SOP PEMERIKSAAN MALARIA 1. Pemeriksaan darah malaria dengan mikroskopis a.
Pengambilan darah kapiler 1) Alat dan bahan 2) Kapas alkohol 70% 3) Objek glass 4) Box Slide 5) Pensil (untuk memberikan label pada slide) 6) Lanset steril untuk mengambil darah kapiler
b. Penyiapan kaca sediaan 1) Kaca sediaan harus bersih, tidak berdebu, tidak berlemak, tidak mengandung alkohol, jernih tidak kusam, ketebalan 1,1-1,3 mm. 2) Kaca sediaan yang baru, dapat dicuci dengan sabun cair. 3) Dikeringkan dan diberi label. c.
2.
Pengambilan dan pembuatan sediaan darah kapiler 1) Tulis : nomor subjek, inisial nama, tanggal dan hari kunjungan pada slide 2) Pegang jari manis tangan kiri pasien, bersihkan ujung jari tersebut dengan kapas alkohol, gosok sampai bersih dan keringkan dengan kapas kering. 3) Dengan menggunakan lanset, tusuk ujung jari dibagian pinggir (kulit lebih tipis) dengan cepat. 4) Bersihkan tetes darah pertama dengan kapas kering. 5) Ambil slide yang sudah diberi label dan teteskan darah sebanyak 3 tetes untuk sediaan darah tebal (<6µl) dan 1 tetes kecil untuk sediaan darah tipis (<2µl). 6) Gunakan slide bersih sebagai pendorong untuk membuat hapusan darah tipis dan untuk mengaduk 3 tetes darah tebal. 7) Letakkan slide diatas permukaan yang rata dan kering. Biarkan darah kering diudara (untuk mempercepat boleh digunakan kipas angin, tidak dengan api atau dijemur dibawah sinar matahari). Lindungi slide yang sudah kering dari lalat dan debu. Pewarnaan slide untuk mikroskopis malaria a.
Alat dan bahan 1) Rak pewarnaan 2) Pipet 3) Giemsa stock 4) Metanol absolut 5) Air mineral pH 7,2
b.
Langkah-langkah fiksasi dan pewarnaan. 1) Pastikan sediaan telah kering dengan sempurna. 2) Sediaan darah tipis harus difiksasi dengan methanol absolut terlebih dahulu sebelum diwarnai. Posisi slide agak miring saat meneteskan methanol atau slide dicelupkan dalam methanol sebentar saja (1-2 detik) dengan posisi darah tipis
3) 4) 5) 6) 7) 8)
dibawah, karena methanol tidak boleh mengenai darah tebal (mengganggu dehemoglobinisasi sediaan darah tebal) Biarkan darah tipis kering dari methanol ±1 menit. Siapkan cairan Giemsa yang telah dibuat dengan pengenceran 3%. Letakkan slide di rak pewarnaan dan teteskan cairan Giemsa menggunakan pipet sampai seluruh sediaan darah tergenangi cat. Didiamkan selama 45-60 menit. Bilas perlahan dan hati-hati dengan air bersih. Biarkan slide menggering dengan posisi berdiri.
c. Pembuatan campuran untuk pembuatan giemsa Pengenceran yang digunakan yaitu 3% yaitu 0,3 ml stock giemsa tambahkan dengan 9,7 ml aquadest, dan dapat digunakan selama 1 jam. d. Pembacaan slide malaria 1) Alat dan bahan a) Mikroskop dengan pembesaran objektif 100x dan lensa okuler 10x b) Minyak imersi c) Alat hitung parasit d) Tissue 2) Pembacaan sediaan darah a) Darah tebal untuk menghitung parasit minimal per 200 lekosit, bila ditemukan parasit kurang dari 10 darah dalam 200 lekosit maka dihitung per 500 leukosit. b) Darah tipis untuk konfirmasi diagnosa spesies atau untuk mendapat gambaran mengenai morfologi parasit. Darah tipis juga digunakan untuk menghitung parasit minimal dalam 100 eritrosit. c) Parasit seksual / gametosit dihitung dalam 2000 leukosit. d) Selesai membaca slide diletakkan terbalik pada tissue, agar minyak imersi terserap tissue. Slide dapat disimpan pada box slide.
