DOKTORI (Ph.D.) ÉRTEKEZÉS VARGA ILDIKÓ PANNON EGYETEM GEORGIKON KAR

DOKTORI (Ph.D.) ÉRTEKEZÉS

VARGA ILDIKÓ

PANNON EGYETEM GEORGIKON KAR

KESZTHELY 2013

PANNON EGYETEM GEORGIKON KAR NÖVÉNYTERMESZTÉSI ÉS KERTÉSZETI TUDOMÁNYOK DOKTORI ISKOLA

Iskolavezető: DR. KOCSIS LÁSZLÓ, D.SC. egyetemi tanár

Témavezető: DR. TALLER JÁNOS, PH.D. tudományos főmunkatárs

A FEHÉR FAGYÖNGY (VISCUM ALBUM) MAGYARORSZÁGI ELTERJEDÉSE ÉS EGYIK KÓROKOZÓJA, A PHAEOBOTRYOSPHAERIA VISCI TULAJDONSÁGAINAK FELTÁRÁSA A BIOLÓGIAI VÉDEKEZÉS SZEMPONTJÁBÓL

DOKTORI (PH.D.) ÉRTEKEZÉS

VARGA ILDIKÓ Okleveles növényorvos (M.Sc.)

KESZTHELY 2013 2

A fehér fagyöngy (Viscum album) magyarországi elterjedése és egyik kórokozója, a Phaeobotryosphaeria visci tulajdonságainak feltárása a biológiai védekezés szempontjából Értekezés doktori (Ph.D.) fokozat elnyerése érdekében Írta: VARGA ILDIKÓ Készült: PANNON EGYETEM NÖVÉNYTERMESZTÉSI ÉS KERTÉSZETI TUDOMÁNYOK DOKTORI ISKOLA Témavezető: Dr. Taller János Elfogadásra javaslom (igen / nem) ………………………. Dr. Taller János A jelölt a doktori szigorlaton ........%-ot ért el. Az értekezést bírálóként elfogadásra javaslom: Bíráló neve: …............................................. igen /nem ………………………. (aláírás) Bíráló neve: ….............................................. igen /nem ………………………. (aláírás) A jelölt az értekezés nyilvános vitáján …..........%-ot ért el.

Keszthely,

…………………………. a Bíráló Bizottság elnöke

A doktori (PhD) oklevél minősítése…................................. ………………………… Az EDHT elnöke 3

TARTALOMJEGYZÉK

1. KIVONATOK ...................................................................................................... 7 1.1 Magyar nyelvű kivonat................................................................................................. 7 1.2 Abstract ......................................................................................................................... 9 1.3 Auszug .......................................................................................................................... 11

2. BEVEZETÉS.................................................................................................... 13 3. IRODALMI ÁTTEKINTÉS ................................................................................ 14 3.1 A fehér fagyöngy ......................................................................................................... 14 3.1.1 Taxonómia ...................................................................................................... 14 3.1.2 Morfológia ...................................................................................................... 15 3.1.3 Fenológia ........................................................................................................ 19 3.1.4 Életciklus ........................................................................................................ 20 3.1.5 Gazdanövénykör ............................................................................................. 21 3.1.6 Elterjedési terület ............................................................................................ 22 3.2 A fehér fagyöngy, mint erdészeti károsító ................................................................ 24 3.2.1 A fehér fagyöngy gazdanövényekre gyakorolt hatásai................................... 24 3.2.2 A fehér fagyöngy szerepe az erdészeti leromlási spirálban ............................ 24 3.3 A fehér fagyöngy életközössége ................................................................................. 25 3.3.1 A fehér fagyöngyhöz kötődő ízeltlábúak ....................................................... 25 3.3.2 Mikroszkopikus gombák és baktériumok ....................................................... 29 3.3.2.1 Phaeobotryosphaeria visci ...................................................................... 31 3.4 A fehér fagyöngy elleni védekezés lehetőségei .......................................................... 36 3.4.1 Mechanikai védekezés .................................................................................... 36 3.4.2 A herbicides védekezés lehetőségei ............................................................... 36 3.4.3 A biológiai védekezés lehetőségei .................................................................. 37 3.4.3.1 A mikoherbicid fejlesztés ........................................................................ 37

4. CÉLKITŰZÉSEK ............................................................................................. 41

4

5. ANYAG ÉS MÓDSZER ..................................................................................... 42 5.1 A fehér fagyöngy hazai előfordulásának vizsgálata ................................................ 42 5.1.1 Irodalmi adatok feldolgozása.......................................................................... 42 5.1.2 Országos fagyöngy felvételezés ..................................................................... 42 5.1.3 Elterjedési térkép megrajzolása ...................................................................... 43 5.2 A Phaeobotryosphaeria visci vizsgálatai .................................................................... 45 5.2.1 Országos mintavételezés................................................................................. 45 5.2.1.1 Monospórás tenyészetek .......................................................................... 46 5.2.2 Molekuláris genetikai vizsgálatok .................................................................. 46 5.2.3 Mikológiai vizsgálatok ................................................................................... 48 5.2.3.1 Antibiotikum érzékenységi vizsgálatok .................................................. 48 5.2.3.2 Növekedés szilárd és folyékony táptalajokon ......................................... 48 5.2.3.3 A sporuláció vizsgálata............................................................................ 50 5.2.3.4 Mesterséges fertőzés és fertőzési küszöbérték vizsgálatok ..................... 52 5.2.3.5 Herbicid érzékenységi vizsgálatok .......................................................... 54 5.2.3.6 A mikológiai vizsgálatok statisztikai értékelése...................................... 55

6. EREDMÉNYEK ÉS KÖVETKEZTETÉSEK ........................................................ 57 6.1 A fehér fagyöngy előfordulása Magyarországon ..................................................... 57 6.1.1 A fehér fagyöngy 1920-as évekbeli elterjedésének rekonstrukciója .............. 57 6.1.2 A fehér fagyöngy hazai előfordulása az 1990-es évektől napjainkig ............. 60 6.1.3 A fehér fagyöngy előfordulási gyakorisága napjainkban ............................... 63 6.1.4 A fehér fagyöngy gazdanövényei Magyarországon ....................................... 68 6.1.5 A fehér fagyöngy elterjedését befolyásoló tényezők ...................................... 73 6.2 A Phaeobotryosphaeria visci vizsgálatai .................................................................... 76 6.2.1 A Ph. visci hazai elterjedése és a monospórás tenyészetek ............................ 76 6.2.2 Molekuláris genetikai vizsgálatok .................................................................. 80 6.2.3 A Ph. visci antibiotikum érzékenysége .......................................................... 83 6.2.4 Ph. visci növekedése szilárd és folyékony tápközegeken............................... 88 6.2.4.1 Szilárd táptalajok ..................................................................................... 88 6.2.4.2 Folyadék táptalajok ................................................................................. 93 6.2.5 Sporulációs vizsgálatok .................................................................................. 98 6.2.6 Mesterséges fertőzés és a fertőzési küszöbérték vizsgálatai ........................ 106 6.2.7 A glifozát és 2,4-D hatása a Phaeobotrioshaeria visci növekedésére .......... 113 5

7. JÖVŐBENI PERSPEKTÍVÁK .......................................................................... 116 7.1 A Ph. visci, mint lehetséges mikoherbicid: a további kutatások iránya .............. 116 7.2 Az ízeltlábú fajok lehetséges szerepe a biológiai védekezésben ............................ 117 7.3 A fehér fagyöngy elleni herbicides védekezés lehetőségei ..................................... 120 7.4 A kombinált védekezés lehetőségei .......................................................................... 122

8. ÖSSZEFOGLALÁS ......................................................................................... 123 9. TÉZISPONTOK ............................................................................................. 125 10. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS ............................................................................ 129 11. IRODALOMJEGYZÉK ................................................................................... 131 12. MELLÉKLETEK ........................................................................................... 145 12.1 A dolgozatban szereplő növények tudományos nevei .......................................... 145 12.2 A fehér fagyöngy előfordulása Magyarországon 1990-től 2011-ig .................... 146 12.3 A leggyakoribb 18 gazdafaj megoszlása a hazai nagytájakon a fehér fagyönggyel fertőzött és nem fertőzött területek arányában ................ 147 12.4 A Ph. visci rDNS-ITS szekvenciáinak összerendezése ......................................... 148 12.5 A mikológiai vizsgálatok eredményei .................................................................... 154

13. PUBLIKÁCIÓS JEGYZÉK .............................................................................. 162

Fagyöngyöt gyűjtő druida pap a 6. század körül (Grose 1773). 6

1. KIVONATOK 1.1

Magyar nyelvű kivonat A fehér fagyöngy (Viscum album) magyarországi elterjedése

és egyik kórokozója, a Phaeobotryosphaeria visci tulajdonságainak feltárása a biológiai védekezés szempontjából

A fehér fagyöngy (Viscum album) egy örökzöld, évelő, epifita, félparazita növény, mely hausztóriumai segítségével gazdanövényeitől vizet és ásványi anyagokat szív el. Fellépése az erdőgazdaságokban számottevő károkat okoz, hiszen a faanyag minősége romlik, a biomassza produktum csökken, valamint tömeges megtelepedése a fertőzött egyedek korai pusztulását okozza. A hemiparazita elleni védekezés annak egyre növekvő károsítása ellenére sem megoldott, leggyakrabban a bokrok mechanikai eltávolítását alkalmazzák. A fehér fagyöngy hazai térhódítása is igen jelentős, bár a növény pontos elterjedéséről átfogó vizsgálat az utóbbi években nem született. Hazánkban a fehér fagyönggyel fertőzött területek nagysága az utóbbi 90 évben több mint háromszorosára nőtt, mára az ország területének közel 1/3-a fertőzött. Tömegesen fordul elő a Felső-Tisza-vidékén, továbbá a Bakony, Zalai-dombság, a Belső-Somogy és az Őrség területein. Fertőzésével leggyakrabban nyár (Populus), alma (vad fajok és régi tájfajták), juhar (Acer), hárs (Tilia), akác (Robinia pseudoacacia), fűz (Salix) és nyír (Betula) fajokon találkoztunk. A fehér fagyöngy elleni eredményes biológiai védekezésre a Phaeobotryosphaeria visci gombafaj tűnik leginkább alkalmasnak. A kórokozó laboratóriumi körülmények között jól tenyészthető, melyre leginkább burgonyadextróz és zabkivonat agar alkalmas. A Ph. visci szilárd táptalajon való növekedését jelentősen gátolta a rifampicin, míg a kanamicin és ampicillin akár kombinációban is szabadon használható. Folyadék táptalajon rázatás mellett nem, csak konstans kultúrában tenyészthető a már említett táptalajokon. Bár a kórokozó megvilágítás nélkül fejlődő izolátumai nem sporulálnak, azonban a folyamatos fehér fénnyel történő megvilágítás jelentősen emelte a képződött spóraszámot zabkivonat, burgonya-dextróz és V8-zöldséglé agarokon. 7

A kórokozó legintenzívebb sporulációját szintén zabkivonat agaron 12h fehér fény, 12h közeli-UV alternáló megvilágítás mellett figyeltük meg. A Ph. visci sporulációjának fokozására sem a 12 h fehér/12 h megvilágítás nélküli alternációja, sem a folyamatos közeliUV nem volt alkalmas, továbbá a sporuláció nem zajlott le S és SN agarokon sem. A Ph. visci spóraszuszszpenziója már az általunk vizsgált legalacsonyabb (6,5 × 103 db/ml) koncentráció esetén is sikeresen fertőzte az egészséges fagyöngy leveleket 20°C-on 70 RH% légnedvesség mellett. A törzsek virulenciájában statisztikailag igazolható különbséget nem találtunk. A klasszikus mikológiai vizsgálatainkat a kórokozó ITS-régióinak molekuláris genetikai vizsgálatával egészítettük ki az izolátumok genetikai diverzitásának megállapítása céljából. Eredményeink alapján a korábbi szakirodalmi adatokhoz képest a Ph. visci jóval nagyobb variabilitást mutatott, hiszen annak három haplotípusát különítettük el.

8

1.2

Abstract

The distribution of European mistletoe (Viscum album) in Hungary and investigation of the biological control potential of one of its pathogen, Phaeobotryosphaeria visci

European Mistletoe (Viscum album) is an evergreen, epiphytic, perennial hemiparasitic plant, which uptakes water and nutrients with haustoria from its hosts. European mistletoe adversely affects the quality and quantity of the wood, and lowers the vigor of the host, inducing premature mortality. Several means of controlling mistletoes have been tested so far but direct methods, such as pruning of infected branches, or removing infected trees, are still the only effective methods. The Hungarian distribution area rose significantly, but no study has reviewed this topic in the last years. The distribution of European mistletoe has grown almost three times larger in the past 90 years. The mass occurrence was noticed in the mezoregions of Upper Hungarian Tisza region, Bakony, Zala Hills, Inner-Somogy and Őrség. Where the most common infected species are poplar (Populus), apple (wild species and landraces), maple (Acer), lime (Tilia), Black Locust (Robinia pseudoacacia), willow (Salix) and birch (Betula). Phaeobotryosphaeria visci seems to be the most suitable agent for effective biological control of European mistletoe. The pathogen can be easily cultured under laboratory conditions on potato-dextrose and oatmeal agar. Mycelial growth on solid media was significantly inhibited by rifampicin, while kanamycin and ampicillin can be used freely or even in combination. Phaeobotryosphaeria visci can be grown in liquid culture without shacking on media mentioned above. No sporulation was observed in case of isolates, which were kept in dark thermostat, while constant white light induced sporulation on potato-dextrose, oatmeal and V8 vegetable juice media. The spore production significantly increased in case of the combination of oatmeal agar and photoperiod of 12h white light: 12h near-UV. There was no sporulation on S media and SNA media, while constant near-UV and 12 h white light: 12 h dark photoperios also not redounded sporulation.

9

We noticed successful infection of the pathogen even in case of the lowest investigated concentration of the spore suspension (6.5 × 103 spore/ml) under 20°C and 70 RH% conditions. There was no difference in the virulence of the Ph. visci isolates. Our classical mycological study was complemented with molecular genetic analysis of some Ph. visci isolates ITS regions. Based on our results the pathogen is more variable compared to previous literature data, because we have identified three haplotypes of Ph. visci.

10

1.3 Auszug Die Verbreitung der weißbeerigen Mistel (Viscum album) in Ungarn und Untersuchung ihres eineren Erreger, Phaeobotryosphaeria visci mit Focus an deren mögliche Anwendung in biologische Kontrolle

Die weißbeerige Mistel (Viscum album) ist ein immergrüner, mehrjähriger, epiphytischer Halbschmarotzer, die mithilfe ihrer Haustorien Wasser und Mineralien ihren Wirtspflanzen entzieht. Ihre Erscheinung in Forstwirtschaften verursacht erhebliche Schäden, weil die Qualität des Holzmaterials beeinträchtigt, das Biomassenprodukt gesenkt und die Lebensdauer der infizierten Bäume verkürzt wird. Die Bekämpfung dieses Hemiparasiten ist trotz seiner wachsenden schädlichen Wirkung nicht gelöst – in den meisten Fällen wird die mechanische Entfernung benutzt. Die Raumeroberung der weißbeerigen Mistel ist auch in Ungarn bedeutend, obwohl es im letzten Jahren keine umfassende Studie über die genaue Verbreitung der Pflanze gegeben hat. Die Größe der mit weißbeeriger Mistel infizierten Gebiete in Ungarn hat sich in den letzten 90 Jahren auf das Dreifache vergrößert. Sie kommt im Gebiet der oberen Theiß, des Bakony-Gebirges, des Zalaer Hügellandes, der Inneren Somogy und des Őrség massenhaft vor. Ihre Kolonisierung können wir am meisten an Spezies von Pappeln (Populus), Äpfeln (wilde und alte Landschaftssorten), Ahornen (Acer), Linden (Tilia), Robinien (Robinia pseudoacacia), Weiden (Salix) und Birken (Betula) auffinden. Zur effektiven biologischen Bekämpfung der weißbeerigen Mistel halten wir die Pilzart Phaeobotryosphaeria visci für am meisten geeignet. Dieser Krankheitserreger ist unter Laborverhältnissen gut zu kultivieren, wofür am besten der Kartoffel-Dextrose-Agar und der Haferextrakt-Agar geeignet sind. Der Wuchs des Erregers wird auf festem Nährboden durch Rifampicin deutlich gehemmt, Kanamycin und Ampicillin sind aber sogar in Kombination frei benutzbar. In flüssigen Nährmedien kann er bei Schütteln nicht, nur in konstanten Kulturen mithilfe der schon erwähnten Nährmedien kultiviert werden. Obwohl die sich ohne Beleuchtung entwickelnden Isolate des Erregers nicht sporuliert sind, konstantes, weißes Licht erhöht die Zahl der gebildeten Sporen deutlich auf Haferextrakt, Kartoffel-Dextrose und V8 Gemüsesaft Agar. 11

Die intensivste Sporulation haben wir bei der 12-stündigen nahes-UV Alteration der 12stündigen Beleuchtung mit weißem Licht auf Haferextrakt-Agar beobachtet. Die Sporensuspension des Erregers hat die gesunden Mistelblätter schon bei einer Konzentration von 6,5 × 103 Stück/ml bei 20°C und 70 RH% Luftfeuchtigkeit erfolgreich infiziert. In der Pathogenität der Stämme zeigten sich keine statistisch nachweisbaren Unterschiede. Wir haben die klassischen mykologischen. Untersuchungen mit der molekularbiologischen Analyse der ITS-Regionen ergänzt, um die genetische Diversität der Isolate zu bestimmen. Der Erreger zeigte in unseren Untersuchungen im Vergleich zu den früheren Ergebnissen in der Literatur eine deutlich höhere Variabilität, da wir vier Haplotypen unterscheiden konnten.

12

2. BEVEZETÉS A történelmi idők kezdete óta a fehér fagyöngyöt mítikus gyógy- és varázsnövényként tisztelték, valamint vallási szimbólumként tartották számon. A télen is zöldellő növénynek kiemelt szerepe volt a téli napforduló ünnepén, később a kereszténységhez és karácsony ünnepköréhez társították (Kanner 1939, Paine és Harrison 1992). Mára a növény szerepe és megítélése jelentősen átalakult, hiszen a 20. század kezdete óta főként mint erdészeti károsító, illetve mint parazita növény ismert. A félélősködő faj károsítása több szempontból is jelentős. Erdészeti kultúrákban való fellépésekor a faanyag minősége romlik, ipari célokra felhasználhatatlanná válik. Tömeges megtelepedése esetén a gazdanövény életképessége csökken, majd kiszárad. Az utóbbi évek intenzív terjedése során a fagyöngy parkjainkban és sorfáinkon is megjelent, ezzel rontva azok esztétikai és díszítő értékét. A globális felmelegedés nyomán a fehér fagyöngy elterjedési területe Európában tovább bővült, károsítása pedig jelentősen fokozódott (Noetzli és mtsai 2003, Idžojtić és mtsai 2008, Rigling és mtsai 2010). A fehér fagyöngy hazai elterjedéséről mindössze egyetlen átfogó tanulmány született a múlt század elején (Roth 1926), azóta a növény elterjedésének részletesebb hazai vizsgálatára nem került sor. Jelenleg a fehér fagyöngy elleni egyetlen eredményes védekezés a bokrok mechanikai eltávolítása, a módszer azonban igen nagy stresszt okoz a gazdanövényeknek és csak igen korlátozottan alkalmazható (Hawksworth 1983). A növény elleni peszticides kezelés hatékonyságát számos alkalommal vizsgálták, azonban az egyes gazdanövények érzékenysége és a kijuttatás korlátozottsága miatt ez a védekezési mód sem nyújtott teljeskörű megoldást a problémára (Delabraze és Lanier 1972, Frochot és mtsai 1983, Brun és mtsai 2001). A biológiai védekezés gondolata már az 1970-es években felmerült, amikor először figyeltek fel a fehér fagyöngy hiperparazita kórokozójára, a Phaeobotryosphaeria visci gombafajra. Az évek során az ismert fagyöngyparazita mikroszkopikus gombák száma közel harmincra nőtt, a fent említett faj jelentősége azonban változatlanul megmaradt (Fischl 1978, Karadžić és Lazarev 2005). Bár a kórokozó kapcsán és annak biológiai védekezésben való alkalmazhatóságáról számos kisebb tanulmány született, azonban Ph. visci ma is igen kevéssé ismert fajnak számít.

13

3. IRODALMI ÁTTEKINTÉS 3.1 A fehér fagyöngy 3.1.1 Taxonómia A fehér fagyöngy (Viscum album L.) a fagyöngyfélék (Viscaceae [synonym: Santalaceae sensu lato]) családjába tartozó (Nickrent és mtsai 2010), hemiparazita (félélősködő) növény, amely mára egész Európában elterjedt és jelentősen elszaporodott. Korábban e növényt a Viscaceae családon kívül (Barlow és Martin 1984, Borhidi 1998) a Loranthaceae (Calder 1983), később pedig a Santalaceae családba is besorolták (Der és Nickrent 2008). A klasszikus értelemben vett Santalaceae sensu stricto csoportba közel 40 genus és 550 faj tartozik. Korábbi filogenetikai kutatások megállapították, hogy a Santalaceae sensu stricto csoport parafiletikus eredetű (Der és Nickrent 2008). A monofília fenntartása érdekében a zárvatermő növények filogenetikai rendszerében (Angiosperm Phylogeny Group = APG) létrehozták a Santalaceae sensu lato csoportot, amely magába olvasztja a korábbi Viscaceae család közel 540 faját (APG II 2003), ezzel létrehozva a Santalales renden belül fajszám tekintetében a legnagyobb családot. Ezt az APG III (2009) változatlanul hagyta, a rendszerhez legutóbb megjelent monográfia tartalmazza az egyes családok szinonimáit (Reveal és Chase 2011). A parafília feloldása érdekében Nickrent és mtsai (2010) a Santalaceae sensu lato csoportot 6 monofiletikus egységre osztották, majd ismét leválasztották a Viscaceae családot és annak 7 nemzetségét (Arceuthobium, Dendrophthora, Ginalloa, Korthalsella, Notothixos, Phoradendron, és Viscum). A Phoradendron nemzetség után, melybe ma közel 250 fajt sorolnak, a Viscum nemzetség a második legnépesebb a fagyöngyfélék családjában, hiszen közel 150 növényfajt sorolnak ide. A fajok főként a trópusi és mérsékelt égövben fordulnak elő, hiszen Afrikában a nemzetség közel 2/3-a él (Kirkup és mtsai 2000), addig a többi fajjal Eurázsiában és Ausztráliában, valamint Madagaszkár, Dél-Ázsia és Malajzia területén találkozhatunk (Zuber 2004, Nickrent és mtsai 2010). Európában csak két Viscum faj él, a fehér fagyöngy és a vörösbogyójú fagyöngy (Viscum cruciatum Sieber ex Bois.) (Becker 2000). A fehér fagyöngynek négy alfaját különböztetjük meg aszerint, hogy milyen gazdafajokon fordul elő (Stopp 1961, Ball 1993, Böhling és mtsai 2002):

14

(1) V. album subsp. album, amely általánosan elterjedt a kétszikű fafajokon, leggyakrabban az Acer, Tilia, Robinia, Salix és Populus nemzetség fajain telepszik meg (syn: V. album L. var. platyspermum Keller, V. album L. var. mali Tubeuf). (2) V. album subsp. abietis (Wiesb.) Abromeit, mely az Abies fajokon él (syn: V. laxum var. abietis (Wiesb.) Hayek; V. austriacum Wiesb. var. abietis Wiesb.; V. abietis (Wiesb.) Fritsch). (3) V. album subsp. austriacum (Wiesb.) Vollmann, amely Pinus, Picea, ritkán Larix fajokon fordul elő (syn: V. austriacum Wiesb.; V. laxum Boiss. & Reut.; V. laxum Boiss. & Reut. var. pini (Wiesb.) Hayek; V. album L. var. laxum (B. & R.) Fiek). (4) V. album subsp. creticum Böhling, Greuter, Raus, Snogerup, Snogerup & Zuber, mely *

Pinus brutia fajon kizárólag Kréta szigetén él (Zuber 2004). Hazánkban leggyakrabban a lombos fafajokon előforduló V. album subsp. album-mal találkozhatunk, míg a nyitvatermő fafajokon előforduló alfajok fellépése és kártétele jóval kevésbé jelentős.

3.1.2

Morfológia A fehér fagyöngy (1. ábra) egy majdnem szabályos gömb alakú, évelő, örökzöld,

félparazita növény (Vancsura 1997, Zuber 2004, Grundmann és mtsai 2012), melynek szívógyökerei mélyen a fatestbe hatolnak. A növény kizárólag fás szárú fajokon jelenik meg, ahol 60–150 cm átmérőjű, gömb alakú telepeket hoz létre (Wangerin 1937, Zuber 2004), bár kutatásaink során megfigyeltünk egy közel 170 cm átmérőjű fagyöngybokrot is Sárospatakon, 2010-ben. A bokrok gömb alakja úgy alakul ki, hogy a szár villás elágazásai először legyezőt, majd az évek múltán lassan gömböt formálnak (Böhling és mtsai 2002). A fehér fagyöngy viszonylag rövid életű (15–30 év) és lassan növő növényfaj (Bartha 2012), mely kedvező körülmények esetén akár 70 évig is élhet (Schmidt és Hecker 2009, Grundmann és mtsai 2012). Hajtásai kezdetben monopodiálisak, az álvillás elágazás csak a harmadik évtől jelenik meg. A kifejlett egyedek esetén minden évben egy álvillás elágazás jelenik meg, mely egy rövidebb és hosszabb internódiumból, valamint egy pár pikkely- és egy pár lomblevélből áll (Troll 1937).

*

A dolgozatban szereplő, a fehér fagyöngyhöz köthető fafajok jelenleg hivatalosan elfogadott (International Code of Nomenlature for Algae, Fungi and Plants 2012) tudományos neveit abc-sorrendben a Melléklet c. fejezet tartalmazza.

15

1. ábra: Illusztráció a 19. századból: Viscum album (Köhler 1887). A lomblevelek sárgászöldek, a hajtások csúcsán átellenesen állnak, gyakran ívelten előreirányulóak (Vancsura 1997), kissé bőrszerűek, hosszúkás tojásdadok, a levélalap fele elkeskenyednek (Ball 1993). A levelek akár 3(–4) évig is élhetnek, méretük 2–8 cm között változhat (Wangerin 1937, Grundmann és mtsai 2012), melyeken 3–5 szabad szemmel is jól kivehető, párhuzamos lefutású levélér látható. A virágos növényekkel ellentétben a fehér fagyöngy leveleinek epidermisz sejtjei tartalmaznak klorofillt, valamint maga az epidermisz jelentősen meg is vastagszik, hiszen a kutikula akár 9 µm is lehet (Luther és Becker 1986). A lomblevelek és a szár hossza a csírázás utáni első öt évben folyamatosan nő, ezután azonban a növény egyre kisebb leveleket és rövidebb internódiumokat képez (Montfort és Müller 1951, Langbehn és Weber 1995). Mindez azt jelenti, hogy a levél mérete inkább függ a növény korától, mintsem a tápanyag ellátottságtól, vagy más abiotikus faktortól (Montfort és Müller 1951). Jelentős eltérés lehet továbbá a levelek alakja és mérete között is, ami nem csupán különböző gazdanövények esetén, hanem ugyanazon gazdanövény két egyede között is megfigyelhető (Griff 1998, Pásztor 2009). Virágai aprók, alig észrevehetőek, sárgászöldek, kétlakiak, többnyire hármasával képződnek az apró fellevelek hónaljában. A termős és porzós virágzatok egyaránt termelnek nektárt, bár a termős virágok jóval többet (Walldén 1961, Luther és Becker 1986). 16

A ragacsos termést gyakran álbogyónak is hívják, mivel a termőn kívül szár eredetű szövetet is tartalmaz. Az álbogyók, melyek a hajtás villás elágazásai közt ülnek (Wangerin 1937), borsó nagyságúak, rendszerint egy–négy tojásdad magot tartalmaznak (Vancsura 1997). Ha az összes mag optimális körülmények közé kerül és csírázni kezd, akkor a különböző fagyöngyegyedek akár egymást is parazitálhatják (Tubeuf 1923). A mag epicarpiuma kezdetben zöld, majd fehér színű (Ball 1993). A vastag mezocarpium viscint és egy nyálkás anyagot is tartalmaz (Kuijt 1969, Sallé 1983), ami a gazdanövényen váló megtapadást segíti elő (Vancsura 1997). A magok (2. ábra) terjesztésében számos madárfaj szerepet játszik, melynek jelentőségét már közel 100 évvel ezelőtt is felismerték (Tubeuf 1923). A bogyók leggyakoribb terjesztői a rigók (Turdus viscivorus Linnaeus, 1758; Turdus pilaris Linnaeus, 1758; Turdus iliacus Linnaeus, 1766), de kiemelt szerepe van a barátposzátának (Sylvia atricapilla Linnaeus, 1758) és a csonttollúnak (Bombycilla garrulus Linnaeus, 1758) is (Tubeuf 1923, Frochot és Sallé 1980). Míg a rigók az egész bogyót lenyelik, addig a barátposzáta csak a bogyók húsát csipegeti le, azonban a magok már ebben az esetben is kicsíráznak, vagyis korábbi feltételezésekkel ellentétben a magoknak akkor is képesek kicsírázni, ha nem haladtak át a madarak béltraktusán (Zuber 2004, Grundmann és mtsai 2012).

2. ábra: Csírázó fagyöngy magok. (Fotó: Varga I.)

A fehér fagyöngy bogyóit fogyasztó madarak másik csoportja az, mely a bogyóhús elfogyasztása során olyan súlyosan megsérti a magokat, hogy azok elveszítik csírázási képességüket. A cinegefajok (pl. széncinege: Parus major Linnaeus, 1758) táplálkozása nyomán a magok mortalitása közel 100% (Grazi és Urech 1996, 2000, Grundmann és mtsai 2012). 17

Érdekesség továbbá az is, hogy a bogyókat számos egyéb faj is fogyasztja, pl. nyest, európai mókus és vörös róka, valamint a növényt egykor tehenek, szarvasok és őzek takarmányozására is használták (Roth 1926). A fehér fagyöngy endofita rendszere két részből áll (3. ábra). Az egyik a primer hausztórium, ami az első lomblevelek megjelenésével egyidejűleg kezd fejlődni. Az elsődleges szívógyökér a peridermát és háncsrészt áttörve nagyon hamar eléri a gazdanövény kambiumát, ahol jelentős hipertrófiát indukál, így a gazdanövény ága a fagyöngybokrok eredési pontjánál az évek múlásával akár 5–8 cm átmérőt is elérhet (Tubeuf 1923, Hartmann 1994, Nierhaus-Wunderwald és Lawrenz 1997, Grundmann és mtsai 2012). Az endofita rendszer másik része a kéreggyökér, amely keresztülfut a parenchimatikus szövetekben és a kéreg alatt oldal irányba növekszik (Troll 1941, Sallé 1983). A kéreggyökér klorofillal is rendelkezik, mely évente akár 0,75 cm-t is képes nőni, átlagos hossza 4–6 cm (Wangerin 1937, Thoday 1951). Az ilyen élősködőt gyakran chloroparazitának is nevezik (Haracsi 1969). A kéreggyökér semmilyen kapcsolatban nem áll a gazdanövény parenchimatikus sejtjei közt található szállítónyalábokkal (Luther és Becker 1986), bár maga a kéreggyökér is rendelkezik farésszel és háncsrésszel is (Grundmann és mtsai 2012). Ebből a szervből számos másodlagos szívógyökér ered a fatest felé, ami szintén eléri a gazdanövény kambiumát. A kéreggyökér adventív hajtások képzésére is képes, ily módon a fagyöngy vegetatívan szaporodik, bár mindez igen lassan játszódik le (Nierhaus–Wunderwald és Lawrenz 1997, Gaubmann és mtsai 2012).

3. ábra: Viscum album L. a gazdanövény hajtásán (Nierhaus-Wunderwald és Lawrenz 1997). 18

3.1.3

Fenológia

A Viscum album a csírázást követő 4–5 évben csak a vegetatív szerveit fejleszti, vagyis minden évben egy monopodiális szárrészt, illetve ezeken egy pár levelet képez. Az ötödik év után a növény már csak álvillás elágazásokat képez, valamint minden évben egyszer virágzik, majd álbogyókat érlel (Weber 1993b). A virágzás márciustól áprilisig tart, de meleg tavasz esetén akár már februárban megindulhat (Tubeuf 1923, Stopp 1961). Megfelelő körülmények esetén a nővirágok hamarabb nyílnak a hímvirágoknál (Tubeuf 1923). A növény virágzása mindig ugyanabban az időszakban következik be, függetlenül attól, hogy a gazdanövény korábban (pl. Corylus spp.), vagy később (pl. Tilia spp.) virágzik (Walldén 1961). A hím- és nővirágú egyedeket nem lehet morfológiai bélyegek alapján elkülöníteni, mindez csak akkor lehetséges, ha a növény éppen virágzik, vagy termést érlel. A nemek aránya a kétlaki fagyöngy esetében szinte soha nem egyezik meg, általában nőivarú többlet figyelhető meg (Aparicio és mtsai 1995, Wiens és mtsai 1996), de beszámoltak ennek az ellenkezőjéről is (Dawson és mtsai 1990). Bár a termős virágok több nektárt termelnek, mint a porzós virágok, ezek azonban mégis erősebb illatot árasztanak. A méhek (Apis mellifera Linnaeus, 1758) és poszméhek (Bombus terrestris Linnaeus, 1758) csupán a hím virágokat látogatják (Walldén 1961), így a valódi megporzást a legyek végzik (Hatton 1965). A megporzás történhet szél segítségével is, ennek azonban lényegesen kisebb a jelentősége (Kuijt 1969). A bogyók érése november–december tájékán következik be (Nierhaus-Wunderwald és Lawrenz 1997), terjesztése pedig február környékén kezdődik és márciusig tart, de az északi régiókban májusig is elhúzódhat (Wangerin 1937). A magok fő terjesztői a madarak, akik téli kényszertáplálékként elfogyasztják a bogyókat. A magnyugalom általában öt hónapig tart, ami Európában a téli időszakra esik (Wangerin 1937). A csírázása március és április között zajlik, ami akár májusig is kitolódhat. A folyamat teljesen független a rügyező gazdanövénytől, mindehhez azonban megfelelő megvilágítás szükséges (Tubeuf 1923). A levelek a következő év kora tavaszán jelennek meg, de a valódi lomblevelek kifejlődése három évvel később következik csak be (Frochot és Sallé 1980, Weber 1993b). A mag csak az el nem parásodott hajtásokba képes hausztóriumot fejleszteni, így a magoncok általában a hajtások utolsó harmadában helyezkednek el. 19

Hartmann (1990) vizsgálatai szerint az ágak felső részén 34%, az oldalán 57%, az alsó részén pedig 9% valószínűséggel találunk magoncot. Bár a törzs fertőzése is elképzelhető, azonban a fagyöngyök általában a gazdanövény koronájában helyezkednek el, a viszonylag fiatal, vékony kérgű ágakon (Showler 1974).

3.1.4

Életciklus

A Viscum album subsp. abietis életciklusát a 4. ábra tekinti át.

4. ábra: A Viscum album subsp. abietis életciklusa (Nierhaus-Wunderwald és Lawrenz 1997, Zuber 2004).

20

Első év: A csírázást követően a magból kibúvó hipokotil egy tapadókorong szerű képletet fejleszt, az epikotil pedig a mag maradványain marad. A rögzítő képlet kifejlődésével véget is ér a fagyöngy rövid nem-parazita életmódja. A parazita fázis a komplex hausztórium, vagy endofita rendszer kifejlődésével kezdődik (Weber 1993a). Ebben az évben még nem jelennek meg levelek, és a hausztórium is csak a téli időszak kezdetéig nő (Zuber 2004). Második év: A hipokotil felemelkedik, a sziklevelek elhalnak, majd megjelenik az első levélpár. A primer hausztórium eléri a gazdanövény kambiumát, illetve a szállítónyalábokat (Sallé 1983). Harmadik év: Megjelenik a második levélpár. Kialakul a kéreggyökér, amiből a másodlagos szívógyökerek is kifejlődnek. A szívógyökerek nagyon hamar a fatest mélyére hatolnak, ekkorra a xilémből már erőteljes a víz és ásványi anyag felszívása (Sallé 1983), valamint a kéreggyökér oldal irányú terjedése intenzívvé válik (Hartig 1876). Negyedik év: Kifejlődik a harmadik levélpár (Zuber 2004). Ötödik év: Kialakul az első álvillás elágazás, melynek csúcsi részénél egy pár valódi lomblevél ül. Később a hajtáscsúcson apró pikkelylevelek jelennek meg, ettől fogva azonban sem a levelek, sem az internódiumok nem tudnak tovább nőni, így a szárrészek egyforma hosszúak, valamint az általuk bezárt szög is közel azonos lesz. Néhány évvel később a hajtásrendszer majdnem szabályos gömb alakot formál, ami az internódiumok csúcsán elhelyezkedő pikkelyleveleknek köszönhető (Luther és Becker 1986, Langbehn és Weber 1995). Az ötödik év leteltével a növény virágozni kezd, majd bogyót érlel (Walldén 1961).

3.1.5

Gazdanövénykör

Barney és mtsai (1998) összeállították az ismert gazdanövények listáját. Munkájában 452 fajt nevez meg 96 nemzetségből és 44 családból a Viscum album sensu lato lehetséges gazdanövényeiként. Míg a V. album subsp. abietis csak 20 fajon jelenhet meg, melyből 16 fenyő, a továbbiak pedig a Larix kaempferi, Salix caprea, Acer rubrum, A. saccharinum, addig a V. album subsp. austriacum 12 fenyő és 10 zárvatermő fajt parazitálhat. A V. album subsp. album európai gazdanövényeként 384 fajt jelöltek meg, melyből 190 idegen eredetű faj volt. A Rosaceae családból kerül ki a legtöbb parazitált növényfaj, számuk akár 130 is lehet. Leggyakrabban az Acer-, Crataegus-, Malus-, Salix-, Populus-, Prunus-, Sorbus- és Tilia-fajokon találkozhatunk a félparazitával. Európa egyik leggyakoribb 21

erdőalkotó faját, a bükköt (Fagus sylvatica) soha nem fertőzi meg a növény (Zuber 2004), míg más fajokon (pl. Quercus spp. és Ulmus spp.) is csak ritkán találkozhatunk vele (Becker 2000). Érdekesség, hogy mindössze egyetlen kétszikű növényfaj, a hamuszürke rekettye (Genista cinerea) ismert, melyen mindhárom alfaj természetes körülmények között együtt is megjelenhet (Grazi és Zemp 1986, Schaller és mtsai 1998, Grundmann és mtsai 2012).

Elterjedési terület

3.1.6

Bár a fehér fagyöngy igen nagy számban van jelen Európában, előfordulása mégis igen heterogén (5. ábra). A kontinensen sok helyütt tömegesen fordul elő mindhárom alfaj, máshol nagy területeken hiányzik, mint Bohémia nagy részéről Csehországban (Procházka 2004), vagy az Alföld központi régióiból Magyarországon (Roth 1926, Bartha és Mátyás 1995).

5. ábra: A fehér fagyöngy elterjedése Európában a szórványos svédországi és dániai előfordulás nélkül. (Tubeuf (1923), Roth (1926), Bartha és Mátyás (1995), Zuber (2004) és Briggs (2011) adatai alapján készítette Varga I.)

22

A fagyöngy elterjedésének déli és nyugati határa a Földközi-tenger és az Atlanti-óceán (Zuber 2004). Míg a növény az Ír-szigetről teljesen hiányzik, addig tömegesen fordul elő Nagy-Britannia déli részén, valamint néhány helyen Skóciában is megtalálható (Briggs 2011). A fagyöngy keleti elterjedése Ukrajnában a Kárpátokig húzódik, valamint szórványosan megfigyelhető a Krím-félszigeten és a Fekete-tenger keleti partján is (Tubeuf 1923, Fomin 1952, Kubát 1997). A növény északon az é.sz. 60°-ig fordul elő. Bár Hollandiában nem honos és Németország északnyugati területein is csak szórványosan találkozhatunk vele (Briggs 2011, FloraWeb 2013), addig megtalálható Dániában és Svédország déli területein is, ahol Mälaren környékén még elvétve előfordul (Tubeuf 1923, Zuber 2004). A fehér fagyöngy gazdanövényei által meghatározott potenciális elterjedési területe jóval nagyobb, mint az általa meghódított területek. Ennek az oka az, hogy a hemiparazita elterjedését a téli és nyári átlaghőmérséklet befolyásolja, vagyis nem fordul elő azokon a helyeken ahol a téli, vagy a nyári átlaghőmérséklet túl alacsony (Tubeuf 1923, Iversen 1944, Skre 1971, 1979). Magát a növényt szubmontán fajnak tartják, vagyis előfordulása a mérsékelt égöv hegyvidéki, hegylábi területeire jellemző, általában 1000 m-es magasságig (Zuber 2004, Dobbertin és mtsai 2005, Bartha 2012). A globális felmelegedés következtében a fehér fagyöngy elterjedési területei tovább bővültek, melyről Dobbertin és mtsai (2005) számoltak be, hiszen a növény elterjedési határa a svájci Alpokban az elmúlt évszázadban már 200 m-rel feljebb tolódott. Az 1900-as évek kezdetén a fagyöngyöt behurcolták Észak-Amerikába is, ahol Kaliforniában, Sanoma államban tűnt fel először, bár az ottani terjedést sikerült lokalizálni és csak 114 km2 nagyságú terület fertőzött (Hawksworth és Scharpf 1986, Hawksworth és mtsai 1991). További négy egyedről számoltak be Viktória városából, Kanadából, Brit Columbia tartományból, azonban a növény ottani terjedését is még időben megfékezték (Dorworth 1989). A fehér fagyöngy magyarországi előfordulásáról és a gazdanövényeiről már a 20. század elején több szerző is beszámolt (Anonymus 1910, Fritsch 1928). A korai kutatások közül Tubeuf (1923), Roth (1926) és Boros (1926) munkái kiemelkedőek, akik számos gazdafajt említenek a Magyar Királyság területén. Roth (1926) egy átfogó térképen mutatja be a fagyöngy elterjedését a leggyakoribb gazdanövényekkel a Horvát-Szlavónország nélküli történelmi Magyarországra vonatkoztatva a jelenlegi határral kirajzolva. Később Gencsi és Vancsura (1992), Bartha és Mátyás (1995) és Hirka (2011) tanulmányozta érintőlegesen a fagyöngy hazai elterjedését, valamint 1990-től az Erdészeti Tudományos Intézet gyűjti a hazai elterjedésre vonatkozó adatokat. 23

3.2 A fehér fagyöngy, mint erdészeti károsító 3.2.1

A fehér fagyöngy gazdanövényekre gyakorolt hatásai Bár a fehér fagyöngy „csak” vizet és ásványi anyagokat von el a gazdanövényétől,

ennek a tevékenységnek számos hatása van. A félélősködő faj megtelepedése nyomán (i) szignifikánsan csökken a gazdafajok magassága, törzsátmérője és a termés mennyisége, (ii) a fák életereje csökken, élettartama jelentősen megrövidül, (iii) a faanyag minősége jelentősen romlik, mennyisége csökken és ipari célokra felhasználhatatlanná válik, valamint (iv) egy olyan gyengültségi állapot jön létre, ami utat nyit különböző kártevők és másodlagos kórokozók megtelepedésének is. A gazdafajokon megjelenő tünetek igen eltérőek lehetnek, mindezek a különböző biotikus és abiotikus faktorok, a fagyöngybokrok mennyisége, a gazdafa kondíciója és kora függvényében változhatnak (Hawksworth 1983). Azokon az élőhelyeken, ahol a vízellátottság kedvezőbb, a fagyöngy kártétele mindig alacsonyabb (Hellmuth 1971, Tsopelas és mtsai 2004, Gathumbi és mtsai 2005, Yüksel és mtsai 2005, Dobbertin és Rigling 2006).

