22. SZAPORODÁSBIOLÓGIAI TALÁLKOZÓ november Kecskemét, Hotel Granada. Program Összefoglalók Résztvevők listája

22. SZAPORODÁSBIOLÓGIAI TALÁLKOZÓ 2016. november 11-12. Kecskemét, Hotel Granada Program Összefoglalók Résztvevők listája

Szaporodásbiológiai Társaság

A 22. SZAPORODÁSBIOLÓGIAI TALÁLKOZÓ 2016. NOVEMBER 11-12., KECSKEMÉT, HOTEL GRANADA TUDOMÁNYOS PROGRAM BIZOTTSÁG Dr. Balogh Orsolya Dr. Bodó Szilárd Prof. Dr. Cseh Sándor Dr. Faigl Vera Prof. Dr. Gábor György Dr. Nagy Péter Prof. Dr. Rátky József Dr. Solymosi Norbert Prof. Dr. Solti László A rendezvény regisztrációs száma: 88/TK/2016/MÁOK Az Állatorvosi Kamara által megállapított továbbképzési pontérték:

1. nap 23 pont, 2. nap 34 pont

PROGRAM 2016. november 11. péntek 12.30 – 13.30 Regisztráció 13.30 – 15.00 Informatika a szaporodásbiológiában (moderátor: Dr. Solymosi Norbert, PhD, ÁOTE) 13.30-14.00 Informatika a szaporodásbiológiában (kutatás-fejlesztés) Dr. Solymosi Norbert, PhD, ÁOTE 14.00-14.30 A FARM programmal támogatott szaporodásbiológiai felügyelet a Topigs Norsvin tenyészállományokban Dr. Mocsári Endre, az állatorvos-tudomány kandidátusa 14:30-15.00 A RISKA programmal támogatott szaporodásbiológiai felügyelet a tejtermelő állományokban Tomjanovich Géza, ügyvezető, Systo Kft 15:00 - 15.30

Kávészünet

15.30 – 17.00 A szarvasmarha szaporodásbiológia napi gyakorlata (moderátor: Dr. Gábor György, az állatorvos-tudomány kandidátusa, Dipl. ECAR, NAIK-ÁTHK) 15.30 – 16.30 A ketózis hatása a nagy tejtermelésű tehenek szaporodására Dr. Cristina Andreu Vazquez PhD., Ruminants Technical Consultant, Spain and Portugal, Elanco Animal Health 16.30 – 17.00 Az embrió-átültetés helyzete Magyarországon és Európában Zubor Tibor, ügyvezető, Embrió Kft. 17:00 - 17.30

Kávészünet

17:30 – 18:30 A Társaság éves közgyűlése a. b.

a megújult honlap – Dr. Faigl Vera – Dr. Balogh Orsolya regisztráció és nyilvántartás a honlapon keresztül, egyéb szervezeti kérdések, pénzügyi beszámoló – Dr. Gábor György

19:00 –

vacsora és borkóstoló

2016. november 12. szombat 08.30 – 09.00 Regisztráció 09.00 – 10.00 A szaporodásbiológiai gondozás jelentősége a lótenyésztésben. (moderátor: Dr. Cseh Sándor DSc, Dipl. ECAR, ÁOTE) 09.00 – 09.20 Ultrahang vizsgálatok a ló szaporodásbiológiai menedzselésében - múlt és jelen Dr. Bába András, Polequi Bt., Budapest 09.20 – 09.40 Ló mesterséges termékenyítő állomás működtetésének tapasztalatai Dr. Soós István, állatorvos, Hortobágyi Nonprofit Kft. 09.40 – 10.00 A magzati környezet citológiai és bakteriológiai vizsgálata az újszülött csikó egészségi állapotával összefüggésben Dr. Kútvölgyi Gabriella, PhD, NAIK-ÁTHK

3/37

10.00 - 11.00

A tenyésztői és állatorvosi munka szerepe a sertés szaporodásbiológiában (moderátor: Dr. Rátky József DSc, DE-MÉK) 10.00 – 10.20 A magyar sertésállomány fajtaösszetétele a "10 millió sertés" idején és napjainkban Dr. Radnóczi László, ny. főtanácsos, FM 10.20 – 10.40 Szaporító munka és szaporodás-biológiai gondozás a nagyüzemi sertéstelepen Dr. Balázsné Dr. Kiss Mária főállatorvos, Borotai Sertéshús Zrt., Borota 10.40 – 11.00 A sertés mesterséges termékenyítés a hatósági állatorvos szemével Dr. Gombos Zoltán, főosztályvezető, FM 11.00 - 11.25

Kávészünet

11.25– 12. 30 Indukált ovulációjú fajok szaporodásbiológiai jellemzői (moderátor: Dr. Nagy Péter, az állatorvos-tudomány kandidátusa, Dipl. ECAR) 11.25 – 12.10 Az asszisztált reprodukciós módszerek fejlődése és kihívásai tevefélékben Dr. Lulu Skidmore, PhD, scientific director, Camel Reproduction Center, Dubai, Egyesült Arab Emírségek 12.10 – 12.30 Nagyüzemi nyúltartás szaporodásbiológiai jellemzői, problémái Dr. Atkári Tamás, vezető, Agro Divízió, Olivia Kft, Lajosmizse 12:30 – 14:00 Az állattenyésztéshez köthető PhD kutatások – Fiatal kutatók fóruma (moderátor: Dr. Bodó Szilárd PhD, SZIE, NAIK) 12:30 – 12:45 Halembriók alacsony hőmérsékletű tárolása Kollár Tímea - Dr. Cserepes Judit - Szabó Katalin - Dr. Faragó Bernadett - Dr. Budai Csilla - Dr. Pribenszky Csaba - Dr. Bernáth Gergely - Dr. Csenki Zsolt - Dr. Horváth Ákos 12:45 – 13:00 Multifunkcionális membránteszt fejlesztése a kakas-spermiumok termékenyítőképességének vizsgálatára Dr. Végi Barbara*- Oluwaseye, Olukomaiya Oladapo - Dr. Váradi Éva - Drobnyák Árpád - Dr. Barna Judit *HaGK, Gödöllő 13:00 - 13:15 Hosszú távon in vitro fenntartott tyúk ősivarsejtek (PG sejtek) fejlődési potenciájának vizsgálata Tóth Roland* - Mahek Anand - Nagy Alexandra - Lázár Bence - Dr. Gócza Elen *SZIE, NAIK MBK, Gödöllő 13:15 - 13:30 A preimplantációs genetikai diagnózis módszereinek fejlesztése nyúlon Fábián Renáta* - Skoda Gabriella - Dr. Hiripi László - Dr.Hoffmann Orsolya - Dr. Daniela Ilie - Kerekes Andrea - Dr. Gócza Elen - Dr. Bodó Szilárd *SZIE, NAIK MBK, Gödöllő 13:30 – 13:45 Embrióátültető programok a Debreceni Egyetem AKIT Karcagi Kutatóintézetében Dr. Pálfyné Dr. Vass Nóra* - Dr. Bodó Szilárd - Dr. Egerszegi István - Dr. Oláh János Dr. Monori István *DE MÉKK, Debrecen 13:45 – 14:00 Kérdések az előadókhoz, poszterek bemutatása Poszterek 1. Nagy A., Mahek A., Tóth R., Lázár B., Gócza E.: Ősivarsejt specifikus markerek expressziójának összehasonlítása különböző ivarú tyúk embriókból létrehozott ősivarsejt tenyészetekben 2. Végi B., Váradi É., Drobnyák Á., Oluwaseye O. O., Barna J.: Két festési eljárás összehasonlítása a kakas-spermiumok életképességének vizsgálatára 3. Kása E., Lujic J., Marinovic Z., Kollár T., Urbányi B., Horváth Á.: A génmegőrzés lehetőségei zebradánió (Danio rerio) fajban: sperma- és ősivarsejt vitrifikáció 4. Németh A., Páble T., Debnár V.J., Egerszegi I., Gócza E., Rátky J., Bodó Sz.: Sertés embriók in vitro előállításának lépései 14:00 – ebéd

4/37

Összefoglalók

5/37

Informatika a szaporodásbiológiában (kutatás-fejlesztés) Solymosi Norbert Állathigiéniai, Állomány-egészségtani és Állatorvosi Etológia Tanszék, Állatorvostudományi Egyetem, Budapest Az informatika a haszonállattartás számos területén, így a szaporodásbiológiában is egyre fontosabb szerepet kap. Ennek része, hogy a szakmailag fontosnak tekintett adatokat relációs adatbázisokban tárolják a legtöbb hazai állattartó telepen. A precíziós állattartási technológiák ugyancsak nagy mennyiségű adatot gyűjtenek össze a termelési, reprodukciós teljesítményeket, egészségi állapotot befolyásoló környezeti tényezőkre (pl. káros gázok, levegő hőmérséklet és páratartalom), az állatok jólétére (pl. mozgási aktivitás), illetve a víz- és takarmányfogyasztásra vonatkozóan. Emellett a termelési, szaporodásbiológiai mutatókat befolyásoló egyéb környezeti tényezők terén (pl. időjárás) szintén nagy mennyiségű, szabadon felhasználható adat érhető el. A reprodukciós folyamatok kutatásában a genomikai technológiai eljárások (pl. expressziós microarray, Next Generation Sequencing) olyan nagy mennyiségű adatot szolgáltatnak egy-egy vizsgálat során, amely korábban elképzelhetetlen volt. Napjainkban ez a nagy adatmennyiség új lehetőségeket jelent a természettudományokban. Gyakran beszélnek a „Big Data Revolution”-ról, ami a technológiai kihívások mellett adatmodellezési – módszertani fejlesztéseket is igényel. Mivel a természettudományos kutatásban az adatelemzési eljárások időről időre változnak, nem várható el semmilyen felhasználóbarát szoftvertől, hogy univerzális eszközként segítse az elemzéseket. Azonban olyan statisztikai, adatbányászati feladatokra fejlesztett programozási nyelvek, mint pl. az R vagy a Python rugalmas lehetőséget biztosítanak a nagyon eltérő elemzési célok eléréséhez. A kutatásban ezek segítségével kidolgozott adatelemzési protokollok alapul szolgálhatnak olyan szoftverfejlesztéseknek, amelyek akár a mindennapi haszonállattartó telepi munkát segíthetik. Erre lehet példa az iparban már majd száz éves múltra visszatekintő, és az állatorvosi / haszonállat tartási szakirodalomban is egyre többször megjelenő statisztikai folyamatszabályozás eszköztára.

6/37

A FARM programmal támogatott szaporodásbiológiai felügyelet a Topigs Norsvin tenyészállományokban Mocsári Endre Topigs Norsvin Danubia Kft., Budapest A holland AGROVISION cég FARM Management programja a világon, így Magyarországon is az egyik legelterjedtebben használt telepi management program. A program a nemzetközi standardok szerint működik, így az eredmények is összevethetők a nemzetközi eredményekkel. A management segédletek segítenek a telepi munka szervezésében, heti munkalisták formájában a telepi munka kiosztásában, a telepi munka ellenőrzésében és elemzések elkészítésében. A tenyésztési adatok bevitele és kezelése mellett nagyban segíti a telep szaporodásbiológiai felügyeletét. Elektronikus úton adatcserét biztosít a Topigs Norsvin Research Center EDI adatállományával, ahol manapság már több mint 35 Millió sertés adatait tárolják. Itt heti gyakorisággal elkészítik a telep tenyészállatainak folyamatos tenyészérték becslését, amelyben figyelembe veszik a felmenő ági rokonságon kívül az oldalági rokonok termelési eredményeit is. A beltenyésztés elkerülése érdekében a tisztavérű kocák részére „Egyedi párosítási tervet” küldenek. A „Screenlist” a tisztavérű tenyésztésre használt kocák és süldők közül gyűjti ki a legalkalmasabbakat a termékenyítés időpontja szerint. A telepi elemzések közül az „Inszeminátor jelentés” kiértékeli az inszeminátorok egyedi teljesítményét. A ”Termékenyítési jelentés”-ben összehasonlítható a hétköznapi és hétvégi- vagy ünnepnapokon végzett termékenyítés eredményessége. A „Kan jelentés” a kanok egyedi teljesítményét összegezi. A „Visszabúgások elemzése” a termékenyítés utáni napok száma és ciklus szerint osztályozza a telepi visszaivarzásokat. Az „Elletői jelentés” a termékenyítéstől a fialásig, heti bontásban követi nyomon a 16 hét történéseit, és adatot szolgáltat a visszabúgások eredetére is (termékenyítési hiba vagy fertőző eredetű visszabúgás). A program által kinyomtatott „Kocakarton” összegezi a koca élettartama alatti termelés valamennyi adatát ciklus szerint. Külön listában mutatja be az utolsó 2 ciklus termelési eredményét, ez a kocák további megítélését segíti. A „Kocaállomány ciklus szerinti termelés elemzése” a második alom szindróma felderítéséhez szolgáltat adatokat.

