Módszertani útmutató a fitobentosz élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához
Készítette: Dr. Ács Éva és Dr. Kiss Keve Tihamér
MTA Duna-kutató Intézet
2011 Göd
TARTALOMJEGYZÉK oldalszám 1. Fitobentosz 2. Mintavételi eszközök, kellékek 3. A mintavétel általános szempontjai 3.1. Vízfolyások 3.2. Állóvizek 4. Mintavételezés 4.1. Vízfolyások 4.1.1. Gyűjtés kőről 4.1.2. Gyűjtés emerz makrofitonról 4.1.3. Gyűjtés szubmerz makrofitonról 4.1.4. Gyűjtés mesterséges aljzatról 4.1.5. Gyűjtés epipszammonról és epipelonról 4.2. Állóvizek 5. Mintavételi jegyzőkönyv 6. Minta tárolása és tartósítása 7. Tartós preparátum készítéséhez szükséges eszközök, kellékek 8. Minta előkészítés 8.1. Roncsolás 8.2. Beágyazás 9. A minta feldolgozásához szükséges eszközök 10. A minta feldolgozása 10.1. A minta feldolgozásának általános szempontjai 10.2. A számolás menete 11. Értékelés 11. 1. Az értékeléskor figyelembe veendő általános szempontok 11.2 Értékelés a különböző vizek esetében 11.2.1. Vízfolyások 11.2.2. Állóvizek 12. Az eredmények közlése 13. Hivatkozott irodalmak 14. Melléklet
3 3 3 3 5 6 6 6 7 8 8 10 10 12 12 12 13 13 14 16 17 17 18 19 19 21 21 22 24 24 26
2
1. Fitobentosz A fitobenton (vagy fitobentosz, újabban az angolszász terminológia ekvivalensként kezeli a két fogalmat és egységesen a fitobentosz elnevezést használja, így a továbbiakban mi is ezt használjuk) a mederfenéktől eltérő, vízzel borított aljzatokon kialakuló élőbevonat. Ezen élőlénycsoport vizsgálati módszertanának kialakítása a korábbi Módszertani útmutató (2007_VITUKI), Ács és Kiss (2004) könyve, a “Vízminőség. Útmutató folyók bentikus kovamoszatainak általános mintavételéhez és minta-előkészítéséhez (EN 13946: 2003)” és a “Vízminőség. Útmutató szabvány folyóvizekből vett minták bentikus kovamoszatjainak azonosításához, számlálásához és értékeléséhez (EN 14407:2004)” c. szabványok előírásainak, valamint az EcoSurv (2005a) és az azóta eltelt idő monitorozásából származó tapasztalatok figyelembe vétele alapján készült. A fitobentoszt alkotó algák közül a bevonatban való előfordulási aránya, aránylag könnyű határozhatósága és jól ismert ökológiája miatt az elemzésekhez a kovaalgák csoportja került kiválasztásra, mint biológiai minősítő elem. Az állóvízi bentonikus kovaalgákra vonatkozóan jelenleg nincs érvényben sem nemzetközi, sem hazai szabvány, ezért a mintavételi helyek kiválasztására, a minta gyűjtésére, előkészítésére és analizálására vonatkozóan ahol nincs külön jelezve, ott a folyókra vonatkozó eljárások tekinthetők irányadónak. 2. Mintavevő eszközök, kellékek • • • • • • • • • • •
gumicsizma (szükség esetén combcsizma) műanyag tálca (elegendően nagyméretű a nagyobb kövek számára is és legalább 2 cm mély felcímkézett, jól zárható műanyag mintatartó edény, legalább 100 ml-es ceruza pauszpapír alkoholos filctoll mintavevő eszköz (kaparó -pl. szike-; vagy fogkefe; vagy metszőolló; vagy üledék mintavevő) fixáló szer (pufferolt tömény formaldehid) 1N HCl hordozható pH mérő terepi jegyzőkönyv
3. A mintavétel általános szempontjai A mintavételi idő, hely valamint az aljzat (szubsztrátum) kiválasztásánál az alábbi szempontokat kell figyelembe venni: 3.1. Vízfolyások •
A bevonat élőlény együttesei jelentősen különbözhetnek a víz tápanyag ellátottsága, az aljzat minősége, a bevonat kora, a fényellátottság és az áramlási viszonyok különbségei miatt. Emiatt kerülni kell a fizikai variabilitást (pl. eltérő áramlási
3
• • • • • • • • • •
•
•
viszonyoknak kitett helyek) a mintavételi helyek között amennyire lehetséges és érett (4-6 hetes) bevonatot kell gyűjteni. Az áradások jelentős mennyiségű algát sodornak ki a bevonatból, sokszor csaknem teljesen újra indul a kolonizáció. Így a mintavétel legalább 4 héttel az áradásos időszak után történjen. Terepi vagy mintavételi jegyzőkönyvben jegyezzünk fel minden olyan, a vizsgálat kimenetelét befolyásoló tényezőt, ami később segíthet az adatok értelmezésében. A mintát a fő sodorból, kevéssé árnyékolt helyről, az eufotikus zónából (vízfelszín alatti 10-30 cm-ről), az áramlást biztosító szakaszokról kell venni. Vízfolyások kövein kialakuló élőbevonat fajösszetétele más-más a sodor vagy part felőli, az áramlással szemben, vagy átelleni oldalon, így az aljzatoknak mindig ugyanarról az oldaláról gyűjtsünk; a sodor felöli, függőlegesen álló oldaláról. Mintavételi gyakoriság: 2 mintavétel/ év (tavasz és ősz). Azokat a mintákat, amelyeket összehasonlításra akarunk használni (pl. alsó-, felső szakasz összehasonlítása) ugyanazon a napon gyűjtsük. Az egyes években többé-kevésbé ugyanazokon a napokon ismételjük meg a gyűjtéseket (ha egyéb tényezők nem gátolnak, mint pl. áradás). Egy-egy új mintavételi helyen az első mintavételeket tekintsük felderítésnek, kísérletnek és szükség esetén (a minta vizsgálata, elemzése után) módosítsuk mintavételi stratégiánkat. A felső szakaszokon általában kisebb a fajszám, az alsóbb szakaszokon pedig már gyakran érvényesülnek az antropogén hatások. Ezért a legjellegzetesebb flóra a középső szakaszokra jellemző, a mintavételt ezeken a szakaszokon javasoljuk. Általában 10-100 m hosszúságú szakaszról célszerű random módon mintát venni, kivételes esetben ennél hosszabb szakasz mintázása is indokolt lehet a meder fizikai tulajdonságaitól és az aljzat homogenitásától függően (EN 13946: 2003, FURSE et al. (2006)). Fitobentosz gyűjtésére a leginkább rendelkezésre álló (az adott vízfolyásra leginkább jellemző) aljzatot kell választani. A vízfolyás jellemző (keskenyebb, gyorsabb áramlású és kiöblösödő, lassabb áramlású) állapotának leírásához a lassúbb és a gyorsabb folyású folyó szakaszokról is gyűjteni kell. Ha többféle aljzat is rendelkezésre áll, a bevonat gyűjtéséhez az ökölnyi, vagy gyermekfej nagyságú kövek a legmegfelelőbbek. Olyan helyről kell a követ kiválasztani, amely a mintavételt megelőzően hosszú ideig víz alatt volt (célszerű a teljes mederszélesség kb. 10%-ánál gyűjteni). 5 ismétlésben gyűjtsünk, szemre barna bevonatú köveket választva. A bevonatot mindig a kő függőleges oldaláról gyűjtsük, a sodorvonal felöli részről. Ha az adott folyó természetes mederében a finomszemcsés homok, iszap vagy szerves mederüledék adja a jellemző felszínt, és a szilárd aljzatot csak a hidakat kísérő mesterséges kőszórások vagy a hídlábak jelentik, akkor az EcoSurv (2005a, b) tapasztalatai alapján a felsőbb folyószakasz a preferált mintavételi helyszín. A mesterséges kőszórások ugyanis gyakran adnak helyet az adott víztípusra atipikus bevonatlakó algáknak. Amennyiben a felsőbb folyószakaszon sem található megfelelő természetes aljzat, a bentonikus kovamoszatok általános mintavételére és minta-előkészítésére vonatkozó EN 13946: 2003-as szabvány 6.3.2-3. pontja lehetőséget ad a tartósan víz alatt lévő mesterséges szilárd aljzatokról (kőszórás, pontonoldal, hídlábak, egyéb sima vagy érdes felületű tárgyakról) történő mintavételre is. Célszerű olyan helyről venni a mintát, amely aljzattípus várhatóan a legközelebbi mintavételkor is mintázható lesz.
