SOP PEMERIKSAAN LABORATORIUM Pasien datang, mendaftarkan diri di loket pendaftaran Puskesmas Pasien menuju ruang pemeriksaan dokter untuk diperiksa, dan bila diperlukan, diberi formulir permintaan pemeriksaan laboratorium Pasien rujukan dokter dari luar Puskesmas yang datang kePuskesmas untuk melakukan pemeriksaan laboratorium, setelahmendaftar di loket pendaftaran Puskesmas, langsung menuju ruang laboratorium untuk menyerahkan formulir permintaan rujukanpemeriksaan laboratorium dari dokter yang merujuknya (Formuli Menyerahkan formulir permintaan pemeriksaan laboratorium kepada petugas laboratorium Setelah menyerahkan formulir permintaan pemeriksaan laboratorium, pasien diambil spesimennya. Spesimen yang telah diambil diperiksa oleh petugas laboratorium. Hasil pemeriksaan diserahkan kepada penanggung jawab laboratorium untuk dilakukan validasi. Formulir hasil pemeriksaan laboratorium dibawa oleh pasien ke ruang pemeriksaan dokter untuk mendapat penjelasan dari dokter tentang hasil pemeriksaan laboratorium tersebut. Untuk pasien rujukan, Formulir hasil pemeriksaan laboratorium langsung dibawa ke dokter yang merujuk. Formulir hasil pemeriksaan laboratorium diserahkan oleh dokter pemeriksa kepada pasien.
SOP PENGELOLAAN REAGEN a. Perhatikan tanggal kadaluwarsa, cara penggunaan dan suhu penyimpanan. b. Pemakaian reagen dengan metode First in–First out (sesuai urutan penerimaan). c. Sisa pemakaian reagen tidak diperbolehkan dikembalikan ke dalam sediaan induk. d. Perhatikan perubahan warna, adanya endapan, kerusakan yang terjadi pada sediaan reagen. e. Segera tutup kembali botol sediaan reagen setelah digunakan. f. Lindungi label dari kerusakan.
g. Tempatkan reagen dalam botol berwarna gelap dan lemari supaya tidak kena cahaya matahari langsung. h. Reagen harus terdaftar di Kementerian Kesehatan.
SOP PENGGUNAAN ALAT PELINDUNG DIRI 1. Petugas wajib memakai alat pelindung diri (jas laboratorium, masker, sarung tangan, alas kaki tertutup) yang sesuai selama bekerja. 2. Jas laboratorium yang bersih harus dipakai terus menerus selama bekerja dalam laboratorium dan harus dilepaskan serta ditinggalkan di laboratorium (hati-hati dengan jas laboratorium yang berpotensi infeksi). 3. Untuk menghindari kecelakaan, rambut panjang harus diikat ke belakang dengan rapi. 4. Petugas harus mencuci tangan secara higienis dan menyeluruh sebelum dan setelah selesai melakukan aktifitas laboratorium dan harus melepaskan baju proteksi sebelum meninggalkan ruang laboratorium.) 5. Sarung tangan bekas pakai harus ditempatkan dalam bak/ peti kuning (menjadi limbah medis/ infeksius) yang diberi tanda khusus. SOP PEWARNAAN BTA Pengertian : Bakteri genus Mycobacterium dan beberapa spesies nocardia pada dinding selnya mengandung banyak zat lipid (lemak) sehingga bersifat permeable dengan pewarnaan biasa. Bakteri tersebut bersifat tahan asam (+) terhadap pewarnaan tahan asam. Pewarnaan tahan asam dapat digunakan untuk membantu menegakkan diagnosa tuberculosis. Bakteri tahan asam (BTA) akan memberikan warna merah, sedangkan yang tidak tahan asam akan berwarna Alat dan Bahan: 1. Object glass 2. Carbol fuchsin 0,3% 3. Alkohol asam 3% (Alkohol + konsentrasi HCl 3%) 4. Methylen-blue 0,3% 5. Air 6. Lidi 7. Lampu bunsen/spiritus 8. Pinset 9. Bak pewarnaan 10.Rak pengering 11. Mikroskop Prosedur : 1. Ambil contoh uji dahak pada bagian yang purulen dengan lidi
2. Apuskan dahak di atas kaca sediaan pada permukaan yang sama dengan nomor identitas. 3. Apusan bentuk oval 2x3 cm kemudian ratakan dengan gerakan spiral kecil-kecil. 4. Keringkan di dalam suhu kamar 5. lidi langsung dibuang ke dalam botol berisi disinfektan. 6. Lakukan fiksasi. Gunakan pinset atau penjepit kayu untuk memegang kaca . Pastikan apusan menghadap ke atas Lewatkan 3 x melalui api dari lampu spiritus. 7. Letakkan sediaan dengan bagian apusan menghadap ke atas pada rak yang ditempatkan di atas bak cuci jarak antara satu sediaan dengan sediaan lainnya masing-masing berjarak kurang lebih 1 jari 8. Genangi seluruh permukaan sediaan dengan carbol fuchsin. 9. Panasi dari bawahdenganmenggunakan sulut api setiap sediaan sampai keluar uap, jangan sampai mendidih 10.Dinginkan selama minimal 5 menit 11.Bilas sediaan dengan air mengalir secara hati-hati dari ujung kaca sediaan 12.Miringkan sediaan menggunakan pinset untuk membuang air 13.Genangi dengan asam alcohol sampai tidak tampak warna merah carbol fuchsin. Jangan sampai ada percikan ke sediaan lain 14.Genangi permukaan sediaan dengan methylene blue selama 20-30 detik 15.Miringkan sediaan untuk mengalirkan sisa methylene blue 16.Keringkan sediaan pada rak pengering 17.Setelah kering Teteskan oil imersi pada sediaan sputum lihat pada pembesaran lensa objektif 100x dan carilah BTA yang berbentuk batang warna merah. 18.Periksa dengan cara mengeser dan membentuk zig zag dari atas kebawah kemudian ulangi dengan berlawanan arah. Interpretasi Hasil : Tidak ditemukan BTA dalam 100 lp, disebut negatif Ditemukan 1-9 BTA dalam 100 lp, ditulis jumlah kuman yang ditemukan Ditemukan 10-99 BTA dalam 100 lp, disebut + atau (1+) Ditemukan 1-10 BTA dalam 1 lp, disebut ++ atau (2+) Ditemukan >10 BTA dlam 1 lp, disebut +++ atau (3+) SOP PEWARNAAN GRAM Pengertian Pewarnaan ini didasarkan pada tebal atau tipisnya lapisan peptidoglikan di dinding sel dan banyak sedikitnya lapisan lemak pada membran sel bakteri. Jenis bakteri berdasarkan pewarnaan gram dibagi menjadi dua yaitu gram positif dan gram negatif. Gram positif warnanya violet (ungu) karena mengikat zat warna utama “kristal violet”. Sedangkan Gram negatif berwarna merah jambu karena melepaskan zat warna utama dan menangkap zat warna penutup ”fuchsin”. Alat dan bahan
1. Mikroskop 2. Larutan Kristal violet 3. Larutan lugol 4. Alcohol 96 % 5. Larutan safranin 6. Aqua dest 7. Lampu spritus 8. Jarum Ose 9. Objek glas 10. Pinset (Penjepit kayu) Prosedur Cara pewarnaan Gram : 1. Buat sediaan pada objek gelas, keringkan, kemudian rekatkan (fiksasi) 3x di atas api Bunsen. 2. Tuangi dengan larutan karbol-gentian-violet dingin), biarkan selama 5 menit.
