Univerzita Karlova v Praze Přírodovědecká fakulta Studijní program: Biologie
Martina Benáková
MAPs – proteiny asociované s mikrotubuly u rostlin MAPs – plant microtubule associated proteins
Bakalářská práce
Školitel: RNDr. Jana Krtková
Praha, 2011
Poděkování Chtěla bych poděkovat své školitelce RNDr. Janě Krtkové za odbornou pomoc a přátelský přístup během přípravy mé bakalářské práce a také RNDr. Kateřině Schwarzerové, PhD., za výběr tématu.
Prohlášení: Prohlašuji, že jsem závěrečnou práci zpracovala samostatně a že jsem uvedla všechny použité informační zdroje a literaturu. Tato práce ani její podstatná část nebyla předložena k získání jiného nebo stejného akademického titulu.
V Praze, 29. 4. 2011 Podpis
2
Obsah 1.
Úvod ............................................................................................................................... 6
2.
Abstrakt a klíčová slova .................................................................................................. 6
3.
Abstract and key words ................................................................................................... 7
4.
Mikrotubuly a rostlinné MAP .......................................................................................... 8 4.1
5.
Rostlinné MAP......................................................................................................... 8
Strukturní MAP ............................................................................................................... 9 5.1
MAP svazkující MT ................................................................................................. 9
5.1.1
MAP65 ............................................................................................................. 9
5.1.1.1 MAP65-1 ..................................................................................................... 10 5.1.1.2 MAP65-2 ..................................................................................................... 11 5.1.1.3 MAP65-3/PLE ............................................................................................. 11 5.1.1.4 MAP65-4 ..................................................................................................... 12 5.1.1.5 MAP65-5 ..................................................................................................... 13 5.1.1.6 MAP65-6 ..................................................................................................... 13 5.1.1.7 Ostatní rostlinné homology MAP65 ............................................................. 13 5.1.2
WAVE-DAMPENED 2 (WVD2) .................................................................... 14
5.2
TANGLED 1 (TAN1) ............................................................................................ 14
5.3
HSP90 .................................................................................................................... 14
5.4
MAP propojující MT a plasmatickou membránu .................................................... 15
5.5
MAP spojující MT a AF ......................................................................................... 15
5.5.1
Forminy .......................................................................................................... 16
5.5.2
SB401 ............................................................................................................. 16
5.5.3
Elongační faktor 1α (EF-1α) ............................................................................ 16
5.5.4
MAP190 ......................................................................................................... 17 3
5.6
Destabilizující MAP ............................................................................................... 17
5.6.1
Kataniny ......................................................................................................... 17
5.6.2
MAP18/PCaP2 ................................................................................................ 18
5.6.2.1 MAP18 ........................................................................................................ 18 5.6.2.2 PCaP2.......................................................................................................... 18 5.7
Další strukturní MAP ............................................................................................. 19
6. +TIP ................................................................................................................................. 20 6.1
EB1 (END BINDING 1) ........................................................................................ 20
6.1.1
Rostlinné homology EB1 ................................................................................ 21
6.1.1.1 Lokalizace a funkce rostlinných EB1 ........................................................... 21 6.2
CLASP ................................................................................................................... 23
6.3
MAP215/Dis1 a jeho rostlinné homology ............................................................... 24
6.3.1
Rostlinné homology MAP215/Dis1 ................................................................. 24
6.4
SPR1 ...................................................................................................................... 25
6.5
SPR2 ...................................................................................................................... 26
6.6
Ostatní rostlinné +TIP ............................................................................................ 27
7. Motorové MAP ................................................................................................................ 27 7.1
Kinesiny ................................................................................................................. 27
7.1.1
Rostlinné kinesiny ........................................................................................... 28
7.1.2
Kinesiny v pylové láčce .................................................................................. 28
8. MAP v nukleačním komplexu .......................................................................................... 29 9.
Závěr ............................................................................................................................. 29
Seznam použité literatury ..................................................................................................... 31
4
Seznam použitých zkratek AF
Aktinová filamenta
ER
Endoplasmatické retikulum
GA
Golgiho aparát
MAP
Proteiny asociované s mikrotubuly
MT
Mikrotubuly
NLS
Jaderný lokalizační signál
PM
Plasmatická membrána
5
1.
Úvod Rostlinná buňka je velmi dynamická struktura s nepřeberným množstvím
buněčných procesů, na nichž se velkou měrou podílí mikrotubulární cytoskelet. Jde například o intracelulární transport, buněčné dělení, buněčný růst či signalizaci. Mikrotubuly (MT) jsou polymery α- a β-tubulinu, procházející procesy růstu (polymerizace), krácení (depolymerizace) či stavy, kdy neprobíhá polymerizace ani depolymerizace. Souhrnně se tyto MT aktivity nazývají dynamická nestabilita (Galjart et al., 2003; Howard a Hyman, 2003). Tato obecně pro cytoskelet charakteristická vlastnost umožňuje v závislosti na fázi buněčného cyklu, vnějších či hormonálních signálech rozsáhlé přestavby MT. MT tvoří v rostlinné buňce čtyři základní struktury, z nichž jsou tři rostlinně specifické, a to kortikální MT, preprofázový prstenec a fragmoplast. Interfázní kortikální MT jsou v blízkém kontaktu s plasmatickou membránou (PM), jsou vysoce dynamické a důležité především pro správnou buněčnou morfogenezi (Wasteneys a Fujita, 2006). Před vstupem buňky do procesu mitotického dělení vzniká preprofázový prstenec, který značí prostor, kde vznikne budoucí buněčná deska. Preprofázový prstenec přetrvává ještě během profáze, s rozpadem jaderného obalu mizí. Během telofáze vzniká mezi dvěma dceřinými jádry fragmoplast, který je tvořen MT sloužícími jako „koleje“ pro váčky odvozené z Golgiho aparátu, obsahující materiál pro sestavení nové buněčné stěny. Proteiny asociované s mikrotubuly (MAP) se účastní regulace struktury a dynamiky MT. Strukturní MAP proteiny svazkují MT pomocí můstků, jsou významné pro správný průběh buněčného dělení a buněčného růstu, správné sestavení mitotického aparátu, jiné spojují MT s různými buněčnými strukturami, jako je PM, aktinová filamenta (AF), váčky, endoplasmatické retikulum (ER), organely. MAP ovlivňující MT dynamiku upravují rovnováhu mezi přirůstáním a zkracováním jednotlivých MT vláken, obecně spíše podporují polymerizaci a stabilizaci MT a omezují tak frekvence katastrof.
2.
Abstrakt a klíčová slova Mikrotubuly (MT) jsou jednou ze základních buněčných struktur. Jejich vlastnosti a
funkce jsou ovlivňovány a modifikovány dalšími proteiny, které můžeme zahrnout do
6
skupiny proteinů asociovaných s mikrotubuly (MAPs, microtubule-associated proteins). Výzkum MAP a jejich různorodých funkcí se v posledních letech prudce rozvíjí. Některé MAP ovlivňují dynamiku MT, jiné mají spíše strukturní funkci - propojují jednotlivá MT vlákna s rozličnými buněčnými strukturami, jako jsou ostatní MT, proteiny, organely, aktinový cytoskelet či plasmatická membrána. Mnoho popsaných MAP proteinů má homology v rámci celé eukaryotické říše, příkladem je rodina MAP65 nebo EB1 (END BINDING 1), je proto zajímavé sledovat, zda a jak se rostlinné MAP svými funkcemi liší od svých živočišných homologů. Na druhou stranu jsou popsány také rostlinně specifické MAP s unikátními funkcemi v rostlinné buňce, například ATK5 či SPR1 (SPIRAL 1). Tato bakalářská práce je literární rešerší, jejímž cílem je zpracovat přehled rostlinných MAP, charakterizovat je a popsat, pokud jsou známy, jejich funkce z hlediska buňky i celého rostlinného organismu.
Klíčová slova: cytoskelet, mikrotubuly, proteiny asociované s mikrotubuly, rostlinná buňka, růst a vývoj
3.
Abstract and key words MTs are one of the basic cellular protein structure. Their features and function are
influenced and modified by group of other proteins, i.e. microtubule-associated proteins (MAPs). In the last decades, an extensive research on MAPs and their wide range of functions has been carried out. Therefore we are aware of the involvement of some of the MAPs in MT dynamics, other have been shown to have rather structural function. They bundle MTs with various cell structures, such as the other MTs, proteins, organelles, actin cytoskeleton or plasma membrane. Many described MAPs are homologous in the whole eukaryotic domain, for example MAP65 or EB1 (END BINDING 1) family, therefore it is interesting to follow if and how the functions of plant MAPs differ from their animal counterparts. On the other hand, there are many specific MAPs with unique functions in plants, e.g. ATK5 or SPR1 (SPIRAL 1). This Bachelor thesis is a survey on current knowledge of plant MAPs and it makes an effort to present their characteristic and functions in plant cell and organism.
7
Key words: cytoskeleton, microtubules, microtubule-associated proteins, plant cell, growth and development
4.
Mikrotubuly a rostlinné MAP MT spolu s aktinovými filamenty (AF) tvoří v buňce hustou a dynamickou síť
zodpovědnou za morfogenezi, transport, signalizaci, dělení buňky a další důležité procesy. Mikrotubuly jsou proteinové tubulární struktury o průměru 25 nm vznikající polymerací αa β-tubulinu. Jednotlivé mikrotubuly jsou tvořeny 13 protofilamenty se střídajícími se α- a β-podjednotkami. In vitro se při vysokých koncentracích tubulinu mikrotubuly tvoří spontánně, bez pomoci dalších proteinů. In vivo je však k nukleaci, dynamické nestabilitě a dalším procesům souvisejícím s MT potřeba speciálních proteinů, souhrnně nazývaných MAP proteiny (microtubule associated proteins, proteiny asociované s mikrotubuly). MAP jsou charakterizované jako proteiny schopné přímé vazby na MT, bez účasti dalších interakčních partnerů (Hamada et al., 2007; Kaloriti et al., 2009). MAP hrají důležitou roli při kontrole MT dynamiky, MT organizace a jsou zahrnuty v regulaci buněčného dělení a růstu (Sedbrook et al., 2004). Mutace MAP proteinů negativně ovlivňují chování MT a vedou tak k narušení buněčné morfogeneze a k abnormálnímu vývoji rostlinných orgánů. U Arabidopsis thaliana bylo celkově popsáno nepřeberné množství mutantů a jak se ukazuje, mnoho defektů je způsobeno právě mutací některého MAP proteinu. MAP můžeme podle funkce rozdělit do různých skupin, ve své práci rozlišuji strukturní MAP, +TIP, motorové MAP a MAP v nukleačním komplexu.
