Szennyvíziszap hatása egyes talajsajátságokra, a Lycopersicon esculentum L. növekedésére és rizoszféra tulajdonságaira modellkísérletben

A G R O K É M I A É S T A L A J T A N 58 (2009) 2

325–342

Szennyvíziszap hatása egyes talajsajátságokra, a Lycopersicon esculentum L. növekedésére és rizoszféra tulajdonságaira modellkísérletben 1,2

BAYOUMI HAMUDA H. E. A. F., 2OROSZ ERIKA, 2HORVÁTH MÁRK, PALÁGYI ATTILA, 1SZEDERNÉ BARANYAI BEATRIX, 1PATKÓ ISTVÁN és 2KECSKÉS MIHÁLY

2

1

Budapesti Műszaki Főiskola, Környezetmérnöki Intézet, Budapest Környezettudományi Doktori Iskola, Szent István Egyetem, Gödöllő

2

A fenntartható fejlődés érdekében napjaink egyik legégetőbb környezetvédelmi, környezetgazdálkodási problémája az egyre nagyobb mennyiségben keletkező hulladékok, köztük a szennyvizek, szennyvíziszapok kezelése, hasznosítása és ártalmatlanítása. A kommunális szennyvíziszapok talajhoz történő adagolása javíthatja a talaj termékenységét, valamint a talaj fizikai, kémiai, biológiai és biokémiai tulajdonságait. A szennyvíziszapok összetétele nagyon változatos: esszenciális növényi tápanyagokat, a talaj termékenységét növelő szerves anyagokat, a növények szempontjából hasznos mikroorganizmusokat, valamint toxikus elemeket is tartalmazhatnak. Külön értékelési szempontot jelenthet a rendszeres kihelyezések során – a „feldúsuló" nehézfémek miatt – a talajmikrobák működőképességére kifejtett negatív hatás (SASTRE et al., 1996), amely miatt az EU 99/31/EEC direktíváját is állandóan újraértékelik. A szennyvíziszap-kezelés fő célja az anyag nedvességtartalmának csökkentésén keresztül a térfogat-redukció, illetve bűz, szagártalom, fertőzőképesség csökkentése, vagy megszüntetése. Korábbi közleményeinkben (ABDORHIM et al., 2004, 2005; PALÁGYI et al., 2008; BAYOUMI HAMUDA et al., 2001) részleteztük a talajtermékenység megőrzésének fontosságát, a szervesanyag-lebontást végző talajban élő szervezetek, főként mikroorganizmusok tevékenységét és az azt befolyásoló környezeti tényezőket. Tárgyaltuk a talajban előforduló fémek, ill. nagy nehézfém-koncentrációk gátló hatását a mikroorganizmusok szaporodására és anyagcseréjére. Foglalkoztunk a talaj összetett szerves-P és -C-tartalmú anyagainak lebontásában résztvevő enzimekkel, körvonalaztuk a dehidrogenáz-, proteáz- és ureázaktivitás szerepét, valamint a szabad, ill. akkumulált enzimfrakciók aktivitását. Jelen munkánk során megvizsgáltuk az egyes szennyvíziszapok hatását a kezelt talajok fiziko-kémiai (nedvesség, pH stb.) és biológiai (szervesanyag-lebontás, mikroorganizmusok előfordulása stb.) tulajdonságaira, a talaj minőségére valamint a paradicsomnövény növekedésére, figyelembe véve a folyamatok időfüggését. Postai cím: BAYOUMI HAMUDA HOSAM E. A. F., 1144 Budapest, Füredi út 9/B. VII. 31. E-mail: [email protected]

BAYOUMI et al.

326

Anyag és módszer Az 1. táblázatban a vizsgálatokban felhasznált, eltérő humusztartalmú három talaj – a Szegedi Gabonakutató Intézet üzemi területéről származó réti csernozjom talaj (RCST), a Szent István Egyetem (Gödöllő) kísérleti területéről származó agyagbemosódásos barna erdőtalaj (AMBET), ill. a Debreceni Egyetem Agrár- és Műszaki Tudományok Centruma Nyíregyházi Kutató Intézetének üzemi területéről származó kovárványos barna erdőtalaj (KBET) 0–25 cm felső rétegéből gyűjtött mintáinak és a két települési szennyvíztisztító telepről (Hódmezővásárhely és Nyíregyháza) származó kommunális szennyvíziszap-minták néhány kémiai jellemzőjét mutatjuk be. Az iszapok alapjellemzőit ABDORHIM és munkatársai (2004, 2005) munkái írják le. A légszáraz talajt a szennyvíziszappal alaposan összekevertük, hogy a kész keverék 0 (szennyvíziszap-mentes kontrolltalaj), 20, 40, 60 és 100% (csak szennyvíziszap, talaj nélkül) tömegszázalékban tartalmazzon szennyvíziszapot. Felületén sterilizált (VINCENT, 1981) paradicsom (Lycopersicon esculentum L.) magvakat (25 db) ültettünk az előkészített 3 kg vizsgált talajt tartalmazó műanyag edényekbe. 15 napi csíráztatás után a fiatal növényeket 10 növény/edény sűrűségűre ritkítottuk. 1. táblázat A vizsgálatokban felhasznált talajok és szennyvíziszapok néhány kémiai jellemzője (2) Talajminták

(1)

(3) Iszapok

Paraméterek

KBET

RCST

AMBET

NySzv

HSzv

pH(KCl) pH(H2O) a) Szárazanyag-tartalom, % b) Szerves anyag, % c) Humusztartalom, % d) Összes-N, mg·kg-1 NO3-N, mg·kg-1 NH4-N, mg·kg-1 Mg, mg·kg-1 Na, mg·kg-1 P2O5, mg·kg-1 K2O, mg·kg-1 Zn, mg·kg-1 Cu, mg·kg-1 Mn, mg·kg-1 Fe, mg·kg-1 Cd, mg·kg-1 Pb, mg·kg-1

5,78 5,92 – – 2,54 – 23 5,6 214 64 318 412 1,7 1,4 55 945 1,7 1,3

6,02 6,12 – – 3,55 – 39 4,5 257 53 378 428 1,1 2,4 61 1094 1,02 0,96

4,72 5,31 – – 1,24 – 33 1,77 201 21 69,1 135 7,1 2,3 53 1187 1,6 1,1

6,71 6,9 53 21,7 – 7470 – – 2507 994 28720 3171 537 110,4 421 11308 2,3 66,9

7,8 7,99 42,9 20,4 – 43311 – – 11860 1441 20104 2908 1068 182,3 351,2 13610 4,168 540,7

Megjegyzés: KBET: kovárványos barna erdőtalaj (Nyíregyháza); RCST: réti csernozjom talaj (Szeged); AMBET: agyagbemosódásos barna erdőtalajt (Gödöllő); NySzv: nyíregyházi, HSzv: hódmezővásárhelyi szennyvíziszap