(sesudah
sediaan
3. Zat warna dibuang dan bubuhi dengan larutan mordant (lugol), diamkan selama kira-kira 1-3 menit. 4. Lugol dibuang dan preparat dicelupkan ke dalam alkohol 96%, sampai warna gentian violet lepas (sampai gentian violet tidak ada luntur lagi). 5. Cuci dengan air kran sampai bersih, kemudian bubuhi dengan catpenutup (counter stain) larutan water-fuchsin, biarkan kira-kira 1-2 menit. 6. Cuci dengan air kran, keringkan dalam temperatur kamar, lihat dengan mikroskop memakai lensa rendam minyak. Hasil : Gram positif = ungu. Gram negatif = merah. SOP Pemeriksaan Jamur Prinsp Larutan KOH 10% atau 20% akan melisiskan kulit, kuku dan rambut sehingga bila mengandung jamur, dibawah mikroskop akan terlihat hypha dan atau spora Tujuan Menemukan adanya hypa darn atau spora pada kulit, kuku dan rambut
c. Persiapan Pasien Tidak diperlukan A. Pengambilan Specimen 1) Alat a. Scalpel b. Pinset c. Alcohol 70% d. Kapas e. Kertas/wadah bersih 2) Lokasi a. Kulit : Bagian tepi kelainan kulit b. Kuku : Kuku yang mengarami penebalan c. Rambut § Rambut rapuh dan berwarna agak pucat § Pada rambut terdapat benjolan § Daerah sekitar rambut menunjukan kelainan kulit, misalnya bersisik, botak dan lain-lain. 3) Cara Fengambilan a. Kerokan Kulit Bersihkan kulit yang akan dikerok dengan kapas alcohol 70% untuk menghilangkan lemak, debu dan kotoran lainnya, Keroklah bagian yang aktif dengan scalpel dengan arah dari atas ke bawah (cara memegang scalpel harus miring membentuk sudut 450 ke atas) b. Kerokan/guntingan kuku Letakkan hasil kerokan kulit dalam kertas atau wadah. Bersihkan, kuku yang sakit dengan kapas alcohol 70% dengan maksud seperti diatas Kerokanlah bagian kuku yang sakit pada bagian permukaan dan bagian bawah kuku yang sakit, bila perlu kuku tersebut digunting Rambut Rambut yang sakit dicabut dengan pinset Letakkan rambut tersebut pada kertas{wadah yang bersih B. Pembuatan sediaan 1. Alat a. Kaca objek b. Kaca penutup c. Lampu spirtus d. Pinset 2. Reagen • Larutari KOH 10% untuk kulit dan kuku • Larutari KOH 20% untuk rambut 3. Cara pembuatan sadiaan a. Teteskan 1-2 gelas larutari KOH 10% pada kaca objek b. Letakkan hahan yang akan diperiksa pada tetesan tersebut dengan menggunakan pinset yang sebelumnya dibasahi dahulu dengan larutan KOH tersebut. Kemudian tutup dengan kaca penutup. c. Biarkan ± 15 menit atau dihangatkan diatas nyala api selama beberapa detik untuk mempercepat proses lisis C. 1)
Pengiriman Spesimen Wadah
Amplop yang bersih 2) Cara Pengiriman a. Bungkus specimen yang telah diletakkan pada kertas/wadah yang bersih dan kering b. Kemudian masukkan kedalam amplop c. Tulis identitas pasien diatasnya : nama dan umur pasien, tanggal pengambilan d. Kemudian mesukkan lagi kedalam amplop yang lebih besar dan tebal. Lalu rekatkan e. Spesimen siap dikirim 2.6. Cara Pemeriksaan Jamur i. Alat Mikroskop ii. Cara Periksa sediaan dibawah mikroskop. Mula-mula dengan pembesaran objektif 10x kemudian dengan pembesaran 40 x untuk mencari adanya hypa dan atau spora 2.7. Hasil Pemeriksaan Positif : bila ditemukan adanya hypa dan atau spora Negatif : bila tidak ditemkan adanya hypa dan atau spora
PEDOMAN TES MALARIA
engertian
:
Tes malaria adalah tes laboratorium yang dapat memberikan informasi tentang parasit khususnya genus Plasmodium sebagai penyebab penyakit malaria.
ujuan
:
Untuk menunjang diagnosis, memantau perjalanan penyakit, efektifitas pengobatan, dan penyakit malaria
Prosedur: 1. Dilaksanakan oleh petugas laboratorium/analis yang telah terlatih, jika perlu dikonfirmasi oleh dokter yang bertugas 2. Pra Analitik a. Persiapan pasien : -
-
Pengambilan sampel dilakukan sebelum pasien menggunakan obat antimalaria. Waktu pengambilan sampel harus tepat yaitu pada saat demam b. Persiapan sampel : Darah dapat berupa darah kapiler atau darah vena yang diberi antikoagulan Na Citrat 3,8%, atau EDTA. c. Alat dan Bahan:
-
Kapas alkohol 70%
-
Blood lancet
-
Etil alkohol
-
Object glass
-
Larutan Giemsa dengan larutan Buffer Ph 7,2
-
Air kran/aquades
-
Mikroskop 3. Analitik A. Tes Pembuatan Sediaan Darah Tebal dan Tipis 1. Bersihkan ujung jari atau anak telinga dengan kapas alkohol 70%. Biarkan mengering. 2. Tusuk kulit dengan jarum (blood lancet) dengan cepat, cukup dalam sehingga darah dapat mengalir secara bebas tanpa diperas (dipijat). Tetesan darah pertama dibuang. 3.