4.1
Rostlinné MAP MAP65 proteiny jsou významné stabilizátory MT cytoskeletu, svazkují MT pomocí
můstků během celého buněčného cyklu (Jiang a Sonobe, 1993; Smertenko et al., 2000, 2004; Van Damme et al., 2004a, 2004b; Mao et al., 2005). Stejně tak u nově objeveného proteinu WAVE-DAMPENED 2 (WVD2) bylo prokázáno svazkování MT (Perrin et al., 2007). Velmi důležitou funkci pro buněčné dělení zastává i protein TANGLED 1 (TAN1), který je zodpovědný za správné umístění fragmoplastu (Smith et al., 2001). Fosfolipáza Dδ spojuje kortikální MT s plasmatickou membránou (Gardiner et al., 2001). Existuje také několik proteinů spojující MT a AF a v budoucnu budou jistě nalezeny i další takovéto 8
MAP proteiny. MAP proteinů štěpících MT je u rostlin známo jen minimum. Jde především o kataniny, které jsou schopné oddělit MT od nukleačního místa a vyvolat tak depolymerizaci MT na minus konci (Ehrhardt et al., 2006; Stoppin-Mellet et al., 2006). Výše zmíněné MAP můžeme zařadit mezi strukturní MAP z důvodu jejich vlivu na celkovou buněčnou morfogenezi. +TIP (+tip interacting proteins) jsou MAP proteiny vážící se preferenčně na plus konce MT a ovlivňující spíše dynamiku jednotlivých MT. U +TIP se vyskytují časté homologie s proteiny vázanými na plus konec MT v rámci eukaryot, ale na druhou stranu byly nalezeny také rostlinně specifické +TIP. Kinesiny představují jediné známé rostlinné motorové MAP. Přepravují různé buněčné náklady a zastávají další funkce související například s buněčným dělením. V genomu Arabidopsis thaliana je kódováno 61 kinesinů (shrnuto v Hamada et al., 2007). Můžeme se ptát, proč rostlina potřebuje pro svůj život takové množství kinesinů. Mezi hlavní důvody jistě patří přisedlost rostlin a nemožnost uniknout vnějším stresům, kinesiny se tak zřejmě účastní obranných odpovědí rostlin. Dalším důvodem je přítomnost mnoha nejrůznějších buněčných typů v rostlinném těle, např. trichomů, pylových láček, buněk cévních svazků nebo kořenových vlásků, na jejichž morfogenezi se kinesiny aktivně podílejí. O MAP vyskytujících se v nukleačním komlexu bylo publikováno minimum informací, další studie jsou proto nezbytné.
5. 5.1
Strukturní MAP MAP svazkující MT
5.1.1 MAP65 MAP65 jsou jedny z nejlépe prostudovaných rostlinných MAP proteinů, jedná se také o jednu z nejbohatších proteinových rodin vážících MT. Mezi její členy patří proteiny o molekulární hmotnosti v rozmezí 54 až 65 kDa (Jiang a Sonobe, 1993; Chan et al., 1999). MAP65 byly poprvé objeveny v buňkách tabáku (Nicotiana tabacum) (Jiang a Sonobe, 1993), jejich homology byly popsány též v buňkách mrkve (Daucus carota) (Chan et al., 1996), Arabidopsis thaliana (Smertenko et al., 2000), Zinnia elegans (Mao et al., 2006). V genomu Arabidopsis thaliana je kódováno 9 izoforem MAP65 se sekvenční aminokyselinovou identitou v rozmezí od 28 do 79% (Hussey et al., 2002). I přes vysokou homologii sekvenčních motivů mají jednotlivé izoformy v rostlinných buňkách odlišnou 9
funkci (Van Damme et al., 2004). Dnes můžeme MAP65 proteiny zahrnout do rodiny MAP65/Ase1p/PRC1, jejíž členové se pravděpodobně vyskytují u všech eukaryot. Sekvenční identita kvasinkového (Saccharomyces cerevisiae) Ase1p a lidského PRC1 s NtMAP65-1a se odhaduje zhruba na 16% a 18% (shrnuto v Hussey et al., 2002). MAP65 tvoří můstky mezi jednotlivými kortikálními MT a MT preprofázového prstence a tím tyto MT stabilizují (Jiang a Sonobe, 1993). Jsou nezbytné pro správné formování vřeténka a fragmoplastu (Smertenko et al., 2000, 2004; Van Damme et al., 2004; Mao et al., 2005a). Díky své schopnosti stabilizace MT můžeme MAP65 považovat za hlavní faktory ovlivňující vznik mitotických struktur a správný průběh cytokineze. Samotná interakce MAP65 s MT je velmi dynamická, což má společně s tvorbou můstků velký význam při reorganizacích MT během mitózy. Funkce členů rodiny MAP65 jsou popsány níže.
5.1.1.1 MAP65-1 MAP65-1 se v rostlinných buňkách váže na kortikální MT, MT preprofázového prstence, vřeténka a fragmoplastu. Pomocí 25 nm můstků stabilizuje MT struktury nezbytné pro správný průběh mitózy a cytokineze (Van Damme et al., 2004, Mao et al., 2005, Smertenko et al., 2006). Podle Gaillarda et al. (2008) se AtMAP65-1 váže na MT vlákno ve formě monomeru, Smertenko et al. (2004) ovšem uvádí, že se AtMAP65-1 vyskytuje jako homodimer, přičemž C-konec se přímo váže na přilehlé MT vlákno a Nkonec je zodpovědný za interakci s partnerským MAP65-1. C-konec se skládá ze dvou oblastí. Sekvence jedné z těchto oblastí je evolučně konzervovaná u všech členů rodiny Ase1p/PRC1/MAP65 (Schuyler et al., 2003), zatímco druhá oblast obsahuje motivy fosforylovatelné nejrůznějšími kinázami (Sasabe et al., 2006; Smertenko et al., 2006). Přestože se AtMAP65-1 exprimuje v buňkách po celý buněčný cyklus, během profáze a metafáze je neaktivní. Jeho aktivita tedy musí být posttranskripčně regulována a kontrolována. Z výsledků Smertenka et al. (2006) a Sasabe et al. (2006) vyplývá, že AtMAP65-1 je posttranskripčně inhibován fosforylací. Hyperfosforylace inhibuje vazbu MAP65-1 na MT. Navíc se zdá, že fosforylace také kontroluje správnou lokalizaci MAP65-1 ve středu buňky. Když byla v buňkách suspenzní kultury Arabidopsis thaliana exprimována nefosforylovatelná forma AtMAP65-1,
docházelo během metafáze
k velkému nahromadění MT v rovině vřeténka a tím byl nástup anafáze opožděn (Smertenko et al., 2006). 10
U tabáku byla popsána funkce MAP65-1 ve zvýšení odolnosti MT vůči chladu, MT drogám a stabilizaci MT svazků vůči působení kataninu, proteinu štěpícího MT (Meng et al., 2010). NtMAP65-1 má na rozdíl od svého homologu v Arabidopsis pozitivní vliv na polymerizaci tubulinu, ale samotnou polymerizaci zřejmě nezahajuje (Smertenko et al., 2000).
5.1.1.2 MAP65-2 Aminokyselinová sekvenční podobnost AtMAP65-2 s AtMAP65-1 je 82% (Hussey et al., 2002). Podle Li et al. (2009) se MAP65-2 váže na MT v průběhu celého buněčného cyklu, velmi silně stabilizuje kortikální MT proti účinkům chladu a také mikrotubulárním drogám, konkrétně propyzamidu. Zároveň také podporuje svazkování MT pomocí můstků a tím stabilizaci MT. Společně s AtMAP65-1 se podílí na správném sestavení vřeténka a regulaci cytokineze.
5.1.1.3 MAP65-3/PLE AtMAP65-3/PLE (PLEIADE) se nevyskytuje v buňce během interfáze. V profázi, metafázi a časné anafázi není protein vázaný na MT, nicméně v cytoplasmě je přítomný. Vazba AtMAP65-3 na MT se uskutečňuje až v pozdní anafázi a přetrvává během formování fragmoplastu, pro jehož tvorbu a integritu je aktivita tohoto proteinu nezbytná (Müller et al., 2004). Na rozdíl od AtMAP65-1 je obrat AtMAP65-3 v buňce pomalejší, což svědčí o vyšší afinitě AtMAP65-3 k MT ve fragmoplastu a dokládá rozdílnost funkcí obou MAP65 (Smertenko et al., 2008). Lokalizace AtMAP65-3 vypovídá o jeho významu pro buněčné dělení, ne však pro samotný buněčný růst. Mutace v AtMAP65-3/PLE je způsobena recesivními alelami ple a vyznačuje se zvětšenými kořenovými buňkami s nedokončenými buněčnými stěnami, vzniklými v důsledku dezorganizace fragmoplastu a narušení cytokineze. Samotný defekt u ple mutanta je způsoben sníženou schopností vazby AtMAP65-3 na MT. Mutanti nemají narušenou karyokinezi, protože samotný protein není během metafáze aktivní a rozdělení jádra tudíž neovlivňuje. Je zajímavé, že ačkoliv je AtMAP65-3 exprimován ve všech rostlinných orgánech, defekty v cytokinezi se projevují pouze v kořeni. Můžeme se tedy domnívat, že funkce AtMAP65-3 v jiných rostlinných orgánech je vykonávána jiným proteinem (Müller et al., 2004). 11
5.1.1.4 MAP65-4 U Arabidopsis dosahuje MAP65-4 nejvyšší hladiny exprese během mitózy (Van Damme et al., 2004), kdy se v profázi váže na MT perinukleárního prostoru (Obrázek 5.1) Poté se jeho koncentrace zvyšuje na protilehlých pólech jádra, kde vznikne budoucí vřeténko. Je pravděpodobné, že díky této specifické lokalizaci se AtMAP65-4 podílí na správném umístění mitotického vřeténka. Po rozpadu jaderného obalu asociuje AtMAP654 s MT, které pronikají do jaderného prostoru. Od prometafáze do anafáze váže kinetochorové MT (Fache et al., 2010). Podle posledních výzkumů se během prometafáze AtMAP65-4 účastní spojení MT a kinetochorů pomocí procesu „najdi a zachyť“, který je běžný u živočišných buněk. Na MT preprofázního prstence ani na kortikální MT se protein neváže. Od anafáze se koncentrace proteinu velmi výrazně snižuje, zřejmě dochází k jeho proteolytické degradaci (Fache et al., 2010). In vitro AtMAP65-4 svazkuje MT pomocí můstků. Můstky jsou na rozdíl od AtMAP65-1/AtMAP65-5 kratší, přestože molekulární hmotnost proteinů je podobná. AtMAP65-4 reguluje dynamiku jednotlivých MT vláken uvnitř svazku, a to zejména snížením frekvence katastrof a zvýšením frekvence záchran. Díky tomu jsou vlákna ve svazku stabilnější než jednotlivé MT a mohou se tak rozpínat dovnitř do prostoru jádra (Fache et al., 2010).
