IN VITRO TECHNIKÁK A NÖVÉNYI BIOTECHNOLÓGIÁBAN PÉLDÁK
-Az Orchidea-félék mikro szaporítása (In: Jámbor-Benczúr E és Dobránszki J. Szerk, 2005) -A szekfű mikro szaporítása (In: Jámbor-Benczúr E és Dobránszki J. Szerk, 2005)
-
80
81
2.1.6. A Nephroleoisek
adaptálása
A mikroszaporítás mikroszaporítás
sikere
eredménye.
körülményekhez.
az adaptálásn·ál·
/'.:z adaptálás
A mikroszaporítás
a növények
fény, hőmérséklet
Az üvegházi nevelés során a legnagyobb megváltozása
realizálódik,~ert
célja a növények
során
szinten van kiegégítve. (Páratartalom,
hirtelen
2.2. ORCHIDEA-FÉLÉK
üvegházi körülménvekhez ott
hozzáedzese
környezeti
dől el a
2.2.1. Az orchideák mikroszaporításának
az üvegházi
igénye
Napjainkban
optimális
jelentősége
Magyarországon
a trópusi
orchideák
iránti
kereslet
stagnál,
Kialakult viszont egy olyan vásárló réteg, amely magas ára ellenére keresi és vásárolja
stb.) a körülmények
sokkat a növényeknek
okozza. Ez az első 2 hét a legkritikusabb
különleges,
az egész szaporitási
folyamat során. A sikeres adaptálás feltétele a magas rnűszaki színvonalú üvegház amely
egzotikus
Phalaenopsis
nemzetségbe
szinten.
Cymbidium
A
legalacsonyabb
pontosan és jól k1imatizálható.
és színú virágokat.
formájú
tartozó
hibridek
hibridek
Hazánkban
terrneszthetók
hőmérsékleti
a Cymbidium
gazdaságosan
igénye
az
a
és a
nagyüzemi
orchideák
között
a
igen magas. A Phalaenopsis szintén magas virághozamú,
és virághozama
nyugalmi periódusa nincs, az év során három hullámban virágoztatható. Az adaptálás
Egy-egy új fajta e1szaporítása
munka folyamatai:
egyetlen hatékony A növényeket
le kell szedni
a táptalajról,
majd
a táptalaj
maradványokat
kézmeleg vízben le kell mosni a növényekról. A
táptalaj
baktériumoknak
lemosására
és gombáknak
Az így megtisztitott túzdelés
van
növényeket
tűzdeljük
adaptált
tápközegben
nevelt növények.
nagyobb
el megfelelő
részbe
növények elpusztulnak.
a táptalajban, kell helyezni
Ezt a problémát,
megvilágítás
a
sikeres
mert
a növényházi
oldjuk meg. A szükséges környezeti feltételek
adaptáláshoz
napról napra hosszabbítjuk.
módszer a
meg
a növényeket
mint
különböznek.
A kitúzdelt alacsony
természetvédelmi
szempontból
növényeket
páratartalmú
24 "C nappali A
magas
a
helyen
ekkor,
anyag méretet.
hogy elérjék
hőmérséklet növényeket már a
vegetatív
elpusztulnak. védettek.
kötódnek
Hazánkban
az
Mikroszaporításuk
érdemel figyelmet, hiszen a kipusztuló félben lévő fajok
asztalok
vannak.
optimális
körülmények
Itt a növények intenzíven
növekednek,
A
orchideákat.
úton
szaporították.
kiváló
ötvenes az
egy-egy
ebben
és Iajtáknál
közepéig
öreg
pseudobulbusok így nagy
már ismerték,
magvetéssei
és
meghajtatásával
értéket
a harmineas
képvisel.
A
évekról az
az egyre nagyobb károkat okozó vírusok leküzdésére
alkalmaztálc amely megnyitotta
Knudson
fűződik,
nevéhez Negyven
évvel később
fölnevelni fertőzött egyedekből, nem egy növényt, Mive!
éveinek
példánya
az időben
Az alap felfedezés. magvetéshez.
kapott.
illetve
fajrák
módszerét
intenzív növényfajoknál
utat,
századunk
- tőosztással, A
szövettenyésztés
ezért az algút alól olyan
és tovább ültetésre alkalmassá válnak.
nélkül
szigorúan
jelentésen
van. Obligát módon
egyik módja lehet a steril magvetés vagy a szövettenyésztés.
A trópusi
fólialagúttal
úgy, hogy a fóliaalagút
növényházi
fajok
is élnek az
orchideáktól
2.2.2. Irodalmi áttekintés
már kíterjedten számára
ikergumójuk
azok jelenléte
egyes
hiszen ezen a
égövben, így Magyarországon
fajok. Ezek a fajok a trópusi
gombákhoz,
védettelc,
Jelenleg együtt - a
költségek.
hogy a mérsékelt
tartozó
lassú, az
terrnesztéssel
az USA déli részére tolódott,
a termesztési
A földben áttelelő képletük,
szimbionta
úton nagyon
a meriklón szaporítás.
mélyre kerüljenek
asztalok fölé épített
páratartalomhoz
vegetatív
kutatása - a nagy volumenű
és kisebb mértékben
családjába
orchideafélék
az egyéb
Így kb: 1 hónap elteltével a növények
ahol már normál
van szüksége
szaporító
gyökerük átszövi a táphengert
Orchidaceae bizonyos
alatt sem károsodnak.
még 4-hétere
között az értékesíthető
A
könyen kezélhető.
elengedhetetlen.
Az alagút ilyenkor már túl árnyékos hely a növények helyre kell helyezni
országokba
a legalacsonyabbak
Meg kell említeni,
tálcákba.
