1
Potensi Isolat Kapang Koleksi Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Biologi ITS Dalam Mendegradasi Pewarna Azo Orange II Aprilia Fitriana dan Nengah Dwianita Kuswytasari Jurusan Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam Institut Teknologi Sepuluh Nopember (ITS) Jl. Arief Rahman Hakim, Surabaya 60111 Indonesia E-mail:
[email protected] ABSTRAK Penelitian ini dilakukan untuk mengetahui apakah isolat kapang koleksi Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Biologi ITS berpotensi dalam mendegradasi pewarna azo jenis Orange II dan pada pH berapakah optimum mendegradasi Orange II. Hasil penelitian menunjukkan bahwa 37 isolat kapang yang digunakan berpotensi dalam mendegradasi Orange II. pH 5 merupakan pH optimum dalam mendegradasi Orange II. Hasil menunjukkan persentase degradasi tertinggi pada pH 4 sebesar 95, 232 % adalah Penicillium sp. 1 (LM 1024), pada pH 5 sebesar 100 % antara lain Aspergillus flavus (LM 1010), Aspergillus fumigatus (LM 1012) , Aspergillus niger (LM 1002), Fusarium sp. (LM 1018), Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042), Paecylomyces sp.4 (LM 1031), Stachybotrys sp.1 (LM 1033), Stachybotrys sp.3 (LM 1035), Trichoderma koningii (O3), dan pada pH 6 sebesar 100 % yaitu Aspergillus vesicolor (LM 1008). Semua Isolat tersebut mampu mendegradasi pewarna azo Orange II pada 9 hari. Kata Kunci : Isolat kapang, Orange II, pH, Persentase degradasi. ABSTRACT This research was conducted to find out if mold isolates Microbiology and Biotechnology Laboratory collection of Biology ITS has the potential to degrade azo Orange II dyes and those optimum pH. The results showed that 37 isolates of mold used has a potential ability to degrade zo Orange I dyesI. The optimum pH was pH 5 degrade azo Orange II dyes. The results showed several highest degradation percentage were Penicillium sp. 1 (LM 1024) at pH 4 by 95,232%. Aspergillus flavus (LM 1010), Aspergillus fumigatus (LM 1012), Aspergillus niger (LM 1002), Fusarium sp. (LM 1018),. Mycelia sterillia sp. (LM 1042), Paecylomyces sp 4 (LM 1031), Stachybotrys sp. 1 (LM 1033), Stachybotrys sp. (LM 1035) ,and Trichoderma koningii (O3) at pH 5 by 100%. Aspergillus vesicolor (LM 1008) at pH 6 by 100 %. All those isolates were able to degrade azo Orange II dyes in 9 days. Key words: Mold Isolates, Orange II, pH, Degradation precentage zat warna menyebabkan berkurangnya oksigen yang dihasilkan selama proses fotosintesis akibat 1. PENDAHULUAN terhalangnya sinar matahari untuk masuk ke dalam Salah satu limbah industri yang menjadi kontributor badan air akibat keberadaan limbah zat warna. Selain utama penyebab pencemaran air adalah limbah zat itu, perombakan zat warna azo secara anaerobik pada warna yang dihasilkan dari proses pencelupan pada dasar perairan menghasilkan senyawa amina aromatik suatu industri tekstil. Zat warna yang paling banyak yang kemungkinan lebih toksik dibandingkan dengan digunakan dalam industri tekstil adalah zat warna azo. zat warna azo itu sendiri [2]. Diketahui terdapat 3000 jenis zat warna azo yang Untuk menangani masalah di atas, maka digunakan dalam berbagai keperluan industri terutama penggunaan mikroorganisme untuk mengolah limbah di industri tekstil, salah satunya adalah zat warna azo tekstil sangat berpotensi untuk dikembangkan karena jenis Orange II yang memiliki gugus aktif sulfonat [1]. limbah tekstil dengan kandungan bahan organik yang Zat warna azo disintesis untuk tidak mudah rusak oleh tinggi dapat dimanfaatkan secara langsung maupun tidak perlakuan kimia maupun perlakuan fisika. Sehingga bila langsung oleh mikroorganisme sebagai nutrisi untuk dibuang ke perairan, akan mengganggu estetika dan pertumbuhannya. Akan tetapi tidak semua meracuni biota air di dalam badan air tersebut. Limbah mikroorganisme mampu merombak zat warna tekstil.
2
Mikroorganisme yang banyak dikaji dan potensial dikembangkan adalah bakteri dan jamur. Kelemahan perombakan menggunakan bakteri adalah bekerja pada substrat yang spesifik, sehingga aktivitasnya pada spektrum yang spesifik [2]. Sedangkan jamur dapat tumbuh pada lingkungan yang mengandung bahan organik yang sangat tinggi seperti zat warna azo, yang mungkin justru dapat menghambat tumbuhnya bakteri karena tidak dapat memanfaatkan sebagai nutrisi secara langsung. Jamur juga dapat tumbuh pada lingkungan yang lebih asam dibandingkan dengan mikroorganisme yang lainnya [3]. Penelitian mengenai degradasi zat warna azo awalnya ditemukan pada kondisi anaerobik yang pertama kali dipublikasikan pada tahun 1937. Namun seiring dengan berkembangnya penelitan, zat warna azo juga dapat didegradasi dalam kondisi aerobik oleh mikroorganisme [4]. Menurut [5], melaporkan bahwa jamur Phanerochaete chrysosporium dalam kondisi aerobik mampu mendegradasi zat warna azo dengan spektrum yang cukup lebar, yakni 22 jenis zat warna azo. Oleh sebab itu, penggunaan jamur semakin intensif setelah ditemukannya beberapa jenis jamur terutama kapang yang berpotensi sebagai pendegradasi senyawa azo, diantaranya adalah Aspergillus sp [6], Fusarium moniliforme, Fusarium oxysporum dan Trichoderma harzianum, Penicillium simplicissimum [7] dan Penicillium sp [8]. Kapang sangat efektif digunakan merombak senyawa xenobiotik termasuk zat warna azo. Kemampuan kapang merombak zat warna tekstil disebabkan enzim ligninase ekstraseluler seperti mangan peroksidase, lignin peroksidase dan lakase [9]. Potensi strategis penggunaan enzim ligninase ini adalah proses perombakannya sampai pada mineralisasi menghasilkan zat tidak toksik, bersifat nonspesifik, sehingga aktivitasnya pada spektrum luas [10]. Secara prinsip, perombakan zat warna oleh enzim ligninase diawali dari oksidasi enzim ligninase oleh oksigen dan selanjutnya enzim ligninase dalam keadaan teroksidasi tersebut mengoksidasi zat warna tekstil yang memutus ikatan azo dan gugus-gugus fenolik dan benzen lainnya [11]. Dengan demikian, enzim ligninase dapat merombak senyawa aromatik, polimer sintetik, dan zat warna melalui reaksi redoks menjadi CO2 dan H2O [11]. Namun parameter fisik seperti pH sangat mempengaruhi kerja enzim karena enzim memiliki pH optimum, yaitu pH yang menyebabkan aktivitas yang maksimal [12]. Selain itu waktu kontak sangat menentukan kapang dalam mendegradasi zat warna azo karena setiap kapang memiliki kecepatan pertumbuhan dan produksi enzim ligninase setiap kapang memiliki kuantitas yang berbeda-beda [13].
