Mendelova zemědělská a lesnická univerzita v Brně Agronomická fakulta Ústav chovu a šlechtění hospodářských zvířat
Detekce gravidity a embryonální mortality u holštýnských krav Bakalářská práce
Vedoucí práce: Ing. Martin Hošek, PhD.
Vypracovala: Lucie Jurčíková Brno 2008
PROHLÁŠENÍ Prohlašuji, že jsem bakalářskou práci na téma Detekce gravidity a embryonální mortality u holštýnských krav vypracovala samostatně a použila jen pramenů, které cituji a uvádím v přiloženém seznamu literatury. Bakalářská práce je školním dílem a může být použita ke komerčním účelům jen se souhlasem vedoucího diplomové práce a děkana AF MZLU v Brně.
dne................................................................................. podpis diplomanta.........................................................
PODĚKOVÁNÍ Děkuji panu Ing. Martinu Hoškovi, za jeho odborné vedení při zpracovávání této bakalářské práce a za množství cenných rad a připomínek. Mé poděkování patří také lidem z mého okolí, kteří mě podpořili nejen při psaní této práce, ale při celém studiu. Specielně chci poděkovat Tomášovi Novotnému za pomoc při překladu odborných anglických textů.
ABSTRAKT: Detekce gravidity je jednou z významných metod pro zlepšení reprodukčních ukazatelů v chovu skotu. To je důležité jednak pro zlepšení a udržení rentability chovu, ale také pro udržení zdraví a pohody chovaných zvířat. Metodami detekce gravidity jsou klinické metody, které zahrnují rannou palpaci rektální metodou v 5 až 6 týdnech po oplození, palpaci ve 3 měsících, využití ultrazvuku a Non return test. Laboratorní vyšetření březosti jsou zastoupena imunologickou zkouškou ELISA a metodou mikroskopického pozorování krystalizace hlenu děložního krčku. K embryonální mortalitě dochází nejčastěji mezi 8. až 18. dnem po inseminaci a to až z 80 % všech ztrát. Stanovení embryonální mortality je důležité z hlediska ekonomiky chovu i zdraví plemenice. Techniky k odhalení mortality embrya jsou podobné jako pro detekci gravidity, ale jsou prováděny 56 dní po inseminaci. Výsledky se porovnají s počtem březích plemenic zjištěných ve 28 dnech a zjištěný úbytek odpovídá embryonální mortalitě. Klíčová slova: skot, gravidita, embryonální mortalita
ABSTRACT: Detection of gravidity is one of important methods for improving indicators of reproduction in cattle breeding. That is important not only for improving and maintaining rentability of breeding, but also for maintaining of health and wellfare of animals. Among methods of gravidity detection belong clinical and laboratory methonds. Clinical methods include palpation per rectum in 5 to 6 weeks after insemination, palpation per rectum in 3 months after insemination, ultrasonography, and Non return test. Laboratory methods include imunological exam ELISA and method of microscopic observation of crystallisation of cervical mucus. Emryo mortality occurs most often between 8. and 18. day after insemination – up to 80% animals that lose their embryo in this period. Determination of embryo mortality is important for economy of breeding and health of cows or heifers. Technique of mortality detection are similar to those of gravidity detection, but they are performed 56 days after insemination. Results are compared to the number of pregnant cows or heifers detected in 28 days and ascertained decrease matches embryo mortality. Keywords: cattle, gravidity, embryo mortality
OBSAH 1 2 3
ÚVOD....................................................................................................................... 7 CÍL PRÁCE .............................................................................................................. 8 LITERÁRNÍ PŘEHLED .......................................................................................... 9 3.1 Anatomie samičí pohlavní soustavy ................................................................. 9 3.1.1 Vaječníky .................................................................................................. 9 3.1.2 Vejcovody................................................................................................. 9 3.1.3 Děloha....................................................................................................... 9 3.1.4 Pochva..................................................................................................... 10 3.1.5 Poševní předsíň ....................................................................................... 10 3.1.6 Vulva....................................................................................................... 10 3.2 Průběh oplození .............................................................................................. 10 3.2.1 Ovulace, oocyt před oplozením .............................................................. 10 3.2.2 Vlastní oplození ...................................................................................... 11 3.3 Blastogeneze ................................................................................................... 11 3.3.1 Sestup rýhujícího se vajíčka do dělohy, blastulace................................. 11 3.3.2 Gastrulace a notogeneze ......................................................................... 12 3.4 Plodové obaly a přídatné embryonální orgány savců ..................................... 14 3.4.1 Žloutkový váček ..................................................................................... 15 3.4.2 Amnion a chorion ................................................................................... 15 3.4.3 Alantois................................................................................................... 16 3.5 Placentace ....................................................................................................... 16 3.5.1 Placenta................................................................................................... 17 3.6 Porod............................................................................................................... 17 3.6.1 Otevírací stádium .................................................................................... 18 3.6.2 Vypuzovací stádium ............................................................................... 18 3.6.3 Stádium poporodní.................................................................................. 19 3.6.4 Puerperium.............................................................................................. 19 3.7 Detekce gravidity u skotu ............................................................................... 20 3.7.1 Všeobecné příznaky gravidity ................................................................ 20 3.7.2 Klinické vyšetření březosti ..................................................................... 21 3.7.3 Metody laboratorního vyšetření březosti ................................................ 24 3.7.4 Hodnocení výsledků zabřezávání a úrovně reprodukce u skotu............. 26 3.8 Detekce embryonální mortality u skotu.......................................................... 28 3.8.1 Embryonální mortalita ............................................................................ 28 3.8.2 Metody detekce embryonální mortality u skotu ..................................... 29 3.8.3 Vlivy působící na embryonální mortalitu krav ....................................... 31 4 ZÁVĚR ................................................................................................................... 34 POUŽITÁ LITERATURA ............................................................................................. 36 PŘÍLOHY .................................................................. Chyba! Záložka není definována.
1
ÚVOD Reprodukce je schopnost rodit a odchovávat životaschopné potomstvo. Aby bylo
možné tohoto dosáhnout, je zde nutná také schopnost páření, produkce ejakulátu s dobrou oplozovací schopností samcem a produkce fertilních vajíček na straně samice. Reprodukce je jedním z nejdůležitějších aspektů celého chovu skotu. Je to jediný způsob získávání produktů, za jejichž účelem jsou zvířata chována. To se týká nejen produkce hovězího masa, kde je tento vztah na první pohled patrný, ale i získávání mléka dojením krav s tržní produkcí mléka. Holštýnský skot je celosvětově nejvýznamnější mléčné plemeno. V kontrole užitkovosti k 13. prosinci 2007 bylo v České republice zařazeno 202 764 krav s podílem 50 % holštýnské krve a více, což je zhruba polovina všech krav s TPM chovaných v ČR. Jejich dojivost byla ve stejné kontrole užitkovosti na druhé laktaci až 8 990 litrů za normovanou laktaci. Stav tohoto plemene sice od roku 1990 vytrvale klesá z důvodu celkového snižování stavů skotu, ale pokles holštýnských krav není tak markantní jako krav českého strakatého skotu. Mezi produkcí a reprodukcí zvířat existuje velmi silná negativní korelace. U holštýnského skotu je kladen velký důraz na dojivost, což má za následek nežádoucí významné zhoršení reprodukčních ukazatelů. Pokud vycházíme z poznatku, že není-li šlechtitelská práce na patřičné úrovni, nemůže být chov rentabilní, pak abychom mohli co nejefektivněji řídit reprodukci stáda, je nutné znát co nejdříve výsledek oplození. Správná detekce gravidity je důležitá nejen z hlediska ekonomiky chovu, ale v neposlední řadě také jako faktor wellfare zvířat. Například způsobení abortu špatnými metodami detekce, či nevhodnou dobou inseminace intracervikálně, kdy byla plemenice chybně prohlášena za jalovou, může být považováno až za týrání.
7
2
CÍL PRÁCE Účelem této práce byl širší rozbor techniky detekce gravidity a embryonální
mortality u krav holštýnského plemene v teoretické rovině. Mělo by se jednat o teoretickou přípravu pro případná následná praktická pozorování. Práce je bližším seznámením nejen se samotnými metodami detekce, ale i komplexnějším náhledem do celé oblasti samičí části reprodukce skotu vztahující se k této zkoumané problematice a jejího vlivu na ekonomiku chovu skotu. Dále se zaměřuje na vnitřní a vnější faktory způsobující embryonální mortalitu.