7/37

A RISKA programmal támogatott szaporodásbiológiai felügyelet a tejtermelő állományokban Tomjanovich Géza ügyvezető, Systo Kft A RISKA program 30 éve szolgálja a tejelő szarvasmarha telepek vezetőinek információ igényét. A program első stabil megoldásait már az 1980-as évek végén több országos hírű állami gazdaságban, téeszben használták. Szélesebb körű elterjedtségét követően a később, a gazdasági és politikai átmeneti időszakban már biztos háttérrel szolgált az országos törzskönyvi nyilvántartások újraépítéséhez és megerősödéséhez. Az ezredfordulótól a RISKA program számos információval segítette a tenyésztői munkát, több nagy országos szervezet és vállalkozás szakemberei tudtak hasznosan kapcsolódni a telepeken működő adatbázishoz. A program legnagyobb erénye az a Paraméteres Lekérdező Rendszer volt, amivel számítógép programozási ismeret nélkül is ki lehetett válogatni a telepek, gazdaságok működtetéséhez szükséges adatokat. Csak a felhasználók fantáziáján és ötletességén múlott, hogy milyen módon támaszkodnak a programból kinyerhető adatokra. Népszerűek voltak a származási adatok, a párosítási terv készítése, a munkaszervezés, a teljesítménybér feladás, a raktárkészlet nyilvántartás és gazdálkodás megoldásai, de a várható események közül a termékenyítésre, ellésre vagy állatorvosi vizsgálatra visszahívott tehenek listája is. A várhatóan ivarzó, vemhességvizsgálatra jelölt és a vetélő egyedek megkeresése mindenhol fontos lekérdezési szempont volt. Magyarországon még ma is sok helyen nagyon magas az üres napok száma és a termékenyítési index. Ennek következménye a túl hosszú két ellés közötti idő és az ebből következő gazdaságtalan termelés. A RISKA lekérdezéseivel visszamenőleg lehet elemezni a tárolt adatokat. Évekre visszamenőleg lehet kilistázni egyedileg, vagy csoportosan átlagokkal: • az elléstől a termékenyítésig eltelt napok számát, ugyanezen időben a megbetegedések, kezelések és fejések adatait, • keresni lehet a hosszú első termékenyítésig eltelt napok számának okát, vagy • a vemhesítéshez szükséges 4-5-6 termékenyítés magyarázatát. A hibák oka lehet évszakhatás, egészségi állapot változás, takarmányváltás, ami az energiaellátásban okozott hibát, de az ellés után zavart szenvedett involúció, és az ivarzáskeresés hiányossága is, ami a program adatainak elemzésével eredményesen behatárolható. A paraméteres listázó segítségével olyan fontos információkat is megkaphatunk, mint az ellesek lefolyásának megoszlása más paraméterek függvényében, a magzatburok visszatartások száma, aránya, a méhkezelt tehenek száma es aránya. Mivel a várhatóan ivarzó tehenek listája önmagában nem adott elegendő segítséget, ezért megállapodtunk a V-N-V Kft.-vel, hogy az általuk telepített és karbantartott SCR rendszert kapcsoljuk össze a RISKA-val, és az általuk biztosított plusz információkkal támogatjuk a menedzsmentet, akik ennek segítségével eredményesebben léphetnek fel a minél hamarabb elvégezhető eredményes termékenyítések időben történő elvégzése érdekében és az ellési körüli problémák megoldásában. A RISKA oldaláról a fejőállásokból érkező tejadatok és az SCR Heatime rendszerből érkező ivarzási és egészségmenedzsment adatok egy listán való megjelenítéssel a tenyésztő egy rendszerben kap komplex képet az állományáról. A terepen végzett munkát mobil eszközök használatával is segítjük. Különösen a termékenyítési, megbetegedési és kezelési adatok mobiltelefonnal való rögzítésével, vagy a vérvétel szervezettebbé, egyszerűbbé tételével és a vizsgálati eredmények Tehén Egyedi Lapban való megjelenítésével, végül a vizsgálati eredmények statisztikai összesíthetőségével. A telepek összesített és egyedi adatai webről is elérhetők, ami a szaporodásbiológiai helyzet változásának elemzését kényelmesebbé teszi. Fontosnak tartjuk a szaporodásbiológiai adatok gyors elemzésének lehetővé tételét, ezzel a tehéntartás gazdaságosságának javítását.

8/37

Tejelő tehenek ketózisa: előfordulás, rizikófaktorok és következmények Cristina Andreu Dairy Technical konzultáns, Elanco Spanyolország és Portugália A korai laktáció idején minden tejelő tehénnél kialakul a negatív energia-mérleg (NEB), a metabolikus stressz és a megnövekedett energia-igény miatti zsírmobilizáció, kondíció-vesztés. Azoknál a teheneknél, amelyek nem képesek alkalmazkodni ezekhez a változásokhoz, emelkedik a keringő ketonanyagok koncentrációja a vérben. Az elmúlt évtizedekben számos publikáció bizonyította a ketózis jelentős gazdasági hatását, nem csak a klinikai, de a szubklinikai forma esetében is. Ennek ellenére a rendszeres vizsgálatok hiánya miatt sok tehenészetben a ketózis még mindig kevéssé diagnosztizált betegség. Előadásomban megosztom a ketózissal kapcsolatos legújabb ismereteket, tárgyalom annak termelési és szaporodásbiológiai következményeit, ami elősegítheti a ketózis jelentőségének pontosabb megítélését a szakemberek részéről. Telepi kísérlet a ketózis előfordulásáról és rizikó faktorairól spanyolországi tejelő telepeken A vizsgálatokba 19 telepről összesen 3095 tehén (1003 elsőborjas és 2092 többször ellett) került bevonásra. Célunk az volt, hogy felmérjük a ketózis előfordulását Spanyolországban és meghatározzuk a potenciális hajlamosító tényezőket (Bach és Andreu, 2016). A helyszínen elvégzett vizsgálattal mértük a vér béta-hidroxi vajsav (BHB) koncentrációját az ellés előtt 14 és 7, valamint az ellés után 1, 7, 14 és 21 nappal. Azoknál a teheneknél állapítottunk meg ketózist, melyeknél a vér BHB koncentrációja 1,2 mmol/l felett volt. A ketózis előfordulása összességében 28,3 % volt (876 állatnál a 3095-ből). Többször ellett tehenekben 2,3-szor nagyobb eséllyel alakult ki ketózis, mint elsőborjas tehenekben (p<0,001), és ikreket ellő teheneknél is 2,3-szor magasabb volt a ketózis előfordulása (p<0,001). Minden 0,25-ös kondíciópont (BCS)-emelkedés az ellés előtt 2,1-szeresére emelte a ketózis kialakulásának esélyét (p<0,001), és az ellést követően minden 0,25-ös BCS csökkenés az ellés körüli -1 + 3 hétben megduplázta a ketózis előfordulási esélyét (p<0,001). A ketózis előfordulását az évszak is befolyásolta: a nyáron ellő tehenek között 1,4-szer gyakrabban figyeltük meg, mint a télen ellő tehenek között (p<0,01). Érdekes módon azoknál a többször ellett teheneknél, melyek az előző laktációban magasabb tejtermelésűek voltak gyakrabban alakult ki ketózis, mint az alacsonyabb tejtermelésű társaikban (p=0,04). A ketózis előfordulása 30,9 %, 31,1 % és 34,2 % volt az előző laktációban 10800 kg-nál kevesebb, 10800-12700 kg közötti, ill. 12700-14000 kg tejet termelő tehenek között; az utolsó zárt laktációjukban 14000 kg-ot meghaladó tejtermelésű teheneknél már 39,7 % volt a ketózis előfordulási gyakorisága. A ketózis hatása a tejtermelésre és a szaporodásbiológiai teljesítményre A ketózis gazdaságilag jelentős hatásait a feljebb már említett kísérletben vizsgáltuk (Bach és Andreu, 2016). Annak ellenére, hogy azok a tehenek, melyeknél ketózis diagnosztizáltunk a laktáció első 15 hetében több tejet termeltek, mint azok, melyeknél nem alakult ki ketózis (37,9±1,83 kg/nap vs. 35,4±1,83 kg/nap, ketózissal terhelt és nem terhelt állatok, p<0,01), az összes termelt tej mennyisége az első 4 hétben hasonló volt mindkét csoportban. Tekintettel arra, hogy a magasabb tejtermelésű egyedek hajlamosabbak a ketózisra, a ketózissal terhelt ill. nem terhelt egyedek laktációs görbéi alapján a metabolikus betegség következtében kialakuló jelentős tejtermelési veszteség volt kimutatható. Hasonlóan fontos volt a ketózis negatív hatása a szaporodásbiológiai teljesítményre: az elléstől a fogamzásig eltelt idő ketózis esetén hosszabb volt (187,6±11,1 vs. 148,4±10,3 nap ketózis ill. ketózis hiánya esetén, p<0,05), és 100 nappal az ellés után a vemhesülés esélye 15 %-kal csökkent (Odds ratio - OR=0,85, p<0,05). A korai laktáció idején előforduló NEB hatásai a későbbi szaporodásbiológiai teljesítményre jól dokumentáltak, direkt hatásai a hipotalamusz-hipofízis-petefészek tengely normál működésének felborulását okozzák (Butler 2003), illetve indirekt hatásai súlyosbítják az ellés körüli immunszupressziót, ami a magzatburok-visszatartás, a méhgyulladások és a nem megfelelő méhbeli környezet kialakulásáért is felelős (Kimura és mtsai., 2002; Hammon és mtsai., 2006). A NEB súlyossága és időtartama összefügg a növekedési hormon emelkedett és az inzulin és IGF csökkent koncentrációival; direkt csökkenti a megfelelő tüszőérést és a tüsző válaszát a keringő gonadotropinokra (Lucy, 2001; Butler, 2003). A ketózis továbbá felelős lehet az elhúzódó és alacsony LH surge hullámért, ami az elsődleges oka lehet a petefészek ciszták kialakulásának ketózisos tehenekben, de a petefészek aktivitás késői újraindulásáért, és az első termékenyítésre való vemhesülés

9/37

kisebb valószínűségéért is a ketózis lehet a felelős (Opsomer és mtsai, 2000; Ospina és mtsai, 2010; McArt és mtsai, 2012). Egy tanulmány, melyben 786 tejelő tehenet vizsgáltak kimutatta, hogy mind a keringő BHB relatív koncentrációja és a keringő magasabb BHB vérkoncentráció időtartama negatív hatással van az első termékenyítés fertilitására (Walsh és mtsai 2007). A vemhesülés esélye 20 %-kal alacsonyabb volt azokban a tehenekben, melyeknél szubklinikai ketózis állapítottak meg az ellést követő első vagy második héten, míg a vemhesülés esélye 50 %-kal csökkent az első és második héten is szubklinikai ketózissal terhelt tehenek esetében. A vemhesülésig eltelt medián idő az egészséges tehenekkel összevetve (108 nap) emelkedett abban az esetben is, ha az ellést követő első két hét közül csak az egyik (124 nap) vagy az ellés utáni mindkét héten (130 nap) emelkedett volt vér BHB szintje. In vitro kísérletekben is bizonyították, hogy azok az embriók, melyek olyan tüszőkből származtak, amik az érésük során hasonló glükóz, BHB és NEFA koncentrációknak voltak kitéve, mint ketózisos tehenekben, gyengébben fejlődtek. Ezek a tüszők kevésbé érzékenyek az LH-ra, kevesebb ösztradiolt termelnek és kisebb az esélyük a domináns stádium elérésére, az ovulációra és a megtermékenyülésre (Leroy és mtsai 2006). Egy frissen publikált eredmény szerint továbbá a ketózisos tehenek az ellést követő első termékenyítést megelőzően rövidebb ideig és kisebb intenzitással mutattak ivarzási tüneteket (Rutherford és mtsai 2016). Az ellés és az első ivarzás, termékenyítés és vemhesülés közötti idők is meghosszabbodnak ketózissal terhelt tehenekben. Ugyanebben a kísérletben azt is kimutatták, hogy az első termékenyítés eredményessége 4-szer kisebb valószínűségű, az egészséges tehenek eredményeihez képest. Mi a hatása a ketózisnak telepi szinten? A legfrissebb kutatások már kellő pontossággal meg tudták határozni a ketózis valódi "költségét", a túlbecslésből és a kétszeres beszámításból fakadó hibák kiküszöbölésével, ami a ketózisnak sok egyéb betegséggel, valamint a termeléssel, szaporodásbiológiával és általános állapottal való többszörös kapcsolata miatt eddig nehézségekbe ütközött (Raboisson és mtsai 2015; McArt és mtsai 2015). A két független modell elég hasonló eredményekre jutott a szubklinikai ketózis átlagos összköltségével kapcsolatban: 257 € (Raboisson és mtsai 2015) ill. 289 $ (259 € , McArt és mtsai 2015). Ezek a számok ugyanakkor egy konkrét telepen semmit sem jelentenek, mivel a helyi eredmények számításával, a ketózisos és nem ketózisos tehenek termelési, szaporodásbiológiai és túlélési adatainak összevetésével sokkal több információ nyerhető. A ketózis által okozott gazdasági károk esetünkben például látványosan megmutatkoztak egy olyan telepen, ahol 3 hónapon belül 132 tehén ellett meg. A gazdasági kár még úgy is jelentős volt, hogy a ketózis előfordulása nem volt magas (16,7 %) és minden ketózissal diagnosztizált tehén azonnal kezelésre is került. A ketózisos tehenek 3,3-szor nagyobb valószínűséggel kerültek ki a telepről (elhullás vagy kényszervágás miatt) az ellést követő 90 napon belül, mint a nem ketózisos tehenek (p<0,05), majdnem 700 kg-mal kevesebb tejet termeltek az ellés utáni 150 napon belül (p<0,05) és a 150 nap előtti vemhesülés esélye 46 %-kal alacsonyabb volt, mint egészséges társaiknál (OR=0.54; P= 0.06).