II. METODE PENELITIAN Tahap Persiapan Isolat kapang yang digunakan dalam Penelitian Tugas Akhir ini adalah tiga puluh tujuh (37) isolat kapang yang didapatkan dari koleksi kultur murni Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Jurusan Biologi ITS. Isolat kapang diisolasi dari kawasan pesisir Wonorejo Surabaya oleh peneliti sebelumnya [14] yakni dari genus Penicillium, Aspergillus, Paecilomyces, Fusarium, Verticillium, Trichoderma, Scopulariopsis, Curvularia, Stachybotrys, Gliocladium, Gliomastix, Acremonium, Chaetomium, Mortiriella, Absidia, Exophiala, dan Cephaliophora. Isolat kapang tersebut disubkultur ke dalam medium PDA-C dan diinkubasi selama 7 hari pada suhu kamar. Pembuatan Medium Limbah Degradasi Medium yang digunakan dalam penelitian ini adalah Medium Basal Agar, yakni medium padat yang digunakan untuk medium pertumbuhan jamur pada uji degradasi pewarna azo Orange II. Medium dibuat dengan cara menimbang MgSO4.7H2O 1 gr, MnSO4.H2O 0,2 gr, KH2PO4 1,5 gr, FeSO4.7H2O 0,2 gr, CaCl2.2H2O 0,2 gr, dan yeast ekstrak sebanyak 2 gr. Kemudian ditambah 1 mg Orange II, dilarutkan dan dihomogenkan kedalam 1 liter aquades dalam erlenmeyer serta disterilisasi dengan autoklaf dengan suhu 1210 C tekanan 1,5 atm selama 15 menit. Uji Skrinning Degradasi Pewarna Azo Orange II Isolat kapang subkultur berusia 7 hari diinokulasikan pada cawan petri yang berisi 20 ml Medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II. Kemudian diinkubasi 2-10 hari pada suhu kamar di tempat gelap. Selanjutnya dilakukan pengukuran diameter koloni. Aktivitas degradasi pewarna azo dilihat secara kualitatif perubahan warna pada medium tersebut. Isolat yang menunjukkan aktivitas degradasi dilanjutkan ke dalam uji degradasi Orange II pada medium cair. Pembuatan Starter Biakan kapang yang lolos uji skrining pada medium PDA miring dilarutkan pada aquades sebanyak 10 ml dan diencerkan sampai didapatkan jumlah spora 106 spora/ml. Suspensi spora diinokulasikan ke dalam 4 erlenmeyer 50 ml yang berisi 10 ml medium dasar yang mengandung 100 ppm zat warna azo Orange II dalam masing-masing sebanyak 1,5 ml. Kemudian kultur diinkubasi pada suhu ruang selama 7 hari dengan goyangan 130 rpm di atas rotary shaker (Health, H-MSR*). Setelah 7 hari, kapang tumbuh pada medium dasar
3
ini kemudian disebut sebagai starter kapang. Metode dimodifikasi dari Yang et al., (2005). Uji Degradasi Pewarna Azo Orange II Sebanyak 90 ml media dasar Medium Basal Cair pertumbuhan dimasukkan ke dalam erlenmeyer 250 ml dan mengandung 0,1 gr/L zat warna azo Orange II. Kemudian ditambahkan masing- masing sebanyak 10 ml starter, selanjutnya ditutup dengan kapas steril dan diinkubasi dengan rotary shaker (Health H-M-SR*) pada goyangan 130 rpm selama hari yang ditentukan. Uji degradasi dilakukan pada pH 4, 5, dan 6. Uji degradasi pewarna azo tersebut diukur pada variasi waktu kontak yakni pada 0; 3; 6; 9 dan 12 hari. Pada hari yang ditentukan, kultur disentrifugasi pada 4000 rpm selama 15 menit kemudian diukur konsentrasi zat warna menggunakan spektrofotometer (Techom UV Vis 1100, Jepang) pada panjang gelombang 483 nm untuk zat warna azo jenis Orange II. Metode dimodifikasi dari Nyoman (2010). Pengukuran Persentase Degradasi Pewarna Azo Orange II Pengukuran menggunakan spektrofotometer (Techom UV Vis 1100, Jepang), diperoleh data absorbansi zat warna azo dalam sampel. Setelah konsentrasi zat warna azo dari masing-masing sampel sudah diketahui, selanjutnya menentukan % efisensi degradasinya. Persen efisiensi degradasi pewarna azo (% E) dapat dihitung dengan menggunakan rumus di bawah ini.
Inokulasi Kapang dalam Medium Basal Agar yang Mengandung 100 ppm Orange II Uji skrinning degradasi pewarna azo Orange II menggunakan teknik inokulasi satu titik yaitu dengan menginokulasikan spora isolat kapang dari medium PDA-C ke tengah medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II sebesar 1 titik menggunakan jarum tanam tajam. Menurut [15], hasil diameter koloni dan diameter zona bening dengan metode 1 titik lebih baik dari pada teknik inokulasi agar plug 1 cm. Hal tersebut diperkirakan karena adanya sumber karbon lain yang berasal dari PDA-C yang ikut terinokulasi pada teknik agar plug 1 cm, sehingga kapang akan menggunakan sumber karbon dari PDA-C terlebih dahulu, baru kemudian menggunakan sumber karbon dari medium LAC.Sedangkan pada teknik satu titik, kapang langsung menggunakan satu-satunya sumber karbon pada medium LAC yaitu lignin. Kapang harus mensekresikan enzim ligninase terlebih dahulu untuk memecah lignin menjadi senyawa yang sederhana
% E = Nilai Serapan Awal – Nilai Serapan Akhir x100 % Nilai Serapan Awal Analisa Data Data penelitian dianalisa menggunakan metode deskriptif kuantitatif. Uji degradasi pewarna azo Orange II dilakukan untuk melihat pengaruh jenis isolat dalam mendegradasi pewarna azo Orange II. III. HASIL DAN PEMBAHASAN Penelitian ini bertujuan untuk mengetahui kemampuan 37 isolat kapang koleksi Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Biologi ITS dalam mendegradasi zat warna azo Orange II. Medium yang digunakan dalam penelitian ini adalah medium Basal yang mengandung pewarna azo Orange II, akan dimanfaatkan oleh kapang sebagai sumber nutrisi. Isolat kapang menghasilkan enzim ligninase, memecah zat warna azo Orange II menjadi senyawa yang sederhana seperti CO2, H2O, dan asam organik yang kemudian diabsorbsi oleh hifa kapang secara langsung [8].
