 ks (63,46 %) a březích 38 ks (36,54 %). V tabulce č. 11 (viz. příloha str. V) jsou popsány výsledky celého souboru 104 dojnic. Průměrný počet dnů od inseminace do vyšetření byl 47,03; minimum souboru bylo 27 dní a maximum činilo 73 dní. Průměrný počet velkých folikulů na obou ovariích byl 1,35 ks což koresponduje s výsledky, které získali HANOUSEK (2004) 2,06 ks a ŠTOURAČOVÁ (2006) 1,67 ks. Minimum počtu folikulů bylo 1,00 ks a maximum 5,00 ks. Velikost folikulů byla průměrně 1,36 cm. HANOUSEK (2004) uvádí průměrnou velikost 1,62 cm
a ŠTOURAČOVÁ (2006) 1,33 cm. Minimum bylo
naměřeno 0,80 cm a maximum 2,50 cm. Počet malých folikulů dosáhl průměru 2,38 ks, přičemž HANOUSEK (2004) uvádí hodnotu 2,19 ks a ŠTOURAČOVÁ 2,06 ks. Minimum bylo naměřeno 1,00 ks a maximum 6,0 ks. Velikost malých folikulů dosáhla v průměru 0,67 cm, hodnotu 0,98 cm uvádí HANOUSEK (2004) a 0,82 cm ŠTOURAČOVÁ (2006). Minimum souboru bylo 0,30 cm a maximum 1,10 cm. Průměr velikosti žlutých tělísek byl naměřen 2,32 cm; což opět koresponduje s výsledky ŠTOURAČOVÉ (2006), která zjistila hodnotu 2,26 cm a HANOUSKA (2004), který uvádí 2,31 cm. Minimum souboru bylo 1,20 cm a maximum 3,50 cm. Průměrná velikost dutin žlutých tělísek dosáhla 0,57 cm, což byla o něco nižší hodnota, než hodnota, kterou získala ŠTOURAČOVÁ (2006) 0,74 cm a HANOUSEK (2004) 0,78 cm. Minimum bylo naměřeno 0,30 cm a maximum 1,40 cm. Srovnání jednotlivých ukazatelů za roky 2005 a 2006 udává tabulka č. 12 (viz. příloha str. V). Průměrný počet velkých folikulů na obou ovariích byl v roce 2005 1,18 36
ks o průměrné velikosti 1,05 cm se směrodatnou odchylkou 0,14, přičemž jejich maximální počet byl 3 ks a minimální počet 1 ks. V roce 2006 byl průměrný počet velkých folikulů 1,75 ks s průměrnou velikostí 1,11 cm; směrodatnou odchylkou 0,15; maximem 5 ks a minimem 1 ks. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl v roce 2005 2,29 ks s průměrnou velikostí 0,47 cm a směrodatnou odchylkou 0,29. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1,00 ks. Maximální velikost malých folikulů v roce 2005 byla 1,10 cm a minimální velikost 0,3 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl v roce 2006 2,33 ks s průměrnou velikostí 0,51 cm; směrodatnou odchylkou 0,29; maximální počet byl 6 ks, minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů v roce 2006 byla 0,90 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla v roce 2005 1,10 cm se směrodatnou odchylkou 0,18. Maximum dosáhlo hodnoty 3,50 cm, minimum 1,20 cm. V roce 2006 byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,83 cm se směrodatnou odchylkou 0,18; maximem 3,20 cm a minimem 1,50 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla v roce 2005 0,13 cm se směrodatnou odchylkou 0,04; maximem 1,40 cm a minimem 0,30 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla v roce 2006 0,09 cm; směrodatná odchylka 0,04; maximum činilo 1,00 cm a minimum 0,30 cm. Byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi počtem velkých folikulů a také mezi velikostí žlutého tělíska v jednotlivých letech. GRYGAR a KUDLÁČ (1997) uvádějí detekovatelnost folikulů od 2 mm, lépe 3 mm. Průměrná diagnostika je u folikulů s průměrem 10 mm. Podle těchto autorů je spolehlivost detekce folikulů menších než 5 mm nízká, u folikulů o průměru 6 – 10 mm se zvyšuje na 90 % (při rektální palpaci jen 45 %), a folikuly s průměrem nad 10 mm jsou sonograficky detekovatelné 100 % (palpačně jen ve dvou třetinách případů). Také ASLAN et. al (2000) uvádí lepší rozlišovací schopnost ultrasonografie, než rektální palpace u folikulů > 10 mm. Folikuly 10 – 15 mm jsou zjistitelné sonograficky z 90,48 %, rektální palpací z 61,90 % a folikuly 16 – 20 mm jsou jak sonograficky, tak rektální palpací zjistitelné ze 100 %. ASLAN et al. (2000) zjišťoval různými metodami velikosti žlutých tělísek u krav a dospěl k závěru, že není rozdílu v určování velikosti žlutého tělíska mezi jednotlivými metodami. Ultrasonograficky naměřil průměr 19,96 +/- 4,83 mm, což se neliší od našeho výsledku 23,20 mm. Mimo jiné zjistil chybu ultrasonografického 37
vyšetření (17,2 %) a rektální palpace (24,1 %). Tabulka č. 13 (viz. příloha str. VI) srovnává výsledky získané v roce 2005 a 2006 mezi skupinou krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupinou krav 2 (do 60 dní po inseminaci). Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u 1. skupiny krav 1,51 ks o průměrné velikosti 1,22 cm
se směrodatnou odchylkou 0,14, přičemž jejich
