POKROČILÝ KURZ MODERNÍ BIOFYZIKÁLNÍ METODY BIOFYZIKÁLNÍ ÚSTAV AV ČR, V.V.I. I. TURNUS: II. TURNUS:

POKROČILÝ KURZ MODERNÍ BIOFYZIKÁLNÍ METODY NÁVODY KE CVIČENÍM

BIOFYZIKÁLNÍ ÚSTAV AV ČR, V.V.I. I. TURNUS: 3. 10. – 7. 10. 2011 II. TURNUS: 17. 10. – 21. 10. 2011

MODERNÍ BIOFYZIKÁLNÍ METODY: POKROČILÉ PRAKTICKÉ VZDĚLÁVÁNÍ V EXPERIMENTÁLNÍ BIOLOGII

OPERAČNÍ PROGRAM VZDĚLÁVÁNÍ PRO KONKURENCESCHOPNOST ČÍSLO PROJEKTU: CZ.1.07/2.3.00/09.0046

OPVK – Pokročilý kurz – Moderní biofyzikální metody, říjen 2011

Editovali: Hana Pivoňková, Václav Brázda Autoři: Miroslav Fojta, Iva Kejnovská, Luděk Havran, Petra Horáková, Václav Brázda, Marie Brázdová, Petr Orság, Hana Pivoňková, Vlastimil Tichý, Lucie Navrátilová

-2-


Obsah Kapitola 1: Studium vazby různých isoforem proteinu p73 na DNA............................ 4 I. Příprava rekombinantních proteinů p73 pomocí eukaryotického bezbuněčného expresního systému (in vitro transkripce/translace, IVTT) .................................. 4 II. Separace rekombinantních proteinů p73 připravených pomocí IVTT na SDS-PAGE a jejich následná detekce pomocí Western blotu ............................ 7 III. Studium vazby dvou isoforem proteinu p73 na nadšroubovicovou a lineární DNA pomocí imunoprecipitace na magnetických kuličkách.............................. 17 Kapitola 2: Analýza proteinů a komplexů proteinů s DNA ........................................ 20 I. Elektroforéza proteinů v přítomnosti SDS – SDS PAGE .................................. 20 II. Stanovení koncentrace proteinů podle Bradfordové ....................................... 23 III. Přímé stanovení koncentrace proteinů při 280nm .......................................... 25 IV. EMSA - Gelová retardační analýza ................................................................ 26 Kapitola 3: Elektrochemická

detekce

poškození

DNA

a

monitorování

látek

poškozujících DNA ................................................................................... 30 I. Detekce poškození DNA na rtuťových elektrodách – HMDE modifikovaná scDNA jako senzor pro stanovení látek poškozujících DNA ............................. 30 II. Detekce poškození DNA na uhlíkových elektrodách ....................................... 31 III. Kontrola štěpení DNA na agarózovém gelu ................................................... 32 Kapitola 4: Využití elektroaktivních značek pro identifikaci nukleotidových sekvencí 34 I. Analýza

nukleotidových

sekvencí

pomocí

DNA

značené

terminální

transferázou...................................................................................................... 34 II. Analýza nukleotidové sekvence metodou primer extension ............................ 37 Kapitola 5: Využití

spektroskopie

cirkulárního

dichroismu

při

sledování

konformačních přechodů DNA.................................................................. 39 I. Kooperativní přechod ....................................................................................... 39 II. Nekooperativní přechod .................................................................................. 40 III. Termální denaturace kvadruplexů DNA ......................................................... 42

-3-


Kapitola 1: Studium vazby různých isoforem proteinu p73 na DNA

I. Příprava rekombinantních proteinů p73 pomocí eukaryotického bezbuněčného expresního systému (in vitro transkripce/translace, IVTT) Princip úlohy: Využití bezbuněčných systémů patří k velmi rozšířeným metodám přípravy rekombinantních proteinů.Tyto systémy dnes umožňují velice rychlou a snadnou přípravu relativně dostatečného množství rekombinantních proteinů, které lze následně využít v celé řadě funkčních studií. Tradičně se používá k ověření čtecích rámců, studia proteinových mutací, studia protein:proteinových, protein:DNA vazebných interakcí, stanovení aktivity proteinů atd. V poslední době se těchto metod používá k potvrzení výsledků metod interakce proteinů ve 2-hybridních systémech, provedení in vitro expresního klonovaní a pro přípravu proteinových substrátů pro studium aktivity a modifikace enzymů atd. Bezbuněčné expresní systémy lze primárně rozdělit dle typu použitého expresního systému bud“ na prokaryotické (S30 E.coli extrakt) nebo eukaryotické {králičí retikulocytární extrakt (Rabbit reticulocyte extract), extrakt z pšeničných klíčků (wheat germ extract)}. V obou případech je příprava rekombinantních proteinů provedena translací in vivo nebo in vitro připravené mRNA. V současné době se, zejména s ohledem na problémy s manipulací s in vivo izolovanou mRNA, častěji uplatňuje přístup využívající kombinaci prokaryotické transkripce pomocí fágové RNA polymerázy (T7, T3, SP6) a následné translace během jediné reakce, tzv. systémy spojené in vitro transkripce a translace (in vitro transcription and translation systems, IVTT). Pro tyto spojené IVTT expresní systémy pak lze jako templáty pro transkripci a následnou translaci využít připravené DNA expresní vektory. Příslušná mRNA daného proteinu se generuje transkripcí z úseku DNA z vektoru pod příslušným promotorem (T3, T7, SP6 – součásti většiny expresních vektorů).

-4-


Pro následnou translaci je v závislosti na použitém translačním systému nutná přítomnost dalších regulačních sekvencí v promotoru expresního vektoru: místo vazby ribozomu (RBS site, ribosome binding site) – exprese v prokaryotických expresních

systémech,

Kozakova

sekvence

(Kozak

sequence)

–

exprese

v eukaryotických expresních systémech. Cílem úlohy je příprava dvou rekombinantních isoforem proteinu p73 (p73alfa a p73delta)

z připravených

expresních

vektorů

pcDNA3.1/p73alfa

a

pcDNA3.1/p73delta pomocí eukaryotického expresního systému T7 TNT® Quick Coupled Transcription/Translation System.

Princip metody IVTT

+ DNA templát Nuclease–free voda

inkubace 30 °C, 60 min rekombinantní protein

Postup: 1. Vyjmout kit T7 TNT® Quick Coupled Transcription/Translation (Promega) z mrazáku -70 °C. Rychle rozmrazit zkumavky s T7 TNT® Quick master mix zahřátím v ruce, pak umístit na led. Rozmrazit ostatní komponenty reakce při laboratorní teplotě a umístit je na led. 2. Zapnout termostat a nastavit teplotu 30 °C 3. Přípravit a popsat dvě ependorky, označit číslem skupiny: Zkumavka č.1 - p73 alfa a zkumavka č.2 - p73delta. 4. Napipetovat postupně do připravených zkumavek jednotlivé komponenty reakce dle tabulky. Po napipetování všech komponent mírně promíchat pipetováním a následně krátce stočit na centrifuze pro odstranění případných bublin. 5. Zkumavky umístit do termostatu a inkubovat 60 minut při 30 °C -5-


Tabulka Zkumavka č.1:

Zkumavka č.2:

p73 alfa

p73 delta

Komponenty

Objem (ul)

Objem (ul)

Nuclease-free voda

2,9

3

Methionin (1mM)

0,4

0,4

Plazmidová DNA: p73 alfa (872 ng/ul)

0,7

-

Plazmidová DNA: p73 delta (1080 ng/ul)

-

0,6

TNT® Quick Master mix

16

16

Celkový objem

20

20

Seznam potřebného vybavení a chemikálií  Kit T7 TNT® Quick Coupled Transcription/Translation System (Promega)  1 mM Methionin  Nuclease-free voda  Plazmidová DNA pcDNA3.1/p73alfa a pcDNA3.1/p73delta  Pipety  Špičky  Zkumavky 1,5 ml  Nádobka na led a led  Centrifuga  Termoblok

