Új adatok a Dracocephalum fajok fitokémiai ismeretanyagához

Új adatok a Dracocephalum fajok fitokémiai ismeretanyagához Doktori értekezés

Kakasy András Zoltán Semmelweis Egyetem Gyógyszerésztudományok Doktori Iskola

Témavezető:

Dr. Lemberkovics Éva egyetemi tanár a kémiai tudomány kandidátusa

Hivatalos bírálók: Dr. Szabó László Gy. egyetemi tanár, D.Sc. Dr. Varga Erzsébet, egyetemi docens Szigorlati bizottság elnöke: Szigorlati bizottság tagjai:

Dr. Marton Sylvia egyetemi tanár Dr. Máthé Imre egyetemi tanár, D.Sc. Dr. Dános Béla egyetemi docens

1

Budapest 2006. TARTALOMJEGYZÉK TARTALOMJEGYZÉK ÖSSZEFOGLALÓ SUMMARY 1.

BEVEZETÉS...................................................................................................... 5

2.

CÉLKITŰZÉSEK............................................................................................... 7

3.

IRODALMI HÁTTÉR ....................................................................................... 9

3.1. 3.2. 3.2.1. 3.2.2. 3.2.3. 3.2.4. 3.2.5. 3.2.6. 3.3. 3.3.1. 3.3.1.1. 3.3.2. 3.3.3. 3.3.4. 3.3.2. 3.3.2.1. 3.3.2.2. 3.3.2.3. 3.3.2.4. 3.3.3. 3.4.

Rendszertani besorolás ....................................................................................... 9 Dracocephalum fajok előfordulása és farmakobotanikai jellemzése……........11 Dracocephalum moldavica ………………………………… ……………….11 Dracocephalum ruyschiana.............................................................................. 16 Dracocephalum austriacum ............................................................................. 17 Dracocephalum grandiflorum .......................................................................... 18 Dracocephalum renati...................................................................................... 19 Egyéb, a dolgozatban tárgyalásra kerülő Dracocephalum fajok...................... 20 A nemzetség fajaiban feltárt tartalmi anyagok és ezek élettani hatásai……….21 Terpenoidok...................................................................................................... 21 Illóolajok........................................................................................................... 21 Diterpének ........................................................................................................ 31 Triterpén karbonsavak: urzolsav és oleánolsav ................................................ 33 Fitoszterinek ..................................................................................................... 35 Fenoloidok........................................................................................................ 36 Fenolos karbonsavak ........................................................................................ 36 Flavonoidok...................................................................................................... 40 Antocianinok .................................................................................................... 43 Lignánok........................................................................................................... 46 Zsírosolajok ...................................................................................................... 47 A D. moldavica és egyéb Dracocephalum fajok felhasználása……………….49

4.

ANYAG ÉS MÓDSZER .................................................................................. 50

4.1. 4.1.1. 4.1.2. 4.2. 4.2.1. 4.2.2. 4.2.3.

Vizsgálati anyagok ........................................................................................... 50 Növényminták és termesztésük ........................................................................ 50 Vegyszerek ....................................................................................................... 52 Vizsgálati módszerek………………………………………………………….53 Mikroszkópos növényanatómiai vizsgálatok.................................................... 53 Drogok szárítási veszteségének meghatározása ............................................... 53 Extrakciós módszerek és mintaelőkészítési műveletek .................................... 54

2

4.2.3.1. 4.2.3.2. 4.2.3.3. 4.2.3.4. 4.2.3.5. 4.2.4. 4.2.4.1. 4.2.4.2. 4.2.4.3. 4.2.4.4. 4.2.4.5. 4.2.5.

Illóolajok vízgőzdesztillálása ........................................................................... 54 Szuperkritikus extrakció ................................................................................... 54 Oldószeres kivonás Soxhlet készülékben ......................................................... 55 Oszlopkromatográfiás módszer antociánban gazdag frakciók előállítására..... 56 Vizes kivonatok (teák) és alkoholos kivonatok (tinktúrák) előállítása............. 57 Analitikai vizsgálatok ....................................................................................... 58 Vékonyrétegkromatográfiás (VRK) és denzitometriás vizsgálatok ................. 58 Papír-elektroforézis .......................................................................................... 60 Gázkromatográfiás és gázkromatográfiás-tömegspektrometriás módszerek ... 60 Antocianidinek és anticianinok HPLC vizsgálata ............................................ 64 Spektroszkópiás módszerek alkalmazása fenoloidok értékmérésére ............... 64 D. moldavica illóolajának kemotaktikus aktivitása ........................................ 66

5. EREDMÉNYEK ÉS MEGVITATÁSUK .................................................................. 66 5.1. 5.2. 5.2.1. 5.2.1.1. 5.2.1.2. 5.2.1.3. 5.2.1.4. 5.2.1.5. 5.2.2. 5.3. 5.3.1. 5.3.2. 5.3.3. 5.3.4. 5.3.4.1. 5.3.4.2. 5.3.4.3. 5.3.4.4. 5.3.5.

Növényanatómiai vizsgálatok, különös tekintettel a trichómák és illóolajkiválasztó mirigyek szerkezetére................................................................. 66 Terpenoidok vizsgálata………………………………………………… …….71 Illóolajok vizsgálata.......................................................................................... 71 A D. moldavica illóolajának mennyiségi és összetételbeli változása............... 71 D. moldavica szuperkritikus extraktumainak, vízgőzdesztillátumának és oldószeres kivonatainak összehasonlító vizsgálata .......................................... 74 Dracocephalum moldavica illó terpenoidjainak kioldódás vizsgálata ............. 82 Egyéb Dracocephalum fajok (D. ruyschiana, D. grandiflorum, D. renati) illóolajtartalma és az illóolajok összetétele ...................................................... 83 Dracocephalum moldavica illóolajának kemotaktikus aktivitás vizsgálata..... 90 Az urzolsav és oleánolsav mennyiségi meghatározása különböző Dracocephalum fajokban és a D. moldavica különböző szerveiben................ 92 Fenoloidok vizsgálata…………………………………………………………94 Rozmaring- és kávésav mennyiségi meghatározása......................................... 94 D. moldavica össz-polifenol, flavonoid és cserzőanyag tartalmának változása98 Fenoloidok kioldódás vizsgálata .................................................................... 101 Antocianinok fitokémiai vizsgálata ................................................................ 103 Antocián-dús frakciók előállítása preparatív oszlopkromatográfiával és HPLC vizsgálatuk...................................................................................................... 103 Acilezett antocián-származékok vizsgálata papír-elektroforézissel ............... 107 Antocián-származékok savkomponensének kimutatása ................................ 108 Antocianinok cukorkomponenseinek kimutatása........................................... 109 Egyéb tartalmi anyagok kimutatása és mérése két Dracocephalum fajban (D. ruyschiana és D. moldavica) .......................................................................... 110

6. ÖSSZEFOGLALÁS ................................................................................................. 114 7. IRODALOMJEGYZÉK ........................................................................................... 117 8. SAJÁT KÖZLEMÉNYEK BIBILIOGRÁFIAI ADATAI....................................... 132 9. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS .................................................................................. 134

3

Doktori (Ph.D.) értekezés ÚJ ADATOK A DRACOCEPHALUM FAJOK FITOKÉMIAI ISMERETANYAGÁHOZ Készítette: Kakasy András Zoltán Témavezető: Dr. Lemberkovics Éva egyetemi tanár Semmelweis Egyetem, Gyógyszerésztudományi Kar, Farmakognózia Intézet ÖSSZEFOGLALÓ A sárkányfű (Dracocephalum) nemzetség fajaira vonatkozó újabb adatok terápiásan perspektivikus vegyületcsoportokkal kapcsolatosak (fenolkarbonsavak, citotoxikus flavonoidok, lignánok, trypanocid mono- és diterpének, triterpén karbonsavak). Indokoltnak tartottuk a vonatkozó irodalom összegzését és a meglévő ismeretanyag bővítését saját kutatási eredményekkel. A moldvai sárkányfű (D. moldavica L.), egy hazai honosságú reliktumfaj (D. ruyschiana L.) és hat további species (D. argunense Fisch. ex Link, D. bipinnatum Rupr., D. diversifolium Rupr., D. grandiflorum L., D. peregrinum L., D. renati Emb., D. rupestre Hance.) termesztett állományból származó mintáit vizsgáltuk. A D. renati Emb. illóolajában (0,5% v/m) linalil-acetátot, nerált, geraniált, karvont, βkariofillént, kariofillén-oxidot, biciklo-vetivenolt és metilkavikolt azonosítottunk. Főkomponense (65,7%) az M+ 150-es vegyület és a limonén (18,3%). A D. grandiflorum L. illóolajában (0,08%) βkariofillént, β-bourbonént, β-kubebént, aromadendrént, kariofillén-oxidot, metilkavikolt, anetolt és β-azaront mutattunk ki. A D. ruyschiana L. illóolajában (0,4%) a pinokámfon (43,6%) és az izopinokámfon (21,5%) mellett mircént, limonént, p-cimolt, β-pinént, β-kariofillént, kariofillénoxidot, β-kubebént, germakrén-D-t, elemolt és metilkavikolt azonosítottunk. A Lamiaceae család egyes fajaiban mért magas US/OS szinthez képest (>3% ill. 1,5 %) a vizsgált Dracocephalum fajokban kisebb értékeket mértük. Származékképzést követő GC módszerrel mért mennyiségük viszonylag magas a D. diversifolium Rupr. (0,81/0,25%), D. peregrinum L. (0,72/0,26%) és D. ruyschiana L. (0,67/0,24%) fajokban1. A D. moldavica L. herbájában a rozmaringsav (26,76 mg/g), a polifenolok, a cserzőanyag (11,2%) és a flavonoidok (0,5%) az egyedfejlődés korai szakaszában, a kávésav (0,5 mg/g) és az illóolaj (0,400,83% v/m) a teljes virágzás alatt halmozódik fel nagyobb mennyiségben. A moldvai sárkányfű virág-kivonatából oszlopkromatográfiával előállított antocián-dús frakcióban HPLC vizsgálattal delfinidint, cianidint és pelargonidint mutattunk ki. A D. moldavica L. és a D. ruyschiana L. virágdrogjából származékképzést követő GC-MS módszerrel alifás karbonsavakat (borostyánkősav, almasav, borkősav, citromsav); fenolkarbonsavakat és ezek észtereit (trimetoxibenzoesav, hidroxi-benzoesav, vanillinsav, klorogénsav, rozmaringsav, ferulasav 3,4-dihidroxifeniltejsav-észter); cukorsavakat és alkoholokat (levulinsav, arabitol, galakturonsav, inozitol); cukrokat (arabinóz, ramnóz, galaktóz, glükóz); zsírsavakat (palmitinsav, margarinsav, sztearinsav); flavon-aglikonokat (apigenin és luteolin); foszforsavat és tokoferolt azonosítottunk 2. A moldvai sárkányfű forrázatába főleg a polifenolok és a cserzőanyag, tinktúrájába az illóolaj oldódik ki nagyobb mértékben. A forrázatba a drog illóolajából főleg a geraniol, a tinktúrába a geranil-acetát oldódik át. Megállapítottuk, hogy a moldvai sárkányfű szuperkritikus állapotú CO2-al végzett kivonása során előbb az oxigéntartalmú monoterpének, majd a magasabb forráspontú – az illóolajban minor komponensként kimutatott – komponensek és egyéb, nem illó terpenoidok illetve zsírsavak oldódnak ki a növényi mátrixból3.

1

Janicsák, G., Veres, K., Kakasy, A., Máthé, I. (2006) Biochemical Systematics and Ecology, 34: 392-396. Kakasy, A., Füzfai, Zs., Kursinski, L., Molnár-Perl, I., Lemberkovics, É. (2006) Chromatographia 63: S17-S22 3 Kakasy, A., Lemberkovics, É., Simándi, B., Lelik, L., Héthelyi, É., Antal, I., Szőke, É. (2006) Flavour and Fragrance Journal 21: 598-603. 2

4

Ph.D. Thesis NEW PHYTOCHEMICAL DATA ON DRACOCEPHALUM SPECIES by András Zoltán Kakasy Supervised by Prof. Dr. Éva Lemberkovics Department of Pharmacognosy, Faculty of Pharmacy, Semmelweis University SUMMARY Most recent publications relating to Dracocephalum species have discussed the phytochemistry and pharmacology of non-volatile and volatile compounds with promising pharmacological effects, such as rosmarinic and caffeic acids, flavonoids with cytotoxic activity, or diterpenes with trypanocidal activity. The aim of our work was to contribute new results concerning the phytochemical characterization of some dragonhead species. We have studied samples of D. moldavica L., D. ruyschiana L., D. argunense Fisch. ex Link, D. bipinnatum Rupr., D. diversifolium Rupr., D. grandiflorum L., D. peregrinum L., D. renati Emb. and D. rupestre Hance., all cultivated by ourselves. In the essential oil of D. renati Emb. by means of GC and GC-MS we detected monoterpenes (limononene, carvone, neral, geranial and linalyl acetate), methyl chavicol and sesquiterpenes (βcaryophyllene, caryophyllene oxide and bicyclovetivenol). The essential oil of D. ruyschiana L. contains mainly pinocamphone and isopinocamphone and smaller amounts of sesquiterpenes (βcaryophyllene, caryophyllene oxide, β-cubebene, germacrene-D and elemol), β-pinene, myrcene, limonene, p-cymene and methyl chavicol. The essential oil of D. grandiflorum L. was found to contain mainly sesquiterpenes (aromadendrene, β-caryophyllene, caryophyllene oxide, β-cubebene and β-bourbonene) and carvacrol, together with smaller amounts of β-asarone and methyl chavicol. As compared with species belonging in the Lamiaceae family, in which ursolic and oleanolic acids were detected in higher amounts (exceeding 3% and 1.5%, respectively), in the dragonhead species we found only average quantities. Ursolic and oleanolic acids, measured by a GC method (after silylation) were found in relatively high quantities in D. diversifolium Rupr. (0.81/0.25%) and D. peregrinum L. (0.72/0.26%)1. The main anthocyanidins of the purified and hydrolysed extract of D. moldavica L. (investigated by HPLC analysis) proved to be delphinidin and cyaniding; pelargonidin was detected merely in traces. The GC-MS analysis of the constituents of the extracted matrix (before and after hydrolysis) of D. moldavica L. and D. ruyschiana L., in the form of their trimethylsilyl-(oxime) ether/ester derivatives led to the identification and quantification of more than 30 newly identified constituents, including sugars, sugar alcohols, flavonoids, and aliphatic and aromatic carboxylic acids, together with their esters2. Phenoloids, such as rosmarinic acid (26.76 mg/g), tannins (11.2%) and flavonoids (0.5%) accumulate in D. moldavica L. in the early stages of ontogeny. Higher quantity of caffeic acid (0.5 mg/g) and essential oil (0.40-0.83% v/m) were measured during flowering. An infusion prepared from Moldavian dragonhead herb contains large quantity of tannins and up to 20-30% of the phenolcarboxylic acids and flavonoids present in the herb. Alcohol, used as a solvent to prepare a tincture, dissolves primarily the essential oils of the herb. The main volatile terpenoid of the infusion is geraniol, while in the tincture geranyl acetate predominates. We have established, that during the process of extraction of Moldavian dragonhead herb by supercritical carbon dioxide, oxygenated monoterpenes are extracted at the beginning of the extraction process; less volatile components and fatty acids were extracted later3.

1

Janicsák, G., Veres, K., Kakasy, A., Máthé, I. (2006) Biochemical Systematics and Ecology, 34: 392-396. Kakasy, A., Füzfai, Zs., Kursinski, L., Molnár-Perl, I., Lemberkovics, É. (2006) Chromatographia 63: S17-S22 3 Kakasy, A., Lemberkovics, É., Simándi, B., Lelik, L., Héthelyi, É., Antal, I., Szőke, É. (2006) Flavour and Fragrance Journal 21: 598-603. 2

5

1. BEVEZETÉS

A Lamiaceae családba tartozó, mintegy 70 fajt számláló Dracocephalum (sárkányfű) nemzetség fajainak farmakognóziai vonatkozású, 2000 előtti szakirodalma viszonylag szegényes és elsősorban a gyógy- és fűszernövényként ismert moldvai sárkányfű (Dracocephalum moldavica L.) tartalmi anyagaival kapcsolatos. A moldvai sárkányfű térségünkben termesztett fajként honosodott meg. A ’70-es és ’80-as években erdélyi és magyarországi, majd később finnországi kutatók honosítási és nemesítési munkájának eredményeként a faj illóolaj-összetétele részletesen ismert, a faj egyéb tartalmi anyagait azonban eddig kevesen kutatták. A Kárpát-medencében a nemzetség két faja, az északi sárkányfű (Dracocephalum ruyschiana L.) és az osztrák, vagy déli sárkányfű (Dracocephalum austriacum L.) honos, mindkettő veszélyeztetett reliktumfaj. A modern analitikai módszerek elterjedésével és az új hatáshordozó vegyületcsoportok iránti

érdeklődés

és

ígény

felerősödésével

–

nemegyszer

népgyógyászati

megfigyelésekből kiindulva – eddig kevéssé vizsgált növényfajokra és hatóanyagaikra is felfigyeltek. Az utóbbi években egyes Dracocephalum fajokban feltárt ígéretes hatású vegyületek: fájdalomcsillapító hatású illóolaj-komponensek (Dracocephalum kotschyi Boiss.), trypanocid hatású icetexán- és spiro-oktahidroindén-vázas diterpének (D. komarovi Lipsky), triterpén karbonsavak, fenolkarbonsavak és citotoxikus metoxilált flavonoidok (Dracocephalum kotschyi Boiss.) kapcsán nagyszámú fitokémiai és klinikai hatástani közlemény látott napvilágot, mely egyben a nemzetség iránti érdeklődés fokozódását is tanúsítja. A Dracocephalum fajokkal kapcsolatos növénytani, fitokémiai és (etno)farmakológiai adatok felkutatása a meglévő ismeretek összegzésének szükségességéről és további fitokémiai kutatások elvégzésének időszerűségéről győzött meg.

6

2. CÉLKITŰZÉSEK Munkánk során célul tűztük ki lehetőleg nagyszámú Dracocephalum faj termesztését és a begyűjtött drogok széleskörű fitokémiai vizsgálatát. Magcsere egyezménnyel beszerzett

szaporítóanyagból

létrehozott

állományból,

illetve

botanikus

kerti

gyűjteményből származó drogokat vizsgáltunk. A szigorúan védett északi sárkányfű és a modell növényként választott moldvai sárkányfű mellett hat további fajt (D. argunense Fisch. ex Link, D. bipinnatum Rupr., D. diversifolium Rupr., D. grandiflorum L., D. peregrinum L., D. renati Emb., D. rupestre Hance.) vizsgálatát terveztük. Sajnálatos módon a D. austriacum L. termesztése nem járt sikerrel, így növényi anyag híján e fajt nem vizsgálhattuk. Célul tűztük ki néhány, eddig kevéssé tanulmányozott faj (D. ruyschiana L, D. grandiflorum L. és D. renati Emb.) illóolaj-összetételének GC és GC-MS vizsgálatát valamint a különböző extrakciós módszerek – klasszikus vízgőzdesztillálás, szerves oldószeres és fluid CO2-dal történő szuperkritikus extrakció – illóolaj összetételt és szelektivitást befolyásoló hatását. A szuperkritikus extrakcióhoz a baksai termesztésű moldvai sárkányfüvet használtuk. Célkitűzéseink között szerepelt néhány kiemelt tartalmi anyag/anyagcsoport (illóolaj, kávé- és rozmaringsav, össz-polifenol, cserzőanyag és össz-flavonoid) mennyiségi változásának követése az egyedfejlődés egyes szakaszaiban illetve a termőhely függvényében. Két triterpén karbonsav (urzol- és oleánolsav) és két fenolkarbonsav (kávé- és rozmaringsav) jelenlétének vizsgálatát valamint mennyiségi mérését is terveztük elvégezni nyolc fajban. Indokoltnak tűnt az utóbbi időkben hatástani szempontból különösen értékesnek tartott antocianinok tanulmányozása is. A vizsgálatokhoz szükséges volt részben saját fejlesztésű

és

a

(oszlopkromatográfiás

vizsgálati

anyag

sajátos

jellegéhez

VRK,

HPLC,

frakcionálás,

igazodó

módszerek

papír-elektroforézis,

származékképzést követő GC-MS) alkalmazása. Az utóbbi módszer alkalmasnak tűnt

7

egyéb tartalmi anyagok (cukrok, cukoralkoholok, alifás- és aromás karbonsavak, zsírsavak) kimutatására és mérésére. A különböző hatóanyagok kioldódási vizsgálatait is indokoltnak tartottuk elvégezni, hiszen egy gyógynövény felhasználásakor elsődleges fontosságú a belőle előállított fitoterápiás készítmény hatóanyag tartalma és összetétele. Indokoltnak tartottuk tehát a leggyakrabban alkalmazott kivonási eljárások ezirányú vizsgálatát. Mértük a modvai sárkányfű herbájából készült forrázat és a 80%-os alkohollal készült tinktúra illóolaj, kávésav, rozmaringsav, össz-polifenol, cserzőanyag és össz-flavonoid tartalmát valamint vizsgáltuk a kivonatok illóolajának összetételét is. Végezetül célul tűztük ki a moldvai sárkányfű illóolajának és fő illóolaj összetevőinek a Tetrahymena

pyriformis

ostoros

egysejtűre

hatásvizsgálatát.

8

gyakorolt

repellens/attraktáns

3. IRODALMI HÁTTÉR 3.1 Rendszertani besorolás A nemzetség latin neve, Dracocephalum, görög szavakból (δρακων [drákón]~sárkány és χεϕαλ [kéfálé]~fej) származtatható műszó, jelentése sárkányfej. A név a nemzetség legtöbb fajára jellemző virágszerkezetre utal. A szakirodalomban a Dracocephalum nemzetségnév leggyakoribb magyar megfelelője a sárkányfű, de ennek számos változata használatos. Jávorka magyar nemzetségnévként a pufóka és a méhfű elnevezést javasolta (Jávorka 1925).

A Magyar növénynevek szótára c. munka a sárkányfű,

pofóka, sárkányfej, sátánfű, törökméhfű neveket sorolja fel. A Priszter által szerkesztett magyar-latin növénynév-szógyűjteményben csak a sárkányfű (pofóka) nemzetségnév szerepel (Csapody és Priszter 1966; Priszter 1986). A Dracocephalum (sárkányfű) nemzetség mintegy 70 faja a Lamiidae alosztály Lamiales rendjének Lamiaceae családjához tartozó Nepetoideae alcsalád Mentheae törzsének tagja (1. táblázat). 1. táblázat A Dracocephalum nemzetség rendszertani besorolása Rangfokozat Subphyllum (altörzs) Classis (osztály) Subclassis (alosztály) Superordo (rendcsoport) Ordo (rend) Familia (család) Subfamilia (alcsalád) Tribus (törzs) Genus (nemzetség)

Angiospermatophytina Dicotyledonopsida Lamiidae Lamianae Lamiales Lamiaceae Nepetoideae Mentheae Dracocephalum (sárkányfű)

A Lamiaceae család rendszertani felosztását célzó munkák elsősorban Bentham 1876ban megjelent munkájára épülnek. Briquet 1895 és 1897 között a Bentham-féle felosztást némileg módosította: néhány rendszertani egységet további alegységekre osztott, másokat, például a Lamioideae törzset alcsalád rangra emelte. Erdtman (1945) a

9

pollen morfológiája alapján a családon belül két alcsaládot különített el: Lamiodieae és Nepetoideae. Cantino és Sanders szerint számos embriológiai, morfológiai és fitokémiai jellemző alátámasztja Erdtman taxonómiai felosztását (Cantino és Sanders 1986) (2. táblázat). 2.

táblázat Embriológiai és fitokémiai jellemzők a Lamioideae és Nepetoideae alcsaládokban

Embriológai/fitokémiai jellemző

Lamiaceae család Lamioideae alcsalád

pollen jellemzői illó terpenoidok mennyisége rozmaringsav jelenléte iridoid glikozidok jelenléte linolénsav mennyisége a zsírosolajban Puccinia menthae

2 sejtű; 3, (4) kolpát 95 vizsgált nemz.-ből 92-ben alacsony 14 vizsgált nemz.-ből 9-ben nem jellemző 25 vizsgált nemz.-ből 25-ben jellemző 37 vizsgált nemz.-ből 33-ban + <30% 25 vizsgált nemz.-ből 23-ban ritkán támadja meg 2 nemzetségnél jelezték

Nepetoideae alcsalád 3 sejtű, 6, (8, 10, 12) kolpát 149 vizsgált nemz.-ből 142-ben magas 44 vizsgált nemz.-ből 44-ben jellemző 36 vizsgált nemz.-ből 32-ben + nem jellemző 56 vizsgált nemz.-ből 55-ben >40% 34 vizsgált nemz.-ből 29-ben gyakran megtámadja 21 nemzetségnél jelezték

Wunderlich rendszertani beosztása (1967) a pollen, a pete, az embriózsák és a mag alaktani sajátosságait tartja szem előtt. Cantino, Harley és Wagstaff a Lamiaceae és a Verbenaceae család képviselőinek 85 morfológiai sajátosságát feldolgozó számítógépes cluster-analízis eredményei alapján megállapította, hogy a Lamiaceae család 8 alcsaládot

ölel

fel:

Ajugoideae,

Chloanthoideae,

Lamioideae,

Nepetoideae,

Pogostemonoideae, Scutellarioideae, Teucrioideae és Viticoideae. Rendszerüket CHWosztályozás néven emlegeti a szakirodalom. Ez az osztályozás a Dracocephalum nemzetséget a Lamioideae alcsalád 72 nemzetséget számláló Mentheae törzsébe sorolja (Cantino 1992, Pedersen 2000). A Dracocephalum nemzetség rendszertanát feldolgozó munkájában Budancev 73 sárkányfű-fajt rendszerezett (Budancev 1987a; 1987b). A Flora Europea a Dracocephalum nemzetség 5 faját (D. nutans L.1, D. thymiflorum L., D. ruyschiana L., D. austriacum L., D. moldavica L.) sorolja fel (Tutin és mtsai 1972). Az 1925-ben kiadott Magyar Flóra című munkájában Jávorka 3 Dracocephalum fajt (D. austriacum, D. ruyschiana és D. moldavica) írt le (Jávorka 1925). Soó a Dracocephalum nemzetség magyarországi képviselőiként a D. austriacum és a D. 1 A továbbiakban a fajok leíróinak név-rövidítését csak a növénynév szövegben való első előfordulásának alkalmával tüntetjük fel.

10

ruyschiana fajokat írta le és itt tárgyalta a moldvai sárkányfüvet is. (Soó 1968). Az Iconographia Florae Partis Austro-Orientalis Europae Centralis c. műben a D. austriacum, a D. ruyschiana és a D. moldavica fajok szerepelnek (Jávorka és Csapody 1975). A Román Flóra a D. ruyschiana, és D. austriacum őshonos fajként, a D. thymiflorum és D. moldavica meghonosodottként jellemzi (Săvulescu 1965). 3.2

Dracocephalum fajok előfordulása és farmakobotanikai jellemzése

3.2.1 Dracocephalum moldavica A moldvai sárkányfüvet 1561-ben Gesner Melissa aut Cedronella néven írta le, Cemerarius munkájában Melissa moldavica néven jelenik meg, Tabernaemontanus Melissa

turcica-nak

nevezte

el.

Ritkábban

használt

magyar

népi

neve:

spanyol/moldvai/török melissza; moldvai/idegen/ török méhfű; moldvai pofóka; kerti sárkányfej, oláh méhfű, sárkányfa (Borza 1968); sárkányfő (Rácz és mtsai 1984); kerti sárkányfű (Csedő és mtsai 1980); moldvai (kerti) sárkányfű (pofóka).

Idegen

nyelveken: angolul moldavian dragonhead; franciául mélisse turque, mélisse de Moldavie; németül Drachenkopf, Türkischer Drachenkpof, Türkische Melisse; oroszul zmjegolovnyik, matocsinyik; lengyelül pszczelnik mołdawski; románul mătăciune, roiniţă (Borza 1968). A Himalája vidékén, Dél-Szibériában őshonos faj. Élőhelye: száraz domboldalak, köves folyópartok, 200-2700 m magasságig. Észak-kelet Kínában, Tibetben, Közép-Ázsiában, Kis-Ázsiában, Oroszország európai részének keleti, északi, déli és délnyugati területein, továbbá Lengyelországban vadon is előfordul. Közép- és Kelet-Európában valamint Észak-Amerikában jövevényfaj és termesztett növény (Săvulescu 1965). A moldvai sárkányfű régóta használt és helyenként termesztett gyógy- és fűszernövény, így feltételezhető, hogy természetes élőhelyeiről emberi beavatkozás révén terjedt (Budancev és Savarda 1986a). Magyarország területén Debrecen mellett, Erdélyben Borsán és Aranyosgerend környékén találtak elvadult állományokat (Soó 1968, Săvulescu 1965). Virágszín (kék és fehér) alapján a faj két formája ismeretes: D. moldavica forma flora coerulea Hort. és D. moldavica forma flora alba Hort.

11

A moldvai sárkányfű termesztett növényként került a XVI. században Közép- és Nyugat-Európába, később az amerikai kontinensre. Magyarország éghajlati és talajadottságai mellett mindenhol termeszthető. Egyedfejlődése a csíranövények megjelenésétől a virágzás kezdetéig átlagosan 2 hónap, a virágzás időtartama 45-50 nap, a magérés a virágzás kezdetétől számított 30. napon kezdődik. A növény fényigénye nagy, a talaj iránt kevésbé igényes, száraz, homokos területeken is megél, de megfelelően csak jó szerkezetű, tápdús talajon fejlődik. Nem melegigényes növény, a csíranövények és a kifejlett növények a tartós hideget is jól elviselik, de virágzáskor a növény fény- és hőigénye fokozódik. Vízigénye közepes. A vegetáció első szakaszában az erőteljes hajtásnövekedés ideje alatt és bimbózáskor érzékeny a megfelelő vízellátottságra. Pangó nedvesség gyorsan károsítja az állományt. A közvetlen istállótrágyázást nem bírja. A foszfor- és káliumtartalmú műtrágyát két részeben (ősszel talajműveléskor illetve tavasszal) kell bedolgozni a talajba; nitrogéntartalmú műtrágya kijuttatását tavasszal kell elvégezni. Optimális a március végi vagy április eleji vetés, így a kelési idő 12-15 nap. Korai vetés esetén a kelés hosszabb és a virágzási idő két hetet késik. A vetésmélység 2-3 cm, a sortávolság 60-70 cm, a vetőmagszükséglet 6-8 kg/ha. Ápolási munkák: 3-4 gépi és 1-2 kézi kapálás. Az első kapáláskor 10-15 cm tőtávolságra ritkítják a sorokat. Az állomány egy sorközkapálással és esetleg gyomirtó szer alkalmazásával gyommentesen tartható (Csedő és mtsai 1980, Crăciun és mtsai 1977, Halász-Zelnik 1999). Konzumtea készítésére alkalmas drog nyerhető virágos zsenge hajtásvégből, amelyet a virágzás kezdetén kell gyűjteni. Herba előállítására a növényi anyagot július második felében, teljes virágzás ideje alatt gyűjtik. A begyűjtést célszerű reggel, a harmat felszáradása után végezni. Szárításra nem érzékeny. A hervasztott növény árnyékban vagy mesterségesen (kezdetben 35-40°C-on majd 20-30°C-on) szárítható. Napfény hatására a drog illóolajtartalmának akár 1/3-át is elveszítheti. Hektáronként 3-4 t herba állítható elő. Más adatok szerint a hozam 10 t friss herba/ha illetve 2 t száraz herba/ha (Rácz és mtsai 1992). Szárítás után a leveles hajtásokat morzsolják, rostálják. A drog minőségére vonatkozó előírásokat a MSz 19280-1988 tartalmazta a 2001-es visszavonásig. Illóolaj előállítására a növényi anyagot a teljes virágzás végén kell betakarítani, amikor a virágzat alsó harmadán a zöld magvak kifejlődtek. A levágott anyagot célszerű még a

12

begyűjtés napján feldolgozni. A másodtermés az első betakarítást követő 45. napon gyűjthető. A vetőmag betakarítását augusztus elején vagy közepén kell elvégezni, amikor a virágzat/magszár alsó harmadán a termések beértek. A termés folyamatosan érik, pergésre közepesen hajlamos. Esetenként a mag utószárításáról kell gondoskodni. Hozam: 0,5-1 t/ha. A Helsinki Egyetemen 17, illóolajat termelő gyógynövényfaj termesztési lehetőségét vizsgálták Közép-Finnországban. A moldvai sárkányfű igen jól termeszthető Finnországban is, mert tenyészideje rövid (Schantz és mtsai 1987). Galambosi és munkatársai Finnországban vizsgálták a Ca(NO3)2-os műtrágyázásnak a növekedésre és zöldtömeg-termelésre gyakorolt hatását és a nitrát felhalmozódását a növény szöveteiben. A nitrogéntartalmú műtrágya alkalmazása megnöveli a növények magasságát, zöldtömegét és a felhalmozott nitrát mennységét. Legmagasabb zöldtömeget a 45 kg/ha műtrágyával kezelt, palántáról nevelt állományról teljes virágzás alatt gyűjtött növényi anyagnál mértek. A felhalmozott nitrát mennyisége a kijuttatott műtrágya mennyiségével arányosan nő. A nitrát-felvétel a vegetációs periódus elején és közepén a legerőteljesebb. A legtöbb nitrát a levelekben halmozódik fel. Zöldségnövények nitrát-felhalmozó képességéhez hasonlítva a sárkányfűnél mért értékek magasak (270-2129 mg nitrát/kg zöldtömeg). Enyhe hatású gyógynövényből 200 ml tea készítéséhez hozzávetőleg 5 g drogot használunk, így a szervezetbe jutó nitrát mennyisége a növény magas nitrát-felhalmozó képessége ellenére sem számottevő (Galambosi és Holm 1989a). Galambosi és mtsai szerint a direkt vetésű állomány magasabb egyedsűrűsége erőteljesebb hosszanti növekedésre készteti az egyes növényeket, a palántázott állományoknál a nagyobb tőtávolság következtében a tövek elágazóbbak, emiatt biomassza-termelésük magasabb. Ugyancsak a bokrosodás következtében több a virágot hordozó elágazások száma, így egységnyi zöldtömegre vonatkoztatva a virágszövet aránya magasabb, ami az illóolaj összetételét kedvezően befolyásolja (Galambosi és mtsai 1989a). Halász-Zelnik és mtsai Magyarországon végzett kísérletük során nem találtak figyelemreméltó különbséget a két szaporítási eljárás hozama között (Halász-Zelnik 1988). Tekintve, hogy a magyarországi nyár többnyire meleg és száraz, az átültetés

13

visszavetheti a növény fejlődését és a kisebb és szabályos egyedsűrűségből adódó előny (ami a palántázást indokolná) nem mindig érvényesül. A finnországi kutatócsoport szerint a korai vetés és a fóliás talajtakarás növeli a kultúrák hozamát. Vizsgálataik szerint az ideális műtrágyamennyiség 30 kg/ha. A műtrágyázás az egységnyi termőterületen termeszthető növényi anyag mennyisége révén befolyásolja az illóolaj-hozamot, de ez csak megfelelően időzített műtrágyázással érhető el (Galambosi és mtsai 1989b). A Dracocephalum moldavica makromorfológiai és mikroszkópos jellemzése Egyéves lágyszárú növény. Gyökere karószerű, erősen elágazó, kb. 20 cm hosszú. Földfeletti hajtása 60-120 cm magas, dúsan elágazó. Szára négyszögletes, lágy, a tenyészidő végére alul elfásodik és antociánosan lilára színeződik. Oldalhajtásainak száma 7-9, de másod- és harmadrendű elágazásokat is fejleszthet, amelyek gyakran túlnövik a főhajtást. Levelei keresztben átellenesek, nyelesek, felül ülők, hosszúkásan tojásdadok vagy lándzsásak, szélükön mélyen fűrészesek. A levéllemez 17-28 mm hosszú, 9-16 mm széles.