10/37

Az embrió-átültetés helyzete Magyarországon és Európában Zubor Tibor ügyvezető, Embrió Kft. A Nemzetközi Embrió-átültetési Társaság adatközlése szerint 2015-ben 127 968 db in vivo szarvasmarha embriót nyertek ki Európában. Ebből hazánk 543 db-bal vette ki részét. Ez a szám teljesen arányos Európa és Magyarország szarvasmarha létszámával (forrás: Flink, NÉBIH). Mivel ezek az eredmények az elmúlt 5 évben 10 %-on belüli mozgást mutatnak, azt lehet mondani, hogy az embrió-átültetés iránti igény ezen a szinten állandósult. Magyarországot az elmúlt időszakban kizárólag az Embrió Kft. képviseli, ami sajnálatos módon azt tükrözi, hogy egy cég kielégíti a hazai igényeket. A fenti tényekből adódóan a múltat és jelent is az Embrió Kft. tevékenységén keresztül mutatom be. A technológia az állattenyésztésen belül csúcsminőséget képvisel, ennek megfelelően a beültetések száma 80-as évek "kíváncsiságát" kielégítő évi 1000-1500 db-ról mára 700-800 db-ra redukálódott. A mennyiségi munka, ami a 80-90-es éveket jellemezte, a biztonságos embrió termelés és vemhesítés mellett jó alapokat adott arra, hogy korunk igényeinek megfelelő korszerű nukleusz programokat tervezzünk és kivitelezzünk. Az elmúlt években megnőtt az igény a genomlistákon megjelenő csúcsüszők 10-12 hónapos korban történő mosására. Napjainkban nem ritka, hogy 3-8 hónapos üszőborjaktól OPU technikával IVF embriókat állítanak elő, sőt a legújabb kihívás az embrió korban történő genomvizsgálat. Közel 20 éve veszek részt a Semex Alliance európai nukleusz programjában. Az általuk behozott mintegy 200 db embriót 72 %-os vemhességi eredménnyel ültettem be, ezzel megszerezve a bizalmat 9 db OPU technikával előállított IVF embrió importjára. Ezek beültetése 7 db vemhességet eredményezett. A közel 80 %-os eredmény további 70 db világviszonylatban is csúcsgenetikát képviselő IVF embrió beszállítását eredményezte. Annak reményében, hogy a további kihívásokban is helyt álljunk, a Kaposvári Egyetem és az Embrió Kft. együttműködik egy új embrió-átültető állomás létrehozásában. Célunk a nukleusz programok nyújtotta lehetőségek kiaknázása, az OPU és IVF technikák magyarországi gyakorlati bevezetése, a kutatás és szolgáltatás mellett az embrió-átültetés iránt érdeklődő szakemberek képzése. 1. táblázat: In vivo szarvasmarha-embriótermelés 2015-ben Ország

Embriógyűjtések száma

Kinyert embriók

Átültethető minőségű embriók 2 032

Átültethető embriók mosásonként 11,4

Szexált embrió mosása az összes %-ában 7,4

Tejelő fajta (%) 52,5

0,9

21,7

78,3

0

100,0

Ausztria

257

2 788

Belgium

1155

7694

5 917

5,1

8

105

41

5,1

Csehország

88,7

Hús- és más fajták (%) 47,5

Dánia

593

6 001

4 335

7,3

Finnország

333

3 300

2 139

6,4

12,0

100,0

11,3 0

Franciaország

6926

64 948

40 132

5,8

13,5

81,5

18,5

3

22

15

5,0

100,0

0

Hollandia

3519

20 505

20 365

5,8

n.a.

n.a.

n.a.

n.a.

Görögország Írország

420

4 032

2 562

6,1

Lengyelország

162

1 407

1 037

6,4

Litvánia

80

563

420

5,3

12,3

100,0

0

86,3

13,8

Luxembourg

219

2 620

1 529

7,0

18,7

97,7

2,3

Magyarország

73

774

543

7,4

103 embrió

20,5

79,5

Németország

3011

30 571

19 752

6,6

74,1

25,9 62,5

16

118

86

5,4

37,5

Olaszország

2012

22 646

16 226

8,1

97,8

2,2

Orosz Föderáció

447

4375

2 546

5,7

14,3

64,7

35,3

Norvégia

Portugália

88

925

544

6,2

9,1

100,0

0

Spanyolország

492

4 937

2 869

5,8

25,6

88,4

11,6

Svájc

473

5 665

3 769

8,0

16,7

95,3

4,7

Svédország

0,5

198

1 629

1 097

5,5

Szlovénia

7

21

12

1,7

Összesen

20 492

18 5646

127 968

6,3

11/37

6,7

98,0

2,0

100,0

0

79

21

Ultrahang vizsgálatok a ló szaporodásbiológiai menedzselésében - múlt és jelen Bába András Polequi Bt., Budapest Az első humán ultrahang-echográfiás vizsgálatokat 1957-ben kezdték el, eleinte csak a nőgyógyászat területén. Alkalmazásával a röntgen vizsgálatokat kívánták felváltani, mivel számos kutatás bizonyította, hogy röntgen-sugárzással ellentétben, az ultrahang-echográfiás vizsgálatok nem jelentenek veszélyt a terhes nők és magzataik számára. A káros mellékhatások kiküszöbölése nagy előrelépést jelentett, így használata egyre jobban előtérbe került. 1963-ban néhány helyen már rutinszerűen alkalmazták a terhesség megállapítására. A következő 15 évben sokat fejlődött a technikai háttér, és széles körben elterjedt belgyógyászati és ortopédiai alkalmazása is. Az 1970-es évek második felében már kiterjedten kísérleteztek az állatorvosi alkalmazásával, kezdetben itt is a szaporodásbiológia területén. 1980-ban Franciaországban, majd 1982-ben Nagy-Britanniában is több ménesben üzemszerűen kezdték el alkalmazni a szaporodásbiológiai menedzselésben. Nagy áttörésnek bizonyult és rohamszerűen terjedt használata, átalakítva az állatorvosok mindennapi munkáját. Magyarországon a Vadaskerti Ménesben, 1989 tavaszán használták először ménesi szinten a napi menedzselés során, de ekkor történtek az első alkalomszerű vizsgálatok- egy Aloka SSD-210 5 MHz-es lineáris fejű készülékkel- több nagyobb hazai ménesben is. A kezdeti időben a vizsgálatok a vemhesség korai megállapítására (16-20 nap), illetve az ovuláció detektálására korlátozódtak. 1989-1992 között több tudományos munka részét képezték az ultrahang-echográfiás vizsgálatok ló szaporodásbiológia területén, melyekből publikációk is születettek. A módszert a ’90-es évek elejétől már jóval kiterjedtebb spektrummal alkalmazták a reprodukciós vizsgálatok során, a ’90-es évek második felére pedig már hazánkban is általánossá vált használata. 1991 és 1995 között egyre több ménes, illetve állatorvos szerzett be ilyen készülékeketrészben köszönhetően a csökkenő áraknak. Az új vizsgálati módszer 1990-től már a hazai magánpraxisban is elérhetővé vált a lótulajdonosok számára. Az ultrahang-echográfiás vizsgálatok három fő alkalmazási területe: a vemhesség diagnosztikája (például vemhességvizsgálat, akár az ovuláció utáni 10. naptól; ikervemhesség kiszűrése; az embrió, illetve magzat állapotának kontrollálása; ivar-meghatározás), ciklusdiagnosztika (például petefészek állapota, kóros elváltozásai; tüszők számának, méretének, állapotának detektálása; ovuláció előrejelzése, megtörténte, száma; sárgatest detektálása) és a problémás kancák vizsgálata (méh állapota, folyadéktartalma, gyulladásos elváltozásai; petefészek elváltozásai, daganatai, ciszták; kezelések utáni kontrollok). A napi gyakorlat szempontjából megkülönböztetjük a ménesi szintű ellátást, ahol a kancák egy megfelelő terv szerint folyamatos, napi szintű kontroll alatt állnak, és a jellemzően 1-2 kancás tulajdonosok eseti jellegű, helyszíni vizsgálatait. Napjainknak jelentősen csökkent a lótenyésztési kedv, a születő csikók száma töredéke a 10-20 évvel ezelőttinek. A menedzselési folyamatok is változtak, "kinyílt az olló" – van néhány nagyon igényes, folyamatos ellátást igénylő tulajdonos, és valamivel több, szinte csak egyszeri-kétszeri vizsgálatot kérő, főleg hobbiból olcsó lovakat előállító lótenyésztő. A korábban a munka javát jelentő átlagos típusú és mennyiségű vizsgálatot kérő "középréteg" szinte teljesen eltűnt, hiszen azon a szinten a legveszteségesebb a lótenyésztés. A jelenkor készülékei jóval olcsóbbak, könnyebbek, és a nagyobb felbontás, nagyobb képernyő mellett számos adatrögzítési, mérési és egyéb kényelmi funkcióval rendelkeznek. Ez könnyebb használhatóságot, jobb felhasználó élményt és nagyobb diagnosztikai pontosságot jelent a gyakorlatban.

12/37

Ló mesterséges termékenyítő állomás működtetésének tapasztalatai Soós István magánállatorvos A minőségi lótenyésztésben (néhány fajtát leszámítva) jelentős szerephez jutnak biotechnológiai eljárások, így a mesterséges termékenyítés. Jelen előadásban egy több mint két évtizedes gyakorlat alapján, főként friss spermával működő állomás tapasztalatairól kívánok beszámolni. A mének megválasztása fontos szerepet tölt be, mivel a spermaminőség javítása még ma is komoly problémát jelent. A mének megfelelő takarmányozása, tartása, mozgatása sokat segít a megfelelő ondóminőség fenntartásában a szezon folyamán. Rendszeres spermavételi menetrenddel optimalizálható a minőség és a kancák megfelelő kiszolgálása. Mivel a friss spermát gyakran hosszabb távon szállítani kell a tenyésztőhöz, megfelelő technikai (pl. hígítók, szállító eszközök), valamint logisztikai feltételeknek kell megfelelni. A termékenyítések időzítése és minimalizálása fontos mind az eredményes termékenyítés, mind pedig a kanca reprodukciós képességének megőrzése szempontjából. Az állomásra szállított kancák kb.10-15 %-nál kell valamilyen korrekciós, vagy méhkezelést alkalmazni. A mélyhűtött spermával történő termékenyítés egyre terjed, de még mindig jelentős többletmunkával jár. A protokoll megfelelő kialakítása meghatározó az eredményesség szempontjából.