-6-


II. Separace rekombinantních proteinů p73 připravených pomocí IVTT na SDS-PAGE a jejich následná detekce pomocí Western blotu Princip úlohy: Western blot (česky označovaný někdy termínem imunoblot) je technika kombinující separaci

proteinů

pomocí

polyakrylamidové

gelové

elektroforézy

(PAGE)

s transferem proteinů na membránu a jejich následnou detekcí pomocí specifických protilátek. Je to v současné době rutinní technika, která se používá jak k detekci proteinů z komplexních směsí, tak k monitorování exprese a purifikace proteinů. Touto metodou se v praxi diagnostikuje řada infekčních onemocnění člověka a zvířat. Oproti běžným sérologickým metodám, jako je ELISA, je Western Blot sice časově náročnější a dražší, ale za to přesnější (větší specifičnost).Western blot poskytuje jednak kvalitativní (velikost proteinu dle standartu) tak i semikvantitativní data (srovnání se vzorkem o známé koncentraci) o analyzovaném proteinu. Metodika Western blotu zahrnuje celkem 5. fází:

1. fáze: Gelová elektroforéza První část se skládá z polyakrylamidové gelové elektroforézy v přítomnosti dodecyl sulfátu sodného (SDS, laurylsíran sodný) – SDS-PAGE. Proteiny jsou separovány v akrylamidovém gelu na základě jejich molekulové hmotnosti a tvoří tvz. „bandy“ (z angl. proužky, pásky). Podrobněji k SDS-PAGE viz. K Proteiny migrují v elektrickém poli na základě jejich tvaru (globulární proteiny migrují rychleji než vláknité) a hustoty náboje (poměr velikosti náboje k jednotce hmoty). SDS se váže na bílkovinný řetězec v poměru 1.4 g SDS na 1 g bílkoviny, přičemž délka komplexu SDS – bílkovina je úměrná jeho molekulové hmotnosti. Často se disulfidické vazby v proteinu eliminují redukčním činidlem (β-merkaptoethanol) a denaturace se dokončí varem. Výsledně je jediným faktorem rozhodujícím o pohyblivosti proteinů při denaturačním SDS-PAGE jejich molekulová hmotnost. Na základě srovnání relativních mobilit neznámé bílkoviny a standardů je pak možné určit její relativní molekulovou hmotnost.

-7-


2. fáze: Transfer Po provedení SDS–PAGE jsou rozdělené proteiny přeneseny z polyakrylamidového gelu na vhodnou membránu (PVDF, nitrocelulóza). Při kontaktu gelu s membránou v blotovacím zařízení dochází po aplikaci elektrického proudu k transferu proteinů z gelu a jejich ukotvení na membráně. Výsledkem je „kopie“ proteinů separovaných na gelu. Efektivita přenosu závisí na celé řadě faktorů: složení gelu, doba přenosu, velikost a vlastnosti proteinů, přítomnosti detergentů a alkoholu v elektrodovém pufru. Optimální podmínky pro přenos proteinů jsou při použití pufrů s nízkou iontovou silou a nízkých proudových hodnot. Před dalším krokem je žádoucí kontrolovat efektivitu přenosu proteinů na membránu. Pro tuto kontrolu se využívají reversibilní barvení pomocí „barviček“, které neinterferují s vazbou protilátek v dalších krocích (Ponceau S)

-8-


3. fáze: Blokování Po transferu je nutné provést zablokování míst na membráně, kde nedošlo k navázání proteinů, a zabránit tak nespecifickým vazbám protilátek použitých v dalších krocích. Pro blokování se nejčastěji používají roztoky 1-5% odtučněného mléka nebo bovinního sérového albuminu (BSA) ve fosfátových (PBS) nebo trisových (TBS) pufrech s minimálními přídavky detergentů, jako je Tween 20 nebo Triton X-100. Použití blokačního pufru je specifické v závislosti na použitých protilátkách.

4. fáze: Detekce V průběhu detekce je membrána inkubována s primární protilátkou, která rozeznává specifický protein(y) nebo epitop(y). Po promytí membrány (odstranění nenavázané primární protilátky) je následně inkubována se sekundární protilátkou, která rozeznává druhově specifiké struktury primární protilátky (např. anti-myší, anti-kozí, anti-králičí sekudární protilátky). Sekundární protilátka je nejčastěji konjugována s reportérovým enzymem (alkalická fosfatáza – AP, křenová peroxidáza – HRP). Pro vizualizaci vazby nejčastěji používané sekundární protilátky s HRP je použit chemiluminiscenční substrát. HRP katalyzuje reakci za vzniku luminiscenčního produktu, který je následně detekován pomocí rentgenových filmů nebo moderněji pomocí dokumentačních systémů

5. fáze: Analýza Výsledkem analýzy western blotu by (v ideálním případě detekce určitého proteinu) mělo být zviditelnění jednoho ,,bandu“ na membráně odpovídající tomuto proteinu (závisí zejména na volbě použité primární protilátky a na celkovém provedení -9-


metody). Na základě srovnání jeho pozice vůči standardu můžeme určit přibližnou velikost proteinu. V případě, že výsledkem western blotu je přítomnost více ,,bandů“, než by mělo odpovídat našemu proteinu, jedná se o nejčastěji o nespecifickou vazbu nebo kros-reaktivitu primární protilátky s epitopy jiných nebo příbuzných proteinů.

Pracovní postup: 1. Příprava polyakrylamidového gelu akrylamid používaný na přípravu gelu je v monomerní formě silně neurotoxický jed. Proto celou dobu přípravy polyakrylamidového gelu budeme pracovat výhradně v rukavicích!!! a. Destilovanou vodou a etanolem důkladně očistíme a poté vysušíme skla, pro jeden gel vždy dvojice 1.5mm sklo se „spacerem“ a krycí sklo, skla přiložím k sobě podle obrázku, umístíme do držáku, srovnáme spodní hranu skel a zaaretujeme v držáku, následně umístíme do nalévacího stojánku (viz. obrázek).

- 10 -


b. Příprava separačního gelu (running gel) dle tabulky: připravit running gel podle tabulky v uvedeném pořadí → nalít mezi skla do výšky asi 5 cm → zakápnout 2-butanolem

1 gel

2 gely

4 gely

12,5% PAGE

10 ml

20 ml

40 ml

10% APS*

50 μl

100 μl

200 μl

Temed*

25 μl

50 μl

100 μl

c. Odsajeme butanol filtračním papírem, propláchneme destilovanou vodu a opět vysušíme filtračním papírem → připravíme si koncentrační gel (stacking gel) podle tabulky → promíchat směs → vložíme 1,5 mm 15jamkový hřebínek 1 gel

2 gely

4 gely

5,0% PAGE

2,5 ml

5 ml

10 ml

10% APS

25 μl

50 μl

100 μl

Temed

12,5 μl

25 μl

50 μl

d. Poté, co gel zpolymeruje (zkontrolujeme opět podle polymerizace nepoužitých zbytků směsi ve falkonce), opatrně vyjmeme hřebínek a starty promyjeme elektroforetickým pufrem, abychom se zbavili zbytků nezpolymerovaného akrylamidu. e. Gel se skly vložíme do aparatury a zalijeme elektrodovým pufrem 1xRB (10xRB: 25 mM Tris; 192 mM glycin; 0,1% SDS, pH 8,3).

- 11 -


2. Příprava vzorků 2xCSB obsahuje β-merkaptoetanol, který silně zapáchá, proto pokud jej budeme přidávat do vzorku budeme pracovat v digestoři !!! a. Ze vzorků připravených IVTT rekcí (viz. První úloha) odebereme z každé zkumavky po 5 ul: IVTT-p73alfa – 5 ul a IVTT-p73alfa – 5 ul. Do každé zkumavky přidáme 7,5 µl ředícího pufru (RP) a přidáme 12,5 µl 2xCSB (100 mM Tris-HCl, pH 6,8; 100 mM β-merkaptoetanol; 2% SDS; 0,1% bromfenolová modř; 20% glycerol). Připravit 1x CSB (viz. Tabulka) b. Vzorky poté povaříme na termobloku při 99 °C po dobu 5 min, zcentrifugujeme. c. Vzorky

naneseme

do

sestavené

elektroforetické

aparatury

s

již

připravenými gely, které jsou zality elektrodovým pufrem (RB). Do první dráhy naneseme 3,5 µl směsi markerů molekulových hmotností (BioRad). Do dalších startů budeme pipetovat vlastní připravené vzoky a kontrolní vzorky dle následující tabulky. Tabulka - nanášení vzorků na SDS-PAGE jamka

Objem (ul)

