Biológiai laboratóriumi alapismeretek, BSc, 2007 PTE TTK Kísérletes Állattani és Neurobiológiai Tanszék

Biológiai laboratóriumi alapismeretek, BSc, 2007 PTE TTK Kísérletes Állattani és Neurobiológiai Tanszék Az élettani gyakorlatokon használatos mérési technika bemutatása Írták: Atlasz Tamás, Dénes Viktória, Hernádi István, Kőszegi Zsombor, Uzsoki Boglárka 1. Gyakorlat 1.1. Anyagok és eszközök 1.2. A laboratóriumi mérlegek 1.3. Oldatok készítése, kémiai számítások 1.4. Hígítási sorozatok készítése 1.5. Alapvető kémiai számítások oldatokkal 2. Gyakorlat 2.1 Biofizikai jelenségek, transzdukció, analóg-digitális jelátvitel 2.2 . Biológiai preparátum készítése és farmakológiai vizsgálata 3. Gyakorlat 3.1 Emberen végzendő vizsgálatok szabályai 3.2. Légzésvizsgálatok, spirometria 3.3. Vérnyomásmérés közvetett úton emberen 3.4. Az izommunka hatása a légző- és a keringési rendszer működésére 3.5. Fizikai erőnléti index (PFI) felvétele

1

1. Gyakorlat 1.1. Anyagok és eszközök Laboratóriumi munkához főleg üvegedényeket használunk. Az üvegedények különböző kémiai hatásokkal szemben ellenállók, tisztításuk könnyű, a bennük végbemenő folyamatok jól láthatóak. Egy részük hőálló üvegből készült, melyek a hirtelen hőmérsékletváltozást is jól bírják. A legismertebb üvegedény, a középiskolákban is használatos kémcső. Ezek könnyen hevíthetők, de melegítésekor a balesetvédelmi előírásokat mindig szem előtt kell tartanunk. A másik igen gyakorta használt üvegedény a főzőpohár. A főzőpoharak szájánál az üvegfal vége lekerekített, egy helyen kiöntővé képezve. Kísérleteink során a különböző lombikokat melegíthetjük. Az egyik leggyakrabban használatos az ún. Erlenmeyer-lombik. Vizsgálatainkhoz a 100 ml-es és a 250 ml-es térfogatú lombikokat használjuk. A Petri-csésze két lapos üvegtálka, melyek egymásra illeszthetők. 100 fokos folyadék beleöntését is elviseli, de közvetlen melegítésre alkalmatlan. Az óraüveg homorú felébe különböző anyagokat tölthetünk a vizsgálatok elvégzéséhez. Különböző folyadékok áttöltésére, szűrésére üvegtölcséreket használunk. A folyadékok, elegyek keverésére tömör üvegből készült üvegbot alkalmas. Szilárd vegyszerek adagolására vegyszerkanalat használunk. Nagyon kell ügyelni arra, hogy a különböző vegyszerekbe minden egyes alkalommal teljesen tiszta, lemosott és száraz kanállal nyúljunk bele. A vizsgálatokhoz szükséges állati részeket sokszor teljes állati szervezetből kell kiemelnünk vagy elkülönítenünk. A munkát ún. boncdeszkán végezzük. A műtét után a tálat mosogatószeres forró vízzel zsírtalanítjuk, majd fertőtlenítőszeres oldatban leöblítjük. A boncolásokat a könnyebb hozzáférhetőség miatt bonctálon is végezhetjük. Ez általában fémből készült hosszabb tál, melynek alját méhviasz és fenyőgyanta 7:3 arányú keverékével öntjük ki. Boncoláshoz különböző vágóeszközöket használunk. A vágóeszközökhöz ollók is tartoznak. Nagyobb méretű kísérleti anyagokhoz az anatómiai olló, míg a kisebb képletek vágására a kisebb szövettani olló használatos. Különböző anyagok megfogására szolgálnak a csipeszek. A nagyobb fogásokra az anatómiai csipesz, míg a finomabb műveletekhez a görbecsipesz és a szálkacsipesz használható. A boncolási vizsgálatok kisebb részleteinek feltárásához nagyítót használhatunk. A laboratóriumi munkák során elengedhetetlen az anyagok pontos mérése. Tömegmérés (lsd laboratóriumi mérlegek) mellett leggyakrabban térfogatmérést végzünk. Folyadékok mérésére leggyakrabban mérőhengereket használunk. A méréseknél fontos a folyadékfelszín, az úgynevezett helyzetének pontos leolvasása. A leolvasásnál a meniszkusz alsó széle érje a kívánt beosztást,

2

melyet mindig szemmagasságból kell figyelnünk. Oldatkészítéshez gyakran mérőlombikokat használunk. Az anyagokat egy kevés oldószerben feloldva a mérőlombikba töltjük, majd utána feltöltjük a többi oldószerrel a mérőlombik nyakán levő jelzésig. Méréseinkhez gyakran használunk ún. osztott pipettákat. Ezek közül az 1, 2, 10, 25 ml-esek a leggyakrabban előfordulók. Igen fontos tudni, hogy maró vagy mérgező anyagokat pipettával soha nem szabad bemérni. Erre mérőhengert vagy bürettát használjunk.

1.2. A laboratóriumi mérlegek Biológiai mérések során a legtöbb esetben elengedhetetlen különböző oldatok, oldatsorozatok, vagy pl. Ringer oldat összeállítása. Ehhez szükséges, hogy az adott kémiai anyagokat megfelelő mennyiségben mérjük ki. Mérleggel történő mérések alapja, hogy az ismeretlen tömeget ismert nagyságú tömegsorozattal hasonlítjuk össze. A laboratóriumi gyakorlatban a lemérendő test (anyag) tömegétől és a mérés kívánt pontosságától függően az összehasonlításhoz különböző nagyságú és szerkezetű, különböző érzékenységű mérleget használunk. Tulajdonképpen valamennyi kétkarú emelő. A hagyományos mérlegeken kívül elterjedtek újabban az elektronikus működésű félautomata és automata mérlegek is. A mérlegek jellemzői: - méréshatár - az a maximális tömeg, amivel a mérleg terhelhető - érzékenység - az a legkisebb tömeg, amelyre a mutató egy osztással kitér - pontosság - a valós tömeg és a mért tömeg közötti százalékos eltérés Táramérleget vagy laboratóriumi kézimérleget használunk, ha 0,01 g pontossággal akarunk mérni. Ezen mérlegek méréshatára 100-500 g lehet. Az analitikai mérlegen 0,0001 g (0,1 mg) pontossággal mérhetünk. Ez a mérleg igen érzékeny, ezért üvegezett szekrényben tartjuk, hogy a portól, huzattól megvédjük. Felső méréshatára 100-200 g. Az egyszerű analitikai mérleg helyett a gyakorlatban manapság a hagyományos típusú, légfékes analitikai mérleggel találkozunk, amelynek érzékenysége kisebb ugyan (0,2-0,4 mg), de a mérést lényegesen meggyorsítja. Az igen érzékeny, 20 g méréshatárú mikroanalitikai mérlegen a milligramm ezredrészét (l µg = 10-6 g) is megmérhetjük. Mindegyik mérlegfajtához megfelelő pontosságú tömegminták, azaz mérőtestkészlet (tömegsorozat) tartozik. A kétkarú mérleggel történő mérésnél a bal serpenyőre helyezzük a