Buat sediaan darah tebal dengan cara meneteskan sebanyak 3 - 4 tetes darah pada daerah dekat ujung object glass yang bersih dan bebas dari lemak. Dengan sudut object glass yang lain campurkan tetesan darah tersebut secara membulat sehingga diameternya sekitar 20 mm. Ketebalannya sedemikian rupa sehingga masih bisa membaca koran yang diletakkan di belakang sediaan tersebut.
4. Buatlah sediaan darah tipis pada sisa tempat di object glass yang sama. 5.
Tempatkan di kotak sediaan atau letakkan horizontal agar mengering. Lindungi terhadap pengotoran oleh debu atau gangguan lalat, dan kecoa. Sediaan darah tebal kadang-kadang perlu waktu 2 jam untuk menjadi kering. B. Prosedur Pewarnaan 1. Sediaan darah tipis
a. Sediaan darah tipis difiksasi dengan direndam ethyl alkohol absolut atau metyl alkohol absolut selama 2-3 menit. b. Rendam sediaan dalam larutan campuran 1 (satu) cc stock Giemsa dengan 50 cc larutan Buffer air selama 10-45 menit. c. Cuci dengan aquadest dan biarkan mengering 2. Sediaan darah tebal Pada sediaan darah tebal, tidak dilakukan perendaman dengan ethyl alkohol absolut (methyl alkohol absolut), tetapi langsung dengan pewarnaan. Kemudian cuci dengan aquadest dengan hati-hati selama 2 (dua) menit. C. Pemeriksaan sediaan apusan
-
Periksa sediaan apusan darah di bawah mikroskop dengan lensa obyektif 100x untuk melihat ada atau tidak parasit malaria, dan untuk mengidentifikasi spesies Plasmodium vivax, Plasmodium falciparum Plasmodium Malariae, atau Plasmodium ovale.
-
Hasil tes positif jika ditemukan parasit malaria, dan negatif jika tidak ditemukan parasit malaria. Nilai rujukan: Negatif : tidak ditemukan parasit malaria 4. Pasca Analitik Interpretasi pemeriksaan mikroskopis yang terbaik adalah berdasarkan hitung parasit dengan identifikasi parasit yang tepat.
es darah tebal: dihitung berdasar leukosit (eritrosit sudah lisis), yaitu per 200 leukosit. Contoh: Hasil : 1500 parasit/200 leukosit Bila leukosit 8000/uL, hitung parasit: 8000/200 x 1500 par. = 60.000/uL Penilaian: Hitung parasit < 100.000/uL, mortalitas < 1% Hitung parasit > 500.000/uL, mortalitas >50% Catatan: -
baik untuk parasitemia rendah
-
kurang baik bila parasit padat Secara kasar pada pemeriksaan tetes darah tebal sering dilaporkan dengan kode plus 1(+) satu sampai dengan plus 4 (++++), yang artinya ialah: +
: 1-10 parasit per 100 lapang pandang
++
: 11-100 parasit per 100 lapang pandang
+++
:
1-10 parasit per satu lapang pandang
++++ : lebih dari 10 parasit per satu lapang pandang
Pemeriksaan Hematologi 1. Pemeriksaan Hemoglobin (Hb) Metode
: Metode sahli
Tujuan
: Untuk mengetahui kadar hemoglobin dalam darah
Prinsip
: Hemoglobin darah diubah menjadi hematin asam kemudian warna yang
terbentuk dibandingkan secara visual dengan standard pada alat. Alat dan Bahan : Alat
Hemoglobinometer (hemometer) sahli Lancet Tissue Bahan Darah kapiler Larutan HCl 0,1 N Aquadest Kapas alkohol 70% Cara Kerja
:
a. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan. b. Masukkan HCl 0,1 N ke dalam tabung pengencer hemometer sampai tanda “2”. c. Isaplah darah kapiler dengan pipet hemoglobin sampai garis tanda 20 µl atau 0,02 ml. d. Hapuslah darah yang melekat pada sebelah luar ujung pipet. e. Segeralah alirkan darah dari pipet ke dasar tabung pengencer yang berisi HCl 0,1 N. Hati-hati jangan sampai terjadi gelembung udara. f. Campurlah isi tabung itu supaya darah dan asam bersenyawa homogen sehingga warna campuran menjadi coklat tua. g. Tambahkan aquadest tetes demi tetes setiap kali diaduk dengan batang pengaduk. Persamaan warna campuran dan batang standar harus dicapai pada cahaya terang. h. Bacalah kadar hb dalam satuan gram/100 ml darah atau g%. Nilai Normal :
Laki-laki
: 14-16 gr%
Perempuan : 12-14 gr% 2. Hitung Jumlah Trombosit Metode : Tabung Tujuan Prinsip kerja
:
Untuk :
menghitung
jumlah
trombosit
dalam
darah
Darah di encerkan dan di cat dengan larutan Amonium
Oxalat lalu di hitung jumlah tombosit dalam volume pengenceran tertentu. Yang mana Amonium Oxalat akan melisiskan sel selain trombosit, jadi pada saat pemeriksaan yang terlihat hanyalah trombosit saja. Alat dan Bahan : Alat pipet 20µl kamar hitung (improved neubaure) deck glass/cover glass tabung reaksi mikroskop
Pipet volume Bahan Kapas alcohol 70% Ammonium Oxalate 1% Darah kapiler Cara kerja : a. Siapkan alat dan bahan b. Pipet larutan Ammonium Oxalate sebanyak 0,38 ml, lalu masukkan kedalam tabung reaksi. c. Ambil darah kapiler dengan menggunakan pipet kapiler sebanyak 20µl d. Homogenkan e. Buang beberapa tetes, kemudian masukkan kedalam kamar hitung. f. Amati dibawah mikroskop dengan pembesaran 10× lalu pindahkan ke pembesaran 40× lensa objektif. Perhitungan : N × 1000 *kotak yang dihitung hanya 1 kotak yaitu kotak eritrosit : 50.000 - 400.000 / mm3
Nilai normal
3. Hitung Jumlah Eritrosit Metode Tujuan Prinsip kerja
:
Tabung
:
Untuk :
menghitung
jumlah
eritrosit
dalam
darah
Darah di encerkan dan di cat dengan larutan Hayem lalu di
hitung jumlah tombosit dalam volume pengenceran tertentu. Yang mana larutan Hayem akan melisiskan sel selain eritrosit, jadi pada saat pemeriksaan yang terlihat hanyalah eritrosit saja. Alat dan Bahan : Alat pipet 20µl kamar hitung (improved neubaure) deck glass/cover glass tabung reaksi mikroskop Pipet volume
Bahan : Kapas alcohol 70% Larutan Hayem Darah kapiler Cara kerja : a. Siapkan alat dan bahan b. Pipet larutan Hayem sebanyak 0,38 ml, lalu masukkan kedalam tabung reaksi. c. Ambil darah kapiler dengan menggunakan pipet kapiler sebanyak 20µl d. Homogenkan e. Buang beberapa tetes, kemudian masukkan ke dalam kamar hitung. f. Amati dibawah mikroskop dengan pembesaran 10× lensa objektif. Perhitungan : N × 10.000 Nilai normal
:
Laki-laki
: 4,5-5,5 juta sel/mm3
Perempuan : 4,0-5,0 juta sel/mm3 4. Hitung Jumlah Leukosit Metode Tujuan
:
Tabung
:
Prinsip kerja
Untuk :
menghitung
jumlah
trombosit
Alat dan Bahan : Alat pipet 20µl kamar hitung (improved neubaure) tabung reaksi mikroskop Pipet volume Bahan : Kapas alcohol 70% Larutan Turk Darah kapiler Cara kerja :
darah
Darah diencerkan kemudian hitung jumlah leukosit dalam
volume pengenceran tertentu dalam mengalikan factor pengenceran.