3.
Cara perhitungan: Jumlah parasit x 5000 (leukosit) = 200 leukosit
parasit/µl darah
Jumlah parasit x 5000 (leukosit)= 500 Leukosit
parasit/ul darah
Jumlah gametosit x 5000 (leukosit) = 2000 leukosit
parasit/µl darah
Jika menghitung dari hapusan darah tipis: Jumlah parasit x 4,5 juta(eritrosit) = 1000 erytrosit
parasit/µl darah
Catatan : 1. Parasit dihitung per 500 leukosit, jika dalam 200 leukosit ditemukan kurang dari 10 parasit. 2. Parasit dihitung pada hapusan darah tipis minimal 1000 erytrosit, jika pada hapusan darah tebal dalam 200 leukosit ditemukan ≥500 parasit 3. Catat jumlah parasit seksual (gametosit) minimal per 2.000 leukosit.
SOP PEMERIKSAAN TINJA UNTUK PROTOZOA USUS DAN KECACINGAN 1. Cara Makroskopis : a. Kuantitas (jumlah) tinja b. Kualitas tinja, meliputi : warna, konsistensi , bau, bentuk, ada/tidaknya darah atau lendir 2. Cara Mikroskopis a. Cara Langsung ➢ Teknik pemeriksaan dengan larutan garam fisiologis Bahan dan alat yang digunakan : - larutan garam fisiologis - pipet untuk mengambil larutan garam fisiologis - gelas benda yang bersih dan kering - lidi atau tusuk gigi yang bersih - kertas pengisap. Cara kerja : - Dengan pipet diambil satu tetes larutan garam fisiologis, ditaruh diatas gelas benda yang bersih dan kering. - Dengan lidi atau tusuk gigi diambil sedikit tinja kira-kira 1-2 mg (sebesar kacang hijau), dan dihancurkan sampai merata dalam tetesan garam fisiologis tadi. Bagian-bagian yang kasar dibuang. Sesudah dipakai lidi dibuang ke dalam larutan desinfektan (awahama). - Ambil gelas penutup, letakkan diatasnya sedemikian rupa sehingga cairan merata dibawah gelas penutup dan tidak terjadi gelembung-gelembung udara, dan sediaan ini harus cukup tipis (kertas koran yang diletakkan dibawahnya cukup jelas terbaca). - Diperiksa dibawah mikroskop dengan perbesaran kecil (10 X) dahulu, bila sudah ditemukan baru dengan perbesaran kuat (40X – 100X). - Pemeriksaan ini diulangi sedikit-dikitnya 3 kali (3 sediaan). ➢ Teknik pemeriksaan dengan larutan eosin Bahan dan alat yang diperlukan : - larutan Eosin 2% - kertas pengisap - pipet untuk mengambil larutan tersebut - gelas benda - gelas penutup - lidi atau tusuk gigi
Cara kerja : - Dengan pipet diambil dan diteteskan satu tetes larutan Eosin di atas gelas benda yang bersih dan kering. - Ambil sedikit tinja dengan lidi yang sudah disediakan, dicampur rata dengan tetesan larutan Eosin tadi, dan benda-benda yang kasar dibuang. - Ambil gelas penutup dan diletakkan diatasnya dengan hati-hati sehingga cairan merata dibawah gelas penutup dan tidak terjadi gelembung udara. Jika preparat ini cukup tipis/cukup baik maka sediaan ini akan berwarna merah jambu muda. Jika warnanya merah tua atau jingga, itu berarti sediaan tersebut tebal. - Diperiksa dibawah mikroskop dengan perbesaran kecil (10 X) dahulu, bila sudah ditemukan baru dengan perbesaran kuat (40X – 100X). - Pemeriksaan ini diulangi sedikitnya 3 kali (3 sediaan). ➢ Teknik pemeriksaan dengan larutan Iodium (Lugol) R/ Larutan Lugol 5% : Iodium ……………………….. 5 gr. Kalium Iodida ………………… 10 gr. Akuadestilata ………………… 100 ml. Cara pembuatan sediaan sama dengan teknik pemeriksaan larutan Eosin, hanya tak perlu tipis-tipis.