13/37

A magzati környezet citológiai és bakteriológiai vizsgálata az újszülött csikó egészségi állapotával összefüggésben Kútvölgyi Gabriella1, Hemberg E.2, Einarsson S.3, Lundeheim N.4, Bagge E.5, Båverud V.5, Jones B.3, Morrell JM.3 1 NAIK Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet, Herceghalom; 2Herrgården Hjortkvarn, Svédország; 3Department of Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine and Animal Science, Swedish University of Agricultural Sciences, Uppsala, Svédország; 4Department of Animal Breeding and Genetics, Faculty of Veterinary Medicine and Animal Science, Swedish University of Agricultural Sciences, Uppsala, Svédország; 5National Veterinary Institute, Uppsala, Svédország. Sokáig tartotta magát az elképzelés, miszerint a magzat és a magzati függelékek csíramentesek és a magzati környezet sterilitása elengedhetetlen. Napjainkban vizsgált humán leletek sora arra enged következtetni, hogy jelen vannak bizonyos baktériumok a normál, infekció-mentes magzatburokban is. Baktériumok jelenlétét igazolták császármetszés során nyert amnion folyadékban és köldök-vénából vett vérben egészséges csecsemők születése alkalmával. Ezeknek a baktériumoknak szerepük lehet a magzati immunrendszer, méhen kívüli környezetre történő felkészülésében. Kísérletünkben azt vizsgáltuk, hogy milyen mikroorganizmusok vannak jelen a ló fajban születéskor és van-e jelenlétüknek bármilyen hatása az újszülött csikó egészségi állapotára. Összefüggéseket kerestünk az újszülött csikó egészségi állapota és az alábbi tényezők között: polimorfonukleáris fehérvérsejtek (PMNL) száma a magzatvízben, baktériumok jelenléte az amnion folyadékban és a köldök-véna vérben és baktériumok jelenléte a méhben postpartum. További cél volt kapcsolatot találni az amnion, vér és méh mikrobiológiai leletei között. Egy jól-menedzselt svédországi ügető ménesben végeztük el 50 ellés mintavételezését 2013. február közepe-május eleje közti időszakban. A vemhesség hossza, az ellés körüli komplikációk, csikó egészségügyi státusza, a csikó első felállásának, első önálló szopásának ideje, a magzatburok eltávozásának ideje és a kancák szezonvégéig történt vemhesülési eredménye rögzítésre kerültek. Az ellés megindulása után a magzatvizet, a pérarésben megjelenő amnion hólyag megrepedése előtt, majd a csikó megszületésekor a köldök-véna vért, sterilen, a felület többszöri alkoholos lemosása után vételeztük. Az amnion folyadékból rutin mikrobiológiai tenyésztést és cytospin preparáció után PMNL sejtek számának meghatározását végeztük. A köldök véna vérből aerob és anaerob hemokultúra tenyésztése és Serum Amyloid A (SAA) maghatározása folyt. Méh tampon mintavétel mikrobiológiai analízisre az ellés utáni 6-17 órában történt. Az elléseket a csikók szerint két csoportra osztottuk, az első csoportba a kettő órán belül (31 csikó), a második csoportba a két órán túl felállt csikók lettek besorolva (19 csikó). Az ellési és postpartum komplikációk szignifikánsan nagyobb arányban fordultak elő a 2. csoportban (p=0,02). Ettől függetlenül a méh tampon mintavétel bakteriológiai eredményei és a szezonvégi vemhesülési arány nem különbözött a két csoportnál. Gyenge egészségi állapot több csikónál fordult elő a 2. csoportban, mint az elsőben (p=0,001). Az amnion folyadék minták többsége 5 % vagy kevesebb PMNL-t tartalmazott. Csak három mintában találtunk 30 % -nál nagyobb arányban PMNL sejteket, amelyek mindegyike a 2. csoport ellései során nyert amnion folyadékok között voltak. Baktérium jelenlétét találtuk az amnion folyadékok 57 %-nál és a köldök véna vérek 35 %-nál. A baktériumok jelenléte nem volt összefüggésben a csikó egészségi állapotával és azzal, hogy melyik csoportba tartozott. A legtöbb esetben kitenyésztett baktérium Coagulase Negative Staphylococcus volt. A vizsgálatokat 2016-2017-ben a Szilvásváradi Állami Ménesbirtok tenyészkancáin folytatjuk.

14/37

A magyar sertésállomány fajtaösszetétele a “10 millió sertés” idején és napjainkban Radnóczi László Ny. Főtanácsos, FM A fajták számának és a tenyésztett állomány méretének bemutatása a mindenkori hatósági adatok alapján, az úgynevezett sertéstenyésztési évkönyvek adataiból történik, amelyek 1955-től napjainkig folyamatosan rendelkezésre állnak. 1955-1990 Ebben az időszakban a háború után megörökölt extenzív termelési viszonyokra alkalmazható hagyományos sertésfajtákról, a modern nagyüzemi sertéshús termelés igényeit kielégítő fajtákra való áttérés történt. • Az állomány közel ötven százalékát kitevő mangalica fajta pár száz egyedet képviselő génrezerv állományra csökkent. • A korszak elején meghatározó cornwall és berkshire állományok teljesen eltűntek, beleértve az időközben felbukkant öves sertést is. • Folyamatosan fejlődött és teljesítményében javult a magyar nagyfehér hússertés és a lapály állomány. • Európai szinten is jelentős eredmény volt a sertésprogram keretében a KA-HIB, Hunga-Hyb, később a Tetra-S hibrid létrehozása. Az időszak végére letisztázódott a fajtakérdés. A sertéstenyésztésben a klasszikus hibridizáció nem bizonyult járható útnak, a megoldás a nagy nemzetközi fajtáknak a keresztezés céljára történő specializációja lett. A nagyfehér hússertés és a lapály sertés, mint nagy növekedési kapacitású, szapora fajták a keresztezés anyai oldalát adják. A pietrain és a belga lapály, mint szuperizmolt fajták, valamint a duroc és hampshire mint robosztus, stressz tűrő fajták az apai oldalt biztosítják a hibridizációs programokban. 1990-ben már ennek megfelelően alakult a fajtaösszetétel is, a KA-HYB kivételével a hibridek „fajtásították” vonalaikat. Minden rendelkezésre állt tehát egy erős nemzeti sertéstenyésztő szervezet és egy sikeres nemzeti sertéstenyésztési program és kialakítására. 1990-2016 A rendszerváltás sajnálatos módon nem hozott egységes szervezetet és egységes tenyésztési programot, a sertéságazatban ugyanazon fajtákra négy különböző szervezet nyert törzskönyvezési jogosultságot, és immár nyíltan fajtakeresztezési programmal a KA-HYB mellett létrejött a Hungapig és az ISV Pannonhibrid program is. Programot indított Magyarországon emellett a Dalland, a Seghers, a PIC, Dunahyb néven a Bundeshybridzucht program, a Rattlerow, a Dumeco, később Topigs, valamint újabban a Danbred. Volt olyan időszak, hogy 10 különböző szervezet kínálta a tenyészállatokat egy akkora ágazatban, amely egyetlen program „eltartására” is szűkös lett volna. A kilencvenes években és a 2000-es évek első kétharmadában a külföldi hibridek térnyerése lassúnak bizonyult. Az akklimatizációs problémák, a technológiai, takarmányozási, menedzsment hiányosságok sok esetben oda vezettek, hogy az eredmények nem mindig érték el az egyébként jó genetikai alapokkal rendelkező magyar fajtákét. A későbbiekben igazán jelentős eredményt a külföldiek közül a Topigs-Norswin program tudott felmutatni. Napjainkban a modern technológiával rendelkező intenzív nagyüzemek elsősorban a külföldi programokat választják biztosítva a takarmányozási, tartási és menedzsment feltételeket. Számos üzem ugyanakkor a magyar fajtákkal dolgozik és még több azoknak a száma, amelyek tetszésük szerint vásárolnak tenyészállatokat, vagy spermát a különböző programokból. A magas minőségű, különleges termékek elállításában folyamatosan fejlődik a mangalica fajtákra és keresztezéseikre épülő program.

15/37

Szaporodásbiológiai gondozás a nagyüzemi sertéstelepen Balázsné Kiss Mária főállatorvos, Borotai Sertéshús Zrt. Frissen végzett állatorvos milyen kihívásokkal szembesül egy nagyüzemi sertéstelepen, hogyan végzi a szaporodás-biológiai gondozást? A gyakorlatban hogyan alkalmazhatóak a tankönyvekben leírt szempontok egy törzstenyészettel is rendelkező gazdaságban? Nem termelési mutatókat ismertetek, hanem néhány, a gyakorló állatorvos (egy személyben) telepvezető számára felmerülő témakört. A kocasüldő utánpótlás és a hormonális ivarzás-szinkronizálás gyakorlati kivitelezésének szempontja, kihívásai. A saját apaállat használat számos előnnyel jár, azonban plusz feladatot, nehézséget is jelent. Erről, illetve a megfelelő minőségű termékenyítő-anyag előállításáról, a termékenyítés körüli teendőkről rövid áttekintést nyújtok. A vemhesség-vizsgálat, és a vemhes kocák csoportosítása illetve takarmányozása rutinszerű, de fontos és pontos kivitelezést igénylő feladat. A fiaztatásról, fiaztatói kocagondozásról a telepen alkalmazott módszert mutatom be, főleg azokat a szempontokat, amelyek a kocák későbbi szaporodási teljesítményére hatnak. Bemutatom a választást és ezzel összefüggésben a választott kocák takarmányozását, a kondíció szerinti takarmány ellátást. Az üresen maradt illetve az ún. „hallgató” kocák újbóli termelésbe vonásának lehetősége, a kocaselejtezés szempontjaival is foglalkozunk, valamint a teljesítmény- illetve hatékonyság-növelés érdekében a jövőben teendőkkel is.

16/37

A sertés mesterséges termékenyítés igazgatási környezete Gombos Zoltán Főosztályvezető, FM Jogszabályi háttér: „Az egyes állatok szaporításának, a szaporítóanyag felhasználásának, valamint behozatalának és kivitelének állat-egészségügyi feltételeiről szóló 61/2002. (VIII. 1.) FVM rendelet” Általános feltételek: Szaporítás céljára csak egészséges hím- és nőivarú állatot lehet használni - átvihető fertőző és parazitás betegségektől mentes - az elismert tenyésztő szervezet apaállat minősítéssel látja el a hímivarú állatot. Nem használható szaporítás céljára az olyan állat, amelyik - öröklődő betegséggel, az utódok egészségét várhatóan súlyosan károsító, átörökíthető fejlődési rendellenességgel terhelt (még akkor sem, ha tenyésztésből nem zárták ki.) Fedeztetés, spermanyerés céljára kizárólag olyan állatot lehet használni, amelynek ivarszerve fedeztetésre, termékenyítésre alkalmas és megfelel a rendelet előírásainak. A mesterséges termékenyítő állomásra csak olyan kan szállítható: Amely elismerten mentes brucellózistól, Aujeszky-betegségtől és PRRS-től (sertések szaporítószervi és légzőszervi tünetegyüttese). A tenyészetben nem történt RSZKF elleni vakcinázás, a telep nem áll forgalmi korlátozás alatt. Az állatok nem kerültek kapcsolatba korábban sem alacsonyabb állategészségügyi státuszú állomány egyedével és legalább harminc napig elkülönítetten tartottak. A kötelezően elvégzendő vizsgálatok a karanténban: brucellózis felderítése vérből, illetve spermából elvégzett szerológiai vizsgálat, Aujeszky-betegség tekintetében ELISA-próba, szerológiai vizsgálat (ELISA) a klasszikus sertéspestis alóli mentességre, szerológiai vizsgálat PRRS alóli mentességre, szerológiai vizsgálat 2 leptospira szerotípusra (L. hyos/tarassovi, L. pomona); Tenyészállatok vizsgálata: A mesterséges termékenyítő állomáson tartott minden egyes állatot alá kell vetni vizsgálatoknak. A mesterséges termékenyítő állomáson kizárólag negatív vizsgálati eredménnyel rendelkező egyedek tarthatók. A köztenyésztésben természetes fedeztetésre használt kant félévente meg kell vizsgálni a releváns betegségek alóli mentessége megállapítása céljából. Ha az előírt vizsgálatok bármelyike pozitívnak bizonyul, az állatot el kell különíteni és az utolsó negatív eredmény időpontjától termelt sperma nem kerülhet be az Európai Unión belüli kereskedelembe és tilos szaporítás céljára felhasználni. A szaporítóanyag-termelésből és köztenyésztésben való fedeztetésből ki kell zárni azt a hímivarú egyedet, amelynél az előírt vizsgálatok közül valamelyik pozitív eredményt adott és azt újabb vizsgálattal is megerősítették. Spermagyűjtés feltételei: A donor a spermagyűjtés napján nem mutatta betegség klinikai jeleit, nem oltották be ragadós száj- és körömfájás ellen, a spermagyűjtést közvetlenül megelőző harminc napban nem jegyeztek fel az Aujeszky-betegségre utaló klinikai, szerológiai, virológiai vagy kórbonctani bizonyítékot, valamint az állatot mesterséges termékenyítő állomáson tartják. Sperma hazai vagy Európai Unión belüli kereskedelme esetén a legutolsó hígítást követően – különösen leptospira ellen – hatékony antibiotikum-kombinációt kell a spermához vagy a hígító anyaghoz adni, majd azonnal legalább 15°C-os hőmérsékletre kell helyezni, és legalább 45 percig ilyen hőmérsékleten kell tartani. Mélyhűtött sperma esetén fagyasztás előtt kell az antibiotikumokat a spermához adni.