1. ábra Dracocephalum moldavica habitusképe (Forrás: http://www.henriettesherbal.com/pictures)

A hosszúkás murvalevelek hónaljában lévő végálló virágzata öt-hat álörvből összetett füzér. A csészelevél gyengén szőrös, ötfogú, harang alakú. A kékeslila vagy fehér párta

14

forrt és kétajkú, felső ajka boltozatos, a torok tág üregű. Nagy mennyiségben választ ki nektárt, mely a magas pártacsőben meggyűlve a méhek számára hozzáférhető. Kétfőporzós, a portokok kopaszak. A virágzás júniusban kezdődik és 45-50 napig tart. Termése négy, 2,4-2,8 mm hosszú szürkésbarna, finoman érdes makkocska. Ezermagtömege 1,7-2,1 g. Kubiak a moldvai sárkányfű mikroszkópos vizsgálatával a növény különböző testtájain 10 fedő- és 6 mirigyszőr-típust különített el és leírta a növény fontosabb mikroszkópos jellemzőit (Kubiak 1959). Telepova és mtsai a moldvai sárkányfű levélfelszínének elektronmikroszkópos vizsgálatával 1-5 sejtből álló fedőszőröket, nyeles mirigyszőröket és fejes mirigyszőröket különítettek el. A teljes levélfelszínen - kivéve az levélerek és a levélélek felszínét – megtalálhatók a mirigyképletek. A nyeles mirigyszőrök az abaxiális, a fejes mirigyszőrök inkább az adaxiális levélfelszínen helyezkednek el. A fejes mirigyszőrök mérete a hét vizsgált fajnál közel azonos, a nyeles mirigyszőröké eltérő: a moldvai sárkányfűnél méretük 90-100 μm, a D. grandiflorum levelein 65 μm. A fedőszőrök 1-5, azonos alakú sejtből; más típusuk 1-5 sejtből álló nyélből és egyetlen, kb. 10 μm átmérőjű feji sejtből állnak. A mirigyszőrök három részből tevődnek össze: ¾ a fejes mirigyszőrök esetén az alapi sejt kiemelkedik a levél felszínéből, a nyeles mirigyszőröknél a levélfelszín egy kis mélyedésében helyezkedik el ¾ 1-5 sejtből álló nyél: a fejlett fejes mirigyszőröknél ez 1 sejtből, a nyeles mirigyszőrök esetében egymás felett helyezkednek el ¾ többsejtű fej: a fejes mirigyszőröknél 2-4 sejtből áll, a nyeles mirigyszőröknél 14-20 sejtből, melyek közül 4 mindig központi elhelyezkedésű, 10-16 további sejt periférikus helyzetű. A vizsgált fajok közül csupán a D. foetidum Bunge fejes mirigyszőrének kiválasztó sejtjeiben

találtak

terpének

bioszintézisére

utaló

elektrodenz

anyaggal

telt

vakuólumokat. Itt a terpének valószínűleg a hialoplazmában termelődnek és az endoplazmatikus retikulum (ER) révén szállítódnak a vakuólumba. A moldvai sárkányfű

nyeles

mirigyszőreinek

feji

sejtjében

zajló

terpén-bioszintézis

a

leukoplasztiszokhoz kapcsolódó tubuláris ER jelenlétéhez köthető. Valószínű, hogy a terpének bioszintézise a leukoplasztiszokban zajlik, az ER a terpének oxidációjában és a végtermék szubkutikuláris résbe történő eljuttatásában játszik szerepet. A kiválasztott

15

terpének exocitózissal jutnak ki a sejtből a szubkutikuláris üregbe. A szekrétum egy része a sejten belül, a vakuólumokban marad. A kiválasztott anyag a sejtfalhoz tapadó apró cseppecskék formájában jelenik meg, később a cseppecskék mérete megnő és kitölti a szubkutikuláris üreget (Telepova 1992, Savarda és mtsai 1990). 3.2.2. Dracocephalum ruyschiana A Dracocephalum ruyschina fajt (északi sárkányfű, északi pofóka) 1577-ben írták le először Horminium tenuifolium néven. Hermann Boerhave (1668-1738) németalföldi orvostanár, vegyész és botanikus nevezte el a fajt Frederik Ruysch amszterdami orvostanár tiszteletére D. ruyschiana-nak. Euroszibériai faj, Közép-Európa magas hegyvidékein él. Hidegkedvelő, glaciálisposztglaciális reliktum. Keleti elterjedési területén a faj nem veszélyeztetett. (Rakonczay 1990). Fő állománya Kelet-Európában és Közép-Európa területein él, nyugatra Norvégiáig illetve a Pireneusok vidékéig fordul elő szórványosan (Tutin és mtsai 1972). Soó harmadkori és a korábbi, interglaciális korszakából visszamaradt fajnak tekinti az északi sárkányfüvet, erdélyi élőhelyeként Csíkgyimest és a Vereskőt jelöli meg (Soó 1940). A Román Flóra a faj következő élőhelyeit sorolja fel Erdélyben: Naszód, Vereskő, Gyimes (Săvulescu 1965). Töböralji szőrfűgyepek növénytársulásának tagja (Festuco ovinae - Nardetum strictae). Ez a növénytársulás az Északi-középhegység (Zempléni-hg., Börzsöny) és a Dunántúl (Vas-Zala) csapadékos bükköseiben, mély, kilúgozódó, savanyú talajon jött létre. Magyarországi élőhelye a hegyi kaszálórét. A faj kismezői (Bükk) előfordulása a Vörös Könyv szerzői szerint kérdéses (Rakonczay 1990). A ‘70-es években Nagymezőn legeltetés következtében 4 tőre fogyatkozott az északi sárkányfű magyarországi állománya. A terület bekerítése után a védett növények, köztük az északi sárkányfű is újra szaporodni kezdett. Ma Magyarországon Nagy- és Kismező hegyi kaszálórétjein (Bükki Nemzeti Park) található a faj 30-40, vadon élő példánya (2. ábra) (Láng 2002). Fokozottan védett faj, eszmei értéke 30 000 Ft. Az eredeti élőhelyről származó törzsállománnyal rendelkezik a MTA Ökológiai és Botanikai Kutatóintézete (Vácrátót) és az ELTE budapesti botanikus kertje.

16

2. ábra A Dracocephalum ruyschiana természetes élőhelyén (forrás: www.terra.hu)

A növény 20-40 (60 cm) cm magas. A szár kopasz vagy aprópelyhes. Ép szélű levelei szálkás-lándzsásak, a meddő levélhónalji hajtásokon lévők keskenyebbek, nem szálkás csúcsúak. Virágzata tömött, hosszúkás, végálló álörvös füzér. A csésze szőrös, megnyúlt harang alakú, néha ibolyás színű, 8-11 mm hosszú. A legfelső csészefog tojásdad, az alsó fogaknál másfél - kétszer szélesebb, az alsó négy fog keskeny, lándzsás. A párta 1,7-2,8 cm hosszú, kékes-ibolya vagy fehér. A portok szőrös. Július augusztusban virágzik. 3.2.3. Dracocephalum austriacum A Dracocephalum austriacum (déli sárkányfű, sallangos pofóka, osztrák/sallangos sárkányfű, osztrák pofóka) fitokémiai vizsgálatára a termesztés sikertelensége miatt sajnos nem került sor, ismertetése e helyen magyarországi őshonossága és reliktumjellege miatt mégis indokoltnak tűnik. Reliktum jellegű hegyvidéki faj, szétszórtan élő állománya folyamatos hanyatlásban van (Soó 1968). Élőhelye délkelet Európa, de areája nyugaton délkelet Franciaországig, keleten Ukrajnáig terjed. Mész- és melegkedvelő növény. Nyílt mészkő-sziklagyep társulás (Diantho-Seslerietum) tagja. 1965-ben közölt adatok szerint Erdélyben a faj a Tordai hasadék, a Torockói havasok, a Torda melletti erdő területén, mészköves helyeken él (Săvulescu 1965). Magyarország területén ma már csak az Aggteleki

17

Nemzeti Park területén lévő fokozottan védett jósvafői Nagyoldalon fordul elő (Láng 2002). Fokozottan védett, eszmei értéke 50000 Ft. A Nemzetközi Természetvédelmi Unió

európai

vörös

listája

szerint

veszélyeztetett

világállományú

növény.

Törzsanyaggal rendelkezik több európai botanikus kert. Az osztrák sárkányfű 30 cm magas, szára pelyhes-gyapjas. Felső levelei 3-7 szálas, ép szélű sallangokra szeldeltek, a sallangok szálkás csúcsúak. Az alsó levelek és a levélhónalji hajtások levelei épek. Virágzata rövid, végálló álörvös füzér. Virágai sötét ibolyaszínűek, 4-5 cm hosszúak. A párta felső ajka domború, boltozatos, alul torokszerűen kitágult. Az alsó ajkak kisebbek, 4 fogúak. 3.2.4. Dracocephalum grandiflorum (syn. D. altaiense Laxm.) A Dracocephalum grandiflorum Észak-kelet- és Közép-Ázsia hegyvidékein honos (Mongólia, Kína - Xinjiang, Kazahsztán, Kirgizisztán, Oroszország Altáj-hegység, Tadzsikisztán).

3. ábra Dracocephalum grandiflorum természetes élőhelyén: Altáj hegység, Dzsungária (forrás: http://pisum.bionet.nsc.ru/kosterin/plants) Évelő. Szára 15-26 cm, nem elágazó, sűrűn pelyhes, alul kopasz. Alsó, nyeles levelei 2,5-6 cm hosszúak, ritkásan bozontosak; hosszúkás-kerülékesek vagy tojásdadok (1,84,8×1,4-3,6 cm), válluk szív alakú, csipkés szélűek, csúcsuk tompa. A szár középső

18

részén lévő levelek hosszú nyelűek (4-7 cm hosszú); jobbára tojásdadok, 2,2-3,2 cm hosszúak, pelyhesek, válluk szív alakú, nyélbekeskenyedő, szélük csipkés-fűrészes, néha fűrészes. Álörvös virágzatán a murvalevelek keskeny lándzsásak - visszás tojásdadok (kb. 1,5 × 1,2 cm), szélük rojtos, csúcsuk hegyes-kihegyezett tüskeszerű, a tüskék 2-3 mm hosszúak. A csészefogak csúcsa lilás, 1,5-2 cm hosszú, bozontos, aranylóan mirigyes. A felső ajak középső csészefoga hosszúkás, kb. másfélszer szélesebb az oldalsó csészefogaknál, tompa, kb. 0, 5 cm-es tüskében végződő csúccsal. A felső ajak oldalsó csészefogai lándzsásak, hegyes csúcsúak; az alsó ajak kétfogúak a csészelevél töve felé, a csészefogak keskenyebbek, mint a felső ajak oldalsó csészefogai. A párta kék, mérete 3-4 × 1-1,2 cm, kívül bozontos, az alsó ajak felfújt, alul sötéten pettyezett, fehéren szőrös. Július – Augusztusban virágzik. 3.2.5. Dracocephalum renati Emb. (syn. D. mairei Emb) Észak-afrikai (Marokkó) honosságú, szárazságtűrő faj. Az Atlasz hegység köveskavicsos lejtőin őshonos. 25 cm magas évelő, kellemes illatú cserje. Főgyökér-rendszere kevéssé elágazó. Hosszúkás-tojásdad levelei kb. 25 mm hosszúak, kb. 10 mm szélesek, ép szélűek, molyhosak. A murvalevelek szálkásan fogasak. Pártája forrt, hófehér színű, kb. 35 mm hosszú. Termése barnás-fekete makkocska.

4. ábra Dracocephalum renati

19

3.2.6. Egyéb, a dolgozatban tárgyalásra kerülő Dracocephalum fajok Dracocephalum argunense Fisch. ex Link Távol-keleti honosságú faj (Kelet-Kína, Korea), füves lejtőkön, homokos és füves folyópartokon, bozótosokban fordul elő 800 m-es tengerszint feletti magasságig. 35-57 cm magas, hajtásai a tőnél csupaszak, szórtan aprópelyhesek a csúcs fele. A levélnyél hossza a levéllemez hosszának 1/4 -1/3-a, a hajtástengely csúcsán lévő levelek ülők. Az alsó levelek hosszúkás-lándzsásak (2,2-4 × 0,5-0,6 cm); a felsők nyelesek, lándzsás-szálasak (4,5-6,8 × 0,3-0,6 cm), válluk ék alakú, csúcsuk tompa. Hónaljlevelei lándzsásak vagy tojásdad-lándzsásak; murvalevelei zöldek, kerülékesek vagy lapockásvisszás tojásdadok, 7-12 mm hosszúak, csúcsuk hegyes, pillás. Virágai 2-4 álörvbe rendeződnek. A csészelevél 1,4-1,8 cm hosszú, tövénél apró szőröktől szűrűn szőrös, a csúcs felé kopasz. A felső ajak oldalsó csészefogai lándzsásak, a középső csészefog lándzsás-tojásdad, szélesebb; az alsó ajak csészefogai lándzsásak, csúcsuk felé hegyesek és lilásak. A párta kékes bíborszínű, 3,3-4 cm hosszú, pelyhes. Július – augusztusban virágzik. Dracocephalum bipinnatum Rupr. Nyugat-Kína, Közép-India és Közép-Ázsia (Kazahsztán, Kirgizisztán, Tadzsikisztán) magas hegyvidéki területein (1900-2600 m) sziklás hasadékokban, füves területeken, domboldalakon, morénákon és félsivatagos területeken) honos. Rizómája 5-10 mm átmérőjű. Szára 15-30 cm, pelyhes, a hajtás csúcsán sűrűn pelyhes. A szárlevelek szárnyasan karéjosak - szárnyasan szeldeltek. A levéllemez lándzsástojásdad (kb. 1,5-2,5 × 0,7-1,2 cm), az erek mentén pelyhes, válla nyélbekeskenyedő, csúcsa tompa. Álörvös virágzatán 2-4 virág szerveződik. Murvalevelei visszástojásdadok vagy kerülékesek, 4-8 mm hosszúak, pelyhesek, válluk nyélbekeskenyedő, szélük rojtos, oldalanként 2-4 fogú fűrészes, a fogak csúcsa 1-2 mm hosszú tüskében végződik. A csésze kb. 1,4-1,7 cm hosszú, pelyhes, rojtos, aranylóan mirigyes, hosszának feléig kétajkú. A felső ajak csészefogai az ajak hosszának negyedéigharmadáig terjednek, a fogak szélesen tojásdadok, csaknem azonos szélességűek, csúcsuk kb. 0,8 mm hosszú tüskében végződik. Az alsó ajak csészefogai széles-

20

lándzsásak, csúcsuk tüskés. A párta kékes-bíborszínű, 3-3,8 cm hosszú, pelyhes. Virágzás ideje: augusztus-szeptember. Dracocepahlum diversifolium Rupr. A Tien-San és az Altáj vidékén honos faj. Dracocephalum rupestre Hance Távol-keleten, Kína középső és keleti részén honos. Élőhelye a napos kaszálórét (7003100 m). Évelő. Szára 15-42 cm, felálló, nem elágazó, ritkásan pelyhes, alul kopasz. Alsó levelei megmaradnak a virágzást követően is. Az alsó levelek levélnyele 3-15 cm hosszú, bozontos; a levéllemez háromszögű-tojásdad (1,4-5,5 × 1,2-4,5 cm). A szár középső részén lévő levelek nyele kb. 2-6 cm hosszú, a levéllemez (2,2-3,5 cm) ritkásan bozontos, válla szív alakú, széle csipkés-fűrészes, csúcsa tompa. Álörvös virágzatán a levelek redukáltak, ülők vagy 4-8 mm széles lapátszerű nyélen ülők. A murvalevelek lándzsásak-visszás tojásdadok (kb. 0,7×1,6 cm), szélük pelyhes-rojtos, 2-6 tüskére (2 mm) végződően fűrészesek. A csésze lilás, 2–2,4 cm hosszú, rojtos, hosszának 2/5-ig kétajkú. A felső ajak röviden hegyes-kihegyezett középső csészefoga kétszer olyan széles, mint a lándzsás alakú szélsők. Az alsó ajak csészefogai keskeny - lándzsásak. A párta kékes-bíbor, 3,8-4 × 1-1,2 cm hosszú, pelyhes, az alsó ajak középső cimpája rövidebb.

3.3. A nemzetség fajaiban feltárt tartalmi anyagok és ezek élettani hatása 3.3.1. Terpenoidok 3.3.1.1. Illóolajok A Dracocephalum moldavica illóolajának összetétele és az összetételt befolyásoló tényezők ismertetése A moldvai sárkányfű elsősorban illóolaj-tartalmú gyógynövényként ismert. A fajjal kapcsolatos szakirodalom túlnyomó része illóolajával kapcsolatos. A GildemeisterHoffmann illóolaj-monográfia szerint a hajdani Szovjetunió különböző területein gyűjtött moldvai sárkányfűből vízgőzdesztillálással 0,01-0,17% illóolajat pároltak,

21

amelyben 30% geraniolt, 7% nerolt, 25% citrált, 0,23% timolt, limonén és egy monociklikus szeszkviterpént mutattak ki (Gildemeister és Hoffmann 1961). Holm és munkatársai Finnországban termesztett, virágzás ideje alatt gyűjtött moldvai sárkányfű illóolajának összetételét vizsgálták. A szerzők az illóolaj 57 összetevőjét azonosították. Nyolc további komponenst sikerült elkülöníteniük, ezek közül 5 oxigéntartalmú monoterpént, 2 oxigéntartalmú szeszkviterpént, 1 szénhidrogént és 3 ismeretlen szerkezetű vegyületet. Az illóolajban korábban leírt kar-3-ént, terpinolént, citronellolt, borneolt, citronellált és nerolidolt nem sikerült kimutatniuk, ellenben igazolták a citronellol dehidrogénezett izomerjének (7-metil-3-metilén okt-6-en-1-ol és 3,7dimetilokta-3,6-dien-1-ol) jelenlétét. Nyomokban (<0,1%) kimutatott komponensek: αtujén; α-pinén; kámfén; β-pinén; mircén; E-β-ocimén; γ-terpinén; oktán-3-on; 2,6dimetilhept-5-enal; 3-(4-metilpent-3-enil) furán; 2-acetil-5-metilfurán; α-terpineol; 3,7dimetilokta-3,6-dien-1-ol; timol; egy szeszkviterpén alkohol (Holm és mtsai 1988b). 3. táblázat Moldvai sárkányfű illóolajának összetétele (Holm és mtsai 1988b)

Összetevő limonén Z-β-ocimén 6-metilhept-5-en-2-on okt-1-en-3-il acetát oktán-3-ol Z-linalool oxid okt-1-en-3-ol nerol oxid α-kubebén β-bourbonén terpénalkohol terpénalkohol β-kariofillén fenilacetaldehid nerál germakrén D geraniál geranil-acetát nerol damaszcenon 1

Ret. Index1

Ret. Index

OV-315 oszlopon

OV-101 oszlopon

1192

1025

1332 1376 1387 1432 1444 1463 1484 1506 1541 1506 1584 1630 1676 1698 1729 1765 1790 1807

968 1093 1062 968

1394 1144 1162 1431 1010 1225 1488 1255 1369 1209

a retenciós index vonatkozásában a szerzők részben irodalmi adatokat idéznek

22

%-os arány 0,1 0,1 0,9 0,1 0,1 0,1 0,3 0,1 0,3 0,1 0,7 0,8 0,1 0,2 19,7 0,7 28,6 37,8 0,7 0,1

geraniol β-ionon karifillén-oxid metileugenol spatulenol eugenol karvakrol

1841 1921 1961 1983 2102 2143 2191

1246 1474 1585 1577 1283

6,5 0,1 0,3 0,1 0,2 0,2 0,1

Venskutonis és mtsai a moldvai sárkányfű illóolajában a következő komponensekeket mutatták ki: 6-metil-5-hepten-2-on,

1-okten-3-ol, mircén, (E)-szabinén hidrát, (Z)-

linalol-oxid, (E)-linalol-oxid, 2,3,6-trimetil anizol, linalool, (E)-fotocitrál, 2-(2’,3’epoxi-3’-metil-butil)-3-metil furán, mentol, α-ciklocitrál, metil-szalicilát, esztragol, nerál 14,95% (1014,0 mg/kg száraz drog), geraniol 12,02% (932,9 mg/kg), geraniál 21,39% (1413,7 mg/kg), neril-acetát 2,53 (228,8 mg/kg), geranil-acetát 36,21% (3177,9 mg/kg), α-kopaén, kar-3-en-2-on, β-kariofillén, α-humulén, germakrén-D, germakrénB, elemicin, spatulenol, kariofillén-oxid, fitol. Nyomnyi mennyiségben kimutatott új összetevők: (E)-2-hexenal; (Z)-3-hexenol; 2karén; α-terpinén; cineol; kámfor; 4-terpineol; (Z)-dihidrokarvon; citronellil-formiát; neril-formiát;

metil-geranát;

β-gurjunén;

6,10-dimetil-5,9-undekadién-2-on;

aromadendrén; α-kadinén; (E,E)- α-farnezén; γ-kadinén; 1-metiloktil butanoát; citronellil észter; α-kadinol; (E,E)-farnezol; 6,10,14-trimetil-2-pentadekanon; 6,10,14trimetil-5,9,13-pentadekatrién-2-on (elúciós sorrendben). Nyomnyi mennyiségben kimutatott egyéb, nem újonnan leírt komponensek: 2,6-dimetil-5-heptenal; (E)-βocimén; 6-metil-3,5-heptadién-2-on; 1-oktén-3-il acetát; limonén; (Z)-β-ocimén; neroloxid; α-terpineol; eugenol; δ-kadinén (Venskutonis 1995). Shatar és mtsai GC/GC-MS módszerrel vizsgálták néhány Mongóliában termesztett gyógynövény, közöttük a moldvai sárkányfű illóolajának összetételét. A teljes virágzás ideje alatt (augusztus-szeptember) gyűjtött friss növényi anyagból vízgőzdesztillálással 0,3-0,4% illóolajat nyertek. Azonosított komponensek: β-pinén 0,2%, mircén 0,2%, αfellandrén 0,3%, limonén 2,4%, 1,8-cineol 3,6%, (E)-β-ocimén 0,3%, p-cimén 0,3%, 1okten-3-ol 0,3%, transz-linalol oxid 0,3%, kámfor 1,7%, linalool 23,8%, bornil-acetát 1,7%, cisz- α-bergamotén 0,7%, β-elemen 0,5%, terpinén-4-ol 0,9%, metilkavikol 1%, α-humulén 0,6%, α-terpineol 0,9%, borneol 0,4%, germakrén-D 1,4%, karvon 5,9%, (E)-anetol 1,5%, kalamenén 0,8%, geraniol 0,5%, (E)-nerolidol 0,4%, kubenol 0,4%,

23

spatulenol 0,2%, eugenol 1,1%, T-kadinol 2,2%. 0,1% alatti mennyiségben és nyomokban (ny) kimutatott komponensek: α-pinén; kamfén (ny); szabinén; α-terpinén (ny); β-fellandrén (ny); (Z)-β-ocimén (ny); terpinolén; hexanal (ny); 3-oktanol; αkubebén (ny); (Z)-3-hexenil izovalerát; α-kopaén; oktanol; β-kariofillén; dihidrokarvon; β-farnezén; δ-kadinén; nerol; metil-eugenol; α-kadinol; β-eudezmol. A Mongóliában termesztett sárkányfű illóolajának főkomponense a linalool (23,8%), a karvon (5,9%) és az 1,8-cineol (3,6%). Feltűnő a moldvai sárkányfű illóolajára jellemző citrál-izomerek valamint a geraniol és a geranil-acetát igen kis mennyisége vagy teljes hiánya a mongol mintában (Shatar és Altantsetseg 2000). A sárkányfű illóolajának felhalmozódását vizsgáló tanulmányok egybehangzó következtetése, hogy a növényben a teljes virágzás és a termésképződés korai szakaszában halmozódik fel a legtöbb illóolaj, melynek összetétele ekkor a legkedvezőbb (Halász-Zelnik és mtsai 1988, Halász-Zelnik 1994, Rácz és mtsai 1978; Rácz és mtsai 1984). A volt Csehszlovákia területén termesztett sárkányfű-állományból különböző vegetációs periódusban gyűjtött friss növényi anyag illóolaja teljes virágzás ideje alatt 23,52%, korai termésképződés alatt 21,46%, termésérés kezdetén 66,3% citrált tartalmazott (Gildemeister és Hoffmann 1961). Kubrak és mtsai megállapították, hogy a bimbók képződésekor a citrál mennyisége 18%-ról 49%-ra nő, valamelyest csökken a teljes virágzás ideje alatt (41%), majd terméséréskor 63-84%-ig emelkedik. Szárítás hatására a drogban lévő illóolaj citrál-tartalma nő, a geranil-acetát mennyisége viszont csökken (Kubrak és mtsai 1976). Csedő és mtsai szerint a növény illóolajtartalma napszakonként is változik, legmagasabb délelőtt 7 és 10, valamint délután 16 és 19 óra között (Csedő és mtsai 1980). Holm és mtsai vizsgálták a moldvai sárkányfű illóolajának és az illóolaj főbb összetevőinek (nerál, geraniál, geraniol, geranil-acetát) mennyiségi változását a növény egyedfejlődése során. Romániából származó vetőmagtételből kiindulva két helyen hoztak létre állományt Finnországban (Puumala, Keminma). A mintákat headspace GC módszerrel vizsgálták. Minthogy virágzás idején az illóolaj mennyiségének 95%-át a nerál, geraniál, geraniol és geranilacetát képezi, a kísérlet során csak ezen összetevők mennyiségi változását követték. Mennyiségük a teljes virágzás idején a 4. táblázatban összefoglaltak szerint alakult. 4.

táblázat A főkomponensek mennyiségi változása az egyedfejlődés során a moldvai sárkányfű illóolajában (Holm és mtsai 1988a).

24

százalékos aránya az illóolajban Puumala Keminmaa A parcella B parcella átlag átlag átlag 12,82 13,12 14,27 10,41 7,67 10,87 65,81 69,63 61,23 6,93 5,56 7,69

Komponens nerál geraniál geranil-acetát geraniol

Az illóolaj tartalom a júniusban mért 0,06%-ról július végére 0,92%-ra emelkedik. Virágzás alatti értéke 0,61/0,7% (Puumala A, B) illetve 0,32% (Keminmaa). Az illóolaj mennyisége gyorsan nő az első virágok megjelenésétől a teljes virágzásig, majd ugyanilyen meredeken csökken az elvirágzás után. 25 nap leforgása alatt 0,40%-ról kiindulva 0,9%-ot elérve 0,35%-ra csökken. Újabb 20 napig az illóolaj mennyisége 0,2% körül értéken állandósul (teljes virágzás vége, korai termésérés), majd 0,1% alá süllyed. A geraniál és a geraniol mennyisége a vegetációs periódus ideje alatt lassú ütemben nő, mindkettő a 80. nap táján éri el maximumát. A geranil-acetát mennyisége az egyedfejlődés kezdeti szakaszában a geraniál és a geraniol rovására nő. Ebben a szakaszban feltehetően a geranil-acetát bioszintézise erőteljesebb, a virágzást követően a geraniálé és a geraniolé. A nerál az egyedfejlődés korai szakaszában viszonylag nagy mennyiségben van jelen az illóolajban, ez a mennyiség virágzás alatt és a vegetációs periódus vége fele csökken. Minthogy virágzáskor a virágok képezik a biomassza számottevő részét és a virágban a nerál mennyisége a levélben mért értéknek csak harmada, érthető a nerál mennyiségének csökkenő tendenciája a virágzás alatt (Holm és mtsai 1988a). Rácz és mtsai genetikai, alaktani és a tartalmi anyagok szempontjából egységesnek tekinthető sárkányfű-populációk magvaiból a Kis Küküllő vízgyűjtő területén különböző tengerszint feletti magasságon (360-900 m) telepített 5 állományból

illóolaj mennyisége (% v/m)

0,7

90 80 70

0,6 0,5

60 50 40 30

0,4 0,3 0,2 illóolaj (% v/m)

0,1

citrál a+b (%)

0 300

500

550

700

tengerszint25 feletti magasság (m)

800

20 10 0

citrál a és b mennyisége az illóolajban (%)

gyűjtött minták illóolajtartalmát és összetételét vizsgálták (5. ábra és 5. táblázat).

5.

ábra Az illóolaj és két főkomponensének (citrál a és b) mennyiségi változása a tengerszint feletti magasság függvényében (Rácz és mtsai 1978)

5. táblázat 510 m-es tengerszint feletti magasságon termesztett moldvai sárkányfű illóolajának összetétele (Rácz és mtsai 1978)

Százalékos arány Komponens

(minimum és maximum értékek)

mircén δ-3-karén limonén terpinolén linalool citronellol borneol citronellál nerol citrál b citrál a terpenilacetát geranilacetát nerolidol

0,44 – 0,76 0 – 0,49 0,99 – 2 ,04 0 – 0,1 1,32 – 1,83 0,95 – 1,56 0,52 – 2,0 0 – 1,24 1,2 – 1,33 18,81 – 35,84 24,81 – 45,3 1,68 – 3,33 7,59 – 32,22 0 – 3,49

Az illóolaj két fő összetevője a citrál a és b (együttesen 43,62% - 80,9%). Mennyiségük a korai termésérés szakaszában a legmagasabb. Az illóolaj mennyisége a magasabban fekvő termőhelyről gyűjtött mintákban nagyobb. A különböző tengerszint feletti magasságon elhelyezkedő termőhelyről gyűjtött növényminták illóolajának mennyisége és összetétele az eltérő környezeti viszonyok hatására már az első évben jelentős mértékben különbözött (Rácz és mtsai 1978, Rácz és mtsai 1984). Bulgáriában, egy 180 m tengerszint feletti magasságon fekvő területen termesztett, a teljes virágzás fázisában gyűjtött friss herbából 20-50% geraniolt és 35-50% citrált tartalmazó, 0,25-0,49%-nyi

illóolajat desztilláltak, az 1930 m tengerszint feletti

magasságon termesztett állományból származó, szintén virágzás ideje alatt gyűjtött friss herbából 0,18-0,23% illóolajat pároltak. A levéldrog illóolajtartalma alacsony, mindössze 0,03-0,09%. A kohobációs vízből kivont illóolaj észterekben és aldehidekben gazdag, illata a drogból desztillált illóolajénál kevésbé kellemes (Gildemeister és Hoffmann 1961).

26

Kubrak és mtsai kimutaták, hogy szárítás során az illóolaj-veszteség 17 és 70% között változik. Szárításakor nő az illóolaj citrál-tartalma és csökken a geranil-acetát mennyisége: ez a geranil-acetát bomlását előidéző oxidáció és hidrolízis felerősödésével magyarázható. A limonál és limonén főkomponensű Dracocephalum subcapitatum Lipsky faj drogjának szárításakor is megváltozik az aldehidek és alkoholok mennyiségi viszonya (Kubrak és mtsai 1976). Hasonló jelenségre figyeltek fel a Melissa officinalis L. drogjának tárolása során is. A citromfű drogjának tárolása során megnőtt az illóolaj citrál-tartalma és csökkent a β-kariofillén, kariofillén-oxid és a citronellál mennyisége (Shalaby és mtsai 1995). Hawthorne és munkatársai vizsgálták a borsikafű (Satureja hortensis L.), a borsos menta (Mentha x piperita L.) és a moldvai sárkányfű illó terpenoidjainak kivonására alkalmas extrakciós módszerek hatékonyságát és szelektivitását. A szuperkritikus fluid-extrakciót (SFE) analitikai léptékű extraktorban végezték 400 atm nyomású és 0,7 ml/perc áramlási sebességű CO2 felhasználásával. Segédoldószer (hexán, aceton, metilén-klorid)

alkalmazása

esetén

az

extrakciót

szakaszosan

végezték:

a

segédoldószernek a rendszerbe történő bejuttatását követően 15 percen keresztül statikus kivonást végeztek, majd az elfolyó vezeték szelepének nyitásával a drogot újabb 15 percen át dinamikus kivonásnak vetették alá. Az illóolajat és a kivonatokat gázkromatográfiás módszerrel vizsgálták (6. táblázat). 6.

táblázat A moldvai sárkányfű vízgőzdesztillálással és szuperkritikus fluid-extrakcióval kivont illóolajában azonosított komponensek mennyisége (Hawthorne és mtsai 1993)

Komponens nerál geraniol geraniál timol karvakrol neril-acetát geranil-acetát Összesen

Vízgőzdesztilláció mg/g %

mg/g

0,015 0,014 0,021 0,038 0,081 0,017 0,360 0,75

0,024 0,030 0,063 0,091 0,123 0,062 0,511 1,27

2,9 2,5 3,8 7,0 14,9 3,1 65,8 100

SFE % 2,7 3,3 7,1 10,2 13,7 6,9 56,1 100

400 atm nyomáson tiszta CO2-al végzett 30 perces SFE a kivonható illóolaj mennyiségének csupán 75%-át vonta ki a növényi mátrixból. 90 percig tartó extrakció

27

után is 15% kivonható illó anyag maradt a növényben. A SFE során az illó komponensek kioldódását a kivonandó anyag és a növényi mátrix anyagai közötti kölcsönhatás határozza meg, ami indokolttá teszi segédoldószerek alkalmazását. A kísérlet során a segédoldószerként alkalmazott hexán, aceton és diklórmetán hatékonyságát vizsgálták. Egyszeri, 30 perces szakaszos kivonás (15 perc statikus, majd újabb 15 perc dinamikus extrakció) diklórmetánt tartalmazó CO2 kivonó hatékonysága meghaladja

a

vízgőzdesztillálásét.

A

segédoldószer

páratlan

szénatomszámú,

levélfelszíni viaszból származó n-alkánokat is kivon. Ezek mennyisége a moldvai sárkányfű extraktumában számottevő volt: heptakozán (C27), nonakozán (C29), untriakontán (C31) és tritriakontán (C33) 0,13, 0,48, 0,77 illetve 0,61 mg/g növényi szövet. A segédoldószeres SFE hatékonysága és szelektivitása nagyon közel áll a vízgőzdesztilláláséhoz. Meglepő, hogy a 3 órás közel 100°C-os hőmérsékleten végzett vízgőzdesztillálás nem vezet az illó komponensek mennyiségi és összetételbeli változásához (Hawthorne és mtsai 1993). További Dracocephalum fajok illóolaja Dracocephalum speciosum Benth. E himalájai faj illóolaját Agarwal és munkatársai tanulmányozták (GC/GC-MS, H1 és C-13-NMR). Főkomponense a cisz- és transz-pinokarvil-acetát (5,7% és 60,5%) (Agarwal és mtsai 2005). Dracocephalum diversifolium. Illóolaja β-pinént, α-fellandrént, β-fellandrént, 1,8cineolt, p-mentént, p-cimolt, terpineolt, terpinilacetátot tartalmaz. A virágzás vége fele csökken az 1,8-cineol és a β-fellandrén mennyisége (Budancev és Savarda 1986a). Dracocephalum grandiflorum; D. foetidum; D. scrobiculatum Regel; D. nodulosum Rupr.; D. heterophyllum Benth. Telepova és munkatársai a fenti fajokat (és előzőleg közölt eredményeikre hivatkozva további három fajt) illóolaj-összetételük alapján három kemotaxonómiai csoportba (kemotípus) sorolták: I.

D. grandiflorum, D. nutans, D. scrobiculatum: illóolajukban a monoterpén és szeszkviterpén szénhidrogének vannak túlsúlyban és illóolajuk összetétele nagyfokú hasonlóságot mutat.

28

II.

D. nodulosum: illóolajában a monoterpének vannak túlsúlyban, de jelen vannak ezek oxigénezett származékai is, továbbá kisebb mennyiségben szeszkviterpének is. Hasonló illóolaj-összetétele alapján ide sorolható a D. fruticulosum Steph. ex Willd is.

III.

A D. heterophyllum, D. foetidum, D. moldavica (D. stamineum Kar. et Kir. és a D. subcapitatum) fajok illóolaja oxigéntartalmú monoterpénekben gazdag. 7.

táblázat Öt Dracocephalum faj illóolajának összetétele (Telepova és mtsai 1992)

százalékos aránya az alábbi faj illóolajában D. D. D. D. D. scrobiculatum grandiflorum nodulosum foetidum Heterophyllum Monoterpén szénhidrogének α-pinén 26 1 β-pinén 2 2 szabinén 1 1 mircén 1 limonén 4 5 1 25 p-cimén 39 γ-terpinén 5 e-ocimén 2 1 Oxigéntartalmú monoterpének 1,8-cineol 38 linalool 2 3 pinokamfon 2 izopinokamfon 1 p-cimén-8-ol 1 limonal 18 75 geranial 40 geranil-acetát 10 limonil-acetát 25 geraniol 1 Szeszkviterpén szénhidrogének α-kopaén 4 2 2 β-bourbonén 3 10 1 β-elemén kariofillén 3 10 1 1 1 β-farnezén humulén 1 1 gratisszimén 22 27 4 β-bizabolén δ-kadinén 1 γ-kadinén 1 1 germakrén 13 33 2 Komponens

29

Mahmoud és mtsai a Dracocephalum heterophyllum illóolajában GC/GC-MS módszerrel 19 elválasztott komponensből 12 összetevőt azonosítottak. A spontán flórából gyűjtött növényminták illóolajának 74,9%-át, a termesztésből származó drog illóolajának 54,3%-át a citronellol alkotja (Mahmoud 2005). Eredményeik teljesen eltérnek a Telepova és mtsai által közöltektől (lásd előbb). Lu és Tian 86 összetevőt izolált

a

Kínában

köhögéscsillapító,

asztmaellenes,

és

fertőtlenítő

hatású

gyógynövényként használt Dracocephalum heterophyllum illóolajából (Lu és Tian 1999). Orosz szerzők egy összefoglaló jellegű munkában értékes adatokat közöltek a hajdani Szovjetunió területén honos 41 sárkányfű fajból 26 faj illóolajának összetételéről (Budancev és Savarda 1986a). A Dracocephalum foetidum-ban azonosított komponensek: α-pinén, β-pinén, thujén, kamfén,

Δ3–karén,

mircén,

β-fellandrén,

γ-terpinén,

terpinolén

és

p-cimol.