maximální počet byl 3 ks, minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 1. skupiny krav byla 2,50 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. U 2. skupiny krav byl průměrný počet velkých folikulů 1,43 ks s průměrnou velikostí 0,94 cm; směrodatnou odchylkou 0,15; maximem 5 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 2. skupiny krav byla 1,80 cm a minimální velikost byla 0,80 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 1. slupiny krav 2,46 ks s průměrnou velikostí 0,56 cm a směrodatnou odchylkou 0,28. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1,00 ks. Maximální velikost malých folikulů u 1. skupiny krav byla 1,10 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 2. skupiny krav 2,15 ks s průměrnou velikostí 0,42 cm; směrodatnou odchylkou 0,30; maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u 2. skupiny krav byla 0,90 cm a minimální velikost 0,30 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 1,64 cm se směrodatnou odchylkou 0,18. Maximum dosáhlo hodnoty 3,50 cm a minimum 1,20 cm. U 2. skupiny krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,29 cm; směrodatná odchylka 0,19; maximum činilo 3,20 cm a minimum 1,70 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 0,12 cm se směrodatnou odchylkou 0,04; maximem 1,40 cm a minimem 0,30 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u 2. skupiny krav byla 0,10 cm; směrodatná odchylka 0,04; maximum 1,10 cm a minimum 0,30 cm. U tohoto souboru byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí velkých folikulů a statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,05) mezi velikostí malých folikulů. ŘÍHA et al. (2003) uvádí dobu cca 28 dní po inseminaci jako spolehlivou pro stanovení výsledku inseminace. RUTTE (1999) doporučuje vyšetřovat na graviditu od 28. dne po inseminaci v chovech kde se vyšetřuje pravidelně. GRYGAR a KUDLÁČ (1997) uvádějí velice nejistou diagnostiku ještě 21. – 22. den po inseminaci, zřetelnější nález mezi 23. – 24. dnem a počínaje 25. dnem je koncept rozpoznatelný s dostatečnou 38
jistotou. Zároveň ale uvádějí, že v praxi je diagnostika po 30. dnu snadná a rychlejší. VINKLER (2004) uvádí vysokou spolehlivost ultrasonografického stanovení gravidity od 28. dne a u citlivějších přístrojů i dříve, a to od 21. – 23. dne. Námi vyšetřované soubory krav byly vyšetřeny v roce 2005 a 2006 v průměru 47,03. den po inseminaci. ŘÍHA et al. (1999) uvádí, že ultrasonografické vyšetření a výsledky aspirace oocytů provedené mezi 1. – 3. a 14. – 16. dnem po spontánní říji ukázaly, že v druhém případě se na povrchu ovárií nachází nižší počet především větších folikulů (43,5 %). I když jejich vývojový potenciál byl ve srovnání s oocyty izolovanými 1. – 3. den po říji téměř shodný. V tabulce č. 14 (viz. příloha str. VI) jsou uvedeny hodnoty ukazatelů za roky 2005 a 2006 srovnávající hodnoty mezi jalovými a březími kravami. Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u jalových krav 1,29 ks o průměrné velikosti 1,01 cm se směrodatnou odchylkou 0,13, přičemž jejich maximální počet byl 5 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u jalových krav byla 2,50 cm a minimální velikost byla 1,80 cm. U březích krav byl průměrný počet velkých folikulů 1,64 ks s průměrnou velikostí 1,14 cm a směrodatnou odchylkou 0,17; maximem 2 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u březích krav byla 1,80 cm a minimální velikost 0,80 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u jalových krav 2,28 ks s průměrnou velikostí 0,48 cm a směrodatnou odchylkou 0,25; maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1,00 ks. Maximální velikost malých folikulů u jalových krav byla 1,10 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u březích krav 2,33 ks s průměrnou velikostí 0,50 cm a se směrodatnou odchylkou 0,33. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u březích krav byla 0,95 cm a minimální velikost 0,30 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u jalových krav 1,47 cm; směrodatná odchylka 0,16; maximum dosáhlo hodnoty 3,50 cm a minimum 1,20 cm. U březích krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,46 cm se směrodatnou odchylkou 0,21, maximem 3,20 cm a minimem 1,80 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u jalových krav 0,09 cm se směrodatnou odchylkou 0,03; maximem 1,40 cm a minimem 0,30 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u březích krav byla 0,13
39
cm se směrodatnou odchylkou 0,05; maximem 0,90 cm a minimem 0,30 cm.. Mezi těmito soubory nebyl prokázán žádný statisticky průkazný rozdíl, pouze počet velkých folikulů se svou hodnotou blíží k hranici P ≤ 0,05. GRIMARD et al. (1997) zjistil během pozorování u březích krav vyšší počet středních folikulů 2,65 (5,00 – 10,00 mm), než u krav jalových 2,50 ks. Námi naměřené hodnoty byly nižší, a to u březích krav 1,64 ks a u jalových 1,29 ks folikulů.