17/37

Az egypúpú tevék (Camelus dromedarius) mesterséges termékenyítésének és embrióátültetésének módszertani fejlesztése és nehézségei J. A. Skidmore és M. Billah Camel Reproduction Centre, Dubai, Egyesült Arab Emírségek Az egypúpú tevék fontos szerepet töltenek be a Közel-Keleten, főként versenyzés, valamint tejtermelés céljából tartják az állatokat. Ennek köszönhetően a jó genetikai hátterű tevék tenyésztése nagy jelentőséggel bír, de a faj szaporodásbiológiai hatékonysága természetes körülmények között rendszerint alacsony. Az embrió-átültetés és a mesterséges termékenyítés meghatározó lehet a faj szaporodási mutatóinak a növelésében, de az egyes módszerek széleskörű elterjedését számos megoldatlan probléma korlátozza. A tevék mesterséges termékenyítésnek terjedését és a bikák szélesebb körű használatát több tényező is nehezíti, pl. a hímek műhüvelyhez való szoktatása nehézkes. Ezenkívül az ejakulátum mennyisége rendszerint kevés, alacsony a koncentrációja, valamint az állaga gélszerű. Az ondó gélszerű állapota miatt nehéz a hígítókkal történő összekeverése, a spermiumok motilitásának és koncentrációjának pontos meghatározása. A sperma viszkozitásának csökkentésére különböző módszereket próbáltak alkalmazni, mint a minták kíméletes pipettázása, erőteljes keverés (vortex) alkalmazása, centrifugálás, változó sűrűségű közegben történő centrifugálás és különböző enzimatikus kezelések. Ezek közül a módszerek közül a kíméletes pipettázás bizonyult a leghatékonyabbnak, de 0,05 mg/mL koncentrációjú papain kezelés is elfolyósítja az ejakulátumot anélkül, hogy a spermiumok akroszóma membránja károsodna. Korábbi eredményeink azt mutatják, hogy 40-50 %-os vemhesülés érhető el friss sperma (150 x 106, azaz százötven millió élő spermatozoa) méhtestbe, vagy a domináns tüszővel azonos oldali méhszarvba (80 x 106, azaz nyolcvan millió élő spermatozoa) történő termékenyítését követően. Ugyanakkor még nincs megfelelő módszer a tevefélék spermájának sikeres hűtve tárolására és mélyhűtésére. Az embrió-átültetés hatékony módszer a nőivarú állatok szaporodási képességének fokozására. Azonban az eredményességéhez szükség van a donorok szuperovulációjára és a recipiensek szinkronizációjára. Jó vemhesülési arány (60-70 %-os) érhető el 7 napos, friss embriók ovuláció után 5-6 nappal lévő recipiensekbe ültetését követően. Ugyanakkor a tevék szinkronizálása sajátságos problémát jelent, mert a spontán ovuláció hiánya miatt a ciklikus sárgatest nem fordul elő. A szinkronizálásra többféle módszer terjedt el. A tevék szinkronizálhatók 14 nap különbséggel kétszer adott GnRH-val. Jó eredményeket kaptunk progeszteron és 1000-1500 NE eCG (PMSG) kombinációjának alkalmazásával is. Az eCG adására donorok és a recipiensek esetén egyidőben, a progeszeron kezelést követően kerül sor. Újabb vizsgálataink eredményei azt mutatják, hogy jó vemhesülés (50-70 %) érhető el akkor is, ha a donorokkal nem szinkronban lévő recipienseket megfelelő módon kezeljük. A túl korán, a donor fedeztetése előtt ovuláló recipiensek esetén a sárgatest működése meklofenaminsav adásával fenntartható. A túl későn ovuláló recipienseket pedig a tervezett átültetés előtt két nappal kezdett és 1 hétig tartó, napi progeszteron injekcióval kell kezelni. Mélyhűtött embriók átültetését követően a vemhesülési arány jelentősen csökken (<40 %). Számos tényező hozzájárulhat ahhoz, hogy a teve embriók felolvasztás utáni életképessége csökken. Ezek a tényezők a következők: az embrió mérete, a sejten belüli és kívüli jégkristályok okozta fizikai károsodás, a krioprotektáns toxikus hatása, az embriót ért ozmotikus stressz, valamint a 4 ºC-ra történő hűtés során kialakult sérülések. Mindezek mellett fontos szerepe van annak is, hogy a mélyhűtés és a felolvasztás során a sejteket alkotó citoszkeleton irreverzibilis módon sérül, ami tovább csökkenti az embrió életképességét. Összességében megállapíthatjuk, hogy az embrió-átültetés és a mesterséges termékenyítés jelentősen javíthatja a tevék szaporodását és vemhesülését. Ugyanakkor mind a sperma, mind az embrió hosszú távú tárolására alkalmas és a gyakorlatban is alkalmazható hűtési, mélyhűtési és vitrifikációs módszerek kidolgozásához további kutatásokra és fejlesztésre van szükség.

18/37

Nagyüzemi nyúltartás szaporodásbiológiai jellemzői, problémái Atkári Tamás vezető, Olivia Kft. A mai nagyüzemi nyúltartást a jól szervezett telepi szaporodásbiológiai management jellemzi. Szinte kivétel nélkül, a telepek félintenzív szaporítási ritmusban, mesterséges termékenyítéssel dolgoznak. Ez azt jelenti, hogy az anyaállatokat 11 nappal a fialást követően újratermékenyítjük, majd a 37 napos választást követően az anyaállatok a 42. napon már újra fialnak is. Így az állatok termelésben töltött életük közel ¾-ében vemhesek és szoptatnak is, a maradék ¼-ben pedig vagy vemhesek, vagy csak szoptatnak. Üresjárati idő nincsen, mivel ha egy állat 2-szeri vemhesítésre sem vemhesül, rögtön megy a vágóhídra. Telepi szinten a vemhesülés 80-90 % körül mozog, egy anyától éves szinten 50-55 vágóállat nyerhető. A félintenzív szaporítási ritmus azonban óriási megterhelést jelent az állati szervezet számára, amiből az következik, hogy még alapos szaporodásbiológia és állategészségügyi management mellett is az állatok statisztikailag csupán 1 évet töltenek el termelésben. A kiesések oka zömmel olyan állategészségügyi problémák, melyek a további termelésben tartást nem teszik lehetővé. A telepeken kialakított tenyészcsoportok szigorúan szabályozott termelési körülmények között, intenzíven termelnek. A nagyobb tenyésztelepeken általában 6 termelő csoport kerül kialakításra, mely garanciája a folyamatos vágóállat előállításnak, hiszen egy anya ciklusa is 6 hét, így minden héten tudunk állatokat szállítani a vágóhídra. Az állatok vemhesítése csoport szinten egyszerre történik, ami az előfeltétele a nyúltenyésztésben is alkalmazott „all in all out” rendszernek. A telepeken mind hormonális, mind biológiai szinkronizációt alkalmazunk, illetve a termékenyítéssel egyszerre a nyúl speciális szaporodásbiológiájából adódóan hormonális úton történik az ovuláltatás. A vemhesítést követő 17. napon történik az állatok vemhességvizsgálata, melyet a hasfalon keresztül tapintásos módszerrel végzünk, majd a vemhes állatok a választást követő beólazás után egyszerre kezdik el a fialást. Rendkívül fontos, ha nem a legfontosabb része a szaporodásbiológiai managementnek, a fialás környéki munka pontos elvégzése, hiszen a nagyszámú utódok méretbeli eltérései miatt igen magas a halandóság, amit a pontosan elvégzett egelizációval jelentősen csökkenteni tudunk. A nyulak naponta csupán egyszer szoptatják az utódaikat, így a fialtatás körüli másik igen fontos feladat a kontrollált szoptatások felügyelete, a „szopatlan” állatok „joker” anyákkal történő megszoptatása, illetve az első időszakban az almok méret szerinti újra egalizációja. A nyúltenyésztés eredményességét a fialtatást követő 1,5 hét alatti munkák lelkiismeretes elvégzése alapvetően meghatározza.

19/37

Halembriók alacsony hőmérsékletű tárolása Kollár Tímea1, Cserepes Judit2, Szabó Katalin2, Faragó Bernadett2, Budai Csilla2, Pribenszky Csaba3, Bernáth Gergely1, Csenki Zsolt1, Horváth Ákos1 1 Szent István Egyetem, MKK, AKI, Halgazdálkodási Tanszék, Gödöllő;2 Applied Cell Technology Kft., Budapest;3 Állatorvostudományi Egyetem Állathigiéniai, Állomány-egészségtani és Állatorvosi Etológiai Tanszék, Budapest Az ivartermék hosszú távú tárolása mind génmegőrzési, mind szelekciós szempontból fontos eljárásnak számít. A halsperma mélyhűtése mára már rutinszerű, jól kidolgozott protokollok segítségével történik. A halembriók mélyhűtése viszont a mai napig megoldatlan, mivel számos korlátja van. A legnagyobb problémát az embriók kettős természete okozza: két fő komponense (a szik és az embrió) oly mértékben eltérő ozmotikus tulajdonságokkal rendelkezik, ami miatt nem lehetséges egy optimális, mindkét félre megfelelő mélyhűtési protokoll kidolgozása. Emiatt a halembriók prezervációját számos kutató egy alternatív megoldásban, az alacsony hőmérsékletű tárolásban látja, viszont e módszer jelenleg kevésbé kidolgozott. További probléma, hogy ezen kísérletek sikerességét általában a kelési arányban határozzák meg, és nincs elérhető információ arról, hogy kelés után mennyi ideig életképesek a túlélt egyedek, valamint képesek-e az ivarérettséget elérni, és szaporodni. Kísérleteinket zebradánió (Danio rerio) fajban végeztük el. A 24 órás embriókat hidrosztatikus nyomáskezelésnek vetettük alá, mely eljárást számos faj esetében (pl. szarvasmarha, egér) korábban már sikerrel alkalmazták a mélyhűtés okozta stressz leküzdésében. Ezt követően az embriókat 24 órára olvadó jégre (0,0-0,3oC) helyeztük. A kezelést követően az embriókat visszahelyeztük rendszervízbe, és a kontrollal megegyező körülmények között neveltük tovább ivarérettségig (90-120 nap), amikor a testparaméterek felvétele mellett szaporítási kísérleteket végeztünk. Emellett jégre tétel nélkül csak nyomáskezelt, valamint nyomáskezelés nélkül csak jégre tett egyedek nevelése is történt. A kontroll csoport 87 %-a kikelt, és 16,7 %-a érte el az ivarérettséget. A csupán nyomáskezelésnek alávetett egyedek kelése (88,3 %) és felnevelhetősége (14,7 %) nem különbözött ettől szignifikánsan. A nyomáskezelés nélkül jégre tett egyedek esetében 15,7 % túlélte a kezelést és kikelt, viszont a kezelést követő napokban az összes elpusztult, egy egyed sem érte el a 30 napos kort. A nyomáskezelést követően jégre tett halak esetében azonban 45,3 % túlélte a kezelést, kikelt, és 1,7 % felnevelhető volt ivarérettségig. A szaporítási kísérletekben a kezelt egyedek szaporodásbiológiai tulajdonságai a kontroll egyedekéivel megegyeztek. A testparaméterek tekintetében elmondható, hogy a jégre tett egyedek esetében nagyobb arányban alakult ki deformitás, mint a kontroll, valamint nyomáskezelt csoportban. Következésképpen elmondható, hogy a hidrosztatikus nyomáskezelés alkalmas módszer lehet a zebradánió embriók hűtési érzékenységének csökkentésére. Az embriók hűtési érzékenységének megállapításához nem a kelés a legmegfelelőbb végpont. A munka a Kutató Kari Kiválósági Támogatás – Research Centre of Excellence – 11476 – 3/2016/FEKUT segítségével valósult meg.