3.2.2

A fehér fagyöngy szerepe az erdészeti leromlási spirálban Az erdei károknak csak kisebb része következik be közvetlenül, egyetlen jól

meghatározható ok miatt. Az erdőben jelentkező elhalások, pusztulások túlnyomó többsége a leromlási spirál végső elemeként jelentkezik. Az elsődleges tényezők többnyire valamilyen abiotikus hatásra vezethetőek vissza (pl. aszály, globális felmelegedés, légszennyezés). Mindez nem okozna önmagában jelentősebb pusztulást, de felerősíthet olyan további folyamatokat, mint pl. kórokozók, kártevők megjelenése, valamint különböző parazita fajok – beleértve a fehér fagyöngyöt is – megtelepedését, amelyek révén az állományokban gyengültségi állapot alakul ki. Ez az állapot lehetőséget teremt a normál körülmények között lappangó stádiumban jelenlévő betegségek elhatalmasodására, valamint tovább gyengíti az állományok egészségi állapotát, így létrehozva az ún. „decline”, vagyis a leromlási spirált (Koltay 2005). Az erdők egészségi állapotának leromlása, valamint a fehér fagyöngy egyedszámának növekedése az utóbbi években még intenzívebbé vált. A félparazita fellépése nem csupán gazdasági károkat okoz, de több európai ősfenyvest is komolyan veszélyeztet. 24

A fagyönggyel fertőzött egyedeknél szignifikánsan magasabb a mortalitási ráta, mint a nem fertőzött egyedeknél. A fagyöngybokrok tömeges megjelenése bizonyítottan további számos negatív hatást gyakorol a gazdanövényekre, melyek jelentősen csökkentik azok élettartamát. A gazdafajok mortalitása egyértelműen a fagyöngy tömeges megjelenésére és hemiparazita tevékenységére vezethető vissza, mely az utóbbi 100 évben egyre fokozottabbá vált (Noetzli és mtsai 2003, Tsopelas és mtsai 2004, Dobbertin 2005, Dobbertin és Rigling 2006, Idžojtić és mtsai 2008, Kanat és mtsai 2009, Barbu 2010, Oliva és Colinas 2010, Rigling és mtsai 2010).

3.3 A fehér fagyöngy életközössége 3.3.1 A fehér fagyöngyhöz kötődő ízeltlábúak A fehér fagyöngyön előforduló ízeltlábú fajokat csupán néhány szerző vizsgálta Európában. A tanulmányok közül kiemelkedik Schumacher (1918) és Hellrigl (2006) munkája, illetve Nagy-Britanniában is megjelent néhány kisebb tanulmány, melyeket Briggs (2011) foglalt össze. Hazánkban a fehér fagyöngy ízeltlábú-katenáriumával foglalkozó átfogó tanulmány még nem született, bár egy rövid közleményben Horváth (1917) néhány szipókás rovarkártevőt már megemlít. Schumacher (1918) összesen 21 fajt írt le a növényről, melyből 6 kizárólagosan a fagyöngyön fordult elő (4 Hemiptera és 2 Coleoptera). Hellrigl (2006) vizsgálatai során szintén 21 fajt figyelt meg a növényen, melyből 8 volt fagyöngy-specialista (3 Hemiptera, 3 Coleoptera, 1 Lepidoptera, 1 Diptera), 13 faj pedig másodlagosan jelent meg a növényen. Mára összesen 37 fajt figyeltek meg a fehér fagyöngyön, ebből 12 specifikusan a fagyöngyhöz köthető (5 Hemiptera, 4 Coleoptera, 2 Lepidoptera, 1 Diptera), 25 faj pedig másodlagosan jelenik meg. A specifikusan fagyöngyhöz köthető fajok a következők: Hemiptera: (1)

Fagyöngy-levélbolha: Cacopsylla visci Curtis, 1835 (Psyllidae)

(2)

Fagyöngypajzstetű: Carulaspis visci Schrank, 1781 (Diaspididae)

(3)

Fagyöngy-virágpoloska: Anthocoris visci Douglas, 1889 (Anthocoridae)

(4)

Fagyögy-mezeipoloska: Pinalitus viscicola Puton, 1888 (Miridae)

(5)

Hypseloecus visci Puton, 1888 (Miridae) 25

Coleoptera: (6)

Fagyöngy-cickányormányos: Ixapion variegatum Wencker, 1864 (Apionidae)

(7)

Fagyöngyálszú: Gastrallus knizeki Zahradnik, 1996 (Anobiidae)

(8)

Fagyöngydíszbogár: Agrilus viscivorus Bilý, 1991 (Buprestidae)

(9)

Fagyöngyszú: Liparthrum bartschti Mühl, 1891 (Curculionidae)

Lepidoptera: (10) Fakínszitkár: Synanthedon loranthi Králíček, 1966 (Sesiidae) (11) Fagyöngytükrösmoly: Celypha woodiana Barrett, 1882 (Tortricidae) Diptera: (12) Asynapta viscicola Skuhravá, 2007 (Cecidomyiidae) Hazánkban a specifikusan fagyöngyhöz köthető fajok közül hét faj fordul elő (Cacopsylla visci, Hypseloecus visci, Pinalitus viscicola, Ixapion variegatum, Liparthrum bartschti, Synanthedon loranthi, Celypha woodiana). Leggyakrabban a fagyöngy-levélbolha, fagyöngy-cickányormányos, fakínszitkár, illetve a Hypseloecus visci fajokkal találkozhatunk (Horváth 1917, Fauna Europaea 2013).

Fagyöngy-levélbolha (Cacopsylla visci) A fagyöngy-levélbolha (6. ábra) imágói 3,8–4,1 mm nagyságúak, általában világoszöldek, de előfordulnak barnás színezetű egyedek is. E fajt először Angliából jelentették (Curtis 1835), mára szinte egész Európában ismert: Magyarország, Franciaország, Belgium, Olaszország, Németország, Svájc, Ausztria, Csehország, Szlovákia, Ukrajna, Moldova és Lengyelország területéről is közölték (Fauna Europaea 2013). Hazánkban először Simontornyán, sárga fagyöngyön figyelték meg (Horváth 1917). Évi két nemzedéke fejlődik, mind lomb-, mind tűlevelű gazdanövényeken előforduló fagyöngyökön nagy egyedszámban képes megjelenni, ahol a levelek szívogatásával és mézharmat termelésével okozhat károkat (Buhr 1965).

26

6. ábra: Cacopsylla visci imágói és kárképe fehér fagyöngyön. (Fotó: Varga I. és Keresztes B.)

Hypseloecus visci A fajt (7. ábra) Puton (1888) írta le Sthenarus visci néven Franciaországból, hazánkból Horváth (1917) jelentette. Európában továbbá Spanyolország, Ausztria, Svájc, Ukrajna, Németország, Belgium, Hollandia, Csehország, Szlovákia, Lengyelország, Szlovénia, Görögország, Moldova és Macedónia területéről is kimutatták (Fauna Europaea 2013).

7. ábra: Hypseloecus visci imágói és szívogatása. (Fotó: Keresztes B.) Az imágók 3–3,6 mm hosszúak, barnásfeketék, a nőstények rendszerint oválisak, míg a hímek hosszúkásak és kissé nagyobbak a nőstényeknél (Gibbs és Nau 2005). Tojás alakban telel, évi egy nemzedéke fejlődik, az imágók júliustól augusztusig repülnek (Wagner 1973).

27

Fagyöngy-cickányormányos (Ixapion variegatum) A fagyöngy-cickányormányos (8. ábra) a hemiparazita növény egyik legjellegzetesebb specialista kártevője. Az imágók 2,1–2,8 mm nagyságúak, szárnyfedőinek tövi egyharmada drapp színezetű, egyébként egyöntetűen sötétbarna (Green és Meiklejohn 2004). Az imágók nyár elején jelennek meg, majd rövid táplálkozás után helyezik el tojásaikat a növény friss hajtásaira, közvetlenül a csúcsi rügy tövébe. A lárvákat főleg júliusban, a bábokat augusztusban találhatjuk meg, ekkorra a hajtásvégek is elszáradnak (Briggs 2011). A faj egész Európában elterjedt: Anglia, Észtország, Spanyolország, Franciaország, Csehország, Németország, Lengyelország, Szlovákia, Olaszország, Svájc (Fauna Europaea 2013), valamint Magyarország területéről is jelentették (Györffy 1956, Podlussány 1996).

8. ábra: Ixapion variegatum imágója. (Fotó: Varga I.)

Fakínszitkár (Synanthedon loranthi) A fakínszitkár (9. ábra) szinte egész Európában elterjedt, mindössze Anglia, Ukrajna, Portugália és Skandinávia területéről nem jelentették (Fauna Europaea 2013). Hazánkban szinte mindenütt előforduló gyakori faj, tápnövénye a fehér fagyöngyön kívül a sárga fagyöngy.

28

9. ábra: Synanthedon loranthi imágója (saját kinevelés), bábinge és járatai. (Fotó: Varga I. és Keresztes B.)

3.3.2 Mikroszkopikus gombák és baktériumok A fehér fagyöngyön élősködő mikroszkopikus gombák nagy része szaprotróf életmódot folytat. A parazita gombák száma azért ilyen alacsony, mert a növény egy effektív védekező rendszerrel rendelkezik, ami valójában nem más, mint a viscotoxin. Holtorf és mtsai (1998) transzgénikus Arabidopsis thaliana-t vizsgáltak, mely a fehér fagyöngy viscotoxin A3 génjét tartalmazta. Az A. thaliana ezután nagy mennyiségű viscotoxint termelt és megnövekedett rezisztenciát mutatott Plasmodiphora brassicae Woronin kórokozóval szemben. Karadžić és mtsai (2004), majd Karadžić és Lazarev (2005) a fehér fagyöngyről közel harminc gombafajt azonosított, később Jandrasits (2011) izlált néhány fajt. Az általuk izolált fajok listáját, a kórokozók életformáját, valamint előfordulásának gyakoriságát az 1. táblázat tartalmazza. Később Kotan és mtsai (2013) 48 gombatörzset azonosítottak a növényről. Az izolátumok nagy része különböző Alternaria alternata törzs, valamint Acremonium kiliense Grütz., Nigrospora oryzae (Berk. & Broome) Petch, Aspergillus flavus Link., Ulocladium chartarum (Preuss) E. G. Simmons, illetve Acreomonium és Geotrichum fajok voltak. A gombatörzsek levélbe injektálását követően 32 törzs esetében tapasztaltak tüneteket, míg a szabadföldi tesztek során csak 12 törzs esetén figyeltek meg hasonlót. Az Alternaria alternata és Acreomonium kiliense törzsek 8 hónappal a kijuttatását követően a fagyöngybokrok teljes elhalását okozták. 29

1. táblázat: A Viscum album L. mikroszkopikus gombái Karadžić és Lazarev (2005), valamint Jandrasits (2011) nyomán. Fertőzött növényi rész (kórokozó életmódja)

Előfordulás gyakorisága

Alternaria alternata (Fr.) Keissler (számos törzs)

levélfoltosság (szaprotróf)

+

Anthostomella visci (Kalchbr.) Sacc.

levélfoltosság (szaprotróf)

+

Aureobasidium pullulans (de Bary) Arnaud Botryosphaeria dothidea (Mougeot ex Fries) Cesati & Notaris

száraz leveleken (szaprotróf)

++

levélfoltosság (parazita)

++

Camarosporium visci Sacc.

szár háncs részén (szaprotróf)

+

Cladosporium herbarum (Pers.) Link ex S.f. Gray

levél (szaprotróf vagy fakultatív parazita)

+

Diplodia visci (DC) Fr.

háncsnekrózis (fakultatív parazita)

+

levél (szaprotróf)

+++

szár háncs részén (szaprotróf)

++

levél (szaprotróf)

+

Faj neve

Epicoccum purpurascens Ehrenb. Fusarium roseum Link. Fusarium sambucinum Fuckel Gibberidea visci Fuckel Microthyrium visci Rich. Nectria cinnabarina (Tode) Fr.

ág háncs része (fakultatív parazita) szár háncs részén (szaprotróf) szár háncs részén (fakultatív parazita)

+++ + +++

levél (szaprotróf)

+++

levél, szár, bogyó (parazita)

+++

levélfoltosság (parazita)

+

Plectophomella visci Moesz

levélfoltosság (parazita)

+

Pleospora loculata (Crie) Sacc.

levélfoltosság (parazita)

++

száraz ágak háncsrészén (szaprotróf)

+

levélfoltosság (parazita)

++

lehullott levélen (szaprotróf)

+

száraz levél (szaprotróf)

++

Trichothecium roseum Link.

levél, szár, termés (szaprotróf)

+++

Trullula heterospora Preuss.

levél (szaprotróf)

+

szár (fakultatív parazita)

+

Penicillium spp. Phaeobotryosphaeria visci (Kalchbr.) A.J.L. Phillips & Crous Phoma visci Sacc.

Sclerophoma pythiophila (Cda) Hohn Septoria visci Bresad Sordaria fimicola (Roberge) Cesati & de Notaris Trichoderma viride Pers. ex S.F. Gray

Verticillium sp. + …………………nagyon ritkán jelentkező faj + +………………..közepes mértékben jelentkező faj + + + …………......nagyon gyakran jelentkező faj

30

Kotan és mtsai (2013) továbbá közel 200 baktériumtörzset is izoláltak fehér fagyöngyről, de a fajokat csak nemzetség szinten határozták meg. A fajok leggyakrabban a Bacillus (19,5%), Pseudomonas (13,9%), Stenotrophomonas (13,9%) és Acinetobacter (13,4%) nemzetségből kerültek ki. A mesterséges fertőzési kísérletek során öt törzs esetében tapasztaltak hiperszenzitív reakciót a Nicotiana tabacum tesztnövényeken (Bacillus megaterium, Bacillus pumilus, Pandoraea pulminicola és két Burkholderia cepacia törzs), sőt ezen törzsek esetén a levélbe injektálás során is megfigyelték a tüneteket, de szabadföldi kísérletekben egyetlen törzs sem okozott semmilyen tünetet a fagyöngybokrokon. Érdekesség továbbá az is, hogy Kotan és mtsai (2013) által azonosított gombafajok nagyban eltérnek a fehér fagyöngy korábban vizsgált fajoktól, bár a témában nagyon kevés átfogó tanulmány született. Stojanovič (1989) a Phaeobotryosphaeria visci és Colletotrichum gloeosporoides fajokat

vizsgálta, addig Fischl

(1978, 1980, 1996)

a Plectophomella visci

és

Phaeobotryosphaeria visci-ről készített átfogó tanulmányt. A fehér fagyöngyön megjelenő

mikroszkopikus gombákról további munkákat Fischl és mtsai (2009), valamint Jandrasits (2011) közöltek.

3.3.2.1 Phaeobotryosphaeria visci A Phaeobotryosphaeria visci A. J. L. Phillips & Crous [Syn.: Botryosphaerostroma visci (DC.) Petr., Botryosphaeria visci (Kalchbr.) Arx & E. Müll., anamorf: Sphaeropsis visci (Fr.) Sacc.] a fehér fagyöngy kizárólagos kórokozója (10. ábra), mely leginkább alkalmasnak tűnik a félparazita növény elleni védekezésre. A hiperparazita kórokozó első részletes leírását Tubeuf (1923) monográfiájában olvashatjuk, melyben a szerző a fehér fagyöngy legjelentősebb kórokozójának írta le. Magyarországi előfordulását elsőként Tóth és Zeller (1960) a Bükk hegységből jelezte, valamint Vörös és Husz (1965) is közölt egy rövid morfológiai leírást gombáról. A kórokozó biológiai védekezésben való alkalmazhatóságát elsőként Fischl (1978, 1980, 1996) tanulmányozta, majd Karadžić és Lazarev (2005), illetve Fischl és mtsai (2009), valamint Jandrasits (2011) foglalkoztak a Ph. visci-vel. A kórokozó első molekuláris genetikai vizsgálatát Fischl és mtsai (2008), illetve Cseh és mtsai (2008) végezték el RAPD-technikával. Előzetes eredményeik alapján a kórokozó hazai izulátumai igen alacsony polimorfizmust mutatnak, bár ezen vizsgálati eredmények feltételezhetőleg a szűk mintavételezésre vezethetőek vissza. 31

Taxonómia A Ph. visci taxonómiai helyzete sokáig tisztázatlan volt, valamint a kórokozó teleomorf alakját is csak nemrég azonosították (Phillips és mtsai 2008). Korábban Vörös és Léránth (1970) a Deuteromycoták közé sorolta (Sphaeropsidiaceae család [piknídiumos gombák] 5. spóracsoport, Botryosphaerostroma nemzetség), később Phillips és mtsai (2008) tisztázták a faj pontos taxonómiáját morfológiai és multi-génes (SSU, ITS, LSU, α- és β-tubulin EF) vizsgálatokkal. A faj anamorf alakjának neve változatlan maradt (Sphaeropsis visci), melyet összekapcsoltak a teleomorf alakkal, amit az azonosítás után a Phaeobotryosphaeria nemzetségbe (Botryosphaeriaceae család, Ascomycota) soroltak. A Phaeobotryosphaeria fajok jellegzetes morfológiai bélyege az idővel megbarnuló aszeptált aszkospórák, melyek mindkét végén apiculus figyelhető meg (10. ábra, Phillips és mtsai 2008).

Morfológiai jellemzők Ivaros termőtestük együregű pszeudotécium, mely leggyakrabban sötétbarna, vagy fekete. A pszeudoparafízisek hialinok, világosak és osztottak, köztük találhatók a 8 aszkospórát tartalmazó kettős falú aszkuszok (Phillips és mtsai 2008). Ivaros termőtestje együregű pszeudotécium, mely leggyakrabban sötétbarna, vagy fekete. A pszeudoparafízisek hialinok, világosak és osztottak, köztük találhatók a 8 aszkospórát tartalmazó kettős falú aszkusz (Phillips és mtsai 2008). Ivartalan termőtestjei az epidermiszbe ágyazott piknídiumok, melyek sötétbarna, majdnem fekete színűek. A párna vagy szemölcs alakú termőtestben 1–3 rétegben rendezett üregek vannak, melyekben a rövid konídiogén sejtekről fűződnek le a konídiumok, amik a hialin, aszeptált parafízisek között fejlődnek. A konídiumok (10. ábra) viszonylag nagyméretűek, széles ellipszoid, vagy tojásdad alakúak 45– 55 x 15–26 μm hosszúak, olajcseppekkel bőven ellátottak. A kezdetben színtelen piknokonídiumok később zöldes színűek, majd sötétbarnára színeződnek, víz hatására nagy számban ürülnek ki a piknídiumból. A konídiumtartó egyszerű pálcika, vagy fonál alakú. (Vörös és Husz 1965, Fischl 1978, Phillips és mtsai 2008).

32

10. ábra: Phaeobotryosphaeria visci. A: éretlen aszkusz; B: érett aszkusz aszkospórákkal; C– F: barna, aszeptált aszkospórák, az apiculus-t nyíl jelöli; G: érett piknídium fenyőforgácson, H: konídiumok a konídiogén sejtekkel a hosszú fonalas parafízisek között; I: érett konídium, J: fejlődő konídiumok; K: parafízisek; L: érett, olajcseppekkel gazdagon ellátott ovális konídiumok. Méretskálák: A, B = 20 μm; C–L = 10 μm; G = 50 μm. (Fotó: Phillips és mtsai 2008.) 33

A betegség tünetei A fertőzés általában gócszerűen jelentkezik, majd hamar átterjed a szomszédos fafajokon lévő fagyöngyre. A félparazita levelein kezdetben világos sárgásbarna, hullámos szélű foltok jelentkeznek, majd ezek az egész levélre kiterjednek és sárgásbarnásra színeződik (11. ábra). A fertőzés indulhat a levél csúcsától, vagy a szélétől, ekkor először egy félhold alakú elszíneződés jelenik meg a levélen (Fischl 1978, Jandrasits 2011). A további kórfolyamat során az egész növény elsárgul, majd a száron, a levélen, bizonyos esetekben a termésen is tömegesen jelennek meg a piknídiumok. Fischl (1978) mérései alapján 1 cm2 levélfelületen 80–160 db piknídium is képződhet. A gomba a fagyöngyön egész évben megtalálható, a spóraszóródás kora tavasszal történik (Stojanovič 1989).

A Ph. visci laboratóriumi fenntartása A kórokozó számos természetes és mesterséges táptalajon jól tenyészthető, kiválóan fejlődik burgonya-dextróz és sárgarépa agaron (Fischl 2009, Varga 2009), megfelelően fejlődik maláta-, szilva- és hagyma-kivonat agaron (Stojanovič 1989), azonban rosszul fejlődik fagyöngy-kivonat agaron (Fischl és mtsai 2009, Varga 2009). A Ph. visci növekedéséhez szükséges optimális hőmérséklet 20–25°C, így kb. 10–14 nap alatt hoz létre egy jól fejlett telepet 90 mm-es Petri-csészében. Más kórokozókhoz képest (pl. Alternaria alternata) viszonylag lassú növekedésűnek mondható (Varga 2009), bár Slippers és Wingfield (2007) a Botryosphaeriacae család fajait gyors növekedésűnek írta le. A telepek leggyakrabban hullámos szélűek, erősen rozettásak, kezdetben a micélium pelyhes, törtfehér színű (11. ábra [C] kép). A telepek színe később sárgásra, majd szürkésre, végül feketére színeződik. A sporuláció mesterséges körülmények között igen nehezen játszódik le, általában 1–2 hónap elteltével jelenik meg néhány piknídium a telepek felszínén (Varga 2009, Varga saját megfigyelések). A konídiumok 5–35°C között csíráznak, az ehhez szükséges optimális hőmérséklet 30°C körüli (Stojanovič 1989), bár Fischl és mtsai (2009) szerint az alacsonyabb hőmérséklet stimuláló hatást gyakorol a csírázásra. A konídiumok akár 210 napig megőrzik csírázóképességüket (Stojanovič 1989). Rázatott kultúrában a Ph. visci pelyhes micéliumot fejleszt (Fischl és mtsai 2009), bár ezt későbbi, folyadékkultúrában történő saját vizsgálataink nem igazolták. Fermentorban szobahőmérsékleten, bő oxigénellátás és mechanikai keverés mellett ez ideig nem sikerült tömegtenyészetet előállítani (Fischl és mtsai 2009). 34

11. ábra: Phaeobotryosphaeria visci. A: A kórokozó tünetei a fehér fagyöngy hajtásán,

levelén és bogyóin, B: Ph. visci tünetei mesterséges inokulációt követően 21 nappal, C: 14 napos, erősen rozettás telep burgonya-dextróz agaron (BDA), D: Ph. visci piknídiumai BDA lemezen, E: olajcseppekkel ellátott konídiumok, F: BDA lemezen 24 órája csírázó spóra. (Fotók: Varga I. és Pintér Cs.)

35

3.4 A fehér fagyöngy elleni védekezés lehetőségei 3.4.1

Mechanikai védekezés Bár a fehér fagyöngy elleni számos védekezési módot vizsgáltak, azonban továbbra is a

bokrok mechanikai eltávolítása tűnik a leghatékonyabb és legbiztonságosabb módszernek (Schilberszky 1908, Anonymus 1925, Fritsch 1928, Hawksworth 1983, Baltazár és mtsai 2012). A művelet igen nagy munkaerő igényű, ezért leginkább értékes állományok esetében alkalmazzák parkokban és arborétumokban (Weber 1993a). Sajnos, ez a módszer csak igen korlátozottan alkalmazható, hiszen a bokrok eltávolításakor a gazdanövények lombkoronájának egészét, vagy egy részét csonkolják, ami hatalmas stresszt jelent a gazdanövényeknek, valamint súlyos koronadeformációt is okozhat. Előfordulhat továbbá, hogy a gazdafajok mérete, vagy a lombkorona alakja miatt a bokrok eltávolítása nem lehetséges, valamint az is, hogy a fagyöngybokrok az eltávolítás után, a visszamaradt hausztóriumokból újra kihajtanak (Schilberszky 1908, Baltazár és mtsai 2012). Súlyos fertőzés esetén a teljes gazdafát kivágják és az állomány további fertőzött egyedeit is ritkítják, vagy erőteljesen visszametszik. Az állományok ritkítása nyomán a fényviszonyok kedvező alakulása azonban elősegítheti a fehér fagyöngy további terjedését és intenzív növekedését (Noetzli és mtsai 2003).

3.4.2

A herbicides védekezés lehetőségei A fehér fagyöngy elleni herbicides védekezés lehetőségeit több nyitvatermő és

zárvatermő gazdanövényen is tanulmányozták, a vizsgálatok eredményei azonban igen eltérőek voltak. Tűlevelű fajok (Abies alba, Pinus halepensis) esetén a gazdanövények károsodása nélkül eredményes kezeléseket hajtottak végre 2,4-diklorofenoxi-ecetsav (2,4-D), 4-klór-2-metilfenoxi-vajsav

(2,4-MCPB)

és

2,4,5-triklorofenoxi-ecetsav

(2,4,5-T)

hatóanyagokkal a peszticidek törzsbe injektálásával, valamint légporlasztásos technikák alkalmazásával (Delabraze és Lanier 1972, Brun és mtsai 2001). Frochot és mtsai (1983) Populus fajokon magasabb koncentrációk (43 g/l glifozát-izopropilamin só, 32 g/l 2,4-MCPB) alkalmazása mellett kedvező eredményeket ért el a gazdafák károsodása nélkül (Populus sp.), azonban néhány évvel a kezelést követően a fagyöngybokrok újra kihajtottak. Besri (2005) eredményei alapján jelentős mértékű fitotoxicitás jelentkezett a gazdanövényen (Olea 36

europaea) hasonló hatóanyagok esetén, bár más szerzők ezt a fitotoxicitást nem erősítik meg (Turker és Goksel 1965). Baillon és mtsai (1988) részletesen tanulmányozták a glifozátizopropilamin só, valamint a 2,4-diklorofenoxi-ecetsav penetrációját és transzlokációját fagyöngybokrokon, azonban peszticidek gazdanövényre (Malus domestica) gyakorolt fitotoxikus hatásait nem vizsgálták.

A biológiai védekezés lehetőségei

3.4.3

A fehér fagyöngy elleni esetleges biológiai védekezés gondolatát az indította el, amikor az erősen fertőzött területeken a fagyöngybokrok tömeges pusztulását figyelték meg (Fischl 1978, 1980), melyet a Phaeobotryosphaeria visci okozott. Az első sikeres mesterséges fertőzést laboratóriumi körülmények között ugyancsak Fischl (1980) végezte, később Stojanovič (1989), majd Fischl és mtsai (2009) vizsgálták a Ph. visci ökológiai igényeit. Karadžić és mtsai (2004), majd Karadžić és Lazarev (2005) már célzottan tanulmányozták a hemiparazitán élő gombafajokat és a Ph. visci-t a biológiai védekezésben is felhasználható kórokozóként említik, majd a későbbi szabadföldi mesterséges fertőzési kísérleteik során sikeres fertőzést értek el olyan fagyöngybokrokon, melyek levelein előzetesen mikrosérüléseket ejtettek. Bár Kotan és mtsai (2013) munkájában, mely szintén a hemiparazita elleni biológiai védekezést vizsgálta, nincs említés a Ph. visci-ről, így elképzelhető, hogy munkájuk során nem izolálták ezt a kórokozót.

3.4.3.1

A mikoherbicid fejlesztés

Jelenleg a fagyöngy elleni biológiai védekezés hasonlóan képzelhető el, mint a biológiai gyomszabályozás. Ezen a területen két jelentős kutatási irányvonal bontakozott ki. Az egyik módszer az ún. inundatív, vagy más néven mikoherbicidek, a másik pedig az ún. inokulatív, vagy klasszikus módszer (Evans és mtsai 2001). A klasszikus stratégia alkalmazása során csak kis létszámú károsító kibocsátására kerül sor, melyek természetes körülmények között tovább szaporodnak. Ha a kijuttatott károsító az adott környezeti feltételek mellett fennmaradásra, szaporodásra és terjedésre is képes, akkor a gyomnövény-populáció szabályozása további emberi beavatkozás nélkül történik (Hasan 1988). Ezt a módszert leginkább az invázív gyomfajok esetén alkalmazzák, amikor a kémiai 37

védekezés sikertelen, vagy környezetvédelmi és egyéb ökológiai okok miatt nem lehetséges (Wapshere 1982, Evans és mtsai 2001). Az inundatív stratégiát, vagyis a mikoherbicidek alkalmazását Daniel és mtsai (1973) vezették be, akik megfigyelték, hogy egy endémikus kórokozó nagy tömegben kijuttatva hogyan képes elpusztítani a gazdanövényét annak egy fogékony életszakaszában. A módszer során az adott gyomnövény faj kórokozóját tömegtenyésztéssel felszaporítják, majd a kémiai herbicidekhez hasonlóan permetezéssel juttatják ki az adott növényállományra (Vajna 1993, Charudattan 1991, Evans és mtsai 2001). Mikoherbicidnek általában jobban megfelel az elpusztítani kívánt növényfaj szaprotróf, vagy fakultatív kórokozója, hiszen ezek általában nagyobb károk okozására képesek, mint a gazdanövény obligát kórokozói (Templeton és mtsai 1979, Charudattan 1991) Az eredményes védekezés egyik további kulcskérdése a jól időzített kijuttatás is, hiszen a sikeres fertőzéshez elengedhetetlen az optimális hőmérséklet és légnedvesség is (Siddiqui és mtsai 2009). A különböző kórokozók mikoherbicidként való alkalmazása előtt számos megelőző vizsgálatra van szükség, melyek a Koch-féle posztulátumok igazolása után kerülnek sorra. A szükséges vizsgálatok első lépéseként a laboratóriumi háttérvizsgálatokat (pl. növekedés folyadék és szilárd táptalajon, sporuláció, tömegtenyésztés lehetőségei, törzsszelekció), majd a szabadföldi kísérleteket végzik el (TeBeest 1985). Mivel a Ph. visci egy kevéssé ismert kórokozó, szinte valamennyi mikológiai háttérvizsgálat elvégzése szükségszerű egy eredményes szabadföldi kijuttatási kísérlethez. A legfontosabb megelőző vizsgálatok első lépése a különböző élőhelyekről származó gombaminták begyűjtése, majd annak molekuláris genetikai vizsgálatai során a kórokozó különböző haplotípusainak azonosítása. A haplotípusok azonosítása PCR-alapú univerzális marker-célrégiók (pl. ITS) vizsgálatával történhet. Sok esetben azonban ezen PCR-technikák elvégzéséhez a kórokozó tiszta tenyészeteiből származó DNS-tisztítás szükséges, ami a monospórás tenyészetek előállítása miatt gyakran nagyon hosszadalmas, a DNS tisztításhoz szükséges speciális kit-ek miatt pedig nagyon költségesek (McDonald és McDermott 1993). A begyűjtött mintákból a monospórás tenyészetek előállítását követően a további kísérletekhez szükséges megfelelő inokulum mennyiségének biztosításához különböző szilárd és folyadék táptalajon való növekedési vizsgálatra van szükség (Daniel és mtsai 1973, Rhomela és mtsai 2000, Campbell és mtsai 2003), míg a tiszta tenyészetek fenntartásához különböző antibiotikum érzékenységi tesztek elvégzése lehet szükséges. A legfontosabb mikológiai tanulmányok egyike az adott kórokozó sporulációs képességeinek vizsgálata (TeBeest 1985, Rhomela és mtsai 2000), mivel a fajok nagy 38

többsége nem, vagy nehezen sporulál hagyományos, a törzsek fenntartására szolgáló szilárd, vagy folyékony táptalajon (Churcill 1982). A sporuláció indukálására leggyakrabban alkalmazott módszerek a hőmérséklet megváltoztatása (Prasad és mtsai 1973), továbbá speciális táptalajok (Booth 1971) és váltakozó megvilágítások alkalmazása (Smith és Berry 1974, Guo és mtsai 1998), esetleg ezek kombinációja (Crous és mtsai 2006, Wulandari és mtsai 2009, Su és mtsai 2012). A sporuláció leggyakrabban akkor következik be, ha a micélium növekedés számára kedvezőtlen feltételeket alakítunk ki (Dahlberg és Etten 1982). Míg a különböző izolátumok fenntartására leggyakrabban burgonya-dextróz agart (BDA) használnak, addig a spóraindukció során gyakoriak a kevés tápanyagot tartalmazó táptalajok, min pl. vizes agar, ½, vagy ¼ BDA, cukorszegény BDA (Masangkay és mtsai 2000), vagy a táptalajt szemipermeábilis membránnal borítják, majd arra helyezik az inokulumot (Cooke 1980, Browne és Cooke 2004). Elterjedt a magas CaCO3 tartalmú táptalajok (pl. S agar) (Shahin és Shepard 1979, Masangkay és mtsai 2000), vagy a speciális V8-zöldséglé táptalaj (Campbell Co.) alkalmazása is (Cooke és Jones 1970, Booth 1971, Raymond és Bockus 1982, Raymond és mtsai 1985, Babadoost és Johnston 1998, Masangkay és mtsai 2000). Sikereket értek el zabkivonat agaron (Weber 1922, Cooke és Jones 1970, Kim és mtsai 2005, Paparu és mtsai 2006, Xiao 2006) és SNA agaron is (Aoki és O‟Donell 1999, Paparu és mtsai 2006). A speciális táptalajok mellett gyakran alkalmaznak különböző megvilágítást, mivel a természetes fény és a közeli-UV (NUV, vagy fekete fény, melynek hullámhossza 300-400 nm), vagy ezek alternációja (pl. 12h NUV/ 12h fény, 12 h NUV/ 12 h sötétség) jelentősen képesek a különböző táptalajok hatását felerősíteni (Marsh és mtsai 1959, Cooke és Jones 1970, Cooke 1980, Babadoost és Johnston 1998, Masangkay és mtsai 2000, Campbell és mtsai 2003). A különböző fajok igen eltérően reagálnak a fény hatásaira, melynek pontos mechanizmusa mindmáig nem ismert (Su és mtsai 2012.). A kórokozó első sikeres szabadföldi kísérleteihez nem csupán egy nagyobb tömegben rendelkezésünkre álló spóramennyiség szükséges, hiszen egy eredményes fertőzést számos további tényező is befolyásol, mint abiotikus tényezők (pl. hőmérséklet, páratartalom, légnedvesség), vagy a kórokozó különböző törzseinek virulenciája, illetve a kórokozó fertőzési küszöbértéke (NTI= numerical threshold of inoculum/ infection) (Amsellen és mtsai 1990). Gäumann (1950) szerint a kórokozó fertőzési küszöbértéke (NTI) nem más, mint az a minimum propagulum mennyiség, amely jelenléte kedvező feltételek mellett szükséges a sikeres fertőzéshez. Ez azt feltételezi, hogy egy adott minimum spóramennyiség jelenléte alatt a fertőzés nem következik be. Később Van der Plank (1975) megerősítette, hogy valóban van 39

kapcsolat a betegség tüneteinek kialakulása és az inokulum mennyisége között, de bizonyította azt is, hogy sok esetben már egyetlen spóra is képes megfertőzni a gazdanövényét (pl. Puccinina graminis Pers., vagy Phytophthora infestans (Mont.) de Bary). Bár egy sikeres és megbízható fertőzéshez sok esetben magasabb spóraszám szükséges, vizsgálatai alapján Van der Plank (1975) a fertőzési küszöbérték (NTI) kifejezés helyett, a hígítási végpont kifejezést tartja helyénvalónak, ami „az a legkisebb koncentráció, mely esetén a fertőzés még biztosan megtörténik és kialakulnak a betegség tünetei”. Mindazonáltal Van der Plank (1975) közlése ellenére számos szakirodalom továbbra is a fertőzési küszöbérték kifejezést használja (Amsellen és mtsai 1990, Fokunang és mtsai 2000). Így egy, a mikoherbicid fejlesztésben, majd a biológiai védekezésben alkalmazni kívánt kórokozó sporulációjának vizsgálatán túl számos egyéb laboratóriumi vizsgálat elvégzése is szükséges

az

első

szabadföldi

kísérleteket

megelőzően.

Mindezen

laboratóriumi

háttérvizsgálatok megléte feltétlenül szükséges a Ph. visci esetében is, hiszen a jelenlegi szakirodalomban nem található utalás a kórokozó ilyen irányú vizsgálataira, vagy azok eredményeire. Ezen ismeretek tükrében a Ph. visci-vel kapcsolatos kutatásaink fő irányvonalát – a szakirodalomban fellelhető adatokra támaszkodva – a legfontosabb alapvető mikológiai jellegű laboratóriumi vizsgálatok adták, melyek remélhetőleg továbbvezetnek majd az eredményes szabadföldi kísérletekhez és egy esetleges jövőbeni biopreparátum tényleges kifejlesztéséhez is.

40

4. CÉLKITŰZÉSEK A kutatásaink célja a fehér fagyöngy hazai elterjedésének felmérésén túl, a Phaeobotryosphaeria visci azon tulajdonságainak feltárása volt, melyek előremutatnak egy későbbi esetleges mikoherbicid fejlesztés, illetve a biológiai védekezés irányába.

A fehér fagyöngy hazai előfordulásának vizsgálata kapcsán célunk volt: (i) a növény pontos elterjedési területének, illetve a fertőzöttség intenzitásának felmérése, (ii) az elterjedési terület változásainak értékelése az elmúlt 90 évben a saját adataink és a szakirodalmi adatok feldolgozásával, (iii) a fehér fagyöngy, illetve a leggyakoribb gazdanövényeinek előfordulási területeinek összehasonlítása.

A Phaeobotryosphaeria visci esetében célul tűztük ki a hiperparazita kórokozó molekuláris genetikai azonosításán túl több klasszikus mikológiai tanulmány elvégzését, melyek közül a legfontosabbak: (iv) a kórokozó laboratóriumi fenntarthatóságának (pl. antibiotikum érzékenység), valamint az izolátumok növekedésének vizsgálata több természetes és szintetikus táptalajon, illetve táplevesen, (v) a kórokozó sporulációs képességének tanulmányozása különböző megvilágítások alkalmazása mellett, (vi) a kórokozó fertőzési küszöbérték vizsgálata, valamint a különböző törzsek virulenciájának tanulmányozása, (vii) a kórokozó olyan szisztémikus herbicid-hatóanyagokkal, mint a glifozát-izopropilamin só és a 2,4-diklorofenoxi-ecetsav szembeni érzékenységének vizsgálata, egy esetleges jövőbeni kombinált herbicid és spóraszuszpenzió kijuttatás céljából.

41

5. ANYAG ÉS MÓDSZER 5.1 A fehér fagyöngy hazai előfordulásának vizsgálata 5.1.1 Irodalmi adatok feldolgozása Az irodalmi adatok feldolgozása során áttekintettük az elmúlt közel 100 évben megjelent valamennyi tanulmányt, mely a fehér fagyöngy magyarországi elterjedésére vonatkozik. Bár 1930 és 1990 között jelentős átfogó tanulmány nem született a témában, Tubeuf (1923) monográfiája, valamint Roth (1926) tanulmánya részletesen bemutatja a fehér fagyöngy helyzetét az 1920-as években. Később Bartha és Mátyás (1995) közöl egy térképet, valamint Gencsi és Vancsura (1992) foglalkozott érintőlegesen a fehér fagyöngy hazai elterjedésével. Feldolgoztuk továbbá az Erdészeti Tudományos Intézet (ERTI) által 1990 óta napjainkig gyűjtött, a fehér fagyöngy hazai elterjedésére vonatkozó valamennyi adatot is. Az Erdővédelmi Figyelő Jelzőszolgálati Rendszer keretein belül az erdőgazdálkodók évente jelentik a félparazita kártételének mértékét és a fertőzött területek nagyságát az Erdővédelmi Jelzőlapokon. A kártétel mértéke gyenge, ha a törzsek kevesebb, mint 10%-a, közepes, ha a törzsek 11–20%-a fertőzött, míg erős kártételről beszélünk, ha a törzsek több mint 20%-a fertőzött (Hirka és Janik 2009). Az adatok feldolgozását nem az Erdészeti Igazgatóság területei, hanem Magyarország geográfiai nagytájai (Marosi és Somogyi 1990) alapján végeztük, így sokkal reálisabb és árnyaltabb képet kaptunk a vizsgált területek fertőzöttségéről.

5.1.2 Országos fagyöngy felvételezés A fehér fagyöngy elterjedésének megismerése céljából 2010 augusztusában bejártuk Magyarország nagy részét, különös tekintettel a fertőzött és kérdéses területekre. A 14 napos terepbejárás útvonalát Bartha és Mátyás (1995) térképe alapján terveztük meg, majd több mint 4000 km-et tettünk meg (12. ábra). Az út során megfigyeltük a fehér fagyöngy leggyakoribb gazdafajait, az elterjedés pontos határait és rögzítettük a fertőzés intenzitásának mértékét. Azokon a területeken, melyeken a fehér fagyöngy megjelenése kérdéses volt (pl. KőrösMaros vidéke, Kecskemét) a helyi nemzeti parkok információira is támaszkodtunk. 42

A doktori képzés ideje alatt (2008–2012) számos további kisebb tanulmányutat tettük az ország különböző pontjaira (pl. Őrség, Nyírség, Felső-Tisza-vidék, Mohács stb.), melyek során minden esetben hasonlóan jártunk el és rögzítettük a fehér fagyöngy jelenlétét, leggyakoribb gazdafajait és a fertőzöttség mértékét.

12. ábra: A 2010. évi országos fagyöngy felvételezés útvonala (piros).