3

mérendő tömeget, a jobb serpenyőre pedig a súlysorozat megfelelő tagjait. A mérendő vegyi anyagot soha nem közvetlenül a serpenyőre helyezzük, hanem mérőedényben, óraüvegen, vagy bemérő csónakon mérjük le! A mérőtestek felhelyezésekor a mérleg mindig rögzített (arretált) állapotban legyen! Méréskor a mérőtesteket csak csont, vagy műanyag végű csipesszel szabad megfogni, sohasem ujjal, mert a legcsekélyebb szennyezés is hamis mérési adatokat eredményez! A mérőtesteket ne tegyük le a laboratóriumi asztalra, azok vagy a mérlegen, vagy a dobozban legyenek! A mérés megkezdése előtt meg kell vizsgálni a mérleg használhatóságát! A mérlegen található vízszintjelző buborék ellenőrzésével győződjünk meg a mérleg helyes felállításáról, valamint állapítsuk meg a mérleg egyensúlyi helyzetét, vagyis hogy terheletlen állapotban a mutató a nulla-ponton álljon be. Analitikai mérlegen történő mérésnél a mérés előtt 5-10 percig nyitva hagyjuk a mérlegszekrény ajtóit, hogy a szekrény levegője azonos állapotú legyen a környezet levegőjével. Szobahőmérsékletűnél melegebb tárgyat ne helyezzünk a mérlegre, mert a mérlegkarok egyenlőtlen felmelegedése sok hibát okoz! A mérés befejezése után a mérleg terhelését a lehető legrövidebb idő alatt szüntessük meg! A mérlegszekrényben a kiszóródott vegyszereket puha ecsettel szedjük össze! A kicsöppent folyadékot azonnal itassuk fel és alkoholos papírvattával töröljük át a szennyezett területet! Ha meghatározott mennyiségű anyagot kell lemérnünk, úgy járunk el, hogy először a bemérőedény (lombik, pohár, bemérő csónak) tömegét az előzőekben leírt módon meghatározzuk. Ezután a jobb oldali serpenyőre a kívánt anyagmennyiségnek megfelelő mérőtömegeket helyezzük, a bemérőedénybe pedig az anyagunkat. Az előre kiszámított skála-értékre további kevés lemérendő anyag elvételével, illetőleg hozzáadásával állítjuk be az egyensúlyi helyzetet. Légfékes mérlegeken gyorsabb a mérés, mert nem kell a lengéseket figyelni és megvárni, amíg a mutató lassan beáll az egyensúlyi helyzetbe. A serpenyőre szerelt légfék ugyanis gyorsan csillapítják a lengéseket, így az egyensúlyi helyzet pontosan és hamar áll be. Napjainkban a mérlegek már elektronikai elven működnek, és digitális kijelzésűek. A testre ható súlyerőt elektromos jellé alakítják, és a kijelzőn a tömeg közvetlenül leolvasható. A mérleg arretálása (kioldása) és az egyensúlyi nulla pont beállítása egy-egy gomb megnyomásával történik. A teljes mérési tartományon belül a mérleg a Tara gomb megnyomásával nullázható. A mérleg az egyensúlyi állapot elérést azzal jelzi, hogy a kiírt érték mellett megjelenik a mértékegység. Automata mérlegen történő mérés esetén a bekapcsolás után (ON gomb) a mérőedényt helyezzük rá a mérlegre. A tárázó gomb megnyomásával nullázzuk, majd bemérjük a kívánt mennyiségű vegyszert. A kijelző folyamatosan mutatja a tömegváltozást, a végleges tömeget a

4

mértékegység megjelenésével jelzi. A mérés végeztével a mérőedényt leemeljük, a mérleget kikapcsoljuk. Desztillált

víz

bemérésére

használhatunk

mérőhengert.

Ez

betöltésre

hitelesített

térfogatmérő eszköz. Mivel vizes oldatok esetén a meniszkusz homorú, így a mérőhenger beosztásának a folyadékfelület legmélyebb pontjával kell egybeesnie. Oldatok készítése során az oldódást segíthetjük, ha a lombikot körkörösen mozgatjuk. A keveredés biztosításához használhatunk mágneses keverőt is. A berendezés két részből áll: egy keverőből és egy mágneses keverőbotból. A lombikba beletesszük a keverőbotot, majd a keverő közepére helyezzük. A keverőmotor fordulatszámát tekerőgombbal szabályozhatjuk. Az elkészített oldatokat lefedjük, feliratozzuk, és további felhasználásig megfelelő hőmérsékleten tároljuk.

1.3. Fiziológiás oldatok összeállítása A szervezet normális működéséhez elengedhetetlen a homeosztázis, a belső állandóság fenntartása, melybe bele tartozik az ozmotikus viszonyok állandósága (isozmozis), a pH állandóság (isohydria) és az állandó ionösszetétel (isoionia) biztosítása is. A homeosztázisban bekövetkező változások a sejtek rendellenes működéséhez vezetnek. A testfolyadékok jellemezhetők ozmolaritásuk alapján, mely 1 dm3 oldatban megadja az ozmotikusan aktív ionok mennyiségét molban. Például 1 mol/l NaCl-oldat ozmolaritása: 2 osmol. Az emberi vér esetében az osmolaritás 300 mosmol. Készítsen fiziológiás só-oldatot emberek számára! Az ozmolaritás alapján számolja ki, mennyi NaCl-ot kell bemérni 100 ml desztillált vízhez, hogy isozmotikus só-oldatot kapjunk! Készítsen 100 ml fiziológiás só-oldatot békáknak, melynek koncentrációja az emberi fiziológiás só- oldat 72%-a. Szükséges eszközök: főzőpohár/ lombik, mérőhenger, vegyszeradagoló kanál, automata mérleg, mágneses keverő Szükséges anyagok: NaCl, desztillált víz Adatok: MNa=23g/mol; MCl=35,5g/mol

5

A gyakorlatban fiziológiás só-oldatot vér-térfogat pótlására, kiszáradás elkerülésére alkalmazzák

1.3.1. Megfelelő ion-összetételű fiziológiás oldat (Ringer) összeállítása Szervek normális működéséhez a fiziológiás sóoldatban lévő Na+ és Cl- ionokon kívül egyéb ionok is elengedhetetlenek, úgymint Ca2+, K+, HCO3-. A testnedvekhez hasonló ionösszetételű, isozmotikus folyadék a Ringer-oldat. Komponenseinek koncentrációja fajonként eltérő. Készítsünk el 100 ml béka Ringer-oldatot, ha a vegyes-százalékos (100 cm3 oldatban hány g oldott anyag található) összetétele a következő: • 0,65% NaCl • 0,02% KCl • 0,02% CaCl2 • 0,01% NaHCO3 Szükséges eszközök: főzőpohár, mérőkanál, mágneses keverő Szükséges anyagok: NaCl, KCl, CaCl2, NaHCO3 A Ringer-oldat összetételének megváltoztatásával következtethetünk az egyes ionoknak a sejtek működésében betöltött szerepére.