A legújabb
erdnek
a következők:
szoktat juk hozzá az alacsonyabb
felnyitott fóliaalagút
növényeknek
méretű
állandó összetételű,
százalékban'
távolkeleti vidékeken
használt táptalaj.
vigyázni kell arra, hogy a növények ugyanolyan
üvegházi
talajlakó
szövettenyésztésének
megmentésének
a milaoszaporításbanvoltak
fokozatosan
különféle
.
növények
A tűzdelesnél
szellőztetését
rnert
50-50 %-os keveréke.
előnyei: Fertőzésmentes,
A Jiffyben
10-12 órás
szükség,.
való tűzdelés,
A Jiffy táphenger
páratartalmú
.
kész melegágya lehet a tenyésztéshez
közege perlit+ Novobalt tőzeg
Juffy táphengerbe
mint
azért
az orchideák
a hagyományos
módszer a nagy tömegű szaporitásra
hanem
a orchidea
aki
az orchideák
mesterséges
Morel egészséges
táptalajt Cymbidium
de eltérően más növényektől,
a esirázó
magvakhoz
"magoncok"
kb.
steril szaporitásához
hasonló
30 sejtből
állított
össze
növényeket
vezető steril próbált
itt egyetlen merisztémából felépítésű álló,
szövetgömböket
klorofillt
tartalmazó
82 83
szövetgörnbjeit elóállított,
protokormnak
hasonló
felépítésű
- előtestecskének képleteket
-
hívják,
protokormszerú
a csúcsmerisztémából
testeknek,
protokormoknak nevezték el. Ezeket szétosztva tovább gyarapodtak sokaságát hozták létre. A Cymbidiumot t~onoknál szövetek
azonban a
fogva könnyen
gyorsan
Jesse!
oxidálódtak
bebizonyította,
kellett megküzdeni,
és elhaltak. hogy
Az
Dendrobium
növekedésű
stb. szaporítására
monopodiális
növekedésü
orchideák,
íly módon
az
Korábban
is
a Cauleya,
a
fel. A
a virágzati szár rügyeit
ki~érletek
~
sterilizálása
utóbbi
mikroorganizmusok baktericidek
időben
során az inolrulurn szövete erősen roncsolódík arra
terjedését.
és fungicidek
irányulnak,
Arditti
fítotoxíkus
növekedésgátló vagy fitotoxikus (a utoklávozható).
fóleg vírusmentesítéskor szövetet preparálnak
önmagában
indul fejlődésnek a
cél,
levélkezdeményekkel gyorsabban
hogy
és munkatársai hatásának
a táptalajalkotók
gá~Olják a
számos
végeztek
kísérletet
tisztázására.
hatású, többségük
ezért a
Ezen
szerek
jórésze
hőlabílis, tehát nem hósterilizálható
a
steril tenyészetet.
a
elpusztul.
csúcsmerisztémát
a
Az
orchideák
körülötte
Champagnat
tenyészócsúcsa
lévő
kípreparált
és
nö és a növekedés nélkül
- a
ugyan, de regenerációra
csúcsmerisztéma
és mts. Cymbidiumon
és nem a hajtás-
levélprimordium
- egy ideig életben tartható
Az
ezért nehéz izolálni,
Ha a szaporítás
együtt kell kimetszeni. Ekkor a túlélés mértéke
megindul.
Minél
a vírusmentesség.
igen kicsi, tized mm nagyságrendű,
Cymbidium és a Vanda kivételével
fő típusát
indítanak
ki, annál biztosabb
és nagy százalékban
alig képes. A levélprimordiumokkal
hajtarták meg és ültették steril táptalajra. A növények
apikális merisztérna nehezen
vírusmentesítés
rügyeit használták
Phalaenopsis vegetetatív szaporításánál
A tenyészőcsúcsból kisebb merisztematikus
szaporított azonos
mint pl. a Cymbidium, hajtásait,
során felhasznált növényi rész
A Cattleya
mivel a kípreparált
kromoszómaszámuk
a pseudobulbusok
2.2.4. A mikroszaporítás 2.2.4.1. A tenyészőcsúcs
anyanövényéveI, mivel a orchideák szomatikus rnutációra nem hajlamosak. virágoznak a magról nevelt egyedeknél. A. szimpodiális
szintén
és az utódnövények
és gyorsan szaporították.
eleinte nagy nehézségekkel
levegőn
utódnövényekról
kezdettől
rövidítve
regenerálódásának
két
és Cattleyán írták le. A többi orchidea
fejlődési típusa nagyjából e kettő közé sorolható. Cymbidiumnál
az apikális csúcsot 2-3 levélkezdernénnyel
metszik ld. Először az explantátum is fejlődésnek
indulnak.
levélkezdernények,
és kevés bélszövettel
duzzadása figyelhető meg, majd a levélkezdemények
A természettel
de megjelenhetnek
ellentétben
más járulékos
in vitro nem szervek.
keletkeznek
új
Kis idő elteltével
az
inokulum felületén megindul az epidermálís sejtek osztódása a csúcsban és a csúcs alatti 2.2.3. A növények
előkészítése
részen. A körkörösen
a steril kultúra indítására
lefúződő sejtekból keletkeznek
A Cattleyák A trópusi a n~vényeken lecsökkentve
orchideák
vízkő lerakódás
alakulhat
ezzel a sterilizálás
lehetőleg egy-két hónappal Steril
tenyészet
van. Ezt elérhetjük OC_al magasabb
hőmérsékleten
az inokulum
tartjuk
axilláris merisztémái
citokinint
életben
megtapadnak. szánt növényeket
az igényüknek
aktiválódnak,
osztódásra
serkentherék pasztával
koncentráclójú
megfelelőnél tovább.
néhány
Monopodiális
ha a csúcsot eltávolítjuk.
hormonkezelésseI
kenik be többször
végeztük steril körülmények
és növekedésnek
aktív, osztódó állapotban
egy-két hétig, esetleg
tartalmazó
darabokat áztattuk különbözö intenzívebb protokorm-képzódét.
maradását
merisztématáj
indukált rügyeket viszik steril kultúrába. Tanszékünkön szár rügyek indukálását
hatására
a steril kultúra indítása előti időponttól alulról kell öntözni. segíti, ha a kipreparált
A merisztématájak
a szennyeződések
Ezért a szaporításra
egyrészt úgy, hogy a növényeket
orchideák
növény rügycit
ki, amiben
hatékonyságát.
indításakor
indulását nagymértékben
növekedésú
üvegházi növények. Az állandó öntözés és párásítás
egészen
más
fejlődési
típust
nagyobbnak
kell lennie a rügynek a biztonságos
igényelnek,
nem
megindulása
hiányozhat.
is jóval
szállítónyaláboknál. merisztéma
képződik,
citokinin,
osztódás
képviselnek.
túléléshez. az
Elsősorban
Összetettebb
vagy a kókusztej. alapon
indul
főleg nem protokorrnok,
jóval
táptalajt
is
A növekedés
meg, hanem
gócokban
a
másodlagos
amiből járulékos rügyek keletkeznek.
hajtáscsúcs-tenyészettel így is oly alacsony,
Az
Ezek eredményeként
Itt kell megemlíteni
lehetőséget
az auxin,
lassúbb.
a protokormok.
a Cypripedioideae alcsaládot,
tudták
eddig sterilen szaporítani.
hogy in vitro tenyésztésük
amelynek
néhány
Szaporodási
nem tekinthető
tagját csak
rátájuk
megoldottnak,
azonban
csak az elvi
bizonyítja.