5.1.3 Elterjedési térkép megrajzolása A fehér fagyöngy jelenlegi pontos elterjedési térképét a Közép-Európai Flóratérképezési Program (Niklfeld 1971) hálórendszeréhez illeszkedően készítettük el. Ez a rendszer a földrajzi fokhálózatra támaszkodva az ország területét majdnem négyzet alakú alapmezőkre osztja fel, melynek mérete 10 földrajzi hosszúsági perc és 6 földrajzi szélességi perc, mely kb. 12,5 × 11,2 km. Az alapmezők negyedelésével alapmezőnegyedeket, vagyis kvadrátokat alakítottak ki, melyek mérete 5 földrajzi hosszúsági perc és 3 földrajzi szélességi perc. Az ország területét 2834 kvadrát érinti, melyből 2474 teljes kvadrát, a többi az országhatár által van metszve (Király 2003). 43

A hazai hálórendszerű flóratérképezés alapját a kvadrátok jelentik, így a fehér fagyöngy jelenlétét a kvadrátok határai alapján határoztuk meg, továbbá összevetettük Magyarország nagytájainak (13. ábra) határaival és a középtájakkal is (Marosi és Somogyi 1990). A 2008– 2012 alatt gyűjtött saját megfigyeléseinket összevetettük továbbá a Nyugat-magyarországi Egyetem Növénytani és Természetvédelmi Intézete által vezetett Magyar Flóratérképezési Program 2002 óta gyűjtött adataival is, így megrajzolva a Viscum album sensu lato jelenlegi elterjedési térképét.

13. ábra: Magyarország nagytájai (A: Alföld, B: Kisalföld, C: Nyugat-Dunántúl, D: Dunántúli-középhegység, E: Dunántúli-dombság, F: Északi-középhegység) és a középtájak – vékony szürke vonallal jelölve (Marosi és Somogy 1990). A térképen a 2005 előtti, a Magyar Flóratérképezési Program szereplő, de általunk nem megfigyelt pontokat szürkével jelöltük (bizonytalan adatok), míg a nem fertőzött kvadrátokat fehéren hagytuk. A térképen a fertőzés intenzitását is jelöljük, a kategóriákat az ERTI fertőzöttségi kategóriái alapján alakítottunk ki. A kártétel mértéke gyenge, ha a törzsek kevesebb mint 15%-a, közepes, ha a törzsek 15–30%-a fertőzött, míg erős kártételről beszélünk, ha a törzsek több mint 30%-a fertőzött az adott kvadrátban. A gyenge fertőzést sárga, a közepes fertőzést narancs, míg az erős fertőzést piros szín jelöli a kvadrátokban. 44

A V. album subsp. austriacum és V. album subsp. abietis jelenlegi elterjedését külön térképeken jelöltük, hiszen ezen alfajok elterjedése és kártétele elenyésző a lombos fajokon fellépő alfaj kártételéhez képest. A V. album sensu lato jelenlegi elterjedési területeit összevetettük a növény korábbi elterjedési területeinek nagyságával (Roth 1926, Bartha és Mátyás 1995), valamint ezen korai elterjedéseket a jelenlegi flóratérképezési alapmező rendszerében kialakított térképen is jelöltük, amit a Digitera v.3.0. programmal készítettünk. A fertőzött területek nagyságának változásait összehasonlítottuk az ország erdősültségének változásával (Halász 1994, Kottek 2008), valamint a léprigó elterjedési területeinek alakulásával is (Magyar Madártani Egyesület 2013). Mivel a fehér fagyöngy elterjedését leginkább a gazdafajok elterjedése határozza meg (Wangerin 1937), ezért elkészítettük a Magyar Flóratérképezési Program adatbázisa alapján 18 leggyakoribbnak tartott gazdanövény közös elterjedési térképét is, majd ezt is összevetettük a fehér fagyöngy jelenlegi elterjedésével és azt is vizsgáltuk, hogy potenciális gazdafajok jelenlétével arányosan változik-e a fagyöngy fellépése az adott kvadrátokban a különböző tájegységek estén.

5.2 A Phaeobotryosphaeria visci vizsgálatai 5.2.1 Országos mintavételezés A 2010. évi országos fagyöngy felvételezés során nemcsak a fehér fagyöngy állományainak hazai elterjedését mértük fel, hanem számos helyről begyűjtöttük a Ph. visci által fertőzött fagyöngyleveket is monospórás tenyészetek előállítása céljából, melyek egyaránt szükségesek voltak a mind klasszikus mikológiai, mind a molekuláris genetikai vizsgálatokhoz. A gyűjtés során feljegyeztük azokat a helyszíneket, ahol a Ph. visci fertőzését megfigyeltük, majd ezen adatokat is jelenlegi flóratérképezési rendszerben kialakított finomfelbontású kvadrát térképen is megadtuk. A térképen a Ph. visci előfordulásán túl a fehér fagyöngy pontos elterjedését is jelöltük, melyet a Digitera v.3.0. programmal készítettünk.

45

5.2.1.1 Monospórás tenyészetek A különböző lokalitásokról származó fertőzött fagyöngyleveleket 70%-os alkohollal fertőtlenítettük, majd nedves kamrába helyeztük és 24 órát inkubáltuk 25°C-on, hogy a piknídiumok a vízfelvétel nyomán kellően megduzzadjanak. Ezután a levelekből kb. 30-30 piknídiumot emeltünk ki, amit 800 µl steril desztillált vízben szuszpendáltunk. A szuszpenzióból 250-250 µl-t cseppentettünk burgonya-dextróz agarra (BDA: 4 g burgonya kivonat, 20 g glükóz, 15 g agar L-1), majd üvegkacs segítségével szélesztettük. A 90 mm-es Petri-csészéket 25°C-on további 24 óráig inkubáltuk, majd a csírázásnak indult spórákat kiemeltük és egyesével ismét BDA-ra helyeztük. A tenyészeteket 20°C-on BDA-n két ismétlésben tartottuk fenn és átlagosan 4–6 hetente passzáltuk.

5.2.2

Molekuláris genetikai vizsgálatok

A vizsgált minták A molekuláris genetikai vizsgálatok elvégzéséhez 2010 augusztusában Keszthelyen három különböző helyszínről és gazdanövényről (Acer saccharinum, A. pseudoplatanus, Populus nigra) fertőzött leveleket gyűjtöttünk. A fertőzött levelekből izoláltuk a kórokozót, majd 20 db monospórás tenyészetet állítottunk elő. A DNS-tisztításhoz a már többször passzált, 7 napos telepek aktív növekedési zónájából 5 mm átmérőjű agarkorongot vágtunk ki, amit egy szemipermeábilis membránnal (celofán) borított burgonya-dextróz agarra oltottunk, hogy megakadályozzuk a minta táptalajjal való szennyeződését. A DNS-tisztítást 10 nappal később Zhang és mtsai (1996) CTAB-módszere alapján végeztük. PCR-amplifikáció és szekvenálás A PCR-technika alkalmazása során a sejtmagi riboszómális DNS ITS-régióit (Internal Transcribed Spacer = átíródó elválasztó szakaszok) vizsgáltuk. A PCR-amplifikációt White és mtsai (1990) leírása alapján ITS1 (5‟-TCCGTAGGTGAACCTGCGG-3‟) és ITS4 (5‟-TC CTCCGCTTATTGATATGC-3‟) primerekkel végeztük.

46

A PCR-amplifikáció 20 izolátumon 50 μl térfogatú oldatban zajlott, ami 25 μl nukleáz mentes vizet, 20 ng templát DNS-t, 0,5-0,5 μM primert, 0.2 mM dNTP-t, 5 μl 10 × PCR puffert (1 mM Tris-HCl, pH 8.8 25˚C-on, 1.5 mM MgCl2, 50 mM KCl és 0.1% Triton X100), valamint 0,5 U DyNazyme II polimerázt (Finnzymes, Finnország) tartalmazott. A PCR-reakció ciklusai a következők voltak: (i) 2 perc előzetes denaturáció 94˚C-on, (ii) 35 ciklus 30 másodperces denaturáció 94˚C-on, 1 perc kapcsolódás (annealing) 50˚C-on és 2 perc láncépítés 72˚C-on, (iii) majd egy végső lánchosszabbítás 5 percig 72˚C-on. Az amplifikáció során keletkezett terméket 1,5%-os agaróz gélen szétválasztottuk, majd etidum-bromiddal festettük. Az így kapott fragmenteket NucleoSpin Extract II Kit (Macherey-Nagel, Németország) segítségével a gélből kivágtuk és tisztítottuk, majd a kapott terméket mindkét irányba direkt szekvenáltuk ABI 3130XL készüléken ABI PRISM BigDye Terminator Cycle Sequencing Ready Reaction Kit és a korábban használt ITS1 és ITS4 primerek segítségével. Szekvencia-összerendezés és parszimónia analízis A vizsgálat során kapott szekvenciákon nukleotid blastn keresést hajtottunk végre összesen 100 szekvenciát engedélyezve maximum 10-es várható határértékkel az NCBI adatbázisban. Azon további szekvenciákat, melyek magas blastn hasonlóságot mutattak a Ph. visci-vel, a további adatelemzés céljából szintén letöltöttük az NCBI adatbázisból. Azokat a mintákat, melyek a Botryosphaeriaceae kládba tartoztak a többszörös külcsoport termininálishoz használtunk fel. A szekvenciák filogenetikai elemzéseit parszimóniai alapon végeztük el a PAUP* 4.0b10 program segítségével (Swofford 2002). A nem-informatív karaktereket kizártuk, míg a maradék karaktert egyenlő arányban súlyoztuk. Az összerendezési árkokat hiányzó adatként kezeltük az elemzések során, amelyek a TBR és ág-felcserélő (branch-swapping) algoritmuson alapultak. Ezt 1000 random heurisztikus további ismétléssel értük el elmentve és megtartva minden lehetséges fát. A kereséshez a MulTrees és határ nélküli MaxTrees lehetőségeket választottuk, felcserélve az összes lehetséges fát (swapping on all trees). A parszimónia beállítási során egyszerű taxon hozzáadást használtunk, míg a fa ágakat megszüntettük, ha minimális hosszuk nulla volt (amb-). Kiszámoltuk továbbá a fa hossz konzisztencia (CI, Kluge és Farris 1969) és retenciós index (RI, Farris 1989) értékeit is. A

szigorú

konszenzus

fát

a

FigTree

v1.3.1

program

(http://tree.bio.ed.ac.

uk/software/figtree/) segítségével szerkesztettük és hoztuk létre. 47

5.2.3 Mikológiai vizsgálatok 5.2.3.1 Antibiotikum érzékenységi vizsgálatok Az antibiotikum érzékenységi vizsgálatokat Ajkáról, ezüst juharról (Acer saccharinum) begyűjtött Ph. visci izolátumon (kód: 20/1; A) végeztük el. (Az izolátum gyors növekedése és a spontán sporulációs előtanulmányokat követően ezt az izolátumot választottuk a további laboratóriumi kísérletek nagy részéhez). A különböző antibiotikumok és kombinációik Ph. visci telepnövekedésére gyakorolt hatásait burgonya-dextróz agaron öt ismétlésben vizsgáltuk. A vizsgált antibiotikumat az oldatok filtersterilizálását követően a 60°C-osra hűlt táptalajba kevertük. A 7 napos tiszta tenyészetek aktív növekedési zónájából származó 5 mm átmérőjű agarkorongot helyeztünk el 90 mm-es Petri-csészékbe, majd a lemezeket 25°C-on sötét termosztátban inkubáltuk. A telepátmérőt 12 napon keresztül minden második nap mértük, kontrollnak az antibiotikumot nem tartalmazó lemezek fejlődését tekintettük (Karwa és mtsai 2008). A vizsgálatok során felhasznált antibiotikumok koncentrációi a következők voltak: (i) ampicillin 100 mg L-1,(ii) kanamicin 30 mg L-1, (iii) rifampicin 100 mg L-1, (iv) nisztatin 50 mg L-1. Az antibiotikumok esetleges növekedésgátló hatásait továbbá az alábbi kombinációkban is teszteltük: (i) ampicillin és kanamicin, (ii) ampicillin és rifampicin, (iii) kanamicin és rifampicin, illetve (iv) ampicillin, kanamicin és rifampicin.

5.2.3.2 Növekedés szilárd és folyékony táptalajokon A Ph. visci szilárd táptalajon való növekedését az antibiotikum érzékenységi vizsgálatokhoz hasonlóan Karwa és mtsai (2008) módszere alapján a következő táptalajokon vizsgáltuk öt ismétlésben: (1) BDA: burgonya-dextróz agaron 20°C és 25°C-on, hogy megállapítsuk van-e különbség a növekedés intenzitásban és a telepátmérőkben ilyen alacsony hőmérséklet különbség esetén a későbbi sporulációs vizsgálatokhoz, (2) ZA: zabkivonat agaron (100 g zabpehely felfőzve, 15 g agar L-1) 25°C-on,

48

(3) ¼ BDA+V8A: 25%-os burgonya-dextróz és V8-zöldséglé agaron (1 g burgonya kivonat, 5 g glükóz, 150 ml V8 zöldséglé (Campbell South Co.), 3 g CaCO3, 15 g agar L-1) 25°C-on. A táptalajok pH-ját 6,5-re állítottuk be. A vizsgált táptalajokon kapott eredményeket összevetettük az általunk korábban tanulmányozott (Varga 2009) táptalajokon mért növekedéssel is. A folyadék táptalajon való növekedést az alábbi tápleveseken vizsgáltuk: (1) BDL: burgonya-dextróz táplevesen (4 g burgonya kivonat, 20 g glükóz L-1) és (2) ZL: zabkivonat táplevesen (100 g zabpehely felfőzve L-1). A táplevesek pH-ját 6,5-re állítottuk be. A folyékony táplevesen való növekedést 21 napon keresztül mértük 24 (3x8) ismétlésben mindkét táplevesen. Az inokulum előkészítése során 7 napos monospórás tenyészet (kód: 20/1; A) aktív növekedési zónájából származó ~5 mm átmérőjű agarkorongot oltottunk szemipermeábilis membránnal (celofán) borított BDA lemezre. Az inokulumok 5 napig növekedtek 25°C-os megvilágítás nélküli termosztátban. Az inokulumok nedves tömegét a táplevesre való áthelyezés előtt lemértük. Az 1000 ml-es Erlenmeyer-lombikokba 200-200 ml táplevest öntöttünk, majd az inokulumok elhelyezését követően 20°C-os, fehér fénnyel (Standard light color 865 fénycső) megvilágított termosztátba (Binder ATP line

KTM

)

helyeztük (14. ábra).

14. ábra: Ph. visci növekedése zabkivonat (felső) és burgonya-dextróz táplevesen (alsó). (Fotó: Varga I.) 49

A vizsgálatok előtanulmányaként mindkét táptalajon 6-6 ismétlésben a fent leírt körülmények mellett teszteltük, hogy a rázatás (60 min-1) milyen hatással van a telepek fejlődésére. Az értékelés során minden 7. nap 8-8 Erlenmeyer-lombikot bontottunk fel, mértük a kultúrák telepátmérőit, nedves és száraz tömegét Prosser (1995) szerint. Felvételeztük továbbá a makromorfológiai változásokat és az esetlegesen bekövetkező sporuláció meglétét is. A keletkezett spóraszám meghatározására a száraztömegek lemérése miatt nem volt lehetőség.

5.2.3.3 A sporuláció vizsgálata A Ph. visci sporulációját az alábbi táptalajokon 8-8 ismétlésben vizsgáltuk: (1) BDA: burgonya-dextróz agar, (3) Cel BDA: szemipermeábilis membránnal (celofán) fedett burgonya-dextróz agar, (2) Csz BDA: cukorszegény burgonya-dextróz agar (4 g burgonya kivonat, 15 g agar L-1), (4) ZA: zabkivonat agar (100 g zabpehely felfőzve, 15 g agar L-1); (5) ¼ BDA+V8A: 25%-os burgonya-dextróz és V8-zöldséglé agar, (6) SA: S agar (20 g szacharóz, 30 g CaCO3, 15 g agar L-1) és (7) SNA: SN agar (KH2PO4 1g, KNO3 1g, MgSO4 x 7 H2O 0.26 g, KCl 0,5 g, glükóz 0,2 g, szacharóz 0,5 g, agar 15 g L-1). A táptalajok pH-ját 6,5-re állítottuk be. A vizsgálatokat 90 mm-es Petri-csészékben végeztük, melyek 20-20 ml táptalajt tartalmaztak. Inokulumnak 7 napos monospórás tenyészetek (kód: 20/1; A) aktív növekedési zónájából származó 3-5 mm átmérőjű agarkorongot használtunk. A BDA, Csz BDA, Cel BDA, ZA és ¼ BDA+V8A esetében az inokulumot közvetlenül a táptalajra helyeztük, majd a lemezeket 7 napig sötét, 25°C-os termosztátban inkubáltuk az intenzív micélium növekedés érdekében. Mivel az SA és SNA táptalajok a Ph. visci telepei nem fejlődnek, ezért a megfelelő méretű telepek előállításához az inokulumot megelőzőleg szemipermeábilis membránnal borított BDA-ra oltottuk és ezen a táptalajon 7 napig sötét, 25°C-os termosztátban inkubáltuk. A 7 napos telepeket közvetlenül a SA és SNA lemezekre oltottuk, majd a többi előkészített táptalajon fejlődő Ph. visci izolátummal együtt 14 napig 20°C-os termosztátban inkubáltuk.

50

Az inkubálás ideje alatt a következő megvilágításokat alkalmaztuk: (1) 24 h sötét (megvilágítás nélkül), (2) 24 h közeli-UV (NUV: Philips TLD 18W/08 fénycső, 300–400 nm) (15. ábra), (3) 24 h fehér fény (Standard light color 865 fénycső, 400–750 nm, 6400 K), (4) 12 h sötét/ 12 h fehér fény, (5) 12 h sötét/ 12 h NUV és (6) 12 h fehér fény/ 12 h NUV.

15. ábra: Spóraindukciós előtanulmányok: Ph. visci izolátumok NUV alatt. (Fotó: Varga I.) A képződött piknídiumokat 21 nappal az inokulálást követően 5-5 ml steril desztillált vízzel, üvegkacs segítségével lemostuk a lemezek felszínéről majd szuszpendáltuk. A képződött konídiumok mennyiségének meghatározásához megvilágításonként 4-4 Petricsészét véletlenszerűen kiválasztottunk, majd fénymikroszkóp alatt, százszoros nagyítás mellett hemocitométerben (Bürker-kamrában) számoltuk a spóraszámot (Karwa és mtsai 2008). A spórákat a hemocitométer mindkét kamrájában megszámoltuk, átlagoltuk, majd következő módon visszaszámoltuk az 5 ml vízre, mellyel a 90 mm-es Petri-csésze felületéről a spórákat eltávolítottuk: Az összes keletkezett spóra mennyiségének számítása:

51

A Petri-csésze 1cm2-én keletkező spóra mennyisége:

A spóraszám meghatározásán kívül a különböző megvilágítások és táptalajok hatására bekövetkezett telepmorfológiai változásokat (pl. sporuláció zónázottsága, micélium fejlődése, színbeli eltérések) is értékeltük. A táptalajonként és fényhatásonként megmaradt 4-4 db Petri-csészét 14 napra visszahelyeztük 25°C-os sötét termosztátba, hogy vizsgáljuk a képződött spórák csírázási képességét, melyet vizuálisan értékeltünk.

5.2.3.4

Mesterséges fertőzés és fertőzési küszöbérték vizsgálatok

A mesterséges fertőzési kísérletek előtanulmányaként (16. ábra) Karadžić és Lazarev (2005) eredményeit vizsgáltuk felül, mely szerint a Ph. visci eredményes fertőzéshez a fagyöngylevélen mikrosérülések megléte szükséges.

16. ábra: Mesterséges fertőzés micélium koronggal. (Fotó: Varga I.) 52

A vizsgálat során két, keszthelyi gyűjtésű monospórás tenyészetet (K1, K2) használtunk. Az inokulum előállításához 7 napos izolátumok aktív növekedési zónájából származó 3–5 mm átmérőjű agarkorongot szemipermeábilis membránnal fedett BDA lemezekre oltottunk, melyet 5 napig 25°C-on inkubáltuk, majd az így képződött friss micéliumut használtuk a mesterséges fertőzéshez. Az inokulálást ép és a mikrosérülések előállítása céljából karborundummal kezelt fagyöngyleveleken végeztük 4 ismétlésben 8-8 levélen. A fagyöngyhajtásokat csapvízzel feltöltött, 1 dl űrtartalmú virágfiolába állítottuk, majd azt parafilmmel légmentesen lezártuk. A növénymintákat inkubátorba helyeztük, ahol a relatív légnedvességet (RH) 75%-osra állítottuk be glicerin és víz azeotrópos keverék segítségével (Grover és Nicol 1940), majd 12 h fény/ 12 h sötét megvilágítás mellett 20°C-os termosztátban inkubáltuk. Ezen hőmérsékleti és légnedvességi értékekkel a tavaszi időjárást próbáltuk modellezni, hiszen Stojanovic (1989) szerint a spóraszóródás, valamint a fertőzés ekkor zajlik. A leveleket megnedvesítettük, majd rögzítettük a ~1,5 cm átmérőjű micélium korongokat. A frissen fertőzött leveleket kétszer nedvesítettük meg az első négy napban, majd 4 hétig inkubáltuk a növényeket. Az előtanulmányokat követően az ország különböző pontjairól gyűjtött 8 monospórás tenyészettel (2. táblázat) 3 ismétlésben végeztük el a mesterséges fertőzési vizsgálatokat, ezúttal ép fagyöngy leveleken. A kísérleti körülmények, valamint a piknídiumok meghatározása az adatelemzés módja is megegyezett az előtanulmányoknál alkalmazottakkal. A tünetek értékelése során ebben az esetben a kialakult klorózis mértkét a 2. és 4. héten felvételeztük és egy 0–4 skálán (0= nincs klorózis, 4= a levélfelület 100%-a klorotikus) értékeltük. 2. táblázat: A vizsgált minták gyűjtési helyei és kódjai. Kód

Gyűjtés helye

V. album gazdanövénye

Kód

Gyűjtés helye

V. album gazdanövénye

A

Ajka

Acer saccharinum

K3

Katafa

Tilia sp.

B

Bánhorváti

Populus sp.

K4

Körmend

Acer saccharinum

D

Dombóvár

Acer saccharinum

N

Nagybajom

Tilia cordata

H

Harkány

Acer saccharinum

R

Rábagyarmat

Tilia platyphyllos

*K1 *K2

Keszthely

Acer saccharinum Populus sp.

Sz

Szalonna

Populus sp.

* Az előtanulmányok során vizsgált minták.

53

A fertőzési küszöbérték, más néven hígítási végpont vizsgálatok (NTI) során különböző koncentrációjú spóra szuszpenzióval fertőztünk egészséges fagyöngyleveleket in vitro körülmények között. A fertőzéshez használt spóraszuszpenziót a megelőző spóraindukciós kísérletek során nyertük. A spóraszuszpenzió törzsoldatát 10 percig 5000 rpm sebességgel centrifugáltuk a micélium törmelék és a spórák szétválasztása érdekében. A centrifugálást követően a felülúszóval dolgoztunk tovább, melyből steril desztillált vízzel történő hígítást követően a következő koncentrációjú spóraszuszpenziókat készítettünk el: 6,5 × 103, 1,25 × 104, 2,5 × 104, 5 × 104, 1 × 105, 2 × 105 spóra/ml. A vizsgálatokat 4–4 ismétlésben végeztük 4 különböző bokorról származó ép fagyöngylevélen. Az előzőleg 70%-os alkohollal fertőtlenített leveleket, melyek alá steril szűrőpapír került, kezelésenként különböző steril Petri-csészébe helyeztünk el, majd minden levél felszínére 2 × 50 µl szuszpenziót cseppentettünk. A növénymintákat inkubátorba helyeztük, ahol a relatív légnedvességet (RH) 75%-osra állítottuk be glicerin és víz azeotrópos keverék segítségével (Grover és Nicol 1940), majd 12 h fehér fény/ 12 h sötét megvilágítás (Standard light color 865 fénycső) mellett 20°C-os termosztátban (Binder ATP line

KTM

) 28

napig inkubáltuk. A tünetek értékelése során a kialakult klorózist az előtanulmányok során alkalmazott módon értékeltük. A képződött piknídiumokat a 28. napon számoltuk, valamint a levelek felületét is lemértük. 5.2.3.5

Herbicid érzékenységi vizsgálatok

A Ph. visci (20/1; A törzs) herbicidekkel szembeni érzékenységét a fehér fagyöngy esetében korábban alkalmazott szisztémikus herbicid hatóanyagok (glifozát-izopropilamin só és 2,4-diklorofenoxi-ecetsav) hatóanyagok esetében vizsgáltuk, egy esetleges komplex herbicid-spóraszuszpenzió kijuttatása céljából. A herbicid érzékenység vizsgálathoz a már kb. 50–60°C-osra hűlt burgonya-dextróz agarba kevertük az előzőleg filtersterilizált herbicideket, amelyek koncentrációi megegyeztek a szántóföldi normál dózissal, valamint annak felével és másfélszeresével. A koncentrációk a következőképpen alakultak: (1) glifozát-izopropilamin só: 4,8 g/l; 9,6 /l; 14,4g/l; (2) 2,4-diklorofenoxi-ecetsav: 3 g/l; 6 g/l; 9 g/l.

54

Vizsgálatainkat BDA-n 4 ismétlésben végeztük. Kezeletlen kontrollnak a herbicidet nem tartalmazó táptalajon fejlődő Ph. visci telepeket tekintettük. A kórokozó növekedését 12 napon keresztül Karwa és mtsai (2008) módszere szerint mértük. 5.2.3.6

A mikológiai vizsgálatok statisztikai értékelése

Az adatok feldolgozását a Microsoft Office Excel 2010 programban, statisztikai elemzést pedig az R program 2.15.1. verziójával (R Development Core Team 2012), míg az R szkriptumokat Tinn-R kódszerkesztő segítségével végeztük (Faria 2011). Az elemzés során a micélium növekedésének jellemzésére, illetve a különböző faktorok hatása miatt bekövetkezett növekedés intenzitás változás megállapítására marginális regressziós modellt alkalmaztunk az “nlme” csomagból (Pinheiro és mtsai 2011). Ebben az esetben függő változóként a telepek átmérőit vettük, és a következő faktorokat használtunk fel kategóriás magyarázó változóként: (1) antibiotikumok illetve azok kombinációi, (2) herbicid koncentrációk, (3) hőmérséklet és (4) szilárd és folyékony táptalajok típusai. Az eltelt napokat (2, 4, 6, 8, 10 és 12) folytonos magyarázó változónak tekintettük. A marginális regresszió modell paramétereit az ún. restricted maximum likelihood (REML) becslési elv alapján határoztuk meg. A statisztikai elemzést a folytonos magyarázó változó (napok) kihagyásával is elvégeztük.

Az

esetleges

szignifikáns

különbség

megállapítására

egyfaktoros

varianciaelemzést (ANOVA) végeztünk, amely során az I. típusú (szekvenciális) négyzetösszegtípus szerinti felbontási elvet követtük. Az antibiotikumok esetében a 4., 8. és 12. napon, az antibiotikum kombinációk esetében a 10. napon, a herbicid koncentrációk esetében a 12. napon, a hőmérséklet esetében 4., 8. és 12. napon, a szilárd táptalajok esetében a 10. napon, valamint a folyékony táptalajok esetében pedig a 7., 14. illetve a 21. napon mért telepátmérők adatait vettük alapul. Szignifikáns különbség esetén az átlagokat Tukey-Kramerféle próbával hasonlítottuk össze, melyhez az R program „DTK” csomagját használtuk fel (Lau 2011). A főhatások és az interakciók finomabb elemzésére illetve az elsőfajú hiba (Type I error) elkerülése végett az elemzést megismételtük különböző kontrasztokkal is, aminek segítségével elsősorban azokat a szignifikáns különbségeket kerestünk, ami a kontroll illetve a 55

különböző kezelések között alakult ki. Az ún. treatment contrast-ot használtuk az egyes faktorszintek átlagának becslésére, amihez 95%-os konfidencia intervallumot (CI) is megadtunk. Az összes elemzés elvégzése után ellenőriztük az adott próbára vonatkozó alkalmazhatósági feltételeket. A normalitás vizsgálatra elsősorban a Shapiro-Wilk próbát, a szóráshomogenitás vizsgálatra pedig a Bartlett-próbát használtuk fel 1 %-os szignifikancia szint mellett. Ezenkívül az adott modell illeszkedésének jóságát megvizsgáltuk különböző diagnosztikus ábrákkal is. A

mesterséges

fertőzési

vizsgálatok

előtanulmánya

során

kétváltozós

varianciaanalizissel értékeltük a kapott eredményeket. Az elemzés során az egyik faktor a kezelés típusa (ép és karborundummal kezelt levelek), a másik pedig az inokulumok (K1, K2) voltak. Ezen faktorok függvényében vizsgáltuk az összpiknídium mennyiséget, a piknídiumok mennyiségét a levelek színén és fonákján, valamint összefüggést kerestünk a levelek nagysága és a képződött piknídiumok mennyisége között. Az összes elemzés elvégzése után ellenőriztük az adott próbára vonatkozó alkalmazhatósági feltételeket. A sporulációs, a mesterséges fertőzés és fertőzési küszöbérték vizsgálataink elemzése esetében is egyfaktoros varianciaanalízist (ANOVA) használtunk fel. Ebben az esetben a piknídiumok mennyiségét vettük folytonos függő változóként, kategóriás magyarázó változóként az egyes táptalajok típusait, a megvilágítást, az egyes spórakoncentráció mennyiségét, valamint a vizsgált törzseket. A spórakoncentráció esetében második faktorként a fagyöngylevél szerepét is figyelembe vettük, vagyis vizsgáltuk a piknídium mennyiségét egyaránt a levél színén és a fonákán is. Az elemzés további lépései megegyezik az előbb leírtakkal. A statisztikai eredményeket különböző ábrákkal is szemléltettük. Oszlopdiagramokkal ábrázoltuk az egyes telepátmérőket a különböző faktorok függvényében. Regressziós egyenessel ábrázoltuk a telepátmérők növekedését az eltelt napok, illetve a különböző faktorok függvényében. Dobozdiagramot (boxplot) használtunk fel a piknídiumok mennyiségének adataiból számolt statisztika grafikus ábrázolására. A doboz közepén a vastag vízszintes vonal jelöli a mediánt, maga a doboz az interkvartilis terjedelmet (IQR) szemlélteti, a legkisebb és a legnagyobb értékek egy-egy talppal vannak ábrázolva. A doboz elhelyezkedése a teljes talphoz viszonyítva, illetve a medián helyzet a dobozon belül információt ad az eloszlásról. Minél kisebb az interkvartilis terjedelem, annál kisebb a variancia. Az önmagában álló üres körök jelölik a kiugró értékeket.

56

6. EREDMÉNYEK ÉS KÖVETKEZTETÉSEK 6.1 A fehér fagyöngy előfordulása Magyarországon 6.1.1 A fehér fagyöngy 1920-as évekbeli elterjedésének rekonstrukciója A fehér fagyöngy hazai elterjedéséről készült első részletes tanulmányt Tubeuf (1923) közölte monográfiájában, aki Roth Gyulát kérte fel a növény hazai előfordulásának tanulmányozására. Roth még 1913-ban kezdte meg az adatgyűjtést, megfigyelései azonban az I. világháború miatt csak 1926-ban kerültek közlésre. Így Tubeuf (1923) munkájában csupán a fehér fagyöngy néhány fontosabb előfordulási helyét és gyakoribb gazdanövényeit közölte hazánk területéről, addig Roth (1926) egy pontos elterjedési térkép mellett részletesen ismertette a fontosabb gazdanövényeket és azon városok listáját, ahol a fehér fagyöngyöt megfigyelték. Munkáját Boros (1926) egészítette ki, aki számos más helyről is jelentette a félélősködőt. Az általuk megadott előfordulási helyek és Roth (1926) elterjedési térképe alapján rekonstruáltuk a fehér fagyöngy 1920-as évekbeli elterjedését, melyet florisztikai alapmező (12,5 × 11,2 km) térképen mutatunk be (17. ábra).

17. ábra: A fehér fagyöngy magyarországi elterjedése az 1920-as években a florisztikai alapmezőkön jelölve. (Tubeuf 1923, Boros 1926 és Roth 1926 közlései alapján.) 57

Az első irodalmi jelentések alapján az 1920-as években a fehér fagyöngy összesen 67 alapmezőn volt jelen, vagyis hozzávetőlegesen az ország mindössze 9%-a volt fertőzött (3. táblázat). Ekkor hazánkban az erdős területek nagysága 1,1 × 106 ha volt, tehát az ország mindössze 12%-át borította erdő. A nagyobb és egybefüggő állományok főként Dunántúlon és az Északi-középhegységben fordultak elő (Halász 1994). 3. táblázat: Magyarország nagytájainak fertőzöttsége az 1920-as években. Nagytájak

A fertőzött alapmezők aránya (db és %)

Összes alapmező

Alföld

9

2,09

388

Kisalföld

8

14,04

57

Északi-középhegység

16

16,84

95

Dunántúli-középhegység

11

23,40

47

Dunántúli-dombság

12

13,04

92

Nyugat-Dunántúl

12

18,18

66

Összes fertőzött alapmező

67

8,9

745

A potenciális gazdanövények jelenlétének hiányában a fehér fagyönggyel az Alföldön szinte egyáltalán nem találkoztak, hiszen a növény előfordulását a nagytáj területéről sem Tubeuf (1923), sem Roth (1926) nem jelentette. Boros (1926) megfigyelései alapján szórványosan a Tisza ártereiben Populus-fajokon, valamint hasonló gazdanövényen a Nyírségben és a Felső-Tisza-vidékén azonban előfordult. Ekkoriban az Alföld alig 2% volt fertőzött, hiszen a 384 alapmezőből mindössze 9 mezőn találkoztak a hemiparazita növénnyel. Bár a Tisza mentén alig, addig a Duna völgyében számos helyről beszámoltak a fagyöngy jelenlétéről. Míg Tubef (1923) nyárfákról és fűzről (Salix sp.), addig Boros (1926) hasonlóan nyárfákon, illetve akácon (Robinia pseudoacacia) is találkozott vele több Dunamenti nagyvárosban (Hegyeshalom, Mosonmagyaróvár, Esztergom). Horváth (1917) Tatán figyelte meg szintén nyárfán. Bár a folyó felső szakasza erősen, addig az Alsó-Duna-völgye egyáltalán nem volt fertőzött, hiszen mindössze egyetlen településről (Kalocsa) jelentették a növény előfordulását (Menyhárth 1887).

58

Ami a Kisalföldet illeti, Roth (1926) csak néhány szórványos előfordulást közölt a Marcal-medencéből, addig Tubeuf (1923), Linhart György elmondásaira támaszkodva, már 11 különböző gazdanövényről jelentette a hemiparazitát. Az általa megfigyelt gazdanövények az Acer rubrum, Betula pubescens, Juglans nigra, Juglans regia, Malus domestica, Populus nigra, P. × euramericana, Pinus sylvestris, Pyrus communis és Robinia pseudoacacia voltak. Ebben a tájegységben összességében 57-ből 9 alapmezőn figyelték meg a növényt, így a terület 14%-a volt fertőzött. Tubeuf (1923) monográfiájában kiemelt egy parkot Sárváron, mely Habsburg-Estei Mária Terézia Henrietta Dorottya (1849–1919) osztrák főhercegnő tulajdonában állt. A területen különösen erős fagyöngyfertőzést tapasztaltak a következő gazdanövényeken: Acer campestre, Acer rubrum, Alnus glutinosa, Betula pendula, Carpinus betulus, Celtis occidentalis, Crataegus monogyna, Fraxinus pennsylvanica, Juglans nigra, Malus domestica, Populus × euramericana, Rosa canina, Salix alba és Tilia tomentosa. Érdekesség továbbá az is, hogy fehér fagyöngy hiperparazitizmusát, vagyis a szintén parazita európai sárgafagyöngyön (Loranthus europeaeus) való élősködését, ebben a parkban már ekkor megfigyelték. Roth (1926) a Nyugat-Dunántúlon 12 alapmezőről jelentette a növényt, így a tájegység mindössze 18%-a volt fertőzött. Az Őrségben fenyőféléken (Abies alba, Picea abies, Pinus sylvestris) is megfigyelték a növényt, vagyis a V. album mindhárom alfaja már ekkor is jelen volt ezen a területen. Tubeuf (1923) munkájában a Dunántúli-középhegységet még csak nem is említi, azonban Roth (1926) számos helyről (Vértes, Bakonyalja, Öreg-Bakony) gyakori fajként jelentette a fagyöngyöt. Az 1920-as években ez a tájegysége volt az ország legfertőzöttebb területe, hiszen a Dunántúli-középhegység közel ¼-én fordult elő a növény. Ezeken a területeken főként almán (vad fajok és nemes fajták), nyárfán, juharon és hárson figyelték meg, bár Boros (1926) vörös vadgesztenyéről (Aesculus pavia) is leírta, ezzel szemben közönséges vadgesztenyén (Aesculus hippocastanum) való előfordulását ekkoriban hazánkból még jelentették. A Dunántúli-dombság területéről Tubeuf (1923) további számos gazdanövényt sorolt fel mint pl. Betula-, vagy Tilia-fajokat, illetve a vadkörtét (Pyrus pyraster). Ezen kívül Boros (1926) erős fertőzésről számolt be a Belső-Somogy területéről, leggyakrabban nyár (Populus), alma (Malus) és fűz (Salix) fajokon figyelte meg a növény károsítását. Ezzel szemben Roth (1926) a Dél-Dunántúlon szórványos fajnak tartja és csak 12 alapmezőről jelentette.

59

Az Északi-középhegység tekintetében sem Tubeuf (1923), sem Boros (1926) nem számolt be a fagyöngy jelenlétéről, azonban Roth (1926) 96-ból 16 alapmezőn találta meg a növényt. A tájegységek közül itt volt a legmagasabb a fertőzött alapmezők száma, a fertőzöttség aránya azonban így is csak 16% volt. A fagyöngy jelenléte a Gödöllőidombságban igen markáns, míg a Sajó és Hejő völgyében (Miskolc és Miskolctapolca környéke) szórványos volt. Roth (1926) a már említett gazdanövényeken kívül megfigyelte továbbá Acer pseudoplatanus, A. platanoides, Populus alba, Prunus domestica, P. avium, Salix alba, Salix fragilis, Sorbus aucuparia, Tilia cordata, T. platyphyllos, T. tomentosa fajokon is. Az általa jelzett 258 megfigyelés során 41 alkalommal nyárfán, 60 alkalommal almán (vad fajokon és nemes fajtákon egyenlő arányban), szintén 60 alkalommal akácon, 21 alkalommal fűzfán és körtén, 19 alkalommal hárson, 16 alkalommal juharon és 14 alkalommal nyitvatermő fajokon találta meg a fehér fagyöngyöt. Kiemelte továbbá annak takarmánynövényként való alkalmazását, melyet tehenek, szarvasok és őzek téli takarmányozásra alkalmaztak.

6.1.2 A fehér fagyöngy hazai előfordulása az 1990-es évektől napjainkig Tubeuf (1923) monográfiája és Roth (1926) részletes vizsgálata után kb. 60 évig átfogó tanulmány a fehér fagyöngy hazai elterjedéséről nem született, bár néhány szerző tanulmányozta a növény biológiáját, terjedését és népi gyógyászatban betöltött szerepét (Rapaics 1938, Natter-Nád 1943, Palocsay és Szilágyi 1971, Fekete 1972), majd az 1990-es évek elejétől ismét megszaporodtak a növénnyel kapcsolatos florisztikai jellegű tanulmányok. Gencsi és Vancsura (1992) a Dunántúlon gyakori, míg az Északi-középhegység és a Duna-Tisza közén szórványosan előforduló fajnak írta le. Az erdőgazdálkodók 1990 óta jelentik a fehér fagyöngy kártételét az Erdészeti Tudományos Intézet (ERTI) központja felé. Az összesített adatok (18. ábra) alapján a kártétel mértéke az 1990-es évek elején 300–1300 ha között mozgott, 10 évvel később 800 és 1200 ha között változott, majd 2007-től ugrásszerűen megemelkedett. Ekkor 1800–3000 ha volt a jelentett fertőzött területek nagysága. A terület növekedésével a fertőzés intenzitása is változott, hiszen amíg a ‟90-es évek elején az alacsony és közepes, addig napjainkban az ERTI adatai alapján az erősen fertőzött területek részaránya a meghatározó (18. ábra, az összefoglaló táblázat a Mellékletek c. fejezetben található). 60

18. ábra: A fertőzött területek nagysága és a fertőzés erősségének megoszlása az Erdészeti Tudományos Intézet (ERTI) adatai alapján 1990 és 2011 között. Gencsi és Vancsura (1992) rövid jelentése után Bartha és Mátyás (1995) közölt egy összefoglaló térképet, melyen a fehér fagyöngyöt összesen 275 alapmezőről jelentették (4. táblázat és 19. ábra) elterjedéséről. Az 1990-es évek közepére Roth (1926) megfigyeléseihez képest a fertőzött területek nagysága háromszorosára nőtt és az ország alapmezőinek kb. 1/3-a volt fertőzött. 4. táblázat: Magyarország nagytájainak fertőzöttsége az 1920-as évektől napjainkig. A fertőzött alapmezők aránya (db és %) Nagytájak

1920-as évek

1990-es évek

Összes alapmező

2010-ben

Alapmező

%

Alapmező

%

Alapmező

%

Alföld

9

2,09

48

12,37

66

17,01

388

Kisalföld

8

14,04

34

59,65

48

84,21

57

16

16,84

60

63,16

41

43,16

95

11

23,40

42

89,36

35

74,47

47

12

13,04

34

36,96

64

69,57

92

12

18,18

57

86,36

59

89,39

66

67

8,99

275

36,91

313

42,01

745

Északiközéphegység Dunántúliközéphegység Dunántúlidombság NyugatDunántúl Összes fertőzött alapmező

61

19. ábra: A fehér fagyöngy magyarországi elterjedése az 1990-es évek közepén a florisztikai alapmezőkön jelölve. (Bartha és Mátyás (1995) nyomán.)

