EXPERIMENTÁLNÍ EKOLOGIE ROSTLIN – SOUBOR ÚLOH VERZE
1.0 (LEDEN 2010)
LUCIE HEMROVÁ, TOMÁŠ KOUBEK, KRISTÝNA VAZAČOVÁ, BLANKA VLASÁKOVÁ, MARTIN WEISER
EKOLOGIE KLÍČENÍ A ŠÍŘENÍ DIASPOR Kristýna Vazačová a Lucie Hemrová Diaspory (tj. plody i semena) různých druhů se síří různými mechanismy (vodou, větrem, v srsti či peří, v trávicím traktu zvířat atd.). Zatímco u některých druhů lze na první pohled podle morfologie diaspory určit hlavní šířící mechanismus (Sonchus – vítr, Bidens – šíření v srsti), u jiných druhů bez jasné adaptace je nutné ke zjištění disperzního mechanismu použít přímé testování schopnosti šíření diaspor. Určení disperzního mechanismu z morfologie diaspory však nemusí být vždy jednoznačné (např. chmýr šíření nejen větrem, ale i vodou, zvířaty (Fischer et al. 1996, Heinken et Raudnitschka 2002 ) ) a většinou vede k podhodnocení ostatních možných mechanismů. Pro ucelenou představu o schopnosti šíření druhu je proto lepší prvotní odhad o šířících mechanizmech (na základě vzhledu diaspory) ještě ověřit i přímým testováním. Tím navíc získáme konkrétní hodnoty, které jsou pro mezidruhové srovnání vhodnější než morfologické parametry diaspor. Některé údaje o schopnosti disperze vybraných druhů již existují a je možné je získat buď z již publikovaných literárních zdrojů či z databáze LEDA (Kleyer et al. 2008), která sdružuje data o různých vlastnostech druhů středoevropské flóry (např. životní cyklus, výška zápoje) a mj. některá data o schopnosti šíření druhů. Databáze však zdaleka není kompletní a data týkající se disperzních vlastností jsou omezena pouze na parametry spojené s šířením větrem (tzv. terminal velocity, výška rostliny). Cílem praktika je pro vybrané druhy zjistit schopnost šíření různými disperzními mechanismy pomocí přímého testování za použití níže uvedených postupů. Soubor vybraných druhů pochází z různých čeledí a liší se morfologií diaspor. Část těchto druhů má údaje o schopnosti šíření uvedené v databázi LEDA. Budeme tedy moci porovnat, zda údaje o schopnosti šíření zjištěné v rámci praktika relativně odpovídají existujícím údajům v databázi LEDA, a tudíž zjistíme, jaká je spolehlivost v rámci praktika sebraných dat. Pokud se ukáže, že data sebraná v rámci praktika jsou opravdu relevantní, je případně možné je poslat do databáze LEDA a doplnit ji tak o chybějící údaje a postupně přispívat k jejímu dalšímu rozšíření. Hypotézy A) druhy s přídatnými orgány (krovky, chmýr) se šíří větrem lépe než ostatní druhy (van der Pijl 1982, Grime et al. 1988) B) větší (=těžší) diaspory se šíří hůře větrem než menší (lehčí) diaspory (van der Pijl 1982, Grime et al. 1988) C) větší (=těžší) diaspory se šíří lépe zoochorně než menší (=lehčí) diaspory (Hughes et al. 1994) D) exozoochorie, respektive endozoochorie závisí na typu srsti (Tackenberg et al. 2006), respektive typu trávicího traktu (Bonn 2004) Úkoly Úkol 1: Zjistěte dynamiku klíčení vybraných 12 druhů. Úkol 2: Na základě základě experimentů sloužících k odhadu anemochorie (šíření větrem), hydrochorie (šíření vodou), exozoochorie (šíření v srsti savců), endozoochorie (šíření v trávicím traktu zvířat)se pokuste určit hlavní disperzní mechanismus pro různé druhy, porovnejte s odhadem mechanismu na základě morfologie diaspor. Materiál a pomůcky Diaspory vybraných druhů (Tab.1), papírové sáčky, zkumavky, pinzety Úkol 1: filtrační papír, Petriho miska, destilovaná voda, kyselina giberelová, 2,3,5-triphenyl-2Htetrazolium chlorid, žiletka, tmavé nádobky od filmu, kapátko, analytické váhy, klimabox, binokulární lupa