Főkomponensek a d-limonén (22%) és derivátuma a limonál (67%) illetve a limonol (6%). Közép-Mongóliában citrál-tartalmú chemovarietast is találtak, amelyben a citrál mellett még limonált, limonil-acetátot, geraniolt és geranil-acetátot is találtak. A citrál jelenléte (ellentétben a korábbi feltételezéssel) nem megkülönböztető bélyeg a D. foetidum és a D. moldavica között, amellyel különben nagyfokú alaktani hasonlóságot mutat (Budancev és Savarda 1986a). Dracocephalum kotschyi Boiss. Yangmai és Taffazoli a D. kotschyi virágzó föld feletti részéből vízgőzdesztillálással 0,5% illóolajat nyertek. 62 elválasztott komponens közül 42 összetevőt azonosítottak. Az illóolaj főkomponensei a citrál (29,3%), a β-kariofillén (21,5%), a terpinil-acetát (12,2%), a mircén (7,1%), a menton (6,8%) és az α-terpineol (4,2%) Az aromás és alifás nem terpén jellegű komponensek az illóolajban kis mennyiségben vannak jelen. (Yangmai és Taffazoli 1988). Golshani és munkatársai GC-MS módszerrel vizsgálták az illóolaj (0,2%) összetételét. Főkomponensek: limonén (14,04%), verbenon (21,37%), α-terpineol (8,83%), perillaalkohol (7,86%), kariofillén (6,98%). Az illóolaj (ED50 61,61 mg kg-1) figyelemreméltó, a hioszcin (ED50 1 mg kg-1) és az indometacin fájdalomcsillapító hatásához mérhető analgetikus hatást mutatott (ED50 5 mg kg-1). A hatáshordozó illóolaj-komponensek feltehetőleg a limonén és az α-terpineol. A növényt az iráni népgyógyászatban fájdalomcsillapító és görcsoldó hatású gyógynövényként

30

használják. (Golshani és mtsai 2004). Saeidnia és munkatársai megállapították, hogy a D. kotschyi illó terpenoidjai közül a limonen-10-al, geraniál és a nerál hatásosak a délamerikai trypanosomiasis (Chagas-kór) okozója, a Trypanosoma cruzi ellen. A növényből két új monoterpén-glikozidot is izoláltak: limonén-10-ol 10-O-β-Dglükopiranozid és limonén-10-ol 10-O-β-D-glükopiranozil-(1→2)-β-D-glükopiranozid (Saeidnia és mtsai 2004). Citrált és limonén-10-al-t találtak a Dracocephalum subcapitatum faj illóolajában is (Saeidnia és mtsai 2005). Dracocephalum nutans Misra és munkatársai a D. nutans föld feletti részeiből nyert illóolaj (1,5%) 24 azonosított komponense közül 23 monoterpént (26% monoterpén szénhidrogén, 70% oxigéntartalmú monoterpén) azonosítottak. A főkomponens a pinokamfon (56,4%). Az illóolajban egy ritka tetrahidrobergamotén szeszkviterpén származékot, a 3β-hidroxi-2oxo-1,2,12,13-tetrahidro-bergamotént izoláltak (Misra és Ahmad 1988, Misra és mtsai 1992). Misra és mtsai 7 vizsgált Dracocephalum-fajt illóolaj-összetételük alapján négy kemotípusba sorolnak: I.

citrál+geraniol kemotípus: D. moldavica, D. stamineum

II.

p-menta-1,8-dien-ol+limonén kemotípus: D. foetidum, D. subcapitatum

III.

1,8-cineol+limonén+p-cimén kemotípus: D. fruticulosum, D. nodulosum

IV.

szabinén+germakrén kemotípus: D. botryoides (Misra és mtsai 1988)

Telepova és munkatársai Oroszországban gyűjtött D. nutans illóolajában elsősorban szeszkviterpén szénhidrogéneket, kisebb mennyiségben monoterpén szénhidrogéneket azonosítottak, a pinokamfont viszont nem mutatták ki (Telepova és mtsai 1992). A két munkacsoport eredménye között az egyetlen megegyező komponens a mircén. Dracocephalum peregrinum L. α-fellandrént, β-fellandrént, 1,8-cineolt, α-citronellolt, β-pinént, para-mentén 8-olt és citrált tartalmaz (Gildemeister és Hoffmann 1961). Dracocephalum ruyschiana Illóolajtartalma 0,1% (Gildemeister és Hoffmann 1961) 3.3.2. Diterpének

31

A diterpének változatos szerkezetű (vázú) speciális növényi anyagcseretermékek. A nyitvatermők altörzsében a legtöbb diterpén-származékot eddig az Asteraceae és a Lamiaceae családon belül izolálták (Menezes és Kaplan 1993). Brazil szerzők a „SISTEMAT” nevű számítógépes program segítségével 2428, a Lamiaceae családban kimutatott diterpénekre vonatkozó adatot dolgoztak fel. A Lamiaceae család diterpénjein 91 eddig ismert vázhoz rendelehetők. A 91 vázból 13 gyakori, az összes leírt szerkezet 87,8%-a ehhez a 13 vázhoz tartozik. A Lamioideae alcsaládra a labdánváz előfordulása jellemző: az alcsalád fajaiban kimutatott diterpének 42,5%-a labdánvázas. A Nepetoideae alcsaládban abietán-vázas diterpének és ezek származékai valamint kaurán vázas diterpének fordulnak elő leggyakrabban. Az alcsaládban kimutatott diterpének 47,7%-a abietán vázas (vagy abietán vázzal rokon) vegyület. A diterpének alcsaládok közötti megoszlása (Lamioideae: labdán; Nepetoideae: abietán és kaurán, 6. ábra) jól egyezik a család 2 alcsaládba történő beosztásával (Vestri Alvarenga és mtsai 2001).

6. ábra Labdán-, abietán- és kaurán-váz A nyugati Tien-San lejtőin élő Dracocephalum komarovi Lipsky faj föld feletti részeiből készült kivonatban négy új diterpén-vegyületetet: ciklocoulteront és komarovikinont

(icetexán-váz),

dracocephalon

A-t

(20-norabietán-váz)

és

komarovispiront (új váz: spiro-oktahidroindén) azonosították. A 20-norabietán váz elsősorban a Salvia nemzetségre jellemző, icetexán vázas diterpéneket eddig a Coleus, a Lepechinia és a Salvia nemzetségekben találtak (Uchyiama és mtsai 2003; Uchiyama és mtsai 2004). A komarovikinon erős, a komarovispiron mérsékelt trypanocid hatású. Minimális letális koncentrációjuk (MLC) a Chagas-kórt okozó Trypanosoma cruzi ellen 0,4 μM illetve 23 μM. (a fertőtlenítőszerként használt genciána-ibolya MLC értéke 6,3 μM). Számos természetes eredetű kinonos vegyület rendelkezik trypanocid hatással.

32

Hatásuk

valószínűleg

annak

tulajdonítható,

hogy

a

parazitasejtben

reaktív

oxigénvegyületeket termelnek (Sepúlveda-Boza és Cassels 1994; Molina Portella és mtsai 1992). 3.3.3. Triterpén karbonsavak: urzolsav és oleánolsav Az urzolsav (US) és az oleánolsav (OS) szabadon (sav) vagy triterpén szaponinok aglikonjaként a növényvilágban széles körben előforduló vegyületek. Eddig több mint 120 növényfajban igazolták jelenlétüket (Wang és Jiang 1992). Az urzol- és oleánolsav a Lamiaceae család mindkét alcsaládjában megtalálható, mennyiségük a Nepetoideae alcsalád fajaiban azonban lényegesen magasabb (Hegnauer 1986; Janicsák 1997). A

Dracocephalum

nemzetség

következő

fajaiban

mutatták

ki

jelenlétüket:

Dracocephalum moldavica (OS) (Li és Ding 2001), Dracocephalum peregrinum L. (US+OS: 0,534%), Dracocephalum ruyschiana (US+OS: 0,354%) (Janicsák 1997), Dracocephalum subcapitatum (Saeidnia és mtsai 2005), Dracocephalum kotschyi (Saeidnia és mtsai 2004). Az

urzol-

és

oleánolsavat

(is)

tartalmazó

növényeket

a

népgyógyászatban

hagyományosan gyulladáscsökkentő, májvédő, fájdalomcsillapító, kardiotonikus, nyugtató és tonizáló hatású szerként alkalmazzák. Az oleánolsav májvédő hatása részben a toxikus ágensek metabolizálásban résztvevő citokrom P-450 rendszer szupressziójával, részben a glutation, cink, glutation-S-transzferáz szintjének növelése révén a máj antioxidáns kapacitásának fokozásával magyarázható (Liu és mtsai 1995, Kinjo és mtsai 1999, Kim és mtsai 2004). Indukálja a nehézfémionok egy részével zárványkomplexet képező metallothioneint (Liu és mtsai 1993); gátolja a lipidperoxidációt (Balanehru és Nagarajan 1991). Az urzolsav az oleánolsavénál erősebb májvédő hatást fejt ki és megelőzi a paracetamol által okozott cholestasist (Shukla és mtsai 1992). Az oleánolsavat és az oleánolsavban gazdag cukorrépa-kivonatot Kínában, illetve Japánban májvédő gyógyszerként alkalmazzák (Liu 1995). Az OS és US gátolja a daganatok képződését és terjedését, elősegíti a daganatsejtek diferenciálódását és apoptózisát. Forbol-származékkal előidézett bőr-karcinogenézis modellben az OS a rendellenes gén expresszióját gátolta (Oguro és mtsai 1998; Liu 2005). Akut myeloid

33

leukémiában az oleánolsav-származékok elősegítik a daganatsejtek apoptózisát (Konopleva és mtsai 2004). Jelentős gyulladáscsökkentő hatásuk hátterében a hisztamin hízósejtekből történő felszabadulásának gátlása (Tsuruga és mtsai 1991); a lipooxigenáz és cikloxigenáz (Zhou és mtsai 1993), az elasztáz (Ying és mtsai 1991) és a komplement-rendszer (Kapil és Sharma 1994) működésének gátlása áll. Baricevic és mtsai kimutatták, hogy a Salvia officinalis helyi gyulladáscsökkentő hatása az urzolsavnak tulajdonítható. Kísérletes modelljükben az US helyi gyulladáscsökkentő hatása az indometacinénak kétszerese volt (Baricevic és mtsai 2001). Urzolsavval kezelt patkányok és nyulak esetében a kísérletes ateroszklerózis nem alakult ki, a vér koleszterin-szintjét 44%-al, a β-lipoproteinekét 50%-al csökkentette (Vasilenko és mtsai 1981). Kísérletes hiperlipidémiás patkányokban az oleánolsav a clofibrathoz hasonló mértékben csökkentette (kb. 40%-al) a vér magas koleszterin- és β-lipoprotein-szintjét (Liu 1995). Az OS nem befolyásolja normál lipoprotein-értékeket, viszont megnöveli a HDL és csökkenti az LDL szintjét (Ma 1986). Somova és mtsai szerint urzol- és oleánolsavval 6 hétig kezelt genetikailag hipertenzív patkányokban megelőzi a súlyos hipertenzió kialakulását. Bár nem közvetlen vérnyomáscsökkentők, erős víz- és só-ürítő hatásuk és szívfrekvencia-csökkentő hatásuk (-32% illetve -43%) megelőzi a magas vérnyomás kialakulását. Antihiperlipidémás (az LDL és triglicerid szintet felére csökkentik); antioxidáns (glutation-peroxidáz +10% ill. +12%; szuperoxid-dizmutáz +22% ill. 12%); és vércukorszint csökkentő hatásuk (-50% ill. -20%) figyelemreméltó (Somova és mtsai 2003). Az OS pozitív inotrop és dromotrop hatást kifejtő β-adrenerg antagonista, az US és az OS a CaCl2 és regionális myocardialis ischemia illetve reperfusio által kiváltott arrhytmiában szignifikáns antiarrhytmiás hatást mutatott (Somova és mtsai 2004). Az OS csökkenti az etanol, acetil-szalicilsav, etanol/sósav és a pylorus-ligatura gyomorfekélykeltő hatását egereknél és patkányoknál (Astudillo és mtsai 2002; Rodríguez és mtsai 2003). Az oleánolsav hemiszukcinátjának gyomorfekély-ellenes hatása a karbenoxolonénál valamivel erősebb (Wrzeciono és mtsai 1985). Az oleánolsavról leírt további hatások: HIV-ellenes (Kashiwada és mtsai 1998), antibakteriális (Mallavadhani és mtsai 2004). Az US és OS jelentős protozoonellenes hatású a Trypanosoma cruzi (MLD 6,2 μM) és a Leishmania major, illetve a Leishmania donovani

amastigota (ostormentes) és promastigota (ostoros) formáival

szemben (IC50 7-120 nM illetve 51-137 nM). Az urzolsav hatékonyabb a Leishmania

34

major amastigota formájára, mint a leishmaniasisban elsőként választandó szer („Pentostam”: nátrium-antimon glukonát) (Pentostam IC50 9,8 nM; US IC50 7,0 nM) (Saeidnia és mtsai 2004; Tan és mtsai 2002). Toxicitásuk alacsony, patkányoknál LC50 0,95 mg/ml (US) illetve 0,1 mg/ml (OS) (Somova és mtsai 2003). 3.3.4. Fitoszterinek A magasabb rendű növények szterinjei (fitoszterinek) közül a β-szitoszterin, sztigmaszterin és kampeszterin a leggyakoribbak. A terpén biosztintézis során képződő szkvalénből cikloartenol → koleszterin → β-szitoszterin/sztigmaszterin lépéseken keresztül képződnek. A fitoszterinek a növényi sejt elemi membránjainak összetételében vesznek részt a foszfolipidekkel (pl. lecitin), glikolipidekkel és szulfolipidekkel együtt. Általában a magolaj el nem szappanosítható részéből mutathatók ki, a zsírosolaj 0,32%-át képezik. Három csoportba sorolhatók: 4-dezmetilszterinek; 4-monometilszterinek és 4,4-dimetilszterinek. Szabadon, vagy zsírsavakkal, fenolkarbonsavakkal illetve cukrokkal kapcsolódva fordulnak elő. A növényi sztanolok a fitoszterolok telített változatai. Vegetáriánus étrenddel a becsült fitoszterol-bevitel kb. 500 mg/nap, de felszívódásuk igen rossz. Feltételezik, hogy a stanolok (a fitoszterolok kisebb mértékben) mérsékelten csökkentik a szérum koleszterin-szintjét a proximális jejunumban zajló felszívódási versengés miatt. A fitoszterolinok (szterin-glikozidok) a B, T és NK-sejtek működésére hatva befolyásolják az immunrendszer működését, és gyulladáscsökkentő hatással rendelkeznek. A Dracocephaum moldavica föld feletti részéből β-daukoszterolt (Gu és mtsai 2005), a magolaj el nem szappanosítható részéből a 8. táblázatban felsorolt fitoszterolokat mutatták ki (Stuhlík és Žak 2002). 8.

táblázat A Dracocehalum moldavica magolajának el nem szappanosítható részében található fitoszterinek (Stuhlík és Žak 2002) Fitoszterin koleszterin brasszikaszterin kampeszterin kampesztanol

fitoszterin az el nem szappanosítható részre vonatkoztatva (%) 0,07 0,41 17,0 0,16

35

sztigmaszterin Δ7-kampeszterin kleroszterin β-szitoszterin β-szitosztanol Δ5-avenaszterin Δ5, 24-sztigmasztadienol Δ7-sztigmaszterin Δ7-avenaszterin fukoszterin

2,49 0,70 0,73 57,81 0,48 9,48 1,26 2,03 0,58 1,44

A β-szitoszterint a Dracocephalum kotschyi-ban is kimutatták (Saeidnia és mtsai 2004). Az ekdiszteroidok a rovarok fejlődését szabályozó hormonok. Az 1960-as években felfedezett fitoekdiszteroidok az ekdiszteroidokhoz hasonló szerkezetű és hatású polihidroxilált növényi szteroidok. Elterjedésük a növényvilágban széleskörű, eddig több mint 250 féle fitoekdiszteroid szerkezetét írták le (Lafont és Wilson 1996). Szerepük a növény életében nem teljesen tisztázott, feltételezik, hogy a nem alkalmazkodott növényevő rovarok elriasztásában játszanak szerepet (Dinan 1998). Emlősökben és az emberi szervezetben legjelentősebb hatásuk a fehérjeszintézis fokozása. Adaptogén és tonizáló hatásuk is van. A Lamiaceae családban eddig az Ajuga reptans L. fajban írtak le fitoekdiszteroidokat (Camps 1991). Volodin és munkatársai az európai Oroszország észak-keleti részén honos 82 növénycsalád 380 nemzetségének 411 faját vizsgálta fitoekdiszteroidokra Drosophila melanogaster BII bioassay módszerrel (közepes/magas fitoekdiszteroid szint mérésére alkalmas) és nyomnyi fitoekdiszteroid mennyiség kimutatására alkalmas RIA (radioimmunoassay) eljárással. A Dracocephalum thymiflorum virágzó föld feletti részében RIA eljárással 0,204 μg ekdizon ekvivalens/g növényi anyag fitoekdiszteroidot mértek (Volodin és mtsai 2002). 3.3.2. Fenoloidok 3.3.2.1. Fenolos karbonsavak A rozmaringsav (RA) a Lamiaceae család Nepetoideae alcsaládjának nemzetségeiben általánosan előforduló fenolkarbonsav. Régebbi irodalmi adatok szerint (Cantino és Sanders 1986; Lamaison és mtsai 1991, 1993) a Lamioideae alcsaládra a rozmaringsav

36

teljes hiánya jellemző (25 vizsgált nemzetség egyikében sem volt kimutatható), újabb vizsgálatok szerint 10 nemzetség 23 vizsgált fajából ötben (Ballota nigra L, Leonurus cardiaca L. és három Phlomis faj) mérhető mennyiségben van jelen (Janicsák 1997). A rozmaringsav mellett gyakran kimutatható más fenolkarbonsavak jelenléte is: kávésav, kínasav, klorogénsav, ferulasav, sziringasav, vanillinsav, p-kumársav, stb. A Dracocephalum nemzetséghez tartozó fajokban eddig kimutatott fenolkarbonsavak: D. moldavica: rozmaringsav, egy dihidrokávésav- és egy ferulasav-származék (Povilaityté és Venskutonis 2000, Povilaityté és mtsai 2001); D. peregrinum: 0,59 mg/g rozmaringsav és 0,03 mg/g kávésav valamint D. ruyschiana: 0,37 mg/g rozmaringsav és 0,25 mg/g kávésav (Janicsák és mtsai 1999). Humán-kísérletek eredményei szerint a rozmaringsav a gyomor-béltraktusból felszívódva a plazmában 30 perc alatt éri el a csúcskoncentrációt. A plazmában konjugált formában van jelen. A bevitt mennyiség nagy része a vizelettel ürül többnyire konjugátumként illetve metabolitként (Baba és mtsai 2004, 2005). A fenolkarbonsavak szájon át történő adagolást követő felszívódása igen eltérő: patkányoknál a felszívódás mértékének növekvő sorrendjében: galluszsav = RA < kávésav < p-kumársav (Konishi és mtsai 2005). A fenolkarbonsavak, elsősorban a sokat tanulmányozott rozmaringsav élettani hatása sokrétű: ¾ reverz transzkriptáz- (Hooker és mtsai 2001) és HIV-integráz-gátlók (Kim és mtsai 1999), a RS tartalmú készítmények jó hatásúak a Herpes simplex fertőzés bőr-tüneteinek kezelésére1 (Petersen és Simmonds 2003) ¾ antibakteriális hatásúak Gram pozitív és Gram negatív baktériumokkal szemben (Moreno és mtsai 2006), a kávésav gátolja a Clostridium botulinum spóráinak növekedését (Bowles és Miller 1994) ¾ a prosztaglandin E2 szint növelése, a polimorfonukleáris leukociták leukotrién B4 termelésének csökkentése és a komplement-rendszer gátlása révén gyulladáscsökkentők (al-Sereiti és mtsai 1999); más mediátorok befolyásolása révén a RS hatásos a szezonális allergiás rhinoconjunctivitis-ben (SAR) (Osakabe és mtsai 2004)

1

Magyarországon forgalomban lévő készítmény: Herpesil gél és Herbária herpesz elleni gél

37

¾ erőteljes antioxidánsok, ebből adódóan kemoprotektív hatásúak az oxidatív stressz által kiváltott rendellenességekben (Soobrattee és mtsai 2005): pl. UVsugárzás által kiváltott oxidatív stresszben (Psotova és mtsai 2006); sejtmérgekkel (doxorubicin, aflatoxin B1) szemben (Chlopcikova és mtsai 2004; Psotova és mtsai 2005) ¾ antitrombotikus és vérlemezke-aggregációt gátló hatás (Zou és mtsai 1993) ¾ alfa-glükozidáz- és angiotenzin-konvertáló enzim-gátló hatás (Kwon és mtsai 2006) Az emberi szervezetben folyamatosan képződnek szabad gyökök (egy vagy több párosítatlan elektront tartalmazó atomok vagy molekulák). Az oxigéntartalmú szabad gyököket reaktív oxigén gyököknek nevezzük. Leggyakoribb a szuperoxidgyök (O2•-), a peroxilgyök (ROO•), az alkoxilgyök (RO•), a hidroxilgyök (HO•) és a nitrogén-oxid gyök (NO•). A szabadgyök reakciók láncreakciók elindítói. A láncreakciók addig tartanak, amíg egy láncmegszakító antioxidáns nem közömbösíti a szabad gyököt. Az antioxidáns ezáltal szabad gyökké válik, de reakciósebessége nagyságrendekkel kisebb a reaktív szabad gyökökénél. Az oxigéntartalmú szabad gyökök megjelennek a normál anyagcsere során, pl. az oxidatív foszforilációban. A reaktív oxigén tartalmú gyökök szerepet játszanak az energiatermelésben, számos biokémiai és élettani folyamatban. A szervezet

rendelkezik

a

szabadgyökök

károsító

hatását

kivédő

antioxidáns

rendszerekkel, amelyek endogén, és a táplálékkal felvett exogén antioxidánsokból állnak. Az endogén védelmi rendszer enzimatikus (pl. Se-glutation peroxidáz, kataláz, szuperoxid-dizmutáz) és nem enzimatikus (glutation, hisztidin-peptidek, transzferrin, ferritin, redukált CoQ10, melatonin) összetevőkből áll. A szabad gyökök által okoztott károsodások egy részét a szervezetben működő javító antioxidánsok (proteázok, lipázok, transzferázok, DNS-javító enzimek) képesek kivédeni. A mesterséges exogén antioxidánsok többnyire fenolos vegyületek, de ezek közé sorolható a C-vitamin, a tokoferolok és az A-vitamin is. A természetes exogén antioxidánsok körébe sorolható számos

növényi

anyagcseretermék:

polifenolok,

flavonoidok,

flavonolignánok,

kumarinok, cserzőanyagok, bizonyos terpenoidok (fenolos monoterpének, egyes szeszkviterpén laktonok, fenolos diterpének, egyes iridoid glikozidok, karotinoidok). Az antioxidánsok enzimgátlás vagy a szabadgyök-képződésben résztvevő átmeneti

38

fémionok komplexálása, reaktív oxigén gyökök befogása és az antioxidáns védelmi rendszerek működésének fokozása révén gátolják a reaktív szabad gyökök felszaporodását. Ha a reaktív szabad gyökök túlzott termelődését az antioxidáns védelmi rendszerek nem képesek ellensúlyozni, biológiai makromolekulák sérülhetnek (lipidperoxidáció, membránkárosodás, enzimkárosodás, a DNS-láncszakadás). Soobrattee és mtsai különböző in vitro vizsgálati rendszerekben mérték a növényi fenoloidok antioxidáns hatását. A vizsgált fenoloidok antioxidáns hatáserősségének csökkenő sorrendje: procianidin dimer >

flavanol > flavonol > hidroxi-fahéjsav

származékok > fenolkarbonsavak. A flavanol-sor aglikonjai között az antioxidáns hatáserősség hierarchiája:

kvercetin > miricetin > kempferol. A hidroxi-fahéjsav

származékok és fenolkarbonsavak között a galluszsav és a rozmaringsav bizonyult a leghatékonyabbnak, a ferulasav gátolta leghatékonyabban a deoxiribóz-degradációt. Endogén/természetes

antioxidánsokkal

(glutation,

α-tokoferol)

illetve

szintetikus/exogén antioxidánsokkal (Trolox, butil-hidroxi-toluol BHT) összehasonlítva a növényi fenoloidok bizonyultak hatékonyabbnak (Soobrattee és mtsai 2005). Néhány aromás karbonsav és polifenol antioxidáns/DPPH• rendszerben mért hatáserősségét az aszkorbinsavval és a δ-tokoferrolal összehasonlítva (EC50: az az antioxidáns-koncentráció, amely az eredeti DPPH• koncentráció 50%-os csökkentéséhez szükséges, ARP: szabadgyökfogó hatás erőssége: 1/ EC50) a 9. táblázatban foglaljuk össze. 9. táblázat Aromás karbonsavak és polifenolok antioxidáns hatáserőssége (BrandWilliams és mtsai 1995) Vegyület

ARP

aszkorbinsav δ-tokoferol rozmaringsav kumársav vanillinsav ferulasav protokatechusav kávésav galluszsav

3,7 4 6,9 0,02 0,17 2,33 7,14 9,1 12,5

39

1 molekula antioxidáns által redukált DPPH• száma 1,85 2 3,33 <1 <1 1,16 3,6 4,54 6,25

Szabó és mtsai különböző gyógynövények vizes kivonatainak redox-potenciálját vizsgálták. A redox-potenciál eltolódása a pozitív értéktartomány fele oxidációs folyamatokra utal és biológiai membránok károsodásához vezet (elsősorban lipidperoxidáció). A szerzők korábbi munkájuk során indiai gyógynövények és vizes kivonataik E0’ értékét mérték. Az E0’ értéke pH függő, értéke nagyobb mértékben pH függő forralást követően. A mért E0’ érték nagymértékben függ a növényi szövetekben lévő antioxidáns hatású anyagoktól (polifenolok, flavonoidok) és a citoprotektív vegyületek jelenlététől (forralást követően az E0’ érték a pozitív értéktartomány fele tolódik el (Szabó és mtsai 1988). A szerzők 76 növénymintát vizsgáltak, köztük a Dracocephalum moldavica drogját is, melynek vizes kivonatában pH 4,5-5,5 tartományban kiemelkedően negatív E0’ értéket mértek (-28 V, összehasonlításképpen pl. Betonica officinalis: -39 mV), amely 7,4-es pH értéknél -131 mV értéket ért el. A forralás általában növeli az E0’ értéket, ami oxidációs folyamatokra utal (Szabó és mtsai 1994). Povilaityte és Venskutonis a D. moldavica acetonos kivonatának és illóolaj-mentesített acetonos kivonatának a repceolaj oxidációjára kifejtett hatását vizsgálták és mérték a polifenolok mennyiségét (galluszsav-egységben és klorogénsav-egységben kifejezve). 1000 ppm acetonos kivonat illetve illóolaj-mentesített drog-kivonat jelentős mértékben stabilizálta a repceolajat az oxidációs folyamatok visszaszorításával. Az illóolajmentesített drog-kivonat hatásosabbnak bizonyult, mint az acetonos kivonat (Povilaityte és Venskutonis 2000). Ebrahim Sajjadi és mtsai patkányokon vizsgálták a D. kotschyi-ból készített vizesalkoholos

kivonat

és

a

polifenol-frakció

hatását

a

kísérletesen

előidézett

hiperlipidémiára. A 14 napon keresztül adagolt kivonat és a polifenol-frakció egyaránt csökkentette a hiperlipidémiás patkányok vérében a triglicerid-, koleszterin- és LDLszintet és szignifikánsan növelte a HDL mennyiségét. A polifenol-frakció 40 mg/testsúly kg adagban befolyásolta legkedvezőbben az atherogén-indexet (Ebrahim Sajjadi és mtsai 1998). 3.3.2.2. Flavonoidok

40

Tomás-Barberán és Gil a Labiatae család fajaiban azonosított flavonoidokat rendszerező összefoglalója szerint 1992-ig 147 különböző szerkezetű flavonoid-aglikont tártak fel a családban. Leggyakrabban a flavonok - 60% (pl. luteolin, apigenin és metilésztereik az akacetin, krizoeriol, diozmetin), flavanonok (20%) és flavonolok (16%) fordulnak elő, ritkábbak a dihidroflavonolok (2%) és kalkonok (2%). A szabad flavon-aglikonok túlnyomó többsége terpenoid-mátrixba ágyazva a levél vagy a szár felszínére választódik ki. Ilyen levélfelszíni flavon-aglikonok a metilezett és a többszörösen hidroxilezett származékok. Szerepet játszanak a növényi szervezet mikroorganizmusok, gombák, rovarok elleni védekezésében és az UV sugárzás kivédésében. A 140 különböző szerkezetű flavonoid-glikozid 75%-a flavon-, 13%-a flavanon-, 10%-a flavonol-, 1% kalkon- és 1% dihidroflavonol-glikozid. A hidrofil jellegű flavonoidglikozidok többnyire az epidermiszsejtek vakuólumaiban, a szemipoláros glikozidok valószínűleg az epidermiszsejtek sejtfalában találhatók (Tomás-Barberán és Gil 1992). Orosz kutatók a D. moldavica drogjából papírkromatográfiás módszerrel 4 flavonoidkomponenst izoláltak, amelyek közül az akacetin-7-β-galaktopiranozid szerkezetét sikerült feltárniuk (Sergienko és Litvinenko 1968). A moldvai sárkányfű levéldrogjából készült kivonatban Povilaityté és munkatársai a rozmaringsav

mellett

apigenint

és

nyomokban

homoplantagint

azonosították

(Povilaityté és mtsai 2001). Újabb vizsgálatokkal a Dracocephalum moldavica föld feletti részeiben tilianint; agasztachozidot; akacetint (Li és Ding 2001); akacetin-7-O-(6-O-malonil-β-Dglükopiranozid)-ot;

kempferolt;

kempferol-3-O-beta-D-(6"-O-p-kumaroil)-

galaktopiranozidot; takakin-8-O-beta-D-glükopiranozidot; luteolint és izoramnetint; 2"p-kumaril-asztragalint mutatták ki (Gu és mtsai 2004; 2005). Dracocephalum grandiflorum, Dracocephalum kotschyi Jahaniani és mtsai egy iráni hagyományos rákellenes szer (Peganum harmala L. magőrlemény + Dracocephalum kotschyi levél) vizsgálata során tanulmányozták a D. kotschyii különböző humán tumor-sejtvonalakra gyakorolt citotoxikus hatását. A drog metanolos kivonatának a HL60 sejtvonalra nézve citotoxikus frakciójában a hatáshordozó komponens a xanthomikrol (5, 4’-dihidroxi-6,7,8-trimetoxiflavon) (7. ábra).

41

CH3

OH

O

O H3C O

O O OH

H3C

7. ábra Xanthomikrol A xanthomikrol dózisfüggően teljes, vagy apoptotikus sejthalálhoz vezet. A nekrózisos sejthalál folyamatának platója 50 ng/ml koncentráció-értéknél áll be. Citotoxikus hatása a doxorubicinénál szelektívebb. Állatkísérletben a kivonat tumor-proliferációt gátló hatású (Jahaniani és mtsai 2005). Jamzad és munkatársai 38 Nepeta, 2 Dracocephalum (D. grandiflorum, D. kotschyii), 1 Agastache és 1 Lallemantia faj levélfelszíni flavonoidjait vizsgálták HPLC módszerrel (10. táblázat). A metoxilált flavonoidok jelenléte és a 8-hidroxicirsimaritin (=izotimuzin, 5,8,4’-trihidroxi-6,7-dimetoxiflavon) hiánya új adat a Dracocephalum és Nepeta nemzetség közötti kemizmusbeli különbségek területén (Jamzad és mtsai 2003). Az 5-hidroxi-6,7-dimetoxiflavonok jelenléte az egész családra jellemző, ezzel szemben az 5,6-dihidroxi-7,8-dimetoxiflavonok csak a Nepetoideae alcsalád Mentheae törzsének fajaiban fordulnak elő (Tomás-Barbarán Gil 1992). 10. táblázat A D. grandiflorum és D. kotschyii levélfelszíni flavonoidjai (Jamzad és mtsai 2003) Dracocephalum

Azonosított flavonoidok

5,7-dihidroxi flavonok 1. luteolin (5,7,3’,4’-tetradidroxiflavon) 2. apigenin (5,7,4’-trihidroxiflavon) 5-hidroxi-7-metoxiflavon 1. genkwanin (5,4’-dihidrixi-7-metoxiflavon) 5-hidroxi-6,7-dimetoxiflavon 1. cirsimaritin (5,4’-dihidrixi-6,7-dimetoxiflavon) 5-hidroxi-6,7,8-trimetoxiflavon 1. xanthomikrol (5,4’-dihidroxi-6,7,8-trimetoxiflavon)

1

grandiflorum

kotschyii

++1 +

+ -

-

+

+

++

-

++

Vegyület relatív mennyisége (HPLC vizsgálat során mért UV-abszorbancia mértéke szerint): +: 0,05-0,5 abszorbancia-egység; ++: 0,5 abszorbancia-egységnél több

42

Flavonol 3-metiléterek

1. kempferol 3-metiléter (5,7,4’-trihidroxiflavonol 3metiléter) 2. kempferol 3,7-dimetiléter? (5,4’-dihidroxi-3,7dimetoxiflavonol)

-

++

-

+

D. austriacum kvercetin- és kempferolszármazékokat tartalmaz (Harborne és Williams 1971). Dracocephalum integrifolium Bunge. A növényben a simaizmok görcsét oldó luteolint (3’,4’,5,7-tetrahidroxiflavon) mutattak ki. A növény a krónikus obstructiv bronchitis kiegészítő kezelésére használható (Wang 2000). Dracocephalum multicaule Montbr. et Auch. ex Benth. Oganesyan és mtsai a növény leveléből a következő flavonszármazékokat izolálták: cirsimaritin, xanthomikrol, gardenin

B

(xanthomikrol

4’-metiléter),

két

metoxilált

kempferol-származék

(penduletin, azaz 5,4’-dihidroxi-3,6,7-trimetoxiflavon és calycopterin (5-hidroxi3,6,7,8,4’-pentametoxiflavon) (Oganesyan és mtsai 1989). D. nutans: dracocephalozid (luteolin 6’-β-D glükopiranozid) (Shamyrina és mtsai 1978) Dracocephalum rupestre. A luteolin-7-O-glükozid legnagyobb mennyiségben a levelekben található, legkevesebb a szárban (Ren és mtsai 2004). D. subcapitatum. A növény etilacetátos kivonatából más vegyületek mellett kalikopterint,

xanthomikrolt,

izokempferidet,

luteolint,

apigenint

azonosítottak

(Saeidnia és mtsai 2005). 3.3.2.3. Antocianinok Az antociánok a flavonoidok családjába tartozó növényi színanyagok. Nemcsak a virágok színét adják, murvalevelekben (Bromeliaceae), levelekben (Coleus sp.), levélnyélben (Rheum sp.), szárban (Dracocephalum moldavica), gyökérben (Raphanus sp.) és a reproduktív szervekben (nyitvatermők egy része) is megtalálhatók. Az epidermális és a szubepidermális sejtekben (ritkán a sziromlevelek mesophyllumában) halmozódnak fel, rendszerint antocianoplasztokban vagy a vakuólumban oldva. A 3,5,7,3’-tetrahidroxi-flavilium

kationból

származtathatóak,

csak

glikozidként

(antocianinok) fordulnak elő. Az eddig azonosított kb. 500 antocianidin leggyakoribb hat aglikonját a 8. ábrán mutatjuk be.

