Növényi drogok farmakobotanikai és fitokémiai vizsgálatai gyakorlatos jegyzet

AZ ÉLETTUDOMÁNYI- KLINIKAI FELSŐOKTATÁS GYAKORLATORIENTÁLT ÉS HALLGATÓBARÁT KORSZERŰSÍTÉSE A VIDÉKI KÉPZŐHELYEK NEMZETKÖZI VERSENYKÉPESSÉGÉNEK ERŐSÍTÉSÉRE

TÁMOP-4.1.1.C-13/1/KONV-2014-0001

Növényi drogok farmakobotanikai és fitokémiai vizsgálatai – gyakorlatos jegyzet Dr. Horváth Györgyi, Dr. Ács Kamilla, Dr. Bencsik Tímea, Dr. Farkas Ágnes, Prof. Molnár Péter, Dr. Papp Nóra

Pécsi Tudományegyetem – Pécs, 2015. Jelen munka az Európai Unió támogatásával, az Európai Szociális Alap társfinanszírozásával valósul meg, „Az élettudományi-klinikai felsőoktatás gyakorlatorientált és hallgatóbarát korszerűsítése a vidéki képzőhelyek nemzetközi versenyképességének erősítésére” című, TÁMOP-4.1.1.C-13/1/KONV-2014-0001 azonosítószámú projekt keretében.

Lektorálta: Dr. Vasas Gábor, Debreceni Egyetem

1

BEVEZETÉS A növényekben anyagcseréjük folyamán nagyszámú vegyület keletkezik, amelyek egy része (többsége) biológiailag aktív anyag. Ezeknek a hatóanyagoknak a jelenléte, mennyisége határozza meg, hogy mely gyógynövény illetve drog használható fel fitoterápiás célokra. A Magyar Gyógyszerkönyvben (Ph. Hg.) találunk leírásokat egyes hatóanyagok gyors, kémiai azonosítására. Ezen kívül a gyógyászati célokra felhasznált növényi drogok makroszkópos és mikroszkópos azonosítása is szerepel a Gyógyszerkönyvben. Egy gyakorló gyógyszerésznek ezeket a vizsgálatokat ismernie kell. A Farmakognózia gyakorlatok keretében a hallgatók maguk is elvégzik a fent említett vizsgálatokat. A jegyzetben hatóanyag-csoportok szerint csoportosítottuk a növényi drogokkal kapcsolatos farmakobotanikai/szövettani és fitokémiai feladatokat. A legtöbb fejezetben Ellenőrző kérdéseket és feladatokat, valamint házi feladatot is találnak a hallgatók, elősegítve ezzel az önálló tanulási folyamataikat. A jegyzet a Farmakognózia elméleti tudásanyagának kiegészítésére és gyakorlatának elsajátítására szolgál.

Dr. Horváth Györgyi, PhD egyetemi docens

2

TARTALOMJEGYZÉK

Laboratóriumi munka-, baleset- és tűzvédelmi szabályok ...................................................................... 4 1. fejezet. Növényi drogok vizsgálatának általános és gyógyszerkönyvi módszerei .............................. 9 2. fejezet. Szénhidrát- és nyálkatartalmú drogok vizsgálata ................................................................. 35 3. fejezet. Zsírosolaj-tartalmú drogok vizsgálata .................................................................................. 57 4. fejezet. Illóolaj-tartalmú drogok vizsgálata ....................................................................................... 69 5. fejezet. Keserűanyagokat (szekoiridoidok, szeszkviterpének, szeszkviterpén-laktonok, floroglucinszármazékok) és iridoidokat tartalmazó drogok vizsgálata ................................................................. 100 6. fejezet. Triterpéneket, triterpén-szaponinokat tartalmazó drogok vizsgálata .................................. 116 7. fejezet. Szívre ható glikozidokat tartalmazó drogok vizsgálata ...................................................... 129 8. fejezet. Alkaloidokat tartalmazó drogok vizsgálata ........................................................................ 139 9. fejezet. Antranoidokat tartalmazó drogok vizsgálata ...................................................................... 161 10. fejezet. Flavonoidokat tartalmazó drogok vizsgálata .................................................................... 173 11. fejezet. Kumarin-tartalmú drogok vizsgálata ................................................................................ 188 12. fejezet. Cserzőanyag-tartalmú drogok vizsgálata .......................................................................... 194 13. fejezet. A fokhagyma és medvehagyma tartalmi anyagainak vizsgálata: alliin kivonása és kimutatása............................................................................................................................................ 207 14. fejezet. Karotinoidok izolálása gyógynövényekből; azonosításuk. Az oszlopkromatográfia szerepe a karotinoid-kutatásban. ...................................................................................................................... 215 15. fejezet. Egyéb gyógyászati szempontból fontos hatóanyagokat tartalmazó drogok vizsgálata .... 231 Ajánlott és felhasznált irodalmak ........................................................................................................ 242

3

Laboratóriumi munka-, baleset- és tűzvédelmi szabályok A laboratóriumban a társaink és saját testi épségünk megóvása érdekében az alábbi rendszabályok betartása minden hallgató számára KÖTELEZŐ! A laboratóriumi rend: 1. A laboratóriumba a hallgatók csak tanári engedéllyel mehetnek be, a helyiségben a gyakorlat alatt csak a gyakorlatvezető tanár, a laboráns (technikus), illetve a gyakorlaton résztvevő hallgatók tartózkodhatnak. 2. A hallgatók a laboratóriumba csak a munkájukhoz elengedhetetlenül szükséges eszközöket hozhatják be (jegyzet, íróeszköz, laboratóriumi munkaeszközök). Egyéb felszerelésükért a hallgatók a felelősek, táskát, kabátot a folyosón kihelyezett szekrényekben lezárva tárolhatnak a gyakorlat befejezéséig. 3. Köpeny viselése minden hallgató számára kötelező, erről mindenkinek egyénileg kell gondoskodnia. Védőszemüveg és védőkesztyű az adott munkafolyamatnál kötelező, ezt az Intézet biztosítja számukra. A hosszú haj összefogása ugyancsak kötelező! 4. Hallgató egyedül nem dolgozhat a laboratóriumban. 5. TILOS a laboratóriumban enni, inni, rágózni, dohányozni, a vegyszereket megkóstolni, illetve a laboratóriumból bármit elvinni! 6. Munka közben rendet és tisztaságot kell tartani, a kiömlött folyadékot, vegyszert azonnal töröljük fel törlőronggyal. 7. Szigorúan TILOS minden egyéni kísérletezés, csak a gyakorlatvezető tanár utasításait, előírásait betartva szabad dolgozni! 8. A gyakorlat befejezésekor az asztalok rendbetétele, az eszközök tisztántartása a hallgató feladata. Szárítószekrényben, vízfürdőn, vegyifülkében ne hagyjanak semmilyen anyagot. 9. TILOS a laboratóriumi berendezések (vészzuhany, tűzoltó készülék, stb.) nem rendeltetésszerű használata. 10. A laboratóriumban fontos az eszközök szakszerű használata. A gondatlanság nagy károkat okoz, mert a meghibásodás után kijavított eszköz már csökkent pontosságú, illetve értékű. Csak olyan eszközhöz szabad nyúlni, amelyek a gyakorlat során szükségesek. Általános munkavédelmi és balesetvédelmi szabályok: 1. Törött, repedt üvegeszközzel dolgozni TILOS! 2. A vágott sebet ne mossuk vízzel, csak ha maró vagy mérgező anyag is került bele. Óvatos nyomkodással, hagyjuk jól kivérezni a sebet, győződjünk meg arról, hogy nem

4

maradt-e benne üvegszilánk, majd fertőtlenítsük a seb környékét, kisebb sebre sebtapaszt, nagyobb sebre steril gézt tegyünk. 3. Gyúlékony, mérgező vagy maró anyaggal csak a vegyifülke alatt szabad dolgozni. 4. Tömény savak és lúgok hígításakor mindig a savat, ill. lúgot öntsük a vízbe (sohasem fordítva!) állandó hűtés és keverés mellett, védőszemüveg és védőkesztyű használata mellett. A hígítás hőálló üvegben (ne a reagens üvegben) történjen. 5. Csak felirattal ellátott üvegből vegyünk ki és csak ilyen edényben tároljunk vegyszert. A vegyszeres üvegek dugóit ne cserélgessük össze, mindig lapjával tegyük az asztalra, így nem szennyezzük a vegyszert és az asztalt sem. A kifröccsent, kiszóródott vegyszert azonnal távolítsuk el. 6. Szilárd vegyszert csak tiszta vegyszeres kanállal vegyünk ki, melyet használat után azonnal mossunk el. 7. A kísérletek végén megmaradt oldószert TILOS visszaönteni abba a vegyszeres üvegbe, amiből kivettük, a laborban az erre kijelölt gyűjtőedényben kell tárolni. Lefolyóba szerves oldószert önteni TILOS! 8. A mosogatóba ne dobjunk szilárd (szűrőpapír, cellux, üvegcserép), kenőcsös (zsíros, olajos) anyagot, illetve ne öntsünk erősen maró hatású anyagokat (NaOH, KOH), mert dugulást, robbanást idézhet elő. 9. Kémcső melegítésekor soha ne tartsuk a kémcső száját se magunk, se társunk felé, mert az anyag kifröccsenhet, balesetet, sérülést okozhat. 10. Tömény savat, lúgot vagy mérgező anyagot szájjal ne pipettázzunk, használjunk pipettázó labdát, automata pipettát vagy mérőhengert. 11. A tömény savak és lúgok bőrre vagy szembe kerülve az érintett felületet súlyosan felmarják, és égéshez hasonló, nehezen gyógyuló sebeket okoznak. Ha bőrre kerül, azonnal töröljük le száraz ruhával, majd alkalmazzunk bő csapvizes lemosást és töröljük szárazra, ezután a megfelelő közömbösítő oldattal öblítsük le a sérült bőrfelületet. Szájba kerülő vegyszert azonnal köpjük és öblítsük ki, bő vízzel, szembe került vegyszert azonnal öblítsük ki vízzel, majd a nyitott szemet szemöblítő pohár segítségével, a megfelelő közömbösítő oldattal. Közömbösítő oldatok:  bőrt ért savmarás esetén: 2%-os szódabikarbóna-oldat (NaHCO3)  bőrt ért lúgmarás esetén: 0,5%-os ecetsav-oldat (CH3COOH)  szembefröccsent sav esetén: 2%-os bórax-oldat (Na2B4O7)  szembefröccsent lúg esetén: 2%-os bórsav-oldat (H3BO3)  gyomorba jutott sav esetén: vízzel való hígítás, majd MgO pép  gyomorba jutott lúg esetén: ecetes vizet nyeletünk  Gyomorba jutott sav vagy lúg esetében hánytatni szigorúan TILOS!

5

Általános tűzvédelmi szabályok: 1. Legfontosabb a megelőzés, a szabályok betartásával. 2. A növényi drogok kémiai vizsgálata során alkalmazott szerves oldószerek jelentős része tűzveszélyes, sőt tűz- és robbanásveszélyes folyadék. (A dietiléter különösen az!) 3. A laborban csak a gyakorlat ideje alatt szükséges oldószermennyiség található (ennek biztosítása a laboráns, technikus feladata). A gyakorlatok idején kívül azokat a robbanásgátló szekrényben tároljuk, ennek kezelésére a laboráns (technikus) illetve a gyakorlatvezető jogosult. 4. Gyúlékony, robbanásveszélyes anyagokat (éter, benzin, stb.) nyílt láng közvetlen közelében soha ne tároljunk (Bunsen-égő, szárítószekrény), illetve nyílt lángon ne melegítsünk, ezekre víz, olaj vagy elektromos melegítőt használjunk. 5. Ne melegítsünk tűzveszélyes folyadékot nyitott edényben. Használjunk visszafolyó hűtőt az oldószer gőzök kondenzáltatására. Soha ne hevítsünk zárt rendszert, mindig hagyjunk egy kivezető nyílást a képződött gőzök számára (pl: illóolaj desztilláló készülék). 6. Mielőtt a gázvezeték főelzáró csapját megnyitnánk, gondoskodjunk, hogy az egyes égők csapjai zárva legyenek, ezután helyezzük üzembe őket. A munka befejezésekor győződjünk meg arról, hogy az asztalokon lévő gázégő csapja és a főelzáró csap is zárva van-e. 7. Ne hajoljunk munka közben a gázégő fölé. 8. A baleset megelőzése érdekében a használaton kívüli Bunsen-égőket oltsuk el vagy állítsuk világítólángra. 9. Az Országos Tűzvédelmi Szabályzat tűzveszélyességi szempontból öt tűzveszélyességi osztályt különbözetet meg, amelyeket „A” „B” „C” „D” „E” betűkkel jelölnek.     

„A”- Fokozottan tűz- és robbanásveszélyes „B”- Tűz- és robbanásveszélyes „C”- Tűzveszélyes „D”- Mérsékelten tűzveszélyes „E” –Nem tűzveszélyes

Mindig legyünk tisztában azzal, hogy milyen tűzveszélyességi osztályba tartozó anyaggal dolgozunk.

6

10. A tűz keletkezéséhez szükséges legfontosabb tényezők: - éghető anyag - égést tápláló közeg (oxigén) - gyulladási hőmérséklet Tűzoltásnál szükséges a fenti tényezők valamelyikének elvonása vagy megszüntetése. 11. Tűzoltás módjai lehetnek: - kisebb pl. asztali tűz esetén: néhány ml-nyi oldószer meggyulladása esetén a tüzet nedves ruhával, pokróccal, főzőpohárral vagy óraüveggel lefedjük (oxigéntől elzárjuk), esetleg vízzel oltjuk. -

labortűz esetén: a, vízzel: előnye, hogy olcsó, nagy mennyiségben áll rendelkezésre, gyors lehűtést eredményez, a gőz elzárja az oxigéntől a tűzfészket. Hátránya, hogy néha a vízkár nagyobb, mint a tűzkár, nem használható pl: fém-nátrium, olajés elektromos tűz esetén, illetve égő szerves oldószernél (ezzel esetleg még fokozzuk is a tüzet, a víznél könnyebb szerves oldószer annak felszínén úszva tovább ég). Elektromos tüzek oltása esetén először mindig áramtalanítsuk a labort és csak utána kezdjük a tüzet oltani. b, tűzoltó készülékkel: a tűzoltást csak akkor kíséreljük meg, ha a készülék használatát ismerjük, továbbá biztosak vagyunk abban, hogy az életünket nem kockáztatjuk.  habbal oltó: a hab vízzel kevert oltóanyag, elektromos tüzek oltására korlátozottan, 1 méternél nagyobb távolságból alkalmas, áramtalanítás előtt alkalmazni TILOS.  porral oltó: (a tartályban lévő CO2) nyomás segítségével NaHCO3 port fuvatunk ki. Hátrány, hogy az erős sugárban kiömlő por összetöri az üvegedényeket, továbbá beszennyezi a labort, ezért elektromos berendezések oltására nem használható. A NaHCO3 a tűzben elbomlik és a fejlődő CO2 elzárja a tüzet az oxigéntől.  gázzal (szén-dioxiddal) oltó: az oltás a kiszorítás és hűtés elvén alapul, megakadályozza az égő felületről kijutott gázok találkozását az oxigénnel. A készüléket a fogókarnál markoljuk meg (soha nem a szóró csőnél, mert fagyási sérüléseket okozhat) és óvatosan nyissuk ki a csapját. Égő személyt tűzoltó készülékkel oltani TILOS!

- személyi tűz esetén: égő ruházattal ne szaladgáljunk a laborban, gyorsan földre feküdve „hempergő” mozgást végezve oltsuk el. Ha szükséges, használjuk a tűzoltó pokrócot vagy a biztonsági zuhanyt (vészzuhany). Kerüljük a pánikot! 12. Égett bőrfelületet azonnal bő folyóvízzel hűtsük, majd égési sebre alkalmas kenőccsel vagy spray-vel kezeljük. Súlyos esetben forduljunk orvoshoz. 13. Áramütés esetén először áramtalanítsunk, a laboratóriumi főkapcsolóval. Eszméletvesztés esetén vigyük a sérültet friss levegőre, helyezzük stabil oldalfekvésbe és hívjunk orvost. 7

14. Ügyeljünk arra, hogy munkánk befejezése után, a laboratóriumból való távozás előtt, minden gáz- és vízcsap el legyen zárva, az elektromos berendezések ki legyenek kapcsolva! Rosszullét, sérülés vagy bármilyen baleset esetén azonnal forduljunk a gyakorlatvezető tanárhoz, a sérülésről jegyzőkönyvet szükséges felvenni!

8

1. fejezet Növényi drogok vizsgálatának általános és gyógyszerkönyvi módszerei Növényi drogok (Plantae medicinales) A DROG FOGALMA (PH. HG. VIII.) A növényi drogok általában feldolgozatlan, egész, darabolt vagy aprított növények, növényi részek, moszatok, gombák vagy zuzmók, amelyeket többnyire szárított, olykor friss állapotban használnak fel. Növényi drogok közé sorolnak ezenkívül bizonyos, még feldolgozatlan növényi váladékokat is (pl. tejnedv, illóolaj, balzsam, gyanta, viasz, stb.). A növényi drogokat a kettős nevezéktan szerint képzett botanikai tudományos nevükkel (nemzetség, faj, változat és az első leíró neve) egyértelműen definiálják. ELŐÁLLÍTÁS A növényi drogok termesztett vagy vadon termő növényekből egyaránt származhatnak. Minőségük szempontjából döntő fontosságú a szakszerű begyűjtés, termesztés, betakarítás, szárítás, aprítás, továbbá a megfelelő tárolási körülmények. A növényi drogoknak a lehetőségekhez képest mentesnek kell lenniük bizonyos szennyező anyagoktól, ilyenek pl. föld, por, szemét, és nem tartalmazhatnak gombákat, rovarokat, illetve egyéb állati eredetű szennyezéseket sem; romlottak (rohadt, korhadt) sem lehetnek. Ha a drogokat szennyezés-mentesítésnek vetették alá, szükséges annak bizonyítása, hogy a növényi hatóanyagok nem szenvedtek károsodást és a drogban nem maradtak vissza káros anyagok. Etilén-oxid nem használható a drogok szennyezés-mentesítésére. AZONOSÍTÁS A növényi drogokat makroszkópos és mikroszkópos leírásuk alapján azonosítjuk. Egyéb vizsgálati módszerek (pl. vékonyréteg-kromatográfia) használata is megkövetelhető. VIZSGÁLATOK Ha az egyes monográfiákban nincs más előírás, elvégezzük a Vizsgálat idegen anyagokra című fejezetben előírt vizsgálatot. A könnyen hamisítható drogok esetében megfelelő specifikus vizsgálat is előírható. Adott esetben a növényi drogoknak meg kell felelniük egyéb vizsgálatoknak is, ilyenek pl. az Összes hamu, a Sósavban nem oldódó hamu, a Kivonható anyagok, a Duzzadási érték, a Keserűérték vizsgálata. Minden esetben el kell végezni a Szárítási veszteség vizsgálatot, hacsak az egyes cikkelyek másként nem rendelkeznek. A nagy illóolaj-tartalmú drogok víztartalmát a Vízmeghatározás desztillációval című fejezetben előírtak szerint határozzuk meg (ld. Ph. Hg. VIII. I. kötet, 2.2.13. fejezet). A növényi drogoknak meg kell felelniük a Növényvédőszer-maradványok (ld. Ph. Hg. VIII. I. kötet, 2.8.13. fejezet) című fejezetben előírt követelményeknek. Nem lehet figyelmen kívül hagyni azt sem, hogy a növényi drogok nehézfémekkel is szennyeződhetnek. Ha a vonatkozó cikkely nem ír elő határértéket nehézfém- vagy más, meghatározott elemszennyezésre, indokolt esetben megkövetelhető az ilyen határérték előírása. A kizárólag egy vagy több növényi drogból álló gyógyszerkészítmények mikrobiológiai minőségét illetően A gyógyszerkészítmények mikrobiológiai tisztasága című fejezetben találunk ajánlásokat. Szükség esetén aflatoxin-szennyezésre vonatkozóan is megkövetelhető határérték előírása. Előfordulhatnak olyan esetek is, amikor a növényi drogok radioaktív szennyeződésének lehetőségével is számolni kell.

9

TARTALMI MEGHATÁROZÁS Indokolt és engedélyezett esetek kivételével – megfelelő módszert alkalmazva – tartalmi meghatározást is végezni kell. ELTARTÁS Fénytől védve. Növényi drogkészítmények (Plantae medicinales praeparatore) DEFINÍCIÓ Növényi drogokból különböző eljárásokkal, mint kivonás, desztillálás, préselés, frakcionálás, tisztítás, betöményítés, fermentálás állítják elő. E készítményekhez tartoznak a finoman aprított vagy porított növényi drogok, a tinktúrák, a kivonatok, az illóolajok, a préselt levek és a feldolgozott növényi váladékok. A gyógynövényteáknak meg kell felelniük a Gyógynövényteák általános cikkely követelményeinek. Az azonnal oldódó (instant) gyógynövénytea egy vagy több növényi drogkészítmény porából vagy granulátumából áll és közvetlen felhasználás előtt elkészítendő, bevételre szánt oldat készítésére szánják. Gyógynövényteák (Plantae ad ptisanam) DEFINÍCIÓ A gyógynövényteák kizárólag egy vagy több növényi drogból álló gyógyszerkészítmények, amelyekből főzéssel, forrázással vagy áztatással frissen fogyasztható vizes oldatok készíthetők. Általában ömlesztve vagy adagolt formában, tasakokban forgalmazzák. A gyógynövényteáknak meg kell felelniük a Gyógyszerkönyv vonatkozó, egyedi cikkelyeinek, vagy ezek hiányában a Növényi drogok általános cikkely követelményeinek. A gyógynövényteák mikrobiológiai tisztaságára vonatkozó ajánlások (5.1.4. – 4. mikrobiológiai tisztasági osztály) figyelembe veszik az előírt elkészítési módot (forró víz vagy nem forró víz használata). AZONOSÍTÁS A gyógynövényteák növényi drog összetevőit botanikai módszerekkel kell azonosítani. VIZSGÁLATOK Amennyiben a gyógynövényteák több növényi drogból állnak, az alkotórészek arányát megfelelő módszerrel kell ellenőrizni. Az adagolt formában, tasakokban forgalmazott gyógynövényteáknak meg kell felelniük a következő vizsgálatnak is. A tömeg egységessége: A következő módon meghatározzuk 20, véletlenszerűen kiválasztott csomagolási egység tartalmának átlagtömegét. Megmérünk egy teli tasakot, azután veszteség nélkül kinyitjuk és ecset segítségével teljesen kiürítjük. Az üres tasakot is lemérjük és a két mérés különbségéből megkapjuk a tasak tartalmának tömegét. A műveletet a többi 19 tasakkal megismételjük. Indokolt és engedélyezett esetek kivételével, a húszból legfeljebb két egyedi tömeg térhet el az alábbi táblázatban megadott százalékos eltérésnél nagyobb mértékben az átlagtömegtől, és egyetlen egyedi tömeg eltérése sem haladhatja meg a megadott százalékos eltérés kétszeresét.

10

Átlagtömeg 1,5 g-nál kevesebb 1,5 – 2,0 g 2,0 g-nál több

Eltérés (%) 15 10 7,5

ELTARTÁS Fénytől védve.

SZŰRŐ- (SZKRIN-) VIZSGÁLATOK   

Fitokémiai szűrővizsgálat: vegyületcsoportot vagy vegyületet keresünk, kémiai szerkezetre vagyunk kíváncsiak. Biológiai szűrővizsgálat: a kivonat rendelkezik-e biológiai aktivitással, érdekes lehet farmakológiai és toxikológiai szempontból. Nehézségek: a hatásos vegyület igen kis és ismeretlen koncentrációban van jelen a mintában → nehéz a megfelelő kivonószer kiválasztása, ha antagonista vegyület van jelen, ha sok toxikus vegyület halmozódik fel.

FITOKÉMIAI SZŰRŐVIZSGÁLATOKKAL SZEMBEN TÁMASZTOTT KÖVETELMÉNYEK:       

egyszerűség gyorsaság lehetőleg minimális műszer és felszerelés igény megfelelő érzékenység és szelektivitás a vegyületekre tájékoztasson a vegyület mennyiségi előfordulásáról szolgáltasson közelebbi adatot a vegyületcsoportokról és vegyületekről A negatív eredményeket is ellenőrizni kell!

1.1 ábra A vizsgálandó komponensek fitokémiai meghatározásának főbb lépései (forrás: Botz 1996)

11

NÖVÉNYI DROGOK ELŐKÉSZÍTŐ MŰVELETEI Szárítás   

Cél: hatóanyagok megőrzése, nedvesség-tartalom csökkentése 40°C felett ne végezzünk szárítást, pl. illóolaj-tartalmú minták esetén Nem kívánatos enzimreakciók kivédésének lehetőségei: 1. magas hőfok, gyors, rövid ideig tartó szárítás (enzimek denaturálódása), majd szétterítve szobahőmérsékleten (kb. 20°C-on) 2. száraz jég (enzimműködés gátlása) 3. liofilizálás (fagyasztva szárítás)

Fontos! A kivonást haladéktalanul végezzük el a szárítás után. Terepen: hűtőtáskában tárolás (kb. 5°C). A minták szennyeződésmentesek legyenek. SZÁRÍTÁS AZ IPARBAN Mesterséges szárítás – szárítóberendezéssel 1. hideg levegős (8-12 nap, ventillátorral) 2. meleg levegős (4-12 óra, gyakoribb) 3. forró levegős (2-5 perc, 200°C felett, erős lebegtetéssel, ipari drogoknál) 1 kg száraz droghoz kell gyűjteni: virágból: 6-7 kg levélből vagy herba-ból: 5-6 kg termésből (álbogyó, tobozbogyó), gyökérből, kéregből: 2-3 kg magból: 1,2-2 kg Aprítás A drogok aprítása olyan mechanikai művelet, amellyel a szilárd drogrészek méreteit a kívánt mértékben csökkentjük, és így fajlagos felületét növeljük. Az aprított drogot, illetve drogport legjobban a szemcseméret eloszlása jellemzi. A szemcseméretet a szitaanalízis vizsgálattal ellenőrizhetjük. A Ph. Hg. VII.-ben hivatalos nyolc szita adatai a következők: Szitajelzés I. II. III. IV. V. VI. VII. VIII.

Fonalak közti távolság (mm) 6,3 4,0 2,0 1,2 0,8 0,32 0,16 0,063

Az aprítás (porítás) mértéke durván aprított (scissus) aprított (conscissus) középfinoman aprított (semiconscissus) finoman aprított (minutim conscissus) durva por (pulvis grossus) középfinom por (pulvis semisubtilis) finom por (pulvis subtilis) nagyon finom por (pulvis subtilissimus)

A kivonáshoz (extrakcióhoz) általában V. szitafinomságú drogport használunk.

12

Teakeverékek készítéséhez: - nagyobb virágok: I. szita - herba, folium: II. szita - radix, rhizoma, cortex, fás részek, bőrszerű levelek, fructus: III. szita - kisebb virágokat aprítás nélkül használjuk fel. A Ph. Hg. VIII.-ban a sziták megfelelnek a legújabb kiadású ISO 3310-1 szabványnak. A vizsgálati sziták rozsdamentes acélból, a kevésbé előnyös sárgarézből vagy más alkalmas, nem reaktív huzalból készülnek. Az ISO névleges fonalköz alapján a megfelelő szitafinomság a sziták fő és kiegészítő méretei alapján megfeleltethetők az előírásoknak. Pl. a virág drogok I. szitafinomságúra való aprítása az 5600-as európai számú szitával, stb. A szitaelemzés során általában a tömegre vonatkoztatott százalékot veszik alapul, de némely irodalmi adat a gyakoriságot (az összes szemcsék darabszámára vonatkoztatott szemcseszámot) vagy a szemcsék számát adja meg. Az aprítást befolyásoló legfontosabb tényezők: őrlés ideje, a drog szöveti szerkezete, a drog nedvességtartalma, az egy tételben őrölt drog mennyisége, őrlőgép teljesítménye, stb. A készletben tartott drogok átszitálása évente kötelező. A kiszitált por nem használható fel. Illóolaj-tartalmú drog csak közvetlenül felhasználás előtt porítható. A gyógyszerkereskedelem számára porított drogot porítás után újból meg kell vizsgálni, és annak a vonatkozó cikkelyben előírtaknak meg kell felelnie. Extrakció – a drogok tartalmi anyagainak kivonása DEFINÍCIÓ Hatóanyag: a növényben az univerzális és speciális anyagcsere során képződő és felhalmozódó, különböző kémiai szerkezetű vegyületek, azaz a tartalmi anyagok közül a terápiásan hatásos, biológiailag aktív anyagok. Kísérőanyag: a drog tartalmi anyagai közül, a hatóanyagok hatását elősegítő vagy gátló, esetleg nem kívánt mellékhatást előidéző vegyületek. Vezetőanyag (markervegyület): olyan tartalmi anyagok, amelyek jelenléte és mennyisége a drog azonosságát és minőségét jellemzi, de nem feltétlenül azonos a hatóanyaggal. Kromatográfiás technikákkal azonosítása könnyen megoldható. Ballasztanyag: eltávolítandó vegyületeket, vegyületcsoportot jelent a célzott extrakció során, pl. cserzőanyagok, zsíros olajok, klorofill. Ezek az anyagok képezhetik az extrakció célját is, ilyenkor nem tekintendők ballasztanyagnak. Az extrakció elvi alapja   

Extrakció: a mintában lévő elválasztandó komponenseknek egymással nem, vagy csak korlátoltan elegyedő fázisok közötti megoszláson alapuló elválasztása. Diffúzió és kioldódás. Sérült, nyitott sejtekből szabad diffúzióval, az ép sejtekből gátolt diffúzióval.

13

1.2 ábra A kivonás általános jelleggörbéje (Forrás: Botz 1996)

1.3 ábra A kivonás elvi alapja Az extrakció kivitelezése • szelektív oldószerrel • többször, kis oldószermennyiséggel, lehetőleg kimerítő eljárással • gyorsan, alacsony hőmérsékleten (max. 36,5°C), fény- és oxigénszegény környezetben • ellenőrzött pH A kivonásra vonatkozó fontosabb törvényszerűségek • minél nagyobb a kivonandó drog aprítottsági mértéke → nő a szabad diffúzió • a kivonás hőmérsékletének növelésével nő a szabad és gátolt diffúzió sebessége → csökken az extrakció időszükséglete (hőérzékeny anyagok!!!) • nagy nedvességtartalmú drognál víz-oldószer közti megoszlás • extrahálószer + felületaktív anyag (nemionos anyagok) → növeli a diffúzió hatékonyságát • a kivonó folyadék anyagi minőségétől függ a kivonás szelektivitása

14

Extraháló (kivonó) szer kiválasztása • elsődleges szempont a kivonandó anyag fizikai-kémiai tulajdonsága, főleg polaritása • molekula: + vagy – töltések súlypontja egybeesik (=apoláris) vagy nem (=poláris). Töltéskülönbség esetén a molekula elektromos dipólusként viselkedik, aminek jellemző értéke a dipólusmomentum (dielektromos állandó mérése határozza meg). • a molekulák polaritását a dielektromos állandó mérésével jellemezhetjük • ha nagy a dielektromos állandó → nagy a töltéseloszlás egyenlőtlensége, poláris a molekula → könnyen széteshet ionokra, pl. víz • poláris oldószer – poláris vegyület, apoláris oldószer – apoláris vegyület • poláris: vízben oldódó, pl. glikozidok (szaponinok), kvaterner alkaloidok, cserzőanyagok, nyálkák, cukrok, növényi savak, keserűanyagok • szemipoláris: alkoholban és etilacetátban oldódó, pl. flavon-, antrakinon-, kumarin-, antociánglikozidok és ezek aglikonjai, katechinek • apoláris: szénhidrogénekben (petroléter, pentán, n-hexán, toluol, ciklohexán) oldódók, pl. zsíros olajok, illóolajok, szterolok, triterpének, karotinoidok • pH változtatás eredményes lehet A kivonószerrel szemben támasztott követelmények • szelektív legyen, tehát oldja a hatóanyagot • fiziológiásan ne károsítsa a szervezetet • a hatóanyaggal ne reagáljon • párolgási hője lehetőleg csekély • forráspontja alacsony legyen • lehetőleg ne legyen robbanékony • olcsó legyen

1.4 ábra Növényi minta komponenseinek elválasztása polaritás alapján (Forrás: Botz 1996)

15

1.5 ábra Általános kivonási ábra növényi minta komponenseinek elválasztására (Forrás: Botz 1996) Kivonás (extrakció) gyakorlati megvalósítása Csoportosítás a kivonásban résztvevő anyagok halmazállapota szerint: 1. szilárd-folyadék extrakció: drog + folyékony extrahálószer 2. folyadék-folyadék extrakció: pl. alkaloid kivonás, tisztítás 3. szilárd-fluid extrakció: drog + fluid gáz (fluid: gáz és folyadék közti állapot), pl. szuperkritikus CO2 extrakció Csoportosítás a kivonásban résztvevő oldószer áramlása szerint: 1. drog és az extrahálószer áramlása irányított sebességű, pl. ellenáramú extrahálás, U extraktor (Vinca alkaloid kutatás) 2. drog és az extrahálószer áramlása nem irányított sebességű, pl. laboratóriumi keverős berendezések 3. extrahálószernek irányított sebessége van, de a drognak nincs, pl. diffúziós extrahálás Extrakciós technikák   

Áztatás: pl. vizes kivonatoknál (tea), kevergetés szobahőmérsékletű kivonó folyadékkal (macerálás), forrázat (infusum), főzet (decoctum) Perkolálás: alkoholos, vizes-alkoholos extraktumok, tinktúrák előállítása, tölcséres kiképzésű, csappal ellátott üveghenger, kivonási idő: 10-30 óra, a minta behelyezése és a kivonás szakaszos, szűrés már nem szükséges Rázatás: hőérzékeny anyagoknál segíti elő a diffúziót, nagyobb lesz a koncentrációgrádiens, a minta behelyezése és a kivonás szakaszos, szűrés szükséges

16

  

Turboextrakció: nagy fordulatszámú motor éles késsel rendelkező tengelyt mozgat, a roncsolt sejtek arányának növelésével és a koncentrációgrádiens növelésével a kivonás hatékonysága jelentősen nő, szűrés szükséges, elősegítjük a szabad diffúziót Ultrahangos extrakció: ultrahangos vízfürdővel, ultrahangos sejtfeltáróval Soxhlet-készülék: hőérzékeny anyagok vizsgálatára nem alkalmas, kivonási idő néhány óra, szűrés nem szükséges (ld. részletesebben az alkaloidok vizsgálatánál)

Kivonatok (Extracta) DEFINÍCIÓ A kivonatok folyékony, szilárd vagy a kettő közötti konzisztenciájú, betöményített gyógyszerkészítmények, amelyeket általában szárított, növényi vagy állati eredetű anyagból állítanak elő. Egyes készítmények előállításakor a kivonandó anyagot előkészítő eljárásnak, pl. enzim-inaktiválásnak, aprításnak vagy zsírtalanításnak kell alávetni. A kivonatokat etanol vagy egyéb alkalmas oldószer felhasználásával, áztatással, perkolálással vagy más, megfelelő validált eljárással állítják elő. Kivonás után a nemkívánatos anyagokat, szükség esetén, el lehet távolítani. ELŐÁLLÍTÁS Perkolálással: A kivonandó anyagot, ha szükséges, megfelelő méretűre aprítjuk, majd az előírt kivonófolyadék egy részletével alaposan összekeverjük. Megfelelő ideig tartó várakozás után az átnedvesített anyagot perkolátorba töltjük. A perkolátum kifolyási sebességét olyan lassú üteműre állítjuk, hogy a kivonandó anyagot a visszamaradó kivonófolyadék mindig ellepje. A maradékot kipréselhetjük, ez esetben a kipréselt folyadékot egyesítjük a perkolátummal. Áztatással: A kivonandó anyagot, ha nincs más előírás, megfelelő méretűre aprítjuk, majd az előírt kivonófolyadékkal alaposan összekeverjük, és zárt tartályban megfelelő ideig áztatjuk. A visszamaradt anyagot elkülönítjük a folyadéktól és szükség esetén kipréseljük; ez esetben a két folyadékot egyesítjük. A kivonatokat a kívánt konzisztencia elérésére megfelelő eljárásokkal betöményítjük, általában csökkentett nyomáson és olyan hőmérsékleten, melyen az alkotórészek bomlása minimálisra csökkenthető. A kivonatok oldószermaradvány-tartalma nem haladhatja meg az előírt határértékeket. A standardizált kivonatok hatóanyagtartalmát megfelelő közömbös anyaggal vagy az előállításukhoz használt növényi, illetve állati anyagból készült másik kivonattal állítjuk be az előírt értékre. Folyékony kivonatok DEFINÍCIÓ: olyan folyékony halmazállapotú készítmények, amelyeknek egy tömeg vagy térfogatrésze általában az eredeti szárított drog egy tömegrészének felel meg. ELŐÁLLÍTÁS: Perkolálással vagy áztatással, kivonófolyadékként kizárólag megfelelő töménységű etanolt vagy vizet használva. A készítmények előállíthatók száraz vagy sűrű kivonatnak az előbbi oldószerek egyikében való oldásával is. Szükség esetén a kivonatot szűrjük. Eltartás során csekély üledék kiválhat a készítményből, és ez elfogadható mindaddig, míg nem okoz jelentősebb változást az összetételben. A folyékony kivonatok tartalmazhatnak megfelelő mikrobiológiai tartósítószert is. TISZTASÁGI VIZSGÁLATAI: relatív sűrűség, etanol-tartalom, metanol és 2-propanol-tartalom (legfejlebb 0,05 %V/V), szárazanyag-tartalom. ELTARTÁS: jól záró tartályban, fénytől védve.

17

Sűrű kivonatok DEFINÍCIÓ: olyan gyógyszerkészítmények, amelyeknek konzisztenciája átmenetet képez a folyékony és a száraz kivonatok konzisztenciája között. ELŐÁLLÍTÁS: a készítményeket az előállításukhoz használt kivonófolyadék részleges elpárologtatásával nyerik. A kivonáshoz kizárólag megfelelő töménységű etanol vagy víz használható. Szárazanyag-tartalma legalább 70%. Tartalmazhatnak megfelelő mikrobiológiai tartósítószert is. TISZTASÁGI VIZSGÁLATA: szárazanyag-tartalom. ELTARTÁS: jól záró tartályban, fénytől védve. Száraz kivonatok DEFINÍCIÓ: olyan szilárd gyógyszerkészítmények, amelyeket az előállításhoz használt kivonófolyadék elpárologtatásával nyernek. Szárazanyag-tartalma legalább 95%. ELŐÁLLÍTÁS: a standardizált száraz kivonatok hatóanyag-tartalmát közömbös anyaggal vagy az előállításhoz használt növényi, illetve állati eredetű anyagból készült, másik száraz kivonattal állítják be az előírt értékre. A száraz kivonatok egyedi cikkelyei, adott esetben, határérték-vizsgálatot írnak elő a kivonásra használt oldószerre vonatkozóan. TISZTASÁGI VIZSGÁLATA: szárazanyag-tartalom. ELTARTÁS: légmentesen záró tartályban, fénytől védve. Tinktúrák (Tincturae) DEFINÍCIÓ A tinktúrák folyékony gyógyszerkészítmények, amelyeket általában szárított, növényi vagy állati eredetű anyagból állítanak elő. Egyes készítmények előállításakor a kivonandó anyagot előkészítő eljárásnak, pl. enzim-inaktiválásnak, aprításnak vagy zsírtalanításnak kell alávetni. A tinktúrákat megfelelő koncentrációjú alkohol felhasználásával, áztatással, perkolálással vagy más, megfelelő validált eljárással állítják elő. Tinktúrákat készíthetünk úgy is, hogy kivonatokat megfelelő töménységű alkoholban oldunk, vagy azzal hígítunk. A tinktúrák előállításához felhasznált drog és kivonófolyadék aránya általában 1:10 vagy 1:5. Többnyire tiszta folyadékok. Eltartás során csekély üledék kiválhat a készítményből, és ez elfogadható mindaddig, míg nem okoz jelentősebb változást az összetételben. ELŐÁLLÍTÁS Perkolálással: A kivonandó anyagot, ha szükséges, megfelelő méretűre aprítjuk, majd az előírt kivonófolyadék egy részletével alaposan összekeverjük. Megfelelő ideig tartó várakozás után az átnedvesített anyagot perkolátorba töltjük. A perkolátum kifolyási sebességét olyan lassú üteműre állítjuk, hogy a kivonandó anyagot a visszamaradó kivonófolyadék mindig ellepje. A maradékot kipréselhetjük, ez esetben a kipréselt folyadékot egyesítjük a perkolátummal. Áztatással: A kivonandó anyagot, ha nincs más előírás, megfelelő méretűre aprítjuk, majd az előírt kivonófolyadékkal alaposan összekeverjük, és zárt tartályban megfelelő ideig áztatjuk. A visszamaradt anyagot elkülönítjük a folyadéktól és szükség esetén kipréseljük; ez esetben a két folyadékot egyesítjük. Előállítás kivonatból: a kivonatot megfelelő töménységű alkoholban oldjuk, vagy azzal hígítjuk. Az így kapott készítménynek az alkohol- és hatóanyag-tartalom vagy adott esetben az alkohol- és szárazanyag-tartalom tekintetében meg kell egyeznie az áztatással vagy perkolálással előállított tinktúrával. 18

TISZTASÁGI VIZSGÁLATAI: relatív sűrűség, etanol-tartalom, metanol és 2-propanol-tartalom (legfejlebb 0,05 %V/V), szárazanyag-tartalom. ELTARTÁS: jól záró tartályban, fénytől védve.