5.2 Zhodnocení výsledků roku 2005 V roce 2005 bylo vyšetřeno celkem 53 ks dojnic, přičemž 1. skupina dojnic (do 30 dní po inseminaci) zahrnovala 29 ks dojnic (54,72 %) a 2. skupina dojnic (do 60 dní po inseminaci) zahrnovala 24 ks dojnic (45,28 %). 36 ks krav (67,92 %) bylo jalových a 17 ks krav (32,08 %) březích. V tabulce č. 15 (viz. příloha str. VI) jsou popsány výsledky celého souboru dojnic za rok 2005. Průměrný počet dnů od inseminace do vyšetření byl 46,53; minimum souboru bylo 27 dní a maximum činilo 73 dní. Průměrný počet velkých folikulů na obou ovariích byl 1,27 ks, což je o něco nižší hodnota než 2,12 ks, kterou zjistili HOŠEK a MÁCHAL (2004), nebo hodnota 2,06 ks, zjištěná HANOUSKEM (2004). Minimum počtu folikulů bylo 1,00 ks a maximum 3,00 ks. Velikost folikulů byla průměrně 1,42 cm, což koresponduje se zjištěním HOŠKA a MÁCHALA (2004) 1,65 cm a také s výsledky HANOUSKA (2004) 1,62 cm. Minimum bylo naměřeno 1,00 cm a maximum 2,50 cm. Počet malých folikulů dosáhl průměru 2,56 ks, s minimem 1,00 ks a maximem 6,0 ks. HOŠEK a MÁCHAL (2004) naměřili hodnotu 2,43 ks a HANOUSEK (2004) hodnotu 2,19 ks. Velikost malých folikulů dosáhla v průměru 0,67 cm, přičemž HOŠEK a MÁCHAL (2004) dosáhli hodnoty vyšší, a to 1,08 cm. Minimum souboru bylo 0,30 cm a maximum 1,10 cm. Průměr velikosti žlutých tělísek byl 2,29 cm, minimum 1,20 cm a maximum 3,50 cm. Také HOŠEK a MÁCHAL (2004) naměřili podobnou hodnotu, a to 2,08 cm. Průměrná velikost dutin žlutých tělísek dosáhla 0,6 cm; minimum 0,30 cm a maximum 1,40 cm. HOŠEK a MÁCHAL (2004) naměřili velikost dutin 0,75 cm.
40
Porovnání daných ukazatelů za rok 2005 je uvedeno v tabulce č. 16 a tabulce č. 17, přičemž tabulka č. 16 (viz. příloha str. VII) znázorňuje porovnání ukazatelů za rok 2005 mezi skupinou krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupinou krav 2 (do 60 dní po inseminaci). Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u 1. skupiny krav 1,11 ks o průměrné velikosti 1,10 cm se směrodatnou odchylkou 0,16, přičemž jejich maximální počet byl 3 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 1. skupiny krav byla 2,50 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. U 2. skupiny krav byl průměrný počet velkých folikulů 1,22 ks s průměrnou velikostí 1,03 cm a se směrodatnou odchylkou 0,17; maximem 3 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 2. skupiny krav byla 1,80 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 1. slupiny krav 2,52 ks s průměrnou velikostí 0,59 cm a směrodatnou odchylkou 0,43. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1,00 ks. Maximální velikost malých folikulů u 1. skupiny krav byla 1,10 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 2. skupiny krav 2,22 ks s průměrnou velikostí 0,34 cm; směrodatnou odchylkou 0,45; maximálním počtem 6 ks a minimálním počtem 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u 2. skupiny krav byla 0,80 cm a minimální velikost 0,30 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 1,02 cm se směrodatnou odchylkou 0,25. Maximum dosáhlo hodnoty 3,50 cm, minimum 1,20 cm. U 2. skupiny krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,16 cm se směrodatnou odchylkou 0,26; maximem 3,20 cm a minimem 2,00 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 0,13 cm se směrodatnou odchylkou 0,06; maximem 1,40 cm a minimem 0,40 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u 2. skupiny krav byla 0,12 cm se směrodatnou odchylkou 0,07; maximem 1,10 cm a minimem 0,30 cm. U těchto souborů krav byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí malých folikulů. DOLEŽEL et al. (2002) rozdělil krávy do tří skupin, a to na krávy s malými folikuly (3,00 – 7,00 mm), malými a středními folikuly (3,00 – 7,00 mm a 8,00 – 14,00 mm) a na krávy s malými, středními a velkými folikuly (3,00 – 7,00 mm, 8,00 – 14,00 mm a 15,00 – 23,00 mm). Nejlepší synchronizační odezvu, projevy říje a procento zabřezávání zjistil u skupiny krav s malými a středními folikuly.