Szennyvíziszap hatása a paradicsom növekedésére és rizoszféra tulajdonságaira

327

A talajok pH-értékeit (PÉREZ DE MORA et al., 2006) különböző szennyvíziszapdózisok mellett (63 nap inkubáció után) 1:2,5 (talaj:1 M KCl) g·cm-3 szuszpenzióban vizsgáltuk 60 perces rázatás után. A kezelt és kezeletlen minták nedvességtartalmát BRZEZINSKA és munkatársai (2006) módszerét módosítva (eredetileg 105°C helyett 28°C inkubációs hőmérsékletet alkalmazva, mely közelít a természetes körülményekhez) határoztuk meg (a minta tömegének változását mérve 48 órás, 28°C-on történő inkubáció után). A kiindulási talajnedvesség 60%-os volt (szárazanyag-tartalom alapján). A növények relatív száraz tömegét 63 napig tartó nevelést követően (állandó kb. 60%-os talajnedvesség mellett) határoztuk meg (75°C hőmérsékleten, szárítószekrényben, tömegállandóságig szárítva). A CO2-kibocsátás meghatározása: A CO2-kibocsátás méréséhez 0,5 kg szennyvíziszappal kezelt talajt töltöttünk 2 l-es üvegedényekbe és a talaj közepébe 50 cm³ 10 mol NaOH-oldatot tartalmazó műanyag csövet helyeztünk a fejlődő CO2 megkötésére, majd az edényeket szorosan lezártuk. A NaOH-oldatot 1 mol HCl-oldattal titráltuk és kiszámítottuk a talaj légzése során felszabadult CO2 térfogatát (WARDLE & PARKINSON, 1991; FERNANDES et al., 2005). Az enzimaktivitások: Az FDA aktivitás mérésére a ZELLES és munkatársai (1991) által kidolgozott, SCHNÜRER és ROSSWALL (1982) által módosított módszert alkalmaztuk. A fluoreszcein-koncentrációt (µg hidrolizáló fluoreszcein·g-1 száraz talaj·óra-1), spektrofotométer (490 nm) segítségével határoztuk meg. A dehidrogenázaktivitást (μg INTF·g-1 száraz talaj) GARCÍA és munkatársai (1997) módszere alapján mértük. A katalázaktivitás (μmol O2·perc-1·g-1 száraz talaj) mérése a káliumpermanganátos oxigénfogyasztás révén történt, hidrogén-peroxid hozzáadását követően (TABATABAI & BREMNER, 1970). Az ureáz- és proteázaktivitás (μmol NH4+N·g-1 száraz talaj·h-1) mérése NANNIPIERI és munkatársai (1980); a foszfatázaktivitás (μmol p-nitro-fenol (PNP)·g-1 száraz talaj·h-1) TABATABAI és BREMNER (1969); a β-glükozidáz-aktivitás (μmol p-nitrofenol·g-1 száraz talaj·h-1) meghatározása a MASCIANDARO és munkatársai (1994) által leírt módszerrel történt. Az invertázaktivitást (α-glükozidáz) a SIEGENTHALER-féle (1977) módszerrel mértük, amelynek során p-nitrofenil-α-D-glukopiranozid-ot (Fluka, Buchs, Svájc) alkalmaztunk. A p-nitrofenol, tris puffert (pH = 9,5) tartalmazó oldat hozzáadása után – a kémhatásváltozás következtében – nitrofenolát-anionná alakul, mely spektrofotométerrel mérhető. A 400 nm-nél mért extinkciós értéket 21,64-gyel szorozva invertáz számban kapjuk az eredményt. Az aril-szulfatáz-aktivitást (μmol pnitrofenol·g-1 száraz talaj·h-1) TABATABAI és BREMNER (1970) szerint határoztuk meg (a talaj PNP-szulfáttal való inkubációja után mértük a p-fenol abszorpcióját 400 nm-en). Talaj-mikroorganizmusok előfordulása: Táplemezes módszerrel meghatároztuk az aerob baktériumok, aerob spóraképző baktériumok, sugárgombák, gombák, élesztők, cellulózbontók (HENDRICKS et al., 1995) és foszfátoldók (GOLDSTEIN, 1986) teljes csíraszámát a rizoszférában. A növényekről leválasztott gyökereket folyó csapvízben mostuk a rátapadó talajszemcsék eltávolítására, melyet 0,85%-os

328

BAYOUMI et al.

NaCl-oldattal történő újabb mosás követett. A gyökerekből 10 g mennyiséget felaprítottunk, majd 90 cm³ steril fiziológiás sóoldatba helyeztünk. A szuszpenzióból steril csapvízzel hígítási sort készítettünk 10-7-ig. A rizoszférában előforduló összes-mikrobaszámot, a spóraképzők, a sugárgombák és a mikroszkopikus gombák számát szelektív táptalajok felhasználásával határoztuk meg (SZEGI, 1979). Ennek során a mintákból 1 cm³-jével (10-4-től 10-7-ig hígítási sorból) szélesztettünk King-B, Nutrient, Nutrient + kristályibolya, Nutrient + ciklohexidin (100 μg-1·cm³), EMB, tripton-glükóz-élesztőkivonat, Martin-Bengálrózsa, malátakivonat, PDA, Jensen, Küster-Williams, Actinomycetes (DIFCO), Trichoderma szelektív agaros táptalajon. A mikroorganizmusokat 28°C-on inkubáltuk (a baktériumokat 48 órán keresztül, a sugárgombákat, fonalas gombákat és az élesztőket pedig 3–5 napig) a fent említett táptalajokon. Az izolált mikrobatelepeket morfológiai sajátosságaik (szín, alak, megjelenés, telepméret) szerint osztályoztuk, figyelembe véve a telepek morfotípusát és spóraképzését. Minden morfotípusból kiválasztottunk egy reprezentatív telepet, melyet tovább tisztítottunk, majd azonosításnak vetettünk alá. A különböző genusokhoz tartozó tenyészthető aerob heterotróf baktérium-izolátumokat a telepek és sejtek morfológiája, a Gram-festődés, spóra-festődés, oxidáz- és katalázreakciók, a glükóz oxidálása és fermentálása, valamint a mozgás és a pigmentáció alapján azonosítottuk. A mikroorganizmusok meghatározását a rizoszférában NAUTIYAL és DION (1990) – a Pseudomonas-ok meghatározását pedig LLOYD-JONES és munkatársai (2005) – módszerének megfelelően végeztük. Az általunk meghatározott baktériumokat a BBL CrisystalTM módszer, valamint HOLT és munkatársai (1994) szerint ellenőriztük. A fonalas gombatörzseket pedig a makro- és mikromorfológiai sajátosságok szerint határoztuk meg DOMSCH és munkatársai (1980) tanulmányai alapján. A telepek sajátosságait (micélium stb.) a makromorfológiai meghatározás írja le, míg a mikromorfológiai jellemzőket a mikroszkopikus sajátosságok alapján azonosítottuk (BÁNHEGYI et al., 1985). Az élesztőket az „API 20C of AUX bioMerieux” rendszer, valamint DEÁK (1998) módszere segítségével határoztuk meg. A foszfát (ásványi) oldásának vizsgálata a GOLDSTEIN (1986) által leírt táptalajon történt. Dikalcium-foszfát agarlemezeket oltottunk, így a telepeik körül tiszta gyűrűt produkáló törzsek a foszfátoldók. A cellulózbontók meghatározására, HENDRICKS és munkatársai (1995) módszerével cellulóz agarlemezeket oltottunk kétféle táptalaj (PDA: gombák és Nutrient agar: baktériumok) felhasználásával, melyek tartalmazták a CMC-Kongó-vörös (karboximetil-cellulóz kongó-vörös) szubsztrátumot. Az enzimtermelés a sósav hatására megállt, így a telepeik körül ibolyakék gyűrűt produkáló törzsek a cellulózbontók. A kísérletet véletlenszerű blokk elrendezésben, három párhuzamos vizsgálatban, három ismétléssel állítottuk be. Az eredményeket a relatív növénynövekedés (%) esetében a kezeletlen (0% szennyvíziszap-tartalom) kontrolltalaj növényi biomaszszájához viszonyítottuk. A kezelések közötti statisztikailag igazolható eltérések kiszámításához egyszeres osztályozásra épülő varianciaanalízist használtunk. A szignifikáns eltérést P < 0,05 szinten számítottuk ki.