1.4. Hígítási sorozatok készítése Biológiai vizsgálatoknál egy anyag hatásos dózisának meghatározására használják az ilyen oldatsorokat. A higítási sor egy kiindulási, ismert koncentrációjú törzsoldatból adott oldószer adagolásával készített, oldatonként egyre hígabb összetételű, egyre kisebb koncentrációjú oldatsor. Készítéskor a kiindulási oldatból adott mennyiséget, például 1 ml-t veszünk ki, és tízszeresére hígítjuk, azaz 10 ml-re egészítjük ki az oldószerrel (1 sz. oldat; 10-szeres hígítás). Majd az elkészült 1. sz. oldatból veszünk 1 ml-t és 10 ml-re, jelig töltjük (2. sz. oldat, 100-szoros hígítás). És így tovább sorra elkészíthetjük a kívánt hígításokat. A hatásos dózist a hígítási sorozat tagjainak

6

biológiai hatásából, hatásának erősségéből adhatjuk meg. Biológiai mintán a dózisok lépésenkénti csökkentése eredményezhet például fordított U-alakú hatásgörbét: a legkisebb és legnagyobb hígítások nem, vagy alig váltanak ki választ, míg a fordított U közepén lévő koncentrációk

hatás erőssége

hatásosnak bizonyulnak (1. ábra).

hígítás mértéke (dózis)

1. ábra. Fordított U-alakú dózis-hatás görbe

•

Készítsen acetilkolin (ACh) higítási sort ACh törzsoldatból, 10-105-ig, 10-szeres

lépésekkel haladva. •

Készítsen adrenalin hígítási sort adrenalin törzsoldatból, 10-105-ig, 10-szeres

lépésekkel haladva.

Szükséges eszközök: kémcsőállvány, kémcsövek, pipetták, pipetta feltét, ACh, adrenalin törzsoldat.

7

1.5. Alapvető kémiai számítások oldatokkal PÉLDAFELADATOK 100 cm3 desztillált vízben 5 g konyhasót oldunk. Hány tömegszázalékos lesz a keletkező oldat NaCl-ra nézve? Mekkora tömegű 100 mol 2,5 n/n%-os nátrium-hidroxid oldat? Számítsuk ki a 0,3 mol/dm3 koncentrációjú sósavoldat tömegkoncentrációját! Hány mol/dm3 koncentrációjú az az oldat, amelynek 500 cm3-e 2 g nátrium-hidroxidot tartalmaz? Az 5,00 mol/dm3 koncentrációjú kálium-hidroxid-oldat 1,216 g/cm3 sűrűségű. Számítsuk ki az oldat: a)

tömegkoncentrációját!

b)

tömegszázalékos összetételét!

c)

„mólszázalékos” összetételét!

MNaCl=58,5g/mol MNaOH= 40g/mol MHCl= 36,5g/mol MKOH= 56g/mol • Mekkora térfogatú oldatot kapunk 10 mg muscimol-ból, ha 50mM-os oldatot akarunk készíteni? (Mmuscimol=123,11g/mol) • Hány gramm bicucullin-t kell bemérni ahhoz, hogy 5ml 20mM-os oldatot kapjunk? (Mbicucullin=367,36g/mol)

8

A feladatok megoldásához szükséges alapfogalmak: tömegszázalék; térfogatszázalék; vegyes százalék; molaritás; molalitás; molszázalék

9

2. gyakorlat 2.1. Biofizikai jelenségek, transzducerek, analóg-digitális jelátvitel Az élőlények szervezetének működése során mérhető fizikai változások Az élő szervezetek működése fizikai paraméterekkel jellemezhető folytonos változásokkal jár. Így mérhetünk mechanikai (erő, nyomás) és elektromos potenciálokat egyaránt. Az élő szervezetek által biofizikai jelsorozatokat két alapvető tulajdonságuk, az amplitudót és a frekvencia figyelembe vételével osztályozzuk. A legkisebb frekvenciájú, és legnagyobb amplitudójú jelek a mechanikai hullámok (erő, nyomás), valamint a bőrfelszínről elvezethető potenciálkülönbségek, míg a legnagyobb frekvenciájú és általában legkisebb amplitudójú jelek az ideg- és izomsejtek akciós potenciáljai.

Analóg-digitális jelkonverzió Regisztrálás, regisztráló berendezések A fiziológiai folyamatok során létrejött mechanikai vagy elektromos változások közvetlen megfigyelése érzékszerveinkkel nem minden esetben lehetséges. A változások (izomkontrakció, ideg és izom elektromos potenciálváltozásai) maradandó rögzítése azonban a kísérletek értékelhetőségének feltétele. A biológiában megfigyelhető mechanikai változások (erő, nyomás, stb.) számítógépes jelfeldolgozása is megvalósítható. A mechanikai változásokat (erő- és nyomásváltozások) azonban előbb elektromos jelekké kell alakítani erő-feszültség illetve nyomás-feszültség transzducerek segítségével. Az élettani gyakorlatokon általánosan használatos erő-feszültség transzducerek differenciál kapacitások (kapacitív "híd-kapcsolások") elvén működő berendezések. Két, sorba kapcsolt kondenzátor közös fegyverzetéhez (a berendezés érzékelő nyelve) rögzítve a vizsgálandó objektumot (pl. béka-szív, izom, stb.), az általa keltett erőhatások (max. ±200 N, 10-3 N pontossággal), a két kapacitást egymáshoz képest megváltoztatva elektromos feszültségkülönbséget hoznak létre. A keletkezett feszültségkülönbség ezután erősítő és egyenirányító áramkörökön keresztül a készülék kimenetén analóg jelként jelenik meg.

10

A transzducerek vezérlő egységén (2. ábra) a jel erősítésének szabályozására (gain), valamint a kimenő jel relatív zéró szintjének (előfeszítés esetén) beállítására (set zero) potenciométerek szolgálnak. A berendezés kimenő jelének a relatív nulla szintje az AC-DC kapcsoló AC állásában a kimeneten is 0 V-ként jelenik meg. DC állásban azonban az előfeszítés mértéke (max. ±1000 N) a számítógépes feldolgozás számára elérhetővé válik. A készüléket emellett egy 10-3 N pontosságú LCD kijelző panellel (force in cN) is ellátták, ami azonban a gyors változások esetén csak tájékozódó megfigyelésekre és az előbeállítások ellenőrzésére alkalmas. A transzducerből kilépő analóg jelet a számítógépben található analóg/digitális konverziós interface egység fogadja, és nagyfrekvenciás mintavételezéssel digitális jellé alakítja. A jelfeldolgozás szoftverek segítségével történik.