1

Marker

3,5

2

IVTT - p73 alfa

10

3

IVTT - p73 alfa

5

4

IVTT - p73 delta

10

5

IVTT - p73 delta

5

6

Kontrolní vzorek - 1

10

7


5

8


10

9


5

10

1x CSB*

10

*1xCSB – připravit naředěním 2XCSB (1 díl 2xCSB a 1 díl vody)

- 12 -


3. Elektroforéza a. Elektroforetickou aparaturu s nanesenými vzorky uzavřeme víkem s konektory a připojíme na zdroj napětí. b. Na zdroji nastavíme nejprve napětí 80 V (15-20 min) poté zvýšíme napětí na 170 V (50-60 min) a necháme probíhat elektroforézu dokud čelo představované bromfenolovou modří nedosáhne spodního okraje gelu. 4. Transfer proteinů z gelu na membránu – bloting V mezičase

než

doběhne

elektroforéza,

připravíme

nitrocelulozovou

membránu a blotovací papíry, které budeme potřebovat v následujícím kroku. a. Připravit 4 blotovací papíry velikosti 10x7 cm. b. Připravit nitrocelulozou membránu velikosti 9x6 cm (membrána je mezi dvěma papíry, nedotýkat se přímo membrány, stříhat v rukavicích, následně manipulovat s membránou pomocí pinzety) c. Blotovací papíry a membránu ponoříme do roztoku Transferového pufru (TB) a necháme stát. Do TB ponoříme i 2 blotovací polštářky (pro 1 gel), které budeme potřebovat pro sestavení blotovací kazety. Zbylý TB dáme vychladit do ledničky. Pokračování po dokončení SDS-PAGE d. Vypneme zdroj, vyjmeme skla z apratury a poté opatně odělíme gel. e. Gel necháme 5 minut ekvilibrovat v Transferovém pufru (TB) f. Sestavení blotovací kazety (viz. Obrázek) Na podnos umístíme blotovací držák černou stranou dolů Na spodní stranu umístíme nejprve blotovací polštářek, na něj 2 ekvilibrované blotovací papíry. Přes blotovací papíry přejedeme zkumavkou abychom odstranili případné vzduchové bubliny. Na blotovací papíry umístíme gel, na gel položíme membránu (brát pinzetou). Následně opět položíme 2 blotovací papíry a odstraníme případné

vzduchové

bubliny.

Nakonec

opět

polštářek. Celou kazetu uzavřeme a zajistíme.

- 13 -

přidáme

blotovací


g. Blotovací kazetu umístíme do blotovací aparatury – černou stranu kazety na černou stranu aparatury. (viz. Obrázek). Aparaturu umístíme do vany a zalijeme vychlazeným TB pufrem. Do vany přidáme míchadlo. h. Celou blotovací aparaturu umístíme do komorové lednice (4 °C) na míchačku a připojíme ke zdroji napětí i.

Blotujeme 60 minut při napětí 100 V

- 14 -


5. Kontrola transferu proteinů pomocí Ponceau S a. Vypneme zdroj, rozebereme blotovací aparaturu a blotovací kazetu. Membránu ostřihneme dokola přesně na velikost gelu. Označíme vrchní stranu membrány (číslo skupiny). Pokud správně proběhl bloting měli bychom vidět na membráně přeblotované standardy. b. Membránu umístíme do krabičky a necháme barvit v Ponceau S asi 1 minutu. Membránu přemístíme do krabičky s 1xPBS a lehce odmyjeme zbytky Ponceau (nesmíme promývat

příliš

dlouho, barvení je

reverzibilní a rychle bledne). Provedeme vizuelní kontrolu provedeného blotingu. c. Membránu následně kompletně odbarvíme v PBS 6. Blokování membrány Pro blokování membrány dopředu připravíme blokovací roztok: 1xPBS + 5% sušeného mléka + 0,5% Tween-20 (Na jeden gel budeme potřebovat 100 ml, je nutné dobře rozmíchat mléko) a. Membránu vložíme do blokovacího roztoku (30-40 ml) a umístíme na třepačku (100 rp, RT). Blokujeme 1 hodinu 7. Inkubace s protilátkami Primární protilátka (Ab) – monoklonální Ab, anti-HA, supernatant Sekundární

protilátka

(Ab)

–

purifikovaná

polyklonální

anti-myší

Ab

konjugovaná s POD (křenová peroxidasa) a. Membránu opláchneme pomocí PBS (30-40 ml, 2 min). Přidáme 15 ml blotovacího pufru s primární protilátkou (ředění 1:100). Umístíme na třepačku (100 rpm a inkubujeme přes noc v komorové lednici (4 °C) b. Další den slijeme primární protiláku Promyjme membránu (3x10 min.) – 1x – PBS + 0,5% Tween-20 2x – PBS c. Přidáme 15 ml blotovacího pufru se sekundární protilátkou (ředění 1:5000). Umístíme na třepačku (100 rpm,1h) d. Promyjme membránu (3x10 min.) – 1x – PBS + 0,5% Tween-20 2x – PBS

- 15 -


8. Detekce Western blotu a. Membránu umístíme na filtrační papír, lehce vysušíme a umístíme do euroslohy. b. Připravíme detekční substrát – připravit těsně před vlastní detekcí Připravíme 3 ml detekční substrátu (množství na jeden gel) smícháním složky A a B v poměru (1:1) z kitu ECL Western blot detection. c. Detekční směs nalijeme na membránu a inkubujeme 1 minutu. Poté ji odsajeme pomocí filtračního papíru. Uzavřeme euroslohu a vložíme do detekčního zařízení. d. V detekčním zařízení snímáme chemiluminiscenční signál. Seznam potřebného vybavení a chemikálií  Zásobní roztok pro přípravu separačního gelu: 12.5% akrylamid:bisakrylamid 19:1; 0,375 M Tris-HCl, pH 8,8; 0,1% SDS  Zásobní roztok pro koncentrační gel: 5% akrylamid:bisakrylamid 19:1; 0,125 M Tris-HCl, pH 6,8; 0,1% SDS  10% persíran amonný (APS)  TEMED (N,N,N´,N´-tetrametyletylendiamin)  RB (Elektrodový pufr): 25 mM Tris; 0,192 M glycin; 0,1% SDS, pH 8,3  IVTT směsi p73 alfa a p73 delta  Proteinové standardy– Prestained SDS-PAGE standards, High range (Biorad)  2 x CSB: 50 mM Tris-HCl, pH 6,8; 100 mM β-merkaptoetanol; 2% SDS; 0,1% bromfenolová modř; 10% glycerol  odtučněné sušené mléko (Laktina): 25 mM Tris; 0,192 M glycin  TB (blokovací pufr) : 25 mM Tris; 0,192 M glycin, pH 8,3, 20% methanol  ECL Western blot detection kit (Amersham)  Filtrační papír  Pinzeta  Nůžky, pravítko, euroshloha  Pipety  Špičky  Ependorfky 1,5 ml  Termoblok  Elektroforetická aparatura - 16 -


 Blokovací aparatura  Zdroj napětí  Třepačka  Dokumentační systém

III.

Studium

vazby

dvou

isoforem

proteinu

p73

na

nadšroubovicovou a lineární DNA pomocí imunoprecipitace na magnetických kuličkách

Princip metody: Magnetické kuličky nesoucí různé rozpoznávací částice (např. protein G, protilátky, streptavidin, oligonukleotidy,…) jsou vhodným nástrojem pro vysoce specifické zachycení, izolaci a analýzu různých molekul (DNA, RNA nebo proteinů) nebo celých buněk. Magnetické kuličky jsou využívány k různým účelům, např. ke studiu hybridizace DNA, DNA-protein interakcí, imunoprecipitace.

DNA release

+

antibody protein

detection

+

capture

DNA magnetic beads

- 17 -


Princip úlohy: V této úloze budeme sledovat vazbu dvou isoforem proteinu p73 s nadšroubovicovou DNA v přítomnosti lineární DNA (obsahující, pPGM1, nebo neobsahující, pBSK, p53 vazebnou sekvenci). Pomocí magnetických kuliček pokrytých proteinem G zachytíme imunokomplex „protilátka-protein-DNA“ vytvořený za optimálních podmínek v roztoku. Působením SDS a zahřátím vzorku na 65 °C uvolníme navázanou DNA z komplexu, a tu pak analyzujeme pomocí gelové elektroforézy (barvení ethidium bromidem nebo SYBR Greenem).