329

Eredmények A talajok pH(KCl)-értékei növekedést (11,5–34,9%-os) mutattak miután szennyvíziszappal kezeltük megfelelő arányban a talajmintákat. Az alacsony pH-értékű talajok esetében a kezelt mintáknál pH-érték emelkedést tapasztaltunk, és a talajok nedvességtartalma is 2–3-szoros ideig maradt fenn a kontrolltalajokkal ellentétben (2. táblázat). 2. táblázat A talaj pH(KCl) értékének változása szennyvíziszap-kezelés után, ill. nedvességtartalmának alakulása 48 órás 28°C-on történő inkubálás után (60% kiindulási nedvességtartalom mellett, szárazanyag tartalom alapján) (1)

(2)

Iszap

Talajtípus

HSzv

NySzv

HSzv

NySzv

(3)

0

Szennyvíziszap-kezelés (%) 20 40 60 100

(4)

(5)

SzD5%

Átlag

KBET RCST AMBET KBET RCST AMBET

A. A talaj pH(KCl) értékek változása 5,78 6,08 6,25 6,39* 7,8* 6,02 6,28 6,44* 6,57* 7,8* 4,72 5,03 5,27* 5,49* 5,74* 5,78 6,08* 6,16* 6,27* 6,71* 6,02 6,19 6,28* 6,41* 6,71* 4,72 4,96 5,13* 5,34* 5,63*

0,561 0,415 0,433 0,278 0,212 0,267

6,460 6,622 5,250 6,200 6,322 5.156

KBET RCST AMBET KBET RCST AMBET

B. A talaj nedvességtartalmának változása 9,4 10,3 19,7* 25,4* 36,2* 12,3 14,5 22,4* 25,3* 36,2* 8,7 15,3 21,9 28,1 43,1* 9,4 11,2 17,6 28,3* 43,1* 12,3 19,2 25,1* 33,2* 43,1* 8,7 12,4 20,1 25,5 36,2*

8,674 7,752 10,201 8,784 9,635 9,174

20,200 22,140 23,420 21,920 26,580 20,580

Megjegyzés: Szennyvíziszap- és talajminták jelölése: lásd 1. táblázat. A *-gal jelölt értékek a kontrollhoz viszonyított szignifikáns különbséget (P < 0,05) jelölik

Az eredmények szerint a lúgos kémhatású szennyvíziszap alkalmazása növeli a savanyú talajok pH-ját, amely kedvez a paradicsom növekedésének, valamint csökkenti, vagy gátolja a nehézfémek káros hatását. A hódmezővásárhelyi szennyvíziszap talaj-pH kiegyenlítő képessége jobbnak bizonyult, mint a nyíregyházi szennyvíziszapé. A növények növekedése és fejlődése gyorsabb és kiegyensúlyozottabb volt, különösen a 60%-os szennyvíziszapot tartalmazó kovárványos barna erdőtalaj és réti csernozjom talajok esetében. A növények teljes biomassza tömege arányosan nőtt a talajhoz adagolt szennyvíziszap-dózis emelésével, azonban a legmagasabb iszapkoncentrációnál (100% iszap) már nem tapasztaltunk szignifikáns növekedést a 40 és 60%-os szennyvíziszap kezeléssel ért eredményhez képest (100% esetében megtorpant a növekedés, de a kontrollhoz képest így is szignifikáns a különbség). A

BAYOUMI et al.

330

3. táblázat Szennyvíziszappal kezelt talajon termesztett paradicsom relatív száraz tömege (%) (3) Szennyvíziszap-kezelés

(1)

(2)

Iszap

Talajtípus

0

20

40

60

HSzv

KBET RCST AMBET

100 100 100

113 166 154

172* 201* 198*

NySzv

KBET RCST AMBET

100 100 100

147 178* 126

225* 257* 244*

(%)

(4)

(5)

100

SzD5%

Átlag

277* 251* 249*

197* 198* 184*

71,315 91,294 79,080

171,8 183,2 177,0

326* 313* 304*

183* 196* 202*

82,905 77,496 93,220

196,2 208,8 195,2

Megjegyzés: lásd 2. táblázat

szennyvíziszap adagolása szignifikánsan növelte a növény szárazanyag-tartalmát (3. táblázat) mindegyik minta esetében. A nyíregyházi szennyvíziszap-kezelés 1,5–2-szeres növényi száraztömeg növekedést eredményezett, szemben a hódmezővásárhelyi szennyvíziszap-kezelésekkel. A legnagyobb mértékű növekedést a kovárványos barna erdőtalaj esetében regisztráltuk (60%-os szennyvíziszap-kezelés mellett). A növények növekedése során nem tapasztaltunk fejlődési rendellenességet sem a kontroll-, sem a szennyvíziszappal kezelt talajon fejlődő növényeknél. A szennyvíziszappal kezelt talajon azonban a növények morfológiai tulajdonságai láthatóan különböztek, a növények gyorsabban fejlődtek, mint a kontrolltalajon termesztett növények. A CO2-kibocsátás meghatározása. A talaj biológiai aktivitását a mikroszervezetek CO2-termelése alapján határoztuk meg. A biológiai aktivitás mértéke a kontrollhoz (0:100% iszap:talaj) képest szignifikánsan növekedett a szennyvíziszap-dózis emelésével. A CO2-kibocsátása értékes információkkal szolgálhat a talajmikroszervezetek megnövekedett anyagcsere-aktivitásáról. A nyíregyházi szennyvíziszappal kezelt réti csernozjom talaj estében a CO2-kibocsátás jelentősebb mértékűnek bizonyult a 4. táblázat Az iszapkezelés (%) hatása a talajlégzésre (CO2-kibocsátás, mg C·100 g-1 talajban) (1)

(2)

Iszap

Talajtípus

(3)

0

Szennyvíziszap-kezelés (%) 20 40 60

(4)

(5)

100

SzD5%

Átlag

KBET RCST AMBET

149,5 157,6 141,3

287,3 264,9 239,8

453,5* 308,1* 373,1*

639,1* 546,2* 492,6*

822,6* 761,6* 630,1*

171,576 133,198 113,291

470,40 407,68 375,38

KBET NySzv RCST AMBET

149,5 157,6 141,3

320,1 306,3 252,4

452,8* 464,7* 308,5*

581,4* 556,4* 433,6*

804,7* 776,8* 665,4*

147,187 203,194 102,210

461,70 452,36 360,24

HSzv



331

hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kezelt talajoknál. A legnagyobb mértékű CO2-kibocsátást a kovárványos barna erdőtalaj tartalmú kísérleti talajban tapasztaltuk, mind a két kezelés esetében. A talaj enzimaktivitása: Spektrofotométeres mérés alapján megfigyeltük, hogy az FDA hidrolízis során keletkező fluoreszcein mennyisége arányos a talaj mikróbapopuláció denzitásának változásával és a talaj CO2-kibocsátással is szoros korrelációt mutat. Az 5. táblázatban látható, hogy a legmagasabb fluoreszcein érté5. táblázat A relatív fluoreszcein-diacetát (g száraz talaj·100 cm-3 Na-foszfát) aktivitás mértéke szennyvíziszappal kezelt talajokban Szennyvíziszap-kezelés (%) 20 40 60 100

(1)

(2)

Iszap

Talajtípus

0

HSzv

KBET RCST AMBET

100 100 100

138 148 135

179* 243* 167*

234* 323* 225*

NySzv

KBET RCST AMBET

100 100 100

142 164 141

184* 255* 172*

265* 345* 232*

(3)

(4)

(5)