Úkol 2: − anemochorie: stopky, schůdky, Klíč ke květeně České republiky (Kubát et al. 2002) − hydrochorie: kádinky různých velikostí (250-500ml), destilovaná voda, třepačka s nastavitelnou frekvencí třepů, sítko − exozoochorie: kožešina z ovce, srny a divokého prasete, krabice, čisté papíry, hřeben − endozoochorie: „tlouk“, 0,1M HCl, 250ml kádinky, třepačka s nastavitelnou frekvencí třepů, 250 ml plastové nádobky, holubí grit či kamínky o velikosti cca 5mm, 1M H2SO4, sítko Pracovní postup Úkol 1: Klíčivost semen Od každého druhu zvažte na analytických vahách celkem 150 diaspor po 15, výslednou hmotnost vypočítejte jako průměr ze všech navážených hodnot . Celkem 150 diaspor od každého druhu (3 opakování po 50) vložte do Petriho misek o velikosti 6-8mm (dle velikosti diaspor) s 3 vrstvami filtračního papíru, zalijte 1,2-1,5 ml destilované vody a vložte do klimaboxu s definovaným režimem (14 hod světlo/22 C, 10 hod tma/12 C). Počet vyklíčených semen odečítejte každý týden, vyklíčené semenáčky odstraňte. Pokud po dobu 3 týdnů nevyklíčí v Petriho misce žádná diaspora, zalijte misku 1ml 0,02% roztoku kyseliny giberelové, po dalších 3 týdnech bez známky klíčivosti proveďte test živosti semen: zbylá nevyklíčená semena přepůlte žiletkou a jednu polovinu vložte do víčka nádobky na filmy. Poté zalijte 0,1% roztokem 2,3,5-triphenyl-2H-tetrazolium chloridu a přikryjte nádobkou na filmy (roztok je citlivý na světlo), takto ponechte ve tmě 24 hodin. Za tuto dobu dojde k obarvení živých embryí růžovou až červenou barvou. Zjistěte počet obarvených diaspor a pro každý druh vypočtěte frakci celkově živých semen, semen spontánně klíčících, semen klíčících po aktivaci kys. giberelovou. Existuje vztah mezi hmotností diaspor a klíčivostí v jednotlivých frakcích? Úkol 2: Šíření semen Anemochorie (schopnost šíření větrem): zjištována na základě tzv. terminal velocity (rychlost pádu diaspory). Od každého druhu vezměte 20 diaspor. Každou diasporu postupně pouštějte z definované výšky (např. od stropu, minimálně z výšky 1,5m) a stopněte dobu pádu diaspory (Münzbergová 2004). Vzhledem k poměrně velkému riziku vzniku nepřesností v případě jednoho měření opakujte postup s každou diasporou tak dlouho, dokud se rozdíly 2 naměřených hodnot nebudou lišit o 2 setiny (Münzbergová unpubl.). Tyto 2 hodnoty pak zprůměrujte a výsledek zapište. Ze zjištěných 20 hodnot vypočítejte terminal velocity (TV): TV = výška vypuštění semene (m) doba pádu (s) Z hodnot terminal velocity lze vypočítat disperzní vzdálenost, do které se diaspora dostane: D = (rychlost větru (m/s) * průměrná výška rostliny (m)) TV (m/s) rychlost větru je konstanta, průměrnou výšku rostliny lze zjistit z botanického klíče (Kubát et al. 2002) nebo z databáze LEDA (nebudou tam hodnoty pro všechny druhy). Hydrochorie (schopnost šíření vodou): určena na základě plovatelnosti diaspor, tj. jejich schopnosti udržet se po definovanou dobu na vodní hladině. Do kádinek s destilovanou vodou pomalu vložte od každého druhu 100 diaspor (2 opakování po 50). Velikost kádinky zvolte tak, aby se tam pohodlně vešlo všech 50 diaspor. Pohyb vodní masy simulujte pomocí třepačky s nastavitelnou frekvencí třepání (100 třepů/min). Počet diaspor