Az ország tájegységei közül a legnagyobb arányban a Nyugat-Dunántúlon és a Dunántúli-középhegységben volt jelen a növény, itt a fertőzött területek nagysága közel 90% volt. Az Északi-középhegységben a fehér fagyöngyöt közel 60 alapmezőről jelentették, így a terület több mint 60%-a volt fertőzött. Hasonló volt a helyzet a Kisalföldön is, hiszen 34 alapmező, vagyis a terület 60% volt fertőzött, míg az Alföld esetében csak a terület 12%-án találtak fagyöngyöt. A fertőzött területek növekedésén túl az erdősültség is jelentősen nőtt az utóbbi 90 évben, hiszen az erdőborítottság az 1920-as években 1,1 × 106 ha, az 1990-es években 1,7 × 106 ha, majd 2006-ra már 1,8 × 106 ha volt, ami az ország közel 20%-a. A legnagyobb egybefüggő erdővel borított területek napjainkban is a Dunántúlon találhatóak. Az erdősültség aránya a Nyugat-Dunántúlon (Zala és Vas megye) a legnagyobb, de az Alföld és az Északiközéphegység területein is jelentős volt az erdővel borított területek növekedése (Kottek 2008). Napjainkban a Magyar Flóratérképezési Program adatbázisa és a saját megfigyeléseink alapján jelenleg a fehér fagyöngy 313 alapmezőn van jelen, vagyis Bartha és Mátyás (1995)

62

megfigyeléseihez képest az alapmezőkre vetítve kevesebb, mint 15 év alatt további kb. 5%-ot emelkedett a fertőzött területek nagysága. A legnagyobb arányú növekedést a Dunántúli-dombság területén figyeltük meg, ahol az 1990-es évek közepén még csak 34 alapmező volt fertőzött. Itt a fertőzött alapmezők száma csaknem megduplázódott, hiszen 64 alapmezőn találkoztunk a növénnyel. Jelenleg a nagytájak közül az Alföldön detektálható a legtöbb fertőzött alapmező (66 db), bár arányaiban tekintve továbbra is ebben a térségben a legalacsonyabb a fertőzöttség, hiszen mindössze a terület 17%-án fordul elő a hemiparazita. Jelentős növekedést tapasztaltunk a Kisalföld területén is, ahol mára 57-ből 48 alapmező fertőzött, vagyis a terület több mint 80%-án jelen van a fehér fagyöngy. Arányaiban tekintve a legnagyobb fertőzöttség a Nyugat-Dunántúlon fordul elő, hiszen itt 66-ból 59 alapmezőről jelentették a növényt, vagyis a terület, több mint 90%-a fertőzött. Érdekesség továbbá az is, hogy vizsgálataink során a Dunántúli-középhegységben és az Északi-középhegységben kevesebb fertőzött alapmezőt találtunk, mint amennyit Bartha és Mátyás (1995) tizenöt évvel korábban jelentett. Mindazonáltal ezeken a tájegységeken is jelentős területeken találkozhatunk a növénnyel, hiszen a Dunántúli-középhegység 74%-a, az Északi-középhegység 43%-a fertőzött.

6.1.3 A fehér fagyöngy előfordulási gyakorisága napjainkban Bár a fertőzött terültetek nagysága közel négyszeresére nőtt Roth (1926) megfigyelései óta, azonban az ország kb. 2/3 része továbbra sem fertőzött. Az ERTI adatai alapján napjainkban az erősen fertőzött területek jóval magasabb arányúak (18. ábra), azonban saját megfigyeléseink alapján a kevésbé és közepesen fertőzött területek részaránya magasabb. Vizsgálataink szerint a gyengén fertőzött területek az ország összterületének 11%-át érintik, valamint a közepesen fertőzött területek aránya szintén 10% körüli, addig erős fertőzés pedig csak az ország kb. 5–6%-án tapasztalható (5. táblázat). Azok a területek, ahol a fehér fagyöngy erősebb fellépését tapasztaltuk, ott fordulnak elő, ahol eredetileg már Roth (1926) is megfigyelte a fagyöngy fellépését. A nem fertőzött területek részaránya továbbra is az Alföldön a legnagyobb, itt a fertőzött területek főleg a tájegységek határain találhatóak, míg a terület központi régiója továbbra sem fertőzött. Bár ebben a tájegységben is a kevésbé fertőzött területek vannak többségben (kb. 4%), valamint az erősen fertőzött területek részaránya is csak 2%, azonban a

63

legnagyobb egybefüggő és összességében az ország legerősebben fertőzött területe is az Alföldön fordul elő (20. ábra). 5. táblázat: A fehér fagyöngy fertőzés intenzitásának alakulása Magyarország nagytájain napjainkban.

A fertőzött kvadrátok aránya (db és %) Nagytájak

Nem fertőzött

Bizonytalan

Gyenge fertőzöttség

Közepes fertőzöttség

Erős fertőzöttség

Összes kvadrát

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Alföld

1386

90,77

11

0,72

63

4,13

35

2,29

32

2,10

1527

Kisalföld

54

30,34

13

7,30

57

32,02

38

21,35

16

8,99

178

Északiközéphg.

280

79,77

4

1,14

38

10,83

17

4,84

12

3,42

351

Dunántúliközéphg.

84

44,92

2

1,07

46

24,60

42

22,46

13

6,95

187

Dunántúlidombság

181

51,86

4

1,15

72

20,63

56

16,05

36

10,32

349

NyugatDunántúl

51

21,07

17

7,02

44

18,18

86

35,54

44

18,18

242

Összes kvadrát

2036

71,84

51

1,80

320

11,29

274

9,67

153

5,40

2834

A Felső-Tisza-vidékén található nyárfaligetek és az utak menti nyárfasorokon tömegesen találkozhatunk a hemiparazitával, a bokrok nagysága pedig jóval átlag feletti. Mindezt saját megfigyelésünk is alátámasztja, ugyanis a 2010-es mintavételezés során Sárospatakon, egy nyárfán növő 1,6-1,7 m átmérőjű fagyöngybokrot dokumentáltunk. Nagyobb számban van jelen továbbá a fehér fagyöngy a Tisza-völgyében főleg Salix fajokon, addig a Nyírségben már alacsonyabb számban főként akácon (Robinia pseudoacacia) találkozhatunk vele. Az Alföld dunántúli részein magasabb fertőzés csak Mohács környékén (Mohácsi teraszos sík és Mohácsi-sziget) detektálható, továbbá a Drávamelléken szórványosan, míg a Mezőföldön szinte egyáltalán nem találkozhatunk fagyönggyel (20. ábra).

64

20. ábra: A fehér fagyöngy fertőzöttség intenzitásának alakulása 2002-től napjaikig. (Fehér: nem fertőzött területek; sárga: alacsony, narancs: közepes, piros: erősen fertőzött kvadrátok; szürke: 2005 előtti, bizonytalan adatok. Készült a saját megfigyelésink és a Flóratérképezési Program adatbázisa alapján.) Míg az Alföld igen jelentős része nem fertőzött, addig a másik síkságunkon, a Kisalföldön, alacsony egyedszámban ugyan, de szinte mindenütt előfordul a fagyöngy. Napjainkra a Szigetköz közepesen fertőzött területté vált, míg erősebb fertőzést tapasztalhatunk a Duna-völgyében és a Győr-Tatai teraszvidéken, valamint a Marcalmedencében. Érdekesség, hogy amíg Roth (1926) idejében egy erősebben fertőzött régiót a Marcal-medence szomszédságában elterülő Öreg-Bakonyban találhattunk, addig mára ez a központ kissé északkeletebbre terjedt, illetve áttolódott a Marcal-medencébe. Természetesen közepesen és erősebben fertőzött területekkel még mindig találkozhatunk az Öreg-Bakonyban és Bakonyalján, ma már azonban az Észak-Dunántúl legerősebben fertőzött régióját ezen két középtáj együttesen alkotja. Az Északi-középhegység az ország második legkevésbé fertőzött tájegysége az Alföld után, mivel a terület alig 10%-a fertőzött. Ebben a tájegységben szórványosan alacsony fertőzöttségű kvadrátok fordulnak elő, míg a Gömör-Hevesi-dombság és a Borsodi-dombság 65

északi területei közepesen fertőzöttek. Továbbá hasonló erősségű fertőzöttséget tapasztaltunk a Cserehát-hegység déli lábánál a Sajó és Hernád közötti területeken, de ez az összterület mindössze 5%-a. Az Északi-középhegységben a megszokottaktól jelentős eltérést tapasztaltunk a Gödöllői-dombság területén, itt ugyanis a fehér fagyöngy számos gazdanövényen nagy tömegben fordul elő. A terület egyik centruma a Gödöllői kastélypark, ahol a V. album leggyakoribb gazdanövényei nagy számban fordulnak elő. Erről a területről egyébként már Roth (1926) is erősebb fertőzést jelentett, mely a mai napig megmaradt. Érdekesség, hogy Bartha és Mátyás (1995) a tájegység 2/3-áról jelentette a fehér fagyöngyöt, addig mi a Gödöllői-dombság erősebb fertőzött régióin kívül szinte alig találkoztunk a növénnyel. A fehér fagyöngy jelenléte a Dunántúli-középhegységben igen változatos képet mutat. Az erősen fertőzött területek, mely a tájegység mindössze 7%-a, az Öreg-Bakony és Bakonyalja vidékére centralizálódnak, addig a jóval nagyobb arányban előforduló (kb. 22%) közepesen fertőzött területek elszórva fordulnak elő (Keszthelyi-hegység, Déli-Bakony). A Balaton északi partja szinte egyáltalán nem fertőzött, valamint a Balaton-felvidéken és a Veszprém-Nagyvázsonyi-medence területén is csak alacsony egyedszámban figyeltük meg a növényt. A Dunántúli-dombságon az erősen fertőzött területek a Zselicben és Belső-Somogyban találhatóak, vagyis ugyanott, ahol Roth (1926) szintén megfigyelte a fehér fagyöngyöt. Ugyancsak találkozhatunk egy erősebben fertőzött területtel a Mecsektől északra fekvő Völgységben is. A közepesen fertőzött vidékek ezen területek körül elszórva találhatóak és keleten egészen a Belső-Somogy határáig, nyugaton pedig a Sió-csatornáig elnyúlnak. Az erősen fertőzött területek részaránya 10%, a közepesen fertőzötteké 18%, míg a gyengén fertőzött területek nagysága kb. 20%. A Nyugat-Dunántúlon, ahol a legnagyobb az erdősültség az országban (Kottek 2008), tapasztaltuk a fehér fagyöngy legnagyobb arányú fertőzését. Ennek a tájegységnek több mint ¾-e fertőzött, sőt az erősen fertőzött területek részaránya is itt a legnagyobb, ami közel 20%. A fehér fagyöngy terjedése Roth (1926) megfigyeléseihez képest szintén a NyugatDunántúlon volt a legnagyobb, hiszen míg ő csak néhány helyről említi a növényt, addig mára ez a legfertőzöttebb tájegység. Az erősen fertőzött területek a tájegység nyugati vidékén (Alpokalja, Őrség), valamint a Zalai-dombságban és a Rába-völgyében találhatóak. Ezen területeken kívül majdnem az egész tájegység közepesen fertőzött, melynek aránya 36%. A kevésbé fertőzött területek a Nyugat-Dunántúl északi vidékén találhatóak (Kemeneshát, VasSoproni-síkság), mely részaránya 18%. 66

További érdekesség ezzel a tájegységgel kapcsolatban az is, hogy csak itt fordulnak elő a fagyöngy nyitvatermőkön élő alfajai. Az Abies fajokon megtelepedő V. album subsp. abietis példányaival csak az Soproni-helységben találkozhatunk (21. ábra [A] kép). Hasonlóan alacsony egyedszámban fordul elő hazánkban a V. album subsp. austriacum is, bár ennek az alfajnak az előbbinél valamivel nagyobb az elterjedési területe. Szórványos előfordulását a Soproni-hegységben figyelhetjük meg, míg nagyobb egyedszámban a Kőszegi-hegységben, a Vasi-hegyháton és a Balfi-dombságban találkozhatunk vele. A növény elterjedési területe az Őrség déli és nyugati vidékére is elnyúlik, ahol leggyakrabban erdeifenyőt (Pinus sylvestris) parazitál (21. ábra [B] kép).).

21. ábra: A V. album subsp. abietis (A) és a V. album subsp. austriacum (B) elterjedése hazánkban. (Készült a saját megfigyelésink és a Flóratérképezési Program adatbázisa alapján.) 67

6.1.4 A fehér fagyöngy gazdanövényei Magyarországon

22. ábra: Fehér fagyöngy fertőzése különböző gazdanövényeken. A: Nyár (Populus sp.), Pósfa; B: alma (Malus sp.), Keszthely; C: körte (Pyrus sp.), Gödöllő; D: erdeifenyő (Pinus sylvestris), Sopron; E: berkenye (Sorbus sp.), Sásd; F: ezüst juhar (A. saccharinum), Dombóvár. (Fotó: Varga I.). 68

A fehér fagyöngy leggyakoribb gazdanövényei tekintetében jelentős változást nem figyeltünk meg, azok javarészt megegyeztek Roth (1926) által közölt fajokkal. Az országos fagyöngy felmérésen leggyakrabban a következő fajokon találkoztunk a növénnyel: nyár (Populus spp.), alma (főként vad és régi tájfajták), juhar (Acer spp.), hárs (Tilia spp.), akác (Robinia pseudoacacia), fűz (Salix spp.) és nyír (Betula spp.). Erős fertőzést figyeltünk meg továbbá ezüst juharon (Acer saccharinum) és berkenyén (Sorbus spp.) lakott területeken, városi parkokban vagy útmenti fasorokon (22. ábra). Bár a fent említett fajokon találkozhatunk leggyakrabban a növénnyel, előfordulhat továbbá vadgesztenyén (Aesculus hippocastanum), gesztenyén (Castanea sativa), szirti fanyarkán (Amelanchier ovalis), mandulán (Amygdalus spp), ostorfán (Celtis spp.), meggyen és cseresznyén (Cerasus spp.), mogyorón (Corylus avellana), naspolyán (Mespilus germanica), komlógyertyánon (Ostrya carpinifolia) és vörös tölgyön (Quercus rubra) (Bartha 2012). Napjainkban a következő fajok sorolhatók a fehér fagyöngy 18 leggyakoribb gazdanövénye közé a Flóratérképezési Program adatbázisa alapján: Acer campestre, A. platanoides, A. pseudoplatanus, A. saccharinum, A. tataricum, Betula pendula, Malus domestica, M. sylvestris, Populus × canescens, P. alba, P. nigra, P. tremula, Robinia pseudoacacia, Salix alba, S. fragilis, Tilia cordata, T. platyphyllos, T. tomentosa. Ezen fajok előfordulásának gyakoriságában igen nagy változatosság tapasztalható az ország különböző tájegységei esetében. A fajok előfordulását a 23. ábra mutatja, valamint megtalálható egy összefoglaló táblázat a Melléklet c. fejezetben. Vizsgálataink alapján hazánk területén egyetlen olyan kvadrát sem található, melyben a maximális 18 gazdanövény egyidőben előfordulna, illetve csupán néhány kvadrátban mutattuk ki 17 potenciális gazdanövény egyidejű jelenlétét. Az ország legnagyobb részén (36%-án) egyszerre egy kvadrátban átlagosan 5–8 gazdanövény fordul elő, míg 9–12 gazdanövényt az ország területének 29%-án, 1–4 gazdanövény jelenlétét pedig az ország területének 22%-án találhatunk. A gazdanövények arányáról az ország 2834 kvadrátjának mindössze 7%-ából nincs adatunk, azonban ezen “vak” kvadrátok jelentős része Duna-Tiszaközén található, ahol a fehér fagyöngy nem fordul elő (23. ábra).

69

23. ábra: A fehér fagyöngy 18 leggyakoribb gazdanövényének előfordulása hazánkban a Flóratérképezési Program adatbázisa alapján. (Fehér/üres kvadrát: nincs adat, citromsárga kvadrát: egyetlen potenciális gazdanövény sincs jelen, fekete kvadrát: 17 potenciális gazdanövény együttes jelenléte.)

Hazánkban fehér fagyönggyel fertőzött területek legnagyobb részén (54 %-án) olyan kvadrátok fordulnak elő, melyben a potenciális gazdafajok száma 9–12 közötti. Azokban a kvadrátokban, ahol a potenciális gazdanövények száma ennél magasabb a fertőzött területek aránya is növekszik, mivel 13–16 faj jelenléte esetén már a kvadrátok 2/3-a fertőzött. Abban az esetben, ha a potenciális gazdanövények száma nagyobb mint 8, a fagyöngy jelenléte ugrásszerűen nő, míg azokban a kvadrátokban, ahol a fajok száma ennél alacsonyabb, ugrásszerűen csökken (24. ábra).

70

24. ábra: A 18 leggyakoribb potenciális gazdanövény előfordulásának megoszlása Magyarország összterületén a fagyönggyel fertőzött és nem fertőzött kvadrátokban.

Azokban a kvadrátokban, ahol a fehér fagyöngy nincs jelen, 5–8 potenciális gazdanövény jelenléte a leggyakoribb (38%), valamint a nem fertőzött területek további 22%án 1–4 potenciális gazdanövény található. Mindez azt mutatja, hogy a fehér fagyöngy által nem fertőzött területek területek közel 2/3-án a 18 leggyakoribb gazdanövényből mindössze maximálisan csupán 8 lehetséges gazdafajok fordul elő egyidőben. Így megállapítható, hogy azokon a területeken, ahol a fehér fagyöngy nincs jelen, a félparazita által kedvelt gyakori gazdanövényekkel sem találkozhatunk. Érdekesség azonban, hogy a két legkevésbé fertőzött tájegység, az Alföld és az Északiközéphegység

esetén

jelentős

eltérés

tapasztalható

a

lehetséges

gazdanövények

előfordulásában a nem fertőzött területeken, fehér fagyönggyel mindkét tájegység esetén azonban igen ritkán találkozhatunk (25. ábra). Amíg az Alföld nem fertőzött területeinek legnagyobb részén a 18 legkedveltebb gazdanövények közül mindössze 5–8 fajt található, addig az Északi-középhegység hasonlóan nem fertőzött területein már 9–12 fajjal találkozhatunk, vagyis utóbbin a fehér fagyöngy megtelepedésére alkalmas gazdanövények száma jóval magasabb. A kedvelt gazdanövények nagyobb arányú jelenléte erősebb fagyöngy fertőzöttséget feltételezne, ez azonban az Északi-középhegység esetén mégsem így van, hiszen ezen a területen az Alföldhöz hasonlóan a fehér fagyöngy csak elszórtan fordul elő.

71

25. ábra: A 18 leggyakoribb potenciális gazdanövény előfordulása a fagyönggyel nem fertőzött kvadrátokban (Alf.: Alföld, Kisa.: Kisalföld, Ny-Dt.: Nyugat-Dunántúl, É-kh.: Északi-középhegység, D-kh.: Dunántúli- középhegység, D-Dt.: Dunántúli-dombság).

Az Alföld esetében a tájegység nem fertőzött régiói, illetve az alacsony számú potenciális gazdanövényt tartalmazó kvadrátok is a tájegység központi részében centralizálódnak. A tájegység északkeleti részén (Felső-Tisza vidéke, Nyírség stb.) a potenciális gazdanövények száma már jóval magasabb, itt átlagosan 9–12, vagy ennél több faj fordul elő egyidőben. A fehér fagyöngy nagyobb arányú jelenlétével leginkább ezeken a területeken találkozhatunk, mindez azonban csak a tájegység mindössze 12%-át érinti. A másik síkságunkon, a Kisalföld területének közel felén (41%-án) 9–12 potenciális gazdanövény található, valamint a terület további 38%-án 5–8 potenciális gazdanövény fordul elő egyidőben. Elképzelhető, hogy az Alfölddel ellentétben az itt megtalálható magasabb gazdanövényszám is hozzájárul ahhoz, hogy a terület közel 60% fertőzött, igaz a terület nagy része gyengén, vagy csak közepesen fertőzött. A többi tájegységben (Dunántúli-középhegység, Nyugat-Dunántúl és Dunántúlidombság) szintén azok a kvadrátok vannak többségben (kb. 50%), melyben 9–12 potenciális gazdanövény található, míg a maradék terület 30-40%-án 5–8 potenciális gazdanövény fordul elő. Azokban a tájegységekben, ahol a magasabb az egy kvadrátban élő potenciális gazdanövények száma a fehér fagyönggyel fertőzött területek aránya is jóval nagyobb (26. ábra).

72

26. ábra: A 18 leggyakoribb potenciális gazdanövény előfordulása a fagyönggyel fertőzött kvadrátokban (Alf.: Alföld, Kisa.: Kisalföld, Ny-Dt.: Nyugat-Dunántúl, É-kh.: Északiközéphegység, D-kh.: Dunántúli- középhegység, D-Dt.: Dunántúli-dombság). A fehér fagyöngy, illetve a leggyakoribb gazdanövényeinek előfordulását vizsgálva megállapítható, hogy a félparazita jóval nagyobb arányban fordul elő azokon a helyeken, ahol a növény által kedvelt gazdanövényeinek aránya magasabb, míg előfordulása ritkább azokon a területeken, ahol a gyakori gazdafák jelenlét is alacsonyabb. Ez alól kivételt képez az Északi középhegység, ahol bár magasabb a fehér fagyöngy lehetséges gazdafajainak jelenléte, a növény fertőzésével csak szórványosan találkozhatunk.

6.1.5 A fehér fagyöngy elterjedését befolyásoló tényezők A V. album egy adott élőhelyen való megtelepedését és terjedését számos tényező befolyásolhatja, mint pl. az adott terület erdősültsége, a növényállomány összetétele és vitalitása, abiotikus hatások (pl. aszály, talajállapot, fény) és különböző emberi beavatkozások (pl. művelési módok). A fehér fagyöngy terjedésének egyik kulcskérdése a kedvező élőhely, vagyis jó vízellátottságú területeken élő potenciális gazdanövények és a terjesztő ágensek (pl. léprigó) megléte. Így mindazok az emberi tevékenységek, melyek ezek meglétét, vagy hiányát befolyásolják közvetve, vagy közvetlenül hathatnak a növény elterjedésére. A potenciálisan elérhető gazdanövények jelenlétét előrelendítik, arányát pedig kedvezően alakítják az erdőtelepítések, városokban a gyarapodó közparkok, lakott területeken 73

kívül a sorfák megjelenései, sík területeken a ligeterdők, ártéri erdők, papírnyár ültetvények telepítései. Az utóbbi 100 év erdőtelepítései nyomán Magyarország erdősültsége majdnem a duplájára nőtt, mely tényező minden bizonnyal jelentősen hozzájárult a fehér fagyöngy terjedéséhez. Természetesen nem elhanyagolható tényező az sem, hogy az erdőtelepítések és parkosítások, összességében a fajok kiültetésekor az eltelepített fafajok aránya milyen volt, hiszen frissen eltelepített területeken a fagyöngy számára kedvező faji összetétel is hozzájárulhat a növény további terjedéséhez. A különböző emberi beavatkozások azonban nemcsak pozitívan, hanem negatívan is befolyásolhatják a fagyöngy terjedését. A mezőgazdasági művelési módok megváltozásával az utóbbi évtizedekben jelentősen csökkent

a fagyöngybokrok száma a nemes

gyümölcsfajtákon (alma, körte, cseresznye, szilva stb.), hiszen az intenzív termesztési módok alkalmazása mellett nevelt alma, vagy más gyümölcs ültetvényeken a fehér fagyöngy megtelepedésére szinte lehetetlen, mivel a növények vágási fordulója nagyon rövid, valamit metszéssel a parazitát rögtön eltávolítják. Így az egykoron leggyakoribb gazdafajon, az almán (Malus domestica) ma már csak akkor találkozhatunk fagyönggyel, ha egy régi tájfajtákból álló elhagyatott ültetvényen járunk (Jandrasits 2011). Erősebb fertőzés fordulhat elő napjainkban elhanyagolt telkek magányos almafáin, vagy közparkok idősebb díszfának ültetett almák esetében is. Kétségtelen tehát az ember közvetett hatása a gazdanövényeken, az erdő- és mezőgazdasági művelésen keresztül, de hozzájárulhat-e még az ember a fagyöngy terjedéséhez valamilyen módon? Számos kutatás bizonyította, hogy azokon a helyeken, ahol nagyobb az erózió és több az aszályos napok száma, a gazdanövények legyengülnek, ezáltal fogékonyabbá válnak a hemiparazita fertőzésére. Bár a fehér fagyöngy megtelepedését és annak, az erdészeti leromlási spirálban való szerepét nem lehet teljesen szétválasztani, az kétségtelen, hogy a globális felmelegedés és annak károkozása emberi tevékenységre vezethető vissza. Bár a fehér fagyöngy egy adott területen való megtelepedéséhez elengedhetetlen a megfelelő gazdanövények jelenléte, a terjedéshez az is szükséges, hogy egy adott területre, ahol sok potenciális gazdanövény fordul elő, eljussanak a magok. Így a terjesztő vektorok előfordulása, azok élőhely igénye és a költő párok száma is igen jelentős befolyással bír a hemiparazita terjedésére. Mindezt már Tubeuf (1923) is felismerte, aki számos madárfajt nevezett meg (pl. Turdus viscivorus, T. pilaris, T. iliacus) terjesztőként. Roth (1926) ezen fajok szerepét nem ismerte el és inkább más fogyasztó ágenseket (Martes foina, Vulpes vulpes, Sciurus vulgaris) emelt ki. 74

Hazánkban a Turdus fajok közül a legjelentősebb terjesztő a léprigó, mely hegy- és dombvidéki erdeink helyenként (Nyugat-Dunántúl, Dunántúli- és Északi-középhegység) viszonylag gyakori fészkelője (27. ábra, Hagemeijer és Blair 1997, Magyar Madártani Egyesület 2013). Szórványos a Tiszántúl öreg maradványtölgyeseiben, illetve a Kiskunság homoki erdőiben, valamint a Nyírségben is költ (Zalai és Haracsi 2008, Juhász 1995). Megfigyelték továbbá a Hanságban (Balsay 1986), és a Dunántúli-dombságban is (Kasza 1983). A Magyar Madártani Egyesület (2013) adatai alapján 1992 és 2002 között a költőpárok számát 4.000–25.000-re becsülték, mely az utóbbi években folyamatosan emelkedik. A nyugat-európai populációkhoz hasonló urbanizációjának kérdése már korábban felmerült (Horváth 1976) de a tényleges városi környezetben való költést csak később írták le (Füri és Tamás 2009, Juhász 1995, Rózsa 2003). Mindazonáltal a léprigó városokba való behúzódása inkább a téli időszakban, a fagyöngybogyók érésekor jellemző (Zalai és Haracsi 2008).

27. ábra: Léprigó élőhelyei Magyarországon 1985–1992 között. (Forrás: Magyar Madártani Egyesület.) Összevetve a fehér fagyöngy és a léprigó elterjedési területeit, egyértelműen kijelenthető, hogy a két terület között igen nagy átfedések vannak. A Dunántúl azon részein, ahol a léprigó is jelen van, agy fehér fagyöngy erősebb fertőzést mutattunk ki. A Kisalföldön, ahol a léprigó alacsonyabb számban fordul, ott a fagyöngy fertőzöttsége is alacsonyabb intenzitású. Ami az Alföldet illeti, a fehér fagyöngy hiányzik ugyan a Duna-Tisza közéről, de a Nyírségben és a Felső-Tisza-vidékén tömegesen fordul elő, és ezekről a területekről a léprigót is többször jelentették. Az Alföld középső régióiban, ahol a léprigó nem fordul elő, valamint a potenciális gazdanövények jelenléte is igen alacsony, fehér fagyönggyel sem lehet találkozni. 75

6.2 A Phaeobotryosphaeria visci vizsgálatai 6.2.1 A Ph. visci hazai elterjedése és a monospórás tenyészetek

A 2010. évi országos mintavételezés során 39 helyről gyűjtöttünk be fertőzött fagyöngyleveleket (28. ábra és 6. táblázat). A laboratóriumi vizsgálatok során valamennyi mintából megkíséreltünk monospórás tenyészetet előállítani, ez azonban csak 20 minta esetén sikerült (6. táblázat), a többi minta esetében a Ph. visci spórái nem csíráztak. A nem csírázó minták általában olyan helyekről származtak, ahol a fehér fagyöngy előfordulása is ritkább volt. Elképzelhető, hogy ezeken a helyeken az alacsony számú gazdanövényen a fertőzés ritkábban tud kialakulni és ezért is tudtunk csak idősebb, már nem csírázó mintákat begyűjteni.

28. ábra: A fehér fagyöngy hazai elterjedése (szürke) és a Ph. visci (fekete) minták gyűjtési helyei (fekete). A monospórás tenyészetek spontán sporulációját, vagyis az ivartalan termőtestek (piknídiumok) képződését a passzálások során feljegyeztük, valamint az átlagnál gyorsabban növekedő izolátumokat megjelöltük. Ezen tenyészetek listája szintén a 6. táblázat mutatja. 76

6. táblázat: Ph. visci gyűjtési helyei és a monospórás tenyészetek jellemzése. Kód

Gyűjtési hely

Monospórás Spontán tenyészet sporuláció

Növekedés BDA-n

G20

Ajka

Igen

++++

++++

G17

Bakonykoppány

Nem

–

–

G33

Baktalórántháza

Igen

Nem

+

G28

Bánhorváti

Igen

+

+

G30

Belegrád

Igen

Nem

+

G7

Borsfa

Nem

–

–

G35

Dombóvár

Igen

G5

Esztergályhorváti

Nem

+ –

+ –

G14

Fertőszentmiklós

Nem

–

–

G6

Galambok

Nem

–

–

G25

Gödöllő

Igen

Nem

++

G38

Harkány

Igen

G1

Hévíz

Nem

Nem –

++ –

G19

Iszkáz

Nem

–

–

Ö5 (K3)

Katafa

Igen

+++

++++

GK K1, K2 G12

Keszthely Kisunyom

Igen Igen Nem

++ +++ –

++ ++ –

Ö6 (K4)

Körmend

Igen

G36

Mánfa

Nem

+++ –

+++ –

G32

Mezőladány

Nem

–

–

G22

Mór

Nem

–

–

G41

Nagybajom

Igen

+

++

G11

Nova

Nem

–

–

G23

Oroszlány

Igen

+

+

G10

Páka

Igen

G18

Pápa

Nem

++ –

++ –

G37

Pécs

Nem

–

–

*A Keszthelyen gyűjtött mintákból számos további monospórás tenyészetet állítottunk elő a molekuláris genetikai vizsgálatokhoz, kódjuk Phaeo1–Phaeo20 volt.

77

6. táblázat (folytatás)

G16

Pénzesgyőr

Monospórás Spontán tenyészet sporuláció – Nem

G13

Pósfa

Igen

+

++

Ö7

Rábagyarmat

Igen

+

++

G29

Szalonna

Igen

Nem

+

G34

Szekszárd

Igen

G21

Szentgál

Nem

+ –

+ –

G40

Szentlászló

Nem

–

–

G39

Szigetvár

Igen

G24

Tarján

Nem

++ –

+ –

G31

Tiszabezdéd

Nem

–

–

G15

Veszprémvarsány

Nem

–

–

Ö4

Zalaegerszeg

Igen

+++

++

Kód

Gyűjtési hely

Növekedés BDA-n –

Sporuláció és micélium növekedés: intenzíven…………++++ jól…………………+++ gyengén…………..++ nagyon gyengén.....+

A monospórás tenyészetek közül nagyon intenzív sporulációt (30-40 db piknídium/ Petri-csésze) és gyors növekedést tapasztaltunk az Ajkán (G20) gyűjtött mintákon, míg a Katafán (Ö5) Körmenden (Ö6), Zalaegerszegen (Ö4) és Keszthelyen (K1) gyűjtött minták esetén a törzsek jól sporuláltak (10-20 db piknídium/Petri-csésze) 8 hét után. Általánosságban a jobban sporuláló törzsek intenzívebben is fejlődtek. Számos törzs lényegesebben lassabban növekedett, valamint 8 hét után még egyáltalán nem, vagy alig (3-5 db piknídium/Petricsésze) sporulált. A Ph. vsci tenyészeteinek fenntartása során egyetlen esetben sem figyeltük meg az ivaros termőtestek képződését. A törzsek makromorfológiája minden esetben hasonló volt, egyetlen törzs esetében sem tapasztaltunk különösebb eltérést. A micélium a kezdeti időszakban pelyhes és krémszínű volt, míg 2–3 hét elteltével kezdetben a telepek fonákja, végül az egész izolátum sötétbarnára, majd feketére színeződött.

78

A 2010-es mintagyűjtés során a Ph. visci természetes előfordulása jóval gyakoribb volt a Dunántúlon, különösen azokon a helyeken, ahol a fehér fagyöngy erősebb fertőzöttségét tapasztaltuk. Igen jelentős számú mintát gyűjtöttünk a Dunántúli-középhegység, valamint a Nyugat-Dunántúl azon területeiről, ahol a fehér fagyöngy nagyobb egyedszámban volt jelen. Számos mintát gyűjtöttünk továbbá az Őrség területéről is, ahol Jandrasits (2011) is megfigyelt a Ph. visci jelenlétét. Érdekesség azonban, hogy a Dunántúli-dombság területén főként a fehér fagyönggyel közepesen fertőzött régiókban találkoztunk a Ph. visci fellépésével. A kórokozó jelen volt a tájegység erősen fertőzött területein is, ahol egyéb szabadföldi vizsgálataink során számos alkalommal figyeltük meg. Ezzel szemben a Kisalföldön nem találkoztunk jelentős Ph. visci fertőzéssel, melynek egyik magyarázata a fehér fagyöngy igen szórványos előfordulása lehet. Ami az ország fehér fagyönggyel kevésbé fertőzött régióit illeti (Északi-középhegység és Alföld), a Ph. visci előfordulása roppant ritka volt. Erősebb fertőzést tapasztaltunk a Gödöllői-dombságban, ahol a fehér fagyöngy is nagyobb egyedszámban fordul elő, valamint néhány esetben megfigyeltük a Felső-Tisza-vidékén is. Ezeken a területeken azonban a kórokozó előfordulása még olyan esetben is nagyon ritka volt, amikor a fehér fagyöngy tömegesen fordult elő. A Felső-Tisza-vidékén a fehér fagyöngy másik, szintén levélfoltosodást okozó kórokozójával (Plectophomella visci) (29. ábra) találkoztunk nagy tömegben.

29. ábra: Plectophomella visci tünetei fehér fagyöngyön 40-szeres nagyításban. (Fotó: Varga I.)

79

6.2.2 Molekuláris genetikai vizsgálatok A PCR-amplifikáció során egyetlen terméket szaporítottunk fel, mely valamennyi esetben közel azonos hosszúságú volt. A vizsgálatok során nem azonosítottunk paralóg lókuszokból származó alternatív ITS-kópiát, ami azt mutatja, hogy az izolátumok azonosítása domináns ortológ ribotípusokon alapult (30. ábra).

30. ábra: (A) A PCR-amplifikáció és elektroforézis eredménye az izolátumok (balról jobbra Phaeo1-8 minta) rDNS-ITS-regiói, melyek egy ~560 bp hosszúságú tiszta fragmentet mutatnak. Két oldalt 100 bp-os marker (GeneRuler 100 bp DNA Ladder, Thermo Scientific, USA). (B) A Phaeo6 és Phaeo8 izolátumok elektroferogrammjának azon részlete, melyen egy példa T/A transzverziós mutáció látható az összerendezet 70. pozícióban.

Az ITS-szekvenciák hossza 560-562bp volt, mely a Pheo9, 10 és 14 izolátumok esetében egy T addíciót, míg a Pheo13 izolátum esetében egy GT-addíciót tartalmazott az összerendezett 70-71. pozícióban. (A teljes összerendezés FASTA formátumban a Melléklet c. fejezetben található.) A további hossz polimorfizmusok a 81. pozícióban található C addíció (Phaeo1 izolátum) és (A)CT(G) bázisok beépülése volt a 88. pozícióban (Pheo4 izolátum). Az ITS4-primerrel végzett reverz (3‟-) irányú szekvenálás megerősítette ezen inszerció-deléció alapú polimorfizmusok jelenlétét. A végső összerendezés 28 terminálisból és 621 karakterből állt, amelyből 552 karakter konstans, míg 53 karakter mutatott változatosságot, de csak 16 karakter volt parszimoniailag informatív. Az adatokból készült konszenzus fát a 31. ábra mutatja. 80

31. ábra: A 41.444 egyenlő parszimóniai fából (EPT) képzett szigorú konszenzus fa, mely az ITS adatok elemzése alapján készült (konzisztencia index (CI) = 0.925, retenciós index (RI) = 0.778). Az ágak fölötti számok bootstrap értékek, míg a felső indexek a Ph. visci izolátumok gyűjtés helyét mutatják (+Németország, *Ukrajna és **Luxemburg). Az elemzéseink során a Ph. visci nem várt ITS-variabilitást mutatott és három haplotípust azonosítottunk. Phillips és mtsai (2008) korábbi tanulmányában közölt, különböző gyűjtési helyről származó izolátumainak szekvenciája teljes mértékben megegyezik, köztük nem mutatható ki polimorfizmus. Ezek az izolátumok 100%-os egyezést mutatnak az általunk vizsgált minták nagy többségével és a parszimóniai fán a legnagyobb csoportot alkotják (31. ábra). Ezen eredmények felhasználhatók a kórokozó diagnosztizálásában és pontos azonosításához is. 81

Minden inszerció, deléció és egypontos nukleotid-polimorfizmus (SNP) az ITS1régióból volt kimutatható. Egyetlen esetben sem találtunk olyan mutációt, amelyek az 5.8S-exonban, vagy az ITS2-régió szekvenciájában interkalálódtak volna, ami a további feltételezett kompenzáló pontmutációk hiányát mutatja. Ez azzal magyarázható, hogy az ITS1 régióban számos SNP akkumulálódik az ITS2- és 5.8S rDNS-régióval szemben (Poczai és Hyvönen 2010). A korábbi tanulmányok nem mutattak ki polimorfizmust az egyes Ph. visci izolátumok között az ITS-régiót (Philips és mtsai 2008) vagy RAPD-technikát használva (Fischl és mtsai 2008, Cseh és mtsai 2008). Az általunk gyűjtött izolátumokon kívül vizsgált 4 további minta szekvenciái a GenBank-ból származtak, melyek a vizsgálataink alapján egyetlen nagy csoportba estek. Ezen izolátumok közül 2 db Ukrajnából (EU673326-27), 1-1 db pedig Németországból (EU673325) és Luxemburgból (EU673324) származott (7. táblázat). A nagy geográfiai távolság ellenére ezek a szekvenciák teljes mértékben azonosak voltak egymással. Mindez azt mutatja, hogy a genetikai diverzitás a populációk között feltételezhetően alacsony.

7. táblázat: A molekuláris vizsgálat során használt izolátumok és génbanki azonosítói. Minta kód

Faj

Gazdanövény

Származási hely

Génbanki (NCBI) azonosító JQ291707JQ291726

Ph. visci

Pheo1-20

V. album

Magyaro.

Ph. visci

CBS186.97

V. album

Németo.

EU673325

Ph. visci

CBS100163

V. album

Luxembourg

EU673324

Ph. visci

CBS122526

V. album

Ukrajna

EU673326

Ph. visci

CBS122527

V. album

Ukrajna

EU673327

–

Citrus sinensis

Új-Zéland

EU673328

Hawaii

EU673331

Külcsoport Phaeobotryosphaeria citrigena Phaeobotryon mamane Botryosphaeria dothidea Diplodia cupressi

–

Sophora chrysophylla

–

Prunus sp.

Svájc

AY236949

–

Cupressus sempervierns

Izrael

DQ458893

82

A további elemzések során a mintavételezést érdemes lenne kiegészíteni a különböző gyűjtési helyekről származó nagyobb mintaszámmal, hogy a ritka és alacsony frekvenciával rendelkező haplotípusok (pl. a Pheo 1 és Pheo9-15), vagy allélek jelenléte a magyarországi populációkban kimutatható legyen. A Ph. visci ITS-régióra alapozott molekuláris azonosítása megbízhatónak tűnik, mert a szekvenciák hasonlósága ellenére számos parszimóniailag informatív helyet mutattunk ki, amelyek segíthetnek a haplotípusok elkülönítésében is. További tanulmányok során ez a régió feltételezhetően használható lesz az egyes populációk közötti nukleotid diverzitás és populációs struktúra elemzéséhez. A jelenlegi tanulmány egy, a Ph. visci nagyobb területre kiterjedő diverzitás vizsgálatának az első lépése volt, amely segíthet megérteni a kórokozó populációinak biológiáját is, ami a későbbiekben felhasználható lenne az esetleges mikoherbicid fejlesztésben is. Az a tény, hogy egy kisebb populáción belül a korábbi vizsgálatok ellenére polimorfizmust tudtunk kimutatni azt igazolja, hogy egy sokkal alaposabb egész Magyarországra kiterjedő mintavételezés esetlegesen további információval szolgálhat a gomba szaporodásáról és diverzitásáról is.

6.2.3 A Ph. visci antibiotikum érzékenysége A Ph. visci monospórás tenyészeteinek fenntartásához, vagy további törzsek izolálásához, esetleg egy, a tiszta tenyészeteken megjelenő fertőzések elleni különböző antibiotikumok alkalmazása nyújthat nagy segítséget. Mivel a Ph. visci antibiotikum érzékenységéről szakirodalmi adat nem állt rendelkezésünkre, feltétlenül szükségét éreztük néhány, igen gyakran alkalmazott antibiotikum vizsgálatát. A választott antibiotikumokat önállóan és kombinációban is vizsgáltuk burgonya-dextróz agaron fejlődő Ph. visci izolátumok esetében (32.ábra).

32. ábra: Különböző antibiotikumok hatásai a Ph. visci növekedésére: ampicillin 100 mg L-1(A), kanamicin 30 mg L-1 (B), rifampicin 100 mg L-1 (C) és nisztatin 50 mg L-1(E). (Fotó: Varga I.) 83

A marginális regressziós elemzés statisztikailag igazolta az antibiotikumok micélium növekedésére gyakorolt hatását (antibiotikum: F4,165= 18.32, p<0.001; nap: F1,165= 2724.42, p<0.001; antibiotikum–nap: F4,165= 216.5, p<0.001 (33. ábra). Abban az esetben, ha rifampicin volt jelen a táptalajban, a micélium növekedésének intenzitása szignifikánsan csökkent (p<0.001), míg az ampicillin és a kanamicin nem csökkentette szignifikánsan a Ph. visci micéliumnövekedés intenzitását. Mindazonáltal a 8. napot követően a micélium növekedésenek intenzitása valamennyi esetben visszaesett, így a növekedés nem volt teljesen lineáris. Ezt a csökkenést a kontroll telepek esetén is megfigyeltük, vagyis nem az antibiotikumok okozták. Mindez nagy valószínőséggel a Petri-csésze méretére vezethető vissza, hiszen a telepnövekedés arányával a tápanyagmennyiség és az élettér is csökkent.