Gambar 1. Hasil inokulasi 1 titik pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II. Hasil inokulasi 1 titik pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II.
seperti asam organik, CO2, dan H2O, yang kemudian akan diabsorbsi oleh kapang. Jadi, dapat diperkirakan bahwa waktu degradasi Orange II pada teknik 1 titik lebih cepat dan enzim yang disekresikan lebih banyak dari pada teknik agar plug 1 cm. Gambar 3 menunjukkan hasil pertumbuhan koloni kapang yang baik dengan menggunakan teknik 1 titik. Uji Skrinning Degradasi Pewarna Azo Orange II Uji skrinning degradasi pewarna azo dilakukan untuk mengetahui kemampuan 37 isolat kapang dalam menguraikan pewarna azo pada medium selektif padat, dengan mengukur zona bening yang dibentuknya. Medium yang digunakan adalah medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II.
4
Uji degradasi pewarna azo pada 37 isolat kapang tidak menghasilkan zona bening, tetapi isolat kapang tersebut mampu tumbuh dengan baik pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II. Dengan demikian pengamatan dilakaukkan dengan skoring perubahan warna secara kuaitatif. Hal ini dapat dilihat pada Gambar 2 yang menunjukkan bahwa, Trichoderma sp.1 (LM 1038), Paecylomyces sp. 4 (LM 1031), Mortiriella sp. (LM 1021), Gliomastix sp. 2 (LM 1020), Fusarium sp. (LM 1018), Chepaliosphora sp. (LM 1014), Chaetomium sp. (LM 1015), Aspergillus niger (LM 1002), Aspergillus flavus (LM 1010), Absidia sp. (LM 1001) memiliki diameter paling besar dari seluruh Diameter Koloni Uji Skrinning Degradasi Orange II
Isolat
Vertiicillium sp. (LM 1037) Trichoderma sp. 2 (LM 1039) Trichoderma sp. 1 (LM 1038) Trichoderma koningii (O3) Stachybotrys sp. 3 (LM 1035) Stachybotrys sp.2 (LM 1034) Stachybotrys sp. 1 (LM 1033) Scopulariopsis sp. 2 (LM 1023) Scopulariopsis sp. 1 (LM 1022) Penicillium sp.1 (LM 1024) Penicillium sp. 4 (LM 1027) Penicillium sp. 3 (LM 1026) Penicillium sp.2 (LM 1025) Paecylomyces sp. 5 (LM 1032) Paecylomyces sp. 4 (LM 1031) Paecylomyces sp. 3 (LM 1030) Paecylomyces sp.1 (LM 1028) Paecylomyces sp.2 (LM 1029) Nigospora sp. (LM 2007) Mycelia sterillia sp.2 (LM 1041) Mycelia sterillia sp.1 (LM 1040) Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042) Mortiriella sp. (LM 1021) Gliomastix sp. 2 (LM 1020) Gliocladium sp. (LM 1019) Fusarium sp. (LM 1018) Exophiala sp. (LM 1017) Cuvularia sp. (LM 1016) Chephaliospora sp. (LM 1014) Chaetomium sp. (LM 1015) Aspergillus vesicolor (LM 1008) Aspergillus oryzae (LM 1011) Aspergillus niger (LM 1002) Aspergillus fumigatus (LM 1012) Aspergillus flavus (LM 1010) Acremonium sp. (LM 1013) Absidia sp. (LM 1001)
terlihat atau berada di bawah koloni kapang. Jika kapang tersebut memiliki zona bening yang besarnya sama dengan diameter koloni kapang, maka nilai rasio zona beningnya sama dengan 1 [15]. Menurut [16], dalam penelitiannya mengenai aktivitas selulase pada medium padat, isolat kapang dimungkinkan mampu menghasilkan enzim, namun aktivitasnya kecil sehingga zona bening tidak terlihat atau berada di bawah koloni kapang. Kemungkinan lain adalah penggunaan sumber karbon selain Orange II oleh isolat kapang, misalnya ekstrak yeast yang terkandung di dalam medium, sehingga isolat kapang masih dapat tumbuh dalam medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II. Gambar 3 dibawah ini menunjukkan salah satu contoh perubahan warna medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II yang dilakukan oleh kapang setelah koloni kapang tumbuh dengan baik selama 10 hari.
Gambar 3. Hasil uji skrinning degradasi Orange II pada medium basal agar yang mengandung 100 ppm Orange II: a) kontrol (tanpa isolat kapang), b) bagian atas koloni Gliomastix sp. 2 (LM 1020) umur 9 hari, c) bagian bawah koloni Gliomastix sp.2 (LM 1020) umur 9 hari.