plovoucích na vodní hladině odečítejte v těchto intervalech: bezprostředně po vložení diaspor do kádinky, 5 min po třepání, 30 min, 1hod, 2hod, 6hod, 24hod, 1 týden. Po uplynutí 1 týdne plovoucí diaspory propláchněte pod tekoucí vodou a dejte do klimaboxu klíčit. Na základě naměřených počtů plovoucích diaspor spočítejte T50 a T90 (tj. dobu, za kterou klesne 50%, respektive 90% diaspor pod vodní hladinu, Römmerman et al. 2005). Hodnoty T50 a T90 je třeba ještě přepočítat na množství živých semen, které jsou schopny udržet se na hladině: živost plovoucích diaspor/počet diaspor celkem* kontrolní živost diaspor (viz výše). Poznámka: pokusy s plovatelností diaspor obvykle probíhají několik měsíců. Tato doba se nám však zdála pro praktikum příliš dlouhá. Dobu 1 týdne jsme zvolili proto, abychom zachovali ucelenou linii tohoto oddílu praktika, tj. 3 po sobě jdoucí praktika (viz časový plán). Pokud nebude možné po této době určit ani jeden z běžně používaných parametrů (T50 a T90), pro mezidruhové srovnání plovatelnosti nahradíme tyto parametry proporcí diaspor plovoucích na vodní hladině po 1 týdnu. Exozoochorie (schopnost šíření v srsti zvířat): zjišťována jako přilnavost, tj. proporce diaspor schopných udržet se v srsti zvířat po definovanou dobu/úkon. Celkem 100 diaspor od každého druhu (4 opakování po 25) nasypte do papírové krabice a přikryjte kůží. Několika kruhovými pohyby kůží na dně krabice a následnými několika zatřepáními kůží simulujte pohyb zvířete, tj. dotyk jeho srsti s diasporou druhu a jeho následný pohyb. Poté kůži vyjměte, opatrně vyčešte uchycené diaspory hřebenem na bílý papír (Münzbergová 2004) a spočtěte přilnavost diaspor k srsti zvířete jako: počet diaspor uchycených v srsti/celkový počet použitých diaspor. Pokus opakujte i pro ostatní typy srstí. Endozoochorie (schopnost šíření v trávicím traktu zvířat) ● Šíření v trávicím traktu přežvýkavců: K simulaci žvýkacích pohybů zvířat je třeba použít speciálního nástroje („tlouku“, běžně používán v Botanickém ústavu v Průhonicích, možno zapůjčit). Nejprve je nutné simulovat průchod ústním ústrojím: do „žvýkacího“ prostoru tlouku vložte 150 diaspor (3 opakování po 50) a silou odpovídající 70 kg otočte dvakrát tloukem laterálně od 900 (Römermann et al. 2005). Poté diaspory vložte do zkumavky a zalijte 0,1M HCl jako simulaci chemických pochodů v žaludku. Po 8 hodinách diaspory propláchněte pod tekoucí vodou a dejte klíčit dle postupu uvedeného výše. Vypočítejte podíl přeživších diaspor (počet živých diaspor/počet diaspor použitých v pokusu). Šíření v trávicím traktu ptáků (holuba): Mechanické pohyby žaludku simulujte třepáním diaspor s gritem (drobné kamínky velikosti cca 0,5 cm přítomné v žaludku holuba): do plastových nádobek vložte od každého druhu 150 diaspor (3 opakování po 50), přidejte 20mg gritu a 5ml destilované vody. Nádobky třepejte při frekvenci 200 třepů/min po dobu 24hod (Vazačová et Münzbergová subm.). Poté ze směsi vyberte diaspory a zalijte 5ml 1M H2SO4 (pH ≈ 0.3, Santamaría et al. 2002). Nechte působit 4 hod. Následně diaspory propláchněte a proveďte a dejte klíčit. Vypočítejte podíl přeživších diaspor. ●
Tabulka 1: Příklad druhů pro šířící pokusy včetně použitého typu diaspory Druh
Čeleď
Disperzní jednotka
Aster amellus
Asteraceae
Nažka s chmýrem
Atriplex sagittata
Chenopodiaceae
Nažka s krovkami
Carex sp.