2. ábra. A gyakorlatokon használatos erő-feszültség transzducer készülék előlapja Analó-digitális jelátalakítás A biomechanikai hullámok és bioelektromos potenciálok folytonos, megszakítás nélküli jelsorozatok. Ezeket analóg, vagy folytonos jeleknek nevezzük. Például az idegsejtek tevékenysége által létrehozott, közvetlenül regisztrálható akciós potenciálok időben gyorsan változó feszültségkülönbségek (102 Hz tartomány), míg a nyugalmi membránpotenciál, valamint a szinaptikus potenciálok a DC-tartományhoz közeli, időben lassan változó jelek. A jelalakok számítógépes feldolgozásához először digitalizálásra, majd a későbbi elérés céljából megbízható archiválásra van szükség. A digitális jel esetünkben az időben változó (intenzív) fizikai mennyiségeknek (feszültség, nyomás, stb.) diszkrét értékekben, azaz számokban való leképezése. A digitalizálásnak, mint folyamatnak a legáltalánosabb céljai a következők: a jelek megbízható átmeneti tárolása, továbbítása, a jelek további átalakítása matematikai műveletek segítségével, valamint az elektromos jelek gyors megjelenítése akár az átalakítás ideje alatt is.

11

A megfelelő analóg kondícionálás után az (általában oszcilloszkópon láthatóvá tehető) elektromos potenciálkülönbségek digitalizálása a számítástechnikában használatos berendezések segítségével történik.

Digitalizált adatok számítógépes feldolgozása. A BIOSOFT gyakorlatos program használatának alapelvei. Egyszerű munkamenet • Indítsuk el a „BioSoft.exe” nevű fájlt! (A felugró nagy ablak bal felső sarkában van egy fekete nyíl, ami a program futását jelzi, ha ez fehérre vált, akkor a program leállt, ekkor a nyíl megnyomásával a program újraindítható.) • A felugró kicsi ablakban ki kell választanunk, hogy milyen mérést szeretnénk végezni. (Ha rossz számot adunk meg, a program mindaddig újrakérdezi, míg nem adunk meg helyes választ.) • A következő lépésként meg kell mondanunk, hogy új mérést fogunk indítani, vagy egy régit szeretnénk egy fájlból betölteni. (Az alábbiakban a leírás az „új mérés indítása” alpontban folytatódik) • A mérési adatok nevének megadása (Nem kell feltétlenül kiterjesztést megadnunk, de hasznos a „txt”-t beírni. Lényegében egy szöveges ASCII állományt hoz létre, mely később bármikor, akár más szoftverekkel is megnyitható (pl.:Excel, Origin, stb.). A program mindaddig újrakérdezi az adatokat, míg azok nem helyesek.) • A mérési paraméterek beállítása - „Mintavételi frekvencia ...” a mintavételezés frekvenciája

12

- „Grafikon mérete” hány másodpercet lehessen egyszerre látni a grafikonon - „STOP” ezzel a gombbal bármikor megszakíthatjuk a futást, valamint a fehérre változó nyíllal újra elindíthatjuk - „Egy jel hossza” (kizárólag csak a vezetési sebességnél alkalmazható). Az ingerléstől számított időtartamot jelenti. • A „Mérés indítása” gombra kattintva elkezdhetjük az adatok gyűjtését. • A „Kurzor hozzáadása” gomb (Ennek segítségével megjelölhetjük az adott időpontot, ami a későbbi grafikonon látható)

• Frissítési mód” funkció, (Beállíthatjuk, hogy milyen stílussal ábrázolja az adatokat.) • „Mérés leállítása” megnyomásával befejezhetjük a folyamatot. (Kis idő múlva megjelenik az összes mért adatunk egy grafikonon.) • „Grafikon kiválasztása” menüpont: (kijelölhetjük, hogy mely grafikonokat szeretnénk menteni, vagy esetleg az összes adatainkat, egy HTML oldalra) „Mentés módja” ( itt kiválaszthatjuk, hogy a nyomtatóra vagy pedig fájlba szeretnénk menteni) -Képformátum” amennyiben képet választottunk eldönthetjük,hogy „bmp”, vagy „jpg” formában szeretnénk megtenni. - „Mentés” gombra kattintva elindíthatjuk az archiválást STOP” gombbal megállíthatjuk a programot. (Ha szeretnénk újabb műveletet végezni, akkor a fehér nyíl segítségével újraindíthatjuk a folyamatot, vagy a jobb felső sarokban található X-el bezárhatjuk az ablakot.

13

2.2. Biológiai preparátumok készítése és farmakológiai vizsgálata

Biológiai mintának élőlény (élő, vagy már nem élő ember, állat, növény, mikrobiológiai ágens) szervezetét vagy szervezetéből származó, valamilyen további feldolgozás céljából, ennek megfelelő módon és eljárással vett alkotóelemét nevezzük. A biológiai preparátum vizsgálata történhet az élőlény életben tartásával (in vivo), vagy az élőlény elpusztítása után (ex vivo), a minta szervezetben tartásával (in situ), illetve számítógépes modellezésével (in silico).

In situ békaszív peraparátum A szív és a vele kapcsolatban levő vérerek rendszere nem csak anatómiai, hanem működési egység is. A szív vért pumpáló munkája idézi elő a vér folyamatos áramlását az erekben. A szív és a vérérrendszer tanulmányozása során vizsgáljuk a gerinces szív összehúzódásainak gyakoriságát (a szívverés frekvenciáját), illetve az összehúzódásainak mértékét; e két fontos változó a szív ingerületképző és ingerületvezető rendszerének funkciói, az elektromos és mechanikai működésének következményei. Megfigyeljük, hogy hogyan befolyásolja a szívmőködést a szív különböző részeinek hőmérsékletváltozása a változó testhőmérséklető állatokban. A vizsgálatok egy részét az élettani kísérletek klasszikus objektumán, kecskebéka (Rana esculenta) szívén végezzük. Ennek a gyakorlatnak az a célja, hogy megfigyeljük a szív működésének két megnyilvánulását: a szívverés frekvenciáját és az összehúzódás mértékének változását olyan készítményen, amelyben megőrizzük a szív és a vérkeringési rendszer viszonylagos épségét, magát a szívet a normális anatómiai helyén („in situ”) hagyjuk. A kísérleti hipotézisünk az, hogy a változó testhőmérsékletű állatban a szív különböző részeinek melegítése, illetve hűtése befolyásolja a szívmőködés két vizsgált változóját, mert a kecskebéka külső környezete hőmérsékletének megfelelő reprezentánsa a melegítés, illetve a hűtés, megváltoztatja a béka szervezetének anyagcseréjét, amihez a szívműködésnek valamelyest igazodnia kell.