20/37

Multifunkcionális membránteszt fejlesztése a kakas-spermiumok termékenyítőképességének vizsgálatára Végi Barbara,1 Oluwaseye, O. O.,2 Váradi É.,1 Drobnyák Á.,1 Barna J.1 1 Haszonállat-génmegőrzési Központ, Gödöllő; 2Szent István Egyetem, Gödöllő Az ondó minőségi tulajdonságainak ellenőrzése fontos a megfelelő termékenység elérése érdekében. Az ondó mikroszkópos vizsgálatával az ondó sűrűségét, a spermiumok motilitását és morfológiáját ítéljük meg. Napjainkban számos festési eljárás ismert az élő, ép ondósejtek arányának meghatározására, azonban ezek az eljárások csak arról adnak információt, hogy a spermiumok membránja ép, sérülésmentes, azonban nem kapunk pontos képet a spermiumok valódi termékenyítő képességéről. Madarakban a termékenyítés során, az akroszóma reakció következtében a spermiumok a belső szikhártyán (IPVL) lévő receptorokhoz kötődnek, majd a membránon átjutva un. penetrációs nyílásokat hagynak maguk után. A megtermékenyítést követően a képződő külső szikhártya (OPVL) akadályozza a további spermiumok áthatolását a belső szikhártyán. A penetrációs nyílások a membrán preparációját követően kis nagyítású objektív használatával, sötét látóteres mikroszkóp segítségével jól láthatóak és számolhatóak. Ez a tény szolgált alapul az in vitro multifunkcionális membránteszt alkalmazásához. A ’90-es években kidolgozott módszer során csak a belső szikhártyát (IPVL) használták a teszthez, amelyet vagy a frissen ovulált petesejtről nyertek, vagy egy idő és munkaigényes módszerrel választották szét a letojt tojás sárgáját borító két szikhártyát. Jelenlegi munkánk során tesztelni kívántuk a két szikhártya együtt alkalmazásának lehetőségét, így egyszerűbbé és gyorsabbá téve az előzőekben kidolgozott módszert. Első lépésként friss és mélyhűtött/felengedett ondómintákkal végeztünk membrántesztet. Ennek során a tojássárgája csírakoronggal szemközti oldalán 0,5x0,5 mm-es membrándarabot vágtunk ki, majd egy 1 ml, meghatározott mennyiségű spermiumot tartalmazó DMEM oldatba helyeztük és 40°C-os rázó vízfürdőben 5 percig inkubáltuk. Ezt követően sötétlátóteres mikroszkóp 10-es objektívével minden mintában 3-3 látótérben számoltuk meg a penetrációs nyílások mennyiségét. Az eredmények alapján világossá vált számunkra, hogy a spermiumok képesek így is átjutni a membránon és a mélyhűtött/felolvasztott ondó penetráló-képessége szignifikánsan csökkent (p≤0,05). Ezt követően teszteltük, hogy milyen mennyiségű spermiummal a legmegfelelőbb a tesztet elvégezni és milyen összefüggés van a spermiumok mennyisége és a penetrációs nyílások mennyisége között. Az előkészített membrán darabokat 12,6x106±0,029x106; 25,2x106±0,032x106; 62,3x106±0,035x106 és 125x106±0,07x106 db spermiumot tartalmazó DMEM oldatba helyeztük, majd az előzőekben ismertetett módon inkubáltuk. A vizsgálat során megállapítottuk, hogy a 25x106 db sejt a legmegfelelőbb a teszt elvégzéséhez, valamint szoros korrelációt találtunk a spermiumok és a hidrolizált nyílások mennyisége között. Regressziós analízist végeztünk az általunk alkalmazott anailinkék-eozin festés eredményei és a membránteszt eredményei között és azt állapítottuk meg, hogy a festés által kimutatott élő, ép sejtek aránya, illetve az összes élő sejt aránya nincs összefüggésben a penetrációs nyílások mennyiségével. Tehát beigazolódni látszik az a feltételezésünk, mi szerint a festési eljárásokkal kimutatott élő, normális sejtek aránya, nem fejezi ki az adott ondóminta funkcionális épségét. A módszer standardizálásához még további vizsgálatok végzését tervezzük.

21/37

Hosszú távon in vitro fenntartott tyúk ősivarsejtek (PG sejtek) fejlődési potenciájának vizsgálata Tóth Roland1,2,Mahek Anand1, Nagy Alexandra3, Lázár Bence1,2, Gócza Elen2 1 SZIE, Állattenyésztés-tudományi Doktori Iskola, Gödöllő; 2NAIK, MBK, Állatbiotechnológiai Főosztály, Gödöllő; 3Állatorvostudományi Egyetem, Budapest A PG sejtek, vagy más néven a primordiális őscsírasejtek (ősivarsejtek) azon sejtek, melyekből a későbbiekben az ivarsejtek alakulnak ki. Ezek a PG sejtek az embrionális fejlődés 6. napján jutnak el az embrionális ivarszervekig, más néven ivarlécekig. A PG sejtek először az area pellucida középső részén jelennek meg, majd onnan az extraembrionális rétegbe vándorolnak, ezt követően a véráramba kerülnek. A PG sejtek az embrionális fejlődés harmadik napján jelennek meg az embrió vérkeringésében, ami a Hamburger-Hamilton stádium 14-18-as szakaszának felel meg. Ebben az időszakban tudjuk a PG sejteket összegyűjteni az embrionális vérkeringésből, majd egy speciális médiumban tovább tenyésztjük azokat. Csoportunk feladata őshonos tyúk PGC vonalak létrehozása, hosszú távú fenntartása, azok lefagyasztását követően hosszú távú tárolása. Ehhez szükségünk van a fenntartott, illetve a fagyasztásból felvett sejttenyészetek folyamatos ellenőrzésére, amit az őssejt specifikus markerek (CVH, cDAZL, cPOUV, cNANOG, cSOX2) expressziójának vizsgálatával, illetve a PKH26 sejtfelszíni festékkel jelölt PG sejteket 3 napos embrió szívébe történő beinjektálás után a sejtek ivarszervbe épülési hatékonyságának monitorozásával tesztelhetünk. Minden őssejt specifikus marker magas expressziót mutatott a hosszú ideig in vitro fenntartott PG sejtek esetében. A PG sejttel injektált embriókból, az embrionális fejlődés 6. napján kioperáltuk az ivarléceket. A recipiens embriókból izolált ivarléceket konfokális mikroszkóppal vizsgálva ki tudtuk mutatni azokban a PKH26-al jelölt donor PG sejtek jelenlétét. Ezekkel a vizsgálatokkal egy időben elkezdtük a 6, 8 és 10 napos embriók ivarszervének vizsgálatát is, mivel ahhoz, hogy a PG sejtek visszainjektálását követően igazolni tudjuk, hogy azok valóban működő képesek lesznek az ivarszervbe való bejutásuk után, több információval kell rendelkeznünk az ivarlécek felépítésről, így általunk vizsgált ősivarsejt specifikus markerek (CVH, cDAZL, cPOUV, cNANOG, cSOX2) expressziójának alakulásáról is. Az ivarszervek fejlődése a madaraknál aszimmetrikus. A hím gonádok esetében két morfológiailag igen hasonló here alakul ki, míg a tojók esetében a bal oldali petefészek fejlődik ki funkcionálisan aktív ivarszervvé, míg a jobb oldali visszafejlődik. Azonban nem csak a tojók esetében lelhető fel az aszimmetria, hanem a hímeknél is, csupán ez szemmel nem látható. Az általunk vizsgált markerek esetében a tojóknál egyértelmű volt a különbség a két oldal között, de a CVH, cPOUV, cNANOG expresszió mértéke a hímeknél is magasabbnak adódott a bal oldali ivarszervekben. Előzetes vizsgálataink azt igazolták, hogy az általunk alkalmazott in vitro tenyésztési eljárás alkalmas a tyúk PG sejtek hosszú távú fenntartására, így elkezdhetjük őshonos tyúk fajtákból származó PGC vonalak létrehozását célzó munkánkat.

22/37

A preimplantációs genetikai diagnózis módszereinek fejlesztése nyúlon Fábián Renáta1,2, Skoda Gabriella2, Hiripi László2, Hoffmann Orsolya2, Daniela Ilie3, Kerekes Andrea2, Gócza Elen2, Bodó Szilárd2,4,5 1 Szent István Egyetem, Állattenyésztés-tudományi Doktori Iskola, Gödöllő; 2NAIK-MBK, Állatbiotechnológiai Főosztály, Gödöllő, 3Research and Development Station for Bovine Arad, AAFS ,Arad, Romania; 4Szent István Egyetem, MKK-ÁTTI, Gödöllő, 5NAIK-ÁTHK, Herceghalom Meghatározott ivarú utódok létrehozása az állattenyésztés számára egy hasznos módszer. Mikromanipulációval történő embrióbiopszia segítségével kinyert embrionális sejteken preimplantációs genetikai diagnózist (PGD) végezhetünk, amivel az embrió nemének meghatározásán kívül egyéb genetikai eredetű betegség kiszűrése is lehetséges. A PGD a humán asszisztált reprodukciós eljárások fontos eleme. Az emberi embriókon végzett lézer segítette biopsziás eljárás epigenetikus és hosszú távú hatásainak vizsgálatához állatmodellek kialakítása szükséges. Kísérleteinkben egy ilyen modell számára is alkalmas technológiát alakítottunk ki, kidolgozva 8-16 sejtes nyúlembriók lézer segítette biopsziás módszerét, a kinyert blasztomer egy sejt PCR-rel történő ivarmeghatározását és a mikromanipulált embriók recipiens nősténybe történő beültetését. Szuperovulációt követő mesterséges termékenyítés után a donor állat petevezetőjéből zigótákat nyertünk ki és in vitro tenyésztettük az embriókat RDH médiumban 38,5°C-on 5 % CO2-t tartalmazó gázelegyben 8-16 sejtes fejlődési állapotig. Az in vitro tenyésztést az indokolta, hogy az in vivo kinyerhető 8-16 sejtes embriók jelentős mértékben mucin burokkal borítottak, ami megakadályozná a lézer biopsziás beavatkozást. A humán eljárásnak megfelelő mikromanipulációt Hamilton Thorne XYClone lézerberendezéssel végeztük, a lézerrel a zona pellucidán ejtett nyíláson keresztül az aspirációs kapillárissal egy-két blasztomert izolálva. A biopsziát követően az embriókat egyenként, számozott cseppekben inkubáltuk a PCR analízis eredményéig. A kinyert sejtekben az Y kromoszóma SRY régiójára specifikus nested, egy-sejt PCR-rel mutattuk ki az Y kromoszóma jelenlétét, belső pozitív kontrollnak glicerinaldehid-3-foszfát-dehidrogenáz (GAPDH) génre specifikus primert használva. Hím embrióknál 192 és 171 bp (GAPDH és Y) hosszúságú DNS terméket kapunk, míg nőstény mintáknál egyetlen 192 bp-os (GAPDH) termék detektálható. A PCR körülmények optimalizálását követően, a reakció 80 %-ban volt eredményes, a biopsziázott embriók 95 %-a továbbfejlődött in vitro. A nőstényként diagnosztizált embriókat recipiens nőstények petevezetőjébe ültettük vissza aszinkron laporoszkópos embrióültetési technikával, hogy a petevezetőben az implantációhoz szükséges gloiolemma a biopszián átesett embriók zona pellucidájára is rakódhasson. Támogatás: OTKA 109252, 11476-3/2016/FEKUT

23/37

Embrióátültető programok a Debreceni Egyetem AKIT Karcagi Kutatóintézetében Pálfyné Vass Nóra1, Bodó Szilárd2, Egerszegi István3, Oláh János1, Fábián Renáta2, Monori István4 1 Debreceni Egyetem Mezőgazdaság- és Élelmiszertudományi és Környezetgazdálkodási Kar, Debrecen; 2NAIK, Gödöllő, 3 SZIE, Gödöllő, 4 Debreceni Egyetem AKIT Karcagi Kutatóintézet, Karcag Az asszisztált reprodukciós technikák (ART) alkalmazása Európa számos országában rutinszerűnek mondható a juhászatokban, amely megállapítás alól hazánk sajnos kivétel. Az ART, úgymint a mesterséges termékenyítés (MT) vagy az embrióátültetés (EÁ, MOET) alkalmazásával legyőzhetőek a juh faj szaporodásbiológiai tulajdonságaiból adódó hátrányok, és gyorsítható a genetikai előrehaladás. A Debreceni Egyetem Mezőgazdaság-, Élelmiszertudományi és Környezetgazdálkodási Kar kutatói az Állatorvostudományi Egyetemmel együttműködve, Prof. Dr. Cseh Sándor vezetésével 2009-től kezdték meg az asszisztált reprodukciós programok végrehajtását. 2015 tavaszán a francia BMC (Blanche du Massif Central) juhfajta tenyésztőszervezete kezdeményezett szakmai kapcsolatfelvételt a Debreceni Egyetemmel. 2015 tavaszán elkezdődött a stabil embrióátültető állomás megtervezése és engedélyeztetése Karcagon, a donor és recipiens állatok előkészítése, valamint az "embriós" csapat összeállítása. Az állomás első MOET programja 2015. november 17-18-án zajlott, a donor BMC jerkéket azonos fajtájú kosok spermájával laparoszkóposan termékenyítettük, majd a donorokból kinyert embriókat magyar merinó recipiensekbe ültettük be. A donor állatok petefészkein az átlagos sárgatest-szám 12,3 lett, az átlagosan, donoronként kinyert embriók száma 8,3, míg az átlagosan, donoronként kinyert átültetésre alkalmas embriók száma 5,3. A bárányozási arány (bárányok száma/átültetett embriók száma) 55 %. A kinyert, átültetésre alkalmas embriók közül kettőt vitrifikáltunk az ún. Cryotop® (Kitazato Corporation, Japan) módszerrel. A kutatócsoport 2016 áprilisában újabb programot hajtott végre. Egy BMC, és egy Berrichon du Cher fajtájú donor anyajuhot termékenyítettünk azonos fajtájú franciaországi kos import spermájával. A donor állatok petefészkein az átlagos sárgatest-szám 9 lett, az átlagosan, donoronként kinyert embriók száma 8,3, míg az átlagosan, donoronként kinyert átültetésre alkalmas embriók száma 6. A program eredményeképpen már az első évben olyan genetikai értékű állatokat tudtunk előállítani, amelyek hazánkban természetes termékenyítéssel nem megoldható. A munkacsoport és az infrastruktúra alkalmas reprodukciós kísérletek, asszisztált reprodukciós és egyéb tenyésztési célú beavatkozások és oktatási célú bemutatók elvégzésére is.