is. Ilyen- esetben a ismételve,
és az így
2.2.4.2. Rügy
a Phalaenopsis amabilis virágzati között: az egyrügyes virágzati szár
BA steril oldatában,
kiválrva
ezzel az
Nagy tömegű elszaporításhoz A szimpodiális stádiumban
növekedésű
leáll,
ezért
elsősorban
orchideáknál az
alvó
rügyeket használnak
a csúcsrügy növekedése
oldalrügyeket
kell kipreparálni.
kiindulási anyagul. már korai fejlődési A Cymbidium
84
85
kiemelkedő
regenerációs
pseudobulbusok meghajtatják,
is
a rhizomán
steril desztillált
sokkal eredményesebb
hosszan megnyúlt,
-Á levegőn
származók
érzékenyek,
tenyésztésüket
levelek hónaljában
normális
növekedésű
túlnyomó többsségének szer
káros
hatásától
sem.
szeparálódtak a szártóI jól láthatóan. Ezért szövetével együtt kell kimetszeni a növényből. A Phalaenopsis hónaljában
azonban
igen nehéz.
alvótügyek
nemzetség
találhatók
vannak.
tagjainál
ugyan
A virágzati
A bimbókhoz
vegetatív jellegűek. A virágzatiszár virágzat is értékesíthető.
A
egyrügyes nodusokra
szintén találhatók
nagyon
a rügyeket
az intemodiumok rügyek,
fejletlenek
ellenben
jól fejlett,
közel esők generatív,
rendkívül
rügyek,
mértékben
képes.
szaporodási
intenzitása
tenyészetben
és nem
szaporodási
nem károsodik
a szár
szaporodás
rnértéke
izolálva
követóen
távolkeleti
szaporítának
levélalap-
a legkönnyebben
kultúrába
azonban
növényekhez
vihető
szervnek
tartották.
a legtöbb gyökér csak nagyon kis
hasonlóan
az
orchideák
gyökérkultúráinak
A hazánkban
sikerült
sterilen
szemben
kis mennyiségű
leválasztása
szaporítani.
gyökér
erősen
gyökerét protokormok
is őshonos
kétségtelen
sikerrel steril
mint pl. a Phalaenopsis,
Neouia A
Epidendrum,
ill. kallusz képzésére
nidus-avis-i
kifejezetten
gyökértenyészeteknek
a
előnye, hogy az anyanövény
eltávolításával,
míg mind
kis
egyáltalán
a csúcs, mind
az
pusztulásahoz
is
igénybe veszi a tövet, sőt a növény
A
szaporítás
pikkelylevéllel
2.2.4.5. Virágzat
fedett
A virágokat
a növény nem sérül és a
protokormok
nehezen szaporítható
között metszik ki. Külön
nem használják
azonban
több kutató
ill
vitro tömegszaporítási
vizsgálta
már. Említést
célokra, érdemel
a
orchidea faj tömegszaporítása
előtt nyitotta meg az utat.
így
bár
Magoncok vagy kis növények vagy [ügyek
ill. virágzatokat
képességüket
Phragmipedium sedeni fejletlen virágbimbó tenyészet, amely sikerrel járt és ezzel egy igen
vágják, alapos mosás után
a szövettenyésztésnek,
nem olyan magas, mint a rügyeknél.
a kalluszosodást
növekedésű
biztonsággal
vezethet.
2.2.5. Az inokulum sterilizálása
rügypikkellyel
leveleit
monopodiális
Vanda képviselőinek
százalékkal
Az orchideák
alapjai
a
is messze elmarad a többi szervétól, ezért a növény nagy tömegű
serkenteni.
regenerációs
kiindulási
A
Egyes
és hajtásképzésre
Más
Oncidium, Catasetum, is tudták
2.2.4.3. A levél
lehetnek
tenyészetek.
ha az inokulurnon
Pholaenopsis'y
lehet tartani, sőt egyes nemzetségek,
gyökértenyészettel
előny, hogy a virágzati szárcsonk megvédi a rügyeket a sterilizáló szer felszívódásától, a rügyek túlélési aránya nő.
szintén
primer
az alaphoz közel esők pedig
rügyekről való szaporításkor
A rügyet a virágzati szárból már steril körülmények
A levelek
a
erdrnényt,
ritkán alkalmas. Ennek ellenére több orchidea faj gyökereit
valamint
rövidek.
való
embrió-
elszaporítására
orchideák
kúp alakban,
az ezekről
A virágzati szár bazális szakaszát egyrügyes darabokra sterilizálják.
oldották
oldalrügyele
generatív
száron
rügyek
Vanda,
kielégító
is.
Regenerációra,
vágták és a
így nem védik a fertőzéstől
ezeket
adnak
is megtalálható.
(Aranda,
A gyökértenyészeteket
tagjai
az apikális és/vagy axíllárís rügyet használják
föl. A merisztéma tájat nem takarják píkkelylevelek,
egy része
akkor
vagy magas BA: NES citokirun-
fejlődésnek
adnak, mint
belőlük. A monopodiáIis növekedésú
mikroszaporítására
általában
kókusztejet,
indulnak
2.2.4.4. Gyökér
használják
esetben virágzati szárak fejlődnek. Ha azonban a csúcsrnerisztérna
elpusztul, vegetatív hajtások keletkeznek
levelek
ülő rügyeket
nem is rügy, hanem "nodus kultúrával"
orchideák levélhónaljában
hőmérsékleten
táptalajon
pseudobulbusa
származók. A Dendrobium nemzetség egyszeruen
levélalap tenyészettel
orchideák
-c
magas, 28 tartalmazó
orchideákat
nélkül tenyésztették.
A monopodiális
a fertőtlenítő
ezért a
kell végezni. Az indítási szakasz
rügyek sokkal jobb eredési százalékot
meg, mivel a fiata! 10-15cm-es hajtásokat
melyekből
oxidálódnak,
mint szilárdan.
a szórt an elhelyezkedő
A hajtásokról
rügy kimetszése
Általában
levéltenyészetek
ezek közül is a középsó
a szövetek erősen
és a hozzájuk. hasonló megjelenésű
a fiatal de már kifejlett pseudobulbusokról külkönösen
tenyészet,
vízben, vagy kókusztejben
folyékony táptalajon,
A Dendrobium-tw; szaporításra.
steril
ülő rügyele használatosak,
lévők a legfejiettebbek.
preparálást
ne'lk"lur, az e 1" orege d et! különösen, ha előzőleg
J'gy a noveny megsertese
indítható
szintet
A Cattleyáknál régiókban
képességű,
rügyeivel
keletkeznek.
a
!
sterilizáló
szerrel szembeni
fedett rügyek drasztikusabb csak jóval
enyhébb
tűrőképessége
sterilizálást
is elbírnak,
sterilizálásnak
lehet
rendkívül
míg a szabadon
kis méretű
rügyeket
növényeknél
nagyob szerepet kap az indítást megelőző előkészítő szakasz.