Cyperaceae
Mošnička
Filipendula ulmaria
Rosaceae
měchýřek
Geum urbanum
Rosaceae
Nažka s přívěšky
Heracleum sphondylium
Apiaceae
Nažka
Leontodon hispidus
Asteraceae
Nažka s chmýrem
Druh
Čeleď
Disperzní jednotka
Lonicera xylosteum
Caprifoliaceae
Peckovice
Melilotus albus
Fabaceae
Semeno
Plantago major
Plantaginaceae
Semeno
Ranunculus acris
Ranunculaceae
Nažka se zobáčkem
Rumex obtusifolius
Polygonaceae
Nažka s krovkami
Literatura: Bonn, S. (2004): Assessment of endozoochorous dispersal potential of plant species by ruminants – approaches to simulate digestion. Dispersal of plants in the Central European landscape – dispersal processes and assessment of dispersal potential exemplified for endozoochory, pp. 41-75. PhD.Thesis,University of Regensburg, Regensburg. Fischer, S. F., Poschlod, P. et Beinlich, B. (1996) Experimental studies on the dispersal of plants and animals on sheep in calcareous grasslands. Journal of Applied Ecology 33: 1206-1222. Grime, J.P., Hogson, J.G. et Hunt, R. (1988): Comparative plant ekology: a functional approach to common British species. Undin Hyman, London, UK. Heinken, T. and Raudnitschka, D. (2002): Do wild ungulates contribute to the dispersal of vascular plants in central European forests by epizoochory? A case study in NE Germany. Forstwissenschaftliches Centralblatt 121: 179-194. Hughes, L., Dunlop, M., French, K., Leishman, M.R., Rice, B., Rodgerson, L. et Westoby, M. (1994): Predicting dispersal spectra: a minimal set of hypotheses based on plant attributes. Journal of Ecology 82: 933-950. Kleyer, M., Broker, R.M., Knevel, I.C., Akker, J.P., Thompson, K., Sonnenschein, M., Poschlod, P., van Groenendael, J.M., Klimes, L., Klimesová, J., Klotz, S., Rusch, G.M., Hermy, M., Adriaens, D., Boedeltje, G., Bossuyt, B., Engels, P., Götzenberger, L., Hodgson, J.G., Jackel, A.-K., Dannemann, A., Kühn, I., Kunzmann, D., Ozinga, W.A., Römermann, C., Stadler, M., Schlegelmilch, J., Steendam, H.J., Tackenberg, O., Wilmann, B., Cornelissen, J.H.C., Ericsson, O., Garnier, E., Fitter, A. & Peco, B. (2008) The LEDA Traitbase: A database of life-history traits of the Northwest European flora. Journal of Ecology 96(6): 1266-1274. Kubát, K., Hrouda, L., Chrtek, J. jun., Kaplan, Z., Kirschner, J. et Štěpánek, J. (eds.) (2002): Klíč ke květeně České republiky. 928 p., Academia, Praha. Münzbergová, Z. (2004): Effect of spatial scales on factors limiting species distributions in dry grassland fragments. Journal of Ecology 92: 854-867. Römermann, C., Tackenberg, O. et Poschold, P. (2005): Buoyancy. In: I.C. Knevel, R.M. Bekker, D. Kunzmann, M. Stadler et K. Thompson (eds.) The LEDA traitbase collecting and measuring standards of life history traits of the Northwest European flora. Scholma Druk B.V., Bedum (The Netherlands). http://www.leda-traitbase.org Römermann, C., Tackenberg, O. et Poschold, P. (2005): Internal animal dispersal. In: I.C. Knevel, R.M. Bekker, D. Kunzmann, M. Stadler et K. Thompson (eds.) The LEDA traitbase collecting and measuring standards of life history traits of the Northwest European flora. Scholma Druk B.V., Bedum (The Netherlands). http://www.ledatraitbase.org