NÖVÉNYI DROGOK GYÓGYSZERKÖNYVI VIZSGÁLATI MÓDSZEREI A Gyógyszerkönyv cikkelyeiben a Makroszkópos vizsgálatok az aprítatlan (in toto) drogra vonatkoznak, a hatóanyag-tartalomra megadott értékek viszont a cikkelyekben feltüntetett aprítási mértékű drogra. Gyógyszerkönyvi minőségű az a drog, amely mind az általános fejezetekben, mind a drog egyedi cikkelyében előírtaknak mindenben megfelel. Gyógyszerkönyvben nem szereplő drog minősítése: Magyar Szabvány (MSZ) I. osztályú drog minőségére vonatkozó előírás szerint. MSZ-ban sem szereplő drog minősítése: Gyógyszerkönyv általános fejezete és a MSZ drogminősítésre vonatkozó általános előírása szerint. Nem használható gyógyszerkészítésre az a drog, ami:  a Gyógyszerkönyv vonatkozó cikkelyében leírt jellegzetes színe, szaga, íze nem érzékelhető, vagy megváltozott (organoleptikus vizsgálat során)  dohos, penészes, rovarrágott, vagy gombafertőzött  nem növényi eredetű idegen anyagot tartalmaz  egyéb szennyeződései a Gyógyszerkönyvben meghatározott határértéket meghaladják  a növényvédő szer tiltott vagy a megengedett szintet meghaladó maradványával (peszticidreziduum) szennyezett drog közvetlen gyógyászati célra nem használható Nem erős hatású drog erős hatásúval (keresztes, +) szennyezett:  ha nem aprított (in toto) és szétválogatható: a tisztított drog felhasználható  ha nem aprított (in toto) és nem válogatható szét: a drog nem használható fel  aprított drog: nem használható fel, mivel ebben az esetben szétválogatásról nem beszélhetünk Növényvédőszer-maradvány (peszticidreziduum) a drogban: Az egyes drogokra vonatkozó részletes cikkely külön tárgyalja, drogonként más-más határérték szerepel; az efölötti értéket mutató drog közvetlen gyógyászati célra nem használható. DEFINÍCIÓ: Minden anyag, vagy anyagkeverék, ami növényi drogok termesztése, feldolgozása, tárolása, szállítása és értékesítése során károkat okozó, vagy a drogok minőségét egyéb módon befolyásoló kórokozók, nemkívánatos növényfajok és állati kártevők megjelenésének megelőzésére, elpusztítására és elszaporodásának meggátlására alkalmaznak. Ide tartoznak a növekedésszabályozók, a lombtalanító szerek, a szárítóanyagok (deszikkánsok), és bármely más anyag, amit betakarítás előtt, vagy után alkalmaznak a termés tárolás és szállítás alatti megvédésére. A Növényvédőszer-maradvány vizsgálat részletes leírását a Ph. Hg. VIII. 2.8.13. fejezete írja elő.

19

Vizsgálat idegen anyagokra A növényi drogok nem tartalmazhatnak sem penészgombákat, sem rovarokat, sem más, állati eredetű szennyezéseket. Ha nincs más előírás, az idegen anyag mennyisége legfeljebb 2% m/m lehet. Idegen anyagnak tekintendők: - A növény egyéb részei: az anyanövényből származó, de nem a drogként meghatározott anyagok, pl. Agni casti fructus a hivatalos drog, ami nem tartalmazhatja a növény egyéb részeit - Idegen eredetű szennyezések: nem az anyanövényből származó, növényi vagy ásványi eredetű anyagok AZ IDEGEN ANYAGOK MEGHATÁROZÁSA 100-500 g vagy a cikkelyben megadott legkisebb mennyiségű anyagot lemérünk, és vékony rétegben szétterítünk. Az idegen anyagokat szabad szemmel vagy 6-szoros nagyítású nagyító segítségével vizsgáljuk, különválasztjuk, majd a tömegüket lemérjük és kiszámítjuk százalékos mennyiségüket. Mintavétel Drogok mintavételezése:  a Gyógyszerkönyv általános fejezetei szerint  nagy mennyiségű drog: MSZ szerint  mintavétel a gyógyszertárban: a drog keverése után (szitálás nélkül) (felül lévő réteg hatóanyag-tartalma a levegővel való érintkezés miatt megváltozhat)  filteres drogok (teák, teakeverékek): darabszám szerint, bontatlan csomagból Hatóanyag-tartalom meghatározásoknál figyelni kell a reprezentatív mintavételezésre (1.6 ábra).

1.6 ábra Homogén és heterogén rendszerek (Forrás: Botz 1996)

20

Azonossági vizsgálatok A drogok vizsgálata a Gyógyszerkönyv szempontjából két csoportra osztható: az azonossági és a minősítő (tisztasági) vizsgálatokra. A Ph. Hg. szerint csak a Gyógyszerkönyv vagy MSZ szerinti drogot lehet alávetni azonossági vizsgálatnak. Tisztasági vizsgálat is csak a Ph. Hg. vagy MSZ leírásban szereplő megfelelő drogrésszel kapcsolatban végezhető. AZONOSSÁGI VIZSGÁLATOK:  makroszkópos (szabad szemmel vagy kézinagyítóval): gyors és egyszerű vizsgálat az azonosság, minőség, szennyeződések és esetleges hamisítások irányadó vizsgálatára  mikroszkópos  mikroszublimáció  fizikai-kémiai és kémiai vizsgálatok: kémcsőreakciók, kromatográfiás módszerek (vékonyréteg-kromatográfia, gázkromatográfia, folyadékkromatográfia) A gyógynövény drogok egyedi cikkelyeiben a leggyakrabban előírt kromatográfiás módszer a vékonyréteg-kromatográfia (VRK), ezért a következőkben ezt a módszert mutatjuk be röviden. Vékonyréteg-kromatográfia (VRK) Olyan elválasztás technika, amelyhez valamely üveg-, fém- vagy műanyaghordozón vékony rétegben, egyenletesen szétterített, megfelelő állófázist alkalmazunk. A vizsgálandó anyagok oldatait a kifejlesztés előtt visszük fel a lemezre. Az elválasztás, amely adszorpción, megoszláson ioncserén vagy ezen folyamatok kombinációján alapul, úgy történik, hogy az oldott anyagokat (a vizsgálandó anyag oldatait) alkalmas oldószerrel vagy oldószer-eleggyel (mozgófázis, kifejlesztőszer) vándoroltatjuk az állófázist képező vékonyrétegen. A kromatografálást előzetesen az állófázissal bevont lemezeken végezzük. A kifejlesztést megfelelő inert, átlátszó anyagból készült kamrában végezzük. A vizsgálati minták oldatait mikropipettával, osztott kapillárissal vagy más mintafelvitelre alkalmas eszközzel végezzük. Leggyakrabban a függőleges irányú kifejlesztést alkalmazzuk. A kromatografáló kamrát a falai mentén szűrőpapírral béleljük. Ezután a mozgófázisból annyit töltünk a kamrába, hogy miután a szűrőpapírt átitatta, mind a kamra, mind a használandó lemez méreteit figyelembe véve, megfelelő magasságú folyadékréteget képezzen a kamra alján. A kamrát lefedjük, és 1 órán át 20-25°C-on tartjuk, hogy telítődjön. Ha nincs más előírás, telített kamrában kromatografálunk. A mintafelvitel után a réteglapokat a kamrába állítjuk úgy, hogy a foltok, illetve a sávok a mozgófázis felszíne fölé kerüljenek. A kamrát lefedjük, és 20-25°C-on, napfénytől védett helyen tartjuk mindaddig, amíg a mozgófázis el nem éri a cikkelyben előírt távolságot. Ekkor a lemezt kiemeljük, megszárítjuk, és a foltokat az előírás szerint előhívjuk. Kétdimenziós kromatográfia alkalmazása esetén az első kifejlesztést követően a lemezt megszárítjuk; a második kifejlesztést az elsőre merőleges irányban végezzük. KROMATOGRAMOK ÉRTÉKELÉSE Azonosítás, kvalitatív meghatározás A vizsgálandó oldat kromatogramjának főfoltját – színe, mérete és retenciós faktora (Rf) tekintetében – vizuálisan összehasonlítjuk az összehasonlító oldat kromatogramjának megfelelő foltjával. A retenciós faktor a startponttól (a felvitel pontjától) a folt közepéig mért távolság és a startponttól az oldószerfrontig mért távolság hányadosa. Az Rf érték reprodukálhatósága sok tényezőtől függ: pl. réteg típusa, oldószer, kamratípus, gőztér telítettsége, a laboratórium hőmérséklete, páratartalma, az oldószerek minősége, stb. 21

Kvantitatív meghatározás Foltterület mérés (= planimetria) segítségével végezhetünk fél-kvantitatív meghatározást. Ebben az esetben egy ismeretlen anyagmennyiséget tartalmazó folt területét ismert standard mintával készített folt területével hasonlítjuk össze. A foltterület és az anyag tartalma között nem lineáris az összefüggés, így elsősorban olyan mennyiségeket vethetünk össze, amelyek koncentrációs eltérése kicsi. Közvetett kvantitatív módszer esetén az elválasztott komponens foltját a rétegről leoldják (eluálják), majd a szorbens anyagától elválasztják. Az ismeretlen anyag oldatát spektrofotometriás vizsgálatnak vetjük alá szerkezetének meghatározásához. Közvetlen kvantitatív meghatározás a foltban lévő anyagok optikai sajátságának műszeres mérésén alapul. Erre használják a denzitometriát. A mérés során a műszer fényforrása megvilágítja a foltot, amelynek fényelnyelését, fényvisszaverését vagy fluoreszcenciáját méri. A foltban lévő anyag mennyiségét standard anyaggal felvett kalibrációs görbével számolhatjuk ki. A denzitometria kb. 3-5%-os hibával dolgozik. A VRK előnyei:  olcsó  gyors  egyszerű  jól reprodukálható  sokféleképpen variálható  nem igényel drága, speciális műszereket  nem igényel bonyolult minta-előkészítést  a rétegek eldobhatók, nincs szükség regenerálásra, karbantartásra  egyszerre több minta vizsgálható ugyanazon körülmények között egy rendszerben  két különböző kifejlesztőelegy segítségével kétdimenziós elválasztást is lehetővé tesz  automatizálható A VRK főbb korlátai:  mivel az egyes lépések nem egy zárt rendszeren belül történnek, a rétegek ki vannak téve különböző környezeti hatásoknak (pl. levegő oxigénje), éghajlati hatásoknak (pl. levegő hőmérséklete, nedvességtartalma), fénynek, mechanikai hatásoknak, stb.  bár minden lépéshez fejlesztettek ki számítógép-vezérelt műszereket (pl. automata mintafelvivő, kifejlesztő, lefújó, szkenner, stb.), teljesen mégsem automatizálható a folyamat  A VRK nem képes olyan hatékony elválasztásra, mint a HPLC A VRK főbb fitokémiai alkalmazási területei:  növényi drogok azonosítása (akár termékekben is)  szennyezés, hamisítás kimutatása  stabilitásvizsgálat  az egyes komponensek mennyiségi meghatározása (félkvantitatív)

22

Vékonyréteg-kromatográfiában alkalmazott főbb rétegtípusok:  klasszikus szilika réteg (üveg, alumínium vagy műanyag hordozón) o igen széles körben alkalmazható, számos, eltérő tulajdonságokkal rendelkező vegyület megbízható, rutin analízisére szolgál  alumínium-oxid réteg o bázikus és semleges vegyületek elválasztására  HPTLC (High Performance Thin Layer Chromatography) réteg o a normál rétegnél gyorsabb és jobb elválasztást biztosít  cellulóz réteg o hidrofil vegyületek analízisére  preparatív réteg (PLC) o az elválasztott vegyületek nagyobb mennyiségben visszanyerhetők további felhasználásra Tisztasági vizsgálatok TISZTASÁGI VIZSGÁLATOK közé tartoznak:  vizsgálat a növény egyéb részeire (rokon fajok is beletartoznak)  vizsgálat idegen növényi részekre (más növényfaj)  vizsgálat mérgező hatóanyagú drogszennyezésre  vizsgálat idegen anyagokra (hamu- és homoktartalom, növényvédőszer-maradvány vizsgálatok is ide tartoznak) VIZSGÁLAT A NÖVÉNY EGYÉB RÉSZEIRE Nem alkotói a leírt drognak. A nagyobb darabokban forgalmazott drog jó átlagmintájának g leolvasási pontossággal mért 0,5-1,0 kg-os részletét alaposan átvizsgáljuk, az idegen részeket különválasztjuk, azok tömegét lemérjük, és a vizsgált drog tömegszázalékában adjuk meg. Az előírt aprítási mértéknél nagyobb vagy kisebb darabokat a drog legfeljebb 10%-ban tartalmazhat. 0,75 – 10 mm aprítású drog: 50,0 g-ját az V., szükség esetén a VI. szitán leszitáljuk, a leszitált port lemérjük. A por mennyisége max. 5% lehet virág, herba, levél esetén; max. 2% gyökér és gyökértörzs esetén; max. 1% termés és mag esetén. VIZSGÁLAT IDEGEN NÖVÉNYI RÉSZEKRE A leírt drogtól, illetve az azt adó növénytől eltérő, más növénytől származó rész. A rokon fajoktól származó növényi részeket is idegen növényi résznek kell tekinteni. A drogról leszitálható por elkülönítése után a szitán visszamaradt drogból az idegen növénytől származó darabokat mikroszkópos vizsgálatnak vetjük alá. VIZSGÁLAT MÉRGEZŐ HATÓANYAGÚ DROGSZENNYEZÉSRE Alkaloidot vagy más mérgező anyagot tartalmazó drog jelenlétét mindig ellenőrizni kell. A drogot makroszkópos és mikroszkópos vizsgálatnak egyaránt alávetjük. Ha a kiválogatott és alkaloid-tartalmú drog mennyisége 1-2 g, akkor vékonyréteg-kromatográfiás azonosítást is kell végezni. A por alakú vagy porítottan beszerzett drogot mikroszkóposan vizsgáljuk szennyező anyagokra. A nem alkaloid-tartalmú drogport ezen felül még kizáró reakcióval is ellenőrizzük.

23

Összes hamu DEFINÍCIÓ A drog elhamvasztása, majd 600°C-on történt izzítás után visszamaradó hamu tömege m/m %-ban kifejezve a drog kiindulási tömegéhez viszonyítva, abszolút száraz drogra vonatkoztatva. Szervetlen anyag (pl. nehézfém-szennyezés) megállapításakor fontos. ÖSSZES HAMU MEGHATÁROZÁSA Kvarc- vagy platinatégelyt 30 percen át vörös-izzáson hevítünk. Exszikkátorban hagyjuk lehűlni, majd mérjük. Ha nincs más előírás, a vizsgálandó anyag vagy elporított növényi drog 1,0 g-ját egyenletesen elterítjük a tégelyben. 100-105°C-on 1 órán át szárítjuk, majd izzítókemencében 600 ± 25°C-on tömegállandóságig izzítjuk. A tégelyt minden egyes izzítás után exszikkátorban hagyjuk lehűlni. Az izzítások során az anyag nem gyulladhat meg. Amennyiben a hamu többszöri kiizzítás után is tartalmaz fekete részecskéket, forró vízzel felvesszük, hamumentes szűrőpapíron megszűrjük, és a maradékot a szűrőpapírral együtt elégetjük. A szüredéket a hamuval egyesítjük, óvatosan beszárítjuk, és a maradékot tömegállandóságig izzítjuk. Sósavban nem oldódó hamu (Homoktartalom) DEFINÍCIÓ A sósavban nem oldódó hamu a szulfáthamu vagy az összes hamu tömény sósavban nem oldódó maradékának 100 g drogra vonatkoztatott mennyisége. A drog felületére tapadt por, homok, föld meghatározása fontos. A por mérgeket, radioaktív anyagokat tartalmazhat, de mindenképpen haszontalanul növeli a drog tömegét. A szulfáthamu vagy az összes hamu meghatározásakor kapott maradékot tartalmazó tégelybe 15 ml desztillált vizet és 10 ml tömény sósavat öntünk. Az elegyet óraüveggel lefedve 10 percig óvatosan forraljuk, majd lehűtjük és hamumentes szűrőpapíron szűrjük. A maradékot forró vízzel addig mossuk, amíg a szüredék semleges nem lesz. Ezután megszárítjuk, elhamvasztjuk, majd vörös-izzásig hevítjük. A maradékot exszikkátorban hagyjuk kihűlni, majd tömegét lemérjük. Az izzítást addig ismételjük, amíg két egymást követő mérés különbsége legfeljebb 1 mg. Egyéb vizsgálatok Duzzadási érték (nyálkatartalmú drogok esetén) DEFINÍCIÓ A duzzadási érték az a milliliterben kifejezett térfogat, amelyet 1 g drog a hozzátapadó nyálkával együtt kitölt, miután 4 órán át vizes folyadékban duzzasztottuk. DUZZADÁSI ÉRTÉK MEGHATÁROZÁSA Az egész drog vagy az adott cikkelyekben előírt finomságúra aprított drog 1,0 g-ját olyan 25 ml-es, 0,5 ml-ekre beosztott, csiszoltdugós mérőhengerbe mérjük, melynek beosztott része 125 ± 5 mm magas. Ha más előírás nincs, a drogot 1,0 ml R alkohollal átnedvesítjük, 25 ml vizet adunk hozzá és a mérőhengert a dugójával lezárjuk. Ezután 1 órán át 10 percenként erősen összerázzuk, és további 3 órán át állni hagyjuk. 90 perccel a vizsgálat megkezdése után, a mérőhenger függőleges tengely körüli forgatásával kiszabadítjuk a drogrétegben visszatartott nagyobb folyadékzárványokat és eloszlatjuk a folyadék felszínén úszó drogrészecskéket. A drog által kitöltött térfogatot, beleértve a hozzátapadó nyálkát is, leolvassuk. Egyidejűleg 3 vizsgálatot végzünk. A duzzadási érték a 3 mérés középértéke. 24

Szárítási veszteség (nedvességtartalom) DEFINÍCIÓ Légszáraz drogból 105°C hőmérsékletű szárítás hatására bekövetkező és tömegszázalékban (m/m %), egy tizedes pontossággal kifejezett tömegveszteség. A szárítási veszteség ismeretében számíthatjuk ki az ún. abszolút száraz drog tömegét. Légszáraz drog: a levegő nedvességtartalmával megegyező nedvességtartalmú drog. A nedves drognak vannak hátrányai: „könnyen romlik”, penészes lesz, a nedvesség felesleges tömegnövelő. A drog nedvességtartalmának ismeretében kiszámíthatók a tárolási, feldolgozási, stb. költségek. A drogok hatóanyagtartalmát mindig abszolút száraz drogra vonatkoztatják. A SZÁRÍTÁSI VESZTESÉG MEGHATÁROZÁSA A vizsgálandó anyag előírt mennyiségét a vizsgálandó anyagra előírt körülmények között előzetesen kiszárított és lemért szárítóedénybe tesszük. Az anyagot tömegállandóságig vagy az előírt ideig szárítjuk. A leggyakrabban szárítószekrényt használunk erre a célra. 1. Az előírt mennyiségű drogmintát 105°C-on kiszárított és exszikkátorban kihűtött szárítóedénybe mérjük. 2. A szárítóedényben egyenletesen szétterített mintát fedél nélkül 105°C-on 2 órán át szárítjuk. 3. A kivett szárítóedényt exszikkátorban hagyjuk kihűlni. 4. A kihűlt edényt befedve tömegét két tizedes pontossággal lemérjük. 5. A lemért edényt újra, fedél nélkül visszatesszük a szárítószekrénybe, 1 órára. 6. A 3-5. pontokat addig ismételjük, amíg a két mérés közötti különbség 0,25%-nál kisebb. Illó- és zsírosolaj-tartalmú drogok szárítási ideje: 1 x 3 óra. SZÁMOLÁSI PÉLDA mabsz = mkiind-szárítási veszteség ahol mabsz: abszolút száraz drog tömege, mkiind: bemért drog (légszáraz drog) kiindulási tömege Példa: 5,0 g légszáraz drog szárítása után a szárítási veszteséget 40%-nak mértük. Mennyi az abszolút száraz drog tömege? 5,0 g 40%-a 2 g. Így 3,0 g lesz az abszolút száraz drog tömege. Példa: 2,0 g légszáraz drog szárítása után az abszolút száraz drog tömegét 1,73 g-nak mértük. Mennyi a szárítási veszteség? 2,0 g 100% 1,73 g x% x= 86,5% A kettő különbsége: 13,5% a szárítási veszteség.

25

Példa: 2,5 g légszáraz drog relatív nedvesség-tartalma 20%, az összes hamu 0,14 g, a sósavban nem oldódó hamu 0,017 g. Számolja ki az abszolút száraz drog tömegét, valamint a hamu- és homok-tartalmat %-ban. 20% of 2.5 g is 0.5 g 2.5-0.5 = 2 g 0.14 g/2 g * 100 = 7% 0.017/2 g * 100 = 0.85%

Gyógyszerkészítmények mikrobiológiai tisztasága Az előállítás, a csomagolás, a tárolás és a forgalmazás során megfelelő intézkedéseket kell tenni a készítmények mikrobiológiai tisztaságának biztosítására. 3. MIKROBIOLÓGIAI TISZTASÁGI OSZTÁLY B. Természetes (állati, növényi vagy ásványi) eredetű kiindulási anyagokat tartalmazó, orális készítmények, melyeknek antimikrobás előkezelése nem lehetséges, és amelyek kiindulási anyagára az illetékes hatóság grammonként vagy milliliterenként 103 életképes mikroorganizmus számot meghaladó szennyezettséget elfogad. A 4. mikrobiológiai tisztasági osztályba sorolt gyógynövénykészítmények nem tartoznak ide. -

Összes életképes aerob mikroorganizmus szám. Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 104 baktérium és legfeljebb 102 gomba Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 102 enterobaktérium és bizonyos más Gram-negatív baktérium 10 g-ot vagy 10 ml-t megvizsgálva Salmonella nem lehet jelen 10 g-ot vagy 10 ml-t megvizsgálva Escherichia coli nem lehet jelen 10 g-ot vagy 10 ml-t megvizsgálva Staphylococcus aureus nem lehet jelen

4. MIKROBIOLÓGIAI TISZTASÁGI OSZTÁLY Ebbe az osztályba azok a gyógynövénykészítmények tartoznak, amelyek kizárólag növényi – egész, aprított vagy porított – drogokat tartalmaznak. A. Azok a gyógynövénykészítmények, amelyeket felhasználásuk előtt le kell forrázni -

Összes életképes aerob mikroorganizmus szám. Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 107 baktérium és legfeljebb 105 gomba Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 102 Escherichia coli

B. Azok a gyógynövénykészítmények, amelyeket nem kell leforrázni felhasználásuk előtt -

Összes életképes aerob mikroorganizmus szám. Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 105 baktérium és legfeljebb 104 gomba Grammonként vagy milliliterenként legfeljebb 103 enterobaktérium és bizonyos más Gram-negatív baktérium 1 g-ot vagy 1 ml-t megvizsgálva Escherichia coli nem lehet jelen 10 g-ot vagy 10 ml-t megvizsgálva Salmonella nem lehet jelen

26

Tartalmi meghatározások Kivonatok szárazanyagtartalma A szárazanyag-tartalom meghatározásához 2,0 g vagy 2,0 ml vizsgálandó kivonatot gyorsan egy kb. 50 mm átmérőjű és kb. 30 mm magas, lapos aljú bepárlócsészébe mérünk. Az anyagot vízfürdőn szárazra pároljuk, majd 3 órán át szárítószekrényben 100-105°C-on szárítjuk. Exszikkátorban R foszfor(V)-oxid vagy R vízmentes szilikagél felett hagyjuk lehűlni és lemérjük. A szárítási maradékot tömegszázalékban (m/m %) vagy g/L-ben fejezzük ki. Kivonatok szárítási vesztesége A szárítási veszteség meghatározásához 0,5 g finoman porított vizsgálandó kivonatot gyorsan egy kb. 50 mm átmérőjű és kb. 30 mm magas, lapos aljú bepárlócsészébe mérünk. Az anyagot 3 órán át szárítószekrényben 100-105°C-on szárítjuk. Exszikkátorban R foszfor(V)oxid vagy R vízmentes szilikagél felett hagyjuk lehűlni és lemérjük. A szárítási maradékot tömegszázalékban (m/m %) vagy g/l-ben fejezzük ki. A drog kivonatanyag-tartalmának meghatározása DEFINÍCIÓ A drogok kivonatanyag-tartalma a vizsgált drogból, az előírt folyadékkal szobahőmérsékleten 24 óra alatt kivonható anyagok tömegét jelenti, a 105°C-on kiszárított drogra vonatkoztatott tömegszázalékban (m/m %), egy tizedesjegynyi értékre kerekítve. A közelebbről nem ismert vagy nem könnyen meghatározható hatóanyagú drogokat kivonatanyag-tartalmuk alapján kell minősíteni. VIZSGÁLAT KIVITELEZÉSE Az előzetesen porított (VI.) drog pontosan mért 5,0 g-ját üvegdugós Erlenmeyerlombikban szobahőmérsékleten 100,0 ml kloroformos vízzel (2,5 ml kloroform 1000 ml vízben), illetve az egyes cikkelyekben előírt töménységű alkohollal 24 órán át ázatjuk. A lombik tartalmát az első 6 órában óránként összerázzuk, majd a továbbiakban állni hagyjuk. Az áztatás befejeztével az elegyet óraüveggel letakart redős szűrőpapíron megszűrjük. A szüredék 20,0 ml-ét előzetesen kiszárított és pontosan mért, becsiszolt fedelű szárítóedényben, vízfürdőn sűrűn folyóra bepároljuk, majd 105°C-on tömegállandóságig szárítjuk. Az exszikkátorban lehűlt edényt fedelével lezárjuk, és tömegét pontos méréssel megállapítjuk.

27

A) MAKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK 1. FELADAT Vizsgálja meg a kapott kamillavirágzatot! 1. Állapítsa meg, hogy tartalmaz-e a megengedettnél nagyobb mennyiségben idegen anyagokat! 2. Állapítsa meg az üreges virágok arányát (%-ban)! Miért fontos ennek az értéknek a megállapítása?

3. Állapítsa meg az átlagos szárhosszt (mm-ben) 20 mérés alapján! Miért fontos ennek az értéknek a megállapítása?

4. Állapítsa meg a csöves és nyelves virágok arányát (%-ban)! Miért fontos ennek az értéknek a megállapítása?

5. Tartalmaz-e a minta a megengedettnél nagyobb mennyiségű törmelékdrogot? (Legfeljebb 25% juthat át a 710-es méretű szitán.)

Összességében gyógyszerkönyvi minőségű-e a vizsgált drog? Tapasztalt-e egyéb hibát, hiányosságot, ami miatt a drog minősége nem megfelelő?

28

2. FELADAT Sztómák és sztómaindex Rajzolja le az alábbi sztómatípusokat és írjon minden kategóriához példanövényeket! Diacitikus sztóma

Paracitikus sztóma

Példák:

Példák:

Anizocitikus sztóma

Anomocitikus sztóma

Példák:

Példák:

Sztómaindex:

Keresse ki a Magyar Gyógyszerkönyvből (Ph. Hg. VIII.) a sztómaindex kiszámítására alkalmas képletet:

29

3. FELADAT Definiálja az alábbi fogalmakat! 

adstringens



amarum



analgeticum



antidiarrhoicum, obstipans



antiemeticum



antihypertensivum



antiphlogisticum



antipyreticum



antisepticum, desinficiens



antitussivum



antiulcerogen



broncholyticum



cardiotonicum



carminativum



cholereticum



cholagogum



cholekineticum



diaphoreticum



diureticum



drasticum, purgativum



expectorans



hepatoprotectiv, antihepatotoxikus



hiperemizáló



hypnoticum



laxativum, laxans



mucilaginosum



roborans



secretolyticum



sedativum



spasmolyticum



stimulans



stomachicum, digestivum



urodesinficiens

30

B) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Kakukkfű illóolajok timol-tartalmának szemikvantitatív meghatározása vékonyréteg-kromatográfiával 1. Timol kalibrációs görbe készítése 1 mg/ml-es timol törzsoldatból Eppendorf csövekben készítjük el az alábbi hígításokat: 0,75; 0,50; 0,30; és 0,15 mg/ml, az oldószer absz. etanol. Számoljuk ki, mennyi oldószerrel kell hígítani a timol-oldatokat, hogy a megfelelő koncentrációt kapjuk!

[1.] [2.] [3.] [4.]

Koncentráció 0,75 mg/ml 0,50 mg/ml 0,30 mg/ml 0,15 mg/ml

Bemérendő 150 μl 1 mg/ml-es törzsoldat 150 μl az [1.] oldatból 150 μl a [2.] oldatból 50 μl a [3.] oldatból

50 μl absz. etanol … μl absz. etanol … μl absz. etanol … μl absz. etanol

2. Kakukkfű illóolajok timol-tartalmának szemikvantitatív meghatározása vékonyrétegkromatográfiával 10 x 10 cm-es szilikarétegre felviszünk 1-1 μl-t az előbb elkészített standardokból és 5 μl-t a hígított kakukkfű illóolajokból. Az illóolajok hígításának mértéke:…………………. A kifejlesztőelegy diklórmetán (kifejlesztés 8 cm-es fronttávolságig). A rétegeket hagyjuk szobahőmérsékleten megszáradni, majd vanillinkénsavas előhívóval permetezzük be. Miután szobahőmérsékleten újra megszáradt, 5 percre 105ºC-os szárítószekrénybe tesszük, majd látható fényben értékeljük. A réteget lefényképezzük, majd ImageJ programmal kiszámítjuk az egyes foltokhoz tartozó AUC-t. Az AUC kiszámítása ImageJ program segítségével: Megnyitjuk az ImageJ programot. A File→Open parancs segítségével megnyitjuk a rétegről készített fényképet. Az Image →Type→16bit paranccsal fekete-fehérré konvertáljuk a képet. A ikonra kattintunk, kijelöljük az első foltot, majd megkeressük az Analyse→Gels→Select first line parancsot (=Ctrl+1). Ezután az előbbiekben kijelölt téglalap közepébe egy 1-es szám kerül. Ezt a téglalapot a bal egérgomb lenyomása közben áthúzzuk a következő foltra, majd alkalmazzuk az Analyse→Gels→Select next line parancsot (=Ctrl+2). A 2. folt körüli téglalap belsejébe egy 2-es szám kerül. Az utóbbi lépést addig ismételjük, míg minden folt egy számozott téglalapba kerül. Ezután az Analyse→Gels→Plot lines parancsot alkalmazzuk (=Ctrl+3). A ikonra kattintunk, majd a megjelenő görbéken kijelöljük, hogy mekkora görbe alatti területet szeretnénk értékelni. Ezután a ikonra kattintunk, majd az előbbi görbéken kijelölt területek közepébe. Egy felugró Results ablakban megjelennek az egyes AUC-k, amelyeket Az Edit→Select all (=Ctrl+A), majd Edit→Copy (=Ctrl+C) parancsokkal átmásolunk egy Excel táblába. A különböző timol-koncentrációkhoz tartozó AUC értékeket pontdiagramon ábrázoljuk, majd a kalibrációs görbe egyenletéből kiszámítjuk az illóolajokban található timol mennyiségét. Hány mg/ml timolt tartalmaztak az illóolajok?

31

3. Számolási példa Kakukkfű illóolajának timol-tartalmát szeretnénk meghatározni. 10 μl illóolajat 90 μl hexánnal hígítottunk, és 5 μl-t vittünk fel a rétegre sávosan. A timol standardból kalibrációs sort (10 μg/ml, 50 μg/ml, 100 μg/ml, 250 μg/ml, 500 μg/ml) készítettünk, és a mintával megegyező mennyiséget (5 μl-t) vittünk fel a rétegre. Futtatás és előhívás után denzitométerrel mértük a foltok területét. A három párhuzamos mérés eredményeként kapott értékeket átlagoltuk, majd ábrázoltuk (az x-tengelyen a görbe alatti terület, az y-tengelyen a koncentráció értékek láthatók). Az ábrázolt pontokra polinomiális függvény illeszthető. A mintánk területe: 637671. Ennek az értéknek az egyenletbe történő behelyettesítése és a másodfokú egyenlet megoldása után megkapjuk a rétegre felvitt illóolaj koncentrációját: 0,208 mg/ml (= 208 μg/ml). A másodfokú egyenlet megoldóképlete: −𝑏 ± √𝑏 2 − 4𝑎𝑐 𝑥1,2 = 2𝑎 Mivel az illóolajat a 10-szeresére hígítottuk, az eredeti töménységű illóolaj 2,08 mg/ml koncentrációban tartalmazta a timolt.

32

2. FELADAT Számolási példa 1 g 12%-os relatív nedvesség tartalmú Rutae herba-t 20 ml metanollal 10 percig extrahálunk. A kivonatot szűrőpapíron szűrjük, majd szárazra pároljuk. A maradékot ezután 5 ml metanolban oldjuk, amelyből 1 μl-t VRK vizsgálatra használunk fel. Standard oldat: 10 mg rutin metanollal készült10 ml oldata. A standard oldatból szintén 1μl-t viszünk fel a vékonyrétegre. Előhívás után a minta rutin foltját 3x nagyobbnak és 2x intenzívebbnek találtuk a standard oldat rutin foltjához képest. Becsülje meg, hány % a vizsgált drog rutintartalma abszolút száraz drogra vonatkoztatva? Megoldás: mabszolút száraz drog = 0,88 g 10 ml-ben 10 mg rutint oldottunk fel, így a VRK-hoz használt 1 μl-ben: m= 0,001 mg található. Mintánkban az értékelés során megfigyeltük, hogy 6x (3x nagyobb 2x intenzívebb= 6x) mennyiségű rutin található a standardhoz viszonyítva, tehát m=0,006 mg A 0,006 mg rutin a VRK-ra használt 1 μl-ben található, így az eredeti törzsoldat rutintartalma (5ml): m= 30,0 mg. Tehát a mintánk rutin tartalma abszolút száraz drogra (0,88 g = 880 mg) vonatkoztatva: m= 30 mg/ 880 mg x 100 = kb. 3 % Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Milyen előnyei és korlátai vannak a vékonyréteg-kromatográfiának? 2. Mik a vékonyréteg-kromatográfia főbb fitokémiai alkalmazási területei? 3. Mit jelent a homoktartalom? 4. Mit jelent a hamutartalom? 5. Mikor gyógyszerkönyvi minőségű egy drog? 6. Melyik mikrobiológiai tisztasági osztályba tartoznak a növényi drogok? 7. Nevezzen meg néhány extrakciós módszert! 8. Mik az előnyei és hátrányai a fitokémiai és biológiai szűrővizsgálatoknak? 9. Mit jelent a szitaanalízis? Mely szitákat alkalmazzák növényi drogok aprításánál? 10. Adja meg a sztómaindex definícióját! 11. 2,50 g 20% relatív nedvesség tartalmú Rutae herbaból 20 ml metanollal kivonatot készítünk. 10 perc kivonás után a kivonatot megszűrjük, a szűrletet ezután szárazra pároljuk. A maradékot 5 ml metanolban vesszük fel, amelyből 1 μl-t viszünk fel a rétegre. Rutin standard: 10 mg rutint oldunk 10 ml metanolban, melyből szintén 1 μl-t viszünk a rétegre. Előhívás után a vizsgált minta rutin foltját 2x intenzívebbnek és 2x méretűnek találjuk a standardhoz viszonyítva. Becsülje meg, hány % a drog rutin tartalma abszolút száraz drogra vonatkoztatva?

33

Jegyzetek

34

2. fejezet Szénhidrát- és nyálkatartalmú drogok vizsgálata A szénhidrátok fotoszintézis során keletkező fontos primér anyagcseretermékek. Csoportosításuk történhet az őket felépítő szénatomok száma szerint (pl. triózok, pentózok, hexózok), valamint a bennük található funkciós csoportok szerint is (aldózok, ketózok). Szerkezeti szempontból mono-, di-, oligo- és poliszcharidokra különíthetők el a felépítő cukormolekulák száma szerint. Az egyszerű cukrokat 1 (pl. glükóz, fruktóz), a diszacharidokat 2 (pl. maltóz, cellobióz, szacharóz, laktóz), az oligoszacharidokat (pl. gencianóz, raffinóz) pedig több, maximum 7 cukormolekula alkotja. 7-nél több félacetálos kötéssel összekapcsolódó cukor esetén már poliszacharidokról beszélünk (pl. pektin, nyálkák, mézgák). A poliszacharidokon belül homopoliszacharidokat különítünk el, melyeket kizárólag egy típusú cukormolekula épít fel (pl. keményítő, cellulóz). A molekulatömeg növekedésével a cukrok vízben való oldhatósága és édes íze egyaránt csökken. A nyálkák nagy molekulasúlyú heteropoliszacharidok, melyek a sejtek vakuólumaiban vagy a sejtmembránhoz kötötten fordulnak elő nagyobb mennyiségben. Vízzel megduzzadva viszkózus oldatot képeznek. A fa törzsén vagy ágain keletkező, bemetszés hatására kifolyó és levegőn megszilárduló heteropoliszacharidot mézgának nevezzük. A nyálkaanyagokat és a mézgákat elsősorban az ipar hasznosítja, emellett azonban gyógyászati szempontból is fontos jelentőséggel bírnak. Fizikai és kémiai tulajdonságaik:  az egyszerű cukrok vízben általában jól oldódnak, édes ízűek, színtelenek  viszonylag instabilak, könnyen izomerizálódnak (hő és enzimek hatására gyűrűfelnyílás)  oldatból való kristályosításuk nehéz  az alacsony molekulatömegű cukrok optikailag aktívak  redukáló tulajdonság kimutatása: Fehling és Ezüsttükör próba  hő és lúgos közeg hatására karamellizálódnak (humin anyagok képződnek – glukozán, karmellán) Növényélettani szerepük:  energiaforrások, tartaléktápanyagok (pl. keményítő)  szerkezetalkotók (pl. cellulóz)  több növényi vegyület felépítésében vesznek részt (pl. glikozidok, nukleinsavak)  növény-állat táplálkozási és virágbiológiai interakciók (pl. nektárok fő komponensei)  fagy elleni védekezés (fruktánok /pl. inulin/, fleinek)  káros anyagok detoxifikálása  növényi hormonok transzportja  vízháztartás, magvak víztartó képessége (nyálkaanyagok)  mézgák: kórokozók elleni védelem Fleinek: 250-300 fruktóz egységből épülnek fel, 2-6 β-glikozidos kötés Fruktánok: szacharózhoz fruktózmolekulák kapcsolódnak, 2-1 β-glikozidos kötés Gyógyászati felhasználás:  technológiai segédanyagok: készítmények ízesítése, szirupok készítése  keményítő: tabletták, hintőporok készítésénél töltőanyag, dezintegráns  glükóz: infúziók összetevője, rehidráló porok alkotója  mézgák: gélképzők, kötőanyagok 35

   

akácia, tragakanta, agar-agar, pektin: felületaktív anyagok (emulgeáló szerek) fruktánok: kálcium felszívódás elősegítése nyálkaanyagok: immunstimuláns és hashajtó hatás, nyálkahártya bevonók cellulóz: vatta, kötszerek készítése

36

Szaga, Íze

Mivel lehet összetéveszteni?

Anyanövény (latin, magyar) neve

37 Zea mays, kukorica

Oryza sativa, rizs

Maydis amylum (Kukoricakeményítő)

Oryzae amylum (Rizskeményítő)

Triticum aestivum, búza

Színe, Törésfelülete

Tritici amylum (Búzakeményítő)

Tapintása, Keménysége

Solanum tuberosum, burgonya

Alakja, Mérete

Solani amylum (Burgonyakeményítő)

Drog

Poaceae

Poaceae

Poaceae

Solanaceae

Család

Fő hatóanyag /(-csoport) Felhasználás

A) MAKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK Jellemezze az alábbi drogokat! Jelölje, melyek szerepelnek a Ph. Hg. VIII.-ban!

38

Anyanövény (latin, magyar) neve Család

Fraxinus ornus, virágos kőris

Tamarindus indica, tamarindusz(fa)

Manna (Manna)

Tamarindi fructus (Tamarindusz terméshús)

Caesalpiniaceae

Oleaceae

(Apidae)


(Apis mellifica, házi méh)

Szaga, Íze

Mel (Méz)


Fabaceae


Pisum sativum, borsó

Alakja, Mérete

Pisi amylum (Borsókeményítő)

Drog

Fő hatóanyag (-csoport) Felhasználás

39

Szaga, Íze



Rosae pseudofructus (Csipkerózsa áltermés)

Rosaceae

Rosa canina, gyepű- (vad-) rózsa; R. pendulina, havasalji rózsa

Fucus vel Ascophyllum (Barnamoszat telep)

Gelidiaceae (Rhodophyta)

Malvaceae

Család

Fucus vesiculosus, hólyagos barnamoszat; F. serratulatus, Phaeophyceae csipkézett barnamoszat; Ascophyllum nodosum, csomós moszat

Gelidium sp.; Gracilaria sp.


Agar (Agar)


Gossypium hirsutum, hegyvidéki gyapot

Alakja, Mérete

Lana gossypii (Gyapot, vatta)

Drog


40

Szaga, Íze


Astragalus gummifer, mézgás csüdfű

Acacia senegal; A. seyal


Althaea officinalis, orvosi ziliz


Althaeae radix (Orvosi ziliz gyökér)


Cetraria islandica, izlandi zuzmó

Alakja, Mérete

Lichen islandicus (Izlandi zuzmó)

Tragacantha (Tragakanta)

Acaciae gummi (Akáciamézga)

Drog

Malvaceae

Parmeliaceae

Fabaceae

Mimosaceae

Család


41

Hibiscus sabdariffa, hibiszkuszvirág

Hibisci sabdariffae flos (Hibiszkuszvirág csészelevél)

Malvaceae

Malvaceae

Malva sylvestris, erdei mályva

Család

Malvae sylvestris flos (Erdei mályvavirág)


Malvaceae


Malvae folium (Mályvalevél)

Szaga, Íze

Malva sylvestris, erdei mályva; Malva neglecta, kereklevelű mályva


Malvaceae


Althaea officinalis, orvosi ziliz

Alakja, Mérete

Althaeae folium (Orvosi ziliz levél)

Drog


42

Szaga, Íze


Plantago lanceolata lándzsás útifű

Agropyron repens, tarackbúza


Plantago ovata, egyiptomi útifű


Plantaginis ovatae seminis tegumentum (Egyiptomi útifű maghéj)


Plantago ovata, egyiptomi útifű

Alakja, Mérete

Plantaginis ovatae semen (Egyiptomi útifű mag)

Plantaginis lanceolatae folium (Lándzsás útifű levél)

Graminis rhizoma (Tarackbúza gyökértörzs)

Drog

Plantaginaceae

Plantaginaceae

Plantaginaceae

Poaceae

Család


43 Cyamopsis tetragonolobus, csomósbab, guárbab

Cyamopsis tetragonolobus, csomósbab, guárbab

Cyamopsidis seminis pulvis (Guárbab magpor)

Guar galactomannanum (Guar galaktomannán)

Fabaceae

Fabaceae

Linaceae

Linum usitatissimum, házi len

Lini semen (Házi lenmag)


Plantaginaceae

Szaga, Íze

Psyllii semen (Nyálkás és homoki útifű mag)

Színe, Törésfelülete Plantago afra (=Plantago psyllum), nyálkás útifű, bolhamag; P. arenaria, homoki útifű

Tapintása, Keménysége Család

Alakja, Mérete


Drog


44

Szaga, Íze



Echinacea purpurea, bíbor kasvirág


Echinaceae purpureae herba (Bíbor kasvirág virágos hajtás)


Echinacea angustifolia, keskenylevelű kasvirág

Alakja, Mérete

Echinaceae angustifoliae radix (Keskenylevelű kasvirág gyökér)

Drog

Asteraceae

Asteraceae

Család


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK SOLANI AMYLUM, MAYDIS AMYLUM, TRITICI AMYLUM Jellemezze a három különböző keményítőt az alábbi szempontok alapján: Keményítő neve

Keményítőszem alakja

Keményítőszem mérete

Látható-e hasíték, ha igen, milyen helyzetben?

Maydis amylum Solani amylum Tritici amylum Jelölje a mikrofotókon nyíllal a kristályosodási góc helyét, és nevezze meg ennek alapján a keményítőszem típusát!