8
3
LITERÁRNÍ PŘEHLED
3.1 Anatomie samičí pohlavní soustavy Vnitřní pohlavní orgány jsou tvořeny pohlavními žlázami – vaječníky a většinou vývodných pohlavních cest zastoupené vejcovody, dělohou a pochvou. K vnějším pohlavním orgánům patří poševní předsíň a vulva. (Jelínek a Koudela, 2003). Viz obrázek č. 1 v přílohách. 3.1.1
Vaječníky Pohlavní žlázy – gonády jsou u samic savců představovány dvěma vaječníky –
ovaria. Zastávají germinativní funkci, čili produkují samičí pohlavní buňky – vajíčka. Dále zastávají funkci žláz s vnitřní produkcí, kdy vytvářejí specifické pohlavní hormony – estrogeny a progesteron. Vaječníky se nacházejí na stropě kaudální části břišní dutiny při vstupu do dutiny pánevní. U krávy je vaječník oválný v průměru velikosti švestky, jeho přesná velikost a tvar je závislá na věku zvířete a funkčním stavu. Povrch vaječníku je pokryt epitelem, pod nímž je korová vrstva. Obsahuje četné folikuly v různém stádiu vývoje, zde se vytvářejí i pohlavní hormony. Uvnitř vaječníku se pod korovou vrstvou nachází dřeňová vrstva, která obsahuje vazivo, hladkosvalové buňky a především četné cévy a nervy. 3.1.2
Vejcovody Vejcovody – tubae uterinae jsou párové klikaté dutinky, probíhající od vaječníků
do děložních rohů, zavěšené v duplikatuře pobřišnice. Vnější povrch je tvořen serózou, uprostřed je vrstva svalová a lumen je vystlán sliznicí s řasinkovým epitelem a četnými žlázovými buňkami. Volný konec blízko vaječníku je rozšířen v nálevku vejcovodu – infundibulum. Její okraje jsou opatřeny třásněmi a vytvářejí řasy obsahující elastická vlákna a hladkosvalové buňky. Toto vybavení umožňuje těsné přiblížení nálevky k vaječníku a zachycení uvolněného vajíčka při ovulaci. Směrem k děloze se vejcovody zužují – isthmus a do dělohy vyúsťují děložním ústím – tubouterinní spojení. 3.1.3
Děloha Děloha – uterus je dutý orgán uložený z větší části v dutině břišní. slouží
k přijetí oplozeného vajíčka, zajištění vývoje a posléze porodu nového jedince. Děloha
9
je tvořena ze dvou děložních rohů, děložního těla a děložního krčku. Děložní rohy jsou válcovité a kaudálním směrem se kuželovitě zužují. Děložním krčkem prochází kanálek děložního krčku, který je většinou uzavřen a fyziologicky se otevírá za říje, během porodu a zůstává otevřen jen krátce po porodu. Děložní stěna se skládá z povrchové serózy – perimetrium, podélné a kruhové vrstvy hladkého svalstva - myometrium a sliznice – endometrium. Děložní sliznice má ve své stěně četné tubulózní žlázky a jsou na ní ve čtyřech řadách umístěny základy karankulů (80 - 160), které se v průběhu březosti rozrůstají a dochází na nich ke spojení s kotyledony placenty. 3.1.4
Pochva Posledním z vnitřních orgánů samičí pohlavní soustavy je pochva – vagina. Na
tomto trubicovitém silnostěnném orgánu rozlišujeme poševní klenbu, stěnu a dno. Kaudálním směrem přechází pochva v poševní předsíň. Ta je u samic, které ještě nekopulovaly, oddělena slizniční řasou - hymen. Poševní stěna je tvořena sliznicí a hladkosvalovou vrstvou. Sliznice pochvy nemá žlázky. 3.1.5
Poševní předsíň Poševní předsíň – vestibulum vaginare je kaudální částí pochvy. Sliznice
poševní předsíně je osazena četnými malými předsíňovými žlázkam. Dorzolaterálně je na obou stranách po jednom vývodu velké předsíňové žlázy (Bartholiniho žlázy), jejíž sekret zvlhčuje sliznici při kopulaci. 3.1.6
Vulva Vateň - vulva představuje terminální část vývodných pohlavních cest. Sestává se
ze dvou stydkých pysků, které mezi sebou svírají stydkou štěrbinu. Pokryté jsou nepigmentovanou kůží. V malé prohlubině ve ventrální spojce stydkých pysků je uložen poštěváček – clitoris. Je tvořen erektilní tkání, podobající se topořivému tělesu pyje samců a obsahuje četná senzitivní nervová zakončení. (Jelínek a Koudela, 2003)
3.2 Průběh oplození 3.2.1
Ovulace, oocyt před oplozením V době ovulace se z Graafova folikulu uvolní oocyt II. řádu na počátku druhého
zracího dělení. Ten je zachycen nálevkou vejcovodu a je obklopen folikulárními
10
buňkami vytvářejícími kolem vlastní vaječné buňky obaly – corona radiata. Vlny peristaltických stahů stěn vejcovodů a činnosti řasinkového epitelu společně s proudem folikulární tekutiny sestupuje ovocyt II. řádu vejcovodem, aby se případně v horní třetině vejcovodu setkal s množstvím kapacitovaných spermií, které prostupují coronou radiatou a přibližují se k zoně pellucidě – sklovitá blanka, staví se k ní radiálně a pokoušejí se do ní proniknout – penetrace. Vajíčko se zbavuje folikulárních buněk – denudace a pronikání spermií do vaječného obalu znamená specifický podnět k dokončení II. zracího dělení. Pokud nejsou spermie ve vejcovodu přítomny a nedojde k jejich pronikání do vajíčka, druhé zrací dělení neproběhne. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.2.2
Vlastní oplození Spermie při styku s vajíčkem uvolní řadu enzymů (hyaluronidáza, akrozin),
které desintegrují jak spojení folikulárních buněk corona radiata, tak i mukoproteinní substrát sklovité blanky, která se tak stává průchodnou pro spermie. O průnik zonou pellucidou se pokouší velké množství spermií, avšak zpravidla prochází jen jediná, což je také předpokladem správného oplození - monospermie. Aby nedošlo k průniku více spermií přes zonu pellucidu, brání se vajíčko několika obranými reakcemi. Zonární reakce je řada biochemických změn nastupujících po proniknutí jediné spermie k perivitelinnímu prostoru. Způsobí neprostupnost zony pellucidy pro spermie. Další obrana před polyspermií je takzvaný vitelinový blok, který znemožňuje další prostup nadbytečných spermií, kterým se podařilo vniknout do perivitelinního prostoru. Spermie, které se podařilo proniknout do cytoplazmy vajíčka, začne prodělávat výrazné změny. Hlavička spermie bobtná, zaniká nukleární membrána a vytváří se samčí prvojádro - pronukleus. V té době se dokončí II. zrací dělení u vajíčka a vzniká samičí pronukleus. Obě prvojádra se sblíží a po desintegraci nukleární membrány spolu splynou – syngamie. Takto se dokončí proces oplození a vzniká nový jedinec – zygota. Celý proces oplození trvá asi 20 až 24 hodin. (Jelínek a Koudela, 2003)
3.3 Blastogeneze 3.3.1
Sestup rýhujícího se vajíčka do dělohy, blastulace Ihned po syngamii a vzniku nového jedince pokračuje jeho další vývoj. Zygota
sestupuje do zúžené části vejcovodu, cestou se začne rýhovat – blastogeneze. Rýhování
11
je pokračující buněčné dělení a tímto procesem vznikají nové buňky – blastomery. Tyto blastomery vznikají geometrickou řadou, i když následná dělení nemusí probíhat synchronně. Rýhující se zygota sestupuje do dělohy většinou ve stádiu 4 až 16 blastomer za 36 – 48 hodin po oplození. Dalším rýhováním vzniká nejprve časná morula (připomínající svým tvarem plod moruše), pak při dalším zvýšení počtu buněk a vymizení mezibuněčného prostoru kompaktní morula. Při pokračujícím rýhování narůstá počet blastomer, až v murule vznikne dutinka vyplněná tekutinou – blastocel. Nově vzniklý útvar nazýváme blastocysta. V této době už začíná diferenciace blastomer na buňky ve formě zárodečného uzlíku, který dává základ vlastnímu tělu jedince a na buňky extraembryonální, dávající vzniknout trofoblastu, který je základem plodových obalů. Po dobu prvních pěti až osmi dnech rýhování zůstává zachována zona pellucida, avšak při dalším dělení buněk a zvětšování dutiny blastocysty dojde k jejímu prasknutí a uvolnění blastocysty. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.3.2
Gastrulace a notogeneze Po vzniku moruly a blastocysty je další vývoj zárodku provázen intenzivním
dělením buněk a jejich diferenciací v budoucí tkáně a orgány. Přesuny buněk se uskutečňují podle jejich genetické dispozice na místo následné diferenciace. Tento důležitý vývojový úsek se označuje jako gastrulace. Přemisťování buněk vede ke vzniku dvou plošných zárodečných listů na embryoblastu, vnějšího ektodermu a vnitřního entodermu. V druhé fázi, která se označuje jako notogeneze, dochází ke zformování středního zárodečného listu – mezoderm. Dále se vytvářejí primitivní orgány, základy osových orgánů, jako je hřbetní struna zárodku. U savců se pak embryoblast protlačí na povrch blastocysty a vytvoří malý okrouhlý útvar – zárodečný terčík a to tak, že se nejprve v embryoblastu vytvoří dutina, která se rozevře, a teprve její dno dá základ ektodermu zárodečného terčíku. Odštěpením buněk od zárodečného terčíku se vytvoří zárodečné listy. Spodní entoderm postupně vystele celou dutinu blastocysty, kterou vyplní serozní tekutinou. Povrch zárodečného terčíku kryje ektoderm. Další vývojové změny postihují především ektoderm zárodečného terčíku. Při jeho zadním konci zesílí ektoderm v tzv. primitivní proužek, jehož přední část se asi uprostřed zárodečného terčíku zakončuje v buněčném shluku, v primitivním uzlu.
12
Z primitivního proužku vyrůstá vícevrstevný mezoderm, který se vsouvá mezi ektoderm a entoderm kolem celé blastocysty a dále i mezi trofoblast a entoderm. Primitivní proužek se přemění v ocasní hrbolek, jako základ ocasu a části trupu, a na opačnou stranu z něj vyrůstá hlavový výběžek. Zárodečný terčík se postupně prodlužuje a získává piškotovitý tvar. Z primitivního uzlu vyrůstá hlavový (chordomezodermový) výběžek, z něhož vzniká hřbetní struna - chordia dorsalis. Vznikne tak první pevnější osa zárodku. V pozdějším vývoji je hřbetní struna nahrazena páteří a zaniká. Jejím pozůstatkem po narození jsou hlenová jádra meziobratlových plotének. V přední části zárodečného terčíku se nad hřbetní strunou objeví v ektodermu nervová ploténka, která se prohlubuje v podélnou nervovou rýhu. Ta se uzavře a vzniklá nervová trubice se osamostatní od ektodermu. Při uzavírání nervové rýhy se od jejích okrajů oddělí gangliové lišty, z nichž vzniknou některá ganglia hlavových nervů, míšní a autonomní ganglia. Nervová trubice se postupně rozšíří v základ mozku a míchy. Mozková část zesílí a rozčlení se v jednotlivé části mozku, zatímco základ míchy si ponechá svůj tvar. Současně dojde k diferenciaci nervových buněk a k postupnému propojení centrální nervové soustavy pomocí nervů s dalšími orgány těla. (Marvan a kol., 2003) 3.3.2.1 Diferenciace mezodermu Dochází ke zkracování primitivního proužku a zároveň je vyčerpáván jeho materiál tvorbou mezodermu. Tento jev je doprovázen změnou tvaru zárodečného terčíku, který se prodlužuje a dostává hruškovitý a později piškotovitý tvar. Mezoderm po stranách nervové trubice a hřbetní struny se množením buněk ztlušťuje a rozděluje se příčně na jednotlivé segmenty, které se nazývají prvosegmenty, neboli somity. Laterálně od prvosegmentů zůstává mezoderm tenčí a rozštěpuje se ve dva souvislé listy. Vnější list, somatopleura, leží při ektodermu a je základem nástěnné pobřišnice a pohrudnice. Vnitřní list, splanchnopleura, naléhá na entoderm a mění se později v útrobní část pobřišnice a poplicnici. Mezi oběma listy vzniká tělní dutina, celom, ze které se diferencuje hrudí, osrdečníková a břišní dutina, zatímco zbývající část mezi zárodkem a choriem tvoří mimotělní dutinu. Prvosegmenty jsou spojeny s oběma listy buněčnými stopkami – nefrotomy, na jejichž základě vzniká močové ústrojí. Kraniální část nesegmentovaného mezodermu v oblasti budoucí hlavy se označuje jako hlavová ploténka a stává se základem srdce.