43

R1 3' 8

HO 7 6

5

1

5'

O + 4

R2

2 3

R2

H

H

cianidin

OH

H

peonidin

OCH3

H

delfinidin

OH

OH

petunidin

OCH3

OH

malvidin

CH3

CH3

pelargonidin

OH

4'

R1

OH

OH

8. ábra A hat leggyakoribb antocianidin Aglikonjukat antocianidinnek nevezzük. Csak a mohák és harasztok körében előforduló 3-dezoxiantocianidinek stabilak aglikonként. A 3-dezoxiantocianidinek kivételével a 3as helyzetű hidroxilcsoporthoz mindig cukormolekula (elsősorban glükóz) kapcsolódik. A leggyakoribbak a 3-glükozidok és a 3,5-diglükozidok. Az antocianinok cukorrésze lehet monoszaharid (glükóz, galaktóz, ramnóz, arabinóz, xilóz), diszaharid vagy ritkábban triszaharid. A cukorkomponenshez gyakran kapcsolódik alifás (malonsav és ecetsav, ritkábban alma-, oxál- és borostyánkősav) vagy aromás karbonsav (p-kumár-, kávé-, ferula, szinapin- és p-hidroxibenzoesav). A savkomponens leggyakrabban a cukormolekula 6-os helyzetű hidroxilcsoportját észterezi, de leírtak már 2-es, 3-as és 4es helyzetű, illetve többszörös szubsztitúciót is. Az antocianinok in vivo (szín)stabilitását a kopigmentáció biztosítja. Kopigmentként szerepelhetnek hidroxi-fahéjsavészterek (pl. klorogénsav), tanninok, flavon- és flavonol-glikozidok, fémionok (Mg2+, Al3+) (Cooper-Driver 2001, Andersen 2001). Növényélettani szerepük vitatott és valószínűleg igen sokrétű. Szerepük a megporzást végző

rovarok

(és

más

állatok)

vonzásában

bizonyított;

a

hidroxi-

fahéjsavszármazékokkal acilezett antocianinok UV szűrőként viselkednek (elnyelési tartományuk 280-320 nm); „árnyékolják” a klorofillt tartalmazó sejtorganellumokat és ezáltal megelőzik az erős fény által kiváltott fotoinhibíciót; monoszaharidtranszporterek; ozmo-regulátorok; fémkelátorok; repellensek és védelmet nyújtanak bizonyos gombákkal szemben. Az antocianinok hozzájárulnak a külső és belső károsító tényezők hatását ellensúlyozni hivatott antioxidáns válasz kialakításához, ezáltal

44

elősegítik a növényi szervezet normál fiziológiás állapotának fenntartását (Stintzing és Carle 2004, Winlkey-Shirley 2002). Az étkezési szokásokat figyelembe véve az európai ember napi antocián-bevitelét 1982ben 0-2,5 mg-ra becsülték és feltételezik, hogy ezt a kis mennyiséget is főleg a vörösbor és bogyós gyümölcsök fedezik (Andersen 2001). Ez az érték az Egyesült Államokban kb. 180-215 mg (Kühnau 1976, Einbond 2004). Korábbi feltételezésekkel ellenétben valószínű, hogy változatlan formában, glikozidként szívódnak fel a gyomorból és/vagy a vékonybélből (Passamonti és mtsai 2003). Hasznosulásuk 1% alatti, változatlan formában jelennek meg a vérben és a vizeletben (Mülleder és mtsai 2002, Milbury és mtsai 2002). Eddig azonosított metabolitjuk a plazmából kimutatott protokatechu-sav és a máj, illetve a vese által metilált glikozid (Tsuda és mtsai 1999). Az antociánok a szintetikus antioxidánsokkal egyenértékű, az E-vitaminnál hatásosabb erőteljes antioxidánsként viselkednek (Seeram és mtsai 2001, Wang és mtsai 1999). A cianidin a DNS-el kopigmentet képez, kölcsönösen védve egymást az oxidatív károsodással szemben (Sarma és Sharma

1999). A cianidin-3-glükozid az

aszkorbinsavnál és a rezveratrolnál hatékonyabb antioxidánsnak bizonyult a Cu2+ által mediált humán LDL oxidációs modellben (Amorini és mtsai 2001). Állatkísérletekben és humán daganatos sejtvonalakon bizonyították daganatellenes hatásukat (Hagiwara és mtsai 2001; Liu és mtsai 2002). A cianidin-glikozidok indukálják a tumor nekrózis faktor termelődését és modulálják az aktivált makrofágok által adott immunválaszt (Wang és Mazza 2002). Néhány további kiemelt élettani hatás: a cianidin aglikon gátolja a prosztaglandin endoperoxid hidrogén szintetáz 1 és 2 enzimeket (Wang és mtsai 1999); a cianidin klorid (IdB1027 élelmiszer-festék) fokozza a gyomorban a védő hatású PgE2 felszabadulását (Mertz-Nielsen és mtsai 1990); szembántalmak (rövidlátás, galucoma simplex, retinitis pigmentosa, magas vérnyomás és cukorbetegség következtében kialakult retinopátia, stb.) esetén jótékony hatásúak; javítják a látásélességet és a szem alkalmazkodását az éjszakai látáshoz (Galvano és mtsai 2004, Perossini 1987, Nakanishi és mtsai 2000, Zadok és mtsai 1999, Muth és mtsai 2000); erőteljes antivirális hatásúak az influenza A és B vírusokkal szemben (Knox és mtsai 2001);

csökkentik

a

kapillárisok

permeabilitását;

csökkentik a

aggregációját (Middleton és mtsai 2000, Stintzing és Carle 2004).

45

vérlemezkék

A

magasabb

rendű

növények

körében

a

Caryophyllales

rendhez

tartozó

Caryophyllaceae és Molluginaceae családok kivételével – ahol a színanyag betalain – az antocianinok általánosan előforduló vegyületek. Saito és Harborne 49, a Lamiaceae családhoz tartozó faj és fajta virágában található antocianin vizsgálata során 26 antocianint azonosított. A családon belül az antocianinok többsége 3,5-diglükozid. Vizsgálati eredményeik alátámasztják Harborne korábbi megállapítását, mely szerint a Lamiaceae család fajaiban előforduló antocianinek többnyire acilezettek (Harborne 1986). Megállapításuk szerint szoros összefüggés van a virág szövetében talált antocianin szerkezete, a virág színe és a megporzás módja között. A skarlát és pirosasbíbor virágok pelargonidint, az ibolya és kék virágok delfinidint tartalmaznak. Cianidin a vezető antocianidin a bíbor virágokban, pelargonidinnel együtt előfordul a skarlát virágú fajok némelyikében és kísérheti a delfinidint egyes ibolya és kék virágú fajokban. A kék virágú fajok fő antocianidinje a delfinidin, 26 vizsgált fajból csupán 3 fajnál nem a delfinidin (vagy dimetil-étere, a malvidin) a fő színanyag. A kék virágú fajoknál leggyakoribb a méhek általi megporzás. A Dracocephalum wilsoni Dunn kék virágjában

a

fő

antocianin

a

delfinidin

3-(6’’-p-kumarilglükozid)-5-

(6’’’malonilglükozid) cisz- és transz izomerje, a delfinidin 3-(6’’-p-kumarilglükozid)-5glükozid és a delfinidin 3-(6’’-kaffeil-glükozid)-5-(6’’’-malonilglükozid) (Saito és Harborne 1992).

3.3.2.4. Lignánok Gu és munkatársai a Dracocephalum moldavica föld feletti részeiben egy furofuránlignánt, a sziringarezinolt (9. ábra) és glikozidjait (sziringarezinol 4-O-β-Dmonoglükozid, sziringarezinol-4,4'-O-bis-β-D-glükozid) mutattak ki (Gu és mtsai 2004, 2005).

46

CH3 O O

O

O H3C

CH3 OH

O O O H3C

9. ábra Sziringarezinol A sziringarezinol élettani hatásai: a Cu2+ által indukált LDL oxidáció erőteljes gátlása (Chen és mtsai 1999); stressz okozta gyomorfekély kialakulásának 51,3%-os gátlása patkányokban (Fujikawa és mtsai 1996); a Helicobacter pylori motilitásának 90%-os gátlása (500 μg/ml koncentrációban; IC50 50 μg/ml) (Miyazawa és mtsai 2006); a COX2 szelektív gátlása révén gyulladáscsökkentő (Jung és mtsai 2003); limfocitaproliferáció gátlás révén gyulladáscsökkentő (Cho és mtsai 2001). 3.3.3. Zsírosolajok A moldvai sárkányfű termesztése és ipari feldolgozása során a magot többnyire hulladékként kezelik, holott zsírosolajtartalma és ennek összetétele figyelemreméltó. Üzemesített termesztéssel a herba, vagy illóolaj kinyerésre szánt virágzó hajtás mellett 100 kg/ha mag nyerhető.

Jó minőségű talajon sikerrel termeszthető a sárkányfű

zsírosolaj tartalmú magot szolgáltató haszonnövényként is, a maghozam 1,5-2 t/ha. Ha a kultúra célja magtermelés, a betakarítást akkor kell elkezdeni, amikor a virágszár közepén a magok a viaszos érettség állapotába jutnak. A moldvai sárkányfű magjának és hidegen préselt magolajának főbb paramétereit a 11. táblázatban mutatjuk be (Domokos és mtsai 1994). 11. táblázat A Dracocephalum moldavica termésének főbb mutatószámai (Domokos és mtsai 1994)

Mag

hossza (mm) átmérője (mm) ezermag-tömeg (g) nedvességtartalom (%)

47

2,5-3,0 1,0-1,2 2,0-2,5 6,0

Szárazanyagra számítva Organoleptikus jellemzők Fizikai mutatószámok Kémiai mutatószámok

Zsírsavak százalékos megoszlása az olajban

nyers olaj (%) nyers fehérje (%) nyers rost (%) íz illat törésmutató (25°C) sűrűség (25°C) szabad zsírsavak (%) peroxidszám el nem szappanosítható rész (%) palmitinsav sztearinsav olajsav linolsav linolénsav egyéb zsírsavak

22,8 21,4 30,2 Fűszeres Aromás 1,480 0,932 1,5 2,0 0,5 6,7 2,4 9,6 20,9 59,4 1,0

Néhány olajos növény és a moldvai sárkányfű magjának zsírosolaj tartalma és a zsírosolajban lévő telítetlen zsírsavak mennyisége a 12. táblázatban látható (Stuchlík és Žak 2002). 12. táblázat Olajos növények és a D. moldavica zsírosolajának főbb paraméterei (Stuchlík és Žak 2002) Növény kender len moldvai sárkányfű

zsírosolaj a magban g/100 g 35 35 20

α-linolénsav

olajsav

Linolénsav

20 58 61

12 19 10

60 14 18

A moldvai sárkányfű magolajának el nem szappanosítható részében azonosított fitoszterinek a 3.3.4. fejezetben kerültek ismertetésre. Holčapek és mtsai HPLC-MS módszerrel vizsgálták más zsírosolajok mellett a moldvai sárkányfű magolaját is. 18 trigliceridet azonosítottak, amelyek a glicerin különböző zsírsavakkal (O: olajsav; L: linolsav; Ln: linolénsav; Ma: margarinsav; P: palmitinsav; S: szterainsav) képezett észterei. Az azonosított trigliceridek elúciós sorrendje és a 205 nm-en felvett kromatogram csúcs alatti területeiből számított százalékos arányuk: LnLnLn 38,2%; LLnLn 21,4%; LLLn 6,7%; OLnLn 8,6%; LnLnP 6,8%; LnLnMa 0,4%; LLL 1,2%; OLLn 4,1%; LnLP 3%; SLnLn 3,2%; LLnMa 0,1%; OLL 0,8%; LLP 1,9%; OLnP 1,9%; PLnP 0,2%; OLO 0,5%; OLP 0,4%; PLP 0,4% (Holčapek és mtsai 2003).

48

A növény termése jól használható felfúvódással járó emésztési zavarokban, de adsztringens hatással is rendelkezik. (Budancev és mtsai 1994). 3.4. A D. moldavica és egyéb Dracocephalum fajok felhasználása Jelen fejezetben a nemzetség fajairól leírt általános, nem valamely meghatározott tartalmi anyaghoz kapcsolható hatásokat, népgyógyászati megfigyeléseket és egyéb felhasználási lehetőségeit ismertetjük. A moldvai sárkányfű termesztett növényként honosodott meg Európában és az amerikai földrészen. Ázsia nagy területein őshonos, de itt is termesztik. Magyarországi nemesítési munka eredménye a „Nyárád” fajtajelölt. Erőteljes növekedésű, kiegyenlített állományt képez, illóolajtartalma négy év átlagában 0,66-0,74%, melyből 43,5-49,1% citrál, 32,5-38,4% geranil-acetát (Halász-Zelnik és mtsai 1994). Magyarországon a Mecsek tea sorozatban került forgalomba a moldvai sárkányfüvet is tartalmazó Mecsek Frissítő tea. Romániában két, Dracocephalum moldavica kivonatot is tartalmazó készítményt forgalmaztak (Dobrescu és mtsai 2002): ¾ Sedinstant: Valeriana officinalis, Humulus lupulus, Crataegus oxyacantha, Leonurus cardiaca, Tilia cordata, Dracocephalum moldavica kivonatot tartalmazó

nyugtató,

feszültségoldó

és

görcsoldó

hatású

granulátum.

Használható továbbá a magas vérnyomás és a pajzsmirígytúltengés kiegészítő kezelésére is. ¾ Ticiverol:

Serpylli

herba,

Chamomillae

anthodium,

Gei

rhizoma

és

Dracocephali herba drogokból készült vizes-alkoholos kivonat. Szájüregi fertőzésekben összehúzó és fertőtlenítő hatású szájvíz. Romániában ürmösborok és üdítőitalok ízesítésére is használták (Csedő és mtsai 1980; Halász-Zelnik 1999), magas citrál- és geranil-acetát tartalmú illóolaja illatszeripari alapanyag (Rácz és mtsai 1992). Az orosz népgyógyászatban a vadon élő állományból vagy termesztésből származó drogot gyulladáscsökkentő, adsztringens, görcsoldó, nyugtató, sebgyógyító hatású szerként

használják.

Alkalmazzák

még

49

a

gyomor-bélrendszer

működési

rendellenességeinek kezelésére, nőgyógyászati betegségekben, reumatikus kórképekben borogatásként, hűlés esetén. A Bajkál-tó vidékén nephritis, gastro-enteritis és stomatitis kezelésére használják. Klinikai vizsgálatokkal igazolt hatások: gyulladáscsökkentő és antibakteriális hatás (pyelo-nephritisben), fokozza a bélizmok tónusát és növeli összehúzódásuk amplitúdóját, tágítja a mesenterialis ereket. Mongóliában máj- és gyomorbetegségek kezelésére használják (Budancev és mtsai 1994). Az Iránhoz tartozó Nyugat-Azerbajdzsánban a moldvai sárkányfű szárított föld feletti része a bazári gyógynövényárusok által ismert és gyakran javasolt drog. A népgyógyászati hagyomány szerint általános erősítő, szélhajtó, emésztést javító (sztomahikum), izzasztó, nyugtató és hányingercsillapító, sebek hegesedését elősegítő és fertőtlenítő hatása van. Elsősorban illóolaját használják, de összezúzott levelei jó hatásúak kígyómarás és rovarcsípés esetén is. Utóbbi célra a szerzők iráni receptgyűjteményből vett egyszerű viszketéscsillapító szer összetételét is közlik: moldvai sárkányfű alkoholos kivonata (15 g), 4 g szegfűszeg illóolaj, 10 csepp citromlé, 10 csepp levendula illóolaj, 60 csepp fehér ecet keveréke vízzel hígítva bedörzsölőszerként használható. Emésztést javító és kardiokinetikus hatású a növényből készült jól ismert és a vidék lakossága által kedvelt helyi alkoholos ital (Miraldi és mtsai 2001). Fontos méhlegelőnövény, a hordástalan időszak kiegészítő növényeként hasznosítható a méhészetben. Méhészeti paraméterei: 13680000 virág/ha; egy virág által kiválasztott nektár mennyisége 2-6 g; a nektár cukorértéke 0,2; egy hektáron képződő nektár 200 kg méznek felel meg. Méze világos színű, citromra emlékeztető ízű (Nyárádi 1985). Értékes, ellenálló és jó talajtakaró illetve díszítőértékű egynyári dísznövényként is felhasználást nyer (Vabrit 2002). Sziklakerti dísznövényként ültetik a D. grandiflorum, D. rupestre, D. ruyschiana fajokat. 4. ANYAG ÉS MÓDSZER 4.1. Vizsgálati anyagok 4.1.1. Növényminták és termesztésük

50

Kizárólag termesztett állományból származó növényi anyagot használtunk, mivel a D. moldavica termesztett faj, a D. ruyschiana magyarországi élőhelyén szigorúan védett, valamint a vizsgálatokba bevont fajok többsége távoli honosságú. A termesztés körülményeit, a szaporítóanyag eredetét, a gyűjtések idejét és a gyűjtött drog típusát a termesztés helye szerinti csoportosításban az alábbiakban foglaljuk össze. Baksa (Schmidt und Co.). Tengerszint feletti magasság: 300 m. Talaja kötött, agyagos, barna erdei, pH 7,2. Évi átlagos minimális hőmérséklet 6,4°C, évi átlagos maximális hőmérséklet 16,2°C, évi átlagos csapadék 550 mm. D. moldavica. Szaporítóanyag: saját fenntartott állományból. 1999. évi gyűjtés: június (leveles állapot): herba; július (bimbós állapot): herba; augusztus (teljes virágzás): herba. 2002. évi gyűjtés: július (bimbós, virágzás kezdete): herba. Vácrátót (MTA Ökológiai és Botanikai Kutatóintézet). Tengerszint feletti magasság: 130 m. Talaja hordalékos talaj, agyagos, vályogos könnyű homok. Évi átlaghőmérséklet 10,3°C, évi átlagos minimális hőmérséklet 7,7°C, évi átlagos maximális hőmérséklet 11,5°C, évi átlagos csapadék 525 mm. D. moldavica. Parcella: L782 A, B. Szaporítóanyag: a baksai állományból származó vetőmag (1998). 1999. évi gyűjtés: július 5. (bimbós állapot), herba; július 21. (virágzás ideje alatt): gyökér, szár, levél; augusztus 6. (teljes virágzás), herba; augusztus 18. (virágzás vége, termésérés), herba. A sziklakerti kollekcióból gyűjtött növényminták (1999. VII. 5.): D. argunense (termésérés) levél D. bipinnatum (termésérés) levél D. diversifolium (virágzást követően) levél D. grandiflorum (teljes virágzás) herba D. peregrinum (virágzást követően) levél D. renati (virágzás) herba D. rupestre (korai termésérés) levél D. ruyschiana (virágzás vége) herba

51

Marosvásárhely (saját kert). Tengerszint feletti magasság: 300 m. Talaja hordalékos, kötött. Évi átlaghőmérséklet 8,8°C, évi átlagos minimális hőmérséklet 6,6°C, évi átlagos maximális hőmérséklet 10,4°C, évi átlagos csapadék 615,4 mm (A Marosvásárhelyi Orvosi és Gyógyszerészeti Egyetem Botanikus Kertjének klimatikus adatai). D. moldavica. Szaporítóanyag: a baksai állományból származó vetőmag (1998). 1999-es gyűjtések: augusztus 10. (teljes virágzás) herba, szár és virágdrog; szeptember 6. (virágzás vége, termésképződés) herba. D. ruyschiana. Szaporítóanyag: Hortus Botanicus Hauniensis (Koppenhága). Gyűjtés: 2001 és 2002 (VI.: teljes virágzás, X.: termésérés után), herba és virágdrog. D. grandiflorum. Szaporítóanyag: Justus Liebig Egyetem Botanikus Kert, Gießen. Gyűjtés: 2001, 2002 teljes virágzáskor, herba és virágdrog. D. renati. Szaporítóanyag: a vácrátóti állományból gyűjtött mag. Gyűjtés: 2001, teljes virágzáskor (herba). A D. moldavica kivételével, amely egynyári faj és áprilisi vetéssel július végén – augusztusban kerül a teljes virágzás szakaszába, valamennyi évelő fajt tavaszi magvetést

követő

nyár

eleji

tűzdeléssel

szaporítottunk.

Az

így

létrehozott

állományokból az első évben kevés levéldrog, jelentősebb mennyiségű drog a következő évben gyűjthető. A drogokat szobahőmérsékleten száraz szellős helyen szárítottuk, porítottuk, szitáltuk (V. szita) (Ph. Hg. VII. a) és felhasználásig nedvességtől védve tároltuk. Felhasználás előtt meghatároztuk a drogok szárazanyag-tartalmát (4.2.2.) 4.1.2. Vegyszerek A GC/GC-MS vizsgálatokhoz használt illóolaj-komponens standardok (geraniol, nerol, geraniál, nerál, geranil-acetát, eukaliptol, timol, karvakrol, β-kariofillén, stb.) és az antocianidin tesztanyagok (cianidin-, delfinidin-, malvidin-, pelargonidin klorid) a Fluka Chemicals (Svájc) termékei. A nem illó komponensek azonosításához a következő tesztanyagokat használtuk: heszperidin, naringin (Fluka), rutin-trihidrát (Sigma, St. Louis, AEÁ), kávésav, rozmaringsav, β-szitoszterol, urzolosav és oleánolsav (Roth, Németország), koleszeteril-acetát (Sigma), malonsav, almasav, borkősav, p-kumársav (Fluka). A szuperkritikus fluid extrakcióhoz használt cseppfolyós CO2-ot és a GC

52

vizsgálatokhoz használt nitrogént és héliumot a Messer Griesheim Hungária Kft. szállította. Az analitikai minőségű szerves oldószereket (n-hexán, 96% alkohol, nbutanol, metanol, aceton, piridin, 30-50°C forrpontú petroléter, toluol, etilacetát, etilformiát) és vegyszereket (hidroxilamin hidroklorid, 36% HCl, metilénzöld, brómkrezolzöld, NaCl, vízmentes Na2SO4, hangyasav, ánizsaldehid, tömény kénsav, vanillin, jégecet, hexametiléntetramin, PEG) a Reanal Rt-től szereztük be. Oszlopkromatográfiás töltet: Sephadex LH-20 (Fluka); Whatman 3 papír (Merck); Kieselgel 60 és Kieselgel 60 F254 VRK rétegek (Merck). HPLC tisztaságú oldószerek: metanol, trifluorecetsav (TFA), acetonitril (Farmitalia Carlo Erba, Olaszország). Származékképzést követő GC/GC-MS meghatározásokhoz használt szililezőszerek: 1% trimetilkloroszilánt tartalmazó N,O-bisz(trimetilszilil)trifluoroacetamid (BSTFA/1% TMCS) (Supelco, AEÁ); hexametildiszilazánt tartalamzó TFA (Fluka). 4.2. Vizsgálati módszerek 4.2.1. Mikroszkópos növényanatómiai vizsgálatok Vizsgálatainkhoz az MTA Ökológiai és Botanikai Kutatóintézetének vácrátóti kísérleti területéről és sziklakerti kollekciójából származó friss növényi anyagot (D. moldavica: gyökér, szár, levél), a többi vizsgált faj esetén szárított levél- és szárdrogot használtunk. A metszetekből (levél és szár keresztmetszet) illetve a szárított levéldrog kis darabkáiból derített mikroszkópos preparátumokat készítettünk. A metszeteket illetve a szárított levéldrogok kis darabjait bepárlócsészében 2%-os KOH oldatban 2-3 percig óvatosan főztük. Kihűlés után a lúgos oldatot leöntöttük és a preparátumokat vízzel többször átmostuk. A derített preparátumokat üvegbottal vagy csipesszel óvatosan tárgylemezre helyeztük egy cseppnyi víz-glicerin 1:1 elegybe majd tárgylemezzel lefedtük és zománcfestékkel szigeteltük a tárgylemez széleit. A preparátumokat Akszioszkóp XL fénymikroszkóppal 100, 200 és 400-szoros nagyítással vizsgáltuk. 4.2.2. Drogok szárítási veszteségének meghatározása

53

A drogok szárítási veszteségének meghatározását a VII. Magyar Gyógyszerkönyv I/J/c.7.5. cikkelye alapján 2-2 g, virágok esetén 0,5 g drog felhasználásával végeztük (Ph. Hg. VII. b.). A vizsgálat során a drognak 105°C hőmérsékleten történő szárítás hatására

bekövetkező,

egy

tizedes

számjegynyi

értékre

kerekítve

megadott

tömegveszteségét (% m/m) mértük. 4.2.3. Extrakciós módszerek és mintaelőkészítési műveletek 4.2.3.1. Illóolajok vízgőzdesztillálása A baksai (1999. június, július, augusztus; 2002. július); marosvásárhelyi (1999. augusztus 10., szeptember 6.) és vácrátóti (1999. július 5., július 21., augusztus 6., augusztus 18.) termesztésű D. moldavica drogok illetve a Marosvásárhelyen termesztett, 2002-ben gyűjtött D. grandiflorum, D. ruyschiana és 2001-ben gyűjtött D. renati drogok illóolajtartalmát a Ph. Hg. VII.-ben hivatalos készülékben térfogatosan és/vagy gravimetriásan határoztuk meg (Ph. Hg. VII. c). A vízgőzdesztillálást 30 g drogból végeztük, extrakciós idő: 3 óra. A 4.2.3.5. alfejezetben leírtak szerint készített alkoholos és vizes kivonat (tinktúra, forrázat) illóolajtartalmát leszálló ágú desztilláló berendezéssel határoztuk meg. A meghatározást 200 g tinktúra (20 g drog/100 g 80% alkohol) illetve 3x 500 g forrázat (5g drog/100 g víz) felhasználásával végeztük. A szedőedénybe 40 ml petrolétert öntöttünk (forráspont: 30-50°C) és a 2,5 órás desztillálás során 450 ml kondenzet gyűjtöttünk. A szedőedénybe gyűjtött oldatot kihűlés után NaCl-al kisóztuk és a petroléteres fázist választótölcsérben elválasztottuk. A vizes fázist még 3x50 ml petroléterrel kiráztuk majd az egyesített petroléteres fázisokat vízmentes Na2SO4-on vízmentesítettük. Az adszorbeált illóolaj lemosása érdekében a vízmentes Na2SO4-ot 3x50 ml petroléterrel átmostunk. Az egyesített petroléteres oldatokat 35-40°C-on oldószermentesítettük, majd a kinyert illóolajat tartalmazó, analitikai pontossággal lemért gömblombikot visszamértük. 4.2.3.2. Szuperkritikus extrakció

54

A félüzemi léptékű berendezést a Budapesti Műszaki és Gazdaságtudományi Egyetem Vegyipari Műveletek Tanszékén fejlesztették ki. A készülék maximum 500 bar nyomáson és 120°C hőmérsékleten üzemeltethető. Az extraktor saválló acélból készült duplafalú hengeres tartály, belsejében egy kiemelhető töltettartó betétcsővel, amelybe kísérleteinkhez mérésenként 800 g-nyi pontosan lemért drogot helyeztünk. A széndioxid a palackból egy puffertartályba jut, ahol a nyomás megegyezik a palackban uralkodó nyomással (60-65 bar). Innen a szén-dioxid egy duplafalú, hűtőköpennyel ellátott csövön keresztül az áramlásmérőbe jut, amelyen leolvasható a folyadék tömegárama (kg/h), hőmérséklete (°C), sűrűsége (kg/m3), az áthaladt CO2 tömege (kg). A CO2 egy hőcserélőn halad át ahol hőmérséklete eléri a kívánt értéket, majd a szivattyú az extraktorba szállítja. A szivattyúban a szén-dioxid nyomása a kritikusnál magasabb értéket ér el, ezt az értéket az extraktor fűtött köpenye biztosítja. A szuperkritikus állapotú CO2 keresztül halad a drogot tartalmazó töltettartó csövön és kioldja az oldható összetevőket. Nyomáscsökkentés után az I. szeparátorba kerül, ahol az oldott anyagok egy része (zsíros anyagok, szterinek) kiválik. A maradék oldott anyag a második szeparátorban uralkodó még kisebb nyomás hatására maradéktalanul kiválik (illó anyagokban gazdag extraktum). A szeparátorokban a hőmérséklet termosztáttal, a kívánt nyomás nyomásszabályozó szelepekkel biztosítható. A regenerálódott CO2 egy gázórán keresztül haladva a szabadba jut vagy zárt üzemeltetés esetén egy hőcserélőben kondenzáltatjuk és az előszeparátoron keresztül újra a puffertartályba juttatjuk. Az CO2ban esetleg visszamaradt anyagok (pl. víz) az előszeparátorban kondenzálnak. Az extrakció paraméterei: extrakció: 450 bar (0,45 MPa) és 40°C, a CO2 tömegárama 7 kg/h, nyomás az I. szeparátorban 80 bar (0,08 MPa), a második szeparátorban 20 bar (0,02 MPa). A felhasznált CO2 mennyisége: 2 palack kísérletenként., A kivont anyagok mennyiségének követése céljából egy kivonás során négyszer (félpalacknyi CO2 áthajtása után) az extraktort szétszereltük, vízfürdőn CO2-mentesítettük és lehűlés után mértük a II. szeparátorban kivált anyag mennyiségét. Vizsgáltuk az extraktum összetételének a kivonás alatt bekövetkezett változását: e kísérletnél a megszakítások során a tömegmérés mellett mintát vettünk a II. szeparátorból. 4.2.3.3. Oldószeres kivonás Soxhlet készülékben

55

Illó komponensek kioldódás-vizsgálata: oldószerként n-hexánt illetve 96%-os alkoholt használtunk. 10 g szűrőpapírhüvelybe helyezett és vattával lefedett drogot (D. moldavica, 2002., Baksa) addig extraháltunk, amíg a feltétben összegyűlő oldószer színtelenné nem vált (4-6 óra). Az olajfürdő hőmérséklete hexános extrakció esetén 130-140°C,

alkoholos

vákuumbepárlón

kivonás

(Büchi,

esetén

Svájc)

150-160°C

volt.

oldószer-mentesítettük

Az

extraktumokat

és

visszaméréssel

meghatároztuk tömegüket. 4.2.3.4. Oszlopkromatográfiás módszer antociánban gazdag frakciók előállítására Vizsgált drogminták: ¾ D. moldavica virágdrog (5 g) ¾ D. moldavica szárdrog (mindkettő 1999. VIII. 10-i marosvásárhelyi gyűjtés) ¾ 2002. júniusi, marosvásárhelyi gyűjtésű D. ruyschiana virágdrog (5 g) ¾ 2002-es, marosvásárhelyi gyűjtésű D. grandiflorum virágdrog (5 g) Extrakció: 4x125 ml 0,05% HCl-at tartalmazó metanol-aceton 1:1 oldószer-eleggyel 20 percig ultrahangos készülékben, majd további 4°C-on 16 órás áztatás ugyanazon oldószerelegy 200 ml-ével. A szűrleteket egyesítettük és vákuumbepárlón 40°C-on oldószer-mentesítettük. Az oldószer-mentes kivonatok egy részét származékképzést követő GC-MS vizsgálathoz használtuk fel. Egy 17x2,5 cm méretű oszlopot 30 g, vízben szuszpendált Sephadex LH-20-al töltöttük meg. A töltetet 500 ml vízzel átmostuk majd 12 órán át vízzel duzzasztottuk. 0,5 g kivonatot 2,5 ml 0,05% HCl-ot tartalmazó metanol-víz elegyben oldva 2,5 g száraz oszloptöltettel homogenizáltunk és óvatosan rárétegeztük az oszloptöltet tetejére, amelyet végül a felső réteg felkavarodásának megelőzése céljából a kivonószerrel átmosott vékony üvegvattaréteggel fedtünk le. Eluensként 200 ml víz átfolyatása után 150-150 ml, növekvő metanol-tartalmú, egyaránt 0,05% HCl-at tartalmazó víz:metanol elegyet (8:2→3:7), végül 0,05% HCl-at tartalmazó tiszta metanolt használtunk. Az oszlopkromatográfiás művelet végén 200 ml 0,05% HCl-ot tartalmazó víz, majd tiszta víz átfolyatásával regeneráltuk a töltetet. Az oszlopon intenzív lilásvörös/ciklámenszínű sávban eluálódó, kb. 300 ml-nyi frakciókat vákuumbepárlón 45°C-on oldószermentesítettük majd liofilezéssel száraz, antociánban gazdag frakciókat nyertünk. A

56

liofilezés parméterei: LABOR-MIM laboratóriumi liofilező berendezés, a szekrény hőmérséklete 60°C, a minta hőmérséklete −20 → 30°C, szárítás időtartama 12 óra, nyomás 12-13 Pa. A liofilezett frakciókból készített teljes savas és lúgos hidrolízistermékeket HPLC (aglikonok) illetve VRK módszerrel (cukrok, savak) vizsgáltuk. Liofilizált antocián-dús frakciók savas hidrolízise Az antocián-glikozidok bontását savas hidrolízissel végeztük el. 20 mg liofilezett frakciót 15 ml 10%-os HCl-al 30 percen át forrásban lévő vízfürdőn visszafolyós feltéttel ellátott gömblombikban hidrolizáltunk. A kihűlt oldatot 2x1,5 ml n-butanollal kiráztuk. Az aglikont tartalmazó butanolos fázist 50°C-on vákuumbepárlón oldószermentesítettük és a maradékot 2x0,5 ml etanollal mintatartó edénybe mostuk és HPLC vizsgálathoz

használtuk

fel.

A

cukrokat

tartalmazó

vizes

fázist

70°C-on

vákuumbepárlón szárazra bepároltuk, a maradékot 2x0,5 ml etanollal mintatartó edénybe mostuk (Forkmann 1977) és VRK vizsgálathoz használtuk fel. Liofilizált antocián-dús frakciók lúgos hidrolízise Az antociánok cukorkomponensét észterező savak lehasítása és elválasztása céljából elvégeztük a frakciók lúgos hidrolízisét. 20 mg liofilezett frakciót 2 ml 10%-os KOH oldattal szobahőmérsékleten 60 percen át állni hagytunk egy lezárt csiszolatos gömblombikban, a reakcióelegyet 10%-os HCl oldattal átsavanyítottuk és 70°C-on vákuumbepárlón kb. 1,5 ml-re bepároltuk. A maradékot 2 x 2 ml dietil-éterrel kiráztuk, az éteres fázist vákuumbepárlón oldószer-mentesítettük, végül a maradékot 1 ml metanollal mintatartó edénybe mostuk (Takeda és mtsai 1986, 1986b). A mintákat VRK módszerrel vizsgáltuk. 4.2.3.5. Vizes kivonatok (teák) és alkoholos kivonatok (tinktúrák) előállítása A magas össz-flavonoid tartalmú 1999. júniusi gyűjtésű baksai mintából a VII. Magyar Gyógyszerkönyv vonatkozó cikkelye szerint forrázatot készítettük: 5 g drogot 200 ml vízzel leforráztunk, lefedve 30 percig állni hagytuk, szűrtük, majd kihűlés után a forrázatot 200 ml-re vízzel kiegészítettük (Ph. Hg. VII. d). Az alkoholos kivonatot szintén az 1999. júniusi gyűjtésű baksai mintából készítettük a VII. Magyar

57

Gyógyszerkönyv vonatkozó cikkelyének irányelvei szerint: 5 napig tartó áztatással 1:5 arányú kivonatot készítettünk 80%-os etanolt használva kivonószerként. A tinktúrát zárt edényben hűvös helyen, három napig ülepítettük, szűrtük, végül a kivonó-folyadékkal pontos tömegre kiegészítettük (Ph. Hg. VII. e). A forrázatot és a tinktúrát a kioldódott össz-polifenol, cserzőanyag, rozmaringsav, kávésav, össz-flavonoid és illóolaj mennyiségének meghatározásához használtuk. 4.2.4. Analitikai vizsgálatok 4.2.4.1. Vékonyrétegkromatográfiás (VRK) és denzitometriás vizsgálatok Szuperkritikus extraktumok vizsgálata ¾ réteg: Kieselgel 60F254; kifejlesztő elegy: n-hexán – etilacetát 9:1 (illó vegyületekre), toluol – kloroform – etanol 4:4:1 (nem illó vegyületekre) ¾ minták: a 4.2.4.1. és 4.2.4.2. alfejezetekben leírtak szerint előállított illóolaj kloroformos oldata (15 μl/1 ml) és a SFE kivonatok n-hexános oldata (mg/ml) ¾ összehasonlító oldatok: citrál főkomponensű Cymbopogon citratus illóolaja (15 μl/1 ml kloroform) illetve β-szitoszterin (mg/ml n-hexános oldat) ¾ értékelés: a réteg lepermetezése alkoholos vanillin-kénsav reagenssel majd 5 perces melegítés 105°C-on (illó vegyületek), 5%-os kénsavas etanol majd melegítés 105°C-on 5 percig (nem illó vegyületek), Rf számolás. Antocián-dús frakciók savas hidrolízis-termékeinek vizsgálata cukorkomponensekre ¾ réteg: Kieselgel 60; kifejlesztő elegy: n-butanol – ecetsav – víz 6:2:2 (Forkmann 1977) ¾ minták: a 4.2.3.4. alfejezetben leírtak szerint előállított kivonatok feldolgozott savas hidrolízistermékének 10, 20 és 5 μl-nyi mennyisége; összehasonlító oldatok: glükóz, ramnóz, galaktóz és maltóz 1%-os oldata (80%-os alkoholban), 20-20 μl ¾ értékelés: a réteg lepermetezése Lisboa reagenssel (0,5 ml ánizsaldehid+50 ml hangyasav+1 ml tömény kénsav) majd 10 perces melegítés 100°C-on (Sulyok és László-Bencsik 1985)

58

Antocián-dús frakciók lúgos hidrolízis-termékeinek vizsgálata savkomponensekre ¾ réteg: Kieselgel 60F254; kifejlesztő elegy: toluol – metanol 1:1 ¾ minták: a 4.2.3.4. alfejezetben leírtak szerint előállított kivonatok feldolgozott lúgos hidrolízistermékének 20 μl-nyi mennyisége; összehasonlító oldatok: malonsav, borkősav és p-kumársav 0,5%-os metanolos oldata, almasav 0,5%-os oldata (80%-os alkoholban), 5-5 μl ¾ értékelés: a réteg lepermetezése brómkrezolzöld (0,02 g brómkrezolzöld 50 ml etanolban oldva + kb. 0,5 ml 0,1 N NaOH oldat): a savaknak megfelelő folt világos ibolyaszínűre színeződik, a p-kumársav UV fényben jól detektálható (Sulyok és László-Bencsik 1985) VRK-denzitometriás módszer rozmaring- és kávésav meghatározására Analitikai pontossággal mért 0,4 grammnyi porított drog-mintát (mintánként 2 párhuzamos beméréssel, bemérésenként 2-2 párhuzamossal) 7 ml 60%-os metanollal extraháltunk 10 percen át ultrahangos kivonó-készülékben. A kivonást háromszor ismételtük, végül a szűrt kivonatokat egyesítettük és 25 ml-re kiegészítettük. Vékonyréteg-kromatográfiás körülmények: 10x20 cm Kieselgel 60 réteg, toluoletilacetát-hangyasav 5:4:1 kifejlesztőszer-keverék, felvitt minta mennyisége 25 μl (kivonatonként 2-2- felvitel). A rétegeket 20 percig sötétét helyen oldószermentesítettük majd 20 percig természetes fényben tartottuk. A denzitometriás vizsgálat körülményei: Shimadzu CS-9301PC (Japán) denzitométer, fluoreszcenciás üzemmód, mérés

325

nm-es

hullámhosszon.