Típusa:

Típusa:

Típusa:

45

Rajzolja le az ismeretlenként kapott 1., 2. és 3. keményítőt! A fenti táblázat és mikroszkópos képek segítségével azonosítsa az ismeretlen keményítőket! 1.

2.

3.

ROSAE PSEUDOFRUCTUS Jelölje az alábbiakat:  epidermisz, hipodermisz, Ca(COO)2 kristályok, alapszöveti sejtek, kollaterális zárt edénynyaláb, egysejtű, vastag falú szőrök

Alakjuk szerint mely típusú Ca(COO)2 kristályokat ismer föl a keresztmetszeti képen?

Hol helyezkednek el az egysejtű, vastag falú szőrök?

46

Friss csipkebogyóból kézi metszéssel készítsen minél vékonyabb metszetet, vizsgálja meg mikroszkóp alatt, és rajzolja le!

GRAMINIS RHIZOMA Rajzolja le a mikroszkópban látott kép alapján a Graminis rhizoma szerkezetét, majd jelölje az alábbiakat:  szklerenchimatizálódott epidermisz, lemezes kollenchima, U-alakú endodermisz, szklerenchima, kollaterális zárt edénynyalábok, alapszöveti sejtek (bélszövet)

Hogyan különböztethetjük meg egymástól a szklerenchimát és a kollenchimát?

Mi jellemző a Graminis rhizoma, mint egyszikű szármódosulat, nyalábszerkezetére és a nyalábok elrendezésére?

ALTHAEAE FOLIUM Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  kollaterális zárt edénynyaláb, elágazó fedőszőrök (pamatszőrök), Ca(COO)2 kristályok

47

Makroszkóposan milyen formában jelennek edénynyalábok illetve a fedőszőrök?

meg (minek

ALTHAEAE RADIX Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  másodlagos bőrszövet (periderma), elsődleges nyálkatartó sejt, endodermisz, központi henger

kéreg,

feleltethetőek meg)

Ca(COO)2

az

kristályok,

Miről ismerhető fel a periderma (sejtek alakja, rendezettsége)? Mennyiben tér el az elsődleges bőrszövettől és tipikusan mely növényi részeket borítja?

Mit értünk endodermisz alatt?

Mi a központi henger funkciója? Mely szövettípusokat tartalmazza és ezek miről ismerhetőek fel?

FARFARAE FOLIUM Nevezze meg a levélfonák fehér színéért felelős epidermisz-függelékek típusát, és jelölje őket nyíllal a mikrofotókon! 48

TUSSILAGO FARFARA VIRÁGZAT Melyik nyíl jelöli a fotón az alábbiakat: csöves virágok, nyelves virágok, fészekpikkely, bóbita?

LINI SEMEN Jelölje mindkét nagyítású mikrofotón az alábbi rétegeket:  maghéj: kutikula + nyálkatartó sejtek, pigmentsejtek, raktározó alapszövet, embrió

Mi a nyálkasejtek jelentősége a drog felhasználása szempontjából?

49

Mely tartalék tápanyagot raktározzák a raktározó alapszövet sejtjei?

PLANTAGINIS LANCEOLATAE FOLIUM Az edénynyalábok és trichómák mely típusát ismeri fel a mikrofotón? Nevezze meg és jelölje őket a képen!

Milyen elrendezést mutatnak a Plantaginis lanceolatae folium edénynyalábjai (levélerei)?

Keressen gázcserenyílást a mikrofotón és jelölje nyíllal! Mi jellemző a sztóma zárósejtek epidermiszsejtekhez viszonyított helyzetére? Ennek alapján melyik típusba sorolhatóak a Plantaginis lanceolatae folium sztómái (xeromorf, mezomorf, higromorf)?

MALVAE SYLVESTRIS FLOS, MALVAE SYLVESTRIS FOLIUM Mely típusú szőrképleteket jelölik a nyilak a virág mikrofotóján?

Jelölje az ábrán az alábbiakat a levél keresztmetszeti képén:  színi epidermisz, fonáki epidermisz, kollaterális zárt edénynyaláb, fejes mirigyszőr

50

Mi segít a színi és a fonáki epidermisz elkülönítésében?

Mi különbözteti meg a kollaterális zárt és nyílt edénynyalábot? Miért a „zárt” típus jellemző a levelekre?

Melyek a mikrofotón látható fejes mirigyszőr részei? Mi a mirigyszőr funkciója a Malvae sylvestris folium esetében?

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Keményítő azonossági vizsgálata Maydis amylum (Kukoricakeményítő) – Zea mays Oryzae amylum (Rizskeményítő) – Oryza sativa Solani amylum (Burgonyakeményítő) – Solanum tuberosum Tritici amylum (Búzakeményítő) – Triticum aestivum Figyeljük meg és jegyezzük fel az alábbi kísérlet során az oldatok színváltozását! 2 kémcsőben 0,5 g drogot 5 ml forró vízzel összerázunk. A lehűtött folyadékhoz két csepp 0,1 M jódoldatot cseppentünk. Az oldatok színe 0,1 M jódoldat hatására:……………………………. Az első kémcsőhöz ezután R-nátronlúgot adunk, a másodikat pedig vízfürdőn melegítjük. Az oldatok színe…………….R-nátronlúg és melegítés hatására. Figyeljük meg mi történik, ha az első kémcsőhöz R-sósavat adunk, a melegített kémcsövet pedig lehűtjük! Az oldatok színe:………………………. Magyarázat: A keményítő fehér színű, szagtalan por, amely hideg vízben és alkoholban nem oldódik. A keményítő egyik fő építőköve az elágazó láncú amilopektin. Másik alkotóelemében, az elágazás nélküli amilózban a glükóz molekulák 1,4 kötéssel összekapcsolódva jellegzetes hélix szerkezetet alakítanak ki. A jód oldat hozzáadásával intenzív kék színváltozást észlelünk, mely annak köszönhető, hogy a jódmolekulák beépülve az amilóz hélixeinek belsejébe zárványvegyületet alkotnak, amely jelentős fényelnyelésű. Melegítéssel és R-nátronlúg hozzáadásával ezt a szerkezetet felbontjuk, így a zárvány kék színe is eltűnik.

51

CH2OH

CH2OH

CH2OH

O

O

O

OH

OH

OH

O

O

OH OH

OH

n

OH OH

2.1 ábra Az amilóz szerkezete n= 300-600 2. GYAKORLAT Keményítő tisztasági vizsgálata Maydis amylum (Kukoricakeményítő) – Zea mays Oryzae amylum (Rizskeményítő) – Oryza sativa Solani amylum (Burgonyakeményítő) – Solanum tuberosum Tritici amylum (Búzakeményítő) – Triticum aestivum 1,0 g drogot 10 ml hideg vízzel rázunk össze Erlenmeyer lombikban pár percig. Az oldatot főzőpohárba szűrjük és 1 csepp 0,1 N jódoldattal reagáltatjuk. Az oldat nem kékülhet meg, legfeljebb sárga vagy vörös színű lehet. Vizsgált drog neve ......................................... ......................................... .........................................

Az oldat színe ...................................... ...................................... ......................................

Értékelés ................................... ................................... ...................................

Magyarázat: A keményítő hideg vízben gyakorlatilag nem oldódik. A szüredékhez jód oldatot adva kimutatható a részlegesen hidrolizált keményítő jelenléte. 3. GYAKORLAT Mézhamisítás vizsgálata A méz (Mel depuratum) természetes édesítő, melyet a mézelő méh (Apis mellifera) enzimatikus úton állít elő a nektárban található szacharózból. 70-80%-ban invertcukrot (glükóz:fruktóz = 1:1), 1-10%-ban szacharózt, 20%-ban vizet tartalmaz. Ezenfelül kisebb mennyiségben találhatók benne fehérjék, szerves savak, illóolajok, flavonoidok, ásványi anyagok, valamint a növényre jellemző pollen is. Előfordul azonban, hogy a mézeket nagy mennyiségű cukor hozzáadásával „hamisítják”. A következő vizsgálatban ennek lehetőségét figyeljük meg az egyes mézminták esetén. Vizsgálat menete: 5 g mézet dörzsmozsárban 10 ml kloroformmal dörzsölünk el, majd a kivonatot szűrőpapíron keresztül porcelántálba szűrjük. A kloroformot vízfürdőn óvatosan elpárologtatjuk, majd a porcelántálban levő maradékhoz 2-3 csepp sósavval frissen készült 1%-os rezorcin oldatot adunk. A maradék színe rövid ideig narancssárga vagy halvány rózsaszín lehet, de nem lehet tartósan élénk cseresznyepiros. 52

Magyarázat: Melegítés és sav hatásárára a pentózokból furfural és a hexózokból oximetilfurfural és formaldehid keletkezik. A formaldehid a rezorcinnal élénk cseresznyepiros reakciót ad és triaril-metán típusú színezéket eredményez (Szelivanov próba).

2.2 ábra Szelivanov reakció

Mézek értékelése: Méz neve/fajtája

Eredmény

53

4. GYAKORLAT Nyálkatartalmú drogok duzzadási értékének meghatározása Duzzadási érték (Ph. Hg. VIII.): Az a milliliterben kifejezett térfogat, amelyet 1g drog a hozzátapadó nyálkával együtt kitölt, miután 4 órán keresztül vizes folyadékban duzzasztottuk. Vizsgálat menete: A drogok meghatározott mennyiségét 50 ml-es 0,5 ml-re beosztott mérőhengerbe helyezzük, majd 1 ml alkohollal átnedvesítjük. Ezután 25 ml vizet hozzáadva rögtön parafilm segítségével szorosan lezárjuk és erőteljesen összerázzuk. 90 percen keresztül 10 percenként megismételjük az összerázást, majd lemérjük a megduzzadt drogot a hozzátapadó nyálkával együtt. Az eredményeket jegyezzük fel a táblázatban és vessük össze a Gyógyszerkönyvi értékekkel!

Drog neve

Bemérendő mennyiség (g)

Duzzadási érték (mm) (Ph. Hg. VIII.)

Agar

1,0

minimum 10

Althaeae folium

0,2

minimum 12

Althaeae radix

0,5

minimum 10

Lichen islandicus

1,0

minimum 4,5

Lini semen

1,0

minimum 4

Malvae sylvestris flos

1,0

minimum 15

Psyllii semen

1,0

minimum 10

Meghatározott duzzadási érték

5. GYAKORLAT Cukorkomponensek vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálata (VRK) Cukrok VRK vizsgálata során abszorbensként szilikagélt vagy cellulózt is használhatunk. Cellulóz esetén a folyadék-folyadék megoszlás, szilikagél esetén az adszorpció képezi az elválasztás alapját. A vizsgálat félkvantitatív. Vizsgálat menete: Vizsgált anyagok: Mézminták Gyümölcslé (szűrt) Minták előkészítése: A mézminták 0,2 g-ját 60 ml etanolos kivonószerrel (30 ml etanol + 30 ml desztillált víz) keverjük főzőpohárban pár percig. A gyümölcslé 1mléhez 9 ml etanolos oldatot adunk. Standard oldatok: Az 1 mg/ml koncentrációjú, metanolban oldott glükóz, fruktóz és szacharóz. 54

Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 5x10 cm Mintafelvitel: A méz kivonat és a gyümölcslé 5 μl-ét, valamint a standardok 2-2 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: Etil-acetát : etanol : 60%-os ecetsav : bórsavval hidegen telített víz (5:2:1:1) Kifejlesztés: Telítetlen gőzterű kromatografáló kamrában (Camag), 8 cm-es fronttávolságig. Előhívó elegy: Timolos-kénsav (0,5 g timol + 95 ml etanol + 5 ml cc. H2SO4) Előhívás után a rétegeket 5 percre 105 oC-os szárítószekrénybe helyezzük, majd a rétegeket látható fényben értékeljük. Rétegek értékelése: Határozzuk meg a cukorkomponensek retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (glükóz): 0,58  Rf (fruktóz): 0,45  Rf (szacharóz): 0,5 Réteglap helye, számolás:

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Definiálja a duzzadási érték fogalmát a Ph. Hg. VIII. szerint! Soroljon fel 2 drogot is, amivel elvégeztük a vizsgálatot! 2. Nevezze meg a keményítő azonossági vizsgálata során használt reagens nevét, valamint adja meg a vizsgálat látható eredményét és magyarázatát! 3. Soroljon fel legalább 4 példát a szénhidrátok növényélettani szerepére! 4. Röviden ismertesse a mézhamisítási vizsgálat folyamatát és magyarázatát! 5. Adja meg a retenciós faktor kiszámításának módját!

55

Jegyzetek

56

3. fejezet Zsírosolaj-tartalmú drogok vizsgálata A zsíros olajok kémiai mutatószámai  A savszám (S) az 1 g anyagban lévő szabad savak semlegesítéséhez szükséges kálium-hidroxid (KOH) mg-ban kifejezett mennyisége.  A szappanszám (SZ) az 1 g anyagban lévő szabad savak semlegesítéséhez és észterek elszappanosításához szükséges KOH mg-ban kifejezett mennyisége.  Az észterszám (É) az 1 g anyagban lévő észterek elszappanosításához szükséges KOH mg-ban kifejezett mennyisége. Az észterszámot a szappanszám (SZ) és a savszám (S) ismeretében számoljuk ki. o É = SZ - S  A peroxidszám (P) az 1000 g anyagban lévő, a Ph. Hg. VIII.-ban leírt módszerek egyikével meghatározott és aktív oxigén milliekvivalensben kifejezett peroxid-mennyiség.  A hidroxilszám (H) az 1 g anyag acilezésekor megkötött savval ekvivalens KOH mg-ban kifejezett mennyisége.  Az el nem szappanosítható részen a vizsgálandó anyagból elszappanosítást követően szerves oldószeres kivonással kapott 100-105ºC-on nem illékony anyagokat értjük. Az eredményt tömegszázalékban fejezzük ki.  A jódszám (I) a 100 g anyag által, meghatározott feltételek mellett megkötött halogén jódban kifejezett és grammban megadott mennyisége. Zsírsavak, zsírosolajok tulajdonságai  poláros oldószerekben rosszul, apoláros szerves oldószerekben (petroléter, hexán, dietiléter, kloroform, stb.) jól oldódnak  a növényekben rendszerint magvakban, termésekben fordulnak elő, a csírázás során energiát szolgáltatnak  a membránok felépítésében nélkülözhetetlenek  glicerinnel észterkötést alkotnak, szabadon csak ritkán fordulnak elő  emésztésük során szabad zsírsavak keletkeznek, a vékonybélből felszívódnak, majd trigliceriddé visszaalakulva raktározódnak a zsírszövetben  avasodás o a telítetlen zsírsavak könnyen avasodnak (oxidálódnak), lánchasadással kisebb szénatomszámú karbonsavakká, aldehidekké alakulnak o az avasodást nehézfémek katalizálhatják, ezért a fémionokat lekötő (kelátképző) adalékanyagokat és egyéb antioxidánsokat is szoktak tenni az olajokba (pl. citromsavat)  hidegben megszilárdulhatnak  általában azok az acil-gliceridek szilárdak, amelyek többnyire telített zsírsavakat tartalmaznak, és azok folyékonyak, amelyekben többnyire telítetlen zsírsavak találhatók. Ha mindkettő jelen van (mint pl. a csukamájolajban), hűtés során a telített acil-gliceridek (pl. sztearin) kiválnak. A legtöbb, gyógyászatban használt olajból ezeket fagyasztással és szűréssel eltávolítják.

57

Transz-zsírsavak  általában növényi olajok hidrogénezésekor vagy 180ºC feletti hőmérsékleten a ciszzsírsavak átalakulásával keletkeznek  a kérődző állatok teje és testzsírja nagyobb mennyiségben tartalmazhat transzzsírsavakat  jobban eltarthatók, viszonylag stabilabbak, mint a cisz-zsírsavak, DE növelik az LDL és TG-szintet → napi 5 g transz-zsírsav fogyasztása 30%-kal növeli az agyérelmeszesedés, koronáriaelzáródás, szívinfarktus kockázatát  a kekszfélék, ropik nagy mennyiségben tartalmaznak transz-zsírsavakat Esszenciális zsírsavak  többszörösen telítetlen (pl. ω-3, ω-6) zsírsavak  a szervezet számára nélkülözhetetlenek, de előállítani nem képes, ezért a táplálékkal kell bevinni  szerepet játszanak az immunrendszer működésében, prosztaglandinok szintézisében, vérnyomás szabályozásában, gyulladás folyamatának mérséklésében; az ω-3 zsírsavak antiaritmiás, antitrombotikus, trigliceridszint csökkentő, gyulladáscsökkentő és enyhe vérnyomáscsökkentő hatásúak, javítják az erek endotél-funkcióját, membránok alkotóelemei  az ω-3 zsírsavak növényi forrásai pl. a lenolaj, dió, szója, repce, tökmag  az ω-3 zsírsavak állati forrásai pl. a halolaj (halak májából préselik), tonhal, hering, szardínia húsa, azonban a tengeri halak természetes élőhelyük szennyezettsége miatt kontamináltak lehetnek nehézfémekkel, peszticidekkel A zsírosolajok kinyerhetők a magvakból, termésekből  sajtolással (hidegen)  extrakcióval o szerves oldószeres kivonással (hexán, alkohol, éter, stb.) o szuperkritikus fluid extrakcióval (SFE)  centrifugálással A nyers olaj a későbbi felhasználási területtől függően további lépéseket igényel (pl. szűrés, savtalanítás, nyálkátlanítás, derítés, szagtalanítás). Gyógyászati felhasználásuk  külsőleg o kenőcsök, kúpok, linimentumok, injekciók összetevői, vivőanyagai (ez utóbbi esetben különösen fontos követelmény, hogy az adott olaj sterilezhető legyen) o segítik megőrizni a bőr nedvességtartalmát (pl. száraz bőr, égési sebek, ekcéma, psoriasis kezelésében) o az aromaterápiában bázisolajok (pl. mandulaolaj, avokádóolaj, ligetszépeolaj, jojoba, szójaolaj, búzacsíraolaj)  belsőleg o az esszenciális zsírsavak táplálkozás-élettanilag fontosak o vitaminpótlás (Iecoris aselli oleum: A és D vitaminok) o a ligetszépe olaj nagy mennyiségben tartalmaz linolsavat és γ-linolénsavat (ω-6 zsírsavak; a prosztaglandin- és leukotrién-szintézis prekurzorai; megtalálhatók számos étrend-kiegészítőben, kozmetikai termékben, de használják atópiás dermatitisz és premenstruációs szindróma terápiájában is) o drasztikus hashajtók (pl. ricinusolaj)

58

Viaszok  a viaszok nagy molekulasúlyú zsírsavaknak nagy molekulasúlyú, egyértékű alkoholokkal képezett észterei  szagtalan, szilárd anyagok A növényi lipidek általános képlete (R1, R2, R3 = különböző zsírsavláncok): O

O R2

CH2

O C

C O CH

R1

O

CH2 O C trigliceridek

R3

A zsírsavak egyes atomjainak helyzetét kétféleképpen szokás jelölni. H3C (CH2)n CH2 CH2 COOH  vagy H3C (CH2)n CH2 CH2

3

2

COOH 1

A természetben gyakran előforduló zsírsavak közé tartozik a palmitinsav, sztearinsav és az olajsav. H3C (CH2)14 COOH palmitinsav (16:0)

H3C (CH2)16 COOH sztearinsav (18:0) 9

H3C

(CH2)7

CH CH (CH2)7 olajsav (18:1, Δ9)

COOH

Gyakran előforduló zsíralkohol a cetil- és sztearil-alkohol. H3C (CH2)14 CH2OH cetilalkohol

H3C

(CH2)16 CH2OH sztearilalkohol

3.1 ábra. A zsírosolaj témakörhöz kapcsolódó legfontosabb képletek

59

1. FELADAT Nézzen utána a VIII. Magyar Gyógyszerkönyvben! 

Jelenleg hány zsíros olaj cikkely található a VIII. Magyar Gyógyszerkönyvben?



Általában milyen kritériumokat szab a VIII. Magyar Gyógyszerkönyv a zsíros olajok eltartására vonatkozóan?



Melyik olaj sajátságai között szerepel, hogy vörös vagy barna színű?



Melyik olajok lehetnek alkalmasak parenterális gyógyszerkészítmények előállítására?

60

A) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Zsíros olajok extrakciója Arachidis semen (Földimogyoró) – Arachis hypogaea Cucurbitae semen (Tökmag) – Cucurbita pepo Helianthi annui semen (Napraforgómag) – Helianthus annuus Juglandis semen (Dió) – Juglans regia Lini semen (Lenmag) – Linum usitatissimum Papaveris semen (Mák) – Papaver somniferum Rapae semen (Repcemag) – Brassica napus Sinapis nigrae semen (Fekete mustármag) – Brassica nigra 100 ml-es Erlenmeyer lombikban 5,0 g őrölt magot 2 x 15 ml hexánnal vagy petroléterrel ultrahangos vízfürdőn 40ºC-on 2 x 10 percig extrahálunk. A kivonatot előre lemért csiszolatos gömblombikba szűrjük, majd rotációs vákuumbepárlón az oldószert ledesztilláljuk. A zsíros olaj mennyiségét gravimetriásan mérjük, és megállapítjuk a magvak %-os zsíros olajtartalmát. Drog

Zsírosolaj-tartalom

Arachidis semen

35-60%

Cucurbitae semen

40-60%

Helianthi annui semen

35-56%

Juglandis semen

58-65%

Lini semen

30-40%

Papaveris semen

40-55%

Rapae semen

37-50%

Sinapis nigrae semen

20-40%

61

Eredmények

2. GYAKORLAT Zsíros olajok vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálata Boragonis officinalis oleum raffinatum (Borágó olaj, finomított) – Borago officinalis Helianthi annui oleum raffinatum (Napraforgóolaj, finomított) – Helianthus annuus Lini oleum virginale (Lenolaj, natív) – Linum usitatissimum Oenotherae oleum raffinatum (Ligetszépe olaj, finomított) – Oenothera biennis Ricini oleum virginale (Ricinusolaj, natív) – Ricinus communis Sesami oleum (Szezámolaj, finomított) – Sesamum indicum Soiae oleum raffinatum (Szójaolaj, finomított) – Glycine soja 0,5 g olajat elegyítünk 3 ml hexánnal egy főzőpohárban, majd 2-2 μl-t viszünk fel a rétegre. Kifejlesztjük 8 cm-es fronttávolságig hexán : dietiléter : ecetsav 90 : 10 : 1 arányú elegyével. A réteget szobahőmérsékleten megszárítjuk, 5 percre jódgőzbe helyezzük, majd látható fényben értékeljük. Megfigyelés, eredmények:

62

3. GYAKORLAT Zsíros olajok avasság-vizsgálata Boragonis officinalis oleum raffinatum (Borágó olaj, finomított) – Borago officinalis Helianthi annui oleum raffinatum (Napraforgóolaj, finomított) – Helianthus annuus Lini oleum virginale (Lenolaj, natív) – Linum usitatissimum Oenotherae oleum raffinatum (Ligetszépe olaj, finomított) – Oenothera biennis Ricini oleum virginale (Ricinusolaj, natív) – Ricinus communis Sesami oleum raffinatum (Szezámolaj, finomított) – Sesamum indicum Soiae oleum raffinatum (Szójaolaj, finomított) – Glycine soja Vizsgálati oldat. Kémcsőben 1,0 ml olajhoz adunk 1,0 ml tömény sósavat és 2,0 ml rezorcinoldatot (0,2 g rezorcin 100,0 ml toluolban), pár másodpercig óvatosan rázogatjuk, majd 5 percig állni hagyjuk. Összehasonlító oldat. 0,10 ml 0,01 N-os kálium-permanganát oldathoz adunk 9,90 ml desztillált vizet, majd összerázzuk. A teszt akkor pozitív, ha az alsó fázis színe sötétebb ibolya, mint az összehasonlító oldaté. Megfigyelés, eredmények: Vizsgált zsíros olaj

Minősítés

A ZSÍROS OLAJOK EGYÉB VIZSGÁLATAI SAVSZÁM MÉRÉSE (PH. HG. VIII.) A vizsgálandó anyag 10,00 g-ját, vagy az előírt mennyiségét 96%-os etanol és dietil-éter egyenlő térfogatú elegyének 50 ml-ében oldjuk. Az oldószerelegyet (ha nincs más előírás) indikátorként 0,5 ml 10 g/l töménységű etanolos fenolftalein-oldatot használva 0,1 M káliumhidroxid- (KOH) mérőoldattal előzetesen semlegesítjük. Az anyag feloldása után az oldatot 0,1 M KOH mérőoldattal addig titráljuk, amíg az indikátor rózsaszín színe 15 másodpercig megmarad (n = a 0,1 M KOH mérőoldat ml-einek száma). 𝑆=

5,610𝑛 𝑚

63

SZAPPANSZÁM MÉRÉSE (PH. HG. VIII.) A vizsgálathoz (ha nincs más előírás) az alábbi táblázatban feltüntetett anyagmennyiségeket használjuk. Várható szappanszám (SZ) 3-10 10-40 40-60 60-100 100-200 200-300 300-400

Bemérés (g) 12-15 8-12 5-8 3-5 2,5-3 1-2 0,5-1

A vizsgálandó anyag előírt mennyiségét 250 ml-es, visszafolyóhűtő feltéttel ellátott, boroszilikát alapú üveglombikba mérjük, és 25,0 ml 0,5 M alkoholos KOH mérőoldattal elegyítjük. A lombikba néhány üveggyöngyöt szórunk, ráillesztjük a visszafolyóhűtő feltétet, és 30 percen át forraljuk. Ezután az oldathoz 1 ml fenolftalein-oldatot (10 g/l 96%-os etanolban) elegyítünk, és a még forró oldatot késedelem nélkül 0,5 M sósav-mérőoldattal titráljuk (n1 – a 0,5 M sósav-mérőoldat ml-einek száma). Azonos körülmények között üres kísérletet is végzünk (n2 = a 0,5 M sósav-mérőoldat ml-einek száma). 𝑆𝑍 =

28,05(𝑛2 − 𝑛1 ) 𝑚

PEROXIDSZÁM MÉRÉSE (PH. HG. VIII., „A” MÓDSZER) A vizsgálandó anyag 5,00 g-ját 250 ml-es, üvegdugós Erlenmeyer-lombikban 2 térfogatrész kloroform és 3 térfogatrész tömény ecetsav elegyének 30 ml-ével oldódásig rázogatjuk. Az oldathoz 0,5 ml szén-doxid-mentes vízzel készült telített kálium-jodid oldatot elegyítünk, és 60 másodpercen át ismét rázogatjuk. 30 ml desztillált víz hozzáadása után 0,01 M nátriumtioszulfát mérőoldattal lassan és folyamatos, erős rázás közben addig titrálunk, míg a jód sárga színe csaknem eltűnik. Ekkor a keverékhez 5 ml keményítő-oldatot (1,0 g oldódó keményítő eloszlatva 5 ml desztillált vízben, majd kevergetés közben elegyítve 10 mg higany(II)-jodid 100 ml forró vízzel készült oldatával) adunk, és a titrálást erős rázás közben a szín eltűnéséig folytatjuk (n1 = a 0,01 M nátrium-tioszulfát mérőoldat ml-einek száma). Azonos körülmények között üres kísérletet is végzünk (n2 = a 0,01 M nátrium-tioszulfát mérőoldat ml-einek száma). Az ekkor kapott mérőoldat-fogyás nem haladhatja meg a 0,1 mlt. 𝑃=

10(𝑛1 − 𝑛2 ) 𝑚

64

JÓDSZÁM MÉRÉSE (PH. HG. VIII.) A vizsgálathoz (ha nincs más előírás) az alábbi táblázatban feltüntetett anyagmennyiségeket használjuk. Várható jódszám (I) <20 20-60 60-100 >100

Bemérés (g) 1,0 0,5-0,25 0,25-0,15 0,15-0,10

A vizsgálandó anyag előírt mennyiségét egy előzetesen kiszárított, vagy tömény ecetsavval átöblített 250 ml-es, üvegdugós Erlenmeyer-lombikba mérjük és 15 ml kloroformban oldjuk. Az oldathoz lassan 25,0 ml jód-bromid oldatot (20 g/1000 ml cc. ecetsav) adunk. A lezárt lombikot 30 percig sötét helyen tartjuk, miközben gyakran összerázzuk. Ezután az oldatot kálium-jodid (100 g/l) 10 ml-ével és 100 ml vízzel elegyítjük. Ezután erős rázogatás közben 0,1 M nátrium-tioszulfát mérőoldattal addig titráljuk, amíg a jód sárga színe csaknem eltűnik. 5 ml keményítő-oldat (1,0 g oldódó keményítő eloszlatva 5 ml desztillált vízben, majd kevergetés közben elegyítve 10 mg higany(II)-jodid 100 ml forró vízzel készült oldatával) hozzáadása után a titrálást cseppenként folytatjuk a szín eltűnéséig (n1 = a 0,01 M nátriumtioszulfát mérőoldat ml-einek száma). Azonos körülmények között üres kísérletet is végzünk (n2 = a 0,01 M nátrium-tioszulfát mérőoldat ml-einek száma). Az ekkor kapott mérőoldatfogyás nem haladhatja meg a 0,1 ml-t. 𝐼=

1,269(𝑛2 − 𝑛1 ) 𝑚

ZSÍROSOLAJ EL NEM SZAPPANOSÍTHATÓ RÉSZÉNEK MÉRÉSE (PH. HG. VIII.) A vizsgálathoz zsírtalanított, csiszolatos üvegedényeket használunk. A vizsgálandó anyag előírt mennyiségét 250 ml-es, visszafolyóhűtővel ellátott lombikban 50 ml alkoholos 2M KOH oldattal elegyítjük. A lombik tartalmát gyakori keverés közben 1 órán át vízfürdőn melegítjük, majd 25ºC alá hűtjük, és 100 ml desztillált vízzel választótölcsérbe mossuk át. A folyadékot háromszor, egyenként 100 ml peroxidmentes éterrel óvatosan kirázzuk. Az éteres fázisokat egy másik, 40 ml desztillált vizet tartalmazó választótölcsérben egyesítjük, és néhány percen át enyhén rázogatjuk. Az elkülönült vizes fázist elvetjük. Az éteres fázist kétszer, egyenként 40 ml desztillált vízzel mossuk. A mosást KOH 30 g/l-es oldatának 40 mlével és 40 ml desztillált vízzel folytatjuk, ez utóbbi lúgos és vizes mosást háromszor megismételjük. Végül az éteres kivonatot annyiszor rázzuk ki desztillált víz 40 ml-es részleteivel, míg a vizes fázis fenolftaleinnel szemben semleges lesz. Az éteres fázist lemért lombikba engedjük, és a választótölcsért peroxidmentes éterrel utánamossuk. A megfelelő óvintézkedéseket betartva az étert ledesztilláljuk, és a maradékhoz 6 ml acetont öntünk. Az oldószert levegőárammal óvatosan elűzzük. A maradékot 100-105ºC-on tömegállandóságig szárítjuk, majd exszikkátorban hagyjuk lehűlni és mérjük (a g-ban megadva). 𝐸𝑙 𝑛𝑒𝑚 𝑠𝑧𝑎𝑝𝑝𝑎𝑛𝑜𝑠í𝑡ℎ𝑎𝑡ó 𝑟é𝑠𝑧 =

100 𝑎 % 𝑚

A maradékot 20 ml, előzetesen fenolftalein oldatra (0,10 g 100 ml 80%-os etanolban) semlegesített 96%-os etanolban oldjuk, és az oldatot etanolos 0,1 M NaOH mérőoldattal titráljuk. Amennyiben a titrálásban fogyott mérőoldat térfogata meghaladja a 0,2 ml-t, a 65

fázisok elkülönülése nem volt kielégítő. Ebben az esetben a mért maradék nem tekinthető „el nem szappanosítható rész”-nek, és a vizsgálatot meg kell ismételni. HIDROXILSZÁM MÉRÉSE (PH. HG. VIII., „A” MÓDSZER) A vizsgálathoz az alábbi táblázatban vagy a vizsgálandó anyag vonatkozó cikkelyében feltüntetett anyagmennyiségeket használjuk, 150 ml-es, léghűtéses feltéttel ellátott acetilező lombikba mérjük, és a táblázatban megadott mennyiségű R1 ecetsav-anhidrid oldattal elegyítjük. Várható hidroxilszám (H)

Bemérés (g)

10-100 100-150 150-200 200-250 250-300 300-350 350-700 700-950

2,0 1,5 1,0 0,75 0,6-1,2 1,0 0,75 0,5

R1 ecetsav-anhidrid oldat (ml) 5,0 5,0 5,0 5,0 5,0-10,0 10, 15,0 15,0

A lombikot 1 órán át vízfürdőn melegítjük. Ezalatt a lombik olyan mélyen merüljön a vízfürdőbe, hogy a víz szintje kb. 2,5 cm-rel a lombikban lévő folyadék szintje fölött legyen. A vízfürdőből kiemelt, lehűlt lombik tartalmához a hűtőn át 5 ml desztillált vizet öntünk. Ha a folyadék zavarossá válik, feltisztulásig piridint adagolunk hozzá, és feljegyezzük a felhasznált piridin mennyiségét. Összerázás után az elegyet 10 percen át ismét vízfürdőben melegítjük, majd hűtjük. A hűtőt és a lombik falát 5 ml, előzetesen R1 fenolftalein oldat jelenlétében semlegesített 96%-os etanollal átöblítjük. Az oldatot 0,2 ml 10g/l töménységű fenolftalein oldattal elegyítjük, és alkoholos 0,5 M KOH mérőoldattal titráljuk (n1 = az alkoholos 0,5 M KOH mérőoldat ml-einek száma). Azonos körülmények között üres kísérletet is végzünk (n2 = az alkoholos 0,5 M KOH mérőoldat ml-einek száma). 𝐻=

28,05(𝑛2 − 𝑛1 ) +𝑆 𝑚

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Rajzolja fel a következő képleteket: olajsav, palmitinsav, sztearinsav, cetilalkohol, sztearilalkohol! 2. Írjon példát esszenciális zsírsavakra, mik a forrásaik, milyen élettani szerepük van? 3. Javítson ki 5 helytelen állítást az alábbi szövegben! A zsíros olajok poláros oldószerekben rosszul, apoláros szerves oldószerekben (hexán, desztillált víz, stb.) jól oldódnak. A növényekben rendszerint a gyökérben fordulnak elő, mivel a csírázás során energiát szolgáltatnak. A membránok felépítésében nélkülözhetetlenek. Glicerinnel éterkötést alkotnak, szabadon csak ritkán fordulnak elő. A telített zsírsavak könnyen gyantásodnak (oxidálódnak), lánchasadással kisebb szénatomszámú karbonsavakká, aldehidekké alakulnak. 4. Mi a savszám, szappanszám, észterszám, peroxidszám, hidroxilszám és jódszám definíciója? Mit értünk el nem szappanosítható rész alatt? 5. Milyen kritériumokat ír elő a Ph. Hg. VIII. a zsírosolajok eltartására vonatkozóan? 6. Hogyan nyerhetők ki a zsíros olajok a magvakból, termésekből? 66

7. Mi a viaszok definíciója? 8. Írjon példát olyan zsíros olajokra, amelyek alkalmasak lehetnek parenterális gyógyszerkészítmények előállítására! 9. Írjon példákat a zsíros olajok külsőleges és belsőleges gyógyászati felhasználására!

67

Jegyzetek

68

4. fejezet Illóolaj-tartalmú drogok vizsgálata Az illóolajok komponensei a terpének közé tartoznak. Főleg mono- és szeszkviterpének, illetve fenil-propán-származékok és fenolos vegyületek az illóolaj-alkotók, de megtalálhatók közöttük egyéb szerkezetű vegyületek (pl. allil-izotiocianát, poliacetilének) is. A terpének bioszintézise az acetil-KoA molekulából indul ki és a mevalonsavon keresztül alakul ki az öt szénatomot tartalmazó izopentenil-pirofoszfát, az ún. aktív izoprén. A monoterpének (C10) két, a szeszkviterpének (C15) három izoprén molekulából épülnek fel (4.1 ábra).

CH2

C CH CH2 CH3

4.1 ábra Izoprén Az illóolajok kemotaxonómiai jelentőségűek, elsősorban a Lamiaceae, Apiaceae, Asteraceae, Rutaceae, Rosaceae, Geraniaceae család képviselői illóolaj-tartalmú növények.  Monoterpénekben gazdag illóolaj-tartalmú drogok: Lavandulae flos, Menthae piperitae folium, Rosmarini folium, Eucalypti folium, Salviae officinalis folium, Juniperi pseudo-fructus, Carvi fructus  Szeszkviterpénekben gazdag illóolaj-tartalmú drogok: Absinthii herba, Matricariae flos, Millefolii herba  Fenil-propán-származékokban gazdag illóolaj-tartalmú drogok: Foeniculi dulcis fructus, Thymi herba, Anisi fructus, Caryophylli flos, Cinnamomi cortex, Zingiberis rhizoma  Poliacetilénekben gazdag illóolaj-tartalmú drog: Chamomillae romanae flos Az illóolajok speciális kiválasztó szövetekben, sejttípusokban (pl. mirigyszőrökben) választódnak ki és tárolódnak. Elnevezésük arra utal, hogy levegőn egy idő múlva maradék nélkül elpárolognak. Az illóolaj-komponensek általában lipofil sajátságúak, így szerves oldószerekben oldódnak. Fényre és levegő hatására könnyen gyantásodnak, így jól záródó edényben, fénytől védve kell tárolni őket. Tűzveszélyes anyagok. Vízgőzzel könnyen kivonhatók a különböző növényi részekből. Laboratóriumokban is az egyik leggyakrabban használt technika a vízgőz-desztilláció. Ezen kívül alkalmazzák a szerves oldószeres kivonást, a sajtolást és a szuperkritikus CO2 extrakciót is. Régi hamisítói szokás, hogy az illóolaj-tartalmú drogból az illóolaj egy részét kivonják, majd teljes értékű drogként értékesítik. Ezért fontos a drog előírt illóolaj-tartalmának meghatározása. Szegfűszeg esetében egyszerű módszer létezik az előzetes kivonás kimutatására: a drogot (in toto) víz felületére szórjuk. Az illóolaj-járatok a virágbimbó kocsányában vannak, az illóolajnak pedig nagyobb a sűrűsége a víznél. Ép drog a vízben függőlegesen áll. Ha „elfekszik”, akkor egyszer már feldolgozták. A kivont illóolajok kvalitatív és kvantitatív vizsgálatára alkalmas a gázkromatográfia-tömegspektrometria (GC-MS) és a vékonyrétegkromatográfia (VRK). Az illóolaj-komponensek vékonyréteg-kromatográfiás elválasztásához a következő oldószerek illetve oldószerelegyek alkalmazhatók: diklórmetán, n-hexán, n-hexán-etilacetát (9:1), toluol-etilacetát (93:7, 95:5, 90:10, 85:15). Az illóolaj-komponensek kimutatására alkalmas reagensek az alkoholos vanillin-kénsav, foszforsavas-molibdénsav, illetve kénsavas dinitrofenil-hidrazin (DNPH). Ez utóbbi előhívóval ketonok és aldehidek jelenlétét lehet

69

kimutatni. A réteglap bepermetezése után a ketonok és aldehidek sárga, vörösessárga színnel jelentkeznek. A 4.2 ábra a menton kimutatását mutatja DNPH-reagenssel.

+ H2N NH

NO2

O

N NH

NO2 + H2O

NO2 menton

NO2

DNPH

menton-dinitrofenilhidrazon

4.2 ábra A menton (monoterpén-keton) kimutatása dinitrofenil-hidrazin (DNPH) reagenssel. DNPH-reagens: 1,0 g dinitrofenil-hidrazint 20,0 ml víz és 20,0 ml cc. kénsav elegyében feloldunk, majd az oldatot vízzel 100,0 ml-re kiegészítjük. Az illóolajok kvalitatív és kvantitatív vizsgálatára elsősorban a gázkromatográfia (GC) módszerét alkalmazzák, mivel ezen anyagok sok komponensűek, illékonyak és apoláris jellegűek. A gázkromatográfiás vizsgálatokat illóolajok esetében a Magyar Gyógyszerkönyv is előírja. A gázkromatogramok minőségi értékelése a kromatogram csúcsainak azonosítását, vagyis az egyes csúcsoknak megfelelő komponensek megadását jelenti. A minőségi értékelés alapfeltétele, hogy a minta komponenseinek szétválasztása megfelelő legyen, vagyis minden csúcsban csak egyetlen komponens legyen jelen. Ez illóolajok esetében különböző polaritású állófázisokon végzett elemzéssel érhető el. A 4.3 ábra a kerti kakukkfű gázkromatogramját mutatja.