4
•
A köves aljzat hiánya esetén egyéb aljzat is választható, amely a vizsgált vízfolyásra jellemző. Emerz makrofitáról történő gyűjtés során lehetőleg ugyanarról a fajról, vagy nemzetségről gyűjtsünk, legalább 10 cm-rel a vízfelszín alatti részekről. Szubmerz makrofita közül a fitobentosz gyűjtésére az apró levelű növényfajok (Myriophyllum, Ceratophyllum) a legjobbak. Abban az esetben, ha nincs sem alámerült, sem vízből kiemelkedő makrofiton, sem kő, sem pedig mesterséges aljzat, akkor epipsammon (homokon kialakuló bevonat) vagy epipelon (iszapon kialakuló bevonat) mintát kell gyűjteni. A kovamoszatbevonatok zöldes-barnás rétegként vannak jelen az iszap felületén. A víz alatti fás részek (faág, gyökér) csak abban az esetben mintázhatóak, ha az adott folyószakaszon semmi más megfelelő aljzat nem található. • Törekedni kell arra, hogy egy-egy víztest esetében a gyűjtés ugyanolyan aljzatféleségről történjen. • Az egy-egy helyről ismétlésben gyűjtött mintákat kompozit mintaként kell kezelni, azaz a lemosást követően össze kell önteni, majd homogenizálás után vizsgálni.
3.2. Állóvizek • •
• • •
• • •
Amennyire lehetséges olyan alzatokról gyűjtsünk, melyek mentesek a fonalas algáktól, a legkevésbé árnyékolt helyen vannak és lehetőleg a litorális régió pelágiál felöli oldalán találhatók. A tavi kovaalgák mintavételére a legkedvezőbb időszak a május közepétől-június végéig terjedő időszak. Mintavételi gyakoriság: minimálisan 1 mintavétel/év, ha 2 mintavételre is van lehetőség, a másodikra augusztus közepe és szeptember közepe között kerüljön sor. Vízkivezetéssel rendelkező tavaknál a kifolyáshoz közeli terület mintázása javasolt, azon a területen, ahol az áramlási sebesség nullához közeli, ill. elegendő a napfény a megfelelő algabevonat kialakulásához. Vízkivezetéssel nem rendelkező tavaknál a napsütésnek leginkább kitett területen kell mintát venni. Gyakori előfordulása miatt a közönséges nád (Phragmites australis), vagy egyéb makrofita pl. Scirpus lacustris, Typha latifolium és T. angustifolium, Sparganium vagy az apró levelű Myriophyllum, Ceratophyllum fajok is alkalmas aljzatok. Irodalmi adatok (King et al 2006) szerint azt az aljzatot kell előnyben részesíteni, amelyik a legjellemzőbb az adott tó litorális régiójára. Magyarországon számos tó esetében a zöld nádszárról történő mintavételt kell előnyben részesíteni, mert ezek jól reprezentálják a tó litorális régiója legjellemzőbb aljzatát, a rajtuk képződött bevonat friss, az évi, vagyis nem tartalmaz előző évről áttelelt egyedeket, továbbá epipelikus és fitoplanktonból kiülepedett fajokat. Ügyelni kell arra, hogy az aljzatról érett bevonatot gyűjtsünk (vagyis a friss nád már legalább 6 hetes legyen). A mintavételek során a bevonat vertikális rétegzettségét is figyelembe kell venni, így a mintákat 10-30 cm-es mélységből, 5 ismétlésben gyűjtjük, véletlenszerűen kiválasztott aljzatokról. Mindig a makrofita állomány vízfelőli oldaláról gyűjtünk. Epipsammon vagy epipelon minta is vehető és mesterséges aljzat is alkalmazható. A víz alatti fás részekről csak abban az esetben vegyünk mintát, ha egyéb aljzattípus nem áll rendelkezésre a mintavételezéshez. Kőről is gyűjthetünk, ha az a legjellemzőbb aljzat a tó litorális régiójában. Ilyenkor kerüljük a fonalas zöldalgákkal vagy vándorkagylóval borított köveket, keressünk barnás bevonatúakat. 20-30 cm mélyen lévő köveket keressünk, és 5-szörös 5
• •
ismétlésben gyűjtsünk. Kerüljük a zárt öblöket, csónakkikötőket, strandokat, a vízi madarak kedvenc tartózkodási helyeit. Lehetőség szerint egyugyanazon aljzat típusról gyűjtsünk a tó minden részén azért, hogy minimalizáljuk a szubsztrát hatást (vagyis azt a tényt, hogy a különböző típusú aljzatokon gyakran nagyon eltérő a bevonat összetétele). Az egyes mintavételi helyek (tavak) valódi összehasonlítása csak akkor lehetséges, ha ugyanolyan aljzatról és az évnek ugyanabban az időszakában gyűjtünk!
Néhány jellegzetes bevonatképet a módszertani útmutató 1. mellékletében bemutatunk.
4. Mintavételezés 4.1. Vízfolyások A kiválasztott mintavételi területen random módon 5 nagyobb követ/ 10 kavicsot vagy 5 makrofita egyedet (ill. annak részeit) választunk ki, amelyek jellemzőek a folyó természetes élőhelyi viszonyaira. Mindezek hiányában mesterséges aljzatot, melyről szintén 5 ismétlésben gyűjtünk. 4.1.1. Gyűjtés kőről •
•
•
•
•
Távolítsuk el a követ a vízből, előtte enyhe rázással mossuk bele a gyengén tapadt szervezeteket a vízbe. A kivétel során jegyezzük meg, melyik volt a kő felső része és melyik a sodorvonal felé eső. A sodorvonal felé eső függőleges részéről kaparjuk le a bevonatot. A mintavételt késsel, szikével, vagy kefével (legjobb a fogkefe) végezzük 10 cm2 nagyságú felületről (pl.: 2 cm-es kefehosszúságú fogkefével 5 db random módon kiválasztott kőről) lesikálva a bevonatot. A követ tegyük tálcára és tiszta vizet (pl. csapvíz) használjunk öblítővízként. A tálat csapvízzel a használat előtt ki kell öblíteni. Minden egyes mintavételi helyen, minden mintához külön fogkefét használjunk. A fogkefék megfelelő elmosás után újra felhasználhatók. Könnyebb a fogkefék tisztán tartása, ha a gyűjtés végeztével sem hagyjuk teljesen rászáradni a bevonatot, hanem azt erőteljes rázással belemossuk a vízbe, majd a fogkeféket nedvesen tartva, nylon zacskóban gyűjtjük, és a laboratóriumba érve azonnal beáztatjuk, lemossuk. A tálcába előzetesen tegyünk egy kis csapvizet, abba mossuk bele gyakran a kefét a sikálás közben. A kefével alaposan és erőteljesen keféljük le a kőnek a függőleges felületét (kerülve az esetlegesen fonalas algás részeket, ha csak olyan követ tudtunk gyűjteni, ahol fonalas algák is vannak, előtte távolítsuk el az algafonalakat és ezt mindenképpen jegyezzük föl a jegyzőkönyvbe). Sötét barnás színű szuszpenziót kell kapnunk a lemosás után. A tálcában összegyűlt szuszpenziót öntsük egy előzetesen felcímkézett, jól záródó műanyag edénybe. A címkén a következő információk szerepeljenek: folyó neve, mintavételi hely neve, dátum, gyűjtést végző neve/azonosítója. Ugyanezen információkkal ellátva, készítsünk egy másik címkét is, amit magába a mintatároló műanyag edénybe tegyünk, közvetlenül bele a mintába (erre a célra pausz papírt használjunk, melyre ceruzával írunk). Ez megbízhatóvá teszi a minta azonosítását abban az esetben, ha a műanyag edényre ragasztott címkén az információ szállítás, ill. tárolás során olvashatatlanná válna. 6
•
A minták fixálását a helyszínen is végezhetjük, de legkésőbb a laboratóriumba érkezéskor tegyük meg. Ügyeljünk arra, hogy a gyűjtés és a fixálás között 24 óránál több idő ne teljen el. Fixálásig sötét, hűvös helyen (nyáron hűtőtáskában) tartsuk a mintát.