SzD5%

Átlag

397* 419* 341*

65,888 73,417 53,616

209,6 246,6 193,6

399* 468* 367*

67,124 82,887 59,013

218,0 266,4 202,4


ket a réti csernozjom talajminta esetében tapasztaltuk. A talajok FDA aktivitása egyértelműen emelkedett mindkét szennyvíziszap hozzáadásával. A paradicsomnövények jelentős növekedését és fejlődését az alkalmazott szennyvíziszap, illetve a gyökér-exudátumok segítik elő, melyek növelik a talaj/iszap keverékben jelenlévő tápanyag felvehetőségét. Ez magyarázatot ad az enzim aktivitásának szignifikáns növekedésére is. A talaj biológiai tevékenységének jó indikátora lehet a dehidrogenázaktivitás, mely a talajmikrobióta teljes oxidatív aktivitására utal. A szennyvíziszap minden kezelés esetében növelte a talaj enzimaktivitását (6. táblázat). A két különböző szennyvíziszappal kezelt, három talajtípusban nevelt paradicsomnövény rizoszférájában a dehidrogenáz, kataláz, a proteáz és a β-glükozidáz aktivitása a kovárványos barna erdőtalajban bizonyult a legmagasabbnak, az ureáz és aril-szulfatáz aktivitása pedig a réti csernozjom talaj esetében volt szignifikáns. A foszfatáz- és az invertázaktivitás a hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kezelt kovárványos barna erdőtalajban és a nyíregyházi szennyvíziszappal kezelt réti csernozjom talajban volt a legmagasabb. Talaj-mikroorganizmusok előfordulása. A talaj mikrobiológiai vizsgálata során a következő mikrobacsoportok denzitását mértük: aerob heterotróf baktériumok, aerob spóraképző baktériumok, aktinomicéták, gombák, cellulóz-bontó és foszfátoldó mikroorganizmusok (7. táblázat). A legmagasabb vizsgált mikrobapopuláció denzitást a nyíregyházi szennyvíziszappal kevert réti csernozjom, illetve a hódme-

BAYOUMI et al.

332

6. táblázat Enzimaktivitások változása a paradicsom rizoszférájában iszappal (%) való kezelés után (1)

Talajenzimek

(2) Szennyvíziszap-kezelés

0

20

40

60

(%) 100

(3)

(4)

SzD5%

Átlag

A. Hódmezővásárhelyi szennyvíziszap B. Réti csernozjom talaj a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 67 93 119* 145* 153 b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,57 1,84 2,31* 2,87* 3,24* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,68 1,92 2,48* 2,88* 4,04* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,25 1,69 2,2* 2,78* 3,89* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 78,1 112,1 187 233*,8414,2* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 84 148 187* 245* 284* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 39 49 65* 87* 64* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 36 67 97* 143* 176*

26,689 115,4 0,4401 2,366 0,7491 2,6 0,7798 2,362 115,2 205,04 66,146 189,6 14,215 60,8 45,119 103,8

C. Kovárványos barna erdőtalaj a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 102 152* 193* 237* 314* b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,68 2,25* 2,74* 3,15* 3,97* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,32 1,88 2,45* 2,91* 3,97* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,77 1,95 2,68* 2,97* 4,15* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 84,2 165,2*214,3*268,2*435,1* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 96 146 194* 264* 347* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 36 59* 76* 102* 61* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 34 61 98* 128* 164*

49,483 0,5342 0,6142 0,5716 80,187 60,267 14,825 31,504

D. Agyagbemosódásos barna erdőtalajt a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 98 127 158* 202* 214* b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,32 1,84* 2,24* 2,71* 2,96* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,59 1,8 2,15 2,97* 3,86* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,15 1,67* 1,92* 2,48* 3,37* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 75,33 92,67 111,3 146,7*220,7* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 65 89 145* 187* 234* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 32 44 64* 81* 62* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 32 54 87* 117* 151*

41,613 159,8 0,4308 2,214 0,6582 2,474 0,5351 2,118 47,945 129,34 55,355 144,0 14,941 56,6 37,802 88,2

E. Nyíregyházi szennyvíziszap B.Réti csernozjom talaj a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 88 105 127* 147* 149* b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,47 1,77 2,13* 2,87* 2,97* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,74 2,06 2,57* 2,93* 4,23* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,36 1,79 2,46* 2,97* 3,92* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 87,3 137,5 204,9 258,1*426,6* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 94 168 226* 293* 367* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 47 74 109* 147* 86* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 57 85 119* 179* 205*

24,677 123,2 0,5251 2,242 0,7176 2,706 1,0868 2,492 127,89 222,88 104,58 229,6 35,399 92,6 57,147 129,0

199,6 2,758 2,506 2,704 233,4 209,4 66,8 97


333

6. táblázat folytatása (1)

Talajenzimek


0

20

40

60

(%) 100

(3)

(4)

SzD5%

Átlag

C. Kovárványos barna erdőtalaj a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 112 146 187* 231* 334* b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,3 1,61 1,98* 2,45* 3,68* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,46 1,98 2,68* 3,02* 4,05* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,81 2,11 2,67* 2,99* 4,27* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 102 175* 235* 278* 368* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 94,3 188,1*236,6*285,3*446,8* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 41 69* 88* 121* 81* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 29 36 52* 75* 99*

52,564 202 0,567 2,204 0,609 2,638 0,582 2,77 61,551 231,6 79,636 250,22 17,789 80,0 17,545 58,2

D. Agyagbemosódásos barna erdőtalaj a) Dehidrogenáz, μg INTF·g-1 talaj 101 133 167* 215* 255* b) Kataláz, μmol O2·min-1·g-1 talaj 1,1 1,23 1,58* 2,2* 2,3* c) Ureáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,61 1,97 2,34* 2,74* 3,78* d) Proteáz, μmol NH+4-N·g-1 talaj·h-1 1,25 1,77 2,19* 2,71* 3,77* e) Foszfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 76,3 97,1 178,3*206,3*327,9* f) β-glükozidáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 68 93 167* 206* 286* g) Invertáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 35 53 97* 129* 94* h) Aril-szulfatáz, μmol PNP·g-1 talaj·h-1 44 71 101* 153* 189*

58,482 174,2 0,4693 1,668 0,6745 2,488 0,8012 2,338 97,658 175,18 84,189 164,0 34,733 81,6 56,512 111,6

Megjegyzés: lásd 2. táblázat 7. táblázat A mikrobiális populációk denzitása a paradicsom rizoszférájában a talaj szennyvíziszappal (%) történő kezelése után (1)


(%)

(3)

(4)

100

SzD5%

Átlag

A. Hódmezővásárhelyi szennyvíziszap B. Réti csernozjom talaj a) Aerob baktérium csíraszám (106) 95 179* 289* 352* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 4,2 6,7 9,4* 13,2* c) aktinomicéták (106) 1,1 1,7 2,4* 3,2* d) Fonalas gombák (104) 3,1 3,7 8,6* 10,9* e) Élesztők (103) 1,2 1,6 2,4* 3,1* f) Cellulózbontók (103) 2,2 5,6 8,9* 15,9* g) Foszfátoldók (102) 2,4 5,8 9,5* 16,3*

469* 24,1* 7,4* 17,8* 3,7* 24,7* 25,6*

66,403 3,537 1,1317 2,726 0,469 4,059 4,1953

276,8 11,52 3,16 8,82 2,4 11,46 11,92

C. Kovárványos barna erdőtalaj a) Aerob baktérium csíraszám (106) 76 127 178* 231* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 7,1 11,4 15,9* 20,6* c) aktinomicéták (106) 1,9 2,9 4,1* 5,4* d) Fonalas gombák (104) 5,6 9,5* 12,3* 15,4* e) Élesztők (103) 1,4 1,7 2,6* 3,1* f) Cellulózbontók (103) 9,8 12,1 17,9* 19,8* g) Foszfátoldók (102) 4,3 8,6* 11,5* 14,9*

511* 32,3* 9,4* 24,8* 3,8* 26,4* 24,6*

77,354 4,413 1,325 3,305 0,488 2,967 3,415

224,6 17,46 4,74 13,52 2,52 17,2 12,78

Mikrobiális csoport

0

20

40

60

BAYOUMI et al.