Santamaría, L., Caharalambidou, I., Figuerola, J. et Green, A.J. (2002) Effect of passage through duck gut on germination of fennel pondweed seeds. Archiv für Hydrobiologie 156: 1-22. Tackenberg, O., Römermann, C., Thompson, K. et Poschold, P. (2006): What does diaspore morphology tell us about external animal dispersal? Evidence from standardized experiments measuring seed retention on animal-coats. Basic and Applied Ecology 7: 45-58. van der Pijl (1982): Principles of dispersal in higher plants. Springer-Verlag, New York, USA. Vazačová, K. et Münzbergová, Z. (subm.): Simulation of seed digestion by birds: how does it reflect the real passage through pigeon gut?
INTERAKCE ROSTLIN S OPYLOVAČI: OPTIMALIZACE ZÍSKÁVÁNÍ POTRAVY Blanka Vlasáková Vztahy s opylovači jsou považovány za jednu z hlavní sil v evoluci vyšších rostlin (Errikson & Bremer, 1992). Základním úkolem v procesu opylování je přenos pylu z jednoho květu na druhý, patřící rostlině stejného druhu. Selekce působí především na znaky, které jsou nezbytné pro přilákání a uspokojení opylovače: květní morfologii, znaky lákající opylovače a odměnu za návštěvu. Opylovači jsou schopni zpracovat celou řadu vizuálních i olfaktorických signálů, a navíc je jsou schopni interpretovat situaci podle svých předchozích zkušeností. Získávání potravy je energeticky náročné, a proto by se opylovači měli snažit optimalizovat své chování tak, aby za minimum energie získali maximum zdroje. Toto je základní myšlenka teorie „optimálního získávání potravy” (Optimal Foraging Theory; MacArthur & Pianka 1966, Schoonhoven et al. 2005). Chování opylovačů působí na rostliny jako silný selekční tlak. Cizosprašná rostlina, která není schopná dostatečně využít fyziologických vlastností opylovače, riskuje nedostatečný přísun pylu a tedy omezenou produkci potomstva. Úkolem navržených úloh je demonstrovat studentům vizuální a olfaktorické schopnosti vybraných opylovačů, jak opylovači tyto schopnosti využívají při získávání potravy. Teorie předpokládá, že se čmeláci budou snažit optimalizovat své chování při vyhledávání a sání nektaru. Je pro ně nežádoucí trávit čas na chudých květech. Také se snaží vyhnout květům, které již byly navštíveny, a nektar je z nich vyčerpán. K tomu využívají čich. Čmelák při návštěvě květu zanechává pachové značky, které jinému čmelákovi napoví, že nektar v tomto květu již je vyčerpán (Eltz, 2006; Goulson, 2000). Hypotézy A) Na chudém poli, květenstvích a květech stráví čmeláci celkově méně času, protože neposkytuje tolik energie, a proto se nevyplatí na něm zůstávat déle. B) Na poli s květy chudými nektarem čmeláci opustí bez sání za jednotku času mnohem více květů, než na poli s květy bohatými na nektar. V okamžiku, kdy čmelák ohledá květ a zjistí, že v něm není mnoho nektaru, květ opustí. Energie získaná z takového květu je vzhledem k času stráveném na květu příliš nízká. Logicky čmeláci na tomto poli sají za jednotku času z méně květů, než na poli s květy bohatými na nektar. C) Květy se stopami po předcházející návštěvě jiným jedincem budou častěji odmítnuty než květy květy bez těchto stop, přestože množství nektaru v květech je stejné. Tím demonstrujeme, že