Mintavétel kőről
4.1.2. Gyűjtés emerz makrofitonról •
•
5 ismétlésben gyűjtsünk, metszőollóval a vízfelszínen átvágva a növény szárát, majd a víz alatti szárrészt is átvágva óvatosan emeljük ki az aljzatot, enyhe rázással mossuk bele a folyóvízbe a gyengén tapadt szervezeteket. A víz alatti 10-20 cm-es szárszakaszt vágjuk bele a mintagyűjtő edénybe (címkézés a korábbiakban leírtak szerint). Miután mind az 5 darab benne van, tegyünk kicsi csapvizet az edénybe, hogy a bevonat nedves térben maradjon és zárjuk le. A mintát a laboratóriumba szállításig tartsuk sötét, hűvös helyen. A bevonat lemosását célszerű a laboratóriumban elvégezni. Lemosáskor tegyük a szárdarabokat kevés vizet tartalmazó Petri csészébe és kefe segítségével dörzsöljük le a felületéről a bevonatot (egyenként végezve a műveletet, majd mérjük le az aljzat felületét, ha felületegységre eső egyedszámot akarunk számolni, vagy klorofillt mérni, egyéb esetben nincs szükségünk az aljzat méretére), és öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.
7
Gyűjtés emerz makrofitonról 4.1.3. Gyűjtés szubmerz makrofitonról • • •
5 ismétlésben gyűjtsünk, a növény szárából is és leveléből is (s ha lehet, a csúcsi részből is). Tegyük műanyag flaskába a levágott növénydarabkát és vigyük laborba (címkézés a korábbiakban leírtak szerint). A laborban a növényi részeket erőteljesen rázzuk egy kis csapvízzel megtöltött nagy edényben, majd vegyük ki a növényi darabokat. (Ha túl sok vizet kellett használnunk, hagyjuk leülepedni az algákat és dekantáljuk). Öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.
4.1.4. Gyűjtés mesterséges aljzatokról •
• • • •
Gyűjtés stégek függőleges felületéről: Kb. 30 cm mélységből kaparjuk le a bevonatot hálós kaparóval. 5 különböző helyéről gyűjtsünk az aljzatnak (legalább 10 cm2-nyi részt kaparjunk le, ha kevés a kovaalga rajta, még többet). Fontos, hogy az aljzat mintázott része legalább 4 hete már víz alatt legyen (oligotrófikus feltételek, alacsony hőmérséklet, erős árnyékoltság mellett több). A lekapart bevonatot jól záródó, felcímkézett műanyag edénybe rakjuk és a laboratóriumba szállításig sötét, hűvös helyen tartjuk, ahol majd fixáljuk, de fixálhatjuk a helyszínen is. Ha magunk készítette mesterséges aljzatot (pl. mattított felszínű tárgylemezeket) helyezünk ki, arról is 5 ismétlésben gyűjtünk, a tárgylemezeket enyhén megrázva mossuk bele a gyengén tapadt szervezeteket a vízfolyás vizébe. Egy-egy mintavételkor 5 tárgylemezt veszünk fel, ezeket kevéske csapvízzel megtöltött, jól zárható műanyag edénybe tesszük (címkézés a korábbiakban leírtak szerint) és sötét, hűvös helyen a laboratóriumba szállítjuk. Lemosáskor tegyük az aljzatot kevés vizet tartalmazó Petri csészébe és kefe segítségével dörzsöljük le a felületéről a bevonatot (egyenként végezve a műveletet,
8
majd mérjük le az aljzat felületét, ha felületegységre eső egyedszámot akarunk számolni, vagy klorofillt mérni, egyéb esetben nincs szükségünk az aljzat méretére), és öntsük vissza az algás szuszpenziót a felcímkézett mintatartó edénybe és fixáljuk a mintát.
Mély, nagy sebességű vízfolyásokban is használható, rögzíthető keret, melyre szárnyas anyával rendelkező csavarokkal 5-5 tárgylemez elhelyezésére alkalmas mintatartókat lehet rögzíteni.
Mintavételhez használható hálós kaparó és gyűjtőedény 9
4.1.5. Gyűjtés epipsammonról és epipelonról •
•
Mintavételkor a kovaalga réteget a puha üledékről úgy kell eltávolítani, hogy a mintába lehetőleg csak a barnás bevonatréteg kerüljön. Ezt célszerű úgy végezni, hogy a Petri csészét az üledékre fordítjuk, majd spatula segítségével eltávolítjuk az üledéket, végül átöblítjük a mintát a mintatartó edénybe (Ács-Kiss 2004). Ha mélyebb rétegből veszünk üledéket, használjunk üledék mintavevőt (pl. Eikelkamp féle mintavevő). Vegyük figyelembe a fotikus zóna nagyságát. A mintavevővel az üledékből kiszúrjuk a magot, kihozzuk a partra, majd a felső 1-2 cm-es réteget spatulával felcímkézett, jól záródó műanyag edénybe rakjuk és a laboratóriumba szállításig sötét, hűvös helyen tartjuk. A laboratóriumban fixáljuk a mintát (de fixálhatjuk a gyűjtés során a helyszínen is).
Eikelkamp féle üledék mintavevő és a kiszúrt üledékmag
4.2. Állóvizek •
A mintavételi technikák az egyes aljzatok esetében megegyeznek a vízfolyásoknál leírtakkal. Az a legmegfelelőbb, ha a mintázott terület a nyíltvízzel összeköttetésben van, tehát pl. a nádas víz felőli oldaláról kell gyűjteni. A mintázás során olyan szárdarabokat szedjünk, amelyek állandóan a víz alatt voltak (a mintavételezést megelőző utolsó hónapokban is). A vízfelszín alatti 10-30 cm-es nádszár vagy egyéb makrofiton szár darabot gyűjtsük be (Ács-Kiss 2004). • Epipsammon és epipelon mintázása esetén a vízfolyásokhoz hasonlóan a kovaalgákban gazdag élőhelyi foltokat mintázzuk meg. Ha mélyebb rétegből veszünk üledéket, itt is használjunk üledék mintavevőt (pl. Eikelkamp féle mintavevő). Vegyük figyelembe a fotikus zóna nagyságát. Többit ld. a vízfolyásoknál.
10
•
A kő aljzat esetén kerüljük a fonalas algákkal, illetve vándorkagylóval, szivaccsal borított köveket.
Néhány jellegzetes bevonatképet a módszertani útmutató 3. mellékletében bemutatunk.