334

7. táblázat folytatása (%) 100

(3)

(4)

SzD5%

Átlag

D. Agyagbemosódásos barna erdőtalaj a) Aerob baktérium csíraszám (106) 61 86 112 164* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 6,4 10,3* 16,9* 21,1* c) aktinomicéták (106) 1,4 2,4* 4,1* 4,4* d) Fonalas gombák (104) 6,3 8,3* 9,4* 11,3* e) Élesztők (103) 1,4 1,6 2,3* 2,7* f) Cellulózbontók (103) 4,5 6,8* 9,6* 11,5* g) Foszfátoldók (102) 3,1 6,1* 8,1* 11,7*

380* 26,1* 5,4* 13,7* 3,1* 17,1* 16,9*

58,353 3,631 0,731 1,287 0,323 2,207 2,427

160,6 16,12 3,54 9,8 2,22 9,86 9,18

E. Nyíregyházi szennyvíziszap B. Réti csernozjom talaj a) Aerob baktérium csíraszám (106) 72 93 157* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 5,9 8,9* 12,5* c) aktinomicéták (106) 1,6 2,7 5,1* d) Fonalas gombák (104) 3,7 5,6 9,8* e) Élesztők (103) 1,6 2,3* 2,9* f) Cellulózbontók (103) 7,9 11,7* 14,8* g) Foszfátoldók (102) 6,7 9,4* 13,7*

301* 14,2* 9,6* 14,5* 3,5* 18,3* 17,2*

499* 22,6* 18,9* 25,6* 4,1* 27,2* 26,3*

80,711 2,844 3,191 3,978 0,445 3,345 3,472

224,4 12,82 7,58 11,84 2,88 15,98 14,66

C. Kovárványos barna erdőtalaj a) Aerob baktérium csíraszám (106) 61 102 169* 216* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 5,1 8,3* 11,6* 15,3* c) aktinomicéták (106) 1,2 2,9 3,7* 5,3* d) Fonalas gombák (104) 5,2 6,2 9,2* 14,9* e) Élesztők (103) 1,6 1,8 2,7* 3,1* f) Cellulózbontók (103) 2,1 5,6 9,1* 15,4* g) Foszfátoldók (102) 2,3 5,1 10,1* 15,2*

481* 21,8* 12,9* 22,1* 3,9* 23,3* 24,3*

75,098 2,941 2,068 3,188 0,430 3,820 3,968

205,8 12,42 5,2 11,52 2,62 11,1 11,4

D. Agyagbemosódásos barna erdőtalajt a) Aerob baktérium csíraszám (106) 74 99 177* 266* b) Aerob spóraképző baktériumok (103) 5,7 7,3 10,6* 14,4* c) aktinomicéták (106) 1,1 1,8 2,8 5,2* d) Fonalas gombák (104) 4,2 6,2 9,4* 12,2* e) Élesztők (103) 1,4 1,7 2,9* 3,3* f) Cellulózbontók (103) 4,4 6,8* 8,7* 10,6* g) Foszfátoldók (102) 3,2 6,6* 8,9* 10,3*

409* 18,1* 12,7* 20,1* 3,8* 15,4* 15,3*

62,40 2,314 2,141 2,824 0,466 1,898 2,042

205 11,22 4,72 10,42 2,62 9,18 8,86

(1)

Mikrobiális csoport


0

20

40

60


zővásárhelyi szennyvíziszappal kezelt kovárványos barna erdőtalaj esetében mértük. A vizsgált három, szennyvíziszappal kezelt talaj közül minimális mikrobapopuláció denzitást az agyagbemosódásos barna erdőtalaj esetében mértünk. A legnagyobb aerob spóraképző baktérium csíraszámot a hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kevert kovárványos barna erdőtalajból izoláltuk. A sugárgombák csíraszáma a kontrollhoz képest a szennyvíziszap–talaj–növény kísérletben 2–12szer magasabb volt a kontroll értékénél. A paradicsomnövény–talaj–szennyvíziszap


335

modellkísérlet során 1176 baktériumtörzset izoláltunk. Megállapítható, hogy a baktérium mennyisége a szennyvíziszappal kezelt talajok esetében a felhasznált szennyvíziszap mennyiségének emelésével szignifikánsan növekedett. A leggyakoribb izolátumok a következő genusokhoz tartoztak: Acinetobacter, Alcaligenes, Azotobacter, Bacillus, Burkholderia, Cellulomonas, Chromobacterium, Enterobacter, Escherichia, Flavobacterium, Microbacterium, Micrococcus, Pseudomonas, Proteus, Stenotrophomonas, Streptomyces, Streptococcus és Serratia. A hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kezelt minták esetében nagyobb mikrobapopulációt tapasztaltunk, mint a nyíregyházi minták esetében. A különböző szennyvíziszap/talaj keverékekben domináns izolátumok a Streptomyces genushoz tartoztak. A fonalas gombák közül a legtöbb képviselő a kovárványos barna erdőtalajban volt kimutatható, főleg abban az esetben, amikor a talajt hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kezeltük. A különböző szennyvíziszap/talaj keverékekből összeállított modellkísérletben, több mint 283 reprezentatív gombatörzset izoláltunk. Ezek az izolátumok a következő genusokhoz tartoznak: Alternaria, Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Geotrichum, Mucor, Penicillium, Rhizopus és Trichoderma. Emellett nagyon sok törzs tartozik a Saccharomyces genushoz, melyeket csak nyíregyházi szennyvíziszappal kezelt talajokból izoláltunk. Rizobaktérium-populáció: Vizsgálataink során a paradicsomnövény rizoszférájában a Gram-festődés és más azonosítási módszerek alapján bebizonyosodott, hogy 8. táblázat A rizobaktérium populáció összetétele a paradicsom rizoszférájában üvegházi termesztés végén (1)

A rizobaktérium populáció összetétele a) Gram negatív b) Pálcika alakú c) Fluoreszkáló pseudomonaszok Pseudomonas fluoresens P. putida P. aeruginosa d) Nem-fluoreszk. pseudomon. e) Gram pozitív b) Pálcika alakú Bacillus sp. B. mycoides B. subtilis f) Aerob spóraképzők g) Gram negatív/Gram pozitív arány Megjegyzés: lásd 2. táblázat

(2) Részarány (%) HSzv NySzv RCST KBET AMBET RCST KBET AMBET

65,80 75,20 43,20 45,40 28,20 2,10 3,40 34,20 75,70 43,70 37,10 12,80 69,50 1,924

68,30 72,30 45,40 44,60 22,30 2,80 8,90 31,70 76,80 46,60 37,70 11,70 73,50 2,155

64,60 77,20 41,10 48,20 28,10 3,30 4,30 35,40 74,50 33,30 46,40 12,40 58,80 1,825

74,70 82,10 46,50 50,10 21,10 3,20 5,70 25,30 73,70 44,90 30,60 14,20 65,70 2,953

73,30 83,20 46,10 50,90 20,90 3,60 5,50 26,70 77,30 45,60 37,10 15,20 49,80 2,745

75,2 83,3 40,2 51,3 27,7 2,9 7,6 24,8 75,2 41,8 33,9 10,2 56,8 3,032

BAYOUMI et al.