POSTUP: 1) do 4 eppendorfek připravíme vzorky dle rozpisu, ve vazebném prostředí (5 mM Tris, 50 mM KCl, 2 mM DTT, 0,01% Triton) smícháme nejdříve danou protilátku a protein p73, necháme inkubovat 15 minut v ledové lázni 2) přidáme DNA podle rozpisu a necháme na ledové lázni 20 minut 3) mezitím připravíme do 1 eppendorfky 50 ul magnetických kuliček 4) promyjeme (na vortexu) 3x400 ul pufrem (5 mM Tris, 50 mM KCl, 2 mM DTT, 0,01% Triton), tzn. resuspendování kuliček na vortexu, na magnetu odebrání špinavého pufru a přidání čistého 5) roztok kuliček před posledním odebráním pufru rozpipetujeme do 4 eppendorfek a odebereme pufr 6) ke kuličkám (bez pufru) přidáme preinkubovaný imuno-komplex 7) necháme inkubovat v termomixeru 2 cykly 10 minut při 10 °C (1 cyklus = 1 min třepat při 900 ot/min, 9 min třepat při 450 ot/min) 8) dáme do magnetu, odebereme roztok, promyjeme 3x100 ul pufru (protřepeme v ruce) 9) zároveň necháme zahřát termomixer na 65 °C, nastavíme 5 minut, 500 ot/min 10) ke kuličkám přidáme 15 ul 0.5% SDS, protřepeme 11) necháme zahřát na 65 °C, 5 min, 500 ot/min. 12) stočíme na minicentrifuze, epp. dáme do magnetu a roztok odebereme do čistých epp. s 2 ul barvy 13) naneseme na gel (1,3% agarozový gel, pufr 1xTAE) 14) necháme jet 30 min při 120 V, lab. teplota) 15) obarvení gelu Et-Br nebo SYBR Greenem, snímání gelu na LAS-3000

- 18 -


KONTROLY: scDNA a linDNA, které nebyly vázané přes magnetické kuličky Příprava: 1 ul sc nebo linDNA (200 ng) + 1 ul barvičky (obs. SDS) + 9 ul vody vzorek č.

1

sc/lin DNA

2

3

4

5

6

7

8

B/B B/P B/B B/P P/B P/P P/B P/P vých. konc.

sc DNA

660 ug/ml

0,6

0,6

0,6

0,6

2,5

2,5

2,5

2,5

linB DNA

127 ug/ml

3,1

-

3,1

-

3,1

-

3,1

-

linP DNA

190 ug/ml

-

2,1

-

2,1

-

2,1

-

2,1

KCl

500 mM

2

2

2

2

2

2

2

2

VP

10x

2

2

2

2

2

2

2

2

DTT

20 mM

2

2

2

2

2

2

2

2

protilátka

1100 ug/ml

0.4

0.4

0.4

0.4

0,4

0,4

0,4

0,4

p73 alfa

5

5

-

-

5

5

-

-

p73 delta

-

-

5

5

-

-

5

5

voda

4,9

5,9

4,9

5,9

3

4

3

4

Příprava agarózového gelu GEL: 0,33 g agarózy 0,5 ml 50xTAE 25 ml vody smícháme vše v erlenmayerově nádobě, necháme rozvařit v mikrovlnné troubě, dovážíme na původní objem, erlenku mírně zchladíme pod tekoucí vodou, nalejeme do gelového nosiče s hřebínkem pro 8 startů, necháme ztuhnout Seznam potřebného vybavení a chemikálií 

Pipety, špičky, mikrozkumavky



Termoblok



Zdroj napětí



Dokumentační systém



Zásobní roztok 50xTAE, DNA, vazebný pufr, KCl, DTT, protilátka anti-HA



Magnetické kuličky s proteinem G, magnet

- 19 -


Kapitola 2: Analýza proteinů a komplexů proteinů s DNA I. Elektroforéza proteinů v přítomnosti SDS – SDS PAGE Cíl úlohy: Stanovení koncentrace proteinů rodiny p53 pomocí elektroforézy v přítomnosti SDS Princip: Polyakrylamidová gelová elektroforéza (PAGE) patří mezi nejběžnější způsoby dělení proteinů. Proteiny migrují v elektrickém poli na základě jejich tvaru (globulární proteiny migrují rychleji než vláknité) a hustoty náboje (poměr velikosti náboje k jednotce hmoty). K určení relativní molekulové hmotnosti se využívá elektroforézy v přítomnosti SDS. SDS (laurylsíran sodný) se zde váže na bílkovinný řetězec v poměru 1.4 g SDS na 1 g bílkoviny, přičemž délka komplexu SDS – bílkovina je úměrná jeho molekulové hmotnosti. Často se disulfidické vazby eliminují redukčním činidlem (beta-merkaptoethanol) a denaturace se dokončí varem. Tedy výsledně je jediným faktorem rozhodujícím o pohyblivosti proteinů při denaturačním SDS-PAGE jejich molekulová hmotnost. Elektroforéza v přítomnosti SDS (SDS-PAGE) je jednoduchá, rychlá a reprodukovatelná metoda pro kvalifikovanou charakterizaci a srovnání bílkovin. Na základě srovnání relativních mobilit neznámé bílkoviny a standardů je pak možné určit její relativní molekulovou hmotnost. detergent

proteiny s

SDS je

podjednotkami

určen pro solubilizaci

- 20 -

protein s jednou


Pracovní postup: 9. Příprava polyakrylamidového gelu a. Destilovanou vodou a etanolem důkladně očistíme skla, pro jeden gel vždy dvojice 1.5mm sklo se spacerem a krycí sklo a k tomu hřebínek (1.5mm). b. Příprava separačního (running) gelu dle tabulky v uvedeném pořadí → nalít mezi skla do výšky asi 5cm → zakápnout 2-butanolem.

12,5 % PAGE 10 % APS Temed

1 gel 10 ml 50 μl 25 μl

2 gely 20 ml 100 μl 50 μl

c. Připravíme si koncentrační (stacking) gel podle tabulky → odsát butanol filtrákem → promíchat směs → hřeben.

5,0 % PAGE 10 % APS Temed

1 gel 2,5 ml 25 μl 12,5 μl

2 gely 5 ml 50 μl 25 μl

d. Když gel zpolymeruje, opatrně vyjmeme hřeben a starty promyjeme elektroforetickým pufrem, abychom se zbavili zbytků nezpolymerovaného akrylamidu. e. Gel se skly vložíme do aparatury a zalijeme pufrem 1xRB (10xRB: 0,25M Tris; 1,92M glycin; 1% SDS, pH 8,3). 10. Příprava vzorků a elektroforéza a. K 9 ul vzorku obsahujícího protein přidáme 3 ul 4xCSB. vzorek BSA (0,5 ug/ul) GSTp73CDmut GSTp73CD 1 1,5 ul 2 2 ul 3 3 ul 4 4 ul 5 1,5 ul 6 2 ul 7 3 ul 8 4 ul 9 1,5 ul 10 2 ul 11 3 ul 12 4 ul