0
2
4
6
8
Diameter Koloni (cm)
10
Gambar 2. Diameter koloni isolat kapang pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II umur 10 hari.
kapang yaitu 10 cm, dimana 10 cm merupakan ukuran koloni yang telah memenuhi seluruh permukaan medium pada cawan hingga dinding cawan pada waktu inkubasi 10 hari. Kemudian diikuti oleh Trichoderma koningii (O3) dan yang lainnya yang memiliki ukuran diameter 9 cm sehingga koloni hampir menutup penuh permukaan medium. Melihat pertumbuhan tersebut, maka diduga isolat yang memiliki diameter koloni yang besar tersebut membentuk zona bening, namun tidak
Masing-masing isolat menunjukkan perubahan warna pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II yang berbeda-beda pada lama waktu inkubasi 10 hari. Dimana tiap-tiap isolat, selain terbukti mampu tumbuh dengan baik tapi juga mampu mendegradasi Orange II pada medium Basal Agar yang kemudian dimanfaatkan sebagai sumber karbon. Hal ini membuktikan bahwa pertumbuhan jamur sangat dipengaruhi oleh nutrisi yang terkandung di dalam medium. Medium yang digunakan dalam uji skrinning degradasi ini adalah medium Basal, yang mana dapat mendukung pertumbuhan berbagai jenis spesies tanpa syarat nutrisi. Dan ditambahkan 100 ppm Orange II sebagai tujuan utama zat yang akan didegradasi oleh kapang dan dimanfaatkan sebagai sumber karbon. Menurut [13], energi pertumbuhan berasal dari oksidasi komponen media atau dari sinar. Beberapa industri mikrobial menggunakan bahan-bahan organik yang diproses secara kimia, umumnya sumber energi yang dibutuhkan sebagai sumber karbon adalah karbohidrat, lipid dan protein. Beberapa mikroorganisme juga dapat
5
menggunakan metana dan metanol sebagai sumber karbon dan energi. Selain itu degradasi Orange II yang ditandai dengan berubahnya warna merupakan aktivitas dari enzim ligninase. Dimana setiap enzim memiliki substrat spesifik untuk mengkatalisis suatu reaksi. Faktor- faktor yang mempengaruhi aktivitas enzim adalah konsentarsi enzim, substrat,produk, pH, suhu, dan lainya. Menurut [12], dengan mengubah suatu konsentrasi substrat dan produk, dapat dipelajari mekanisme reaksi suatu enzim, yakni bagaimana tahap terjadinya pengikatan substrat oleh enzim, maupun melepas produknya. Pembentukn kompleks Enzim Substrat (ES) membatasi kecepatan reaksi enzimatis. Artinya, kecepatan maksimum reaksi enzim dicapai pada tingkat konsentrasi substrat yang sudah mampu mengubah seluruh enzim menjadi kompleks ES pada keadaan lingkungan yang memungkinkan. Pada konsentrasi substrat dibawah konsentrasi ini, reaksi enzim bergantung pada konsetrasi substrat yang ditambahkan, sedangkan pada konsentrasi substrat diatas konsentarasi tersebut, kecepatan reaksi menjadi tidak bergantung pada konsentarasi substrat. Dari 37 isolat tersebut terdapat isolat-isolat yang termasuk ke dalam genus yang telah dilakukan penelitian sebelumnya mengenai potensi mendegradasi pewarna azo dengan menggunakan medium cair. Misalnya, Aspergillus sp.[6], Fusarium sp. dan Trichoderma sp. , Penicillium simplicissimum [7] dan Penicillium sp [8]. Namun isolat yang tergolong dalam genus lainnya belum banyak dilakukan penelitian dalam mendegradasi pewarna azo. Berdasarkan penelitian sebelumnya tentang degradasi lignin yang dilakukan oleh [15], isolat yang tergolong genus Gliomastix, Mortiriella dan Myselia sterilia adalah genus yang memiliki aktifitas enzim ligninase paling tinggi bersama genus Penicillium. Hal tersebut ditunjukkan juga pada uji skrinning dengan pertumbuhan koloni terbesar dan terbaik pada medium Basal Agar yang mengandung 100 ppm Orange II. Uji Degradasi Pewarna Azo Orange II Uji degradasi pewarna azo dilakukan sebagai suatu konfirmasi dari uji skrinning degradasi pewarna azo yang menggunakan medium padat. Namun dikarenakan uji skrinning tidak mendapatkan rasio zona bening melainkan hanya diameter koloni, maka ke-37 isolat dilakukan uji degradasi dengan menggunakan medium cair. Uji degradasi Orange II ini menggunakan medium Basal Cair yang mengandung 100 ppm Orange II. Menurut penelitian [17], konsentrasi Orange II sebesar 100 ppm adalah konsentrasi yang optimum dalam proses degradasi pewarna azo oleh jamur setelah 50 ppm. Uji degradasi pewarna azo pada 37 isolat ini dilakukan dengan perlakuan pH yakni pada pH 4, 5, dan 6. Serta
dilakukan pengamatan pada waktu inkubasi 4 hari dan 9 hari. Uji degradasi pewarna azo diukur berdasarkan nilai absorbansi pada panjang gelombang 483 nm [17]. Menurut [17] besarnya persentase degradasi Orange II menyatakan besarnya potensi isolat dalam menguraikan Orange II dengan menggunakan enzim. Kontrol pada uji degradasi Orange II ini merupakan medium basal cair yang mengandung 100 ppm Orange II tanpa diinokulasikan isolat kapang. Menurut [18], selain kapang yang bersifat obligat aerob, kapang juga membutuhkan H2O2 untuk katalis mangan peroxidase serta O2 untuk oksidasi langsung. Maka dari itu baik kontrol maupun perlakuan menggunakan rotary shaker / kocokan yang berfungsi untuk mensuplai oksigen atau aerasi untuk isolat kapang. Waktu inkubasi atau waktu kontak kapang dengan medium yang mengandung limbah merupakan faktor yang menentukan besar kecilnya persentase efisiensi degradasi. Semakin lama waktu inkubasi maka semakin besar pesentase degradasi Orange II oleh kapang. Namun terdapat lama waktu yang dianggap menjadi waktu terbaik atau maksimum dalam mendegradasi karena setiap isolat memiliki lama fase pertumbuhan yang berbeda-beda. Uji degradasi pewarna azo Orange II ini dilakukan pengamatan pada 2 waktu inkubasi yakni 4 hari dan 9 hari, yang bertujuan untuk mengetahui potensi setiap isolat dalam mendegradasi Orange II pada waktu yang ditentukan. Pada awal pertumbuhan, fase yang dilalui adalah fase pertumbuhan kemudian aktivitas metabolisme akan menurun setelah mikroorganisme melewati fase puncak pertumbuhannya, fase penurunan ini disebut fase kematian. Fase –fase pertumbuhan tersebut sangat berpengaruh terhadap enzim yang dihasilkan oleh mikroorganisme untuk membantu pencernaan makanannya. Enzim Ligninase dihasilkan oleh kapang pada fase eksponensial. Jadi dapat diduga bahwa pada saat aktivitas enzim yang dihasilkan tinggi, maka kapang telah berada pada fase eksponensial [15]. Menurut [19], pada temperatur 310 C aktivitas tertinggi diperoleh setelah hari ke-4 fermentasi, akan tetapi pada hari ke-6 mengalami penurunan aktivitas enzim dan pada hari ke-8 mengalami kenaikan kembali. [8] dalam penelitian juga melaporkan bahwa, Penicillium memiliki kemampuan mendegradasi pewarna azo 96 % dalam keadaan optimum pada waktu inkubasi 9 hari. Kondisi lingkungan merupakan salah satu faktor yang mempengaruhi proses degradasi pewarna azo Orange II menggunakan kapang. Uji degradasi pewarna azo Orange II ini dilakukan dengan perlakuan 3 variasi pH, yang bertujuan untuk mengetahui pengaruh pH medium tehadap potensi 37 isolat kapang koleksi Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Biologi ITS dalam mendegradasi Orange II.