Különböző, állóvizekben használt mesterséges aljzatok és tartóik
11
5. Mintavételi jegyzőkönyv Javasoljuk a mellékletként csatolt mintavételi jegyzőkönyv terepi használatát (2. melléklet, 3. melléklet) a mintavétel során. A vizsgált folyószakaszra, illetve állóvízre vonatkozó egyéb hidromorfológiai és élőhelyi jellemzőket a részletes terepi jegyzőkönyvben célszerű feltüntetni, és lehetőség szerint fényképpel dokumentálni. 6. Minta tárolása és tartósítása A mintákat hideg, sötét helyen szállítjuk a laboratóriumba, tároljuk feldolgozásig vagy fixálásig. Ha 24 óránál több idő telik el a gyűjtés és a feldolgozás között, a mintákat rögzíteni kell. A fixáláshoz formalint (pufferolt tömény formaldehid) használjunk, úgy adva a mintához, hogy annak végkoncentrációja ~2-4 térfogat százalékos legyen (~6-10 ml tömény formalin 100 ml mintához). A mintát tartalmazó edényen lévő címke minimálisan a következő adatokat tartalmazza: mintavételi hely (vízfolyás vagy állóvíz neve, szakasz vagy legközelebbi település), mintavétel ideje, aljzat típusa. A további információkat a terepen kitöltött mintavételi jegyzőkönyvben tüntessük fel. Fontos megjegyzés: ha a - terepen mért - pH >8,7 akkor a mintát a laboratóriumban 7-es pHra állítsuk be (1N sósavval), nagyon lúgos mintákban ugyanis a törékeny kovavázak feloldódnak. 7. Tartós preparátum készítéshez szükséges eszközök, kellékek • • • • • • • • • • • • • • • • • • •
Tárgylemez Fedőlemez Alkoholos filctoll 10-15 ml-es, vastag falú, hőálló üvegedények (pl. orvosságos üvegfiolák) Szabályozható hőmérsékletű (legalább 50-120 oC-ig) elektromos főzőlap Elszívófülke Pamut védőkesztyű Desztillált víz Tömény H2O2 1 N HCl Automata pipetta pipettahegyek Eppendorf csövek befogadására alkalmas centrifuga (legalább 2-10 ezer rpm között változtatható) 1,5 ml-es Eppendorf csövek Beágyazóanyag (pl. Naphrax műgyanta) 70 %-os etanol papírvatta Fogpiszkáló Fogócsipesz
12
8. Minta előkészítés A kova-vázak tisztítására a forró hidrogén-peroxidos roncsolási módszert javasoljuk. Jelenleg Magyarországon ezt a módszert használják legszélesebb körben. Az ismételt forralásnál vegyük figyelembe, hogy a hidrogénperoxid forráspontja ugyan 116 °C, de magasabb hőmérsékleten bomlékony, vagyis 100 °C környékén kiforrhat. Vigyázzunk, mert gőze irritálja a szemet és az orrot. Mivel erős, részben forró oxidálószerekkel dolgozunk, igen lényeges a megfelelő munkavédelem! Ha lehet, elszívófülke alatt roncsoljunk, ha erre nincs lehetőség, megfelelő szellőzésről kell gondoskodni. A bőrre került vegyszereket azonnal mossuk le. Lehetőség szerint legyen a laborban szemzuhany. 8.1. Roncsolás •
•
• • •
• • •
A roncsolás megkezdése előtt meg kell vizsgálnunk a roncsolatlan mintát. Ha szükséges, az eredeti minta előzetes mikroszkópos vizsgálatával meg kell állapítani az élő/holt sejt arányt. A minta minőségéről nyert információ segít az ideális roncsolási eljárás kiválasztásában. Alaposan homogenizáljuk a mintát. Hőálló üvegedénybe ismert térfogatú mintát pipettázunk (a térfogatot a minta sűrűsége szabja meg, bár célszerű a mintát úgy besűríteni – pl. ülepítéssel tömöríteni -, hogy a feltáráshoz 1-2 ml minta elegendő legyen). Úgy választjuk meg az edény térfogatát, hogy ha az összes anyagot hozzáadtuk, akkor is maximum ¾-ig legyen töltve. Minden minta kimérésénél külön pipetta hegyet használjunk, ezzel is kerülve a minták egymással való keveredését. Ezután hozzámérünk 1/3-nyi 1N HCl. Nagy mész- és vastartalmú mintánál a hozzáadott HCl több lehet. A minta térfogatának 3-szorosa mennyiségű tömény hidrogén-peroxidot adunk hozzá és termosztátban vagy rezsón, vagy vízfürdőn, kb. 90 oC-on addig „főzzük” (nem forraljuk!), míg a kivett minta eredeti térfogatára párolódik be. Ezután egy cseppjét mikroszkóp alatt ellenőrizzük, hogy jól elroncsolódott-e a sejttartalom. Ha nem teljesen üresek a vázak, ismét adunk hozzá hidrogén-peroxidot és újra bepároljuk az eredeti térfogatra ugyancsak kb. 90 oC-on. Ezalatt a sejtek szervesanyag tartalma oxidálódik, a minta üledéke a kovavázakkal együtt világos színűvé, fehérré válik. Ezután 1 napig hagyjuk ülepedni a vázakat, majd óvatosan dekantáljuk a mintát (úgy, hogy a fehér vázakat ne öntsük ki) és desztillált vízzel teljesen megtöltjük az üvegcsét. Ismét 1 napig hagyjuk ülepedni, majd dekantáljuk. Ezt a mosást 3-szor megismételjük. A legvégén a dekantált mintából egy részt beágyazunk, a többit eltesszük szükség esetén elektronmikroszkópos vizsgálatokra, vagy újabb tartós preparátumok készítésére (tárolását ld. később). Az ülepítés és dekantálás folyamatát helyettesíthetjük óvatos centrifugálással is, ez meggyorsítja a preparátum készítésének folyamatát. 10 percig, 6000 rpm-mel centrifugálható (kivéve, ha a minta sok törékeny vázú kovaalgát tartalmaz, ilyenek a Skeletonema, Chaetoceros, Rhizosolenia, Urosolenia, Acanthoceras fajok).
Amire figyelni kell: 1. A kiindulási minta sűrűsége: ha túl ritka, ülepíteni kell, ha túl sűrű, desztillált vízzel hígítani 2. A frusztulumoknak és láncoknak teljesen szét kell válnia. Ha sok a nehezen szétváló lánc (pl. Fragilaria sensu lato fajok), roncsolás után, de még beágyazás előtt szonikálni érdemes a mintát (ultrahangos kezelés, vízbe téve a mintát, kb. 20 percig, de szükség esetén lehet tovább is). 10 percenként 13
3. 4. 5. 6. 7.
8. 9.
ellenőrizni mikroszkóp alatt a minta egy cseppjét, hogy nem töredezik-e el a többi kovaváz, illetve, hogy elváltak-e a láncok. Legyen nagyon tiszta minden edény! Ha egy minta leég (szárazra párlódik), az edényt el kell dobni és újra kell kezdeni a roncsolást. Megfelelő méretű és tisztaságú roncsoló-üvegcsével kezdjünk hozzá a munkához. Fontos a hozzáadott vegyszerek aránya. Óvatos legyen a melegítés, nem szabad forralni, a sejtek ne repüljenek ki a pezsgés során, a minta ne égjen oda, az edények ne legyenek egymáshoz túl közel (üres vázak átrepülhetnek). Alapos desztillált vizes mosás szükséges. Fontos a sejttartalom teljes elroncsolása.