- 21 -

Voda 7,5 ul 7 ul 6 ul 5 ul 7,5 ul 7 ul 6 ul 5 ul 7,5 ul 7 ul 6 ul 5 ul

4xCSB 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul 3ul


b. Směs povaříme při 99 °C po dobu 5 min, zcentrifugujeme a naneseme na gel. c. Elektroforetickou aparaturu s nanesenými vzorky uzavřeme víkem s konektory a připojíme na zdroj napětí. d. Na zdroji nastavíme program 3 (15 min 70 V a 45 min 150 V) a jedeme elektroforézu, dokud čelo představované bromfenolovou modří nedosáhne spodního okraje gelu. e. Vypneme zdroj, vyjmeme gel a opatrně oddělíme skla. 11. Barvení gelu a dokumentace a. Gel vložíme do roztoku Coomassie Briliant Blue G a za mírného třepání necháme barvit asi 15-20 min. b. Barvící roztok slijeme zpět do láhve (opatrně, abychom se nepotřísnili – barvící schopnosti jsou značné a skvrny na rukou nebo oděvu lze odstranit velmi obtížně) a gel přelijeme odbarvovacím roztokem. Za mírného třepání při laboratorní teplotě necháme gel odbarvovat. c. Po zmodrání odbarvovacího roztoku jej vyměníme a necháme třepat do úplného vymizení modrého pozadí – podle potřeby několikrát vyměníme odbarvovací roztok. d. Gel naskenujeme na skeneru a v počítačovém programu ImageQuant změříme intenzitu jednotlivých bandu. e. Z naměřené intenzity vypočítáme koncentraci měřených proteinů. Seznam potřebného vybavení a chemikálií  Zásobní roztok pro přípravu separačního gelu: 12.5% akrylamid:bisakrylamid 19:1; 0,375 M Tris-HCl, pH 8,8; 0,1% SDS  Zásobní roztok pro koncentrační gel: 5% akrylamid:bisakrylamid 19:1; 0,125 M Tris-HCl, pH 6,8; 0,1% SDS  10% persíran amonný (APS)  TEMED (N,N,N´,N´-tetrametyletylendiamin)  RB (Elektrodový pufr): 25 mM Tris; 0,192 M glycin; 0,1% SDS, pH 8,3  Izolovaný rekombinantní protein  4 x CSB: 50 mM Tris-HCl, pH 6,8; 100 mM β-merkaptoetanol; 2% SDS; 0,1% bromfenolová modř; 10% glycerol - 22 -


 Roztok Coomassie Briliant Blue G: 0,25% Coomassie Briliant G (Serva); 45% (v/v) metanol; 10% (v/v) kyselina octová  Odbarvovací roztok: 25% (v/v) metanol; 10% kyselina octová  Pipety  Špičky  Mikrozkumavky  Termoblok  Zdroj napětí  Třepačka  Dokumentační systém

II. Stanovení koncentrace proteinů podle Bradfordové Cíl úlohy: Stanovení koncentrace proteinů rodiny p53 na spektrofotometru Princip: Stanovení

koncentrace

proteinu

pomocí Bradfordova činidla je rychlá a relativně přesná metoda stanovení koncentrace proteinu například v buněčných lyzátech či pro použití při gelové elektroforéze.Tato metoda je založena na kolorimetrické reakci, která

proběhne

po

smíchání

Bradfordova činidla s roztokem obsahujícím proteiny. Bradfordovo činidlo obsahuje barvivo Brilliant Blue G-250, které se váže na bazické a aromatické aminokyselinové zbytky v proteinech, zejména na arginin. Vzniklý komplex proteinu s Brilliant Blue ‘ G-250 má posunuté absorbční maximum z 465 na 595 nm. Pokud vytvoříme ředicí řadu o známé koncentraci proteinu v každém ředění, je možné sestavit z hodnot koncentrace proteinu a jim příslušejících absorbancí kalibrační přímku a z ní stanovit koncentraci proteinu v neznámých vzorcích na základě znalosti hodnoty jejich absorbance. Závislost mezi koncentrací a absorbancí je lineární a vychází z Lambert-Beerova zákona. Jako standard pro konstrukci

- 23 -


kalibrační přímky se obvykle používá hovězí sérový albumin (BSA, bovine serum albumine). Pracovní postup: a. Připravíme si v 1,5ml mikrozkumavkách koncentrační řadu proteinu BSA v triplikátu v množství 0.5, 1, 2, 5 a 10 ug na reakci a objem doplníme vodou do 800ul celkem. b. Od každého měřeného proteinu odebereme 8 ul a spolu se 792 ul vody dáme do nové mikrozkumavky. Jako slepý vzorek (blank) použijeme 800 ul vody. c. Ke všem připraveným vzorkům (BSA, voda a proteiny) přidáme 200 ul Bradfordova činidla o pokojové teplotě a necháme inkubovat 5-10 min. d. Zapneme spektrofotometr a nastavíme měření absorbance při vlnové délce 595 nm. e. Vzorky postupně pipetujeme do kyvet a měříme absorbanci, přičemž vzorek s vodou použijeme jako Blank. f. Z naměřených hodnot absorbance a známých koncentrací BSA vytvoříme kalibrační křivku a z ní odečteme koncentraci měřených vzorků. Vzorek BSA 0,5 BSA 1 BSA 2 BSA 5 BSA 10 GSTp73CDmut GSTp73CD

Absorbance 1

Absorbance 2

Absorbance 3

X X

X X

Seznam potřebného vybavení a chemikálií 

Izolovaný rekombinantní protein



BSA (bovine serum albumine)



Bradfordovo činidlo



Voda



Spektrofotometr



Pipety



Špičky



Mikrozkumavky



Dokumentační systém

- 24 -

Průměr


III. Přímé stanovení koncentrace proteinů při 280nm Cíl úlohy: Stanovení koncentrace proteinů rodiny p53 na nanodropu Princip: Absorpce záření v blízké UV oblasti závisí

na

v proteinu,

přítomnosti

chromoforů

tedy

přítomnosti

na

tryptofanu

(v

menší

míře

Molární absorpce

aromatických aminokyselin tyrosinu a na

fenylalaninu a disulfidických vazbách, které ale absorbují slabě a jejich absorbanci je možné v řadě případů zanedbat).

Při

vhodném

Vlnová délka (nm)

naředění

vzorku je tak možné stanovit celkový obsah proteinů z hodnoty absorbance v této oblasti spektra. Metoda je citlivá pro stanovení čistých proteinů nebo jejich směsí v koncentračním rozsahu 0,1 – 1 mg/ml. U řady čistých proteinů je znám molární absorpční koeficient, který dovoluje stanovit poměrně přesně jejich molární koncentraci. Proteiny, které vykazují absorpční maximum při 280 nm, se často nacházejí ve směsích s nukleovými kyselinami, které zde také absorbují. Poměr absorbancí 280/260 nm se používá k eliminaci vlivu nukleových kyselin na stanovení.

Pracovní postup: a. Na internetové stránce www.uniprot.org najdeme ve vyhledávači protein Glutathione S-transferase P1 (GST) a zjistíme jeho sekvenci aminokyselin. b. Sekvenci vložíme do programu ProtParam, kde zjistíme extinkční koeficient (ε) a molekulovou hmotnost (M.W.) proteinu (www.expasy.ch/tools/protparam.html). c. Stejným způsobem zjistíme ε a M.W. také pro ostatní měřené proteiny. d. Zapneme Nanodrop a vybereme měření proteinu při 280 nm. e. Poté vybereme z možností měření typ “Other protein”, u níž je nutno zadat extinkční koeficient a molekulovou hmotnost. Naneseme 2 ul čistého pufru a nastavíme jej jako “Blank”. f. Poté nanášíme vždy 2 ul od každého měřeného proteinu, zadáme odpovídající údaje a změříme koncentraci daného vzorku.

- 25 -


Vzorek GSTp73CDmut GSTp73CD

Ext. koeficient Mol. hmotnost

Koncentrace (ug/ul)

Seznam potřebného vybavení a chemikálií  Internet s přístupnou databází proteinů  Izolovaný rekombinantní protein  Nanodrop  Pipety  Špičky  Mikrozkumavky  Dokumentační system

IV. EMSA - Gelová retardační analýza Cíl úlohy: Detekce vazby proteinu GSTp73CD na specifickou/nespecifickou sekvenci DNA pomocí EMSA (gelová retardační analýza) Princip úlohy: Gelová retardační analýza je jednou z technik pro studium genové regulace a určení interakce DNA-protein. Tato metoda je založena na pozorování, že komplex DNAprotein putuje v nedenaturačním polyakrylamidovém či agarózovém gelu výrazně pomaleji, než samotná DNA. Často se využívá krátké DNA, představující studovanou cílovou sekvenci pro testovaný protein. Nejběžnější variantou byla metoda využívající

radioaktivně

značeného

oligonukleotidu

s předpokládanou

cílovou

sekvencí, kterou v současnosti vytlačuje použití fluorescenčně značených DNA. Nejdříve je DNA inkubována s proteinem (jaderný nebo buněčný lyzát, purifikovaný protein, in vitro transitovaný protein) v DNA vazebném pufru, a reakční směs je potom analyzována na nedenaturačním gelu. Při studiu specifity dané reakce se uplatňují nejčastěji 4 přístupy: a) studovaný protein je přidáván ve zvyšujícím se množství (vazba na danou DNA roste); b) do reakce se kromě studovaného proteinu přidá také specifická protilátka, v tomto případě pozorujeme tak zvaný „supershift“; c) specifita interakce daného proteinu ke studované DNA bývá ověřována kompetičními experimenty, kdy je