A

denszitometriás

mérés

érzékenysége:

rozmaringsavra 1 ng, kávésavra 0,1 ng. A módszer variációs koefficienssel leírható reprodukálhatósági adatai (10-szer megismételt mérésből számolva): rozmaringsavra 0,34%, kávésavra 0,36% (Janicsák és Máthé 1997, Janicsák és mtsai 1999). A rozmaring- és kávésav mennyiségét a forrázatban és a tinktúrában is mértük. 16 ml forrázatot illetve 2 ml tinktúrát forrásban lévő vízfürdőn bepároltunk, majd a maradékot 60%-os metanolban oldottuk, végül az oldatot 25 ml-re kiegészítettük. A továbbiakban a fent leírtak szerint folytattuk a mérést.

59

4.2.4.2. Papír-elektroforézis Vizsgált minták: a D. moldavica virág- és szárdrogjából és a D. grandiflorum virágdrogjából készült antociánban dús frakciókból készült oldatokból (10 mg/0,5 ml metanol: 0,2M ecetsav 7:3 arányú keverékben oldva) 1, 7,5 illetve 10 μl, pelargonidin (1 mg/1 ml metanol) 7,5 μl, metilénzöld indikátorfesték 5 μl 0,5% oldat. A vizsgálat paraméterei: Whatman 3 papír (20x20 cm), acetát tompító oldat (pH 4,4), 40 V/cm, 0,1 mA/cm, 3 h, előhívás 0,1%-os HCl oldattal (Harborne 1986, Saito és Harborne 1992, Takeda és mtsai 1986a, 1986b). 4.2.4.3. Gázkromatográfiás és gázkromatográfiás-tömegspektrometriás módszerek Illóolajok gázkromatográfiás vizsgálata A GC vizsgálatok során a 4.2.3.1.

alfejezet szerint vízgőzdesztillálással előállított

illóolaj-mintákat, valamint a forrázattal készített vizes illetve macerálással előállított alkoholos kivonatok (tinktúrák) vízgőzdesztillálásával nyert illóolajokat vizsgáltuk. GC paraméterek: FISONS GC 8000 gázkromatográf, Rt - βDEXm enantioszelektív kapillár kolonna (30 m x 0,25 mm I.D.), állófázis filmvastagsága: 0,25 μm, injektor hőmérséklete: 210°C, injektálás: splitless 10 másodpercig, split leosztás: 1:50, injektált oldat: 0,2-0,4 μl (5 μl/2 ml CHCl3). Hőmérsékleti program: 60-230°C-ig 8°C/perc majd 230°C-on 5 percen át izoterm. Detektor: lángionizációs (FID), detektor hőmérséklete 240°C, vivőgáz: nitrogén, 50 kPa nyomáson, áramlási sebesség 6,8 cm3/perc. Az értékelést Chrom Card számítógépes program segítségével végeztük. A komponenseket standardok, illetve ismert összetételű/főkomponensű illóolajok addíciójával és retenciós adatok alapján végeztük. Illóolajok gázkromatográfiás-tömegspektrometriás vizsgálata GC paraméterek Finnigan GCQ készülék, Finnigan GC gázkromatográf, kapillár kolonna (30 m x 0,25 mm I. D.) MDN-5S állófázis (filmvastagsága 0,25 μm), injektor hőmérséklete: 200°C, vivőgáz: He, pHe 0,20 MPa, 1,0 cm3/perc, transfer line hőmérséklet: 275°C.

60

Hőmérsékleti program: 60°C izoterm (3 perc); 60-200°C 8°C/perc, 200°C izoterm 2 percen át, 200-250°C 10°C/perc majd 250°C izoterm 15 percen át. MS paraméterek Detektor: Finnigan MS, operációs mód: elektronütközéses (70 eV), mérési tartomány: 40-650 m/z, 1 analízis/s, értékelés Finnigan GCQ 2.0 program segítségével. Szuperkritikus extraktumok GC/GC-MS vizsgálata A 4.2.3.2. és a 4.2.3.3. alfejezetben leírtak szerint készült szuperkritikus- és szerves oldószeres extraktumok és a vízgőzdesztillálással kinyert illóolaj kloroformban oldott mintáit injektáltuk. GC paraméterek a. FISONS GC 8000 gázkromatográf, 30 m x 0,32 mm I. D. kapillár kolonna DB-1701 állófázissal (filmréteg vastagsága 0,25 μm), Rt-βDEXm és a mennyiségi mérésekhez Rt-βDEXsm enantioszelektív állófázisú kapillár kolonna (30 m x 0,25 mm I.D.), állófázis filmvastagsága 0,25 μm. Injektor hőmérséklete: 210°C. Injektálás: leosztás nélkül 10 másodpercig, leosztási arány: 1:50. Injektált oldat: 0,8 μl (5 mg extraktum/ml illetve 5 μl illóolaj/ml CHCl3). Hőmérsékleti program: 60-230°C-ig 8°C/perc majd 230°C-on 5 percen át izoterm. Detektor: lángionizációs (FID), detektor hőmérséklete 240°C, vivőgáz: nitrogén, 50 kPa nyomáson, áramlási sebesség 6,8 cm3/perc. Az értékelést Chrom Card számítógépes program segítségével végeztük. b. Finnigan GCQ berendezés: Finnigan GC gázkromatográf, 30 m x 0,22 mm I. D. kapillár-kolonna (BPX5 állófázis, filmréteg vastagsága 0,25 μm). Injektor hőmérséklete 200°C, 6 sec. splitless majd a leosztási arány 1:10. Hőmérsékleti program: 60°C-tól 230°C-ig

8°C/perc majd 3 percen át 230°C-on izoterm. A He vivőgáz áramlási

sebessége 0,40 m/sec, nyomása 0,2 MPa. A mérés reprodukálhatóságát mintánként három párhuzamos meghatározás adataiból számoltuk (relatív standard deviáció). GC-MS paraméterek Hewlett-Packard

5890A

gázkromatográfból

és

VG-TRIO-2

kvadrupól

tömegspektrométerből álló GC-MS rendszer, DB-1701 állófázisú kapillár-kolonna (30 m x 0,32 mm, filmréteg vastagsága 0.25 μm). Injektor hőmérséklete 210°C, leosztási arány 1:10. Hőmérsékleti program: 30 másodpercig 70°C, 70°C-tól 120°C-ig 15°C/perc,

61

120°C-tól 240°C-ig 4°C/perc, végül 240°C-on 2 percig. Vivőgáz: He, áramlási sebessége

0,4

m/sec.

Tömegspektrometriás

paraméterek:

operációs

mód:

elektronütközéses (70 eV), mérési tartomány 29 – 500 m/z. Operációs mód: elektronütközéses (70 eV); mérési tartomány 40 – 650 m/z. A

komponensek

azonosításához

referencia-anyagok

tömegspektrumait

és

tömegspektrum-gyűjteményeket használtunk fel (Adams 2001). Urzolsav és oleánolsav származékképzést követő gázkromatográfiás vizsgálata Gázkromatográfiás mérés előtt VRK gyorsvizsgálattal ellenőriztük a két triterpén karbonsav jelenlétét a mintákban. VRK körülmények: szilikagél réteg, kloroformmetanol 19:1 kifejlesztő rendszer, előhívó reagens: kénsavas ánizsaledehid majd a réteg melegítése (105°C 5 perc). A két triterpén karbonsav egy foltként jelentkezik a rétegen. Kivonás és a minták előkészítése (szililezés) 0,8 g-nyi analitikai pontossággal mért porított drogot 90 ml metanollal forrásban lévő vízfürdőn 6 órán át extraháltunk Soxhlet készülékben. A kivonatot metanollal 100 ml-re egészítettük ki (törzsoldat). 1 ml törzsoldatot 4 ml vízzel hígítottunk, majd Chromabond SB SPE oszlopon tisztítottuk Chromabond vákuum-készülék segítségével. Az 500 mg töltetet tartalmazó oszlopokat előzetesen 5 ml metanollal, majd 5 ml vízzel kondicionáltuk, végül 5 ml vízzel mostuk. A 1,5 ml-es mintatartó üvegcsébe gyűjtött tisztított kivonatokat 80°C-on beszárítottuk, 200 μl piridinben oldottuk és 400 μl, 1% trimetilkloroszilánt tartalmazó N,O-bisz(trimetilszilil)trifluoroacetamiddal (BSTFA/1% TMCS) szilileztük. A reakcióelegyet 2 órán át 80°C-on tartottuk. A gázkromatográfiás mérés paraméterei: HP 5890 Series II (Hewlett Packard/Agilent Technologies, AEÁ) gázkromatográf, HP 5 oszlop (30 m x 0,32 mm x 0,25 μm), az injektor, kolonna és detektor hőmérséklete 300°C, injektált minta mennyisége 1 μl, leosztási arány 1:10, vivőgáz: nitrogén, nyomás 8 psi, lángionizációs detektor, analízisidő 22 perc. Kimutathatósági határ: urzolsavra és oleánolsavra egyaránt 2 ng. A módszer variációs koefficienssel kifejezett reprodukálhatósága: US 6,48%, OS 5,52%; (Janicsák és mtsai 2003). D. moldavica és D. ruyschiana virágkivonatainak származékképzést követő GC-MS vizsgálata

62

Minták: D. moldavica virágból, D. moldavica szárból (mindkettő 1999. VIII. 10-i marosvásárhelyi gyűjtés) és 2002. júniusi, marosvásárhelyi gyűjtésű D. ruyschiana virágból a 4.2.3.4. alfejezetben leírtak szerint 0,05% HCl-at tartalmazó metanol-aceton 1:1 oldószer-eleggyel készült kivonatok. Az azonosított komponensek százalékos megoszlását a minta szárazanyag-tartalmára vonatkoztatva adtuk meg, melyet a kivonatok 80°C-on, tömegállandóságig történő szárításával mértünk. A kivonatok és a flavonoid-tesztanyagok hidrolizátumainak előállítása 0,05-0,1 grammnyi kivonatot illetve 0,01-0,025 grammnyi analitikai pontossággal mért flavonoid tesztet (heszperidin, naringin, rutin) 12 ml-es csiszolatos gömblombikban 10 ml 2 M trifluorecetsavval (TFA) (23 g TFA/100 ml víz) 1, 2 illetve 3 órán át hidrolizáltattunk. A választott idő lejárta után a reakcióelegyet vákuumbepárlón oldószer-mentesítettük majd az alábbiak szerint származékképzésnek vetettük alá. Minták és teszt-anyagok trimetilszilil származékainak előállítása Szililezett minták és tesztanyag-oldatok: ¾ 0,05-0,10 grammnyi natív, vagy megfelelő mennyiségű hidrolizált kivonat ¾ hidrolizált flavonoid-teszt ¾ feltételezett főkomponensek (almasav, glükóz, fruktóz, szacharóz) 5-100 mg/ml töménységű vizes oldatai ¾ feltételezett minor komponensek 0,1-20 mg/ml töménységű vizes oldatai (karbonsavak) illetve 1 mg/ml töménységű alkoholos oldatai (zsírsavak) Adott

mennyiséget

a

fenti

anyagokból/kivonatokból

4

ml-es

csiszolatos

gömblombikban vákuumbepárlón 50-60°C-on oldószer-mentesítettünk. A maradékhoz 500 μl piridines hidroxilamin hidroklorid oldatot (2,5 g/100 ml) adtunk és a reakcióelegyet 3 órán át 70°C-on tartottuk. Lehűlés után 1000 μl hexametildiszilazánt és 100 μl trifluorecetsavat adtunk a reakcióelegyhez, amelyet további 60 percen át 100°Con tartottunk. A minta cukor/sav tartalmának megfelelően vizsgálat előtt HMTS-el hígítottuk. GC-MS vizsgálathoz 1-1 μl oldatot használtunk. GC-MS vizsgálat Saturn II GC-MS rendszer (Walnut Creek, CA, AEÁ), Varian 8200 automata mintaadagoló, ioncsapda detektor (ITD), SGE oszlop (SGE International Pty. Ltd.), 30 m x 0,25 mm, 0,25 μm filmvastagságú ID-BPX5 állófázis. Transfer line hőmérséklete 280°C, Az injektor és a kolonna hőmérsékleti programja a 13. táblázatban látható.

63

13. táblázat A kolonna és az injektor hőmérsékleti programja (GC-MS) Kolonna Szegmens Hőmérséklet 1 2 3

150 330 330

Injektor Fűtés (°C/perc) 0 8 0

Idő (perc) 4,61 22,50 7,00 34,11

Szegmens Szegmens 1 2 3

150 330 330

Fűtés (°C/perc) 0 180 0

Idő (perc) 2,00 1,00 5,00

Operációs mód: elektronütközéses (EI), mérési tartomány: 40-650 m/z, 1 analízis/sec. 4.2.4.4. Antocianidinek és anticianinok HPLC vizsgálata Minták: D. moldavica virágdrogjából készült antociánban dús frakció savas hidrolízisével nyert antocianidineket tartalmazó oldat 4.2.3.4. alfejezetben leírtak szerint készült hidrolizátuma (aglikonokat tartalmazó butanolos fázis) és ugyanebből a drogból készített metanolos kivonat (0,5 g drog/20 ml 1% ecetsavat tartalmazó metanol, 5 perces kivonás ultrahangos kivonókészülékben, szűrés, oldószer-mentesítés, minta újraoldása metanolban). A mintákat C18 SPE oszlopon tisztítottuk (eluens: 40% metanol) és HPLC vizsgálatnak vetettük alá. Minta mennyisége 5 μl; Surveyor (Thermo Finnigan, San José, CA, AEÁ) HPLC berendezés (kvaterner gradiens pumpa, integrált vákuum gázmentesítő); Phenomenex Luna (Torrance, CA, AEÁ) 5 μm C18 oszlop (250x4,6 mm. I. D.), SecurityGard C18 előtétoszloppal kapcsolva (8x3 mm I. D.). Eluensrendszerek: izokratikus elúció esetén acetonitril-trifluorecetsav (0,1%) 22,5:77.5; gradiens elúció esetén 10% acetonitril: 90% trifluorecetsav (0,00 perc), 100% acetonitril (20 perc). Áramlási sebesség: 1 ml/min. Csúcsok azonosítása: spektrum-elemzés és standard addíció segítségével. Összehasonlító oldatok: pelargonidin klorid, cianidin klorid, delfinidin klorid metanolos oldatai (1mg/1 ml). 4.2.4.5. Spektroszkópiás módszerek alkalmazása fenoloidok értékmérésére Flavonoidtartalom meghatározása

64

A szabad és glikozidként jelenlévő flavonoidok mennyiségét (össz-flavonoid tartalom) a Német Gyógyszerkönyv (DAB 10)/VIII. Magyar Gyógyszerkönyv módszere szerint mértük (Deutsches Arzneibuch 1996, Pharmacopoea Hungarica VIII. a). 0,3 grammnyi analitikai pontossággal mért drogot/30 ml vizes kivonatot/2,5 g tinktúrát (a kivonatok szárítási maradékait dolgoztuk fel) csiszolatos Erlenmeyer lombikban 1 ml 0,5%-os hexametiléntetramin oldattal, 20 ml acetonnal és 2 ml 25%-os HCl-al 30 percig visszafolyó hűtő alkalmazása mellett forró vízfürdőn extraháltunk. A kivonatot vattapamaton át 100 ml-es mérőlombikba szűrtük. A drogmaradékot a vattapamattal együtt 20 ml aceton hozzáadásával újra extraháltuk. Az egyesített kivonatokat kihűlés után acetonnal jelig kiegészítettük. 20 ml acetonos oldatot 20 ml vízzel választótölcsérbe mértünk és 15, majd még háromszor 10 ml vízzel telített etilacetáttal kiráztunk. Az egyesített etilacetátos fázisokat kétszer 50 ml vízzel átmostuk, vízmentes Na2SO4-on keresztül 50 ml-es mérőlombikba szűrtük és etilacetáttal jelig kiegészítettük. 10 ml etilacetátos törzsoldatot 25 ml-es mérőlombikba pipettáztunk, 1 ml AlCl3 reagens hozzáadása után 5%-os jégecetes metanollal jelig kiegészítettük. Az etilacetátos törzsoldatból 10 ml-t 25 ml-es mérőlombikba pipettáztunk 5%-os jégecetes metanollal jelig kiegészítettük (AlCl3 reagens hozzáadása nélkül készült összehasonlító oldat). 30 perc elteltével a mérőoldat abszorbanciáját 425 nm-en mértük az összehasonlító oldatéval szemben 1 cm-es küvettában. A minta flavonoidtartalmát hiperozidra vonatkoztatva adtuk meg (A1%1cm = 500). Az 1999-es, baksai gyűjtésű D. moldavica mintában (és a belőle készített vizes és alkoholos kivonatban) mértük a szabad flavonoid-aglikon mennyiségét is. A mérést a fentiek szerint, de hidrolizáló ágens (25% HCl) hozzáadása nélkül végeztük el. A leukoantocianidinek jelenlétének tanulmányozására az 1999-es júniusi, baksai gyűjtésű D. moldavica mintából elvégeztük a flavonoid-tartalom meghatározását a DAB 10 módszere szerint, de a leukoantocianidik megkötésére szolgáló hexametiléntetramin oldat hozzáadása nélkül. Összpolifenol- és cserzőanyag-tartalom mérése A drogminták és kivonatok össz-polifenol és cserzőanyag tartalmát a VII. Magyar Gyógyszerkönyvben hivatalos módszer szerint végeztük (Ph. Hg VII. f, g). A méréseket 1 g drogból, 40 ml vizes kivonatból illetve 0,5 g tinktúrából végeztük. A vizes és

65

kivonatok összpolifenol- és cserzőanyag-tartalmának mérésekor a gyógyszerkönyvi módszert annyiban módosítottuk, hogy az előírt 150 ml víz helyett csak 110 ml vízzel hígítva melegítettük egyszeri forrásig az oldatot. 4.2.5. D. moldavica illóolajának kemotaktikus aktivitást befolyásoló képességének vizsgálata A kemotaxis-vizsgálathoz modell-sejtként a Tetrahymena pyriformis csillós protozoont használtuk. Kemotaktikus aktivitását a D. moldavica illóolajával (Baksa, 2002) szemben kapilláris kemotaxis assay-el határoztuk meg. A berendezés belső egységét egy nyolc kivezetésű pipetta alkotja, ez tartalmazza a vizsgálandó mintát. A külső egység egy 96 lyukú lemez, ebben található a sejt-tenyészet, amelyben a protozoonok a szaporodás logaritmikus szakaszában vannak. A két kamra között a kapillárisként működő pipetta hegye létesít kapcsolatot, a pipetta hegye 0,5-1 mm mélyen merül a sejteket tartalmazó táptalajba. 15 perces inkubáció után (ez a viszonylag rövid idő biztosítja azt, hogy csak a koncentráció-függő mozgásra képes sejtek jussanak a pipettába, kiküszöbölve a nem vektoriális, véletlenszerű mozgás hatására történő bejutást) a mintákat 4% formaldehidet tartalmazó foszfát-pufferrel fixáltuk (0,05 M foszfát-puffer, pH 7,2, 0,9 M NaCl). A mintákat Neubauer hemocitométer segítségével értékeltük. Vizsgált koncentráció-tartomány: 10-7 – 10-1 % (v/v), kontroll: az illóolaj oldására használt oldószert tartalmazó friss táptalaj. Táptalaj: 1% Bacto tryptone-t (Difco, Michigan, AEÁ) tartalmazó 0,1%-os élesztő-kivonat 28°C-on.

5. EREDMÉNYEK ÉS MEGVITATÁSUK 5.1. Növényanatómiai vizsgálatok, különös tekintettel a trichómák és illóolajkiválasztó mirigyek szerkezetére Munkánk során az egyes fajokra jellemző fedőszőr-típusok és kiválasztó-mirigyek feltérképezését tűztük ki célul. Részletesebb anatómiai leírást azokról a fajokról adunk,

66

amelyeknél mélyrehatóbb fitokémiai vizsgálatokat is végeztünk, tekintettel arra, hogy az irodalomban részletes leírást találunk a D. moldavica szövettani szerkezetéről (Kubrak és mtsai 1976) és vizsgálataink szerint a Dracocephalum fajok gyökér-, szárés levélszerkezete önmagában viszonylag kevés egyedi jellegzetességet mutat. A D. moldavica levelének színi epidermiszén egysejtű nyélen ülő többsejtű fejjel rendelkező mirigyszőrt, a fonák-epidermiszébe besüllyedt, kutikulával borított 8 sejtű fejjel rendelkező Labiatae mirigypikkelyt és hosszú, ár alakú többsejtű fedőszőrt (10. ábra, A); szemölcsös kutikulájú, könyökszerűen görbült 1-2 sejtű fedőszőrt és vastagodott falú, kúp alakú egysejtű fedőszőrt figyelhetünk meg (10. ábra, B, C). A derített levél fénymikroszkópos képét a szórtan elhelyezkedő, nagyméretű, kutikulával fedett Labiatae mirigypikkelyek, sárgás színű, kisebb méretű és ritkán előforduló, a keresztmetszeti képen is látható egysejtű nyélen ülő többsejtű mirigyszőrök és az egész levélfelszínt borító, kampósan hajlott fedőszőrök láthatók. Alaktanilag a D. moldavicahoz igen közel álló D. foetidum levelének elektronmikroszkópos képén is a moldvai sárkányfű derített levelén talált elemeket figyelhetjük meg (Savarda és mtsai 1990). A szár keresztmetszeti képén az ajakosvirágúak családjához tartozó (egynyári) fajra jellemző összes szövettani elemet megtaláltuk. Az epidermiszen szórtan ugyanazokat a mirigyszőr-típusokat illetve fedőszőr-típusokat találtuk, mint a levél felszínén, a mirigyszőrök száma azonban jóval kisebb. Kolatile elektronmikroszkópos felvételein az általunk is megtalált, felfújt léggömböz hasonló alakú kutikulával fedett Labiatae mirigyszőr (kb. 100 μm magasságú) és hasonló nagyságú, kapószerűen meggörbült (a felvételen nyilvánvalóan kétsejtű) sűrűn szemölcsös kutikulájú fedőszőr vehető ki (Kolalite 1996). A Dracocephalum grandiflorum levél-keresztmetszeti képére az igen hosszú (mm-es nagyságrendű), többsejtű, jellegzetes alakú, a második sejttől hirtelen elkeskenyedő, vastagodott falú és elsősorban a főér mentén elhelyezkedő fedőszőrök és kutikulával fedett, kisebb méretű Labiatae mirigyszőrök jelenléte jellemző (11. ábra A, B, C). A Dracocephalum ruyschiana levelének mikroszkópos képét a fűrészfogszerűen sűrűn egymás mellett elhelyezkedő, szemfog alakú, szemölcsös kutikulájú egysejtű fedőszőrök uralják. Látható továbbá 4 fejű, kutikulával fedett kisebb mirigyszőr is (12. ábra).

67

A

Dracocephalum

renati

levél-keresztmetszetén

néhány

feltűnően

nagy,

az

epidermiszbe süllyedt, kutikulával fedett Labiatae mirigypikkely mellett sok, kisebb méretű, illóolajjal telt mirigyszőr figyelhető meg. A gyapjas levélfelszín egészét sűrűn egymás mellett elhelyezkedő, hosszú, vékony, kampósan hajlott, ritkábban egyenes, vastagfalú fedőszőrök borítják (13. ábra). Mikroszkópos vizsgálataink összefoglalásaként elmondhatjuk, hogy ¾ a Lamiaceae családra jellemző mirigyszőröket találtuk a Dracocephalum moldavica, Dracocephalum renati és Dracocephalum grandiflorum fajoknál ¾ 4 kiválasztósejttel rendelkező mirigyszőröket találtunk a Dracocephalum ruyschiana fajnál ¾ ugyanennél a fajnál szemölcsös kutikulájú, egysejtű kúpos fedőszőröket, a Dracocephalum moldavica és Dracocephalum renati fajoknál kampószerűen hajlott, vastagfalú fedőszőröket találtunk, az előbbi fajnál többsejtűeket is ¾ szemölcsös kutikulájú, többsejtű fedőszőrök jellemezik a Dracocephalum grandiflorum levélfelszíni képét.

68

A

B

C

10. ábra A Dracocephalum moldavica levél-epidermiszén található fedő- és mirigyszőrök. A. levéllemez keresztmetszete (km.) 200x, B. levéllemez km. a főér mentén 200x,

69

C. levéllemez km. a főér mentén 400x

A

B

11. ábra A Dracocephalum grandiflorum levél-epidermiszén megfigyelt fedő- és mirigyszőrök. A. levéllemez km. 200x, B. levéllemez km. a főér mentén 200x.

70

12. ábra A Dracocephalum ruyschiana levél-epidermiszén található fedő- és mirigyszőrök. Levéllemez km. 200x.

A

B

13. ábra A Dracocephalum renati levél-epidermiszén található fedő- és mirigyszőrök. A. levéllemez km. 100x, B. levéllemez km. 200x.

5.2. Terpenoidok vizsgálata 5.2.1. Illóolajok vizsgálata 5.2.1.1. A D. moldavica illóolajának mennyiségi és összetételbeli változása Azonos szaporítóanyagból 1999-ben Baksán, Vácrátótón és Marosvásárhelyen hoztunk létre termesztett állományokat és az egyedfejlődés jól elkülöníthető szakaszaiban gyűjtöttünk vizsgálati anyagot. A moldvai sárkányfű illóolaja sárga színű, fűszeres, friss, citromra emlékeztető illatú. A teljes virágzás ideje alatt és az elvirágzás után gyűjtött herbából desztillált illóolaj illata kellemesebb, balzsamosabb, mint a vegetatív fázisban gyűjtött drogból nyert illóolajé. Az illóolaj-tartalom alakulását az egyes termőhelyeken az egyedfejlődés különböző szakaszaiban a 14. táblázat szemlélteti.

71

14. táblázat. D. moldavica minták illóolaj-tartalma

Termesztés

Gyűjtés időpontja

helye

(fenofázis)

Illóolaj Drog

% (v/m)

VI. lomblevelek kifejlődése Baksa

0,06 herba

VII. virágzás kezdete VIII. teljes virágzás

herba

0,20

VII. 5. bimbós állapot (korai)

0,30

VII. 21. virágzás

0,40 herba

VIII. 6. teljes virágzás VIII. 19. virágzás vége,

0,40 0,13

termésérés Marosvásárhely

0,66 0,63

10-15 cm magas növények

Vácrátót

mennyisége

VIII. 10. teljes virágzás IX. 6. virágzás vége, termésérés

herba

0,83 0,06

Az illóolaj mennyisége termőhelytől függetlenül a generatív fenofázis ideje alatt éri el mennyiségi maximumát, összhangban az irodalmi adatokkal (Halász-Zelnik és mtsai 1988, Halász-Zelnik és mtsai 1994; Rácz és mtsai 1984, Holm és mtsai 1988). A Baksán termesztett állományban egy hónap alatt az illóolaj mennyisége csaknem megtízszereződött, a bimbók kifejlődésekor érve el a legnagyobb mennyiséget (0,66%), a teljes virágzás ideje alatt ez az érték alig változott. A vácrátóti termesztésű állományból sikerült a vegetatív fejlődési szakasz legelején (10-15 cm magas magoncok) növényi anyagot gyűjteni. A szárított minta illóolaj-tartalma viszonylag magas, ami részben a friss drog igen magas víztartalmával magyarázható (a fejlődésnek ebben a szakaszában az intenzív osztódásban lévő szövetek dominálnak, minimális az alacsony illóolaj-tartalmú fásodott szár teljes tömegre vetített részaránya). A vácrátóti állományban 0,4% az illóolaj-tartalom maximuma, amelyet a júliusi és augusztusi gyűjtésű mintákban mértünk. A marosvásárhelyi állományban is teljes virágzáskor volt

72

a legmagasabb az illóolaj mennyisége (0,83). Megfigyelhető, hogy a bimbók megjelenésétől a teljes virágzás végéig (július-augusztus) az illóolaj mennyisége a legmagasabb érték körül állandósul (Vácrátót), vagy alig csökken (Baksa). Az elvirágzás után gyűjtött mintákban (Vácrátót IX., Marosvásárhely IX.) lényegesen kevesebb illóolajat mértünk. Ez a csökkenés elsősorban a marosvásárhelyi állományban feltűnő. Az azonos fenofázisban (teljes virágzás), közel azonos időpontban (augusztus) gyűjtött minták illóolaj-tartalmát összehasonlítva eredményeink a Rácz és mtsai közlését erősítik meg, mely szerint a nagyobb tengerszint feletti magasságon létesített állományok illóolaj-hozama jobb (Rácz és mtsai 1978). A két, 300 m-es tengerszint feletti magasságon létrehozott állományból (Baksa, Marosvásárhely) teljes virágzáskor gyűjtött minták illóolaj-tartalma (0,63 és 0,83%) magasabb a Vácrátóton gyűjtötthöz képest (0,40%). A két, azonos tengerszint feletti magasságon lévő termőhely közül a marosvásárhelyi a hűvösebb és csapadékosabb, ez kedvezően hatott az illóolaj termelődésére és felhalmozódására. A júliusi gyűjtésű vácrátóti herba illóolajának gázkromatográfiás módszerrel meghatározott összetételét a 14. ábra szemlélteti.

geranil-acetát 28% 20%

geraniál nerál geraniol

8% 34%

2%

8%

neril-acetát azonosítatlan

14. ábra D. moldavica herba (Vácrátót, 1999. VI. 5.) illóolajának összetétele

73

5.2.1.2. D. moldavica szuperkritikus extraktumainak, vízgőzdesztillátumának és oldószeres kivonatainak összehasonlító vizsgálata Az extrakciós módszerek hatásfoka A vízgőzdesztillálással kinyert illóolaj sárga színű, fűszeres, friss, citromra emlékeztető illatú. A hexános kivonat zöldes, krémszerű anyag, az alkoholos extraktum színe jóval sötétebb, ragacsos állagú. Az egyes extrakciós módszerek hozamát (g kivonat/100 g száraz anyag) a 15. ábra foglalja össze.

25 20,61 Hozam (%)

20 15 10 5

2,33

1,33

0,11 0 VGD

S. (n-hexán)

S. (etanol)

SFE

Extrakciós módszer

15. ábra Extrakciós módszerek hozama. VGD. vízgőzdesztillálás; S. (n-hexán) Soxhlet készülékes extrakció n-hexánnal; S. (etanol) Soxhlet készülékes extrakció alkohollal; SFE. Szuperkritikus fluid extrakció (CO2) A legkisebb hatásfokú (0,11%), de az illó komponensek szempontjából a legszelektívebb kivonási módszer a vízgőzdesztillálás. Egy nagyságrenddel magasabb kioldó hatékonyságú a fluid állapotú CO2-al végett extrakció és a n-hexánnal végzett Soxhlet kivonás, de a hozambeli eltérés közöttük is jelentős (1,33% illetve 2,33). Az alkohollal végezett Soxhlet-kivonás kioldó-képessége kiemelkedően magas (20,61%), ez a kivonószer kis szelektivitásának tulajdonítható. A kivonási módszereknek az illó komponensekre vonatkoztatott szelektivitását a kivonatok gázkromatogramjának teljes csúcs alatti területeiből számoltuk (16. ábra).

74

A kivonatban lévő illó komponensek részaránya a vártnak megfelelően a vízgőzdesztillálással nyert illóolajban a legmagasabb. Magas az illó komponensek részaránya a teljes szuperkritikus extraktumban és a szakaszosan gyűjtött szuperkritikus kivonatok közül az első kettőben. Az extrakciós folyamat vége felé gyűjtött frakciókban az illó komponensek részaránya az első frakcióban mérthez képest közel 75%-al kisebb. A n-hexános Soxhlet kivonás szelektivitása a vízgőzdesztillálásénak harmada. A kiemelkedően nagy hozamú alkoholos Soxhlet extraktumban a legalacsonyabb az illó összetevők részaránya a kioldott anyagok össz-mennyiségére vonatkoztatva.

GC-FID csúcsok alatti terület összege

70000000 60000000 50000000 40000000 30000000 20000000 10000000 0 VGD

S. S. (hexán) (etanol)

SFE

SFE 1/1 SFE 1/2 SFE 1/3 SFE 1/4

Extrakciós módszer

16. ábra Különböző extrakciós módszerrel előállított kivonatok GC-FID kromatogramjának csúcs alatti területei. VGD. vízgőzdesztillálás; S. (hexán) Soxhlet készülékes extrakció n-hexánnal; S. (etanol) Soxhlet készülékes extrakció alkohollal; SFE. Szuperkritikus fluid extrakció, SFE 1/1-1/4. a II. szeparátorban gyűjtött frakciók Az extraktumok illó összetevőinek VRK vizsgálata A vízgőzdesztillálással kinyert illóolaj és a szakaszosan gyűjtött szuperkritikus extraktumok összetételét VRK módszerrel is vizsgáltuk (4.2.4.1). A

B

75

17. ábra D. moldavica illóolajának és szuperkritikus extraktumainak VRK vizsgálata. A. illó kompo-nensek. B. nem illó komponensek (1/1-1/4: SFE frakciók, geranil-ac.: geranil-acetát, I. o.: illóolaj) A kromatogramokon (17. ábra, A) látható, hogy az illóolaj nagy mennyiségben tartalmaz geranil-acetátot (Rf=0,55, zöld), citrált (Rf=0,35, kék) és geraniolt (Rf=0,25, zöld). Az első két SFE frakció főkomponense a geranil-acetát, de tartalmaznak citrált és geraniolt is. A később gyűjtött frakciókból a VRK módszerrel a geranil-acetát már nem mutatható ki. A 3. és 4. SFE frakciókban a geraniol a meghatározó a citrálénál alacsonyabb, de a geraniolénál magasabb Rf értékű két komponenssel együtt. A VRK vizsgálat alapján megállapítható, hogy összetételét tekintve az első, kisebb mértékben a 2. SFE frakció mutatja a legnagyobb egyezést a vízgőzdesztillálással kivont illóolajjal. A nem illó komponensek VRK vizsgálata kimutatta (17. ábra, B), hogy a β-szitoszterol mindegyik SFE frakcióban jelen van. A később gyűjtött SFE frakciók VRK kromatogramja foltokban gazdagabb. Az extraktumok összetételének GC vizsgálata A különböző extrakciós módszerrel előállított kivonatok és a vízgőzdesztillálással nyert illóolaj összetételét a 4.2.4.3. alfejezetben leírt körülmények között GC/GC-MS módszerrel vizsgáltuk. Az azonosított komponensek relatív retenciós értékeit és mennyiségük változását az egyes kivonatokban a 15. táblázatban foglaljuk össze.

76

15. táblázat A D. moldavica illóolajának és SFE extraktumainak gázkromatográfiás jellemzése % (RSD %) Csúcs Komponens

r1

r2

száma

VGD

SFE 1 frakciók

SFE 1

1/1

1/2

1/3

1/4

SFE 2

1

eukaliptol

0,59 0,54 0,82 (10,1)

2,21 (6,2)

ny.