Obrázek 5.1 Dvojité značení tabákových BY-2 buněk produkujících (exprimujících) MAP65-
4-GFP a RFP-TUA6. V profázních buňkách se MAP65-4-GFP silně váže na MT perinukleárního prostoru (buňka nahoře vlevo). V interfázních buňkách MAP65-4-GFP neasociuje s kortikálními MT (buňka dole vpravo) (převzato z Fache et al., 2010).
12
5.1.1.5 MAP65-5 Protein se stejně jako MAP65-1 váže na kortikální MT, fragmoplast a preprofázní prstenec u Arabidopsis, ale na rozdíl od MAP65-1 také na profázní vřeténko (Gaillard et al., 2008). Jeho funkcí je MT svazkování pomocí můstků, kratších než u AtMAP65-1. AtMAP65-5 se váže na MT v podobě monomerů (Gaillard
et al., 2008). Vazba
AtMAP65-5 na MT také pozitivně ovlivňuje navázání monomerního AtMAP65-1. Obě dvě zmíněné formy MAP65 podporují svazkování antiparalelních MT. Jakým způsobem je antiparalelní orientace MT regulována, ještě není zcela jasné. AtMAP65-5 má také pozitivní vliv na polymerizaci MT (Smertenko, et al., 2008).
5.1.1.6 MAP65-6 Díky AtMAP65-6
vznikají v buňkách rozsáhlé mikrotubulární sítě (mesh like
structure). Takto propojené MT jsou odolné vůči vyšším koncentracím NaCl. MAP65-6 se vyskytuje především v okolí mitochondrií a zprostředkovává vazbu mezi kortikálními MT a mitochondriemi (Mao et al., 2005). Pohyb samotných mitochondrií je sice vykonáván pomocí motorových proteinů po F-aktinu, avšak na jejich umístění v cytoplasmě se podílí i MT (Van Gestel et al., 2002), zřejmě za pomoci MAP65-6.
5.1.1.7 Ostatní rostlinné homology MAP65 Rodina MAP65 je nejbohatší skupinou MAP. Každým rokem přibývají nové studie zabývající se jednotlivými rostlinnými MAP65, přesto u některých izoforem jejich detailní funkční analýza chybí. Smertenko et al. (2008) uvádí, že MAP65-8 ani MAP65-9 neasociuje s MT. Důvodem je specifická lokalizace obou MAP65 v rostlinných organismech. MAP65-9 se vyskytuje pouze v buňkách tyčinek a pylu, stejné vysvětlení je pravděpodobné i pro MAP65-8.
13
5.1.2 WAVE-DAMPENED 2 (WVD2) WVD2 je 23 kDa MAP, vážící se na kortikální MT a zřejmě k pólům mitotického vřeténka, in vitro bylo v přítomnosti WVD2 pozorováno také svazkování MT (Perrin et al., 2007). Arabidopsis mutanti wave-dampened 2-1 se zvýšenou expresí WVD2 jsou nižšího vzrůstu, mají úzké orgány, pravotočivé kořeny a hypokotyl, redukované kořenové vlásky (Yuen et al., 2003; Perrin et al., 2007). Tyto defekty jsou způsobeny poruchami při svazkování kortikálních MT a růstem šikmých MT v prodlužujících se buňkách. Můžeme tedy předpokládat, že WVD2 má vliv na regulaci anizotropního buněčného růstu během vývoje orgánů.
5.2
TANGLED 1 (TAN1) Gen Tan1 je exprimován v dělících se buňkách, kóduje MT-vazebný protein, který
kontroluje správnou orientaci cytoskeletálních struktur (Smith et al., 2001). Výzkumy v buňkách Arabidopsis prokázaly, že TAN1 asociuje s preprofázovým prstencem a na stejném místě zůstává i po jeho rozpadu až do vzniku fragmoplastu. Umístění TAN1 do oblasti preprofázového prstence je závislé na MT a kinesinech POK1/2, které zřejmě TAN1 přenáší jako náklad. Ze skutečnosti, že TAN1 zůstává v místě budoucího napojení nově vzniklé buněčné stěny na stávající i po rozpadu preprofázového prstence, vyplývá, že přítomnost TAN1 je v těchto fázích buněčného cyklu nezávislá na MT a že TAN1 je zřejmě asociovaný s PM prostřednictvím dosud neznámého transmembránového proteinu. Funkcí TAN1 je navádět vznikající fragmoplast do oblasti předchozí lokalizace preprofázového prstence. Avšak mechanismus, který je zodpovědný za interakci TAN1 a fragmoplastu, není znám (Walker et al., 2007).
5.3
HSP90 Protein teplotního šoku 90 (heat-shock protein 90, HSP90) interaguje v rostlinných
buňkách s tubulinovými dimery prostřednictvím α-tubulinu, dále s kortikálními MT, preprofázovým prstencem a s fragmoplastem (Petrášek et al., 1998). Předpokládá se, že se HSP90 podílí na nukleaci MT v rostlinné buňce (Krtková, ústní sdělení).
14
5.4
MAP propojující MT a plasmatickou membránu Již pomocí elektronové mikroskopie byly objeveny můstky spojující kortikální MT
s plasmatickou membránou (Hardham a Gunning 1978). Ale až roku 1996 purifikoval Marc et al. 90 kDa tubulin-vazebný protein propojující plasmatickou membránu a kortikální MT. Tento protein byl později označen za PLD δ (fosfolipáza D δ) (Gardiner et al., 2001). PLD hydrolyzuje strukturní fosfolipidy za vzniku fosfatidových kyselin a hydrofilních skupin, například cholinu. Genom Arabidopsis thaliana obsahuje 12 genů kódujících PLD, z toho 10 jich je rostlinně specifických (shrnuto v Dhonukshe et al., 2003). PLD váže jak kortikální MT, tak plasmatickou membránu (Gardiner et al., 2001), jedná se tedy o první doložený MAP, propojující tyto dvě buněčné struktury zřejmě na základě komplexu PLD s fosfatidovými kyselinami PM (Dhonukshe et al., 2003). Podle Dhonukshe et al. (2003) se kortikální MT po přidání PLD aktivátorů (například n-butanol, mastoparan, různé stresy či xylanázy) částečně oddělují od plasmatické membrány, z čehož vyplývá, že aktivace PLD způsobuje reorganizace kortikálních MT. Hirase et al. (2006) namítá, že používané PLD aktivátory nejsou specifické k funkci PLD, vyvolávají v buňce mnoho různých procesů, které mohou její chování ovlivnit. PLD zůstává přesto jediným známým MAP proteinem zprostředkovávajícím interakci mezi plasmatickou membránou a kortikálními MT.
5.5
MAP spojující MT a AF Dosud nejvíce popsaných a zhodnocených proteinů spojujících MT a aktinová
filamenta (AF) je převážně u kvasinek, hlístic, hmyzu a jiných živočišných buněk. Výzkum u rostlin v tomto směru zaostává, ale i zde přibývají stále nové studie zabývající se touto problematikou. AF a MT spolu v rostlinné buňce spolupracují především během intracelulárních transportů a formování mitotického a cytokinetického aparátu, což je esenciální pro správný buněčný růst a buněčné dělení. Proteiny zajišťující přímé interakce mezi oběma typy cytoskeletálních vláken jsou pro výše zmíněné procesy nezbytné. Během intracelulárního transportu zajišťuje aktinový cytoskelet pohyblivost organel, kdežto mikrotubulární cytoskelet se stará o umístění organel, především prostřednictvím kinesinů (shrnuto v Petrášek a Schwarzerová, 2009).
15
5.5.1 Forminy Forminy jsou aktin vazebné proteiny, které mají schopnost nukleovat, štěpit, prodlužovat či svazkovat F-aktin (polymerovaná aktinová filamenta). Mnohé studie prokázaly, že forminy dokáží regulovat také organizaci a stabilitu MT u živočichů a kvasinek (shrnuto v Li et al., 2010). V genomu Arabidopsis thaliana je kódováno více než 20 forminových izoforem a u dvou forminů, konkrétně AtFH4 a AtFH14, byly objeveny rostlinně specifické oblasti zodpovědné za vazbu k MT (Deeks et al., 2010; Li et al., 2010).
5.5.2 SB401 SB401 je pylově specifický protein ze Solanum berthautlii, jehož homology byly nalezeny pouze u Solanaceae (Liu et al., 1997). In vitro váže a svazkuje taxolem stabilizované MT pomocí 6 nm můstků a podporuje polymerizaci tubulinu. Navíc bylo zjištěno, že dokáže vázat a svazkovat také AF, a předpokládá se, že propojuje MT a AF zatím neznámým regulačním mechanismem (Huang et al., 2007). V přítomnosti MT i AF se SB401 preferenčně váže na MT (Huang et al., 2007; Liu et al., 2009), což může být ovlivněno fosforylací SB401. Fosforylace kasein kinázou II (CKII) snižuje schopnost SB401 svazkovat MT a podporovat polymerizaci tubulinu (Liu et al., 2009), podobně jako je to například u AtMAP65-1 (Smertenko et al., 2006). Při růstu pylové láčky spolu MT a AF spolupracují, SB401 tedy může regulovat jejich vzájemné spojení a ovlivňovat tak růst nebo pohyb organel (Huang et al., 2007).
5.5.3 Elongační faktor 1α (EF-1α) Elongační faktor 1α je vysoce konzervovaný GTP vazebný protein, jehož hlavní funkce spočívá ve vazbě aminoacyl-tRNA k ribosomu. EF-1α je také MAP protein, vážící a svazkující jak MT, tak AF. EF-1α asociuje se všemi MT strukturami a váže a svazkuje MT stabilizované taxolem. Podílí se na stabilizaci MT prostřednictvím snižování frekvencí katastrof a zabráněním MT zkracování (shrnuto v Gungabissoon et al., 2001). Aktivita EF-
16
1α je závislá na koncentraci vápníku/kalmodulinu (Ca2+/CaM) v buňce (Moore et al., 1998).