Az első lépés - rnint rninden más növénynél - a valamilyen alapos lemosás. Ezután következik
változó.
alávetni.
álló
Ezeknél
detergenssei
az indítani kívánt szövettáj kimetszése
A
végzett
a növényből,
a
87
86
valamennyi
más, az indítás szempontjából
a növény a fertőtlenítő majdani
szerre, annál több "fölösleges" szövettel
. inokulurnot.
töménysége
fölösleges egyéb szövettel. Minél érzékenyebb
Nagyon
és a fertőtlenítés
fontos
szempont
a helyes
idejének helyes megválasztása.
táblázat tartalmazza.
együtt rnetszük
ki a
szer, annak
sterilizáló
Ezek összefoglalását
a 12.
.
13. táblázat. Az Orchidea mikroszaporításban
-----------------_.-----------------------------------
Töménység
etanol
HgCI2
KN03
950
KH2P04
85
525
220
CaCIZ·6H20
200
Ca3(P04)z
Ca(N03)2.4H20
1000
MgS04·7H20
400
70
10,20 10
0,15
8,10
0,3
5, 8
Fe-EDTA
0,5
5,8
Fe- Citrát
185
Fe2(S04b 25
28
10
10
Házt. hypó
10
5,8,10
H3B03
0,5
0,03
Házt. klórrnész
6,6
10
MnS04·H20
3,0
7,5
ZnS04
0,5
0,03
CuS04
0,025
0,001
Na2 Mo04·2H20
0,025
meghatározott
ideig használhatók
A sterilizálási steril desztiliát
a Cauleyák
kimetszeni,
szer. által károsított
folytatódik:
kipreparáljuk
szövetrészeket,
steril
desztillált
A távolkeleti országokban
háromszo ri
az inokulurnot,
majd a táptalajra
tartozó fajok szövet ei a levegőn gyorsan oxidálódnak,
inokulumait
csak
ültetjük. elhalnak.
vízben vagy steril kókusztejben
kell
növekedését. olható
használatos
A Cauleyák: (és egyes brornéliák)
meg.
l:.iválasztott mikroszaporításában
mind a kutatásban,
Az
oxigéri
ellátást
a tenyészedény
anyagcseretermékek
sókoncentrációra. orchideák
életformájuknak
megfelelően,
Ez a tény az ill vitro szaporításban
mikroszaporításában
leginkább használatos
ill
vivo is érzékenyek
is érvényesül. taptalajokat
a magas
A 13. táblázat
ismerteti.
az
mint
a
rázatása
szilárd
szövettnövekedésnek,
táptalajon.
A
befolyásolja táptalaj
egyben a protokorrnképzódésnek
a táptalajban
növekedésserkentók
mennyisége
Az által
annak
irányát.
általában jóval nagyobb,
általában
az
indifferenciált
kedvez, míg a szilárd táptalajon
lévő bioaktív anyagok: vitaminok,
abszolut
biztosítja
mert a növény
az organogenezis
az inokulumok hajlamosabbak a szervképzésre. Hasonlóan a többi növényhez 'az orchidea szövettenyészetek elsősorban
táptalajba~
és íelhalmozódásuk
a friss tömeg növekedés
folyékony
állandó
eJ..'Plantátumok
csak folyékony
állandó
a növény két mérgezik
A rázatott folyékony táptalajon ÁZ orchideák,
az orchidea
tenyésztése
nagyon gyakran, hetente át kell oltani friss táptalajba,
pusztulását okozzák. A táptala] halmazállapota
táptalajok
mind a tömegszaporításban
kornponense a táptalajoknak a 10 % kókusztej. A táptalaj szilárdsága jelentésen befolyásolhatja
inokulumokat
hogy a szabad levegővel ne érintkezzenek.
2.2.6. Az orchideák
7,0
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------
vizes öblítés után a növénydarabkaból
A Cattleya nemzetségbe
számítva
fel.
idő leteltével a munka steril oltófülkében
levágva róla a fertőtlenítő Ezért
ezért a felbontásról
250
10,67
hidrogénperoxid
szerek egy része erősen bomlékony,
250
250 500
96
A fertőtlenítő
táptalajok
500
400
KCI Sterilizálási idő (perc) (%) --------------~------_ .._------ ..------------------------------_.:_------------_ ..--------------------------------------Sterilizáló szer
legfontosabb
825
NH4N03 (NH4)2S04
12. táblázat. Sterilizálási eljárások
használatos
_-----_.-----------------------------------------------------v-w RM FAST --------------------------------------------------------------------------------------------------------------------...
organogenezisét
növényi hormonok,
és egymáshoz viszonyított
is
és egyéb
aránya szabja meg.
89 88
Mivel az orchideák többi növényére. Felhasznált
szövettenyészeteire
ugyanazok törvényszerűségek
érvényesek,
mint a
erre külön nem térünk ki.