13
Prvosegmenty představují párové, duté hranolovité útvary, které se dále zplošťují. Z jejich spodní části vzniká embryonální vazivo – mezenchym, z něhož se dále diferencuje vazivo, chrupavky, osová kostra, dále i krev, míza a hladká svalová tkáň. Z mediální části prvosegmentů – myotom vzniká segmentovaná svalovina. Z dorzální části při ektodermu, zvané dermatom, vzniká kožní škára. Z mezodermu se tvoří základ srdce a oběhové soustavy. Základ pohlavních žláz se vyvíjí z dorzální části somatopleury, z pohlavních lišt. Ze všech zárodečných listů, hlavně z mezodermu, se uvolňují hvězdicovité buňky mezenchymu, které vznikají mezi zárodečnými listy, kde jsou zdrojem stavebních součástí orgánů. 3.3.2.2 Vznik tkání Zárodečné listy a mezenchym tvoří základ pro všechny tkáně a orgány těla. Z ektodermu se diferencují tkáně a orgány, které jsou ve styku s vnějším prostředím a slouží k orientaci, jako pokožka a pokožkové útvary, dále celá nervová soustava, smyslové epitely a jiné útvary. Z entodermu vznikají především orgány určené k přijímání potravy a k výměně plynů a dále epitel štítné žlázy, příštítných tělísek, brzlíku, ostrůvků slinivky břišní. Prvopohlavní buňky jsou rovněž entodermálního původu z kaudální části prvostřeva. Z mezodermu se diferencují tkáně a orgány s podpůrnou funkcí, které slouží k pohybu, vylučování a rozmnožování, a kůra nadledvin. (Marvan a kol., 2003)
3.4 Plodové obaly a přídatné embryonální orgány savců K ochraně embrya a později i plodu, k přijímání živin a kyslíku, k vylučování odpadních látek se vytvářejí přídatné embryonální orgány. Plodové obaly anion a chorion se podílejí na vzniku placenty. K přídatným embryonálním orgánům řadíme žloutkový váček a alantois. (Marvan a kol., 2003) Existence plodových obalů, plodových vod a dalších přídatných embryonálních orgánů je důležitá nejen pro vlastní přežití a vývoj plodu, ale i pro dobrý průběh porodu. Plodové obaly se svým tekutým obsahem zabezpečují rovnoměrné rozložení tlaku na všechny části jemných tkání vyvíjejícího se embrya, ale i na stěnu dělohy a zabraňují poruchám krevního oběhu v cévách placenty, pupečníkové šňůře i v samotném plodě. Zabraňují vysychání plodu a jeho slepení s amnionem. Chrání plod před vnějšími nárazy, umožňují mu pasivní pohyby, které potřebuje pro svůj vývoj.
14
Při porodu umožňují plodové vody změnu polohy mláděte do porodní polohy a navlhčení porodních cest pro lepší posun plodu. Plodové obaly ještě naplněné plodovou vodou zabezpečují lepší otevření porodních cest při menším namáhání mláděte. Při prasknutí plodových obalů by už měly být porodní cesty otevřené. (Kliment a kol., 1983) Rozrůstání alantochotia do neobřezlého rohu děložního od 16. do 27. dne po zapuštění je znázorněno na obrázku č. 2 v přílohách. (Marvan a kol., 2003) 3.4.1
Žloutkový váček Základy žloutkového váčku se tvoří v době diferenciace zárodku na embryoblast
a trofoblast. Na obvodu zárodečného terčíku se vyhloubí rýha, která oddělí zárodečný terčík od extraembryonálního zbytku blastocysty. Dutina zárodečného váčku se zároveň rozčlení na dorzální oddíl, z něhož vzniká prvostřevo a na ventrální oddíl, který tvoří žloutkový váček. Obě části spolu komunikují prostřednictvím širokého žloutkového stvolu. Ve stěně žloutkového váčku vznikají krevní tělíska a vlásečnice. Spojením vlásečnicové sítě vzniknou dvě žloutkové žíly, které vedou krev do báze srdce. Ze srdce vycházejí párové aorty, z nichž odstupují dvě žloutkové tepny, které vedou krev zpět do žloutkového váčku. Tak vzniká první tzv. žloutkový krevní oběh - vitelinní. Žloutkový krevní oběh zajišťuje transport živin ze žloutkového váčku. Narozdíl od ptáků má u savců jen dočasný význam. Jeho funkční uplatnění podmiňuje u savců především spojení s choriem. Žloutkový váček se dočasně uplatňuje ve výživě asi do 14. týdne vývoje, tedy do doby než dojde ke spojení klků choria s děložní sliznicí. (Marvan a kol., 2003) 3.4.2
Amnion a chorion Ještě v období diferenciace zárodečného terčíku se zdvihají na obvodu zárodku
amniové řasy, které se spojí a uzavřou pod sebou celý zárodek. Vznikne tak dvojitý obal zárodku, vnitřní amnion a vnější chorion. 3.4.2.1 Amnion Též zvaný jako ovčí blána, uzavírá dutinu bezprostředně kolem zárodku. Buňky amnia vylučují amniovou tekutinu a jejím zmnožením se stěna zárodku vzdaluje. Zárodek se odděluje od okolí, a to tak, že se kraniálně zvedá hlavový pupen a kaudálně ocasní pupen. Zárodek roste do délky a žloutkový váček se zužuje v úzkou trubici.
15
V místě jejího spojení se střevem se vytvoří střední pupek a jeho zevní obal kožní pupek. Toto zúžené spojení oddělí přední a zadní úsek střeva. Zvětšováním dutiny amnia dojde k jeho rozšíření i pod zárodek a amnion se přikládá ke stěně choria, vzniká tak jednotný list amniochorion. Vytvořením amnia ztrácí zárodek kontakt s děložní sliznicí a k zabezpečení výživy, výměny plynů a odstraňování zplodin látkové výměny slouží chorion a alantois. 3.4.2.2 Chorion Bývá také nazýván jako klková blána. Vznikl z původního trofoblastu blastocysty a je vnějším obalem zárodku. Slouží k upevnění v děloze, k příjmu kyslíku a výživy z těla matky. K vývoji choria dochází v době, kdy se na jeho povrchu objevují klky, které dočasně vrůstají do děložní sliznice. Toto přechodné spojení zárodku s děložní sliznicí se nazývá placenta. Chorion jako resorpční orgán má tendenci rozšiřovat svůj povrch. Klky na jeho povrchu u skotu tvoří skupiny – viz kapitola 3.5.1 Placenta. (Marvan a kol., 2003) 3.4.3
Alantois Jinak je nazývaný také jako močová blána. Jeho funkcí je obstarávat spojení
mezi plodem a choriem, protože zárodek je od choria oddělen mimotělní dutinou. Vznikl vychlípením kaudálního konce střeva. Vyrůstá pupkem z těla plodu do mimotělní dutiny, kde se vakovitě rozpíná mezi amniovým a žloutkovým vakem a vnitřní stěnou choria. Tento alantoidový či močový vak pak srůstá s choriem v alantochorion. Dále se přakládá i k zevní ploše amniového vaku, s nímž se spojuje v alantoamnion. Jeho význam je jednak v hromadění řídké alantoidové tekutiny neboli embryonální moči a jednak ve zprostředkování krevního oběhu mezi matkou a zárodkem či později plodem. (Marvan a kol., 2003)
3.5 Placentace Blastocysta se pohybuje v děloze volně. Umožňuje to vhodné výživné prostředí v děloze, kterým je sekret děložních žláz – děložní mléko. Spojení alantochoria s děložní sliznicí označujeme jako implantaci, která je první vývojovou fází placenty. Implantace se u skotu uskutečňuje za 26 dní po oplození. Podle hloubky průniku blastocysty do děložní sliznice rozlišujeme různé typy implantace. U skotu dochází k
16
centrální implantaci. Blastocysta je uložena v děložní dutině tak, že chorion se dotýká protilehlých stěn. Zárodek se zpravidla implantuje v děložním rohu na straně, kde proběhla ovulace. Dvojčata u skotu se mohou vyvíjet v jednom nebo v obou děložních rozích. Dlouhá osa blastocysty je vždy souběžná s dlouhou osou děložního rohu. (Marvan a kol., 2003) 3.5.1
Placenta Plodové lůžko, jak se také placenta nazývá, je složitý embryonální membránový
orgán, který umožňuje spojení plodových obalů s děložní sliznicí za účelem látkové výměny. Přes placentu se uskutečňuje kontakt extraembryonálního krevního oběhu zárodku a později plodu s krevním oběhem matky. Během fylogenetického vývoje se vytvořila řada placent, které se dělí podle rozmístění klků na povrchu alantochoria a podle stupně spojení klků s děložní sliznicí. Podle děložních klků označujeme placentu skotu jako kotyledonovou placentu, která má klky soustředěné pouze na několika místech do kotyledonů, které vrůstají do karunkul děložní sliznice. Spojení kotyledonu s karunkulou se označuje jako placentom. Z hlediska intimity spojení klků s děložní sliznicí se mikroskopicky hodnotí, kolik buněčných vrstev odděluje krev plodu od krve matky. U krávy se vyskytuje syndesmochoriové placentární spojení. Klky choria vnikají přímo do vaziva karunkul, na nichž epitel vymizel. U krávy se děložní sliznice před porodem znovu obnovuje. Při syndesmochoriálním spojení choriové klky resorbují živiny přímo z tkáňového moku. Po porodu se kotyledony oddělí z karunkul. (Marvan a kol., 2003)