336

a Gram-negatív növényi növekedést serkentő rizobaktérium-populációk (pl. fluoreszkáló és nem-fluoreszkáló Pseudomonas törzsek) a nyíregyházi szennyvíziszappal kezelt talajoknál (8. táblázat), míg a Gram-pozitív baktériumok (Bacillus törzsek) a hódmezővásárhelyi szennyvíziszappal kezelt talajokban voltak túlnyomó többségben. A vizsgált talajok közül a legmagasabb Gram-negatív és Gram-pozitív csíraszám az agyagbemosódásos barna erdőtalajban (mindkét szennyvíziszap esetében) volt megfigyelhető. A Gram-negatív és Gram-pozitív baktériumok részaránya a hódmezővásárhelyi, illetve nyíregyházi eredetű szennyvíziszappal kezelt talajok (réti csernozjom talaj, a kovárványos barna erdőtalaj és az agyagbemosódásos barna erdőtalaj) esetében, rendre a következő volt: 1,924; 2,155; 1,825; 2,953; 2,745 és 3,032. Amint a táblázatból is kitűnik, a nyíregyházi szennyvíziszappal kezelt agyagbemosódásos barna erdőtalaj esetében volt a legmagasabb a Gram-negatív és Grampozitív baktériumok részaránya. Az eredmények értékelése A szennyvíziszapok talajjavító hatása a rossz vízgazdálkodású, szerves anyagokban szegény, biológiai aktivitásukban leromlott talajokon érvényesül a legjobban. Különösen a kolloidokban szegény, ásványi homoktalajok, a savanyú homokés erdőtalajok, a sekély termőrétegű váztalajok javításában alkalmazható sikeresen a szennyvíziszap, míg erősen kötött talajokban éppen a tömör talajszerkezet lazításával hat előnyösen. A talajjavító hatás elsősorban annak köszönhető, hogy a szennyvíziszappal talajba vitt szerves anyagok növelik a talaj víztartó képességét, így csökkenhet a vízhiány okozta kár a vegetációs időben, valamint a talajerózió mértéke. A szervesanyag-bevitellel csökken a talaj térfogatsűrűsége és tömöttsége, ami a talajporozitás növekedéshez vezet. Tenyészedény-kísérletünkben modelleztünk kétféle szennyvíziszap növény–talaj rendszert, melyek alkalmazási lehetőségei kedvezően hozzájárulhatnak a növények táplálásához. Vizsgálataink során azt tapasztaltuk, hogy a paradicsomnövények növekedési és fejlődési erélyei szignifikáns eredményeket mutattak a kontroll értékekhez képest. Hasonló eredményeket kaptunk, mint ELEIWA és munkatársai (1996) szennyvíziszappal kezelt lóbabnövényeken végzett kísérletei során. ANTON és munkatársai (2004), CHANG és munkatársai (2007) és JONES és HINSINGER (2008) megfigyelték, hogy a talajok fizikai és kémiai állapota (pH, szervesanyag-tartalma stb.) függ a kihelyezett szervetlen és szerves műtrágyák mennyiségétől. A talajok tápanyagforgalmát a fizikai, kémiai tényezők, a növénytakaró és a mikrobiális tevékenység, valamint az akkumulált enzimfrakciók aktivitása is befolyásolja. A vizsgálati adatok azt bizonyítják, hogy az ilyen paraméterek ugyancsak érzékeny indikátorai a szennyvíziszap-kezelt talaj összetételének és működésének, mert a mikrobiológiai aktivitás közvetlenül befolyásolja az agro-ökológiai rendszerek stabilitását és termékenységét. Ugyancsak egyre nő az érdeklődés a talajenzimek – mint a talaj termékenységének indikátorai – használatát illetően, mert a talajenzimek aktivitása is az említett talajtényezőktől függ (lásd 5., 6. és 7. táblázatok). Kísérleteink eredményeit alátámasztják ANDERSON és GRAY (1990), valamint POWLSON (1994) vizsgálatai, mely szerint a talajminőséget a talaj szerkezete, vízmegtartó kapacitása,


337

gálatai, mely szerint a talajminőséget a talaj szerkezete, vízmegtartó kapacitása, valamint a szerves és szervetlen anyagok mennyisége határozza meg. Ezen paraméterek befolyásolják a talaj termékenységét, a biológiai aktivitását és az egyéb talajtényezőket. ABDORHIM et al. (2004) arról számoltak be, hogy a talaj szennyvíziszapkezelése következtében emelkedik a talaj dehidrogenáz, kataláz, proteáz, ureáz, βglükozidáz és foszfatáz aktivitása. KÁTAI (1999), SEAKER és SOPPER (1988), valamint PEREZ és munkatársai (2006) szerint a talaj szennyvíziszap-kezelése növeli a talaj szervesanyag-tartalmát, ami fokozza a talaj-mikroorganizmusok aktivitását. Kísérleteink eredményei alátámasztják a fenti munkákban közölteket, miszerint a mikrobiális populációk sűrűsége összefügg a talajhoz kevert szennyvíziszap menynyiségével. Vizsgálataink során bebizonyosodott, hogy a talaj szennyvíziszap-kezelése javítja a talaj minőséget, pH-értéket, nedvesség- és szervesanyag-tartalmat, valamint a talaj biológiai tulajdonságait (enzimaktivitás és a növény számára hasznos mikroorganizmusok elszaporodását, pl. Pseudomonasok, Flavobakteriumok, Bacillusok, Streptomycesek, Trichodermák, élesztők stb.). A talaj 40–60%-os szennyvíziszaptartalma bizonyult a leghasznosabb kezelésnek. Ezen felül nem tapasztaltunk szignifikáns változást a talajtényezők és a növénynövekedés terén. Véleményünk szerint a szennyvíziszapok felhasználása fontos előrelépést jelenthet a mezőgazdaságban. Az elért eredmények további alátámasztása érdekében szükségesnek tartjuk szabadföldi kísérletek elvégzését, melyek kimenetele befolyásolhatja a felhalmozódó kommunális hulladék környezettudatos felhasználását. Összefoglalás A talajok eredményes szennyvíziszap-kezelése érdekében szükséges vizsgálni a talaj biológiai tulajdonságait, melyek szoros összefüggésben vannak a talaj minőségével. A talajok biokomponensei általában gyorsabban reagálnak a változó talajkörülményekre, mint a talaj fiziko–kémiai tulajdonságai, ezért a talajban élő mikrobapopulációk és az enzimaktivitás mértéke bioindikátorként szolgál a talaj termőképességét illetően. Kísérletünkben vizsgáltuk a nyíregyházi és hódmezővásárhelyi eredetű kommunális szennyvíziszappal (100:0, 20:80, 40:60, 60:40, 0:100%, talaj:iszap) kezelt réti csernozjom talaj, kovárványos barna erdőtalaj és agyagbemosódásos barna erdőtalaj – kontrolhoz viszonyított – fizikai, kémiai és biológiai tulajdonságait, valamint összemértük a kezelt és kezeletlen (kontroll) talajok termőképességét a paradicsomnövény példáján 63 napos termesztést követően. Eredményeink azt mutatják, hogy a szennyvíziszap-kezelés növelte a talaj pH(KCl)-értékét, szervesanyag-tartalmát, CO2-termelését (talajlégzést) és nedvességtartó idejét is meghosszabbította. A terméshozamot illetően a kezelt talajoké minden esetben felülmúlták a kontrolltalajokét. A legmagasabb terméshozamot a 60% nyíregyházi eredetű szennyvíziszappal kezelt kovárványos barna erdőtalaj esetében (1,5–2-szeres) kaptuk.