0,16 (11,5)

1,32 (7,7)

2,18 (7,0)

4,3 (7,4)

5

nerol

0,95 0,88

2,39 (8,8)

0,62 (7,7)

1,02 (9,6)

0,54 (7,4)

0,33 (8,8)

0,53 (8,9)

0,85 (7,0)

6

nerál

0,98 0,90

6,04 (8,1)

0,17 (7,3)

5,36 (6,3)

2,88 (6,7)

0,83 (8,4)

0,70 (10,2)

-

7

geraniol

1,00 0,91 33,13 (7,8)

1,04 (5,9)

14,32 (4,9)

4,15 (5,9)

0,56 (8,0)

0,72 (9,1)

2,12 (8,3)

8

geranial

1,02 0,94

8,81 (8,2)

1,16 (7,0)

9,52 (5,3)

4,25 (5,5)

0,52 (9,1)

0,83 (9,3)

1,67 (6,9)

9

neril-acetát

1,06 0,97

1,24 (8,2)

1,96 (6,4)

1,44 (5,0)

0,72 (9,2)

0,69 (10,7)

0,99 (8,0)

1,75 (6,7)

10

geranil-acetát

1,08 1,00 27,48 (7,5)

3,14 (5,7)

47,91 (5,1) 19,35 (8,1)

1,07 (7,3)

0,87 (8,2)

0,19 (7,2)

16

palmitinsav

2,01 1,75

16,51 (4,4)

2,40 (7,1)

41,12 (4,9) 38,75 (4,8) 27,55 (6,2)

0,84 (9,6)

5,23 (7,3)

Jelmagyarázat: r1: geraniolra vonatkoztatott relatív retenció; r2: geranil-acetátra vonatkoztatott relatív retenció; VGD: vízgőzdesztillálással nyert illóolaj; SFE 1: I. kísérlet (80/20 bar) során kiváló szuperkritikus extraktum; SFE 1/1-1/4: szakaszosan gyűjtött SFE 1 frakciók; SFE 2: II. kísérlet során (90/20 bar) kiváló szuperkritikus extraktum. Zárójben: három párhuzamos GC meghatározás érékeiből számolt relatív standard deviációs értékek (RSD %) Az illóolaj (18. ábra) 80%-át kitevő geraniol, geranil-acetát, nerál, geraniál, nerol és neril-acetát

mellett

kisebb

mennyiségben

eukaliptolt,

timolt

és

karvakrolt

azonosítottunk. Az utóbbi két komponens a Hawthorne és mtsai. által vizsgált moldvai sárkányfű-mintákban jelentős mennyiségben volt jelen (7% és 14,9%) (Hawthorne és mtsai 1993). A palmitinsavként azonosított nagy retenciós idejű komponens (16. csúcs) kis mennyiségben az illóolajban is jelen van (0,84).

77

18. ábra A Dracocephalum moldavica illóolajának gázkromatogramja. A csúcsok jelölése megegyezik a 15. táblázatban szereplő számozással

A második szeparátorban 20 bar nyomáson kiváló, illó komponensekben dús extraktumok összetétele a vízgőzdesztillálással kivont illóolajéhoz képest jelentős eltérést mutat. Az illóolaj két főkomponens: a geraniol (33,13%) és a geranil-acetát (27,48%) valamint a geranil-acetát előtt eluálódó illó komponensek (a monoterpénszénhidrogén tartományban) mennyisége a két szuperkritikus extraktumban lényegesen kisebb. Kivétel az eukaliptol illetve a 15. táblázatban fel nem tüntetett, de a kromatogramokon a 10. és 16. csúcs között megjelenő, jelen vizsgálat során nem azonosított komponensek: ezek mennyisége a két SFE extraktumban az illóolajban mérthez képest nagyobb. Összességében elmondható, hogy a II. szeparátorban kiváló extraktumok illó-terpenoid-profilja gyökeresen eltér az illóolajétól. Az illóolaj főkomponensei helyett az SFE extraktumok profilját a későn eluálódó, az illóolajban többnyire 1% alatti arányban kimutatott komponensek határozzák meg, de mennyiségük nem lépi túl az 5%-ot. A palmitinsav az illóolaj 0,84%-át alkotja, mennyisége az SFE frakciókban 16,51% illetve 27,55%. Az I. és II. kísérlet során (I. szeparátor 80, illetve 90 bar) a II. szeparátorban gyűjtött SFE extraktumok között is jelentős összetételbeli különbség van. A II. kísérlet során gyűjtött extraktumban nagyobb mennyiségben van jelen az eukaliptol és a palmitinsav, a geraniol mennyisége 33,13%-ról 2,12%-ra

78

csökkent, szemben az I. kísérlet során a II. szeparátorban kivált extraktumban mért 1,04%-al. Az illó komponensek kivonási dinamikájának követése céljából szakaszos extrakciót is végeztünk. A szakaszos extrakció során a kivonási folyamatot egyenlő időközönként (félpalacknyi CO2 áthajtása után), összesen 4 alkalommal megszakítottuk, a II. extraktorban kivált anyagból mintát vettünk és összetételét GC/GC-MS módszerrel vizsgáltuk. Az első három kivonat gázkromatogramját a 19., 20., és 21. ábra szemlélteti.

19. ábra Dracocephalum moldavica herba szuperkritikus extrakciójával nyert I. frakció gázkromatogramja. A csúcsok jelölése megegyezik a 15. táblázatban szereplő számozással

79

20. ábra Dracocephalum moldavica herba szuperkritikus extrakciójával nyert II. frakció gázkromatogramja. A csúcsok jelölése megegyezik a 15. táblázatban szereplő számozással

21. ábra Dracocephalum moldavica herba szuperkritikus extrakciójával nyert III. frakció gázkromatogramja. A csúcsok jelölése megegyezik a 15. táblázatban szereplő számozással

80

A kromatogramokból és az összefoglaló táblázatból kiderül, hogy a szuperkritikus extrakció során az aciklikus oxigéntartalmú monoterpének mennyisége meredeken csökken. A nerál és a geranil-acetát mennyisége az extrakció folyamán végig csökken, a nerol, a geraniol, geraniál és a neril-acetát mennyiségének csökkenése a harmadik SFE frakciónál leáll. Legnagyobb mértékben a geranil-acetát (47,91% → 0,87%) és a geraniol (14,32 → 0,72%) mennyisége csökken. Az eukaliptol, a geranil-acetát után eluálódó (az illóolajban minor komponensként jelen lévő) összetevők és a palmitinsav a késői gyűjtésű frakciókban nagyobb arányban van jelen, legnagyobb a palmitinsav (2,4% → 38,75%) és az eukaliptol (nyomok → 2,18%) mennyiségi növekménye. Figyelemreméltó a palmitinsav kioldódási dinamikája: az első frakcióban mennyisége 2,4%, a másodikban már 5,23%, a harmadikban 41,12%. Az azonosított komponensek mennyiségének alakulását a II. szeparátorban a szuperkritikus extrakció folyamán a 22. számú ábrával szemléltetjük.

50 45 40 35 30 % 25 20 Palmitinsav Geranil-acetát Neril-acetát

15 10

Geraniál Geraniol

5

Komponens

Nerál Nerol

0 SFE 1/1

SFE1/2

SFE frakció

Eukaliptol SFE1/3

SFE1/4

22. ábra Azonosított illó terpenoidok mennyiségének alakulása az SFE során

81

5.2.1.3. Dracocephalum moldavica illó terpenoidjainak kioldódás vizsgálata A forrázat- és tinktúrakészítés – mint a fitoterápiás gyakorlatban leggyakrabban alkalmazott két kivonási módszer – illó terpenoidokra vonatkoztatott extrakciós hatékonyságát vizsgálva megállapítottuk, hogy a kivonatok előállításához használt drog illóolaj-tartalmát alapul véve, forrázatkészítéssel a kioldható illóolaj mennyiségének (8,4 mg/100 g) 23,3%-a (1,9 mg/100 g) oldódik ki. A tinktúrakészítéshez használt 80%os etanol ennél lényegesen több, 46,2 mg/100 g illó terpenoidot old ki (46,2%). A vizes és alkoholos kivonatokban az összetevők egymáshoz viszonyított aránya a természetes állapothoz leginkább közel álló illóolaj-profilhoz hasonlítva mélyreható változást szenved (23. ábra). A tinktúrában a geranil-acetát (58%) és a neril-acetát (3%) részaránya magasabb, mint az illóolajban (34% illetve 2%), de a komponensek mennyiség szerinti rangsora megmarad és egymáshoz viszonyított arányuk is az hasonló, mint az illóolajban. A herba illóolajának 8%-át kitevő geraniol a forrázat illóolajában 60,1%-al főkomponens. A geranil-acetát és neril-acetát mennyisége lényegesen kisebb a forrázatban (34% → 0,76% illetve 2% → 0,14%).

70 60,1

% a kivonatból kinyert illóolajban

60

geranil-acetát geraniál nerál geraniol neril-acetát más komp.

58

50

40 34 30

20

28 20

18 13

10

8

13 8

8

13 8 5

2

0,76

0,14

0 illóolaj

forrázat kivonat

82

tinktúra

3

23. ábra A Dracocephalum moldavica herba és az ebből készített forrázat illetve tinktúra illóolaj-profilja A geraniál és a nerál mennyisége is csökken a forrázatban, de kisebb mértékben, mint az észterek, és egymáshoz viszonyított arányuk is megmarad.

Az illó terpenoidok

kivonására nézve nem túl hatékony forrázás az illóolajból elsősorban az aciklusos monoterpén alkoholokat oldja ki, kisebb mértékben a megfelelő aldehideket és észtereket. A nem túl szelektív, emiatt nagy kioldó erejű alkohol (80%-os) az észterszármazékok kioldódásának kedvez. 5.2.1.4. Egyéb Dracocephalum fajok (D. ruyschiana, D. grandiflorum, D. renati) illóolajtartalma és az illóolajok összetétele Három további Dracocephalum-faj (D. ruyschiana, D. grandiflorum és D. renati) illóolaj-összetételét vizsgáltuk GC/GC-MS módszerrel. Az azonosított komponensek gázkromatográfiás jellemzését és mennyiségi adatait a 16. táblázatban foglaljuk össze. 16. táblázat A D. ruyschiana, D. grandiflorum és D. renati illóolajának gázkromatográfiás jellemzése % Komponens r1 r2 KI D. D. ruyschiana grandiflorum 0,65 0,45 0979 0,89 (4,2) β-pinén mircén 0,67 0,46 0991 3,12 (5,8) limonén 0,73 0,51 1029 0,65 (4,5) p-cimol metilkavikol pinokámfon linalil-acetát izopinokámfon M+ 150

0,75 1,00 1,14 1,16 1,18 1,19

0,52 0,69 0,78 0,80 0,81 0,82

1025 1196 1146 1257 1175 -

1,50 (5,1) 0,62 (5,6) 43,60 (4,1) 21,50 (6,9) -

1,10 (5,1) -

nerál karvon geraniál anetol β-kariofillén β-bourbonén

1,29 1,31 1,34 1,35 1,45 1,47

0,89 0,91 0,92 0,93 1,00 1,02

1238 1243 1267 1285 1419 1388

3,80 (5,2) -

1,10 (7,0) 8,70 (6,1) 22,1 (5,6)

83

D. renati 18,30 (4,8) 0,31 (5,3) 0,74 (6,3) 65,70 (4,9) 0,53 (7,6) 2,10 (6,1) 0,56 (6,0) 1,07 (6,3) -

1,51 1,04 1388 1,60 (6,3) 3.20 (5,7) β-kubebén karvakrol 1,56 1,08 1299 13,40 (6,0) germakrén-D 1,56 1,08 3,60 (4,5) aromadendrén 1,58 1,09 1441 5,70 (4,7) elemol 1,78 1,23 1569 4,40 (4,8) kariofillén-oxid 1,84 1,27 1583 1,60 (4,0) 11,70 (6,2) 0,69 (6,4) 1,91 1,32 1617 1,30 (6,2) β-azaron biciklovetivenol 2,07 1,43 1793 0,25 (5,6) r1, r2: metilkavikolra, illetve β-kariofillénre vonatkoztatott relatív retenció; KI, a komponensek Kováts féle retenciós indexe DB-5 állófázison (Adams 2001); %: A GCFID kromatogramok teljes csúcs alatti területeiből számolt százalékos értékek. Zárójben: három párhuzamos GC meghatározás érékeiből számolt relatív standard deviációs értékek (RSD %) Dracocephalum ruyschiana A 2002-ben Marosvásárhelyen, teljes virágzáskor gyűjtött herbából 0,23% illóolajat desztilláltunk. A friss, fenyőillatú illóolaj főkomponense, amint az a 24. ábrán is látható, a pinokámfon (43,6%) és az izopinokámfon (21,5%).

24. ábra A D. ruyschiana illóolajának gázkromatogramja. 1. β-pinén; 2. mircén; 3. limonén; 4. p-cimol; 5. metilkavikol; 6. pinokámfon; 7. izopinokámfon; 8. β-kariofillén; 9. β-kubebén; 10. germakrén-D; 11. elemol; 12. kariofillén-oxid

84

H

mircén

O

O

pinokámfon

izopinokámfon

H

β-kariofillén

H

β-kubebén

O H

H

OHelemol

germakrén-D

H

kariofillén-oxid 25. ábra A D. ruyschiana illóolajának jellegzetes komponensei

A komponensek azonosítását elsősorban a GC-MS rendszert vezérlő számítógépre telepített Finnigan MAT GCQ 2.2 program adatbázisába táplált, elektron-ioncsapdás (EIT) rendszerben képződött tömegspektrum-gyűjteményünk segítségével végeztük. Az elektron-ioncsapdás rendszer előnye a nagy érzékenység, hátránya, hogy az így keletkezett spektrumok nem hasonlíthatók össze a más rendszerben képződött spektrumokkal. Adatbázisunkban eddig kb. 150 illóolaj komponenseinek spektrumát illetve standard anyagok spektrumát vettük fel azonos vizsgálati körülmények között. A komponensek azonosításában kettős biztonságot jelentett egyrészt az illóolajfőkomponensek és standard anyagok tömegspektruma, másrészt ezek retenciós ideje a TIC-kromatogramon. Az izopinokámfon az izsóp (Hyssopus officinalis L.) illóolajában is jelentős mennyiségben megtalálható, ezt a hasonlóságot használtuk fel a D. ruyschiana illóolajában lévő izopinokámfon azonosítására. A komponens TIC-kromatogramja és tömegspketruma, amint a 26. és 27. ábrán is látható, jó egyezést mutatott az izsóp illóolajában lévő pinokámfon izomerekével. A

B

85

26. A. ábra Az izsóp illóolajának TIC-

26. B ábra A D. ruyschiana illóolajának

kromatogramja (izopinokámfon nyíllal

TIC-kromatogramja (izopinokámfon:

jelölve)

nyíllal jelölve)

B

A

27. ábra. Az izopinokámfon tömegspektruma. A. izsóp illóolajából; B. D. ruyschiana

86

illóolajából Az pinokámfont a nemzetség más fajaiban is kimutatták. A D. nutans és a D. nodulosum illóolajában pinokámfon mellett (56,4% illeetve 2%) 4,3%, illetve 2% mennyiségbem mérték az izopinokámfont (Misra és Ahmad 1988, Telepova és mtsai 1992). A D. fruticulosum illóolaja izopinokámfon mellett transz-pinokámfont is tartalmaz (Budancev és mtsai 1986a). A D.

speciosum cisz- és transz-pinokarvil-

acetátot (5,7% és 60,5%) tartalmaz (Agarwal és mtsai 2005). A két főkomponens mellett a D. ruyschina illóolajában monoterpén szénhidrogéneket (3,12% mircén, 0,65% limonén, 1,5% p-cimol, 0,89% β-pinén), szeszkviterpéneket (3,8% β-kariofillén, 1,6% kariofillén-oxid, 1,6% β-kubebén, 3,6% germakrén-D, 4,4% elemol) és egy fenilpropán-származékot, a metilkavikolt azonosítottunk (0,62). Az illóolajban a biciklikus oxigéntartalmú monoterpén szénhidrogének (pinokámfon, izopinokámfon) együttesen az illóolaj 65,1%-át képezik.

Dracocephalum grandiflorum A D. grandiflorum-ot is felölelő Dracocephalum, továbbá a Ruyschiana al-nemzetség egyik közös vonása az ide tartozó fajok alacsony illóolajtartalma (Budancev és mtsai 1986a). Méréseink megerősítik ezt a megállapítást: a 2002-ben Marosvásárhelyen, teljes virágzáskor gyűjtött herbából 0,08% illóolajat desztilláltunk. Az illóolaj sárgás színű, illata kellemesen fűszeres, friss jellegű. Az illóolaj összetételére a szeszkviterpének túlsúlya jellemző:

8,7% β-kariofillén, 22,1% β-bourbonén, 3,2% β-kubebén, 5,7%

aromadendrén és 11,7% kariofillén-oxid, együttesen az illóolaj 51,4%-át képezik. 13,4%

karvakrolt

és

kisebb

mennyiségben

három

fenilpropán

származékot:

metilkavikolt (1,1%), anetolt (1,1%) és β-azaront (1,3%) mutattunk ki (28. ábra).

87

28. ábra A D. grandiflorum illóolajának gázkromatogramja. 1. metilkavikol; 2. anetol; 3. β-kariofillén; 4. β-bourbonén; 5. β-kubebén; 6. karvakrol; 7. aromadendrén; 8. kariofillén-oxid; 9. β-azaron Telepova és mtsai. a Dracocephalum grandiflorum illóolajában limonént,

β-

bourbonént, β-elemént, kariofillént, β-farnezént, humulént, gratisszimént (27%), δ- és γkadinént és 33% germakrént azonosítottak. Illóolajának összetétele alapján a monoterpén és szeszkviterpén szénhidrogénekben gazdag illóolajat tartalmazó fajokkal (D. nutans, D. scrobiculatum) azonos kemotípusba sorolták (Telepova és mtsai 1992). Az általunk vizsgált D. grandiflorum illóolajának összetétele számos eltérést mutat az orosz szerzők által közölt eredményekhez képest. Közös vonás azonban, hogy az illóolajban a szeszkviterpén szénhidrogének vannak túlsúlyban, bár vizsgálataink szerint ezek mellett a fenilpropán-származékok jelenléte meghatározóbb, mint a monoterpén szénhidrogéneké. A D. grandiflorum illóolajában eddig le nem írt, általunk újonnan kimutatott komponensek a metilkavikol, az anetol, a

β-kubebén, a karvakrol, az

aromadendrén, a kariofillén-oxid és a β-azaron. Az illóolajban kimutatott komponensek közül néhányat a 29. ábrán mutatunk be.

88

O-CH3

H

OMe

OH MeO OMe

H

H

H H

metilkaviko l

Karvakrol

β-azaron

β-bourbonén

H

aromadendrén

29. ábra A Dracocephalum grandiflorum illóolajának jellegzetes komponensei

Dracocephalum renati A vizsgált fajok között magas illóolaj-tartalmával tűnik ki az észak-afrikai honosságú D. renati. Illóolajára vonatkozóan nem találtunk adatokat az irodalomban. A 2001-ben, Marosvásárhelyen termesztett, teljes virágzáskor gyűjtött szárított herbából 0,5% sárgás, kellemesen balzsamos illatú illóolajat desztilláltunk. Az illóolaj 65,7%-át kitevő főkomponenst (M+ 150) még nem sikerült azonosítanunk. 18,3% limonént, kisebb mennyiségben oxigéntartalmú monoterpéneket (0,74% linalil-acetát 0,53% nerál, 0,65% geraniál, 2,1% karvon), 0,31% metilkavikolt és szeszkviterpéneket (1,07% β-kariofillén, 0,69% kariofillén-oxid és 0,25% biciklo-vetivenol) azonosítottunk (30. és 31. ábra). A Dracocephalum nemzetségen belül nagyobb mennyiségű limonént tartalmaz a Dracocephalum foetidum és a Dracocephalum subcapitatum faj illóolaja (Misra és Ahmad 1988).

89

30. ábra A Dracocephalum renati illóolajának gázkromatogramja. 1. limonén; 2. metilkavikol; 3. linalil-acetát; 4. azonosítatlan (M+ 150); 5. citrál a (nerál); 6. karvon; 7. citrál b (geraniál); 8. β-kariofillén; 9. kariofillén-oxid; 10. biciklo-vetivenol biciklo-vetivenol O

OH

limonén

karvon

31. ábra A Dracocephalum renati illóolajának jellegzetes komponensei

5.2.1.5. Dracocephalum moldavica illóolajának kemotaktikus aktivitása A kemotaxis az önálló mozgásra képes sejtek irányított, vektoriális mozgása. A kemotaxist kiváltó ligand aszerint, hogy a kiváltott mozgás növekvő, vagy csökkenő koncentráció-grádiens irányába történik, lehet attraktáns vagy repellens hatású. Kemotaxis az alapja az egysejtű élőlények olyan alapvető életfolyamatainak, mint a táplálékfelvétel, ártalmas környezeti tényezők elkerülése, párzás (Nobili és mtsai 1987). Magasabb rendű szervezetekben szerepe van a megtermékenyítésben, gyulladásos folyamatokban, sebgyógyulásban, tumorok növekedésében és ezek áttét-képzésében. A

90

kemotaxis-vizsgálathoz modell-sejtként a Tetrahymena pyriformis csillós protozoont használtuk, mivel rendelkezik számos, a magasabb rendű szervezetekre jellemző sejtélettani folyamattal (Csaba 1985). Hasonlóság van a jelátviteli folyamatokban, szervezetében ugyanúgy megtalálható a cAMP és a IP3 másodlagos hírvivő. Számos, az emlősök szervezetében leírt, vagy arra ható molekulával (peptid-hormonok, citokinek, lektinek, endotelin) kemotaxis váltható ki a Tetrahymena pyriformis egysejtűn: így derült ki, hogy ezek az anyagok az emlősök szervezetében is kemotaktikus hatásúak. Bizonyos hormonok és bioaktív vegyületek (ACTH, inzulin, szomatosztatin, dopamin, epinefrin, hisztamin, szerotonin, IL-6) szintézisére is képes. Kemotaktikus viselkedés szempontjából képes különbséget tenni hasonló szerkezetű ligandok között: hisztamin – szerotonin, inzulin – inzulin-származékok, aldehid csoportot tartalmazó monoterpén illóolaj-komponens – alkoholos megfelelője. Az illóolajok egyik feltételezett szerepe a növények és a rovarok életében a szignalizáció. A D. moldavica illóolajának (Baksa 2002) a T. pyriformis ostoros egysejtűre gyakorolt kemotaktikus aktivitását kapilláris kemotaxis assay-el határoztuk meg. Az illóolaj a vizsgált koncentrációtartományokban repellens hatású, ez főleg a magasabb koncentrációknál kifejezett. A teljes illóolaj vizsgálata mellett indokoltnak tűnt a főkomponenseket is vizsgálni, hiszen feltehetőleg az illóolaj repellens vagy attraktáns hatása a komponensek hatásának eredője. A geranil-acetát főkomponens alacsonyabb koncentrációban (10-7 – 10-5 v/v%) attraktáns, magasabb koncentrációban (10-2 – 10-1 v/v%) repellens. Az illóolaj, illetve 4 komponensének, ezek között 3 főkomponensnek a koncentráció-függő kemotaktikus hatását a 17. táblázatban foglaltuk össze. 17. táblázat A Dracocephalum moldavica illóolajának és az illóolaj egyes főkomponenseinek kemotaktikus hatása a koncentráció függvényében Koncentrációtartomány (v/v%) 10 -7

Illóolaj

geranilgeraniol acetát

citrál

eukaliptol

R

AA

R

R

A

10

-6

R

A

A

(A)

R

10

-5

R

AA

(R)

(A)

R

10

-4

R

R

A

(A)

R

10

-3

R

A

A

(A)

A

RR

R

A

A

R

10 -2

91

10 -1 RR R R R RR R: repellens, RR: erős repellens; A: attraktáns, AA: erős attraktáns, (A), (R): határon Az illóolaj repellens hatásáért nagy valószínűséggel a főkomponens geranil-acetát nagy koncentrációértékeknél megnyilvánuló repellens hatása és a szintén nagy mennyiségben jelen lévő geraniol bizonyos koncentráció-sávokban kifejtett hasonló hatása felelős. Ehhez a hatáshoz hozzájárulhat még a többnyire repellens hatású eugenol is. 5.2.2.

Az

urzolsav

és

oleánolsav

mennyiségi

meghatározása

különböző

Dracocephalum fajokban és a D. moldavica különböző szerveiben Az urzol- és

oleánolsav (32. ábra), bár a Nepetiodeae alcsalád nemzetségeinek

többségében előforduló vegyület, a Dracocephalum nemzetségben jelenlétükre vonatkozóan kevés irodalmi adat áll rendelkezésünkre.

COOH

COOH

HO

HO

32. ábra Oleánolsav és urzolsav A nemzetségben eddig a Dracocephalum moldavica (OS) (Li JB 2001), Dracocephalum peregrinum (US+OS), Dracocephalum ruyschiana (US+OS) (Janicsák 1997), Dracocephalum subcapitatum (Saeidnia és mtsai 2005) és Dracocephalum kotschyi (Saeidnia 2004) fajokban mutatták ki. A Janicsák és mtsai által kifejlesztett származékképzést követő belső standardos gázkromatográfiás meghatározás lehetővé teszi a két triterpén karbonsav szelektív mérését. Nyolc faj mintáit vizsgáltuk, a Dracocephalum moldavica, mint a nemzetség kiemelt fontosságú képviselője esetén egy kiválasztott időpontban a növény különböző

92

szerveiben is mértük a két triterpén karbonsav mennyiségét (33. ábra). Mérési eredményeinket a 18. táblázatban összegezzük.

33. ábra Minta-gázkromatogram urzolsav (3) és oleánolsav (2) mérésére Dracocephalum kivonatokban (D. renati). Belső standard: koleszteril-acetát (1) 18. táblázat Dracocephalum-fajok triterpén-karbonsav tartalma

Faj

Triterpén karbonsav mennyisége (g/100

Vizsgálathoz használt

g)

növények termőhelye Vácrátót, 1999. VII. 21.

Dracocephalum levél moldavica

szár gyökér

oleánolsav

urzolsav

0,051

0,260

0,015

0,136

-

-

D. ruyschiana

Vácrátót, 1999, levél

0,246

0,674

D. peregrinum

Vácrátót, 1999, levél

0,269

0,722

D.

Marosvásárhely, 2001,

grandiflorum

herba

0,080

0,406

D. rupestre

Vácrátót, 1999, levél

0,127

0,502

93

D. renati

Marosvásárhely, 2001, herba

D.

Vácrátót, 1999, levél

diversifolium D. bipinnatum

Vácrátót, 1999, levél

0,172

0,468

0.254

0,817

0,166

0,494

A moldvai sárkányfűben Li és Ding kimutatták az OS jelenlétét, de mennyiségi adatokat nem közöltek (Li és Ding 2001). Vizsgálati eredményeink szerint a teljes virágzáskor gyűjtött levél és a szár 0,051% és 0,015% OS-at illetve 0,260% és 0,136% US-at tartlamaz. A gyökérből egyik triterpén karbonsavat sem sikerült kimutatnunk. Az OS/US 1/4 – 1/5 aránya a többi fajban is hasonló. A Lamiaceae család Nepetoideae alcsaládjához tartozó Salvia officinalis L. fajban mért magas US/OS szinthez (3,825% US és 1,55% OS) képest a Dracocephalum nemzetség vizsgált fajaiban alacsonyabb, de nem elhanyagolható mennyiségben mértük e két triterpén karbonsavat. Mennyiségük viszonylag magas a Dracocephalum diversifolium Rupr. (0,81/0,25%), D. peregrinum L. (0,72/0,26%) és D. ruyschiana L. (0,67/0,24%) fajokban. Utóbbi két faj US és OS tartalmát Janicsák és mtsai VRK-denzitometriás módszerrel is mérték (Janicsák 1997). Mindkét faj esetén a mért US+OS értékek alacsonyabbak voltak. 5.3. Fenoloidok vizsgálata 5.3.1. Rozmaring- és kávésav mennyiségi meghatározása Az alkalmazott módszer lehetővé teszi a két fenolkarbonsav (34. ábra) párhuzamos mérését ugyanabban a VRK-denzitometriás rendszerben. A két fenolkarbonsav UV spektrumát a 35. ábra, a D. grandiflorum kivonatának denzitogramját a 36. ábra szemlélteti.

94

O

HO

COOH

OH

HO

O

H

HO

HO

OH

HO O

34. ábra Kávésav és rozmaringsav Kísérletsorozatunk során mértük különböző Dracocephalum fajok (D. ruyschiana, D. grandiflorum, D. bipinnatum, D. argunense, D. diversifolium, D. renati és D. rupestre) kávésav- és rozmaringsav tartalmát és követtük e két vegyület mennyiségének alakulását évjárat illetve termőhely szerint a D. moldavica, D. grandiflorum és D. ruyschiana minták esetén (19. és 20. táblázat). A moldvai sárkányfűből készített kivonat (forrázat és tinktúra) kávé- és rozmaringsav-tartalmát a Fenoloidok kioldódás-vizsgálata c. alfejezetben ismertetjük.

35. ábra Rozmaringsav (⎯) és kávésav (⎯) UV spektruma

95

36. ábra Rozmaringsav (RS) és kávésav (KS) denzitogramja D. grandiflorum (2002. VI.) herba-kivonatából

19. táblázat D. moldavica

rozmaringsav és kávésav-tartalmának alakulása a

különböző mintákban

Faj

Termesztés helye

Baksa

D. moldavica

Vácrátót

Marosvásárhely

Fenolkarbonsav mennyisége (mg/g)

Herba-drog gyűjtési időpontja/(fenofázis) VI. lomblevelek kifejlődése VII. virágzás kezdete VIII. teljes virágzás VII. 5. bimbós állapot (korai) VII. 21. virágzás VIII. 6. teljes virágzás VIII. 19. termésérés VIII. 10. teljes virágzás IX. 6. termésérés

Rozmaringsav

kávésav

28,45 15,95 11,50 26,76 12,70 11,45 3,60 4,58 2,90

0,384 0,412 0,334 0,296 0,502 0,300 0,042 0,090 0,028

20. táblázat Dracocephalum fajok kávé- és rozmaringsav tartalma

Faj

D. ruyschiana D.

Termesztés helye és a gyűjtési időpontja

Drog

Vácrátót, 1999 Marosvásárhely, 2001. VI. Marosvásárhely, 2001. X. Vácrátót, 1999

96

Fenolkarbonsav mennyisége (mg/g) rozmaringsav

kávésav

levél

1,78

0,20

levél

1,16

0,70

levél

1,53

0,20

levél

5,13

1,14

grandiflorum D. rupestre D. diversifolium D. bipinnatum D. argunense D. renati

Marosvásárhely 2001. VI. Vácrátót, 1999

levél

4,54

1,43

levél

6,55

1,58

Vácrátót, 1999

levél

1,18

0,30

Vácrátót, 1999 Vácrátót, 1999 Marosvásárhely, 2001

levél levél herba

1,25 18,45 21,28

0,23

A rozmaringsavat minden vizsgált fajból sikerült kimutatni és mérni. A VIII. Magyar Gyógyszerkönyben hivatalos Melissa officinalis L. (Lamiaceae) rozmaringsavban kifejezett hidroxifahéjsav származékainak mennyiségéhez képest (40 mg/g) a D. moldavica L. (28,45 mg/g), D. renati Emb. (21,28 mg/g) és D. argunense Fisch. ex Link (18,45 mg/g) fajoknál mértünk számottevő mennyiségben rozmaringsavat (Ph. Hg. VIII. b). A kávésav mennyisége minden fajban jelentősen kisebb mint a rozmaringsavé. Magas kávésav-szinttel jellemezhető a D. rupestre és D. grandiflorum. Két vizsgált fajban (D. bipinnatum és D. argunense) nem találtunk kávésavat. A D. moldavica esetében a rozmaringsav mennyisége jelentős mértékben változik az egyedfejlődés során: magas kezdeti szintről indulva (lomblevelek kifejlődése alatt) meredeken csökken a virágok kifejlődésekor, csökkenő tendenciát mutat a teljes virágzás ideje alatt. A vácrátóti állományból a teljes virágzás vége felé, a termések kialakulásakor gyűjtött mintákban a rozmaringsav mennyisége a virágzás alatti lassú csökkenést követően újra meredeken csökken (37. ábra). A kávésav mennyisége eltérő dinamika szerint változik: alacsonyabb szintről indulva a teljes virágzáskor éri a maximumot, ahonnan a virágzás vége felé és a termésérés ideje alatt végig csökken (38. ábra). A változás jellege a baksai és a vácrátóti D. moldavica mintáknál megegyező. A 2001-es marosvásárhelyi termesztésű D. ruyschiana mintákban a késői gyűjtésű levelek rozmaringsav-tartalma magasabb, mint a teljes virágzáskor gyűjtötteké (1,53, illetve 1,16 mg/g). A kávésav mennyisége a moldvai sárkányfűnél tapasztalthoz hasonlóan alakult: a teljes virágzáskor gyűjtött mintában 0,7 mg/g, a késő gyűjtésű levélben 0,2 mg/g kávésavat mértünk.

97

30 25 mg/g

20 15 10 5 0 B. VI.

B. VII.

B. VIII.

Vt. VI.

Vt. VII. Vt. VIII. Vt. VIII. 6. 19.

minta

37. ábra D. moldavica rozmaringsav-tartalmának változása az egyedfejlődés során a baksai (B) és vácrátóti (Vt.) termesztésű mintákban

0,6 0,5 mg/g

0,4 0,3 0,2 0,1 0 B. VI.

B. VII.

B. VIII.

Vt. VI.

Vt. VII. Vt. VIII. Vt. VIII. 6. 19.

minta

38. ábra D. moldavica kávésav-tartalmának változása az egyedfejlődés során a baksai (B) és vácrátóti (Vt.) termesztésű növénymintákban

5.3.2. D. moldavica össz-polifenol, flavonoid és cserzőanyag tartalmának változása A polifenolok, és ezen belül a cserzőanyagok, illetve az össz-flavonoid mennyiségének változását az egyedfejlődés különböző szakaszaiban gyűjtött baksai és a vácrátóti mintákban a 21. táblázatban foglaljuk össze.

98

21. táblázat D. moldavica minták össz-polifenol-, cserzőanyag- és össz-flavonoidtartalma Össz-

Cserzőanyag

Össz-

(g/100 g

flavonoid

drog)

(g/100 g drog)

27,5

12,9

0,58

28 18,8 23,7 18,5 13,6 8,4 17,56 11,78

12,4 9,3 11,2 9,2 5,6 3,3 11,8 2,46

0,52 0,6 0,54 0,54 0,15 0,22 0,38 0,21

polifenol

Drog

(g/100 g drog)

VI. lomblevelek kifejlődése VII. virágzás kezdete

Baksa

VIII. teljes virágzás VII. 5. bimbós állapot (korai) VII. 21. virágzás

Vácrátót

VIII. 6. teljes virágzás VIII. 19. termésérés

Marosvásárhely

VIII. 10. teljes virágzás IX. 6. termésérés

A moldvai sárkányfű herbája nagy mennyiségű cserzőanyagot és ehhez rendelhető polifenolt tartalmaz. Legmagasabb cserzőanyag-tartalmat a korai (június) gyűjtésű baksai mintákban mértünk (12,9%). A cserzőanyagok mennyisége a baksai és a vácrátóti mintákban hasonló dinamika szerint alakult: a kezdeti magas értékről (12,9% illetve 11,2%) a vegetációs periódus végére 9,3%-ra illetve 3,3%-ra csökkent (39. ábra). A vácrátóti mintákban a változás csaknem minden nyomon követett tartalmi anyagnál szélesebb értéktartományon belül alakul, mivel sikerült egy késői egyedfejlődési szakaszból is mintát gyűjteni, így a vizsgálatok ennél a minta-sorozatnál a teljes ontogenézist lefedik. A marosvásárhelyi minták cserzőanyag-tartalma is hasonlóan alakult: a teljes virágzáskor mért magas értékről (11,8%) 2,4%-ra csökkent.

össz-polifenol (g%) cserzőanyag (g%)

35 30 25 20 15 10 5 0 B. VI.

B. VII.

B. VIII.

össz-polifenol 99

Vt. VI.

Vt. VII.

cserzőanyag

Vt. VIII. Vt. VIII. 6. 19.

39. ábra D. moldavica össz-polifenol- és cserzőanyag-tartalmának változása az egyedfejlődés során különböző a baksai (B) és vácrátóti (Vt.) termesztésű mintákban A Vácrátóton termesztett sárkányfű polifenol-tartalma az egyedfejlődés során lineáris csökkenést mutat. Ettől eltérően a baksai állományban a polifenolok mennyisége július folyamán enyhén emelkedik, majd a teljes virágzás ideje alatt meredeken csökken. A baksai minták cserzőanyag- és polifenol-tartalma a teljes egyedfejlődés alatt magasabb volt, mint a Vácrátóton termesztetteké. Feltűnő szabályosság, hogy a marosvásárhelyi gyűjtésű drogok kivételével valamennyi mintában a cserzőanyag-tartalom az összpolifenol-tartalom közel fele az egyedfejlődés valamennyi vizsgált szakaszában. Az össz-flavonoid mennyisége némileg eltérő módon alakult a különböző helyen termesztett sárkányfű-mintákban (40. ábra, 21. táblázat). A baksai termesztésű mintasorozat össz-flavonoid-tartalma szűk értéktartományon belül változik: 0,58% értékről a virágzás kezdetére 0,52%-ra csökken, majd a teljes virágzáskor 0,60%. A Vácrátóton termesztett moldvai sárkányfűben az össz-flavonoid-mennyiség 0,54%-on állandósul a virágzás kezdetéig, majd meredeken csökken a virágzás alatt 0,15%-ra, végül a virágzás késői szakaszában (termésérés) kisebb mértékben, de nő (0,22%). A virágzás végén és a termésérés szakaszában gyűjtött marosvásárhelyi mintasorozatban az össz-flavonoid-tartalom csökkenő tendenciát mutat. Feltételezzük, hogy az összflavonoid-tartalom csökkenése a marosvásárhelyi mintákban az egyedfejlődés késői szakaszának állapotát tükrözi (virágzás vége-termésérés, VIII. 10., IX. 6.), nem a baksai és vácrátóti mintasorozat késői gyűjtésű drogjaiban mért értékek megfelelője, inkább azok „folytatása”.