čmeláci se řídí čichem a předpokládají, že označený květ již byl navštíven. Úkoly Úkol 1: Jak se liší chování čmeláků na květech bohatých resp. chudých na nektar? Úkol 2: Jaký je význam čichu při „optimal foraging“ čmeláků? Pomůcky a materiál Několik truhlíků s kvetoucí Salvia officinalis nebo Lavandula officinalis, jemná síťovina, netkaná textilie o nízké gramáži, atp. Úkol 1: stopky, mikrokapiláry Úkol 2: entomologická síťka, smrtička s chloroformem, binokulární lupa, pinzety a prep. jehly, uzavíratelná nádobka, pentan (asi 10ml)
Pracovní postup Úkol 1: Jak se liší chování čmeláků na květech bohatých resp. chudých na nektar? Na experiment je třeba několik truhlíků se Salvia officinalis nebo Lavandula officinalis. Nejméně dva dny před experimentem zakryjte dvě třetiny truhlíků tkaninou, aby se zabránilo kontaktu hmyzu s květy a ty mohly akumulovat nektar. Po odkrytí získáte 2 experimentální pole – jedno s květy bohatými na nektar a druhé s květy chudými. Nejprve pomocí kapilár změřte obsah nektaru u několika květů z odkrytého a zakrytého pole – demonstrujte rozdíl v množství nektaru. Poté pomocí mikrokapilár odsajte nektar z poloviny zakrytých truhlíků (tedy celkově 1/3) Následně pozorujte čmeláky, kteří přilétají na experimentální políčka (jednotlivé truhlíky) a u každého zaznamenejte: • celkový čas návštěvy experimentální políčka • dobu strávenou na jednom květenství • dobu strávenou na jednom květu • počet navštívených květů, ze kterých čmelák saje nektar • počet navštívených květů, které čmelák opustí, aniž by začal sát • spočteme počet rozvinutých květů v každém políčku spočteme průměrný čas, po který se čmelák květem zabývá („handling time“). Úkol 2: Demonstrujeme význam čichu při „optimal foraging“ čmeláků. Využijeme opět truhlíky, které byly zakryty. Všechny květy jsou tedy bohaté na nektar. Před experimentem je odchyceno asi 20 čmeláků a usmrceno v chloroformu. Pod binokulární lupou jsou z tarzálních článků jejich končetin vyjmuty šlachy a články jsou na 24 hodin ponořeny do malého množství pentanu (5ml). V experimentu sledujeme květy bohaté na nektar, na které byl napipetován extrakt z tarzálních článků, a květy, na které byl napipetován čistý pentan (kontrola). Sledujte stejné parametry jako v předchozím experimentu. Literatura: Eltz, T. (2006) Tracing pollinator footprints on natural flowers. J Chem Ecol 32: 907-915 Eriksson O. & Bremer B. (1992) Pollination systems, dispersal modes, life forms, and diversification rates in angiosperm families. Evolution, 46, 258-266 Goulson D., Stout J. C., Langley J. & Hughes W.O. H. (2000) Identity and function of scent marks deposited by foraging bumblebees. J Chem Ecol 26: 2897-2911 MacArthur, R. H. and Pianka, E. R. (1966) On the optimal use of a patchy environment. American Naturalist 100: 603-609 Schoonhoven L.M., van Loon J.J.A. & Dicke M. (2005) Insect-plant biology. Oxford University Press, Oxford. Organizační poznámky: 1.Je zapotřebí dbát na takový poměr počtu pozorovatelů, truhlíků a koncentrace čmeláků na lokalitě, aby byla pozorování proveditelná. 2. Pokud bude řešen úkol č.2, je zapotřebí pracovat s druhy, které nepodléhají zvláštní ochraně.