BAYOUMI et al.

338

A kezelt talajok esetében ugyancsak szignifikáns növekedés volt tapasztalható a heterotróf bakériumok, aerob heterotróf spórások, cellulózbontók és foszfátoldók, Bacillus, fluorescens Pseudomonas-ok, aktinomicéták, fonalas gombák, valamint élesztőket illetően. Ennek köszönhetően nőtt a kezelt talajok FDA, dehidrogenáz, kataláz, ureáz, proteáz, foszfatáz, β-glükozidáz, invertáz és aril-szulfatáz aktivitása is. Jelen enzimek aktivitása lineárisan emelkedő korrelációt mutat a talaj szervesanyag-tartalmával, mely a talajokhoz adagolt szennyvíziszapnak köszönhető. Összefoglalásképpen, a talajok szennyvíziszappal való kezelése serkenti a növényi növekedést, javítja a rizoszféra fizikai, biokémiai és mikrobiális tulajdonságait, segít megőrizni a talaj nedvességtartalmát, valamint emeli a talaj pH-értékét, amely ugyancsak kedvező a növények növekedése szempontjából. Kulcsszavak: szennyvíziszap, növényi növekedés, rizoszféra mikrobák, enzimek aktivitás Irodalom ABDORHIM, H. et al., 2004. Szennyvíziszap adagok hatása a növény (Triticum vulgare L.) talaj rendszer néhány mikrobiológiai és biokémiai tulajdonságára. Agrokémia és Talajtan. 53. 367–376. ABDORHIM, H. et al., 2005. Szennyvíziszap-kezelés hatása egy étkezési szárazbabfajta (Phaseolus vulgaris L.) növekedésére és rizoszférájának mikrobiális változására. Agrokémia és Talajtan. 54. 465–476. ANDERSON, T. H. & GRAY, T. R. G., 1990. Soil microbial carbon uptake characteristics in relation to soil management. FEMS Microbiol. Ecol. 74. 11–20. ANTON, A., MÁTHÉ, P. & FÜLEKY, GY., 2004. The effect of phosphorus fertilizer on the phosphomonoesterase activity of Capsicum annuum L. rhizosphere. Acta Microbiol. Immunol. Hung. 51. 196–197. BAYOUMI HAMUDA, H. E. A. F. et al., 2001. Ecotoxicological effects of Cd2+, Co2+ and Cu2+ ions on symbiotic relationship between Sinorhizobium meliloti and Medicago sativa L. Sci. Bull. Uzhgorod Nat. University, Ukraine. Biology Series. 9. 163– 166. BÁNHEGYI J. et al., 1985. Magyarország mikroszkopikus gombáinak határozókönyve. I.–III. Akadémiai Kiadó. Budapest. BRZEZINSKA, M. et al., 2006. Variation of enzyme activities, CO2 evolution and redox potential in an Eutric Histosol irrigated with wastewater and tap water. Biol. Fertil. Soils. 43. 131–135. CHANG, ED-HAUN, CHUNG, REN-SHIH & TSAI, YUONG-HOW, 2007. Effect of different application rates of organic fertilizer on soil enzyme activity and microbial population. Soil Sci. Plant Nutr. 53. 132–140. DEÁK T., 1998. Élesztőgombák a természetben és az iparban. Mezőgazdasági Szaktudás Kiadó. Budapest. DOMSCH, K. H., GAMES, W. & TRAUTE-HEIDI, A., 1980. Compendium of Soil Fungi. Academic Press. London–San Francisco.


339

EC, 1999. Council directive 1999/31/EC of 26 April 1999 on the landfill of waste. Official J. European Community L. 182/1. 16/7/1999. ELEIWA, M. E. et al., 1996. Influence of two sewage sludge sources on plant growth and nutrient uptake. Pakist. J. Sci. Indust. Res. 39. 34–37. FERNANDES, S. A. P., BETTIOL, W. & CERRI, C. C., 2005. Effect of sewage sludge on microbial biomass, basal respiration, metabolic quotient and soil enzymatic activity. Appl. Soil Ecol. 30. 65–77. GARCÍA, C., HERNANDDEZ, M. T. & COSTA, F., 1997. Potential use of dehydrogenase as an index of microbial activity in degraded soils. Commun. Soil Sci. Plant Anal. 28. 123–134. GOLDSTEIN, A. H., 1986. Bacterial solubilization of mineral phosphates: historical perspective and future prospects. Am. J. Altern. Agric. 1. 51–57. HENDRICKS, C. W., DOYLE, J. D. & HUGLEY, B., 1995. A new solid medium for enumerating cellulose-utilizing bacteria in soil. Appl. Environ. Microbiol. 61. 2016–2019. HOLT, G. S. et al., 1994. Aerobic chemolithotrophic bacteria and associated organisms. In: Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology. 9th ed. (Eds.: MURRAY, R. G. E. et al.) 427–455. Williams & Wilkins. Baltimore, USA. JONES, D. L. & HINSINGER, P., 2008. The rhizosphere: complex by design. Plant and Soil. 312. 1–6. KATAI J., 1999. Talajmikrobiológiai jellemzők változása trágyázási tartamkísérletben. Agrokémia és Talajtan. 48. 348–360. LLOYD-JONES, G., LAURIE, A. D. & TIZZARD, A. C., 2005. Quantification of Pseudomonas population in New Zealand soils by fluorogenic PCR assay and culturing techniques. J. Microbiol. Meth. 60. 217–224. MASCIANDARO, G., CECCANTI, B. & GARACÍA, C., 1994. Anaerobic digestion of straw and piggery wastewater. II. Optimalization of the process. Agrochimica. 38. 195– 203. NANNIPIERI, P. et al., 1980. Extraction of phosphatase, urease, protease, organic carbon and nitrogen from soil. Soil Sci. Soc. Am. J. 44. 1011–1016. NAUTIYAL, C. S. & DION, P., 1990. Characterization of opine-utilizing microflora associated with samples of soil and plants. Appl. Environ. Microbiol. 6. 2576– 2579. PALÁGYI A. et al., 2008. Szennyvíziszappal kezelt Medicago sativa L. növekedésének és rizoszféra tulajdonságainak monitorozása modellkísérletben. Agrokémia és Talajtan. 57. 113–132. PEREZ DE MORA, A. et al., 2006. Microbial community structure and function in a soil contaminated by heavy metals: effects of plant growth and different amendments. Soil Biol. Biochem. 38. 327–341. POWLSON, D. S., 1994. The soil microbial biomass: before, beyond and back. In: Beyond the Biomass – Compositional and Functional Analysis of Soil Microbial Communities (Eds.: RITZ, K., DIGNTON, J. & GILLER, K. E.). 3–20, Wiley. Chichester. SASTRE, I., VICENTE, M. A. & LOBO, M. C., 1996. Influence of the application of sewage sludges on soil microbial activity. Bioresource Technol. 57. 19–23.

340

BAYOUMI et al.