6 Persentase Degradasi Orange II pada pH 4
Nama Isolat
Medium yang digunakan dalam uji degradasi dengan 3 variasi pH adalah dengan menggunakan medium basal yang mengandung 100 ppm Orange II. Kontrol pada tiap-tiap perlakuan pH adalah medium basal yang mengandung Orange II dengan pH yang ditentukan tanpa adanya isolat kapang. Pada hari ke-0, tiap perlakuan diukur absorbansi mediumnya untuk mendapatkan absorbansi awal atau absorbansi sebelum terjadinya degradasi oleh isolat kapang. Sehingga hasil yang diperoleh akan dimasukkan ke dalam rumus persen efisiensi degradasi pewarna azo Orange II sebagai nilai absorbansi awal, dan hasil pengukuran absorbansi pada waktu inkubasi yang ditentukan akan menjadi nilai absorbansi akhir. Salah satu faktor penting dalam proses degradasi pewarna azo dengan menggunakan jamur yang harus diperhatikan adalah pH optimum untuk pertumbuhan dan pH optimum untuk produksi enzim. Banyak penelitian menyarankan untuk menggunakan pH pada kisaran 4,5-5,5 [18]. Menurut [20], pH menjadi faktor penting dalam proses bioadsorption, karena dapat mempengaruhi struktur dari zat warna dan muatan listrik yang terkait dengan bioadsorption pada permukaan sel. Dalam penelitiannya menyebutkan bahwa pH optimum untuk degradasi secara aerobik 100 ppm zat warna azo adalah sekitar 4 atau 5 selama 45 jam akan dapat mendegradasi sekitar 57 %. Hasil uji degradasi pewarna azo Orange II dari 3 variasi pH secara umum dapat dilihat pada Gambar 6, 7, dan 8. Grafik menunjukkan bahwa pH mempengaruhi isolat dalam mendegradasi Orange II. Melihat pola secara umum pada Gambar 6, 7 dan 8 tersebut sebagian besar isolat akan memiliki persentase degradasi Orange II optimum pada pH 5. Setiap isolat memiliki potensi degradasi Orange II yang berbeda dan pH yang optimum secara berurutan adalah pH 5 sebagai pH optimum untuk degradasi Orange II, kemudian pH 6 dan yang paling rendah persentase degradasinya adalah pada kondisi pH 4. Menurut [13], pH substrat sangat penting untuk pertumbuhan fungi, karena enzim-enzim tertentu hanya akan mengurai substrat sesuai dengan aktivitasnya pada pH tertentu. Pada pH 4, hasil rata-rata persentase degradasi pada waktu inkubasi 4 hari yang relatif kecil. Hal tersebut dikarenakan hari 0 sampai hari 4 masih termasuk dalam fase lag, yaitu fase penyesuaian sel-sel di lingkungan dan pembentukan enzim-enzim untuk mengurai substrat dan fungi umumnya menyukai pH di bawah 7 [13]. Namun terdapat tiga isolat yang menunjukkan persentase degradasi tinggi pada waktu inkubasi 9 hari hingga mencapai 90 %. Pada waktu inkubasi diatas 4 hari hingga 9 hari, kapang memasuki fase akselerasi dan eksponensial, dimana sel membelah dengan cepat dan memperbanyak dengan cepat, sehingga jumlah sel yang
Vertiicillium sp. (LM 1037) Trichoderma sp. 2 (LM 1039) Trichoderma sp. 1 (LM 1038) Trichoderma koningii O3 Stachybotrys sp. 3 (LM 1035) Stachybotrys sp.2 (LM 1034) Stachybotrys sp. 1 (LM 1033) Scopulariopsis sp. 2 (LM 1023) Scopulariopsis sp. 1 (LM 1022) Penicillium sp.1 (LM 1024) Penicillium sp. 4 (LM 1027) Penicillium sp. 3 (LM 1026) Penicillium sp.2 (LM 1025) Paecylomyces sp. 5 (LM 1032) Paecylomyces sp. 4 (LM 1031) Paecylomyces sp. 3 (LM 1030) Paecylomyces sp.1 (LM 1028) Paecylomyces sp.2 (LM 1029) Nigospora sp. (LM 2007) Mycelia sterillia sp.2 (LM 1041) Mycelia sterillia sp.1 (LM 1040) Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042) Mortiriella sp. (LM 1021) Gliomastix sp. 2 (LM 1020) Gliocladium sp. (LM 1019) Fusarium sp. (LM 1018) Exophiala sp. (LM 1017) Cuvularia sp. (LM 1016) Chephaliospora sp. (LM 1014) Chaetomium sp. (LM 1015) Aspergillus vesicolor (LM 1008) Aspergillus oryzae (LM 1011) Aspergillus niger (1002) Aspergillus fumigatus (LM 1012) Aspergillus flavus (LM 1010) Acremonium sp. (LM 1013) Absidia sp. (LM 1001) Kontrol
9 hari 4 hari 0 hari
0
50
100
Persentase degradasi % Gambar 4. Grafik persentase degradasi Orange II pada pH 4.
sangat banyak, aktifitas sel yang sangat meningkat, termasuk dengan produksi enzim [13]. Grafik pH 4 pada Gambar 4 menunjukkan hanya 3 isolat yang berpotensi tinggi pada waktu inkubasi 9 hari. Hal tersebut menunjukkan adanya pengaruh pH 4 pada aktifitas isolat kapang dalam mendegradasi Orange II baik pada pertumbuhannya maupun pada aktifitas enzim ligninase. Isolat tersebut secara berurutan adalah Penicillium sp. 1 (LM 1024) sebesar 95,232 %, Fusarium sp. (LM 1018) sebesar 88,782 %, dan Trichoderma koningii (O3) sebesar 86,218 %. Menurut [21], Penicillium memiliki rentang pH 2-7 dan Fusarium memiliki rentang pH 2-9 untuk tumbuh. Tetapi Penicillium masih lebih tolerant terhadap asam. Namun [22] melaporkan bahwa genus Trichoderma memiliki pH optimum untuk tumbuh 5-7.