33. ábra: A micélum növekedés marginális regressziós modelljei különböző antibiotikumok jelenléte mellett (A), valamint a telepátmérők (B) átlagainak (CI 95%) alakulása a negyedik, nyolcadik és tizenkettedik napon. A marginális modellek egyenletei: telepátmérő (kontroll)= 0,52 + 0,95*nap; telepátmérő (ampicillin)= 0,51 + 0,87*nap, telepátmérő (kanamicin)= 0,51 + 0,88*nap; telepátmérő (rifampicin) = 0,504 + 0,48*nap; telepátmérő (nisztatin)= 0,5 (nincs növekedés). Az egyfaktoros varianciaelemzés már a 4. napon szignifikáns különbséget mutatott a telepátmérők tekintetében, mivel a rifampicin jelenléte nemcsak a micélium növekedésének intenzitását, de a telepátmérőket méretét is szignifikánsan csökkentette (F4,20= 270.81, p<0.001). Míg a kontroll telepek átmérője 4,5 cm (95% CI: 4,36–4,80) volt, addig a rifampicin jelenléte nyomán ez az érték csak 2,7 cm (95% CI: 2,52–2,96) volt. 84

A telepátmérők a további két mérési napon is kisebbek voltak a rifampicin jelenléte esetén, a 8. napon csak 4,1 cm (95% CI: 402–4.34), míg a 12. napon 4,4 cm-esek (95% CI: 4,33–4.63) voltak a telepek, vagyis a rifampicin közel 50%-kal csökkentette a Ph. visci telepeinek méretét (p<0.001). Bár sem a kanamicin, sem az ampicillin nem okozta a micélium növekedésének csökkenését a marginális modellezés alapján, azonban a 8. naptól az ampicillin jelenléte esetén szignifikánsan kisebb telepátmérőket mértünk (F4,20= 45.786, p<0.001). A telepátmérő ekkor 7,1 cm (95% CI: 6,94–7,26) volt, míg a kontroll telepek 7,5 cm (95% CI: 7,38–7,70) nagyságúak voltak. A 12. napon mért telepátmérők az ampicillin jelenléte esetén már csak 5%-os szignifikancia (p<0.005) esetén voltak kisebbek, átlagosan 8,7 cm-esek (95% CI: 8,61–8,91) voltak. Ekkorra a kontroll telepek már elérték a maximális 9 cm-es átmérőt és tovább már nem tudtak fejlődni, így elképzelhető, hogy nagyobb Petricsésze alkalmazása esetén 1%-os szignifikancia szint mellett lehetne szignifikáns különbséget kimutatni. A nisztatin alkalmazása esetén a vártnak megfelelően nem mértünk micélium fejlődést, ezért ezt az antibiotikumot a kombinációkban már nem vizsgáltuk. Az antibiotikum kombinációkban való alkalmazása esetében a marginális regressziós elemzés alapján szignifikánsan csökkent a micélium növekedésének intenzitása valamennyi olyan kombináció esetén, mely rifampicint tartalmazott (antibiotikumok: F4,165= 3124.2, p=0.28; nap: F1,165= 3694.3, p<0.001; antibiotikumok–nap: F4,165= 120.90, p<0.001). Mindazonáltal nem volt szignifikáns különbség (p<0.001) az ampicillin és kanamicin kombinációjának jelenléte, valamint a kontroll telepek növekedésének intenzitása között (34. és 35. ábra). A 8. napot követően a micélium növekedésenek intenzitása valamennyi esetben visszaesett, így a növekedés nem volt teljesen lineáris. Ezt a csökkenést a kontroll telepek esetén is megfigyeltük, vagyis nem az antibiotikumok okozták, nagy valószínőséggel ebben az esetben is a Petri-csésze méretére vezethető vissza.

34. ábra: Ph. visci 12 napos telepei különböző antibiotikum koncentrációk mellett: ampicillin és kanamicin (A), rifampicin, kanamicin és ampicillin (B) rifampicin és kanamicin (C), ampicillin és rifampicin (D). (Fotó: Varga I.) 85

35. ábra: A micélum növekedés marginális regressziós modelljei különböző antibiotikum kombinációk (amp & kan, amp & kan & rif, amp & rif, kan & rif) jelenléte mellett (A), valamint a telepátmérők átlagainak (CI 95%) alakulása a negyedik, nyolcadik és tizenkettedik napon. A marginális modellek egyenletei: telepátmérő (kontroll)= 0.54+0.94*nap; telepátmérő (amp & kan) =0.55+0.9*nap, telepátmérő (amp & kan & rif)= 0.42+0.39*nap; telepátmérő (amp & rif) = 0.41+0.43*nap; telepátmérő (kan& rif)= 0.46+0.45*nap. A varianciaanalízis alapján a 10. napon mért telepátmérők (8. táblázat) valamennyi antibiotikum kombináció alkalmazása esetén szignifikánsan kisebbek voltak, mint a kontroll Ph. visci telepei (F3,16= 13.88, p<0.001). 8. táblázat: A Ph. visci telepátmérői BDA-n különböző antibiotikumok alkalmazása mellett. Antibiotikumok

Telepátmérők (cm) átlagai a 10. napon. (95% CI)

Kontroll (nincs antibiotikum)

8,34 (8,23–8,45)

kanamicin

8,12 (8,01–8,23)

ampicillin

7,88 (7,77–7,99)

ampicillin & kanamicin

8,02 (7,918,13)

rifampicin

4,42 (4,20–4,64)

ampicillin & rifampicin

4,92 (4,72–5,16)

kanamicin & rifampicin

4,88 (4,66–5,10)

ampicillin & kanamicin & rifampicin

4,46 (4,24–4,67)

nisztatin

nincs növekedés 86

Nem találtunk szignifikáns különbséget az ampicillin és kanamicin kombináció és a csak ampicillint (p=0.54), vagy csak kanamicint (p=0.26) tartalmazó telepek nagyságai között. Abban az esetben sem volt szignifikáns különbség kimutatható, ha csak rifampicin, vagy rifampicin és kanamicin (p=0.04), rifampicin és ampicillin (p=0.02), valamint ampicillin, kanamicin és rifampicin (p=0.99) volt jelen a táptalajban. Bár az antibiotikumok és azok kombinációik okoztak bizonyos telepátmérő csökkenést, a kombinációk esetében negatív szinergenizmust nem figyeltünk meg. Az elvégzett vizsgálatok alapján megállapítható, hogy a Ph. visci izolálásához és fenntartásához a kanamicin szabadon használható. Ez az aminoglükozid antibiotikum a 16S és a 30S rDNS-alegységekhez való kapcsolódásával a transzlációt gátolja meg mind Grampozitív, mind Gram-negatív baktériumok esetében, a Ph. visci növekedésére azonban hatástalan. Hasonló eredményt ért el Palmer (1991), valamint Blodgett és mtsai (2003) is a szintén aminoglükozid antibiotikum családjába tartozó sztreptomicin alkalmazása esetén, mely hatástalan volt a Sphaeropsis sapinea (Fr.) Dyko & B Sutton faj növekedésére. Ezen megfigyelések és saját kísérleteink alapján megállapítható, hogy a Ph. visci esetében az aminoglükozid antibiotikumok a kórokozó izolálásához és tenyészetek fenntartásához szabadon felhasználhatóak. A Gram-pozitív és Gramm-negatív baktériumok ellen alkalmazható ampicillin, mely egy β-laktám antibiotikum, enyhén visszavetette ugyan a Ph. visci telepátmérőit, de negatív hatása nem volt jelentős. Ez a két antibiotikum akár kombinációban is használható, hiszen együttes alkalmazásuk sem gátolta jelentősen a micélium növekedését. A rifampicin alkalmazásakor jelentősen csökkentette a micélium növekedésének intenzitása, valamint a telepátmérők nagysága is közel 50%-kal esett vissza. Mindez azért is volt

lehetséges,

mivel

a

rifampicin

egy olyan

félszintetikus

antibiotikum,

ami

megakadályozza a DNS-függő RNS-szintézist az RNS-polimeráz gátlásán keresztül. A rifampicin általában Gram-pozitív baktérium ellen, továbbá különböző Mycobacterium és Actinomyces fajok fellépése esetén is eredményesen használható, bár a Gramm-negatív Pseudomonas fajok rezisztensek erre az antibiotikumra (Kohanski és mtsai 2010). Bár a rifampicin erős növekedésgátló hatással bír a Ph. visci-re, használata erősen szennyezett minták, vagy törzsek esetén indokolt, hiszen a rifampicin igen hatékony és széles hatásspektrummal rendelkezik. A nisztatin a gombasejtek membránjainak ergoszterol bioszintézisét gátolja, pórusokat képez a membránokon, ami K+ kiáramláshoz és végül sejthalálhoz vezet (Ghannoum és Rice 1999). Alkalmazása a Ph. visci esetében nem tanácsos. 87

6.2.4 Ph. visci növekedése szilárd és folyékony tápközegeken 6.2.4.1 Szilárd táptalajok A Ph. visci növekedését eddig csupán néhány természetes és mesterséges táptalajon (pl. Czapec-Dox agar, hagymakivonat és szilvakivonat agar, sárgarépa agar stb.) tanulmányozták (Stojanovič 1989, Varga 2009). Jelen vizsgálatunk célja az volt, hogy felmérjük a kórokozó növekedését V8-zöldséglé és zabkivonat agarokon is, hiszen ezeken a táptalajokon számos, köztük más Sphaeropsis fajok sikeres sporulációját érték el (Kim és mtsai 2005, Xiao 2006). Vizsgáltuk továbbá, hogy van-e különbség a Ph. visci micélium növekedésének intenzitásában 20°C és 25°C-on. Ennek oka az volt, hogy előtanulmányaink, illetve Fischl és mtsai (2009) eredménye alapján a kórokozó kevésbé sporulál magasabb hőmérsékleten, azonban a micélum növekedésének intenzitása nagyobb, így a későbbi spóraindukciós kísérletekben egy esetleges osztott hőmérsékleti kezelés lenne alkalmazható. Elsőként Ph. visci növekedését 20°C és 25°C-on mértük burgonya-dextróz agaron. A marginális regressziós elemzés nem mutatott különbséget a micélium növekedésének intenzitásában a különböző hőmérsékletek esetén (hőmérséklet: F1,66= 27.70, p<0.001; nap: F1,66= 916.94, p<0.001; hőmérséklet-nap: F1,66= 2.83, p=0.097) (36. ábra). Hasonlóan az antibiotikum növekedési kísérletekhez a 8. naptól a telepek növekedése lassult, mely valószínűleg a Petri-csésze méretére volt visszavezethető.

36. ábra: A micélium növekedésének marginális regressziós modellje (A) 20°C és 25°C-on. A különböző hőmérsékleten mért telepátmérők átlagai (CI 95%) a negyedik, nyolcadik és tizenkettedik napon (B). (Marginális modellek egyenletei: telepátmérő (20°C)= 0.41 + 0.64*nap,telepátmérő (25°C)= 1.05 + 0.81*nap). 88

Bár a marginális regresszió nem, de a varianciaanalízis eredménye alapján a 25°C-on fejlődő telepek átmérője valamennyi mérési napon szignifikánsan nagyobb volt, mint a 20°C-on fejlődő telepeké, melyek a 8. napon már közel 2 cm-mel volt nagyob (9. táblázat). Ez az eredmény egybevág Stojanovič (1989) megfigyelésével, valamint azt mutatja, hogy a spóraindukciós kísérletek során első lépésben a telepek gyors kezdeti növekedése érdekében érdemes magasabb hőmérsékleten inkubálni a Ph. visci izolátumait. A telepek gyors kialakulásához ezen a hőmérsékleten kb. 1 hét kell, ezután az inkubációs hőmérsékletet már csökkenteni lehet kb. 18–20°C-ra, majd a sporulációt előidéző kezeléseket megkezdeni. (Ezeknek a kísérleteknek az eredményeit „A sporuláció vizsgálata‟ c. alfejezetben tárgyaljuk). 9. táblázat: A Ph. visci telepátmérői BDA-n különböző hőmérsékletek alkalmazása mellett.

F1,8=76.528 F1,8=75.571

Telepátmérők (cm) átlaga (95% CI) 20°C-on 3,0 (2,73–3,31) 5,7 (5,43–6,13)

Telepátmérők (cm) átlaga (95% CI) 25°C-on 4,6 (4,29–4,87) 7,6 (7,27–7,97)

F1,8=110.68

7,9 (7,82–8,14)

9,0 (8,84–9,16)

Nap

F-érték

4. 8. 12.

A Ph. visci szilárd táptalajon való növekedését ¼ BDA +V8-zöldséglé agaron, illetve zabkivonat agaron vizsgáltuk (37. ábra), mivel szakirodalmi adatok alapján mindkét táptalaj sikeres lehet a spóraindukció szempontjából. A kórokozó ezeken a táptalajokon való növekedését összevetettük a már általunk korábban tanulmányozott táptalajokkal (Varga 2009), hiszen a mikoherbicid fejlesztés kezdeti lépéseinek egyik legfontosabb fázisa a kórokozó fenntartásához szükséges megfelelő táptalaj megtalálása, melyen a további laboratóriumi vizsgálatokhoz szükséges nagy mennyiségű inokulum is könnyen előállítható (Masangkay és mtsai 2000).

37. ábra: Ph. visci változatos telepmorfológiája burgonya-dextróz agaron (A), ¼ BDA + V8-zöldséglé agaron (B) és zabkivonat agaron (C). (Fotó: Varga I.) 89

A Ph. visci telepmorfológiája ¼ BDA + V8-zöldséglé agaron és burgonya-dextróz agaron is hasonlóan alakult. A telepek leggyakrabban hullámos szélűek, erősen rozettásak és zónázottak voltak. A micélium kezdetben pelyhes, törtfehér színű, majd az inokulációs ponttól kezdődően idővel szürkére, végül feketére színeződik. Ezzel szemben a zabkivonat agaron fejlődő izolátumokon a rozettáltság nem volt megfigyelhető, bár a koncentrikus zónák így is jól kivehetőek voltak az ép szélű fehér telepeken (37. ábra). Ami a micélium növekedésének intenzitását illeti, a Ph. visci telepei a marginális regressziós elemzés alapján leggyorsabban zabkivonat agaron fejlődnek (táptalaj: F8,234= 172.79, p<0.001; táptalaj-nap: F8,234= 65.92, p<0.001; nap: F1,234=5935,336, p<0.001). A telepátmérők ezen a táptalajon a 8. napra elérték a 8 cm-t (38. ábra), majd a lineáris növekedés kissé lassult, végül a telep a 10. napra teljesen benőtte a Petri-csészét.

38. ábra: (A) Ph. visci növekedése különböző táptalajokon (ZA: zabkivont agar, BDA: burgonya-dextróz agar, RA: sárgarépa agar, V8A: ¼ BDA + V8-zöldséglé agar, MA: maláta agar, FgyA: fagyöngy agar, KLA: kukoricaliszt agar, M&SA: Murashige & Skoog agar, CzA: Czapec-Dox agar). (B) A növekedés marginális regressziós modellje. A marginális modellek egyenesei: ZA= 0,52+0,75*nap; BDA= -0,62+0,76*nap; RA= 0,26+0,66*nap; V8A= 0,27+0,63*nap; MA= -0,15+0,47*nap; Fgy= -0,08+0,47*nap; KL= 0,42+0,38*nap; MS= 0,17+0,4*nap; CZ= -0,28+0,28*nap.

90

A marginális regressziós elemzés alapján a micélium növekedésének intenzitásában nem volt szignifikáns különbség zabkivonat agaron és burgonya-dextróz agaron (p=0.832), valamint a korábban vizsgált sárgarépa agaron sem (p=0.089). A növekedés igen kiváló volt ¼ BDA + V8-zöldséglé agaron is, itt csak 5%-os szignifikancia esetén volt kisebb a micélum növekedésének intenzitása a zabkivonat agaron mért növekedéshez képest (p=0.015). A többi táptalaj esetében a micélium növekedése valamennyi esetben szignifikánsan kisebb volt (p<0.001), illetve számos esetben a telepek is rosszul fejlettek voltak (Varga 2009). A varianciaelemzés (F8,27= 1415.9, p<0.001) hasonló eredményeket mutatott a 10. napon mért telepátmérők tekintetében (10. táblázat), hiszen a szignifikánsan legnagyobb telepátmérőt zabkivonat agaron mértük. A többi táptalaj esetében a telepátmérők minden esetben szignifikánsan kisebbek voltak a zabkivonanat agaron mértekéhez képest, így míg a marginális regresszió a micélium növekedésének intenzitásában nem mutatott különbséget burgonya-dextróz, V8-zöldséglé és sárgarépa agar esetében, addig a variancianalízis igen. 10. táblázat: Ph. visci telepátmérőinek átlaga (95% CI) a 10. napon különböző táptalajokon. Táptalaj

Telepátmérők (cm) átlaga (95% CI) a 10. napon

ZA (zabkivonat agar)

8,42 (8,31–8,53)

BDA (burgonya-dextróz agar)

7,37 (7,26–7,48)

RA (sárgarépa agar)

7,12 (7,01–7,23)

V8A (¼ BDA + V8-zöldséglé agar)

6,35 (6,24–6,45)

MA (maláta agar)

4,82 (4,71–4,93)

KLA (kukoricaliszt agar)

4,20 (4,09–4,30)

FgyA (fagyöngy agar)

4,00 (3,89-4,10)

M&SA (Murashige & Skoog agar)

3,95 (3,84–4,05

CzA (Czapec-Dox agar)

2,45 (2,34–2,55)

A varianciaanalízis alapján a burgonya-dextróz és sárgarépa agaron mért telepátmérők tekintetében nem volt szignifikáns különbség (p=0.051), addig a V8-zöldséglé agaron fejlődő telepek már szignifikánsan kisebbek voltak a fent említett mindkét táptalaj telepeihez képest (p<0,001). Összességében megállapítható, hogy a Ph. visci telepeinek fejlődése valamennyi vizsgált táptalajon megfigyelhető volt, azonban a micélium fejlődését nagyban befolyásolta a rendelkezésre álló táptalaj. 91

Az izolátumok fenntartására és tenyésztésére a burgonya-dextróz agar és a zabkivonat agar

volt

a

legalkalmasabb.

Eredményünk

egybevág

számos

más

Sphaeropsis

(Botryosphaeriaceae, Ascomycota) fajon végzett korábbi tanulmánnyal, mely szerint a legintenzívebb növekedést ezeken a táptalajokon figyelték meg (Palmer és mtsai 1987, Palmer 1991, Kim és mtsai 2005, Xiao 2006). Bár Slippers és Wingfield (2007) a Botryosphaeriaceae család fajait viszonylag gyors növekedésűnek tartja, addig ezek a kórokozók számos más fajokhoz (pl. Macrophomina, Alternaria spp.) képest lassú növekedésűnek mondhatóak. Mindez sajnos nem kedvez a mikoherbicid fejlesztés szempontjából, hiszen a tenyészetek sterilitásának fenntartása érdekében egy gyorsabban növő gombafaj mindig szerencsésebb. Mindazonáltal a Ph. visci növekedése más Sphaeropsis fajhoz képest egyáltalán nem mondható lassúnak, mivel a Sphaeropsis pyriputrescens 20–25°C-on átlagosan napi 6-8 mm növekedést ért el zabkivonat agaron (Kim és mtsai 2005). Így a Sphaeropsis fajok tekintetében az általunk vizsgált fagyöngyparazita kórokozó igen jól teljesített, mivel mind burgonya-dextróz, mind zabkivonat agaron hasonló napi 7–9 mm-es fejlődést ért el. Az izolátumok jól fejlődtek továbbá sárgarépa agaron, mely egybevág Stojanovič (1989) korábbi méréseivel, aki mind burgonya-dextróz, mind sárgarépa agaron hasonló nagyságrendű telepátmérőkről számolt be Ph. visci esetében. Egyéb Sphaeropsis faj esetében a sárgarépa agar hatékonyságát eddig nem vizsgálták, jelenleg ezt a táptalajt leggyakrabban Phytophthora fajok fenntartására használják (Drasier és mtsai 1995). Bár a V8-zöldséglé agar tekintetében már jóval kisebb telepátmérőt mértünk, a Ph. visci növekedése ezen az agaron is hasonlóan alakult, mint Kim és mtsai (2005) megfigyelései alapján a Sphaeropsis pyriputrescens növekedése, hiszen mindkét faj napi 5–6 mm-t fejlődött ezen a táptalajon. Ezt az agart leginkább Drechslera fajok esetében alkalmazzák (Raymond és Bockus 1982, Raymond és mtsai 1985, Babadoost és Johnston 1998), bár számos egyéb faj sporulációját is vizsgálták már rajta (Masangkay és mtsai 2000). A kukoricaliszt agar tekintetében is azonos megfigyeléseket tettünk Kim és mtsai (2005) által közöltekkel, hiszen míg ezen a táptalajon a telepátmérők nagysága jóval nagyobb, addig a micélium színtelen, a telep egyenes szélű, a táptalajból alig kiemelkedő volt. Míg más Sphaeropsis (S. sapinea, S. tumefaciens) fajok fenntartására alkalmas a kukoricaliszt agar (Rodriguez és mtsai 1985, Swart és mtsai 1991), addig sem a Kim és mtsai (2005) által vizsgált Sphaeropsis pyriputrescens, sem az általunk vizsgált Ph. visci esetében nem használható.

92

A legkisebb telepátmérőt Czapec-Dox agaron mértük, ezen a táptalajon csak 1/3-a volt a 10. napon mért telepátmérő a zabkivonat agaron mérthez képest. Amíg a Ph. visci esetében az izolátumok fenntartására a Czapec-Dox agar nem alkalmas, addig más Sphaeropsis (S. sapinea, S. tumefaciens) fajok jól fejlődnek ezen a táptalajon (Swart és mtsai 1991, Kim és mtsai 2005).

6.2.4.2 Folyadék táptalajok Mivel a Ph. visci igen kiválóan fejlődött zabkivonat és burgonya-dextróz agarokon, ezért ezeken tovább vizsgáltuk a micélium növekedését immáron tápleves formában is. Az előtanulmányaink során azt vizsgáltuk, hogy 60 min-1 rázatás mellett képes-e a kórokozó fejlődni, vagy inkább a konstans kultúra kedvez majd a növekedésének. A 7 napos előtanulmány végére egyetlen rázatott lombikban sem indult meg a Ph. visci fejlődése, mely egybevág Prosser (1995) megállapításával, mely szerint a fonalas micéliumtelepet jól fejlesztő fajok kevésbé, vagy nem fejlődnek rázatott, vagy levegőztetett kultúrában (39. ábra).

39. ábra: Előtanulmányok burgonya-dextróz táplevesen: rázatás hatása (jobbra) a Ph. visci fejlődésére. (Fotó: Varga I.) A konstans kultúrában a telepek a tápleves felszínén úszva jól fejlettek voltak. A telepek kompaktak és homogén törtfehér színűek, fonákjukról számos pelyhes micélium mélyen a táplevesbe nyúlott, azonban a telepek nem estek szét. 93

Az előtanulmányokat követően zabkivonat és burgonya-dextróz táplevesen vizsgáltuk a Ph. visci fejlődését. A hetente mért nedves és száraz tömegek átlagait a 11. táblázat mutatja. 11. táblázat: A Ph. visci átlagos nedves és száraz tömege. Tömeg (g) Nedves tömeg Száraz tömeg

Táplevesek

7. nap

14. nap

21. nap

Burgonya-dextróz (BDF)

4,41 g

8,16 g

9,63 g

Zabkivonat (ZF)

7,26 g

16,33g

18,47 g

Burgonya-dextróz (BDF)

0,42 g

1,01 g

1,22 g

Zabkivonat (ZF)

0,39 g

0,87 g

1,09 g

A varianciaanalízis alapján Ph. visci telepeinek nedves tömegei zabkivonat táplevesen szignifikánsan nagyobbak voltak (F1,46=30.91, p<0.001), mint burgonya-dextróz táplevesen. A különböző folyadékokon fejlődő telepek száraz tömegei tekintetében szignifikáns különbséget nem tapasztaltunk (F1,46=1.0559, p=0.309). A 21. napon az átlagos nedves tömeg burgonya-dextróz táplevesen 9,63 g (95% CI: 8,45–10,84) míg zabkivonat táplevesen 18,47 g (95% CI: 17,25–19,69) volt (11. táblázat és 40. ábra).

40. ábra: A Ph. visci átlagos (CI 95%) nedves és száraz tömege burgonya-dextróz (BDF) és zabkivonat (ZF) tápleveseken. A tápleveseken fejlődő telepátmérők kevésbé alakultak változatosan, mivel a Ph. visci micéliuma már az első mérési napon (7. nap) majdnem teljesen benőtte a táplevesek felszínét, majd növekedése a 14. naptól jelentősen lelassult (12. táblázat és 40. ábra). 94

12. táblázat: A Ph. visci átlagos telepátmérői, valamint a sporuláció alakulása burgonya-dextróz (BDF) és zabkivonat (ZF) tápleveseken. Tápleves

Burgonya-dextróz tápleves

Zabkivonat tápleves

Idő

Telepátmérő

Sporuláció

7. nap

6,3 cm

nem sporulál

14. nap

8,5 cm

nem sporulál

21. nap

8,8 cm

7. nap

6,7 cm

14. nap

9,4 cm

21. nap

9,5 cm

sporuláció az összes lombikban, 50-100 piknídium/ telep sporuláció 1 lombikban (~10%), 5–10 db piknídium/ telep sporuláció 1 lombikban (~10%), 5–10 db piknídium/ telep sporuláció 5 lombikban (~60%), 5–10 db piknídium/ telep

A zabkivonat táplevesen mért telepátmérők valamennyi mérési napon nagyobban voltak a burgonya-dextróz táplevesen fejlődött telepekéhez képest, köztük azonban szignifikáns különbséget a varianciaanalízis nem mutatott (F1,46=3.2809; p=0.076). Bár a különböző tápleveseken fejlődő izolátumok száraz tömegében, illetve a telepek átmérőjében szignifikáns különbséget nem találtunk, az izolátumok nedves tömege és makromorfológiai tulajdonságai jelentősen eltértek a két vizsgált táptalajon. A zabkivonat táplevesen fejlődő telepek a 7. napon még kissé rozettásak és laza szerkezetűek, szélei enyhén átnedvesedőek voltak. A telepek felszíne pelyhes, az inokulációs pont körül piszkosszürke színű, fonákja barnásfehér, az inokulációs pontnál barnásra színeződő (41. ábra). A telepek kb. 2–3 mm vastagok, a fonákon sugár irányba fejlődő micéliumok mélyen a táplevesbe nyúlnak. Ezzel szemben a burgonya-dextróz táplevesen fejlődő izolátumok csupán 1–2 mm vastagok, szerkezetüket tekintve sokkal kompaktabbak, a telepek fonákjáról micéliumszálak nem nyúlnak a táplevesbe. Az izolátumok felszíne sima és egynemű, színezetét tekintve törtfehér, míg a fonák az inokulációs ponttól barnára színeződő. A 14. naptól a telepek szinte teljesen benövik a folyadékfelszínt és a makromorfológiai különbségek is egyre szembetűnőbbek. A zabkivonat táplevesen fejlődő izolátumok jelentősen megvastagodtak (kb. 3–5 mm), de a telepek továbbra is nagyon laza szerkezetűek, szélük átnedvesedő, a fonákjukról eredő micéliumszálak erőteljesen átszövik a táplevest. A telepek felszíne továbbra is pelyhes, bár szinte teljesen szürkésre színeződött, míg a fonákon jelentős színváltozás nem tapasztalható (41. ábra).

95

41. ábra: Ph. visci 7, 14 és 21 napos telepei burgonya-dextróz (BDF) és zabkivonat (ZF) tápleveseken. I.: a telepek színe, II.: a telepek fonáka. (Fotó: Varga I.)

A 21. napon a telepek makromorfológiája jelentősen nem változott, csupán további erőteljes vastagodás volt megfigyelhető. Az utolsó mérési napon a telepek zabkivonat táplevesen már 5–6 mm vastagok voltak, mivel a telepek az Erlenmeyer-lombik mérete miatt sugár irányba fejlődni nem tudtak, ezért erőteljes micélium növekedés indult meg a telepek fonáki részén. A frissen fejlődött fonáki micélium púder színű, az innen eredő micéliumszálak szinte teljesen átszövik a táplevest. A 21. napon 8-ből 5 lombikban figyeltünk meg enyhe sporulációt. A piknídiumok az inokulációs pont körül jelentek meg, az telepből erősen kiemelkedtek, számuk azonban nagyon alacsony volt, izolátumonként mindössze 5–10 db (41. ábra). Ezzel szemben a burgonya-dextróz táplevesen fejlődő telepek a 14. napon csak 2–3 mm vastagok voltak. A telepek színezetében a 7. naphoz képest jelentős változást nem tapasztaltunk, bár a micélium továbbra is nagyon kompakt, valamint a telepek fonákja is egynemű és sima volt, a felszínen sporuláció nem volt megfigyelhető. A telepek a 21. napra alig vastagodtak tovább, mindössze 3–4 mm-esek voltak, azonban a makromorfológia jelentősen megváltozott. A telepek színe barnásszürkére, míg a fonákjuk sötétbarnára színeződött. Az erőteljes színváltozást nem csak az izolátumokon de a burgonya-dextróz táplevesen is megfigyeltük, hiszen a kezdeti áttetsző világosbarna színe a 21. napra az izolátumok fonákjához hasonlóan, sötétbarnává vált. A zabkivonat tápleves esetében a kísérlet időszaka alatt semmilyen színváltozást nem tapasztaltunk. A burgonya-dextróz táplevesen a telepek továbbra is nagyon kompaktak és merevek, számos esetben a szélei erősen felpöndörödőek voltak. A sporuláció tekintetében az összes 21. napon felnyitott lombikban megfigyeltük a Ph. visci erőteljes spóraképzését. Izolátumonként átlagosan 50–100 piknídium keletkezett, melyek a telepek felszínéből nem emelkedtek ki, mélyen a micéliumba süllyedtek. Összességében megállapítható, hogy a Ph. visci izolátumai mindkét táplevesen megfelelően fejlődtek, a keletkezett száraztömegekben statisztikailag igazolható különbség nem volt. A nedves tömegek tekintetében a zabkivonat táplevesen jóval nagyobb értékeket mértünk, mely visszavezethető a képződött micélium laza szerkezetére, és a zabkivonaton erősen átnedvesedő telepekre. A burgonya-dextróz táplevesen a telepek jóval kompaktabbak voltak, a 21. napra valamennyi izolátum erőteljesen sporulált. Napjainkban a biológiai védekezésre szánt mikroorganizmusok leghatékonyabb és legolcsóbb tenyésztési módja a különböző folyadékkultúrák alkalmazása. Egy költség és energiahatékony rendszer kiépítésekor elengedhetetlen annak a tápközegnek a megtalálása, melyen nagy biomassza produktum és intenzív sporuláció érhető el (Jackson 1997). 97

A Ph. visci esetében ezen tápközegek a zabkivonat és burgonya-kivonat táplevesen voltak, utóbbin a kórokozó intenzív sporulácóját is megfigyeltük. A tenyésztés optimalizálásának további lépése a táplevesek tápanyag-összetételének pontos analitikai vizsgálata, hiszen míg a növekedést a szénforrások, addig a sporulációt a C: N arány befolyásolja (Jackson 1997, Gao és Liu 2010). Természetesen a sporuláció szempontjából elengedhetetlen a további szilárd tápközegeken végzett spóraindukciós vizsgálatok végrehajtása (Masangkay és mtsai 2000), valamint a spórák életképességének és csírázásának vizsgálata is. Utóbbira a folyadék fermentációs vizsgálatunk során sajnos nem volt módunk elvégezni, erre a szilárd táptalajon képződött spórák esetében került sor.

6.2.5 Sporulációs vizsgálatok A Ph. visci sporulációját néhány speciális, spóraindukció során gyakran alkalmazott táptalajokon (42. ábra) és különböző megvilágítási körülmények (fehér fény, közeli-UV, megvilágítás nélkül és ezek alternációja) mellett vizsgáltuk (43. ábra). A kezelések hatására a varianciaanalízis alapján minden esetben szignifikáns volt, mely nem csak a táptalajok (F6,126= 72.06, p<0.001) és fényhatások (F5,126= 120.82, p<0.001) esetén volt kimutatható, hanem azok interakciója nyomán is szignifikánsan emelkedett a képződött konídiumok mennyisége (F30,125= 34.48, p<0.001).

42. ábra: A különböző táptalajok hatása a Ph. visci konídium mennyiségére (db/cm2). (BDA: burgonya-dextróz agar, Cel BDA: celofánnal fedett BDA, Csz BDA: cukorszegény BDA, ZA: zabkivonat agar, SA: S agar, SNA: SN agar, V8A: ¼ BDA+ V8-zöldséglé agar.) 98

A táptalajok tekintetében a Tukey-Kramer-féle próba alapján a Ph. visci sporulációjának előidézésére leginkább a zabkivonat agar volt alkalmas, mivel a képződött spórák mennyisége ezen a táptalajon az összes többi vizsgált táptalajhoz képest szignifikánsan nagyobb volt (p<0.001). A Ph. visci hasonlóan jól sporulált továbbá burgonya-dextróz, cukorszegény burgonya-dextróz és V8-zöldséglé agaron is. Míg a cukorszegény és hagyományos burgonyadextróz táptalajok között a képződött konídiumok mennyisége tekintetében nem volt szignifikáns különbség (p=0.99), addig a V8-zöldséglé agaron mért spóraszám mindkét táptalajnál szignifikánsan nagyobb volt (p<0.001), utóbbin csak 5%-os szignifikancia szint mellett (p=0.029). A többi táptalajon a sporuláció már jóval kevésbé volt intenzív (celofánnal fedett BDA, SA és SNA), az itt mért spóraszámok között szignifikáns különbséget nem találtunk (43. ábra).

43. ábra: A különböző megvilágítások hatása a Ph. visci képződő konídium mennyiségére (db/cm2). A Ph. visci sporulácóját nemcsak a különböző táptalajok, de az eltérő fényhatások is igen jelentősen befolyásolták. A legnagyobb spóraszámot 12h közeli-UV/ 12 h fehér fény alternáló megvilágítása esetén mértünk, mely az összes további kezeléshez képest szignifikánsan is nagyobb volt (p<0.001). Viszonylag magas spóraszámot eredményezett a folyamatos (24 h) fehér fénnyel történő megvilágítás is, mely 12h közeli-UV/ 12 h fehér fény alternáló megvilágításánál szignifikánsan kisebb, míg a többi kezeléshez képest szignifikánsan nagyobb konídium mennyiséget eredményezett (p<0.001). Míg a fent említett kezelések elősegítették, addig a többi kezelés inkább gátolta a Ph. visci sporulácóját.

99

A kórokozó izolátumai legkevésbé megvilágítás nélkül (24 h sötét) sporuláltak, ehhez képest azonban sem a fehér fény 12 h-a alternációja (12 h fény/ 12 h sötét), sem a folyamatos (24 h) közeli-UV alkalmazása sem eredményezett szignifikánsan (p<0.001) magasabb spóraszámot (43. ábra). A vizsgált táptalajok és fényhatások interakciója a Tukey-Kramer-féle próbával is kimutatható volt, vagyis a fényhatások és táptalaj kölcsönhatása is jelentősen befolyásolta a Ph. visci sporulációját (44. ábra és 13. táblázat). A táptalajok és fényhatások interakciója nyomán a szignifikánsan legmagasabb (p<0.001) konídium mennyiség zabkivonat agaron 12h fehér fény/ 12h közeli-UV hatására keletkezett, átlagosan egy 90 mm-es Petri-csészében 7,8 ×105 db konídium képződött. Ez a kezelés viszonylag magas spóraszámot (2–3×105 db/Petricsésze) eredményezett burgonya-kivonat és V8-zöldséglé agaron, azonban a többi táptalajon a spóraindukáló hatása elhanyagolható volt.

44. ábra: A különböző megvilágítások és táptalajok interakciója nyomán megfigyelt spóraszám (db konídium/cm2) átlagai (±SEM).

A burgonya-dextróz és cukormentes burgonyadextróz agarok esetében a 24 órás fehér fénnyel való megvilágítás szignifikánsan magasabb (p<0.001) spóraszámot eredményezett, mint a 12h fehér fény/ 12h közeli-UV. Mindazonáltal azon táptalajok esetében, melyen a folyamatos fehér fény kiváltotta a Ph. visci sporulációját (burgonya-dextróz, cukorszegény burgonya-dextróz, zabkivonat és V8-zöldséglé agar), a képződött konídium mennyiség hasonlóan alakult, köztük statisztikailag igazolható szignifikáns különbséget nem találtunk. 100

Amíg a 12h fehér fény/ 12h közeli-UV igen heterogén sporulációt váltott ki a különböző táptalajokon, addig a folyamatos fehér fénnyel való megvilágítás hasonló intenzitású sporulációt eredményezett (44. ábra és 13. táblázat ). A többi kombináció esetében a konídium képződés mértéke igen alacsony volt, bár V8-zöldséglé agaron 24 h folyamatos közeli-UV és zabkivonat agaron 12 h közeli UV/ 12 h sötét alternációja nyomán még viszonylag magas spóraszám képződött (1,4–1,7×105 db/Petri-csésze), köztük szignifikáns különbség nem volt (p=0.99). 13. táblázat: A különböző fényhatások nyomán képződő spórák átlagos mennyisége (db/ Petri-csésze) az egyes táptalajokon. Táptalaj

Fényhatások Fény 12 h/ UV 24 h UV 12 h

Sötét 24 h

Sötét 12 h/ Fény 12 h

ZA Csz BDA BDA

8,3 × 103

1,8 × 104

4,1 ×104

0

6,2 ×103

0

V8A Cel PDA SNA SA

Fény 24 h

Sötét 12 h/ UV 12 h

9 ×104

2,3 × 105

7,8 ×105

1,2 ×104

9,1 ×103

2,2 × 105

5,2 ×104

0

1,2 ×104

1,3 ×103

1,4 × 105

1,7 ×105

0

0

5,5 ×104

1,6 ×104

1,4 × 105

3,3 ×105

0

0

2,3 ×104

3,2 ×104

2,1 × 104

4,3 ×104

0

0

1,8 ×104

1,2 ×104

1,3 × 104

9,7 ×103

0

0

1,3 ×103

1,3 ×103

1,9 × 104

2,7 ×103

SPORULÁCIÓ NŐ Összességében megállapítható, hogy a Ph. visci izolátumainak sporulációs vizsgálatai pozitív eredménnyel zárultak, hiszen számos táptalajon különböző megvilágítások alkalmazása mellett a kórokozó viszonylag intenzív sporulációját tapasztaltuk. A kísérleteink során sem tapasztaltuk a Ph. visci jelentős sporulációját a megvilágítás nélkül burgonya-dextróz agaron fejlődő izolátumokon, erre csak alkalmanként az idősebb, 6–8 hetes izolátumok esetében kerül sor, mely egybevág Stojanovič (1989) közlésével. Érdekesség, hogy megfigyelései alapján e kórokozó megvilágítás nélkül inkubált izolátumai magasabb spóraszámot képeztek szilvakivonat agaron (30 g szilva, 20 g szacharóz, 15 g agar L-1), ezt a táptalajt azonban nem vizsgáltuk.

101

Míg a Ph. visci sporulációjára a teljes sötétség gátlólag hatott, addig a spóraképzést a folyamatos közeli-UV alkalmazása sem befolyásolta kedvezően. Bár számos szerző a Spaeropsis fajok esetében a közeli-UV alkalmazásától teljesen eltekint (Palmer és mtsai 1987, Kim és mtsai 2005), addig Crous és mtsai (2006) ezzel a megvilágítással, valamint speciális vizes-fenyőforgács táptalaj alkalmazásával több, a Botryosphaeriaceae családba tartozó faj intenzív sporulációját érte el. A közeli-UV folyamatos megvilágításának alkalmazása eredményes továbbá különböző Alternaria fajok (Rotem 1994, Masangkay és mtsai 2000), Septoria fajok (Cooke és Johnes 1970), Drechslera fajok V8-zöldséglé agaron nevelt izolátumai esetében is (Babadoost és Johnston 1998, Campbell és mtsai 2003). Kísérleteink során a Ph. visci fejlődése V8-agaron 24 h közeli-UV alkalmazása esetén nem, addig 24 h fehér fény és 12 h közeli-UV/12 h fehérfény alternációja esetén igen kedvezően alakult. Míg a folyamatos közeli-UV legtöbb esetben erősen gátolta a Ph. visci sporulációját, addig a folyamatos fehér fény elősegítette azt, hatása szinte valamennyi táptalaj esetén viszonylag kiegyenlített volt. A folyamatos megvilágítás számos további faj esetében kedvezően befolyásolja a sporuláció alakulását. Míg Palmer és mtsai (1987) a Sphaeropsis sapinea vizes-fenyőforgács agaron nevelt izolátumai, addig Kim és mtsai (2005) zabkivonat agaron nevelt Spaeropsis pyriputresces izolátumok esetében figyelte meg a folyamatos fehér fény kedvező hatásait. A fehér fény és sötétség alternációját számos más kórokozók (pl. Fusarium, Drechslera) esetében hatékonyan alkalmazták (Raymond és Bockus 1982, Paparu és mtsai 2006), azonban a Ph. visci esetében nem eredményezett jelentős sporulációt. Csakugyan hatástalan volt a 12 h sötétség/ 12 h közeli-UV alternációja is, amit korábban eredményesen alkalmazta egy Fusarium faj esetében celofánnal fedett burgonya-dextróz agaron (Brown és Cook 2004). Ugyancsak Fusarium izolátumok esetében figyelték meg az SN agar stimuláló hatását (Aoki és O‟Donnell 199), míg az S agar alkalmazása Alternaria fajok sporulációját segítette elő (Masangkay és mtsai 2000). Ez a két táptalaj a Ph. visci sporulációját csak kis mértékben indukálta, hatékonynak a zabkivonat agar, V8-zöldséglé agar, valamint burgonya-dextróz agar bizonyult, hasonlóan Palmer és mtsai (1987), Kim és mtsai (2005), valamint Xiao (2006) más Sphaeropsis fajokon végzett megfigyeléseihez.