8.2. Beágyazás A tárgylemez és fedőlemez előkészítése: Mindig teljesen új tárgylemezeket és fedőlemezeket használjunk Használat előtt etanollal zsírtalanítsuk Készítsük el a tárgylemez feliratát (mintázott víz neve, mintavételi hely, mintavételi időpont, a minta kódja, mintavevő személy neve, mintázott aljzat típusa). • • •
•
•
Desztillált vízzel hígítsuk a roncsolt és tisztított mintát a megfelelő koncentrációra (egy mikroszkópi látótérben 10-15 valva legyen 1000 x-es nagyításon). Alaposan rázzuk fel, majd tiszta fedőlemezre cseppentsünk belőle egy akkora cseppet, hogy kb. 2/3-át kitöltse a fedőlemeznek. Lassú melegítéssel (pl. radiátor tetején) szárítsuk be a cseppet. Mikroszkóp alatt ellenőrizzük a minta sűrűségét, ha túl híg, még egy cseppet cseppentsünk rá és szárítsuk be (harmadik cseppet általában már nem tudunk rátenni, mert lehetnek hordalék/törmelék szemcsék a mintában, amik eltakarják a valvákat, ha még mindig híg, tömörítsük a mintát), ha túl sűrű, kezdjük újra, előtte desztillált vízzel hígítva a mintát. A beágyazó anyagból (mely egy mézszerű anyag, a gyártótól függően többféle fantázianéven kerül forgalomba, úgy mint Naphrax-, Styrax-, Pleurax-, Hyrax gyanta, lényeg, hogy a törésmutatója 1,60-1,70 legyen) fogpiszkálóval tegyünk a tárgylemez közepére egy pici cseppet (annyit, hogy a fedőlemezt rátéve és rányomva kitöltse a felületét és ne folyjon ki alóla a fölösleg. Ha mégis kifolyna, 24 óra múlva, ha teljesen megszilárdult a gyanta, az oldószerével átitatott vattával le lehet törölgetni a fölösleget) és mintával a gyanta felé fordítsuk bele a fedőlemezt. Az ujjunkkal finoman rányomjuk a fedőlemezt a tárgylemezre és csipesszel rezsó fölé tartva buborékolásig felforraljuk a gyantát. Ha már forr, elvesszük a melegről, rövid ideig hagyjuk hűlni (míg a forrás abbamarad), majd megismételjük a rövid forralást (ekkor párologtatjuk el a gyanta oldószerét, mely általában xilol vagy toluol). Ezután a még buborékolva forró mintát elvesszük a tűz fölül és gyors mozdulattal, a tárgylemezt letéve (vigyázat, forró, tehát ne tegyük olyan felületre, melyet megrongálhat, és kézzel ne fogjuk meg!), a csipesz tompa nyelével picit rányomunk a fedőlemezre, hogy a gyantában lévő buborékokat kiszorítsuk és a fedőlemezt teljesen rányomjuk a tárgylemezre. A művelet csak addig végezhető el, amíg a beágyazó anyag forró. Gyorsan kell cselekedni, mert hamar megszilárdul és az esetleg benne maradó buborékok zavarják
14
majd a mikroszkópos vizsgálatot (ha mégis buborékos maradna a preparátumunk, egyszer még felmelegíthetjük a gyantát és megismételjük az eljárást). Egyéb javaslatok: Tartós preparátumból célszerű 3-at készíteni egyszerre, ebből kettő legyen különböző sűrűségű. A maradék roncsolt mintát sűrítsük be és 1,5 ml-es Eppendorf csőbe tegyük. Rakjunk hozzá 90%-os etanolt (1 ml mintához ~0,5 ml-t), majd a lezárt csövet parafilmmel is zárjuk le a kiszáradás elkerülése végett és tároljuk sötét helyen. A roncsolt minta ilyen megtartása azért fontos, mert néhány esetben az elektromikroszkópos ellenőrzés is szükséges lehet. Ha az előzetes mikroszkópos ellenőrzéskor sok törékeny vázú kovaalgát találtunk (pl. Rhizosolenia fajok), akkor finom preparálási módszert kell alkalmazni (hideg hidrogénperoxidos roncsolást, ld. Ács és Kiss 2004). Az archivált tárgylemezek adatait számítógépes adatbázisban is tároljuk. A tárgylemeztartó dobozra is kerüljön pontos feliratozás. Jó preparátum: 1000x nagyításnál 10-15 valva van egy látótérben, kevés a dupla héj, kevés az oldalára fordult (meghatározhatatlan, kivéve a Rhoicosphenia egyedeket) egyed. Rossz preparátum: túl sűrű, valvák egymás hegyén-hátán, vagy az algasejtek tökéletlenül roncsolódtak el (a kovaváz belseje nem üres, és/vagy vastagabb sejtfalú nem-kovaalgák – pl. Scenedesmus fajok, zöldalga fonalak – maradványai felfedezhetőek), vagy túl sok az egyben maradt frusztulum (dupla héj), és/vagy túl sok az oldalra fordult (meghatározhatatlan) egyed.
Hőálló üvegedény a roncsoláshoz
Jó preparátum részlete. A valvák egymás mellett helyezkednek el, nem fedik egymást, nincsenek az oldalukra fordulva és elegendően sok valva van egy látótérben.
15
A
B
C
D
Rossz preparátumok. A: túl sok törött valva, B: sok valva egymáson fekszik, C: túl sok az oldalra fordult, együtt maradt valva, D: túl ritka a minta és nem tökéletes a roncsolódás (a kovavázakon kívül egyéb maradványok is vannak a mintában). 9. A minta feldolgozásához szükséges eszközök • • • • • •
Fénymikroszkóp – 100-as olajimmerziós lencsével, DIC-kel, okulár-mikrométerrel, „számoló hálóval”, fényképezőgéppel Határozókönyvek Immerziós olaj cseppentővel Lencse tisztító kendő Sebbenzin Füzet vagy számítógép a közvetlen adatbevitelhez
16
10. A minta feldolgozása 10.1. A mintafeldolgozás általános szempontjai A meghatározás és számolás 1000-1500x-os nagyításban + immerziós olajban történik. A jobb felbontóképesség és kisebb színhiba miatt -lehetőség szerint- ajánlott az apochromát típusú lencsék használata. A 100-as objektívnek 1,2 – 1,3-as legyen a numerikus apertúrája (NA). A mikroszkóp 100-as DIC (Differenciál Interferencia Contrast) optikával is rendelkezzen, valamint legyen benne okulármikrométer. Az okulárok lehetőség szerint nagylátószögűek legyenek, s 10-15 x-ös nagyításúak. Az okulármikrométer skálabeosztását tárgymikrométer segítségével minden objektívhez kalibrálni kell. A mikroszkópnak nagyon fontos része a kondenzor. Optimális esetben a kondenzor NA is változtatható. Minden objektív NA-hoz be kell a kondenzor NA-ját állítani. Eldöntjük, hogy valvát vagy frusztulumot számolunk-e (szerencsésebb valvát számolni, hiszen legtöbb kovaváz szétesik a két doboz félre a roncsolás után) és a minta szélétől haladva, látótérről látótérre minden kovaalga sejtet meghatározunk addig, amíg ily módon 400 valvát meg nem határoztunk. A számolás többféle módszerrel történhet (látómezők, vízszintes vagy függőleges transzektek mentén vagy ezek kombinációjával). Ezek közül a vízszintes transzekt ajánlható leginkább, lassú mozgatással látótérről látótérre megszámolunk és meghatározunk minden valvát. o mintából nem kevesebb, mint 400 valvát számolunk és határozunk meg.
Számolás vízszintes transzektekben (Dell’Uomo 2004 nyomán) Célszerű olyan mérő berendezést használni, melynek rácsozása fixpontként szolgálhat a számolás során. Így elkerülhető, hogy ugyanazt az egyedet többször vegyük figyelembe a számolás során. A dupla héjakat kettőnek számoljuk (a mikrocsavar mozgatásával eldönthető, hogy dupla-e). A törött kovavázakat csak akkor számlálhatjuk bele a mintába, ha az egyed pontosan meghatározható és legalább a ¾-e látszik - a középső része is és az egyik csúcsi része is látható. Ha ez nem így van, hagyjuk ki a számolásból. Asterionella, Nitzschia, Diatoma és más olyan taxonoknál, ahol a középső rész nem egyértelmű, csak akkor számoljuk bele, ha majdnem hiánytalan a valva. Ha túl sok a fedésben lévő váz, a törött valva, a dupla héj, új preparátum szükséges. Ha több, mint 10 %-a a teljes számolásnak meghatározatlan egyed, új számolás szükséges!
