Módszertani útmutató a Makrofiton élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához

Módszertani útmutató a Makrofiton élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához

Draft Készítette: Dr. Lukács Balázs András, Baranyainé Nagy Anikó, Dr. Papp Beáta 2015

MTA Ökológiai Kutatóközpont

Makrofiton módszertan

Tartalomjegyzék I.

Terepi mintavétel................................................................................................................ 3 Célkitűzés ............................................................................................................................... 3 Mintavételi egység ................................................................................................................. 3 Mintavétel előtt ...................................................................................................................... 3 Mintavétel............................................................................................................................... 4 A terepi mintavétel módszertanának részletes leírása ............................................................ 4 Folyóvizek .......................................................................................................................... 5 Állóvizek ............................................................................................................................ 8

II. Ökológiai állapotértékelés ................................................................................................ 11 Bevezetés .............................................................................................................................. 11 Minősítés .............................................................................................................................. 11 A Referencia Index (RI) számítása .................................................................................. 11 A végleges minősítés (EQR) ............................................................................................ 25 Irodalom ............................................................................................................................... 27

2


I.


Terepi mintavétel

Célkitűzés A hazai makrofita terepi felmérési módszertan (továbbiakban módszertan) átdolgozását a Víz Keretirányelv módszertani interkalibrációs munkálatai tették szükségessé. A módszertan kidolgozása során figyelembe vettük az EN 15460:2008 és EN 14184:2004 szabványok előírásait, illetve azokat az alap statisztikai szabályokat, amelyek az adatok gyűjtésére, mintavételi egységek számára és a randomitásra vonatkoznak. A módszertan azon biológiai módszertanok közé tartozik, amelyek célja a vizek, mintavételi helyek ökológiai állapotának megállapítása. Jelen módszertan mindezt a makrofita növények előfordulási sajátosságai alapján igyekszik megállapítani. A módszertan célja, hogy terepen könnyen használható, egyszerűen elsajátítható, kvalitatív és kvantitatív adatokat egyaránt szolgáltató legyen, továbbá, hogy megmutassa a mintavételi hely ember által zavart e vagy sem. A módszertan jelen formában alkalmas a VKI alapján rendszeresített rutin mintavételi eljárások, folyamatos monitoring rendszerek vizsgálatainak elvégzéséhez. Ugyanakkor más célú feladatok esetén (nem VKI monitorozás) lehetőség van a módszer elemeinek változtatásra (mintavételi egységek száma, mérete). Ennek előnye, hogy így egyszeri részletesebb, átfogóbb vizsgálatok elvégzése is kivitelezhető.

Mintavételi egység A módszertan a vízi makrofita növények (makrofitonok) összeírásán alapul. Vízi makrofita növénynek (aquatic macrophytes) nevezzük azokat a növényeket, amelyek a megfigyelés pillanatában, a vízben puszta szemmel észrevehetőek és meghatározhatóak (Holmes & Whitton 1977). Ez alapján a vízi makrofita növény, mint kategória, magába foglalja a vízben élő vagy életmenetének egy adott szakaszában a vízhez erősen kötődő edényes növényeket, mohákat, májmohákat és harasztokat, illetve a makroalgák (pl. csillárkamoszatok) egy jelentős csoportját is. De a terresztris fajok pillanatnyilag vízben álló képviselőit is ide soroljuk, ezek közül azokat a fajokat amelyek fotoszintetizáló szerveiket állandóan, vagy minden évben néhány hónapra vízben alámerülten, a víz felszínén úsztatva vagy a vízből kiemelve tartják.

Mintavétel előtt Mintavétel előtt minden helyszín esetében tájékozódjunk, hogy mi vár ránk.  Vegyük elő a korábbi felmérési adatlapokat és fényképfelvételeket (ha fel volt mérve korábban).  Ha új kijelölésű a helyszín, válasszuk a legmegfelelőbb mintavételi szakaszt, amely kellően reprezentatív. Tájékozódjunk a területről légifelvételek vagy a Google Earth segítségével.

3



 Különösen állóvizek esetében készítsünk vázlatos élőhelytérképet az elkülöníthető állományok berajzolásával, amely segít eldönteni a transzszektek számát és helyét.  Készüljünk fel a terepi viszonyokra. Pl. ha láthatóan vannak nagyon mély szakaszok, területek vigyünk csónakot stb.

Mintavétel A terepi mintavételi eljárás megfelel az Európai Unióban széleskörben alkalmazott módszernek. Ez Kohler (1978) módszertanán alapul.  A mintavételi időpontot átlagos időjárási körülmények között július és szeptember között kell kijelölni. Nagyon száraz év, illetve magasabb térszintek esetén a mintavétel kitolható június és október közé.  Minden, a transzszektben (mintavételi sávban) előforduló fajt fel kell írni.  Ne írjuk fel a belógó, nem a transzszektben gyökerező fajokat.  A makrofita növényeket minden esetben faji szintig kell határozni.  Használjunk polárszűrős napszemüveget (vagy üveg aljú dobozt) a víz alatti területrészek könnyebb és precízebb áttekintéséhez.  Különösen figyeljünk a kis mennyiségben vagy kis területen előforduló fajokra.  Használjunk csáklyát vagy gereblyét a meg nem közelíthető helyek eléréséhez.  A terepen nehezen vagy meg nem határozható fajokat gyűjtsük be, készítsünk herbáriumot.

A terepi mintavétel módszertanának részletes leírása A makrofita mintavétel során a kijelölt mintavételi sávban található összes makrofita faj nevét fel kell írni, illetve növénymennyiség indexet kell minden egyes fajhoz becsülni. A növénymennyiség nem azonos a biomasszával (kg/egységnyi terület), sokkal inkább értelmezhető úgy, mint a fajok háromdimenziós térben elképzelt mennyisége. Az index továbbá nem a relatív borításon (%) alapul, de magába foglalja a fajok vertikális elrendeződését. Megj.: Szárazföldi környezetben a növények általában elérnek egy adott magasságot, amelyet a környezeti tényezők (szél, eső, tápanyagfeldúsulás) csak időszakosan tudnak befolyásolni. Vízi környezetben ugyanakkor a víz mélysége (víznyomás, fényviszonyok stb.) és mozgási sebessége állandó jelleggel meghatározzák a makrofitonok növekedését. Ezért a makrofitonok vízben való vertikális elrendeződése döntő fontosságú a borítás (abundancia) és mennyiség becslése szempontjából.

A növénymennyiség index skála ötfokozatú. A fokozatok a szálanként előforduló nagyon ritka mennyiségtől a tömeges, nagy összefüggő állományokig terjed. A skála öt fokozatának „beosztása” a terepi felmérő szubjektivitásra hagyatkozik. Tapasztalatok alapján az öt fokozat „beosztása” különböző tapasztalattal rendelkező személyek esetén sem ad nagy különbséget. A skála egyes fokozatainak beosztását segítő felosztás a következő: 1= ritka, szálanként előforduló faj.