b. Cara Pemeriksaan Tidak Langsung (Cara Konsentrasi) ➢ Cara Konsentrasi Pengapungan Zink Sulfat menurut Faust et al. (1938) Bahan dan alat yang digunakan : - Larutan ZnSO4 33% dengan B.J. 1,18 yang didapat dengan cara mencampur : 331 gr ZnSO4 & 1 liter Akuadestilata - Larutan Jodium - Sebatang lidi atau tusuk gigi - Sebuah tabung yang cukup atau gelas sedimentasi besar untuk mengaduk tinja - Alat pemusing (sentriifuge) dengan tabungnya - Corong - Saringan dengan kain kasa basah Cara kerja : - Diambil sedikit tinja (sebesar kacang tanah, el gram) ditambah 10 bagian air leideng, dibuat suspensi. - Suspensi tersebut disaring dengan kain kasa basah dan ditampung ke dalam tabung pemusing, kira-kira sebanyak 10 ml. - Bahan ini dipusingkan selama 45-60 detik dengan kecepatan 2300 rpm. Setelah itu cairan supernatan dibuang. - Ulangi langkah kerja ke-3 (2-3 kali) sampai cairan supernatan jernih.
- Pada langkah kerja ke-4 yang terakhir, diatas endapan ditambahkan larutan ZnSO4 (B.J. 1,18) dan diaduk dengan lidi sampai rata. Sebelum dipusingkan ditambah lagi larutan ZnSO4 (B.J. 1,18) sampai 3 cm di bawah mulut tabung. - Dipusingkan 45-60 detik, kemudian tabung pemusing diletakkan di rak dengan sikap tegak, didiamkan selama 2 menit. - Dengan ose atau pipet diambil bahan dari permukaannya dan di-buat sediaan dengan ditambah 1 tetes larutan Lugol pada gelas benda yang bersih dan kering. Ditutup dengan gelas penutup. - Diperiksa di bawah mikroskop. Modifikasi Cara Faust Cara ini lebih efisien, yaitu : Setelah diputar dalam waktu 45-60 detik (langkah kerja ke-6), kemudian tabung pemusing diletakkan di rak dan ditambah larutan ZnSO4 (B.J. 1,18) sampai tepat pada permukaan tabung pemusing tersebut, jangan sampai ada yang tumpah. Dengan hati-hati diletakkan gelas penutup untuk menutup mulut tabung pemusing hingga seluruh permukaan cairan bersinggungan dengan gelas penutup. Diamkan selama 2 menit. Dengan hati-hati gelas penutup diangkat, diletakkan pada gelas benda yang sebelumnya sudah diberi 1 tetes larutan Lugol. ➢ Cara Pemeriksaan Konsentrasi Menurut Ritchie (1984) - Buat suspensi dari 1 gr tinja (sebesar kacang tanah) dengan 10 ml larutan garam fisiologis. - Suspensi tersebut disaring dengan kain kasa basah rangkap dua, ditampung dalam tabung pemusing. - Diputar dengan kecepatan 2300 rpm selama 45-60 detik. Setelah itu cairan supernatan dibuang. - Langkah ke-3 diulangi sampai cairan diatas endapan jernih. - Pada langkah ke-4 yang terakhir, diatas endapan ditambahkan 10 ml larutan formalin 7,5%. Setelah itu diaduk dengan lidi dan didiamkan selama 5-10 menit. - Ditambah 3 ml ether, digojog-gojog dengan keras selama kurang lebih 1 menit. - Kemudian diputar dengan kecepatan 2300 rpm selama 2 menit. Cairan supernatan dibuang. - Endapan diambil sedikit dengan lidi, untuk dibuat sediaan dengan ditambah 1 tetes larutan Lugol 2%. - Diperiksa di bawah mikroskop. ➢ Cara Pengapungan dengan Larutan NaCl jenuh (Willys Mallory Brine Floatation Method). Cara ini dapat digunakan untuk semua jenis telur cacing, kecuali yang mempunyai operkulum dan telur Schistosoma.