deck glass/cover glass
dalam
a. Siapkan alat dan bahan b. Pipet larutan Turk sebanyak 0,38 ml, lalu masukkan kedalam tabung reaksi. c. Ambil darah kapiler dengan menggunakan pipet kapiler sebanyak 20µl d. Homogenkan e. Buang beberapa tetes, kemudian masukkan kedalam kamar hitung. f. Amati dibawah mikroskop dengan pembesaran 10× lensa objektif. Perhitungan : N × 50 Nilai normal
: 5.000 - 10.000 / mm3
5. Pemeriksaan LED (laju endap darah) Metode
: Westergreen
Tujuan
: Untuk mengetahui terjadinya infeksi dan homokonsentrasi pada darah.
Prinsip
: Pengendapan sel-sel darah merah ke dasar tabung, jika darah yang
sudah diberi antikoagulan dimasukkan ke dalam tabung westergreen yang diletakkan secara vertical. Alat dan Bahan : Alat Tabung Westergreen Tabung Rak tabung westergreen Timer Tabung reaksi Bahan Sampel darah vena Natrium citrate 3,8%
Cara kerja : a. citrat 4 : 1 (4 bagian darah vena + 1 bagian natrium sitrat 3,2 % ) atau darah EDTA yang diencerkan dengan NaCl 0.85 % 4 : 1 (4 bagian darah EDTA + 1 bagian NaCl 0.85%). Homogenisasi sampel sebelum diperiksa. b. Sampel darah yang telah diencerkan tersebut kemudian dimasukkan ke dalam tabung Westergreen sampai tanda/skala 0. c. Tabung diletakkan pada rak dengan posisi tegak lurus, jauhkan dari getaran maupun sinar matahari langsung. d. Biarkan tepat 1 jam dan catatlah berapa mm penurunan eritrosit.
C. Pemeriksaan Kimia Klinik 1. Pemeriksaan Glukosa, Kolesterol, dan Asam Urat Metode : Nesco (menggunakan strip) Tujuan Prinsip
: Untuk mengetahui kadar gula darah, kolesterol, dan asam urat
: Darah kapiler dimasukkan ke dalam strip glukosa lalu dibaca pada alat.
Alat dan Bahan : Alat Lancet steril Nesco Strip glukosa Tissue
Bahan Kapas alkohol 70% Darah kapiler Cara Kerja
:
a. Siapkan alat Nesco, pasang chip (memory) dan pasang strip pemeriksaan. b. Bersihkan ujung jari pasien dengan kapas alkohol 70% dan tunggu sampai kering. c. Pegang bagian bawah yang akan ditusuk supaya tidak bergerak dan tekan sedikit untuk mengurangi rasa sakit. d. Tusuk dengan lancet steril, darah harus keluar dengan sendirinya tanpa harus ditekan. e. Tetesan darah pertama dihapus dengan kapas kering. f. Masukkan spesimen darah ke dalam strip Nesco. g. Tunggu hasilnya dan catat hasil pemeriksaan. Nilai Normal : Glukosa Darah Puasa: 70-110 mg/dl Kolesterol
: <200 mg/dl
Asam urat
: Laki-laki
: 3,5-7,0 mg/dl
Perempuan : 2,5-6,0 mg/dl 2. Pemeriksaan Protein/Albumin Urine Metode
: Asam Acetat
Tujuan : Tujuan tes ini adalah untuk mendeteksi ada atau tidaknya protein yang terkandung dalam urine. Prinsip : Protein yang dipanasakan akan membentuk presipitat yang terlihat berupa kekeruhan. Pemberian asam asetat dilakukan untuk mencapai atau mendekati titik isoelektrik protein Alat dan bahan
Tabung reaksi
Lampu spiritus
Rak tabung reaksi
Penjepit tabung reaksi
Asam asetat 6% Cara Kerja
a. Masukkan urin jernih (sentrifus terlebih dahulu) ke dalam tabung reaksi sampai 2/3 penuh b. Dengan memegang bagian tabung reaksi pada ujung bawah dengan penjepit tabung reaksi, lapisan atas urine dipanasi di atas nyala api sampai mendidih 30 detik. c. Perhatikan ada atau tidaknya kekeruhan di lapisan atas. Jika terjadi kekeruhan, kemungkinan disebabkan oleh protein, kalsiumfosfat, kalsiumkarbonat. d. Teteskan 3-5 tetes asam asetat 6% ke dalam urine yang masih panas itu. Jika kekeruhan disebabkan oleh kalsiumfosfat maka kekeruhan akan lenyap. Jika kekeruhan disebabkan oleh kalsiumkarbonat maka kekeruhan akan tetap hilang tapi dengan pembentukan gas. Jika kekeruhan tetap ada atau menjadi lebih keruh lagi, maka tes terhadap protein adalah positif. Penilaian
-
: tidak ada kekeruhan
+
: kekeruhan ringan (seperti awan) tanpa butir (kadar protein
0,01-0,05%)
++
: kekeruhan mudah diilihat dan tampak butir-butir dalam
kekeruhan (0,05-0,2%)
+++ : urin jelas keruh dan kekeruhan itu berkeping-keping (0,2-0,5%)
++++ : urin sangat keruh dan berkeping-keping besar atau bergumpalgumpal (>0,5%)
Syarat = urine yang dipakai untuk pemeriksaan harus jernih. Bila tidak jernih, maka harus dilakukan sentrifugasi dan yang dipakai adalah supernatan. 3. Mikroskopik urine Metode Prinsip
:
Natif
Tujuan : untuk mengetahui unsur organik dan anorganik. : adanya bentukan-bentukan atau elemen-elemen atau unsur-unsur yang teresuspensi dalam urine akan dipresipitatkan denga jalan di centrifuge. Alat dan Bahan :
Alat Centrifuge Tabung centrifuge Objek glass Deek glass Mikroskop Bahan
Urine segar Cara kerja : a. Kocok botol penampung urine agar homogen. b. Masukkan urine sebanyak 7-8 ml kedalam tabung centrifuge. c. Centrifuge urine pada alat centrifuge dengan kecepatan 1500-2000 rpm selama 5
d. e. f. g.