4



2= ritka, de már kisebb csoportokban megjelenő faj. 3= a felmérendő sávban gyakori, de nem alkot összefüggő telepeket. 4= nagy kiterjedésű, sűrű állományokkal rendelkezik, de csak a felmérendő sáv egy kisebb részén. 5= a teljes sávban folyamatosan nagy mennyiségben, összefüggő telepeket alkotó faj.

Folyóvizek Folyóvizek makrofita felmérése hosszirányú/parttal párhuzamos transzszekt mentén történik (1‐2. kép). A mintavétel a víz folyásával ellentétes irányban halad, növelve a víz felszínén lebegő makrofita állomány megtalálási esélyét. A mintavétel során legelőször ki kell választani a megfelelő mintavételi helyszínt és meg kell határozni a mintavételi szakasz szélességét a ’channel area‐t’. A mintavételi helyszín legfőbb kritériumai a következők:  A mintavétel helyszíne meg kell feleljen a VKI V. mellékletének 1.3. pontjában megfogalmazott követelményeknek.  A mintavételi helyszín kellően reprezentatív kell legyen a víztest egészére, mivel kevés számú (1–3) helyszín alapján kerül minősítésre a teljes víztest.  Homogenitás. Olyan mederszakaszt jelöljünk ki, amelyen jó kifejlődésű növényállomány(ok) található(ak) (vagyis nincs levágva, permetezve, égetve stb.) és a lehető leghomogénebb környezeti viszonyok uralkodnak rajta. Környezeti viszonyok alatt legfőképp a mintavételi sávban uralkodó árnyékoltságot, az ott található víz folyási sebességét és a közvetlen part mentén található kapcsolódó területek földhasználati viszonyait értjük. (Ezek alapján nem megfelelő mintavételi hely az ahol a növényzetbe belekaszáltak vagy szélsőséges árnyékoltsági körülmények vannak. Nem megfelelő továbbá az sem, ha a mintavételi hely olyan táji környezetben helyezkedik el ahol a kijelölt szakasz közvetlen partja mentén található természetes ligeterdő és pl. szántóföld vagy mesterséges aljzat is. A táji környezetet csak és kizárólag a közvetlen szomszédos élőhely alapján kell megállapítani.)  A mintavételi szakasz hossza 100 m kell legyen.  Opcionálisan készíthetünk vázlatos terepi élőhelytérképet a mintavételi szakaszról a II. mellékletben megadott adatlapra. Ez megkönnyíti a későbbi helyszín beazonosítását, illetve pontosabb kiértékelést tesz lehetővé a későbbiekben.  Belvízcsatornák, csatornák, patakok, csermelyek és erek esetében a mintavétel során a meder két partja közti terület egészét fel kell felmérni, mivel ezen élőhelyek medermorfológiai sajátosságaik miatt teljes szélességükben makrofita növényekkel benőttek lehetnek.  Főcsatornák, folyamok és folyók esetében az egyik kiválasztott part mentén, megfelelő mintavételi sáv szélességben kell a felmérést elvégezni, mivel ezen élőhelyek medermorfológiai sajátosságaik miatt középső részükön teljesen növényzetmentesek lehetnek. (A mintavételi helyszín fentebb ismertetett megkülönböztetését a víztestek medermorfológiai sajátságaiból adódó növény‐zonalitási különbségek miatt kellett

5



felállítani. Az eredmények értékelést torzítaná, ha a nagyobb folyók vagy mélyebb csatornák egyébként természetesen növényzetmentes részét is belevennénk a mintavételi helyszínbe.)  Amennyiben a mintavételi helyszínen nem eldönthető, hogy a meder teljes keresztszelvényében vagy csak az egyik parton kell e a mintavételi egységet kijelölni úgy válasszuk az egyik oldali felmérés megoldást. Ez előfordulhat nagyon mély, éppen magas vízállású, nehezen mintázható állapotban levő élőhelyek esetében. A módszertan legkevésbé pontosan meghatározható eleme a mintavételi szakasz szélességének megállapítása, illetve a mintavételi sáv part felőli határának kijelölése. Ez rutin tereptapasztalat alapján viszonylag könnyedén kijelölhető a domináns növényi életformák alapján. A mintavételi sáv határa a mocsári (helophyton) növények zónájának part felőli széle. Ki lehet jelölni a mintavételi sávot a vízjárás alaőján is: a mintavétel során mindazokat a területeket kell a felmérésbe belevonni, amelyek az év legalább 30%‐ában vízben állnak. (Ez az arány észak‐európai államok definíciójában jóval magasabb, akár 85% is lehet, azonban a száraz kontinentális klímán jellemző szélsőséges vízállási viszonyok, és a többségében belvizes időszakban működő víztestek miatt ezt az arányt csökkentettük.) Az esetek egy részében ez a határ könnyen megállapítható, hiszen a csatornák egy jelentős többségének partja vagy rézsűje kaszált. (A VKI monitoring helyszínek többsége az elmúlt két év távlatában láthatóan nem a legkülönlegesebb, speciális élőhelyeken van kijelölve, többségük csatorna vagy egyéb erősen zavart helyszín.) A felmérés során csak a hínár állományt, illetve a mocsári élőhelyeket, fajokat kell felmérni, de az itt előforduló fás szárú növényfajok felmérése, illtve adatainak rögzítése is kötelező. A mocsári növények közé tartozik azonban több olyan többnyire szárazföldi faj is, amely mocsári élőhelyeken is megjelenhet. Ez a tapasztalatlan, a szárazföldi fajokat kevésbé ismerő felvételezőt elbizonytalaníthatja. A határ megállapítát az alábbiak segíthetik:  Saját magunk képzésével igyekezzünk megismerni a leggyakoribb, tömegesebb part mentén élő növényfajokat.  A kaszálás határa általában jól kijelöli a parti sáv határát is, hiszen kaszálásra a pázsitfűfélék dominálta, vagy a már nagyon száraz gyom vegetáció alkalmas. Ott ahol ez nem jelölhető ki ilyen könnyedén ez csak fajismeret alapján dönthető el.  A pázsitfűfélék tömeges megjelenése (néhány kivételétől eltekintve, pl. Alopecurus pratensis, Alopecurus geniculatus, Alopecuris aequalis, Agrostis alba, Beckmannia eruciformis, Calamagrostis canescens stb.) a sáv határát jelzi.  Nagyon‐nagy folyók mentén található olyan mintavételi pont is, ahol a vízben hínár és mocsári vegetáció nem fordul elő, hanem csak puhafás ligeterdő található. Ezeken a pontokon a makrofita mintavétel nem lehet releváns. (A folyókat kísérő ligeterdő sáv bár anyag‐ és energiaforgalmi szempontból szoros összeköttetésben van a folyóval, és e miatt az ökológiai minősítésben is helye lenne,