41
STÁDNÍK (2000) uvádí, že nejlepší výsledky zabřezávání byly dosaženy u dojnic, které měly vyvinuté folikuly na obou vaječnících. Průkázně horší zabřezávání zjistil u dojnic, které neměly vyvinutý folikul (o 2,52 % - 6, 73 %, P < 0,05). Současně byla zjištěna tendence lepších výsledků zabřezávání v závislosti na velikosti pravého ovaria, ale nebyla statisticky průkazná, přičemž vývin levého ovaria průkazně neovlivnil výsledky zabřezávání. Tabulka č. 17 (viz. příloha str. VII), srovnává ukazatele za rok 2005 mezi skupinou jalových a březích krav. Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u jalových krav 1,07 ks o průměrné velikosti 0,97 cm a se směrodatnou odchylkou 0,14, přičemž jejich maximální počet byl 3 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u jalových krav byla 2,50 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. U březích krav byl průměrný počet velkých folikulů 1,26 ks s průměrnou velikostí 1,15 cm a směrodatnou odchylkou 0,19; maximem 2 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u březích krav byla 1,80 cm a minimální velikost 1,00 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u jalových krav 2,05 ks s průměrnou velikostí 0,45 cm; směrodatnou odchylkou 0,38; maximálním počtem 6 ks a minimální, počtem 1,00 ks. Maximální velikost malých folikulů u jalových krav byla 1,10 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u březích krav 2,69 ks s průměrnou velikostí 0,48 cm a se směrodatnou odchylkou 0,51. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u březích krav byla 0,95 cm a minimální velikost 0,30 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u jalových krav 1,19 cm se směrodatnou odchylkou 0,22. Maximum dosáhlo hodnoty 3,50 cm a minimum 1,20 cm. U březích krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 0,99 cm; směrodatná odchylka 0,29; maximem 3,20 cm a minimem 2,20 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u jalových krav 0,13 cm se směrodatnou odchylkou 0,06 ; maximem 1,40 cm a minimem 0,40 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u březích krav byla 0,13 cm se směrodatnou odchylkou 0,07; maximem 0,90 cm a minimem 0,30 cm. Při porovnání těchto souborů, nebyl zjištěn žádný statisticky průkazný rozdíl.
42
5.3 Zhodnocení výsledků roku 2006 V roce 2006 bylo vyšetřeno celkem 51 ks dojnic, přičemž 1. skupina dojnic (do 30 dní po inseminaci) zahrnovala 28 ks dojnic (54,90 %) a 2. skupina dojnic (do 60 dní po inseminaci) zahrnovala 23 ks dojnic (45,10 %). 30 ks krav (58,82 %) bylo jalových a 21 ks krav (41,18 %) březích. V tabulce č. 18 (viz. příloha str. VII), jsou popsány výsledky celého souboru dojnic za rok 2006. Průměrný počet dnů od inseminace do vyšetření byl 47,53; minimum souboru bylo 27 dní a maximum činilo 69 dní. Průměrný počet velkých folikulů na obou ovariích byl 1,43 ks, což je nižší počet, než 2,06 ks jež uvádí PITRON (2004), minimum počtu folikulů bylo 1,00 ks a maximum 5,00 ks. Velikost folikulů byla průměrně 1,30 cm, což je opět nižší hodnota, než 1,61 cm, kterou uvádí PITRON (2004), minimum bylo naměřeno 0,80 cm a maximum 2,0 cm. Počet malých folikulů dosáhl průměru 2,20 ks, což se shoduje s výsledky HANOUSKA (2004), který uvádí hodnotu 2,19 ks. Minimum bylo 1 ks a maximum 6 ks. Velikost malých folikulů dosáhla v průměru 0,68 cm, přičemž HANOUSEK (2004) uvádí hodnotu 0,98 cm. Minimum souboru bylo 0,40 cm a maximum 0,90 cm. Průměr velikosti žlutých tělísek byl 2,34 cm, přičemž PITRON (2004) uvádí hodnotu 2,25 cm a HANOUSEK (2004) 2,31 cm. Minimum bylo naměřeno 1,50 cm a maximum 3,20 cm. Průměrná velikost dutin žlutých tělísek dosáhla 0,54 cm, dle PITRONA (2004) byla hodnota velikosti dutin žlutých tělísek 0,82 cm. Minimum jsme naměřili 0,30 cm a maximum 1,00 cm. Tabulka č. 19 (viz. příloha str. VIII), srovnává výsledky získané v roce 2006 mezi skupinou krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupinou krav 2 (do 60 dní po inseminaci). Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u 1. skupiny krav 1,90 ks o průměrné velikosti 1,34 cm a se směrodatnou odchylkou 0,24, přičemž jejich maximální počet byl 3 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 1. skupiny krav byla 2,00 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. U 2. skupiny krav byl průměrný počet velkých folikulů 1,62 ks s průměrnou velikostí 0,84 cm a se směrodatnou odchylkou 0,25; maximem 5 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u 2. skupiny krav byla 1,80 cm a minimální velikost byla 0,80 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 1. slupiny krav 2,38 ks s průměrnou velikostí 0,53 cm a směrodatnou odchylkou 0,37; maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u 1. skupiny krav byla 0,90 cm a 43