5.5.4 MAP190 MAP190 je schopný v tabákových buňkách BY-2 interagovat jak s MT, tak s AF. Během interfáze je lokalizován v jádře, což dokládá přítomnost jaderného lokalizačního signálu. Po rozpadu jaderného obalu se nachází v mitotickém vřeténku a fragmoplastu (Igarashi et al., 2000). MT a AF spolupracují ve fragmoplastu, kde může být MAP190 důležitý pro jejich vzájemnou interakci. Nicméně Igarashi et al. (2000) nevylučuje, že MAP190 se může na MT či AF vázat nepřímo, pomocí jiných proteinů.
5.6
Destabilizující MAP
5.6.1 Kataniny Kataniny u živočichů a rostlin fungují jako heterodimery, složené z 60 kDa (p60) katalytické podjednotky a z 80 kDa (p80) regulační podjednotky. Katalytická podjednotka je schopna štěpit MT za současné hydrolýzy ATP. Regulační podjednotka kontroluje aktivitu p60. U Arabidopsis je známo mnoho rostlin mutantních v genu pro homologa podjednotky p60. Homology k p80 byly také nalezeny, ale jejich funkce je zatím nejasná (shrnuto v Kaloriti et al., 2007). Z mutantních fenotypů jsou popsány například mutanti fragile fibre (fra2) a botero 1 (bot1) s narušenou stavbou kortikálních MT a redukovaným množstvím celulózy v buněčné stěně (Burk et al., 2001). Dalším příkladem může být mutant erh3 s objevujícími se kořenovými vlásky na nepředvídatelných místech nebo lue1 s trpasličím vzrůstem a narušenou biosyntézou giberelinů. Z fenotypů mutantních rostlin můžeme předpokládat následující významné funkce p60 kataninové podjednotky pro nejrůznější vývojové procesy v rostlinné buňce-kontrola organizace kortikálních MT a buněčného růstu, vliv na složení a ukládání složek buněčné stěny, vliv na růst kořenových vlásků, regulace biosyntézy giberelinů a podpora depolymerizace MT vyvolaná jejich rozdělováním (shrnuto v Kaloriti et al., 2007).
17
5.6.2 MAP18/PCaP2 5.6.2.1 MAP18 Podle Wang et al. (2007) můžeme MAP18 řadit mezi MT destabilizující MAP proteiny, a to vzhledem k jeho schopnosti inhibovat polymerizaci tubulinu. MAP18 se váže na kortikální MT a je exprimován hlavně v rostoucích buňkách, ne v buňkách dělících se, což svědčí pro funkci MAP18 při determinaci růstu a morfogenezi buňky. MAP18 je produkován v kořeni, květu, hypokotylu, děložních lístcích, ale ne v kořenové špičce a zralých listech. Rostliny transgenních linií Arabidopsis thaliana se zvýšenou produkcí MAP18 měly narušenou buněčnou polaritou. Buňky kořene se kroutily doleva, buňky hypokotylu byly zvětšené, s neuspořádanými buněčnými stěnami. Typicky laločnaté buňky děložních lístků zde měly téměř pravidelný obdélníkový tvar. Ovlivněna byla také orientace kortikálních MT, které se namísto transverzálního uspořádání orientovaly šikmo. Při nadbytku (zvýšené expresi) MAP18 byly MT citlivější k mikrotubulárním drogám, například k propyzamidu či oryzalinu. Naopak při eliminaci MAP18 byla prokázána větší odolnost MT vůči těmto drogám. Defekty u rostlin se zvýšenou produkcí (expresí) MAP18 jsou dány již zmíněnou schopností MAP18 inhibovat polymerizaci tubulinu. Inhibice způsobí narušení procesu dynamické nestability, který je důležitý pro správné uspořádání a růst kortikálních MT. Buněčná morfogeneze je tak narušena a vznikají abnormální fenotypy (Wang et al., 2007).
5.6.2.2 PCaP2 Podle Kato et al. (2010) je MAP18 jednak asociovaný s plasmatickou membránou, jednak Ca2+ vazebný protein, následně nazvaný PCaP2 (plasma membrane-associated Ca2+ -binding protein-2). Exprese probíhá pouze v buňkách kořene, hlavně v kořenových vláscích a v rostoucích pylových láčkách. Rozdílné výsledky lokalizace MAP18/PCaP2 jsou zřejmě způsobeny výběrem odlišných promotorů pro následné GUS analýzy. Kato et al. (2010) také neprokázali, že by se PCaP2 vázal na MT, nutno však podotknout, že pokus s kosedimentací MT s rekombinantním PCaP2 autoři neprováděli. PCaP2-GFP kontinuálně ohraničoval plasmatickou membránu, Kato et al. (2010) však sami uvádí, že GFP může narušovat správné uspořádání proteinu. Tato interpretace se zdá správná vzhledem k výsledkům
konkurenční
skupiny
Wang
et
al.
(2007),
kteří
pozorovali 18
imunofluorescenčně značené MT a MAP18. Takto vizualizované struktury spolu kolokalizovaly. V budoucnosti vzniknou jistě další studie, které podpoří tu či onu variantu. Pokud by se prokázalo, že MAP18 je skutečně MAP protein, zařadil by se společně s kataniny do zatím málo prozkoumané skupiny destabilizujících MAP.
5.7
Další strukturní MAP V dnešní době stále přibývá nových poznatků o mnohých dalších strukturních
rostlinných MAP. Věnovat se všem podrobně by však přesahovalo rozsah mé práce. Přesto bych se ještě na závěr chtěla zmínit o AIR9 (auxin-induced in root cultures 9), který se váže na kortikální MT a preprofázový prstenec, později se objevuje v cytokinezi na místě, kde se nacházel preprofázový prstenec a kde dochází ke kontaktu fragmoplastu s místem následného připojení nově vzniklé buněčné přepážky se stávající buněčnou stěnou (Buschmann et al., 2006). Lokalizace AIR9 v průběhu buněčného cyklu se podobá lokalizaci TAN1, můžeme proto předpokládat, že oba MAP proteiny se účastní navádění fragmoplastu do oblasti bývalého preprofázového prstence. Genová
rodina
AtMAP70
nemá
dosud
žádné
známé
homology
v
nerostlinných eukaryotických říších. Obsahuje pět AtMAP70 genů, z nichž nejvíce prostudovaný je AtMAP70-1. Funkce AtMAP70 proteinů dosud není jasná, známá je pouze vazba AtMAP70-1 ke všem MT strukturám vyskytujícím se v rostlinné buňce v průběhu buněčného cyklu a domény zodpovědné za interakci s MT (Korolev et al., 2007). RUNKEL (RUK) je protein se serin/treoninovou kinasovou doménou a HEAT doménami zodpovědnými za vazbu k MT. RUK se váže k MT preprofázového prstence, mitotického vřeténka a fragmoplastu. Mutanti ruk u Arabidopsis mají letální fenotypy, narušenou organizaci fragmoplastu a tudíž deformované a nedokončené buněčné stěny. I přes přítomnost kinásové domény nemá RUK funkci katalytickou, ale spíše regulační, a to během organizace MT ve fragmoplastu (Krupnova et al., 2009).
19
6. +TIP + TIP (+tip binding proteins, proteiny vážící plus konec MT) jsou charakteristické svou vazbou na plus konec MT, kde ovlivňují jednak MT dynamiku a také vazbu MT na různé buněčné struktury, jako jsou buněčné membrány, organely, kinetochory, ostatní MT, aktinový cytoskelet. +TIP jsou heterogenní skupinou proteinů, které jsou schopny na + koncích MT tvořit velké komplexy (shrnuto v Kaloriti et al., 2007). Různé +TIP se na MT vážou různými způsoby. Například EB1 (END BINDING 1) se váže téměř výhradně přímo na MT vlákno, kdežto SPR1 (SPIRAL 1) či ATK5 jsou navázány na MT prostřednictvím EB1 (Sedbrook et al., 2004; Ambrose et al., 2005). Jednotlivé interakce mezi +TIP jsou detailněji popsány především u živočišných buněk. V genomu Arabidopsis thaliana bylo objeveno několik homologů živočišných +TIP, například EB1 (END BINDING 1), CLASP či LIS1 (LISSENCEPHALY 1) (Bisgrove et al., 2004). Některé
typicky živočišné, jako jsou CLIP-170, dynein, dynaktin, však u rostlin nalezeny nebyly. Na druhou stranu mají i rostliny své specifické +TIP, které se v živočišných buňkách nevyskytují, a to SPR1 (SPIRAL 1), ATK5 (Sedbrook et al., 2004; Ambrose et al., 2005). Vzhledem k absenci CLIP-170 u rostlin je zajímavé, že byl nalezen rostlinný CLASP, tedy CLIP-170 asociovaný protein (Gardiner a Marc, 2003). Hlavní poznatky o nejlépe prozkoumaných rostlinných +TIP jsou popsány v dalších kapitolách.
6.1
EB1 (END BINDING 1) Přestože se hlavní důraz klade na studium živočišných EB1, můžeme se vzhledem
ke konzervovanosti EB1 v rámci eukaryot a dále vzhledem k povaze všech +TIP domnívat, že v rostlinách budou EB1 plnit podobné funkce jako u jiných organismů. EB1 se i u rostlin váží na plus konec MT (Chan et al., 2003, Mathur et al., 2003), mají vliv na MT dynamiku snížováním frekvence katastrof (Manna et al., 2008), podporují MT polymerizaci (Lansbergen a Akhmanova 2006). Doklad konzervovovanosti funkcí EB1 můžeme vidět na následujícím příkladě. U živočichů a hub se protein váže nejen na plus konce MT, ale také na centrozomy, u Dictyostelium discoideum je dokonce integrálním složkou centrozomu (Rehberg a Graf, 2002). Rostliny, přestože nemají typické živočišné centrozomy (jasně definovaná místa nukleace), váží EB1 k minus koncům MT, kde se zřejmě nukleační místo vyskytuje (Chan et al., 2003). 20
6.1.1 Rostlinné homology EB1 Výzkum EB1 u rostlin probíhá především na modelové rostlině Arabidopsis thaliana. V jejím genomu byly popsány tři homology živočišného EB1, a to AtEB1a, AtEB1b, AtEB1c, s podobností 36%, 38% a 35%. Stejně jako u živočichů obsahují rostlinné EB1 vysoce konzervovanou kalponinovou homologní (calponin homology, CH) doménu na N-konci, zodpovědnou za interakci s plus konci MT. C-konec je složený z coiled-coil domén, zprostředkovávajících jednak dimerizaci EB1 monomerů, a zároveň vazebné místo pro další proteiny interagující s EB1 (shrnuto v Hamada et al., 2007; Kaloriti et al., 2007). EB1c se odlišuje od všech ostatních známých EB1 přítomností jaderného lokalizačního signálu (nuclear localization signal, NLS). Tento signál se vyskytuje u mnoha cévnatých rostlin, chybí však u mechů, řas, kvasinek a živočichů (Komaki et al., 2010).