- 26 -


k reakční směsi přidán specifický či nespecifický kompetitor (obvykle neznačená DNA), d) blotting. Schéma: EMSA s využitím zmíněných přístupů pro studium specifičnosti reakce

Pracovní postup: 1. Příprava agarózového gelu (do elm. baňky navážíme 1 g agarózy, přidáme 3,3 ml 10xTBE pufru a do 100 g vody - rozvaříme, doplníme vodu co se odpařilo, vychladlý gel naléváme do misky s hřebínkem) a příprava vany s pufrem (1 l 0.33xTBE – 33 ml do 1 l vody) 2. Příprava vazebného pufru 1xTETKD s 50mM KCl a 0,5mM DTT (zásobní roztok 20xTET, 1M KCl, 10mM DTT) 3. Příprava DNA-protein komplexů 1. specifická a nespecifická vazba p73wt a p73mutant proteinů k DNA a) příprava DNA – 200 ng DNA na reakci, rozmrazit → stočit → na led, ředit ve vodě pBlue/PvuII (B/P), 360 ng/µl – nespecifická DNA -

pPGM1/PvuII (M/P), 230 ng/µl – specifická DNA

b) příprava proteinů – 20/100 ng na reakci, uchovávat na ledu!, ředit v 1x TETKD GSTp73αCD (wt), 1400 ng/ul – wt protein - 27 -


GSTp73βCD (mut), 620 ng/ul – mutantní protein c) pipetování podle tabulky (µl) DNA (200 ng) Protein (20 ng) B/P M/P wt mut 1 1 2 1 1 3 1 5 4 1 1 5 1 5 6 1 7 1 1 8 1 5 9 1 1 10 1 5 - vortex → centrifugace → 20 minut na ledu Vzorek

1x TETKD 9 8 4 8 4 9 8 4 8 4

- přidat 2 μl nanášecího pufru (6x LB) 2. vliv teplotních podmínek na specifickou vazbu p73wt k DNA – 1. způsob a) příprava protein – 100 ng na reakci, uchovávat na ledu!, ředit v 1xTETKD GSTp73αCD (wt), 1400 ng/ul – wt protein b) pipetování podle tabulky (µl) Vzorek Protein (100ng) 1x TETKD 1 9 2 1 8 3 1 8 4 1 8 5 1 8 - vortex → centrifugace → 10 minut inkubace

Teplota led 30 °C 37 °C 42 °C 50 °C

c) příprava DNA – 200 ng DNA na reakci, rozmrazit → stočit → na led, ředit ve vodě pPGM1/PvuII (M/P), 230 ng/µl – specifická DNA

d) pipetování podle tabulky (µl) Protein + 1x TETKD 1 1 9 2 1 9 3 1 9 4 1 9 5 1 9 - vortex → centrifugace → 15 minut inkubace Vzorek

DNA (200ng)

- 28 -



- přidat 2 μl nanášecího pufru (6x LB) 3. vliv teplotních podmínek na specifickou vazbu p73wt k DNA – 2. způsob a) příprava protein – 100 ng na reakci, uchovávat na ledu!, ředit v 1xTETKD GSTp73αCD (wt), 1400 ng/ul – wt protein b) příprava DNA – 200 ng DNA na reakci, rozmrazit → stočit → na led, ředit ve vodě pPGM1/PvuII (M/P), 230 ng/µl – specifická DNA

c) pipetování podle tabulky (µl) Vzorek DNA (200ng) Protein (100ng) 1 1 2 1 1 3 1 1 4 1 1 5 1 1 - vortex → centrifugace → 20 minut inkubace

1x TETKD 9 8 8 8 8


- přidat 2 μl nanášecího pufru (6x LB) 4. Elektroforéza

v 0.33xTBE

(nanést

na

gel

v

pořadí

podle

tabulky

→

45 min / 120 V / 4 °C) 5. Detekce DNA-protein komplexů – gel obarvit v EtBr (1µg/ml), 20min → promýt vodou → vyfotit pod UV světlem Seznam potřebného vybavení a chemikálií  DNA, Proteiny p73  vazebný pufr 20x TET (100mM Tris HCl pH 7.6, 50 mM EDTA pH 8; 0,1% TritonX100); 1 M KCl; 10mM DTT  ledová lázeň, agaróza, 10x TBE  elektroforetická aparatura, zdroj napětí, mikrozkumavky, špičky, pipety, rukavice

- 29 -


Kapitola 3: Elektrochemická detekce poškození DNA a monitorování látek poškozujících DNA Živé organizmy jsou neustále vystavovány působení chemických a fyzikálních vlivů, které často vedou k poškození DNA. Různým způsobem poškozená DNA pak přestává plnit svoji hlavní úlohu v buňce, kterou je uchovávání a přenos genetické informace. Toto poškození často vede ke změně genetické informace (mutaci), která může být příčinou vzniku zhoubného bujení. Jedním z významných důsledků poškození DNA je přerušení cukrfosfátové páteře (dochází ke vzniku jedno nebo dvojřetězcových zlomů). Tento druh poškození DNA lze velmi citlivě detekovat měřením elektrochemických signálů DNA citlivých ke změnám její struktury (pík CA v cyklické voltametrii, pík 3 v AC voltametrii (ACV) na visící rtuťové kapkové elektrodě (HMDE)).

I. Detekce poškození DNA na rtuťových elektrodách – HMDE modifikovaná scDNA jako senzor pro stanovení látek poškozujících DNA Princip a cíl: Měření ACV píku 3 na HMDE je jednou z nejcitlivějších elektrochemických metod pro detekci výskytu jedno nebo dvojřetězcových zlomů v DNA. Díky ireverzibilní adsorpci nukleových kyselin na povrch rtuti lze připravit HMDE modifikovanou superhelikální DNA (scDNA). Takto modifikovaná HMDE pak může sloužit jako senzor pro stanovení koncentrace látek poškozujících DNA. Jako modelové vzorky budou použity tzv. chemické nukleázy (komplexy přechodných kovů, které poskytují Fentonovu reakci, při které vznikají hydroxylové radikály) a enzym DNasa I, který do DNA zavádí jedno a dvouřetězcové zlomy. Cílem úlohy je stanovení koncentrace neznámého vzorku látky poškozující DNA.

- 30 -


Pracovní postup: 1. Připravíme vzorek scDNA (C = 40 µg/ml, V = 60 µl) v 0,2 M NaCl. 2. Provedeme kontrolní měření nepoškozené scDNA, pomocí adsorptivní přenosové rozpouštěcí ACV (AdTS ACV). 3. Za použití AdTS ACV naměříme kalibrační závislost pro tři koncentrace modelového vzorku „poškozujícího činidla“ (detaily experimentu budou sděleny na základě výběru činidla). 4. Změříme neznámý vzorek a z kalibračního grafu určíme koncentraci poškozujícího činidla. Seznam potřebného vybavení a chemikálií: - potenciostat (Autolab) - elektrodový systém (663 VA-stand), pracovní elektroda: HMDE, referentní elektroda: Ag/AgCl/3M KCl, pomocná elektroda: platinový drát - základní elektrolyt: roztok 0,3 M NaCl a 50 mM Na2HPO4 - roztoky: CuSO4, FeCl2, EDTA, 1,10 fenanthrolin, kyselina askorbová, H2O2, MgSO4, CaCl2, Tris (pH 7,5) - DNasa I - scDNA

II. Detekce poškození DNA na uhlíkových elektrodách Princip a cíl: Na uhlíkových elektrodách (např. elektroda z pyrolytického grafitu, PGE) podléhají zbytky purinových bází (A a G) elektrochemické oxidaci za vzniku analyticky využitelných voltametrických signálů (pík Aox a Gox). Tyto signály nejsou citlivé ke změnám ve struktuře DNA. Cílem úlohy je ověřit, že strukturní změny způsobené účinkem látek zavádějících do DNA jedno a dvouřetězcové zlomy nejsou pomocí měření oxidačních signálů scDNA detekovatelné.