INFEKCE ROSTLIN HOUBOVÝMI PATOGENY Tomáš Koubek Houbové choroby jsou dobře prostudovaným fenoménem, ale v převážné většině pouze v agroekosystémech a znalosti ekologie chorob planých rostlin se omezují na několik význačných, dobře prozkoumaných systémů – např.: Silenaceae – Microbotryum volaceum (Antonovics et al 2002) nebo Linum marginale – Melampsora lini (Thrall et al 2002) – a studie ostatních patosystémů se často dotýkají pouze některé jednotlivé části vztahu patogen – hostitel. Přitom je zřejmé, že patogeny (choroby) mají zásadní vliv na populace rostlin a často ovlivňují i základní vztahy ve společenstvu, například pomocí změn kompetičních schopností rostlin (endofytické houby - Pan and Clay 2003). Cílem praktika by tedy mělo být získat informace o dalších patosystémech a vlivu jejich patogenů na hostitele. Mezi houbovými patogeny nalezneme velkou diverzitu projevů od chorob nesystemických (pouze místní infekce) po choroby systemické (dlouhodobá prezence v celé rostlině); od chorob s velkou prezencí a incidencí choroby (např. padlí, Laine 2004) po choroby vzácné s nízkou incidencí (některé rzi ad.). Obraz různorodosti patosystémů je dále komplikován přítomností specifické rezistence a susceptibility u mnoha systémů (Thrall and Burdon 2000). Dalším z cílů této části praktika by tedy mělo být tyto rozdíly vizualizovat a diskutovat jejich význam pro populace rostlin. Hypotézy A) Systemická choroba se vyznačuje nižší incidencí choroby za sledované období B) Systemická choroba se vyznačuje menším vlivem na jednotlivce C) Na lokalitách s chorobou přítomnou dochází k selekci rezistentních rostlin, takže v pokusu bude větší incidence u lokalit bez výskytu choroby D) Nakažené rostliny budou mít nižší biomasu a to proporčně více u nesystemické choroby Úkoly Úkol 1: Liší se rostliny z různých lokalit rezistencí? Úkol 2: Jaké dopady mají systemické a nesystemické infekce na životní projevy rostlin? Materiál a pomůcky sterilizovaná zahradní zemina a písek, květináče 6x6 cm, špejle, mikrotenové pytlíky, váhy, usazovací válec (možno improvizovat velkou nálevkou, uříznutou PET lahví atp.), ofukovací balónek, grafická stupnice nakažení padlím, semena a mateční rostliny. Navrhované patosystémy: − Vinca minor a její systemická autoecická rez Puccinia cribrata, − Impatiens noli-tangere a její nesystemické padlí Podosphaera balsaminae Pracovní postup Úkol 1: Liší se rostliny z různých lokalit rezistencí? Pokuste se nakazit rostliny z populací, kde se patogen vyskytoval/nevyskytoval. Výsadba: Připravte směs zeminy písku (1:1 objemově) a květináče. V systému Vinca – Puccinia z každé populace vysaďte po 10ti klonálních fragmentech, každý alespoň s 5ti rametami. V systému Impatiens – Podosphaera vysejte semena odebraná z 10ti rostlin na každé lokalitě, z každé rostliny alespoň 5 semen.