6



mégis kikerül a mintavételi helyszínek közül. Ennek oka egyrészt, hogy a VKI monitoring rendszerében csak a vízi vegetációt kell felmérni, másrészt a ligeterdők nagy része erdészetileg erősen kezelt, invazív fajokkal erősen fertőzött élőhely, ami a minősítés során félrevezető eredményt szolgáltatna.)  Nagyobb folyók esetében, ahol található kisebb hínár‐, mocsári és természetes ruderális (Bidention) vegetáció a felmérendő sáv határa a puhafa ligeterdő víz felőli oldala.  A tartósan víz borította terület és a felmérendő vegetáció határa egybe esik. Akár a víz átlagos szintjének a parton látható egyéb fizikális nyomai alapján is kijelölhető.  Ha máshogy nem tudjuk eldönteni, a fajok vízigény értékszáma jól mutatja terresztris, illetve mocsári jellegét. A vízigény tekintetében a 8–12‐ig terjedő értékű fajokat tekintjük hínár, illetve mocsári fajoknak. Az ettől kisebb értékszámmal rendelkező fajok már nagyfokú szárazodást mutatnak. Ahol már döntően 8‐as alatti értékszámú fajokat találunk, kikerül a felmérendő sávból. (Természetesen ez az értékszám egyben jó indikátora is az élőhelyek vízzel való ellátottságának. Minél nagyobb mennyiségben találunk 8‐as alatti értékszámú fajokat egy területen annál rosszabb vízellátottságú a terület.) A mintavételi adatlap egyéb, a mintavételi területre vonatkozó kiegészítő adatokra kérdez rá, amelyek a makrofita növények esetében relevánsak az ökológiai állapot meghatározása tekintetében. Ezek kitöltésével és rögzítésével a későbbi adatértékelést lehet kiegészíteni és pontosítani.

1. kép. Mintavételi transzszekt kijelölése kisvízfolyások mentén. A felmérendő sáv határa a töltés lábánál végződik.

7



2. kép. Mintavételi transzszekt kijelölése kisvízfolyások mentén. A felmérendő sáv határa a töltés lábánál végződik.

Állóvizek Állóvizek makrofita felmérése a part mentén elhelyezett, azzal párhuzamos, a víztest méretétől függő számú transzszekt mentén történik (3‐4. kép). A transzszektek száma SCHAUMBURG et al. (2007) irányelvei alapján a következő: <0,5 km2: 1‐5 transzszekt 0,5 – 2,0 km2: 4‐8 transzszekt 2,0 – 5,0 km2: 5‐10 transzszekt 5,0 ‐ 10 km2: 6‐12 transzszekt >10 km2: 8‐15 transzszekt Az állóvíz mérete alapján láthatóan egy tól‐ig érték van megadva a mintavételi transzszektek számára. A transzszektek pontos számát a felmérő határozza meg, amelyben figyelembe kell venni a part menti élőhelyek típusában és természetességében (zavartságában) megjelenő változatosságát. A cél, hogy minél többféle élőhely kerüljön felmérésre adott víztestből, amellyel reprezentáljuk a víztest egészét. Minden egyes a parttal párhuzamos transzszekt felmérése során további négy övtranszszektet jelölünk ki, amely a partra merőleges. Az övtranszszektek szélessége 2 m, hossza változó, a nyílt víztől a parton található makrofita zóna határáig terjed. A part menti határ megállapítása a folyóvíznél ismertetett módon történik.

8



Az övtranszszekten belül lehetőség van azt részekre bontva mélységi zónák (0 – 1m, 1 – 2 m, 2 – 4 m, 4 – 8 m és mélyebb, mint 8 m) vagy növényzeti zónák (lebegő hínaras, gyökerező hínaras, mocsári növények, puhafa ligeterdő) szerint felmérni. Ez nem kötelező érvényű, esetlegesen plussz információt szolgáltathat, illetve a terepi felmérést könnyítheti meg. Az övtranszszektek felmérése során minden egyes övtranszszektben előforduló makrofita fajt és azok becsült növénymennyiségét jegyezzük fel a fentebb ismertetett módon. A felmérés végén (esetleg már a laborban) a 4 övtranszszekt adatsorát egységesítjük, az azonos fajok különböző mennyiség indexeit átlagoljuk. Az átlagolás során 0,5‐től felfelé kerekítünk. Végeredményül egy állóvízhez annak méretétől függően 1–15 db transzszekt eredményét kell kapjuk.

3. kép. A szükséges számú mintavételi transzszektek kijelölése állóvizek mentén. Ebben az esetben 2‐ 3 transzszekt kijelölése javasolt, mivel a halastó partját homogén nádas veszi körül.

9



4. kép. A szükséges számú mintavételi transzszektek kijelölése állóvizek mentén. Ebben az esetben 4 transzszekt kijelölése javasolt. A fő mocsári növény állomány összetételétől függően 1 zsiókás és 3 keskenylevelű gyékényes.

10

II.

Ökológiai állapotértékelés

Bevezetés A felszíni vizek makrofitonok alapján végzett hidrobiológiai minősítése a német Referencia Index (STELZER et al. 2005; MEILINGER et al. 2005, SCHAUMBURG et al. 2006, 2007) alapján került kidolgozásra.

Minősítés A Referencia Index (RI) számítása A RI számítása az alámerült, szabadon úszó, gyökerező hínarak, illetve az iszap‐ és mocsári növények adatai alapján történik. A minősítés során kizárólag a Kohler‐módszeren alapuló gyűjtés során szerzett adatok kiértékelése történik. Az abundancia adatok számítása mennyiségi adatokká A terepi helyszínen megállapított 1–5‐ig terjedő abundancia értékeket a Braun‐Blanquet‐féle borítási középértékekre konvertáljuk (ENGLONER 2012): A DAFOR skála számszerű értéke Konverzió (A Braun‐Blanquet‐ féle borítási középérték*) 1 3 (0 < x ≤ 5%) 2 15 (5 < x ≤ 25%) 3 37.5 (25 < x ≤ 50%) 4 62.5 (50 < x ≤ 75%) 5 87.5(75 < x ≤ 100%) * A középértékekhez tartozó eredeti borítási érték tartományok a zárójelben vannak feltüntetve.

A fajok besorolása indikációs csoportokba A fajok indikációs csoportba történő besorolása hazai makrofiton alapú vizsgálatok (LUKÁCS et al. 2009; 2011; 2015a,b) és szakértői becslés alapján történt. A besoroláskor figyelembe vettük a fajok szociális magatartás típusait, a vízigény‐, sóigény‐ és növényi tápanyag értékszámokat (BORHIDI 1995) valamint a német, osztrák és szlovák rendszerek kategóriáit. A hazai lista összeállításának oka, hogy a fajok ökológiai indikációs tulajdonsága eltérő geográfiai viszonyok között különböző lehet (SCHNEIDER 2007) A mintavételi helyszínen megtalált fajokat az 1. és 2. táblázat alapján indikációs csoportokba rendezzük. Az indikációs csoportok jelentése a következő:



A csoport: Olyan fajok, amelyek referenciális, vagy azt megközelítő ökológiai állapotú élőhelyeken nagy egyedszámban fordulnak elő. C csoport: Olyan fajok, amelyek referenciális, vagy azt megközelítő ökológiai állapotú élőhelyeken nem vagy csak ritkán fordulnak elő. Jellemzően zavart élőhelyek domináns fajai. B csoport: Olyan fajok, amelyek kitüntetett indikációs tulajdonsággal nem rendelkeznek. Jellemzően mind zavart, mind referenciális állapotú élőhelyeken nagy mennyiségben megtalálhatóak.