menit. Buang cairan atas(supernatant)sehingga tersisa sedimen kira” 0,5 ml. Kocok tabung untuk meresuspensikan sedimen. Teteskan 1 tetes diatas obyek glass tutup dengan deck glass. Periksa dibawah mikroskop dengan lensa obyektif 10 x kemudian 40 x. Nilai normal : Sel erytrosit : 0-1 per Lapang Pandan Besar (LPB). Sel leukosit : 1-5 per Lapang Pandang Besar (LPB). Silinder : 0-1 per Lapang Pandang Kecil (LPK) Epitel
: Negatif.
D. Pemeriksaan Immunoserologi 1. Pemeriksaan Plano Test (Tes Kehamilan) Metode : Immunokromatografi Tujuan : Untuk memeriksa kehamilan dengan mendeteksi adanya Human Chorionic Gonadothropin (HCG) dalam urine dengan kepekatan hingga 25 mIU/ml urine. Prinsip : Strip dicelupkan ke dalam urine. HCG yang dihasilkan oleh jaringan placenta muncul dalam urine dan konsentrasinya meningkat cepat. Kadar HCG mencapai 100 mIU/ml urine. Alat dan Bahan : Alat Strip plano test Wadah urine Bahan Urine segar Cara Kerja
:
a. Siapkan alat dan bahan yang akan digunakan. b. Tampung urine segar ke dalam wadah yang bersih dan kering.
c. Celupkan strip ke dalam urine sesuai dengan tanda panah batas maksimum selama 30-60 detik. d. Angkat strip, tunggu selama 1-3 menit. e. Baca hasil pemeriksaan. Interpretasi Hasil Positif
:
: Jika muncul dua garis merah (garis
control dan garis test) Negatif
: Jika muncul satu garis merah (garis
control) PEMERIKSAAN GULA DARAH DENGAN CARA STRIP A. Prinsip Prinsip pemeriksaan pada metode ini adalah strip test diletakkan pada alat, ketika darah diteteskan pada zona reaksi tes strip, katalisator glukosa akan mereduksi glukosa dalam darah. Intensitas dari elektron yang terbentuk dalam alat strip setara dengan konsentrasi glukosa dalam darah. Persiapan : Pasang lancet pada alat pena coblos Accu Check soft click. Atur sesuai kedalaman yang diinginkan. 2. Usap jari tengah menggunakan alkohol swab dan tunggu hingga kering. 3. Pasang strip. Ambil satu strip dari tabung kemudian dipasang ke slot tempat strip. Nyalakan alatnya menjadi on. 4. Check nomor kode kalibrasi. Bandingkan no. Kode kalibrasi yang muncul di layar dengan yang tertera di tabung harus sama. Yang tertera di tabung 222 sama dengan no yang muncul di layar. 5. Ambil sampling darah dengan menggunakan pena soft click. Lokasi pengambilan sampling darah di samping jari karena sedikit jala ujung saraf penyebab nyeri. 6. Masukkan darah ke dalam bantalan strip sampai terisi penuh. 7. Tunggu proses pemeriksaan lalu hasilnya akan tertera di layar 8.
Limbah rumah sakit berasal dari unit-unit pelayanan kesehatan yang ada di rumah sakit tersebut termasuk laboratorium. Semua jenis limbah di laboratorium harus dinyatakan sebagai bahan yang infeksius, oleh karena itu penanganan dan pembuangan limbah harus ditangani secara benar agar tidak menimbulkan dampak negatif sebagai akibat dari kegiatan operasional laboratorium yang jika tidak dikelola dengan baik dapat mencemari lingkungan, baik pekerja, pasien, pengunjung maupun masyarakat sekitarnya. II.
PERATURAN-PERATURAN
Pengaturan limbah di Indonesia mempunyai beberapa peraturan yang harus ditaati, peraturan-peraturan tersebut dibuat berdasarkan perundang-undangan yang berlaku di Indonesia. Beberapa dasar hukum yang dapat dicermati antara lain: 1. Undang-Undang nomor 23 tahun 1997, tentang Pengelolaan Lingkungan Hidup. 2. Peraturan Pemerintah nomor 18 tahun 1999, tentang Pengelolaan Limbah Bahan Berbahaya dan Beracun. 3. Undang-Undang nomor 4 tahun 1982, tentang Pokok-Pokok Pengelolaan Lingkungan Hidup. 4. Peraturan Menteri Kesehatan R.I. Nomor : 986/MENKES/PER/XI/1992, tentang Persyaratan Kesehatan Lingkungan Rumah Sakit. 5. Undang-Undang Konservasi dan Pemulihan Sumber (“Resource Conservation and Recovery Act” = RCRA ) dan amandemen-amandemennya. 6.
Undang-undang tentang Reaksi, Kompensasi dan Tanggung Jawab Lingkungan (“Comprehensive Environmental Response, Compensation, and Liability Act” = CERCLA) atau disebut juga “Superfund Amandments and Reauthorization Act” (SARA), mengatur kerugian terhadap lingkungan yang disebabkan limbah berbahaya. Dan undang-undang lainnya yang terkait. III.
PENGERTIAN Limbah adalah bahan-bahan buangan atau residu dari suatu kegiatan, bisa dalam
bentuk padat, cair atau gas yang sudah tidak terpakai lagi. Limbah Klinis adalah limbah yang berasal dan Pelayanan Medis, Laboratorium, Farmasi, Kamar Bedah dan pelayanan medis lainnya yang menggunakan bahan-bahan beracun, infeksius, berbahaya dan membahayakan. Penggolongan limbah berdasarkan potensi bahaya yang terkandung di dalamnya dapat dibagi menjadi 5 jenis, yaitu: 1. Limbah Benda tajam 2. Limbah Infeksius 3. Limbah Jaringan tubuh 4. Limbah Sitotoksik 5. Limbah Bahan kimia
Limbah laboratorium dapat berasal dari berbagai sumber, yaitu: 1. Bahan baku yang sudah kadaluwarsa, 2. Bahan habis pakai, misalnya medium perbenihan yang tidak terpakai, 3. Produk proses di dalam laboratorium, misalnya sisa spesimen, 4. Produk upaya penanganan limbah, misalnya jarum suntik sekali pakai setelah di autoklaf. Sifat limbah digolongkan menjadi: 1. Buangan bahan berbahaya dan beracun 2. Limbah infektif 3. Limbah radioaktif 4. Limbah umum Bentuk limbah yang dihasilkan dapat berupa: 1. Limbah cair dibagi menjadi 3, yaitu: a. Limbah cair infeksius, misalnya sisa spesimen seperti darah, serum / plasma, urine dan cairan tubuh lainnya. b. Limbah cair domestik, yaitu limbah yang dihasilkan dari bekas air pembilasan atau pencucian alat. c.