irodalom
1. Abdullah, M. E., Arditti, J. 1983. Preparation of hormone pastes for plantlet induction on Phalaenopsis flower stalks. -Orchid Review 91:291-292. 2. Arditti, J., Johnson, J. A., Perera, R. G. 1981. Culture media which do not require sterilization. Phalaenopsis flower stalk nodes.- Orchid Review 89: 49-52. 3. Ball, E. A, Reisinger, D:, Arditti, J. 1975. CJonal propagation of Phalaenopsis.> Malayan Orchid Rev.12: 6-9. 4. Brash, J. D., Kocsis, I, 1980. You can "meristern" with hormones. -Am er. Orchid Soc. Bull. 49: 1123-1132. 5. Cha~p,,:gnat, M. 197LRecherches ~ur la mu.lti?lication végétatíve de Neottia nidusavis RI ch. -Ann, SCI.Nat., Bot. BIOL Veg. 12.209-247. 6. Cheak, K. T., Sagawa, Y. 1978. In vitro propagation of Aranda Wendy Scott and Aranthéra James Storei. -HortSci. 13: 661-662. 7. Cvitanik, M. J., Arditti, J. 1984. Effects of anticontaminants on Cyrnbidiurn shoot tip. culture.-Orchid Review 92 (1086): 118-121. 8. Fast, G. 1979. Klonvermehrungvon Phragmipedium sedenii und Phalaenopsis hybr. aus Blütenknospen. -Die Orchid ee 30: 241-244. 9. Fast, G. 1980. Vermehrung und Anzucht,.- In: Fast, G. (redact): Orchideen Kultur 207-261. - Verlag Eugen UImer, Stuttgart. 10. Fu, F. M. L 1978. Studies on the tissue culture of orchids., I. Clonal propagation of Phalaenopsis by lateral buds from fJower stems. - Orchid Review 86: 308-310. 11. Fu, F. M. L. 1979. Studies on the tissue culture of orchiods. II. Clonal propagation of Aranda, Ascocenda, Cattleya by leaf tissue culture. Orchid Rev.87: 343-346. 12. Goh, C. J,. Than, H. 1982. Clonal propagation from leaf explants in Renantanda orchid hybrid.- Orchid Review 90: 295-296. 13. Griesbach, R. J. 1984. The in vivo propagation of Phalaenopsis orchids.- Arner. Orchid Soc. Bull. 53: 1303-1305. 14. Haas-von Schmude, N.F. 1983. KJonale Massenvermehrung von PhalaenopsisDie Orchidee 34: 242-248. 15. Hölters, J. 1983. Möglichkeiten der vegetativen Vermehrung von Phalaenopsis I.Die Orchid ee 34: 79-82. 16. Kerbauy, G. B. 1984. Regeneration of protokorm-like bodies through in vitro culture of root tips of Catasetum (Orchidaceae ).- Zeitschrift für Pflanzenphysiologie 113: 287-291. 17. Kim, K. W., Kako, S. 1982. Effect of plant growth regulatörs on organ formation in Cyrnbidium shoot apex culture in vitro.- Journ. of Jap. Soc. for. Hort. Sci. 51: 106114. 18. Kukulczanka, K., Kromer, K. D. 1984. Namnazanie i rozvój protokorrnów Phalaenopsis w kulturach in vitro.- Acta Universitatis Wratislaviensis No. 667, Prace Botaniczne XXX. 15-29. 19. Kukulczanka, K., Wojciechowska, U. 1983. Propagation of two Dendrobium species by in vitro culture.- Acta Horticulturae 131: 105-110. 20. Mándy, A. 1987. Természetes növekedésserkentók hatása Orchideák és más dísznövények szövettenyésztésére. Kandidátusi értekezés, Kertészeti és Elerníszeripari Egyetem. Budapest. 21. Niemann, D. 1980. Plantlet formation on Paphiopedilum flower stems. - Amer, Orchid Soc. Bull. 49: 372-373. 22. Soediono, N. 1983. A method for saving contaminated tissue cultures of Dendrobium.- Orchid Review 91 (1071): 22. 23. Steward J., Button. 1. 1978. Development of call us and plantlets from Epidendrurn root tips cultured in vitro.-Arner. Orchid Soc. Bull. 47: 607-612. 24. Zimmer, K., Pieper, W. 1978. Clonal propagation of Phalaenopsis by excised buds.Orchid Review 86: 223-227.
2.3. SZEGFŰ 2.3.1. Bevezetés A szegfű (Dianthus caryophyllus L.) szövet és szervtenyésztését jellemzi: már egészen növény merisztérna sziromlevélből
korán, és
történő
a hatvanas,
regenerálás években
természetesen
virusmentesítés
transzformáció hamar
a
születtek részeredmények.
dísznövény,
veszélyezteti
a termesztés
életciklusából
- számos biztonságát
hiányzik
növényanatómiai
a
vírust
vannak:
járulékes
gyökér képzésre
merisztématenyésztéses
vírusmentesítés
szövettenyésztése hogy az
ill
két különbözö
közvetlenül táptalajon.
egy
indítják
meriklónozás
egy menetben
célja
genetikai az egyik
néhány
komolyan
életszakasz,
tehát
- kedvező hajtása
tanulmányozására.
gyors
Ezek megegyeznek
abban,
a kórokozó
[1, 5, 6, 14]; a merisztéma
követi
viszonylag
nagy
citokinin
hormonmentes
a
A szegfű
és a fő hangsúly
fázis után pedig - többnyire
gyökereztetik a növényeket. A másik nézet szerint nincs szükség az egy merisztémából
közül
jól preparálható,
és mikroszaporítás
hajtásképzés
A felszaporítási
a
hajlamos, ezért a szegfű kiváló modellnövény
merisztémából
atípusos
intenziv
merisztérnája
hanem
- vegetatív szaporítású, mag
koncepció alapján történhet.
vitro szegfű kultúrát
mentesítésen van. Az egyik irányzat
elimináló
embriogenezis)
hogy világszerte
melyek
(lásd: 14. táblázat),
legtöbb
tulajdonságai
ismert,
vagy
hogy a szegfű miért került be
- köztudott,
vírusa
e népszerű levélből
Ez utóbbi kísérletek
és mikroszaporítás,
laboratóriumokba:
legfontosabb
megoldották
a kalluszból,
lehetóvé tétele. Több okkal magyarázható,
aszövettenyésztő
növekedésű,
években
ugyanakkor
(de novo organo, illetve szornatikus
terén csak a kilencvenes nem
hetvenes
hajtástenyésztését,
különös kettősség
leoltást tartalmú
táptalajon
-
."
in
vitro felszaporításra,
hanem elegendo
egyetlen ex vitro gyökeres növénykét
előállítani.
Az
utóbbi időkben ez az irányzat egyre gyakoribb, előnyeiről később még szót ejtünk.
2.3.2. Táptalaj A laboratóriumok érdemes
kiegészíteni
többsége az MS alaptáptalajt 2 gli kazein-hidrolizátummal.
szolgál. Viszonylag nagy mennyiségú, mivel így gyakorlatilag sokszorozódást
Szénforrásként
30 gli szacharóz
(7-8 gIliter) jó minőségű agar használata
teljesen kiküszöbölhető
A hormonadagolás
használja (lásd 1.2.2. fej.), melyet
a választott
ajánlható,
a vitrifikáció.
irányzattóI
függ; amennyiben
akarunk elérni, akkor kis auxin koncentráció
(leggyakrabban
gyors
hajtás
0,1-0,5 mg/l
90 91
14. táblázat.