Alat dan Bahan : - Lidi - Gelas beaker 30 ml - Tabung reaksi - Gelas benda - Gelas penutup - Larutan NaCl jenuh Cara Kerja: - Ambil tinja dengan lidi kira-kira 2-5 gram, lalu masukkan dalam gelas beaker. - Larutkan tinja tersebut dengan larutan NaCl jenuh sedikit demi sedikit sampai homogen. Kemudian tuang larutan tersebut ke dalam tabung reaksi yang sudah disiapkan di rak, sampai tinggi cairan memenuhi permukaan tabung. - Letakkan gelas penutup di atas permukaan cairan (gelas penutup menempel di atas permukaan, jaga jangan sampai cairan tumpah). - Diamkan selama 30-45 menit. - Gelas penutup diambil dengan pinset, kemudian diletakkan di atas gelas benda sedemikian rupa sehingga tidak terdapat gelembung udara. - Periksa dengan mikroskop pada perbesaran lemah 10x. ➢ Cara Pemeriksaan Kualitatif (Cara Kato) Digunakan untuk mengetahui intensitas infeksi Nematoda Usus. Alat dan bahan : - Gelas benda - Selotip dipotong ukuran 7x2,5 cm - Kawat kasa dipotong ukuran 3x3 cm - Karton tebal yang diberi lubang dengan volume tertentu sehingga tinja yang dicetak dapat diketahui beratnya (misal ±30mg) - Lidi dan kertas minyak - Larutan Malachite green, yang terdiri dari : 100 ml gliserin + 100 ml aquades + 1 ml Malachite green 3% Cara kerja : - Sebelum digunakan selotip direndam terlebih dahulu dalam larutan Malachite green minimal dalam waktu 24 jam. - Letakkan tinja sebanyak ±5 gram diatas kertas minyak, kemudian kawat kasa diletakkan diatas tinja tersebut lalu ditekan, sehingga tinja akan tersaring melalui kawat kasa tersebut. - Diatas gelas benda letakkan karton berlubang, lalu tinja yang telah disaring dicetak sebesar lubang karton. - Berat tinja yang tercetak dapat diketahui, lalu ditutup dengan potongan pita selopan. Sediaan diletakkan dan diratakan dengan gelas benda yang lain. - Sediaan dibiarkan dalam temperatur kamar selama minimal 30 menit supaya menjadi transparan. - Diperiksa dibawah mikroskop seluruh permukaan pita selopan dengan perbesaran lemah. Jumlah telur cacing yang ditemukan dapat dihitung. Perhitungan jumlah telur untuk tiaptiap spesies cacing usus dilakukan secara terpisah.
Cara menghitung telur cacing usus : Bila ditemukan jumlah telur pada sediaan Kato adalah N dari tinja seberat 30 mg, maka jumlah telur per gram tinja adalah : (1000/30) x N ➢ Cara Membuat Kultur Harada Mori (Untuk identifikasi spesies cacing kait dari bentuk larva yang menetas dalam biakan) Alat dan Bahan : - Kertas saring ukuran 3x15 cm - Lidi - Kantong plastik es mambo (5 x 20 cm) - Rak dan klip kertas - Aquades Cara Kerja : - Kantong plastik diisi dengan aquades ±5 ml. - Ambil tinja dengan menggunakan lidi dan dioleskan di atas kertas saring sehingga mengisi sepertiga bagian tengah kertas saring. - Masukkan kertas yang sudah diolesi tinja ke dalam kantong plastik es mambo sampai ujung kertas saring menyentuh aquades tapi jangan sampai mengenai tinja. Ujung kantong plastik dilipat dan direkatkan dengan staples. - Gantung kantong plastik di rak dan diamkan dalam temperatur kamar selama 5 – 7 hari. - Beri label nama pasien, jenis kelamin, umur dan alamat, tanggal pembuatan biakan. - Setelah 5 – 7 hari kultur diperiksa ada tidaknya larva cacing dengan cara berikut: • Ujung kertas digunting, sehinggan aquades yang telah mengandung larva dapat dikeluarkan dan ditampung dalam tabung sentrifuge. • Panaskan sebentar tabung sentrifuge di atas lampu spritus, agar larva mati namun tidak rusak. Kemudian tabung di sentrifuge dengan kecepatan 2500 – 3000 rpm selama 1 menit. Cairan supernatan dibuang sehingga tinggal endapannya dalam