3.6 Porod Partus je fyziologický děj, při kterém po uplynutí specificky dlouhé doby březosti (u krávy 270 – 300 dní) je z dělohy vypuzen zralý plod a plodové obaly. Uskutečňuje se aktivní činností dělohy (děložní stahy) a břišního lisu za spoluúčasti celého mateřského organismu. S postupující březostí a zvláště k jejímu konci se objevují četné příznaky poukazující na blížící se porod. V důsledku vysoké hladiny estrogenů placentárního původu, hromadění krve v oblasti pohlavního ústrojí a hyperemie dochází k edematoznímu prosáknutí měkkých složek porodních cest, mléčné žlázy, okolí pánve a v mezinoží, ochabnutí širokých vazů pánevních, zduření vulvy a zvyšuje se citlivost
17
děložní svaloviny vůči hormonu oxytocin. Bezprostředně před porodem se objevují příznaky ohlašující blízký nástup porodu. Mezi symptomy porodu patří uvolňování hlenové zátky z děložního krčku, která pak vytéká z ochodu jako provazec hustého hlenu. Mléčná žláza se plní sekretem, případně z ní odkapává mlezivo. Dochází k poklesu tělesné teploty a začnou nastupovat příznaky mateřského chování. Podle současné úrovně poznatků je nástup porodu řízen neurohumorálně. Příprava k porodu je podmíněna humorálními změnami, konkrétně růstem hladiny estrogenů a poklesem hladiny progesteronu spolu se zvyšující se dráždivostí dělohy. Za vlastní signál k započetí porodu se považuje zvýšená produkce kortikosteroidů v nadledvinách plodu, které přecházejí přes placentu a dále stimulují zvýšenou tvorbu estrogenů v placentě a tvorbu prostaglandinů v kotyledonech. Tím se dále snižuje hladina progesteronu, děloha se zbavuje ochranného progesteronového bloku a vlivem oxytocinu se objevují první kontrakce děložní. Postupem plodu jsou drážděny receptory v okolí vnitřní branky děložního krčku, zvyšují se kontrakce dělohy, zapojuje se břišní lis, tlakem plodu se otevírá postupně děložní krček a porodními cestami je vytlačován plod. Vlastní průběh porodu dělíme do třech stádií. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.6.1
Otevírací stádium Během tohoto stádia se postupně zintenzivňuje činnost dělohy, kontrakční vlny
se prodlužují, zkracuje se mezi nimi klidový interval a narůstá intenzita a frekvence stahů. Pod tlakem vstupujících plodových obalů se maximálně rozevírá krček děložní a plod se svou aktivní silou dostává do pravidelné porodní polohy. Do porodu se zapojuje břišní lis a plod je vtlačován do děložního krčku, který se již rozevřel tak, že tvoří s pochvou jednotnou stejnoměrně širokou trubici. V té době zpravidla praská alantochoriový vak – porod přechází do vypuzovacího stádia. Vytékající tekutina se nazývá první plodová voda a její funkcí je mechanicky čistit a zvlhčovat povrch porodních cest. Délka otevírací fáze je u skotu 4 až 12 hodin. 3.6.2
Vypuzovací stádium Je charakterizováno velmi silnými, relativně dlouhými a rychle po sobě se
opakujícími kontrakcemi dělohy, doprovázené intenzivním tlačením samice – břišní lis. Plod je takto stále více vytlačován do porodních cest. Vykonávaná práce dělohy a
18
břišního lisu je enormní, u krávy je plod tlačen do porodních cest tlakem asi 80 kPa. Tlakem postupujícího plodu na receptory se reflexivně vystupňují kontrakce dělohy a práce břišního lisu a plod je vpuzen. Během vypuzovacího stádia matka zpravidla ulehá a tak se zvětšuje účinnost břišního lisu. Vypuzené mládě ještě zůstává krátce po narození spojeno s matkou pupečním provazcem, který se při prvních pohybech narozeného jedince přetrhne v blízkosti pupku. Případnému krvácení z pupečních cév zabrání pokles tlaku krve v pupečních cévách při prvním nadechnutí a dále se uplatňuje jejich smrštění a trombonizace. Po vypuzení plodu přestává činnost břišního lisu a značně se zklidní i kontrakce děložní, které se krátce na to znovu obnoví, čímž nastává třetí stádium. Vypuzovací stádium u skotu trvá 2 až 6 hodin. Narozené tele má hmotnost 40 až 45 kg. Běžně se rodí 1 mládě, ale je asi 2 % šance, že se narodí dvojčata. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.6.3
Stádium poporodní Znovu se dostavují kontrakce dělohy, jsou však podstatně menší intenzity.
Vlivem kontrakcí dochází k vypuzení plodových obalů – plodové lůžko. Doba odchodu lůžka je závislá na charakteru placentárního spojení a intenzitě kontrakcí dělohy. K částečnému uvolňování lůžka dochází již během vypuzovacího stádia. Přerušením placentárního oběhu krve klesá turgor v klcích, automaticky se snižuje přívod krve do dělohy a kontrakcemi děložními vzniká anémie dělohy, která umožňuje oddělení klků choria, uvolnění celého lůžka a jeho vypuzení. Lůžko u krávy odchází až za 4 hodiny. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.6.4
Puerperium Po skončení poporodního stádia nastupuje období puerperia, které trvá zhruba 6
týdnů. V tomto období jinak také nazývaném šestinedělí se organizmus plemenice více či méně vyčerpaný, případně poškozený předchozí březostí a porodem vyrovnává s rozsáhlými změnami na pohlavních orgánech, vystavených obrovskému infekčnímu tlaku, prodělává dramatické zvraty v hormonálních regulacích a zároveň zahajuje novou laktaci, zejména u mléčných plemen, spojenou zpočátku se značně negativní energetickou bilancí. Při
úspěšně
probíhajícím
puerperiu
pozorujeme
výtoky
normálních
nezapáchajících lochií, výtoky lochií se ukončí asi do 14 dní po porodu, nástup první
19
poporodní říje během čtvrtého týdne po porodu s následující říjí za tři týdny, provázenou normálním říjovým hlenem. (Bouška a kol., 2006)
3.7 Detekce gravidity u skotu Podstatnou součástí intenzivní péče o reprodukci a dosažení pravidelného kontinuálního průběhu reprodukčního procesu a tedy i dosažení rentabilního chovu skotu je nutnost co nejdříve znát výsledek zapuštění nebo umělé inseminace – včasné zjištění březosti. (Jelínek a Koudela, 2003) Včasné odhalení nezabřezlých zvířat umožňuje chovateli provést dřívější pokus o novou inseminaci a tím snížit náklady na výživu nezabřezlého zvířete, zabránit přestárnutí jalovic a případně i zkrátit dobu stání na sucho u krav na příznivě dlouhou dobu. (Bouška a kol., 2006) Dále je dle Boušky z hlediska ekonomiky nejvhodnější vyšetřovat plemenice po zapuštění dvakrát. První vyšetření je vhodné organizovat co nejdříve s cílem odhalit nezabřezlé kusy a druhé vyšetření zařadit až ve třetím měsíci březosti, aby se vyloučila případná odúmrť embrya u plemenice při prvním vyšetření určené jako březí. ŘÍHA a kol. (2003) uvádí dobu cca 28 dní po inseminaci jako spolehlivou pro stanovení výsledku inseminace. 3.7.1
Všeobecné příznaky gravidity Jak uvádí Louda a kolektiv (2001), gravidita se počítá ode dne oplození – tedy
splynutí prvojader a vzniku zygoty a končí porodem. Jednotlivé vyšetření březosti se tedy provádí v příslušném dni, nebo měsíci po zapuštění. U polyestrických zvířat, jako je skot, je prvním příznakem možného zabřeznutí přerušení cyklické činnosti ovarií a nedostavení se říje za tři týdny po předchozí inseminaci. Dalšími všeobecnými příznaky poukazujícími na zabřeznutí samice je její zklidnění, opatrnost v pohybu, tendence k častějšímu a delšímu ležení, zvýšení příjmu krmiv a zlepšení výživného stavu. Avšak k přesnému zjištění stavu březosti je potřeba vykonat příslušné vyšetření. Vinkler (2004) udává, že velice spolehlivé výsledky nám může poskytnout odzkoušení býkem a to až s 95 % přesností. Avšak tato metoda je v chovu holštýnského skotu jen těžko proveditelná.