Limbah cair kimia, yaitu limbah yang dihasilkan dari menggunakan bahan-bahan kimia, misalnya sisa-sisa reagen dan cairan pewarna.
2. Limbah padat dibagi menjadi 2, yaitu : a. Limbah padat infeksius: -
Limbah benda tajam, yaitu alat atau obyek yang mempunyai sudut tajam, sisi, ujung atau bagian menonjol yang dapat memotong atau menusuk kulit, misalnya jarum suntik, pecahan dari kaca dan pisau.
-
Sisa bahan pemeriksaan, misalnya jaringan, faeces, bekuan darah dan medium biakan.
b. Limbah padat non infeksius, misalnya sampah umum seperti kertas, tissue, plastik kayu, pembungkus, kardus dan sebagainya. 3. Limbah gas adalah limbah yang dihasilkan dari penggunaan generator, sterilisasi dengan etilen oksida atau dari thermometer yang pecah (uap air raksa).
IV.
PENANGANAN DAN PENAMPUNGAN LIMBAH
Tujuan penanganan limbah adalah untuk mengurangi resiko pemaparan limbah terhadap kuman yang menimbulkan penyakit (patogen) yang mungkin berada dalam limbah tersebut. Penanganan limbah antara lain ditentukan oleh sifat limbah, yaitu : 1. Limbah berbahaya dan beracun, dengan cara : a. Netralisasi Limbah yang bersifat asam dinetralkan dengan basa seperti kapur tohor, CaO atau Ca(OH) 2 Sebaliknya, limbah yang bersifat basa dinetralkan dengan asam seperti H 2SO4 atau HCI. Parameter netralisasi adalah pH dan sebagai indikator dapat digunakan Phenol Phtalein (PP.). Zat ini akan berubah pada pH 6-8 sehingga cukup aman digunakan jika pH limbah berkisar antara 6,5-8,5. b. Pengendapan/sedimentasi, koagulasi dan flokulasi Kontaminan logam berat dalam ciaran diendapkan dengan tawas/FeC1 3, Ca(OH)2/CaO karena dapat mengikat As, Zn, Ni. Mn dan Hg. c. Reduksi-Oksidasi Terhadap zat organik toksik dalam limbah dapat dilakukan reaksi reduksi oksidasi (redoks) sehingga terbentuk zat yang kurang/tidak toksik. d. Penukaran ion Ion logam berat nikel, Ni dapat diserap oleh kation, sedangkan anion beracun dapat diserap oleh resin anion. 2. Limbah infeksius Ada beberapa metode penanganan limbah cair/padat yang bersifat infeksius, yaitu a. Metode Desinfeksi Adalah penanganan limbah (terutama cair) dengan cara penambahan bahan-bahan kimia yang dapat mematikan atau membuat kuman-kuman penyakit menjadi tidak
aktif.
Agar pengolahan limbah menjadi efektif perlu untuk: -
Menggunakan
desinfektan
yang
sesuai,
misalnya
Chlorine,Iodophore,
Alcohol,
Formaldehyde, Glutaraldehyde dan Natrium hypochioride. Yang terakhir ini merupakan satusatunya jenis desinfektan yang digunakan secara rutin untuk mendesinfeksi limbah penyakit menular. -
Menambahkan jumlah bahan kimia yang cukup, jumlah desinfektan yang diberikan harus berlebih karena bahan-bahan protein yang terkandung dalam limbah akan mengikat desinfektan dan mencegah bahan tersebut bereaksi dengan kuman penyakit.
-
Memberikan waktu kontak yang cukup, gunanya adalah untuk mencapai efektifitas pengolahan.
-
Mengawasi kondisi-kondisi lain yang diperlukan, misalnya pH yang tidak sesuai akan meningkatkan / menghambat proses desinfeksi.
-
Temperatur, dapat meningkatkan atau menurunkan efektifitas dan kecepatan proses pengolahan.
-
Pengadukan.
b. Metode Pengenceran (Dilution) Yaitu dengan cara mengencerkan air limbah sampai mencapai konsentrasi yang cukup rendah, kemudian baru dibuang ke badan-badan air. Kerugiannya ialah bahan kontaminasi terhadap badan-badan air masih tetap ada, pengendapan yang terjadi dapat menimbulkan pendangkalan terhadap badan-badan air seperti selokan, sungai dan sebagainya sehingga dapat menimbulkan banjir. c. Metode Proses Biologis Yaitu dengan menggunakan bakteri-bakteri pengurai. Bakteri-bakteri tersebut akan menimbulkan dekomposisi zat-zat organik yang terdapat dalam limbah. d. Metode Ditanam (Landfill) Yaitu penanganan limbah dengan menimbunnya dalam tanah. e. Metode Insinerasi (Pembakaran) Pemusnah limbah dengan cara memasukkan ke dalam insinerator. Dalam insinerator senyawa kimia karbon yang ada dibebaskan ke atmosfir sebagai CO2 dan H2O. Bahan-bahan seperti mineral, logam dan bahan organik lainnya (kuman penyakit, jaringan tubuh, hewan, darah, bahan kimia, kertas, plastik) yang tidak terbakar tersisa dalam bentuk abu yang beratnya 10-30% dari berat aslinya (tergantung dari jenis limbah). Agar insinerasi berlangsung optimal, perlu 5 kondisi: -
Diperlukan oksigen dalam jumlah yang cukup,
-
Atomisasi dan Volatilisasi, yaitu mengubah limbah menjadi partikel yang sangat kecil dan gas,
-
Proses pengadukan dan pencampuran dalam insinerator,
-
Suhu yang cukup untuk volatilisasi,
-
Cukup waktu untuk terjadinya reaksi. Alat insinerator yang baik adalah yang memungkinkan suhu pada ruang bakar pertama paling sedikit 800 - 1000°C.