A szegfű vírusbetegségei
NES,
ritkább an
(leggyakrabban
0,1 mgll
hajtás sokszorozódást
--------------------------------------------------------------------------------------------------------------------Foltosság Car. mottle Karcolatos gyűrűsfoltosság Car. etched ring Gyűrűsfoltosság Car. ringspot Értarkulás
W
co
Car. vein mottle Látens vírusfertőzés Car.latent Nekrotíkus foltosság Car. necrotic fleck Itáliai gyúrúsfoltosság Car. Italián ringspot Rejtélyes vírusfertőzés Car. cryptic v. Bacilliforrn vírus Bacilliforrn virus Sárga sávosság Car. yellow stripe K.lorotikus foltosság Car. chlorotic mottle Arabis mosaic Uborka mozaik Cucumber mosaic Chenopodium mozaik Sowbane mosaic Hajtás proliferáció Car. stunt viroid
vitrifíkáció,
CARMO
."'*
jelenségek,
CERV
CAULIMO
***
hormonmentes
CRSV
DINTHO
:;::
CVMV
POTY
~*
CLV
CARLA
*
elváltozások,
a kiültetést
minősége
élik túl. Különösen kultúrával,
A gyökereztetést
követő laboratóriumok
CNFV
CLOSTERO
***
CIRSV
TOMBUS
*
megindulását
CCV
CRYPTO
E
Car. EfV
RHABDO
E
NECRO
*
POTHY
*
ArMV
NEPO
E
merisztémanövények
CUCUMO
E
SMV
SOBEMO
E
Car. SVd
VIROID
*E
is
amit egyes fajtacsoportoknál
csak a merisztéma és a táptalaja
mondható,
növekedésének kezd beszáradni,
táptalajra
passzáljuk.
némi viaszréteggel.
Amennyiben
mégis szükség
akkor a következóképpen
lehet eljárni:
majd ollóval 1-2 rügyes darabokra
vágjuk
helyezzük,
és a szegmenseket
szegfűfajtak
hormonmentes
végezhetünk
in vitro génbankja
anyanövények
Az
Így állítható
a növénytörmelékból
elő
és tartható
fenn
a
is, mivel a mutációs gyakoriság így nem nagyobb, mint az
(autoklávozás
előtt).
széttöltögetjük,
üvegkupakokkal
táptalaj felszínének
táptalajra
(ELISA).
rügymutációs
táptalaj megszilárdulásáig . CMV
e laboratóriumok
már in vitro is rendelkeznek
in vitro felszaporításra,
vírusvizsgálatot
a
helyezett
némileg hagyjuk megnyúlni a merisztéma-növényeket,
in vivo CCMV
vagy papírhidra
friss metszlapot készítünk és horrnonmentes
mértékű
az
ezek
Ennyi citokinin még nem okoz hajtás
kiültetés után a 99 % feletti eredés szokásosnak
pedig CYSV
kiegészíteni.
segíti. Ha a fajta in vitro lassú növekedésű
van bizonyos
emellett
egy lépésben gyökeres ex vitro növényt
és nem gátolja a gyökérképzódést,
Az így előállított
nem megfelelő;
szernbeötlőek
legtöbbször
állítanak elő. Ehhez sokszor elég 1,0 mg/l NES alkalmazása, kevés (0,1-0,2 mg/l) kinetinnellehet
akkor a növénykének
sokszor
végzik.
A másik irányzatot
sokszorozódást
alkalmazunk
sőt virágszín váltás is megfigyelhető.
is nehezen
próbálkoznak. táptalajon
mennyiséget
1,0 mgll BA-t). Így rendkívül látványos
amikor agar nélküli, folyékony rázatott
explantátummal
gyakorisága.
összemért
táptalajt
Valamennyi felfőzzük
és
fedjük és 15 percig autoklávozzuk
a kémcsőállványokat
ez a dőlésszöge
táptalaj rövid
pl-í-ja
121 °C-on, majd a
45 fokos szögben megdöntve
a legmegfelelőbb
5,7
kérncsövekbe
az izolált merisztéma
tartjuk. A táptalajra
helyezéséhez.
-------------------------------------------------
2.3.3. Kiindulási növényanyag
•..•._----------------------------------------------------------------
Ideális Jelrnagyaráza
nagy. citokinin
lehet elérni, de a növények
teratológiás
ilyen növények CarMV
IVS) mellett
1,0·2,0 mgll kinetint, ritkábban
t; Gazdasági jelentőség:
nagy közepes kicsi csak elméleti
esetben
simadugványból
** * E
átesett
állományból
100 %-ot,
ezért
nyilvántartott, kidobni.
nem megfelelő.
kioperálását
amely lehetőleg
származik. olcsóbb
felnevelt
Hosszasan
Vizsgálataink
a merisztéma
végezzük,
fejlett,
elótesztelt,
Mivel a vírusmentesítés
előtesztelni.
és újratesztelt
hűtőtárolóban
mint
a
sok
(és pozitívnak
tartott
dugványokból
szabványos, vírusszegény, hatásfoka
frissen szedett klónszelekción
sohasem
gonddalleoltott, bizonyuló)
növényeket
izolált merisztémálc
Leoitás előtt 1-2 napig 4-10 OC-on érdemes
éri el a egyenként utólag eredése
felszivatrii a dugványolcat.
szerint több fajtánál kedvező hatású az alábbi kondicionáló-szerrel
történő
93
92
felszivatás: esetben
5 mgll AgN03,
tartósítószerként
tavasszal
és etilén-hatás
és 30 gil glükóz, inhibitorként
és a kora ősszel szedett dugványokból
kihozatal
a fajtáktól
számnál
és a táptalaj
dugványokat a fiatal,
módosításnál
figyelembe
levelek a merisztémát
a dugványszedés
A klasszikus,
itiemelten
foglalkoznak
hatásfok
növelésére
kétségtelenül leoltásra,
hatnak.)
Legtöbb
izolált merisztémákból
kell venni.
végezni:
60 napig
Korábban
néhány
vírusmentes átesett
csökkenteni
levágható merisztéma
~--A
leoltás-
"-\rf1lt>J~
mivel
kivéve azon A
általában
B
a ,
nehezen
.
érdemes
i
50-60 %-os páratartalom
mellett.
'
gátló vegyszerekkel
(pl. 2-thio-
s ezáltal megnövelni
méretét, de ezek a módszerek nem terjedtek
a
o
E
el. 7. ábra A szegfű merisztéma
2.3.4. A merisztéma
preparálása
és táptalajra
A dugványokról mozdulatokkal merisztémát,
az idősebb leveleket letörjük, zónájához
távolitjuk
felületileg
10-20 x nagyítást
egészen addig, míg csak 2 x 2 levélke borítja
fertőtlenített
alkalmazva,
rnandrin
nevezetű
Legalább
3-4 db szerszárnot
órajavíró
a merisztémát,
sztereo-binokuláris
Amerisztémák szerszám,
kihűini.