6.1.1.1 Lokalizace a funkce rostlinných EB1 V různých rostlinných orgánech se míra exprese EB1 izoforem liší. Všechny tři dosud známé EB1 geny jsou u Arabidopsis exprimovány v dělohách, listech, květech a kořenech, EB1a a EB1c navíc ve stonku (Bisgrove et al., 2008). Koexprese jednotlivých EB1 genů ve stejných částech rostlin značí překrývání funkcí EB1 proteinů. Na druhou stranu se předpokládá, že členové EB1 rodiny ovlivňují MT odlišnými způsoby, například vyšší produkce (overexprese) EB1b vedla ke zvýšení rychlosti polymerizace MT, kdežto nadbytek proteinu u EB1a ne (Van Damme et al., 2004b). EB1a a EB1b jsou schopny společně tvořit heterodimery (Komaki et al., 2010). Váží se na interfázní kortikální MT, MT preprofázního prstence, mitotického vřeténka a fragmoplastu (Chan et al., 2003; Mathur et al., 2003, Van Damme et al., 2004a). Na plus koncích kortikálních MT tvoří typickou strukturu komety (Chan et al., 2003). Oba homology se váží také k pólům vřeténka, kde se koncentrují minus konce MT. Obdobně u kortikálních MT značí EB1a a EB1b místa, která můžeme považovat za nukleační. MT z těchto pohyblivých oblastí jednak rostou a zároveň se také zkracují (Chan et al., 2003). Důvod, proč se EB1 nachází v nukleačních místech, není dosud zcela jasný. Je možné, že 21
nukleační místo slouží jako sklad pro EB1 proteiny, které se společně s růstem MT dostávají na plus konec MT, nebo pomáhá ukotvovat minus konce MT ke γ-tubulinu, který nukleační místo tvoří (shrnuto v Bisgrove et al., 2004). Podle Mathur et al. (2003) se EB1b váže k membránám endoplasmatického retikula a membránám ohraničujícím chloroplasty, mitochondrie a jádro. Vazba EB1c na kortikální MT je velmi slabá (Komaki et al., 2010). EB1c je díky svému jadernému lokalizačnímu signálu lokalizován v jádře a vykonává zřejmě specifické funkce, odlišné od EB1a a EB1b (Dixit et al, 2006). Protein je aktivní hlavně v raných fázích mitózy, jak vyplývá ze studia mutantů Arabidopsis eb1c. Ačkoli mutanti mají správně orientovaný preprofázní prstenec, osa mitotického vřeténka je proměnlivá. Při potlačení exprese EB1c v buňkách tabáku se chromosomy během anafáze rozcházely často se zpožděním. Z těchto fenotypů vyplývá, že se EB1c podílí na správné polaritě vřeténka a v anafázi se účastní segregace chromosomů (Komaki et al., 2010). Po dokončení cytokineze se EB1c začíná přemisťovat ke dvěma pólům nově vzniklých buněk (Van Damme et al., 2004), můžeme tedy předpokládat, že EB1c hraje roli v polarizovaném buněčném růstu. EB1c tvoří pouze homodimery, heterodimery s EB1a či EB1b nebyly pozorovány (Komaki et al., 2010), což je zajímavé vzhledem ke skutečnosti, že EB1 proteiny jsou charakteristické právě svými interakcemi s mnoha dalšími +TIP. Mutanti jsou fertilní, mají listy, květy a stonky podobné těm u divokého typu. Kořenové buňky se však stáčí doleva a vykazují zpožděné reakce při kontaktu s překážkou a změnách směru působení gravitace. Eb1 mutanti také tvoří na svých kořenech smyčky (Obrázek 6.1), které souvisí s poruchami gravitropismu. Jak konkrétně se zapojují EB1 do ohybů kořenů? Živočišné EB1 usnadňují transport proteinů, jako jsou například signální molekuly či iontové kanály, do specifických míst v buňce. Stejně tak se zřejmě mohou rostlinné EB1 účastnit transportu proteinů podílejících se na buněčné elongaci, která následně způsobí ohyb kořene (shrnuto v Bisgrove et al., 2008).
22
Obrázek 6.1 (A) Trojnásobný mutant (rostlina vlevo) tvoří zatočenou smyčku, divoký typ
(vpravo) nikoliv. (B) Epidermální buňky ve smyčce u kořene trojnásobného mutanta jsou stočené doleva (převzato z Bisgrove et al., 2008).
6.2
CLASP Genom Arabidopsis obsahuje dosud jediný nalezený CLASP (CLIP-170 asociovaný
protein) gen o velikosti 158 kDa, přestože samotný CLIP-170 u rostlin nebyl nalezen (Gardiner a Marc, 2003). Ačkoliv obsahuje rostlinný CLASP N-koncové TOG domény, Ckoncové MAST domény a opakující se HEAT motivy stejně jako živočišné a kvasinkové CLASP, homologie není příliš vysoká (Gardiner a Marc, 2003; Ambrose et al., 2007; Kirik et al., 2007) a funkce CLASP se zřejmě u různých organismů liší, což konkrétně u rostlin může být dáno i nepřítomností vazebného partnera, CLIP-170. Pouze na plus konci MT se CLASP u rostlin vyskytuje jen při nízkých hladinách své exprese, při průměrných a vyšších hladinách byla prokázána lokalizace také podél kortikálních MT (Ambrose et al., 2007, 2008; Kirik et al., 2007). Podle Kirik et al. (2007) je lokalizace AtCLASP podél kortikálních MT dána tím, že CLASP zprostředkovává vazbu MT s plasmatickou membránou a tato spojení se nemusí vyskytovat jen na plus konci MT. Při overexpresi CLASP dochází k MT svazkování, nikoliv však prostřednictvím můstků, ale v důsledku silné stabilizace +konců kortikálních MT (Ambrose et al., 2007; Kirik et al., 2007). Na rozdíl od živočišných a kvasinkových homologů CLASP, které se váží na MT jednak přímo, ale také prostřednictvím EB1, rostlinný CLASP s EB1 neasociuje a k plus konci
23
MT se tedy zřejmě váže přímo, nebo jiným, dosud neznámým způsobem (Kirik et al., 2007). Významnou roli hraje CLASP během buněčné morfogeneze, kdy ovlivňuje kortikální MT, které určují ukládání celulózových mikrofibril v buněčné stěně. Dokladem jsou clasp mutanti s tvarovými defekty jak v buňkách kořene, tak v epidermálních buňkách, trichomech nebo buňkách hypokotylu (Ambrose et al., 2007; Kirik et al., 2007). Arabidopsis clasp-1 mutanti jsou trpasličího vzrůstu, mají menší počet MT polymerů, narušenou stavbu preprofázního prstence, mitotického vřeténka a fragmoplastu, jsou citliví k MT drogám (Ambrose et al., 2007; Kirik et al., 2007). Tyto defekty, ač menší než u živočišných buněk, vedou k předpokladu, že CLASP ovlivňuje nejen buněčný růst, ale také buněčné dělení. Mitotické vřeténko a fragmoplast jsou u mutantů menší a užší (Ambrose et al., 2007), přičemž můžeme vyloučit, že důvodem je menší velikost buňky. Bylo totiž prokázáno, že neexistuje korelace mezi velikostí buněk v kořenové špičce Arabidopsis a velikostí mitotických struktur (Kawamura et al., 2006).
6.3
MAP215/Dis1 a jeho rostlinné homology Rodina MAP215/Dis1 je vysoce konzervovaná u všech eukaryot a mezi její
zástupce můžeme zařadit například XMAP215 z Xenopus laevis, Stu2 ze Saccharomyces cerevisiae, savčí TOG nebo rostlinný MOR1/GEM1 a TMBP200. Živočišné i rostlinné MAP215/Dis1
mají
velmi
podobné
biochemické
vlastnosti
a
konzervované
aminokyselinové sekvence, z čehož lze soudit, že sdílí obecný MT regulační mechanismus. Rodina MAP215/Dis1 reguluje MT stabilitu, kontroluje délku MT pomocí aktivace dynamické nestability, podporuje polymerizaci tubulinu, hraje důležitou roli při buněčném dělení a morfogenezi (shrnuto v Hamada et al., 2007).
6.3.1 Rostlinné homology MAP215/Dis1 MOR1 je homolog XMAP215 purifikovaný z Arabidopsis thaliana, obsahuje několik opakovaných HEAT motivů zprostředkovávajících proteinové interakce, coiled coil domény zodpovědné za interakce s MT, jaderný lokalizační signál a také transmembránové helixy (Whittington et al., 2001). Z BY-2 buněk tabáku byl purifikován 24
TMBP200 (Yasuhara et al., 2002; Hamada et al., 2004), jehož struktura a funkce jsou podobné MOR1 u Arabidopsis. MOR1/TMBP200 se v rostlinné buňce vyskytuje v průběhu celého buněčného cyklu a váže se ke všem MT strukturám, tedy ke kortikálním MT, MT preprofázového prstence, mitotického vřeténka a fragmoplastu. Navázaný na plus koncích MT podporuje polymerizaci tubulinu, stabilizuje plus konce MT a působí pozitivně na jejich prodlužování (Whittington et al., 2001; Twell et al., 2002; Hamada et al., 2004). Na druhou stranu Kawamura et al. (2006) pozorovali, že MOR1 se neváže na plus konce MT, během všech fází buněčného cyklu se MOR1 vázal podél celých MT. Rozdílné výsledky lokalizace MOR1 mohou být způsobeny využitím různých protilátek. Při lokalizaci MOR1 k plus konci MT se protilátky vázaly na C-koncový fragment polypeptidu, kdežto Kawamura et al. (2006) využívali protilátku vázající se na Nkoncovou část MOR1. Mutantní rostliny mor1 mají substituční aminokyselinové záměny v N-koncové HEAT doméně (Kawamura et al., 2006). Mor1 jsou teplotně senzitivní, při teplotě vyšší než 29°C mají zakrslý růst, narušenou polaritu kořenových vlásků, levotočivé orgány a netvoří květy. Nejvíc poškozené jsou u mutantů kortikální MT, které jsou zkrácené, neorganizované (Whittington et al., 2001; Twell et al., 2002). Kawamura et al. (2006) zjistili, že MOR1 je u mutantních rostlin vázán na MT, přestože je v důsledku restriktivní teploty (29°C) nemůže ovlivňovat. Mutace tedy nemá vliv na vazbu MOR1 k MT. U mor1 jsou ovlivněny nejen kortikální MT, ale také preprofázní prstenec, mitotické vřeténko a fragmoplast. Při vyšší teplotě bylo vřeténko a fragmoplast výrazně kratší než u divokého typu (Kawamura et al., 2006). Narušené mitotické struktury ovlivňují celé buněčné dělení, narušení cytokineze má za následek nedokončené buněčné desky, stejně tak jsou narušené buněčné stěny (Twell et al., 2002; Kawamura et al., 2006). Podle Kawamura a Wasteneys (2008) mají plus konce MT při restriktivní teplotě nižší dynamiku a redukovaný růst, MOR1 se tedy může podílet na polymerizaci plus konců MT. Při vyšší teplotě byla také zaznamenána menší schopnost MT asociovat s EB1. Podobné fenotypy jako u mor1 byly objeveny i u tabákových TMBP200 RNAi linií (Oh et al., 2010).