102

Érdekesség, hogy az általunk leghatékonyabbnak talált zabkivonat agar és 12 h közeliUV/ 12 h fehér fény kombinációt eddig egyetlen, a Ph. visci rokon faján nem vizsgálták, hiszen az alternáló megvilágítások közül egy 12 órás fehér fénnyel, vagy közeli-UV-vel történő megvilágítást inkább a világítás mellőzésével, mintsem egymással kombinálják. Az eltérő megvilágítások és táptalajok interakciója nyomán nemcsak a sporuláció, de a Ph. visci telepmorfológiája is igen változatosan alakult (45. ábra). Általánosan elmondható, hogy a kísérlet végére szinte az összes telepen erős szürkés, később fekete pigmentáció volt megfigyelhető, kivéve a megvilágítás nélkül zabkivonat agaron és 12 h fehér fény/ 12 h sötét megvilágításban SN agaron fejlődő telepek esetében. Utóbbi táptalaj (SNA) és az S agar abban a tekintetben különleges volt, hogy rajtuk a Ph. visci telepei nem nőttek tovább. Ez a két táptalaj valóban csak a spórképzés kismértékű indukálására alkalmas, míg a tenyészetek fenntartására teljesen alkalmatlan. A zonáció és a rozettás szerkezet inkább a fiatal, 7–14 napos izolátumokra volt jellemző, azonban ez a rozettás-jelleg a V8-zöldséglé és a celofánnal fedett burgonya-dextróz táptalaj esetben végig megmaradt, mely alternáló megvilágítások esetén még erősebben jelentkezett. Burgonya-dextróz és cukorszegény burgonya-dextróz agarokon a telepek zónázottsága alig volt megfigyelhető, bár alternáló megvilágítás esetén néhol itt is (pl. BDA+ 12h fény/ 12 h sötét) előfordult. A legegyöntetűbb telepmorfológiát minden esetben zabkivonat agaron figyeltük meg. Itt a telepek igen hamar benőtték a táptalaj teljes felületét, továbbá a micélium színe a megvilágítás mennyiségének növelésével arányosan egyre sötétebbre színeződött, hisz míg a megvilágítás nélkül tartott telepek szinte teljesen fehérek, addig az alternáló megvilágítás esetén világosszürkék, folyamatos megvilágítás (közeli-UV és fehér fény) esetén már jobbára piszkosszürke színűek voltak. Ezen a táptalajon sem a telepek rozettáltsága, sem a sporuláció zónázottsága még alternáló megvilágítás esetében sem volt megfigyelhető, a spórák mindig elszórtan, a telepek teljes felületén képződtek (45. ábra).

103

45. ábra: A Ph. visci változatos telepmorfológiája és sporulációja különböző fényhatások és táptalajok interakciója hatására. (Fotó:Varga I.)

104

Azokat a megvilágításonként és táptalajonként megmaradt 4-4 db Ph. visci izolátumot, melyeken a képződött spóraszámot Bürker-kamrában nem határoztuk meg, további 14 napra 25°C-os sötét termosztátba helyeztünk, hogy vizsgáljuk a spórák csírázóképességét. A spórák csírázását 14 nap elteltével sztereomikroszkóp segítségével valamennyi sporuláló kombináció esetében vizuálisan értékeltünk. A Ph. visci izolátumai az értékeléskor már 5 hetesek voltak, így a telepek valamennyi esetben sötétszürkére és feketére színeződtek. A lemezek felületéből a piknídiumok erősen kiemelkedtek és szabad szemmel is jól elkülöníthetőek voltak, ugyanis belőlük minden esetben nagy tömegben törtek elő a kórokozó frissen csírázó konídiumai (46. ábra). A spórák csírázása minden esetben elindult, melyek minden bizonnyal életképesek voltak, hiszen a fertőzési küszöbérték vizsgálatokat a spóraindukció során nyert spóraszuszpenzióval végeztük.

46. ábra: A spóraindukció nyomán képződött Ph. visci piknídiumai és a konídiumok csírázása. A: 30 ×, B: 45 ×, C: 15 ×, D: 20 × nagyítás. (Fotó: Varga I.)

105

6.2.6 Mesterséges fertőzés és a fertőzési küszöbérték vizsgálatai A mesterséges fertőzési kísérletek előtanulmányaként azt vizsgáltuk, hogy helytálló-e Karadžić és Lazarev (2005) megállapítása, mely szerint a kórokozó azokat a leveleket nagyobb arányban fertőzi, melyek felületén mikrosérülések találhatóak. Vizsgálataink során két intenzív növekedésű keszthelyi gyűjtésű monospórás tenyészet micélium korongjaival végeztük el a fertőzési kísérleteket ép és carborundummal kezelt fagyöngyleveleken. A tünetek valamennyi levélen az inokulálását követő 2. hétben megjelentek, melyek a 4. hétig tovább erősödtek (47. ábra).

47. ábra: A mesterséges fertőzési kísérletek előtanulmányakor képződött átlagos piknídium mennyiség carborundummal kezelt (szürke) és kezeletlen (fehér) fagyöngy leveleken a K 1 (I.) és K2 (II:) izolátum alkalmazása esetén. A, C, F, H: levél felszíne; B, D, E, G: levél fonákja.

A varianciaanalízis alapján az ép és a carborundummal kezelt leveleken képződött piknídiumok összmennyiségében szignifikáns különbség nem volt kimutatható, vagyis a mikrosérüléseknek nem volt hatása a kórokozó fertőzésére és a képződött piknídiumok mennyiségére. Statisztikailag kimutatható különbséget 5 % szignifikancia szint mellet csak a levél színén található piknídium mennyiségében találtunk a különböző törzsek esetébent (F1,30=4.99, p=0.03). A képződött piknídiumok átlagos mennyisége a levél színén K1 izolátum esetében 359 (95% CI: 265–452) db, míg a K2 izolátum esetében 213 (95% CI: 120–307) db volt. 106

A korrelációszámítás elvégzése után arra a következtetésre jutottunk, hogy a fagyöngylevelek felülete és az piknídiumok összmennyisége között nincs sem lineáris, sem monoton kapcsolatot, a Pearson-féle korrelációs együttható illetve a Sperman-féle rangkorrelációs együttható egyaránt gyenge kapcsolatot mutatott (r= 0,26 mindkét esetben). Az előtanulmányok eredményei alapján a Ph. visci további törzsek virulenciájának vizsgálatára során már kizárólag egészséges és sérülésmentes fagyöngyleveleket használtunk. Eredményünk ellentmond ugyan Karadžić és Lazarev (2005) megfigyelésének, azonban esetükben az ép levelek tünetmentességét számos, a mikrosérüléseken kívüli egyéb tényező befolyásolhatta. Elképzelhető, hogy szabadföldi kísérlet során a hőmérséklet, vagy a páratartalom nem volt megfelelő, valamint a szerzők nem micélium korongokkal, hanem spóraszuszpencióval dolgoztak, mely koncentrációját munkájuk ismertetése során nem közölték, azonban ez is jelentősen befolyásolhatta a kísérlet sikerességét. Mindazonáltal sokáig elfogadott tény volt, hogy a Botryosphaeriaceae család fajai sebparazita kórokozók, melyek a nagyobb sebzéseken vagy a mikrosérüléseken tudnak eredményesen fertőzni (von Arx és Müller 1954, Smith és mtsai 1994). Mára azonban számos tanulmány bizonyította, hogy ezek a fajok ugyanúgy képesek behatolni sztómákon, hidatódákon és lenticellákon, így a kórokozó fertőzése sebzések megléte nélkül is sikeresen lezajlik (Brown és Hendrix 1981, Kim és mtsai 1999, Michailides 1991, Smith 2001, Slippers és Wingfield 2007). A különböző törzsek virulenciját a fertőzést követően megjelenő piknídiumok számával mértük. A vizsgálatba bevont törzsek fertőzése nyomán képződött piknídium mennyiség igen változatos volt, átlagosan 7–58 db/cm2 között alakult (48. ábra és 15. táblázat), azonban a fertőzése nyomán képződött piknídiumok mennyiségében a varianciaanalízis szignifikáns különbséget nem mutatott (F10,32= 1.76, p= 0.11).

48. ábra: A különböző törzsek fertőzése nyomán képződött piknídiumok mennyisége (±SEM). 107

14. táblázat: A különböző Ph. visci törzsek fertőzése nyomán képződött piknídiumok mennyisége és a fertőzés nyomán kialakult klorotikus tünetek alakulása. Piknídium (db)

Törzsek Átlag A

B

D

H

*K1

*K2

K3

K4

N

R

Sz

37

123

62

57

369

537

534

436

226

237

296

265

26

65

48

42

234

413

383

189

208

175

179

212

11

57

14

14

134

124

153

249

18

61

117

96

db/cm2

7

14

9

6

31

43

42

58

18

22

44

26

Klorózis

+

++

++

+

+++

++++

++++

++

+++

+++

++ ++–+++

Összes Levél színén Levél fonákán

* A K1 és K2 törzs esetén az előtanulmányok adatait használtuk fel. Klorózis értékelése: +………….nagyon gyenge klorózis (kiterjedése kisebb, mint a levélfelület 25%-a), ++………..gyenge klorózis (kiterjedése a levélfelület 25–50%-a), +++………erős klorózis (kiterjedése a levélfelület 50–75%-a), ++++……..nagyon erős klorózis (kiterjedése nagyobb, mint a levélfelület 75%-a).

Bár az eltérő törzsek fertőzése nyomán képződött piknídiumok átlagai között jelentős különbségek láthatóak, a vizsgálat során az adatok szórása igen nagy (48. ábra és 14. táblázat), azonban az ismétlések száma viszonylag kicsi volt, így a varianciaanalízis vélhetően ezért sem tudott különbséget kimutatni. Míg a törzsek között nem, addig a levelek színén és fonákán képződött piknídiumok mennyisége között szignifikáns különbséget tudtunk kimutatni (F1,87= 8.57, p<0.001), hiszen a levelek színén átlagosan 212 (95% CI: 156–267) db, addig a fonákon csak 96 (95% CI: 41– 152) db piknídium képződött a fagyöngylevelek nagyságától függetlenül (F1,41= 2.45, p=0.12). A mesterséges fertőzések nyomán az előtanulmányokhoz hasonlóan a klorotikus tünetek, az inokulálást követően 7–10 nappal jelentek meg, míg a piknídium képződés az inokulálást követő 2. héttől erősödött. Számos esetben a piknídiumok megjelenése nem volt arányban a klorózis mértékével, mivel a levelek igen hamar kifehéredtek, vagy klorotikussá váltak, addig piknídiumok alacsony számban jelentek meg (pl. D törzs, Dombóvár).

108

Előfordult olyan eset is, amikor a klorózis mértéke alacsonyabb volt, és a piknídiumok igen korán, jóval a 14. nap előtt, a zöld növényi szöveteken jelentek meg. A mesterséges fertőzési vizsgálatokról általánosságban elmondható, hogy az általunk alkalmazott körülmények (RH%, hőmérséklet) esetén a Ph. visci micélium korongról sikeresen fertőzte az egészséges fagyöngyleveleket. A betegség tünetei az inokulálást követően igen hamar megjelentek, majd kb. 1 hónapig folyamatosan erősödtek. A betegség tünetei és a képződött piknídium mennyisége hasonlóan alakult ép és carborundummal kezelt levelek esetén, vagyis a Ph. visci fertőzése sebzések megléte nélkül is sikeres volt. A különböző törzsek alkalmazása esetén képződött piknídiumok mennyisége igen heterogén volt, azonban az adott törzsek esetében is igen nagy szórás volt megfigyelhető. Éppen ezért a vizsgálatokat mindenképpen érdemes lenne egy nagyobb minta- és ismétlésszámmal is elvégezni, hogy az izolátumok virulenciájáról árnyaltabb képet kaphassunk, mivel jelen esetben a varianciaanalízis a törzsek között különbséget nem mutatott ki. Az adatok szórása miatt a mesgerséges fertőzési kísérletekkel kapcsolatban pontosabb következtetéseket nem kívánunk levonni, erre csak egy átfogóbb vizsgálat után kerülhet sor. A Ph. visci fertőzési küszöbérték (NTI= numerical threshold of inoculum), vagy hígítási végpont vizsgálata számos, nemcsak a további laboratóriumi vizsgálatok, de a szabadföldi kijuttatás szempontjából is jelentős kérdésekre adhat választ, hiszen a fertőzéshez szükséges spóraszám kulcsfontosságú lehet a mikoherbicid fejlesztés szempontjából. Vizsgálatainkhoz a spóraindukciós kísérletek során nyert spóraszuszpenziót tisztítottuk, majd centrifugáltuk, melyből egy folyamatosan töményedő spóraszuszpenzió sorozatot állítottunk elő. A 6 különböző koncentrációjú szuszpencióval egészséges fagyöngyleveleket fertőztünk, majd a mesterséges fertőzési kísérleteknél alkalmazott módon inkubáltuk a leveleket. A betegség tünetei, hasonlóan a mesterséges fertőzési vizsgálatokhoz, kb. 10–14 nap után jelentek meg, majd fokozatosan erősödtek (49. ábra és 15. táblázat). Azokon a leveleken, melyeket töményebb spóraszuszpenzióval (1–2 × 105 db/ml) inokuláltunk, a betegség tünetei már 4–5 nap után megjelentek, valamint a piknídiumok képződése is előbb megindult, mint az alacsonyabb koncentrációjú szuszpenzióval kezelt levelek esetén. A magasabb koncentráció alkalmazása esetén a levelek az inokulálást követő 14. napra erősen klorotikusak voltak, rajtuk nagy tömegben képződtek a piknídiumok, melyekből számos esetben a 3. héttől a konídiumok csírázásnak indultak.

109

Az alacsonyabb koncentrációk esetén a klorotikus tünetek később jelentkeztek, illetve kiterjedésük is kisebb volt, mint ahogy azt az erősebb koncentrációval kezelt fagyöngyleveleken tapasztaltuk. Mindazonáltal már a legkisebb koncentrációjú szuszpenzió esetén is (6,5 × 103 db/ml) megelentek a tünetek, vagyis a fertőzés sikeres volt (49. ábra).

49. ábra: A fertőzési küszöbérték (NTI) vizsgálatai: a különböző koncentrációjú (A: 6,5 × 103; B: 1,25 × 104; C: 2,5 × 104; D: 5 × 104; E: 1 × 105; F: 2 × 105 spóra/ml) Ph. visci spóraszuszpenziók által okozott tünetek 4 héttel az inokulálást követően. (Fotó: Varga I.) 110

15. táblázat: A különböző koncentrációjú Ph. visci spóraszuszpenziók fertőzése nyomán kialakult klorotikus tünetek alakulása a 14. és 28. napon. Spóraszuszpenzió koncentrációja (db/ml)

Idő

6.5 × 103

1.25 × 104

2.5 × 104

5 × 104

1 × 105

2 × 105

14. nap

0 + ++ +++

0 ++ ++ +++

+ ++ +++ +++

++ +++ ++++ ++++

++ +++ +++ ++++

++++ ++++ ++++ ++++

28. nap

+++ +++ +++ ++++

0 +++ +++ ++++

+++ +++ +++ ++++

+++ +++ ++++ ++++

+++ ++++ ++++ ++++

++++ ++++ ++++ ++++

Klorózis értékelése: 0…………nincs fertőzés, +………....nagyon gyenge klorózis (kiterjedése kisebb, mint a levélfelület 25%-a), ++………..gyenge klorózis (kiterjedése a levélfelület 25–50%-a), +++………erős klorózis (kiterjedése a levélfelület 50–75%-a), ++++……..nagyon erős klorózis (kiterjedése nagyobb, mint a levélfelület 75%-a).

Bár a különböző koncentrációjú spóraszuszpenziók fertőzése nyomán képződött piknídiumok száma a koncentráció emelkedésével növekedett ugyan, a növekedés nem volt egyenesen arányos (16. táblázat és 50. ábra), illetve a képződött piknídiumok mennyiségében a varianciaanalízis sem mutatott szignifikáns különbséget (F5,18= 2.58, p=0.047). Mindazonáltal a szignifikancia közelített az 5%-hoz, így előreláthatólag magasabb ismétlésszám alkalmazása esetén statisztikailag is igazolható lenne a növekedés. Bár a varianciaanalízis a koncentrációnkénti összpiknídium mennyiségben szignifikáns különbséget nem mutatott ki, addig a levelek színén képződött piknídiumok mennyisége minden esetben szignifikánsan nagyobb volt, mint a levelek fonákán képződötteké (F1,46=44.1, p<0.001). 16. táblázat: A különböző koncentrációjú Ph. visci spóraszuszpenziók fertőzése nyomán képződött piknídiumok átlagos mennyisége az inokulálást követő 28. napon. Spóraszuszpenzió koncentrációja (db/ml) 1.25 × 104 2.5 × 104 5 × 104 1 × 105

Piknídium (db)

6.5 × 10

Levél színe

166

222

181

245

274

386

Levél fonáka

43

44

40

153

67

75

Σ (db/levél)

211

266

222

399

341

461

3

2 × 105

111

50. ábra: A fertőzési küszöbérték vizsgálatok során képződött piknídium mennyisége (±SEM) a levelek felszínén és fonákán, és az átlagos összpiknídiumszám (±SEM) a koncentrációk függvényében. Érdekesség továbbá az is, hogy a levelek színén (246 [95% CI: 208–283]db) és fonákán (70 [ 95% CI: 33–108] db) képződött piknídiumok átlagos mennyisége hasonlóan alakult, mint a mesterséges fertőzés nyomán keletkező piknídiumoké, ahol szintén csak ebben a tekintetben lehetett szignifikáns különbséget kimutatni. A mesterséges fertőzési kísérletekhez hasonlóan a fertőzési küszöbérték vizsgálatok is megerősítették, hogy a levelek felszínén képződött piknídiumok összmennyisége nem függ a levelek nagyságától (F1,22=0.31, p=0.58). Az elvégzett fertőzési küszöbérték vizsgálatok eredményei alapján megállapítható, hogy a Ph. visci fertőzése nemcsak in vitro módon előállított micélium koronggal, de spóraszuszpenzióval is lehetséges. A fertőzés már a legkisebb koncentrációban (6,5 × 103 db/ml) is sikeres volt az általunk alkalmazott légnedvesség és hőmérsékleti viszonyok mellett, mely a tavaszi időjárást kívánta modellezni. A 6,5 × 103 db/ml spóra alkalmazása átlagosan 211 db, míg a legmagasabb, 2 × 105 db/ml-es koncentráció átlagosan 423 db piknídiumot eredményezett. Bár a képződött piknídiumok mennyisége és a tünetek erőssége is a koncentrációval arányosan változott, mindezt statisztikailag nem tudtuk megerősíteni. Laboratóriumi körülmények között valamennyi koncentráció alkalmazása eredményes fertőzéshez vezetett, így a szabadföldi kijuttatás során ezek a koncentrációk irányadóak lehetnek, azonban ezekban a kísérletekben is elsőként egy koncentráció-sorozattal lenne érdemes próbálkozni.

112

6.2.7 A glifozát és 2,4-D hatása a Phaeobotrioshaeria visci növekedésére

Az in vitro vizsgálatok alapján megállapítható, hogy mind a 2,4-diklorofenoxi-ecetsav (2,4-D), mind a glifozát-izopropilamin só jelenléte jelentősen befolyásolta a Ph. visci növekedését (51. ábra). A marginális regresszió analízis alapján a 2,4-diklorofenoxi-ecetsav már a legkisebb (3 g/l) koncentrációban is szignifikánsan csökkentette a micélium növekedésének intenzitását a kontroll (0 g/l) telepekhez képest (p<0,001; Fnap = 1283; Ftáptalaj = 963.2; Ftáptalaj + nap = 600,6) (52. ábra). A 12. napon mért telepátmérők tekintetében szintén szignifikáns különbséget találtunk valamennyi koncentráció esetén (F3,16 = 1837; p<0,001). Míg a kontrolltelepek főátlaga 7,9 cm volt, addig 3 g/l 2,4-D esetén az átlagos telepátmérő 3,3 cm-re, 6 g/l koncentráció mellett 0,7 cm-re csökkent. 9 g/l 2,4-D jelenléte teljesen meggátolta a micélium növekedését (53. ábra).

51. ábra: Különböző koncentrációjú glifozát-izopropilamin só (A) és 2,4-diklorofenoxi-ecetsav (B) hatása a Ph. visci növekedésére. (Fotó: Varga I.) 113

52. ábra: Ph. visci növekedésének marginális regressziós modellezése növekvő 2,4-D (A) és glifozát (B) koncentrációk mellett. A glifozát hatóanyag már a legkisebb koncentrációban (4,8 g/l) is teljesen (100%) meggátolta a Ph. visci telepeinek fejlődését, így a marginális regresszió analízis szignifikáns különbséget mutatott valamennyi koncentráció esetén (p<0,001; Fnap = 1227,6; Ftáptalaj = 2271,1; Ftáptalaj

+ nap

1227,6) (52. ábra). Míg a glifozátot tartalmazó lemezeken micélium

növekedés nem volt megfigyelhető (53. ábra), addig kontrollemezek főátlaga a 12. napon 7,9 cm volt, így a varianciaanalízis is szignifikáns különbséget mutatott ki (F3,16 = 5952,2; p<0,001).

53. ábra: Ph. visci 12. napon mért telepátmérőinek alakulása növekvő 2,4-D (A) és glifozát (B) koncentrációk mellett. (Az inokulumok nagysága 0,5 cm volt.)

114

A 2,4-D és glifozát antifungisztatikus hatását már több gombafajon vizsgálták, mivel ezen mikroorganizmusoknak igen jelentős szerepük van a permetlevek kijuttatását követően a peszticidek biodegradációjában. Amíg a 100 mg/l 2,4-D semmilyen gátló hatással nem rendelkezik, sőt az Aspergillus- és Fusarium-fajok intenzíven bontják az alacsony koncentrációban jelenlévő peszticideket (Estok és mtsai 1989, Vroumsia és mtsai 2005), addig a magasabb koncentrációk esetén ugrásszerűen nő a hatóanyagok antifungisztatikus hatása. 600 mg/l 2,4-D jelenléte esetén már a Saccharomyces cerevisiae sejtek növekedése stagnál (Teixeira és mtsai 2006), 1000 mg/l 2,4-D és glifozát hatóanyag már szignifikánsan csökkenti a gombafajok növekedését, 5000 mg/l már teljesen meggátolja azt (Estok és mtsai 1989). Vizsgálataink során a 2,4-D legkisebb koncentrációja 3000 mg/l volt. Ez a koncentráció a korábbi szakirodalmi adatokkal egybevágóan szignifikánsan csökkentette a micélium növekedését, magasabb koncentrációk teljesen meggátolták azt. A glifozát hatóanyag legkisebb koncentrációja 4800 mg/l volt, ami szintén gátolta a micélium növekedését. A szakirodalmi adatok, valamint saját eredményeink alapján megállapítható, hogy a herbicidek és spóraszuszpenzió kombinált kijuttatása nem megoldható, hiszen a vizsgált herbicid-hatóanyagok igen erős antifungisztatikus hatással rendelkeznek és gátolják a Ph. visci növekedését. A kombinált védekezés csak olyan alacsony hatóanyag koncentráció mellett elképzelhető, amely alkalmazása mellett a herbicid, így a kezelés is elveszítheti hatékonyságát.

115

7. JÖVŐBENI PERSPEKTÍVÁK 7.1

A Ph. visci, mint lehetséges mikoherbicid: a további kutatások iránya Napjainkban a fehér fagyöngy elleni védekezés annak rohamos terjedése és az egyre

növekvő kártétele ellenére sem megoldott. Elsőként Fischl (1978) vetette fel a biológiai védekezés gondolatát, majd az évek folyamán számos kisebb tanulmány is született a témában, azonban a Ph. visci átfogó tanulmányozása napjainkig váratott magára, illetve még jelenleg is a kevéssé ismert kórokozók közé tartozik. A Ph. visci biológiai védekezésben való alkalmazása számos előnnyel járna, hiszen a kórokozó kijuttatása nem terheli a környezetet, valamint azokon a helyeken is alkalmazható lenne, ahol a mechanikai védekezés már nem megoldható (pl. laza koronájú, idősebb szoliter fák), vagy ahol az amúgy kétes hatékonyságú herbicides védekezésre nincs lehetőség (pl. nemzeti parkok, lakott területek). A doktori képzés ideje alatt végzett vizsgálatok javarésze pozitív eredménnyel zárult, melyek mindegyike kiemelt jelentőségű a későbbi mikoherbicid fejlesztés szempontjából, azonban vizsgálataink a kutatások sokrétűsége, illetve a képzés időbeni korlátai miatt közel sem voltak teljeskörűek. Éppen ezért a már megkezdett kutatások folytatásaként a továbbiakban számos olyan tanulmány elvégzése lenne szükséges, melyek választ adhatnának a jelenleg még nyitott és megválaszolatlan kérdésekre, illetve amelyek hozzájárulhatnak egy biopreparátum előállításához és a költséghatékony termeléséhez. A Ph. visci laboratóriumi tenyésztésének optimalizálása érdekében szükséges lenne az általunk

használhatónak

ítélt

tápközegek

tápanyag-összetételének

pontos

analitikai

vizsgálatára, hiszen a kórokozó növekedésének gyorsaságát számos egyéb tényező mellett a hasznosítható szénforrások jelenléte határozza meg. A sporulációt a táptalajok C: N aránya befolyásolja, így az arányok változtatásával, illetve további hőmérsékleti és megvilágítási kezelésekkel minden bizonnyal elérhető lehet egy még intenzívebb konídiumképzés is. Az erdményes mesterséges fertőzési és fertőzési küszöbérték vizsgálatok olyan jellegű kérdéseket vetettek fel, mint például: (i) A fagyöngylevelek felületi nedvességének minimum ideje hogyan változik alacsonyabb légnedvesség esetén, illetve az hogyan befolyásolja a kórokozó csírázását és a sikeres fertőzést. 116

(ii) Számos más kórokozó esetén eredményesen alkalmaznak olajos tenzidet a spórák kijuttatása során, hogy megakadályozzák a permetlé túl korai beszáradását (Egley és Boyette 1995, Bateman és Alves 2000). A Ph. visci esetében nem ismert, hogy egy ilyen közegben hogyan alakul a spórák csírázása, illetve egy olajos tenzid alkalamzása a kijuttatás során valóban előnyt jelenthetne-e, vagy egyáltalán szükséges-e az alkalmazása. (iii) Az in vitro módon előállított spórák milyen mértékben bírják a szárítást; illetve azok meddig eltarthatóak és őrzik meg csírázási képességüket. A már említett kérdéseken túl egy mikoherbicid forgalomba kerülését több egyéb tényező is befolyásolhatja, hiszen egy készítmény engedélyeztetéséhez nem csupán az alapos laboratóriumi, vagy a szabadföldi vizsgálatok megléte elengedhetetlen, de a későbbi ökotoxikológiai vizsgálatok, majd a készítmény formázásának és eltarthatóságának vizsgálata is igen hosszadalmas folyamat, melynek jelentős költségvonzata is van. Mindezek ellenére, a jelenleg elvégzett vizsgálatok alapján a Phaeobotryosphaeria visci-t továbbra is alkalmasnak és hatékonynak ítéljük a fehér fagyöngy elleni biológiai védekezésre, így az általunk megkezdett kísérletek alapján a továbbiakban a kísérletek már lényegesen célratörőbben és körülhatároltabban folytatódhatnak.

7.2 Az ízeltlábú fajok lehetséges szerepe a biológiai védekezésben Bár Schumacher (1918) és Hellrigl (2006) is tanulmányozta a fehér fagyöngy ízeltlábúkatenáriumát, azonban a szakirodalomban nem található utalás a fehér fagyöngy elleni ízeltlábú fajokkal történő biológiai védekezés lehetőségére, vagy annak vizsgálatára. A gyomnövények elleni biológiai védekezés szempontjából valamennyi olyan fitofág ízeltlábú faj szóba jöhet – kerüljön ki bármilyen rendből, vagy családból –, amely az elpusztítani kívánt növényt eredménnyel károsítja. Mindazonáltal a felhasználni kívánt fitofág ízeltlábú fajnak a célnövény kizárólagos károsítójának kell lennie, vagyis teljes életszakaszának kizárólagosan az adott célnövényhez kell kötődnie, hogy a felhasználás során valóban csak az adott célnövényt veszélyeztesse. A leggyakrabban felhasznált ilyen fajok a különböző

pajzstetvek

(Coccidae,

Pseudococcidae,

Diaspididae),

levélbogarak

(Chrysomelidae), tripszek (Thysanoptera), sodrómolyok (Tortricidae) és néhány poloska (Hemiptera) faj (De Bach és Rosen 1991). 117

A fenti szempontok alapján a biológiai védekezésre alkalmazható ízeltlábúakat a 12 fagyöngy-specialista között kell keresni, mivel azonban a fagyöngy-virágpoloska (Anthocoris visci) nem fitofág, így az esetleges védekezés szempontjából a maradék 11 specialista faj jöhet szóba. Ezek közül hazánkban 7 faj fordul elő (Cacopsylla visci, Hypseloecus visci, Pinalitus viscicola, Ixapion variegatum, Liparthrum bartschti, Synanthedon loranthi, Celypha woodiana). Bár a doktori képzéshez kapcsolódó kutatásaink a fehér fagyöngy hiperparazita kórokozójára (Phaeobotryosphaeria visci) fókuszáltak, azonban a képzés ideje alatt tanulmányoztuk a fehér fagyöngy hazai ízeltlábú-katenáriumát, majd a fajok kártétele alapján próbáltuk megbecsülni azok biológiai védekezésben való lehetséges felhasználhatóságát is. A zöld részek kártevői közül a fagyöngy-levélbolha (Cacopsylla visci) szívogatásával és mézharmat termelésével károsít, azonban a faj táplálkozása nyomán kialakult tünetek még a levélbolhák tömeges jelenlétekor is olyan elenyészőek voltak, hogy véleményünk szerint a faj felhasználása egy későbbi eredményes védekezésben nem perspektivikus. Nagyobb károsítást figyeltünk meg a Hypseloecus visci poloskafaj szívogatása nyomán, mely tömeges fellépése esetén elvétve a fagyöngybokrok levélhullását okozta, azonban a tünetek főként a fiatalabb hajtásokon voltak megfigyelhetők. Felmerül tehát a kérdés, hogy a poloskafaj

tömeges

kijuttatása

esetén

az

imágók

és

lárvák

vajon

az

idősebb

hajtásrendszereken is szívogatnának-e, illetve ez a károsítás elegendő lenne-e a növény teljes pusztulásához. A zöld részek károsítói közül sem a fagyöngy-cickányormányos (Ixapion variegatum), sem a fagyöngytükrösmoly (Celypha woodiana) nem jöhet szóba, hiszen mindkét faj csak az adott évi hajtásokat károsítja, így ezeknek a fajoknak az alkalmazásával a teljes növény elpusztítása nem lenne lehetséges. Vizsgálataink során a zöld részek kártevő közül a legnagyobb károsítást a kecskerágópajzstetű (Unaspis euonymi Comstock, 1881) fellépése okozta, azonban ez a faj semmiképpen nem jöhet szóba a biológiai védekezésben használható ágensként, hiszen polifág károsítóként más fajokon is (pl. Euonymus, Buxus, Citrus, Hedera, Hibiscus, Fraxinus, Ilex, Jasminum, Olea, Pachistima, Prunus és Syringa) képes megtelepedni (54. ábra).

118

54. ábra: Unaspis euonymi károsítása fehér fagyöngyön. (Fotó: Varga I.) Mivel a fehér fagyöngy igen gyors növekedésű faj, valamint elpusztult hajtásait és leveleit is nagyon gyorsan pótolja, így a zöld részek károsítói helyett a fás részek kártevői tűnhetnek eredményesebbnek. E kártevők közül a fakínszitkár (Synanthedon loranthi) mellett a fagyöngyszú (Liparthrum bartschti) tűnik perspektivikusnak, bár utóbbi megtelepedése és kártétele a már korábban legyengült bokrok esetén volt jelentősebb (55. ábra). Természetes körülmények között e fajok alacsony egyedszámú jelenléte ritkán okozza a fagyöngybokrok pusztulását, bár ezen fajok biológiai védekezésben való alkalmazhatóságát érdemes lenne tovább vizsgálni.

55. ábra: Fagyöngyszú imágói (A) járatai és röpnyílása (B). (Fotó: Varga I. és Keresztes B.) 119

A fehér fagyöngy ízeltlábú-katenáriumának vizsgálata és az irodalmi adatok tanulmányozása alapján elmondható, hogy a fehér fagyöngy visszaszorításában csak több kártevő együttes és tömeges jelenléte lehetne eredményes. A zöld részeken megjelenő károsítást a növény gyorsan kiheveri, míg a fás részek károsítása jóval nagyobb mértékű. Mindazonáltal egy esetleges preparátum kifejlesztésének kérdésében nem csupán a felhasználni kívánt fajok hatékonysága, hanem az előállítás, majd a teljes védekezés költségei mellett számos tényező is szerepet játszik, mely jelentősen befolyásolja az ilyen irányú kutatások jövőbeni kimenetelét.

7.3

A fehér fagyöngy elleni herbicides védekezés lehetőségei A fehér fagyöngy elleni lehetséges herbicides védekezés tanulmányozása néhány

francia kutató körében nagy népszerűségnek örvendett az 1960-as és az 1980-as évek között. Ekkoriban főként szisztémikus herbicidek hatékonyságát vizsgálták több nyitvatermő fajon, mely kísérletek viszonylag sikeresen zárultak. A zárvatermő fafajokon elvégzett kísérletek már jóval kevésbé voltak eredményesek, hiszen sok esetben a gazdanövények erősen károsodtak, vagy a herbicidek kijuttatását követően néhány évvel a fagyöngybokrok újra kihajtottak. Az első úttörő kutatásokat követően közel 20 évig nem foglalkoztak a fehér fagyöngy elleni herbicides védekezés tanulmányozásával, melyhez minden bizonnyal a korábbi kísérletek sikertelensége, illetve a herbicidek nehézkes kijuttatása is hozzájárulhatott. Az ezredforduló után született ugyan néhány kisebb tanulmány a kérdéssel kapcsolatban, azonban napjainkig sem egy részletesebb tanulmányról, sem a sikeres herbicides védekezéshez szükséges hatóanyagról, sem annak koncentrációjáról nem tesz említést a szakirodalom. A doktori képzés során annak érdekében, hogy egy átfogóbb képet kaphassunk a fehér fagyöngy elleni valamennyi lehetséges védekezési módról, nemcsak az ízeltlábú fajok biológiai védekezésben betöltött lehetséges szerepét vizsgáltuk, de a fehér fagyöngy elleni herbicides védekezés eredményességét is tanulmányozni kezdtük. Kutatásainkat a Mendel Egyetem

Kertészettudományi

Kísérletsorozatainkat

2011-ben

Karával kezdtük

közös meg

együttműködésben

Magyarországon,

végezzük.

Keszthelyen,

majd

Csehországban, Lednicén újabb kijuttatást hajtottunk végre 2012-ben és 2013-ban. Míg hazánkban glifozát-izopropilamin só, 2,4-diklorofenoxi-ecetsav (2,4-D) hatóanyagokat 120

vizsgáltunk, addig Lednicén dicamba, glifozát-izopropilamin só és 4-klór-2-metilfenoxiecetsav (MCPA) hatóanyagokat teszteltünk több koncentrációban, különböző zárvatermő gazdanövényen, több kijuttatási technikát alkalmazva. A hazai kutatások alapján elmondható, hogy a glifozát-izopropilamin só még a legmagasabb, 14,4g/l koncentráció alkalmazása esetén sem volt alkalmas a fehér fagyöngy elleni védekezésben (56. ábra).

56. ábra: Glifozát által okozott tünetek másfél évvel a kezelés után: 4,8 g/l (A), 9,6 g/l (B) és 14,4 g/l koncentrációjú permetlé hatása mezei juhar gazdanövényeken és fagyöngy hajtásokon. (Fotó: Varga I.) A növények hajtásrendszer minden esetben túlélte a kezelést, bár a lombozat a nagyobb koncentrációk alkalmazása esetén szinte itt is teljesen hiányzik. A peszticid gazdanövényre gyakorolt fitotoxikus hatásait egy fagyönggyel erősen fertőzött és legyengült idősebb gazdanövény (Acer campestre) esetében figyeltük meg, míg a jobb életerejű fákon semmilyen károsodást nem okozott a kezelés. Vizsgálataink során a 2,4-D jóval hatékonyabbnak bizonyult, hiszen a legkisebb koncnetrációval kezelt fagyöngybokrokon túl valamennyi 2,4-D-vel kezelt bokor elpusztult a 4. hónap végére. Érdekesség, hogy a kezelést követő 3–6. hónapban a nekrotizálódó bokrok kb. 50%-án megjelent a Phaeobotryosphaeria visci kórokozó is, ekkorra már csak a kezelt bokrok vázágai maradtak meg (57. ábra). A kijuttatás évében a 2,4-D gazdanövényre (Acer campestre) gyakorolt hatása igen elenyésző volt, csupán a legnagyobb koncentráció esetén figyeltünk meg a fiatal vesszőkön levélhullást. A kezelést követő évben kismértékű károsodást tapasztaltunk valamennyi kezelt gazdanövényen. 121

57. ábra: 2,4-D által okozott tünetek másfél évvel a kezelés után: 3 g/l (A) 6 g/l (B) és 9 g/l (C) koncentrációjú permetlé hatása mezei juhar gazdanövényeken és fagyöngy hajtásokon. A (C) képen jól látható a szívógyökerek elhalása is. (Fotó: Varga I.)

Kísérleti eredményeink és a szakirodalmi adatok alapján úgy tűnik, hogy a herbicides védekezés szempontjából a hormonhatású készítmények lehetnek eredményesek a fehér fagyöngy elleni védekezésben. Ezek a hatóanyagok azonban különböző mértékben károsítják a zárvatermő gazdanövényeket, így a vizsgálatok folytatása elengedhetetlen, hiszen a gazdanövények jelentős károsodása esetén a herbicidek használata nem lehetséges.

7.4

A kombinált védekezés lehetőségei Mivel a glifozát-izopropilamin só és 2,4-diklorofenoxi-ecetsav hatóanyagok kijuttatását

követően 3–6 hónappal a legyengült, vagy a pusztulófélben lévő fagyöngybokrokon megjelent a Phaeobotryosphaeria visci kórokozó, ezért végeztük el a kórokozó herbicid érzékenységi vizsgálatait, mely kísérletek eredményeit a korábbiakban már ismertettük. Ezek a hatóanyagok már a legkisebb koncentrációban is igen erős antifungisztatikus hatással bírtak a Ph. visci fejlődésére, ezért egy kombinált kijuttatás nem megoldható. Eredményes lehet azonban egy osztott kezelés, vagyis a 2,4-D alacsony koncentrációban történő kijuttatását követően néhány héttel a Ph. vici spóraszuszpenziójának alkalmazása. Ilyen irányú kísérleteket a doktori képzés ideje alatt nem állítottunk be, azonban a fehér fagyöngy elleni sikeres védekezés szempontjábó megfontolandó lenne a kísérlet elvégzése. 122

8. ÖSSZEFOGLALÁS A fehér fagyöngy (Viscum album) egy epifita, félparazita növény, mely hausztóriumai segítségével gazdanövényeitől vizet és ásványi anyagokat szív el, míg a szöveteiben található klorofill segítségével a szerves anyagokat maga állítja elő. Fellépése az erdőgazdaságokban számottevő károkat okoz, hiszen a faanyag minősége romlik, a biomassza produktum csökken, tömeges fertőzése az egyedek korai pusztulását okozza. A hemiparazita elleni védekezés annak egyre növekvő károsítása ellenére sem megoldott. Leggyakrabban a bokrok mechanikai eltávolítását alkalmazzák, azonban a védekezés ezen módja hatalmas munkaerő igényű, illetve bizonyos gazdafajok tulajdonságai miatt igen korlátozott. A fehér fagyöngy hazai térhódítása igen jelentős, bár a növény pontos elterjedéséről átfogó vizsgálat az utóbbi közel 100 évben nem született. Jelen tanulmány során a fehér fagyöngy hazai előfordulását, és az elterjedési terület utóbbi 90 évben bekövetkezett változásait tanulmányoztuk. Mindemellett kiemelt szerepet kapott a félparazita növény egyik kórokozójának (Phaeobotryosphaeria visci) klasszikus mikológiai és molekuláris genetikai vizsgálatokkal történő alaposabb megismerése, hiszen ez a kórokozó tűnik alkalmasnak a fehér fagyöngy elleni biológiai védekezésre. Szabadföldi vizsgálataink és a szakirodalmi adatok alapján megállapítottuk, hogy hazánkban a fehér fagyönggyel fertőzött területek nagysága az utóbbi 90 évben több mint háromszorosára nőtt. Fertőzésével leggyakrabban a Dunántúlon találkozhatunk, míg az Északi-középhegység és az Alföld jóval kevésbé fertőzött. Mindazonáltal a növény tömegesen fordul elő a Felső-Tisza-vidékén, továbbá a Bakony, Zalai-dombság, a Belső-Somogy és az Őrség területein. Fertőzésével leggyakrabban nyár (Populus), alma (vad fajok és régi tájfajták), juhar (Acer), hárs (Tilia), akác (Robinia pseudoacacia), fűz (Salix) és nyír (Betula) fajokon találkozhatunk, bár gazdanövényköre igen széles. A Phaeobotryosphaeria visci kórokozó laboratóriumi körülmények között jól tenyészthető, melyre a leginkább burgonya-dextróz agar és zabkivonat agar alkalmas. A kórokozó szilárd táptalajon való növekedését jelentősen gátolja a rifampicin, míg a kanamicin és ampicillin akár kombinációban is szabadon használható. Folyadék táptalajon rázatás mellett nem, csak konstans kultúrában tenyészthető a már említett táptalajokon. Bár a kórokozó megvilágítás nélkül fejlődő izolátumai nem, vagy az inokulálást követően csak 6–8 héttel sporuláltak, addig a folyamatos fehér fénnyel történő megvilágítás jelentősen emeli a képződött spóraszámot zabkivonat, burgonya-dextróz és V8-zöldséglé 123

agarokon. A legintenzívebb sporulációt 12h fehér fény, 12h közeli-UV alternációja nyomán figyeltük meg szintén zabkivonat agaron. A sporuláció további optimalizálása érdekében a táptalaj pontos összetételének meghatározása lenne célszerű, hiszen míg annak hasznosítható szénforrásai a kórokozó növekedését, addig a C: N arány annak sporulációját befolyásolja. A kórokozó fertőzési küszöbérték vizsgálata során már 6,5 × 103 db/ml koncentrációjú spóraszuszpenzió is sikeresen fertőzte az egészséges fagyöngyleveleket 20°C-on 70 RH% légnedvesség mellett. Mindazonáltal a törzsek patogenitásában statiztikailag igazolható különbséget nem találtunk, így ezen vizsgálatokat feltétlenül érdemes lenne nagyobb minta és ismétlésszám alkalmazása mellett folytatni. Vizsgáltuk továbbá a Phaeobotryosphaeria visci különböző herbicid-hatóanyagokkal (2,4-diklorofenoxi-ecetsav és a glifozát-izopropilamin só) szembeni érzékenységét is, egy esetleges jövőbeni kombinált védekezés lehetősége érdekében. A vizsgált hatóanyagok már a legkisebb koncentrációban is szinte teljesen gátolták a kórokozó micéliumának növekedését, így egy kombinált kezelés biztosan nem alkalmazható. A

klasszikus

mikológiai

vizsgálatainkat

molekuláris

szinten

az

ITS-régiók

tanulmányozásával egészítettük ki az izolátumok genetikai diverzitásának megállapítása céljából. Vizsgálataink során a kórokozó a korábbi szakirodalmi adatokhoz képest jóval nagyobb variabilitást mutatott, hiszen annak három haplotípusát különítettük el. A molekuláris genetikai vizsgálatok folytatása során a magasabb mintaszám és több marker alkalmazása lehet a következő lépés, hogy pontosabb képet kapjuk a kórokozó genetikai diverzitásáról.