Víztest típusok Vízfolyások MRw – Hegyvidéki meszes és szilikátos aljzatú rhitrális jellegű patakok LRw – Nagy méretű folyók SRw – Kis‐ és közepes méretű folyók Nem releváns folyóvíz típusok – Nagyon nagy és Duna méretű folyók

Állóvizek AP – Szikes tavak SL – Sekély tavak RES – Dombvidéki mélyvizű tározók, illetve domb‐ és síkvidéki kavicsbánya tavak

1. Tábla. Az indikátor fajok listája (kivéve mohák) és a fajok indikációs kategóriái (A fajnevek KIRÁLY 2009 munkáját követik).

LRw

SRw

AP

SL

RES

Acorus calamus L. Aegopodium podagraria L. Aethusa cynapium L. Agrostis stolonifera L. Aldrovanda vesiculosa L. Alisma gramineum Lej. Alisma lanceolatum With. Alisma plantago‐aquatica L. Alopecurus aequalis Sobol. Alopecurus geniculatus L. Amorpha fruticosa L. Angelica palustris (Besser) Hoffm. Angelica sylvestris L. Anthriscus cerefolium (L.) Hoffm. Anthriscus sylvestris (L.) Hoffm.

MRw

Érvényes fajnév

C B C B C C B B C A B C C

A B C A C C B B C A B C C

A B C A C C B B C A B C C

C C C C A B B A A C C C C C

A B A A A C

A B B B B B B C A B C C

12

MTA Ökológiai Kutatóközpont Apium repens (Jacq.) Lag. Aster lanceolatus Willd. Azolla filiculoides Lam. Azolla mexicana C. Presl Bacopa caroliniana (Walter) B.L.Rob Bacopa monnieri (L.) Wettst. Beckmannia eruciformis (L.) Host Berula erecta (Huds.) Coville Bidens cernua L. Bidens frondosa L. Bidens tripartita L. Blysmus compressus (L.) Panz. Bolboschoenus glaucus (Lam.) S.G. Sm. Bolboschoenus laticarpus Marhold, Hroudová, Ducháček et Zákr. Bolboschoenus maritimus (L.) Palla Bolboschoenus planiculmis (F. Schmidt) T.V. Egorova Butomus umbellatus L. Cabomba caroliniana A. Gray Caldesia parnassifolia (L.) Parl. Callitriche cophocarpa Sendtn. Callitriche palustris L. Caltha palustris L. Caltha palustris L. Calystegia sepium (L.) R. Br. Camphorosma annua Pall. Cardamine amara L. Cardamine flexuosa With. Cardamine impatiens L. Cardamine parviflora L. Cardamine pratensis L. Carduus crispus L. Carex acuta L. Carex acutiformis Ehrh. Carex bohemica Schreb. Carex buekii Wimm. Carex distans L. Carex disticha Huds. Carex divisa Huds. Carex elata All. Carex flava L. Carex hirta L. Carex hordeistichos Vill. Carex lasiocarpa Ehrh. Carex lepidocarpa Tausch Carex limosa L.

Makrofiton módszertan A C C C A C C C C A A A A C A A A A A B B B A A A

A C C C C C A A C A B C A A A A B A A B A B B A A A A

A C C C C C B A A C A A B B B B B C A A A A B A A B A B B B B A A C A B A B B A A A

C C C C A C C C C C A A A A C C B B C C C A C C C C C C B C C C A A A B C A C C C

C C C C B B C B A C A A A B B B B B B B B

A C C C C C A A C A B C A A A A C B B A A A A

13

MTA Ökológiai Kutatóközpont Carex melanostachya Willd. Carex otrubae Podp. Carex paniculata L. Carex pendula Huds. Carex pseudocyperus L. Carex remota L. Carex riparia Curtis Carex rostrata Stokes Carex vesicaria L. Carex vulpina L. Catabrosa aquatica (L.) P. Beauv. Cerastium lucorum (Schur) Möschl Ceratophyllum demersum L. Ceratophyllum submersum L. Ceratophyllum muricatum subsp. muricatum Ceratopteris thalictroides (L.) Brongn. Chaerophyllum aromaticum L. Chaerophyllum bulbosum L. Chaerophyllum hirsutum L. Chara Chrysosplenium alternifolium L. Cicuta virosa L. Cirsium brachycephalum Jur. Cirsium canum (L.) All. Cirsium oleraceum (L.) Scop. Cirsium palustre (L.) Scop. Cirsium rivulare (Jacq.) All. Cladium mariscus (L.) Pohl Cladophora spp. (1‐3) Cladophora spp. (4‐5) Conium maculatum L. Crypsis aculeata (L.) Aiton Cyperus difformis L. Cyperus flavescens L. Cyperus fuscus L. Cyperus glaber L. Cyperus glomeratus L. Cyperus longus L. Cyperus pannonicus Jacq. Cyperus serotinus Rottb. Cystopteris fragilis (L.) Bernh. Deschampsia caespitosa (L.) P. Beauv. Dichostylis micheliana (L.) Nees Dryopteris carthusiana (Vill.) H.P. Fuchs Dryopteris cristata (L.) A. Gray

Makrofiton módszertan A A A B A B B A A C C C B B A A A A A C C A A A A

A A A A A A A C C C C B B C A A A B C C B A A C B A A A A

A A A A A A B A B A A A C C C C B B A A A B A A A A A B C C C A B A A A A A B A A

A C C A A B A A A B B B C A C B B B A B C C A C B B B B B A C B

B B B C B B B C B C A B A A A B B A A A A

A A A A A C C C C B B C A A B C C C B A A C A A A A A

14

MTA Ökológiai Kutatóközpont Dryopteris filix‐mas (L.) Schott Echinochloa crus‐galli (L.) P. Beauv. Echinocystis lobata (Michx.) Torr. et A. Gray Egeria densa Planch. Eichhornia crassipes (Mart.) Solms Eichhornia diversifolia Urb. Elatine alsinastrum L. Elatine hungarica Moesz Elatine hydropiper L. em. Oeder Elatine triandra Schkuhr Eleocharis acicularis (L.) Roem. et Schult. Eleocharis austriaca Hayek Eleocharis carniolica W.D.J. Koch Eleocharis mamillata H. Lindb. Eleocharis ovata (Roth) Roem. et Schult. Eleocharis palustris (L.) Roem. et Schult. Eleocharis quinqueflora (Hartmann) O. Schwarz Eleocharis uniglumis (Link) Schult. Elodea canadensis Michx. Elodea nuttallii (Planch.) H. St. John Epilobium hirsutum L. Epilobium palustre L. Epilobium parviflorum Schreb. Epilobium roseum Schreb. Epilobium tetragonum L. Epipactis palustris (L.) Crantz Equisetum arvense L. Equisetum fluviatile L. em. Ehrh. Equisetum hyemale L. Equisetum palustre L. Equisetum sylvaticum L. Equisetum telmateia Ehrh. Equisetum variegatum Schleich. Eupatorium cannabinum L. Euphorbia palustris L. Euphorbia villosa Waldst. et Kit. Fallopia × bohemica (Chrtek et Chrtková) J.P. Bailey Fallopia japonica (Houtt.) Ronse Decr. Fallopia japonica (Houtt.) Ronse Decr. Fallopia sachalinensis (F. Schmidt) Ronse Decr. Festuca arundinacea Schreb. Festuca gigantea (L.) Vill. Galium boreale L. Galium elongatum C. Presl in J. Presl et C. Presl Galium palustre L.