minimální velikost 0,45 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u 2. skupiny krav 2,12 ks s průměrnou velikostí 0,50 cm a směrodatnou odchylkou 0,38. Maximální počet byl 4 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u 2. skupiny krav byla 0,90 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 2,29 cm; směrodatná odchylka činila 0,25; maximum dosáhlo hodnoty 3,20 cm a minimum 1,50 cm. U 2. skupiny krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,40 cm se směrodatnou odchylkou 0,26; maximem 3,20 cm a minimem 1,70 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u 1. skupiny krav 0,12 cm se směrodatnou odchylkou 0,05; maximem 1,00 cm a minimem 0,30 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u 2. skupiny krav byla 0,06 cm se směrodatnou odchylkou 0,05; maximem 0,90 cm a minimem 0,50 cm. Byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí velkých folikulů a také mezi velikostí žlutého tělíska. MACHATKOVÁ et al. (2006) uvádí, že v průběhu prvních tří dnů po říji, především mezi prvním a druhým dnem, se na ovariích zvyšuje podíl folikulů ≥ 5 mm. Dále uvádí průměrný počet folikulů ≥ 3 mm první den po říji u 9 sledovaných donorek v počtu 12,7; druhý den po říji u 9 sledovaných donorek v počtu 9,2 a třetí den po říji u 11 sledovaných donorek v počtu 11,7. Průměrný počet folikulů ≥ 5 mm uvádí první den po říji u 9 sledovaných donorek v průměrném počtu 5,0; druhý den po říji u 9 sledovaných donorek v počtu 7,3 a třetí den po říji u 11 sledovaných donorek v počtu 7,4. GRYGAR a KUDLÁČ (1997) uvádí, že nebyl zjištěn statisticky průkazný rozdíl mezi naměřenými hodnotami velikosti žlutého tělíska a velikostí dutiny žlutého tělíska na obou ováriích u březích i jalových krav. Podle údajů, které uvádí STÁDNÍK (2000) bylo průkazně zjištěno (P ≤ 0,05) horší zabřezávání dojnic, které neměly dostatečně vyvinuty folikuly na ováriu (o 2,52 % - 6,73 %). V tabulce č. 20 (viz. příloha str. VIII), je uvedeno srovnání mezi jalovými a březími kravami za rok 2006. Průměrný počet velkých folikulů na ovariích byl u jalových krav 1,50 ks o průměrné velikosti 1,04 cm se směrodatnou odchylkou 0,22, přičemž jejich maximální počet byl 5 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u jalových krav byla 2,00 cm a minimální velikost byla 1,00 cm. U
44
březích krav byl průměrný počet velkých folikulů 2,02 ks s průměrnou velikostí 1,14 cm se směrodatnou odchylkou 0,28; maximem 2 ks a minimem 1 ks. Maximální velikost velkých folikulů u březích krav byla 1,50 cm a minimální velikost 0,80 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u jalových krav 2,53 ks s průměrnou velikostí 0,51 cm a směrodatnou odchylkou 0,33. Maximální počet byl 6 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u jalových krav byla 0,90 cm a minimální velikost 0,50 cm. Průměrný počet malých folikulů na ovariích byl u březích krav 1,97 ks s průměrnou velikostí 0,52 cm a směrodatnou odchylkou 0,42; maximální počet byl 4 ks a minimální počet 1 ks. Maximální velikost malých folikulů u březích krav byla 0,90 cm a minimální velikost 0,40 cm. Průměrná velikost žlutého tělíska byla u jalových krav 1,72 cm se směrodatnou odchylkou 0,22; maximum dosáhlo hodnoty 3,20 cm a minimum 1,50 cm. U březích krav byla průměrná velikost žlutého tělíska 1,97 cm se směrodatnou odchylkou 0,28; maximem 3,20 cm a minimem 1,80 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska byla u jalových krav 0,05 cm se směrodatnou odchylkou 0,04; maximem 1,00 cm a minimem 0,30 cm. Průměrná velikost dutinky žlutého tělíska u březích krav byla 0,13 cm; směrodatná odchylka činila 0,05; maximum 0,90 cm a minimum 0,50 cm. Mezi těmito soubory nebyl prokázán žádný statisticky průkazný rozdíl, pouze počet velkých folikulů se svou hodnotou blíží k hranici P ≤ 0,05. DOMINGUEZ (1995) rozdělil folikuly na malé (1,00 – 4,00 mm), střední (5,00 – 9,00 mm) a velké (≥10,00 mm) a tyto folikuly sledoval u souborů březích a jalových krav. Březí krávy vykazovaly méně středních (P < 0,05) a větších (P < 0,001) folikulů než krávy jalové, kdežto rozvoji malých folikulů nebylo během březosti bráněno.