20
3.7.2
Klinické vyšetření březosti Tyto metody jsou charakterizovány tím, že předmětem vyšetření je samotná
samice, respektive její pohlavní ústrojí a dává okamžitý výsledek. (Jelínek a Koudela, 2003) 3.7.2.1 Detekce gravidity rektální metodou ve 3 měsících Tato metoda je v současné době běžně využívána v inseminační praxi. Inseminační technik zasune ruku chráněnou inseminační rukavicí do konečníku a provede vyšetření. Délka zárodku koncem 3. měsíce je 12 až 15 cm. Zabřezlý děložní roh je 3 až 5krát zvětšen, lze ho přirovnat velikosti bochníku chleba. Rýha mezi děložními rohy je již jasně zřetelná a děloha má tvar „boxerské rukavice“ viz obrázky č. 3 a 4, Přílohy. Obřezlý děložní roh se jeví na pohmat jako vak naplněný fluktující tekutinou, jeho stěny jsou tenké, jemné a pružné, dvojité, měkké a hladké. Vzhled obřezlé dělohy je vidět na obrázku č. 5 v přílohách. Děložní krček je uložen v poslední třetině pánevní dutiny, lze jej však ještě rukou celý ohraničit. V tomto měsíci se obřezlý roh snadno zamění s naplněným močovým měchýřem. Močový měchýř má ovšem tuhé a obřezlý roh měkké stěny. Vaječníky jsou uloženy u pánevního vchodu nebo za okrajem stydkých kostí v dutině břišní. Střední děložní tepna ještě není zbytnělá a normálně tepe. Zjistí-li se obřezlý roh, plemenice se prohlásí za březí, dále se již nevyšetřuje a ani se již nehledají vaječníky. Při dvojčatech jsou zvětšeny oba děložní rohy. Výsledek se zapisuje do karty plemenice. (Louda a kol., 2001) 3.7.2.2 Zjišťování březosti rektální metodou v 5 až 6 týdnech Rannou detekcí gravidity se odstraní ztráty, které vznikají, pokud je březost zjišťována až ve třech měsících. U jalovic se může březost zjišťovat po 5. týdnu, u krav po 6. týdnu po připuštění. Postup je stejný jako u předešlé metody, ale musí se postupovat mnohem opatrněji. Po 5. týdnu březosti se rozšiřuje oplodněný děložní roh, ale částečně i neoplodněný. Tělo dělohy s děložními rohy vytváří tzv. lyrovité rozšíření. Stěna dělohy se stává jemnější a v této části je možno zjistit fluktuaci plodových vod v oplodněném děložním rohu a tzv. fenomén dvojité stěny jako důkaz alantochoria. Nákres vyšetření je vidět na obrázku č. 6 v přílohách. Toto vyšetření může provádět jedině zkušený inseminační technik nebo veterinární lékař. (Louda a kol., 2001)
21
V této době by již mělo být možné nahmatat drobné placentomy a zvětšenou děložní tepnu (přívod krve do dělohy), která při pohmatu vykazuje tzv. crčivý pulz. Tyto příznaky se později zvýrazňují a děloha klesá do dutiny břišní. Během čtvrtého měsíce už tento sestup dělohy může zamezit dostatečnému vyšetření. (Bouška a kol., 2006) 3.7.2.3 Detekce gravidity pomocí sonografie U skotu se s vyšetřováním březosti sonografií setkáváme zřídka. Častěji se využívá při vyšetřování klisen a fen. Důvodem je finanční dostupnost a individuální přístup ke zvířatům. Zatímco u chovu koní a psů je přístup ke zvířatům individuální, u skotu se sonografie používá nejčastěji u chovných zvířat s velkým genetickým přínosem pro další šlechtění plemene. Z hlediska finančního má pro nás takové zvíře větší přínos, proto je možné používat ultrasonografii a zároveň stále zachovávat rentabilitu chovu. Dalším důvodem méně častého využívání ultrazvukového vyšetření u skotu je, že rektální palpace pohlavního ústrojí u krav dává relativně přesné výsledky. Jednoznačně prokazatelné zjištění gravidity sonografií je u skotu možné až po 25. dni po koncepci. Vzhledem k tomu, že se další říje u přeběhlé (nezabřezlé) plemenice dostaví už po 21 dnech, je už tou dobou použití sonografu bezpředmětné. Avšak systematické využívání ultrasonografie ve velkochovech, ale i u drobnochovatelů časem přináší své pozitivní výsledky. Ve velmi raných stádiích březosti lze sonograficky zjistit pouze anachogenní tekutina rostoucího zárodečného váčku. V průběhu jeho prodlužování zůstává váček jen asi 2 mm silný. V místě rozšíření zárodečného váčku (zde se nachází vlastní embryo) je ve 20. den březosti jen asi 3 mm silný. Tak malá dilatace děložní dutiny je na hranici rozlišovací schopnosti 5 MHz i 7,5 MHz sondy. Navíc jak při zobrazeni takovéhoto útvaru na příčném průřezu (přibližně kruhovitý tvar), tak při zobrazení části váčku podélně (stáčející se anechogenní pás přibližně stejné síly) může být tekutina v děložním lumenu snadno zaměněna se sekretem vyskytujícím se v době říje nebo i při některých patologických stavech dělohy. Avšak pro zkušeného vyšetřujícího existují určité pomocné symptomy pro rozlišení obou stavů (např. za říje zřasení endometria, celkový nález na pohlavních organech, při endometritidě sněžení tekutiny). Z praktického hlediska při velmi časné diagnostice březosti se soustřeďujeme především na ipsilaterální děložní roh (vzhledem ke žlutému tělísku), protože u krávy zpravidla zárodek zůstává v děložním rohu
22
odpovídajícím straně ovulace, i když kolem 20. dne březosti ho můžeme zjistit i v kontralaterálním rohu. I když některá pokusná ultrasonografická vyšetření prováděná především u jalovic dávají velmi nadějné výsledky v diagnostice březosti ještě před dostavením se případné říje, musí se u skotu brát v úvahu rozdíl mezi opakovaným vyšetřením v průběhu experimentu a jednorázovým vyšetřením dělohy používaném v praxi, kdy je většinou neznámý stav z předešlého období potencionální březosti. V praxi je většinou diagnostika březosti u skotu velmi nejistá ještě 21. a 22. den po koncepci. Ultrazvukový nález se stává zřetelnějším mezi 23. a 24. den a s dostatečnou jistotou (až na vzácné případy vyžadující opakované vyšetření o 2 - 3 dny později) je koncept rozpoznatelný při šíři embryonálního váčku asi 10 mm a to je 25. den březosti. Po tomto období je už také lépe rozpoznatelné vlastní embryo s viditelnou srdeční činností. Obecně je diagnostika v raných stádiích vývoje snazší a zřetelnější u jalovic než u krav. Vlastní embryo se poprvé zobrazí 19. - 27. den. V průměru asi 21. den březosti. Vlastni čárkovité echogenní embryo je při jeho prvním zjištění dlouhé asi 45 mm. Zpočátku čárkovité embryo se později mění ve stočený tvar (po 25. dni tvar "C", po 32. dni tvar "L"). Tentýž den nebo o den později po zobrazení embrya je viditelná i srdeční pulzace a vývoj srdeční frekvence může být stanoven v následujících stadiích gravidity. To je významné pro zjištění blížící se embryonální mortality. I po 25. dnu, kdy je ve většině případů možná vizualizace vlastního embrya, je mnohdy jeho nález v přibývající plodové vodě problematický a prodlužuje tak dobu vyšetření. To je snadnější a tedy i rychlejší po 30. dnu březosti. Přibližně ve stejné době jako embryo začínají být rozlišitelné jednotlivé plodové obaly. Rozlišitelnost alantoidového vaku je krátkodobá (nejčastěji od 23. do 26. dne, ojediněle do 30. dne březosti). Alantois se zobrazí jako nevýrazná echogenní linie "membrána" často v těsné blízkosti děložní stěny. V prvních dnech zjištění (asi 30. den březosti) tvoří rovněž amnion jen velmi jemnou echogenní linii pro nedostatek amniové tekutiny těsně naléhající na embryo. S jistotou a zřetelně lze excentricky uložený amnion (zčásti přilehlý těsně k alantochoriu) zobrazit až po 35. dnu březosti a nadále je možno sledovat jeho lineární růst. Placentomy jsou sonograficky zjistitelné u jalovic v blízkosti embrya nejdříve po 35. dnu březosti (asi 6 x 2 mm velké), zřetelné karunkuly prominují ze sliznice děložní po 2. měsíci březosti. Ultrasonograficky lze také sledovat strukturální diferenciaci a jednotlivé části plodu, a jak již bylo vzpomenuto, projevy života embrya a plodu (pulzace srdeční, 23
pupečního provazce a velkých cév a po 40. dni i aktivní pohyby plodu). Okolo 40. dne březosti lze zjistit pupeční provazec a někdy i základy hrudních a pánevních končeti. Zobrazeni celého plodu je možné do začátku 4. měsíce březosti. (Grygar a Kudláč, 1997) Fotografie z ultrazvuku, prováděném na školním statku v Žabčicích jsou umístěny v přílohách jako obrázek číslo 11 až 19. 3.7.2.4 Non return test Testu nepřeběhlých plemenic se využívá především ve státech, kde je zakázáno rektální vyšetřování březosti. Udává procento nepřeběhlých (březích) plemenic po první inseminaci k určitému dni, nejčastěji k 30., 60., 90., případně k 120. dni. Tato metoda včas informuje o úrovni zabřezávání, případně o poruchách plodnosti. Spolehlivost testu se zvyšuje s počtem inseminovaných plemenic a časem, který uplynul od insemince. Pokud je hodnota NRT ve 30 dnech u krav 70 % a u jalovic více než 80 %, lze hodnotit zabřezávání jako dobré. Je-li hodnota pod 60 %, je plodnost nevyhovující a dochází k poruchám plodnosti.
Vzorec pro výpočet NRT podle Loudy a kol. (2001): NRT =
3.7.3
počet nepřeběhlých plemenic počet prvních inseminací
x 100
Metody laboratorního vyšetření březosti Jelínek a Koudela (2003) definují laboratorní vyšetření březosti jako metody,
jejichž předmětem jsou vzorky biologických tekutin, tkání nebo stěrů, v nichž máme prokázat specifické změny nastupující u samice jen po zabřeznutí. 3.7.3.1 Zjišťování gravidity stanovením hladiny progesteronu v mléce Metoda progesteronového testu sleduje kolísající hladinu hormonu progesteronu v samičím organismu během estrálního cyklu – viz Přílohy, graf č. 1. V luteální fázi a v období gravidity je jeho koncentrace vysoká a dosahuje řádově desítky ng/ml mléka. Sledováním měnící se hladiny progesteronu můžeme získat představu o průběhu estrálních cyklů a mimo určení vhodného okamžiku k inseminaci a diagnostiky některých poruch pohlavního cyklu můžeme tohoto poznatku využít i k zjišťování přeběhnutí plemenice, případně již ve třech týdnech po inseminaci usuzovat i na zabřeznutí dojnice - viz Přílohy tabulka č. 1.