Makrofiton módszertan B C B A A C C C C A B B

B B C C C A A A B B B B B B A B B A B B A C C C B A B B B

B C C C C C A B B B B B B B C C B B B B B A B A B B A B B B A A C B A B B B

C C C C C C A B A A A B A A B C C C C B B B B B C C C C C C

B C C C B B B B B B A B B B B B C C B B B B B B B B A A B B A B B

B B C C C C A A A B B B B B A B B B B A B B A A A C C A B B B

15

MTA Ökológiai Kutatóközpont Galium rivale (Sibth. et Sm.) Griseb. Galium rubioides L. Geum rivale L. Glyceria declinata Bréb. Glyceria fluitans (L.) R. Br. Glyceria maxima (Hartm.) Holmb. Glyceria nemoralis (Uechtr.) Uechtr. et Körn. Glyceria notata Chevall. Gnaphalium luteoalbum L. Gnaphalium uliginosum L. Gratiola officinalis L. Groenlandia densa (L.) Fourr. Gymnocoronis spilanthoides DC. Hippuris vulgaris L. Hottonia palustris L. Houttuynia cordata Thunb. Hydrilla verticillata (L. f.) Royle Hydrocharis morsus‐ranae L. Hydrocotyle ranunculoides L. f. Hydrocotyle vulgaris L. Hygrophila corymbosa Lindau. Hygrophila difformis Blume Hygrophila polysperma (Roxb.) T. Anderson Hypericum tetrapterum Fr. Impatiens glandulifera Royle Impatiens noli‐tangere L. Impatiens parviflora DC. Iris pseudacorus L. Juncus articulatus L. Juncus bufonius L. Juncus bulbosus L. Juncus compressus Jacq. Juncus conglomeratus L. Juncus effusus L. Juncus gerardii Loisel. Juncus inflexus L. Juncus maritimus Lam. Juncus sphaerocarpus Nees Juncus subnodulosus Schrank Juncus tenageia Ehrh. ex L. Juncus tenuis Willd. Lagarosiphon major (Ridl.) Moss. Leersia oryzoides (L.) Sw. Lemna aequinoctialis Welw. Lemna gibba L.

Makrofiton módszertan A B A B B C B B B B C A C A C B B B B C C A C C

B B A B B C C C A A B A C B C C B C C C C A C B C B A B A B B B B A A B C A B

B B A A A A A A B B B A C A A C C B C C C C A C B C B A B B B B B A A B C A

C C A A A A A B B B C B C C C C C C C A A B A C A C C C B C C

B B B A A A B B C A A C C A C A C C C B B B B B B B B B B B B B B C C C

B B B B C C C A A B A C B C C B C C C C B C B A A A A A A B A A B C B

16

MTA Ökológiai Kutatóközpont Lemna minor L. Lemna minuta Kunth Lemna trisulca L. Lemna turionifera Landolt Lepidium cartilagineum (J.C. Mayer) Thell. Limnophila sessiliflora (Vahl) Blume Limosella aquatica L. Lindernia dubia (L.) Pennell Lindernia procumbens (Krock.) Philcox Liparis loeselii (L.) Rich. Ludwigia alternifolia L. Ludwigia palustris (L.) Elliott Ludwigia peploides (Kunth) Raven Ludwigia repens J.R. Forst. Ludwigia grandiflora (Michx.) Greuter & Burdet Lycopus europaeus L. Lycopus exaltatus L. f. Lysimachia nummularia L. Lysimachia vulgaris L. Lythrum hyssopifolia L. Lythrum salicaria L. Lythrum tribracteatum Salzm. in Spreng. Lythrum virgatum L. Marsilea quadrifolia L. Matteuccia struthiopteris (L.) Tod. Mentha aquatica L. Mentha longifolia (L.) Nath. Mentha x spp. Menyanthes trifoliata L. Mimulus guttatus Fisch. ex DC. Monochoria korsakowii Regel et Maack Montia fontana L. Myosotis caespitosa Schultz Myosotis nemorosa Besser Myosotis scorpioides L. Myosotis sicula Guss. Myosoton aquaticum (L.) Moench Myricaria germanica (L.) Desf. Myriophyllum aquaticum (Vell.) Verdc. Myriophyllum heterophyllum Michx. Myriophyllum spicatum L. Myriophyllum verticillatum L. Najas guadelupensis (Spreng.) Magnus Najas marina L. Najas minor All.

Makrofiton módszertan B C B A C C B B B B B B B A A A B A A A

B C B C C A C A C A C C C B B B B B B B A A B B C C B B B B B A C C A B C A B

C C A C C C B B B B B B B B A A B B C C B B B B B A C C A B C A B

B C A C A A C A B C C C C C C B C C C C C C C C C A C C C C A A

B C B C C C B C B C B C C C B B B A B B B A B B B B A C C B B B B B C B A C C B

B C B C C A C A C A C C C B B B B B B B A B B B C C B B B B B A C C B B C B B

17

MTA Ökológiai Kutatóközpont Najas gracillima (A.Braun ex Engelm.) Magnus Nasturtium officinale R. Br. Nelumbo nucifera Gaertn. Nitella spp. Nitellopsis obtusa Nuphar lutea (L.) Sm. Nuphar advena R. Br. Nymphaea alba L. Nymphaea rubra Roxb. Nymphaea x ssp. Nymphaea lotus var. thermalis (DC.) Tuzson Nymphaea nouchali var. caerulea (Savigny) Verdc. Nymphoides peltata (S.G. Gmel.) Kuntze Oenanthe aquatica (L.) Poir. Oenanthe fistulosa L. Osmunda regalis L. Parnassia palustris L. Peplis portula L. Persicaria amphibia (L.) Delarbre Persicaria dubia (Stein) Fourr. Persicaria hydropiper (L.) Delarbre Persicaria lapathifolia (L.) Delarbre Persicaria maculosa Gray Persicaria minor (Huds.) Opiz Petasites albus (L.) Gaertn. Petasites hybridus (L.) G. Gaertn., B. Mey. et Scherb. Peucedanum palustre (L.) Moench Phalaris arundinacea L. Phragmites australis (Cav.) Steud.(DAFOR 1‐3) Phragmites australis (Cav.) Steud.(DAFOR 1‐4) Pistia stratiotes L. Poa nemoralis L. Poa palustris L. Poa remota Forselles Poa trivialis L. Pontederia cordata L. Potamogeton acutifolius Link Potamogeton berchtoldii Fieber Potamogeton coloratus Hornem. Potamogeton compressus L. Potamogeton crispus L. Potamogeton filiformis Pers. Potamogeton gramineus L. Potamogeton lucens L. Potamogeton natans L.