(mV)

1a: (-) α-pinén 1b: (+) α-pinén 2a: (+) kamfén 2b: (-) kamfén 3a: (+) β-pinén 3b: (-) β-pinén 4: limonén 5: p-cimol 6a: γ-terpinén 6b: ismeretlen 7: cisz linalooloxid 8: linalool 9a: (-) bornil-acetát 9b: (+) bornil-acetát 10a: (-) borneol 10b: (+) borneol 11: β-kariofillén 12: timol 13: karvakrol 14: β-kariofillenol

4.3 ábra A kerti kakukkfű (Thymus vulgaris L.) illóolajának gázkromatogramja Az illóolajok „valódiságának” ellenőrzésére az Európai Gyógyszerkönyv előírja a királis (enantioszelektív) gázkromatográfia alkalmazását. Az enantiomerek aszimmetriacentrumot tartalmazó királis vegyületek, amelyek egymással fedésbe nem hozhatók, optikai aktivitást mutató tükörképi szerkezettel rendelkeznek. Fizikai és 70

termodinamikai állandóik azonosak, fajlagos forgatóképességük azonos, de az iránya ellentétes. A természetben előforduló enantiomerpárok közül előfordulhat, hogy csak az egyik rendelkezik biológiai hatással, a másik hatástalan, vagy rosszabb esetben toxikus. Az illóolajokban sok enantiomerpár fordul elő, de csak az egyikük domináns. Az adott illóolajban bizonyos határérték felett megjelenő enantiomerpár másik tagja többnyire hamisításra, szennyezettségre utal. A királis GC segíti az illóolaj valódiságának megítélését, pl. rózsaolaj, citromolaj, borsosmentaolaj, stb. esetén. A drogok illóolaj-tartalmának meghatározása, laboratóriumi körülmények között, vízgőz-desztillációval történik a Magyar Gyógyszerkönyv által előírt készülékben. A drogokat közvetlenül a meghatározás előtt porítjuk. A Ph. Hg. VII. még három módszert írt elő drogok illóolaj-tartalmának meghatározására:  térfogatosan, segédfázis alkalmazása nélkül: ha az illóolaj sűrűsége kisebb a víznél és a drog várható illóolaj-tartalma 0,5% feletti  térfogatosan, segédfázissal (pl. dekalin): ha az illóolaj sűrűsége nagyobb, vagy közel egyenlő a vízével, illetve a drog várható illóolaj-tartalma 0,5% alatt várható  gravimetriásan: ha az illóolaj tapadós jellegű, nem gyűlik össze a mérőcsőben, hanem a készülék hűtőrészében megtapad. Ez esetben az illóolajat n-pentánnal a készülékből kimossuk, az n-pentánt óvatosan eltávolítjuk, majd az illóolaj tömegét visszamérjük. A drogok illóolaj-tartalmát a fentiek alapján ml-ben vagy g-ban adjuk meg az abszolút száraz drog 100,0 g-jára vonatkoztatva (ml/100 g, g/100 g). A Ph. Hg. VIII. térfogatos mérést ír elő, segédfázissal (xilol) vagy anélkül. A 4.4 ábra a Ph. Hg. VIII.-ban hivatalos illóolajtartalom meghatározó készüléket mutatja be: A készülék részei: a) rövid nyakú, csiszolatos gömblombik; a csiszolat kiszélesedő végénél a belső átmérő 29 mm, b) desztillálófeltét, amely kis hőtágulási együtthatójú üvegből készült, különböző részeit egybeforrasztották és pontosan illeszkedik a lombikhoz, a K’ üvegdugó a nyomáskiegyenlítés céljából szellőztető furattal van ellátva, amely összeillik a K csövön lévő, kb. 1 mm átmérőjű nyílással; a K cső csiszolatos, kiszélesedő végének belső átmérője 10 mm; a körte alakú J rész térfogata 3 ml; a JL cső 0,01 ml-es beosztású; a gömb alakú L rész térfogata kb. 2 ml; az M csap háromállású; a B elágazás 20 mm-rel a beosztott rész felső végének síkja felett csatlakozik, c) pontosan szabályozható, megfelelő fűtőberendezés, d) függőleges állvány, vízszintesen felszerelt, szigetelőanyaggal bevont gyűrűvel. 4.4 ábra A Ph. Hg. VIII-ban hivatalos illóolaj-tartalom meghatározó készülék Eljárás: A meghatározást alaposan kitisztított készülékkel, és a vizsgálandó drog tulajdonságaitól függő módon végezzük. A lombikba a desztilláló folyadék előírt mennyiségét öntjük, néhány apró porózus porcelándarabkát dobunk bele, majd felszereljük a desztillálófeltétet. A készülékbe az N tölcséren keresztül a B szint eléréséig R vizet töltünk. A K’ dugót eltávolítva előírt mennyiségű R xilolt jutattunk be pipettával úgy, hogy a pipetta hegye a K cső 71

végéig érjen. A K’ dugót úgy helyezzük vissza, hogy a nyílás és a szellőztető furat között biztosítsuk az átjárhatóságot. A folyadékot a lombikban forrásig melegítjük és – ha nincs más előírás – a desztilláció sebességét 2-3 ml/perc-re állítjuk be. A desztilláció sebességének meghatározásához a desztillálás folyamán a háromállású csap segítségével addig csökkentjük a víz szintjét, amíg a meniszkusz az alsó jelzést (a) el nem éri. A csap elzárását követően mérjük azt az időt, amíg a folyadék szintje eléri a felső jelzést (b). A csapot megnyitjuk és a fűtést a kívánt sebességnek megfelelően szabályozva, folytatjuk a desztillációt. 30 percen át desztillálunk, majd a melegítést megszüntetjük és legalább 10 perc várakozás után leolvassuk a xilol térfogatát a beosztott mérőcsőben. A drog előírt mennyiségét a lombikba juttatjuk és a desztillációt a fentiek szerint, az előírt ideig, a megadott sebességgel folytatjuk. A melegítés megszüntetése után 10 perccel leolvassuk a beosztott mérőcsőben összegyűlt folyadék térfogatát, majd ebből levonjuk az előzőleg feljegyzett xilol-térfogatot. A különbség a bemért drog illóolaj-tartalma. Az eredményt a drog 100 g-jára vonatkoztatva, ml-ben adjuk meg. Ha az illóolajat más analitikai célra is fel kell használni, a xilol és az illóolaj vízmentes elegyét a következőképpen nyerhetjük ki: a K’ dugót eltávolítva R fluoreszcein-nátrium oldatából (1 g/l) 0,1 ml-t és 0,5 ml R vizet juttatunk a készülékbe. A háromállású csap segítségével a xilol-illóolaj elegyet a gömbalakú L részbe engedjük. 5 perc múlva az elegyet lassan leeresztjük, amíg az éppen eléri az M csap magasságát. A csapot az óramutató járásával ellentétes irányban kinyitjuk, ekkor a víz a BM összekötő csőből kifolyik. A csövet az N tölcséren keresztül R acetonnal és kevés R toluollal átmossuk. A csapot az óramutató járásával ellentétes irányban továbbforgatjuk, és alkalmas lombikban felfogjuk a xilol és illóolaj elegyét. ILLÓOLAJOK MINŐSÉGI JELLEMZÉSÉRE SZOLGÁLÓ FIZIKAI ÉS KÉMIAI MUTATÓSZÁMOK Fizikai mutatószámok: relatív sűrűség, dermedéspont (dermedési hőmérséklet), optikai forgatóképesség, törésmutató Kémiai mutatószámok: savszám, észterszám, alkohol- (szabad-, kötött- és összalkohol) tartalom, aldehid-tartalom, keton- (karvon, pulegon) tartalom, fenol- (eugenol, timol, karvakrol) tartalom, 1,8-cineol-tartalom, peroxidszám Tisztasági vizsgálatok. Az alábbi anyagok vizsgálatára (mennyiségének korlátozására) irányulnak: nedvesség, etanol, idegen észterek (ftálsavészterek), nehézfémek, zsíros olajok és elgyantásodott illóolajok kimutatása, bepárlási maradék, oldékonyság alkoholban, vízben oldható rész

72

1. FELADAT Illóolajok organoleptikus jellemzőinek vizsgálata Szín: 2 ml illóolajat színtelen, száraz kémcsőbe öntünk, hígan vagy sűrűn folyó voltát rázogatással, színét és átlátszóságát pedig áteső fényben vizsgáljuk. Szag: 1-2 csepp vizsgálandó illóolajat kb. 6 cm hosszú és 1 cm széles szűrőpapírcsíkokra cseppentünk, majd azt lebegtetve időnként megszagoljuk. Összehasonlítás céljából ismert, jó minőségű illóolajat azonos módon vizsgálunk. Megfigyelés, eredmények: Illóolaj

Szín

73

Szag

Szaga, Íze



74 Lavandula angustifolia, valódi (keskenylevelű) levendula

Majorana hortensis, (kerti) majoránna

Lavan-dulae flos (Levendulavirág)

Majoranae herba (Majoránna virágos hajtás)

Hyssopus officinalis, (kerti) izsóp


Hyssopi herba (Izsóp virágos hajtás)


Ocimum basilicum, kerti bazsalikom

Alakja, Mérete

Basilici herba (Bazsalikom virágos hajtás)

Drog

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Család


A) MAKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK 1. FELADAT Jellemezze az alábbi drogokat! Jelölje, melyek szerepelnek a Ph. Hg. VIII.ban!

75

Szaga, Íze



Mentha x piperita, bors(os)menta

Origanum vulgare, közönséges (görög) szurokfű

Menthae piperitae folium (Borsosmenta levél)

Origani herba (Szurokfű levél és virág)

Mentha spicata var. crispa, fodormenta


Menthae crispae folium (Fodormenta levél)


Melissa officinalis, orvosi citromfű

Alakja, Mérete

Melissae folium (Orvosi citromfű levél)

Drog

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Család


76

Szaga, Íze



Salvia officinalis, orvosi zsálya

Salvia sclarea, muskotályzsálya

Salviae officinalis folium (Orvosi zsálya levél)

Salviae sclareae herba (Muskotályzsálya virágos hajtás)

Rosmarinus officinalis, rozmaring


Rosmarini folium (Rozmaringlevél)


Orthosiphon aristatus, jávai tea, vesetea

Alakja, Mérete

Orthosiphonis folium (Jávaitea levél)

Drog

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Család


77

Szaga, Íze



Thymus serpyllum, mezei kakukkfű

Thymus vulgaris, kerti kakukkfű; Thymus zygis, spanyol kakukkfű

Serpylli herba (Mezei kakukkfű virágos hajtás)

Thymi herba (Kerti és spanyol kakukkfű levél és virág)

Satureja hortensis, csombord


Saturejae herba (Csombord viragos hajtás)


Salvia fruticosa, hármaslevelű zsálya

Alakja, Mérete

Salviae trilobae folium (Hármaslevelű zsálya levél)

Drog

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Lamiaceae

Család


78

Szaga, Íze



Carum carvi, (konyha-) kömény

Foeniculum vulgare ssp. vulgare var. vulgare /dulce, (keserű) édeskömény

Carvi fructus (Köménytermés)

Foeniculi amari /dulcis fructus ([Keserű] /Édeskömény termés)

Illicium verum, (kínai) csillagánizs


Anisi stellati fructus (Kínai csillagánizs termés)


Pimpinella anisum, ánizs

Alakja, Mérete

Anisi fructus (Ánizstermés)

Drog

Apiaceae

Apiaceae

Illiciaceae

Apiaceae

Család


79

Szaga, Íze



Cinnamomum zeylanicum, ceyloni fahéj

Syzygium aromaticum, szegfűszeg(fa)

Cinnamomi cortex (Ceyloni fahéjfa kéreg)

Caryophylli flos (Szegfűszeg)

Juniperus communis, (közönséges) boróka


Juniperi pseudofructus (Borókabogyó)


Coriandrum sativum, koriander

Alakja, Mérete

Coriandri fructus (Koriandertermés)

Drog

Myrtaceae

Lauraceae

Cupressaceae

Apiaceae

Család


80

Szaga, Íze



Zingiber officinale, gyömbér

Elettaria cardamomum, kardamomum

Zingiberis rhizoma (Gyömbér gyökértörzs)

Cardamomi fructus (Kardamomumtermés)

Citrus aurantium ssp. aurantium /amara, keserű narancs


Aurantii amari epicarpium et mesocarpium (Keserű narancs epiés mezokarpium)


Eucalyptus globulus, eukaliptusz

Alakja, Mérete

Eucalypti folium (Eukaliptuszlevél)

Drog

Zingiberaceae

Zingiberaceae

Rutaceae

Myrtaceae

Család


81

Szaga, Íze



Calami rhizoma (Kálmos gyökértörzs)

Acorus calamus, (orvosi) kálmos

Crocus sativus, jóféle sáfrány


Croci stigma (Jóféle sáfránybibe)


Curcuma xanthorrhiza, jávai kurkuma

Alakja, Mérete

Curcumae xanthorrhizae rhizome (Jávai kurkuma gyökértörzs)

Drog

Araceae

Iridaceae

Zingiberaceae

Család


82

Szaga, Íze



Carthamus tinctorius, sáfrányos szeklice, olajözön

Chamaemelum nobile, rómaikamilla

Carthami flos (Sáfrányos szeklice virág)

Chamomillae romanae flos (Rómaikamilla virág)

Artemisia vulgaris, fekete üröm


Artemisiae vulgaris herba (Fekete üröm virágos hajtás)


Artemisia absinthium, fehér üröm

Alakja, Mérete

Absinthii herba (Fehér üröm leveles vagy virágos hajtás)

Drog

Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Család


83

Tanaceti parthenii herba (Őszi margitvirág virágos hajtás)

Millefolii herba (Közönséges cickafark virágos hajtás)

Matricariae flos (Kamillavirágzat)

Drog

Alakja, Mérete


Színe, Törésfelülete Szaga, Íze


Tanacetum parthenium, őszi margitvirág

Achillea millefolium, (közönséges) cickafark

Matricaria recutita, kamilla /orvosi székfű


Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Család


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK LAVANDULAE FOLIUM Nevezze meg és jelölje az alábbi szőrtípusokat a mikrofotón:  elágazó fedőszőr, fejes mirigyszőr, Lamiaceae-típusú mirigyszőr

Mi jellemző a Lamiaceae-típusú mirigyszőr felépítésére? Hogyan különböztethetjük meg a mikrofotón látható másik glanduláris trichómától (fejes mirigyszőr)?

LAVANDULAE FLOS Azonosítsa be és jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  csésze, párta, porzószál, portok, pollen

A mikrofotó alapján állapítsa meg, hogy a forrt vagy szabad csésze ill. párta jellemző a levendulavirágra! Nagyobb (400x) nagyításon vizsgálva számolja meg a virágporon megfigyelhető pórusokat/ hasítékokat, és állapítsa meg, hogy ennek alapján mely típusú pollenszem jellemző a levendulavirágra (pl. tri-, tetra-, penta-, hexaporát / -kolpát), majd rajzoljon le egyet!

84

SALVIAE OFFICINALIS FOLIUM Nevezze meg és jelölje a mikrofotón a különböző felépítésű és funkciójú trichómákat! Az orvosi zsálya esetében mi a feladata a fedőszőröknek ill. a mirigyszőröknek?

MENTHAE PIPERITAE FOLIUM Keresse meg és jelölje az alábbiakat:  többsejtű fedőszőr, Lamiaceae-típusú mirigyszőr

Felülnézetben hogyan ismerhető fel (mire emlékeztet) a Lamiaceae-típusú mirigyszőr? Rajzolja le! MENTHAE CRISPAE FOLIUM Melyik típusú trichómák láthatóak a sztereomikroszkóp alatt?

85

THYMUS VULGARIS LEVÉL A kakukkfüvekre jellemző kúp alakú fedőszőrök a levél melyik oldalán láthatóak (színi vagy fonáki epidermisz)? Jelölje az alábbiakat a keresztmetszeti képen:  kúp alakú fedőszőrök, színi epidermisz, fonáki epidermisz, oszlopos (paliszád) alapszövet (klorenchyma), szivacsos (spongiosus) alapszövet (klorenchyma) Jelölje a fedőszőröket és Lamiaceae-típusú mirigyszőröket a derített mikrofotón!

MELISSAE FOLIUM A sejtek száma, a csúcsi sejt alakja és az elágazás megléte vagy hiánya alapján nevezze meg pontosan a derített preparátumon látható szőrtípust!

A keresztmetszeti képen azonosítsa be és jelölje az alábbiakat:  egysejtű, kúp alakú fedőszőr, többsejtű fedőszőr, fejes mirigyszőr

86

SALVIAE SCLAREAE FOLIUM Melyik szőrtípust tudja beazonosítani a preparátumokon?

SERPYLLI FOLIUM Jelölje az alábbiakat:  levélér, Lamiaceae-típusú mirigyszőr

CARVI FRUCTUS Az Apiaceae család képviselőire a hasadással létrejött (…………………….) illóolajjáratok jellemzőek. Jelölje ezeket a képen!

87

A köménytermés jelentős hányadát az embrió belső táplálószövete (………………….) tölti ki. Jelölje ezt a mikrofotón és állapítsa meg, mi az általa raktározott tartalék tápanyag!

ANISI FRUCTUS, CORIANDRI FRUCTUS, ANETHI FRUCTUS Jelölje a mikrofotókon az endospermiumot és az illóolajjáratokat! Rajzolja le a mikroszkópban látott illóolajjáratot!

CARYOPHYLLI FLOS Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  vastag kutikula, shizogén illóolajjáratok, bikollaterális edénynyalábok

88

A bikollaterális edénynyalábok mennyiben térnek el a kollaterális nyaláboktól, és mely részeket különíthetjük el bennük?

FOENICULI FRUCTUS Rajzolja le az édeskömény termés keresztmetszetét, majd jelölje az alábbiakat:  borda edénynyalábbal, shizogén illóolajjárat, endospermium keményítővel

Hány borda ill. illóolajjárat figyelhető meg az édeskömény-termés keresztmetszeti képén?

AURANTII AMARI EPI- ET MESOCARPIUM Rajzolja le a keserű narancs epi- és mezokarpium keresztmetszetét, majd jelölje a lizigén illóolajjáratokat!

JUNIPERI PSEUDOFRUCTUS A boróka tobozbogyójában nagyméretű, oldódásos úton létrejött (……………………) illóolajjáratok figyelhetőek meg. Jelölje őket a mikrofotón!

89

EUCALYPTI FOLIUM Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  sztóma, paliszád parenchima, tanninsejtek, lizigén illóolajjárat, edénynyaláb

CALAMI RHIZOMA A Calami rhizoma anyanövénye az ………………… calamus, amely vizes élőhelyek növénye. Ennek megfelelően a rizóma jelentős részét az …………………………….. alapszövet tölti ki. Jelölje a mikrofotón ezt az alapszövet-típust, és írja le, miről ismerhető fel!

Jelölje az edénynyalábot a mikrofotón! Nagyobb nagyításon szemlélve állapítsa meg, melyik állítás igaz az alábbiak közül: A Calami rhizoma leptocentrikus edénynyalábjaiban: 90

 

a farész (…………....) veszi körül a háncsrészt (……………..) a háncsrész veszi körül a farészt

MATRICARIAE FLOS Jelölje az alábbiakat a mikrofotón:  sziromlevél, magház, portok, pollen, bibe

A kamilla virágaira (és általában a fészekvirágzatúakra) milyen állású magház jellemző? Nagyobb (400x) nagyításon szemlélve, a díszítettség alapján milyen típusú pollenszemek figyelhetőek meg? Rajzolja le! A két ágra tagolódó, papillázott képlet a virág melyik része? Jelölje a mikrofotón a papillákat!

CHAMOMILLAE ROMANAE FLOS A római kamilla vegyes típusú fészkében az alábbi virágokat figyelhetjük meg: a fészek szélén nagy számban fehér színű ………………. virágok, míg a fészek közepén apró sárga ………………… virágok láthatóak. Jelölje a különböző típusú virágokat a fotón!

91

Húzza alá a megfelelőt: A Matricariae flos fészekvirágzatai kisebbek / nagyobbak, mint a Chamomillae romanae flos virágzatai. A Chamomillae romanae flos fészkeiben arányosan több / kevesebb nyelves virág van (a csöves virágokhoz viszonyítva), mint a Matricariae flos esetében. MILLEFOLII HERBA A Millefolii herba anyanövénye az ………………….. millefolium. A fajnév a levél ……..……………..………………… …………………………………..-ra utal. Milyen típusú trichómák borítják a szárat?

ARTEMISIA VULGARIS ÉS ARTEMISIA ABSINTHIUM HERBA Milyen alakú fedőszőrök jellemzőek az üröm fajokra? Jelölje őket a mikrofotókon!

92

ARTEMISIA ABSINTHIUM SZÁR Rajzolja le a fehér üröm szárának mikroszkópos keresztmetszeti képét, majd jelölje a rajzon az alábbiakat:  epidermisz, fedőszőrök töredékei, szklerenchima, kollenchima, nyílt kollaterális nyaláb

A szilárdítószövet két fajtája is megfigyelhető a fehér üröm szárában: a …………………………… a nyalábok háncsrészéhez csatlakozó nyalábsapka formájában jelenik meg, míg a …………………………………. az epidermisz alatt húzódik néhány sejtsor vastagságban. C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Proazulének, azulének kimutatása kamilla és cickafarkfű virágzatban EP-reakción alapuló kémcső reakcióval Matricariae flos (Kamillavirágzat) – Matricaria recutita Millefolii herba (Közönséges cickafark virágos hajtás) - Achillea millefolium 1,0 g porított drogot 10 ml kloroformmal porcelánmozsárban 5 percen át hidegen eldörzsölünk, az oldatot leöntjük kis porcelántálba (bepárlótálba). Vízfürdőn az oldószert elpárologtatjuk, majd a maradékot 2,5 ml EP-reagens (p-dimetilamino-benzaldehidet tartalmazó ecetsavas foszforsavas oldat) és 1 ml víz elegyében felvesszük, kémcsőbe öntjük és a kémcsövet forró vízfürdőben tartjuk 5 percig. EP-reagens: 0,25 g 4-dimetilamino-benzaldehidet feloldunk 45,0 ml jégecet, 5,0 ml tömény foszforsav és 45,0 ml víz elegyében. Reakció magyarázata: A drogban lévő proazulén (matricin) hő és víz hatására azulénné (kamazulén) alakul. A vegyület savas közegben kationt képez (azulénium-kation), amely p-dimetilaminobenzaldehiddel kék színű kondenzációs terméket, dimetilanilin-fulvén-származékot ad. A reakcióelegyből a kék szín észlelését zavaró sárga pigmentanyag petroléterrel eltávolítható.

93

CH3

CH3

CH3

T>100oC OCOCH3

HO CH3 O

- CH3COOH - 3 H2O

CH3

- CO2

CH3

CH3

HOOC O matricin H

CH3

CH3 kamazulén

kamazulén-karbonsav

H

CH3

CH3 CH3

(CH3)2 N H

azulenium-kation

CH

dimetilanilin-fulvén-származék

4.5 ábra. Az EP reakció magyarázata Megfigyelés, eredmények: EP-reakció eredménye Matricariae flos Millefolii herba 2. GYAKORLAT Illóolajok vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálata Vizsgált illóolajok: Menthae piperitae aetheroleum, Thymi aetheroleum, Chamomillae aetheroleum, Lavandulae aetheroleum Minta-előkészítés: az adott illóolaj 10 mg-ját 1,0 ml absz. etanolban oldjuk. Az adott illóolaj főkomponensének megfelelő standard anyagának (mentol, timol, α-bizabolol, linalool) 10 mgját 1,0 ml absz. etanolban oldjuk. Kromatográfiás körülmények:  A hígított illóolaj mintákból 10 x 10 cm-es szilikagél adszorbensű (silicagel 60 F254, Merck) vékonyréteg-kromatografáló lapra (4.6 ábra) osztott jelű üvegkapillárissal cseppentünk fel 3 µl-t. A standard anyagokból 2 µl-t az adott illóolaj mellé. Előzőleg a réteglapon tompa végű grafit ceruzával kijelöljük a felcseppentési helyeket, illetve a kifejlesztés tervezett távolságát:

94

kifejlesztés befejezésének helye kifejlesztés iránya

mintafelviteli helyek

1,5 cm 1 cm X X 1,5 cm

4.6 ábra. Mintafelviteli pontok a vékonyréteg-kromatografáló lapon 





 

A felcseppentés során a megadott térfogatokat több apró részletben juttatjuk az adszorbens felületére. A kapillárist nem szabad erősen az adszorbens felületére nyomni, nehogy annak sérülését okozzuk. A felcseppentett minták kis átmérőjű koncentrikus körökben helyezkedjenek el a mintafelviteli helyeken. A mintafelvitel befejezését követően a felcseppentési pontokat hideg levegővel, hajszárítóval 0,5 percig kb. 30 cm távolságból „beszárítjuk” (oldószert eltávolítjuk). Még a felcseppentések megkezdése előtt az üveg kromatografáló kamrákba toluoletilacetát 93:7 arányú keverékéből, a kamra mérete szerint, 10 vagy 20 ml-t öntünk. Ezután a kamrát 20 percig lefedve tartjuk abból a célból, hogy a kamra légterét az oldószer gőzeivel telítsük. A rétegeket a mintafelvitel után a kromatografáló kamrába helyezzük, a kamrát tetejével lezárjuk. Az oldószerelegy a réteglapon a kapilláraktivitásnak köszönhetően felfelé irányuló áramlásba kezd. Amikor az oldószerelegy migrációja a réteglapon eléri a kifejlesztés befejezésének helyét, a réteglapot a kamrából kivesszük. A réteglapot vízszintesen helyezve szobahőmérsékleten elszívófülke alatt hagyjuk pár percig, hogy az oldószerelegy gőzei elillanjanak belőle. A megszáradt réteglapot alkoholos vanillin-kénsavas előhívóoldattal elszívófülke alatt bepermetezzük, majd a réteglapot 90 °C-os szárítószekrénybe helyezzük 5 percre. A réteglapot ezután természetes fényben vizsgáljuk.

Alkoholos vanillin-kénsav előhívó (Ph. Hg. VII.): 3,0 g vanillint 50,0 ml etil-alkoholban oldunk, majd óvatosan 3,0 ml tömény kénsavat adunk hozzá és etil-alkohollal 100,0 ml-re kiegészítjük. Megfigyelés, eredmények: Ragassza be a réteglapot a jegyzőkönyvbe. Számolja ki a vizsgált illóolajokban lévő főkomponensek Rf értékét a standardhoz viszonyítva, illetve rögzítse a foltok színét is. OH

OH mentol tájékoztató Rf = 0,35

OH

OH

timol tájékoztató Rf = 0,5

-bizabolol tájékoztató Rf = 0,38

95

linalool tájékoztató Rf = 0,3

Illóolaj

Főkomponens neve

Menthae piperitae aetheroleum Thymi aetheroleum Chamomillae aetheroleum Lavandulae aetheroleum Réteglap helye

96

Főkomponens Főkomponens Rf értéke színe

3. GYAKORLAT Illóolaj-tartalom meghatározása (Ph. Hg. VI. készülékkel) Matricariae flos (Kamillavirágzat) – Matricaria recutita Az elporított drog 20,0 g-ját bemérjük a készülék 1000,0 ml-es gömblombik részébe (ld. 4.7 ábra), majd hozzáadunk 500,0 ml R vizet. A desztillálást a gyakorlat végéig végezzük. A készülék részei: a) 1000,0 ml-es gömblombik b) a feltét felszálló része c) golyóshűtő d) mérőcső (0,01 ml-es beosztású) e) adagolónyílás f) leeresztőcsap Megfigyelés, eredmények: Írja le a tapasztaltakat, milyen színű a kamilla illóolaja?

4.7 ábra A Ph. Hg. VI.-ban hivatalos illóolaj-tartalom meghatározó készülék

Gyakorló feladat 1. -

Rajzolja le a következő illóolaj-komponensek képletét! karvon citronellál 1,8-cineol (eukaliptol) transz-anetol fahéjaldehid ánizsaldehid

97

2. Töltse ki az alábbi táblázatot! Helyezze el az illóolaj-komponensek kémiai rendszerében a megadott vegyületet! Komponens Hatóanyag-típus Melyik gyógynövényben található meg? (latin név) timol mentol α-tujon α-bizabolol karvon ánizsaldehid linalool citronellál

98

Jegyzetek

99

5. fejezet Keserűanyagokat (szekoiridoidok, szeszkviterpének, szeszkviterpénlaktonok, floroglucin-származékok) és iridoidokat tartalmazó drogok vizsgálata Terpenoid keserűanyagok előfordulása:  monoterpének (C-10) o Centaurii herba (szekoiridoid glikozidok, pl. sverciamarin, genciopikrozid) o Gentianae radix (szekoiridoid glikozidok, pl. genciopikrozid, amarogentin) o Menyanthidis trifoliatae folium (szekoiridoid glikozidok, pl. foliamentin, mentiafolin, sverozid) o Euphrasiae herba (iridoid glikozidok, pl. aukubin, katalpol, eufrozid) o Plantaginis lanceolatae folium (iridoid glikozidok, pl. aukubin, katalpol) o Verbasci flos (iridoid glikozidok, pl. aukubin, katalpol) o Veronicae herba (iridoid glikozidok, pl. katalpol, veronikozid) o Harpagophyti radix (iridoid glikozidok, pl. harpagozid - keserű, izoharpagozid, harpagid - édes) o Scrophulariae herba/radix (iridoid glikozidok, pl. harpagozid)  szeszkviterpének (C-15) o Absinthii herba (szeszkviterpén laktonok, pl. abszintin, anabszintin) o Cardui benedicti herba (szeszkviterpén laktonok, pl. knicin) o Cynarae herba (szeszkviterpén laktonok, pl. cinaropikrin)  diterpének (C-20) o Marrubii herba (marrubiin)  triterpének (C-30) o Quassiae lignum (szekotriterpének, pl. kvasszin) o citrusfélék (furanolaktonok, pl. limonin)  cucurbitacinok (C-30) o Bryoniae radix (tetraciklusos triterpének, pl. kukurbitacin glikozidok) Nem terpenoid keserűanyagok előfordulása:  Aurantii amari epicarpium et mesocarpium (flavanon-glikozidok, pl. neoheszperidin, naringin)  Lupuli flos (floroglucin-származékok, pl. humulon, lupulon) Az iridoidok általános tulajdonságai  ciklopenta-[c]-pirán monoterpének  általában bizonyos állatfajokra toxikusak (pl. az aukubin rovarokra és madarakra is mérgező), ezért védelmi szerepet játszanak  nevüket az Iridomymex nemzetségről kapták, ezek a hangyák szintén védekezés céljából termelik az iridoidokat  a növényekben többnyire glikozidok formájában fordulnak elő (ezért vizes-metanollal vonhatók ki a növényekből), de szabadon vagy dimerként is megtalálhatók  néhány szekoiridoidban a pirán gyűrű felnyílik, és az is előfordulhat, hogy a pirán gyűrűben az oxigént nitrogén helyettesíti  előfordulnak pl. a Plantaginaceae, Scrophulariaceae, Verbenaceae növénycsaládokban  Az iridoidokban gazdag növények leveleinek szárítása során előfordulhat színváltozás, mivel a nem stabil iridoid aglikonok, amelyek hidrolízis révén felszabadulnak, polimerizálódnak. A száraz levelek sötét, feketés színe utalhat az iridoidok jelenlétére. 100

A valepotriátok általános tulajdonságai  a valepotriátok (pl. valtrát, didrovaltrát, acevaltrát, izovaleroiloxihidroxididrovaltrát) monoterpén alkohollal alkotott epoxiiridoid-észterei, -triészterei egy ciklopenta-(c)pirán iridoidnak és egy kapcsolódó epoxid gyűrűnek  A valepotriátok instabilak, tárolás során is könnyen bomlanak (pl. baldrinállá, homobaldrinállá), de savas pH vagy magas hőmérséklet hatására ez a folyamat még inkább felgyorsul. A bomlás során keletkezik a macskagyökér kellemetlen szagáért felelős izovaleriánsav is, amely a friss növényben nem található meg.

101

Szaga, Íze



102

Gentianaceae

Pedaliaceae

Gentiana lutea, sárga (orvosi) tárnics

Harpagophytum procumbens, ördögcsáklya, ördögkarom; H. zeyheri

Harpagophyti radix (Ördögcsáklyagyökér)

Gentianaceae

Verbenaceae

Család

Gentianae radix (Tárnicsgyökér)

Centaurium erythraea, kis ezerjófű


Centaurii herba (Kis ezerjófű virágos hajtás)


Vitex agnus castus, barátcserje

Alakja, Mérete

Agni casti fructus (Barátcserje termés)

Drog



103

Szaga, Íze



Valeriana officinalis, (orvosi) macskagyökér

Humulus lupulus, komló

Marrubium vulgare, orvosi pemetefű

Valerianae radix (Macskagyökér)

Lupuli flos (Komlótoboz)

Marrubii herba (Orvosi pemetefű virágos hajtás)

Menyanthes trifoliata, vidrafű


Menyanthidis trifoliatae folium (Vidrafűlevél)


Verbena officinalis, közönséges vasfű

Alakja, Mérete

Verbenae herba (Közönséges vasfű virágos hajtás)

Drog

Lamiaceae

Cannabaceae

Valerianaceae

Menyanthaceae

Verbenaceae

Család


104

Szaga, Íze



Arctium lappa, közönséges bojtorján

Cnicus benedictus, benedekfű

Bardanae radix (Közönséges bojtorján gyökér)

Cardui benedicti herba (Benedekfű virágos hajtás)

Arnica montana, hegyi árnika


Arnicae flos (Hegyi árnika virág)


Ballota nigra, fekete peszterce

Alakja, Mérete

Ballotae nigrae herba (Fekete pesztercefű)

Drog

Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Lamiaceae

Család


105

Szaga, Íze



Inula helenium, örvénygyökér

Taraxacum officinale, pongyola pitypang, gyermekláncfű

Inulae radix (Örvénygyökér)

Taraxaci officinalis herba cum radice (Gyermekláncfű virágos hajtás gyökerekkel)

Cynara scolimus, articsóka


Cynarae folium (Articsókalevél)


Cichorium intybus, katángkóró, mezei katáng

Alakja, Mérete

Cichorii radix (Mezei katáng gyökér)

Drog

Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Asteraceae

Család


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK MARRUBIUM VULGARE LEVÉL Jelölje a mikrofotón a mirigyszőröket és a fedőszőröket! Milyen típusú mirigyszőröket ismer fel a képen?

A pemetefű fehéres színét a nagy számban jelenlévő ……………… szőrök okozzák. LUPULI FLOS Jelölje aláhúzással, melyik állítás a helyes! A komló drogrésze botanikailag a termős / porzós virágzat, melyben a kialakuló makk / csonthéjas terméseket fellevelek (murvalevelek / lepellevelek) borítják. A felleveleken nagy számban láthatóak a sárga, fénylő, kerekded képletek, azaz mirigypikkelyek / fedőszőrök, melyek a drog hatóanyagait választják ki. Jelölje a kiválasztó képleteket a fotón!

ARNICAE FLOS Egészítse ki a mondatokat! Az Arnicae flos anyanövénye az ………………………………….., melynek ……………..virágzata képezi a drogot. A virágzatot kívülről borító fellevelek a …………………………. A virágzat külső részén sárga színű …………………….. virágok, középső részén pedig szintén sárga …………………… virágok foglalnak helyet. Mindkét típusú virágra jellemző a repítőkészülékként funkcionáló, fehér színű ………………………., mely a csészelevelek módosulata. A magház …………… állású. 106

Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  fészekpikkely, csöves virág, bóbita (pappus), magház

Jelölje a mikrofotón a sziromlevél bársonyosságát adó papillákat!

A fészekpikkely függelékeiként erőteljes trichómákat figyelhetünk meg. Jelölje a mikrofotón  a kétsoros fedőszőröket, a többsejtű szőralapot

107

TARAXACI FOLIUM Nevezze meg pontosan és jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  epidermisz (színi, fonáki)  asszimiláló alapszövet (oszlopos, szivacsos)  edénynyaláb (típusa?)  sztóma (xero-, mezo- vagy higromorf?)

MENYANTHIDIS TRIFOLIATAE FOLIUM A drog anyanövénye a ……………………… trifoliata, mely elnevezés arra utal, hogy a levelek ………………-an összetettek. Az egyes levélkék alakja …………………….., a levélkeszél ……………………….

MENYANTHES TRIFOLIATA LEVÉLNYÉL Egészítse ki a mondatokat! A vidrafű vízinövény, ezért levélnyelének jelentős részét az átszellőztető alapszövet, azaz ……………………………….. tölti ki. Az 1-1 sejtsorral elválasztott, nagyméretű intercellulárisok a levegővel telt ……………………… Az edénynyalábok típusa ……………………………………, melyeket ………………………………. nyalábsapka szilárdít.

108

Jelölje a fent megnevezett szövettani struktúrákat a mikrofotón!

VALERIANAE RADIX Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  raktározó alapszövet, központi henger edénynyalábbal

Nagyobb nagyításon szemlélve állapítsa meg, mely tartalék tápanyag halmozódik fel a raktározó alapszövetben!

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Gentizin kimutatása Gentianae radix (Tárnicsgyökér) – Gentiana lutea 10-20 mg drogport tárgylemezre téve mikroszublimátumot készítünk (180ºC). A sárga, tű alakú kristályok (gentizin) mikroszkópban vizsgálhatók. A kristályok lúgban (NaOH, KOH, NH3) jól oldódnak. A szakszerűtlen gyűjtés során belekeveredhetnek egyéb drogok, pl. az antranoid-tartalmú Rhumex fajok esetén lúgok hatására sárga helyett piros szín keletkezik.

109

Megfigyelés, eredmények:

2. GYAKORLAT Keserűérték-meghatározás biológiai értékméréssel Gentianae radix (Tárnicsgyökér) – Gentiana lutea Centaurii herba (Kisezerjófű) – Centaurium erythraea Cardui benedicti herba (Benedekfű) – Cnicus benedictus Marrubii herba (Pemetefű) – Marrubium vulgare Az egyéni keserűíz-érzékenységet kinin-hidroklorid vizes oldatának különböző hígításaival állapítjuk meg. 0,100 g kinin-hidrokloridot desztillált vízzel 100 ml-re hígítunk. Az oldat 1 ml-ét desztillált vízzel 100,0 ml-re hígítjuk, majd hígítási sorozatot készítünk: az első kémcsőbe 3,6 ml-t, és minden következő kémcsőbe 0,2 ml-rel többet mérünk, végül az utolsó kémcsőbe 5,8 ml kerül. Minden kémcső tartalmát 10 ml-re egészítjük ki. Azt a legkisebb koncentrációjú oldatot, amely már éppen keserű, a következő módon határozzuk meg: a leghígabb összehasonlító oldat 10,0 ml-ét szájba vesszük és 30 másodpercen át egyik oldalról a másikra mozgatjuk a nyelvgyök felett. Amennyiben az oldatot nem érezzük keserűnek, kiköpjük és pár perc várakozás után vizsgáljuk a sorban következő oldatot. Azt a legkisebb koncentrációjú oldatot, amely már éppen keserű, a következő módon határozzuk meg: 𝑛

𝑘 = 5,00 , ahol n = az alapoldat ml-einek száma a legkisebb koncentrációjú, keserűnek talált oldatban. 1,00 g durván porított drogra 100 ml forró vizet öntünk, majd 30 percen át állandó kevergetés közben vízfürdőn melegítjük. Lehűlés után a térfogatot 100 ml-re egészítjük ki. A kivonatot erőteljesen összerázzuk, szűrjük, a szüredék első 2 ml-ét elöntjük. A szüredék (törzsoldat, C1) hígítási faktora (DF) 100. Elkészítjük a vizsgálati oldatokat:  10,0 ml C-1 oldatot vízzel 100 ml-re hígítunk: C-2 (DF = 1 000)  10,0 ml C-2 oldatot vízzel 100 ml-re hígítunk: C-3 (DF = 10 000)  20,0 ml C-3 oldatot vízzel 100 ml-re hígítunk: C-3A (DF = 50 000)  10,0 ml C-3 oldatot vízzel 100 ml-re hígítunk: C-4 (DF = 100 000) Az ízlelést a legnagyobb hígítással kezdve azt a hígítást keressük (H), amely a definícióban meghatározott feltételek között keserű íz érzetét kelti. Ezt az oldatot D-vel jelöljük, és feljegyezzük a D oldat DF-értékét (Y). A D oldattal elkészítjük a következő hígítási sorozatot: D oldat (ml) víz (ml)

1,2 8,8

1,5 8,5

2,0 8,0

3,0 7,0

6,0 4,0

8,0 2,0

Meghatározzuk a D oldat azon ml-einek számát (X), amely vízzel 10 ml-re hígítva még éppen keserű. Kiszámítjuk a keserűértéket: 𝑌𝑥𝑘

0,1 𝑥 𝑋

110

A vizsgálandó minta keserűértékét a csoporttagokra kapott értékek átlaga adja. Definíció: A keserűérték valamely vegyület, folyadék vagy kivonat azon hígításának reciproka, amely még keserű ízű. Meghatározása a kinin-hidrokloriddal történő összehasonlításon alapul; a kinin-hidrokloridra megadott keserűérték: 200 000. Megfigyelés, eredmények: Minimális keserűérték

Drog

Mért keserűérték

3. GYAKORLAT Iridoidok kimutatása Trim-Hill reakcióval Plantaginis lanceolatae folium (Lándzsás útifű levél) – (Plantago lanceolata) Verbasci flos (Ökörfarkkóró virágpárta) – (Verbascum thapsus, V. densiflorum, V. phlomoides) 1 g aprított drogot 5 ml 1%-os sósavval egy percig rázogatunk, majd 2 órára állni hagyjuk. Egy kémcsőben elkészítjük az alábbi elegyet: 5 ml ecetsav + 0,5 ml 0,2%-os vizes CuSO4*5H2O + 0,25 ml cc. kénsav, majd a drogból készült kivonatból 0,1 ml-t hozzáadunk a kémcső tartalmához, végül rövid ideig forraljuk. Ezzel a reakcióval csak bizonyos iridoidok mutathatók ki (pl. az aszperulin, aukubin kék, a harpagozid vöröses-ibolya színeződést mutat, de pl. a katalpin vagy a loganin nem adja a reakciót.) Megfigyelés, eredmények: Szín

Drog

111

4. GYAKORLAT Keserűanyagok VRK vizsgálata – Ismeretlen drogok azonosítása VRK segítségével Aurantii amari epicarpium et mesocarpium (Keserű narancs epikarpium és mezokarpium) – Citrus aurantium sp. Harpagophyti radix (Ördögcsáklyagyökér) – Harpagophytum procumbens Gentianae radix (Tárnicsgyökér) – Gentiana lutea Centaurii herba (Kis ezerjófű virágos hajtás) – Centaurium erythraea Menyanthidis trifoliatae folium (Vidrafűlevél) – Menyanthes trifoliata 1,0 g porított drogot 5 percig extrahálunk 10 ml metanollal 40ºC-on ultrahangos vízfürdőn. Az oldatot szűrjük, majd kb. 0,5-1,0 ml-nyire betöményítjük. 5 μl-t viszünk fel a rétegre 1 cm-es sávokban, majd kifejlesztjük etil-acetát : metanol : desztillált víz 77 : 15 : 8 arányú elegyével 8 cm-es fronttávolságig. A rétegeket szobahőmérsékleten megszárítjuk, vanillinkénsavas előhívóval tesszük láthatóvá, és látható fényben értékeljük. Aurantii amari epicarpium et mesocarpium: a flavonoid-glikozidok két jellegzetes narancssárga zónája látható: naringin és neoheszperidin (keserű), rutin és eriocitrin (nem keserű) Rf = 0,4-0,5 környékén. Harpagophyti radix: az iridoig-glikozidok két feltűnő liláspiros zónája látható: harpagozid (keserű, Rf = 0,5), izoharpagozid, harpagid (édes) és prokumbid (Rf = 0,2). Gentianae radix: a szekoiridoid-glikozidok barnáspiros zónái láthatók: a genciopikrozid (Rf = 0,45) nagyobb mennyiségben és közvetlenül alatta a sverciamarin kisebb mennyiségben. Centaurii herba: a sverciamarin a fő komponens (Rf = 0,4), a genciopikrozid közvetlenül felette kisebb mennyiségben látható. (A flavonoid-glikozidok sárga zónái is megjelennek 0,20,35 körüli Rf értékkel.) Menyanthidis trifoliatae folium: látható három világoskék zóna (Rf = 0,6-0,8): a foliamentin, menthafolin és a dihidrofoliamentin (szekoiridoid-glikozidok), valamint az iridoid loganin egy ibolyáskék foltként jelenik meg (Rf = 0,45). A 0,05-0,2 Rf érték körüli barnás-fekete zónák szabad cukrok. A megadott információk alapján azonosítsa az ismeretlenként kapott drogokat. Megfigyelés, eredmények:

112

5. GYAKORLAT Plantaginis lanceolatae folium és Digitalis lanatae folium megkülönböztetése VRK-val Plantaginis lanceolatae folium (Lándzsás útifű levél) – Plantago lanceolata Digitalis lanatae folium (Gyapjas gyűszűvirág levél) – Digitalis lanata 1,0 g porított drogot 10 ml 70%-os vizes metanollal 30 percig rázogatunk csiszolatos Erlenmeyer lombikban, majd szűrőpapíron keresztül egy 25 ml-es mérőlombikba szűrjük, az Erlenmeyer lombikot és a szűrőpapírt kétszer 5 ml 70%-os metanollal mossuk, majd a kivonatunkat 25 ml-re hígítjuk. Az összehasonlító oldat 1 mg/ml akteozid és 1 mg/ml aukubin 70%-os metanolban oldva. A kifejlesztőelegy ecetsav : vízmentes hangyasav : desztillált víz : etil-acetát 11 : 11 : 27 : 100 arányú elegye. A vizsgálati és összehasonlító oldatból is 10-10 μlt viszünk fel a rétegre sávok formájában. A kifejlesztés 8 cm-es fronttávolságig történik, majd a lemezt rögtön 5-10 percre 120ºC-os szárítószekrénybe helyezzük. 365 nm-es UV fényben a mintánkban látható az akteozid és az aukubin, azonban az aukubin vörösesbarnán floureszkáló zónája alatt kék színben fluoreszkáló zóna nem jelenhet meg. Megfigyelés, eredmények:

6. GYAKORLAT Valepotriátok VRK vizsgálata Valerianae radix (Macskagyökér) – Valeriana officinalis 0,5 g porított drogból 5 ml diklórmetánnal készítünk kivonatot (ultrahangos vízfürdő, 40ºC, 5 perc). A kivonatot gömblombikba szűrjük, majd a drogport és a vattát átmossuk még 2 ml diklórmetánnal. A szűrletről vákuumbepárló segítségével eltávolítjuk a diklórmetánt, majd a maradékot felvesszük 0,2 ml etil-acetátba. A rétegre 10 μl-t viszünk fel sávosan, majd kifejlesztjük a réteget toluol : etil-acetát 75 : 25 arányú elegyével. A rétegeket szobahőmérsékleten megszárítjuk, és UV alatt vizsgáljuk. A valepotriátok 254 nm-en 113

láthatók, 365 nm-en nem, viszont a degradációs termékek (pl. baldrinal, homobaldrinal) 365 nm-en sárgán fluoreszkáló foltokként jelennek meg 0,5 Rf érték körül. Végül ánizsaldehides előhívás és 100ºC-on történő 10 perces melegítés után látható fényben is értékeljük a rétegeket. A valepotriátok 0,05-0,75 Rf érték körül láthatók különböző kék és barna sávok formájában [Rf (acevaltrát) = 0,55, Rf (didrovaltrát) = 0,65, Rf (isovaltrát/valtrát) = 0,7]. A jó minőségű macskagyökér 80% feletti mennyiségben tartalmaz valtrátot, a porított és hosszú ideje tárolt termékekben többnyire a degradált/polimerizált vegyületek láthatók. Megfigyelés, eredmények:

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Soroljon fel mono-, szeszkvi- és diterpéneket tartalmazó drogokat! 2. Mi a keserűérték definíciója? Melyik anyagra vonatkoztatva adjuk meg a drogok keserűértékét? 3. Mi jellemző a valepotriátokra? 4. Mi jellemző az iridoidokra?