24/37

POSZTEREK Ősivarsejt specifikus markerek expressziójának összehasonlítása különböző ivarú tyúk embriókból létrehozott ősivarsejt tenyészetekben Nagy Alexandra3, Mahek Anand1,2, Tóth Roland1,2, , Lázár Bence1,2, Gócza Elen2 1 SZIE, Állattenyésztés-tudományi Doktori Iskola, Gödöllő; 2NAIK, MBK, Állatbiotechnológiai Főosztály, Gödöllő; 3Állatorvostudományi Egyetem, Budapest A primordiális csírasejtek (PG sejtek, ősivarsejtek) a csíravonal prekurzorai, melyek a későbbi differenciáció során érett pete- és hímivarsejtekké válnak. A X. stádiumú embrió epiblasztjában helyezkednek el, majd innen a germinális félholdba vándorolnak, ahol osztódni kezdenek. 48-56 órán belül amoeboid mozgással a véráramba kerülnek. A keringés utóbéli szakaszán elhagyják az ereket, kemotaxis segítségével az ivarszervekbe jutnak. A házi tyúk kedvelt modell állata a fejlődésbiológiai és őssejt kutatásoknak az embriók könnyű hozzáférhetősége miatt. A PG sejtek a 2 napos embriók dorzális aortájából izolálhatóak, ezt követően in vitro sejttenyészetben fenntarthatóak, illetve fagyasztással tárolhatóak. A madár csoportok, így a házi tyúk esetén is, a nőstények ZW, a hímek ZZ ivari kromoszómákkal rendelkeznek. Régebben csak hímekből származó ősivarsejt tenyészeteket tudtak fenntartani, mára létrehoztak olyan tenyésztőmédiumot, mellyel a nőstényekből izolált PG sejtek is megmaradnak a tenyésztés során. Csoportunk arra volt kíváncsi, hogy a laborunkban fenntartott hím és nőstény tenyészetek között van-e különbség. Munkám során hím, illetve nőstény házi tyúk primordiális csírasejt tenyészeteken vizsgáltam a pluripotencia markerek expresszióját, illetve az azokat befolyásoló mikroRNS-eket. Az expressziós mintázat megfigyelésével lehetővé vált a sejttenyészetekben bekövetkező változások észlelése. A vizsgált embriók ivarszervéből sex PCR segítségével ivarmeghatározást végeztünk. A meghatározott ivarú embriókból izolált PG sejtekből 5 hím, és 5 nőstény sejtvonalat elegyítettünk (pool-oztunk), majd lefagyasztottuk. A fagyasztásból visszavett tenyészetekből különböző időpontokban mintát vettem, majd RNS izolálás után kvantitatív PCR-t használva vizsgáltam a Cvh, cPouv, cNanog, miR-302a expresszióját. A kapott eredmények alapján nincs szignifikáns különbség a nőstény és a hím sejttenyészetek ősivarsejt specifikus markereinek expressziója között. Az eredmény igazolásaképp 3 napos embriók gonádjába visszainjektáltuk a tenyészetekből származó sejteket. Mind a két ivar esetén beépülés tapasztaltunk. A későbbiek során kevert (hím és nőstény ősivarsejteket is tartalmazó) sejttenyészeteket is szeretném vizsgálni. Munkánk a génmegőrzés szempontjából jelentős. A PG sejteket egy recipiens állatba visszainjektálva ivarszervi kimérákat hozhatunk létre. Kipusztulással fenyegetett, illetve őshonos madárfajok megőrzése válhat elérhetővé ezáltal.

25/37

Két festési eljárás összehasonlítása a kakas-spermiumok életképességének vizsgálatára Dr. Végi B.,1 Váradi É.,1 Drobnyák Á.,1 Oluwaseye, O. O.,2 Barna J.1 Haszonállat-génmegőrzési Központ, Gödöllő 2 Szent István Egyetem, Gödöllő 1

A festési eljárások általánosan elterjedtek a madár spermiumok életképességének meghatározásában is. Számos festési eljárás ismert, melyeknek egy része fénymikroszkóppal értékelhető, másik része pedig fluoreszcens festési technika. Napjainkban számos laboratórium előnyben részesíti a fluoreszcens festékeket, a kevésbé eszköz igényes és ártalmas fénymikroszkóppal értékelhető eljárásokkal szemben. Munkánk során összehasonlítottuk a laboratóriumunkban rutinszerűen alkalmazott eozin-anilinkék (Sigma-Aldrich Ltd., Budapest, Hungary) festés hatékonyságát, a SYBR-14 és PI fluoreszcens festék (LIVE/DEAD Sperm Viability Kit, ThermoFisher Sci.) érzékenységével, mind friss, mind mélyhűtött/felolvasztott ondó minták esetében. Az eozin-anilinkék festésnél az eozin festi meg az elhalt sejteket, míg az anilinkék adja a sötét hátteret. Az általunk alkalmazott fluoreszcens festék esetében a SYBR-14 áthatolva az ép sejtmembránon, a DNS-hez kötődve zölden fluoreszkálva jelöli meg a sejteket, míg a PI az elhalt sejteket festi meg pirosan fluoreszkálva. A vizsgálathoz őshonos magyar kakasok kevert ondóját használtuk. Mind a friss ondónál, mind a mélyhűtött/felolvasztott ondónál egy időben végeztük el a két festési eljárást. Az eozin-anilinkék festésnél 20 µl festék-oldatba 10 µl higított ondót mértünk, majd tárgylemezre szélesztve, meleg levegővel fixáltuk. A kenetek vizsgálatát olajimmerzió alatt, 100x-os objektívvel végeztük, melynek során 200 sejtet értékeltünk és kategorizáltunk élő, ép; élő, morfológiailag rendellenes és elhalt sejtként. A floureszcens festék munkaoldatainak elkészítése után, az ondót 1:50 arányban hígítottuk, majd a festék mindkét komponenséből 5-5 µl-t mértünk a mintákhoz és 10 percig 38 C-os sötét inkubátorban tartottuk. Ezt követően azonnal értékeltük a mintákat, melyekből 10 µl-t tárgylemezre cseppentettünk és 40x-es objektívvel szintén 200 sejtet vizsgáltunk meg. Eredményeink alapján a két festési módszernél az élő sejtek arányában nem volt különbség sem a friss ondóban (eozin-anilinkék: 89,4 %; SYBR-14 és PI: 91,1 %), sem a mélyhűtött/felengedett ondóban (eozin-anilinkék: 20,8 %; SYBR-14 és PI: 24,9 %). Tehát elmondhatjuk, hogy a két eljárás érzékenységében nem volt különbség. Azonban ennél a fluorszcens festésnél csak az élő és elhalt sejtek arányáról kapunk információt. Míg az eozin-anilinkék festésnél az egyes morfológiai rendellenességek is jól látszódnak és elkülöníthetőek. Az sem elhanyagolható különbség, hogy a fluoreszcens festékkel készített mintákat azonnal értékelnünk kell, míg az eozin-anilinkékkel készített fixált kenetek tárolhatóak, ami a gyakorlati munkában nagy előny. Következésképpen laboratóriumunkban nem érdemes a sokkal költségesebb és egészségre ártalmasabb fluoreszcens festési eljárásra cserélnünk az általunk rutinszerűen alkalmazott eozin-anilinkék festési eljárást.

26/37

A génmegőrzés lehetőségei zebradánió (Danio rerio) fajban: sperma- és ősivarsejt vitrifikáció Kása Eszter, Lujic Jelena, Marinovic Zoran, Kollár Tímea, Urbányi Béla , Horváth Ákos Halgazdálkodási Tanszék, Szent István Egyetem, Gödöllő Kutatásom során az orvostudományi és fejlődésbiológiai kutatások során használt modellállat, a zebradánió (Danio rerio) sperma, hereszövet és izolált ősivarsejt (spermatogónium, oogónium) vitrifikációs protokolljait vizsgálom. Halak esetében a génmegőrzés lehetőségei korlátozottak, mivel a petesejt és az embrió a nagyméretű felhalmozott szikanyag miatt nem mélyhűthető. A kistestű laborhalaknál a sperma mélyhűtését limitálja az egyedenként lefejhető néhány mikroliteres térfogat, ennek tárolására ideális a vitrifikáció. Ősivarsejtek mélyhűtésével megőrizhetővé válik mindkét ivar genomja. Különböző halfajokban sikeresen alkalmaztak vitrifikációs protokollokat ősivarsejtek mélyhűtésére (Higaki et al., 2013; Kawakami et al., 2012). A vitrifikációs eljárás során ultragyors mélyhűtést (106-1010°C/másodperc) alkalmazunk. Az oldatot közvetlenül cseppfolyós nitrogénbe (-196°C) helyezzük, a gyors hűlési sebesség miatt a vízmolekulák kristályrácsba rendeződése nem jön létre, és egy üvegszerű, amorf szilárd anyagot kapunk eredményül. A vitrifikáció során a jégkristályok nem okozzák a sejtek pusztulását, azonban az eljárás során alkalmazott magas, 30-50 %-os védőanyag-koncentráció toxikus hatással lehet a sejtekre. A zebradánió spermát Cyrotop eszközön vitrifikálva 10,8±5,2 % felolvasztás utáni progresszív motilitást mértünk (friss kontroll: 84,5±8%) a következő protokollal: 30 % védőanyag (15 % metanol + 15 % propilénglikol), 1:4 hígítási arány (sperma:HBSS hűtőmédium). A vitrifikált spermával történő termékenyítés eredményeképp az embriók 0,7±0,3 %-a kelt ki (kontroll: 59,8±3 %). Az ősivarsejt vitrifikációs protokollokat két módszerrel teszteljük: izolált sejtek (szövet emésztést követően), valamint szövetdarabok vitrifikálásával. Az izolált sejtek esetben mikrocseppes és Cryotop módszereket tesztelünk, a szövetdarabokat akupunktúrás tűre rögzítve vitrifikáljuk. Az eredmények értékelésére a vitrifikált, majd felolvasztott sejteket fluoreszcens membrán integritás vizsgálatokkal vizsgáljuk (Sybr/PI festés, kontroll: frissen izolált sejtek). Hivatkozások Higaki et al, 2013. Cryopreservation of zebrafish (Danio rerio) primordial germ cells by vitrification of yolk-intact and yolk-depleted embryos using various cryoprotectant solutions. Cryobiology 67, 374–382. Kawakami et al, 2012. Viability and motility of vitrified/thawed primordial germ cell isolated from common carp (Cyprinus carpio) somite embryos. J. Anim. Sci. 90, 495–500. Köszönetnyilvánítás A munka az Emberi Erőforrások Minisztériuma Új Nemzeti Kiválóság Programjának támogatásával készült. A kutatást támogatta az NKFI K-109847 pályázata és a Kutatókari Kiválósági Támogatás 11476-3/2016/FEKUT.

27/37

Sertés embriók in vitro előállításának lépései Németh Andrea1, Páble Tamás1, Debnár Viktória Johanna1, Egerszegi István2, Gócza Elen3, Rátky József1 , Bodó Szilárd1,2,3 1 NAIK Állattenyésztési Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet, Herceghalom; 2Szent István Egyetem, Mezőgazdasági- és környezettudományi Kar, Gödöllő; 3NAIK Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet, Gödöllő Az asszisztált reprodukciós technikák közül az in vitro embrió előállítás jelentős fejlődésen esett át az elmúlt 40 évben. A folyamat során a gamétákat laboratóriumi körülmények közötti érlelését, termékenyítését és az in vitro tenyésztés követően beültethető embriókat állíthatók elő. Az in vitro embrió előállítás az állattenyésztés számára számos előnnyel járhat, hiszen elősegítheti a nagy gazdasági értékű állatok utódainak széleskörű elszaporítását, fontos szerepe lehet a kihalóban lévő fajok/ fajták megmentésében és a biotechnológiai kísérletek számára alapanyagot biztosíthat Napjainkban szerte a világon több kutatócsoport is foglalkozik az in vitro embrió előállítás rendszerének fejlesztésével különböző állatfajok esetén. Mi a NAIK Állattenyésztési Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet és a NAIK Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet közti KFI együttműködési pályázat keretén belül sertés embriók in vitro előállítását tűztük ki célul. A petesejt érleléshez, az in vitro termékenyítéshez és az embriótenyésztéshez való médiumok saját előállításúak (IVM 1, IVM 2, Sperm Washing, P-FM, IVC 1, IVC 2). A kísérletekhez szükséges szerveket a kosdi vágóhídról szállítjuk a laborba, ahol petesejteket a follikulusokból szikepenge segítségével izoláljuk, majd a megfelelő kumuluszréteggel rendelkező ivarsejteket maturációs médiumba helyezzük. A két napos érlelés (IVM 1, IVM 2) alatt a petesejtek elérik a termékenyítéshez szükséges citoplazmatikus és sejtmagi érettséget. Ezt követően az általunk mangalica mellékheréből kinyert és mélyhűtött spermával in vitro termékenyítünk. A 3 órás fertilizáció után a kumulusz sejtektől megszabadított zigótákat szekvenciálisan (IVC1 – d2, IVC2 d2 – d10) tenyésztjük hólyagcsíra állapotig. Az eddigi programok 21-68 % közötti osztódás/petesejt és 4,9-15,5 %-os blasztociszta/petesejt arányt eredményeztek. A rendszer beállítás alatt áll, ezek az eredmények bíztatóak. Továbbiakban a sertés IVEP rendszerben az embrióelőállítás hatékonyságát kívánjuk fokozni. 70 % körüli osztódási arány, illetve legalább 20 % körüli hólyagcsíra arány elérése a célunk, hogy a mangalica ex situ génmegőrzés számára fontos petesejt mélyhűtési kísérletekhez stabil kísérleti hátteret tudjunk biztosítani. Támogatta: NAIK ÁTHK/MBK KFI: Sertés petesejtek mélyhűtése vitrifikációs eljárással, embriótenyésztés fejlesztése az ex situ és az in vitro génmegőrzés a jövőbeni gazdasági hasznosítás megalapozásához és a 11476-3/2016/FEKUT