SCHNÜRER, J. & ROSSWALL, T., 1982. Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total microbial activity in soil and litter. Appl. Environ. Microbial. 43. 1256– 1261. SEAKER, E. M. & SOPPER, W. E., 1988. Municipal sludge for minespoil reclamation. I. Effects on microbial populations and activity. J. Environ. Qual. 17. 591–597. SIEGENTHALER, U., 1977. Eine einfache und rasche Methode zur Bestimmung der alpha-Glucosidase (Saccharase) im Homig, Mitt. Gebiete Lebensm. Hyg. 68. 251– 258. SZEGI J., 1979. Talajmikrobiológiai vizsgálati módszerek. Mezőgazd. Kiadó. Budapest. TABATABAI, M. A. & BREMNER, J. M., 1969. Use of p-nitrophenyl phosphate for assay of soil phosphatase activity. Soil Biol. Biochem. 1. 301–307. TABATABAI, M. A. & BREMNER, J. M., 1970. Factors affecting soil aryl-sulphate activity. Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 34. 427–429. VINCENT, J. M., 1981. The Prokaryotes. In: A Handbook on Habitats, Isolation and Identification of Bacteria (Eds.: SYARS, M. P. et al.) 818–841. Springer Verlag. Berlin. WARDLE, D. A. & PARKINSON, D., 1991. Analysis of co-occurrence in a fungal community. Mycol. Res. 95. 504–507. ZELLES, L. et al., 1991. Microbial activity measured in soils stored under different temperatures and humidity conditions. Soil Biol. Biochem. 191. 955–962. Érkezett: 2009. szeptember 2.


341

Effect of sewage sludge on soil properties, the growth of Lycopersicon esculentum L. and the properties of the rhizosphere in a model experiment 1,2

H. E. A. F. BAYOUMI HAMUDA, 2E. OROSZ, 2M. HORVÁTH, 2A. PALÁGYI, 1 B. SZEDERNÉ BARANYI, 1I. PATKÓ and 2M. KECSKÉS 1

Budapest Tech, Environmental Protection Engineering Institute, Budapest Postgraduate School for Environmental Sciences, Szent István University, Gödöllő (Hungary)

2

Summary If soils are to be successfully treated with sewage sludge it is necessary to study the biological properties of the soil, which are closely correlated with soil quality. In general the biocomponents of the soil respond more rapidly to changes in soil conditions than the physical and chemical properties, so the microbe populations in the soil and the level of enzyme activity can be used as bio-indicators of soil fertility. In the present experiment a comparison was made of the physical, chemical and biological properties of three types of soil: meadow chernozem, “kovárvány” brown forest soil and brown forest soil with clay illuviation, treated with sewage sludge from Nyíregyháza and Hódmezővásárhely at soil:sludge ratios of 100:0, 20:80, 40:60, 60:40 and 0:100%, and the fertility of treated and untreated (control) soils was compared by growing tomato plants for 63 days. The results indicated that sewage sludge treatment increased the pH(KCl) value, organic matter content, CO2 production (respiration) and moisture retention time of the soil. In all cases, the yields obtained on treated soils surpassed those recorded on control soils. The highest yield (1.5–2 times) was found for “kovárvány” brown forest soil treated with 60% sewage sludge from Nyíregyháza. A significant increase was also noted for the number of heterotrophic bacteria, aerobic heterotrophic spore-forming, cellulose-decomposing and phosphate-solubilising microorganisms, Bacillus, fluorescent Pseudomonas, Actinomycetes, Hyphomycetes and yeasts in the treated soils. As a consequence, there was a rise in the FDA, dehydrogenase, catalase, urease, protease, phosphatase, β-glucosidase, invertase and aryl sulphatase activity. The activity of these enzymes exhibited a linearly increasing correlation with the organic matter of the soil, thanks to the sewage sludge added to the soils. The proportion of Gram-negative and Gram-positive bacteria on meadow chernozem, “kovárvány” brown forest soil and brown forest soil with clay illuviation treated with sludge from Hódmezővásárhely and Nyíregyháza amounted to 1.924, 2.155, 1.825, 2.953, 2.745 and 3.032, respectively. The highest microbe population density was found for meadow chernozem treated with Nyíregyháza sewage sludge and for “kovárvány” brown forest soil treated with Hódmezővásárhely sludge. The most frequent bacterium isolates in the rhizosphere of tomato belonged to the following genera: Acinetobacter, Alcaligenes, Azotobacter, Bacillus, Burkholderia, Cellulomonas, Chromobacterium, Enterobacter, Escherichia, Flavobacterium, Microbacterium, Micrococcus, Pseudomonas, Proteus, Stenotrophomonas, Streptomyces, Streptococcus and Serratia. The fungus strains isolated in the model experiment belonged to the genera: Alternaria, Aspergillus, Cladosporium, Fusarium, Geotrichum, Mucor, Penicillium,

342

BAYOUMI et al.

Rhizopus and Trichoderma. In addition many strains were detected from the Saccharomyces genus, but these were only isolated from soils treated with sewage sludge from Nyíregyháza. In summary, the treatment of soils with sewage sludge stimulates plant growth, improves the physical, biochemical and microbial properties of the rhizosphere, helps to preserve the soil moisture content, and raises the soil pH, which is also beneficial for plant growth. Table 1. Chemical properties of the soils and sewage sludges used in the experiment. (1) Parameters. a) Dry matter content; b) Organic matter; c) Humus content; d) Total N. (2) Soil samples. (3) Sewage sludges. Note: KBET: “Kovarvany” brown forest soil (Nyíregyháza); RCST: meadow chernozem soil (Szeged); AMBET: brown forest soil with clay illuviation (Gödöllő), NySzv: sewage sludge from Nyíregyháza, HSzv: from Hódmezővásárhely. Table 2. Changes in soil pH(KCl) values after sludge treatment and in the moisture content after incubation at 28°C for 48 h (initial moisture content: 60%). (1) Sludge. (2) Soil type. (3) Sewage sludge rate, %. (4) LSD5%. (5) Mean. A. Changes in soil pH(KCl) values. B. Changes in soil moisture content. Note: For sludge and soil sample codes, see Table 1. Values designated with an asterisk were significantly different from the control (0% sewage sludge content) at the P < 0.05 level. Table 3. Relative dry matter content (%) of tomato plants grown on soil treated with sludge. (1)–(5) and Note: see Table 2. Table 4. Effect of sludge treatment (%) on soil respiration (CO2 emission, expressed as mg C·100 g-1 soil). (1)–(5) and Note: see Table 2. Table 5. Relative activity of FDA [g dry soil·100 cm-3 Na phosphate (60 mM) buffer, pH 7.6] in soils treated with sludge. (1)–(5) and Note: see Table 2. Table 6. Changes in enzyme activities in the rhizosphere of tomato plants after treatment with sludge (%). (1) Soil enzymes. a) Dehydrogenase; b) Catalase; c) Urease; d) Protease; e) Phosphatase; f) β-glucosidase; g) Invertase; h) Aryl sulphatase. (2)–(5) and Note: see Table 2. A. Sewage sludge from Hódmezővásárhely B. Meadow chernozem soil. C. “Kovárvány” brown forest soil. D. Brown forest soil with clay illuviation. E. Sewage sludge from Nyíregyháza. Table 7. Density of microbial populations in the tomato plant rhizosphere after treatment with sewage sludge (%). (1) Microbial group. a) Aerobic bacteria; b) Aerobic spore-forming bacteria; c) Actinomycetes; d) Hyphomycetes; e) Yeasts; f) Cellulosedecomposers; g) Phosphate-solubilisers. (2)–(5), A–E: see Table 6. Table 8. Composition of the rhizobacterium population in the tomato plant rhizosphere after 63 days of growth in a greenhouse. (1) Composition of the rhizobacterium population. a) Gram-negative; b) Rod-shaped; c) Fluorescent Pseudomonas; d) Non-fluorescent Pseudomonas; e) Gram-positive; f) Aerobic spore-forming bacteria; g) Gram-negative/gram-positive ratio. (2) Proportion (%). Note: See Table 2.

Szennyvíziszap hatása egyes talajsajátságokra, a Lycopersicon esculentum L. növekedésére és rizoszféra tulajdonságaira modellkísérletben

Recommend Documents