Makrofiton módszertan A B B B B B B A A A C C C A A A A C C C C C C

C A C C C C C C C C B B B B B B B B A A B B B C B B B C A C C B C A A A A

C A C A C C C C C C C B B B B B B B B A A A B B B B B B C A C C B B A A A A

C A B B B B C C B C B C C C B C C C C C C C C C B C B B C C C B

C C B B B C A C C C C A B A A A B B B B B B B B C C A A A A A A A A A

C A C A B C B C C C C B B B B B B B B B C C C B B B C A C C B C A A A B

18

MTA Ökológiai Kutatóközpont Potamogeton nodosus Poir. Potamogeton obtusifolius Mert. et W.D.J. Koch Potamogeton pectinatus L. Potamogeton perfoliatus L. Potamogeton trichoides Cham. et Schltdl. Potamogeton pusillus subsp. pusillus Potentilla palustris (L.) Scop. Potentilla supina L. Pseudolysimachion longifolium (L.) Opiz Puccinellia limosa (Schur) Holmb. Puccinellia peisonis (Beck) Jáv. Pulicaria dysenterica (L.) Bernh. Pulicaria vulgaris Gaertn. Ranunculus aquatilis L. Ranunculus baudotii Godr. Ranunculus circinatus Sibth. Ranunculus flammula L. Ranunculus fluitans Lam. Ranunculus lateriflorus DC. Ranunculus lingua L. Ranunculus parviflorus L. Ranunculus peltatus Schrank Ranunculus polyphyllus Waldst. et Kit. Ranunculus rionii Lagger Ranunculus sardous Crantz Ranunculus sceleratus L. Ranunculus trichophyllus Chaix Ranunculus aquatilis L. Ranunculus tripartitus DC. Rorippa amphibia (L.) Besser Rorippa austriaca (Crantz) Besser Rorippa palustris (L.) Besser Rorippa sylvestris (L.) Besser Rotala rotundifolia (Roxb.) Koehne Rubus caesius L. Rubus idaeus L. Rumex aquaticus L. Rumex conglomeratus Murray Rumex crispus L. Rumex hydrolapathum Huds. Rumex maritimus L. Rumex palustris Sm. Rumex sanguineus L. Sagittaria sagittifolia L. Sagittaria subulata (L.) Buchenau

Makrofiton módszertan C C C C C B C C C C C C C C C C C C C C B C C B B B A B B A B

C B C A C A B A B B B B A A A B B B B A B B B C B B C B B B B B A B A B B C

C B B A C A B A B B B B B B A A A B B B B B A B B B C B B C B B B B B A A A B B C

B C A C A B C B A A A A A A C C C A C A A A A A A A B A B C B B C C B B C A C B B

A A B A A A A A A A A A A A A A A C B B C A B C

B B C A C C B B B B B A B A B B B B B B B B C B B C B B B B A B A B B C

19

MTA Ökológiai Kutatóközpont Salicornia prostrata Pall. Salvinia molesta D.S. Mitch. Salvinia natans (L.) All. Samolus valerandi L. Saururus cernuus L. Schoenoplectus lacustris (L.) Palla (DAFOR 1‐3) Schoenoplectus lacustris (L.) Palla (DAFOR 4‐5) Schoenoplectus litoralis (Schrad.) Palla Schoenoplectus mucronatus (L.) Palla Schoenoplectus pungens (Vahl) Palla Schoenoplectus setaceus (L.) Palla Schoenoplectus supinus (L.) Palla Schoenoplectus tabernaemontani (C.C. Gmel.) Palla Schoenoplectus triqueter L. Schoenus nigricans L. Scirpoides holoschoenus (L.) Soják Scirpus radicans Schkuhr Scirpus sylvaticus L. Scrophularia nodosa L. Scrophularia umbrosa Dumort. Scutellaria galericulata L. Scutellaria hastifolia L. Senecio aquaticus Hill Senecio doria Nath. Senecio paludosus L. Senecio sarracenicus L. Senecio umbrosus Waldst. et Kit. Serratula tinctoria L. Sisymbrium strictissimum L. Sium latifolium L. Sium sisarum L. Solanum dulcamara L. Solanum nigrum L. Solidago canadensis L. Solidago gigantea Aiton Sonchus palustris L. Sparganium emersum Rehmann Sparganium erectum L. Sparganium natans L. Spirodela polyrhiza (L.) Schleid. Spirogyra spp. (1‐3) Spirogyra spp. (4‐5) Stachys palustris L. Stellaria alsine Grimm Stellaria graminea L.

Makrofiton módszertan C A A A A C C A C C A A C C

C B B C C C C B B B B B B A B B B B B B A A A B C C A B B C B C B B B

C B A C B B B B B B B B B A B A A B B B A B B B B B B A A A B C C A B B B B C B B B

A C B A A B B B B A A A C A B B C C C C C C C B B C B B C B C C C C C C B B C C C C

C B B C C B C B B A B B B B B B A B B B B B B B B B C B B B

C B B C C C C B B B B B B A B B B B B B A A A B C C A B B C B C B B B

20

MTA Ökológiai Kutatóközpont Stellaria palustris Retz. Stratiotes aloides L. Suaeda pannonica (Beck) Graebn. Symphytum officinale L. Taraxacum palustre agg. Tephroseris crispa (Jacq.) Rchb. Teucrium scordium L. Thelypteris palustris Schott Trapa natans L. Trichocoronis rivularis A.Gray Triglochin maritimum L. Tussilago farfara L. Typha angustifolia L. (DAFOR 1‐3) Typha angustifolia L. (DAFOR 4‐5) Typha latifolia L. (DAFOR 4‐5) Typha latifolia L.(DAFOR 1‐3) Typha laxmannii Lepech. Typha minima Hoppe Typha shuttleworthii W.D.J. Koch et Sond. Urtica dioica L. (1‐3) Urtica dioica L. (4‐5) Urtica kioviensis Rogow. Utricularia australis R. Br. Utricularia bremii Heer Utricularia gibba L. Utricularia minor L. Utricularia vulgaris L. Valeriana dioica L. Valeriana officinalis L. Vallisneria gigantea Graebn. Vallisneria spiralis L. Veronica anagallis‐aquatica L. Veronica anagalloides Guss. Veronica beccabunga L. Veronica catenata Pennell Veronica peregrina L. Veronica scardica Griseb. Veronica scutellata L. Wolffia arrhiza (L.) Horkel ex Wimm. Zannichellia palustris L.