28/37

RÉSZTVEVŐK LISTÁJA

29/37

Egyesült Arab Emírségek

Balázsné Kiss Mária Borotai Sertéshús Zrt. 6440 Jánoshalma, Kossuth u. 14. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-426-0708

Lulu Skidmore Camel Reproduction Center P.O.Box 597, Dubai e-mail: [email protected]

Balogh Orsolya Gabriella Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet 2053 Herceghalom, Gesztenyés u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-968-0585

Spanyolország Cristina Andreu Vazquez Elanco Animal Health Avda. de la Industria, 30 - 28108 Alcobendas e-mail: [email protected] Telefon: +3467-795-1525

Baranyi Dániel Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-555-9854

Svájc Balogh Orsolya Vetsuisse Faculty, Clinic of Reproductive Medicine 8057 Zurich, Winterthurerstrasse 260. e-mail: [email protected] Telefon: +4144-635-8267

Barna Judit 1171 Budapest, Péceli út 258. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-664-4461

Magyarország Angyal Eszter Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-367-8388

Bényei Balázs Semmelweis Egyetem 1085 Budapest, Üllői út 26. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-663-2833

Atkári Tamás Olivia Kft. 2370 Dabas, Erkel Ferenc u. 43. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-513-5365

Berkes Ágnes Hypred Hungária Kft. 2040 Budaörs, Gyár utca 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-228-0374

Bába András Polequi Bt. 2519 Piliscsév, Béke utca 145. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-338-9050

Bodó Szilárd Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet, Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet, Szent István Egyetem 2100 Gödöllő, Szent-Györgyi Albert u. 4. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-620-0079

Balázs Péter Felsőszentiváni META Kft. 6440 Jánoshalma, Kossuth u. 14. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-623-3821

30/37

Buják Dávid Állatorvostudományi Egyetem, Haszonállat-gyógyászati Tanszék és Klinika 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-538-5708

Egerszegi István Szent István Egyetem, Mezőgazdasági- és Környezettudományi Kar, Állattenyésztés Tudományi Intézet 2100 Gödöllő, Páter Károly u. 1 e-mail: [email protected] Telefon: +3670-361-8750

Cseh Sándor Állatorvostudományi Egyetem, Szülészeti és Szaporodásbiológiai Tanszék 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-210-1332

Enyedi-Kolhász László Unicam Magyarország Kft. 1144 Budapest, Kőszeg u. 27. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-964-9851 Fábián Renáta Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet 2100 Gödöllő, Szent-Györgyi Albert u.4. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-915-9407

Csepreghy Anna Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-827-2505 Cserényi Péter 6050 Lajosmizse, Szent István u.1. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-953-5044

Faigl Vera Richter Gedeon Nyrt. 1107 Budapest, Balkán u. 10. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-503-6103

Csongrádi Anikó Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-747-6403

Ferencziné Szőke Zsuzsanna Soft Flow Hungary Kft. 7634 Pécs, Ürögi fasor 2/a e-mail: [email protected] Telefon: +3620-449-3511

Dobos László Vitafort Zrt. 2370 Dabas, Szabadság u.3. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-790-3952

Flink Ferenc Élelmiszerbiztonsági Centrum 1024 Budapest, Keleti Károly u. 24. e-mail: [email protected] Telefon: +361-336-9392

Dus Johann-Georg Agroprojekt Kft. 8613 Balatonendréd, Fő u. 81/A e-mail: [email protected] Telefon: +3620-478-0880

Földi József György Euvet Állategészségügyi Szolgáltató Bt. 2100 Gödöllő, Asbóth Sándor u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-967-0682

31/37

Gábor György Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet 2053 Herceghalom, Gesztenyés u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-974-5162

Kern László Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet 2053 Herceghalom, Gesztenyés u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-264-6312

Gócza Elen Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet 2100 Gödöllő, Szent-Györgyi A. u. 4. e-mail: [email protected] Telefon: +3628-526-162

Kiss Gerda Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-550-8882 Kissné Váradi Éva Haszonállat-génmegőrzési Központ 2100 Gödöllő, Isaszegi út 200. e-mail: [email protected] Telefon: +3628-511-334

Gombos Zoltán Földművelésügyi Minisztérium 1051 Budapest, Kossuth tér 11. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-235-3748 Győri Zsolt Győri Tanya Kft. 4220 Hajdúböszörmény, Korányi Frigyes 35. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-401-6187 Hatvani Csilla 6237 Kecel, Vágóhíd u.13. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-908-4672

Kollár Tímea Szent István Egyetem, Mezőgazdaság- és Környezettudományi Kar, Halgazdálkodási Tanszék 2100 Gödöllő, Páter Károly u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-468-9328 Konczos György SYSTO Kft. 2013 Pomáz, Nagy László u 2/3. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-227-7755

Horváth András Állatorvostudományi Egyetem, Haszonállat-gyógyászati Tanszék és Klinika 2225 Üllő, Dóra major e-mail: [email protected] Telefon: +3620-970-7326, +3630-6068520

Kútvölgyi Gabriella Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet 2053 Herceghalom, Gesztenyés u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3623-319-133/131

Kása Eszter Szent István Egyetem, Mezőgazdaság- és Környezettudományi Kar, Halgazdálkodási Tanszék 2100 Gödöllő, Páter Károly u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-295-8676

Lázár Bence Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet 2100 Gödöllő, Szent-Györgyi A. u. 4. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-511-6138

32/37

Leskó Magdolna Geo-Milk Kft. 3950 Sárospatak, Apróhomok 0455/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-687-3439

Novotniné Dankó Gabriella Debreceni Egyetem, Mezőgazdaság-, Élelmiszertudományi és Környezetgazdálkodási Kar, Állattenyésztéstani Tanszék 4032 Debrecen, Böszörményi u. 138. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-312-8956

Marosi Sándor Topigs Norsvin Danubia Kft. 1214 Budpest, II. Rákóczi F. u. 277. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-609-6533

Ócsai Attila Agroprojekt Kft. 8613 Balatonendréd, Fő u. 81/A e-mail: [email protected] Telefon: +3620-428-0103

Merész Lajos VIVAGEN AI Kft. 9022 Győr, Dunakapu tér 10. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-922-4853

Oláh János Debreceni Egyetem, Agrár Kutatóintézetek és Tangazdaság, DTTI 4032 Debrecen, Böszörményi u. 138. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-948-3064

Mocsári Endre Topigs Norsvin Danubia Kft. 1214 Budapest, II. Rákóczi Ferenc út 77. e-mail: [email protected] Telefon: +3620- 956-0693

Palásti Péter Gábor Topigs Norsvin Danubia Kft. 1214 Budapest, II. Rákóczi Ferenc u. 277. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-670-0706

Nagy Alexandra Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-228-3936

Pálfyné Vass Nóra Debreceni Egyetem, Mezőgazdaság-, Élelmiszertudományi és Környezetgazdálkodási Kar 4032 Debrecen, Böszörményi u. 138. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-2898439

Nagyéri György Soft Flow Hungary Kft. 7634 Pécs, Ürögi fasor 2/a e-mail: [email protected] Telefon: +3672-891-888 Nagy Péter Emirates Industry for Camel Milk & Products 1072 Budapest, Rákóczi út 20. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-351-5632

Pál Károly Agroprojekt Kft. 8613 Balatonendréd, Fő u. 81/A e-mail: [email protected] Telefon: +3620-944-6264 Pécsi Anna Nemzeti Élelmiszerlánc-biztonsági Hivatal, Állategészségügyi Diagnosztikai Igazgatóság 1149 Budapest, Tábornok utca 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-968-1752

Németh Andrea Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Állattenyésztési, Takarmányozási és Húsipari Kutatóintézet 2053 Herceghalom, Gesztenyés u. 1. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-557-7416

33/37

Petrányi Bálint Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-354-4332

Soós István AL-Rákib Kft. 4225 Debrecen, Szilegyházi u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-943-2558

Pikó Evelin Hód-Mezőgazda Zrt. 6726 Szeged, Alsó kikötősor 10/A e-mail: [email protected] Telefon: +3630-295-7324

Soósné Kapitány Mária Interbos Kft. 6346 Sükösd, Hősök útja 11/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-257-2882

Rátky József Debreceni Egyetem, Mezőgazdaság-, Élelmiszertudományi és Környezetgazdálkodási Kar, Állattenyésztéstani Tanszék 4032 Debrecen, Böszörményi u. 138. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-922-2251

Szabó Árpád Agroprojekt Kft. 8613 Balatonendréd, Fő u. 81/A e-mail: [email protected] Szakács Attila Génbank-Semex Magyarország Kft. 5820 Mezőhegyes, Külterület 0646/15 hrsz. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-789-6898

Somogyi Zoltán Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-921-0149

Szász Ferenc Agroprojekt Kft. 8613 Balatonendréd, Fő u. 81/A e-mail: [email protected]

Somoskői Bence Állatorvostudományi Egyetem, Szülészeti és Szaporodásbiológiai Tanszék 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-424-6730

Szegszárdy Imre Vitafort Zrt. 2370 Dabas, Szabadság u.3. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-683-9241

ifj. Soós Árpád Interbos Kft. 6346 Sükösd, Hősök útja 11/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-968-0330

Szelényi Zoltán Állatorvostudományi Egyetem, Haszonállat-gyógyászati Tanszék és Klinika 2225 Üllő, Dóra major e-mail: [email protected] Telefon: +3630-296-7012

Soós Gergely Interbos Kft. 6346 Sükösd, Hősök útja 11/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-945-8583

Szentmiklósi Diána Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-541-7032

34/37

Szentpéteri László Geo-Milk Kft. 3950 Sárospatak, Apróhomok 0455/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-955-6269

Varga Márta Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-607-1601

Szieberth István Földművelésügyi Minisztérium 1051 Budapest, Kossuth tér 11. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-231-1652

Végi Barbara Haszonállat-génmegőrzési Központ 2100 Gödöllő, Isaszegi út 200. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-703-1649

Szollár István Génbank-Semex Magyarország Kft. 5820 Mezőhegyes, Külterület 0646/15 hrsz. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-207-7689

Vigh József Geo-Milk Kft. 3950 Sárospatak, Apróhomok 0455/2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-693-0489 Vincze Boglárka Állatorvostudományi Egyetem, Állattenyésztési, Takarmányozástani és Laborállat-tudományi Intézet, Állattenyésztési és Genetikai Osztály 1078 Budapest, István u. 18. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-259-4909

Tomjanovich Géza SYSTO Kft. 2013 Pomáz, Nagy László u. 2/3. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-331-4911 Tóth István Tóth Agro Bt. 8500 Pápa, Terv u. 6. e-mail: [email protected] Telefon: +3620-425-7877

Wekerle László 1122 Budapest, Gaál J. u. 16/a e-mail: [email protected] Telefon: +3620-945-3809

Tóth Roland Nemzeti Agrárkutatási és Innovációs Központ – Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóintézet 2100 Gödöllő, Szent-Györgyi A. u. 4. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-208-9783

Zubor Tibor Embrió Kft. 7635 Pécs, Bagoly dűlő 1/3. e-mail: [email protected] Telefon: +3670-391-3022 Radnóczi László Földművelésügyi Minisztérium 1051 Budapest, Kossuth tér 11. e-mail: [email protected]

Török Dóra Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-688-7805

Solymosi Norbert Állatorvostudományi Egyetem, Állathigiéniai, Állomány-egészségtani és Állatorvosi Etológiai Tanszék 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected]

Vangel-Nagy Márton Állatorvostudományi Egyetem 1078 Budapest, István u. 2. e-mail: [email protected] Telefon: +3630-601-3530

35/37

JEGYZETEK

36/37

TÁMOGATÓINK

37/37