A vegetatív idegrendszer A vegetatív idegrendszer belső szerveink működésének, központi idegrendszertől viszonylag független szabályozását végzi. Működése akaratlagosan kevéssé befolyásolható. A három fő szabályozó rendszer közül, a szomatikus idegrendszernél (érzőműködések, mozgatóműködések) lassabb, a hormonrendszernél viszont gyorsabb regulációt végez. Egy vegetatív szabályozási ciklus

14

ideje percekben, órákban mérhető. A vegetatív idegrostok lefutására általánosan jellemző, hogy a központi idegrendszerből kilépő axonok (preganglionáris rostok) a célszerv előtt, még egyszer átkapcsolnak valamely perifériás vegetatív dúcban. Az innen kiinduló (posztganglionáris) rostok idegzik be a belső szervet, mint például a szívet. A neurotranszmitterek (pl. adrenalin, acetilkolin) ezekből ürülnek ki és viszonylag lassan, diffúzióval jutnak el a célszerv receptoraihoz, ahol serkentő vagy gátló hatást fejthetnek ki. Paraszimpatikus idegrendszer Anatómiailag a paraszimpatikus rostok az agytörzsből (III., VII., IX., X. agyidegek), ill. a gerincvelő keresztcsonti szakaszából, mint gerincvelői idegek lépnek ki. Jellemző ingerületátvivő anyaguk az acetilkolin (ACh), mely a célszerveken muszkarin típusú acetilkolin-receptorokhoz (mAChR) kötődik. A paraszimpatikus idegrendszer akkor aktiválódik, ha a szervezet pihen, feltölti tartalékait, regenerálódik, leginkább az étkezés utáni ellazult állapottal példázható. Ennek megfelelően ilyenkor a sejtekre a felépítő anyagcsere folyamatok (asszimiláció) túlsúlya jellemző. A légzés- és szívfrekvencia lassul, a vérnyomás csökken, a bőrerek kitágulnak. A vér nagy része a belekbe áramlik, segítve ezzel a tápanyagok emésztését és felszívását. A szimpatikus idegrendszer A szimpatikus preganglionáris rostok a gerincvelő háti-, ill. ágyéki szakaszából lépnek ki. Jellemző neurotranszmitterük a noradrenalin. Szimpatikus aktiváció általában akkor következik be, ha a szervezet felkészül valamilyen feladat megoldására, ha veszélyesnek ítélt szituációba kerül, vagy ha valamilyen stressznek van kitéve. Ilyenkor a sejteknek több energiára van szükségük, ezért a lebontó anyagcserefolyamatok aktiválódnak, melyek során a tartaléktápanyagok lebomlanak, nő a vércukorszint és a sejtekben ATP keletkezik. Több oxigénre van szükség, ezért nő a vérnyomás, fokozódik a szívritmus és a légzésfrekvencia.

15

A preparátum elkészítése Szükséges eszközök: A kísérleteket kecskebékán végezzük; béka Ringer-oldat, Pasteurpipetta, 0 Cº-os, illetve 40 Cº-os víz, szerafin csipesz, fonal, bonctál, boncfelszerelés, transzducer, A/D konverter, számítógép, ACh-oldat, adrenalin-oldat Dekapitálás: A béka száját kinyitva, a csontvágó olló szárait a szemek mögé, illetve a szájpadlás alá vezetve az agykoponyát egy vágással eltávolítjuk. A gerincvelőt bonctűvel elroncsoljuk. Az állatot bonctálra fektetve, rögzítjük. Vágjuk fel a bőrét és a testfalat a szegycsont végétől (processus xyphoideus) a két vállizületig, az ék alakú lebenyt hajtsuk fel, vagy vágjuk le. A kulcscsontokat átvágva, harántmetszéssel távolítsuk el a szegycsont. A szívet óvatosan felemeljük, és a kötőszöveti sövényt (frenulumot) átvágjuk. A szívcsúcsot kis csipeszbe (szerafinba) fogjuk, abba fonalat fűzünk és azt a transzducerhez rögzítjük (3. ábra).

3. ábra. In situ békaszív preparátum A transzducer erő-feszültség átalakító berendezés: az izom összehúzódásait, mechanikai munkáját elektromos jelekké fordítja. A transzducert analóg-digitális konverterhez kötjük, mely a transzducer analóg jelét a számítógép számára értelmezhető digitális jellé alakítja. A számítógépben történik az adatok grafikus megjelenítése is.

16

A kísérleti összeállítás vázlata: TRANSZDUCER

A/D KONVERTER

SZÁMITÓGÉP

BÉKASZÍV PREPARÁTUM

Figyeljük meg és jegyezzük fel a nyugalmi szívfrekvenciát, illetve számítógép képernyőjén regisztráljuk az összehúzódások erejét! •

Pasteur-pipetta segítségével csepegtessünk hideg (0 Cº-os) vizet a szívre. Jegyezzük

fel a megváltozott szívfrekvenciát, illetve vizsgáljuk meg hogyan változik az összehúzódások ereje! •

Pasteur-pipetta segítségével csepegtessünk meleg (40 Cº-os) vizet a szívre. Jegyezzük

fel a megváltozott szívfrekvenciát, illetve vizsgáljuk meg hogyan változik az összehúzódások ereje! •

Vizsgálja meg hogy az adrenalin-oldat hogyan befolyásolja a nyugalmi

szívműködést! •

Vizsgálja meg hogy az elkészített, különböző higítású ACh-oldat hogyan

befolyásolja a nyugalmi szívműködést! A kísérletek között szobahőmérsékletű Ringer oldatot csepegtessünk a preparátumra, és várjuk meg míg a nyugalmi szívműködés visszaáll.

17

3. Gyakorlat 3.1. Emberen végzendő vizsgálatok szabályai A vizsgálatokat, megfigyeléseket csak önként jelentkezőkön, a megfigyelés körülményeinek és várható eredményének ismertetése után végezhetjük. Az emberen végzett orvosbiológiai kutatásokat a tudomány általánosan elfogadott alapelvei szerint kell elvégezni. A kutatásnak megfelelően elvégzett laboratóriumi és állatkísérleteken, továbbá a szakirodalom alapos ismeretén kell alapulnia. Minden, emberen végzett kísérlet tervét és kivitelezésének módját egy kísérleti tervezetben jól érthetően le kell írni. Ezt azután be kell nyújtani egy külön e célra kinevezett, a kutatótól és a kutatás költségeit fedezőktől független bizottsághoz, hogy az a kísérleti tervet áttanulmányozhassa, ahhoz megjegyzéseket fűzzön, illetve további útmutatást adjon. A bizottság tevékenységének összhangban kell lennie annak az országnak a törvényeivel, illetve rendelkezéseivel, amelyben a kísérletet végzik. Emberen való orvosbiológiai kísérletet csak tudományosan képesített személyek végezhetnek a klinikumban. A kísérleti alanyokért mindig a kutató a felelős, és soha nem a kísérleti alany, noha ő a kísérletbe beleegyezését adta. Minden, emberen való orvosbiológiai kutatás megtervezése előtt gondosan mérlegelni kell, hogy a kísérlet a kísérleti alanyok, illetve mások számára milyen várható veszélyekkel, s ezekhez képest milyen előre látható haszonnal jár. A kísérleti alany érdeke mindig előbbrevaló, mint a tudomány és a társadalom érdeke. Mindig tiszteletben kell tartani a kísérleti alany jogát sértetlenségének megőrzéséhez. Minden óvintézkedést meg kell tenni a kísérleti alany magánszférájának a tiszteletben tartásáért, s azért, hogy a vizsgálat hatása az alany fizikai és szellemi sértetlenségére és személyiségére minimális legyen.