24
První zavedení plošného sledování hladin progesteronu u nás bylo učiněno již v osmdesátých letech 20. století, kdy byly při krajských plemenářských podnicích zřízeny specializované laboratoře. V té době se hladina progesteronu stanovovala metodou radioimunoanalýzy (RIA). Rozbory se realizovaly pouze ve vybraných chovech, kde se objevovaly problémy s reprodukcí, vzorky odebírali faremní zootechnici, nebo inseminační technici, v té době zaměstnanci jednotlivých krajských plemenářských podniků. Metoda radioimunoanalýzy však byla zatížena několika nevýhodami. Jednalo se především o vysokou náročnost na přístrojové a materiální vybavení laboratoří, rozbor trval dva dny, pracovalo se s radioizotopem jódu I125 , takže musely být dodržována zvýšená bezpečnostní opatření a také vyhodnocení měření bylo poměrně složité. Z těchto důvodů byla činnost RIA laboratoří časem ukončena. Vzhledem ke stále se zhoršující situaci v reprodukci se začala hladina progesteronu opět sledovat. Již ne RIA metodou, ale jednodušší, rychlejší a dostatečně přesnou ELISA metodou (Enzyme Linked Immunosorbent Assay), což umožňuje i příznivé cenové relace za provedené rozbory. Metoda ELISA využívá principu imunosorbce, což znamená imobilizaci jedné ze složek imunokomplexu na pevnou fázi. Značený a neznačený progesteron kompetují o omezený počet vazebných míst protilátek sorbovaných na stěnách jamek mikrotitrační desky. Navázané a volné reagencie jsou pak odděleny jednoduchým promytím. Pokud je množství protilátek konstantní, je množství vázaného značeného progesteronu, tzv. traceru, tím větší, čím menší je množství neznačeného progesteronu ve stanovovaném vzorku a naopak. Pomocí standardů o známé koncentraci lze vyjádřit vztah mezi množstvím neznačeného antigenu v komplexu progesteron-protilátka a barevnou odezvou jamky. Po proběhnutí imunoreakce je do reakčních jamek přidán subtrát reagující s tracerem, který je vázán na protilátku navázanou na stěně jamek za tvorby žlutě zbarveného produktu. Absorbance tohoto zabarvení je nepřímo závislá na množství progesteronu ve vzorku. Barevná odezva jednotlivých jamek je poté změřena pomocí vertikálního spektrofotometru. Prakticky lze progesteronového testu využít na dvou základních úrovních. Jednak jako kompletní sledování estrálního cyklu, nebo sledováním hladiny progesteronu ve vzorcích z kontroly užitkovosti. Pro potřeby detekce gravidity se odebírá vzorek mléka 18. až 21. den po inseminaci. V tu dobu se odhadne březost, nebo určí jalovost a pokračuje se v inseminaci. V případě pozitivního testu se odebere další vzorek 22. až 25. den po inseminaci a ten již potvrdí březost, nebo pomocí něho 25
zjistíme, že je dojnice jalová. Další vzorek se pak odebírá pro potřeby zjištění možné embryonální odúmrti – viz 3.8.2.2 ELISA metoda. (Hering, 2007) Jiný zdroj (Říha a kol., 2004) uvádí jiné časy odběrů, a to první odběr 5. až 7. den po inseminaci, druhý 20. až 22 den po inseminaci. Tato metoda je bohužel do určité míry zatíženy chybou, kdy po odumření embrya žluté tělísko ještě nějaký čas produkuje progesteron. (Romano, 2004) 3.7.3.2 Zjišťování březosti posuzováním nátěru hlenu z děložního krčku (Fertest) Jedná se o metodu hojně využívanou pro detekci říje, avšak často se využívá i pro detekci gravidity, respektive jalovosti krav. Pokud se na nátěru netvoří žádné útvary způsobené krystalizací hlenu děložního krčku (nákresy běžných krystalizací vyvracejících graviditu viz obrázky č. 7 až 10, přílohy), nasvědčuje to přítomnosti funkčně výkonného žlutého tělíska na vaječníku. Může se ovšem jednat o březostní, nebo o perzistující žluté tělísko. Druhý typ corpus lutea je možné odhalit při použití ELISA testu. Nezjistí-li se tedy říjový arborizační fenomén 23. až 26. den po inseminaci, můžeme usuzovat na zabřeznutí plemenice. (Louda a kol., 2001) 3.7.4
Hodnocení výsledků zabřezávání a úrovně reprodukce u skotu Výsledky reprodukce plemenic určují limity při realizaci selekčních programů.
Úroveň reprodukce ovlivňuje obrat stáda a ekonomiku celé populace chovu skotu. Výsledky zabřezávání jsou pečlivě sledovány chovatelskými svazy i samotnými chovateli. Snahou všech zúčastněných organizací i chovatelů podílejících se na zajištění reprodukčního procesu v chovu skotu je průběžně dosahovat výborných výsledků. Výsledky
zabřezávání
jsou
pravidelně
publikovány
plemenářskými
organizacemi. Českomoravská společnost chovatelů s.r.o. Jako pověřená organizace pro vedení ústřední evidence o chovu skotu vyhotovuje výsledné sestavy, které poskytují informace o úrovni reprodukce, kontroly užitkovosti a kontroly dědičnosti skotu. Přesné aktuální informace o reprodukci jednotlivých plemenic a stád umožňují chovateli okamžitě reagovat na situaci ve stádě potřebnými opatřeními, která zajišťují dosažení optimálních výsledků zabřezávání. (Louda a kol., 2001) V České Republice jsou ukazatele hodnocení výsledků inseminace součástí sestav automatizovaného zpracování inseminačních dat. Podle sestav je možné sledovat úspěšnost inseminace podle servisních organizací, územních celků a v celé populaci. Jsou podkladem pro rozbory úrovně reprodukce v jednotlivých chovech a zemědělských
26
podnicích. Pro chovatele a chovatelské svazy jsou vypracovávány a publikovány dvě základní sestavy: Přehled o inseminaci a zabřezávání se zpracovává měsíčně. Je určen pro potřeby jednotlivých stájí, celých zemědělských podniků, vyšších územních celků, nebo pro celou populaci skotu. Reprodukční analýza je rozborová sestava, která se zpracovává čtvrtletně a její výhodou je hodnocení komplexních ukazatelů za delší období. Je sestavována pro větší chovy, zemědělské podniky, vyšší územní celky a pro celé populace skotu. Obě rozborové sestavy jsou účinným pomocníkem při orientaci o stavu reprodukce ve stádě. V sestavách se používají výpočty průměrných hodnot reprodukčních ukazatelů. Chovatel pak sám musí zjistit podrobným rozborem, zda jsou špatné výsledky způsobovány jen jednotlivými zvířaty, nebo dojnicemi celého stáda. Velmi závažná situace nastává, vykazuje-li snížené reprodukční ukazatele více než jedna třetina stáda. V této situaci je nutné provést speciální veterinární vyšetření ke zjištění příčin. (Říha a kol., 2003) Reprodukční ukazatele plemenic, používané v sestavách, nejen umožňují odhalit existující problémy reprodukčního procesu v chovu, ale často jsou i zdrojem prvních signálů o neschopnosti zvířat vyrovnávat se nadále se svými životními podmínkami. Analýza těchto podkladů pak často umožňuje odhalení pravděpodobných příčin problémů, a to s poměrně malými vstupními náklady. (Bouška a kol., 2006) Výsledky reprodukce lze hodnotit podle celé řady kritérií. Rozbor je objektivnější a věrohodnější, je-li k jeho provedení využito více ukazatelů ve vzájemné kombinaci. (Říha a kol. 2003) Jedním z ukazatelů, který v sobě zahrnuje většinu dalších faktorů plodnosti, je délka servis periody, resp. mezidobí. Je ovlivněna inseminačním intervalem, inseminačním indexem i zabřezáváním. Dobré plodnosti krav odpovídají délka inseminačního intervalu do 75 dnů, březost po první inseminaci nad 50 %, inseminační index (počet inseminací na zabřeznutí) do 1,5, délka servis periody (období od porodu do zabřeznutí) do 100 dnů a délka mezidobí (období mezi dvěma po sobě následujícími porody) do 385 dnů. Při vysoké užitkovosti (nad cca 7 000 kg mléka) lze tolerovat prodloužení mezidobí na cca 400 dnů spolu s adekvátním prodloužením inseminačního intervalu a servis periody. (Baudych, Všetečka 2004)
27
Inseminační interval dosahoval v období leden až září 2007 průměrné hodnoty 85,5 dní u všech dojných plemen zařazených v kontrole užitkovosti. V průběhu času zaznamenáváme u servis piriody neustálý vzestup, který se zastavil a mírně snížil až při poslední kontrole užitkovosti z předchozí hodnoty 125,8 za rok 2006 na 124,5 dní za období leden až červen 2007 pro všechna dojená plemena v kontrole užitkovosti. Procento březích plemenic po první inseminaci u krav s TPM stále klesá. Průměrný stav v kontrole užitkovosti byl k 13. prosinci 2007 jen 45,6 %. (Rozbor KU, 2007)
3.8 Detekce embryonální mortality u skotu 3.8.1
Embryonální mortalita Embryonální období u skotu trvá přibližně do 50. dne prenatálního života
mláděte. Embryonální mortalita může být způsobena biologickou ochranou populace danou genetickými defekty embrya, nebo řadou dalších vlivů porušujících vzájemný vztah mezi spermií a vajíčkem, případně k ní může docházet v další etapě vývoje poruchou vztahu mezi vyvíjejícím se zárodkem a prostředím pohlavních orgánů samice. Vzhledem k polyfaktoriálnímu charakteru plodnosti existuje celá řada vlivů způsobujících embryonální mortalitu. (Louda a kol., 2001) Podle Říhy a kol. (2004), probíhá embryonální období do 45. dne po zapuštění plemenice. Tedy do období, kdy už proběhla placentace a jsou zformovány vnitřní orgány embrya, potažmo plodu. Degenerovaná zygota nebo odumřelé embryo může být resorbováno nebo vyloučeno z dělohy. (Kudláč, Elečko a kol., 1987) Embryonální mortalita je nejvyšší v období od 30. do 45. dne (10,9 %). Po tomto kritickém období mortalita významně klesá a pohybuje se mezi 4,3 až 2,2 %. (Romano, 2004) Viz Graf č. 2, přílohy. 3.8.1.1 První období rané embryonální mortality Můžeme pozorovat v době, kdy embryo dosahuje vývojové fáze pozdní moruly nebo rané blastocysty, čili mezi 5. až 7. dnem po inseminaci. Ztráty embryí jsou prokazatelně vyšší u tzv. přebíhalek. (Louda a kol., 2001) Přeběhlou plemenici definuje
28