Příprava inokula a infekce: Inokulum připravte usušením listů ze zásobních rostlin s infekčními sporami při pokojové teplotě. Před použitím listy rozlámejte na malé kousky tak, aby neunikaly infekční částice (v papírovém pytlíku), promíchejte tak, aby byly infekční částice rovnoměrně rozptýleny. Vinca – Puccinia: do květináče zapíchejte 4 špejle a sáček bez dna kolem nich, do květináčů přisypte inokulum v množství 2 gramy suchých listů na květník (váženo na analytických vahách), jednu rostlinu z fragmentu ponechte jako kontrolní bez infekce Impatiens – Podosphaera: každý květináč s rostlinou umístěte do usazovacího válce (settling tower – používán pro infekci pomocí konidií padlí) a pomocí ofukovacího balónku standardizovaným způsobem uvolněte z listů (1g) konidie; rostliny opět ohraďte sáčkem bez dna kolem zapíchaných špejlí, jednu rostlinu z každé mateřské rostliny ponechte jako kontrolní bez infekce. Odečet: Vinca – Puccinia: všechny rostliny zkontrolujte na přítomnost choroby (přítomnost spermogonií nebo telií). Impatiens – Podosphaera: odhadněte pomocí stupnice plochu postiženou padlím a změřte výšku rostliny a odečtěte počet listů. Srovnejte míru nákazy mezi lokalitami, mezi genetami. Orientačně porovnejte míru nákazy mezi patosystémy. Úkol 2: Jaké dopady mají systemické a nesystemické infekce na životní projevy rostlin? Před infekcí při provádění Úkolu 1 zjistěte: U všech rostlin systému Vinca – Puccinia: počet výhonů, délku 3 nejdelších výhonů, průměrný počet listů na cm ze 3 nejdelších výhonů. Míra zjevné infekce je v tomto patosystému při omezené délce praktika nízká, proveďte proto stejná měření i na souboru zásobních nakažených a nenakažených rostlin (Postupujte tak, aby nedošlo k infekci neinfikovaných zásobních rostlin!) U poloviny nakažovaných a všech kontrolních rostlin v systému Impatiens – Podosphaera: výšku, sumu délek lodyh, počet listů. Na konci semestru změřte stejné parametry u všech nenakažených rostlin. Pokud je nakažených rostlin více než nenakažených, náhodným výběrem soubor upravte na stejnou velikost a změřte stejné parametry. Porovnejte je mezi nakaženými a nenakaženými rostlinami. Orientačně porovnejte míru dopadu infekce na život jedince v systému s nesystemickou a systemickou infekcí. Literatura Antonovics, J, Hood, M and Partain, J (2002) The ecology and genetics of a host shift: Microbotryum as a model system. American Naturalist 160:S40-S53 Laine, AL (2004) Resistance variation within and among host populations in a plant-pathogen metapopulation: implications for regional pathogen dynamics. Journal of Ecology 92(6):990-1000 Pan, JJ and Clay, K (2003) Infection by the systemic fungus Epichloe glyceriae alters clonal growth of its grass host, Glyceria striata. Proceedings of the Royal Society of London Series B-Biological Sciences 270(1524):1585-1591 Thrall, PH and Burdon, JJ (2000) Effect of resistance variation in a natural plant host-pathogen metapopulation on disease dynamics. Plant Pathology 49(6):767-773 Thrall, PH, Burdon, JJ and Bever, JD (2002) Local adaptation in the Linum marginale-Melampsora lini host-pathogen interaction. Evolution 56(7):1340-1351
týden Ekologie šíření
Interakce s opylovači
Houbové infekce
1
Představení a diskuse tematických okruhů a úkolů. Zásady bezpečnosti práce.
2
Klíčivost (založení); Hydrochorie (založení)
3
Klíčivost odečet Hydrochorie odečet
4
Klíčivost odečet Ostatní chorie
5
Klíčivost: odečet, aplikace kys. giberelové
výsadba
6
Klíčivost: odečet
měření, infekce Vinca
7
Klíčivost: odečet
měření, infekce Impatiens
8
Klíčivost: odečet, barvení
Příprava substrátu a materiálu, výsev.
9
měření, odečet Impatiens
10
měření, odečet Vinca
11
Optimalizace sběru nektaru
12
Pachové stopy
13
Vyhodnocení