18

A kutatást végző személy csak akkor végezhet emberen orvosbiológiai kutatást, ha meggyőződött arról, hogy az azzal járó veszélyek előre láthatóak. Abba kell hagynia bárminemű kísérletet, ha annak veszélyeit nagyobbnak találja lehetséges előnyeinél. Kutatási eredményeinek publikálásakor a kutató felelős azok pontosságáért. Nem szabad olyan kutatásról szóló beszámolót közlésre elfogadni, amelyet nem eme deklaráció elvei szerint folytattak le. Minden, emberen végzendő kísérlet előtt a lehetséges kísérleti alanyokat megfelelően tájékoztatni kell a kísérlet céljáról, módszeréről, várható hasznáról s lehetséges veszélyeiről s az esetlegesen vele járó kellemetlenségekről is. A kísérleti alanyt tájékoztatni kell arról, hogy szabadon visszautasíthatja a kísérletben való részvételt, illetve megszakíthatja a kísérletben való további részvételét annak bármely szakaszában. Az orvosnak ezt követően kell megkapnia - lehetőleg írásban - a kísérleti alany szabadon adott tájékozott beleegyezését. A kísérletbe való tájékozott beleegyezés elnyerésekor az orvosnak különös gondossággal kell eljárnia, ha a kísérleti alany tőle függő helyzetben van, illetve ha beleegyezésére feltehetőleg kényszer hatása alatt kerül sor. Ilyen esetben a tájékozott beleegyezést olyan orvosnak kell kérnie, aki nem vesz részt a kísérletben, és aki teljes mértékben független a kísérletezők és az alany közötti hivatalos kapcsolattól. Ha a kísérleti alany jogilag cselekvőképtelen, a tájékozott beleegyezést az ország jogszabályainak megfelelően törvényes képviselőjétől kell megszerezni. Ha a kísérleti személy fizikai vagy szellemi állapota lehetetlenné teszi, hogy tájékozott beleegyezést adjon, vagy ha az alany kiskorú, akkor felelős hozzátartozója engedélye helyettesíti a kísérleti alanyét, összhangban az ország törvényeivel. Ha a kiskorú gyermek képes tájékozott beleegyezést adni, akkor törvényes képviselője beleegyezésén kívül az ő beleegyezését is el kell nyerni. A kísérleti tervnek mindig tartalmaznia kell az összeállításakor figyelembe vett etikai szempontokat is, s utalnia kell arra, hogy a jelen deklarációban lefektetett etikai elvekkel összhangban van.

19

3.2. Légzésvizsgálatok, spirometria A légzés mechanikája Légzés folyamán a szervezet oxigént vesz fel, amelyet a sejtek felhasználnak a bennük folyó biológiai oxidációhoz. A képződött szén-dioxidot pedig leadja a szervezet a környezetbe. Az emlősökben a gázcsere a tüdőben történik a légköri levegő és a testfolyadék között, ezt külső légzésnek nevezzük. A vér, illetve testfolyadék és a sejtek közötti gázcsere a belső légzés. A gázcsere az egysejtűeknél a sejthártyán keresztül diffúzióval megy végbe. A légzőszerv nélküli állatoknál a bőrön keresztül, szintén diffúzióval történik a gázcsere, de itt már a testfolyadék, vagy a vér szállítja a légzési gázokat. A légzőszervvel rendelkező állatok trachearendszerrel, kopoltyúkkal, vagy tüdővel lélegeznek. Emlősöknél a mellkas nyugalmi helyzetét a kilégzés utáni állapot jelenti. Normál légzés alatt a belégzés aktív, a kilégzés passzív folyamat. Belégzés alatt a belégző izmok, nevezetesen a rekeszizom (összehúzódása a mellkas függőleges átmérőjét növeli meg) és a külső bordaközti izmok (összehúzódásuk a hét pár borda megemelésével a mellkas frontális és sagittális átmérőjét növeli meg) összehúzódása a mellkasfal tágulását váltja ki, melyet a tüdők passzívan követnek, mert a mellkasfalat belülről a pleura parietális lemeze, a tüdő külső felszínét a pleura viszcerális lemeze borítja, úgy, hogy a két lemez egymáshoz simul, közöttük egy vékony folyadékréteg található. A gázcserét az biztosítja, hogy belégzéskor a tüdőben csökken a nyomás (intrapulmonális nyomás), a külső nyomás nagyobb, így a levegő a tüdőbe áramlik. Nyugodt kilégzésnél megszűnik a belégző izmok kontrakciója, a kifeszített mellkas rugalmassága folytán visszatér a nyugalmi helyzetébe. A kilégző izmok (a hasfal izmai és a belső bordaközti izmok) csak fokozott légzési perctérfogat, vagy a légutak szűkülete esetén válnak aktívvá. A magzat tüdeje a mellüreget teljesen kitölti, a mellhártyák szorosan összefekszenek. A születés utáni első légvételek tágítják a mellkast, vele a mellhártya külső lemezét, a tüdőszövet rugalmassága a belső lemezt befelé húzza, ezért a pleura két lemeze között szívó hatás, az atmoszférás nyomásnál alacsonyabb, szubatmoszférás nyomás, negatív nyomás alakul ki. Ezt a nyomást intrathorakális, vagy intrapleurális nyomásnak nevezzük. Nyugodt légzés esetén az intrathorakális nyomás kilégzés végén -2-4 Hgmm

20

(-0,3-0,4 kPa), belégzés végén -6-8 Hgmm (-0,8-1,0 kPa). Belégzés alatt nagyobb a tüdőszövet visszahúzó ereje. Tüdőtérfogatok Tüdővolumenek és kapacitások a 4. ábrán figyelhetők meg. A fontosabb légzési térfogatokat az alábbiakban foglaljuk össze: 1) Nyugalmi légzés alatt a be-, és a kilégzett levegő a respirációs levegő (tidal volume, TV), mennyisége kb. 500 ml. A percenkénti légvételek száma 14-18 (eupnoe). A percenként felvett levegő mennyisége a légzési perctérfogat kb. 7-9 liter. 2) Totál kapacitásnak (total lung capacity, TLC) nevezzük azt a levegőmennyiséget, amelyet tüdőnk maximális belégzéskor tartalmaz, értéke kb. 5-5,5 liter. A tüdőben nyugalmi kilégzési helyzetben a totálkapacitás kb. 40 %-ának megfelelő mennyiségű levegő, a funkcionális reziduális kapacitás (FRC) található. 3) A nyugalmi légzéssel felvett levegőn túl, maximálisan felvehető levegőmennyiség a belégzési tartalék, vagy inspiratory reserve volume (IRV), átlagértéke kb. 2500 ml. Normális kilégzés végén, további erőltetett kilégzéssel, az 500 ml-en felül még kb. 1 liter levegőt tudunk kifújni, ezt a mennyiséget kilégzési tartaléknak vagy kilégzési rezervnek (expiratory reserve volume, ERV) nevezzük. 4) Maximális kilégzés után még kb. 1500 ml levegő marad a tüdőben. Ezt a levegőmennyiséget, amelyet akaratlagosan sem tudunk kifújni maradék vagy reziduális levegőnek (residual volume, RV) nevezzük. 5) A tüdő összeesése (kollapszusa) esetén is marad egy kevés ún. minimális levegő a tüdőben, amelynek a jelenléte bizonyítja, hogy az újszülött élve jött a világra (tüdeje a víz felszínén marad) 6) A nyugodt kilégzés végén végzett maximális belégzéssel felvehető levegőmennyiséget belégzési kapacitásnak (inspiratory capacity, IC) nevezzük. Értéke kb. 3 liter. IC=TV+IRV. Az IC és a TV jól mérhető, a kapott adatokból az IRV kiszámítható. 7) Maximális belégzés után maximális kilégzést végezve mérhetjük a vitálkapacitást (vital capacity, VC), azaz a VC=IRV+TV+ERV=IC+ERV, melynek átlagértéke kb. 4 liter. (férfiaknál kb. 4600 ml, nőknél 3100 ml, sportolóknál 6-7 liter, fekvő embernél 300 ml-el kevesebb, mint álló helyzetben, mert a hasüreg szervei felnyomják a rekeszizmot és a tüdő vérteltsége csökkenti a légteret.