Říha a kol. (2004) jako plemenici s normálními cykly bez klinických abnormalit, která nezabřezla minimálně po dvou následujících inseminacích. Ztráty v tomto období nebývají chovatelem zjištěny, jelikož k nim dochází před nástupem dalšího cyklu a dosahují 7 až 22 % (Louda a kol., 2001). Podle Říhy (2004) při časné embryonální mortalitě do 15. dne není ovlivněna délka cyklu a kráva nastupuje další říji normálně, což znemožňuje detekci mortality embrya. 3.8.1.2 Druhé období rané embryonální mortality S tímto kritickým obdobím se setkáváme v období 14. až 17. den po inseminaci v případě, že embryo není natolik vyvinuté, aby odolalo spontánní děložní sekreci prostaglandinu F2α, který způsobuje zánik žlutého tělíska. V tomto období je pro vývoj embrya důležitý sekret děložní sliznice (děložní mléko), které podporuje jeho přežití. Ztráty v tomto období dosahují až 18 %. Říje u krávy se dostaví v normálním termínu nebo s mírným zpožděním, dojde tak k prodloužení cyklu na 24 a více dnů. Mechanismy projevu březosti byly u plemenice nastartovány a embryo poté odumřelo. Většina ztrát embryí, až 80 %, nastává mezi 8. až 18. dnem po inseminaci. 3.8.1.3 Třetí období rané embryonální mortality Toto období ztrát zárodku nastává mezi 25. až 40. dnem po inseminaci. K této pozdní embryonální mortalitě dochází pravděpodobně v důsledku selhání při nidaci vajíčka v děložním rohu, která probíhá 21. až 25. den. Ztráty v tomto období dosahují až 13 %. (Pluková, Šubrt, Skrip 2007) Tuto teorii potvrzuje i Romano ve své disertační práci (2004). Embryonální mortalita zde zkoumaná je nejvyšší v období od 30. do 45. dne (10,9 %). Po tomto kritickém období mortalita významně klesá a pohybuje se mezi 4,3 až 2,2 %. Viz Graf č. 2, přílohy. 3.8.2
Metody detekce embryonální mortality u skotu Zjišťování embryonální mortality je ztěžováno tím, že v některých případech
sice zárodek odumře, ale dále zůstává funkční žluté tělísko, které stále produkuje progesteron. To zkresluje výsledky ELISA metody. Toto zdegenerované odumřelé embryo je stále možné vyhmatat rektální metodou, takže selhává použití i této metody. Jediné průkazné výsledky podává jen použití ultrasonografické sondy. (Romano, 2004)
29
3.8.2.1 Sonografické vyšetření embryonální a fetální mortality Vzhledem k tomu, že lze zejména během prvního trimestru gravidity poměrně dobře monitorovat echogenitu plodových vod (zvláště pak oddělené amniovou a alantoidovou tekutinu) a po celou další část březosti i placentomy a jejich strukturu, může v některých případech sonografické vyšetření signalizovat zánět placenty. Protože spolehlivá sonografická diagnostika březosti je možná relativně pozdě a teprve v době, kdy výskyt odúmrti embrya je již méně častý, je význam sonografické diagnostiky embryonální odúmrti omezen. Na blížící se smrt embrya nás může upozornit zastavení jeho růstu (malé rozměry embrya, úbytek plodových vod), přestože srdeční aktivita je nadále detekovatelná. Je však možno pozorovat redukce rychlosti srdeční pulzace bezprostředně před zastavením srdeční činnosti (do 40. dne gestace má intaktní embryo skotu srdeční frekvenci kolem 150 a více pulzů za minutu). Přímými důkazy proběhlé odúmrti zárodku je zastavení srdeční činnosti a nepřítomnost embrya v amniovém vaku. Častěji však nacházíme v amniovém vaku poškozené embryo (je hyper nebo hypoechogenní ve srovnání s normálním embryem) bez projevu života. S úbytkem plodových vod souvisí i tzv. sněžení původně zcela anechogenní tekutiny a nejčastěji chaotické uspořádání uvolňujících se plodových obalů (jemně echogenní membránovité struktury plovoucí v resorbující se plodové vodě). V ojedinělých případech se můžeme setkat i s tím, že po smrti embrya nedochází k rychlé resorpci plodových vod, ale jejich množství stagnuje nebo se dokonce nepatrně zvyšuje. Velmi dobře diagnostikovatelná je odúmrť plodu a jeho mumifikace. Charakteristické je vymizení plodových vod, kosti plodu jsou vysoce echogenní (ventrálně s tvorbou akustického stínu) a mumie je těsně přilehlá k děložní stěně. Chybí placentomy, mohou byt identifikovány prázdné očnice a nejsou zjistitelné žádné fetální orgány. Plod je nepohyblivý. Při maceraci plodu se jasně liší echogenita amniové a alantoidové tekutiny. Zatímco alantiová tekutina zůstává anechogenní, v amniové tekutině se objevují echogenní částice. Rozdíly ovšem brzy mizí a hlavně plod při pokračující maceraci ztrácí v kontrastu echogenní amniové vody své jasné obrysy a zejména vnitřní strukturu, což je způsobeno ztrátou rozlišení jednotlivých orgánů. Jen osifikované části plodu jsou vysoce echogenní a na zobrazení sonografu září jasně bíle.(Grygar a Kudláč, 1997)
30
3.8.2.2 ELISA metoda Mimo zjišťování gravidity lze tuto metodu užít i při detekci embryonální odúmrti. Poslední testovaný vzorek se odebere přibližně 45. den po inseminaci. Jak je patrné z tabulky č. 1 v Přílohách, průběh hladiny je u prvních třech odběrů shodný se stavem fyziologické březosti. K poklesu hladiny progesteronu dojde až po odumření zárodku, pak už není nutné chránit graviditu a lze očekávat nástup další říje. (Heryng, 2007) Při třetí analýze březosti touto metodou je už možné zjistit procentický podíl rané úmrtnosti embrya. Polními pokusy bylo zjištěno, že 10 až 15 % inseminací nebylo provedeno v dostatečně přesném termínu a že přibližně 15 až 25 % neúspěšně inseminovaných krav vykazovalo chybné ovariální funkce a že přibližně u 10 % krav došlo k embryonální mortalitě. (Říha a kol., 2004) Možnost přetrvávání žlutého tělíska, produkujícího progesteron ještě asi dva týdny po smrti zárodku na úrovni produkce při březosti, značně komplikuje použití metody. (Romano, 2004) 3.8.3
Vlivy působící na embryonální mortalitu krav
3.8.3.1 Vnitřní vlivy Mnohá šetření a genetické analýzy odhalují, že dědičnost jednotlivých ukazatelů plodnosti zvířat je velmi nízká. Heritabilita tohoto znaku je nejvýše 20 %. To je způsobeno vlivem velkého počtu vnitřních i vnějších faktorů. (Kudláč, Elečko a kol., 1987). Avšak závažným vlivem mohou být genetické abnormality embrya. Ty způsobují především ranou embryonální mortalitu. Její příčinou jsou vážná poškození genomu embrya a to změny v počtu chromozomů, nebo interchromozomální translokace, po případě intrachromozomální změny. Dle různých studií genetické abnormality embrya zapříčiňují asi 8 % embryonálních ztrát. (Grimarda et al. 2005) Na hodnotu embryonální mortality velice významně působí věk plemenice. Pluková, Šubrt a Skrip (2007) ve své studii s odvoláním na další autory uvádějí, že vlastní příčinou větší pravděpodobnosti odumření embrya je stárnutí dělohy a její snižující se schopnost zabezpečit normální vývoj placenty. Autorka Strabucková ve své práci z roku 2003, citovaná v této práci, vidí jako příčinu mortality nižší hladinu
31
progesteronu v 5. týdnu u starších krav. Nejlépe tedy udržují březost jalovice, o něco hůře mladé krávy do 4 let, nejhůře pak starší plemenice ve věku nad 4 roky. S věkem plemenice přímo souvisí i pořadí laktace, tudíž je logické, že se zvyšujícím se pořadím laktace roste i výše embryonálních ztrát. (Pluková, Šubrt, Skrip 2007) Největší ztráty embryí jsou na 3. laktaci (27 %), nejnižší mají naopak jalovice, které ještě nelaktovaly (13 %). (Romano, 2004) Viz. Graf č. 4, přílohy. Romano ve své disertační práci (2004) dokazuje značnou váhu faktoru dvojčat. Pokud není plod sám, ale vyvíjí se ve dvojici, je pravděpodobnost donošení těchto plodů mnohem nižší. Z hodnoty 15,4 % mortality samostatných embryí za celé období březosti vzrostla pravděpodobnost až na 40,1 % (ze všech březostí). Viz Graf č. 3, přílohy. Ve vědecké práci o dva roky později Romano (2006) tento vliv potvrzuje, i když už nedosahuje tak významných rozdílů (EM u samostatných zárodků: 12,9 % oproti 25,5 % u dvojčat). V neposlední řadě může pravděpodobnost mortality zárodku ovlivňovat i endokrynní faktor. Odumření embrya je pravděpodobnější, pokud je narušena rovnováha mezi estradiolem a progesteronem v prospěch estradiolu. (Říha a spol., 2003) 3.8.3.2 Vnější vlivy Velice významným faktorem ovlivňujícím embryonální mortalitu je výživa. Embryonální odúmrť může být způsobována nejen zkrmováním závadného až toxického krmiva, ale i nevhodnou skladbou krmné dávky. (Říha a kol., 2003) Nežádoucí je především překrmování krav stojících na sucho krmivy s vysokým obsahem energie. Ve výsledku může docházet ke ztučnění plemenic, které pak špatně zabřezávají a pokud zabřeznou, je u nich zvýšená pravděpodobnost embryonální mortality. (Burdych, Všetečka 2004) Pluková, Šubrt a Skrip (2007) se ve vědecké studii zabývají také vlivem kondice na ztrátu konceptu. I přes některé neshody autoři studie v podstatě potvrzují výsledky dřívějších výzkumů jiných autorů. Po shrnutí výsledků zde uváděných jako průkazné je zřejmé, že plemenice s body condition score 2,72 až 3,25 udrželi více březostí, než jalovice a krávy s kondicí 3,5 a více a 2,5 a méně. Tyto krajní hodnoty kondice lze považovat za nežádoucí. Ranou odúmrť zárodku mohou vyvolat také infekce. Tyto poruchy vyvolávají původci bakteriální (např.: Chlamydia psittaci, Listeria monocytogenes, Leptospira
32
interrogans), virové (BHV-1, BVD-MD), parazitární (Trichomonas vaginalis) a mykotické (r. Aspergillus) povahy. (Kudláč, Elečko, 1987) Významný vliv na embryonální mortalitu má i stres vyvolaný bolestí, nebo nevhodným prostředím. (Grimarda et al. 2005) Vliv má i věk při první inseminaci. Podle práce Plukové, Šubrta a Skripa (2007) je ideální doba prvního zapuštění jalovic ve věku 16 – 18 měsíců. Časnější či pozdější první zapuštění riziko ztráty březosti zvyšuje. Připouštění do 42. dne po porodu je příliš krátký interval. Dochází tak ke snížení zabřezávání. Pokud kráva zabřezne, je značně zvýšené riziko embryonální mortality kolem 14. dne po inseminaci.(Grimarda et al., 2005) V některých starších vědeckých pracích je mezi vlivy na ztrátu březosti uváděno i poškození embrya při detekci gravidity palpací per rectum. Romano (2004) je však ve své disertační práci přesvědčen, že odborně provedená palpace většinou nezpůsobuje embryonální mortalitu. Uvádí zde, že tento názor se zřejmě rozšířil vinou některých dříve prováděných pozorování, která nebyla oproštěna od ovlivňujících faktorů, které také mohou způsobovat mortalitu embryí. Ve vědecké studii, kterou vedl roku 2006 (Early pregnancy diagnosis by palpation per rectum) své výsledky potvrzuje a rozšiřuje tuto studii o zkoumání možných opožděných vlivů palpací na embryonální mortalitu. Ty se také nepotvrdily. Všeobecně platí, že na snížení schopnosti udržet březost v embryonálním období působí i teplotní stres. Zvířata jsou stresována teplotou v zimních měsících a především v letních. Embryonální mortalita se zvyšuje vlivem teplotních extrémů v těchto obdobích roku. V současné době jsou větším problémem vysoké teploty, než chlad. V létě (červen až srpen) byla embryonální mortalita na školním statku v Žabčicích extrémní. U pozorovaných plemenic dosáhla 53,9 %. V zimě (prosinec až únor) byla mírně zvýšená na 31,0 % oproti přechodným obdobím s hodnotami okolo 26 %. (Pluková, Šubrt, Skrip, 2007) Dle Loudy (2001) může být podobným důvodem i onemocnění způsobované vysokými horečkami.