45
6. ZÁVĚR Naším cílem bylo sledování vybraných ukazatelů na pohlavních orgánech skupiny krav získaných ultrasonografickým vyšetřením a posouzení jejich vlivu na zabřeznutí, jalovost či přeběhnutí. Data od krav byla získávána v období od června roku 2005 do září roku 2006. Vzájemné porovnání bylo provedeno mezi roky 2005 - 2006 a v rámci každého roku zvlášť, a to z pohledu aktuálního stavu (tzn. zjištěné březosti či jalovosti) a podle počtu dnů od inseminace do vyšetření. V letech 2005 – 2006 bylo vyšetřeno celkově 104 ks dojnic, přičemž 57 ks krav bylo vyšetřeno do 30 dní po inseminaci a 47 ks krav do 60 dní po inseminaci. Zjištěno bylo 66 ks jalových a 38 ks březích krav. Při porovnání všech 104 ks krav byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi počtem velkých folikulů a také mezi velikostí žlutého tělíska. Při porovnání skupiny krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupiny krav 2 (do 60 dní po inseminaci) byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí velkých folikulů a statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,05) mezi velikostí malých folikulů. Při porovnání souboru jalových a březích krav za dané roky, nebyl prokázán žádný statisticky průkazný rozdíl, pouze počet velkých folikulů se svou hodnotou blížil k hranici P ≤ 0,05. V roce 2005 bylo vyšetřeno celkem 53 ks dojnic, přičemž 1. skupina dojnic (do 30 dní po inseminaci) zahrnovala 29 ks dojnic a 2. skupina dojnic (do 60 dní po inseminaci) zahrnovala 24 ks dojnic. 36 ks krav bylo zjištěno jako jalových a 17 ks krav jako březích. Při porovnání skupiny krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupiny krav 2 (do 60 dní po inseminaci) v roce 2005, byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí malých folikulů. Při porovnání mezi skupinou jalových a březích krav v roce 2005 nebyl zjištěn žádný statisticky průkazný rozdíl. V roce 2006 bylo vyšetřeno celkem 51 ks dojnic, přičemž 1. skupina dojnic (do 30 dní po inseminaci) zahrnovala 28 ks dojnic a 2. skupina dojnic (do 60 dní po inseminaci) zahrnovala 23 ks dojnic. 30 ks krav bylo zjištěno jako jalových a 21 ks krav jako březích. Mezi skupinou krav 1 (do 30 dní po inseminaci) a skupinou krav 2 (do 60 dní po inseminaci) v rámci roku 2006 byl zjištěn vysoce statisticky průkazný rozdíl (P ≤ 0,01) mezi velikostí velkých folikulů a také mezi velikostí žlutého tělíska. Při srovnání mezi jalovými a březími kravami za rok 2006 nebyl prokázán žádný statisticky průkazný rozdíl, pouze počet velkých folikulů se svou hodnotou blížil 46
k hranici P ≤ 0,05. Ultrasonografie je moderní diagnostická metoda, která umožňuje pohled do nitra těla zvířete bez použití chirurgických nástrojů, kdy spolehlivost výsledků je závislá na době vyšetření
po inseminaci, přičemž ultrasonografická diagnostika gravidity má
praktický význam po 30. dnu od poslední inseminace. Použití 5 MHz lineární transrektální sondy se prokázala jako vhodná. Základem pro ultrasonografickou ovariální diagnostiku byla rozdílná struktura jednotlivých útvarů na ovariu. Folikuly se znázorňovaly jako kulaté černé anechogenní struktury, které bylo možno sledovat od minimální velikosti 3 – 5 mm, přičemž jejich detekce byla nepřesná, poněvadž tyto folikuly byly na hranici rozlišovací schopnosti použité sondy. Folikuly o velikosti 8 – 10 mm byly detekovatelné poměrně přesně a detekce folikulů s velikostí nad 10 mm byla velmi přesná. Žlutá tělíska se znázorňovala jako masivní struktury šedavého zbarvení, kulatého tvaru. Diagnostikovat krávu jako březí či jalovou pouze na základě aktuálního stavu na ovariích není možné, protože mezi neměřenými hodnotami sledovaných ukazatelů na ovariích u březích a jalových krav nebyl zjištěn statisticky průkazný rozdíl. Vždy je nezbytně nutné po vyšetření ovarií provést také okamžité komplexní vyšetření dělohy. Na základě okamžitého vyhodnocení stavu na obou ovariích a stavu dělohy může být kráva určena jako březí či jalová. Předpokladem pro využití opakované transvaginální aspirace oocytů (OPU) je dobrý reprodukční stav, zaručující pravidelný říjový cyklus. Při maximalizaci počtu použitelných folikulů; zvýšení účinnosti aspirace a kvality oocytů metoda OPU/IVF postupně v budoucnu nahradí metodu superovulace a umožní zvýšit produkci embryí od geneticky cenných rodičů, a tím usnadní získání genetického materiálu potřebného pro klonování embryí a genovou manipulaci. Poněvadž se chov skotu v České republice již delší dobu potýká se zhoršujícími se ukazateli reprodukce je použití ultrasonografické diagnostiky pro zjištění březosti, či jalovosti krav nezbytným opatřením pro zvýšení ekonomické efektivity výroby mléka a masa.
47
7. SEZNAM LITERATURY ASLAN, S. et al. : Comparsion of various examination methods used in ovarial diagnostic in cows. Deutche tierarztliche wochenchrift, 2000, roč. 107/6, s. 227 – 230.