17
Két példa arra, hogy kezeljük a törött sejteket: Fragilaria vaucheriae (a és b) és Nitzschia dissipata (c és d): a= F. vaucheriae törött valvája az egyik véggel és a közép résszel, ekkor bele kell számolni, b= a törött valva az egyik véggel, de a közép rész nélkül, ezt nem kell beleszámolni. A N. dissipatanak nincs elkülöníthető középső része, összehasonlítva az ép valvával, a „c”-t bele kell számolni, a „d”-t nem (Kelly, M. 2001 nyomán). Azokat a kovaalga vázakat, amelyeket nem lehet meghatározni, szintén fel kell jegyezni - a 400 kötelezően megszámolt valván kívül. Fényképet vagy vázlatot kell készíteni a fontosabb taxonómiai bélyegekről (kovaváz alakja, striák sűrűsége, középső és csúcsi rész, pontozások száma és helyzete, a rafék végi része, stb.), ha a határozásban bizonytalanság merül fel. Oldalra fordult egyedeket - hacsak nem lehet egyértelműen azonosítani a faji bélyegek miatt (pl.: Rhoicosphaenia abbreviata fajt lehet oldalról is) - csak nemzetség szinten (pl. Gomphonema sp.) lehet figyelembe venni a számolásnál. Amennyiben a mintában sok oldalra fordult egyed van (több mint 5 %), új tartós preparátumot kell készíteni. Az oldalukra fordult egyedeket is figyelembe kell venni, de TILOS! a domináns fajba besorolni, csak nemzetség szintig marad meghatározva (pl. Gomphonema sp. övnézetben), de az is beleértendő a 10%-nyi meghatározatlan egyedbe. Ha egy faj erőteljesen domináns, 200-ig számoljunk és a továbbiakban ne vegyük figyelembe a számolásnál ezt a taxont. Természetesen a végén 400 egyedre vonatkoztatjuk a mennyiségét (megduplázzuk a domináns taxon mennyiségét). A nagyméretű taxonokat (pl.: Gyrosigma, Didymosphaenia) kisebb nagyítás (40-es objektív) mellett keressük meg a mintában és külön, a 400 taxon mellett tüntessük fel a fajlistában, mert a dominaciaviszonyokat és ezzel az értékelés eredményét is nagymértékben módosítják (EN 14407:2004). A határozáshoz a Süsswasserflora von Mitteleuropa Bacillariophyceae kötetei használandók minimálisan (2/1, 2/2, 2/3, 2/4-es kötet), azonban hosszú távon mindenképpen be kell szerezni az Iconographia Diatomologica, Bibliotheca Diatomologica, Diatoms of Europe és Diatom Monographs összes kötetét is.
10.2. A számolás menete •
Ellenőrizzük a mikroszkópot, hogy jól van-e beállítva és tiszta-e
18
• • • •
• • • •
Helyezzük a lemezt a mikroszkópba és írjuk föl a szükséges információkat a címkéjéről (minimum információ: minta száma, víz neve, hely neve, mintavétel dátuma, a számolást végző neve) Tegyünk immerziós olajat az immerziós objektív és a fedőlemez közé. Válasszunk ki egy kezdő pontot a lemezen, ahonnan a számolást indítjuk (pl. egyik széle) 100-as lencsét használva meghatározunk minden valvát, ami a látótérben van (töröttek esete ld. előbb). Dupla héjak esetén kettőnek számoljuk (mikrocsavar mozgatásával eldönthető hogy dupla-e). Kezdő számláló jó, ha előtte átnézi és meghatározza a taxonokat, mielőtt számolni kezd (monorafésoknál mindkét oldallal célszerű ismerkedni) Ha nem tudjuk meghatározni, készítsünk róla jó képet, mérjük le (szélesség, hosszúság, 10 mikronra eső stria szám, stb.) és jelöljük be a helyzetét a lemezen Ha egy faj erőteljesen domináns (a fajok több mint 70%-át ez adja), a számolását 200-nál abba kell hagyni és enélkül folytatni a számolást 400-ig. Ezután a domináns taxon számát meg kell duplázni Néha szükség lehet arra, hogy a nagy méretű taxonokat 400-as nagyítás mellett megkeressük (pl. Gyrosygma, Didymosphenia). Ilyenkor csak mint jelen lévő taxon kerül feljegyzésre Ha végeztünk, vegyük ki a lemezt és töröljük le róla is és a lencséről is az immerziós olajat (benzines papírvattával)
11. Értékelés 11. 1. Az értékeléskor figyelembe veendő általános szempontok Minden szervezetnek különböző faktorok által kontrollált, egyedi „niche” van. Néhány faktor közvetlen kapcsolatban áll a vízminőséggel (pl. tápanyag kínálat), míg mások nem (pl. vízsebesség, legelés). Előfordulhat, hogy két mintavételi hely faktorai annyira különböznek, hogy olyan különbségeket okoznak a dominanciában, mely nem a vízminőség megváltozásával függ össze. Ha egy vagy két olyan taxon erőteljesen domináns a mintában, aminek feltehetően más oka van, mint a vízminőség, a mintát zárjuk ki az index számolásból, vagy ne számoljunk ezekkel a domináns fajokkal (pl. Cocconeis placentula erőteljes dominanciája lassan áramló vízben, nyáron, ahol jelentős a legelés, vagy Navicula lanceolata erőteljes dominanciája tavasszal). A C. placentula tág ökológiai valenciájú faj, legtöbb vízben megtalálható (kivéve az alacsony tápanyagtartalmú vagy a savas vizeket). Meglehetősen toleráns a közepes szerves szennyezéssel, és a magasabb sótartalommal szemben is. Abundáns kövön, de más alzaton is, pl. fonalas algán és makrofitonon. Számára kedvező körülmények között dominanciája meghaladhatja a 80%-ot. Ezekben a vizekben tavasszal az algaközösség érzékenyebb a tápanyag-ellátottságra, mint máskor. A Navicula lanceolata-nak szintén tág ökológiai valenciája van, de különbözik a Cocconeis placentula-tól, mert mozgásra képes és a szervesanyagban gazdag környezet felé megy. Emellett jól nő alacsony hőmérsékleten és gyakran domináns a vízminőség széles tartományában késő télen és kora tavasszal. Emiatt ezekben a vizekben nyáron az algaközösség érzékenyebb a tápanyag-ellátottságra, mint máskor. Egyszeri mintavételen alapuló adatainkból nem vonható le messzemenő következtetés! 19
Néhány nem-tápanyag függő faktor, ami hatással van a kovaalga közösség összetételére: faktor
1. Az alzat milyensége
2. Fonalas algák v. más makrofiton jelenléte 3. vízsebesség
4. Erőteljes legelés lehetősége 5. Szerves szennyezés
6. Nehézfém
válasz
Példa taxon, ami előnyben részesíti ezeket a feltételeket
•
Kemény alzat, melyet a Gomphonema kötődő kovaalgák „szeretnek” Navicula, Nitzschia • Iszapos felületek, melyeket a mozgékony kovaalgák „szeretnek” Bizonyos taxonok jellemzően Cocconeis pediculus epifitikusak • A lassú áramlást a Melosira varians gyengén kötődő kovaalgák „szeretik” Cocconeis • A gyors áramlást a „közelre nyomott” formák „szeretik” Néhány faj rezisztensebb, mint Cocconeis placentula mások • Néhány faj képes Nitzschia palea heterotróf módon is növekedni N. fonticola • Néhány faj a kis szervesanyag tartalmat részesíti előnyben • Néhány faj teratológiás Fragilaria capucina lesz nehézfém jelenlétében • Néhány faj képes tolerálni Achnanthidium minutissimum