Makrofiton módszertan B A B C C C C A A A A A A A A A C

B C B A B C B C C C C C C C A A A A C A B C C A A A A B B A B C

B A B A B C B B B B B B B B A A A A C A A C C A A A A C A A B B

C C A C C C C B A C C C C C C C C C B C C B C B B B B B B B B A

B A B A B C B B B B C B B B C C B B B B C B B B C

B C B B B C B C C C C C C C A A A C A B C C A A A A B B B C

2. Tábla. Az indikátor moha fajok listája és a fajok indikációs kategóriái.

21



MRw

LRw

SRw

AP

SL

RES

Érvényes fajnév

Amblystegium fluviatile (Hedw.) Schimp. Amblystegium humile (P. Beauv.) Crundw. Amblystegium radicale (P. Beauv.) Schimp.

A

A B

B

A

Amblystegium tenax (Hedw.) C.E.O. Jensen Amblystegium varium (Hedw.) Lindb. Aneura pinguis (L.) Dumort. Aphanorrhegma patens (Hedw.) Lindb. Brachythecium mildeanum (Schimp.) Schimp. ex Milde Brachythecium rivulare Schimp. Brachythecium rutabulum (Hedw.) Schimp. Bryum pallens Sw. Bryum pseudotriquetrum (Hedw.) P. Gaertn., B. Mey. & Scherb. Calliergonella cuspidata (Hedw.) Loeske Chiloscyphus pallescens (Hoffm.) Dumort. Chiloscyphus polyanthos (L.) Corda Cinclidotus fontinaloides (Hedw.) P. Beauv. Cinclidotus riparius (Host ex Brid.) Arn. Conocephalum conicum (L.) Dumort. Conocephalum salebrosum Szweykowski, Buczkowska & Odrzykoski Cratoneuron filicinum (Hedw.) Spruce Dichodontium pellucidum (Hedw.) Schimp. Dicranella rufescens (Dicks.) Schimp. Dicranella schreberiana (Hedw.) Hilf. ex H.A. Crum & L.E. Anderson Dicranella staphylina H. Whitehouse Dicranella varia (Hedw.) Schimp. Didymodon sinuosus (Mitt.) Delogne Didymodon spadiceus (Mitt.) Limpr. Didymodon tophaceus (Brid.) Lisa Drepanocladus aduncus (Hedw.) Warnst. Eucladium verticillatum (Brid.) Bruch & Schimp. Eurhynchium hians (Hedw.) Sande Lac. Eurhynchium speciosum (Brid.) Jur. Fissidens adianthoides Hedw. Fissidens arnoldii R. Ruthe Fissidens crassipes Wilson ex Bruch & Schimp. subsp. crassipes Fissidens exiguus Sull. Fissidens pusillus (Wilson) Milde Fontinalis antipyretica Hedw. Funaria hygrometrica Hedw. Hygrohypnum luridum (Hedw.) Jenn. Leptodictyum riparium (Hedw.) Warnst.

B A B A B A A B A B A A A B A A A A B A B A A A B A B A B B C

B B B B B A B A A A A A B B B B A B B B B A B B B

B B B B B A B B A A B B B B B B B B B B B B

B A B

A B B A B B B A B A A A

22

MTA Ökológiai Kutatóközpont Lophocolea bidentata (L.) Dumort. Lunularia cruciata (L.) Dumort. ex Lindb. Marchantia polymorpha L. subsp. polymorpha Marchantia polymorpha L. subsp. ruderalis Bischl. et Boisselier Oxystegus tenuirostris (Hook. & Taylor) A.J.E. Sm. Palustriella commutata (Hedw.) Ochyra Pellia endiviifolia (Dicks.) Dumort. Philonotis arnellii Husn. Philonotis caespitosa Jur. Philonotis fontana (Hedw.) Brid. Physcomitrium eurystomum Sendtn. Physcomitrium pyriforme (Hedw.) Brid. Plagiomnium elatum (Bruch & Schimp.) T.J. Kop. Plagiomnium undulatum (Hedw.) T.J. Kop. Platyhypnidium riparioides (Hedw.) Dixon Pohlia melanodon (Brid.) A.J. Shaw Pohlia wahlenbergii (F. Weber & D. Mohr) A.L. Andrews Rhizomnium punctatum (Hedw.) T.J. Kop. Rhynchostegiella curviseta (Brid.) Limpr. Rhynchostegiella tenella (Dicks.) Limpr. Rhynchostegiella teneriffae (Mont.) Dirkse & Bouman Riccia cavernosa Hoffm., emend. Raddi Riccia fluitans L., emend. Lorb. Riccia glauca L. Ricciocarpos natans (L.) Corda Scapania undulata (L.) Dumort. Thamnobryum alopecurum (Hedw.) Gangulee Trichocolea tomentella (Ehrh.) Dumort. Amblystegium serpens (Hedw.) Schimp. Atrichum undulatum (Hedw.) P. Beauv. Brachythecium populeum (Hedw.) Schimp. Brachythecium salebrosum (F. Weber & D. Mohr) Schimp. Brachythecium velutinum (Hedw.) Schimp. Bryum laevifilum Syed Eurhynchium crassinervium (Wilson) Schimp. Dicranella heteromalla (Hedw.) Schimp. Fissidens crassipes Wilson ex Bruch & Schimp. subsp. warnstorfii (M. Fleisch.) Brugg. Fissidens taxifolius Hedw. Hypnum cupressiforme Hedw. Hypnum pallescens (Hedw.) P. Beauv. Isothecium alopecuroides (Dubois) Isov. Leskea polycarpa Ehrh. ex Hedw. Mnium marginatum (Dicks.) P. Beauv. Mnium stellare Hedw.

Makrofiton módszertan A B B A A B A A A A B B B A B A A A A A A B B B B B B B B A

A B B B A A B B A B B B A A A A A B B B B

B B A B B B B B B B B

B

B B B A A A

B B B B B B B

B B B B B

B B

23

MTA Ökológiai Kutatóközpont Plagiomnium cuspidatum (Hedw.) T.J. Kop. Plagiothecium cavifolium (Brid.) Z. Iwats. Plagiothecium denticulatum (Hedw.) Schimp. Plagiothecium nemorale (Mitt.) A. Jaeger Plagiothecium succulentum (Wilson) Lindb. Polytrichum formosum Hedw. Rhynchostegium confertum (Dicks.) Schimp. Schistidium crassipilum H.H. Blom Lophocolea heterophylla (Schrad.) Dumort. Radula complanata (L.) Dumort.

Makrofiton módszertan B B B B B B B B B B

B B B

B B

Csoport mennyiség számítása A vizsgálandó víztest típusban (oszlop) szereplő fajok figyelembevételével az egy indikációs csoportba tartozó fajok abundancia értékeit össze kell adni.