114

Jegyzetek

115

6. fejezet Triterpéneket, triterpén-szaponinokat tartalmazó drogok vizsgálata A hivatalos gyógyászatban alkalmazott szaponin-tartalmú drogok többsége triterpénglikozidokat tartalmaz, néhány drog ezen felül vagy kizárólag szteroid-szaponinokat. A szaponinok a hozzájuk kapcsolódó cukormolekulák miatt sokkal polárosabbak, mint az aglikon szapogeninek. A cukormolekulák kapcsolódhatnak a C-3-OH csoporton keresztül (monodezmozidok) vagy két –OH csoporton, vagy egy –OH és egy –COOH csoporton keresztül (bidezmozidok). A legegyszerűbb teszt a szaponinok jelenlétének kimutatására, ha a vizes-alkoholos növényi kivonatot egy kémcsőben erőteljesen összerázzuk: ha tartósan megmaradó hab képződik, az szaponinok jelenlétére utal.  A triterpén-szaponinok a rajtuk található –COOH csoportok révén savas karakterűek lehetnek.  A szteroid-szaponin aglikonok többnyire spirosztanolok, és kevesebb cukor található rajtuk, mint a triterpén-szaponinokon. A monodezmozidokkal ellentétben a bidezmozid furosztanol-glikozidoknak nincs hemolitikus aktivitásuk. Gyógyászati felhasználásuk  köptetők felső légúti hurutos megbetegedésekben  vizelethajtók  antibakteriális, antifungális, antivirális hatásúak  DE o hosszútávon (több héten át) történő alkalmazásuk nem javasolt o gyógyszerek felszívódását befolyásolhatják (elősegíthetik vagy gátolhatják) o az erekbe jutva a vörösvértesteket hemolizálják, ezért erősen toxikusak  A szteroid szaponinok ipari szempontból jelentősek, számos szteránvázas gyógyszer (pl. D-vitamin, mellékvesekéreg-hormonok, nemi hormonok, fogamzásgátló vegyületek) szintézisének kiindulási anyagai.

19

C

D 16

2 3

A

HB

HO

E COOH

27

H R 6.1. ábra. A triterpén szaponin-aglikonok általános képlete

116

Szaga, Íze



Verbascum thapsus, molyhos ökörfarkkóró; Verbascum densiflorum, dúsvirágú ökörfarkkóró; Verbascum phlomoides, szöszös ökörfarkkóró

Gypsophila paniculata, buglyos fátyolvirág

Verbasci flos (Ökörfarkkóró virágpárta)

Saponariae albae radix (Fehér szappangyökér)

Quillaja saponaria, panamakéreg


Quillajae cortex (Kvillajakéreg)


Glycyrrhiza glabra, igazi édesgyökér

Alakja, Mérete

Liquiritiae radix (Igazi édesgyökér)

Drog

117

Caryophyllaceae

Scrophulariaceae

Rosaceae

Fabaceae

Család



118 Betula pendula, közönséges nyír; Betula pubescens, szőrös nyír

Ononis spinosa, tövises iglice

Betulae folium (Nyírfalevél)

Ononidis radix (Tövises iglice gyökér)

Fabaceae

Betulaceae

Araliaceae

Hedera helix, közönséges borostyán

Hederae folium (Borostyánlevél)


Primulaceae

Szaga, Íze

Primulae radix (Kankalingyökér)

Színe, Törésfelülete Primula veris, tavaszi kankalin; Primula elatior, sugár /sudár kankalin


Alakja, Mérete


Drog


119

Solidago virgaurea, közönséges aranyvessző

Solidaginis virgaureae herba (Közönséges aranyvessző viragos hajtás) Aesculus hippocastanum, vadgesztenye

Calendula officinalis, körömvirág

Polygala senega, szenegafű

Hippocastani semen (Vadgesztenyemag)

Calendulae flos (Körömvirág)

Polygalae radix (Szenegagyökér)

Polygalaceae

Asteraceae

Hippocastanaceae

Asteraceae

Asteraceae

Mivel lehet összetéveszteni? Solidago gigantea, magas aranyvessző; Solidago canadensis, kanadai aranyvessző

Szaga, Íze

Solidaginis herba (Kanadai és magas aranyvessző viragos hajtás)

Színe, Törésfelülete Család

Drog



Alakja, Mérete


120

Szaga, Íze



Centella asiatica, ázsiai gázló

Panax ginseng, ázsiai ginzeng

Centellae asiaticae herba (Ázsiai gázló viragos hajtás)

Ginseng radix (Ginzenggyökér)

Cimicifuga racemosa, fürtös poloskavész


Cimicifugae rhizome (Poloskavész gyökértörzs)


Prunus africana, afrikai szilvafa

Alakja, Mérete

Pruni africanae cortex (Afrikai szilvafa kéreg)

Drog

Araliaceae

Apiaceae

Ranunculaceae

Rosaceae

Család


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK BETULAE FOLIUM Jelölje a fotókon:  levélerek, többsejtű mirigypikkelyek

SAPONARIAE RADIX A szappangyökér másodlagosan vastagodott gyökér, kívülről a másodlagos bőrszövet, azaz …………………………… határolja. Az elsődleges kéregben gyakoriak a ……………………….-oxalát kristályok. A szállítószövet koncentrikus rendeződésű, belül a nagy üregű tracheákat tartalmazó …………test, kívül a szögletes, kisebb sejtekből felépülő ………….test helyezkedik el. A fa- és háncsrész határán több sejtsoros osztódószövet, azaz ……………………………… húzódik. Jelölje a mikrofotón a fent megnevezett struktúrákat!

SOLIDAGO GIGANTEA ÉS S. VIRGA-AUREA Hasonlítsa össze a két aranyvessző drogot az alábbi szempontok alapján: a fészekpikkely hossza a fészek virágaihoz képest Solidago gigantea Solidago virgaaurea

121

a bóbita hossza az egyes virágokhoz viszonyítva

Jelölje az alábbiakat a fotókon:  fészekpikkely, nyelves virág, bóbita

PRIMULAE RADIX Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  rizodermisz, elsődleges kéreg, központi henger, raktározó alapszövet keményítővel

VERBASCI FLOS Milyen típusú fedőszőrök jellemzőek az ökörfarkkóró virágpártájára?

122

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Liebermann-Burchard reakció Hederae helicis folium (Borostyánlevél) – Hedera helix Hippocastani folium (Vadgesztenye-levél) – Aesculus hippocastanum Hippocastani semen (Vadgesztenye-mag) – Aesculus hippocastanum Liquiritiae radix (Édesgyökér) – Glycyrrhiza glabra Saponariae albae radix (Fehér szappangyökér) – Gypsophyla paniculata 0,2 g drogport 5,0 ml kloroformmal 5 percen át erőteljesen rázogatunk, majd szűrünk. Óvatosan hozzáadunk 1 ml tömény ecetsavanhidridet, majd a kémcső oldalán nagyon lassan, óvatosan végigfolyatva 1 ml-nyi tömény kénsavat. Összerázni tilos, kesztyűben dolgozzunk! A triterpéneket tartalmazó kivonatoknál a folyadékok érintkezési felülete barna, vörösesbarna vagy piros; a szteroidokat tartalmazó növényekből készült kivonatoknál a gyűrű zöld vagy kék színű. Magyarázat: A triterpének 4-es C-atomján lévő H-atom és a 3-as szénatomon lévő szekunder alkoholos OH-csoport víz formájában kihasad (elimináció), miközben az említett C-atomok között kettőskötés jön létre. Ennek a kettős kötésnek a konjugációja eltérő szín kialakulását eredményezi a határfelületen. Koncentrációtól függően a molekulák dimerizálódása is lejátszódhat.

H2SO4 + CH3COOH HO

-H2O

-H2O

+ SO 3 - SO 2

+

123

Megfigyelés, eredmények: Színreakció

Drog

2. GYAKORLAT Salkowski-reakció Hederae helicis folium (Borostyánlevél) – Hedera helix Hippocastani folium (Vadgesztenye-levél) – Aesculus hippocastanum Hippocastani semen (Vadgesztenye-mag) – Aesculus hippocastanum Liquiritiae radix (Édesgyökér) – Glycyrrhiza glabra Saponariae albae radix (Fehér szappangyökér) – Gypsophila paniculata 0,2 g porított drogot 2 ml kloroformmal rázogatunk, majd szűrőpapíron szűrjük. A szűrlethez néhány csepp tömény kénsavat cseppentünk, összerázzuk, és állni hagyjuk. Aranysárga szín megjelenése jelzi a triterpének jelenlétét. Megfigyelés, eredmények: Színreakció

Drog

124

3. GYAKORLAT Habszám-meghatározás Hederae helicis folium (Borostyánlevél) – Hedera helix Hippocastani folium (Vadgesztenye-levél) – Aesculus hippocastanum Hippocastani semen (Vadgesztenye-mag) – Aesculus hippocastanum Liquiritiae radix (Édesgyökér) – Glycyrrhiza glabra Saponariae albae radix (Fehér szappangyökér) – Gypsophila paniculata Az elporított drog 1,00 g-ját 100 ml desztillált vízzel vízfürdőn 30 percig melegítjük, közben gyakran megkeverjük. A lehűlt kivonatot desztillált vízzel előre átnedvesített vattapamaton keresztül egy 100 ml-es csiszolatos mérőlombikba szűrjük. A lombikot és a vattapamatot desztillált vízzel átöblítve a szüredéket 100 ml-re egészítjük ki. Tájékoztató vizsgálat céljából 5 kémcsőbe az alábbi mennyiségeket mérjük be, majd azokat desztillált vízzel 10 ml-re kiegészítjük: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7.

kémcső: 0,1 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 0,2 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 0,4 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 1,0 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 2,0 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 4,0 ml, hígítás mértéke: ……….. kémcső: 8,0 ml, hígítás mértéke: ………..

A kémcsövek tartalmát 15 másodpercig erőteljesen rázzuk, majd 15 percig állni hagyjuk. Azt a hígítást keressük, amelynél éppen 1 cm vastag habréteg képződik. Ha az egyik kémcsőben 1 cm-nél vastagabb, a másikban 1 cm-nél vékonyabb habréteg maradt, akkor a 2 kémcső hígítása között további hígítási sorozatot kell készíteni. Habszám: a drogból készített kivonatnak az a legnagyobb hígítása (1 g drogra vonatkoztatva), amelynek 10 ml-ét 16 mm átmérőjű kémcsőben 15 másodpercig rázva 15 percnyi állás után a folyadék felett 1 cm vastag habréteg keletkezik. Megfigyelés, eredmények: Habszám

Drog

125

4. GYAKORLAT Triterpén-szaponinok vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálata Hederae helicis folium (Borostyánlevél) – Hedera helix Hippocastani semen (Vadgesztenye-mag) – Aesculus hippocastanum Liquiritiae radix (Édesgyökér) – Glycyrrhiza glabra Saponariae albae radix (Fehér szappangyökér) – Gypsophila paniculata 1 g porított drogot 10 ml 70%-os etanollal 10 percig melegítünk 100 ml-es Erlenmeyer lombikban 75ºC-on visszafolyós hűtőn. Miután lehűtöttük, szűrőpapíron szűrjük. Egy 5 x 10 cm-es rétegre 5-5 μl-t viszünk fel a kivonatokból. A kifejlesztő elegy desztillált víz : metanol : ecetsav : kloroform 8 : 12 : 32 : 60 arányú elegye. Miután a kifejlesztő elegy elérte a 8 cm-es fronttávolságot, a rétegeket szobahőmérsékleten megszárítjuk, majd kénsavas ánizsaldehid reagenssel hívjuk elő. 5 percre 105ºC-os szárítószekrénybe tesszük, majd látható fényben értékeljük. Irodalmi Rf-értékek: Hederae helicis folium: Rf (hederakozid B és C) = 0,15-0,2 (sötét szürkéskék), Rf (α- és βhederin) = 0,7 (halvány ibolya) Hippocastani semen: Rf (eszcin) = 0,45 (ibolya) Liquiritiae radix: 6-7 kék, ibolya és barna zóna Rf 0,1 és 0,65 között, Rf (glicirrizin) = 0,4 (ibolya), Rf 0,5 körül egy nagyobb barna színű zóna (flavonoidok és kalkonok) Saponariae albae radix: Rf 0,05-0,1 körül egy barnás fekete zóna látható, felette pedig 0,150,4 Rf érték között 5-6 halvány ibolyaszínű zóna Megfigyelés, eredmények:

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Írjon példákat a szaponin-tartalmú drogok gyógyászati és ipari felhasználására! 2. Írja le a Liebermann-Burchard reakció magyarázatát! 3. Döntse el, hogy az alábbi állítások igazak vagy hamisak! (5 pont) • A hivatalos gyógyászatban alkalmazott szaponin-tartalmú drogok többsége szteroid szaponinokat tartalmaz, néhány drog ezen felül vagy kizárólag triterpénglikozidokat. • A szaponinok a hozzájuk kapcsolódó cukormolekulák miatt sokkal apolárosabbak, mint az aglikon szapogeninek. • A triterpén-szaponinokat tartalmazó drogok hosszútávon (több héten át) történő alkalmazása nem javasolt.

126

• A monodezmozidokkal ellentétben a bidezmozid furosztanol-glikozidoknak nincs hemolitikus aktivitásuk. • A cukormolekulák kapcsolódhatnak a C-3-OH csoporton keresztül (monodezmozidok) vagy két –OH csoporton, vagy egy –OH és egy –COOH csoporton keresztül (bidezmozidok). • A triterpén-szaponinokat tartalmazó drogok az erekbe jutva a vörösvértesteket hemolizálják, ezért erősen toxikusak. • A legegyszerűbb teszt a szaponinok jelenlétének kimutatására, ha a vizesalkoholos növényi kivonatot egy kémcsőben erőteljesen összerázzuk: ha tartósan megmaradó hab képződik, az szaponinok jelenlétére utal. • A triterpén-szaponinok a rajtuk található –COOH csoportok révén bázikus karakterűek. • A triterpén-szaponinokat tartalmazó drogok a gyógyszerek felszívódását befolyásolhatják (elősegíthetik vagy gátolhatják). 4. Mi a habszám definíciója? 5. Soroljon fel triterpén-szaponinokat tartalmazó drogokat! Drognév (magyarul)

Drognév (latinul)

127

Anyanövény (latin név)

Jegyzetek

128

7. fejezet Szívre ható glikozidokat tartalmazó drogok vizsgálata A szívre ható glikozidok tulajdonképpen szteroid glikozidok. Két fő típusukat különböztetjük meg: kardenolidok és bufadienolidok. Gyógyászati szempontból a kardenolidok jelentik a fontosabb csoportot. A kardenolidok γ-lakton (butenolid) gyűrűt tartalmazó 23 szénatomos vegyületek (pl. a digitoxigenin) (7.1 ábra). A bufadienolidok kétszeresen telítettlen δ-lakton gyűrűt tartalmazó 24 szénatomos vegyületek (pl. a szcillarenin) (7.1 ábra). Mindkét típusban a 3. szénatomon lévő β-hidroxil-csoporthoz cukormolekula vagy cukormolekulákból álló lánc kapcsolódik. A szívre ható glikozidokban többnyire deoxicukrok illetve glükóz található cukorkomponensként. Amennyiben glükóz is van a cukorláncban, az mindig a lánc végén foglal helyet. A deoxi-cukrok lehetnek 6-deoxi-cukrok (pl. L-ramnóz, D-fukóz, D-digitalóz, L-tevetóz) vagy 2,6-deoxi-cukrok (pl. D-digitoxóz, Dcimaróz, L-oleandróz) (7.2 ábra). Ezeken kívül 2-O-metil és 2-O-acetil cukrokat is fedeztek fel már szívre ható glikozidokban. Bioszintézisük során a koleszterolból képződnek. A kardenolid- és a bufadienolidglikozidok vízben, alkoholban (metanol, etanol) jól oldódnak. A természetben sokszor csak egy adott nemzetségben vagy fajban fordulnak elő. Szívre ható glikozidokat tartalmazó növénycsaládok: Apocynaceae, Liliaceae, Ranunculaceae, Fabaceae, Moraceae, Scrophulariaceae, Euphorbiaceae. A fent említett vegyületek a szívre fejtik ki hatásukat. Növelik a szívizom összehúzódásának erejét, így növelik az érpályába jutatott vér mennyiségét (pozitív inotróp hatás). Negatív kronotróp hatást is okoznak (csökkentik az aritmiát). A glikozidok hatása jelentősebb, mint az aglikon formáé. Szívre ható glikozidok alkalmazása: billentyűhiba miatt fellépő szívműködés zavar, hipertónia, atherosclerosis, asthma cardiale, „öregedő” szív. Csak orvosi felügyelet mellett alkalmazhatók. Az izolált hatóanyagok gyógyszerekben fordulnak elő. O

O 24 22 20 21

O

O

18 19

12

17 14

1

OH HO

3

10 5

7

OH

HO

H

scillarenin

digitoxygenin

(bufadienolide type) 7.1 ábra A(cardenolide kardenolid-típusú (balra) és a bufadienolid-típusú type) digitoxigenin szcillarenin (jobbra) szerkezete

129

CHO

CHO

CH2

CH2

OH

OCH3

OH

OH

OH

OH

CH3

CH3

7.2 ábra A D-digitoxóz (balra) és a D-cimaróz (jobbra) szerkezete

130

Nerium oleander, leander

Leonurus cardiaca, szúrós gyöngyajak

Nerii folium (Leanderlevél)

Leonuri cardiacae herba (Szúrós gyöngyajak virágos hajtás)


Strophanthus kombe, sztrofantusz, kombé


Strophanthi (kombé) semen (Sztrofantusz mag)

Szaga, Íze

Digitalis lanata, gyapjas gyűszűvirág


Digitalis lanatae folium (Gyapjas gyűszűvirág levél)


Digitalis purpurea, piros gyűszűvirág

Alakja, Mérete

Digitalis purpureae folium (Piros gyűszűvirág levél)

Drog

131

Lamiaceae

Apocynaceae

Apocynaceae

Scrophulariaceae

Scrophulariaceae

Család



B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK NERII FOLIUM A leánderlevél szárazságtűrő bélyegei:  vastag kutikula  ….... sejtsoros epidermisz  mélyen besüllyedt, szőrökkel bélelt üregben (…………………………) található gázcserenyílás Jelölje a mikrofotókon az alábbiakat:  kutikula, színi és fonáki epidermisz, oszlopos alapszövet, edénynyaláb (levélér), kalcium-oxalát rozetta kristály, sztómakripta

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT KÉMCSŐREAKCIÓK Digitalis purpureae folium (Piros gyűszűvirág levél) – Digitalis purpurea Convallariae herba (Gyöngyvirág virágos hajtás) – Convallaria majalis Kivonat készítése: 2,0 g porított drogot 5 percig forró vízfürdőn melegítünk 20 ml 50%-os etanol és 10 ml 10%-os ólom-acetát oldat elegyével. Lehűtés után a szuszpenziót centrifugáljuk, majd a tiszta felülúszót 2 x 15 ml kloroformmal kirázzuk. A kloroformos kivonatot egyesítjük, vízmentes Na2SO4-on szűrjük és mérőhengerben 25 ml-es törzsoldatot készítünk. Ezen kivonat 5 ml-es részleteivel végezzük el az alábbi kémcsőreakciókat. KELLER-KILIANI-reakció A kloroformos törzsoldat 5 ml-es részletét bepárlótálban vízfürdőn szárazra pároljuk, majd a maradékot 3 ml tömény ecetsavban feloldjuk, és 1 csepp R-vas(III)-klorid-oldatot hozzáadva óvatosan száraz kémcsőben lévő kb. 2 ml tömény kénsavra rétegezzük. A folyadékok érintkező felületén barnásvörös gyűrű keletkezik, felette az ecetsavas rész jellemzően kékeszöldre színeződik.

132

Magyarázat: Tömény sav hatására a digitoxóz furfurollá alakul, amely jégecetes közegben kékeszöld színű. A folyadékok érintkező felületénél keletkező barnásvörös gyűrű a terpénváz reakciója. KEDDE-reakció 5 ml kloroformos kivonatot bepárlótálban, vízfürdőn szárazra párolunk. A maradékhoz 2 ml alkoholos 3,5-dinitrobenzoesav-oldatot és 1 ml N-nátrium-hidroxid oldatot adunk. Azonnal vörösibolya szín keletkezik, amely állás után eltűnik. Magyarázat: Első lépésként kardenolid-anion keletkezik, melyből nitrovegyület hatására színes anion jön létre. A laktongyűrű későbbi hidrolízise miatt a színanyag 7-10 perc alatt elbomlik. A reakció 5-tagú, α-, β-, telítettlen γ-laktongyűrű kimutatására szolgál, és a laktongyűrű kettőskötésének alkáli-katalizált eltolódásán, proton disszociáción alapul. BAJLET-próba 5 ml kloroformos kivonatot bepárlótálban, vízfürdőn szárazra párolunk. A maradékhoz 3 ml metanolos pikrinsav-oldatot, majd 1 ml N-nátrium-hidroxid oldatot adunk. Az elegy halvány borvörös színű lesz. Vakpróba: 3 ml metanolos pikrinsav-oldat és 1 ml N-NaOH-oldat. Magyarázat (7.3 ábra): A színképződés, hasonlóan a Kedde-reakcióhoz, a kardenolid-anion és a polinitrovegyület (pikrinsav) kapcsolódásával keletkezik. A komplex disszociációs állandója hőmérsékletfüggő. A szín fennmaradása érdekében a hőmérséklet betartása lényeges.

OH O 2N

NO2

NO2 pikrinsav

OH OH-

R O

O

pikrát

R O

O2N

R

O

O

NO2

O N

kardenolid-anion

O

O

narancsvörös komplex

7.3 ábra BAJLET-próba

133

LEGAL-próba 5 ml kloroformos kivonatot bepárlótálban vízfürdőn szárazra párolunk. A maradékhoz 1 ml vizet, néhány csepp 10%-os nátrium-hidroxidot és 1 ml 0,3%-os nitroprusszid-nátrium-oldatot adunk. Az oldat sötét vörösre színeződik. Vakpróba: 1 ml víz, néhány csepp 10%-os nátriumhidroxid és 1 ml 0,3%-os nitroprusszid-nátrium-oldat. Magyarázat (7.4 ábra): A nitroprusszid-Na lúgos közegben piros színeződést ad, a reakció a telítetlen laktongyűrű és a reagens reaktív NO-csoportjának kondenzációján alapul. A színt a keletkező izonitrozo-származék adja. OH-

R O

R

R O

O

N

O

R

N OH

+ O

O

O

kardenolid-anion

O

O

izonitrozo vegyület

7.4 ábra LEGAL-próba

XANTHIDROLOS-reakció 5 ml kloroformos kivonatot bepárlótálban vízfürdőn bepárolunk, a maradékhoz 3 ml xanthidrol reagenst adunk és vízfürdőn 3 percig melegítjük. 2-dezoxicukrok jelenlétében vöröses színeződés keletkezik. A reakció érzékeny, kvantitatív fotometriás meghatározásra is alkalmas. 2. GYAKORLAT Szívre ható glikozidok kivonása és kimutatása vékonyréteg-kromatográfiával Digitalis purpureae folium (Piros gyűszűvirág levél) – Digitalis purpurea Convallariae herba (Gyöngyvirág virágos hajtás) – Convallaria majalis Kivonás: 1. Pontosan lemért 5 g finoman porított drogot 30 ml 50% etanol és 10 ml 10%-os ólomacetát elegyével 15 percig extrahálunk vízfürdőn 60°C-on, visszafolyós hűtőt alkalmazva. 2. A kivonatot lehűtjük, szűrjük, majd 3 x 30 ml diklórmetán-izopropanol (3:2) eleggyel kirázzuk (figyelni kell az emulzióképződés elkerülésére). Az alsó fázisokat egyesítjük, vízmentes Na2SO4-tal vízmentesítjük, majd szárazra pároljuk. A maradékból kloroform-metanol (1:1) eleggyel 2 ml-es törzsoldatot készítünk. Vékonyréteg-kromatográfiás elválasztás és azonosítás: 1. Digitoxin, lanatozid A referenciaoldatok készítése: a standard vegyületekből 5,0-5,0 mg-ot lemérünk és 2,0-2,0 ml metanolban feloldjuk 60°C-on. 2. Konvallatoxin referenciaoldat készítése: a standard vegyületből 3,0 mg-ot lemérünk és 1,0 ml 80%-os etanolban feloldjuk 60°C-on.

134

3. A mintaoldatokból 30-50 µl-t, míg a referenciaoldatokból 5 µl-t 10 x 10 cm-es szilikagél adszorbensű vékonyréteg-kromatografáló lapra osztott jelű üvegkapillárissal felcseppentünk. 4. Előzőleg a réteglapon kijelöljük a felcseppentési helyeket, illetve a kifejlesztés tervezett távolságát. A felcseppentés során a megadott mintatérfogatokat több apró részletben juttatjuk az adszorbens felületére. A mintafelvitelt időközönként megszakítva hideg levegő fúvatásával biztosítjuk, hogy a minta a lehető legkisebb rétegfelületre tömörüljön. 5. A felcseppentések megkezdése előtt a kromatografáló kamrába etilacetát – metanol – víz 100:13,5:10 v/v arányú elegyéből 10 ml-t öntünk. Ezután a kamrát 20 percig telítjük az oldószerelegy gőzével. 6. A mintafelvitelt követően a réteglapot az így előkészített kamrába helyezzük. Amikor az oldószerelegy eléri az előzetesen kijelölt távolságot, a réteglapot a kamrából kiemeljük. 7. A szobahőmérsékleten megszárított réteglapot Kedde előhívóoldattal elszívófülke alatt bepermetezzük. 8. Ezt követően a réteglapot szobahőmérsékleten megszárítjuk, majd természetes fényben vizsgáljuk. Kedde-előhívóoldat: 5 ml frissen készített 3%-os etanolos 3,5-dinitrobenzoesav-oldatot összekeverünk 5 ml 2 M NaOH oldattal. Az előhívó kardenolid-típusú szívre ható glikozidok kimutatására alkalmas. Eredmények: A kromatogramon, egyéb foltok mellett, a digitoxin (Rf 0,6-0,75), a lanatozid A (Rf 0,3-0,4) (Digitalis lanatae folium) és a konvallatoxin (Rf 0,4-0,5) (Convallariae herba) viola színű foltjai láthatók. Jegyzőkönyvünkbe ragasszuk be a réteglapot és számoljuk ki a különböző mintákban azonosított három komponens retenciós faktorát. Az értékeket az alábbi táblázatba rögzítsük. A mintákban azonosított komponensek foltját hasonlítsuk össze a nekik megfelelő standard vegyület foltjával, és a felületnagyság alapján becsüljük meg a kivonatok digitoxin-, lanatozid A- és konvallatoxin-tartalmát.

135

Minta

Számolt Rf értéke

digitoxin standard lanatozid A standard konvallatoxin standard digitoxin a Digitalis lanatae folium mintában lanatozid A a Digitalis lanatae folium mintában konvallatoxin a Convallariae herba mintában Réteglap helye:

136

Komponens színe

Becsült főkomponenstartalom (µg-ban) az egyes kivonatokban

Számolás:

Gyakorló feladat Töltse ki az alábbi táblázatot! Növény Digitalis purpurea Digitalis lanata

Szívglikozidok növényi előfordulása Drog Digitalis purpureae folium

Fő aglikon digitoxigenin sztrofantidin

Convallariae herba Adonis vernalis Leonurus cardiaca szcillarenin Hellebori radix

137

Jegyzetek

138

8. fejezet Alkaloidokat tartalmazó drogok vizsgálata Alkaloidoknak nevezzük az élővilágban korlátozott mennyiségben előforduló gyűrűs, szerves, bázikus tulajdonságú vegyületeket, amelyek a N-atomot negatív oxidációs fokú állapotban tartalmazzák. A növényekben szekunder anyagcseretermékek, amelyek bioszintézise többnyire aminosavakból indul ki. Leggyakoribb kiindulási vegyületeik az ornitin, lizin, fenilalanin, tirozin, triptofán, glicin és a hisztidin. Előfordulásukat tekintve a növényvilágon kívül, állati szervezetekben (pl. rovarok, békák), gombákban (pl. anyarozs) valamint egyes baktériumokban is megtalálhatók. A növényekben általában a nagy sejtaktivitású szövetekben (levél, gyökér) koncentrálódnak, de felhalmozódhatnak a kéregben és a maghéjban is. Főként szerves savakkal képzett (pl. citromsav, almasav, borkősav, benzoesav) vízben oldható só formában vagy fenolsavakhoz kötötten fordulnak elő a sejtek vakuólumaiban. Erős farmakológiai hatással rendelkeznek, így már kis mennyiségben is toxikus hatásúak lehetnek az emberi és állati szervezetre. A növények alkaloid-tartalma ökológiai szempontból szintén jelentős: egyes növényevő állatokra riasztó hatást gyakorolhatnak, illetve akadályozhatják más növények fejlődését (allelopátia) is. Csoportosításuk történhet keletkezésük, kémiai szerkezetük, valamint a kiindulási aminosav alapján is. Szerkezetükre főként a következő N-tartalmú heterociklusok a legjellemzőbbek: pirrol, pirrolidin, piridin, piperidin, indol, kinolin és izokinolin. Keletkezés szerint az alábbi kategóriákba sorolhatók:  Pszeudoalkaloidok: Molekulájukban a szénatomok túlnyomó többsége nem aminosav eredetű, a N-atom eredete gyakran nem tisztázott. Vázuk gyakran terpenoid vegyületekből származik. Pl.: protoveratrin–A  Protoalkaloidok: Szerkezetükben a kiindulási aminosav felismerhető, a N-atom nem gyűrűbe zártan helyezkedik el. Aminosavakból általában egyszerűen dekarboxileződéssel, illetve emellett lezajló N metileződéssel keletkeznek. Pl.: kolin, efedrin, meszkalin, kapszaicin  Valódi alkaloidok: A N-atom gyűrűbe zárva helyezkedik el a molekulában. A kiindulási aminosav felismerhető, amelyből dekarboxileződéssel, esetleg dezaminálódással jön létre az alkaloid. Bizonyos esetekben a szerkezet kialakításában más, nem aminosav eredetű N tartalmú vegyületek is részt vehetnek. Pl. papaverin Kiindulási aminosavak szerint csoportosítva:  Ornitinből keletkező alkaloidok: pl.: Belladonnae radix (atropin), Hyoscyami folium (hioszciamin)  Lizinből keletkező alkaloidok: pl.: Lobeliae herba (lobelin)  Fenilalaninból keletkező alkaloidok: pl.: Capsici fructus (kapszaicin), Ephedrae herba (efedrin), Papaveris fructus sine seminibus (morfin), Ipecacuanhae radix (emetin)  Triptofánból keletkező alkaloidok: pl.: Secale cornutum (ergometrin, ergotamin), Cinchonae cortex (kinin)  Hisztidinből keletkező alkaloidok: pl.: Jaborandi folium (pilokarpin)  Glicinből felépülő alkaloidok: pl.: Coffeae semen, Theae folium (koffein) Egy-egy növényfajban több hasonló szerkezetű alkaloid is előfordulhat, amelyek jellemzőek lehetnek az adott fajra és családra egyaránt. Alkaloidokat tartalmazó fajokkal főként az Amaryllidaceae, Liliaceae, Annonaceae, Apocynaceae, Fumariaceae, Lauraceae,

139

Loganiaceae, Magnoliaceae, Menispermaceae, Papaveraceae, Ranunculaceae, Rubiaceae, Rutaceae, Solanaceae családokban találkozhatunk. Fizikai, kémiai tulajdonságaik:  színtelen, szagtalan vegyületek (ritkán színesek pl.: berberin)  szilárd, kristályos halmazállapotúak, de előfordulnak folyékonyak is (pl.: nikotin, pilokarpin, koniin)  ízük többnyire keserű  a bázisok többsége szerves oldószerben oldódik jól, sóik azonban vízben és alkoholban is oldhatók  főként bázikus tulajdonságúak (egyes képviselőik gyenge savas karakterrel is rendelkezhetnek), de léteznek kvaterner alkaloidok is (pl.: berberin)  növényekben gyenge savakhoz kötötten sóformában fordulnak elő  optikailag aktívak  jódoldattal, csersavoldattal, Mayer–reagenssel (kálium-higany(II)-tetrajodid), Dragendorff-reagennsel (kálium-bizmut (III)- tetrajodid) csapadékot képeznek  Speciális reakcióik: morfin – Marquis reakció; tropán-vázas alkaloidok – Vitali reakció; purin-vázas alkaloidok – Murexid reakció; emetin – Froehde reakció; kinin, kinidin – Grahe-próba; Secale cornutum – van Urk reakció; Cinchonae cortex – Thalleiochin-reakció. Alkaloidok kivonásának lehetőségei: Kinyerésük a különböző növényi részekből elsősorban bázikus tulajdonságukon alapul.  Klorofill tartalmú drogok esetén, amely zavarná a kivonási eljárást, elsőként híg savas oldat hozzáadásával (H2SO4, HCl) kezdjük az izolálást. A folyamat során az erősebb sav a gyengébb savat kiszorítja a sóformából, így az alkaloid erős savval alkotott formája keletkezik, amely már vízzel könnyen eltávolítható. A zavaró klorofill, mivel vízben nem oldódik, a drogban marad. Ezután a kivonathoz erős bázis oldatát (NaOH, NH4OH) adjuk, amely az erős savval sót képezve felszabadítja az alkaloid bázist, amely nagyobb mennyiségben csapadék formájában kiválhat, kisebb mennyiségben azonban szerves oldószerrel könnyen eltávolítható.  Amennyiben a drog nem tartalmaz klorofillt, az alkaloid kivonását a drogból erős bázis oldatának hozzáadásával kezdjük. Ekkor az erős bázis kiszorítva a gyenge alkaloid bázist a só formából elérhetővé teszi számunkra, a bázis szerves oldószerrel (pl. kloroform) való eltávolítását. A szennyezőanyagoktól való tisztítás lépéseként ezután az alkaloid bázist újra só formába vihetjük erős sav oldatával, majd vízzel eltávolíthatjuk a mintából. A folyamat során a szennyező anyagok nagy része a szerves oldószeres fázisban marad  Bizonyos alkaloidok a kivonási és szárítási folyamatok során racemizálódnak. Pl.: Dés L-hioszciamin (1:1) = atropin Gyógyászati felhasználásuk: Felhasználásuk igen sokféle az egyes vegyületek esetén.  Atropin: paraszimpatolitikum, hyperaciditás, gyomorfekély kezelése, simaizomgörcsoldó, pupillatágító (szemészeti készítmények), régen: asztma-cigaretták  L-hioszciamin, L-szkopolamin: görcsoldó, utazási betegség kezelése (tapasz)  Kokain: helyi érzéstelenítés (pl. szemészet)  Citizin: légzőközpont izgató − légzésbénulás ellen  Lobelin: légzésstimuláló, analepticum, dohányzásról való leszoktatásban alkalmazzák  Izolobelin: köptető  Spartein: antiaritmiás hatású 140

                    

Kapszaicin: bőrizgató, reumás panaszok kezelésére, hajhullás ellen Efedrin: szimpatomimetikum, bronchusok görcsének oldására, érszűkítő (orrcseppek) Morfin: fájdalomcsillapítás Kodein, narkotin: köhögéscsillapítás Papaverin: simaizomgörcsoldó Berberin: antibakteriális, antimikotikus Emetin, cefelin: köptető, nagy adagban hánytató hatásúak (+)- Tubokurarin: harántcsíkolt izom elernyesztésének elősegítése Ergometrin: méhizom ritmikus és tartós összehúzódását váltja ki Ergotamin: érszűkítő hatás, szülés utáni vérzéscsillapítás, migrénkezelés Reszerpin, szerpentin: nyugtató, vérnyomáscsökkentő Ajmalin: angina pectoris, szívritmus zavarok ellen Ajmalicin: agyi vérellátást fokozó Johimbin: afrodiziákum Vinkamin: vérnyomáscsökkentő, növeli az agy vérellátását, az agyi ereket tágítja Vinkrisztin, vinblasztin: mitózisgátló hatás, citosztatikumokban Sztrichnin: tonizáló, étvágyfokozó, kimerültségi állapotokban Kinin: antimaláriás és lázcsillapító hatású Kinidin: antimaláriás, antiaritmiás szer Koffein: stimuláns, élvezeti szer, kombinált fájdalomcsillapítókban a hatás fokozására Protoveratrin A,B: értágító, vérnyomáscsökkentő

N CH3

N

Nikotin

Koffein

Koffein

L-hioszciamin

HO

H

OH CH3 O

H NH CH3 (-)- Efedrin

N CH3 Morfin

HO 8.1. ábra Néhány alkaloid szerkezeti képlete

141

Szaga, Íze



142 Hyoscyamus niger, beléndek

Datura stramonium, csattanó maszlag

Hyoscyami folium (Beléndeklevél)

Stramonii folium (Csattanó maszlag levél)

Atropa belladonna, nadragulya


Belladonnae radix (Nadragulyagyökér)


Atropa belladonna, nadragulya

Alakja, Mérete

Belladonnae folium (Nadragulyalevél)

Drog

Solanaceae

Solanaceae

Solanaceae

Solanaceae

Család



143

Szaga, Íze



Piperaceae

Solanaceae

Piper nigrum, fekete bors

Capsicum annuum var. minimum, paprika; Capsicum frutescens, csilipaprika, cayenne bors

Capsici fructus (Paprikatermés)

Boraginacaeae

Boraginacaeae

Család

Piperis nigri fructus (Fekete bors)

Symphytum officinale, fekete nadálytő


Symphyti radix (Fekete nadálytő gyökér)


Pulmonaria officinalis, pettyegetett (orvosi) tüdőfű

Alakja, Mérete

Pulmonariae herba (Orvosi tüdőfű virágos hajtás)

Drog


144 Papaver rhoeas, pipacs

Chelidonium majus, vérehulló fecskefű

Papaveris rhoeados flos (Pipacssziromlevél)

Chelidonii herba (Vérehulló fecskefű virágos hajtás)

Papaveraceae

Papaveraceae

Papaveraceae

Papaver somniferum, mák

Papaveris fructus (Máktermés)


Ephedraceae

Szaga, Íze

Ephedra sinica, kínai csikófark; Ephedra distachya, közönséges csikófark


Ephedrae herba (Csikófark virágos hajtás)


Alakja, Mérete


Drog


145

Anyanövény (latin, magyar) neve Család

Cëphaelis ipecacuanha, ipekakuána, valódi hánytatógyökér

Claviceps purpurea, anyarozs

Ipecacuanhae radix (Ipekakuánagyökér)

Secale cornutum (Anyarozs)

Clavicipitaceae

Rubiaceae

Monimiaceae


Peumus boldus, boldó(fa)

Szaga, Íze

Boldi folium (Boldólevél)


Fumariaceae


Fumaria officinalis, orvosi füstike

Alakja, Mérete

Fumariae herba (Orvosi füstike virágos hajtás)

Drog


146

Szaga, Íze


Vinca minor, kis télizöldmeténg

Rauwolfia serpentina, indiai vérnyomáscserje, kígyógyökér


Coffea arabica, arab kávé


Coffeae semen (Kávémag)


Cinchona pubescens, vörös kínafa

Alakja, Mérete

Cinchonae cortex (Vörös kínafa kéreg)

Vincae minoris herba (Kis télizöld virágos hajtás)

Rauwolfiae radix (Rauwolfia gyökér)

Drog

Rubiaceae

Rubiaceae

Apocynaceae

Apocynaceae

Család


147 Theobroma cacao, kakaó(fa)

Cola acuminata, kóla(dió)

Cacao semen (Kakaómag)

Colae semen (Kóladiómag)

Sterculiaceae

Sterculiaceae

Theaceae

Camellia /Thea sinensis, tea

Theae folium (Tealevél)


Aquifoliaceae

Szaga, Íze

Ilex paraguariensis, matétea


Mate folium (Matélevél)


Alakja, Mérete


Drog


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK BOLDI FOLIUM Rajzolja le a boldólevélen található fedőszőröket! Milyen elrendeződés jellemző rájuk?

Milyen jellegzetes sejtek láthatók a szivacsos parenchimasejtek között? Rajzolja le őket! Milyen alakú Ca(COO)2 kristályok jellemzőek a boldólevélre? Rajzolja le őket!

CHELIDONII HERBA Rajzolja le az elporított vérehulló fecskefű drogban látható sárgásbarna anyagot tartalmazó tejcsöveket és a derített sziromleveleken látható halványsárga olajcseppeket!