aquadest ± 1 ml. • Ambil sedimen dengan menggunakan pipet, letakkan diatas gelas benda dan ditutup dengan gelas penutup, periksa dengan mikroskop perbesaran lemah, dan identifikasi larva yang ditemukan. ➢ Metode Anal Swabbings Digunakan untuk menemukan telur cacing kremi (Enterobius vermicularis). Cara kerja : - Buat potongan pita selopan (selotip) dengan ukuran 7,5 – 10 x 2 cm. - Ambil sebuah spatula/batang es krim dan gelas benda, letakkan selotip arah memanjang dengan bagian rekat di luar, pada salah satu ujung spatula dipegang dengan jari telunjuk dan ibu jari di bawah gelas benda. - Lalu usapkan bagian rekat selotip pada satu sisi dan kemudian pada sisi yang lain dari regio perianal. - Lepaskan pita rekat dari spatula dan letakkan selotip diatas gelas benda dengan posisi bagian rekat arah ke bawah, periksa dibawah mikroskop.
SOP PEMERIKSAAN FILARIASIS A. Cara Langsung Darah diambil dari ujung jari (finger prick). 1. Sediaan Darah Segar (cara kualitatif) Alat dan bahan: - Lancet - Object glass - Cover glass - Mikroskop - Kapas dan Alkohol 70% Cara Kerja: Letakkan 1 tetes darah pada object glass, lalu ditutup dengan cover glass. Periksa di bawah mikroskop dengan perbesaran lemah (10x). Apabila SD positif maka akan terlihat mikrofilaria bergerak-gerak aktif dalam tetesan darah tersebut. 2. Sediaan darah tebal / dengan pengecatan (cara kuantitatif) Alat dan bahan : - Kapas dan alkohol 70% - Mikropipet (kapiler) - Object glass - Staining jar - Cat Giemsa - Buffer pH 7,2 - Metanol Cara Kerja : Darah yang keluar dari jari diukur dengan mikropipet sebanyak 60 µl, lalu dibuat SD tebal berbentuk oval pada object glass. Biarkan sampai kering lalu lakukan pengecatan Giemsa. Cara Pengecatan : ➢ Cara baku : - SD yang sudah kering (minimal pengeringan 3 jam) disusun dalam gelas pengecatan (staining jar). - Campurkan cat Giemsa 1 – 2 ml dengan 100 ml Buffer-fosfat pH 7,2, masukkan dalam gelas pengecatan sampai SD tercelup seluruhnya. Diamkan selama 1 jam. - Dicuci dengan air mengalir sampai bersih, dikeringkan dan diperiksa di bawah mikroskop.
➢ Cara cepat : - SD tebal dikeringkan minimal dalam waktu 30 menit atau sampai 1 malam. - Dehemoglobinasi dengan air ledeng selama 2 menit lalu dikeringkan. - Sediaan ditetesi dengan metanol untuk fiksasi, selama 15 menit. - Lalu digenangi dengan cat Giemsa (1 bagian Giemsa + 9 bagian aquades) selama 10 menit. - Dicuci dengan air mengalir sampai bersih, dikeringkan dan diperiksa di bawah mikroskop. B. Cara Konsentrasi Alat dan bahan : - Vacutainer + heparin - Disposible syringe 10 ml - Tabung holder dengan membran nukleopor - Object glass - Mkroskop - Larutan garam fisiologis - Metanol - Aquades - Cat Giemsa Cara Kerja : - Ambil darah vena sebanyak 1 ml, lalu tampung dalam vacutainer yang telah diberi heparin. - Darah diambil dari vacutainer dengan menggunakan disposible syringe 10ml, lalu diencerkan dengan 9ml larutan garam fisiologis. - Semprotkan darah perlahan-lahan melalui melalui membran nukleofor yang telah dilekatkan pada tabung holder. (Ukuran membran nukelofor : lubang 5 mikron,ɸ 25 mm). - Ulangi langkah tersebut dengan larutan garam fisiologis, semprotkan perlahan-lahan. - Semprotkan udara 5 – 10 ml perlahan-lahan melalui membran. - Lepaskan holder dengan hati-hati, ambil membran nukleofor dan letakkan diatas object glass, biarkan sampai kering. - Membran difiksasi dengan metanol selama 30 detik, lalu dicuci dengan cara mencelupkannya ke dalam aquades. - Lakukan pengecatan dengan Giemsa yang telah diencerkan (Giemsa standard). - Periksa dibawah mikroskop.