6.4
SPR1 SPR1 (SPIRAL1) je rostlinně specifický MAP o velikosti 12 kDa, váže se k plus
koncům kortikálních MT, MT preprofázového prstence, mitotického vřeténka a 25
fragmoplastu a vyskytuje se také podél endomembrán (Nakajima et al., 2004; Sedbrook et al., 2004). Podle Sedbrook et al. (2004) je vazba SPR1 na plus konce MT zprostředkovávána jiným, dosud neznámým proteinem. Kaloriti et al. (2007) se domnívá, že SPR1 soutěží s EB1 o vazebné místo na MT a oba se tak podílí na směrovaném buněčném růstu. V genomu Arabidopsis thaliana je kódováno šest homologů SPR1, všechny homology mají vysokou sekvenční podobnost (Nakajima et al., 2004; Sedbrook et al., 2004). Mutanti spr1 u Arabidopsis mají narušenou orientaci kortikálních MT, redukovaný anizotropní růst a buňky hypokotylu a kořene se stáčí doprava (Furutani et al., 2000; Nakajima et al., 2004). Jak přesně SPR1 ovlivňuje MT dynamiku a celý buněčný růst, je zatím nejasné, představu si můžeme udělat pouze z chování mutantních rostlin. Lze předpokládat, že SPR1 u MT v mitotickém vřeténku a fragmoplastu není esenciální, protože mutantní rostliny v tomto ohledu nevykazují defekty. Narušení kortikálních MT a anizotropního růstu u mutantů vede k domněnce, že SPR1 ovlivňuje proces dynamické nestability, navádění MT a může také propojovat +TIP na plus koncích MT (Sedbrook et al., 2004). Je zajímavé, že po přidání MT depolymerizujících drog, propyzamidu či oryzalinu, a MT stabilizující drogy, taxolu, se defekty u spr1 mutantů potlačují a rostliny se stáčí doleva (Furutani et al., 2000; Sedbrook et al., 2004). Vzhledem k protichůdnosti vlivu obou dvou typů drog na MT stabilizaci lze předpokládat, že příčina stáčivosti bude komplikovanější, než pouhá de/stabilizace MT (Sedbrook et al., 2004).
6.5
SPR2 SPR2 (SPIRAL2) má podobný vliv na MT jako SPR1, ale využívá k jejich
ovlivňování zřejmě jiné mechanismy (Furutani et al., 2000). SPR2 je rostlinně specifický, 94 kDa MAP, obsahující zejména na svém N-konci HEAT opakované motivy, stejně jako MOR1 či CLASP (shrnuto v Yao et al., 2008). SPR2 je alelický k dvěma klasickým mutantům s točivými fenotypy, a to k tortifolia1 a convoluta. Mutanti spr2 vykazují pravotočivý růst prodlužujících se orgánů, jako jsou kořeny, hypokotyl, stonek či řapíky a okvětní lístky a rozložení kortikálních MT v epidermálních buňkách hypokotylu je narušené. Při vysoké expresi se SPR2 v buňkách Arabidopsis váže nejen ke kortikálním MT, ale také ke všem MT strukturám vznikajícím během buněčného cyklu (shrnuto v 26
Buschmann et al., 2004; Shoji et al., 2004). Yao et al. (2008) prokázali částečné obohacení plus konců MT in vivo, SPR2 tudíž můžeme řadit mezi +TIP. SPR2 na plus koncích MT zkracuje dobu, během které MT nepřirůstá ani se nezkracuje a podporuje pokračování MT růstu.
6.6
Ostatní rostlinné +TIP S velkou pravděpodobností lze říci, že budoucí výzkumy objeví mnoho dalších
+TIP, ať už rostlinně specifických či vyskytujících se v celé eukaryotické říši. Se zlepšujícími se vědeckými technikami může dojít také na dodatečné zařazení některých již popsaných MAP mezi +TIP.
7. Motorové MAP 7.1
Kinesiny Kinesiny jsou motorové proteiny závislé na MT. Ke svému pohybu po MT
využívají energii z hydrolýzy ATP (adenosin trifosfát). Kinesiny u rostlin se pohybují směrem k plus i minus konci MT a přenáší buněčné náklady, jako jsou organely (mitochondrie, Golgiho aparát, vesikuly), proteiny či jednotlivé MT. Eukaryotické kinesiny se také účastní organizace vřeténka a spolupracují například s genovou rodinou MAP65/PRC1/Ase1. Kinesiny klasifikujeme do 14 rodin podle jejich sekvenční homologie. U Arabidopsis thaliana bylo nalezeno 61 genů kódujících kinesiny, charakterizovaných je jich dosud minimum. Zajímavostí je, že u rostlin chybí dyneinové sekvence, na základě čehož však nemůžeme jednoznačně tvrdit, že dynein u rostlin zcela chybí. V tabákových pylových láčkách a pšeničných kořenových buňkách byly objeveny polypeptidy příbuzné živočišnému dyneinu. Další možností je, že některé kinesiny u rostlin dyneiny funkčně zastupují. Podrobnější analýza rostlinného genomu v budoucnu jistě přinese potřebné odpovědi (shrnuto v Hamada et al., 2007; Kaloriti et al., 2007).
27
7.1.1 Rostlinné kinesiny Kinesiny POK1 a POK2 (kinesinová rodina 12) interagují s TANGLED (TAN-1), jehož funkce již byla popsána výše. Tyto dva kinesiny jsou s velkou pravděpodobností zahrnuty v kontrole cytokineze (Muller et al., 2006). Jednou z nejlépe popsaných rodin kinesinů u rostlin je kinesinová rodina 14. Kinesinová rodina 14 zahrnuje k minus konci putující motorové proteiny. Nejméně 23 kinesinů této rodiny se podílí na mitotických procesech. Rostlinně specifický kinesin ATK1 z Arabidopsis thaliana kontroluje organizaci vřeténkových MT tvorbou sil na minus koncích MT, je nezbytný pro správné sestavení meiotického vřeténka a jeho defekty způsobují zpožděnou segregaci chromosomů vedoucí k redukci samčí fertility. ATK1 se zřejmě podílí také na tvorbě mitotického vřeténka (shrnuto v Ambrose et al., 2005). ATK5, rostlinně specifický MAP, který je z 83% identický s ATK1, se pohybuje nejen k minus konci, ale také k plus konci, kde se nejčastěji vyskytuje. Můžeme ho proto považovat za +TIP a protein zastupující funkci dyneinu v rostlinách. ATK5 je lokalizován ve středu mitotického vřeténka a ve fragmoplastu. Vazba ATK5 na plus konec MT probíhá pomocí Tail/Stalk domény, a to buď přímo prostřednictvím MT vazebných míst, nebo nepřímo, prostřednictvím spolupráce s komplexy +TIP. ATK5 se během prometafáze podílí na organizaci MT, které vytvoří mitotické vřeténko, a spojuje klouzající MT do svazků (Ambrose et al., 2005). Důležitá je také funkce kinesinů rodiny 14 při koordinaci AF a MT během buněčného dělení a růstu. Kinesinová kalponinová doména je zodpovědná za vazbu k AF a obě cytoskeletální struktury tak propojuje. Příkladem je tabákový GhKCH2, který přes svou kalponinovou doménu spojuje MT a AF in vitro (shrnuto v Petrášek a Schwarzerová, 2009). Z velkého množství rostlinných kinesinů je dosud popsáno jen malé množství, v budoucnosti se jistě dočkáme dalších výzkumů zabývajících se rostlinnými kinesiny.
7.1.2 Kinesiny v pylové láčce Pylová láčka je ideálním modelem pro studium transportu organel, a tedy i motorových proteinů. V rostoucí vrcholové části pylové láčky bylo objeveno mnoho kinesinů, například kinesin 13-A, který zprostředkovává interakci mezi MT a Golgiho
28
aparátem. Kinesiny rodiny 13-A byly objeveny v asociaci s Golgiho aparátem také v kořeni Arabidopsis, z čehož vyplývá, že kinesiny 13-A mohou regulovat umístění Golgiho aparátu v buňce a účastnit se pučení a zacílení váčků z Golgiho aparátu (shrnuto v Cai et al., 2010).
8. MAP v nukleačním komplexu Přestože
rostliny
jsou
acentrosomální
organismy
s nukleačními
místy
roztroušenými v kortikální vrstvě, a to zřejmě na stávajících MT, a na jaderné membráně a jiných endomembránách (Chan et al., 2003), sdílí jejich MT nukleační místa stejný nukleační mechanismus s kvasinkami a živočichy. Jednotlivé stavební komponenty nukleačního komplexu jsou konzervovány u všech eukaryot. Hlavní složkou MT nukleačního místa je γ-tubulin (γTuC), který tvoří společně s pěti GCP proteiny (γ-Tubulin complex proteins) kruhový γTuC komplex. O GCP proteinech se ví minimum, ale můžeme předpokládat, že některý z nich bude zodpovědný za propojení γ-tubulinu a MT. Dokladem může být například GCP4, který je podle Kong et al. (2010) nutný pro správnou funkci γtubulinu během MT nukleace a zároveň je také nezbytný pro interakci γ-tubulinu s MT. Mezi MAP vyskytující se v nukleačním komplexu můžeme zařadit i EB1, který se váže také na minus konce MT v oblasti, kde se zřejmě nachází nukleační místo (Chan et al., 2003).
9.