PAPAVERIS RHOEADOS FLOS A drogpor …………………………… színű, a bőrszövet töredékein ………………………… sztómaapparátusok láthatók. A kb. 30 μm átmérőjű virágporszemek ………………………… alakúak, …………. csírakapu található rajtuk (= …………………..……. pollenszemek). Az edények fala ……………………………… ……………………………………

148

Rajzolja le a drogpor mikroszkópos képét!

BELLADONNAE FOLIUM, STRAMONII FOLIUM Rajzolja le a derített nadragulyalevél és a csattanó maszlag levél mikroszkópban látott képét, majd jelölje a kristályokat!

Hasonlítsa össze a preparátumokat az alábbi szempontok alapján: kalcium-oxalát kristály alakja, típusa

kristálytartó sejtek (idioblasztok) mérete

Belladonnae folium Stramoinii folium

149

kristálytartó sejtek száma 1-1 érszigeten (legkisebb erek által határolt területen) belül

CAPSICI FRUCTUS A paprikatermést kívülről az …………………. határolja. Alatta húzódik a néhány sejtsoros ……….dermisz. Az alapszöveti sejtekben helyenként ……………………. ……………. edénynyalábok figyelhetőek meg. A termésfal belseje felé haladva egyre nagyobb méretű, vékonyfalú sejtek láthatóak, a legbelső, bőrszövettel határos sejtsort az …………….sejtek alkotják. Friss chili paprikából kézi metszéssel készítsen minél vékonyabb metszetet, vizsgálja meg mikroszkóp alatt, rajzolja le, majd jelölje a rajzon a fent megnevezett szövettani struktúrákat!

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Tropán-vázas alkaloidok kimutatása Vitali reakcióval Belladonnae folium (Nadragulyalevél) – Atropa belladonna Stramonii folium (Csattanó maszlag levél) – Datura stramonium 1 g elporított drogot pár csepp R-ammóniaoldattal átnedvesítünk dörzsmozsárban, majd ehhez 20 ml kloroformot adva 50 ml-es csiszolatos Erlenmeyer lombikba helyezve 5 percig rázógépre tesszük. A kloroformos kivonatot porcelántálba szűrjük, majd vízfürdőn szárazra pároljuk. A maradékhoz egy csepp cc. HNO3 oldatot adunk, majd ismét bepároljuk. Ezután 12 db kálium-hidroxid pasztillát téve a tálba, 2 csepp 96%-os alkohollal lecseppentjük. Figyeljük meg a kivonat elszíneződését! A kivonat színe:.................................................. A reakció magyarázata: Tömény salétromsav hatására a benzolgyűrű para-helyzetben nitrálódik, alkoholos hidroxil csoportja pedig észtert képez. A kialakuló vegyület egy salétromsav kihasadásával 4’-nitroapoatropinná alakul, amely lúgos oldatban több mezomer határszerkezettel leírható színes aniont képez.

150

H3C

N O C CH

NO2

- HONO2

H3C

N O C CH

O CH2

NO2

O CH2

ONO2 OH

H3C

N O C C

NO2

O CH2OH

8.2 ábra A Vitali rekació magyarázata 2. GYAKORLAT Papaveris fructus alkaloidjainak kimutatása Marquis rekcióval Papaveris fructus sine seminibus (Máktermés magok nélkül) – Papaver somniferum 0,5 g máktermést dörzsmozsárban elporítunk, amelyet ezután 10 csepp R-ammóniaoldattal nedvesítünk át. Ezután a mozsár tartalmához 10 ml diklórmetánt adva csiszolatos Erlenmeyer lombikba helyezzük, néhány percig erőteljesen rázzuk. A kivonatot szűrőpapíron porcelántálba szűrjük és a szüredéket szárazra pároljuk. A maradék 1-2 csepp formaldehides tömény kénsav (1 csepp formaldehid, 1 ml cc. H2SO4-hez adva) hatására elszíneződik. Figyeljük meg a színváltozást és jegyezzük fel! A maradék színe........................................................ A reakció magyarázata: Fenolokra jellemző kondenzációs reakció játszódik le, amelynek eredményeként diarilmetán típusú színezék keletkezik. A reakcióban szerepük lehet a szekunder hidroxilcsoportoknak is.

151

OH

OH

O

O

HO

O

2

+

OH

+

H

H

N

N CH3

H3C 

cc.H2SO 4

OH

O

O

O

HO

OH H

H

N

N CH3

H3C +

H OH

H

OH

OH

O

H

H

N

N CH3

OH

H

N

O

HO

OH H

OH

C

O

O

HO

H

N CH3

H3C

H3C

8.3 ábra Marquis reakció 3. GYAKORLAT Xantin-származékok kimutatása Murexid próbával Coffeae semen (Kávémag) – Coffea arabica Theae folium (Tealevél) – Camellia sinensis 0,5 g drogot 5ml 1 N kénsavval forrásig melegítünk, majd forrón szűrőpapír segítségével megszűrünk. Az oldat pH-ját kb 9-re állítjuk be 6 N ammónia-oldat valamint lakmuszpapír segítségével. Ezután a kivonatot választótölcsérben 5 ml kloroformmal rázzuk ki. A kloroformos fázist vattán porcelántálba szűrjük és vízfürdőn szárazra pároljuk. Ezután a maradékhoz 3 csepp cc. HCl-t adunk, majd ismét szárazra pároljuk. A maradékhoz néhány csepp 6 N ammónia-oldatot cseppentünk és megfigyeljük a színváltozást. Az oldat színe 6 N ammónia oldat hozzáadása után:........................................................... A reakció magyarázata: A purin vázas alkaloidokból savas közeg és oxidálószer hatására oxidált pirimidin-származékok [alloxán (2), uramil (3), dialursav (4)] keletkeznek, amelyek ammónia-oldat hozzáadására purpursavvá (5) egyesülnek. A purpursav ammóniumsója adja a jellegzetes elszíneződést (6: murexid).

152

1

3

2

4

5

6

8.4 ábra Murexid reakció 4. GYAKORLAT Secale alkaloidok kimutatása van Urk reakcióval Secale cornutum (Anyarozs) – Claviceps purpurea Secale cornutum drogporát cc. ammóniával lúgosítjuk, majd etilacetáttal rázogatással kivonjuk. Szűrés után a kivonatot 1%-os bórkősavval extraháljuk. A bórkősavas fázist NaOH-val pH = 5,3-ra beállítjuk és diklórmetánnal kirázzuk (I. diklórmetános fázis). A vizes frakció pH-ját ezután NaOH-val 8-ra állítjuk be és újra kirázzuk diklórmetánnal (II. diklórmetános fázis). A diklórmetános kivonatokat bepároljuk, majd 3-5 csepp van Urk reagenst (p-dimetil-amino benzaldehid cc. kénsavas oldata) és 2-3 csepp H2O2-t adunk a betöményített kivonatokhoz. Ibolyás-kék elszíneződést tapasztalunk, a reakció az indolgyűrűn megy végbe.

153

R O

C

R

R N

CHO

CH3

O

C

N

H3C

CH3

C

N

O

+

NH

H3C

N

CH3

C

NH

N

H3C

N

CH3

ibolya

8.5 ábra van Urk reakció 5. GYAKORLAT Atropin kimutatása vékonyréteg-kromatográfiás módszerrel Belladonnae folium (Nadragulyalevél) – Atropa belladonna Belladonnae radix (Nadragulyagyökér) – Atropa belladonna Gyökérdrog előkészítése: 4,0 g porított drogot dörzsmozsárban 2 ml cc. NH4OH oldattal átnedvesítünk és 50 ml-es Erlenmeyer lombikba helyezzük. A lombik tartalmához 20 ml kloroformot adunk, majd 10 percre rázógépre tesszük. A kivonatot vízmentes nátrium-szulfátot tartalmazó vattán szűrjük, majd vákuum-desztillációval 5 ml-re betöményítjük. Levéldrog előkészítése: 4,0 g porított drogot 2x30 ml 2%-os kénsavval rázunk ki tisztítási lépés céljából. A fázisokat egyesítjük, a pH-t kb. 9-re állítjuk be cc. NH4OH oldat segítségével. Ezután az oldatot választótölcsérben 2x30 ml kloroformmal rázzuk össze. A kloroformos fázisokat összegyűjtve, vízmentes nátrium-szulfátot tartalmazó vattán szűrjük, majd vákuum-desztillációval 5 ml-re töményítjük be. Standard oldatok: 2,5 mg/ml koncentrációjú, metanolban oldott atropin-szulfát. Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 5 x 10 cm Mintafelvitel: A gyökér- és levéldrog kivonatának 5 μl-ét, valamint a standard 2 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: 0,2 M nátrium-acetát : metanol : kloroform (1:6:3) Kifejlesztés: Telített fronttávolságig.

gőzterű

kromatografáló

Előhívó elegy: Dragendorff-reagens

154

kamrában

(Camag),

8

cm-es

Előhívás után a rétegeket 5 percre 90oC-os szárítószekrénybe helyezzük és a rétegeket látható fényben értékeljük. Rétegek értékelése: Határozza meg az alkaloid komponensek retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (atropin): 0,45 Réteglap helye, számolás:

155

6. GYAKORLAT Purin-vázas alkaloidok kimutatása vékonyréteg-kromatográfiával Coffeae semen (Kávémag) – Coffea arabica Theae folium (Tealevél) – Camellia sinensis Cacao semen (Kakaómag) – Theobroma cacao Minták előkészítése: 1 g vizsgálandó anyagból 5,5 ml 96 %-os etanol, 3 ml kloroform, 1,5 ml víz elegyének hozzáadásával, forró vízfürdőn végezzük a kivonást 5 percig. A kivonatot szűrőpapíron főzőpohárba szűrjük. Standard oldatok: 1 mg/ml koncentrációjú metanolban oldott koffein, teofillin és teobromin standard. Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 10 x 10 cm Mintafelvitel: A kivonatok 5 μl-ét sávban, valamint a standard 1 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: Etil-acetát : metanol : víz (77:33:10) Kifejlesztés: Telítetlen gőzterű kromatografáló kamrában (Camag), 8 cm-es fronttávolságig. A rétegeket UV fényben 254 nm-en értékeljük. Rétegek értékelése: Határozza meg az alkaloid komponensek retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (koffein): 0,5  Rf (teofillin): 0,7  Rf (teobromin):0,3 Réteglap helye, számolás:

156

7. GYAKORLAT Nikotin kivonása és vizsgálata vékonyréteg-kromatográfiával Vizsgálat menete: Vizsgált anyagok: Dohányminták Minták előkészítése: A cigarettát kibontjuk, a dohánylevelet csiszolatos Erlenmeyer lombikba helyezzük, 20 ml metanol hozzáadásával a kivonást 10 percig rázógépen végezzük, majd a kivonatokat szűrőpapíron megszűrjük. Standard oldatok: 1 mg/ml koncentrációjú nikotin standard. Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 5 x 10 cm Mintafelvitel: A kivonatok 5 μl-ét, valamint a standard 1 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: kloroform : metanol (8:2) Kifejlesztés: Telített fronttávolságig.

gőzterű

kromatografáló

kamrában

(Camag),

8

cm-es

Előhívó elegy: Előhívás előtt a rétegeket UV fény alatt 254 és 365 nm-en vizsgáljuk. Ezután Dragendorff-reagenst alkalmazunk. Előhívás után a rétegeket 3 percre 90°C-os szárítószekrénybe helyezzük és a rétegeket látható fényben értékeljük. Rétegek értékelése: Határozza meg a minták nikotin komponenseinek retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (nikotin): 0,6 Réteglap helye, számolás

157

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Keletkezés szerint hogyan csoportosíthatók az alkaloidok? Írjon minden csoporthoz egyegy példát is! 1)........................................................... példa: ..................................................... 2)........................................................... példa: ..................................................... 3)........................................................... példa: ..................................................... 2. Nevezze meg az alkaloidok VRK vizsgálata során alkalmazott előhívót! 3. Hogyan izolálunk alkaloidot klorofill tartalmú drog esetén? 4. Töltse ki a táblázat hiányzó elemeit! Gyógyászati felhasználás

Alkaloid Citizin

paraszimpatolitikum, pupillatágító a méhizom ritmikus és tartós összehúzódását váltja ki Vinkrisztin Kinidin L-hioszciamin bőrizgató, reumás panaszok kezelésére bronchusok görcsének oldására, érszűkítő Sztrichnin 5. Mely specifikus reakciókkal mutathatók ki az alábbi alkaloidok?  Atropin:  Koffein:  Kinin:  Ergometrin:  Emetin:  Morfin: 6. Rajzolja fel az (-)- efedrin, a koffein és a nikotin képletét!

158

7. Töltse ki az alábbi táblázatot!

Ornitinből keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

Lizinből keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

Fenilalaninból keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

Triptofánból keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

Glicinből keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

Hisztidinből keletkező alkaloidokat tartalmazó drogok

159

Jegyzetek

160

9. fejezet Antranoidokat tartalmazó drogok vizsgálata Az antrakinonok kémiai tulajdonságai:  Az antrakinon származékok aromás, három gyűrűt tartalmazó vegyületek. Az antronok esetében a középső gyűrűn egy, az antrakinonoknál két karbonil-csoport található. Az 1-es és 8-as C-atomon mindig van –OH csoport, a 6-os C-atomon szintén gyakori, a 3-as C-atomon pedig –CH3, –CH2OH vagy –COOH csoportot tartalmaznak.  A növényekben általában glikozidok formájában fordulnak elő, lehetnek O- vagy Cglikozidok.  A gyűrű számozása: O 1

8 7

9

6

10 5

O

 

2 3 4

Az aglikonok pl. kloroformban, éterben oldhatók, a glikozidok pl. meleg vízben, alkoholban. A növényi drogokban megtalálható antrakinonok 5 alap típusa a krizofanol, frangulaemodin, fiszcion, aloe-emodin és a rein.

Gyógyászati szerepük:  A szervezetbe jutva a bélben az Escherichia coli baktériumok a glikozidokat aglikonokká alakítják, a hashajtó hatásért az aglikonok felelősek: fokozzák a bélperisztaltikát, valamint csökkentik a víz és az elektrolitok felszívódását. A hatás kb. 6-8 óra múlva alakul ki. Mivel a hosszú távú alkalmazás folyadék- és elektrolitzavarok (pl. hipokalémia) kialakulásához vezethet, ezért alkalmazásuk csak rövid ideig ajánlott (max. 1-2 hét).  Mellékhatásként alhasi vérbőséget és görcsös hasfájást okozhatnak, tilos alkalmazni o gyerekeknél 12 éves kor alatt o bélelzáródás, bélgyulladás esetén o spasztikus székrekedés esetén (mivel fokozhatja a görcsöket) o terhesség és szoptatás alatt o friss alhasi műtéten átesett betegek esetén  Ha a vizelet lúgos, a szervezetben is lejátszódhat a Bornträger-reakció és a vizelet pirosra színeződhet → a betegeket figyelmeztetni kell.

161

OH

antranol

O tautomerizáció

oxidáció

O

redukció

H H antron

O antrakinon oxidáció O

OH

H OH oxantron

oxidáció

tautomerizáció OH antrahidrokinon O

O

oxidáció H

H

O naftodiantron

O diantron

9.1. ábra. Antranoid alapvázak

162

Szaga, Íze



163 Rheum palmatum, tenyeres rebarbara; Rheum officinale, orvosi rebarbara

Aloe ferox, tövises aloé

Rhei radix (Tenyeres és orvosi rebarbara gyökér)

Aloe capensis (Tövises aloé)

Rhamnus purshiana, kaszkarabokor


Rhamni purshianae cortex (Kaszkarabokor kéreg)


Rhamnus frangula, kutyabenge

Alakja, Mérete

Frangulae cortex (Kutyabengekéreg)

Drog

Asphodelaceae

Polygonaceae

Rhamnaceae

Rhamnaceae

Család



164

Szaga, Íze



Sennae folium (Szennalevél)

Cassia angustifolia, Tinnevelly szenna; Cassia senna, Alexandriai szenna

Cassia senna, Alexandriai szenna


Sennae fructus acutifoliae (Alexandriai szenna termés)


Cassia angustifolia, Tinnevelly szenna

Alakja, Mérete

Sennae fructus angustifoliae (Tinnevelly szenna termés)

Drog

Caesalpiniaceae

Caesalpiniaceae

Caesalpiniaceae

Család


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK FRANGULAE CORTEX Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  periderma, háncsrostok, bélsugarak

RHEI RADIX Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  periderma, elsődleges kéreg, központi henger, kalcium-oxalát rozetta

SENNAE FOLIUM Jelölje a mikrofotón az alábbiakat:  színi epidermisz, fonáki epidermisz, nyálkasejtek, rövidebb sejtekből álló paliszád parenchima, hosszabb, hullámos falú sejtekből álló paliszád parenchima, kollaterális zárt edénynyaláb: farész, háncsrész, sztóma zárósejtek

165

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Antrakinon-származékok kimutatása Frangulae cortex (Kutyabengekéreg) – Rhamnus frangula A kéreg belső felülete néhány csepp 2 M-os nátrium-hidroxidtól piros színű lesz. Megfigyelés, eredmények:

2. GYAKORLAT Diantron származékok kimutatása Hyperici herba (Közönséges orbáncfű virágos hajtás) – Hypericum perforatum Az elporított drog 2%-os kálium-hidroxiddal lecseppentve zöldes színű lesz. Megfigyelés, eredmények:

3. GYAKORLAT Bornträger-reakció Frangulae cortex (Kutyabengekéreg) – Rhamnus frangula Rhei radix (Rebarbaragyökér) – Rheum palmatum, Rheum officinale Sennae folium (Szennalevél) – Cassia senna (C. acutifolia), Cassia angustifolia Sennae fructus (Szennatermés) – Cassia senna (C. acutifolia), Cassia angustifolia 0,5 g drogport 5 ml kloroformmal 5 percig erőteljesen rázogatunk, majd megszűrjük. A szűrlethez 5 ml 10%-os ammónia-oldatot adunk, majd összerázzuk. Az alsó fázis a ……………………………, a felső fázis a ………………………………. A vizes fázis meggy- vagy narancsvörös színű lesz. Magyarázat: Az antrakinon aglikonok (emodinok) kloroformmal kivonhatók és a híg lúgos fázisba átrázhatók, amelyben piros színnel oldódnak. A vörös vagy narancsvörös színeződés a keletkezett fenolátok mezomériájára vezethető vissza.

166

A Bornträger-reakció csak az O-glikozidok kimutatására alkalmas. Ha a C-glikozidokat szeretnénk kimutatni, akkor a porított drogot először 2 ml 5%-os FeCl3 és 2 ml 6 N-os HCl elegyével kell forralni, majd lehűtés után kloroformmal kirázni, végül a kloroformos fázist rázzuk ki ammóniával. OH

O

OH

O

H

O

O

O

O

H

O

+ lúg R

R1 O

R

R1

R

O

R1 O


Drog

4. GYAKORLAT Bórax teszt (Schouteten reakció) 0,05 g aloéhoz 50 ml desztillált vizet adunk, 5 percig melegítjük 80ºC-os vízfürdőn, majd szűrőpapíron megszűrjük. A szűrlet 5 ml-éhez 0,2 g bóraxot adunk, és enyhén melegítjük, amíg feloldódik. Ebből az oldatból néhány cseppet egy desztillált vizet tartalmazó kémcsőbe cseppentünk. A zöld színű fluoreszcencia az antranolok jelenlétét mutatja. A reakció nem specifikus, minden aloe alfaj esetén azonos. Megfigyelés, eredmények:

5. GYAKORLAT Rosenthaler reakció A „Bórax teszt”-nél elkészített szűrlet 2 ml-éhez cseppenként adagolunk bróm-oldatot. Halványsárga csapadék jelzi a tetrabromaloin keletkezését.

167

Megfigyelés, eredmények:

6. GYAKORLAT Salétromossav teszt A „Bórax teszt”-nél elkészített szűrlethez nátrium-nitrit kristályokat és kevés ecetsavat adunk. A reakció alkalmas az aloék megkülönböztetésére. A „Curacao Aloe” élénk pink vagy kárminvörös (izobarbaloin), a „Cape Aloe”oldata halvány pink (izobarbaloin) színű lesz, ehhez képest a „Socotrine aloe” és „Zanzibar aloe”esetén a színváltozás jelentéktelen. Megfigyelés, eredmények:

7. GYAKORLAT Salétromsav teszt A „Bórax teszt”-nél elkészített szűrlethez salétromsavat adunk. Ez a reakció is alkalmas az aloék megkülönböztetésére. A „Curacao Aloe” oldata mély vörösbarna, a „Cape Aloe” először barna színű lesz, majd megzöldül, a „Socotrine aloe” halvány barnássárga, a „Zanzibar aloe”oldata pedig sárgásbarna színű. Megfigyelés, eredmények:

8. GYAKORLAT „Cupraloin” teszt (Klunge izobarbaloin teszt) 0,05 g aloéhoz adunk 10 ml desztillált vizet, 5 percig melegítjük 80ºC-os vízfürdőn, majd szűrőpapíron megszűrjük. A szűrlet 5 ml-éhez 1 csepp telített CuSO4-oldatot, majd rögtön 1 g NaCl-ot és 20 csepp 90%-os etanolt adunk. A fenti reakció szintén alkalmas az aloék megkülönböztetésére. A „Curacao Aloe” oldata órákig borvörös színű marad, a „Cape Aloe” halvány vörös színe gyorsan megsárgul, a „Socotrine aloe” és a „Zanzibar aloe”oldata pedig nem ad semmilyen színreakciót. Megfigyelés, eredmények:

168

9. GYAKORLAT Antrakinon-származékok vizsgálata vékonyréteg-kromatográfiával Aloe capensis (Kap-aloe) – Aloe ferox Frangulae cortex (Kutyabenge-kéreg) – Rhamnus frangula 

0,5 g porított kutyabenge-kéreghez 10 ml metanolt adunk, 5 percig vízfürdőn melegítjük, majd a kivonatot szűrjük.  0,1 g porított aloét 10 ml metanollal 5 percig vízfürdőn melegítünk, majd a kivonatot szűrjük. A fenti kivonatokból az 5 x 10 cm-es rétegre 10-10 μl-t viszünk fel 1 cm-es sávok formájában. Az emodin standardból 1 μl-t viszünk fel a rétegre. A futtatást telített kádban végezzük, a kifejlesztőelegy desztillált víz : metanol : etil-acetát 10 : 13,5 : 100 arányú elegye. A 8 cm-es fronttávolságig futtatott rétegeket szobahőmérsékleten szárítjuk meg, metanolos kálium-hidroxid (100 g/l) előhívóba merítjük, majd ismét szobahőmérsékleten megszárítjuk, végül 5 percre 110ºC-os szárítószekrénybe tesszük. A rétegeket UV-fényben 365 nm-en és látható fényben is értékeljük. Irodalmi Rf-értékek: A kutyabenge-kéregben Rf (glükofrangulin A) = 0,25 (narancs- vagy vörösesbarna), Rf (glükofrangulin B) = 0,3 (narancs- vagy vörösesbarna), Rf (frangulin A) = 0,75 (narancs- vagy vörösesbarna), Rf (frangula emodin) = 0,85 (narancs- vagy vörösesbarna). Az aloéban Rf (aloin) = 0,45 (sárga), Rf (aloe-emodin) = 0,9 (piros). Megfigyelés, eredmények:

169

10. GYAKORLAT Diantronok vizsgálata vékonyréteg-kromatográfiával Sennae folium (Szennalevél) – Cassia senna (C. acutifolia), Cassia angustifolia Sennae fructus (Szennatermés) – Cassia senna (C. acutifolia), Cassia angustifolia 0,5 g porított droghoz 5 ml metanolt adunk, majd 5 percig melegítjük. Szűrés után 10-10 μl kivonatot viszünk fel az 5 x 10 cm-es rétegre 1 cm-es sávok formájában. A kifejlesztést npropanol : etil-acetát : desztillált víz : ecetsav 40 : 40 : 29 : 1 arányú elegyével 8 cm-es fronttávolságig végezzük, majd a rétegeket szobahőmérsékleten megszárítjuk. A száraz rétegeket 5%-os salétromsavba merítjük, szobahőmérsékleten megszárítjuk, majd 5 percre 120ºC-os szárítószekrénybe helyezzük. Lehűlés után a rétegeket 10%-os kálium-hidroxidos metanolba merítjük, megszárítjuk, majd látható fényben értékeljük. Irodalmi Rf-értékek: Rf (szennozid A) = 0,4 (barna), Rf (szennozid B) = 0,25 (barna), Rf (szennozid C) = 0,5 (barna), Rf (szennozid D) = 0,7 (barna). A sárga foltok antrakinon aglikonok [Rf (rhein) = 0,8, Rf (emodin) = 1,0] és glikozidok (Rf = 0,3 és Rf = 0,6). Megfigyelés, eredmények:

170

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Milyen indikációban alkalmazhatók az antrakinon-tartalmú drogok? 2. Kiknél tilos antrakinonokat tartalmazó növényeket alkalmazni? 3. Rajzolja fel az antronok és az antrakinonok általános képletét, majd számozza meg a gyűrűt! 4. Mi a Bornträger-reakció magyarázata? 5. Melyik kémcsőreakciók alkalmasak az aloe-fajok azonosítására és megkülönböztetésére? 6. Rajzolja fel a diantronok és a naftodiantronok általános képletét!

171

Jegyzetek

172

10. fejezet Flavonoidokat tartalmazó drogok vizsgálata A flavonoidok növényekben előforduló, fenolos anyagok csoportjába tartozó, változatos szerkezetű vegyületek. Képviselőik közül jelenleg több mint 3000-t ismerünk, amelyeket főként magasabb rendű növénycsaládokban pl.: Polygonaceae, Fabaceae, Rutaceae, Apiaceae, Asteraceae találhatunk meg. Elsősorban szabad vagy glikozidos formában, sejtnedvben oldva fordulnak elő a növények virágaiban, termésében és gyökerében. Főként O-glikozidos formában találhatók meg, de jelentős a számuk C-glikozidos formáiknak is. Ökológiai szempontból nagy jelentőséggel bírnak a termések, levélminták élénk színének kialakításában, valamint a rovarok vonzásában is. Számos flavonoid a koncentrációtól függően serkentő vagy gátló hatású a növények fejlődésére, illetve antibakteriális, antivirális és antifungális hatásuknak köszönhetően fontos szerepük van a fertőzések elleni védekezésben. Szabadgyökfogó, antimutagén sajátságuk miatt főként az epidermisz sejtekben található flavonoidoknak nagy jelentősége van az UV-B sugárzás káros hatásainak kivédésében. A flavonoid-gyűrűk szintézise malonil-CoA-ból, p-kumársavból valamint sikimisavból kiindulva történik, amelynek eredményeként nyílt gyűrűs kalkon termék képződik. Az önmagában ritkán előforduló kalkonból ezután enzimatikus úton alakulnak ki a flavonoid csoportok jellegzetes alapvázai. Szerkezeti variabilitásuk főként a gyűrűk sokféle lehetséges oxidációjának, telítettségének, és különböző funkciós csoportokkal való szubsztituáltságának, valamint az alapvázhoz kapcsolódó különböző cukorláncoknak köszönhető. Az aglikon oxidáltságának megfelelően megkülönböztetünk (ld. 10.1 ábra):  flavonok (pl.: apigenin, luteolin)  flavonolok (pl.: kvercetin, kempferol)  flavanonok (pl.: naringenin)  flavanonolok (pl.: taxifolin)  flavan-3-olok (pl.: katechin)  flavan-3,4-diolok (pl.: leukocianidin)  antocianidinek (pl.: pelargonidin, cianidin) Izoflavonoidok, neoflavonoidok: Az izoflavonoidok esetén a fenilcsoport a benzpirán (kromon) váz 3. szénatomjához kapcsolódik a flavonoidoktól eltérően. Főként a Fabaceae családra jellemző vegyületek. Nagy mennyiségben alkalmazva fitoösztrogén hatással rendelkeznek. Az izoflavonoidok és ciklizálódott származékaik baktérium- vagy gombafertőzés, esetleg abiogén stresszor (UV-sugárzás, nehézfém) hatására felszaporodhatnak a növényekben. Ezeket az anyagokat fitoalexineknek nevezzük. A növény ellenállóképességét fokozzák. Neoflavonoidok (pl. hematoxilin) ritkábban, elsősorban a Fabaceae, Rubiaceae családban fordulnak elő. Szerkezetükre jellemző, hogy a fenilcsoport a 4. szénatomhoz kapcsolódik. Antocianinok: Az aglikonokat [2-fenil-benzopirilium (flavilium) kationokat] antocianidineknek nevezzük. Az antocianidinekhez kapcsolódhatnak cukormolekulák: a glikozidokat antocianinoknak vagy antociánoknak nevezik. Ezek a vízoldékony glikozidok fontos pigmentek, a növényekben legáltalánosabban előforduló színanyagok, felelősek majdnem az összes pink, skarlátvörös, piros, mályva, ibolya és kék virágszirmok, levelek és termések színéért a magasabb rendű növényekben. A legelterjedtebb a magenta színű cianidin, a cianidinnél egyel kevesebb hidroxil-csoportot tartalmazó pelargonidin a narancssárga, az egyel több hidroxil-csoportot

173

tartalmazó delfinidin a mályva, ibolya és kék színekért felelős. Színük függ a növényi nedvek pH-jától is (ált. savas közeg piros, lúgos közeg kék szín). Propolisz: A házi méh által készített gyantás anyag, amelyet különböző fák (pl. vadgesztenye, nyír, tölgy, fenyők, kőris, éger) rügyeiről gyűjtenek be. Funkciója a kaptár védelme, valamint a kaptár belső falának beburkolása, a rések betömése, valamint az idegen élőlények (pl.: egér, rovarok) elleni védelem. Hatóanyagai: flavánonok (pl.: pinocembrin, szakuranetin), flavánonolok (pl.: pinobankszin), flavonok (pl.: krizin, apigenin, luteolin; Fig. 10.2), flavonolok (pl.: galangin, kempferol), fahéjsav-származékok valamint mono- és szeszkviterpének. Flavonolignánok: Jelentős antioxidáns hatású vegyületek. Szerkezetüket tekintve átmenetet képeznek a flavonoidok és lignánok között. Képviselőik közül kiemelendők a máriatövis hatóanyagai: a szilibinin és a szilimarin. A szilibinin a sejtmagban található RNS-polimerázhoz kapcsolódva stimulálja annak működését, intenzívebb fehérjeszintézist eredményezve, a májsejtek regenerációját képes gyorsítani, amely mérgezéses esetekben kulcsfontosságú. A szilimarin növeli a máj glutation tartalmát, valamint javítja az oxidált/redukált forma arányát, amely szintén fontos tényező számos méreganyaggal szembeni védekezésben. A flavonoidok főbb csoportjainak alapvázait valamint ezek bioszintézisét az alábbi 10.1 ábra szemlélteti:

Flavanon Kalkon Izoflavon

Flavon

Flaván-3-ol

Flavanonol

Flavonol

Flaván-3,4-diol

Antocianidin

10.1 ábra A flavonoidok legfontosabb csoportjai

174

Fizikai, kémiai tulajdonságok:  Oldhatóság: szabad állapotban (aglikon) előfordulók: etil-acetát, kloroform; a glikozidok: metanol és etanol, meleg vízzel készült kivonatokban is megtalálhatók  Fémionokkal színes komplexet képeznek. A komplexek színének intenzitása az összflavonoid-mennyiséggel arányos, így ez mennyiségi meghatározásra is alkalmas.  FeCl3-al az 5. C-atom szabad -OH csoportja reakcióba lépve kék illetve zöld színt eredményez.  Bázisos ólom-acetáttal sárga vagy narancsszínnel fluoreszkáló komplexet képeznek  ZrOCl3-al az 5-hidroxiflavonok és flavonolok komplexet képezve UV fényben sárga színnel fluoreszkálnak.  AlCl3-al az 5-hidroxiflavonok és flavonolok sárga színű, UV fényben sárgászölden fluoreszkáló komplexet alkotnak, amely sósav hozzáadására elbomlik.  Lúgos közegben intenzív sárga színt adnak, amely izoflavon és flavanon típusok esetén halványabb. Kalkonok esetén a szín narancssárga. Gyógyászati felhasználás: Felhasználásuk igen szerteágazó és nagymértékben függ az adott komponenstől, valamint a drogban jelen levő egyéb flavonoid komponensektől.  Antibakteriális, antivirális, antifungális hatás: pl.: propolisz  Spazmolitikum: Matricariae flos  Diuretikum: pl. Equiseti herba, Ribis nigri folium  Gyulladáscsökkentő: pl. Equiseti herba (íny-, szájnyálkahártya-, bőrgyulladás), propolisz  Hajszálerek permeabilitásának csökkentésére: pl. rutin  Diaphoreticum, megfázásos megbetegedések esetén: pl.: Sambuci flos, Tiliae flos  Enyhe hashajtó hatás: Sambuci fructus  Értágító, antiaritmiás, (+)-inotróp hatás: pl. Crataegi folium cum flore  Agyi teljesítőképesség fokozására, dementia esetén: Ginkgo bilobae folium  Enyhe depresszió, feszültség, szorongás kezelésére: pl.: Hyperici herba  Májkárosodások, mérgezések (pl. gomba, alkohol) ellen: Silybi mariani fructus  C-vitamin felszívódásának elősegítésére (pl. rutin) Kvercetin

Apigenin

Luteolin Naringenin 10.2 ábra Az apigenin, kvercetin, luteolin és naringenin képlete

175

Sambucus nigra, fekete bodza

Sambuci flos (Fekete bodza virág)

176

Caprifoliaceae

Fabaceae

Sophora japonica, japánakác

Család

Sophorae japonicae flos (Japánakác virág)


Tiliaceae


Tiliae flos (Hársfavirágzat)

Szaga, Íze

Tilia cordata, kislevelű hárs; Tilia platyphyllos, nagylevelű hárs; Tilia x vulgaris, közönséges hárs


Equisetaceae


Equisetum arvense, mezei zsurló

Alakja, Mérete

Equiseti herba (Mezei zsurló meddő hajtás)

Drog



177

Ginkgonis folium (Páfrányfenyőlevél)

Crataegi fructus (Galagonyatermés)

Crataegi folium cum flore (Galagonya virágos hajtásvég)

Sambuci fructus (Fekete bodza termés)

Drog

Alakja, Mérete




Ginkgoaceae

Rosaceae

Crataegus laevigata, csere/kétbibés galagonya; C. monogyna, egybibés galagonya; C. pentagyna, ötbibés galagonya; C. nigra, fekete galagonya; C. azarolus, francia galagonya

Ginkgo biloba, páfrányfenyő

Caprifoliaceae

Család

Sambucus nigra, fekete bodza

Anyanövény (latin, magyar) neve Fő hatóanyag (-csoport) Felhasználás

178

Szaga, Íze



Violaceae

Viola arvensis, apró /mezei árvácska; Viola tricolor, vad /háromszínű árvácska

Silybum marianum, máriatövis

Violae herba cum flore (Mezei és vadárvácska virágos hajtás)

Silybi mariani fructus (Máriatövis termés)

Asteraceae

Salicaceae

Populus nigra, fekete nyár(fa)

Passifloraceae

Hypericaceae

Család

Populi gemma (Nyárfarügy)

Passiflora incarnata, északamerikai golgotavirág


Passiflorae herba (Északamerikai golgotavirág hajtás)


Hypericum perforatum, (közönséges) orbáncfű

Alakja, Mérete

Hyperici herba (Közönséges orbáncfű)

Drog


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK EQUISETUM PALUSTRE ÉS E. ARVENSE Hasonlítsa össze a két hamvasztott preparátumot az alábbi szempontok alapján: Equisetum palustre az epidermiszsejtek lefutása (pl. egyenes, hullámos, négyszögletes stb.) az egyes epidermiszléceket (az epidermisz kiemelkedő, egységnyi részeit) alkotó sejtek száma sztóma-zárósejtek belső falának fogazottsága (pl. erőteljes / finom; háromszög alakú fogak / cipzárszerűen fogazott/ ráncolt) sztóma-melléksejtek száma, alakja, elrendezése

HYPERICUM PERFORATUM SZÁRKERESZTMETSZET Az epidermisz alatt milyen típusú szilárdítószövet látható?

A szállítószövetek milyen elrendeződésűek?

Jelölje a fent megnevezett struktúrákat a mikrofotón!

szövettani

179

Equisetum arvense

HYPERICUM PERFORATUM LEVÉLKERESZTMETSZET Állítsa be a mikroszkópban a levél egy olyan részletét, amin látható a nagyméretű, a levél mezofillumát a színi epidermisztől a fonáki epidermiszig kitöltő olajjárat! Rajzolja le!

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Flavonoidok vékonyréteg-kromatográfiás vizsgálata Equiseti herba (Mezei zsúrló meddő hajtás) – Equisetum arvense Hyperici herba (Közönséges orbáncfű viragos hajtás) – Hypericum perforatum Sambuci flos (Fekete bodza virág) – Sambucus nigra Tiliae flos (Hársfavirágzat) – Tilia cordata, T. platyphyllos, Tilia × vulgaris Minták előkészítése: 1 g porított droghoz 10 ml metanolt adva 15 percig 60°C-os vízfürdőn végezzük a kivonást. Lehűlés után a szűrőpapíron megszűrt kivonatot használjuk fel. Standard oldatok: Rutin, klorogénsav, hiperozid és kávésav 1 mg/ml-es oldata. Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 10 x 10 cm Mintafelvitel: A kivonatok 5 μl-ét sávban, a standardok 1 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: Etil-acetát : hangyasav : jégecet : víz (100:11:11:27) Kifejlesztés: Telítetlen gőzterű kromatografáló kamrában (Camag), 8 cm-es fronttávolságig. Előhívó elegy: Naturstoff-polietilénglikol reagens (A és B oldat elegye)  A oldat: 1,0 g difenil-bórsav-β-etil-amino-észter 100,0 g metanolban oldva.  B oldat: 5,0 g polietilénglikol 4000 100,0 ml etanollal készült oldata.

180

Előhívás után 5 percre 90°C-os szárítószekrénybe helyezzük a réteglapokat, majd UV fényben 365 nm-en értékeljük őket. HO HO

O

Klorogénsav

O COOH HO

Kávésav

OH HO

OH

O

OH 3

O

7

HO

O

glü

O

ra OH

O HO

OH Rutin (kvercetin-3-O-rutinozid)

O

gal OH

OH Hiperozid (kvercetin-3-O-galaktozid)

10.3 ábra A kávésav, a klorogénsav, a rutin és a hiperozid képlete Rétegek értékelése: Határozzuk meg a flavonoid komponensek jelenlétét a mintákban, valamint a komponensek retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (kávésav): 0,9  Rf (hiperozid): 0,6  Rf (klorogénsav): 0,45  Rf (rutin): 0,4 Réteglap helye, számolás:

181

2. GYAKORLAT Flavonolignánok vékonyréteg-kromatográfiás kimutatása Vizsgált anyagok: Silybi mariani fructus Máriatövis kivonatot tartalmazó készítmények Vizsgálat menete: Minták előkészítése: 1 g porított drogot, ill. 1 db pontosan lemért töltettömegű kapszula tartalmát egy-egy csiszolatos Erlenmeyer lombikba helyezünk, ezután 10 ml metanolt adunk hozzá. A kivonást 10 percig rázógép segítségével végezzük. Ezután a kivonatokat szűrőpapíron szűrjük, majd meghatározott mennyiségüket VRK rétegre visszük fel. Standard oldatok: Szilibin, szilikrisztin, taxifolin 1 mg/ml-es oldata. Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 5 x 10 cm Mintafelvitel: A kivonatok 10 μl-ét sávban, a standardok 2 μl-ét pontban visszük fel a réteglapra. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy: Kloroform : aceton : hangyasav (75:16,5:8,5) Kifejlesztés: Telítetlen gőzterű kromatografáló kamrában (Camag), 8 cm-es fronttávolságig. Előhívó elegy: Naturstoff-polietilénglikol reagens Előhívás után 5 percre 90°C-os szárítószekrénybe helyezzük a réteglapokat, majd UV fényben 365 nm-en értékeljük őket.

Szilibinin

Taxifolin 10.4 ábra A szilibinin és taxifolin képlete

182

Rétegek értékelése: Határozzuk meg a flavonolignán komponensek jelenlétét a mintákban, valamint retenciós faktorukat! Tájékoztató értékek:  Rf (szilibin): 0,6  Rf (szilikrisztin): 0,35  Rf (taxifolin): 0,4

Réteglap helye, számolás:

3. GYAKORLAT Flavonoid-tartalom meghatározás spektrofotometriás módszer segítségével Betulae folium (Nyírfalevél) – Betula pendula, B. pubescens Equiseti herba (Mezei zsúrló meddő hajtás) – Equisetum arvense – (0,8 g) min: 0,3% (izokvercitrozidban kifejezve) Leonuri cardiacae herba (Szúrós gyöngyajak viragos hajtás) – Leonurus cardiaca Sambuci flos (Fekete bodza virág) – Sambucus nigra – (0,6 g) min: 0,8% (izokvercitrozidban kifejezve) Solidaginis herba (Kanadai és magas aranyvessző viragos hajtás) – Solidago gigantea, S. canadensis Solidaginis virgaureae herba (Közönséges aranyvessző viragos hajtás) – Solidago virgaurea Hyperici herba (Közönséges orbáncfű viragos hajtás) – Hypericum perforatum Tiliae flos (Hársfavirágzat) – Tilia cordata, T. platyphyllos, Tilia × vulgaris 1. Analitikai mérleg segítségével a vizsgálandó drogból a Gyógyszerkönyv előírásának megfelelő mennyiséget mérünk ki, majd csiszolatos Erlenmeyer-lombikba helyezve hozzáadunk 1 ml 0,5%-os hexametiléntetramint, 20 ml acetont, 2 ml 25%-os sósavat és horzsakövet. Ezután a lombik tartalmát vízfürdőre helyezve a kivonást 30 percig végezzük visszafolyós hűtő alkalmazásával. 2. A kivonatot melegen, vattán keresztül 50 ml-es mérőlombikba szűrjük, figyelve arra, hogy a drog a kivonásra használt Erlenmeyer lombikból lehetőleg ne jusson a vattára. Ezután az Erlenmeyer lombikban maradt droghoz 20 ml acetont mérünk, és 10 percig extraháljuk a hatóanyagok hatékonyabb kivonásának érdekében. 10 perc letelte után a második 183

kivonatot az előző kivonathoz szűrjük (50 ml-es mérőlombikba) vattán keresztül, majd az 50 ml-es mérőlombikot a kivonatok lehűlése után acetonnal jelre egészítjük ki (1. törzsoldat). 3. 10 ml-t az 1. törzsoldatból választótölcsérbe mérünk, majd 20 ml desztillált víz és 15 ml etil-acetát hozzáadásával kirázzuk. Az alsó fázist leengedjük és főzőpohárban gyűjtjük. A felső etil-acetátos fázist külön főzőpohárban gyűjtve szintén megőrizzük. Az alsó fázist visszaöntjük a választótölcsérbe és 10 ml etil-acetáttal kirázzuk. Az alsó fázist leengedjük, a felső fázist az előző kirázás felső etil-acetátos fázisával egyesítjük. A műveletet még 2x ismételjük meg (összesen 3x végezzük el a 10 ml-es etil-acetátos kirázást). A felső fázisokat gyűjtjük minden esetben! 4. Az utolsó kirázás után az alsó fázist leengedjük, a felső etil-acetátos fázist a választótölcsérben hagyva, hozzáöntjük az előzőleg gyűjtött felső fázisokat. Az elegyet ezután 50 ml desztillált vízzel rázzuk ki. Az alsó fázist leengedjük, a felső fázist a választótölcsérben hagyva megismételjük a műveletet. Az alsó fázist ismét leengedjük. 5. A választótölcsérben maradt felső etil-acetátos fázisokat vattára helyezett vízmentes Na2SO4-en keresztül 50 ml-es mérőlombikba szűrjük, majd etil-acetáttal jelre egészítjük ki (2. törzsoldat) 6. Vizsgálandó oldat: A 2. törzsoldatból 10 ml-t 25 ml-es mérőlombikba mérünk, majd 1,0 ml alumínium-klorid reagenst adva hozzá, a lombik tartalmát 5%-os jégecetes metanollal jelig egészítjük ki. 7. Összehasonlító oldat: A 2. törzsoldatból 10 ml-t mérünk 25 ml-es mérőlombikba, amelyet 5%-os jégecetes metanollal jelre töltünk. 8. A vizsgálandó és összehasonlító oldat abszorbanciáját 30 perc eltelte után spektrofotométer segítségével mérjük meg, 1 cm-es küvettát alkalmazva. (λ= 425 nm) A minta flavonoid tartalmát az alábbi képlet felhasználásával számoljuk (A1% 1cm = 500) ki a módszer során alkalmazott hígítások figyelembevételével: %=

𝐴 ∗ 25 1.25 ∗ 𝐴 ∗ 100 → % = 500 ∗ 4 ∗ 𝑚 𝑚

A: abszorbancia érték 425 nm-en m: bemért drog tömege (g) Megfigyelés, eredmények:

Minta

m

A

Flavonoid tartalom (%)

Flavonoid tartalom átlag (%)

1. 2. 1. 2. 1. 2.