SOP PEMERIKSAAN SCABIESIS Diagnosis pasti skabies ditegakkan dengan ditemukannya tungau melalui pemeriksaan mikroskop, yang dapat dilakukan dengan beberapa cara antara lain: 1. Kerokan kulit; ini dicapai dengan menempatkan setetes minyak mineral di atas liang dan kemudian menggoreskan longitudinal menggunakan skapel no 15. Kerokan diletakkan pada kaca objek, diberi kaca penutup, dan dengan mikroskop pembesaran 20X atau 100X dapat dilihat tungau, telur atau skibala. 2. Pengambil tungau dengan jarum; jarum dimasukan ke dalam bagian yang gelap dan digerakan tangensial. Tungau akan memegang ujung jarum dan dapat diangkat keluar. 3. Dengan cara menyikat dengan sikat dan ditampung diatas selembar kertas putih dan dilihat dengan kaca pembesar. 4. Epidermal shave biopsi; menemukan terowongan atau papul yang dicurigai diantara ibu jari dan jari telenjuk, dengan hati-hati diiris puncak lesi dengan skapel no 15 yang dilakukan sejajar dengan kulit. Biopsi dilakukan sangat superfisial sehingga tidak terjadi pendarahan dan tidak perlu anastesi spesimen diletakan pada gelas objek lalu ditetesi minyak mineral dan diperiksa dengan mikroskop. 5. Kuretasi terowongan (kuret dermal); yaitu kuretasi superfisial mengikuti sumbu panjang terowongan atau puncak papul kemudian kerokan diperiksa dengan mikroskop, setelah diletakkan di gelas objek dan ditetesi minyak mineral. 6. Tes tinta Burrow; papul skabies dilapisi dengan tinta pena, kemudian segera dihapus dengan alkohol, maka jejak terowongan akan terlihat sebagai garis karakteristik, berbelok-belok, karena tinta yang masuk. Tes ini dapat dilakukan pada anak-anak dan pasien non-koperatif. 7. Tetrasiklin topikal; larutan tetrasiklin dioleskan pada terowongan yang dicurigai dan dikeringkan selama 5 menit. Setelah itu hapus larutan tersebut dengan isoproplalkohol. Tetrasiklin akan berpenetrasi ke dalam melalui kerusakan stratum korneum dan terowongan akan tampak pada penyinaran lampu Wood, sebagai garis linear berwarna kuning kehijauan sehingga tungau dapat ditemukan. 8. Apusan kulit; kulit dibersihkan dengan eter, kemudian diletakan selotip pada lesi dan diangkat dengan gerakan cepat. Selotip kemudian diletakkan diatas gelas obyek (enam buah dari lesi yang sama pada satu gelas obyek) dan diperiksa dengan mikroskop.
SOP PEMERIKSAAN TRIKOMONIASIS
Pembuatan sediaan Alat (forcep, rak pewarna, rak pengering) Reagen (lar carbol gentian violet, lugol/iodin, larutan carbol fuchsin) Cara : > Pasca pengolesan di objek glas biarkan di udara beberapa saaat mongering, fiksasi dengan melakukan diatas nyala api lampu spiritus > Tuangi larutan carbol gentian violet selama 2-3 menit > Cuci dengan air kran atau air mengalir > Tuangi dengan alcohol 95% selama 20-30 detik cuci kembali > Tuangi carbol fuchsin selama 1-2 menit kembali > Keringkan