33
4
ZÁVĚR Během krátké doby došlo v chovu skotu k podstatnému zvýšení mléčné
užitkovosti dojnic. To je provázeno poklesem hodnot reprodukčních ukazatelů. Ekonomické dopady na podnik při prodloužení délky mezidobí z 12 na 15 měsíců přirovnává Burdych a Všetečka (2004) k poklesu denní produkce z 34 na 23 l mléka. Opatření, která mají za úkol zvýšit plodnost, nabývají na významu a jsou proto předmětem výzkumu u nás i ve světě. Detekce gravidity, která je jedním z těchto opatření, má několik metod. Dnes prakticky nejméně ekonomicky náročnou, ale přesto poměrně přesnou s okamžitými výsledky a dobrou efektivitou práce a tudíž i nejpoužívanější metodou je palpace přes rektum. Jako relativně nejpřesnější metodu lze označit ultrasonografii, avšak její finanční dostupnost a nároky na odbornost pracovníků omezují její použití v praxi. Z laboratorních technik je přesnější metoda ELISA, ačkoli je v dnešní době již dostupnější, stále je finančně poměrně nákladná. Při častějších odběrech je poměrně přesná, která je schopná odhalit i perzistující žluté tělísko. Metoda Fertest, která se zároveň používá jako metoda pro detekci říje, je spíše techniku detekce jalovosti. Embryonální mortalita se zjišťuje porovnáním stavu březích plemenic k 28. dni a k 56. dni po zapuštění. Krávy, které se začaly v tomto období přebíhat, pravděpodobně ztratily březost v důsledku odumření embrya. Metody detekce embryonální mortality zahrnují především ultrasonografii a imunologickou metodu ELISA, zjišťující hladinu progesteronu v mléce, nebo v krevní plasmě. Dále lze použít i negativní výsledky všech metod gravidity. Detekce embryonální mortality je ztěžována faktem, že při odúmrti embrya do 15. dne po zapuštění se neprodlouží cyklus. Do této doby je zároveň téměř nemožné detekovat mortalitu i jinými metodami. To znesnadňuje rozhodování chovatele, zda plemenice přebíhá do dalšího cyklu v důsledku rané embryonální mortality, nebo nevhodně provedenou inseminací. Pokud se dostaví říjové příznaky hned následující říji, je možné opakovaně inseminovat, ale je nutno dbát na deponaci inseminační dávky nejhlouběji do poloviny krčku děložního, aby nedošlo k porušení hlenové zátky, což by způsobilo odúmrť embrya. Další činitel, který znepřesňuje výsledky techniky ELISA je setrvání funkčního corpus lutea na ovariích nějaký čas po smrti zárodku, které stále produkuje progesteron v množství odpovídající fyziologické březosti.
34
Embryonální mortalita je ovlivňována mnoha vlivy a je tedy často obtížné zjistit, co způsobuje její vysokou hodnotu v chovu. Z vnitřních jsou nejvýznamnější faktory genetické abnormality embrya, věk plemenice a faktor dvojčat. Vliv genotypu je naopak velice nízký, proto se na reprodukční schopnosti špatně selektuje. Významné vnější faktory jsou hlavně výživa a její vliv na kondici, infekce, věk při první inseminaci, délka inseminačního intervalu, stres (nejčastěji teplotní). Narušení embrya metodou detekce gravidity palpací per rectum vedoucí k jeho ztrátě nebylo prokázáno.
35
POUŽITÁ LITERATURA BOUŠKA J. a kol.: Chov dojeného skotu, 1. vyd. Praha: nakladatelství Profi Press, 2006. 185 s. ISBN 80-86726-16-9
GRIMAR B. et al.: Genetic and environmental factors influencing first service conception rate and late embryonic/foetal mortality in low fertility dairy herds, 2005, Francie, Science Direct (27. 4. 2005), Animal Reproduction Science 91 (2006)
GRYGAR I. a KUDLÁČ E.: Ultrasonografie ve veterinárním porodnictví a gynekologii, Hlučín: nakladatelství Slezan 1997, 247 s. ISBN 80-901948-6-9
HERING P.: Progesteronový test [online], Českomoravská společnost chovatelů, a.s., 4. 6. 2007 http://www.cmsch.cz/docs/1progesteronovy_test.doc
JELÍNEK P., KOUDELA K.: Fyziologie hospodářských zvířat, 1. vyd. Brno: MZLU v Brně, 2003. 409 s. ISBN 80-7157-644-1
KLIMENT J. a kol.: Reprodukcia hospodárskych zvierat, 1. vyd. Bratislava: nakladatelství Príroda, 1983. 376 s.
KUDLÁČ E., ELEČKO J. a spol: Veterinární porodnictví a gynekologie, 2. vydání, Praha: SZN, 1987, 576 s., ISBN 07-053-87
LOUDA F. a kol.: Inseminace hospodářských zvířat se základy biotechnických metod, 1. vyd. Praha: ČZU v Praze – katedra chovu skotu a mlékařství, nakladatelství TIRA 2001. 225 s. ISBN 80-213-0702-1
MARVAN F. a kol.: Morfologie hospodářských zvířat, 4. vyd. Praha: ČZU v Praze nakladatelství Brázda, 2007. 304 s. ISBN 978-80-213-1658-4
Plemenná skladba krav v KU [online]: Svaz chovatelů holštýnského skotu ČR, o. s., 16.11.2007
36
http://www.holstein.cz/index.php/download-document.html?gid=124
Jihočeská univerzita v Českých Budějovicích, zemědělská fakulta – Studijní materiály On-line: Plodnost skotu [online], 2003 www2.zf.jcu.cz/public/departments/ksz/studium/skot/plodnost_skotu.ppt PUKLOVÁ P., ŠUBRT J., SKRIP D.: Holštýnský skot – embryonální mortalita, Vědecká studie, MZLU v Brně, Ústav chovu a šlechtění zvířat, AF a soukromý veterinární lékař (D. Skrip), 2007
ROMANO J. E.: Early pregnancy diagnosis and embryo/fetus mortality in cattle, Texas: Texas A&M University, Dissetation, December 2004
ROMANO J. E. et al.: Early pregnancy diagnosis by palpation per rectum: Influence on embryo/fetal viability in dairy cattle, 2006 Texas: Texas A&M University, Science Direct (1. 10. 2007), Theriogenology 67 (2007)
Českomoravská společnost chovatelů, a.s.: Rozbor kontroly užitkovosti 2 [online], 18. 1. 2008 http://www.cmsch.cz/docs/ku_2007_rozbor2.pdf
ŘÍHA J. a kol.: Plemenitba hospodářských zvířat, Rapotín: Asociace chovatelů masných plemen 2003, ISBN 80-903143-4-1
ŘÍHA J. a kol.: Reprodukce v procesu šlechtění skotu, 1 vyd. Rapotín: Asociace chovatelů masných plemen, 2004. 144. s. ISBN 80-903143-5-X
VINKLER, A.: Péče o reprodukci a monitorování reprodukční aktivity v chovu skotu. Náš chov, 2004, roč. 64, č. 5, s. 24 – 26. Svaz chovatelů holštýnského skotu ČR, o. s.: Výsledky KU H krav a kříženek [online], 13. 12. 2007 http://www.holstein.cz/index.php/vysledky-ku-h-krav-a-krizenek.html
37
Svaz chovatelů holštýnského skotu ČR, o. s.: Vývoj plemenné skladby populace dojených krav v KU od roku 1990 [online], 16.11.2007 www.holstein.cz/index.php/download-document.html?gid=22
38