A reakció magyarázata:  A flavonoid-tartalom meghatározáshoz a VIII. Magyar Gyógyszerkönyvben előírt spektrofotometriás módszert alkalmaztuk. Ennek során a flavonoidok kivonása 184



abszolút száraz drogból kiindulva, aglikon formájában történt, savas hidrolízissel egyidejű acetonos extrakcióval. A kísérlet tisztítási lépéseként a flavonoid-aglikonok a vizes fázisból az etil-acetátos fázisba kerültek át, majd a hozzáadott alumínium-klorid reagens hatására komplexképződés játszódik le az alábbi egyenletek szerint (10.5 ábra).

10.5 ábra A flavonoid-aglikonok és az alumínium-klorid komplex képzése

185

A módszer során problémát jelenthet, hogy a savas hidrolízis csak az O-glikozidokat bontja, így a C-glikozid tartalmú drogok vizsgálatára nehezen használható.  A flavonoid tartalom meghatározását a leukoantocianidinek zavarhatják, mivel AlCl3dal szintén komplexet képesek alkotni. Ennek megakadályozására a reakció során képződő formaldehid a 3-as és 4-es helyzetű OH csoportokat acetálképzés révén (metiléndioxi-csoport bevitelével) blokkolja.

10.6 ábra A leukoantocianidinek funkciós csoportjainak blokkolása Ellenőrizze tudását a következő feladatok segítségével! 1. Miért volt fontos, hogy az összflavonoid-tartalom meghatározása során hexametilén tetramint alkalmaztunk? 2. Nevezze meg az összflavonoid-kimutatás során használt reagenst, valamint írja le a lezajló reakció egyenletét! 3. Mely típusú flavonoidok kimutatására alkalmas az általunk elvégzett összflavonoidtartalom mérés? 4. Mely adatokra van szükség az összflavonoid-tartalom kiszámításhoz? 5. Soroljon fel legalább 3 reagenst, amivel a flavonoidok színes komplexet alakítanak ki! 6. Adja meg a felsorolt drogok gyógyászati felhasználását!  Equiseti herba:  Tiliae flos:  Matricariae flos:  Ginkgo bilobae folium:  Hyperici herba: 7. Hogyan csoportosíthatók a flavonoidok szerkezetük szerint? 8. Rajzolja fel a rutin, a hiperozid, a kávésav és a klorogénsav képletét!

186

Jegyzetek

187

11. fejezet Kumarin-tartalmú drogok vizsgálata A kumarinok természetes benzo-α-piron vázas vegyületek. Első ismert képviselőiket tonkababból Vogel izolálta. Keletkezésük fahéjsavból történik, a kumarin alapváz a kumarinsav (2-hidroxi-allo-fahéjsav) laktonja. A növényekben leggyakrabban glikozidos formában fordulnak elő, de szabad állapotban is megtalálhatók. A szabad állapotú kumarinok kellemes széna illata a növényi drog szárítása után bekövetkező enzimatikus folyamatoknak köszönhető. Kumarinok főként a Fabaceae és Asteraceae család fajaiban fordulnak elő, származékaik, pl. furano- és piranokumarinok, inkább a Rutaceae és Apiaceae családra jellemzők. Növényélettani szerepüket tekintve az ellenállóképesség megőrzésében, a magok csírázásában valamint a gyökerek növekedésének befolyásolásában van szerepük. Számos kumarin-származék a halak és alacsonyabb-rendű állatok számára erősen mérgező. A kumarin-származékok szerkezetük szerint csoportosíthatók:  Egyszerű kumarinok (11.1 ábra): az alapváz 7-es és 6-os szénatomjához különböző funkcióscsoportok kapcsolódhatnak (OH, OCH3, cukrok, savak, észterek). Pl.: umbelliferon, szkopoletin (Angelicae radix, Scopoliae radix, Asperulae herba), melilotin (Meliloti herba), fraxin (Fraxini cortex), herniarin (Herniariae herba), eszkulin (Hippocastanae semen). Dimerizálódva dikumarol származékokat is képezhetnek. Pl.: daphnoretin (Daphne mezerei cortex)  Furanokumarinok (11.1 ábra): olyan kumarin-származékok, melyek benzolgyűrűjéhez C6-C7 vagy C7-C8 pozícióban furángyűrű kapcsolódik. Pl.: angelicin, imperatorin, bergapten (Angelicae radix, Levistici radix), xantotoxin (Ammi majoris fructus), pszoralen (Rutae herba)  Piranokumarinok (11.1 ábra): a kumarin váz 7-es és 8-as szénatomjához pirán gyűrű kapcsolódik. Pl. visznadin (Ammi visnagae fructus) Fizikai-kémiai tulajdonságok:  Színtelen, kristályos vegyületek  Jellegzetes széna illatúak  A szabad állapotú kumarinok főként kloroformban, a glikozidok inkább metanolban és etanolban oldódnak jól  UV fényben komponenstől függően eltérő (kék, zöld, sárga) színnel fluoreszkálnak Gyógyászati felhasználás:  Véralvadásgátló hatás: Meliloti herba  Simaizom görcsoldás: Meliloti herba, Angelicae radix, Ammi visnagae fructus, Ammi majoris fructus  Antibakteriális, antifungális hatás: Angelicae radix  Diuretikus hatás: Apii fructus, Levistici radix  Fotoszenzibilizáló vagy fényvédő hatás: Ammi majoris fructus

188

5

4

6

H3CO

3

7 8

O

2

HO

O

O

O

HO

O

O

1

kumarin

umbelliferon

O

O

szkopoletin

O

O

O

O

O

O O O

melilotin O

O visznadin

angelicin

OCH3

H3C O

O bergaptén

O

O

O

O

O OCH3

O

xanthotoxin

herniarin HO H3C

O

O

O O

O

daphnoretin 11.1 ábra Néhány kumarin-származék szerkezete

189

O

O

Szaga, Íze



190 Levisticum officinale, (orvosi) lestyán

Melilotus officinalis, orvosi somkóró

Levistici radix (Lestyángyökér)

Meliloti herba (Orvosi somkóró virágos hajtás)

Fraxinus excelsior, magas kőris


Fraxini folium (Kőrisfalevél)


Angelica archangelica, orvosi angyalgyökér

Alakja, Mérete

Angelicae radix (Orvosi angyalgyökér)

Drog

Fabaceae

Apiaceae

Oleaceae

Apiaceae

Család



B) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Kumarin-származékok kimutatása vékonyréteg-kromatográfiával Angelicae radix (Orvosi angyalgyökér) – Angelica archangelica Meliloti herba (Orvosi somkóró virágos hajtás) – Melilotus officinalis Levistici radix (Lestyángyökér) – Levisticum officinale Rutae herba (Kerti ruta virágos hajtás) – Ruta graveolens Minták előkészítése: 1 g elporított drogot 10 ml metanollal extrahálunk 30 percig vízfürdőn, visszafolyós hűtő segítségével. A szűrőpapíron szűrt kivonatokat vákuumbepárló segítségével 1 ml-re töményítjük be. Standardok: Klorogénsav, kávésav, szkopoletin, herniarin, umbelliferon, xantotoxin 1 mg/ml-es oldata Réteg: Merck TLC Silica gel 60 F254, 20 x 10 cm Mintafelvitel: A kivonatok 20 μl-ét, valamint a standardok 1 μl-ét visszük fel sávban a vékonyrétegre. A felcseppentéshez üvegkapillárist (Minicaps) használunk. Kifejlesztő elegy:  etil-acetát : hangyasav : jégecet : víz (100:11:11:26) − glikozidok vizsgálatára  toluol : éter (1:1, 10%-os ecetsavval telítve) – aglikonok vizsgálatára Kifejlesztés: Telítetlen gőzterű kromatografáló kamrában (Camag), 8 cm-es fronttávolságig. Előhívó elegy:  Naturstoff-polietilénglikol reagens (A és B oldat elegye, glikozidok vizsgálatára)  A oldat: 1,0 g difenil-bórsav-β-etil-amino-észter 100,0 g metanolban oldva.  B oldat: 5,0 g polietilénglikol 4000 100,0 ml etanollal készült oldata.  5%-os etanolos KOH oldat (aglikonok vizsgálatára) A rétegeket az előhívó alkalmazása előtt elsőként UV fényben 254 nm-en vizsgáljuk meg. Előhívás után az értékelést UV fényben 365 nm-en végezzük el. Rétegek értékelése: Határozzuk meg a kumarin-származékok retenciós faktorát! Tájékoztató értékek:  Rf (szkopoletin): 0,25  Rf (herniarin): 0,55  Rf (umbelliferon): 0,45  Rf (xantotoxin): 0,55 Réteglap helye, számolás: 191

Ellenőrző kérdések és feladatok 1) Pótolja a táblázat hiányzó elemeit! Drog

Hatóanyag angelicin

Felhasználás

Ammi visnagae fructus antikoaguláns pszoralen diureticum

2) Csoportosítsa a kumarin-származékokat szerkezetük szerint: 1................................................................................................................................ 2................................................................................................................................ 3................................................................................................................................ 3) Nevezze meg a kumarin-aglikonok és -glikozidok előhívására használt reagenseket! 

Aglikonok:



Glikozidok:

4) Rajzolja fel az umbelliferon, a bergaptén, a xantotoxin és a kumarin képletét!

192

Jegyzetek

193

12. fejezet Cserzőanyag-tartalmú drogok vizsgálata A cserzőanyagok kémiai tulajdonságai:  a polifenolok közé tartoznak  molekulatömegük 500-tól több ezerig vagy tízezerig terjed  hidrofilek, poláros oldószerekkel (pl. víz, alkohol) vonhatók ki a drogból  vizes közegben csapadékot képeznek (irreverzibilisen) o fehérjékkel o alkaloidokkal o nehézfémsókkal o zselatinnal, stb.  kémiailag 2 csoportra oszthatók o hidrolizálható cserzőanyagok: galluszsav- és ellágsav-származékok o nem hidrolizálható (=kondenzált) cserzőanyagok (=proantocianidinek): katechin-származékok Növényélettani szerepük:  a rügyekben a fagyás elleni védelmet, a magokban az alvó állapot fenntartását szolgálják, a levelekben és a gyökérben (fanyar ízük miatt) a növényevő állatok és a patogén mikroorganizmusok ellen védik a növényt (baktériumok, gombák, vírusok, növényi betegségekkel szembeni ellenálló képesség szempontjából fontosak)  sok éretlen gyümölcs fanyar ízét okozzák, ahogy érik a gyümölcs, a cserzőanyagtartalma fokozatosan csökken  az egyik legmagasabb cserzőanyag-tartalmú drog a gubacs (Galla). A tölgyfagubacs keletkezése: a gubacsdarázs petéit a tölgyfa hajtásaiba rakja, a növény védekezésként elindít egy sejtburjánzást, amivel körbeveszi a petéket, és ezáltal megvédi őket. Miután kifejlődtek kifúrják magukat a gubacsból és a gubacs leesik a fáról.  allelopátiás hatásuk is lehet (a környezetükben lévő növények növekedését csökkentik, gátolják)  megtalálhatók az alábbi növénycsaládok fajaiban: Fagaceae, Polygonaceae, Rosaceae, Anacardiaceae Gyógyászati szerepük  adstringens (=összehúzó) hatásúak  külsőleg o növelik a hámregenerációt o gyulladáscsökkentő hatásúak o öblögetők fogínygyulladásnál, fogínyvérzésnél o aranyér esetén ülőfürdő  belsőleg o hasmenés ellen o nehézfém- vagy alkaloid-mérgezés esetén lehet antidotum o DE hosszú távon alkalmazva májkárosító lehet, valamint gyógyszerek felszívódását is csökkentheti

194

COOH

OH OH

HO

OH

HO

OH galluszsav

OH

katechin

OH HO

O

OH

O

OH HO

O

OH

O

O

O

OH

OH OH

OH

epikatechin

ellágsav

12.1. ábra. Néhány fontos cserzőanyag-monomer képlete

195

Szaga, Íze



196 Corylus avellana, (közönséges) mogyoró

Cotinus coggygria, cserszömörce

Coryli folium (Mogyorólevél)

Cotini folium (Cserszömörce levél)

Alchemilla vulgaris, réti palástfű


Alchemillae herba (Réti palástfű)


Agrimonia eupatoria, párlófű

Alakja, Mérete

Agrimoniae herba (Közönséges párlófű virágos hajtás)

Drog

Anacardiaceae

Corylaceae

Rosaceae

Rosaceae

Család



197

Szaga, Íze



Lythrum salicaria, réti füzény

Vaccinium myrtillus, feketeáfonya

Lythri herba (Réti füzény virágos hajtás)

Myrtilli fructus recens /siccus (Friss /szárított fekete áfonya termés)

Hamamelis virginiana, nagylevelű csodamogyoró


Hamamelidis cortex (Nagylevelű csodamogyoró kéreg)


Hamamelis virginiana, nagylevelű csodamogyoró

Alakja, Mérete

Hamamelidis folium (Nagylevelű csodamogyoró levél)

Drog

Ericaceae

Lythraceae

Hamamelidaceae

Hamamelidaceae

Család


198 Potentilla erecta, vérontófű

Tormentillae rhizoma (Vérontófű gyökértörzs)

Rosaceae

Krameriaceae

Krameria lappacea, ratanhia

Család

Ratanhiae radix (Ratanhiagyökér)


Fagaceae


Quercus cortex (Tölgyfakéreg)

Szaga, Íze

Quercus robur, kocsányos tölgy; Qu. petraea, kocsánytalan tölgy; Qu. pubescens, molyhos tölgy


Polygonaceae


Polygonum aviculare, madárkeserűfű

Alakja, Mérete

Polygoni avicularis herba (Madárkeserűfű virágos hajtás)

Drog


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK COTINI FOLIUM Figyelje meg és rajzolja le a derített preparátumon az erek lefutását és az epidermiszsejtek alakját!

A sztóma zárósejtek epidermiszhez viszonyított pozíciója alapján milyen típusúak a gázcserenyílások?

Rajzolja le a cserszömörce levél mikroszkópos keresztmetszeti képét! Figyelje meg, hogy a sztómák a színi és/vagy fonáki epidermiszben helyezkednek el!

A sejtek alakja alapján az asszimiláló alapszövet melyik két típusát különíthetjük el a levél mezofillumában?

A levél keresztmetszet középső régiójában látható nagyméretű intercelluláris mely hatóanyagot tartalmazza? Jelölje a mikrofotón a fent megnevezett szövettani struktúrákat!

199

HAMAMELIDIS FOLIUM Jellemeze a levél erezetét a sztereomikroszkópban látottak alapján!

LYTHRUM SALICARIA Mely trichóma- ill. kristály-típust ismeri fel a derített levél-preparátumokon? Jelölje őket!

Jelölje a virág mikrofotóján az alábbiakat:  szirom, porzószál, portok, magház, magkezdemény, bibeszál, bibe, bibepapillák

200

Rajzolja le a réti füzény szárának keresztmetszeti képé! Jelölje a szár három jellegzetes régióját: epidermisz, elsődleges kéreg, központi henger! Milyen elrendezést mutat a xylem és a phloem? Jelölje őket a rajzon! A centrális részen látható bélszövetet mely szövettípus tölti ki?

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Cserzőanyag-tartalmú drogok általános kémcsőreakciói Agrimoniae herba (Közönséges párlófű virágos hajtás) – Agrimonia eupatoria Cerasi stipes (Cseresznye terméskocsány) – Prunus avium Cotini folium (Cserszömörcelevél) – Cotinus coggygria Lythri herba (Réti füzény virágos hajtás) – Lythrum salicaria Quercus cortex (Tölgyfakéreg) – Quercus petraea, Qu. robur, Qu. pubescens 1,0 g drogot 100 ml vízzel 5 percen keresztül forralunk, majd a kivonatot szűrőpapíron megszűrjük. A szüredék 2-3 ml-es részleteihez cseppenként adunk    

1%-os sósavas kinint vagy egyéb alkaloidsó reagenst CuSO4-oldatot R bázisos ólom(II)-acetát-oldatot 1%-os zselatint

Különböző színű csapadékok keletkeznek. Magyarázat: A cserzőanyagok nehézfémsókkal, alkaloidokkal, fehérjékkel, stb. csapadékot képeznek. Alkaloidokkal vízben oldhatatlan addíciós vegyületek keletkeznek. A csapadékleválás egyes esetekben (ásványi sókkal, pl. réz(II)-sókkal) közel kvantitatív. A fehérjékkel való komplexképzés a koncentrációtól függően zavarosodást vagy csapadékképződést eredményez. A reakció nem specifikus, nem cserzőanyag típusú fenoloidok is adják.

201

Megfigyelés, eredmények: Drog

Reagens

Színreakció

2. GYAKORLAT Összpolifenol- és összcserzőanyag-tartalom meghatározása Alchemillae herba (Réti palástfű virágos hajtás) – Alchemilla vulgaris (0,50 g; min. 6%) Lythri herba (Réti füzény virágos hajtás) – Lythrum salicaria (0,75 g; min. 5%) Quercus cortex (Tölgyfakéreg) – Quercus petraea, Qu. robur, Qu. pubescens (0,70 g; min. 3%) Törzsoldat. A Gyógyszerkönyv által előírt mennyiségű (m1) porított drogot 150 ml desztillált vízzel 30 percig vízfürdőn melegítünk, ezután a folyóvízzel lehűtött lombik tartalmát desztillált vízzel egy 250 ml-es mérőlombikba visszük át és a mérőlombikot jelig töltjük. Miután a szilárd részek leülepedtek, a folyadékot vattán megszűrjük. A szüredék első 50 ml-ét elöntjük. Összes polifenol. A szüredék 5,0 ml-ét desztillált vízzel 25,0 ml-re hígítjuk. A hígított oldat 2,0 ml-ét 1,0 ml foszfor-molibdén-volfrámsav-reagenssel és 10,0 ml desztillált vízzel elegyítjük, majd nátrium-karbonát 290 g/l töménységű oldatával 25,0 ml-re hígítjuk. Az oldat abszorbanciáját (A1) 30 perc elteltével 760 nm-en mérjük, kompenzáló folyadékként desztillált vizet használunk. Bőrporra nem adszorbeálódó polifenolok. A szüredék 10,0 ml-ét 0,10 g bőrporral 60 percen át erőteljesen rázatjuk, majd megszűrjük és a szüredék 5,0 ml-ét desztillált vízzel 25,0 ml-re hígítjuk. A hígított oldat 2,0 ml-ét 1,0 ml foszfor-molibdén-volfrámsav-reagenssel és 10,0 ml desztillált vízzel elegyítjük, majd nátrium-karbonát 290 g/l töménységű oldatával 25,0 ml-re hígítjuk. Az oldat abszorbanciáját (A2) 30 perc elteltével 760 nm-en mérjük, kompenzáló folyadékként desztillált vizet használunk. Összehasonlító oldat. Közvetlenül felhasználás előtt 50,0 mg (m2) pirogallolt desztillált vízzel 100,0 ml-re oldunk és az oldat 5,0 ml-ét desztillált vízzel 100,0 ml-re hígítjuk. A hígított oldat 2,0 ml-ét 1,0 ml foszfor-molibdén-volfrámsav-reagenssel és 10,0 ml desztillált 202

vízzel elegyítjük, majd nátrium-karbonát 290 g/l töménységű oldatával 25,0 ml-re hígítjuk. Az oldat abszorbanciáját (A3) 30 perc elteltével 760 nm-en mérjük, kompenzáló folyadékként desztillált vizet használunk. A százalékban kifejezett cserzőanyagtartalmat pirogallolban kifejezve adjuk meg az alábbi összefüggés alapján: 62,5 ∗ (𝐴1 − 𝐴2 ) ∗ 𝑚2 %= 𝐴3 ∗ 𝑚1 A1 = összes polifenolt tartalmazó kivonat abszorbanciája A2 = bőrporra nem adszorbeálódó polifenolokat tartalmazó kivonat abszorbanciája A3 = összehasonlító oldat abszorbanciája m1 = a bemért minta tömege grammban, m2 = a pirogallol tömege grammban. Megfigyelés, eredmények:

Drog

Minimális tannintartalom a Ph. Hg. VIII. szerint (%)

Mért tannintartalom (%)

A drog minősítése

3. GYAKORLAT Vaskékítő és vaszöldítő reakció Agrimoniae herba (Közönséges párlófű viragos hajtás) – Agrimonia eupatoria Cotini folium (Cserszömörcelevél) – Cotinus coggygria Quercus cortex (Tölgyfakéreg) – Quercus petraea, Qu. robur, Qu. pubescens 0,5 g porított droghoz 50 ml desztillált vizet adunk, majd 5 percen keresztül forraljuk. Miután lehűlt, szűrőpapíron szűrjük. 5 ml szüredékhez 1 csepp 5%-os vas(III)-klorid oldatot cseppentünk. A szüredék először ibolyás-fekete színű lesz, majd állás után gyorsan megbarnuló csapadék válik le, a felette lévő folyadék kékes-ibolya illetve zöldeskék. Magyarázat: A reakciót minden fenolos hidroxil-csoportot tartalmazó vegyület adja. A komplex színe a fenolos hidroxil-csoportok számától és helyzetétől függ. A gallusz- és ellágsav-típusú cserzőanyagokat tartalmazó drogok (pl. Quercus cortex, Cotini folium) kivonataiban kékes-ibolya színeződés tapasztalható, a katechin-típusú cserzőanyagok zöldes színeződést mutatnak (pl. Agrimoniae herba, Cerasi stipes). A reakció semleges vagy gyengén

203

savas közegben megy végbe és az orto-helyzetű elektrondonor (hidroxil-) csoportok, valamint a Fe3+-ionok kelátkomplex-képzésén alapul. A keletkezett komplex szerkezete: 3(-)

H OH

FeCl3

O

O H O

O

3

(+)

Fe OH

O

3H O H


Drog

4. GYAKORLAT Proantocianidinek kimutatása Bate-Smith reakcióval Agrimoniae herba (Közönséges párlófű viragos hajtás) – Agrimonia eupatoria Crataegi folium cum flore (Galagonya viragos hajtásvég) – Crataegus monogyna Crataegi fructus (Galagonyatermés) – Crataegus monogyna, C. laevigata 0,5 g drogot 10 ml 2 M-os HCl-val 30 percig vízfürdőn forralunk (hidrolízis), hűtjük, szűrjük, majd kirázzuk 5 ml butanollal. A keletkezett antocianidinek miatt a felső butanolos fázis vörös színű lesz. Magyarázat: A katechin típusú cserzőanyagok úgynevezett B-csoportjának savval katalizált bomlását követően élénk színű cianidinklorid keletkezik.

204

OH HO

OH

O

OH

OH +

H

OH

HO

O

OH

OH

OH

+

HO

O

OH

HO

O

OH

OH

epikatechin

OH OH

OH cianidin (antocián)

OH OH


Drog

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. Rajzolja fel a következő képleteket: galluszsav, ellágsav, katechin. 2. A növényi drogok cserzőanyag-tartalmát a következő képlettel tudjuk meghatározni: %=

62,5 ∗ (𝐴1 − 𝐴2 ) ∗ 𝑚2 𝐴3 ∗ 𝑚1

Mit jelentenek az egyes betűk? A1: A2: A3: m1 : m2 : 3. Milyen indikációban alkalmazhatók a cserzőanyagokat tartalmazó drogok? 4. Milyen más anyagokkal képesek a cserzőanyagok csapadékot képezni? 5. Hogyan csoportosíthatók a cserzőanyagok kémiailag? Hogyan különböztethetők meg egymástól kémcsőreakció segítségével?

205

Jegyzetek

206

13. fejezet A fokhagyma és medvehagyma tartalmi anyagainak vizsgálata: alliin kivonása és kimutatása A magasabb-rendű növényekből kivont baktérium- és gombaellenes (baktericid, fungicid) hatású vegyületeket fitoncidoknak nevezzük. Az elnevezés az orosz származású biokémikustól, Boris P. Tokin-tól, származik. Különböző kémiai felépítésű anyagok lehetnek. A legtöbb illóolaj-komponens, pl. mentol, fahéjaldehid, timol, stb., fitoncid anyag. A következő növénycsaládok egyes fajai szintén baktérium- és/vagy gombaölő hatásúak: Liliaceae, Asteraceae, Aristolochiaceae, Betulaceae, Tropaeolaceae. A farkasalma (Aristolochia clematitis) fitoncid izokinolinvázas hatóanyagát, az arisztolochiasavat 1963-ban fedezték fel. A kerti sarkantyúka (Tropaeolum majus) az illóolajában található benzilmustárolajnak köszönheti antibakteriális hatását. Tokin fitoncid hatást tapasztalt a vöröshagyma (Allium cepa), a nyírfa (Betula pendula) és a fekete ribizli (Ribes nigrum) növényeknél is. További fitoncid anyag a tomatin, a paradicsom által termelt glikoalkaloid. Legismertebb fitoncid a fokhagymában és medvehagymában is megtalálható allicin (diallildiszulfid-oxid) (13.1 ábra). Az allicin még 1:100 000 hígításban is számos patogén Grampozitív és Gram-negatív baktériumra hatásos. Az intakt növényben jelen lévő prekurzora, a ciszteinből származtatható speciális aminosav, az alliin (S-allil-L-cisztein-szulfoxid) (13.1 ábra). Maga az alliin szagtalan és nem rendelkezik baktericid hatással. A sebzés hatására felszabaduló alliináz (alliin-liáz) enzim elbontja az alliint a baktericid hatású allicinre, melyből további hatásra vagy vízgőz-desztillációval további kéntartalmú „fokhagymaszagú” vegyületek keletkeznek (13.1 ábra). O

H

S

NH2 COOH

alliin 2x

O S

szerves oldószerek

hevítés

S

SH

allicin

S

allilmerkaptán

tioakrolein

3x O

S

S S

S

S

S

S diallil-diszulfid

transz-ajoén

vinil-1,3-dithiin

13.1 ábra Az alliin bomlása allicinné és más kéntartalmú vegyületekké

207

A fokhagyma hatóanyagait két fő csoportra lehet osztani: ként nem tartalmazó és kéntartalmú anyagokra. Ként nem tartalmazó anyagok: Vitaminok (friss állapotban 100 grammra vonatkoztatva): - tiamin (B1): 0,2 mg - riboflavin (B2): 0,11 mg - niacin (B3): 0,7 mg - pantoténsav (B5): 0,6 mg - aszkorbinsav (C): 31,2 mg Adenozin: A friss fokhagyma 56 mg mennyiségben tartalmazza. vérnyomáscsökkentő, trombocita-aggregációt gátolja.

Centrális

és

perifériás

Fenolos vegyületek: - flavonoidok - szalicilsav, kávésav Enzimek: alliináz (alliin-liáz) Szénhidrátok: mono- és diszacharidok, fruktánok Lipidek: Kloroformos-metanolos extrakcióval a friss fokhagymából 600 mg/100 g összlipid vonható ki. Ezek megoszlása: - neutrális zsírok: 36-44% - foszfolipidek: 36-39% - glikolipidek: 20-24% Szteroidok: koleszterin, β-szitoszterol, sztigmaszterol Aminosavak, peptidek Ásványi anyagok, nyomelemek (friss állapotban 100 grammra vonatkoztatva): Ca: 181 mg; Fe: 1,7 mg; Mg: 25 mg, K: 401 mg; Zn: 1,16 mg

208

Kéntartalmú anyagok: -

-

alliin (S-allil-L-cisztein-szulfoxid): szagtalan, hatástalan, vízben jól oldódó kristályos por allicin (diallil-diszulfid-oxid): jellegzetes szagú sárga olaj, vízzel csak részben elegyedik, erős antimikrobás hatású, trombocita-aggregációt gátolja, antihiperlipidémiás hatású allilszulfidok (13.2 ábra): szérumlipid- és koleszterinszint csökkentő hatásúak ajoének: trombocita-aggregációt gátló hatás allilthiamin: B1-vitamin-szerű hatás, zsírban oldódik H3C S CH3 dimetil-szulfid S CH3 H2C S allil-metil-diszulfid S H2C CH3 allil-metil-szulfid

H3C S S CH3 dimetil-diszulfid

H2C

H2C

S

S diallil-diszulfid S

S S diallil-triszulfid

CH2

CH2

13.2 ábra Néhány, a fokhagymában található allil-szulfid Gyógyászati felhasználás: - ateroszklerózis lassítása (prevenció) - koleszterinszint csökkentés: LDL-koleszterin csökkentése (kúraszerű alkalmazás esetén kb. 10%-kal csökkent a szintje) - enyhe vérnyomáscsökkentő: 2-17 Hgmm-rel csökkenti a szisztolés, 3-16 Hgmm-rel a diasztolés értékeket; ebből a szempontból kiegészítő kezelésre alkalmas - vérlipidszint-csökkentő (szupportív terápiában) - légúti megbetegedések és bőrgombafertőzés esetén Adag: - fokhagymapor 600-900 mg/nap = 2-4 g nyers fokhagyma - fokhagymatinktúra (1:5, 45% etanol), 3x naponta - műtétek előtt nem használható fokhagyma-tartalmú készítmény, illetve véralvadásgátlókkal sem: trombocita-aggregációt gátló hatása miatt a véralvadásgátlók hatását fokozhatja, növeli a vérzés kockázatát FOKHAGYMAPOR (PH. HG. VIII.): ALLII SATIVI BULBI PULVIS Az Allium sativum L. hagymáiból nyerik; a hagymákat felaprítják, majd liofilezik vagy 65 °Cot meg nem haladó hőmérsékleten szárítják, és végül porítják. Az anyag szárított drogra vonatkoztatott allicin-tartalma legalább 0,45%.

209

A) MAKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK 1. FELADAT Jellemezze az alábbi drogokat! Drog: Allii sativi bulbus Alakja: Mérete: Tapintása: Keménysége: Törésfelülete: Színe: Szaga: Íze: Mivel lehet összetéveszteni? Anyanövény (latin, magyar) neve: Allium sativum, fokhagyma Család: Alliaceae Fő hatóanyag (-csoport): Felhasználás: Drog: Allii ursini herba Alakja: Mérete: Tapintása: Keménysége: Törésfelülete: Színe: Szaga: Íze: Mivel lehet összetéveszteni? Anyanövény (latin, magyar) neve: Allium ursinum, medvehagyma Család: Alliaceae Fő hatóanyag (-csoport): Felhasználás: B) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Aliin kivonása és kimutatása vékonyréteg-kromatográfiával Vizsgálandó növények: fokhagyma (Allium sativum), medvehagyma (Allium ursinum) Fokhagyma-tartalmú készítmények Kivonás: Pontosan lemért 0,5 g nyers fokhagyma illetve medvehagyma darabot, illetve medvehagyma levelet (lehetőleg egy darabban) dörzsmozsárba helyezünk, majd haladéktalanul 15 ml forrásban lévő vízzel leöntjük, gondosan eldörzsöljük és 5 percen át időnként megkevergetve extraháljuk. A forró víz segítségével inaktiváljuk az alliináz enzimet, ezzel megakadályozva az alliin bomlását allicinné és más kéntartalmú vegyületté. A mechanikai sérülés is elősegíti az enzim aktiválódását, ezért nem daraboljuk el a vizsgálandó növényi részeket. 210

Ezután a vizes kivonatot szűrőpapíron át leszűrjük egy 25,0 ml-es mérőlombikba, majd a térfogatot vízzel jelig kiegészítjük. Vékonyréteg-kromatográfiás elválasztás és azonosítás: 1. Alliin referenciaoldat készítése: alliin standard vegyületből 2,0 mg-ot lemérünk és 2,0 ml vízben feloldjuk. 2. A mintaoldatokból 10 µl-t, míg az alliin referenciaoldatból 3 µl-t 10 x 10 cm-es szilikagél adszorbensű vékonyréteg-kromatografáló lapra osztott jelű üvegkapillárissal felcseppentünk. 3. Előzőleg a réteglapon kijelöljük a felcseppentési helyeket, illetve a kifejlesztés tervezett távolságát. A felcseppentés során a megadott mintatérfogatokat több apró részletben juttatjuk az adszorbens felületére. A mintafelvitelt időközönként megszakítva hideg levegő fúvatásával biztosítjuk, hogy a minta a lehető legkisebb rétegfelületre tömörüljön. 4. A felcseppentések megkezdése előtt a kromatografáló kamrába etanol : n-propanol : jégecet : víz 20:20:10:10 v/v arányú elegyéből 10 ml-t öntünk. Ezután a kamrát 20 percig telítjük az oldószerelegy gőzével. 5. A mintafelvitelt követően a réteglapot az így előkészített kamrába helyezzük. Amikor az oldószerelegy eléri az előzetesen kijelölt távolságot, a réteglapot a kamrából kiemeljük. 6. A szobahőmérsékleten megszárított réteglapot ninhidrines előhívóoldattal elszívófülke alatt bepermetezzük. 7. Ezt követően a réteglapot szobahőmérsékleten megszárítjuk és 110°C-os szárítószekrénybe helyezzük 5 percre, majd természetes fényben vizsgáljuk. Ninhidrines-előhívóoldat: 100,0 ml-es mérőlombikban 0,25 g ninhidrint 1,0 ml tömény ecetsavban feloldunk, majd acetonnal kiegészítjük 100,0 ml-re. Reakció magyarázata: ld. 13.3 ábrát O

R

C H 2N

C O C

CH COOH

aminosav O

ninhidrin

O

R

C C hidrantin

CHOH + NH3 + O C COOH ammónia ketosav O O

O

C

C CHOH + HNH2 + O C

C

C O

O O

O

C N

C

OH

O

C

C

C

C

lila színû termék

13.3 ábra Ninhidrin teszt (www.hu.scribd.com/doc/191892818/aminosavak) 211

Megfigyelés, eredmények: A kromatogramon – egyéb foltok mellett – az alliin sárgásbarna színű foltja látható. Az alliin tájékoztató Rf értéke 0,6. Jegyzőkönyvünkbe ragasszuk be a réteglapot és számoljuk ki a különböző mintákban azonosított alliin retenciós faktorát. Az értékeket az alábbi táblázatba rögzítsük. A minták alliin foltját hasonlítsuk össze a standard foltjával, és a felületnagyság alapján becsüljük meg a kivonatok alliin-tartalmát. Minta

Főkomponens Főkomponens Rf értéke színe

alliin standard fokhagyma kivonat medvehagyma kivonat medvehagyma levélkivonat Számolás

212

Becsült alliin-tartalom (µg-ban)

Réteglap helye

Ellenőrző kérdések és feladatok       

Sorolja fel a fokhagyma kén-tartalmú vegyületeit! Sorolja fel a fokhagyma ként nem tartalmazó vegyületeit! Sorolja fel a fokhagyma hatóanyagainak gyógyászati felhasználását! Nevezze meg a fokhagyma-tartalmú készítmények legjelentősebb gyógyszerinterakcióját! Miért kell forró vizet alkalmazni a fokhagyma alliin-tartalmának vizsgálatakor? Milyen fizikai-kémiai folyamaton alapul elsősorban a normál fázisú, szilikagélen végzett kromatográfia? Melyik előhívó alkalmas az alliin rétegkromatográfiás detektálására?

213

Jegyzetek

214

14. fejezet Karotinoidok izolálása gyógynövényekből; azonosításuk. Az oszlopkromatográfia szerepe a karotinoid-kutatásban A karotinoidok szerkezete, előfordulásuk, orvosi, biológiai, gyógyszerészeti jelentőségük Bevezetés A karotinoidok az izoprénvázas vegyületek, a tetraterpének családjába tartozó, zsírban és zsíroldó-szerekben oldódó természetes színezékek. Bioszintézisükre elsősorban a magasabb rendű növények, továbbá néhány baktérium és alga szervezete képes; az állati és az emberi szervezet nem, így felvételük a táplálékkal történik. A bioszintézis során évente képződő mennyiségük 100 millió tonnára becsülhető. A karotinoidok biológiai hatásaira vonatkozó vizsgálatok eredményei szerint a zöldségfélékben és gyümölcsökben gazdag étrend csökkenti a különböző rákos és szembetegségek kockázatát. A β-karotin (14.1 ábra) és néhány más, szubsztituálatlan βjonon-gyűrűt tartalmazó karotinoid az A-vitamin prekurzora. Közülük a β-karotin Aprovitamin-aktivitása a legnagyobb, így korábban főként e vegyület hatásait vizsgálták. Bizonyították, hogy a daganatos, valamint a szembetegségek elleni hatás és az A-provitaminhatás függetlenek egymástól. A természetben előforduló ~700 ismert szerkezetű karotinoid közül csak ~40 van jelen táplálékainkban. Emésztőrendszerünk szelektíven veszi fel az egyes karotinoidokat, ezért a humán plazmában és a szövetekben 20-nál kevesebb karotinoid, valamint néhány metabolitjuk mutatható ki. Az α-karotin nagyobb antitumor-aktivitást mutat, mint a β-karotin. Az újabb vizsgálatok szerint a lutein (14.1 ábra), a likopin (14.1 ábra), a β-kriptoxantin, a zeaxantin (14.1 ábra) és a fukoxantin, sőt a kapszantin és a kapszorubin is ígéretes rákmegelőző hatással rendelkeznek. Több karotinoid együtt történő adagolásakor a daganatellenes hatás erősebb, mint akkor, ha azokat csak egyenként alkalmazzák. Egy fontos szembetegség, az időskori makula-degeneráció (AMD = Age-related Macular Degeneration) megelőzésében elsősorban a lutein és a zeaxantin játszanak fontos szerepet.

β-karotin

215

likopin

lutein (3,3’-dihidroxi-α-karotin)

zeaxantin (3,3’-dihidroxi-β-karotin) 14.1 ábra Fontosabb karotinoidok

Előfordulásuk a természetben β-karotin: sárgarépa, zöldségfélék, gyümölcsök (brokkoli, zöldborsó, sütőtök, papaya, mangó, kajszi- és őszibarack); likopin: paradicsom, görögdinnye; lutein: zöldségfélék, gyümölcsök, tojás sárgája; zeaxantin: kukorica, Physalis fajok (pl. Physalis alkekengi) termése, Lycium halimifolium termése. Ez utóbbi termés összkarotinoid tartalma 0,06-0,12%; karotinoidjainak zeaxantintartalma >90%. A β-karotin metabolizmusa A β-karotin a poliénlánc centrális jellegű oxidatív hasadása (β-karotin-dioxigenáz) során Avitamin-aldehiddé (retinallá), majd e vegyület redukció révén az élő szervezetben Avitaminná (retinollá) alakul. A 11-cisz-retinal és annak a megfelelő össz-transz-retinallá történő izomerizációja jelentős szerepet játszik a látás élettanában. Antioxidáns- és prooxidáns-aktivitás A karotinoidok megakadályozzák a lipidek oxidációját és antioxidáns hatást fejtenek ki a plazmában. Kioltják, inaktiválják a gerjesztett állapotú, szinglet oxigént. Antioxidáns hatást fejtenek ki a liposzómákban. Védőhatást fejtenek ki fotooxidációs és gyökök által iniciált peroxidációs folyamatokkal szemben.

216

A karotinoidok szerepe biológiai membránok felépítésében A karotinoidok képesek beépülni a biológiai membránokba, mivel molekulájuk mérete szinte azonos a kettős rétegű membránok méretével. Az össz-transz-karotinoidok stabilizáló hatást fejtenek ki a membránokra, képesek elektronok felvételére és leadására egyaránt. Ioncsatornablokkoló hatást fejtenek ki, amely lehetővé teszi, hogy terápiás szerekként nyerjenek alkalmazást kardiovaszkuláris betegségek, oxidatív stressz, gyulladásos folyamatok és daganatos betegségek megakadályozásában. A karotinoidok cisz-izomerjei is beépülhetnek a biológiai membránokba, biztosítva a membránok flexibilitását. A karotinoidok és a rákos megbetegedések Számos humán epidemiológiai vizsgálat eredménye arra utal, hogy karotinoid-tartalmú zöldségfélék és gyümölcsök rendszeres fogyasztásakor bizonyos rákbetegségek, elsősorban a tüdő- és gyomorrák kockázata csökken. A rákmegelőző hatás a már említett mechanizmusokkal magyarázható. Hatást gyakorolnak a sejtosztódásra; antioxidáns funkciójuk következtében megelőzhetik a sejtekben levő DNS- és más molekulák, szabadgyökök által indukált károsodását. A β-karotin és a likopin rákmegelőző hatása A vonatkozó vizsgálatok több mint 70%-a megerősítette, hogy a β-karotin csökkenti a mellés a tüdőrák kockázatát. Likopinban gazdag étrend (nagyobb mennyiségű paradicsom, sűrített paradicsom fogyasztása) esetén csökken a nyelőcső-, máj-, tüdő-, bőr-, gyomor-, vastagbél-, prosztata- és hasnyál-mirigyrák kockázata. A likopin pontos hatásmechanizmusa még tisztázásra vár. Az α-karotin és a lutein rákmegelőző hatása Állatkísérletek eredményei igazolták, hogy az α-karotin a β-karotinnál erősebb hatást mutatott bőr-, tüdő-, máj- és vastagbéldaganatok megelőzésben. A lutein jelentősen csökkenti a tüdő-, a bőr- és a vastagbélrák kockázatát, ha α- és β-karotinnal együtt alkalmazzák. A β-kriptoxantin (3-hidroxi-β-karotin), a zeaxantin és a fukoxantin rákmegelőző hatása A β-kriptoxantin jelentősen csökkenti az Epstein–Barr-vírus által okozott egészségkárosodások lehetőségét. Állatkísérletekben jelentős tumorellenes aktivitást mutatott a bőrrákkal szemben és jelentősen (~30%-kal) csökkentette a tüdő- és vastagbélrák kockázatát. Humán epidemiológiai vizsgálatok eredményei szerint jelentős szerepet játszik a vastagbél-, a tüdő-, a méhnyak-, a hólyag- és a nyelőcsőrák megelőzésében. Bizonyították, hogy a karotinoid-szénhidrogének (α-karotin, β-karotin, likopin) keverékének adagolása jelentősen csökkentette Hepatitis C vírussal fertőzött betegekben a hepatocellularis carcinoma (HCC) kialakulásának valószínűségét. Állatkísérletekben a zeaxantin ~20%-kal csökkentette a bőrrák, ~70%-kal a tüdőrák és 9093%-kal a májrák kockázatát.