- 31 -


Pracovní postup: 1. Připravíme vzorek scDNA (C = 40 µg/ml, V = 60 µl) v 0,2 M NaCl. 2. Provedeme kontrolní měření nepoškozené scDNA, pomocí adsorptivní přenosové rozpouštěcí square wave voltametrie (AdTS SWV) na PGE. 3. Připravíme tři vzorky obsahující scDNA a různé koncentrace vybraného „poškozujícího“ činidla. Po inkubaci (1 min) budou vzorky proměřeny pomocí AdTS SWV na PGE (detaily experimentu budou sděleny na základě výběru činidla). Seznam potřebného vybavení a chemikálií:  potenciostat (Autolab)  elektrodový system (663 VA-stand), pracovní elektroda: PGE, referentní elektroda: Ag/AgCl/3M KCl, pomocná elektroda: platinový drát  základní elektrolyt acetátový pufr (pH 5,0)  roztoky: CuSO4, FeCl2, EDTA, 1,10 fenanthrolin, kyselina askorbová, H2O2, MgSO4, CaCl2, Tris (pH 7,5)  Dnasa I  scDNA

III. Kontrola štěpení DNA na agarózovém gelu Princip a cíl: Elektroforéza v agarózovém gelu je jednou z klasických metod studia struktury a strukturních přechodů DNA. V silném elektrickém poli dochází k rozdělení nabitých molekul biopolymerů. Cílem úlohy je ověřit míru poškození scDNA vybraným činidlem. Pracovní postup: 4. Připravíme vzorky scDNA a scDNA po inkubaci (1 min.) s různými koncentracemi vybraného „poškozovacího“ činidla. (detaily experimentu budou sděleny na základě výběru činidla) 5. Provedeme elektroforézu v agarózovém gelu. 6. Gel obarvíme a vyhodnotíme.

- 32 -


Seznam potřebného vybavení a chemikálií:  zdroj napětí  elektroforetická aparatura  roztoky: CuSO4, FeCl2, EDTA, 1,10 fenanthrolin, kyselina askorbová, H2O2, MgSO4, CaCl2, Tris (pH 7,5)  DNasa I  scDNA

- 33 -


Kapitola 4: Využití elektroaktivních značek pro identifikaci nukleotidových sekvencí Princip: Některé analytické a diagnostické aplikace nedovolují studovat nativní DNA přímo. Proto je vhodné DNA „označit“, tj. připojit molekulu (nebo molekuly)- značky umožňující převést detekci nativní DNA na detekci této značky. Dosud byla navržena řada molekul ve funkci značky, možností jejich navázání na DNA i metod jejich detekce. Jedním z možných způsobů přípravy značené DNA je navázání deoxynukleotidů nesoucích značku k řetězeci DNA pomocí enzymů (nejčastěji polymeráz).

I. Analýza nukleotidových sekvencí pomocí DNA značené terminální transferázou Princip a cíl: Terminální deoxynukleotidyl transferáza (TnT) je enzym podobný polymerázám, který je schopen připojovat nukleotidy k 3´ konci řetězce DNA. Na rozdíl od polymeráz však pracuje bez přítomnosti templátu. Nukleotidy jsou připojovány náhodně a tak dlouho, dokud není reakce limitována nějakým faktorem (např. množstvím nukleotidů v reakční směsi, velikostí značky,...).

Cílem této úlohy je připravit DNA nesoucí úsek elektroaktivně značených nukleotidů pomocí TnT. Použitím této DNA, která pak bude sloužit jako sonda pro elektrochemickou detekci hybridizace DNA s využitím magnetických částic, určete, ke které z cílových DNA je tato sonda komplementární.

- 34 -


Pracovní postup: A) Značení DNA – sondy 7.

(60 minut)

Každá skupina připraví vzorek o celkovém obsahu 50 μl, který bude obsahovat: 10 μg/ml DNA (sondy - wt273-TnT) (zásobní roztok 100 μg/ml) 1x pufr pro terminální transferázu (zásobní roztok 10x koncentrovaný) 1x CoCl2 (zásobní roztok 10x koncentrovaný) 0,75 μl enzymu TnT voda 100 μM nukleotid - skupina

a) dGTP (zásobní roztok 1mM) b) dGTP-NO2 (zásobní roztok 1mM) c) deaza-dGTP (zásobní roztok 1mM)

8.

Nechte inkubovat v termobloku 30 min / 37 °C / netřepat.

B) Hybridizace na magnetických částicích (MBT)

(75 minut)

Příprava MBT a hybridizace 1.

Odeberte 40 μl rozotku MBT (Magnetic beads d(T)25 - částice nesoucí oligonukleotidy polyT25) do čistých eppendorfek, postavte je do magnetického koncentrátoru, počkejte až se MBT „přitáhnou“ ke stěně, odeberte roztok, přidejte 100 μl 0,3 M NaCl / 10 mM Tris, protřepejte na vortexu, stočte na centrifuze. Postup 2x opakujte.

- 35 -


2. Rozdělte MBT na poloviny do 2 čistých eppendorfek. 3. Připravte vzorky značené sondy s 2 cílovými DNA, aby obsahovaly 20 μl značené sondy (připraveno v A) ) + 6,7 μg/ml cílové DNA X a Y (zás. roztok 100 μg/ml, jen jedna z nich je komplementární k sondě) + 0,3 M NaCl (zás. roztok 2,5 M) + doplňte vodou do 30 μl. 4. Odeberte roztoky od MBT připravených v bodu 2 pomocí magnetu. K MBT přidejte vzorky připravené podle bodu 3. 5. Nechte inkubovat v termobloku zchlazeném na 20 °C / 20 min / třepat 1000 rpm. Promytí: 6. Vzorky dejte na magnet, odeberte roztok, přidejte 100 μl PBS + Tween 20, protřepejte na vortexu, stočte na centrifuze. Postup 3x opakujte. Poté proveďte 3x totéž s roztokem 0,3 M NaCl / 10 mM Tris. Denatrurace: 7. Na magnetu odeberte roztok od MBT a přidejte do každé eppendorfky 20μl vody (Sigma), dejte do termobloku vyhřátého na 75 °C / 2 min / 1200 rpm. 8. Pomocí magnetu přeneste roztoky nad MBT do čistých eppendorfek = vaše vzorky, MBT vyhoďte. 9. Ke vzorkům přidejte NaCl, aby výsledná konc. byla 0,3 M (zás. roztok 2,5 M). C) Měření

(40 min)

Skupina a) a b) provede měření pomocí visící rtuťové kapkové elektrody na potenciostatu Autolab metodou cyklická voltametrie v mravenčanu jako základním elektrolytu . Skupina c) provede měření pomocí pyrolitické grafitové elektrody na potenciostatu CH Instruments metodou square wave voltametrie v acetátovém pufru jako základním elektrolytu. Získané výsledky porovnejte mezi skupinami.

- 36 -


II. Analýza nukleotidové sekvence metodou primer extension Princip a cíl: DNA polymerázy jsou enzymy, jejichž úkolem je vytvořit kopii DNA v dělící se buňce. Tato schopnost je využita i při metodě zvané prodlužování primeru (PEx, primer extension). Polymerázy se posouvají po původním řetězci DNA, tj. templátu, a podle něj na základě komplementarity, připojují nukleotidy k 3´konci nově vznikajícího řetězce, tj. primeru, čímž ho prodlužují.

Cílem této úlohy je určit komplementární sekvence metodou primer extension s využitím primeru, který bude naznačen pomocí Vent (exo-) polymerázy. Pracovní postup: A) Primer extension 9.

(60 minut)

Připravte 2 vzorky, každý o celkovém objemu 30 μl, které budou obsahovat: 10 μg/ml templátu X (vzorek 1) / Y (vzorek 2) (zásobní roztok 100 μg/ml) 5 μg/ml primeru (zásobní roztok 100 μg/ml) 3x 75 μM nukleotidy - dATP, dCTP, dTTP (zásobní roztoky 1mM) 75 μM nukleotid - skupina

a) dGTP (zásobní roztok 1mM) b) dGTP-NO2 (zásobní roztok 1mM) c) deaza-dGTP (zásobní roztok 1mM)

1x pufr pro enzym Vent (exo-) (zásobní roztok 10x koncentrovaný) + 0,3 μl enzymu Vent (exo-) voda 10. Nechte inkubovat v termobloku 30 min / 60 °C / netřepat. - 37 -


B) Purifikace na kolonkách

(30 minut)

Postup podle QIAquick Nucleotide Removal Kit: 11. Ke vzorkům připraveným podle A) přidejte 300 μl PN pufru, prom íchejte, přeneste

na

kolonky.