124

9. TÉZISPONTOK Tézispontok magyar nyelven (1) Hazánkban a fehér fagyönggyel fertőzött területek nagysága az utóbbi 90 évben több mint háromszorosára nőtt. A növény tömegesen fordul elő a Felső-Tisza-vidékén, továbbá a Bakony, Zalai-dombság, a Belső-Somogy és az Őrség területein. Fertőzésével leggyakrabban nyár (Populus), alma (vad fajok és régi tájfajták), juhar (Acer), hárs (Tilia), akác (Robinia pseudoacacia), fűz (Salix) és nyír (Betula) fajokon találkoztunk. Azokon a területeken, ahol a fehér fagyöngy által kedvelt gazdanövények magasabb arányban fordulnak elő, a fehér fagyöngy fertőzése is gyakoribb. (2) Laboratóriumi körülmények között, szilárd táptalajon a Phaeobotryosphaeria visci jól tenyészthető, melyre a leginkább burgonya-dextróz agar és zabkivonat agar alkalmas. A kórokozó folyadék táptalajon rázatás mellett nem, csak konstans kultúrában tenyészthető a már fent említett táptalajokon. A kórokozó szilárd táptalajon való növekedését a rifampicin (100 mg L-1) jelentősen gátolta. A kanamicin (30 mg L-1) és ampicillin (30 mg L-1) jelenléte nem befolyásolta a kórokozó telepeinek növekedését, így azok akár kombinációban is szabadon használhatóak a tenyészetek fenntartása során. (3) A Phaeobotryosphaeria visci megvilágítás nélkül fejlődő izolátumai nem sporuláltak, azonban a folyamatos fehér fénnyel történő megvilágítás jelentősen emelte a képződött spóraszámot zabkivonat, burgonya-dextróz és V8-zöldséglé agarokon. A kórokozó legintenzívebben fehér fény és 12h közeli-UV alternáló kezelése nyomán sporulált zabkivonat agaron. A kórokozó sporulációjának fokozására sem a folyamatos közeli-UV kezelése, sem a 12 h fehér fény, 12 h megvilágítás nélküli fotoperiódusa nem volt alkalmas. A sporuláció nem zajlott le továbbá S és SN agarokon sem. (4) A kórokozó spóraszuszszpenziója már 6,5 × 103 db/ml koncentráció esetén sikeresen fertőzte az egészséges fagyöngy leveleket. A törzsek virulenciájában statisztikailag igazolható különbséget nem találtunk, azonban valamennyi törzs sikeresen fertőzte az egészséges fagyöngyleveleket is, a leveleken mikrosérülések megléte a sikeres fertőzéshez nem volt szükséges. A glifozát-izopropilamin só, vagy a 2,4-diklorofenoxi-ecetsav herbicidhatóanyagok már a legkisebb koncentrációban szinte teljesen gátolták Phaeobotryosphaeria visci izolátumainak növekedését, így a spóraszuszpenzió és a hatóanyagok kombinált kijuttatása nem lehetséges. 125

(5) A Phaeobotryosphaeria visci izolátumainak genetikai diverzitását az ITS-régiók szekvenciáinak öszehasonlításával végeztük. Vizsgálataink során a kórokozó a korábbi szakirodalmi adatokhoz képest jóval nagyobb variabilitást mutatott, hiszen annak három haplotípusát különítettük el.

126

Thesis points

(1) The distribution of European mistletoe has grown almost three times bigger in the past 90 years. The mass occurrence of European mistletoe was noticed in the mezoregions of Upper Hungarian Tisza Region, Bakony, Zala Hills, Inner Somogy and Őrség. The most common infected hosts are poplar (Populus spp.), apple (wild species and landraces), maple (Acer spp.), lime (Tilia spp.), willow (Salix spp.), birch (Betula spp.) and black locust (Robinia pseudoacacia). In areas where host plants favored by mistletoe occur in higher proportion the infection of mistletoe is more commonly observed as well.

(2) Phaeobotryosphaeria visci can easily be cultured under laboratory conditions on potatodextrose and oatmeal agar. Phaeobotryosphaeria visci can be grown in liquid culture without shaking on media mentioned above. The wet weights of the fungal isolates were significantly bigger on oatmeal agar, than on potato-dextrose agar, while no difference was noticed in dry weight. Mycelial growth of Phaeobotryosphaeria visci on solid media was significantly inhibited by rifampicin (100 mg L-1), while kanamycin (30 mg L-1) and ampicillin (30 mg L-1) can be used freely or even in combination.

(3) No sporulation was observed in case of isolates, which were kept in dark, while continuous white light induced sporulation on potato-dextrose, oatmeal and V8 vegetable juice media. The spore production significantly increased in case of the combination of oatmeal agar and photoperiod of 12h white light: 12h near-UV. There was no sporulation on S media and SNA media, while continuous near-UV and 12h white light: 12 h dark photoperiod also not redounded sporulation.

(4) We noticed successful infection of the pathogen even in case of the lowest examined concentration of spore suspension (6.5 × 103 spore/ml). There was no difference in the pathogenicity of Ph. visci isolates, but all isolates infected the mistletoe leaves, even if they were healthy or treated with carborundum. Both herbicide agents (glyphosate-isopropylamin salt and 2,4-dichlorophenoxyacetic acid) caused significantly lower mycelial growth of Phaeobotryosphaeria visci even the lowest herbicide concentration; besides higher concentrations no mycelial growth was detected. Combined herbicide and spore suspension treatment is not possible, due to the antifungal effects of these pesticides. 127

(5) Our classical mycological study was complemented with molecular genetic analsis of Ph. visci isolates, where we have separated three haplotypes based on the ITS regions of this pathogen.

128

10. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS Kiemelt köszönettel tartozom egykori témavezetőmnek, Dr. habil. Fischl Géza Professzor Úrnak, aki a növényvédelem világába bevezetett és kutatói pályámon elindított. Köszönettel

tartozom

jelenlegi

témavezetőmnek,

Dr.

Taller

János

tudományos

főmunkatársnak, aki doktori tanulmányaim során munkámhoz nyugodt körülményeket biztosított és szakmailag támogatott. Kiemelt köszönet illeti a Helsinki Egyetemről Prof. Jaakko Hyvönent, aki a kézirataimat mindig építő kritikával, munkámat pedig számos hasznos szakmai tanáccsal illette. Jelen kutatás nem valósulhatott volna meg a CIMO Ösztöndíj Program (Finnország), a Magyar Állami Eötvös Ösztöndíj és a Campus Hungary Program (Balassi Intézet) támogatása nélkül, melyekért hatalmas köszönettel tartozom. Köszönet illeti a Növényvédelmi Intézet, valamint a Növénytudományi és Biotechnológiai Tanszék egykori és jelenlegi vezetését (Dr. Lehoczky Éva, Dr. habil. Takács András Péter, Dr. Szabó István és Dr. Hoffmann Borbála), hogy a kutatásaimhoz szükséges feltételeket biztosították és munkám során számos egyéb szakmai és mindenekelőtt emberi módon támogattak. Őszinte hálával tartozom Dr. habil. Fodor András Professzor Úrnak, akivel a doktori képzésem során közös laboratóriumban dolgozhattam. Tőle a mikrobiológiai laboratórium működésének íratlan szabályain

kívül számos olyan megfogalmazhatatlan emberi

tulajdonságot sajátíthattam el, melyekért a mai napig baráti hálával és köszönettel tartozom. Köszönet jár Varga Katalinnak és Hóbár Gabriellának, akik a Növényvédelmi Intézetben töltött éveket bearanyozták és szakmailag mindig készségesen segítették munkámat. Köszönettel tartozom a Nyugat-magyarországi Egyetemről Dr. Bartha Dénes Professzor Úrnak és Tiborcz Viktornak, valamint Jandrasits Lászlónak, az Őrségi Nemzeti Park munkatársának a fehér fagyöngy hazai előfordulásának tanulmányozásában nyújtott segítségért, illetve Dr. Hirka Anikónak, amiért rendelkezésemre bocsátotta az ERTI által gyűjtött elterjedési adatokat. A molekuláris genetikai vizsgálatokban nyújtott segítségért Dr. Cernák Istvánnak, míg Petrovicsné Mátyás Kinga Klárának a molekuláris genetikai vizsgálatokban, valamint a kerbicides kísérletek kivitelezésében nyújtott segítségéért tartozom köszönettel.

129

Köszönettel tartozom a Mendel Egyetemről Dr. Pejchal Milošnak, akivel a fehér fagyöngy témakörében számos kézirat elkészítésében működtünk közre. Hatalmas köszönettel tartozom Baltazár Tivadarnak, akinek doktori képzésének fő tárgya hozzám hasonlóan csakugyan a fehér fagyöngy, így több kutatásban működhettünk együtt. Számos alkalommal nyújtott segítséget nekem a statisztikai adataim értékelésében és az elkészült kézirataimat mindig építő kritikával illette. Segítsége nélkül dolgozatom ebben a formában nem valósulhatott volna meg. Bár a PhD dolgozatomba a részletes rovartani kutatások, illetve a herbicides kísérletek nem kerültek be, azonban így is köszönettel tartozom a Növényvédelmi Intézet Herbológai Osztályának, Dr. Nádasyné Dr. Ihárosi Erzsébetnek, Dr. Nagy Viktornak és Tóth Istvánnak a herbicides kísérletek kivitelezésében nyújtott segítségét. Ezúton szeretnénk köszönetet mondani a rovartani vizsgálatokban nyújtott hatalmas segítségért a Növényvédelmi Intézet Rovartani Osztályának, különös tekintettel Keresztes Balázsnak. Ebben a témában köszönet jár Dr. Merkl Ottónak, a bogárfajok ellenőrzésében nyújtott segítségéért, illetve az egyéb szakmai támogatásáért is. Kiemelt köszönet jár Aranyi Nikolettnek, aki számos esetben szakmai segítséget nyujtott és önzetlen barátságára mindig számíthattam. Hasonlóan kiemelt köszönet jár Farkas Aliznak, aki a helyes útról letérni sohasem hagyott. Köszönet jár a Bántay-házaspárnak, akik mellett igazi családtagnak érzem magam. Köszönet jár Ódor József Szabolcs barátomnak, aki emberileg minden pillanatban támogatott. Kiemelt köszönet jár szüleimnek, akik nélkül ma nem lennék ugyanaz az ember. Hatalmas köszönettel tartozom testvéremnek, Szabóné Varga Ágnesnek. Mindenért. Végül, de nem utolsó sorban, köszönet jár Dr. Poczai Péternek, akire az elmúlt 8 év minden egyes percében bármikor számíthattam, és aki talán a legtöbbet tett, mind emberileg, mind szakmailag ezen dolgozat létrejöttéért. Segítségét és támogatását szavakba önteni nem tudom, de örökre hálás leszek érte.

130

11. IRODALOMJEGYZÉK Amsellen Z, Sharon A, Gressel J, Quimby PC Jr (1990) Complete abolition of high inoculum threshold of two mycoherbicides (Alternaria cassiae, A. crassa) when applied in invert emulsion. Phytopathology. 80:925–929. Anonymus (1910) Fehér fagyöngy (Viscum album L.). Az erdő. 4: 2–3. Anonymus (1925) A fagyöngy. Növényvédelem. 1 (12): 257–259. Aoki

T, O‟Donnell K (1999) Morphological characterization of Fusarium pseudograminearum sp. nov., formerly recognized as the Group 1 population of Fusarium graminearum. Mycologia. 91: 597–609.

Aparicio A, Gallego MJ, Vázquez C (1995) Reproductive biology of Viscum cruciatum (Viscaceae) in southern Spain. Int. J. Plant Sci. 156: 42–49. APG II. (2003) An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG II. Botanical Journal of the Linnean Society. 141: 399–436. APG III.(2009) An update of the Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and families of flowering plants: APG III. Botanical Journal of the Linnean Society. 161: 105–121. Babadoost M, Johnston MR (1998) Sporulation of Dreshlera graminea on barley straw extract agar. Mycolgia. 90 (1): 63–68. Baillon F, Chamel A, Fer A, Frochot H, Gambonnet B, Manzato MC (1988) Lutte chimique contre le gui (Viscum album L.): Pénétration, transport, efficacité de deux herbicides phloème-mobiles (2,4-DB et glyphosate). Ann. Sci. For. 45: 1–16. Ball PW (1993) Viscum L. In: Tutin TG, Burges NA, Chater AO, Edmondson JR, Heywood VH, Moore DM, Valentine DH, Walters SM, Webb DA (eds) Flora Europaea, Vol. 1: Psilotaceae to Platanaceae. Cambridge Univ. Press, Cambridge. 86. Balsay S (1986) Léprigó (Turdus viscivorus) fészkelése a Hanságban. Madártani tájékoztató. 24–25. Baltazár T, Pejchal M, Varga, I, Poczai P (2012) Investigation of the efficiency of herbicide and mechanical control methods against European mistletoe (Viscum album L.) on Crataegus species. 13th International Scientific Conference of PhD Students, Young Scientist and Pedagoguest. Nitra, Slovakia. 11–16. Barbu C (2010) The incidence and distribution of white mistletoe (Viscum album ssp. abietis) on silver fir (Abies alba Mill.) stands from Eastern Carpathians. Ann. For. Res. 53 (1): 27–36.

131

Barlow BA, Martin NJ (1984) Chromosome evolution and adaptation in mistletoes. In: Grant WF (eds) Plant biosystematics. Acad. Press, Canada, Toronto. 117–140. Barney CW, Hawksworth FG, Geils BW (1998) Hosts of Viscum album. Eur. J. For. Path. 28: 187–208. Bartha D (2012) Dendrológia. Nyugat-Magyarországi Egyetem, Sopron. 251. Bartha D, Mátyás Cs (1995) Erdei fa- és cserjefajok előfordulása Magyarországon. Sopron, Hungary. 205. Bateman RP, Alves RT (2000) Delivery systems for mycoinsecticides using oil-based formulations. Asp. Appl. Biol. 57:163–170. Becker H (2000) European mistletoe: Taxonomy, Host trees, Parts used, Physiology. In: Büssing A (ed) Mistletoe: The genus Viscum. Hardwood Acad. Publishers, Amsterdam. 31–44. Besri M (2005) Viscum cruciatum: A threat to the olive production in the Moroccan Rif Mountains. Integrated Protection of Olive Crops. IOBC/wprs Bull. 28 (9): 169–173. Blodgett JT, Bonello P, Stanosz GR (2003: An effective medium for isolating Sphaeropsis sapinea from asymptomathic pines. For. Path. 33: 394–404. Böhling N, Greuter W, Raus T, Snogerup B, Snogerup S, Zuber D (2002) Notes on the Cretan mistletoe, Viscum album subsp. creticum subsp. nova (Loranthaceae/Viscaceae). Israel J. Plant Sci. 50: 77–84. Booth C (1971) Fungal culture media. In: Booth C (ed) Methods in microbiology. Vol 4. Acad. Press, London. 49–94. Borhidi A (1998) A zárvatermők fejlődéstörténeti rendszertana. Nemzeti Tankönyvkiadó, Budapest. Boros Á (1926) Kiegészítő adatok a fehér fagyöngy hazai elterjedéséhez. Erdészeti Kutatások. 29 (3–4): 64–66. Briggs J (2011) Mistletoe (Viscum album): A brief review of its local status with recent observations on its insects assosiations and conservation problems. Proc. Cotteswold. Natur. Fld. Club. 45: 181–193. Brown EA, Hendrix FF (1981) Pathogenicity and histopathology of Botryosphaeria dothidea on apple stems. Phytopathology. 71: 375–379. Browne RA, Cooke BM (2004) A new method for producing mycelium-free conidial suspension from cultures of Microdochium nivale. Eur. J. Plant Pathol. 110: 87–90. Brun AP, Martin JFC, López FF, González CC (2001) Comparación de la eficacia de distintos productos químicos aplicados mediante tratamiento aéreo en el control del muérdago (Viscum album) sobre Pinus halepensis. Bol. San. Veg. Plagas. 27: 383–388.

132

Buhr H (1965) Bestimmungstabellen der Galler (Zoo-und Phytocecidien) an Pflanzen Mittelund Nordeuropas. Fischer, Jena. 2: 763–1572. Calder M (1983) Mistletoes in focus: An introduction. In: Calder M, Bernard P (eds) The Biology of Mistletoes. Acad. Press, Sydney, New York, London. 1–17. Campbell MA, Wedd RW, Brown JB (2003) Optimizing conditions for growth and sporulation of Pyrenophora semeniperda. Plant Pathology. 52: 448–454. Charudattan R (1991) Th mycoherbicide approach with plant pathogens. In: TeBeest DO, Microbial Control of Weeds. Champman and Hall, Routledge. 24–57. Churcill BW (1982) Mass production of microorganisms for biological control. In: Charudattan R, Walker HL (eds) Biological control of weeds with plant pathogens. John Wiley and Sons, New York. Cooke BM (1980) The use of coolplates for culturing photo-sporogenetic fungi. Bulletin of the British Mycological Society. 14: 137–138. Cooke BM, Jones DG (1970) The effect of near-ultraviolet irradiation and agar medium on the sporulation of Septoria nodorum and S. tritici. Trans. Br. Mycol. Soc. 54 (2): 221– 226. Crous PW, Slippers B, Wingfield MJ, Rheeder J, Marasas WFO, Phillips AJL, Alves A, Burgess T, Barber P, Groenewald JZ (2006) Phylogenetic lineages in the Botryosphaeriaceae. Stud. Mycol. 55: 235–253. Cseh A, Csöndes I, Varga Zs, Taller J, Fischl G (2008) Genetikai vizsgálatok a Keszthely térségi fehér fagyöngy (Viscum album L.) és a Botryosphaerostroma visci populációiban. Növényvédelmi Tudományos napok, Budapest. 66. Curtis J (1835) British Entomology. Vol. 12, London. Dahlberg KR, Etten JLV (1982) Physiology and biochemistry of fungal sporulation. Annu. Rev. Phytopathol. 20 (1): 281–301. Daniel JT, Templeton GE, Smith RJ Jr (1973) Biological control of northern jointvetch in rice with an endemic fungal disease. Weed Sci. 21: 303–307. Dawson TE, Ehleringer JR, Marshall JD (1990) Sex-ratio and reproductive variation in the mistletoe Phoradendron juniperinum (Viscaceae). Am. J. Bot. 77: 584–589. De Bach P, Rosen D (1991) Biological control by natural enemies. Second edition. Cambridge University Press, Cambridge, UK. Delabraze P, Lanier L (1972) Contribution à la Lutte Chimique contre le Gui (Viscum album L.). Eur. J. For. Path. 2 (2): 95–103. Der JP, Nickrent DL (2008) A Molecular Phylogeny of Santalaceae (Santalales). Syst. Bot. 33 (1): 107–116.

133

Dobbertin M, Hilker N, Rebetez M, Zimmermann NE, Wohlgemuth T, Rigling A (2005) The upward shift in altitude of pine mistletoe (Viscum album ssp. austriacum) in Switzerland– the result of climate warming? Int. J. Biometeorol. 50: 40–47. Dobbertin M, Rigling A (2006) Pine mistletoe (Viscum album ssp. austriacum) contributes to Scots pine (Pinus sylvestris) in the Rhole Valley of Switzerland. For. Path. 36: 309–322. Dorworth CE (1989) European mistletoe (Viscum album ssp. album) in Canada. Plant Disease. 73: 444. Drasier CM, Rose J, Gibbs JN (1995) An unusual Phytophthora assosieted with widespread alder mortality in Britain. Plant Path. 4 (6): 999–1007. Egley GH Boyette CD (1995) Water-corn oil emulsion conidia germination and mycoerbicidal activity of Colletotrichum truncatum. Weed Sci. 43: 312-317. Estok D, Freedman D, Boyle D (1989) Effects of the herbicides 2,4-D, glyphosate, hexazinone, and triclopyr on the growth of three species of ectomycorrhizal fungi. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 42: 835–839. Evans HC, Greaves MP, Watson AK (2001) Fungal biocontrol agents of weeds. In: Butt TM, Jackson CW, Magan N, Fungi as Biocontrol Agents: Progress, Problems and Potential. CABI International Publishing, New York, USA. 169–192. Faria JC (2011) Resources of Tinn-R GUI/Editor for R Environment. UESC, Ilheus, Brasil. Farris JS (1989) The retention index and homoplasy excess. Syst. Zool. 38:406–407. Fauna Europaea Online Adatbázis (2013) http://www.faunaeur.org/ Fazekas I (2003) Az Északi-középhegység üvegszárnyú lepkefaunája. Fol. Hist. Nat. Mus. Matraensis. 27: 289–309. Fekete J (1972) A tatai fák védelmében. A tatai Herman Ottó Kör munkái. 2: 55–67. Fischl G (1978) A Viscum album L. fagyöngyön élősködő Botryosphaerostroma visci (DC.) Petrak gombafajról (előzetes közlemény). Növényvédelem. 14 (6): 254–256. Fischl G (1980) A fagyöngy elleni biológiai védekezés lehetőségei. Az erdő. 19 (4):167–169. Fischl G (1996) A fagyöngy (Viscum album L.) levélfoltossága. Növényvédelem. 32 (4): 181–183. Fischl G, Jandrasits L, Varga I, Pásztor S (2009) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) parazita gombái. Növényvédelem. 45 (4): 178–183. Fischl G, Taller J, Csöndes I, Varga Zs, Jandrasits L (2008) Adatok a fehér fagyöngy (Viscum album L.) elterjedéséhez és a Botryosphaerostroma visci DC (PETRAK.) gazdaparazita kapcsolathoz. XVIII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Összefoglaló. 1. FloraWeb (2013) http://www.floraweb.de/pflanzenarten/artenhome.xsql?suchnr=26634&

134

Fokunang CN, Ikotun T, Akem CN, Dixon AGO, Tembe EA, Koona P (2000) Investigtion of Inoculum threshold and latent infection in Colletotrichum gloeosporoides f.sp. manihotis in Cassava cultivars. Pakistan J. Biol. Sci. 3 (5): 713–716. Fomin O V (1952) Flora URSR (Flora der Ukraine). Vol. 4. Akademija nauk Ukrajins‟koji RSR, Kiew. Fritsch I (1928) A fagyöngyről. Az erdő. 2 (5): 2–4. Frochot H, Pitsch M, Wehrlen L (1983) Efficacité d‟herbicides sur le gui des feuillus (Viscum album mali) installé sur le peuplier. 12ème Conférence Columa, Paris, France. 1: 157– 165. Frochot H, Sallé G (1980) Modalités de dissemination et d‟implantation du gui. Revue Forestičre Francaise. 32: 505–519. Füri A, Tamás E (2009) Léprigó költése lakóházon. Madártávlat. 16 (2): 24. Gao L, Liu X (2010) Effects of carbon concentrations and carbon to nitrogen ratios on sporulation of two biological control fungi as determined by different culture methods. Mycopathologia. 169: 475–481. Gathumbi SM, Bohlen PJ, Graetz DA (2005) Nutrient enrichment of wetland vegetation and sediments in subtropical pastures. Soil Sci. Soc. Am. J. 69: 539–548. Gäumann E (1950) Principles of plant infection. London, Crosby Lockwood. Gencsi L, Vancsura R (1992) Dendrológia, Erdészeti növénytan II. Mezőgazda Kiadó, Budapest. 728. Ghannoum MA, Rice LB (1999) Antifungal agents: mode of action, mechanisms of resistance, and correlation of these mechanisms with bacterial resistance. Clin. Microbiol. Rev. 12: 501–517. Gibbs D, Nau B (2005) Hypseloceus visci (Puton) (Hemiptera, Miridae) a mistletoe bug new to Britain. Brit. J. Ent. Nat. Hist. 18: 159–161. Gozmány L (1994) A magyar állatnevek helyesírása. Folia Entomologica Hungarica 55: 429– 445. Grazi G, Urech K (1996) Meisen und Misteln. Gefiederte Welt. 120: 206–207. Grazi G, Urech K (2000) Meisen und Misteln. Mistilteinn. 1: 26–31. Grazi G, Zemp M (1986) Genista cinerea DC., ein natürlicher Sammelwirt für Viscum album L. ssp. album und Viscum album ssp. austriacum (Wiesb.) Vollmann. Ber. Deutsch. Bot. Ges. 99: 99–103. Green H, Meiklejohn J (2004) Mistletoe bugs and weevil: Ixapion variegatum in Worcestershire. Worc. Rec. 17: 24–25.

135

Griff T (1998) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) gazdanövényköre és az ellene való biológiai védekezés lehetőségei. Diplomadolgozat. Pannon Egyetem Georgikon Kar, Keszthely. Grose F (1773) The Antiquities of England and Wales. Vol. IV. London, England. Grover DV, Nicole JM (1940) The vapour pressure of glycerine solutions at 20°C. J. Soc. Chem. Ind. 59: 175–177. Grundmann B, Pietzarka U, Roloff A (2012) Die Weissbeerige Mistel (Viscum album L.): Biologie, Ökologie, Verwendung und Befallsrisiken. Mitteilungen der Deutschen Dendrologischen Gesellschaft. 97: 75–90. Guo L, Hyde K, Liew E (1998) A method to promote sporulation in palm endophitic fungi. Fungal. Divers. 1: 109–113. Györffy J (1956) Cickányormányosok - Apionidae. Magyarország Állatvilága (Fauna Hungariae), X. kötet, 3. füzet. Akadémia Kiadó, Budapest. Hagemeijer EJM, Blair MJ (eds) (1997) The EBCC Atlas of European Breeding Birds: Their Distribution and Abundance. T & AD Poyser, London. 552–553. Halász A (1994) A magyar erdészet 70 éve számokban: 1920-1990. FM Erdőrendészeti Szolgálat, Budapest. 29–30. Haracsi L (1969) Antophyta. In: Haracsi L (szerk) Erdészeti növénykórtan. Akadémiai Kiadó, Budapest. 297–298. Hartig R (1876) Zur Kenntnis von Loranthus europaeus und Viscum album. Z. Forst- und Jagdwesen. 8: 321–329. Hartmann T (1990) Die Kiefernmistel im Raum Schwabach/ Mittelfranken. Allgemeine Forst Zeitschrift für Waldwirtschaft und Umweltvorsorge. 45 (36): 914–916. Hartmann T (1994) Anatomische und morphologische Untersuchungen zum Wechselverhaltnis von Mistelpflanzen und ihren Wirtsgeholzen am Beispiel der Tannenmistel (Viscum abietis) und der Kiefernmistel (Viscum laxum). PhD Thesis, Technical Univ. Berlin, Berlin. 175. Hasan S (1988) Biocontroll of weeds with microbes. In: Mukerji KG, Garg KL, Biocontroll of plant diseases. Vol. 1. CRC Press, Boca Raton, Florida. 129–151. Hatton RHS (1965) Pollination of mistletoe (Viscum alba L.). Proc. Linn. Soc. Lond. 176: 67–76. Hawksworth FG (1983) Mistletoes as forest parasites. In: Calder M, Bernhardt P (eds) The biology of mistletoes. Acad. Press Sydney, Australia. 317–333. Hawksworth FG, Scharpf RF (1986) Spread of European mistletoe (Viscum album) in California, USA. Eur. J. For. Path. 16: 1–5.

136

Hawksworth FG, Scharpf, RF, Marosy M (1991) European mistletoe continues to spread in Sonoma County. Calif. Agric. 45: 39–40. Hellmuth EO (1971) Eco-physiological studies on plants in arid and semi-arid regions in Western Australia: IV. Comparison of the field physiology of the host, Acacia grasbyi and its hemiparasite, Amyema nestor under optimal and stress conditions. J. Ecol. 59: 351–363. Hellrigl K (2006) Unterschuchungen über Insekten der Misteln in Südtirol (Viscum album: Loranthaceae). Forest. Observ. 2: 43–68. Hirka A (szerk) (2011) A 2010. évi biotikus és abiotikus erdőgazdasági károk, valamint a 2011-ben várható károsítások. ERTI, Budapest, 120–121. Hirka A, Janik G (2009) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) és a sárga fagyöngy (Loranthus europeaus Jacq.) életmódja és jelentősége Magyarországon. Növényvédelem. 45 (4): 179–183. Holtorf S, Ludwig-Müller J, Apel K, Bohlmann H (1998) High-level expression of a viscotoxin in Arabidopsis thaliana gives enhanced resistance against Plasmodiophora brassicae. Plant Mol. Biol. 36: 673–680. Horváth G (1917) Fagyöngyön élő rovarok. Rovartani Lapok. 24 (9–12):180–181. Horváth L (1976) A léprigó (Turdus viscivorus) az urbanizálódás útján. 83: 167–171. Idžojtić M, Pernar R, Glavaš M, Zebec M, Diminić D (2008) The incidence of mistletoe (Viscum album ssp. abietis) on silver fir (Abies alba) in Croatia. Biologia. 63 (1): 81– 85. Iversen J (1944) Viscum, Hedera and Ilex as climate indicators. Geol. För .Förh. Stockh. 66: 463–483. Jackson MA (1997) Optimizing nutritional conditions for the liquid culture production of effective fungal biological control agents. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 19: 180–187. Jandrasits L (2011) Védett növényfajok és a fehér fagyöngy (Viscum album L.) gombabetegségei az Őrségi Nemzeti Parkban. Ph.D. Thesis, University of Pannonia, Keszthely. Juhász L (1995) Léprigó (Turdus viscivorus) fészkelése Debrecenbem. Calandrella. 9: 100– 101. Kanat M, Alma MH, Sivrikaya F (2010) The effect of Viscum album L. on annula diameter increment of Pinus nigra Arn. Afr. J. Agric. Res. 5(2): 166–171. Kanner L (1939) Mistletoe, magic and medicine. Bul. Hist. of Med. 7 (8): 875–936. Karadžić D, Lazarev V (2005) The most significant parasite an saphrophite fungi on Mistletoe (Viscum album L.) and possibilities of their usage in biocontroll. Bulletin Faculity of Forestry, University of Bajna Luka. No. 3: 35–46. 137

Karadžić D, Lazarev V, Milenković M (2004) The most significant parasitic and saprophytic fungi on common mistletoe (Viscum album L.) and their potential application in biocontrol. Bulletin Faculty of Forestry, University of Bajna Luka, Serbia. 89: 115–126. Karwa AS, Rai MK, Singh HB (2008) Handbook of techniques in microbiology: A labratory guide to microbes. Pawan Kumar Scientific Publisher, India. 182. Kasza F (1983) Léprigó (Turdus viscivorus) nyári előfordulása Somogyszob környékén. Madártani tájékoztató. 37. Kim KW, Park EW, Ahn KK (1999) Pre-penetration behavior of Botryosphaeria dothidea on apple fruits. Plant Path. J. 15: 223–227. Kim YK, Xiao CL, Rogers JD (2005) Influence of culture media and environmental factors on mycelial growth and pycnidial production of Sphaeropsis pyriputrescens. Mycologia. 97 (1): 25–32. Király G (2003) A magyarországi flóratérképezés módszertani alapjai: Útmutató és magyarázat a hálótérképezési adatlapok használatához. Flora Pannonica. 1: 3–20. Kirkup DW, Polhill RM, Wiens D (2000) Viscum in the context of its familie Viscaceae and its diversitiy in Africa. In: Büssing A (ed) Mistletoe: The genus Viscum, Hardwood Academic Publishers, Amsterdam. 7–30. Kluge AG, Farris JS (1969) Quantitative phyletics and the evolution of Anurans. Syst. Zool. 18:1–32. Kohanski MA, Dwyer DJ, Collins JJ (2010) How antibiotics kill bacteria: from targets to networks. Nat. Rev. Microbiol. 8: 423–435. Köhler FE (1887) Köhler‟s Medizinal-Pflanzen: In naturgetreuen Abbildungen mit kurz erläuterndem Texte. Atlas zur Pharmecopoea germanica, austriaca, belgica, danica, helvetica, hungarica, rossica, suecica, Neerlandica, British pharmacopoeia zum Codex medicamentarius, sowie zur Pharmacopoeia of the United States of America. Band 2. Gera-Untermhaus. Koltay A (2005) Az erdők egészségi állapota- új növényi betegségek megjelenése. X. Tiszántúli Növényvédelmi Fórum. 130–140. Kotan R, Okutucu A, Görmez AA, Karagoz K, Dadasoglu F, Karaman I, Hasanekoglu I, Kordali Ş (2013) Parasitic Bacteria and Fungi on Common Mistletoe (Viscum album L.) and Their Potential Application in Biocontrol. J. Phytopathol. 161 (3): 165– 171. Kottek P (2008) Magyarország Erdőállományai 2006. Mezőgazdasági Szakigazgatási Hivatal Központ Erdészeti Igazgatósága, Budapest. Kubát K (1997) Viscum L. jmelí. In: Slavík B (ed) Květena České republiky. Academia, Praha. 5: 470–473. Kuijt J (1969) The biology of parasitic flowering plants. Univ. of California Press, Berkeley. 138

Langbehn A, Weber HC (1995) Weitere Untersuchungen über Zuwachsraten und die Entwicklung der Laubholzmistel Viscum album L. (Viscaceae) auf Apfelbäumen (Malus sp.). Beitr. Biol. Pfl. 69: 141–154. Lau MK (2011) DTK: Dunnett-Tukey-Kramer Pairwise Multiple Comparison Test Adjusted for Unequal Variances and Unequal Sample Sizes. R package version 3.1. http://CRAN.R-project.org/package=DTK Luther P, Becker H (1986) Die Mistel: Botanik, Lektine, medizinische Anwendung. Verlag Volk und Gesundheit, Berlin. (MME Monitoring Központ online adatbázis) (2013) http://www.mme.hu; http://www.mme-monitoring.hu/birds.php?huring=TURVIS

Magyar

Madártani

Egyesület

Marosi S, Somogyi S (1990) Magyarország kistájainak Földrajztudományi Kutató Intézet, Budapest. 1023.

katasztere

I-II.

MTA

Marsh PB, Taylor EE, Bassler LM (1959) A guide to the literature to the certain of light on fungi. Plant Dis. Rep. Suppl. 261: 251–312. Masangkay RF, Paulitz TC, Hallett SG, Watson AK (2000) Characterization of Sporulation of Alternaria alternata f. sp. sphenocleae. Biocontrol. Sci. Techn. 10 (4): 385–397. McDonald BA, McDermott JA (1993) Population Genetics of Plant Pathogenic Fungi. Bio. Science. 43 (5): 311–319. McNeill J, Barrie FR, Buck WR, Demoulin V, Greuter W, Hawksworth DL, Herendeen PS, Knapp S, Marhold K, Prado J, Prud'homme Van Reine WF, Smith GF, Wiersema JH, Turland NJ (2012) International Code Of Nomenclature For algae, fungi, And plants (Melbourne Code). Regnum Vegetabile 154. Koeltz Scientific Books. http://www.iapttaxon.org/nomen/main.php Michailides TJ (1991) Pathogenicity, distribution, sources of inoculum, and infection courts of Botryosphaeria dothidea on pistachio. Phytopath. 81: 566–573. Montfort C, Müller L (1951) Grundsätzliches zur Lebensrhythmik der Mistel (Viscum album L.) im jährlichen Längenzuwachs und in der Blattgestaltung. Ber. Deutsch. Bot. Ges. 64: 297–303. Natter-Nád M (1943) Karácsonyi dísznövényünk, a fagyöngy. Búvár. 9 (12): 441–443. Nickrent DL, Malécot V, Vidal-Russell R, Der JR (2010) A revised classification of Santalales. Taxon. 59 (2): 538–558. Nierhaus-Wunderwald D, Lawrenz P (1997) Zur Biologie der Mistel. Merkblatt Praxis 28: 1– 8. Niklfeld H (1971) Bericht über die Kartierung der Flora Mitteleuropas. Taxon. 20: 545–571. Noetzli KPh, Müller B, Sieber TN (2003) Impact of population dynamics of white mistletoe (Viscum album ssp. abietis) on European silver fir (Abies alba). Ann. For. Sci. 60: 773– 779. 139

Oliva J, Colinas C (2010) Epidemiology of Heterobasidion abietinum and Viscum album on silver fir (Abies alba) stands of the Pyrenees. For. Path. 40: 19–32. Paine LK, Harrison HC (1992) Mistletoe: its role in horticulture and human life. Hort. Technology 2: 324–330. Palmer MA (1991) Isolate types of Sphaeropsis sapinea assisiated with main steam cankers and top-kill of Pinus resinosa in Minnesota and Winsconsin. Plant Sis. 69: 739–740. Palmer MA, Stewat LE, Wingfield MJ (1987) variation among isolates of Sphaeropsis sapinea in the north central United Stades. Phytopathology. 77: 944–948. Palocsay Zs, Szilágyi D (1971) A fagyöngyről. Korunk. 30 (5): 810. Paparu P, Dubois T, Gold CS, Niere B, Adipala E, Coyne D (2006) Colonisation pattern of nonpathogenic Fusarium oxysporum, a potential biological control agent, in roots and rhizomes of tissue cultured Musa plantlets. Ann. Appl. Biol. 149: 1–8. Pásztor Sz (2009) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) botanikája, elterjedése és mikoparazita gombái. Diplomadolgozat. Pannon Egyetem Georgikon Kar, Keszthely. Phillips AJL, Alves A, Pennycook SR, Johnston PR, Ramaley A, Akulov A, Crous PW (2008) Resolving the phylogenetic and taxonomic status of dark-spored teleomorph genera in the Botryosphaeriaceae. Persoonia 21: 29–55. Pinheiro J, Bates D, DebRoy S, Sarkar D and R Development Core Team (2011) nlme: Linear and Nonlinear Mixed Effects Models. R package version 3.1-100. Poczai P, Hyvönen J (2010) Nuclear ribosomal spacer regions in plant phylogenetics: problems and prospects. Mol. Biol. Rep.37:1897–1912. Podlussány A (1996) Magyarország ormányosalkatú bogarainak fajlistája (Coleoptera: Curculionoidea). Folia Ent. Hung. 57: 197–225. Prasad B, Dutt BL, Nagaich BB (1973) Inducing sporulation in Alternaria solani. I. Effect of water treatment. Mycopathol. Mycol. Appl. 49 (2–3): 141–146. Procházka F (2004) A centre of occurrence of Viscum album subsp. album in eastern Bohemia and an overview of the diversity of its host plants in the Czech Republic. Preslia, Praha. 76: 349–359. Prosser JL (1995) Kinetics of filamentous growth and branching. In: Gow NAL, Gadd GM (eds) Growing fungus. Chapman and Hall, London. 301–315. Puton A (1888) Descriptions de six espèces nouvelles d‟Hémiptères. Rev. d‟Ent. 7: 362–368. R Development Core Team (2012) R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. ISBN 3-900051-07-0. http://www.R-project.org/ Rapaics R (1938) Fagyöngy. A természet. 34 (1): 6–10.