217

A fukoxantin [hidroxi-, epoxi-, keto- és acetilcsoportot, ill. allénkötést (═ C ═ ; ═ • ═) tartalmazó bonyolult szerkezetű karotinoid] alkalmazása szinte teljesen megszüntette a bőrrákot, csökkentette a nyombél-, a vastagbél- és a májrák kialakulásának valószínűségét. Egyéb karotinoidok rákmegelőző hatása A daganatos betegségek megelőzésében az asztaxantin (3,3’-dihidroxi-4,4’-diketo-β-karotin), a neoxantin (OH-csoportokat és allénkötést tartalmazó karotinoid-epoxid), a piros paprika fő karotinoidjai: a kapszantin és a kapszorubin [κ-végcsoportot (ciklopentán-gyűrűt) is tartalmaznak], valamint a sáfrány jellemző karotinoidja, a krocetin (karotinoid-dikarbonsav) is ígéretes vegyületeknek bizonyultak. A karotinoidok és a szembetegségek A lutein és a zeaxantin védőhatást fejtenek ki bizonyos szembetegségek esetén. A retinában és a szemlencsében kizárólag a lutein és a zeaxantin, valamint metabolitjaik fordulnak elő. Az időskori makula-degeneráció (Age-related Macular Degeneration; AMD) és a hályog: A lutein és a zeaxantin a retinában a sárga folton (macula lutea) koncentrálódnak; környezete (fovea) felelős a látásélességért és a legtöbb fotoreceptort tartalmazza. A retina és környezete fény által iniciált károsodását megelőzendő, a lutein és a zeaxantin védelmet nyújtanak az időskori makula-degenerációval szemben. A szabad gyökök képződése a membránlipidek peroxidációjához vezet; ezeket a szabad gyököket képesek hatástalanítani a karotinoidok, mint antioxidánsok. A karotinoidokban gazdag étrend e színanyagoknak a retinában történő felhalmozódásához vezet, amely a degeneráció elleni védelmet szolgálja. A lutein és a zeaxantin védőhatását kétféleképpen magyarázzák. Az egyik hipotézis szerint a színanyagok megszűrik, abszorbeálják a fotoreceptorokat legjobban károsító kék fényt. A másik hipotézis alapja az a tény, hogy antioxidánsként gyengítik a szövetekben fellépő oxidatív sresszhatásokat. Az emberi szemlencsében is a lutein és a zeaxantin jelenléte mutatható ki, bevitelük jelentős szerepet játszik a hályog megelőzésében is. Izolálás A frissen gyűjtött növényi anyagot metanol jelenlétében homogenizáljuk, majd Erlenmeyerlombikban annyi metanolt töltünk anyagunkra, hogy azt ujjnyi vastag rétegben ellepje (14.2 ábra). A metanolos kezelésre a növényi anyag víztartalmának kivonása céljából van szükség. A művelet a „hasonló a hasonlóban oldódik” elven alapul (→ H – OH ; CH3 – OH). A metanol a növényi anyag víztartalmának eltávolításán kívül kevés karotinoidot is kiold. A lombik tartalmát 16-18 órán át (egy éjszaka) sötét helyen, szobahőmérsékleten állni hagyjuk, majd leszűrjük. A szüredékből a folyadék-tartalmat jól kipréseljük. A szűrletet N2atmoszférában, hűtőszekrényben sötét helyen tároljuk.

218

14.2 ábra A növényi anyag víztartalmának kivonása A fenti műveletet friss metanol alkalmazásával még kétszer megismételjük. A nyert metanolos extraktumokat egyesítjük, majd választótölcsérben szénhidrogén-jellegű (pl. toluol-hexán) oldószerelegybe visszük át. Ezt a műveletet úgy végezzük el, hogy az egyesített metanolos extraktumhoz toluol-hexán (~1:1) oldószerelegyet öntünk, elkeverjük, majd desztillált vizet adunk az oldathoz. Ekkor a már említett elv alapján kétfázisú rendszert kapunk; az oldószer metanol-tartalma a vízzel elegyedik, a karotinoid-tartalom pedig a toluolhexán oldószerelegybe oldódik át (14.3 ábra). A műveletet két okból kell elvégezni; az egyik ok az, hogy a karotinoidokat nem célszerű hosszú ideig oxigéntartalmú oldószerben oldva tárolni, a másik pedig az, hogy a víz-metanol oldószerelegy nehezen párolható le.

14.3 ábra A metanolos extraktumok karotinoid-tartalmának átvitele toluol-hexán-elegybe Oldatunkat desztillált vízzel metanolmentesre mossuk, majd vízmentes Na2SO4-tal megszárítjuk (14.4 ábra).

14.4 ábra A vízmentes Na2SO4-tal történő szárítás

219

Ezt követően oldatunkat rotációs vákuum-desztilláló készüléken 30-40ºC-os vízfürdőt alkalmazva szárazra pároljuk. A desztillációs maradékot éterben (dietil-éterben; CH3 – CH2 – O – CH2 – CH3) oldjuk. A metanollal háromszor kezelt, gyakorlatilag vízmentesített növényi anyagot (~24 órán át) éterrel extraháljuk, majd szűrjük. Az éter kioldja a növényi anyag összes karotinoidtartalmát. A fenti műveletek során nyert éteres oldatokat egyesítve megkapjuk a teljes éteres extraktumot. Azok a karotinoidok, amelyek hidroxil-csoporto(ka)t is tartalmaznak (pl. zeaxantin, lutein, stb.), a természetben nem „szabad” OH-csoportot tartalmazó formában, hanem nagy szénatom-számú zsírsavakkal (palmitinsav, sztearinsav) észteresítve fordulnak elő, ezért a nyert éteres extraktumot lúgos hidrolízisnek (elszappanosítás) vetjük alá. A műveletet úgy végezzük el, hogy az éteres oldat alá ujjnyi vastag rétegben tömény, 30%-os metanolos KOHoldatot rétegezünk (heterogén fázisú hidrolízis). Az elegyet összerázzuk, majd sötétben egy éjszakán át állni hagyjuk. Zöld növényi részek extrakciója során az extraktum klorofilltartalma az alkalmazott művelet során a lúgos fázisba kerül. A reakcióelegyet választótölcsérbe öntjük, elválasztjuk egymástól a lúgos és az éteres fázist, majd az éteres fázist desztillált vízzel (kb. 10-szer) lúgmentesre mossuk. A művelet eredményeként nyerjük az elhidrolizált teljes extraktumot. Ezen extraktum már alkalmas arra, hogy UV/VIS-spektroszkópia alkalmazásával meghatározzuk a vizsgált növényi anyag összes karotinoid-tartalmát (Lambert-Beer-törvény) nedves, illetve száraz növényi anyagra vonatkoztatva, továbbá kromatográfiás módszerekkel [pl. oszlopkromatográfia (CC); nagy hatékonyságú kromatográfia (HPLC)] meghatározzuk annak karotinoid-összetételét.

Az összes karotinoid-tartalom meghatározása Mintáink összes karotinoid-tartalma UV/VIS-spektroszkópiával határozható meg. A hidrolízis után nyert teljes extraktumot vákuumban szárazra pároljuk, a desztillációs maradékból toluolban meghatározott térfogatú törzsoldatot készítünk, amelyből megfelelő hígítással nyerhető a spektrofotometriás meghatározásra alkalmas törzsoldat. Példaként a Közép-Mecsek gyűjtőhelyről származó csipkebogyó-minta összes karotinoidtartalmának meghatározását mutatjuk be. 100 cm3 térfogatú törzsoldat 25-szörös hígításával nyertünk olyan oldatot, amely alkalmas volt az UV/VIS-spektrum felvételére (14.5 ábra).

220

14.5 ábra A Közép-Mecsek gyűjtőhelyről származó csipkebogyó-minta teljes extraktumából készült kvantitatív UV/VIS-spektrum Az összes karotinoid-tartalom a Lambert-Beer-törvény alapján számítható ki, amely a következő: A (E) = lg I0/I = ε • c • l

Az egyenletben A (E) az abszorbancia (extinkció; fényelnyelés), az ordinátán a legnagyobb intenzitású csúcs magassága, amely esetünkben 1,34 (λ = 480 nm-nél; abszcissza); I0 a mintát besugárzó fény intenzitása; I a mintát elhagyó fény intenzitása (I0 > I); ε a moláris extinkciós koefficiens (az oldott karotinoid anyagi minőségére jellemző, de az alkalmazott oldószertől függő állandó). Értékét ~100 000-nek tekintjük, mivel karotinoidok keverékéről van szó; c az oldat mol/dm3 koncentrációja; l a besugárzott oldatréteg (küvetta) vastagsága. Mivel a besugárzott oldatréteg vastagsága a méréskor 1 cm, egyenletünk a következőképpen egyszerűsödik: A (E) = ε • c, azaz 1,34 = 100 000 • c A fenti egyenletből az oldat mol/dm3 koncentrációja egyszerűen kiszámítható, amely esetünkben 1,34 • 10-5 mol/dm3. Ezen értékből a jelenlévő karotinoidok átlagos moláris tömegét (M) ≈ 600-nak tekintve kiszámítható, hogy a 2500 cm3 térfogatú oldatban (ennyi lenne a törzsoldatunk térfogata, ha a 100 cm3 térfogatú eredeti törzsoldatunkat 25-szörösére hígítottuk volna) hány g, illetve hány mg karotinoid lenne jelen. Eredményként 20,1 mg-ot kapunk. Ismerve a kiindulási növényi anyag nedves tömegét (95,7 g), majd az extrakció után visszamaradó száraz növényi anyag tömegét (23,7 g), kiszámítható a nedves, illetve a száraz növényi anyag 1 g-jára vonatkozó összes karotinoid-tartalom, amely értékek mintánk esetében 0,2 mg/g nedves növényi anyag, ill. 0,9 mg/g száraz növényi anyag.

221

A teljes extraktum karotinoid-összetételének minőségi és mennyiségi meghatározása HPLC-vel

14.6 ábra Az elhidrolizált teljes extraktum HPLC-kromatogramja A kromatogram számozott csúcsai a következő karotinoidoknak felenek meg. 1: lutein + zeaxantin (11,8 %); 2: rubixantin (17,1 %); 3: gazaniaxantin [a rubixantin 5’-cisz (5’Z)-izomerje (12,1%)]; 4: likopin (26,3 %); 5: β-karotin (23,3%).

A továbbiakban lehetőség van arra, hogy elkülönítsük egymástól az elhidrolizált teljes extraktum poláris (→ hipofázikus frakció) és kismértékben poláris, illetve apoláris karotinoidjait (→ epifázikus frakció). Poláris karotinoidok a hidroxil-csoportokat (két vagy több OH-csoportot) és epoxi-csoportokat tartalmazó karotinoidok (zeaxantin, lutein, anteraxantin, violaxantin, neoxantin), kismértékben polárisak az egy OH-csoportot tartalmazó karotinoidok (pl. α- és β-kriptoxantin, rubixantin), apolárisak a karotinoid-szénhidrogének (pl. α- és β-karotin, likopin).

222

A hipo- és epifázikus karotinoidok elkülönítése Az elhidrolizált teljes extraktumot szárazra pároljuk. A desztillációs maradékot metanol : víz = 9 : 1 összetételű oldószerben, valamint ugyanolyan térfogatú hexánban oldjuk. Az oldatokat választótölcsérbe öntjük, majd a kétfázisú rendszert összerázzuk. A művelet neve megoszlatás. Az összerázást követően újra két fázist kapunk. A már tárgyalt, „hasonló a hasonlóban oldódik” elv értelmében az alsó, metanolos-vizes fázisban találjuk a szubsztituált (OH- és epoxi-csoportokat tartalmazó) karotinoidokat. Ezt a fázist hipofázisnak nevezzük. A szubsztituálatlan karotinoid-szénhidrogének és monohidroxi-származékaik viszont a felső, hexános fázisban találhatók. Ez utóbbi fázist epifázisnak nevezzük. A két fázis elválasztását követően a hipofázis karotinoidjait választótölcsérben újra szénhidrogén-természetű oldószerbe (pl. toluolba) visszük át. Megfelelő hígítású törzsoldatok készítését követően UV/VIS-spektroszkópia alkalmazásával meghatározható a hipofázikus és epifázikus karotinoidok aránya, majd kromatográfiás módszerekkel azok karotinoid-összetétele (14.7 és 14.8 ábra). A hipo- és epifázikus frakció karotinoid-összetételének összehasonlítása HPLC-vel

14.7 ábra A hipofázikus frakció HPLC-kromatogramja A fenti ábrán látható, hogy a hipofázikus karotinoidok fő komponense (~80%-a) lutein + zeaxantin keveréke (8-as csúcs). Az 1-7 csúcsok erősen poláris karotinoidoknak [(9’Z)-neoxantinnak, karpoxantinnak, 6-epikarpoxantinnak, anteraxantinnak, lutein-5,6-epoxidnak és mutatoxantinepimereknek felelnek meg. A 9-es csúcsot nem azonosítottuk. A 10-es csúcs a neolutein B [(9Z) + (9’Z)-lutein], a 11-es csúcs a neolutein A [(13Z) + (13’Z)-lutein], a 12-es pedig a (15Z)-lutein csúcsa. A 13-as csúcs rubixantinnak felel meg.

223

14.8 ábra Az epifázikus frakció HPLC-kromatogramja A 14.8 ábra megmutatja, hogy az epifázikus frakció csak kevés (4,8%) lutein/zeaxantin-keveréket tartalmaz (1-es csúcs), ugyanakkor feldúsulnak benne a kismértékben poláris karotinoidok [rubixantin (22,1%), 2-es csúcs; gazaniaxantin (17,3%), 3-as csúcs] és az apoláris karotinoidok [likopin (32,9%), 4-es csúcs; β-karotin (22,9%), 5-ös csúcs].

A fenti meghatározásokat követően kerül sor a hipo- és epifázikus frakció karotinoidjainak a megfelelő oldószer-párból történő kristályosítására. Az oldószerpárból történő kristályosítás lényege az, hogy a kristályosítandó fitoxantin-keverékekből vagy a már azonosított tiszta karotinoidokból egy olyan oldószerrel kicsiny térfogatú forrón telített oldatot készítünk, amelyben az jól oldódik, majd ezt követően óvatosan olyan oldószert rétegezünk 4-5-szörös feleslegben ezen oldatra, amelyben anyagunk rosszul oldódik. Ezen második oldószer hozzáadását követően a forrón telített oldat az oldott anyagra nézve túltelítetté válik, ezért ekkor megindul a kristályosodás (14.9 ábra). A hipofázikus frakció fitoxantinjainak kristályosításához alkalmazott oldószer-pár lehet pl. a toluol : hexán = 1 : 5; az epifázikus frakció fitoxantinjainak, karotinoidjainak kristályosításához pedig a toluol : metanol = 1 : 5 összetételű rendszer.

224

14.9 ábra A kristályosítás bemutatása A kristályosítást szűrés, vákuum-exszikkátorban történő szárítás, majd N2-atmoszférában, sötét (barna) üvegből készült ampullákba történő ampullázása követi. A kristályos karotinoidok is rendkívül érzékenyek oxigénre, ezért csak nitrogénben, argonban vagy más inert gázban, ampullába forrasztva tárolhatók sötét helyen.

225

Az izolálás munkafolyamatának összefoglalása (14.10 ábra):

226

Az izolált fitoxantin-keverékek tiszta karotinoidokra történő szétválasztása preparatív oszlopkromatográfiával (CC; CLC) történik. → ld. a 14.11 ábrát és a gyakorlati bemutatót.

Oszlopkromatográfia

14.11 ábra Az oszlopkromatográfia eszközei Az oszlop részei:  

Csiszolatos hüvelyben végződő, 25-30 cm hosszú, 2-6 cm átmérőjű üvegcső; Perforált felszínű csiszolatos dugó, amelynek kiöblösödő részéhez 10-12 cm hosszú, szilikon-, illetve gumidugóval ellátott üvegcső csatlakozik a fenti ábrán látható módon. A csiszolatos hüvelyhez a megfelelő méretű dugó rugók vagy gumigyűrűk segítségével rögzíthető.

Az oszlop elkészítése: Az ábrán látható módon összeállított kromatografáló oszlop aljára vattapamatot helyezünk, majd oly módon eligazítjuk, hogy az a csiszolatos dugó perforált felületét 4-5 mm vastagságú rétegben fedje. Ezt követően 6-8 cm magasságban adszorbenst (finoman porított, szitált CaCO3; MgO; MgO-Celit-keverék; Al2O3, stb.) töltünk az oszlopba. Leggyakrabban CaCO3ot (Biogal, Ph. Hg. VI.) használunk. Az adszorbenst az ún. „tömőfával” (ld. gyakorlati bemutató) tömörítjük. A fenti műveletet addig folytatjuk, amíg 20-25 cm magasságú, egyenletesen tömörített adszorbenst tartalmazó oszlopot nyerünk (ld. a fenti ábrát).

227

Az oszlopkromatográfia kivitelezése: Az elkészített oszlopot szívópalackhoz csatlakoztatjuk, vákuum alá helyezzük, majd újra tömörítjük. A vákuum alkalmazásával tömörített adszorbens-oszlopra megfelelő méretű szűrőpapír-karikát helyezünk. Ezt követően annyi tiszta oldószert, vagy oldószer-elegyet (eluens) öntünk az oszlopra, hogy az kb. 5 cm mélyen nedvesítse az oszlopot. Amikor ezen eluens-mennyiség éppen beleszívódna az oszlopba, ráöntjük a szétválasztandó karotinoidkeverék megfelelő oldószerrel vagy a megfelelő összetételű oldószer-eleggyel elkészített tömény oldatát. Amikor ez a tömény oldat éppen beszívódna az oszlopba, újra tiszta oldószert, ill. oldószer-elegyet öntünk az oszlopra. Ez a művelet a kromatogram fejlesztése (kifejlesztése), amelynek során a karotinoid-keverék komponensei szerkezetüktől függő, eltérő adszorpciós affinitásuk következtében az oszlopon különböző színű és rétegvastagságú zónák formájában elkülönülnek (elválnak) egymástól. Amikor az egyes komponensek zónái jól elváltak egymástól, abbahagyjuk a kromatogram fejlesztését. Ezt úgy végezzük, hogy hagyjuk a fejlesztő oldószert vagy oldószer-elegyet beszívódni az oszlopba, majd ezt követően a rendszert még 25-30 másodpercig vákuum alatt tartjuk. Ezt követően a csiszolatos hüvellyel ellátott oszlopot a csiszolatos dugóról leválasztjuk, tiszta papírlapra helyezzük, az oszloptöltetet a már említett „tömőfával” az üvegcsőből kitoljuk, majd éles szikével az egyes zónák mentén feldaraboljuk. A különböző frakciókat Erlenmeyer-lombikokba gyűjtjük, majd mindegyikre annyi metanolt öntünk, hogy az ~1 cm vastagságú rétegben ellepje az adszorbens-szuszpenziót. Az elkülönített zónákhoz tartozó frakciókat metanollal eluáljuk, majd karotinoid-tartalmukat választótölcsérben a kívánt oldószerbe (pl. toluol), vagy oldószer-elegyekbe (különböző összetételű toluol-hexán elegyek) visszük át. A leírt módon szétválasztott karotinoidokat a megfelelő feldolgozás után azonosítjuk, majd tiszta, kristályos állapotban izoláljuk és ampullázzuk. A karotinoidok azonosításának kritériumai: 1.

Az UV/VIS-spektrumoknak azonosaknak kell lenniük a várható kromofórokhoz rendelhető spektrumokkal.

2.

A kromatográfiás tulajdonságoknak (Rf, TLC; tR, HPLC) azonosaknak kell lenniük két különböző kromatográfiás rendszerben.

3.

El kell végezni az autentikus mintákkal (referencia-vegyületekkel) történő együttkromatografálásokat is.

4.

Az egyes karotinoidok molekulatömegét tömeg-spektrometria alkalmazásával kell megerősíteni.

Ellenőrző kérdések és feladatok 1. 2. 3. 4. 5. 6.

A természetes eredetű vegyületek melyik csoportjába tartoznak a karotinoidok? Közelítőleg hány ismert szerkezetű karotinoid fordul elő a természetben? Rajzolja fel a likopin, a β-karotin, a lutein és a zeaxantin szerkezeti képletét! Milyen szerepet játszanak a karotinoidok a biológiai membránok felépítésében? Melyik karotinoid csökkenti a mell- és tüdőrák, illetve melyik karotinoid csökkenti a prosztatarák kialakulásának kockázatát? Melyik karotinoidok játszanak fontos szerepet az időskori makula-degeneráció (AMD) és a hályog megelőzésében? 228

7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15.

16.

Az extrakció során melyik oldószerrel kezeljük háromszor a homogenizált nedves növényi anyagot? Miért? Melyik oldószert alkalmazzuk leggyakrabban az összes karotinoid-tartalom kioldására? Miként nyerjük a teljes extraktumot? Miért kell lúgos hidrolízisnek alávetnünk a teljes extraktumot? Miként végezzük el a lúgos hidrolízist? Miként határozzuk meg az elhidrolizált teljes extraktum összes karotinoid-tartalmát? Miként különítjük el egymástól a teljes extraktum poláris, valamint kismértékben poláris és apoláris karotinoidjait? Milyen műszeres analitikai módszer alkalmas az egyes frakciók karotinoidjainak minőségi és mennyiségi meghatározására? Hogyan történik a karotinoidok kristályosítása, a kristályos anyagok ampullázása, tárolása? Ismertesse az adszorpciós oszlopkromatográfia során alkalmazandó laboratóriumi eszközöket, a kromatografáló oszlop elkészítésének módját, az oszlopkromatográfia elvét és kivitelezését! Melyek a karotinoidok azonosításának legfontosabb kritériumai?

229

Jegyzetek

230

15. fejezet Egyéb, gyógyászati szempontból fontos hatóanyagokat tartalmazó drogok vizsgálata 1. GYAKORLAT Teakeverék összeállítása Pl. köhögéscsillapító készítmény előiratának megtervezése Beteg: felnőtt, köhög, hörghurutja és torokgyulladása van 1.) Ki kell választani azokat a drogokat, amelyek legalább  köhögéscsillapítók  köptetők  gyulladáscsökkentők  antibakteriális, antivirális hatásúak Pl. Inulae radix – örménygyökér, Primulae radix – kankalin gyökér, Thymi herba – kerti és spanyol kakukkfű virágos hajtás, Althaeae folium – orvosi ziliz levél, Plantaginis lanceolatae folium − lándzsás útifű levél, Matricariae flos – kamilla virágzat 2.) Az egyes drogok jellemzése  Inulae radix: antibakteriális, köptető, köhögéscsillapító; hatásokért felelős komponensek: mono- és szeszkviterpének; egyszeri adagja: 1,0 g  Primulae radix: köptető, antibakteriális; hatásokért felelős komponensek: triterpénszaponinok; egyszeri adagja: 0,5 g  Thymi herba: köptető, antibakteriális, antivirális, simaizom-görcsoldó; hatásokért felelős komponensek: illóolaj-komponensek (pl. timol), flavonoidok; egyszeri adagja: 1,5-2,0 g  Althaeae folium: nyálkahártya-bevonó, gyulladáscsökkentő, köhögéscsillapító; hatásokért felelős komponensek: nyálka-heteropoliszacharidok; egyszeri adagja: 1,5 g  Plantaginis lanceolatae folium: antibakteriális, gyulladáscsökkentő, simaizomgörcsoldó; hatásokért felelős komponensek: iridoidok, nyálka-heteropoliszacharidok, flavonoidok; egyszeri adagja: 2,0-3,0 g  Matricariae flos: gyulladáscsökkentő, simaizom-görcsoldó, antibakteriális, immunstimuláns; hatásokért felelős komponensek: illóolaj-komponensek (kamazulén, α-bizabolol), flavonoidok, nyálka-heteropoliszacharidok; egyszeri adagja: 3,0 g 3.) Előirat (recept) elkészítése Rp.

Inulae radix Primulae radix Thymi herba Althaeae folium Plantaginis lanceolatae folium Matricariae flos

1,0 g 0,5 g 1,0 g 1,0 g 1,5 g 2,0 g 7,0 g

231

4.) Alkalmazás A 7,0 g egyszeri adagnak felel meg, amelyet porcelán csészébe teszünk, és 200-250 ml forró víz alkalmazásával forrázatot készítünk. Naponta 2-szer célszerű a teát fogyasztani, édesítés nélkül vagy mézzel. 5.) Egyéb megjegyzések Három drog egyszeri adagja csökkentve került az előiratba, mivel ezek több hatásukban (antibakteriális, gyulladáscsökkentő, simaizom-görcsoldó) hasonlóságot mutatnak. A teakeverék elkészítését egyszerűsíteni lehet úgy, hogy a megadott összetevők tízszeresét mérjük össze egy patendulába (otthon egy zománcos tálba), nagyon gondosan összekeverjük az alkotórészeket (legalább 5 perc), és ebből a keverékből (species, 70,0 g) mérünk porcelán csészébe 7,0 g-ot. Ez a mennyiség 5 napra elegendő, ami alatt már javulás várható a beteg állapotában. Ha nem, vagy a beteg tünetei rosszabbodnának, akkor haladéktalanul orvoshoz kell őt irányítani.

232

233 Podophyllum peltatum, amerikai tojásbogyó

Viscum album, fehér fagyöngy

Podophylli rhizoma (Amerikai tojásbogyó gyökértörzs)

Visci stipes (Fehér fagyöngy ágvég)

Loranthaceae

Berberidaceae

Rosaceae

Filipendula ulmaria, réti legyezőfű

Filipendulae ulmariae herba (Réti legyezőfű virágos hajtás)


Salicaceae

Szaga, Íze

Salicis cortex (Fűzfakéreg)

Színe, Törésfelülete Salix alba, fehér fűz; S. purpurea, csigolyafűz; S. daphnoides, boroszlánlevelű fűz


Alakja, Mérete


Drog

lektinek

lignánok

szalicilátok

szalicilátok


1. FELADAT Jellemezze az alábbi drogokat! Jelölje, melyek szerepelnek a Ph. Hg. VIII.ban!

234

Szaga, Íze



Urtica dioica, nagy csalán; U. urens, apró csalán

Urtica dioica, nagy csalán; U. urens, apró csalán

Urticae folium (Csalánlevél)

Urticae radix (Csalángyökér)

Arctostaphylos uva-ursi, medveszőlő


Uvae ursi folium (Orvosi medveszőlő levél)


Brassica nigra, fekete mustár

Alakja, Mérete

Sinapis nigrae semen (Fekete mustármag)

Drog

Urticaceae

Urticaceae

Ericaceae

Brassicacea

Család

szterolok

szterolok

hidrokinonszármazékok

izotiocianátok


235

Avena sativa, zab

Capsella bursapastoris, pásztortáska

Avenae herba (Abrakzab virágos hajtás)

Bursae pastoris herba (Pásztortáska virágos hajtás)

Brassicaceae

Poaceae

Fabaceae

Trigonella foenumgraecum, görögszéna

Trigonellae foenugraeci semen (Görögszénamag)


Onagraceae

Szaga, Íze

Epilobii herba (Füzike virágos hajtás)

Színe, Törésfelülete Epilobium parviflorum, kisvirágú füzike; E. roseum, rózsás füzike; E. montanum, erdei füzike


Alakja, Mérete


Drog

aminosavszármazékok

spirosztánok

szteroidok, spirosztánok

szterolok


236

Szaga, Íze



Allium sativum, fokhagyma

Allium ursinum, medvehagyma

Allii sativi bulbus (Fokhagyma)

Allii ursini herba (Medvehagyma)

Phaseolus vulgaris, bab


Phaseoli legumen (Babhéj)


Galega officinalis, kecskeruta

Alakja, Mérete

Galegae herba (Kecskeruta viragos hajtás)

Drog

Alliaceae

Alliaceae

Fabaceae

Fabaceae

Család

alliin

alliin




237

Juglandis folium (Diófa levél)

Drog

Alakja, Mérete




Juglans regia, (közönséges) dió(fa)


Juglandaceae

Család

naftokinonszármazékok


B) MIKROSZKÓPOS VIZSGÁLATOK URTICA DIOICA Különítse el, nevezze meg pontosan, és jelölje a mikrofotón a glanduláris és a nemglanduláris trichómákat!

EPILOBIUM PARVIFLORUM Alakja alapján melyik kalcium-oxalát kristályféleség látható nagy számban a derített preparátumon? Figyelje meg a kristályok elrendezését (szórt, valamilyen rendezettséget mutat)!

VISCUM ALBUM A sztóma melléksejtek száma és alakja alapján milyen típusú gázcserenyílásokkal rendelkezik a fagyöngy? A kristályok mely típusát ismeri fel a preparátumon?

238

SINAPIS NIGRAE SEMEN Jelölje az alábbiakat a mikrofotón:  nyálkasejtek, raktározó alapszövet Melyik tartalék tápanyagot halmozza fel a raktározó alapszövet?

UVAE-URSI FOLIUM Figyelje meg az erek lefutását, rendeződését, valamint állapítsa meg, hogy milyen típusúak a sztómák (melléksejtek alapján)!

AVENA SATIVA SZÁR Rajzolja le a zab szárának mikroszkópos keresztmetszeti képét, majd jelölje az alábbiakat a mikrofotón:  színi és fonáki epidermisz, kollaterális zárt edénynyaláb, lemezes kollenchima

239

JUGLANDIS FOLIUM Rajzolja le a diólevél derített preparátumának mikroszkópos képét! Figyelje meg a másod- és harmadrendű erek egymáshoz viszonyított lefutását, az általuk bezárt szöget! Milyen típusú kristályokat ismer fel a derített preparátumon?

C) FITOKÉMIAI VIZSGÁLATOK 1. GYAKORLAT Nitrát kimutatás teakivonásra alkalmas ivóvízből és csalánteából A témával azért érdemes foglalkozni, mivel vannak gyógynövények, pl. csalán, amelyekre jellemző a nitrát-felhalmozó képesség (nitrátofil növények). Az említett növényből gyógytea készíthető, így nem mindegy, hogy milyen drogot használunk fel erre a célra. Nitrátés nitritfelhalmozó képesség szempontjából a zöldségfélék (pl. spenót, piros retek, káposzta, saláta, zeller) különösen veszélyesek. A túlzott nitrátbevitel ártalmas, mivel a szervezetben reduktázok hatására nitritté alakul, ami toxikusabb (LD50: 15 g – NO3-; 4 g – NO2-). Ha a szabad NO3- szint eléri az 50 mg%-ot szárazanyagra vonatkoztatva, humántoxikussá válik. Az vezetékes ivóvíz megengedhető nitrát-tartalma max. 50 mg/L lehet az Európai Közösség előírása szerint. A nitrátmérgezés leggyakoribb tünetei: methaemoglobinaemia, cyanosis, hypoxia. A nitráttartalom kimutatása (Ph. Hg. VII.): kálium-dibromo-dijodo-merkurát (NesslerWikler reagens), a nitráttartalomtól függő erősségű színreakció. Rendelkezésre állnak olyan tesztcsíkok is (pl. Quantofix), amelyek segítségével gyorsan és egyszerre mérhetjük meg egy folyékony kivonat nitrát- és nitrit-tartalmát. A színskála segítségével megállapíthatjuk, hogy a kivonat 1 l-e hány mg nitritet, illetve nitrátot tartalmaz. Csalánlevélből készült forrázat, illetve teakészítésre alkalmas ivóvíz és ásványvíz nitrátés nitrit-tartalmának ellenőrzése Quantofix tesztcsík használatával. Urticae folium (Csalánlevél) – Urtica dioica A csalánlevélből 1,0 g-ot kimérünk és 100 ml forrásban lévő vízzel leöntjük, óraüveggel lefedjük. 5 perc állás után szűrőpapíron keresztül szűrjük. A szűrlet nitrát- és nitrit-tartalmát vizsgáljuk Quantofix tesztcsík használatával. Az ivóvíz esetében a vizsgálat előkészítést nem igényel.

240

Megfigyelés, eredmények: Minta

Nitrát-tartalom

Nitrit-tartalom

Csalántea 1. Csalántea 2. Vezetékes ivóvíz Ásványvíz Ragassza be a tesztcsíkokat!

Számolási példa 5,0 g friss, 40% relatív nedvességtartalmú csalánlevélből készült 100,0 ml forrázatot vizsgálunk. A színskála szerint a forrázat nitrát-tartalma 25 mg/l. Kérdés: hány % a csalán nitrát-tartalma, abszolút száraz drogra vonatkoztatva? Jegyzetek

241

Ajánlott és felhasznált irodalmak Botz L.: Fitokémiai vizsgálatok elméleti alapjai. In: Növényélettan, szerk.: Szabó L. Gy., Egyetemi jegyzet, JPTE, Pécs, 1996 Botz L., Majerné-Bogdács M., Szabó L. Gy., Técsi L. I: Növényélettani gyakorlatok, JPTE, Pécs, 1995 Britton G., Liaaen-Jensen S., Pfander H. (Eds.): Carotenoids Vol. 1A: Isolation and Analysis, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 1995. Britton G., Liaaen-Jensen S., Pfander H. (Eds.): Carotenoids Vol. 1B: Spectroscopy, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 1995. Britton G., Liaaen-Jensen S., Pfander H. (Eds.): Carotenoids – Handbook, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 2004. Britton G., Liaaen-Jensen S., Pfander H. (Eds.): Carotenoids Vol. 4: Natural Functions, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 2008. Britton G., Liaaen-Jensen S., Pfander H. (Eds.): Carotenoids Vol. 5: Nutrition and Health, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 2009. Bruckner Győző: Szerves Kémia II-2. kötet; 47. Carotinoidok, 1416-1464. old., Tankönyvkiadó, Budapest, 1981. Deli József: Paprikakarotinoidok vizsgálata: Analízis, izolálás, szerkezetazonosítás, Akadémiai Doktori Értekezés, Pécs, 2001. Deli J., Molnár P.: Paprika Carotenoids:, Analysis, Isolation, Structure Elucidation, Current Organic Chemistry, 6, 1197-1219 (2002). Evans W. C.: Trease and Evans Pharmacognosy. 15th ed. Saunders, Edinburgh, UK, 2002 Franck H. A., Young A. J., Britton G., Cogdell R. J. (Eds.): Advances in Photosynthesis, Kluwer Academic Publishing, 1999. Fülöp F., Noszál B., Szász Gy., Takácsné-Novák K. (szerk.): Gyógyszerészi kémia. Semmelweis Kiadó, Budapest, 2010 Harborne: Phytochemical methods. 3rd ed. Chapman & Hall, London, UK, 1998 Hänsel R., Sticher O., Steinegger E.: Pharmakognosie – Phytopharmazie. Springer, Berlin, 1999 Isler O. (Ed.): Carotenoids, Birkhäuser Verlag, Basel, 1971. Karrer P., Jucker E.: Carotinoide, Birkhäuser Verlag, Basel, 1948. Kiss B., Szabó L.Gy., Domokos J., Horváth Z., Simándi B.: Olajnövények, növényolajgyártás. Mezőgazda Kiadó, Budapest, 2006 Kokate C.K., Purohit A.P., Gokhale S.B.: Pharmacognosy. Nirali Prakashan, Pune, 2008 Krinsky N. I., Mathews-Roth M. M., Taylor R. F. (Eds.): Carotenoids, Chemistry and Biology, Plenum Press, New York – London, 1989. Krinsky N. I., Mayne S. T., Siess H. (Eds.): Carotenoids in Health and Disease. Marcel Dekker, Inc., New York, 2004. Krinsky N. I., Johnson E. J.: Carotenoid actions and their relation to health and disease (Review), Molecular Aspects of Medicine 26, 459-516 (2005). Landrum J. T. (Ed.): Carotenoids – Physical, Chemical and Biological Functions and Properties. USA CRC Press (www.crcpress.com), 2009. Macek K. (ed.): Pharmaceutical applications of thin-layer and paper chromatography. Elsevier, Amsterdam, 1972 Magyar Gyógyszerkönyv, Ph. Hg. VIII., Medicina, Budapest, 2004 Molnár J., Engi H., Gyémánt N., Schelz Zs., Spengler G., Ocsovszki I., Szűcs M., Hohmann J., Szabó M., Tanács L., Molnár P., Deli J., Krenn L., Kawase M., Wakabayashi H., Kurikara T., Shirataki Y., Sakagami H., Motohashi N., Didiziapetris R.: Multidrug Resistance Reversal on Cancer Cells by Selected Carotenoids, Flavonoids and 242

Anthocyanins, Top. Heterocycl. Chem. 15, Vol. 1: Bioactive Heterocycles (ed. Motohashi N.), Chapter 4, pp. 133-159 (2008) Springer Verlag, Berlin – Heidelberg – New York – Barcelona – Budapest – Hongkong – London – Milano – Paris – Singapore – Tokyo. Könyvfejezet. Molnár J., Serly J., Pusztai R., Vincze I., Horváth Gy., Molnár P., Deli J., Maoka T., Zalatnai A., Enjo F., Tokuda H., Nishino H.: Putative Supramolecular Complexes Formed by Carotenoids and Ascorbic Acid to Reverse Multidrug Resistance in Cancer Cells, Anticancer Res. 32, 502-518 (2012). Molnár Péter: 5,6- és 5,8-karotinoid-epoxidok oxidációja alkalikus kálium-permanganáttal, Egyetemi doktori értekezés, Pécs, 1975. Molnár Péter: Mono- és di-cisz karotinoidok konfigurációjának meghatározása, új karotinoidok izolálása, a (Z/E)-izomerizáció kinetikája, Kandidátusi értekezés, Pécs, 1989. Molnár Péter: A karotinoidok poliénláncának (E/Z)-izomériája; növénybiokémiai vizsgálatok; karotinoid-izomerek előfordulása, izolálása, azonosítása. Akadémiai Doktori Értekezés, Pécs, 2004. Molnár P., Kawase M., Motohashi N.: Isolation, Crystallization and Handling of Carotenoids, (E/Z)-Isomerization of Carotenoids, Ch. 6, in Functional Polyphenols and Carotenoids with Antioxidative Action (Ed. N. Motohashi), pp.111-131, Research Signpost, Trivandrum, Kerala, India, 2005. Könyvfejezet. Molnár P.: Research of the (E/Z)-isomerization of carotenoids in Pécs since the 1970s (Review), Archives of Biochemistry and Biophysics 483 (2), 156-164 (2009); Highlight Issue: Recent Achievements of Carotenoid Science and Technology (Eds.: H. Hashimoto, J. T. Landrum, W. Miki), Amsterdam – Boston – Jena – London – New York – Oxford – Paris – Philadelphia – San Diego – St. Louis. Nishino H., Murakoshi M., Tokuda H., Satomi Y.: Cancer prevention by carotenoids (Review), Archives of Biochemistry and Biophysics 483 (2), 165-168 (2009); Highlight Issue: Recent Achievements of Carotenoid Science and Technology (Eds.: H. Hashimoto, J. T. Landrum, W. Miki), Amsterdam – Boston – Jena – London – New York – Oxford – Paris – Philadelphia – San Diego – St. Louis. Obermüller-Jevic U., Krämer K., Siess H. (Eds.): Carotenoids and Retinoids: Molecular Aspects and Health Issues. AOCS Press, 2005. Pashkow F. J., Watumull D. G., Campbell C. L.: Astaxanthin: A Novel Potential Treatment of Oxidative Stress and Inflammation in Cardiovascular Disease, Am. J. Cardiol. 101 (Suppl.) 58D-68D (2008). Pfander H., Gerspacher M., Rychener M., Schwabe R. (Eds.): Key to Carotenoids, 2nd enlarged and revised edition, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 1989. Reich E., Schibli A.: High-performance thin-layer chromatography for the analysis of medicinal plants. Thieme, New York, 2006 Schwab W., Huang F.-C., Molnár P.: Carotenoid Cleavage Dioxygenase Genes from Fruit, Ch. 2, in Carotenoid Cleavage Products (Eds. P. Winterhalter, S. Ebeler), pp. 11-19, American Chemical Society (ACS), Washington DC, Oxford University Press, 2013. Könyvfejezet. Straub O. (Ed.): Key to Carotenoids, Birkhäuser Verlag, Basel – Boston – Berlin, 1987. Szabolcs J.: Some Studies on the Stereochemistry of Carotenoids, Pure Appl. Chem. 47, 147159 (1976). Szabó L. Gy.: Gyógynövény-ismereti tájékoztató. Schmidt und Co. – Melius Alapítvány, Baksa – Pécs, 2005 Szőke É., Kéry Á., Lemberkovics É.: Farmakognózia. Növényi drogok farmakobotanikai és fitokémiai vizsgálata. Semmelweiss Kiadó, Budapest, 2009 Tóth L.: Gyógynövények, drogok, fitoterápia. Debreceni Egyetemi Kiadó, Debrecen, 2010 243

Zechmeister L., Cholnoky L..: Die chromatographische Adsorptionsanalyse, Springer Verlag, Berlin, 1938. Zechmeister L.: Cis – Trans Isomeric Carotenoids, Vitamins A and Arylpolyenes, Springer Verlag, Wien, 1962. Wagner H., Bladt S.: Plant drug analysis. A thin layer chromatography atlas. Springer – Verlag Berlin Heidelberg New York, 2001 Weedon B. C. L. (Ed.): Carotenoids – 4, Pergamon Press, Oxford – New York – Toronto – Sydney – Paris – Frankfurt, 1976. Internetes források: http://www.epharmacognosy.com/2012/03/aloes.html (2015.04.07.) www.ansci.cornell.edu/plants/toxicagents/tannin.html, 2014.07. 30. Adatbázisok: http://www.carotenoidsociety.org/; http://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/np050354%2B; http://pubs.acs.org/doi/full/10.1021/jo900432r Databases: Carotenoid section of the Lipid Databases

244

Növényi drogok farmakobotanikai és fitokémiai vizsgálatai gyakorlatos jegyzet

Recommend Documents