AUMÜLLER, R. : Biotechnické metody a skot. Farmář, 2005, č. 2, s. 43 – 44. BOLDISZAR, P. : Proč je důležitá přesná detekce říje? Náš chov, 2006, roč. 66, č. 10, s. 56 – 58. BURDYCH, V., VŠETEČKA, J. et al. : Reprodukce ve stádech skotu. 1. vydání. Hradec Králové, Chovservis a.s., 2004, s. 72 DOLEŽEL, R. et al. : Oestrus synchronization by PGF (2 alpha) and GnRH in intervals according to stage of follicular development at time of initial treatment in cows. Acta veterinaria Brno, 2002, roč. 71/1, s. 101 – 108. DOMINGUEZ, M. : Effects of body condition, reproductive status and breed on follicular population and oocyte quality in cows. Theriogenology, 1995, roč. 43/8, s. 1405 – 1418. GRIMARD, B. et al. : Absence of response to oestrus induction and synchronization treatment is related to lipid mobilization in suckled beef cows. Reproduction nutrition development, 1997, roč. 37/2, s. 129 – 140. GRYGAR, I., KUDLÁČ, E. : Ultrasonogrefie ve veterinárním porodnictví a gynekologii. Hlučín: Slezan, 1997. s. 247. ISBN 80-901948-6-9. HANOUSEK, T. : Ultrasonografická diagnostika reprodukčních poruch u krav. Diplomová práce, MZLU, Brno, 2004, s. 58 HOŠEK,
M.,
MÁCHAL,
L.
:
Využití
vysokoprodukčních krav. Pastvina a zvíře, 2004 48
ultrasonografie
k detekci
gravidity
JAŚKOWSKI, J. M. – TWARDOŃ, J. Kondycja i plodność krów. Medycyna Weterynaryjna. 2002, vol. 58, iss. 1, s. 23 – 25. [cit. 2004-03-30]. Dostupné z
. JELÍNEK, P., et al. : Fyziologie hospodářských zvířat. 1. vydání. Brno, Mendelova zemědělská a lesnická univerzita v Brně, 2003, s. 414. KLIMENT, J., et al. : Reprodukcia hospodárskych zvierat. 2.vydání. Bratislava, Príroda, 1989, s. 392, ISBN 80-07-00027-5. KNÍŽKOVÁ, I., KUNC, P.: Teplotní profil krávy a telete. Náš chov, 2006, roč. 66, č. 5, s. 71 – 72 tématické přílohy Odchov mláďat. KOMÁREK, V. et al. : Anatomie a fyziologie hospodářských zvířat. 1. vydání. Praha, Státní zemědělské nakladatelství, 1964, s. 387. KUMMER, V. et al. : Včasná diagnostika ovariálních cyst – prevence dysfunkcí endometria a poruch plodnosti krav. Veterinářství, 1998, roč. 48, č. 6, s. 248 – 251. ISSN 0506 8231. LOUDA, F., et al. : Inseminace hospodářských zvířat se základy biotechnických metod. 1. vydání. Praha, Česká zemědělská univerzita v Praze, 2001, s. 225, ISBN 80-2130702-1 MACHATKOVÁ M., et. al., : Transvaginální aspirace oocytů. Náš chov, 2006, č. 12, s. 55 – 58 tématické přílohy Reprodukce – příčiny a prevence poruch. MACHATKOVÁ M. : Vývojové trendy v produkci geneticky cenných embryí skotu superovulací a metodou in vitro. Veterinářství, 2006, č. 56, s. 229 - 301 MARVAN, F. et al. : Morfologie hospodářských zvířat. Praha, Zemědělské nakladatelství Brázda, 1992, s. 304, ISBN 80-209-0226-0.