Dejte

do

centrifugy,

zavřete

víčkem,

stočte

60 s / 6000 rpm. 12. Roztok, co protekl kolonkou, odlijte. Na kolonky naneste 700 μl PE pufru. Kolonky stočte podle 1. 13. Roztok, co protekl kolonkou, odlijte. Kolonky centrifugujte 60 s / 13 000 rpm „na sucho“, aby byl odstraněn všechen zbylý PE pufr. 14. Kolonky dejte do čistých eppendorfek, naneste na ně 30 μl vody o pH 7-8 a nechejte 60 s stát. Pak centrifugujte 60 s / 13 000 rpm. C) Měření

(40 minut)

Skupina a) a b) provede měření pomocí visící rtuťové kapkové elektrody na potenciostatu Autolab metodou cyklická voltametrie v mravenčanu jako základním elektrolytu . Skupina c) provede měření pomocí pyrolitické grafitové elektrody na potenciostatu CH Instruments metodou square wave voltametrie v acetátovém pufru jako základním elektrolytu. Získané výsledky porovnejte mezi skupinami.

- 38 -


Kapitola 5: Využití spektroskopie cirkulárního dichroismu při sledování konformačních přechodů DNA I. Kooperativní přechod Princip a cíl: Spektroskopická metoda cirkulárního dichroismu (CD) je velmi citlivá ke vzájemné orientaci bazí ležících nad sebou ve šroubovici nukleových kyselin. Jednotlivé struktury poskytují charakteristická spektra CD. Postupným přidáváním činidel je možné vyvolat přechod z jedné uspořádané struktury do druhé. Kooperativnost spočívá v tom, že v úzkém rozmezí měnících se podmínek dojde ke změně natočení bazí a přitom je překonána energetická bariéra mezi lokálními enegetickými minimy. Příkladem kooperativního přechodu je přechod mezi dvoušroubovicí formy B a formy A působením dehydratačního účinku trifluoretanolu (TFE). Pracovní postup: (120 minut) 1.

Do křemenné kyvety napipetujte 55 µl připraveného heteroduplexu DNA: GCGGCGACTGGTGAGTACGC . GCGTACTCACCAGTCGCCGC a přidáme 85 µl 100% TFE. Opatrně promíchejte a změřte CD spektrum.

2.

V programu CD MAX – Acquisition – Spectroscopic Scan Setup zadejte rozmezí 200–330 nm, s rychlostí posuvu 1s, s krokem 0,5 nm. Dále zvolte SCAN a do žlutého řádku vepište název ukládaného souboru např. T1.

3.

Během měření vypočítete koncentraci přidaného TFE dle vzorečku: V1c1 = V2c2 : V1 - přidaný objem TFE, c1 - % koncentrace přidanéhoTFE, V2 - celkový objem v kyvetě c2 - je koncentrace TFE v kyvetě

4.

Pokračujte v přidávání TFE podle tabulky a měřte jednotlivá CD spektra s názvy Tn

- 39 -


Přídavek TFE

Přidaný objem

Celkový

Koncentrace

Název CD

[µl]

TFE [µl]

objem [µl]

TFE [%]

spektra

85 20 10 15 15 15 20 20 20 Výsledek 1: poslední CD spektra odpovídájí DNA ve formě A, výchozí formě B. Seznam potřebného vybavení a chemikálií:  dichrograf  křemenné kyvety  oligonukleotidy  trifluoretanol

II. Nekooperativní přechod Princip a cíl: Při změně podmínek v roztoku DNA přechází malými změnami jednotlivých torzních úhlů v rámci příslušných lokálních energetických minim do poněkud odlišné geometrie. Tyto změny postupného charakteru jsou označovány jako nekooperativní. Příkladem může být zavíjení nebo odvíjení dvoušroubovice. Zvyšováním iontové síly budete sledovat zavíjení vlásenky tvořené sekvencí (CAG)4.

- 40 -


Pracovní postup: (90 minut) 1.

Napipetujte do křemenné kyvety 1,4 ml 1 mM sodného fosfátového pufru, pH 7 a přidejte 10 µl zásobního roztoku DNA. Opatrně promíchejte a změřte CD spektrum

2.

V programu CD MAX – Acquisition – Spectroscopic Scan setup zadejte rozmezí 210–330 nm, s rychlostí posuvu 1s, s krokem 0,5 nm. Dále zvolte SCAN a do žlutého řádku vepište název ukládaného souboru např. V1.

3.

Přidejte 150 µl 10x koncentrovaného Britton-Robinson pufru, pH 7, aby byl roztok pufrován, a změřte další CD spektrum.

4.

Další zvyšování iontové síly bude prováděno přidáváním pevného NaCl: -

s navážkou m (v gramech) se zvýší objem v kyvetě, proto navážku m v gramech vynásobte objemovým faktorem f = 0.309 a přičtením k předchozímu objemu v ml získáte objem (V) v kyvetě

-

molaritu přidaného NaCl vypočtete podle vzorečku c = m(g) / Mw / V(ml)*1000 [mol/l] , kde Mw je molekulová hmotnost NaCl = 58.44

Navažte cca 100 mg NaCl, přidejte do kyvety a po úplném rozpuštění změřte CD spektrum a vypočtěte koncentraci NaCl. 5.

Dalšími třemi přídavky postupně zvyšujte koncentraci NaCl až do 4 M. Přídavek

Objem [ml]

Koncentrace NaCl [M]

Název CD spektra

Výsledek 2: CD spektrum vlásenky (CAG)4 odpovídá formě B a s přidáváním soli se výrazně nemění Seznam potřebného vybavení a chemikálií:  dichrograf  křemenné kyvety  oligonukleotid  pufry, NaCl - 41 -


III. Termální denaturace kvadruplexů DNA Princip a cíl: Denaturace DNA je dalším příkladem kooperativního přechodu, kdy DNA přechází z určitého uspořádaného stavu (duplex, vlásenka, kvadruplex apod.) do stavu neuspořádaného, kterým je jednořetězcová DNA. Kvadruplexy, tedy čtyřřetězcová uspořádání DNA, vznikají v oblastech bohatých na guanin po přidání sodných nebo draselných iontů k neuspořádanému jednořetězci. Absorpční spektrofotometrie se používá ke sledování termálních denaturací, ze kterých lze na základě teploty tání usuzovat na pevnost vazeb mezi řetězci DNA. Pro guaninové kvadruplexy je typické, že během denaturace dochází k výraznému poklesu absorpce okolo 295 nm, kdežto zvýšení okolo 260 nm odpovídá denaturaci jakékoliv uspořádané struktury. Pracovní postup: (60 minut) 1.

Napipetujte do křemenné kyvety 1,2 ml 1 mM sodného fosfátového pufru, pH 7 a přidejte 10 µl zásobního roztoku DNA o sekvenci G3AG3AG3AG3 a totéž s druhým oligonukleotidem G4T4G4 do druhé kyvety.

2.

Promíchejte a vzorky zahřejte ve spektrofotometru na 90 °C, aby se zdenaturovaly vyšší struktury vzniklé v koncentrovaném zásobním roztoku.

3.

Změřte absorpční spektra při 90 °C a následně při pokojové teplotě.

4.

U vzorku G3AG3AG3AG3 zvyšte iontovou sílu na 10 mM K-fosfátový pufr přidáním 45 µl ze zásobního roztoku 0,3 M K-fosf, pH 7 a u vzorku G4T4G4 zvyšte iontovou sílu na 100 mM NaCl přidáním 45 µl ze zásobního roztoku 3M NaCl.

5.

Změřte absorpční spektra kvadruplexů při pokojové teplotě.

6.

Spusťte termální denaturaci vzorků na spektrofotometru.

Výsledek 3: Porovnání absorpčních spekter v nativním a denaturovaném stavu a tání obou vzorků mezi sebou. Seznam potřebného vybavení a chemikálií:  absorpční spektrofotometr  křemenné kyvety  oligonukleotidy  pufry, NaCl

- 42 -

POKROČILÝ KURZ MODERNÍ BIOFYZIKÁLNÍ METODY BIOFYZIKÁLNÍ ÚSTAV AV ČR, V.V.I. I. TURNUS: II. TURNUS:

Recommend Documents