0,7 0,6

g% flavonoid (hiperozid)

0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 B. VI.

B. VII.

B. VIII.

Vt. VI.

100

Vt. VII.

Vt. VIII. 6.

Vt. VIII. 19.

40. D. moldavica össz-flavonoid tartalmának változása az egyedfejlődés során különböző a baksai (B) és vácrátóti (Vt.) mintákban A júniusi gyűjtésű baksai mintában a leukoantocianidek lekötését szolgáló hexametiléntetramin hozzáadása nélkül mért össz-flavonoid-tartalom 0,62%, a DAB 10 módszere szerint, HMTA hozzáadásával mért 0,58%-al szemben. A különbség nem számottevő, így további vizsgálatokat nem végeztünk. Szintén a júniusi gyűjtésű baksai mintából hidrolízis nélkül 0,19% flavonoidot mértünk, ez az össz-flavonoid mennyiségének közel harmada. Összegzésképpen megállapítható, hogy az általunk vizsgált fenoloidok egy része (rozmaringsav, polifenolok, cserzőanyagok, flavonoidok) a növény egyedfejlődésének korai szakaszában halmozódik fel nagyobb mennyiségben a vizsgált herba-drogban, amikor az illóolaj mennyisége még csekély. A kávésav mennyisége a teljes virágzás alatt a legmagasabb. Ésszerű tehát a felhasználás függvényében időzíteni a begyűjtést, vagy köztes megoldásként előnyben részesíteni a virágzás kezdetén történő begyűjtést, amikor az értékes fenoloidok mennyisége még viszonylag magas, de a gyógyhatás szempontjából legalább annyira lényeges illóolaj mennyisége is elért egy kellően magas értéket. 5.3.3. Fenoloidok kioldódás vizsgálata A 4.2.3.5. alfejezetben leírtak szerint készített forrázat és alkoholos kivonat (tinktúra) rozmaringsav-, kávésav-, össz-polifenol-, cserzőanyag- és össz-flavonoid-tartalmát az egyes vizsgálati módszereknél leírt eljárás szerint határoztuk meg. A vizsgált tartalmi anyagok kioldódásának mértékét a kivonatban mért értéknek a várt értékkel (a kivonat készítéséhez használt drogban lévő adott tartalmi anyag mennyisége) való összehasonlítás alapján értékeltük és százalékosan kifejezve adtuk meg (22. táblázat, 41. ábra).

101

22. táblázat A Dracocephalum moldavica egyes fenoloidjainak kioldódása forrázatba és tinktúrába Forrázat Tartalmi anyag a kivonatban

Várt érték

Mért érték

rozmaringsav (mg/100 g) 71.1 21.1 kávésav (mg/100 g) 0.96 0.19 össz-polifenol (%) 0.6 0.6 cserzőanyag (%) 0.3 0.3 össz-flavonoid (%) 14.5 2.7 szabad flavon-aglikon (%) 6,8 Forrázatkészítéssel a drog össz-polifenol-

Tinktúra

Kioldód Kioldód Várt Mért ás ás érték érték (%) (%) 29.7 569 3.3 18.8 20.1 7.6 2.3 0.18 97.6 5.5 21.9 3.5 99.8 2.5 46.5 1.2 18.6 11.6 27.6 32 54,5 30,2 16,5 és cserzőanyag-tartalmának 97,6, illetve

99,8%-át sikerült kivonni. A rozmaringsav 29,7%, a kávésav és a flavonoidok 20% körüli hatékonysággal vonhatók ki az előbbi módon. A drog össz-flavonoid-tartalmának (0,58%) 32,75%-át kitevő szabad flavon-aglikonok nem oldódnak ki a drogból forró vizes kivonással, feltételezhető tehát, hogy a forrázatban mért 2,7%-nyi „összflavonoid” tulajdonképpen glikozid. A tinktúrakészítéshez használt 80%-os alkohol a drogban található cserzőanyag 46,5%-át, össz-polifenol-tartalmának csupán 21,9%-át vonta ki. Az össz-flavonoid-tartalom 27,6%-a és a szabad flavon-aglikonok 30,2%-a oldódik át a forrázatba. A tinktúrában mért össz-flavonoid és a szabad flavon-aglikonok mennnyisége

alig

különbözik

(27,6%

illetve

30,2%):

feltételezhető,

hogy

tinktúrakészítéskor elsősorban a szabad flavon-aglikonok oldódnak ki a drogból. A 80%-os alkoholos kivonás nem kedvez a rozmaringsav és a kávésav kivonásának, a drogban mért értékek 3,3, illetve 2,3%-a oldódik ki.

102

Rozmaringsav

Tinktúra Forrázat

Kávésav Össz-polifenol Cserzőanyag Össz-flavonoid Szabad flavon-agl. 0

20

40 60 80 kioldódás mértéke (%)

100

120

41. ábra Fenoloidok kioldódása (%) vizes és alkoholos kivonatokba A kioldódási vizsgálatok eredményeiből azt a következtetést vonhatjuk le, hogy forrázatkészítéssel a drogban lévő polifenolok, cserzőanyagok, kisebb hatásfokkal (29,7%) a rozmaringsav és kávésav (20,1%) illetve a glikozidikus formában lévő flavonoidok vonhatók ki. A tinktúra elsősorban cserzőanyagokban és szabad flavonaglikonokban gazdag. 5.3.4. Antocianinok fitokémiai vizsgálata 5.3.4.1. Antocián-dús frakciók előállítása preparatív oszlopkromatográfiával és HPLC vizsgálatuk 5 g drogból (Dracocephalum moldavica virág, szár, Dracocephalum ruyschiana virág, Dracocephalum grandiflorum virág) a 4.2.3.4. alfejezetben leírtak szerint készített oldószer-mentesített

kivonat

0,5

grammját

oszlopkromatográfiás

módszerrel

frakcionáltuk. Az oszlopkromatográfiás tisztítás során az intenzíven vörös vagy ciklámenszínű antociánokat is tartalmazó frakció az elsőként, főleg vízzel, vagy magas víztartalmú eluenssel eluálódó sárgás frakció után hagyja el az oszlopot. A későbbiekben antociánokra vizsgált frakciót akkor kezdtük külön gyűjteni, amikor az eluálódó oldat színárnyalata sárgából narancssárgán át vörösbe csap át. Utolsóként egy újabb intenzíven sárga, főleg flavonoidokat tartalmazó frakció eluálódik. A köztes

103

színárnyalatú frakciókat külön gyűjtöttük. Az intenzív vörös vagy lila színű frakciókat gyűjtöttük, majd liofileztük. Az így előállított antocián-dús frakciók tömege: ¾ Dracocephalum moldavica virág (DMV): 0,0639 g ¾ Dracocephalum moldavica szár (DMSZ): 0,0344 g ¾ Dracocephalum ruyschiana virág (DRV): 0,1047 g ¾ Dracocephalum grandiflorum virág (DGRV): 0,0981 g A frakciók tömegei – bár a kinyerés nyilván nem volt kvantitatív – tájékoztatásul szolgálnak a drogokban lévő antociánok mennyiségére nézve. Az utolsóként eluálódó, flavonoidokban gazdag frakciók tömege is hasonló nagyságrendű. A Dracocephalum moldavica virágdrogjából készült kivonat oszlopkromatográfiás frakcionálásával nyert antocián-dús frakció savas hidrolizátumából az antocianidineket butanolos kirázással elkülönítettük, majd oldószer-mentesítés után C18 SPE cartridge-ra vittük, végül a 40%-os metanollal eluálódó mintát HPLC módszerrel vizsgáltuk. A ciklámenszínű antocianidinek eluálódása után a C18 SPE oszlopon zöldes-sárga anyag marad vissza. A minta HPLC kromatogramját a 42. ábrán mutatjuk be.

42. ábra Dracocephalum moldavica virágdrog-kivonat savas hidrolizátumának HPLC kromatogramja. 1.: delfinidin, 2.: cianidin, 3.: pelargonidin

104

Spektrumelemzéssel és autentikus standard-addícióval két főkomponenst és egy minor komponenst sikerült azonosítani. Legnagyobb mennyiségben a 7,99 perces retenenciós idejű delfinidin van jelen (43. ábra). 8,71 perces retenciós idővel eluálódik a cianidinként azonosított komponens (44. ábra). A pelargonidin nyomnyi mennyiségben van jelen, retenciós ideje 9,41 perc. Spektruma a 45. ábrán látható.

43. ábra 1. komponens (delfinidin) és a delfinidin klorid (D.Cl.) spektruma (λmax = 530 nm)

44. ábra 2. komponens (cianidin) és a cianidin klorid (C.Cl.) spektruma (λmax = 524 nm)

105

45. ábra 3. komponens (pelargonidin) és a pelargonidin klorid (P.Cl.) spektruma (λmax = 513

nm)

Hebrero és mtsai. vizsgálata szerint C18 oszlopon (eluens: 10% hangyasav vizes oldata/acetonitril, gradiens elúció) a „Concord” szőlő antocianidinjei delfinidin → cianidin → petunidin → peonidin → malvidin sorrendben eluálódnak (Hebrero és mtsai 1989). A hidrolizátumból azonosított aglikonoknak megfelelő glikozid vizsgálatához a metanolos virágkivonatot használtuk. Spektrum-elemzés alapján feltételezzük, hogy a 2,80 perc retenciós idejű csúcs egy delfinidin-glikozid (λmax = 347, 530 nm), és a 3,93 perc retenciós idejű komponens egy cianidin-származék (λmax = 324, 524 nm), melynek az UV-tartományban mért elnyelési maximuma 324 nm. Saito és mtsai a Dracocephalum

wilsoni

virágából

izolált

antocianinok

(delfinidin

3-(6’’-p-

kumariolglükozid)-5-(6’’’malonilglükozid), delfinidin 3-(6’’-p-kumaroilglükozid)-5glükozid és delfinidin 3-(6’’-kaffeoil-glükozid)-5-(6’’’-malonilglükozid) közül az első kettő spektrum-adatait közlik: 280/313/540 nm és 280/313/541 nm (Saito és Harborne 1992). Az elválasztott glikozidok aglikon szerinti besorolásakor szem előtt tartottuk azt a tényt is, hogy az antocianidinek elnyelési maximuma a látható tartományban általában 6-10 nm-el magassabb hullámhosszra esik, mint a glikozidjaiké (Hong és Wrolstad 1990).

106

Az általunk azonosított három antocianidin és az elválasztott két antocianin kromatográfiás adatait és a látható tartományban mért elnyelési maximum-értékeiket irodalmi adatokkal összehasonlítva a 23. táblázatban foglaltuk össze.

23. táblázat Az azonosított antocianidinek és az elválasztott antocianinok kromatográfiás és jellemzése és spektrum-adatai Retenciós

Azonosított

λmax nm

λmax nm irodalmi

száma

idő (perc)

antocianidin

(mért)

Hivatkozás

1

7,99

delfinidin

530

2

8,71

cianidin

524

pelargonidin

513

antocianidinek

Csúcs

3

9,41

547 (Saito és mtsai 1985) 531 (Hebrero és mtsai 1989) 536 (Saito és mtsai 1985) 526 (Hebrero és mtsai 1989) -

Glikozidok (antocianinek) 532-537 (Hong és Wrolstad -

2,8

delfinidin-

(347), 530

glikozid (?)

1990)

540/541 (Saito és Harborne 1992)

-

3,93

cianidin-

(324), 524

glikozid (?)

520-526 (Hong és Wrolstad 1990)

5.3.4.2. Acilezett antocián-származékok vizsgálata papír-elektroforézissel Az antociánok vizsgálatában és szerkezetkutatásában áttörést jelentett az a felismerés, hogy molekulájuk cukorkomponensének hidroxil-csoportjához igen gyakran szerves savak kapcsolódnak észterkötéssel. Ez a szerkezet ikerionos jelleget kölcsönöz a

107

molekulának, amely a savkomponenst nem tartalmazó antociánokhoz képest magasabb elektroforetikus mobilitásban is megnyilvánul. A D. moldavica virág- és szárdrogjából illetve a D. grandiflorum virágdrogjából készített kivonatok oszlopkromatográfiás módszerrel előállított antocián-dús frakcióinak elektroforetikus mobilitása nagyobb, mint az összehasonlító anyagként használt pelargonidin-klorid. A D. moldavica virág- és szárkivonat foltjai 2, illetve 2,3 cm-re, a D. grandiflorum virágkivonat foltja 2,3 cm-re, a pelargonidin 1,7 cm-re mozdult el a startvonaltól az anód felé (46. ábra).

46. ábra Antocián-dús frakciók elektroferogramja. DMV: D. moldavica virág-kivonat; DMSZ: D. moldavica szár-kivonat; DRV: D. ruyschiana virág-kivonat; PEL: pelargonidin

Irodalmi adatok szerint a molekula cukorrészén két savkomponenst viselő antociánok elektroforetikus mobilitása az általunk is alkalmazott vizsgálati körülmények mellett 3-7 cm, az egyszeresen acilezetteké 0-3 cm (Takeda és mtsai 1986 a, 1986b, Harborne 1986). A nemzetség egyetlen képviselőjére, a Dracocephalum wilsoni-ra vonatkozó irodalmi

adat

szerint

a

faj

virágjában

azonosított

delfinidin-származékok

elektroforetikus mobilitása (4,5 pH, 40 V/cm, 1 mA/cm, 90 perc) 1 cm (Saito és Harborne 1992). 5.3.4.3. Antocián-származékok savkomponensének kimutatása lúgos hidrolizátumból A Dracocephalum moldavica virágdrogjának kivonatából oszlopkromatográfiás módszerrel előállított antociánban dús frakciók papír-elektroforézis vizsgálata arra

108

engedett következtetni, hogy a drogban lévő antocianinok acilezett származékok. Indokoltnak tűnt tehát elvégezni a frakció liofilizátumának kíméletes lúgos hidrolízisét, (mellyel leválasztható az esetleg jelenlévő savkomponens a glikozid cukorrészéről) és VRK vizsgálatát. Az irodalomban fellelhető módszert (Sulyok és László-Bencsik 1985) némileg módosítottuk, az általunk alkalmazott toluol-metanol 1:1 elegy jobb elválasztást eredményezett. A vizsgált mintából két komponens válik el. Az egyik folt a p-kumársav tesztanyaggal azonos Rf értékű (0,75), brómkrezolzölddel ciklámenszínű (sav-származékra utal), idővel elhalványul és UV-aktív (254 nm), a másik 0,68 cm-es Rf értékű. A vizsgálati rendszerben az almasav tesztanyag foltja látható igen közeli Rf értékkel (0,66 cm). Aromás karbonsav jelenlétére utal az a tény is, hogy a lúgos hidrolizátumból éterrel kirázott, majd oldószer-mentesített, végül metanolban újraoldott minta metanollal szemben felvett UV spektruma is a 300-350 nm közötti tartományban mutat elnyelési maximumot (λmax

=

325 nm). A p-kumársav

tesztanyag UV elnyelési maximumát 312 nm-en mértük. 5.3.4.4. Antocianinok cukorkomponenseinek kimutatása A Dracocephalum moldavica virágdrogjának kivonatából oszlopkromatográfiás módszerrel előállított antocián-dús frakció liofilizátumának egy részét savas hidrolízisnek vetettük alá. A metanollal visszaoldott beszárított vizes fázis VRK vizsgálata során megállapítottuk, hogy kivonatainkból az alkalmazott rendszer segítségével három anyag különült el (47. ábra). A glükóz tesztanyag magasságában egy erőteljesebb folt (1: Rf = 0,4 cm), egy köztes Rf értékű (2: 0,48 cm) ismeretlen anyag és a ramnózzal azonos Rf értékű (3: 0,56 cm) kisebb folt látható. A 20 μl mennyiségben felvitt mintából magasabb Rf értékkel is elválik egy komponens (4).

109

4 3 2 1

SH1

SH2

SH3

Glü

R

Gal

M

47. ábra Dracocephalum moldavica antociánban gazdag virágkivonatából készült savas hidrolizátum VRK vizsgálata cukrokra. SH 1-3: savas hidrolizátum vizes fázisa 10, 20 és 5 μl, Glu.: glükóz, R.: ramnóz, Gal.: galaktóz, M.: maltóz 5.3.5. Egyéb tartalmi anyagok kimutatása és mérése két Dracocephalum fajban ( D. ruyschiana és D. moldavica) Az alkalmazott GC-MS vizsgálati módszert eredetileg növényi mátrixban lévő cukrok, cukoralkoholok, aminosavak, karbonsavak és flavonoidok egyidejű azonosítására és mérésére dolgozták ki (Füzfai és mtsai. 2004a, Füzfai és mtsai 2004b, Molnár-Perl és mtsai. 1998a-b, Molnár-Perl 2000). A módszer előnye, hogy a vizsgált biológiai anyag tisztítás nélkül kerül elemzésre származékképzést követően (trimetilszilil-éterként vagy oxim-észterként) egyetlen futtatással. A komponensek azonosítása a TIC és/vagy szelektív ionkövetés (SIM) alapján történik. A Dracocephalum fajok mintáiban vizsgálataink során mintegy 30 vegyületet azonosítottunk: cukrokat, aromás és alifás karbonsavakat, észtereiket, flavonaglikonokat valamint zsírsavakat (48. ábra, 24. táblázat). Az azonosított főkomponensek mennyiségét a totál ionintenzításból, a minor komponensekét a szelektív fragmens-ion intenzítás értékeiből számoltuk és követtük a komponensek mennyiségének alakulását a hidrolízis során (2, 4 óra). Az 1% feletti összetevők (főkomponensek) RSD értéke kisebb mint 5%, az 1% alattiaké (minor komponensek) 5 -10 %.

110

24. táblázat D. moldavica (virág és szár) és D. ruyschiana (virág) kivonatok azonosított összetevőinek mennyisége a natív mintában illetve a hidrolízis-termékekben .

Komponensek %-os aránya (a kivonat szárazanyag-tartalmára vonatkoztatva) Dracocephalum Dracocephalum Dracocephalum Minta ⇒ ⇓ moldavica moldavica ruyschiana virág szár virág 0 2 4 0 2 4 0 2 4 Hidrolízis időtartama (h) ⇒ 1. foszforsav 2,27 0,64 1,26 1,13 1,35 1,90 2,16 1,63 1,52 1,47 2. borostyánkősav 2,62 0,38 0,93 0,92 0,36 0,65 0,94 0,45 0,76 0,85 3. levulinsav 2,70/2,98 - 1,12 2,81 - 0,73 2,17 - 1,22 3,50 4. almasav 4,58 1,12 3,56 3,10 0,34 1,58 2,07 0,67 2,52 1,66 5. borkősav 5,70 0,40 0,52 0,30 0,049 - 0,20 0,17 0,18 6. trimetoxi-benzoesav 5,85 0,44 10,7910,94 0,40 3,75 5,83 0,96 9,0 10,74 7. hidroxi-benzoesav 7,28 0,0461,043 0,12 0,0150,0530,042 [193,267] 8. arabitol 8,40 - 0,047 - 0,16 0,12 0,14 9. vanillinsav [267,297] 8,98 - 0,41 0,23 0,21 10. arabinóz 9,08 0,27 1,21 1,12 0,11 0,34 0,51 0,33 0,75 1,29 11. ramnóz 9,95 - 0,0330,084 - 3,19 3,77 12. citromsav 10,13 - 0,25 0,19 - 0,32 0,49 13. kínasav 10,68 0,14 0,30 0,27 0,0370,0230,030 0,73 1,37 1,58 14. fruktóz 11,82/11,95 10,6 14,7 6,5 13,0 3,07 2,98 16,3 8,6 5,7 15. galluszsav [443,458] 12,23 - 0,0370,063 - 0,0150,022 16. galaktóz 12,45/12,85 1,18 2,78 2,25 0,52 2,18 3,06 1,62 2,44 2,77 17. glükóz 12,63/12,85 4,82 11,7 10,3 8,5 9,1 13,6 7,6 14,1 17,5 18. galakturonsav 13,45 0,25 0,39 0,27 - 0,33 0,38 0,37 1,03 1,06 19. 3,4-dihidroxi13,75 1,14 4,15 4,96 0,58 3,76 6,62 0,12 0,59 0,87 feniltejsav [267,396] 20. inozitol 13,87 0,78 1,19 1,11 0,88 0,67 0,89 0,50 0,63 0,78 21. palmitinsav 13,93 0,53 0,91 0,47 0,49 0,24 0,21 0,78 0,31 0,32 [117,313] 22. kávésav 15,03 2,99 3,47 2,84 3,68 2,44 2,34 1,44 1,46 1,07 23. margarinsav 15,98 0,20 0,12 0,15 0,19 0,0880,054 0,27 0,12 0,085 [117,339] 24. sztearinsav [117, 16,23 0,53 0,91 0,47 0,49 0,24 0,21 0,78 0,31 0,32 341] 18,33-23,12 3,80 4,85 3,98 4,96 6,56 4,64 8,74 8,26 5,78 25. diszaharidok 26. klorogénsav 24,35 0,37 0,24 0,80 - 0,54 [255,345] 27. tokoferol [237,502] 24,83 - 0,41 0,27 0,32 0,32 0,31 - 0,17 0,18 28. apigenin 24,88/25,13 0,28 0,76 -* 0,28 0,13 -* 0,0700,035 -* [559,414,471] 29. luteolin [471, 503, 0,058 0,17 -* 0,0950,058 -* 0,0240,013 -* Komponens ([m/z ] értékek)

Retenciós idő (perc)

111

559] 30. rozmaringsav [396] 26,67 0,45 0,43 0,50 1,26 0,90 1,19 - 0,50 0,49 31. ferulasav 3,4dihidroxi-feniltejsav26,92 1,48 - 3,43 észter [338,396] 32. ismeretlen 2,35 28,48/29,00 2,60 1,27 1,07 2,34 4,10 4,88 4,03 2,53 komponens [320] 33. ismeretlen 28,97/29,50 - 1,30 tetraszaharidok 35,0 69,2 57,6 46,4 44,3 56,5 48,7 62,2 65,1 Mindöszesen ⇒ Jelmagyarázat: [ ]: jellemző szelektív fragmens-ionok (SFI) m/z értékei; *: mennyiségileg nem értékelhetői; 0, 2, 4: a hidrolízis időtartama (óra)

112

48. ábra Dracocephalum moldavica virágkivonat TMS-(oxim) éter/észter származékképzés után felvett TIC kromatogramja hidrolízis előtt (A), 2 órás hidrolízis után (B) és az azonosított csúcsok tömegspektrumai. A csúcsok számozása megegyezik a 24. táblázatban található számozással. A hidrolizált illetve hidrolizálatlan mintákban a következő komponenseket azonosítottuk1: ¾ alifás karbonsavak (borostyánkősav, almasav, borkősav, citromsav) ¾ fenolos karbonsavak és észtereik (trimetoxi-benzoesav, hidroxi-benzoesav, vanillinsav, galluszsav, 3,4-dihidroxi-feniltejsav, kávésav, klorogénsav, rozmaringsav, ferulasav 3,4-dihidroxi-feniltejsav-észter) ¾ cukorsavak és alkoholok (levulinsav, arabitol, galakturonsav, inozitol) ¾ cukrok (arabinóz, ramnóz, galaktóz, glükóz, di- és tetraszaharidok) ¾ flavon-aglikonok: luteolin és apigenin ¾ zsírsavak (palmitinsav, margarinsav, sztearinsav) ¾ további összetevők: foszforsav, kínasav, tokoferol. A kivonatban kötött formában (észter, glikozid, szaharidok) jelenlévő anyagok hasadása folytán egyes komponensek mennyisége magasabb a hidrolizált mintákban (borostyánkősav, almasav, trimetoxi-benzoesav, arabinóz, glükóz, galakturonsav). A három kivonat mintáiban

1

A komponenseknek a drogra vonatkoztatott mennyiségének átszámításához a következő adatok figyelembe vétele szükséges: D. moldavica virág 0,5 g drog → 0,12 g kivonat; D. moldavica szár 1 g drog → 0,12 g kivonat; D. ruyschiana virág 1 g drog → 0,24 g kivonat. 113

az azonosított komponenseinek százalékos aránya a kivonat szárazanyag-tartalmára vonatkoztatva (hidrolízis előtt és után 35%, 46,4% és 48,7%, illetve 57,6%, 56,5% és 65,1%). A Dracocephalum moldavica szár- illetve virágkivonatának összetétele között elsősorban mennyiségi elétéréseket találtunk. A szár nem tartalmaz galluszsavat és klorogénsavat, a cukrok mennyisége viszont magasabb, mint a virágkivonatban. A két azonosított flavonaglikon (apigenin, luteolin) mennyisége eltérően alakul a hidrolízis második órájáig a virágilletve a szár kivonatában: a virágkivonatban mennyiségük nő, a szárkivonatban csökken (apigenin a virágban 0,28% → 0,76% illetve a szárban 0,28% → 0,13%). A flavonoidok mennyisége az északi sárkányfű virágkivonatában is csökken a hidrolízis második órájáig. A Dracocephalum ruyschiana virágkivonatában, szemben a Dracocephalum moldavica virágkivonatával

arabitolt

és

ramnózt

is

kimutattunk,

viszont

nem

találtunk

hidroxibenzoesavat, 3,4-dihidroxi-feniltejsav ferulasav-észtert, vanillinsavat és tetraszaharidot (utóbbi kettőt csak a moldvai sárkányfű szárából sikerült kimutatni), valamint citromsavat. A Dracocephalum ruyschiana virágzata nagyobb mennyiségben tartalmazza a kínasavat és az összes mono- és diszaharidot. Utóbbiak kiemelkedően magas mennyisége összefüggésben lehet a virág által kiválasztott nektár mennyiségével is. Flavonoid-tartalma lényegesen kisebb, mint a két másik mintáé: nagyjából harmad-annyi luteolint tartalmaz, mint a Dracocephalum moldavica virág-kivonat. A két flavon-aglikon mennyisége a hidrolízis végén − feltehetően a bomlás következtében − már nem mérhető. A HPLC vizsgálattal azonosított antocianidineket származékképzést követő GC-MS módszerrel nem sikerült kimutatnunk. Valószínű, hogy mennyiségük a kimutathatósági határ (<0,01% ) alatt van. A kávé- és rozmaringsav, a két flavon-aglikon és a zsírsavak kivételével a 24. táblázatban felsorolt komponensek jelenlétét elsőként igazoltuk a Dracocephalum moldavica

és a

Dracocephalum ruyschiana növényfajokban. 6. ÖSSZEFOGLALÁS Munkánk során célul tűztük ki a Kárpát-medence növényvilágában két őshonos, reliktum-faj (D. austriacum L. és D. ruyschiana L.) faj által képviselt nemzetség néhány fajának fitokémiai screen-vizsgálatát. A magcsere-egyezménnyel beszerzett szaporítóanyagból létrehozott állományainkból gyűjtött növényi anyag kis mennyisége miatt bizonyos vizsgálatokat csak egyes fajok esetében végezhettünk el. Modell fajként a gyógy- és haszonnövényként nálunk régóta termesztett moldvai sárkányfüvet (D. moldavica L.) 114

választottuk. Minőségi és mennyiségi analitikai módszerek segítségével széleskörű fitokémiai vizsgálatot végeztünk. Növényanatómiai vizsgálataink eredményeként 13 sárkányfű faj jellemező, differenciálásra is alkalmas levélfelszíni fedő- és mirigyszőr-típusait írtuk le, különös tekintettel az illóolajösszetétel szempontjából is vizsgált fajokra. A D. renati Emb. illóolajában (0,5%) – melynek összetételét elsőként vizsgáltuk – GC/GCMS módszerrel limonént (18,3%), valamint kisebb mennyiségben monoterpéneket, metilkavikolt és szeszkviterpéneket azonosítottunk. Új adatokkal bővítettük a D. grandiflorum L. és D. ruyschiana L. fajok illóolajának összetételére vonatkozó ismeretanyagot.

A

D.

grandiflorum

szeszkviterpének alkotják,

L.

illóolajának

(0,08%)

több

mint

50%-át

fontos összetevője a karvakrol (13,4%), továbbá kisebb

mennyiségű fenilpropánt is tartalmaz. Illóolajában először mutattuk a metilkavikolt, az anetolt, a β-kubebént, a karvakrolt, az aromadendrént, a kariofillén-oxidot és a β-azaront. A D. ruyschiana illóolajának (0,23%) főkomponense a pinokámfon (43,6%) és az izopinokámfon (21,5%), ezek mellett monoterpén szénhidrogéneket, szeszkviterpéneket és metilkavikolt azonosítottunk. A sokrétű farmakológiai hatással rendelkező urzol- és oleánolsav (US, OS) jelenlétét mind a nyolc vizsgált Dracocephalum fajban kimutattuk. A Lamiaceae család Nepetoideae alcsaládjához tartozó Salvia officinalis L. fajban mért magas US/OS szinthez (3,825% US és 1,55% OS) képest viszonylag magas az US/OS mennyisége a D. diversifolium Rupr. (0,81/0,25%) és D. ruyschiana L. (0,67/0,24%) fajokban. A rozmaringsavat valamennyi vizsgált fajból sikerült kimutatni és mérni. A VIII. Magyar Gyógyszerkönyben hivatalos Melissa officinalis L. (Lamiaceae) rozmaringsavban kifejezett hidroxifahéjsav-származékainak mennyiségéhez képest (40 mg/g) a D. moldavica L. (28,45 mg/g), D. renati Emb. (21,28 mg/g) és D. argunense Fisch. ex Link (18,45 mg/g) fajoknál mértünk számottevő mennyiségben rozmaringsavat. A kávésav mennyisége minden vizsgált fajban jelentősen kisebb volt, mint a rozmaringsavé. Két vizsgált fajban (D. bipinnatum Rupr. és D. argunense Fisch. ex Link) nem találtunk kávésavat. A D. moldavica virágjából készített kivonat antociánban gazdag frakciójának savas hirolizátumából HPLC módszerrel delfinidint és cianidint, valamint pelargonidint azonosítottunk. A savas hidrolizátum vizes fázisából kinyert cukrok VRK vizsgálatával glükózt és ramnóz mutattunk ki. A liofilizált frakció papír-elektroforézis vizsgálata a glikozid cukorkomponenséhez kapcsolódó és a vegyület elektroforetikus mobilitásáért (2-2,3 cm) felelős karbonsav jelenlétére enged következtetni.

A frakció lúgos hidrolízisével

leválasztható savak VRK vizsgálatával p-kumársavat és almasavat detektáltunk. 115

A nyers kivonatok (D. molodavica L. virág és szár, D. ruyschiana L) származékképzést követő GC-MS vizsgálatával alifás karbonsavakat (borostyánkősav, almasav, borkősav, citromsav); fenolos karbonsavak és észtereiket (trimetoxi-benzoesav, hidroxi-benzoesav, vanillinsav, klorogénsav, rozmaringsav, ferulasav); cukorsavakat és cukoralkoholokat (levulinsav, arabitol, galakturonsav, inozitol); cukrokat (arabinóz, ramnóz, galaktóz, glükóz); luteolint és apigenint; zsírsavakat, kínasavat és tokoferolt azonosítottunk és mértük mennyiségüket. A kivonatban kötött formában jelenlévő vegyületek hasadása folytán egyes komponensek mennyisége nagyobb a hidrolizált mintákban. A luteolin és az apigenin – feltehetően a bomlás következtében – a hidrolízis végére már nem mérhető. A HPLC vizsgálattal azonosított antocianidineket GC-MS módszerrel nem sikerült kimutatnunk. Valószínű, hogy a tisztítatlan kivonatban mennyiségük a kimutathatósági határ alatt (<0,01% a kivonat szárazanyag tartalmára vonatkoztatva) van. A rozmaringsav, a polifenolok, a cserzőanyag és a flavonoidok a növény egyedfejlődésének korai szakaszában halmozódnak fel nagyobb mennyiségben a vizsgált herba-drogban, amikor az illóolaj mennyisége még nem számottevő. A herbadrog értékes polifenol- és cserzőanyagforrás. A baksai termesztésű minták össz-flavonoid mennyisége nem változik számottevően (0,5-0,6%) az egyedfejlődés során. A kávésav mennyisége a teljes virágzás alatt a legnagyobb (0,5 mg/g). Az illóolaj mennyisége minden termőhelyen (jelentős klimatikus különbségek!) alacsony kezdeti szintről a teljes virágzás ideje alatti tetőzésen (0,40-0,83% v/m) keresztül csökken (0,06-0,13% v/m). A fontosabb tartalmi anyagok szempontjából nézve – és nem kizárólag az illóolaj mennyiségét szem előtt tartva – jó minőségű, fenoloidokban is gazdag drog gyűjthető már a virágzás kezdetén is, amikor a fenoloidok mennyisége még magas és az illóolaj is már megfelelő mennyiségben képződik. Kioldódási vizsgálataink során megállapítottuk, hogy forrázatkészítéssel a moldvai sárkányfű herbájának össz-polifenol és cserzőanyag tartalma csaknem mennyiségileg kioldódik, a rozmaringsav, a kávésav és a flavonoidok 20-25%-a vonható ki. A 80%-os alkohol a drog cserzőanyag-tartalmának csaknem felét, össz-polifenol tartalmának csupán ötödét és flavonoidjainak közel harmadát vonja ki. Az alkoholos kivonás nem kedvez a rozmaringsav és a kávésav kivonásának. Forrázatkészítéssel a kioldható illóolaj mennyiségének 23%-a oldódik ki, tinktúrakészítéssel ennél lényegesen több illó terpenoid vonható ki (46,2%). Kivonatkészítéskor az illóolaj összetevőinek egymáshoz viszonyított aránya mélyreható változást szenved. A forrázatban az aciklusos monoterpén-alkoholok, a tinktúrában ezek észterei dúsulnak fel. Az illóolaj kivonásának szempontjából vizsgált eljárások hozama és szelektivitása között fordított arányosságot találtunk. Megállapítottuk, hogy a moldvai sárkányfű szuperkritikus 116

állapotú CO2-al végzett kivonása során előbb az oxigéntartalmú monoterpének, majd a magasabb forráspontú – az illóolajban minor komponensként megjelenő – komponensek és egyéb, nem illó terpenoidok illetve zsírsavak oldódnak ki a növényi mátrixból. A D. moldavica illóolajának a Tetrahymena pyriformis ostoros egysejtűre gyakorolt kemotaktikus aktivitását kapilláris kemotaxis assay-el határoztuk meg. Az illóolaj a vizsgált repellens hatása a magasabb koncentrációknál egyértelmű. A geranil-acetát főkomponens alacsonyabb koncentrációban attraktáns, magasabb koncentrációban repellens. Az illóolaj repellens hatásának kialakításában nagy valószínűséggel a főkomponens geranil-acetát, a geraniol és az eugenol játszik szerepet. Új eredményeinkkel szeretnénk hozzájárulni a nemzetséggel kapcsolatos fitokémiai ismeretanyag bővítéséhez, mely a kapcsolódó publikációk növekvő számát figyelembe véve a közeljövőben alkalmas lesz kemotaxonómiai következtetések levonására is. 7. IRODALOMJEGYZÉK

1.

Adams

RP.

Identification

of

Essential

Oil

Components

by

Gas

Chromatography/Quadrupole Mass Spectrometry. Allured Publishing Corp., Carol Stream, IL, 2001. 2.

Agarwal SG, Kapahi B, Thappa R. (2005) Essential oil constituents of Himalayan Dracocephalum speciosum Benth. J Ess Oil Res, 17: 94-95.

3.

al-Sereiti MR, Abu-Amer KM, Sen P. (1999) Pharmacology of rosemary (Rosmarinus officinalis L.) and its therapeutic potentials. Indian J Exp Biol, 37: 124130.

4.

Amorini AM, Fazzina G, Lazzarino G, Tavazzi B, Di Pierro D, Santucci R, Sinibaldi F, Galvano F, Galvano G. (2001) Activity and mechanism of the antioxidant properties of cyanidin-3-O-β-glucopyaranoside. Free Radic Res, 35: 5366.

5.

Andersen ØM. Anthocyanins. Encyclopedia of Life Sciences. Nature Publishing Group. Macmillan Publisher Ltd. ©2001-2003. on-line: http://www.els.net

6.

Astudillo L, Rodriguez JA, Schmeda-Hirschmann G. (2002) Gastroprotective activity of oleanolic acid derivatives on experimentally induced gastric lesions in mice. J Pharm Pharmacol, 54: 583-588.

117

7.

Baba S, Osakabe N, Natsume M, Terao J. (2004) Orally administered rosmarinic acid is present as the conjugated and/or methylated forms in plasma, and is degraded and metabolized to conjugated forms of caffeic acid, ferulic acid and m-coumaric acid. Life Sci, 75: 165-178.

8.

Baba S, Osakabe N, Natsume M, Yasuda A, Muto Y, Hiyoshi K, Takano H, Yoshikawa T, Terao J. (2005) Absorption, metabolism, degradation and urinary excretion of rosmarinic acid after intake of Perilla frutescens extract in humans. Eur J Nutr, 44: 1-9.

9.

Balanehru S, Nagarajan B. (1991) Protective effect of oleanolic and ursolic acid against lipid peroxidation. Biochem Int, 24: 981-990.

10.