A számítás feltételei Nem tekintjük relevánsnak a fajt (vagyis a számítási feltételek ellenőrzésekor nem kell figyelembe venni), ha: 1. Ha adott oszlopban nincs egy faj mellett kategória. 2. Ha egy olyan faj kerül elő a felmérés során, amelyet az 1. táblázat nem tartalmaz. Ha az ilyen, nem releváns fajok mennyisége magas, úgy az a teljes számítást torzíthatja. Így ha a nem releváns fajok abundancia összegének aránya ≥ 25 %, a számított index értéke nem tekinthető megbízhatónak! A felmérés során előkerülő nem releváns fajokat természetesen fel lehet (és ajánlott is) írni, egy későbbi, más célú adatfelhasználás érdekében. Vízfolyások  Az indikátor (táblázatban szereplő) fajok abundancia értékének összege eléri a 16‐ot.  Az indikátor fajok számának aránya eléri a 75 %‐ot. Állóvizek  Az indikátor (táblázatban szereplő) fajok mennyiségeinek összege eléri az 55‐öt, kivéve a szikes tavakat, ahol ez az érték minimum 15.  Az indikátor fajok számának aránya eléri a 75 %‐ot.

24



További feltételek  Ha a fajszám kevesebb, mint kettő a minősítés eredménye nem releváns. Az EQR = 1.  Ha az alábbi fajok dominánsan jelennek meg a területen (a teljes mennyiségük legalább 80% a teljes minta mennyiséghez viszonyítva) az RI értékét 50‐el csökkenteni kell. o Amorpha fruticosa o Elodea canadensis/ nuttallii o Myriophyllum spicatum o Najas marina o Potamogeton pectinatus o Ceratophyllum demersum o Ceratophyllum submersum  Ha e feltételek miatt az RI értéke < ‐100, akkor RI= ‐100.

A RI számítása Minden víztest típusban az alábbi képlet segítségével számítjuk a Referencia Indexet: nC

nA

RI 

Q  Q i1

Ai

i1

Ci

ng

Q i1

100

gi

ahol: RI = Referencia Index; QAi = Az 'A' csoportba tartozó fajok “mennyisége” ; QCi = A 'C' csoportba tartozó fajok “mennyisége”; Qgi = Mind a három csoport fajainak “mennyisége”; nA = Az 'A' csoport fajainak száma; nC =A 'C' csoport fajainak száma; ng = (A+B+C) teljes fajszám.

A végleges minősítés (EQR) Az RI értékét az alábbi képlet segítségével alakítjuk a VKI által megkövetelt 0 és 1 közé eső értékké.

EQR = {(RI + 100) * 0,5}/100 3. Táblázat: A minősítési határértékek.

25



Ökológiai

AP

SL

RES

SRw

LRw

MRw

állapot

EQR

EQR

EQR

EQR

EQR

EQR

Kiváló

5

1.00 – 0.61

1.00 – 0.63

1.00 – 0.71

1.00 – 0.71

1.00 – 0.71

1.00 – 0.68

Jó

4

0.60 – 0.31

0.62 – 0.55

0.70 – 0.51

0.70 – 0.38

0.70 – 0.48

0.67 – 0.55

Közepes

3

0.30 – 0.16

0.54 – 0.27

0.50 – 0.31

0.37 – 0.11

0.47 – 0.30

0.54 – 0.25

Gyenge

2

0.15 – 0.05

0.26 – 0.01

0.30 – 0.05

0.10 – 0.05

0.29 – 0.05

0.24– 0.05

Rossz

1

-

-

-

-

-

-

MRw – Hegyvidéki meszes és szilikátos aljzatú rhitrális jellegű patakok LRw – Nagy méretű folyók SRw – Kis‐ és közepes méretű folyók AP – Szikes tavak SL – Sekély tavak RES – Dombvidéki mélyvizű tározók, illetve domb‐ és síkvidéki kavicsbánya tavak

26



Irodalom Borhidi, A. 1995. Social behaviour types, the naturalness and relative ecological indicator values of the higher plants in the Hungarian Flora. Acta Botanica Hungarica 39: 97–181. ECOSURV (Ecological Survey of the surface waters of Hungary) 2005. Botanical program. Phare project. EuropeAid/114951/D/SV/2002‐000‐180‐04‐01‐02‐02. Engloner, A. 2012. Alternative ways to use and evaluate Kohler’s ordinal scale to assess aquatic macrophyte abundance. Ecological Indicators 20: 238–243. Holmes, N.T.H. & B.A. Whitton 1977. Macrophytes of the River Wear: 1966 1976’. Naturalist 102: 53– 73. Király G. (eds.) 2009. New Hungarian Herbal. The Vascular Plants of Hungary. Identification key. Aggtelek National Park Directorate, Jósvafő. 616 pp. Kohler, A. 1978. Methoden der Kartierung von Flora und Vegetation von Süßwasserbiotopen. Landschaft & Stadt 10: 73–85. Lukács, B.A., Gy. Dévai, B. Tóthmérész 2009. Aquatic macrophytes as bioindicators of water chemistry in nutrient rich backwaters along the Upper‐Tisza river (in Hungary). Phytocoenologia 39: 287–293. Lukács, B.A., Gy. Dévai, B. Tóthmérész 2011. Small scale macrophyte‐environment relationship in an oxbow‐lake of the Upper‐Tisza valley (Hungary). Community Ecology 12: 259–263. Lukács, B.A., G. Sramkó, A.V. Molnár 2013. Plant diversity and conservation value of continental temporary pools. Biological Conservation 158: 393–400. Lukács, B.A., B. Tóthmérész, G. Borics, G. Várbíró, P. Juhász, B. Kiss, Z. Müller, L. G‐Tóth, T. Erős 2015a. Macrophyte diversity of lakes in the Pannon Ecoregion (Hungary). Limnologica 53: 74–83. Lukács, B.A., A. Mesterházy, R. Vidéki, G. Király 2015b. Alien aquatic vascular plants in the in Hungary (Pannonian Ecoregion): historical aspects, dataset and trends. Plant Biosystems DOI: 10.1080/11263504.2014.987846 Meilinger, P., S. Schneider, A. Melzer 2005. The Reference Index Method for the macrophyte‐based assessment of rivers ‐ a contribution to the implementation of the European Water Framework Directive in Germany. International Review of Hydrobiology 90: 322–342. Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann, A. Gutowski, J. Foerster. 2006. Instruction Protocol for the ecological Assessment of Running Waters for Implementation of the EU Water Framework Directive: Macrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 121. Schaumburg, J., C. Schranz, D. Stelzer, G. Hofmann. 2007. Action Instructions for the ecological Evaluation of Lakes for Implementation of the EU Water Framework Directive: Makrophytes and Phytobenthos. Bavarian Environment Agency, 69. Schneider, S. 2007. Macrophyte trophic indicator values from a European perspective. Limnologica 37: 281‐289. Stelzer, D., S. Schneider, A. Melzer 2005. Macrophyte‐based assesment of lakes – a contribution to the Iiplementation of the European Water Framework Directive in Germany. International Review of Hydrobiology 90: 223–237.

27

Módszertani útmutató a Makrofiton élőlénycsoport VKI szerinti gyűjtéséhez és feldolgozásához

Recommend Documents