7
Menurut [17], banyaknya produksi enzim juga dipengaruhi dengan pertumbuhan miselium dari kapang tesebut. pH substrat yang sesuai akan mempengaruhi pertumbuhan jamur dan produksi enzim semakin meningkat. Hal tersebut didukung dengan enzim
Nama Isolat
Persentase Degradasi Orange II pada pH 5 Vertiicillium sp. (LM 1037) Trichoderma sp. 2 (LM 1039) Trichoderma sp. 1 (LM 1038) Trichoderma koningii O3 Stachybotrys sp. 3 (LM 1035) Stachybotrys sp.2 (LM 1034) Stachybotrys sp. 1 (LM 1033) Scopulariopsis sp. 2 (LM 1023) Scopulariopsis sp. 1 (LM 1022) Penicillium sp.1 (LM 1024) Penicillium sp. 4 (LM 1027) Penicillium sp. 3 (LM 1026) Penicillium sp.2 (LM 1025) Paecylomyces sp. 5 (LM 1032) Paecylomyces sp. 4 (LM 1031) Paecylomyces sp. 3 (LM 1030) Paecylomyces sp.1 (LM 1028) Paecylomyces sp.2 (LM 1029) Nigospora sp. (LM 2007) Mycelia sterillia sp.2 (LM 1041) Mycelia sterillia sp.1 (LM 1040) Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042) Mortiriella sp. (LM 1021) Gliomastix sp. 2 (LM 1020) Gliocladium sp. (LM 1019) Fusarium sp. (LM 1018) Exophiala sp. (LM 1017) Cuvularia sp. (LM 1016) Chephaliospora sp. (LM 1014) Chaetomium sp. (LM 1015) Aspergillus vesicolor (LM 1008) Aspergillus oryzae (LM 1011) Aspergillus niger (1002) Aspergillus fumigatus (LM 1012) Aspergillus flavus (LM 1010) Acremonium sp. (LM 1013) Absidia sp. (LM 1001) Kontrol
9 hari 4 hari 0 hari
0
50
100
Persentase degradasi % Gambar 5. Grafik persentase degradasi Orange II pada pH 5.
ligninase yang berperan dalam degradasi Orange II memiliki rentang pH optimum 4,5-5,5. Dari grafik pH 5 pada Gambar 5 menunjukkan bahwa banyak nilai persentase degradasi yang tinggi. Sesuai dengan fase tumbuh dari kapang, pada waktu inkubasi 4 hari masih memiliki persentase degradasi yang relatif rendah. Karena umur 0 hingga 4 hari, kapang masih mengalami fase lag dimana fase adaptasi terhadap lingkungan menuju fase akselerasi dan log. Namun berbeda dengan pH 4, pada pH 5 dengan waktu inkubasi
4 hari terdapat tiga isolat yang memiliki nilai persentase degradasi lebih dari 50 %. Isolat tersebut secara berurutan adalah Trichoderma koningii sebesar 81,512 %, Paecylomyces sp. 4 (LM 1031) sebesar 70,903 %, dan Absidia sp. (LM 1001) sebesar 67,656 %. Ketiga isolat tersebut memiliki pertumbuhan yang sangat cepat dimana memiliki rentang pH optimum untuk tumbuh sekitar 4,5-9 untuk Absidia sp., 5-7 untuk Trichoderma koningii, dan 5-9 untuk genus Paecylomyces. Pertumbuhan yang sangat cepat akan menghasilkan miselium yang banyak pula. Miselum mempengaruhi tingginya persentase degradasi Orange II karena proses bioadsorption terjadi pada miselum. Kemudian pada waktu inkubasi 9 hari dalam kondisi pH 5 pada grafik Gambar 7, menunjukkan bahwa banyak isolat yang memiliki nilai persentase degradasi Orange II yang tinggi hingga mencapai 100 %. Pada waktu inkubasi 9 hari dengan kondisi pH 5, isolat sudah melewati fase akselerasi dan eksponensial dimana membutuhkan lebih banyak energi untuk pertumbuhan. Enzim yang digunakan untuk menguraikan substrat yang nantinya dimanfaatkan sebagai nutrisi juga mulai diproduksi. pH 5 termasuk pH optimum untuk pertumbuhan sebagian besar kapang. Hal tersebut didukung juga menurut [15], bahwa pH optimum enzim ligninase adalah 4,5-5,5. Dengan demikian pH yang sesuai dengan pH optimum pertumbuhan dan pH optimum aktivitas enzim ligninase akan membuat nilai persentase degradasi Orange II lebih tinggi. Pertumbuhan kapang yang menghasilkan miselium banyak akan mendukung proses bioadsorption dan produksi enzim. Sehingga produksi enzim yang banyak akan membuat proses degradasi Orange II semakin bertambah. Jika dibandingkan dengan grafik pH 4 dan pH 6, maka jelas terlihat bahwa pH 5 adalah pH yang paling optimum dalam mendegradasi Orange II. Berdasarkan grafik pH 6 pada Gambar 6, menunjukkan bahwa terdapat beberapa nilai persentase degradasi yang tinggi. Pada kondisi pH 6 dengan lama waktu inkubasi 4 hari masih sama dengan pH 4 dan 5 yang memiliki persentase degradasi relatif kecil. Kemudian pada waktu inkubasi 9 hari terdapat satu isolat yang memiliki nilai mencapai 100 % dan tiga yang lainnya mencapai lebih dari 90 %. Isolat tersebut secara berurutan adalah Aspergillus vesicolor (LM 1008) sebesar 100%, Gliomastix sp. 2 (LM 1020) sebesar 98,63 %, Absidia sp. (LM 1001) sebesar 98,364 %, dan Curvularia sp. ( LM 1016) sebesar 92,009 %. Menurut [21], Aspergillus memiliki rentang pH optimum untuk tumbuh sekitar 4,511 dan tumbuh dengan cepat setelah hari ke 4 waktu inkubasi. Absidia memiliki rentang pH optimum tumbuh sekitar 4,5-9. Sehingga pada uji degradasi ini pH 6 masih akan mendukung pertumbuhan dari isolat tersebut. Sedangkan menurut [16], Gliomastix sp.