21

A totálkapacitás (total lung capacity, TLC) a következő összefügéssel adható meg: TLC =VC+RV=IC+FRC.

4. ábra. A tüdőtérfogatok grafikus ábrázolása (spirogram) A légzésfunkciók dinamikus vizsgálatai a légutak áramlási viszonyairól tájékoztatnak. Ezeknél a vizsgálatoknál az egy perc alatt (20 mp. alatt mért értékből számítják) maximális erőkifejtéssel és frekvenciával végzett maximális légzési kapacitást (70-200 liter/perc), vagy a maximális belégzés után maximális sebességgel végzett kilégzés levegőmennyiségét határozzák meg. Ez utóbbi levegőtérfogatot erőltetett vitálkapacitásnak nevezzük (forced vital capacity, FVC). Ennél használhatóbb értéket kapunk, ha maximális belégzés után rövid légzés szünetet tartunk és a gyors kilégzés első másodperce alatt kifújt levegőfrakciót mérjük. Ez az érték az időzített vitálkapacitás (forced expiratory volume, FEV(1)). A FEV(1) értékét a VC százalékában szokták megadni (Tiffeneau-index): FEV(1) % = 100 x FEV(1) / VC

22

Mérések Eutest légzésfunkció vizsgáló készülékkel A vizsgálat alatt a készülék légtere és a páciens légzőszerveinek belső tere egységes, zárt gázteret alkot. A vizsgálat egy kilégzés időtartamáig tart. A készülék egy kilégzés alatt regisztrálja a kilégzett levegő térfogata és az idő közötti összefüggést. A kilégzési vitálkapacitás és a Tiffeneau-index meghatározására is használható. A csutorával ellátott, bordás gumitömlőn át fújjuk be a levegőt a készülékbe. A készülék spirométere "dugattyú" elven működik: a tolókarral ellátott, mozgó fémhenger és a fémház légmentes zárását vékonyfalú gumihenger biztosítja. A készülékbe fújt levegő kimozdítja a mozgó fémhengert az alaphelyzetből, a tolókar az írómű motorját indítja. Az írótoll a mozgó fémhenger oldalára van szerelve, az írótoll karja a fémház oldalán vágott résben mozog. A diagram papír karcírású, ezért az írótoll külön kezelést nem igényel. A készülék kezelése: A diagram papír tartó keretét kihúzzuk. Bal kézzel a keretet lenyomva tartjuk, jobb kezünkkel a diagram papírt a helyére csúsztatjuk, majd a keretet felengedjük. A készüléket bekapcsoljuk. A gumitömlőre papírcsutorát illesztünk. A vizsgált személy befogja az orrát és mély lélegzetet vesz a külső levegőből, majd a levegőt rövid ideig benntartja és gyorsan annyi levegőt fúj be a csutorán keresztül a készülékbe, amennyit csak tud. A készülékből nem szabad visszalélegzeni! A légáramlás automatikusan indítja a berendezést. A diagram papír lassan kicsúszik, a toll megrajzolja a kilégzési görbét. A készülék bal oldalából kilégzéskor egy kar csúszik elő. A vizsgálat után ezt vissza kell tolni. Kihúzni nem szabad! Vizsgálat után a kart alaphelyzetbe toljuk úgy, hogy a keretet közben lenyomva tartjuk. A csutorát minden vizsgálat után kicseréljük. Ismételjük meg a vizsgálatot úgy, hogy a vizsgált személy mély, erőltetett belégzés után maximális gyorsasággal lélegezzen ki (FVC). Sorozatvizsgálat esetén a lecsapódó párát a csapos elvezető segítségével le kell engedni! Határozzuk meg az erőltetett vitálkapacitást (FVC), az első másodpercben (FEV1), illetve a fél másodperc alatt erőltetve kilégzett levegő térfogatát (FVC0,5) és számítsuk ki a Tiffaneauindexet!

23

Mérések digitális kijelzővel ellátott, maximális kilégzési sebességet is mérő SP-31 jelű spirométerrel A READY gomb megnyomása után kigyullad egy zöld lámpa. A vizsgált személy befogja az orrát és a levegőből maximális belégzést végez, majd rövid benntartás után maximális, gyors kifújást eszközöl a kifúvócsőbe. A spirométer kijelzőjén megjelenik a FVC értéke. A STEP gombbal lépésenként lehet megjeleníteni a FEV1 értékét, a Tiffaneau indexet (%), a FEV0,5 értékét, majd az ennek megfelelő Tiffeneau indexet, valamint a csúcsáramlás sebességét.

3.3. Vérnyomásmérés közvetett úton emberen Az erekben uralkodó hidrosztatikai nyomás értéke függ: a szívműködés intenzitásától, a perifériás ellenállástól, az érfalak rugalmasságától, a vér mennyiségétől és viszkozitásától. Befolyásolja az életkor, a nehézségi erő (pl. állás), az alvás, a hőmérséklet, a táplálkozás, a hidráltsági állapot, a stressz, az emóciók, valamint különböző betegségek. A vérnyomást a neuroendokrin rendszer a szív működésének, illetve a perifériás ellenállásnak a változtatásán keresztül szabályozza. A vérnyomás nyugalmi értéke diasztole alatt (minimális nyomás) 10-11 kPa (75-80 Hgmm), szisztole alatt (maximális nyomás) kb. 15-16 kPa (110-120 Hgmm). (1 Hgmm = 0,13 kPa, 1 kPa = 7,5 Hgmm.) A szisztolés és diasztolés nyomás közötti különbség a pulzusnyomás. A vérnyomást mérhetjük közvetlen és közvetett úton. A mérést a Riva-Rocci féle szfigmomanométerekkel végezzük. A szfigmomanométerrel azt a nyomásértéket mérjük, amelyet az arteria brachialisban lévő nyomás legyőzéséhez, a kar lágy részeinek összenyomásával kívülről kell alkalmaznunk. A higanyos manométerhez egy gumiballonnal felfújható mandzsetta csatlakozik. A vizsgálandó személy karját enyhén behajlítjuk, a mandzsettát úgy helyezzük a felkarjára, hogy annak alsó széle két cm-re legyen a könyökhajlattól. Kapcsokkal, vagy tépőzárral úgy rögzítsük a mandzsettát, hogy az ne okozzon fájdalmat, zsibbadást, valamint ügyeljünk arra is, hogy az a szív magasságában legyen (5. ábra). A vérnyomást mérhetjük palpációs és auszkultációs módszerrel. Palpációs módszerrel csak a szisztolés nyomás határozható meg pontosan. A mérést a pulzus tapintása segítségével végezzük. Kitapintjuk az arteria radialison a pulzust. A mandzsettát olyan