7. Szalinitás
Néhány taxon jellemzően nagy sótartalmat tűrő
Pleurosigma, Chaetoceros muelleri
8. pH
Néhány taxon alacsony pH-t részesít előnyben
Eunotia exigua
9. hőmérséklet
Néhány taxonnak kompetitív előnye van alacsony hőmérsékleten
Navicula lanceolata, N. gregaria
20
11.2 Értékelés a különböző vizek esetében 11.2. 1. Vízfolyások A fitobentosz adatok értékeléséhez az EU-ban széles körben használt OMNIDIA (Lecointe et al. 2008) program javasolható. Az értékelésben használt indexek és pontszámok a taxonok relatív abundancia értékei alapján különböző tényezők (szerves szennyezés, növényi tápanyag kínálat, sótartalom, savasodás) szempontjából jellemzik a mintát. Vizeinkben gyakran a szerves és szervetlen terhelések együttesen jelentkeznek, így egyes típusokban az IPS (Specific Pollution Sensitivity index, Coste in CEMAGREF 1982), SI (Austrian Saprobic Index, Rott et al. 1997) és TI (Austrian Trophic Index, Rott et al. 1999) indexek átlagolásával képzett multimetrikus index (IPSITI= (IPS+SI+TI)/3) jobb korrelációt mutatott a vízkémiai változókkal, ezért a minősítés során ezzel számolunk (Várbíró et al. 2011). Az egyes típusokban használt indexeket és határait az alábbi táblázat tartalmazza: Kova típus 1 2 3
1c
metrika
11,9
9
11,2
9,4
7,5
13,9
11,2
9,4
7,5
IPS IPSITI IPSITI
index G/M
index M/P
17
14,8
HvMDki
13,9
HMDko
Típus leírás 1s HvSDki 1c
Index P/B
index H/G
4
2
DvMDki
13,3
10,6
8,3
6
5
2
DvMDko
13,3
10,6
8,3
6
6
2
DvMDna
13,3
10,6
8,3
6
7
2
DvMDnn
13,3
10,6
8,3
6
8
2
DvMKki
13,3
10,6
8,3
6
9
2
DvMKko
13,3
10,6
8,3
6
10
2
DvMKna
13,3
10,6
8,3
6
11
2
SvMDki
13,3
10,6
8,3
6
SvMDko
13,3
10,6
8,3
6
SvMDna
15,2
10,9
10,1
9,3
12 13 14
2 3 3
IPSITI) IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI) IPSITI
SvMDnn
15,2
10,9
10,1
9,3
15
4
SvMKki
13,4
10,8
8,3
5,8
16
4
SvMKkike
13,4
10,8
8,3
5,8
17
4
SvMKkoke
13,4
10,8
8,3
5,8
SvMKko
13,4
10,8
8,3
5,8
SvMKna
13,8
10,5
8,1
5,8
SvMKnn
13,8
10,5
8,1
5,8
SvSzki
13,4
10,8
8,3
5,8
SvSzko
13,4
10,8
8,3
5,8
Duna Szob felett Duna Szob és Baja között
15,3
12,9
11,5
10,1
15,3
12,9
11,5
10,1
Duna Baja alatt
15,3
12,9
11,5
10,1
IPS
mesterséges
13,4
10,8
8,3
5,8
IPSITI
18 19 20 21 22 23
4 5 5 4 4 6 6
24 25 26
6 4
IPSITI IPSITI IPSITI IPSITI IPS IPS
21
Az EQR (Ecological Quality Ratio) értékeket a következő táblázatban összefoglalt egyenletekbe történő behelyettesítéssel számolhatjuk ki (x helyébe az adott típus vizeinek minősítésére használt metrika értéke helyettesítendő, y adja az EQR értékét): Type 1s 1c 2 3 4 5 6
Equation -0,0002x + 0,007x2 - 0,0288x + 0,0011 -0,0005x3 + 0,0153x2 - 0,0583x - 0,0003 -0,0004x3 + 0,0107x2 - 0,0157x - 0,0002 0,0011x3 - 0,0532x2 + 0,8497x - 3,8172 -0,0003x3 + 0,0096x2 - 0,0096x + 0,0006 -0,0003x3 + 0,0084x2 - 0,0005x - 0,0021 -0,0007x3 + 0,0244x2 - 0,1517x + 0,0004 3
R2 0,999 0,998 1,000 1,000 1,000 0,998 0,997
Az EQR határai azonos osztályközök (EQR Kiváló/jó = 0,8; Jó/közepes = 0,6; Közepes/gyenge= 0,4; Gyenge/rossz= 0,2). 11.2.2. Állóvizek A kovaalga indexek és a kémiai jellemzők értékei közötti korrelációs vizsgálatok eredményei azt mutatták, hogy tavak esetében is jobb korrelációt kapunk a kémiai változók és a kovaalga indexek között, ha multimetrikus indexeket képzünk (Ács et al. 2009). Az egyes típusokban használt indexeket és határértékeit, valamint az EQR határokat a következő táblázat tartalmazza:
22
Tó típusa
1
leírás
index
index
index
index
EQR
EQR
EQR
EQR
H/G
G/M
M/P
P/B
H/G
G/M
M/P
P/B
MIL
14,2
10,4
6,6
3,8
0,71
0,52
0,33
0,19
MIL
14,2
10,4
6,6
3,8
0,71
0,52
0,33
0,19
IBD
16,2
12,4
8,6
3,8
0,81
0,62
0,43
0,19
MIL
15,2
11,4
7,6
3,8
0,76
0,57
0,38
0,19
MIV
16,2
12,4
8,6
3,8
0,81
0,62
0,43
0,19
MIL
16,2
12,4
8,6
4,8
0,81
0,62
0,43
0,24
MIL
13,2
9,4
5,6
3,8
0,66
0,47
0,28
0,19
MIL
15,2
11,4
7,6
3,8
0,76
0,57
0,38
0,19
MIB
16,2
12,4
8,6
3,8
0,81
0,62
0,43
0,19
MIL
14,2
10,4
6,6
3,8
0,71
0,52
0,33
0,19
Index
Szerves – kis területű – sekély – benőtt vízfelületű – időszakos
2
Szerves – kis területű – sekély – benőtt vízfelületű – állandó
6
Szikes – kis területű – sekély – benőtt vízfelületű – állandó
7
Szikes – kis területű – sekély – nyílt vízfelületű – állandó
8
Szikes – közepes területű – sekély – nyílt vízfelületű – állandó
12
Meszes – kis területű – sekély – benőtt vízfelületű – állandó
13
Meszes – kis területű – sekély – nyílt vízfelületű – állandó
14
Meszes – kis területű – közepes mélységű – nyílt vízfelületű – állandó
16
Meszes – nagy területű – közepes mélységű – nyílt vízfelületű – állandó
m
mesterséges
A MIL (Multimetric Index for Lakes) indexet három index segítségével számoljuk: MIL (= (TDIL(1-20)+IBD+EPI-D)/3 Az IBD (Indice Biologique Diatomées, Lenoir & Coste 1996, Prygiel & Coste 1998, 2000) és az EPI-D (Eutrophication Pollution Index Diatoms, Dell’Uomo 1996) indexeket az OMNIDIA program számolja és értékük 1-20 között változik. A TDIL (Trophic Diatom Index for Lakes, Stenger-Kovács et al. 2007) és SCIL (Sodic Conductivity Index for Lakes, Ács 2007) kiszámolása egyedileg készített segédprogram segítségével történhet, értéke 1-5 közé eső szám. A MIL kiszámolásához a következő egyenlet szerint igazítjuk 1-20 közé esővé a TDIL értékeit: TDIL(1-20):
a = 3,8 * b + 1
A MIB (Multimetric Index for Balaton) az OMNIDIA program által számolt IBD és EDI-D indexek átlaga. A MIV (Multimetric Index for Velencei) az OMNIDIA program által számolt IBD és a SCIL indexek átlaga.
23
Az EQR értékeket a következő módon számoljuk ki: EQR = MIL/MIL max EQR = MIB/MIB max EQR = MIV/MIV max 12. Az eredmények közlése Az adatexport az Omnidia programból történjen (kivéve TDIL és SCIL) INVENTORIES menüpont EXPORT/TEXT+tab. Az eredményként kapott PRN fájlt kell elküldeni, és csatolni kell egy excel fájlban a SLIDE NUMBER-hez tartozó mintavételi helyet, ha ez az OMNIDIA fájlból nem derülne ki.