Závěr Pro funkci MT cytoskeletu jsou MAP proteiny nezbytné. Ovlivňují veškeré MT
přestavby probíhající v rámci celého buněčného cyklu, mutace vyvolávají nejrůznější defekty související s buněčnou morfogenezí. Mnoho MAP proteinů je konzervováno v rámci celé eukaryotické říše a můžeme tedy zároveň předpokládat, že i funkce jednotlivých MAP budou částečně konzervované. Studium MAP u rostlin může být využitelné například i v živočišné fyziologii. Mnoho rostlinných MAP má homology také v savčím genomu, ale jejich funkce nejsou tolik probádané. Jde například o MOR1, rostlinný homolog lidského Dis1/TOG, který je u rostlin hlavním regulátorem správné organizace kortikálních MT. Stejně tak by stálo za zjištění, zda fosfolipáza D, zodpovědná
29
u rostlin za připojení kortikálních MT k plasmatické membráně, zastává stejné funkce i v živočišných buňkách, například v neuronech. Dále je například zajímavé, že mnoho kinesinů, esenciálních pro správnou funkci neuronů, je nezbytných také pro správný vývoj a růst rostlin (shrnuto v Gardiner and Marc, 2010). Studium MAP proteinů získává v posledních letech na důležitosti, nových zástupců stále přibývá a v budoucnosti se jistě dočkáme dalších nově objevených funkcí, které MAP v rostlinných buňkách zastávají.
30
Seznam použité literatury
Ambrose, J. C., Li, W. X., Marcus, A., Ma, H. and Cyr, R. (2005). A minus-end-directed kinesin with plus-end trackin protein activity is involved in spindle morphogenesis. Molecular Biology of the Cell 16, 1584-1592. Ambrose, J. C., Shoji, T., Kotzer, A. M., Pighin, J. A. and Wasteneys, G. O. (2007). The Arabidopsis CLASP gene encodes a microtubule-associated protein involved in cell expansion and division. Plant Cell 19, 2763-2775. Bisgrove, S. R., Hable, W. E. and Kropf, D. L. (2004). +TIPs and microtubule regulation. The beginning of the plus end in plants. Plant Physiology 136, 3855-3863. Bisgrove, S. R., Lee, Y. R. J., Liu, B., Peters, N. T. and Kropf, D. L. (2008). The microtubule plus-end binding protein EB1 functions in root responses to touch and gravity signals in Arabidopsis. Plant Cell 20, 396-410. Burk, D. H., Liu, B., Zhong, R. Q., Morrison, W. H. and Ye, Z. H. (2001). A katanin-like protein regulates normal cell wall biosynthesis and cell elongation. Plant Cell 13, 807-827. Buschmann, H., Chan, J., Sanchez-Pulido, L., Andrade-Navarro, M. A., Doonan, J. H. and Lloyd, C. W. (2006). Microtubule-associated AIR9 recognizes the cortical division site at preprophase and cell-plate insertion. Current Biology 16, 1938-1943. Buschmann, H., Fabri, C. O., Hauptmann, M., Hutzler, P., Laux, T., Lloyd, C. W. and Schaffner, A. R. (2004). Helical growth of the Arabidopsis mutant tortifolia1 reveals a plant-specific microtubule-associated protein. Current Biology 14, 1515-1521. Cai, G. and Cresti, M. (2010). Microtubule motors and pollen tube growth-still an open question. Protoplasma 247, 131-143. Chan, J., Calder, G. M., Doonan, J. H. and Lloyd, C. W. (2003). EB1 reveals mobile microtubule nucleation sites in Arabidopsis. Nature Cell Biology 5, 967-971. Chan, J., Jensen, C. G., Jensen, L. C. W., Bush, M. and Lloyd, C. W. (1999). The 65-kDa carrot microtubule-associated protein forms regularly arranged filamentous cross-bridges between microtubules. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 96, 14931-14936. Chan, J., Rutten, T. and Lloyd, C. (1996). Isolation of microtubule-associated proteins from carrot cytoskeletons: A 120 kDa map decorates all four microtubule arrays and the nucleus. Plant Journal 10, 251259. Deeks, M. J., Fendrych, M., Smertenko, A., Bell, K. S., Oparka, K., Cvrckova, F., Zarsky, V. and Hussey, P. J. (2010). The plant formin AtFH4 interacts with both actin and microtubules, and contains a newly identified microtubule-binding domain. Journal of Cell Science 123, 1209-1215. Dhonukshe, P., Laxalt, A. M., Goedhart, J., Gadella, T. W. J. and Munnik, T. (2003). Phospholipase D activation correlates with microtubule reorganization in living plant cells. Plant Cell 15, 2666-2679. Dixit, R., Chang, E. and Cyr, R. (2006). Establishment of polarity during organization of the
31
acentrosomal plant cortical microtubule array. Molecular Biology of the Cell 17, 1298-1305. Ehrhardt, D. W. and Shaw, S. L. (2006). Microtubule dynamics and organization in the plant cortical array. Annual Review of Plant Biology 57, 859-875. Fache, V., Gaillard, J., Van Damme, D., Geelen, D., Neumann, E., Stoppin-Mellet, V. and Vantard, M. (2010). Arabidopsis Kinetochore Fiber-Associated MAP65-4 Cross-Links Microtubules and Promotes Microtubule Bundle Elongation. Plant Cell 22, 3804-3815. Furutani, I., Watanabe, Y., Prieto, R., Masukawa, M., Suzuki, K., Naoi, K., Thitamadee, S., Shikanai, T. and Hashimoto, T. (2000). The SPIRAL genes are required for directional central of cell elongation in Arabidopsis thaliana. Development 127, 4443-4453. Gaillard, J., Neumann, E., Van Damme, D., Stoppin-Mellet, V., Ebel, C., Barbier, E., Geelen, D. and Vantard, M. (2008). Two Microtubule-associated Proteins of Arabidopsis MAP65s Promote Antiparallel Microtubule Bundling. Molecular Biology of the Cell 19, 4534-4544. Galjart, N. and Perez, F. (2003). A plus-end raft to control microtubule dynamics and function. Current Opinion in Cell Biology 15, 48-53. Gardiner, J. and Marc, J. (2003). Putative microtubule-associated proteins from the Arabidopsis genome. Protoplasma 222, 61-74. Gardiner, J. and Marc, J. (2011). Arabidopsis thaliana, a plant model organism for the neuronal microtubule cytoskeleton? Journal of Experimental Botany 62, 89-97. Gardiner, J. C., Harper, J. D. I., Weerakoon, N. D., Collings, D. A., Ritchie, S., Gilroy, S., Cyr, R. J. and Marc, J. (2001). A 90-kDa phospholipase D from tobacco binds to microtubules and the plasma membrane. Plant Cell 13, 2143-2158. Gungabissoon, R. A., Khan, S., Hussey, P. J. and Maciver, S. K. (2001). Interaction of elongation factor 1 alpha from Zea mays (ZmEF-1 alpha) with F-actin and interplay with the maize actin severing protein, ZmADF3. Cell Motility and the Cytoskeleton 49, 104-111. Hamada, T. (2007). Microtubule-associated proteins in higher plants. Journal of Plant Research 120, 79-98. Hamada, T., Igarashi, H., Itoh, T. J., Shimmen, T. and Sonobe, S. (2004). Characterization of a 200 kDa microtubule-associated protein of tobacco BY-2 cells, a member of the XMAP215/MOR1 family. Plant and Cell Physiology 45, 1233-1242. Hardham, A. R. and Gunning, B. E. S. (1978). Structure of cortical microtubule arrays in plantcells. Journal of Cell Biology 77, 14-34. Hirase, A., Hamada, T., Itoh, T. J., Shimmen, T. and Sonobe, S. (2006). n-butanol induces depolymerization of microtubules in vivo and in vitro. Plant and Cell Physiology 47, 1004-1009. Howard, J. and Hyman, A. A. (2003). Dynamics and mechanics of the microtubule plus end. Nature 422, 753-758. Huang, S. L., Jin, L. F., Du, J. Z., Li, H., Zha, Q., Ou, G. S., Ao, G. M. and Yuan, M. (2007). SB401, a pollen-specific protein from Solanum berthaultii, binds to and bundles microtubules and F-actin. Plant Journal 51, 406-418. Hussey, P. J., Hawkins, T. J., Igarashi, H., Kaloriti, D. and Smertenko, A. (2002). The plant cytoskeleton: recent advances in the study of the plant microtubule-associated proteins MAP-65, MAP-190
32
and the Xenopus MAP215-like protein, MOR1. Plant Molecular Biology 50, 915-924. Igarashi, H., Orii, H., Mori, H., Shimmen, T. and Sonobe, S. (2000). Isolation of a novel 190 kDa protein from tobacco BY-2 cells: Possible involvement in the interaction between actin filaments and microtubules. Plant and Cell Physiology 41, 920-931. Jiang, C. J. and Sonobe, S. (1993). Identification and preliminary characterization of a 65-KDa higher-plant microtubule-associated protein Journal of Cell Science 105, 891-901. Kaloriti, D., Galva, C., Parupalli, C., Khalifa, N., Galvin, M. and Sedbrook, J. C. (2007). Microtubule associated proteins in plants and the processes they manage. Journal of Integrative Plant Biology 49, 1164-1173. Kato, M., Nagasaki-Takeuchi, N., Ide, Y. and Maeshima, M. (2010). An Arabidopsis hydrophilic Ca-2-binding protein with a PEVK-rich domain, PCaP2, is associated with the plasma membrane and interacts with calmodulin and phosphatidylinositol phosphates. Plant and Cell Physiology 51, 366-379. Kawamura, E., Himmelspach, R., Rashbrooke, M. C., Whittington, A. T., Gale, K. R., Collings, D. A. and Wasteneys, G. O. (2006). MICROTUBULE ORGANIZATION 1 regulates structure and function of microtubule arrays during mitosis and cytokinesis in the Arabidopsis root. Plant Physiology 140, 102-114. Kawamura, E. and Wasteneys, G. O. (2008). MOR1, the Arabidopsis thaliana homologue of Xenopus MAP215, promotes rapid growth and shrinkage, and suppresses the pausing of microtubules in vivo. Journal of Cell Science 121, 4114-4123. Kirik, V., Herrmann, U., Parupalli, C., Sedbrook, J. C., Ehrhardt, D. W. and Hulskamp, M. (2007). CLASP localizes in two discrete patterns on cortical microtubules and is required for cell morphogenesis and cell division in Arabidopsis. Journal of Cell Science 120, 4416-4425. Komaki, S., Abe, T., Coutuer, S., Inze, D., Russinova, E. and Hashimoto, T. (2010). Nuclearlocalized subtype of end-binding 1 protein regulates spindle organization in Arabidopsis. Journal of Cell Science 123, 451-459. Kong, Z. S., Hotta, T., Lee, Y. R. J., Horio, T. and Liu, B. (2010). The gamma-Tubulin Complex Protein GCP4 Is Required for Organizing Functional Microtubule Arrays in Arabidopsis thaliana. Plant Cell 22, 191-204. Korolev, A. V., Buschmann, H., Doonan, J. H. and Lloyd, C. W. (2007). AtMAP70-5, a divergent member of the MAP70 family of microtubule-associated proteins, is required for anisotropic cell growth in Arabidopsis. Journal of Cell Science 120, 2241-2247. Krupnova, T., Sasabe, M., Ghebreghiorghis, L., Gruber, C. W., Hamada, T., Dehmel, V., Strompen, G., Stierhof, Y. D., Lukowitz, W., Kemmerling, B. et al. (2009). Microtubule-Associated Kinase-like Protein RUNKEL Needed for Cell Plate Expansion in Arabidopsis Cytokinesis. Current Biology 19, 518-523. Lansbergen, G. and Akhmanova, A. (2006). Microtubule plus end: A hub of cellular activities. Traffic 7, 499-507. Li, H., Zeng, X., Liu, Z. Q., Meng, Q. T., Yuan, M. and Mao, T. L. (2009). Arabidopsis microtubule-associated protein AtMAP65-2 acts as a microtubule stabilizer. Plant Molecular Biology 69, 313-324.