140

Raymond PJ, Bockus WW (1982) An in vitro technique for profuse sporulation of Drechslera tritici-repentis. Phytopathology. 72: 934. Raymond PJ, Bockus WW, Norman BL (1985) Tan spot of winter wheat: Procedures to determine host response. Phytopathology. 75: 686–690. Reveal JL, Chase MW (2011) APG III: Bibliographical information and synonymy of Magnoliidae. Phytotaxa. 19: 71–134. Rigling A, Eilmann B, Koechli R, Dobbertin M (2010) Mistletoe induced crown degradation in Scots pine in a xeric environment. Tree Physiol. 30: 845–852. Rodriguez SD, Rodriguez R, Melendez PL (1985) Effect of culture media, temperature and pH on growth Sphaeropsis tumefaciens Hedges. J. Agri. Univ. Puerto Rico. 69: 391– 396. Rotem J (1994) The genus Alternaria. APS Press, Minnesota, USA. Roth Gy (1926) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) elterjedése hazánkban. Erdészeti Kutatások. 29: 44–63. Rózsa L (2003) A léprigó (Turdus viscivorus) első urbanizált költése Budapesten. Aquilla. 109–110 (171): 187. Sallé G (1983) Germination and establishment of Viscum album L. In: Calder M, Bernhardt P, The biology of mistletoes. Acad. Press, Sydney. 145–159. Schaller G, Urech K, Grazi G, Giannattasio M (1998) Viscotoxin composition of the three European subspecies of Viscum album. Planta Med. 64: 677–678. Schilberszky K (1908) Védekezés a fagyöngy ellen. Erdészeti Lapok. 47: 933. Schmidt PA, Hecker U (2009) Taschenlexikon der Gehölce. Ein botanish-ökologischer Exkursionsbegleiter. Quelle und Meyer Verlag, Wiebelsheim. Schumacher F (1918) Die Insekten der Mistel und verwandter Loranthaceen. Nat. Zeit. f. Forst. und Land. 195–238. Shahin EA, Shepard JF (1979) An efficient technique for inducing profuse sporulation of Alternaria species. Phytopahology. 69: 618–620. Showler K (1974) Raising mistletoe (Viscum album) from seed. J. Roy. Hortic. Soc. 99: 30– 37. Siddiqui I, Bajwa R, Javaid A (2009) Some factors affecting the pathogenicity of Alternaria alternata against the weed Rumex dentatus. Philippine Agriculture Scientist 92: 282– 289. Skre O (1971) High temperature demands for growth and development in Norway Spruce (Picea abies (L.) Karst.) in Scandinavia. Meld. Nor. Landbrukshøgsk. 51: 1–29. Skre O (1979) The regional distribution of vascular plants in Scandinavia with requirements for high summer temperatures. Norw. J. Bot. 26: 295–318. 141

Slippers B, Wingfield M (2007) Botryosphaeriaceae as endophytes and latent pathogens of woody plants: diversity, ecology and impact. Fungal Biol. Reviews. 21: 90–106. Smith H (2001) Biology of Botryosphaeria dothidea and Sphaeropsis sapinea as endophytes of Eucalypts and Pines in South Africa. PhD thesis. University of Pretoria. Smith H, Kemp GHJ, Wingfield MJ (1994) Canker and die-back of Eucalyptus in South Africa caused by Botryosphaeria dothidea. Plant Pathology. 43: 1031–1034. Smith IE, Berry DR (1974) An introduction to biochemistry of fungal development. Acad. Press, London. 326. Stojanovič S (1989) The investigation of Sphaeropsis visci (Salm.) Sacc. and Colletotrichum gloeosporoides (Sacc.) Penz., parasite on european mistletoe (Viscum album ssp. typicum Beck). Zastita Bilja. 40: 493–503. Stopp F (1961) Unsere Misteln. Ziemsen Verlag, Wittenberg Lutherstadt. Su YY, Qi YL, Cai L (2012) Induction of sporulation of plant pathogenic fungi. Mycology. 3 (3): 195–200. Swart WJ, Wingfield MJ, Palmer MA, Blanchette RA (1991) Variation among South-African isolates of Sphaeropsis sapinea. Phytopathology. 81: 489–493. Swofford DL (2002) PAUP 4.0b10: Phylogenetic analysis using parsimony. Sinauer Associates, Sunderland, MA, USA. TeBeest DO (1985) Techniques for testing and evaluating plant pathogens for weed control. J. Agric. Entomol. 2 (1): 123–129. Teixeira MC, Fernandes AR, Mira NP, Becker JD, Sá-Correia I (2006) Early transcriptional responses of Saccharomyces cerevisiae to stress imposed by the herbicide 2,4-Ddichlorophenoxyacetic acid. FEMS Yeast Research, 6 (2): 230–248. Templeton GE, TeBeest DO, Smith RJ Jr (1979) Biological weed control with mycoherbicides. Annu. Rev. Phytopathol. 17: 301–310. Thoday D (1951) The haustorial system of Viscum album. J. Exp. Bot. 2: 1–19. Tóth S, Zeller L (1960) Mikroskopische Pilze aus dem Bükk-Gebirge. Botanikai Közlemények. 48: 228–231. Troll W (1937) Vergleichende Morphologie der hoheren Pflanzen. Bd. 1. Borntraeger, Berlin. 618–619. Troll W (1941) Vergleichende Morphologie der höheren Pflanzen. Bd. 3. Borntraeger, Berlin. 2586–2603. Tsopelas P, Angelopoulos A, Economou A, Soulioti N (2004) Mistletoe (Viscum album) in the fir forest of Mount Parnis, Greece. For. Ecol. Manage. 202: 59–65. Tubeuf Cv (1923) Monographie der Mistel. R. Oldenbourg, München. 823. 142

Turker Y, Goksel N (1965) The mistletoe (Viscum album L.) as a parasite of fruit trees of district of Ankara. Investigation on the methods of chemical control. Bitki koruma Bult. Monograph. 2: 34. Vajna L (1993) A gyomnövények elleni biológiai védekezésről. Növényvédelem. 29 (8): 390. Van der Plank JE (1975) Principles of Plant Infection. Academic Press, New York. Vancsura R (1997) A fás növények fejlődéstani és rendszerezéstani vonatkozásai. In: Gencsi L, Vancsura R, Dendrológia. Mezőgazda Kiadó, Budapest, 2. kiadás. 622–628. Varga I (2009) Különböző fagyöngyparazita mikroszkópikus gombák in vitro összehasonlító vizsgálata. Diplomadolgozat. Pannon Egyetem Georgikon Kar, Keszthely. von Arx JA, Müller E (1954) Die Gattungen der amerosporen Pyrenomyceten. Beitraege zur Kryptogamenflora der Schweiz. 11:1–434. Vörös J, Husz B (1965) Deuteromycetes. In: Ubrizsy G (szerk) Növénykórtan II. Akadémia Kiadó, Budapest. 579–804. Vörös J, Léránth J (1970) Review of the Mycoflora of Hungary. Acta Phytopatologica. 5 (1): 7–33. Vroumsia T, Steiman R, Seigle-Murandi F, Benoit-Guyod JL (2005) Fungal bioconversion of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D) and 2,4-dichlorophenol (2,4-DCP). Chemosphere. 60 (10): 1471–1480. Wagner E (1973) Die Miridae Hahn, 1831, des Mittelmeerraumes und der Makaronesischen Inseln. Entomol. Abh. Mus. Tierk. Dresden. 39 Suppl. Walldén B (1961) Misteln vid dess Nordgräns. Sv. Bot. Tidskr. 55: 427–549. Wangerin W (1937) Loranthaceae. In: Kirchner Ov, Loew E, Schroeter C, Lebensgeschichte der Blütenpflanzen Mitteleuropas. Vol. II/1. Ulmer, Stuttgart. 953–1146. Wapshere AJ (1982) Biological controll of weeds. In: Holzner W, Numata N (eds) Biology and Ecology of Weeds. Junk Publisher, The Hague. 47–56. Weber GF (1922) Septoria disease of cereals. Part 2: Septoria disease of wheat. Phytopathology. 12: 537–785. Weber HC (1993a) Parasitismus von Blütenpflanzen. Wissensch. Buchgesellschaft, Darmstadt. Weber HC (1993b) Untersuchungen zur Entwicklungsweise der Laubholzmistel Viscum album L. (Viscaceae) und über Zuwachsraten während ihrer ersten Stadien. Beitr. Biol. Pfl. 67: 319–331. White TJ, Bruns T, Lee S (1990) Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis MA, Gelfand HD, Sninsky JJ (eds) PCR protocol: a guide to methods and applications. Acad. Press, USA. 315–322.

143

Wiens D, Nickrent DL, Shaw CG, Hawksworth FG, Hennon PE, King EJ (1996) Embryonic and host-associated skewed adult sex ratios in dwarf mistletoe. Heredity. 77: 55–63. Wulandari N, To-Anun C, Hyde K, Duong L, de Gruyter J, Meffert J, Groenewald J, Crous P (2009) Phyllosticta citriasiana sp. nov., the cause of Citrus tan spot of Citrus maxima in Asia. Fungal Diverse. 34: 23–39. Xiao CL (2006) Postharvest Fruit Rots in d‟Anjou Pears caused by Botrytis cinerea, Potebniamyces pyri, and Sphaeropsis pyriputrescens. Plant Health Progress (online). doi:10.1094/PHP-2006-0905-01-DG. Yüksel B, Akbulut S, Keten A (2005) The damage, biology and control of pıne mistletoes (Viscum album ssp. austriacum (Wiesb.) Vollman). Süleyman Demirel University. J. of Forest Faculty. A2: 111–124. Zalai T, Haracsi T (2008) Magyarország madarainak névjegyzéke: Nomenclator Avium Hungariae. Magyar Madártani és Természetvédelmi Egyesület, Budapest. Zhang D, Yang Y, Castlebury LA, Cerniglia CE (1996) A method for the large scale isolation of high transformation efficiency fungal genomic DNA. FEMS Microbiol. Lett. 145:261–265. Zuber D (2004) Biological flora of Central Europe: Viscum album L. Flora. 199 (3): 181–203.

144

12. MELLÉKLETEK 12.1 A dolgozatban szereplő növények tudományos nevei

Abies alba Mill. Acer campestre L. Acer platanoides L. Acer pseudoplatanus L. Acer rubrum L. Acer saccharinum L. Acer tataricum L. Aesculus hippocastanum L. Aesculus pavia L. Alnus glutinosa (L.) Gaertn. Amelanchier ovalis Medik. Amelanchier ovalis Medik. Betula pendula Roth Betula pubescens Ehrh. Carpinus betulus L. Castanea sativa Mill. Celtis occidentalis L. Citrus sinensis Osbeck Corylus avellana L. Crataegus monogyna Jacq. Cupressus sempervierns L. Fagus sylvatica L. Fraxinus pennsylvanica Marsh. Genista cinerea (Vill.) DC.) Juglans nigra L. Juglans regia L. Larix kaempferi (Lamb.) Carr. Loranthus europeaaeus Jacq. Malus domestica Borkh. Malus sylvestris (L.) Mill.

Mespilus germanica L. Mespilus germanica L. Olea europaea L. Ostrya carpinifolia Scop. Ostrya carpinifolia Scop. P. × euramericana (Dode) Guinier Picea abies L. Pinus brutia Ten. Pinus halepensis Mill. Pinus nigra J. F. Arnold Pinus sylvestris L. Populus alba L. Populus nigra L. Populus tremula L. Prunus avium L. Prunus domestica L. Pyrus communis L. Pyrus pyraster (L.) Burgsd. Quercus rubra L. Quercus rubra L. Robinia pseudoacacia L. Rosa canina L. Salix alba L. Salix caprea L. Salix fragilis L. Sophora chrysophylla Seem. Sorbus aucuparia L. Tilia cordata Mill. Tilia platyphyllos Scop. Tilia tomentosa Mönch 145

12.2 A fehér fagyöngy előfordulása Magyarországon 1990-től 2011-ig

Fertőzött területek nagysága (ha) Év Dunántúli- Nyugat- DunántúliÉszakiKisalföld középhg. Dunántúl dombság középhg. 1990 70 60 -

Alföld

Összterület (ha)

593

723

1991

13

-

-

35

100

-

143

1992

-

17

7

30

142

120

316

1993

20

-

23

40

43

63

189

1994

107

-

-

49

90

120

366

1995

76

-

-

163

60

1064

1363

1996

85

-

-

50

340

530

1997

55

-

-

59

100

542

756

1998

178

-

-

121

-

435

734

1999

41

4

20

44

24

161

294

2000

183

106

25

104

156

505

1079

2001

105

17

13

369

125

621

1250

2002

134

16

97

115

25

432

819

2003

193

50

226

114

-

449

1032

2004

145

245

25

30

243

444

1132

2005

128

143

45

13

52

511

892

2006

198

150

14

108

21

648

1140

2007

189

140

35

100

77

1329

1870

2008

204

50

20

120

101

1855

2350

2009

184

88

10

181

58

1546

2067

2010

241

57

34

106

66

2479

2983

2011

117

85

28

110

81

1658

2079

55

Forrás: Erdészeti Tudományos Intézet, Mátrafüred.

146

12.3 A leggyakoribb 18 gazdafaj megoszlása a hazai nagytájakon a fehér fagyönggyel fertőzött és nem fertőzött területek arányában Nagytájak

Alföld

Kisalföld

Északiközéphg.

Dunántúliközéphg.

Dunántúlidombság

NyugatDunántúl

Magyaro.

A fehér fagyöngy jelenléte

A leggyakoribb gazdafajok mennyisége (db és %) Nincs adat

0

1-4

5-8

9-12

13-16

17-18

Összkvaadrát mennyiség

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Kvadrát

%

Fertőzött

0

0

0

0,00

13

10

44

33,84

59

45.38

14

10,76

0

0

130

Nem fertőzött

201

14,3

13

0,93

518

37,07

545

39,01

113

8,08

7

5,01

0

0

1397

Összes

201

13,16

13

0,85

531

34,77

589

38,57

172

11,26

21

1,38

0

0

1527

Fertőzött

0

0

0

0

6

5,40

36

32,43

53

47,74

16

14,41

0

0

111

Nem fertőzött

0

0

1

1,49

10

14,92

37

55,22

17

25,37

2

2,98

0

0

67

Összes

0

0

1

0,56

16

8,99

73

38,76

70

41,57

18

10,11

0

0

178

Fertőzött

0

0

0

0

0

0

8

14,03

35

61,40

14

24,56

0

0

57

Nem fertőzött

1

3,40

0

0

16

5,44

87

29,59

168

57,14

22

7,48

0

0

294

Összes

1

0,56

0

0

16

4,56

95

27,07

203

57,83

36

10,26

0

0

351

Fertőzött

0

0

0

0

5

4,95

19

18,81

71

70,29

6

5,94

0

0

101

Nem fertőzött

0

0

1

1,16

21

24,41

37

43,02

23

26,74

4

4,65

0

0

86

Összes

0

0

1

0,56

26

13,90

56

29,95

94

50,27

10

5,35

0

0

187

Fertőzött

0

0

0

0

8

4,87

42

25,60

91

55,48

22

13,14

1

0,6

164

Nem fertőzött

1

0,54

0

0

25

13,51

71

0,38

85

45,94

3

1,62

0

0

185

Összes

1

0,29

0

0%

33

9,46

113

32,38

176

50,43

25

7,16

1

0,29

349

Fertőzött

0

0

0

0

3

1,72

73

41,95

89

51,14

9

5,17

0

0

174

Nem fertőzött

0

0

1

1,47

6

8,82

34

50

24

35,29

3

4,41

0

0

68

Összes

0

0

1

0,41

9

3,72

107

44,21

113

46,69

12

4,96

0

0

242

Fertőzött

0

0

0

0

35

4,74

222

2,98

398

54

81

18,53

1

0,13

737

Nem fertőzött

203

9,68

16

0,76

596

28,42

811

38,67

430

20,5

41

1,95

0

0

2097

Összes

203

7,16

16

0,56

631

22,26

1033

36,03%

828

29,35

122

4,30

1

0

2834

(A Magyarországi Flóratérképezési Program adatai alapján.)

147

12.4 A Ph. visci rDNS-ITS szekvenciáinak összerendezése

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| ------------18S---------------------------------------------ITS1------------------------------TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGGGCTCCGGCTCGAATCTC--CCACCC--TTTGTGAAC-GTACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGGGCTTCGGCTCGAATCTC--CCACCC--TTTGTGAAC-ACACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC-TATTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC-TATTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC-TATTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC-T-TTGTGAACCATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCCGTATTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTCAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--ATTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTCTCCCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTACTGGTTGCTTTG TCCGTAGGTGAACCTGCGGAAGGATCATTACCGAGTT--CTCGAGCTTCGGCTCGACTCTC--CCACCC--TTTGTGAAC-ATACCTCT--GTTGCTTTG -----------------GGAAGGATCATTACCGAGTTGATTCGGGCTCCGGCCCGATCCTC--CCACCC--TTTGTGTAC-CTACCTCT--GTTGCTTTG

148

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

110 120 130 140 150 160 170 180 190 200 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| ---------------------------------------------ITS1--------------------------------------------------GCGGCTC-----------GAGAG-------------------------------CGCCTCGCGCG----CCCGCGA--CCGCCGGAGGACCTCAAAACTC GCGGCTCTTGCCGCGTCGGAGGGGGAGGCCCCTTTGAAAAAAGAAGGCCCCCGCCGCCCCGCGCG----CGCGCGCTTCCGCCAGAGGCCCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--CCCGCGC-----CCCGCGT--CCGCCGGAGGACCTTCAAACTC GCGGCTCTC---------GGGGC-------------------------------C--TTGCGGC-----CTCGCGT--CCGCCAGAGGACCTTCAAACTC GCGGGCCGCGGT-CCTCCGCGGCCGG-----------------------CCCCCCTCCCCGGGGGGTGGCCAGCGC--CCGCCAGAGGACCATCAAACTC

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1

210 220 230 240 250 260 270 280 290 300 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| ---------------ITS1------------------------------------------------------------5.8S-------------CAGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CAGTCAGTAAACGTCGACGTCTGATGAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC

149

Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CGGTCAGTAAACGTCTACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CAGTCAGTAAACGTCGACGTCTGATAAACAAGTTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC CAGTCAGTAAACGATGCAGTCTGAAAAACAT-TTAATAAACTAAAACTTTCAACAACGGATCTCTTGGTTCTGGCATCGATGAAGAACGCAGCGAAATGC

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17

310 320 330 340 350 360 370 380 390 400 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| -----------------------------------------------5.8S------------------------------------------------GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGTATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT

150

Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCCTTGGCATTCCGAGGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT GATAAGTAATGTGAATTGCAGAATTCAGTGAATCATCGAATCTTTGAACGCACATTGCGCCCTTTGGTATTCCGAAGGGCATGCCTGTTCGAGCGTCATT

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3

410 420 430 440 450 460 470 480 490 500 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| ---------------------------------------------ITS2-----------------------------------------------ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC-CTGCGGACGCGCCTCAAAGACCTCGGCGATGGC-GTCCAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTCTCTGCGGACGCGCCTCAAAGACCTCGGCGGTGGCTGTTCAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA--

151

Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCGAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCGCCGTCCTC--TGCGGACGCGCCTCAAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTAGCCCTCAAGCGTAGTAGAA-ACAACCCTCAAGCTCTGCTTGGTATTGGGCACCGTCCTT--TGCGGGCGCGCCTCAAAGACCTCGGCGGTGGC-GTCTTGCC-TCAAGCGTAGTAGAACA

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

510 520 530 540 550 560 570 580 590 600 ....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....|....| --------------------------ITS2-----------------------------------------------------------28S----TACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGTCCGCCGGACGAACCTTCTGAA--TTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA TACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA AACACCTCGCTTTGGAGCGGTTGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGATCAGGTAGGGATACCCGCTGAACTTA TACATCTCGCTTCGGAGCGCAGGGCGTCGCCCGCCGGACGAACCTTCTGAACTTTTCTCAAGGTTGACCTCGGAT-------------------------

152

Pheobotryon_mamane Diplodia_cupressi_DQ458893 Pheo9 Pheo10 Pheo14 Pheo1 Pheo13 CBS186.97 CBS100163 CBS122526 CBS122527 Pheo20 Pheo19 Pheo18 Pheo17 Pheo15 Pheo16 Pheo12 Pheo8 Pheo11 Pheo7 Pheo6 Pheo5 Pheo2 Pheo3 Pheo4 Pheo.citrigena Botryosphaeria_dothidea_AY2369

610 620 ....|....|....|....|. --------28S-------- AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA AGCATATCAATAAGCGGAGGA ---------------------

153

12.5 A mikológiai vizsgálatok eredményei (1) A Ph. visci telepátmérőinek átlaga a 2–12. napon különböző táptalajokon

Nap

ZA

BDA

R

V8A

MA

FgyA

KLA

M&SA

CzA

2.

1,55

0,42

1,07

1,17

0,50

0,50

0,97

0,35

0,20

4.

3,40

1,62

3,22

2,9

1,55

1,52

2,35

1,20

0,42

6.

5,92

3,65

4,80

4,77

2,40

2,45

3,20

2,45

1,35

8.

7,95

5,90

6,07

5,8

4,22

3,50

3,8

3,00

1,80

10.

8,42

7,37

7,12

6,35

4,82

4,00

4,20

3,95

2,45

12. 8,5 8,45 7,70 7,45 5,22 4,80 4,55 4,52 3,20 ZA: zabkivont agar, BDA: burgonya-dextróz agar, RA: sárgarépa agar, V8A: ¼ BDA + V8-zöldséglé agar, MA: maláta agar, FgyA: fagyöngy agar, KLA: kukoricaliszt agar, M&SA: Murashige & Skoog agar, CzA: Czapec-Dox agar.

(2) A Ph. visci fertőzési küszöbéltékének (NTI) mérési adatai

Koncentráció A (6,5e db/ml)

B (12,5e db/ml)

C (25e db/ml)

D (50e db/ml)

E (100e db/ml)

F (200e db/ml)

Ismétlés a b c d a b c d a b c d a b c d a b c d a b c d

Levélfelület, cm2 6,58 7,1 7,14 6,39 7,28 6,03 6,06 5,36 7,01 5,82 5,4 6,38 6,18 6,35 6,54 6,85 8,61 7,23 7,44 5,9 6 7,04 5,28 6,51

Pikn. db/ levél színe 89 147 133 297 248 476 164 0 235 75 192 225 224 285 276 197 312 227 391 167 435 398 345 367

Pikn. db / levél fonáka 37 10 30 98 88 55 34 0 29 13 85 35 225 165 106 119 52 88 59 70 72 28 115 85

Összes pikníduim 126 157 166 395 336 531 198 0 264 88 277 260 449 450 382 316 364 315 450 237 507 426 460 452

Piknídium/c m2 9,5 11 11,4 30,9 23,1 44 16,3 0 18,8 7,5 25,6 20,3 36,3 35,4 29,2 23,5 21,1 21,7 30,2 20,1 42,2 30,2 44,2 34,7

154

(3) A Ph. visci törzsekkel végzett mesterséges fertőzés előtanulmányok mérési adatai

Izolátum

Kezelés a leveleken

Ép levelek

Phaeo13 (K2)

Carborundummal kezelt levelek

Ép levelek

Phaeo4 (K1)

Carborundummal kezelt levelek

Levélterület (cm2)

Piknídium a levelek színén

Piknídium a levelek fonákán

Átl. piknídium (db/cm2)

8.5 4.53 6.21 4.7 7.91 7.9 6.78 7.18 5.96 3.57 6.39 5.5 3.29 4.73 3.95 5.21 5.17 8.9 6.4 4.44 7.86 6.69 5.66 5.2 5.0 6.75 5.68 6.17 6.1 6.48 7.16 4.8

487 212 462 379 691 638 226 209 16 258 612 333 148 384 452 235 420 141 509 58 458 2 274 16 8 104 259 477 157 185 287 58

139 81 238 137 179 57 20 147 21 36 286 53 75 76 144 58 36 29 125 382 216 6 81 199 8 340 68 295 653 97 169 171

36.82 32.33 56.36 63.39 54.99 49.09 32.15 24.79 2.09 41.17 70.26 38.4 33.89 48.62 75.44 28.11 1.7 32.8 28.69 62.56 66.39 21.75 31.84 28.06 1.7 32.8 28.69 62.56 66.39 21.75 31.84 28.06

155

(4) A Ph. visci törzsekkel végzett mesterséges fertőzési kísérletének mérési adatai Törzs kód

Levélfelület

K1 K1 K1 K1 K1 K1 K1 K1 K2 K2 K2 K2 K2 K2 K2 K2 Sz Sz Sz D D D A A A K3 K3 K3 R R R K4 K4 K4 B B B N N N H H H

szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin szin

Piknídium (db) 420 141 509 58 458 2 274 16 487 212 462 379 691 638 226 209 410 19 109 0 41 104 0 0 78 743 274 134 207 0 320 0 53 509 7 0 190 583 20 21 10 38 79

Törzs kód

Levélfelület

Sz Sz Sz D D D A A A K3 K3 K3 R R R K4 K4 K4 B B B N N N H H H K1 K1 K1 K1 K1 K1 K1 K1 K2 K2 K2 K2 K2 K2 K2 K2

fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák fonák

Piknídium (db) 254 0 97 0 1 41 6 0 27 83 234 143 41 0 143 0 23 725 2 0 170 48 0 8 5 0 39 36 29 125 382 216 6 81 199 139 81 238 137 179 57 20 147

156

(5) A Ph. visci növekedése zabkivonat táplevesen Tömegek (g)

Telepátmérő (mm)

Minta 0.nap nedves 7.nap nedves 7. nap száraz 14.nap nedves 14. nap száraz 21.nap nedves 21.nap száraz 7. nap

14. nap

21.nap

Sporuláció

1

0,184

8,251

0,463

62

2

0,202

6,581

0,34

59

3

0,214

8,52

0,419

72

4

0,302

9,159

0,443

78

5

0,302

6,441

0,361

59

6

0,255

7,526

0,378

71

7

0,119

4,708

0,311

64

8

0,305

6,951

0,463

77

9

0,188

18,741

0,905

92

10

0,271

17,111

0,864

95

11

0,187

16,446

0,874

95

12

0,282

14,353

0,935

95

13

0,264

16,463

0,938

93

14

0,196

19,383

0,835

95

15

0,333

15,119

0,806

95

16

0,276

13,041

0,864

95

17

0,269

18,854

1,032

95

igen

18

0,179

18,407

0,933

95

igen

19

0,284

19,007

1,14

95

igen

20

0,283

18,542

1,03

95

igen

21

0,333

22,788

1,147

95

22

0,288

19,819

1,17

95

23

0,206

13,963

1,16

95

24

0,295

16,399

1,134

95

igen

igen

igen

157

(6) A Ph. visci növekedése burgonya-dextróz táplevesen Tömegek (g)

Telepátmérő (mm)

Minta 0.nap nedves 7.nap nedves 7. nap száraz 14.nap nedves 14. nap száraz 21.nap nedves 21.nap száraz 7. nap

14. nap

Sporuláció

21.nap

1

0,161

5,403

0,642

78

2

0,186

4,88

0,44

65

3

0,191

3,501

0,298

56

4

0,14

3,588

0,464

62

5

0,262

4,675

0,497

61

6

0,198

4,335

0,315

64

7

0,251

4,7

0,414

66

8

0,253

4,242

0,321

55

9

0,211

7,603

0,887

80

10

0,177

7,876

1,001

80

11

0,422

9,903

1,332

87

12

0,244

11,3

1,033

95

13

0,383

7,918

1,047

89

14

0,372

5,812

0,89

84

15

0,326

8,468

1,09

86

16

0,105

6,45

0,854

78

17

0,259

11,203

1,262

95

igen

18

0,292

8,964

1,179

88

igen

19

0,158

9,682

1,247

83

igen

20

0,2

9,557

1,191

85

igen

21

0,231

8,395

1,321

87

igen

22

0,25

9,048

1,21

83

igen

23

0,359

10,114

1,323

95

igen

24

0,19

10,113

1,08

90

igen

158

(7) A Ph. visci sporulációs vizsgálatai

Világítás

Táptalaj

dark24h

ZA ZA

dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h dark24h

ZA ZA BDA BDA BDA BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 SA SA SA SA SNA SNA

Bürker-kamra 0,5 2,5 1,5 1,5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

db/ml

db/lemez 555 2775 1666 1666 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

2775 13889 8333 8333 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

db/cm2

Világítás 43 light124h 218 light24h 131 light24h 131 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h light24h

Táptalaj ZA ZA ZA ZA BDA BDA BDA BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 SA SA SA SA SNA SNA

Bürker-kamra

db/ml

db/lemez

db/cm2

35,5

39444

197222

5373

61,5

68333

341666

4019

46

51111

255555

2140

24,5 26 31 23 27,5 49,5 39 40 36,5 4 3 4,5 3,5 23 30 25 23,5 4 3 3,5 3,5 5 2,5

27222 28888 34444 25555 30555 55000 43333 44444 40555 4444 3333 5000 3888 25555 33333 27777 26111 4444 3333 3888 3888 5555 2777

136111 144444 172222 127777 152777 275000 216666 222222 202777 22222 16666 25000 19444 127777 166666 138888 130555 22220 16667 19442 19442 27775 13887

2271 2708 2009 2402 4325 3407 3495 3189 349 262 393 305 2009 2621 2184 2053 349 262 305 305 436 218 131

159

Világítás

Táptalaj

dark24h dark24h

SNA SNA ZA

light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h light12h/dark12h

ZA ZA ZA BDA BDA BDA BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 SA SA SA SA SNA SNA SNA

Bürker-kamra

db/ml

db/cm2

db/lemez

0 0

0 0

0 0

4

4444

22222

2,5 5 1,5 0 0 0 0 2 0,5 1,5 0,5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

2777 5555 1665 0 0 0 0 2222 555 1666 555 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

13889 27777 8332 0 0 0 0 11110 2777 8332 2777 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

Világítás 0 light24h 0 light24h 349 UV24h 218 UV24h 436 UV24h 131 0 0 0 0 174 43 131 43 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0

UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h UV24h

Táptalaj SNA SNA ZA ZA ZA ZA BDA BDA BDA BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 SA SA SA SA SNA SNA SNA

Bürker-kamra

db/ml

db/lemez

db/cm2

1,5 0,5

1666 555

8332 2777

43 700

8

8888

44444

611

7

7777

38888

436

5

5555

27777

873

10 0,5 0,5 5 3 3 1,5 1,5 3 4 5 3,5 4 9 9 11 11 0 0 0,5 0,5 6,5 1 2

11111 555 555 5555 3333 3333 1665 1665 3333 4444 5555 3888 4444 10000 10000 12222 12222 0 0 555 555 7222 1111 2222

55555 2777 2777 27777 16666 16666 8332 8332 16666 22220 27777 19444 22220 50000 50000 61111 61111 0 0 2777 2777 36111 5555 11110

43 43 436 262 262 131 131 262 349 436 305 349 786 786 961 961 0 0 43 43 567 87 174 305

160

Világítás

Táptalaj

light12h/dark12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/light12h

SNA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 SA SA SA SA SNA SNA SNA SNA SA SA SA SA SNA SNA SNA SNA ZA ZA

UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h

ZA ZA

Bürker-kamra

db/ml

db/lemez

db/cm2 0 393 262 611 786 87 349 436 174 0 87 0 0 262 87 349 87 87 0 0 87 87 262 174 87 2009

Bürker-kamra

db/cm2

Világítás

Táptalaj

UV24h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/dark12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h UV12h/light12h

SNA ZA ZA ZA ZA BDA BDA BDA BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Csz BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA Cel BDA V8 V8 V8 V8 BDA BDA BDA BDA Csz BDA

3,5 148 170 110 135 69 25,5 20 11 12,5 8,5 7 10 10 6,5 11 4 54 82 41 63 0 0 0 1 1

3888 164444 188888 122222 150000 76666 28333 22222 12222 13888 9444 7777 11111 11111 7222 12222 4444 60000 94444 45555 70000 0 0 0 1111 1111

19444 822220 944444 611111 750000 383333 141666 111111 61111 69444 47222 38888 55555 55555 36111 61111 22220 300000 472222 227777 350000 0 0 0 5555 5555

3005 12932 14854 9611 11796 6029 2228 1747 961 1092 742 611 873 873 567 961 349 4718 7427 3582 5504 0 0 0 87 87

db/ml

db/lemez

0 4,5 3 7 9 1 4 5 2 0 1 0 0 3 1 4 1 1 0 0 1 1 3 2 1 23

0 5000 3333 7777 10000 1111 4444 5555 2222 0 1111 0 0 3333 1111 4444 1111 1111 0 0 1111 1111 3333 2222 1111 25555

0 25000 16666 38888 50000 5555 22220 27777 11110 0 5555 0 0 16666 5555 22220 5555 5555 0 0 5555 5555 16666 11110 5555 127777

17

18888

94444

1485 UV12h/light12h

Csz BDA

3

3333

16666

262

14

15555

77777

1223 UV12h/light12h

Csz BDA

0,5

555

2777

43

11

12222

61111

961 UV12h/light12h

Csz BDA

2

2222

11110

174

161

13. PUBLIKÁCIÓS JEGYZÉK A doktori (Ph.D.) értekezéshez kapcsolódó publikációk Lektorált nemzetközi folyóiratban: Varga I, Baltazár T, Pejchal M (2013) Optimisation of growing conditions of European mistletoe hyperparasitic fungus (Phaeobotryosphaeria visci): Effect of different media and antibiotics. Acta horticulturae et regiotecturae. Slovak University of Agriculture in Nitra, Slovakia. 15 (1): 10-13. ISSN: 1338-5259. Varga I, Taller J, Baltazár T, Hyvönen J, Poczai P (2012) Leaf-spot disease on European mistletoe (Viscum album) caused by Phaeobotryosphaeria visci: a potential candidate for biological control. Biotechnology Letters, 34 (6): 1059–1065. DOI: 10.1007/s10529-0120867-x, ISSN: 0141-5492. IF:1.768 Lektorált hazai folyóiratban (angol nyelven): Baltazár T, Varga I, Pejchal M (2013) Practical problems of herbicide control methods against European mistletoe (Viscum album L.). Georgikon for Agriculture, Keszthely. (XXIII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely.) 16: 35–41. ISSN: 0239-1260. Varga I, Poczai P, Baltazár T, Hyvönen J (2013) Effect of different temperatures and antibiotic combinations to the mycelial growth of European mistletoe hyperparasitic fungus (Phaeobotryosphaeria visci). Georgikon for Agriculture, Keszthely. (XXIII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely.) 16: 42–50. ISSN: 0239-1260. Varga I, Baltazár T, Apró M, Poczai P, Hyvönen J (2012) Optimizing conditions for sporulation of European mistletoe hyperparasitic fungus (Phaeobotryosphaeria visci): effect of light and different media. Journal of Agricultural Sciences, Acta Agraria Debreceniensis, Debrecen. (6th International Plant Protection Symposium at University of Debrecen.) 50: (2) 60–66. ISSN: 1588-8363.

162

Lektorált hazai folyóiratban (magyar nyelven): Baltazár T, Varga I, Pejchal M, Poczai P (2013) A fehér fagyöngy gazdanövényköre és előfordulása néhány közép-európai országban. Erdészettudományi Közlemények. 3. In press. Baltazár T, Varga I, Göncz B, Divós F (2013) A fehér fagyöngy (Viscum album) hatása az alma (Malus domestica) faszövetének szerkezeti változásaira. Növényvédelem 49 (6): 245– 252. ISSN: 0133-0829. Varga I, Nagy V, Baltazár T, Petrovicsné Mátyás KK, Poczai P, Molnár I (2012) Különböző szisztémikus herbicidek fehér fagyöngy (Viscum album) elleni hatékonyságának, illetve a fagyöngy hiperparazita kórokozójára gyakorolt antifungisztatikus hatásának vizsgálata. Növényvédelem 48 (11): 507–517. ISSN: 0133-0829. Varga I, Keresztes B, Poczai P (2012) Adatok a fehér fagyöngy (Viscum album) hazai rovarfaunájához. Növényvédelem 48 (4): 153–164. ISSN: 0133-0829. Fischl G, Jandrasits L, Varga I, Pásztor S (2009) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) parazita gombái. Növényvédelem 45 (4): 178–183. ISSN: 0133-0829. Nemzetközi konferencián: Varga I, Poczai P, Baltazár T, Taller J, Hyvönen J (2013) Effective control methods against European mistletoe (Viscum album): biological control or herbicide treatment? 16th European Weed Research Symposium. Samsun, Turkey, 24–26. 06. 2013. Proceedings. 311. ISBN: 978-90-809789-12. Varga I, Poczai P, Baltazár T, Pejchal M (2013) Possibilities of biological control against European

mistletoe

(Viscum

album):

additional

data

for

spraying

methods

of

Phaeobotryosphaeria visci. Dreviny vo verejnej zeleni 2013. 18–19. 6. 2013. Nitra, Slovakia. 210–211. ISBN: 978-80-89408-16-0. Baltazár T, Pejchal M, Varga I (2013) Výzkum metód potlačovania imela bieleho (Viscum album L.): mechanické odstránenie, aplikácia herbicídov alebo použitie mykopesticídu? Dreviny vo verejnej zeleni 2013. 18–19. 6. 2013. Nitra, Slovakia. 117–122. ISBN: 978-8089408-16-0.

163

Varga I, Baltazár T, Apró M, Poczai P, Hyvönen J (2012) Optimizing conditions for sporulation of European mistletoe hyperparasitic fungus (Phaeobotryosphaeria visci): effect of light and different media. 6th International Plant Protection Symposium at Debrecen University (6IPPS). 17–18 Oct. 2012. Debrecen, Hungary. Journal of Agricultural Sciences, 50: 60–66. ISSN: 1588-8363. Varga I, Baltazár T, Pejchal M (2012) Optimisation of growing conditions of European mistletoe hyperparasitic fungus (Phaeobotryosphaeria visci): Effect of different media and antibiotics. Zborník z VII. medzinárodnej vedeckej konferencie doktorandov a mlad ých vedeckých pracovníkov, Veda mladých 2012. 27–29. 9. 2012. Zuberec, Slovakia. Abstract. 21. ISBN: 978-80-552- 0858-9. Baltazár T, Varga I, Pejchal M (2012) Evaluation of the likelihood of Mistletoe infection on some woody species with help of log-linear models. Zborník z VII. medzinárodnej vedeckej konferencie doktorandov a mladých vedeckých pracovníkov, Veda mladých 2012. Zuberec, Slovakia. 27–29. 9. 2012. 134–143. ISBN: 978-80-552- 0858-9. Baltazár T, Pejchal M, Varga I, Poczai P (2012) Investigation of the efficiency of herbicide and mechanical control methods against European mistletoe (Viscum album L.) on Crataegus species. 13th International Scientific Conference of PhD. Students Young Scientist and Pedagoguest. 19–20. 09. 2012. Nitra, Slovakia. 11–16. ISBN: 978-80-558-0120-9. Varga I, Mutitu EM, Budai P, Hevesi M, Lehoczky É (2011) Biocontrol potential of entomopathogenic nematode symbiotic bacteria against prokaryotic plant pathogens. 10th Alps-Adria Scientific Workshop, Opatia, Croatia. Crop Production Suppl. 60: 41–44. Varga I, Taller J, Poczai P (2011) Biological control of common mistletoe (Viscum album L.) with hyperparasitic fungus. In: Bohren C, Bertossa M, Schoenenberger N, Rossinelli M, Conedera M (eds), 3rd International Symposium Environmental Weeds and Invasive Plants, October 2nd to 7th, Monte Veritá, Ascona, Switzerland, EWRS. 82. Hazai konferencián: Varga I, Nagy V, Baltazár T, Petrovicsné Mátyás KK (2012) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) elleni herbicides védekezés hatékonyságának vizsgálata. XXII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 122–126. 164

Baltazár T, Varga I, Pejchal M (2012) A fehér fagyöngy (Viscum album L.) elterjedése a csehországi lednicei (Lednice na moravě) kastélypark egyes részein. XXII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely.14–18. Keresztes B, Varga I (2012) Adatok a fehér fagyöngy (Viscum album Linnaeus 1753) ízeltlábú faunájához. XXII. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Összefoglaló. 81. Varga I, Poczai P, Fischl G, Taller J (2011) A fehér fagyöngyön előforduló Phaeobotryosphaeria visci elterjedése Magyarországon és rDNS-ITS diverzitása. XXI. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Összefoglaló. 130. Varga I, Fischl G (2010) Újabb adatok a fehér fagyöngyön (Viscum album L.) előforduló Phaeobotryosphaeria visci (Kalchbr.) AJL Philips & Crous mesterséges szaporításáról. XX. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Összefoglaló. 59. Fischl G, Jandrasits L, Varga I, Pásztor S (2009) Újabb adatok a fehér fagyöngy parazita gombáiról. 55. Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 41. ISSN: 0231 2956, ISBN: 963 8131 071. Varga I (2009): Különböző fagyöngyparazita mikroszkopikus gombák in vitro összehasonlító vizsgálata. Előadás Kivonatok, XXIX. OTDK Agrártudományi Szekció. Gödöllő, 2009. 04. 6-8. Összefoglaló. 249. ISBN: 978-963-269-095-7. Poszterek: Varga I, Aranyi NR, Baltazár T, Poczai P (2013) A fehér fagyöngy hiperparazita kórokozójának

(Phaeobotryosphaeria

visci)

fertőzési

küszöbérték

vizsgálata.

59.

Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 99. ISSN: 0231 2956, ISBN: 963 8131 071. Varga I, Keresztes B, Baltazár T, Poczai P (2012) Adatok a fehér fagyöngy (Viscum album L.) ízeltlábú faunájához a biológiai védekezés tükrében. 58. Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 85. ISSN: 0231 2956, ISBN: 963 8131 071.

165

A doktori (Ph.D.) értekezés témájához nem kapcsolódó publikációk

Lektorált nemzetközi folyóiratban: Poczai P, Cernák I, Varga I, Hyvönen J (2013) Nuclear intron-targeting markers in genetic diversity analysis of black nightshade (Solanum sect. Solanum, Solanaceae) accessions. Genetic Resources and Crop Evolution DOI: 10.1007/s10722-013-0031-z. IF:1.593 Poczai P, Varga I, Laos M, Cseh A, Bell N, Valkonen JPT, Hyvönen J (2013) Advances in plant gene-targeted and functional markers: a review. Plant Methods 9:6, ISSN 1746-4811, DOI:10.1186/1746-4811-9-6. IF:2.83 Poczai P, Mátyás KK, Szabó I, Varga I, Hyvönen J, Cernák I, Gorji AM, Decsi K, Taller J (2011): Genetic variability of thermal Nymphaea (Nymphaeaceae) populations based on ISSR markers: implications on relationships, hybridization and conservation. Plant Molecular Biology

Reporter,

29:

906–918.

DOI:

10.1007/s11105-011-0302-9,

ISSN: 0735-

9640. IF:2.453 Poczai P, Varga I, Bell NE, Hyvönen J (2011) Genetic diversity assessment of bittersweet (Solanum dulcamara, Solanaceae) germplasm using conserved DNA derived polymorphism (CDDP) and intron-targeting (IT) markers. Annals of Applied Biology, 159 (1): 141–153. DOI: 10.1111/j.1744-7348.2011.00482.x, ISSN: 0003-4746. IF:2.179 Könyv fejezetek: Fodor A, Varga I, Hevesi M, Máthé-Fodor A, Racsko J, Hogan AJ (2012) Novel AntiMicrobial Peptides of Xenorhabdus Origin Against Multidrug Resistant Plant Pathogens. In: Bobbarala V (ed) A Search for Antibacterial Agents. InTech, Rijeka. 147–196. Poczai P, Varga I, Bell NE, Hyvönen J (2012) Genomics Meets Biodiversity: Advances in Molecular Marker Development and their Applications in Plant Genetic Diversity Assessment. In: Çalişkan M (ed) The molecular basis of plant genetic diversity. Intech Publ., Croatia, Rijeka. 3–32. ISBN: 978-953-51-0157-4.

166

Lektorált hazai folyóiratok (angol nyelven): Varga I, Mutitu EM, Budai P, Hevesi M, Lehoczky É (2011) Biocontrol potential of entomopathogenic nematode symbiotic bacteria against prokaryotic plant pathogens. Növénytermelés, 60: 41–44. DOI: 10/1556/Novenyterm.60.2011.Suppl.1. ISSN: 0546-8191. Nemzetközi konferncián: Poczai P, Varga I, Hyvönen J (2013) Genetic diversity of bittersweet (Solanum dulcamara) a native weed across Europe 16th European Weed Research Symposium. Samsun, Turkey, 24– 26. 06. 2013, Porceedings. 13. Hazai konferencián: Aranyi NR, Varga I, Molnár-Láng M, Vida Gy, Hoffmann B (2013) Intergenerikus hibridek szerepe a lisztharmat gomba gazdanövénykörének változásában. XIX. Ifjúsági Tudományos Fórum, 2013. 04. 25. Keszthely. CD kiadvány. ISBN: 978-963-9639-51-5. Hundessa WB, Fodor A, Lehoczky É, Fodor AM, Addisie B, Varga I (2011) A genetic approach

toward

revealing

biosynthetic

pathways

of

secondary

metabolites

of

entomopathogenic bacterium strains. XXI. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 157–162. Mutitu EM, Fodor A, Varga I, Pintér Cs, Hevesi M, Budai P (2011) Antagonistic effects of Xenorhabdus szentirmaii and X. budapestensis on plant pathogenic bacteria of agricultural importance, XXI. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 166–171. Poszterek: Aranyi NR, Varga I, Molnár-Láng M, Vida Gy, Hoffmann B (2013) Bővül-e az árpalisztharmat gazdanövényköre a búza-árpa hibridizációt követően? In: Hoffmann B, Kolaricsné

HM

(szerk)

XIX.

Növénynemesítési

Tudományos

Napok,

az

MTA

Agrártudományok Osztályának Növénynemesítési Bizottsága, Keszthely, 2013. 03. 7. Összefoglaló. 74. ISBN: 978-963-9639-50-8.

167

Aranyi NR, Varga I, Molnár-Láng M, Vida Gy, Hoffmann B (2013) Tritici or hordei formae specials of powdery mildew are present on the wheat-barley introgression lines? The results of an infection experiment. VIPCA II. Plant Genetics and Breeding Technologies, 18-20 Febr. 2013. Wien, Austria. 67. Lehoczky É, Zakria F, Szalai A, Szabó R, Varga I, Fodor A (2011) Entomopatogén baktériumok szekunder metabolitjainak hatása néhány kultúrnövény csírázására. XXI. Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 86–90.

168