3. Limbah radioaktif
Masalah penanganan limbah radioaktif dapat diperkecil dengan memakai radioaktif sekecil mungkin, menciptakan disiplin kerja yang ketat dan menggunakan alat yang mudah didekontaminasi. Penanganan limbah radioaktif dibedakan berdasarkan: a. Bentuk : cair, padat dan gas, b. Tinggi-rendahnya tingkat radiasi sinar gamma (γ), c. Tinggi-rendahnya aktifitas d. Panjang-pendeknya waktu paruh, e. Sifat : dapat dibakar atau tidak. Ada 2 sistem penanganan limbah radioaktif : a. Dilaksanakan oleh pemakai secara perorangan dengan memakai proses peluruhan, peguburan dan pembuangan. b.
Dilaksanakan secara kolektif oleh instansi pengolahan limbah radioaktif, seperti Badan Tanaga Atom Nasional (BATAN).
4. Limbah umum Limbah umum non infeksius setelah dikumpulkan dalam wadah kantong plastik diikat kuat dan dibakar di insinerator. Penampungan limbah adalah upaya untuk mencegah terjadinya kontaminasi atau pemaparan pada petugas yang menangani limbah. Wadah penampungan limbah harus memadai, misalnya: 1.
Penampungan limbah benda tajam, harus tahan tusuk, impermeabilitas (kekedapan, tidak dapat dirembesi), kokoh, aman dan diberi label.
2. Penampungan limbah cairan infeksius: a. Diwadahi dengan botol penutup yang aman atau wadah yang kaku sejenis botol dan ditutup dengan tutup berulir atau gabus. Botol tersebut dimasukkan dalam kaleng atau kotak untuk pengamanan tambahan dan menampung adanya tumpahan serta mengurangi resiko pemaparan. b. Limbah cair yang akan disterilkan dengan uap sebaiknya terbuat dari logam karena logam bersifat memperluas penyebaran panas. Jangan menggunakan bahan gelas/kaca. c.
Limbah cair yang akan diinsinerasi sebaiknya wadah terbuat dari plastik karena mudah terbakar.
V.
PEMISAHAN LIMBAH Untuk memudahkan mengenal berbagai jenis limbah yang akan dibuang adalah
dengan cara menggunakan kantong dengan kode warna yang disarankan untuk limbah klinis adalah seperti pada tabel 1. Tabel 1. Kode warna yang disarankan untuk limbah klinis. NO 1. 2. 3.
WARNA KANTONG
JENIS LIMBAH
Hitam
Limbah
Kuning Kuning dengan strip hitam
menyimpan atau mengangkat limbah klinik. Semua jenis limbah yang akan dibakar Jenis limbah yang sebaiknya dibakar, tetapi bias juga dibuang
4.
rumah
di
tangga,
sanitary
tidak
landfill
digunakan
bila
untuk
dilakukan
pengumpulan terpisah dan pengaturan pembuangan. Biru muda atau transparan Limbah untuk autoclaving (pengolahan sejenis) dengan strip biru tua
sebelum pembuangan akhir.
Kebersihan pemisahan limbah tergantung kepada kesadaran, prosedur yang jelas serta keterampilan petugas sampah/kebersihan. Selain kode warna pada kantong plastik untuk pemisahan limbah juga terdapat kode/simbol yang telah distandarisasi untuk 3 golongan sampah yang paling berbahaya, yaitu : NO 1.
GOLONGAN SAMPAH
GAMBAR SIMBOL
Sampah Infeksius : Kantong warna kuning dengan simbol Biohazard
yang
telah
dikenal
internasional berwarna hitam.
2.
Sampah Sitotoksik :
secara
Kantong berwarna ungu dengan simbol 3.
sitotoksik (berbentuk cell dalam telofase) Sampah Radioaktif : Kantong berwarna merah dengan simbol radioaktif
yang
telah
dikenal
secara
internasional.
VI.
PENGOLAHAN LIMBAH LABORATORIUM
1. Limbah Cair: a. Limbah Cair Infeksius: Sebelum dialirkan ke saluran pembuangan awal, limbah dikumpulkan terlebih dahulu dalam wadah plastik atau kaca dan diberi desinfektan. Jenis desinfektan yang banyak digunakan adalah natrium hipoklorit dengan kadar 0,5-10%. Karena kekuatan desinfektan makin lama makin menurun, maka untuk keefektifan penggunaanya harus dibuat baru setiap minggu. Setelah didesinfeksi, limbah tersebut dialirkan ke saluran pembuangan awal yang selanjutnya dikumpulkan dalam bak penampungan untuk diolah. b. Limbah Cair Domestik: Limbah ini langsung dialirkan melalui saluran pembuangan awal menuju bak penampungan untuk diolah. c. Limbah Cair Kimia: Penanganannya dilakukan dengan cara mengencerkan limbah dengan air sampai konsentrasi rendah dan selanjutnya dialirkan mengikuti saluran pembuangan awal menuju bak penampungan untuk diolah. Semua limbah cair yang terkumpul dalam bak penampungan dapat diolah dengan berbagai cara, antara lain : a. FBK Bioreactor FBK Bioreaktor menggunakan metode proses biologis. Limbah yang terkumpul dalam bak penampungan dipompa menuju alat Bioreactor dan setelah mengalami proses, limbah disalurkan melalui pipa buangan ke saluran umum (sungai/kali).
Proses FBK Bioreactor ialah melalui media yang berkelok-kelok berfungsi sebagai tempat pertumbuhan bakteri aerob yang tumbuh melekat pada media, membentuk lapisan biomassa. Aerator dan struktur media yang mengatur aliran air limbah yang masuk ke dalam tangki Biodetox sedemikian rupa sehingga kontak antara air limbah dengan lapisan biomassa terjadi berulang-ulang, melalui perjalanan panjang sehingga mencapai efisiensi degradasi BOD/COD yang optimum ( maksimal kadar BOD = 75 mg/L dan COD = 100 mg/L). Udara dimasukkan ke dalam tangki Biodetox melalui aeration sehingga menimbulkan gelembunggelembung udara yang dihasilkan dari mesin kompressor. Aerator dirancang secara spesifik rnenghasilkan efek floatasi dan sedimentasi. Air limbah yang telah diolah dalam tangki Biodetox sudah jernih sehingga dapat disalurkan ke saluran umum. b. Sewage Treatment Plant (STP) : Adalah sistem pengolahan limbah yang bertujuan mengolah limbah cair bersih yang dapat dibuang ke saluran umum dan tidak mencemari
menjadi air
lingkungan.
Metode yang digunakan adalah: -
Screen Pit Dilengkapi dengan saringan kasar, saringan halus dan communitor. Berfungsi untuk menyaring kotoran/sampah yang besar-besar sedangkan communitor akan menghancurkan material yang masuk sehingga proses treatment secara biologis dapat berfungsi dengan baik.