Az apró,
egyetlen mozdulattal (7. ábra
B). Ha
C), ilyenkor
a
kioperálására
merisztémát
kivágott
eszköz a
élt szorítunk.
is kielégitő. Egyes esetekben
a hossztengelyig
ejtünk
majd hagyjuk
túl a merisztémán,
jutunk. E méret esetében a merisztérna
egy ferde
megfordít juk a dugványt és egy második ferde bemetszéssei
bemetszést,
a metszlap
levélprimordiumok vírusmentesítés
üljön
már
nélküli,
megszilárdított
a táptalaj
túlnyúlnak
hatásfoka
levélprirnordium
a ferdén
felszínén.
táptalaj Abban
a merisztémacsúcson
az (7.
stádiumba
került
merisztérna
helyett egy laposabb,
képletet
sem
(7. ábra
F). Ilyenkor
két Jevélprimordium
helyezzük.
esetben, ábra
D),
már erősen lecsökken. Ugyancsak nem ajánlható 100 -~m-nél kisebb merisztéma
amikor
a
akkor
a
a túl kicsiny,
(7. ábra E) kioperálása,
aránya igen kicsi (1 % alatti). Nem érdemes
ezek túlélési
felszínére
kiemelni a szokásos
mert
a már generatív félgömb
alakú
helyett hullámos szövetkoszorúval
övezett virágrügyet találunk. 2.3.5. A tenvésztés körülménvei
után ideális esetben
egy pár levél-primordiurnmal
még nem nyúlnak
Lehetőleg
merisztémát
levelet vágtunk.
márt juk és Ieégetjük,
fedő levélkék eltávolítása
tudjuk kivágni a merisztémát
hatásfok
legmegfelelőbb
mellyel előzőleg esetleg még fertőzött
a Ievélprimordiumok
csak
alatt végezzük,
használunk egyszerre, hiszen nem vághat juk ki ugyanazzal
optimális - 2-300 ;.Lm-es - explantátumhoz vírusmentesftési
mikroszkóp
melybe zsilettpengeból
Minden vágás után az eszköz vágó részét etanolba teljesen
enyhe csavaró
ahogy az a (7- ábra A) sematikus áb~án látható. Ettől a fázistól kezdve a
további munkát
az eszközzel
majd amikor a világoszöld, néhány
érünk, akkor e levelek végét megfogva
el azokat,
kioperálása
helyezése A kimetszett
cm-es fiatal levelek
_
aránya
használunk
fitorronban
a vírusszintézist
r'V--:1
___'
mint a mentesítési
növényanyaget
a hajtáscsúcs víruskoncentrációjár
II
felső párásítást rnunkák
miatt ma már csak a 100 %-ig fertőzött,
38 OC-on, 16 óra megvilágítás,
a
behozott
utódnövények
ajánlható. Ha lehetséges, a hőkezelést
kutató megpróbálta
uracil, Virazole)
foglalkozó
hókezelésével,
A
ha hókezelésen
költségessége
fajták esetében
növényanyag
eljárással.
tartják,
rendszeresen
vírusmentesítéssel
a kiindulási nagyobb,
de annak
mentesíthetó
növényt
fertőtleníteni,
sterilen
előtt az anyanövények
dísznövény alkalmas
sokkal
gyakorlatilag
az
lehet nyerni. A
A leoltásra
(több szakcikk állításával szemben) nem kell felületileg
amikor
kapnak.
(Az ezüst ionok ebben
is nagyon függ: 1 és 60 % között változik. Ezt a tervezett
összeborulo
esetet,
1 gli KN03,
együtt akkor
az eredési arány jó, a mélyen ülő (7. ábra majd
180 fokkal
emeljük ki a merisztémát.
Tapasztalatunk
szerint nem jó a szegfű merisztéma
mixotrófiáját
erőltetni,
ezért
az első 10 napon az explantátumokat sötétben tartjuk. Ezután 5-6000 lux fényerosség 2 1 (kb. 70 j.LMól.m- .s- fotonfluxus) mellett, 16 óra fény - 8 óra sötét fotoperiódussal. 21 C 0
hőmérsékleten,
50 % -os páratartalmú
alatt érik el az J-3 cm-es, kiültetésre
klímakarnrában
alkalmas méretet.
neveljük a növényeket.
6-10 hét
95 94
2.3.6 KiüJtetés. akklimatizálás I
A kiültetést hűtó-szűrófallal ellátott, rovarmentes, ún. izolációs házban érdemes elvégezni új, vagy fertőtlenített eszközökkel, közegekkel. Bevált kíültetőközeg a savanyú rostos tőzeg és perlit 2:1 arányú keveréke, amelynek pH-ját 5,7 - 6,5 -re állítjuk be Futorral, továbbá lassan oldódó, hosszú hatástartamú műtrágyát keverünk hozzá és 0,1 %-os Wuxal-lal megnedvesítjük. Kiűltetés után rögtön felső párásítást, szükség esetén fóliatakarást vagy árnyékolást alkalmazunk. 2.3.7. A szövettenyésztés illeszkedése a szegfű szaporítóanyag elóállítási rendszerbe A laboratóriumi tevékenységeknek a termelési folyamatba illesztésére rnutat be egy lehetséges megoldást a 8. ábra. A szaporítóanyag elóállítási rendszer nélkülözhetetlen eleme a vírustesztelés - lehetőleg ELISA technikávaJ - esetleg tesztnövényekkel. Visszautalva a már korábban elmondottakra, ha a gyors in vitro felszaporítási koncepció érvényesül, akkor meg lehet takarítani egy lépcsőt, de nagy a veszélye annak, hogy egy rossz klónt vagy vírusfertózötten maradt egyedet felszaporítva
:'iEIIESITtS. FAJTAVAS.l.RLAS mintaszedés virus elöteszteléshez.
i~~~-=~--~=-~--~ ~ I I
I LABORATÓRlü!.!