8
Gambar 6. Grafik persentase degradasi Orange II pada pH 6.
mengkatalis suatu reaksi. Hal ini disebabkan kontroversi ion hidrogen mempengaruhi struktur dimensi enzim dan aktivitasnya. Setiap enzim memiliki pH optimum di mana pada pH tersebut struktur tiga dimensinya paling kondusif dalam mengikat substrat. Bila konsentrasi ion hidrogen berubah dari konsentrasi optimal, aktivitas enzim secara progresif hilang sampai pada akhirnya enzim menjadi tidak fungsional [12]. Enzim memiliki konstanta disosiasi pada gugus asam maupun gugus basa terutama pada residu terminal karboksil dan asam aminonya. Namun dalam suatu reaksi , pH untuk suatu enzim tidak boleh terlalu asam maupun terlalu basa karena akan menurunkan kecepatan reaksi sehingga terjadi denaturasi. Pada kisaran pH 4,5-8 enzim memiliki pH optimum tertentu dan dalam keadaan tersebut enzim mempunyai kestabilan yang tinggi [23]. Menurut [24], aktivitas enzim yang menurun karena perubahan pH disebabkan oleh berubahnya keadaan ion substrat dan enzim. Perubahan tersebut dapat terjadi pada residu asam amino yang berfungsi untuk mempertahankan struktur tersier dan kuartener enzim aktif. Perubahan struktur tersier dapat mengakibatkan sisi hidrofobik yang awalnya tersimpan pada bagian dalam molekul enzim menjadi terbuka, sehingga kelarutan enzim berkurang. Berkurangnya kelarutan enzim dapat menurunkan aktivitas katalitik enzim secara perlahan. Aktivitas enzim dapat ditingkatkan dengan memulihkan reaksi enzimatis pada pH optimumnya. Hasil yang didapatkan menunjukkan kemampuan tiap isolat yang berbeda-beda. Hal tersebut memiliki kemungkinan yang berbeda-beda, karena mekanisme yang terjadi dapat berbeda-beda setiap isolat bahkan setiap strain. Mekanisme akumulasi juga terjadi pada biomassa mikroba yang disebut bioadsorption, dan dapat terjadi pada biomassa mati maupun hidup. Karena terdiri dari kitin polisakarida yang merupakan derivat dari chitosan dinding sel. Chitosan adalah salah satu komponen dinding sel yang banyak digunakan dalam industri yang melibatkan jamur, dimana struktur molekul yang unik dan daya afinitas yang tinggi pada banyak kelas golongan zat warna. Urutan mekanisme degradasi dan dekolorisasi pewarna azo adalah Adsorption (bioadsorption) oleh miselium jamur, biodegradation dengan enzim ekstraseluler, Adsorption and biodegradation miselium dan enzim, mineralisasi yang tergantung dari konten pewarna azo yang didegradasi, dan pemanfaatan sebagai sumber karbon [18].
Penicillium yang lebar yakni 2-7 dan faktor lain yang mungkin tidak terukur pada penelitian ini. Hasil persentase degradasi menunjukan perbedaan setiap pengaruh pH terhadap setiap isolat. pH berpengaruh terhadap kecepatan aktivitas enzim dalam
IV. KESIMPULAN/RINGKASAN Semua isolat kapang (37 isolat) koleksi Laboratorium Mikrobiologi dan Bioteknologi Biologi ITS memiliki potensi sebagai agen hayati dalam mendegradasi limbah
membutuhkan pH 6 untuk menghasilkan aktifitas enzim LiP maksimum. Dari ketiga grafik juga didapatkan isolat yang konsisten dari ketiga pH memiliki potensi degradasi yang tinggi yakni Penicillium sp. 1 (LM 1024) dengan rentan persentase degradasi 85 % hingga 95 %. Berarti Penicillium sp. 1 (LM 1024) dapat mendegradasi pada ketiga pH tersebut dengan baik walaupun ada selisih sekitar 5 % dengan nilai tertinggi pada pH 5. Hal tersebut dikarenakan rentang pH optimum pertumbuhan
Nama Isolat
Persentase Degradasi Orange II pada pH 6 Vertiicillium sp. (LM 1037) Trichoderma sp. 2 (LM 1039) Trichoderma sp. 1 (LM 1038) Trichoderma koningii O3 Stachybotrys sp. 3 (LM 1035) Stachybotrys sp.2 (LM 1034) Stachybotrys sp. 1 (LM 1033) Scopulariopsis sp. 2 (LM 1023) Scopulariopsis sp. 1 (LM 1022) Penicillium sp.1 (LM 1024) Penicillium sp. 4 (LM 1027) Penicillium sp. 3 (LM 1026) Penicillium sp.2 (LM 1025) Paecylomyces sp. 5 (LM 1032) Paecylomyces sp. 4 (LM 1031) Paecylomyces sp. 3 (LM 1030) Paecylomyces sp.1 (LM 1028) Paecylomyces sp.2 (LM 1029) Nigospora sp. (LM 2007) Mycelia sterillia sp.2 (LM 1041) Mycelia sterillia sp.1 (LM 1040) Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042) Mortiriella sp. (LM 1021) Gliomastix sp. 2 (LM 1020) Gliocladium sp. (LM 1019) Fusarium sp. (LM 1018) Exophiala sp. (LM 1017) Cuvularia sp. (LM 1016) Chephaliospora sp. (LM 1014) Chaetomium sp. (LM 1015) Aspergillus vesicolor (LM 1008) Aspergillus oryzae (LM 1011) Aspergillus niger (1002) Aspergillus fumigatus (LM 1012) Aspergillus flavus (LM 1010) Acremonium sp. (LM 1013) Absidia sp. (LM 1001) Kontrol
9 hari 4 hari 0 hari
0
50
100
Persentase degrdasi %
9
pewarna azo jenis Orange II. Isolat yang berpotensi tertinggi dalam mendegradasi Orange II pada pH 4 adalah Penicillium sp. 1 (LM 1024) sebesar 95, 232 %. Isolat yang berpotensi tertinggi mencapai 100 % pada pH 5 yaitu Aspergillus flavus (LM 1010), Aspergillus fumigatus (LM 1012), Aspergillus niger (LM 1002), Fusarium sp. (LM 1018), Mycelia sterillia sp.3 (LM 1042), Paecylomyces sp.4 (LM 1031), Stachybotrys sp.1 (LM 1033), Stachybotrys sp.3 (LM 1035), Trichoderma koningii (O3). Isolat yang berpotensi tertinggi pada pH 6 adalah Aspergillus vesicolor (LM 1008) sebesar 100 %. DAFTAR PUSTAKA [1]
[2] [3] [4]