33
Li, Y. H., Shen, Y. A., Cai, C., Zhong, C. C., Zhu, L., Yuan, M. and Ren, H. Y. (2010). The Type II Arabidopsis Formin14 Interacts with Microtubules and Microfilaments to Regulate Cell Division. Plant Cell 22, 2710-2726. Liu, B. Q., Jin, L. F., Zhu, L., Li, J. J., Huang, S. L. and Yuan, M. (2009). Phosphorylation of Microtubule-associated Protein SB401 from Solanum berthaultii Regulates Its Effect on Microtubules. Journal of Integrative Plant Biology 51, 235-242. Liu, J. Q., Seul, U. and Thompson, R. (1997). Cloning and characterization of a pollen-specific cDNA encoding a glutamic-acid-rich protein (GARP) from potato Solanum berthaultii. Plant Molecular Biology 33, 291-300. Manna, T., Honnappa, S., Steinmetz, M. O. and Wilson, L. (2008). Suppression of microtubule dynamic instability by the plus TIP protein EB1 and its modulation by the CAP-Gly domain of p150(Glued). Biochemistry 47, 779-786. Mao, G. J., Buschmann, H., Doonan, J. H. and Lloyd, C. W. (2006). The role of MAP65-1 in microtubule bundling during Zinnia tracheary element formation. Journal of Cell Science 119, 753-758. Mao, G. J., Chan, J., Calder, G., Doonan, J. H. and Lloyd, C. W. (2005). Modulated targeting of GFP-AtMAP65-1 to central spindle microtubules during division. Plant Journal 43, 469-478. Marc, J., Sharkey, D. E., Durso, N. A., Zhang, M. and Cyr, R. J. (1996). Isolation of a 90-kD microtubule-associated protein from tobacco membranes. Plant Cell 8, 2127-2138. Mathur, J., Mathur, N., Kernebeck, B., Srinivas, B. P. and Hulskamp, M. (2003). A novel localization pattern for an EB1-like protein links microtubule dynamics to endomembrane organization. Current Biology 13, 1991-1997. Meng, Q. T., Du, J. Z., Li, J. J., Lu, X. M., Zeng, X. A., Yuan, M. and Mao, T. L. (2010). Tobacco microtubule-associated protein, MAP65-1c, bundles and stabilizes microtubules. Plant Molecular Biology 74, 537-547. Moore, R. C., Durso, N. A. and Cyr, R. J. (1998). Elongation factor-1 alpha stabilizes microtubules in a calcium/calmodulin-dependent manner. Cell Motility and the Cytoskeleton 41, 168-180. Muller, S., Han, S. C. and Smith, L. G. (2006). Two kinesins are involved in the spatial control of cytokinesis in Arabidopsis thaliana. Current Biology 16, 888-894. Müller, S., Smertenko, A., Wagner, V., Heinrich, M., Hussey, P. J. and Hauser, M. T. (2004). The plant microtubule-associated protein AtMAP65-3/PLE is essential for cytokinetic phragmoplast function. Current Biology 14, 412-417. Nakajima, K., Furutani, I., Tachimoto, H., Matsubara, H. and Hashimoto, T. (2004). SPIRAL1 encodes a plant-specific microtubule-localized protein required for directional control of rapidly expanding Arabidopsis cells. Plant Cell 16, 1178-1190. Oh, S. A., Das Pal, M., Park, S. K., Johnson, J. A. and Twell, D. (2010). The tobacco MAP215/Dis1-family protein TMBP200 is required for the functional organization of microtubule arrays during male germline establishment. Journal of Experimental Botany 61, 969-981. Perrin, R. M., Wang, Y., Yuen, C. Y. L., Will, J. and Masson, P. H. (2007). WVD2 is a novel microtubule-associated protein in Arabidopsis thaliana. Plant Journal 49, 961-971. Petrášek, J., Freudenreich, A., Heuing, A., Opatrný, Z. and Nick, P. (1998). Heat-shock protein
34
90 is associated with microtubules in tobacco cells. Protoplasma 202, 161-174. Petrášek, J. and Schwarzerová, K. (2009). Actin and microtubule cytoskeleton interactions. Current Opinion in Plant Biology 12, 728-734. Rehberg, M. and Graf, R. (2002). Dictyostelium EB1 is a genuine centrosomal component required for proper spindle formation. Molecular Biology of the Cell 13, 2301-2310. Sasabe, M. and Machida, Y. (2006). MAP65: a bridge linking a MAP kinase to microtubule turnover. Current Opinion in Plant Biology 9, 563-570. Schuyler, S. C., Liu, J. Y. and Pellman, D. (2003). The molecular function of Ase1p: evidence for a MAP-dependent midzone-specific spindle matrix. Journal of Cell Biology 160, 517-528. Sedbrook, J. C. (2004). MAPs in plant cells: delineating microtubule growth dynamics and organization. Current Opinion in Plant Biology 7, 632-640. Shoji, T., Narita, N. N., Hayashi, K., Asada, J., Hamada, T., Sonobe, S., Nakajima, K. and Hashimoto, T. (2004). Plant-specific microtubule-associated protein SPIRAL2 is required for anisotropic growth in Arabidopsis. Plant Physiology 136, 3933-3944. Smertenko, A., Saleh, N., Igarashi, H., Mori, H., Hauser-Hahn, I., Jiang, C. J., Sonobe, S., Lloyd, C. W. and Hussey, P. J. (2000). A new class of microtubule-associated proteins in plants. Nature Cell Biology 2, 750-753. Smertenko, A. P., Chang, H. Y., Sonobe, S., Fenyk, S. I., Weingartner, M., Bogre, L. and Hussey, P. J. (2006). Control of the AtMAP65-1 interaction with microtubules through the cell cycle. Journal of Cell Science 119, 3227-3237. Smertenko, A. P., Chang, H. Y., Wagner, V., Kaloriti, D., Fenyk, S., Sonobe, S., Lloyd, C., Hauser, M. T. and Hussey, P. J. (2004). The Arabidopsis microtubule-associated protein AtMAP65-1: Molecular analysis of its microtubule bundling activity. Plant Cell 16, 2035-2047. Smertenko, A. P., Kaloriti, D., Chang, H. Y., Fiserova, J., Opatrny, Z. and Hussey, P. J. (2008). The C-Terminal Variable Region Specifies the Dynamic Properties of Arabidopsis Microtubule-Associated Protein MAP65 Isotypes. Plant Cell 20, 3346-3358. Smith, L. G., Gerttula, S. M., Han, S. C. and Levy, J. (2001). TANGLED1: A microtubule binding protein required for the spatial control of cytokinesis in maize. Journal of Cell Biology 152, 231-236. Stoppin-Mellet, V., Gaillard, J. and Vantard, M. (2006). Katanin's severing activity favors bundling of cortical microtubules in plants. Plant Journal 46, 1009-1017. Twell, D., Park, S. K., Hawkins, T. J., Schubert, D., Schmidt, R., Smertenko, A. and Hussey, P. J. (2002). MOR1/GEM1 has an essential role in the plant-specific cytokinetic phragmoplast. Nature Cell Biology 4, 711-714. Van Damme, D., Bouget, F. Y., van Poucke, K., Inze, D. and Geelen, D. (2004). Molecular dissection of plant cytokinesis and phragmoplast structure: a survey of GFP-tagged proteins. Plant Journal 40, 386-398. Van Damme, D., Van Poucke, K., Boutant, E., Ritzenthaler, C., Inze, D. and Geelen, D. (2004). In vivo dynamics and differential microtubule-binding activities of MAP65 proteins. Plant Physiology 136, 3956-3967. Van Gestel, K., Kohler, R. H. and Verbelen, J. P. (2002). Plant mitochondria move on F-actin,
35
but their positioning in the cortical cytoplasm depends on both F-actin and microtubules. Journal of Experimental Botany 53, 659-667. Walker, K. L., Mueller, S., Moss, D., Ehrhardt, D. W. and Smith, L. G. (2007). Arabidopsis TANGLED identifies the division plane throughout mitosis and cytokinesis. Current Biology 17, 1827-1836. Wang, X., Zhu, L., Liu, B. Q., Wang, C., Jin, L. F., Zhao, Q. and Yuan, M. (2007). Arabidopsis MICROTUBULE-ASSOCIATED PROTEIN18 functions in directional cell growth by destabilizing cortical microtubules. Plant Cell 19, 877-889. Wasteneys, G. O. and Fujita, M. (2006). Establishing and maintaining axial growth: wall mechanical properties and the cytoskeleton. Journal of Plant Research 119, 5-10. Whittington, A. T., Vugrek, O., Wei, K. J., Hasenbein, N. G., Sugimoto, K., Rashbrooke, M. C. and Wasteneys, G. O. (2001). MOR1 is essential for organizing cortical microtubules in plants. Nature 411, 610-613. Yao, M., Wakamatsu, Y., Itoh, T. J., Shoji, T. and Hashimoto, T. (2008). Arabidopsis SPIRAL2 promotes uninterrupted microtubule growth by suppressing the pause state of microtubule dynamics. Journal of Cell Science 121, 2372-2381. Yasuhara, H., Muraoka, M., Shogaki, H., Mori, H. and Sonobe, S. (2002). TMBP200, a microtubule bundling polypeptide isolated from telophase tobacco BY-2 cells is a MOR1 homologue. Plant and Cell Physiology 43, 595-603. Yuen, C. Y. L., Pearlman, R. S., Silo-Suh, L., Hilson, P., Carroll, K. L. and Masson, P. H. (2003). WVD2 and WDL1 modulate helical organ growth and anisotropic cell expansion in Arabidopsis. Plant Physiology 131, 493-506.
36