1
·· hO!leze1es. . 1 dugvány elötesztelés
i,
I
i
I
UÓNSEL:t:KCIO
!--------II
dUgVán+y e~ökészi tés. f elsz l,j-va tas merisztéma
I
:~.~----------------~
i
I I
f
I
in vitro növények virustesztelése 1. SZUPER ELIT NövtNY
I
ANYA-
JELöLTEK
I
ex vitro növények kiültetése
I
t
egyedi virustesztelés II., virágzási próba
Felhasznált irodalom
I
I
~
1. Davis, M. J., Baker, R., Hanán, J. J. 1977. CJonal multiplication ofCarnation by micropropagation. J. Amér. Soc. Hort. Sci. 102:/1/ 48-53. 2. Earle, E. D., Langhans, R. w. 1975. Carnation propagation from shoot tips cultured in liquid medium. Hort. Sci. 10: 608-610. 3. Frey, L., Janick, 1. 1991. Organogenesis in Carnation. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 116: 1108-1113. 4. Frey, L., Saranga, Y., Janick, J. 1992. Somatic embryogenesis in Carnation. Hort. Sci. 27: 63-65. 5. Hackett, W. P., Anderson, J. M. 1967. Aseptic multiplication and maintance of áifferentiated Carnation shoot tissue derived from shoot apices. Proe. Amer. Sac. Hort. Sci. 90: 365-369.
I
SZUPER ELIT /STOCK/ },LLOM},NY egyedi vírustesztelés Ill.
ELIT ANYANöVtNY .l.LLOM},NY
I I KERESKEDELMI f-3> ANYANöVtNY .l.LLOM},NY
virusteszt.,'és szúrópróbaszerüen
1 VIRÁGZÓ ALLOM},NY
megjegyzes.
I
1\
leoltás
+
megelózhetó.
l'
!
nevelés klimakamra 'b an
utólag kell igen nagy mennyiségű növényanyagot kidobni. A kis mennyiségű törzs /stock/, illetve szuper-elit állomány előállítása esetén ettől nem kell tartani [18], igaz ugyan, hogy a hagyományos szaporítási lépcsők száma és ezzel együtt a visszafertózödés veszélye nagyobb. Ez utóbbi azonban megfelelő növényegészségügyi rendszabályokkaJ
,L_
- . yanyag útJ·ál jelölik a nYllak a noven
, .. k dé gfű szaporítási folyamatába 8. ábra Az ill vitro technológia Illesz e ese a sze
1
I
I
96 97
6. Hempel, M. 1979. Studies on in vitro muJtipJication of Carnations. 317-321.
Acta Hortic. 91. 2.4. KRIZANTÉM
7. Kozaí, T., Kubota, C, Watanabe, 1. 1988. Effects of basal medium composition on the growth of Carnation plantlets in auto and mixotrophic tissue culture. Acta Hortic. 230: 159. 8. Kowalska, A. 1974. Freeing Carnation Phytopath. Z. 79: 301-309.
2.4.1. Bevezetés
plants from viruses by meristem tip culture.
9. Maróti, M., Gerbár, J., Nattán, Á. 1973. Kísérletek vírusmentes Bot. KözJ. 60: 265-268.
, morifolium A krizantérn (Dendranthema grandiflora Tzve 1ev syn. Chrysanthemum , " , . , , , ., ítása sok tekintetben hasonht a szegruere, Ramat) vírusmentesítése es mikroszapori , ., • ' h gy míg a szegfű 1" ., '1 A.z egyik jellegzetesség, o néhány vonatkozásban azonban e ter allo: " sökkentó tényező, addig a
szegfű előállítására.
lD. MiJler, R. M., Kraul, V., Hutchinson, J. F., Richards, D. ]991. Adventinous ShOOl regeneretion in Carnation from axiJJary bud explants, Annals of Bot. 67: 35-43. ll. Nugent, G., Wardley-Richardson, T., Chin Yi Lu 1991. Plant regeneration from stem and petal of Carnation (D. caryophyJlus). Planr Cell Reports 10: 477-480. 12. Pennazio, S. 1975. Effects of adenine and kinetin on development of Carna tion meristem tips cultured in vitro. 1. Hort. Sci. 50: 161-164.
es~tébe,n a ~~;~:rtő~~:tis:;e!~~a~:~:~g::~:t:~rl~~tt:b~::a~~;eljeS állományok válhatnak krizantém VIru gy . térn faiták viroid rnentesítése, mivel a leselejtezendóvé. Speciális probléma a knzan ] , rnundia nosztikai . . k a vírusokétól eltérő tulajdonságokkal rendelkeznek, Im , g.., vircido , th t' k ki ezért speciális technikák alkalmazásara van szükség, módszerekkel nem muta a o, , .,. ezért a virá zási Jellemző az is, hogy a krizantém in vitro rnutacios hajlama nagyobb, g
13. Ouak, F. 1957. Meristeem cultuur geombineerd rnet warmbehandling voor het verkrijgen van viruskrije anjerplanten. Tijdschr. Plantenziekten 63: 13-14. 14. Roest, S., BokeJmann, G. S. 1981. Vegetative propagation of Carnation in vitro trough multiple shoot development. Scientia Hortic. 14: 357-366. 15. Shabde, M., Murashige, T. 1977. Hormonal requiremems of excised Dianthus caryophyIlus L shoot apical meristem in vitro. Am. J. Bot. 64: 443-448. 16. Stone, O. M. 1963. Factors affecting the growth of Carnation planrs from shoot apices. Ann. AppJ. Biol. 52: 199-209. 17. Stone, O. M. 1968. The eJimination of four viruses from Carnation meristem-tip culture. Ann. AppJ. Biol. 62: 119-122.
próbáknak igen nagy a jelentósége.
15. táblázat. A krizantém vírusbetegségei
-----------------------------------------:--------------------víiüs~------------------GAZDASÁGI----
Sweet William by
NÉV
A yIRUS
VE
CSOPORT
JELENT6SEG
--------------------------------------~~-~~~-~-~---------------------------------------------------------------
18. Tóth, E., Gyertyános, K., György, K.-né. 1984. Adatok a szegfű foltosság vírus kimutatásához és a szegfű virusmentesítéséhez. Kertgazdaság 16: 81-84. 19. Verrneulen, H., Mean, W. M. 1964. Additional remarks on the production of virusfree Carnations by means meristem culture. Neth. J. Plant Path. 70: 185-186.
Enyhe mozaik Ch. Bvírus
CBV
CARLA
***
TAV
CUCUMO
***
CMV
'CUCUMO
, CSVd
VIROID
***
CCMVd
VIROID
*
TSWV
TOSPO
**
RHABDO
E
Magtalanság Tomato aspermy Mozaik Cucumber Mosaic Törpeség Ch. stunt Klorótikus foltosság Ch. clor. mottle Foltosság Tom. spotted wilt
II
I
I
I
I
I
ÉrkJorózis Ch. vein chlorosis
Jelmagyarázat;
.CVCV
Gazdasági jelentőség:
.
*
_
_
nagy közepes
*** **
kicsi csak elméleti
E