[5]
[6]
[7]
[8]
[9]
K.T. Chung and S.E. Steven, “The Aerobic Biodegrability of primary Aromatic Amines,” Chesmophere 12:405-414. (1993). Van der Zee, Anaerobic azo dye reduction [Thesis]. Wageningen University. Netherlands. (2002). J. M. Pelczar, Dasar-dasar Mikrobiologi. UI-Press. Jakarta. (2010). A. Bakrie, Dekolorisasi Limbah Cair Berwarna Mengandung Orange II oleh Penicillium sp. L2. Fakultas Teknologi Pertanian Institut Teknologi Pertanian. Bogor. (1999). M.B Pasti-Grigsby, A. Paszczynzki, S. Gozczynski, D.L. Crawford, dan R.L. Crawford.. “Influence of Aromatic substitution Patterns on azo Dye Degradability by Streptomyces spp. and Phanerochaete chyrososporiu,” Applied and Environmental Microbiology, 58 (1) : 3605-3013. (1992). M. Ramzay, B. Anusha, S. Kalavathy, and N. Devilaksmi, “Biodecolorization and Biodegradation of reactive blue by Aspergillus sp. African,” J. Biotechnol. 6 (12). 1441-1445. (2007). B.L.R Toralba, M.M. Nishikawa, D.I Baptista, D.P Magalhaes, and M. daSilva, “Decolorization of Different Textile Dyes By Penicillium simplicisimum and Toxicity Evaluation After Fungal Treatment,” Brazillian Journal of Microbiology 40:808-817. (2009). E.I. Wiloso, Penanganan Limbah Cair berwarna mengandung Senyawa Azo secara Biologi khususnya oleh Jamur Penicillium sp. L2. Laporan Riset Unggulan Terpada VII Bidang Teknologi Perlindungan Lingkungan. Pusat Penelitian Kimia – Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia. Kementerian Riset dan Teknologi RI Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia. (2002). S. K Yesiladah, G. L. Pekin, H.Bermek, I. A Alaton, D. Orhon, and C. Tamerler, “Bioremediation of Textile Azo Dyes by Trichophyton rubrum LSK-
[10]
[11]
[12] [13] [14]
[15]
[16]
[17]
[18]
[19]
[20]
27,” World Journal of Microbiology & Biotechnology. 22. 1027-1031. (2006). M.G Katia Machado, C.A Luciana, O Rúbio Morais, H Luiz, and H Santos, “Biodegradation of reactive textile dyes by Basidiomycetous fungi from Brazilian ecosystems,” Brazilian J.Microbiol. 37:481-487. (2006). I.S. Nyoman, Pemanfaatan Jamur Pelapuk Kayu Jenis Pleurotus Sp Untuk Mendegradasi Zat Warna Tekstil Jenis Azo. Jurusan Analis Kimia, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam, Universitas Pendidikan Ganesha. Bali. (2011). A.H. Lehninger, Dasar-dasar Biokimia. Erlangga. Jakarta. (1995). I.Gandjar, Mikologi Dasar dan Terapan. Yayasan Obor Indonesia. Jakarta. (2006). N. D. Kuswytasari, M. Shovitri, and R. D. Andriyadi, Soil Molds Diversity in The Coastal Wonorejo Surabaya. Proceeding International Conference on mathematics and Science (ICOMS). Surabaya. (2011). Y.M. Rohmah, Studi Potensi Isolat Kapang Tanah dari Wonorejo Surabaya dalam Mendegradasi Lignin. Tugas Akhir. Biologi FMIPA ITS. Surabaya. (2012). I.M. Ilmi dan N.D. Kuswytasari, “Aktifitas Enzim Lignin Peroksidase oleh Gliomastix sp. T3.7 pada Limbah Bonggol Jagung dengan Berbagai pH dan Suhu,” Jurnal Sains Dan Seni Pomits Volume. 2, No.1, (2013) 2337-3520 (2301-928X Print) . Jurusan Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam Institut Teknologi Sepuluh Nopember (ITS) Jl. Arief Rahman Hakim, Surabaya. P. Sharma, S. Lakhvinder and Neeraj Dilbaghi, Biodegradation of Orange II dye by Phanerochaete chrysosporium in simulated wastewater. Departement of Environmental Science ad Engineering. Guru Jambheshwar Uneversity of Science & Technology, Hisar 125 001. India. (2009). A. Pavko,” Fungal Decolourization and Degradation of Synthetic Dyes Some Chemical Engineering Aspects,” Molekul, Vol. 5. No. 2. Nov, (2010) : 75 82 75. University of Ljubljana, Faculty of Chemistry and Chemical Technology. Slovenia. Abdul Aziz Darwis, Illah Sailah, Tun Tedja Irawadi, dan Safriani, “Kajian Kondisi Fermentasi pada Produksi Selulase dari Limbah Kelapa Sawit (Tandan Kosong dan Sabut) oleh Neurospora sitophila,” J. Teknologi Industri Pertanian Volume. 5 (1995) (3) Halaman 199-207. M. Gou, Y. Qu, J. Zhoua, F. Ma, L. Tan, Azo dye decolorization by a new fungal isolate, Penicillium
10
[21]
[22]
[23]
[24]
sp. QQ and fungal-bacterial cocultures, School of Environmental and Biological Science and Technology, Key Laboratory of Industrial Ecology and Environmental Engineering, Dalian University of Technology, Dalian 116023 and School of Municipal and Environmental Engineering, State Key Lab of Urban Water Resource and Environment, Harbin Institute of Technology, Harbin 150090.China. (2009). Wheeler, A. Kathryn, F.Beverly , Hurdman, and J.I. Pitt, “Influence Of Ph On The Growth Of Some Toxigenic Species Of Aspergillus, Penicillium And Fusarium,” International Journal Of Food Microbiology, Volume 12. (1991), Issues 2–3, Pages 141–149. CSIRO Division Of Food Processing, North Ryde, New South Wales, Australia. A. Hamzah, M. Zarin, A. A. Hamid, O. Omar and S. Senafi, “Optimal Physical And Nutrient Parameters For Growth Oftrichoderma Virens Ukmp-1M For Heavy Crude Oil Degradation,” Sains Malaysiana 41(1)(2012): 71–79 Introduction. K.L Williamson and L.F. Fieser, Organic Experiment 7th Edition. D C Health ang Company. United States of America. (1992). F.R. Palmer, Semantics. Cambridge University Press. (1981).