13. Hivatkozott irodalmak Ács Éva (2007): A Velencei-tó bevonatlakó algáinak tér- és időbeli változása, kapcsolata a tó ökológiai állapotával. (Spatial and temporal change of epiphytic algae and their connection with the ecological condition of shallow lake Velencei-tó (Hungary).- Acta Biologica Debrecina Oecologica Hungarica 17, Hydrobiological Monographs Vol. 1: 9111. Ács, É., Kiss Keve, T. (szerk. 2004): Algológiai praktikum, ELTE Eötvös Kiadó, Budapest, pp. 361. Ács, É., Borics, G., Fehér, G., Kiss, K.T., Reskóné, N.M., Stenger-Kovács, Cs., Tóth, A., Várbíró, G. (2009): A fitobenton élőlénycsoport zárójelentése. II. Állóvizek. – Témajelentés, pp. 87. CEMAGREF (1982): Etude des méthodes biologiques d’appréciation quantitative de la qualité des eaux. Rapport Q. E. Lyon – Agence de l’Eau Rhône-Méditerranée-Corse, pp. 218. Dell’Uomo, A. (1996): Assessment of water quality of an Appenine river as a pilot study. In: Whitton, B. A., Rott, E (eds) Use of Algae for Monitoring Rivers II. E. Rott, Institut für Botanik, Universität Innsbruck: 65-73. EcoSurv (2005a): Ecosurv mintavételezési és határozói kézikönyv, KvVm, Arcadis Co., 1520pp. EcoSurv (2005b): Ecosurv biológiai minősítési elemek: Fitobentosz, KvVm, Arcadis Co., 156. EN 13946: 2003: Vízminőség. Útmutató folyók bentikus kovamoszatainak általános mintavételéhez és minta-előkészítéséhez EN 14407:2004: Vízminőség. Útmutató szabvány folyóvizekből vett minták bentikus kovamoszatjainak azonosításához, számlálásához és értékeléséhez Furse, M., Hering, D., Moog, O., Verdonschot, P., Johnson, R.K., Brabec, K., Gritzalis, K., Buffagni, A., Pinto, P., Friberg, N., Murray-Bligh, J., Kokes, J., Alber, R., UsseglioPolatera, P., Haase, P., Sweeting, R., Bis, B., Szoszkiewicz, K., Soszka, H., Springe, G., Sporka, F., Krno, I. (2006): The STAR project: context, objectives and approaches. Hydrobiologia 566:3–29 King, L., Clarke, G., Bennion, H., Kelly, M., Yallop, M. (2006) Recommendation for sampling littoral diatoms in lakes for ecological status assessments. - Journal of Applied Phycology 18: 15-25. Lecointe C, Coste M, Prygiel J 2008. OMNIDIA version 5.2 software for diatom-based water quality assessment. CD-ROM.
24
Lenoir, A., Coste, M. (1996): Development of a practical diatomic index of overall water quality applicable to the French National Water Board Network. – In: Rott, E. (ed.) 2nd Workshop on Algae for monitoring Rivers, Innsbruck 18-19 Sept. 95, Studia Student. G.M.B.H, Innsbruck. MSZ EN ISO/IEC 17025:2005 Vizsgáló- és kalibrálólaboratóriumok felkészültségének általános követelményei. Prygiel, J., Coste, M. (1998): Mise au point de l’Indice Biologique Diatomée, un indice diatomique pratique applicable au réseau hydrographique francais. – L’Eau, l’Industrrie, les Nuisances 211: 40-45. Prygiel, J., Coste, M. (2000): Guide méthodologique pour la mise en ceuvre de l’Indice Biologique Diatomées. – NF T 90-354. Agences de l’eau – Cemagref, Douai. Rott, E. Hofmann, G. Pall, K. Pfister, P. & E. Pipp, 1997. Indikatorlisten für aufwuchsalgen in Österreichischen fliessgewässern. Teil. 1: Saprobielle Indikation. Bundesministerium für Land- und Forstwirschaft, Wasserwirtschaftskataster, Wien. Rott, E., E. Pipp, P. Pfister, van H. Dam, K. Orther, N. Binder & K. Pall, 1999. Indikationslisten für Aufwuchsalgen in Österreichischen Fliessgewassern. Teil 2: Trophieindikation. Bundesministerium für Landund Forstwirschaft, Wasserwirtschaftskataster, Wien. Stenger-Kovács, Cs., Buczkó, K., Hajnal, É., Padisák, J. (2007): Epiphytic, littoral diatoms as bioindicators of shallow lake trophic status: Trophic Diatom Index for Lakes (TDIL) developed in Hungary. – Hydrobiologia, 589:141–154. Várbíró, G., Borics, G., Csányi, B., Fehér, G., Grigorszky, I., Kiss, K.T., Tóth, A., Ács, É. (2011): Improvement of the ecological water qualification system of rivers based on first results of the Hungarian phytobenthos surveillance monitoring. – accepted paper in Hydrobiologia.
25
14. Melléklet 1. melléklet: Különböző aljzatokon kialakult bevonatok, gyűjtésre alkalmas és alkalmatlan kövek (néhány példa)
Mesterséges aljzaton kialakult bevonat
Nádszáron kialakult bevonat
26
Kövön kialakult bevonat
Megfelelő kő a gyűjtésre (kovaalgával borított, megfelelő méretű – kiemelhető -, vízzel megfelelően borított, eufotikus zónában található)
27
Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert túl nagyméretű (nem kiemelhető) és vízzel nem megfelelően borított
Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert fonalas zöldalgával (Cladophora) borított
28
Gyűjtésre alkalmatlan kő, mert szivaccsal borított
29
2. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- vízfolyások Víztest neve:
Mintavételi helyszín azonosító kódja:
Mintavételező
Mintavételi helyszín megnevezése
Dátum
Minta sorszáma:
EOVkoordináta koordináta UTM
X
Y
A mintázott élőhely típusa: [ ] Makrofita/ -alga [ ] Üledék (iszap/homok) [ ] Természetes kövek és kavicsok
[ ] Mesterséges anyagok, tégla
[ ] Holt fa, lábon álló holt fa , faág [ ] Mesterséges aljzat (hajóról és kompról nézve) [ ] Állati eredetű aljzat (pl. kagylóhéj) Árnyékoltság (becsült arány): Bal part: nem Jobb part: nem
részben jelentősen részben jelentősen
Élőhelyek aránya: öböl Víz tisztasága: átlátszó
fősodor opálos
Fénykép:
pangó
zavaros
Mederágy állandósága: tömör szilárd Utolsó áradás óta eltelt idő: <3 nap 3-7 nap
zúgó
nem szilárd
7-14 nap
Felső szakaszról__________
>14 nap
laza
nem ismert
Alsó szakaszról__________
Minta gyűjtése: Használt szerszám___________ gyűjtés módja: begázolva
partról
csónakból
________________________________________________________________________________________ Megjegyzések (Használd ennek a lapnak a hátoldalát skiccelt térképhez vagy más megjegyzéshez):
30
3. melléklet: Fitobentosz terepi jegyzőkönyv- állóvizek Víztest neve:
Mintavételi helyszín azonosító kódja:
Mintavételező
Mintavételi helyszín megnevezése
Dátum
Minta sorszáma:
EOV koordináta koordináta UTM
X
Y
A mintázott élőhely típusa: [ ] Makrofita/ -alga [ ] Üledék (iszap/homok) [ ] Természetes kövek és kavicsok
[ ] Mesterséges anyagok, tégla [ ] Holt fa, lábon álló holt fa , faág [ ] Mesterséges aljzat (hajóról és kompról nézve) [ ] Állati eredetű aljzat (pl. kagylóhéj) Fizikai paraméterek Felület:_______________ Mélység:___________________ Tó medre (becsült %): Homok iszap/agyag tőzeg Kő Parti rész (%): köves talaj vegetáció más Parti vegetáció sűrűsége (becsült %): zárt borítottság
részben fedett
nincs
Emberi hatások, építmények (van – nincs): „építmény” a tóban , építmény a tó körül , utak , mezőgazdasági területek , füves rész , szemétlerakat , földfeltöltés Víz tisztasága: fenékig átlátszó
részben átlátszó (pl. opálos)
zavaros
Parti erózió (0-4, 0= nincs, 4= erőteljes): Becsült vízhiány mértéke (ha van, cm-ben): Utolsó vihar óta eltelt idő: <3 nap 3-7 nap
7-14 nap
>14 nap
nem ismert
A mintázott aljzat kb. hány %-át borítja Cladophora vagy más fonalas alga: Fénykép: __________ Minta gyűjtése: Használt szerszám___________ gyűjtés módja: begázolva partról csónakból _________________________________________________________________________ _______________Megjegyzések (Használd ennek a lapnak a hátoldalát skiccelt térképhez vagy más megjegyzéshez):
31