24

nyomásértékre fújjuk fel, hogy az 20-30 Hgmm-el meghaladja a várt szisztolés értéket (160-180 Hgmm) és a pulzus már nem tapintható. A ballon szelepét kinyitva lassan addig csökkentjük a nyomást, amíg a pulzus az artéria radiálison vissza nem tér. Ekkor olvassuk le a mandzsettában lévő nyomást a manométeren. A palpációs módszer az auszkultációs módszernél 2-5 Hgmm-rel alacsonyabb értéket ad. Az auszkultációs módszerhez fonendoszkópot használunk, amelyet a könyökhajlatban futó arteria brachialis feletti bőr felületére helyezünk. A mandzsettát felfújjuk a várt szisztolés érték fölé, a szelepet kinyitva a nyomást lassan csökkentve hallgatózunk.

5. ábra. Indirekt vérnyomásmérés Riva-Rocci-féle szfigmomanométerrel

Amikor a mandzsettában a nyomás éppen a szisztolés vérnyomás alá esik, az ér megnyílik (a belső szisztolés nyomás meghaladja a külső mandzsetta nyomását) és a vér nagy sebességgel áttör, örvénylést, rezgéseket okoz, majd az érfalak összecsapódnak (Korotkov hangok). Minden érverésnek megfelelően koppanó hangot hallunk. Az első hang felel meg a szisztolés nyomásnak. A nyomást tovább csökkentve, ha az a diasztolés nyomás értéke alá kerül, megszűnik a hangjelenség. A hangok eltűnése, azaz a véráramlás folyamatossá válása jelzi a diasztolés vérnyomást (6. ábra).

25

6. ábra. Auszkultációs vérnyomás mérésnél tapasztalható nyomásvizsonyok és az ún „Korotkov” hangok Ma

már

vannak

hordozható,

elemmel

működő,

automatizált,

digitális

kijelzésű,

oszcillometriás, mandzsettás vérnyomás monitorok. Az OMRON : HEM 4O5 C kijelzi felváltva a szisztolés és diasztolés nyomást, illetve a pulzusszámot. A vérnyomás monitorok egy elemmel működő, digitális kijelzővel ellátott készülékből (Main Unit), gumimandzsettából és fújtató ballonból állnak. A mandzsettát a készülék bal oldalán, a fújtató ballont a jobb oldalán elhelyezkedő csatlakozóhoz illesztjük. Nyomjuk meg az ON gombot (másodszor benyomva kikapcsol)! Egy másodperc múlva egy szív és hat nyolcas jelenik meg a kijelzőn. Ha egy lefelé mutató nyíl jelenik meg, azt jelzi, hogy meg kell nyomnunk a levegőt kiengedő szelepet addig, amíg a nyíl el nem tűnik és a kijelzőn a szív meg nem jelenik. Ekkor a készülék rövid hangokkal jelzi, hogy kész a mérésre. A mandzsettát úgy kell felhelyezni a bal karra, hogy a zöld csík a kar belső oldalánál, a levegőt bejuttató cső középen, a könyökhajlat felett kb. 2-3 cm-re legyen. A mandzsettát gyorsan felpumpáljuk (160-180 Hgmm/5 másodperc). A készülék automatikusan engedi le a nyomást (lefelé mutató nyíl jelzi) addig, amíg a pulzus vissza nem tér. Ekkor a szív és a jelző hang ismét megjelenik. A készülék ekkor felváltva jelzi ki a pulzus számot (P), valamint a szisztolés (S) és diasztolés (D) nyomás értékeit. A mérés végén engedjük ki a levegőt a rendszerből! Újra megjelenik a szív, valamint a jelző hang, a készülékkel újra mérhetünk. A bekapcsoló gomb másodszori benyomása kapcsolja ki a készüléket.

26

3.4. Az izommunka hatása a légző- és a keringési rendszer működésére

Mérjük meg hallgatótársunk szisztolés és diasztolés nyomását, pulzus-számát és légzésszámát nyugalomban! Számítsuk ki a pulzusnyomást. Ismételjük meg méréseinket izommunka (tizenöt térdhajlítás) után, majd a munka után öt perccel! Az adatokat rendezzük táblázatba (1. táblázat) és hasonlítsuk össze a sportoló és nem sportoló, valamint az egészséges és beteg hallgatók eredményeit!

pulzus -szám

légzés szám

sziszt. ny.

diaszt. ny.

pulzus ny.

Nyugalom ban Izommunk a izommunk a után 1. táblázat

3.5. Fizikai erőnléti index (Harvard Physical Fitness Index, PFI) felvétele

Az emberek fizikai erőnlétéről tájékoztató adatot adó, pulzusmérésen alapuló egyszerű, gyors vizsgálat. A vizsgált személynek egy 50 cm magas székre, vagy zsámolyra percenként harmincszor kell fel- és lelépnie. Öt percig végezze a gyakorlatot, ha nem bírja, előbb abbahagyhatja, de írjuk fel a gyakorlat idejét! Az ütemet metronóm segítheti. A gyakorlat elvégzése után az első perctől kezdve 30 szekundumon keresztül mérjük a leültetett személy pulzusát. Megismételjük a mérést a második perctől kezdve ismét 30 másodpercig, a harmadik perctől kezdve újabb 30 másodpercig mérünk. A

27

kapott három pulzus értéket összeadjuk. A fizikai erőnléti index kiszámítása az alábbi képlettel történik:

PFI =

a fel-, és lelépések idõtartama s-ban x 1OO a három pulzusszám összege x 2

Például, ha öt percig tartott a gyakorlat és utána az első perc harminc másodperce után mért pulzusszám 78, a második perc után 64, a harmadik mérés eredménye 58, akkor a PFI = 300 s (5 perc) x 100/ 200 x 2 = 75 A kapott érték alapján a fizikai erőnlétet egy az életkortól függő, tapasztalatok alapján összeállított táblázat segítségével értékelhetjük (2. táblázat).

PFI-érték

Életkor (év) 30 alatt

30-50 között

50 felett

90-nél nagyobb

kiváló

---

---

80-89

jó

kiváló

---

65-79

átlagos

jó

kiváló

55-64

gyenge átlagos

átlagos

jó

55-nél kisebb

gyenge

gyenge

gyenge

2. táblázat

28