-
Equalizing Tank: Berfungsi sebagai pre-treatment yang meratakan kualitas air bak.
-
Aeration tank Dilengkapi dengan air seal difusser. Air limbah yang masuk ke dalam bak aerasi diproses dengan cara mendifusikan udara ke dalam air limbah melalui diffuser juga ditambahkan lumpur aktif yang dikembalikan dan bak pengendap. Setelah melalui proses aerasi, air mengalir melalui pipa transfer ke bak pengendap (Settling Tank).
-
Settling Tank : Berfungsi untuk memisahkan lumpur. Lumpur akan mengendap ke bagian bawah tangki dan disedot oleh lift pump masuk ke dalam kotak distribusi lumpur yang kemudian didistribusikan menjadi 2 cabang ; yang pertama masuk ke bak aerasi dan yang kedua masuk ke bak penampungan lumpur, sedangkan airnya akan mengalir melalui Over Flow Weir selanjutnya masuk bak Over Flow dan mengalami proses ( untuk mendestruksi mikroba patogen.
-
Effluent Tank :
Berfungsi untuk menampung hasil akhir pengolahan (treatment). Air dalam bak ini dipompa ke sumpit lalu disalurkan ke saluran umum. 2. Limbah Padat : a. Limbah Padat Infeksius: -
Limbah benda tajam Dikumpulkan dalam suatu wadah sesuai syarat penampungan benda tajam. Untuk keamanan, pada saat pengangkutannya wadah tersebut dapat diberi cairan desinfektan seperti lysol. Kemudian wadah dimasukkan dalam kantong plastik kuning dengan simbol biohazard diikat kuat lalu diangkut untuk dibakar di insinerator.
-
Limbah sisa bahan pemeriksaan Dikumpulkan dalam kantong plastik kuning bersimbol biohazard dan disterilkan dalam autoclave suhu 121°C selama 15 menit. Selanjutnya kantong plastik tersebut dilapisi dengan kantong plastik kuning, diikat kuat lalu diangkut untuk dibakar di incinerator.
b. Limbah Padat Non Infeksius: Dimasukkan dalam tempat sampah yang telah dilapisi kantong plastik warna hitam. Setelah sampah mengisi ¾ kantong, ikatlah kuat-kuat lalu angkut ke tempat pembuangan untuk dibakar dalam insinerator. 3. Limbah Gas: Limbah gas harus dibersihkan melalui penyaringan (filter) sebelum dibuang ke udara. Filter harus diperiksa secara teratur, jika rusak atau tingkat radiasinya mendekati batas yang telah ditentukan, filter harus diganti. Untuk mencegah terlepasnya zat radioaktif dari filter, maka filter harus dibungkus dengan plastik polietilen.
VII.
EVALUASI PENGOLAHAN LIMBAH Air hasil pengolahan limbah dapat diketahui kualitasnya dengan menggunakan
indikator biologi seperti pengadaan kolam ikan atau penyiraman taman. Selain itu hasil pengolahan limbah cair juga perlu diperiksa ke instansi pemerintah yaitu Bapedal setiap 3 bulan sekali dan di laboratorium sendiri setiap 1 bulan sekali.
VIII.
KESELAMATAN KERJA DALAM PENGELOLAAN LIMBAH
Para petugas yang menangani limbah selain mempunyai resiko terkena penyakit juga mempunyai resiko mendapatkan kecelakaan. Luka karena benda tajam adalah penyebab kecelakaan terbesar di kalangan petugas pelayanan kesehatan dan petugas yang menangani limbah, karena adanya resiko ganda berupa luka dan tertular penyakit. Oleh karena itu diwajibkan bagi petugas pengantar/pengelola limbah untuk menggunakan pelindung diri, seperti sarung tangan karet dan plastik pengaman untuk mencuci alat laboratorium. Tabel 2. Prosedur Kerja Pengurangan Resiko NO 1.
PROSEDUR
Kelompokkan limbah untuk mengetahui Tentukan golongan-golongan limbah sesuai jenis
2.
PENGURANGAN RESIKO
yang
perlu
penanganan khusus Pisahkan limbah
pengelolaan yang
dan kriteria yang berlaku
memerlukan Pindahkan
limbah
yang
memerlukan
penanganan khusus (yang infeksius dan penanganan khusus. Pisahkan limbah itu 3.
radioaktif) dari limbah lainnya. dari tempat limbah umum Gunakan kontainer yang berbeda untuk Upayakan agar limbah khusus dapat dikenal
4.
limbah-limbah khusus Berhati-hati waktu
5.
memindahkan kontainer limbah Gunakan kereta yang baik mengumpulkan
6.
mengangkat
dan
dengan mudah dan Jaga kemungkinan terjadinya salah urat pada punggung dan bagia tubuh lainnya untuk Jaga agar kontainer limbah tidak jatuh dari
memindahkan kereta dengan begitu akan mengurangi
kontainer limbah terjadinya luka dan terpapar. Gunakan kereta yang bongkar-muatnya Kurangi kecelakaan dari kereta hingga mudah, mudah digerakkan, direm dan dengan begitu mengurangi kejadian luka
7.
diarahkan serta mudah dibersihkan dan paparan Semua kontainer limbah harus ditutup rapat Kurangi terjadinya paparan
8.
(bila memungkinkan) sebelum dipindahkan Limbah gas dibuang kewadah yang telah Kurangi ditentukan
9.
(tidak
lagi
penanganan
limbah
dilakukan kemungkinan terjadinya paparan
penyortiran) Gunakan alat pelindung perorang yang Adakan perlindungan terhadap paparan memadai, seperti sarung tangan, masker, kaca mata, celemek pada waktu menangani limbah khusus
dan
10.
Usahakan agar semua kegiatan hanya Kurangi resiko ekpose pada orang-orang dilakukan oleh orang yang cukup terlatih.
IX.
yang memakai alat dengan cara yang keliru
KESIMPULAN Sistem pengelolaan limbah yang baik dan benar dapat meningkatkan keamanan dalam
kerja terutama bagi petugas kesehatan yang berhubungan dengan limbah tersebut, pasien, pengunjung dan masyarakat disekitar rumah sakit dan laboratorium. Penanganan limbah yang kurang baik akan dapat atau potensial sebagai sumber pencemaran penularan penyakit bagi warga laboratorium sendiri maupun masyarakat di sekitarnya.
X. 1.
DAFTAR PUSTAKA
Depkes R.I, Pedoman Pelayanan Rumah Sakit dan Laboratorium Klinik, Jakarta, Tahun 1980
2.
Depkes R.I, Pedoman Penanganan Limbah dan Sanitasi Rumah Sakit, Jakarta, Tahun 1985