49
MIHOLOVÁ, B., LIPSKÝ, D. : Anatomie a fyziologie hospodářských zvířat. 1.vydání. Praha, Státní zemědělské nakladatelství, 1976, s. 258 NEHASILOVÁ, D. : Sborník přednášek ze semináře „Výživářský koncern“, článek 40737, Poruchy metabolismu dojnic a jejich vliv na plodnost. Brno, 2005, s. 14 – 17. Dostupné z < www.agronavigator.cz/default.asp?ids=411&ch=1&typ=1&val=40737 > PETELÍKOVÁ, J. : Ovariální diagnostika. Náš chov, 1997a, roč. 57, č. 9, s. 37 - 40. ISSN 0027-8068. PETELÍKOVÁ, J. : Ultrasonografie v reprodukci skotu. Náš chov, 1997b, roč. 56, č. 7, s. 23 – 24. ISSN 0027-8068. PITRON, J. : Ultrasonografická diagnostika gravidity u krav. Diplomová práce, MZLU, Brno, 2004, s. 44. REECE, W. O. : Fyziologie domácích zvířat. 1. vydání. 1998, Grada Publishing spol. s.r.o., Praha, s. 456. ISBN 80-7169-547-5. Rozbor účelové a hospodářské činnosti, Brno, 2007, Školní zemědělský podnik Žabičce RUTTE, M. : Ultrasonografie hospodářských zvířat a koní. Náš chov, 1999, roč. 59, č. 6, s. 4 – 5 tématické přílohy Zdraví a reprodukce. ŘÍHA, J., BJELKA, M.: Problémy managementu reprodukce dojnic. Náš chov, 2002, roč. 62, č. 6, s. 23 – 28. ŘÍHA. J. et al. : Biotechnologie v chovu a šlechtění hospodářských zvířat. 1. vydání. Rapotín. Asociace chovatelů masných plemen, 1999, s. 168 ŘÍHA. J. et al. : Plemenitba hospodářských zvířat. 1. vydání. Rapotín : Asociace chovatelů masných plemen, 2003, s. 151, ISBN 80-903143-4-1
50
SOVA, Z. et al. : Fyziologie hospodářských zvířat. 2.vydání. Praha, Státní zemědělské nakladatelství, 1990, s. 472, ISBN 80-209-0092-6. STÁDNÍK, L. : Činitelé ovlivňující plodnost dojnic = The factors influencing to Cows reproduction. Praha, 2000. Česká zemědělská univerzita katedra chovu skotu a mlékařství. [cit. 2004-01-12]. Dostupné z <www.zf.jcu.cz/veda_a_vyzkum/svoc_ a_dsp / svoc/2000/sbdsp/asekzoo/Stadnik.rtf>. ŠPANIHELOVÁ, J. : Využití embryí in vitro u skotu. Náš chov, 2005, č. 5, s. 19 tématické přílohy Reprodukce a zdravý odchov mláďat. ŠTOURAČOVÁ, J. : Růst folikulů a jejich vztah ke krevním ukazatelům u krav. Diplomová práce, MZLU, Brno, 2006, s. 47. VAN SAUN, R.: Výživa březích krav a krav před porodem. Náš chov, 2002a, roč. 62, č. 3, s. 60 – 63. VAN SAUN, R.: Výživa březích krav a metabolické problémy po otelení. Náš chov, 2002b, roč. 62, č. 4, s.67 – 70. VINKLER, A.: Péče o reprodukci a monitorování reprodukční aktivity v chovu skotu. Náš chov, 2004, roč. 64, č. 5, s. 24 – 26. VÝMOLA, J. : Tiché říje přibývají. Náš chov, 2005, roč. 65, č. 12, s. 2 – 5 tématické přílohy Profylaxe a veterinární praxe v chovech.
51
8. SEZNAM TABULEK Tabulka č. 1 Normální příjem sušiny dojnicemi Tabulka č. 2 Vliv zabřezávání po 1.inseminaci na nezbytnou délku intervalu nutného k dosažení mezidobí 365 dnů Tabulka č. 3 Optimální délka SP v závislosti na dojivosti krav (podle Platena a Grosse, 2000) Tabulka č. 4 Charakteristika selekce folikulů v průběhu folikulární vlny Tabulka č. 5 Rizikové faktory tiché říje Tabulka č. 6 Vývoj užitkovosti u jednotlivých kategorií zvířat na ŠZP Žabčice Tabulka č. 7 Průměrné stavy zvířat na ŠZP Žabčice- skot Tabulka č. 8 Výroba mléka, dodávka, tržnost a užitkovost na ŠZP Žabčice Tabulka č. 9 Reprodukční ukazatele na ŠZP Žabičce Tabulka č. 10 Výsledky užitkovosti černostrakatých holštýnských krav z převodného křížení 2006 Tabulka č.11 Výsledky let 2005 a 2006 Tabulka č. 12 Srovnání mezi roky 2005 a 2006 Tabulka č. 13 Srovnání mezi skupinami 1 a 2 v rámci let 2005 - 2006 Tabulka č. 14 Srovnání mezi jalovými( J ) a březími ( B ) v rámci let 2005 - 2006 Tabulka č.15 Výsledky roku 2005 Tabulka č. 16 Srovnání mezi skupinami 1 a 2 v rámci toku 2005 Tabulka č. 17 Srovnání mezi jalovými( J ) a březími ( B ) v rámci roku 2005 Tabulka č.18 Výsledky roku 2006 Tabulka č.19 Srovnání mezi skupinami 1 a 2 v rámci roku 2006 Tabulka č. 20 Srovnání mezi jalovými( J ) a březími ( B ) v rámci roku 2006
52
9. SEZNAM OBRÁZKŮ Obrázek č. 1 Pohlavní cyklus s jednotlivými stádii na vaječnících, folikulech a CL Obrázek č. 2 Schéma opakované aspirace ovocytů od donorek v růstové fázi první folikulární vlny Obrázek č. 3 Ovarium, žluté tělísko, velký folikul Obrázek č. 4 Ovarium, žluté tělísko, velký folikul Obrázek č. 5 Embryo ve stáří 45 – 60 dní Obrázek č. 6 Folikuly s cystami Obrázek č. 7 Žluté tělísko s dutinkou Obrázek č. 8 Žluté tělísko s dutinkou, velký folikul Obrázek č. 9 Žluté tělísko s jedním velkým folikulem a dvěma malými folikuly Obrázek č. 10 Žluté tělísko s dutinkou a dvěma malými folikuly Obrázek č. 11 Žluté tělísko s dutinkou
53
PŘÍLOHY
54