Baricevic D, Sosa S, Della Loggia R, Tubaro A, Simonovska B, Krasna A, Zupancic A. (2001) Topical anti-inflamatory activity of Salvia officinalis L. leaves: the relevance of ursolic acid. J Ethnopharmacol, 75: 125-132.

11.

Borza A. Dicţionar etnobotanic cuprinzând denumirile populare româneşti şi în alte limbi ale plantelor din România, Editura Academiei Republicii Socialiste România. Bucureşti, 1968: 184.

12.

Bowles BL, Miller AJ. (1994) Caffeic acid against Clostridium botulinum spores. J Food Sci, 59: 905-909.

13.

Brand-Williams W, Cuvelier ME, Berset C. (1995) Use of a free-radical method to evaluate antioxidant activity. Lebensm Wiss u Technol, 28: 25-30.

14.

Budancev AL (1987a) Systematics of the genus Dracocephalum (orosz). Bot Zhurn, 72(1): 92-93.

15.

Budancev AL (1987b) Systematics of the genus Dracocephalum (orosz) Bot Zhurn, 72(2): 260-267.

16.

Budancev AL, Savarda AL (1986a) Chemical composition and useful properties of Dracocephalum species from the flora of the Soviet Union. Part I. (orosz). Rastit Resurs, 22, 550-561.

17.

Budancev AL, Savarda AL (1986b) Chemical composition and useful properties of Dracocephalum species from the flora of the Soviet Union. Part II. (orosz). Rastit Resurs, 22, 660-674.

18.

Budancev AL, Savarda AL, Medvedeva LI, Medvedeva NA (1994) The role of the Labiatae in the vegetable resources of the USSR. Lamiales Newsletter, 3: 11-12.

19.

Camps F. Plant ecdysteroids and their interaction with insects. In: Harborne JB, Tomas-Barberan FA. (szerk.), Ecological chemistry and biochemistry of plant terpenoids. Claredon Press, Oxford, 1991: 331-376. 118

20.

Cantino PD, Sanders RW. (1986) Subfamilial classification of Labiatae, Syst Bot, 11: 163-185.

21.

Cantino PD. Toward a phylogenetic classification of the Labiatae. In: Harley RM and Reynolds T. (szerk.), Advances in Labiatae Science, Royal Botanic Garden, Kew, 1992: 27-37.

22.

Chen CC, Chen HY, Shiao MS, Lin YL, Kuo YH, Ou JC. (1999) Inhibition of low density lipoprotein oxidation by tetrahydrofurofuran lignans from Forsythia suspensa and Magnolia coco. Planta Med, 65: 709-711.

23.

Chlopcikova S, Psotova J, Miketova P, Sousek J, Lichnovsky V, Simanek V. (2004) Chemoprotective effect of plant phenolics against anthracycline-induced toxicity on rat cardiomyocytes. Part II. caffeic, chlorogenic and rosmarinic acids. Phytother Res, 18: 408-413.

24.

Cho JY, Kim AR, Park MH. (2001) Lignans from the rhizomes of Coptis japonica differentially act as anti-inflammatory principles. Planta Med, 67: 312-316.

25.

Cooper-Driver GA. (2001) Contribution of Jeffrey Harborne and co-workers to the study of anthocyanins. Phytochemistry, 56: 229-236.

26.

Crăciun F, Bojor O, Alexan M. Farmacia naturii, Vol. II., Editura Ceres, Bucureşti, 1977: 77-79.

27.

Csaba G. (1985) The unicellular Tetrahymena as a model cell for receptor research. Int Rev Cytol, 95: 327-377.

28.

Csapody I. Védett növényeink, Gondolat Kiadó, Budapest 1982: 142.

29.

Csapody V, Priszter Sz. Magyar növénynevek szótára, Mezőgazdasági Kiadó, Budapest, 1966: 166.

30.

Csedő K, Fűzi J, Giurgiu M, Kisgyörgy Z, Laza A, Rácz G. Plante medicinale şi condimentare din judeţul Harghita – Hargita megye gyógy- és fűszernövényei, Tîrgu Mureş/Marosvásárhely, 1980: 264.

31.

Deutsches Arzneibuch (DAB 10) Amtliche Ausgabe. Deutscher Apotheker Verlag, Stuttgart; Govi-Verlag GmbH, Frankfurt a.m./Eschborn, 1996

32.

Dinan L. (1998) A strategy towards the elucidation of the contribution made by phytoecdysteroids to the deterrence of invertebrate predators on plants. Russ J Plant Physiol, 45: 347-359.

33.

Dobrescu D, Manolescu E, Subţirica V, Drăgan A, Ivan C, Dobrescu L, Anca IA. Memomed 2002 (Memorator de medicamente şi ghid farmacoterapic), Editura Minesan, Bucureşti, 2002: 23, 698.

119

34.

Domokos J, Peredi J, Halász-Zelnik K. (1994) Characterization of seed oils of dragonhead (Dracocephlaum moldavica L.) and catnip (Nepeta cataria var. citriodora Balb.) Ind Crops Prod, 3: 91-94.

35.

Ebrahim Sajjadi S, Movahedian Atar A, Yektaian A. (1998) Antihyperlipidemic effect of hydroalcoholic extract, and polyphenolic fraction from Dracocephalum kotschyi Boiss. Pharm Acta Helv, 73: 167-170.

36.

Einbond

LS, Reynertson KA, Luo X-D, Basile MJ, Kennelly E. (2004)

Anthocyanin antioxidants from edible fruits. Food Chem, 84: 23-28. 37.

Forkmann

G.

(1977)

Anthocyanin

pigments

in

Callistephus

chinensis.

Phytochemistry, 16: 299-301. 38.

Fujikawa T, Yamaguchi A, Morita I, Takeda H, Nishibe S. (1996) Protective effects of Acanthopanax senticosus Harms from Hokkaido and its components on gastric ulcer in restrained cold water stressed rats. Biol Pharm Bull, 19: 1227-1230.

39.

Füzfai Zs, Katona ZF, Kovács E., Molnár-Perl I. (2004a) Simultaneous identification and quantification of the sugar, sugar alcohol, and carboxylic acid contents of sour cherry, apple, and berry fruits, as their trimethylsilyl derivatives, by gas chromatography-mass spectrometry. Agric Food Chem, 52: 7444-7452.

40.

Füzfai Zs, Kovács E, Molnár-Perl I. (2004b) Identification and Quantification of the Main Constituents of Sour Cherries: Simultaneously, as their Trimerhylsilyl Derivatives, by Gas Chromatography-Mass Spectrometry. Chromatographia, 60: 143-151.

41.

Galambosi B, Holm Y, Hiltunen R. (1989b) The effect of some agrotechnical factors on the herb yield and volatile oil of Dragonhead, J Ess Oil Res, 1: 287-292.

42.

Galambosi B, Holm Y. (1989a) The effect of nitrogen fertilization on the herb yield of Dragonhead. J Agric Sci Finland, 61: 387-394.

43.

Galvano F, La Fauci L, Lazzarino L, Fogliano V, Ritieni A, Ciappellano S, Battistini N C, Tavazza B, Galvano G. (2004) Cyanidins: metabolism and biological properties. J Nutr Biochem, 15: 2-11.

44.

Gildemeister E, Hoffmann F. Die ätherischen Öle Vol. VII., Akademie Verlag, Berlin, 1961: 100-103.

45.

Golshani S, Karamkhani F, Monsef-Esfehani HR, Abdollahi M. (2004) Antinociceptive effects of the essential oil of Dracocephalum kotschyi in the mouse writhing test, J Pharm Pharm Sci 7: 76-79.

120

46.

Gu HF, Chen RY, Sun YH, Liu F. (2004) Studies on chemical contituents from herb of Dracocephalum moldavica, Zhongguo Zhong Yao Za Zhi (China journal of Chinese materia medica), 29: 232-234 (PubMed Abstract)

47.

Gu HF, Chen RY, Sun YH, Xing JG. (2005) Studies on chemical contituents in herbs of Dracocephalum moldavica II., Zhongguo Zhong Yao Za Zhi (China journal of Chinese materia medica), 30: 677-679 (PubMed Abstract)

48.

Hagiwara A, Miyashita K, Nakanishi T, Sano M, Tamano S, Kadota T, Koda T, Nakamura M, Imaida K, Ito N, Shirai T. (2001) Pronounced inhibition by natural anthocyanin,

purple

corn

color,

of

2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo[4,5-

b]pyridine (PhIP)-associated colorectal carcinogenesis in male F344 rats pretreated with 1,2-dimethylhydrazine. Cancer Lett, 171: 17-25. 49.

Halász-Zelnik K, Bernáth J, Domokos J. Új hazai moldvai sárkányfű – Dracocephalum moldavica L. – fajtajelölt, MTA Növénynemesítési tudományos napok 1994, Abstract Book, 1994: 104.

50.

Halász-Zelnik K, Hornok L, Domokos J. (1988) Data on the cultivation of Dracocephalum moldavica L. in Hungary. Herba Hung, 27: 49-53.

51.

Halász-Zelnik K. (1999) A moldvai sárkányfű termesztése. Gyakorlati agrofórum, 10: 70-71.

52.

Harborne J. (1986) The natural distribution in angiosperms of anthocyanins acylated with aliphatic dicarboxylic acids. Phytochemsitry, 25: 1887-1889.

53.

Harborne JB, Williams CA. (1971) 6-hydroxyluteolin and scutellarein as phyletic markers in higher plants. Phytochemistry, 10: 367-378.

54.

Hawthorne SB, Riekkola M-L, Serenius K, Holm Y, Hiltunen R, Hartonen K. (1993) Comparison of hydrodistillation and supercritical fluid extraction for the determination of essential oils in aromatic plants, J Chromatogr, 634: 297-308.

55.

Hebrero E, Garcia-Rodriguez C, Santos-Buelga C., Rivas-Gonzalo JC. (1989) Analysis of anthocyanins by high performance liquid chromatography-diode array spectroscopy in a hybrid grape variety (Vitis vinifera x Vitis berlandieri 41 B). Am J Enol Vitic, 40: 283-291.

56.

Hegnauer R. Chemotaxonomie der Pflanzen, Vol. 4., Birkhauser, Basel, 1986

57.

Holčapek M, Jandera P, Zderadička P, Hrubá L. (2003) Characterization of triacylglycerol and diacylglycerol composition of plant oils using high-performance liquid chromatography - atmospheric pressure chemical ionization mass spectrometry. J Chromatogr A., 1010: 195-215.

121

58.

Holm Y, Galambosi B, Hiltunen R. (1988a) Variation of the main terpenes in Dragonhead (Dracocephalum moldavica L.) during growth, Flavour Fragr J, 3: 113115.

59.

Holm Y, Hiltunen R, Nykänen I. (1988b) Capillary gas chromatographic – mass spectrometric determination of flavour composition of Dragonhead (Dracocephalum moldavica L.), Flavour Fragr J, 3: 109-112.

60.

Hong V, Wronstad R. (1990) Use of HPLC separation/photo array detection for characterization of anthocyanins. J Agric Food Chem, 38: 708-715.

61.

Hooker CW, Lott WB, Harrich D. (2001) Inhibitors of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase target distinct phases of early reverse transcription. J Virol, 75:3095-3104.

62.

Jahaniani F, Ebrahimi AS, Rahbar-Roshandel N, Mahmoudian M. (2005) Xanthomicrol is the main component of Dracocephalum kotschyi and a potential anti-cancer agent. Phytochemistry, 66: 1581-1592.

63.

Jamzad Z, Grayer RJ, Kite GC, Simmonds MSJ, Ingrouille M, Jalili A. (2003) Leaf surface flavonoids in Iranian species of Nepeta (Lamiaceae) and some related genera. Biochem Sys Ecol, 31: 587-600.

64.

Janicsák G, Máthé I, Miklóssy-Vári V, Blunden G. (1999) Comparative studies of the rosmarinic and caffeic acid contents of Lamiaceae species. Biochem Syst Ecol, 27: 733-738.

65.

Janicsák G, Máthé I. (1997) Parallel determination of rosmarinic and caffeic acids by TLC-densitometry. Chromatographia, 56: 322-324.

66.

Janicsák G, Veres K, Kállai M, Máthé I. (2003) Gas chromatographic method for routine determiantion of oleanolic and ursolic acids in medicinal plants. Chromatographia, 58: 295-299.

67.

Janicsák G. Nem illó komponensek változékonyságának vizsgálata Lamiaceae fajokban. Kandidátusi értekezés, Vácrátót, 1997: 110.

68.

Jávorka S, Csapody V. Iconographia Florae Partis Austro-Orientalis Europae Centralis. Akadémiai Kiadó, Budapest, 1975: 112.

69.

Jávorka S. A magyar flóra kis határozója, Studium Kiadó. Budapest, 1937: 247.

70.

Jávorka S. Magyar Flóra (Flora Hungarica), Studium Kiadó. Budapest, 1925, 869.

71.

Jung HJ, Park HJ, Kim RG, Shin KM, Ha J, Choi JW, Kim HJ, Lee YS, Lee KT. (2003) In vivo anti-inflammatory and antinociceptive effects of liriodendrin isolated from the stem bark of Acanthopanax senticosus. Planta Med, 69: 610-616.

122

72.

Kapil A, Sharma S. (1994) Anti-complement activity of oleanolic acid: an inhibitor of C3-convertase of the classical complement pathway. J Pharm Pharmacol, 46: 922-3.

73.

Kashiwada Y, Wang HK, Nagao T, Kitanaka S, Yasuda I, Fujioka T, Yamagishi T, Cosentino LM, Kozuka M, Okabe H, Ikeshiro Y, Hu CQ, Yeh E, Lee KH. (1998) Anti-AIDS agents. 30. Anti-HIV activity of oleanolic acid, pomolic acid, and structurally related triterpenoids. J Nat Prod, 62: 1090-1095.

74.

Kim HK, Lee HK, Shin CG, Huh H. (1999) HIV integrase inhibitory activity of Agastache rugosa. Arch Pharm Res, 22: 520-523.

75.

Kim KA, Lee JS, Park HJ, Kim JW, Kim CJ, Shim IS, Kim NJ, Han SM, Lim S. (2004) Inhibition of cytochrome P450 activities by oleanolic acid and ursolic acid in human liver microsomes. Life Sci, 74: 2769-2779.

76.

Kinjo J, Okawa M, Udayama M, Sohno Y, Hirakawa T, Shii Y, Nohara T. (1999) Hepatoprotective and hepatotoxic actions of oleanolic acid-type triterpenoidal glucuronides on rat primary hepatocyte cultures. Chem Pharm Bull, 47: 290-292.

77.

Knox YM, Hayashi K, Suzutani T, Ogasawara M, Yoshida I, Shiina R, Tsukui A, Terahara N, Azuma M. (2001) Activity of anthocyanins from fruit extract of Ribes nigrum L. against influenza A and B viruses. Acta Virol, 45: 209-215.

78.

Kolalite MR. Ultrastructure of glandular trichomes on leaves of five Lamiaceae representatives. In: Franz C, Máthé Á, Buchbaum G. (szerk.), Essential oils: basic and applied research. Allured Publishing Corp., USA, 1996: 108-110.

79.

Konishi Y, Hitomi Y, Yoshida M, Yoshioka E. (2005) Pharmacokinetic study of caffeic and rosmarinic acids in rats after oral administration. J Agric Food Chem, 53: 4740-4746.

80.

Konopleva M, Tsao T, Estrov Z, Lee RM, Wang RY, Jackson CE, McQueen T, Monaco G, Munsell M, Belmont J, Kantarjian H, Sporn MB, Andreeff M. (2004) The synthetic triterpenoid 2-cyano-3,12-dioxooleana-1 9-dien-28-oic acid induces caspase-dependent and – independent apoptosis in acute myelogenous leukemia. Cancer Res, 64: 7927-7935.

81.

Kőhidai L, Lemberkovics É, Csaba Gy. (1995) Molecule dependent chemotactic response of Tetrahymena pyriformis elicited by volatile oils. Acta Protozool, 34: 181-185.

82.

Kubiak M. (1959) Pszczelnik mołdawski (Dracocephalum moldavicum L) jako roślina cytralowa. Acta Pol Pharm, 16: 141-151.

123

83.

Kubrak MN, Koloszova OV, Glavcseva IF. (1976) Izv An MSSR, Ser Biol Him Nauk, 5: 27-31.

84.

Kühnau J. (1976) The flavonoids. A class of semi-essential food components: their role in human nutrition. World Rev Nutr Diet, 24: 117-191.

85.

Kwon YI, Vattem DA, Shetty K. (2006) Evaluation of clonal herbs of Lamiaceae species for management of diabetes and hypertension. Asia Pac J Clin Nutr, 15: 107-118.

86.

Lafont R, Wilson ID. The Ecdysone Handbook, 2nd ed. The Chromatographic Society, Nottingham, UK, 1996: 544.

87.

Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Duband F, Carnat AP. (1991) Rosmarinic acid content and antioxidant activity in French Lamiaceae, 26: 143-148.

88.

Lamaison JL, Petitjean-Freytet C, Duke JA, Walker J. (1993) Hydroxycinnamic derivative levels and antioxidant activity in North American Lamiaceae. Plantes Medicinales et Phytotherapie, 26: 143-148.

89.

Láng I. (szerk.) Környezet- és természetvédelmi lexikon. Akadémiai Kiadó, Budapest, 2002: I/173, II/277.

90.

Li JB, Ding Y. (2001) Studies on chemical constituents from Dracocephalum moldavica L. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi (China journal of Chinese materia medica), 26: 697-698. (PubMed abstract)

91.

Liu J, Liu YP, Parkinson A, Klaassen CD. (1995) Effect of oleanolic acid on hepatic toxicant-activating and detoxifying systems in mice, J Pharmacol Exp Ther, 275: 768-774.

92.

Liu J. (1995) Pharmacology of oleanolic acid and ursolic acid. J Ethnopharmacol, 49: 57-68.

93.

Liu J. (2005) Oleanolic acid and ursolic acid: research perspectives. J Ethnopharmacol, 100: 92-94.

94.

Liu M, Qi Li X, Weber C, Lee CY, Brown J, Liu RH. (2002) Antioxidant and antiproliferative activities of raspberries. J Agric Food Chem, 50: 2926-2930.

95.

Liu YP, Kreppel H, Liu J, Choudhuri S, Klaassen CD. (1993) Oleanolic acid protects against cadmium-induced liver injury in mice. J Pharmacol Exp Ther, 266: 400-408.

96.

Lu M, Tian X. (1999) Analysis of the essential oil of Dracocephalum heterophyllum Beth. Yao Xue Xue Bao (Acta Pharmaceutica Sinica), 34: 925-927. (MedLine Abstract)

124

97.

Ma BL. (1986) Hypolipidemic effects of oleanolic acid. Traditional Medicine and Pharmacy, 2: 28-29.

98.

Mahmoud U, Kaul VK, Singh V, Lal B, Negi HR, Ahuja PS. (2005) Volatile constituents of the cold desert plant Dracocephalum heterophyllum Benth. Flavour Fragr J, 20: 173-175.

99.

Mallavadhani UV, Mahapatra A, Jamil K, Reddy PS. (2004) Antimicrobial activity of some pentacyclic triterpenes and their synthesized 3-O-lipophilic chains. Biol Pharm Bull, 27: 1576-1579.

100. Menezes F de S, Kaplan MAC. (1993) Ocorrências de diterpenóides na família Lamiaceae, Rev Bras Farm, 74: 45-46. 101. Mertz-Nielsen A, Munck LK, Bukhave K, Rask-Madsen J. (1990) A natural flavonoid, IdB 1027, increases gastric luminal release of prostaglandin E2 in healthy subjects. Ital J Gastroenterol, 22: 288-290. 102. Middleton E, Kandaswami C, Theoharides TC. (2000) The effects of plant flavonoids on mammalian cells: implications for inflamation, heart desease, and cancer. Pharmacol Rev, 52: 673-751. 103. Milbury PE, Cao G, Prior RL, Blumberg J. (2002) Bioavailability of elderberry anthocyanins. Mech Ageing Dev, 123: 997-1006. 104. Miraldi E, Ferri S, Mostaghimi V. (2000) Botanical drugs and preparations in the traditional medicine of West Azerbaijan (Iran). J Ethnopharmacol, 75: 77-87. 105. Misra LN, Ahmad A. (1988) An oxygenated tetrahidrobergamotene from the essential oil of Dracocephalum nutans, Planta Med, 54: 165-166. 106. Misra LN, Shawl AS, Raina VK. (1992) Volatile Constituents of Dracocephalum nutans, Planta Med, 58: 478-479. 107. Miyazawa M, Utsunomiya H, Inada K, Yamada T, Okuno Y, Tanaka H, Tatematsu M. (2006) Inhibition of Helicobacter pylori motility by (+)-syringaresinol from unripe Japanese apricot. Biol Pharm Bull, 29: 172-173. 108. Molina Portella MP, Fernandez Villamil SH, Perissinotti LJ, Stoppani O. (1996) Redox cycling of o-naphthoquinones in trypanosomatids. Superoxide and hydrogen peroxide production. Biochem Pharmacol, 52: 1875-1882. 109. Molnár-Perl I (2000) Role of chromatography in the analysis of sugars, carboxylic acids and amino acids in food. J Chromatogr A, 891: 1-32. 110. Molnár-Perl I, Horváth K, Bartha R. (1998a) GC-MS quantification of benzoic and aralkyl carboxylic acids as their trimethylsilyl derivatives: in model solutions I. Chromatographia, 48: 101-109. 125

111. Molnár-Perl I, Horváth K, Bartha R. (1998b) GC-MS quantification of phosphoric, aliphatic and aromatic carboxylic acids, proline and hydroxymethylfurfurol as their trimethylsilyl derivatives: in model solutions II. Chromatographia, 48: 111-119. 112. Moreno S, Scheyer T, Romano CS, Vojnov AA. (2006) Antioxidant and antimicrobial activities of rosemary extracts linked to their polyphenol composition. Free Radic Res, 40: 223-231. 113. Moyler DA. (1993) Extraction of essential oils with carbon dioxide. Flavour Fragr J, 8: 235-247. 114. Muth ER, Laurent JM, Jasper P. (2000) The effect of bilberry nutritional supplementation on night visual acuity and contrast sensitivity. Alt Med Rev, 5: 164-173. 115. Mülleder U, Murkovic M, Pfannhauser W. (2002) Urinary excretion of cyanidin glycosides. J Biochem Biophys Methods, 53: 61-66. 116. Nakanishi H. Matsumoto H, Tominaga S, Hirayama M. (2000) Effects of black currant anthocyanoside intake on dark adaptation and VDT work-induced transient refractive alteration in healthy humans. Alt Med Rev, 5: 553-562. 117. Nobili R, Luporini P, Esposito F. Compatibility systems in ciliates. In: Greenber AH (szerk.), Invertebrate models cell receptors and cell communication. Karger, BaselNew York, 1987: 6-25. 118. Nyárádi Á. A méhlegelő és növényei. Mezőgazdasági és Erdészeti Könyvkiadó, Budapest, 1985: 326-328. 119. Oganesyan GB, Mnatsakanyan VA, Gacs-Baitz E. (1989) Dracocephalum multicaule flavonoids I. Armyanskij Khimicheshii Zhurnal (Armenian Chemiacal Journal), 42: 717-724. 120. Oguro T, Liu J, Klaassen CD, Yoshida T. (1998) Inhibitory effect of oleanolic acid on 12-O-tetradecanoylphorbol-13-acetate-induced gene expression in mouse skin. Toxicol Sci, 45: 88-93. 121. Osakabe N, Takano H, Sanbongi C, Yasuda A, Yanagisawa R, Inoue K, Yoshikawa T. (2004) Anti-inflammatory and anti-allergic effect of rosmarinic acid (RA); inhibition of seasonal allergic rhinoconjunctivitis (SAR) and its mechanism. Biofactors, 21: 127-131. 122. Passamonti S, Vrhovsek U, Vanzo A, Mattivi F. (2003) The stomach is a site for anthocyanins absorbtion from food. FEBS Lett, 544: 210-213.

126

123. Pedersen JA (2000) Distribution and taxonomic implications of some phenolics in the familiy Lamiaceae determined by ESR spectroscopy. Biochem Syst Ecol, 28: 229-253. 124. Perossini M. (1987) Diabetic and hypertensive retinopathy therapy with Vaccinium myrtillus anthocyanosides (Tegens) double blind placebo controlled clinical trial. Ann Ottalmol Clin Ocul, 12: 1173-1190. 125. Petersen M, Simmonds M. (2003) Rosmarinic acid. Phytochemistry, 62: 121-125. 126. Pharmacopoea Hungarica Editio VII. Vol. I. (VII. Magyar Gyógyszerkönyv Ph.Hg.VII.) (1986) Medicina, Budapest. a.) I.92./B.1.3.1., b.)I.388./J/c.7.5., c., I.396./J/c.15.1., d.) I/K/g.17., e.)I./K/g.18. f.) I.391./J/c.12. g.) I.391./J/c.12. 127. Pharmacopoea Hungarica Editio VIII. Vol. II. (VIII. Magyar Gyógyszerkönyv Ph.Hg.VIII.) (2004) Medicina Könyvkiadó Rt., Budapest. a.) 2354-2355, b.) 2208. 128. Povilaitytė V, Cuvelier ME, Berset C. (2001) Antioxidant properties od Moldavian Dragonhead (Dracocephalum moldavica L.). J Food Lipids 2001, 8: 45-64. 129. Povilaitytė V, Venskutonis PR. (2000) Antioxidative activity of purple peril (Perilla frutescens L.), moldavian dragonhead (Dracocephalum moldavica L.) and roman chamomille (Anthemis nobilis L.) extracts in rapeseed oil. J Am Oil Chem Soc, 77: 951-956. 130. Priszter Sz. Növényneveink. Magyar-latin szógyűjtemény. Mezőgazdasági Kiadó, Budapest, 1986: 145. 131. Psotova J, Chlopcikova S, Miketova P, Simanek V. (2005) Cytoprotectivity of Prunella vulgaris on doxorubicin-treated rat cardiomyocytes. Fitoterapia, 76: 556561. 132. Psotova J, Svobodova A, Kolarova H, Walterova D. (2006) Photoprotective properties of Prunella vulgaris and rosmarinic acid on human keratinocytes. J Photochem Photobiol B, J Photochem Photobiol B, In press 133. Rácz G, Rácz-Kotilla E, Laza A. Gyógynövényismeret. Ceres Könyvkiadó, Bukarest, 1984: 149. 134. Rácz G, Rácz-Kotilla E, Szabó LGy. Gyógynövényismeret – a fitoterápia alapjai. Sanitas Természetgyógyászati Alapítvány, Budapest, 1992: 191. 135. Rácz G, Tibori G, Csedő C. (1978), Compoziţia uleiului volatil de Dracocephalum moldavica L., Farmacia, 26: 93-95. 136. Rakonczay Z. (szerk.) Vörös Könyv. Akadémiai Kiadó, Budapest, 1990: 292.

127

137. Ren DM, Lou HX, Ma B, Ji M. (2004) Determination of luteolin-7-O-glycoside in the herb of Dracocephalum rupestra by HPLC. Zhongguo Zhong Yao Za Zhi (China journal of Chinese materia medica), 29: 860-862. (PubMed Abstract) 138. Rodríguez JA, Astudillo L, Schmeda-Hirschmann G (2003) Oleanolic acid promotes healing of acetic acid-induced chronic gastric lesions in rats. Pharmacol Res, 48: 291-294. 139. Saeidnia S, Gohari AR, Ito M, Kiuchi F, Honda G. (2005) Bioactive constituents from Dracocephalum subcapitatum (O. Kuntze) Lipsky. Z Naturforsch [C], 60: 2224. 140. Saeidnia S, Gohari AR, Uchiyama N, Ito M, Honda G, Kiuchi F. (2004) Two new monoterpene glycosides and tripanocidal terpenoids from Dracocephalum kotschyi. Chem Pharm Bull, 52: 1249-1250. 141. Saito N, Harborne J. (1992) Correlation between anthocyanin type, pollinator and flower colour int he Labiatae. Phytochemistry, 31: 3009-3015. 142. Saito N, Yokoi M, Yamaji M, Honda T. (1985) Anthocyanidin glycosides from the flowers of Alstroemeria. Phytochemistry, 24: 2125-2126. 143. Sarma AD, Sharma R. (1999) Anthocyanin-DNA copigmentation complex: mutual protection against oxidative damage. Phytochemistry, 52: 1313-1318. 144. Savarda AL, Telepova MN, Budancev AL. (1990) Cpaвнительное изучение состава эфирных масел и ултраструктуры железистых волосков листа у некотрых видор p. Dracocephalum L. Rastit Resur, 26: 352-362. 145. Săvulescu T. (szerk.) Flora Republicii Populare Romîne Vol. VIII. Editura Academiei Republicii Populare Romîne, Bucureşti, 1965: 138. 146. Schantz von M, Holm Y, Hiltunen R, Galambosi B. (1987) Arznei- und Gewürzpflanzen. Versuche zum Anbau in Finland. Dtsch Apoth Ztg, 127: 25432548. 147. Seeram NP, Nair MG, Bourquin LD. (2001) Cyclooxygenase inhibitory and antioxidant cyanidin glycosides in cherries and berries. Phytomedicine, 8: 362-369. 148. Sepúlveda-Boza S, Cassels BK. (1996) Plant metabolites active against Trypanosoma cruzi. Planta Med, 62: 98-105. 149. Sergienko TO, Litvinenko VI. (1968) Moldavoside – a new flavonoid glycoside of Dracocephalum moldavica L. Farm Zhurn (Kijev), 23: 75-78 (Chemical Abstract 69:44172 M) 150. Shalaby AS, El-Gengaihi S, Khattab M. (1995) Oil of Melissa officinalis L., as affected by storage and herb drying, J Essent Oil Res, 7: 667-669. 128

151. Shamyrina AA, Peshkova VA, Shergina NI. (1978) Khim Prir Soedin, 6: 805-806 (Chemical Abstract 90:200278 S). 152. Shatar S, Altantsetseg S. (2000) Essential oil composition of some plants cultivated in Mongolian climate. J Ess Oil Res, 12: 745-750. 153. Shukla B, Viser S, Patnaik GK, Tripathi SC, Srimal RC, Day S, Dobhal PC. (1992) Hepatoptotective activity in the rat of ursolic acid isolated from Eucalyptus hybrid. Phytother Res, 6: 74-79. 154. Somova LI, Shode FO, Mipando M. (2004) Cardiotonic and antidysrhytmic effects of oleanolic and ursolic acids, methyl maslinate and uvaol. Phytomedicine, 11: 121129. 155. Somova LO, Nadar A, Rammanan P, Shode FO. (2003) Cardiovascular, antihyperlipidemic and antioxidant effects of oleanolic and ursolic acids in experimental hypertension. Phytomedicine, 10: 115-121. 156. Soó R. A magyar flóra rendszertani-növényföldrajzi kézikönyve. Akadémiai Kiadó Budapest, 1968: 75. 157. Soó R. A Székelyföld flórájának előmunkálatai (Prodromus Florae Terrae Siculorum – Transilvaniae Orientalis). Editio Instituti Syst.-Geobotanici Museique Botanici Universitatis Kolozsvár, Kolozsvár, 1940: 102. 158. Soobrattee MA, Neergheen VS, Luximon-Ramma A, Aruoma OI, Bahorun T. (2005) Phenolics as potential antioxidant therapeutic agents: Mechanism and actions. Mutat Res, 579: 200-203. 159. Stintzing FC, Carle R. (2004) Functional properties of anthocyanins and betalains in plants, food, and in human nutrition. Trends Food Sci & Technol, 15: 19-38. 160. Stuchlík M, Žak S. (2002) Vegetable lipids as components of functional foods. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub, 146: 3-10. 161. Sulyok Gy, László-Bencsik Á. (1985) Cyanidin 3-(6-succinyl glucoside)-5glucoside from flowers of seven Centaurea species. Phytochemistry, 24: 1121-1122 162. Szabó LGy, Zsoldos T, Puppi A, Vohora SB. (1988) Preliminary anti-tussive and anti-oxidative studies on Unani Joshandah drugs. J Res Educ Ind Med, 7: 1-7. 163. Szabó LGy, Zsoldos T, Puppi A. (1994) Screening of antioxidative capacity of water extracts of Hungarian medicinal plants and wild species. Acta Botanica Hungarica, 38: 325-333. 164. Takeda K, Harborne JB, Self R. (1986a) Identification and distribution of malonated anthocyanins in plants of the Compositae. Phytochemistry, 25: 1337-1342.

129

165. Takeda K, Harborne JB, Self R. (1986b) Identification and distribution of malonated anthocyanins in the Liliaceae and Labiatae. Phytochemistry, 25: 1337-1342. 166. Tan N, Kaloga M, Radtke OA, Kiderlen AF, Öksüz S, Ulubelen A, Kolodziej H. (2002) Abietane diterpenoids and triterpenoic acids drom Salvia cilicica and their antileishmanial activities. Phytochemistry, 61: 881-884. 167. Telepova MN, Budantzev AL, Shavarda AL. (1992) Etude comparative de la secretion des terpènes par les elements glandulaires foliaires chez différentes espèces du genre Dracocephalum L. (Labiatae), Lettres bot, 3: 247-264. 168. Tomás-Barberán FA, Gil MI. Chemistry and natural distribution of flavonoids in the Labiatae. In: Harley RM, Reynolds T. (szerk.), Advances in Labiatae Science. Royal Botanic Gardens, Kew, 1992: 299-305. 169. Tsuda T, Horio F, Osawa T. (1999) Absorbtion and metabolism of cyaniding 3-O-βglucoside in rats. FEBS Lett, 449: 179-182. 170. Tsuruga T, Chun YT, Ebizuka Y, Sankawa U. (1991) Biological active constituents of Melaleuca leucodendron: inhibitors of induced histamine release from rat mast cells. Chem Pharm Bull, 39: 3276-3278. 171. Tutin TG, Heywood VH, Burges WA, Moore DM, Valentine DH, Walters SM, Webb DA. Flora Europea. Volume III. Cambridge University Press, Cambridge, 1972: 161. 172. Uchyiama N, Ito M, Kiuchi F, Honda G, Takeda Y, Khodzhimatov OK, Ashurmetov A. (2004) A trypanocidal diterpene with novel skeleton from Dracocephalum komarovi, Tetrahedron Lett, 45: 531-533. 173. Uchyiama N, Kiuchi F, Ito M, Honda G, Takeda Y, Khodzhimatov OK, Ashurmetov A. (2003) New icetexane and 20-norabietane diterpenes with trypanocidal activity from Dracocephalum komarovi, J Nat Prod, 66: 128-131. 174. Vabrit S. Morphological aspects for selecting new bedding plants. Proceeding of the 20th International Eucarpia Symposium – Section Ornamentals. International Society of Horticultural Science, Leuven, 2002: 67-74. 175. Vasilenko YuK, Ponomarev VD, Oganesyan ET. (1981) Comparative study of hypolipemic properties of triterpenoids. Chemical Abstracts 91:49279r 176. Venskutonis PR, Dapkevičius A, Baranauskiene M. Flavour Composition of Some lemon-like Aroma Herbs From Lithuania. In: Charalambous G. (szerk), Food Flavours: Generation, Anaysis and Process Influence. Elsevier Science B. V., 1995: 833-847.

130

177. Vestri Alvarenga SA, Gastmans JP, do Valle Rodrigues G, Moreno PR, de Paulo Emerenciano V. (2001) A computer-assisted approach for chemotaxonomic studies – diterpenes in Lamiaceae, Phytochemistry, 56: 583-595. 178. Volodin V, Chadin I, Whiting P, Dinan L. (2002) Screening plants of European North-East Russia for ecdysteroids. Biochem Syst Ecol, 30: 525-578. 179. Wagner H, Bladt S. Plant drug analysis. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, 1996: 196-212. 180. Wang B, Jiang ZH. (1992) Studies on oleanolic acid. Zhongguo Yao Xue Za Zhi (Chinese Pharmaceutical Journal), 27: 393-397. 181. Wang H, Nair MG, Strasburg GM, Chang YC, Booren AM, Gray JI, De Witt DL. (1999) Antioxidant and antiinflamatory activities of anthocyanins and their aglycon, cyanidin, from tart cherries. J Nat Prod, 62: 294-296. 182. Wang J, Mazza G. (2002) Effects of anthocyanins and other phenolic compounds on the production of tumor necrosis factor alpha in LPS/IFN-gamma activated RAW 264.7 macrophages. J Agr Food Chem, 50: 4183-4189. 183. Wang XW. (2000) Luteolin. Drugs Fut, 25: 146-149. 184. Winkley-Shirley B. (2002) Biosynthesis of flavonoids and effects of stress. Curr Opin Plant Biol, 5: 218-22. 185. Wrzeciono U, Malecki I, Budzianowski J, Kierylowicz H, Zaprutko L, Beimvik E, Kostepska H. (1985) Hemisuccinates of some derivatives of oleanolic acid and their antiulcer effects. Pharmazie, 40: 542-544. 186. Yangmai MS, Taffazoli R. (1988) The essential oil of Dracocephalum kotschyi Boiss., Flav Fragr J, 3: 33-36. 187. Ying QL, Rinehart AR, Simon SR, Cheronis JC. (1991) Inhibition of human leukocyte elastase by ursolic acid. Evidence for a binding site for pentacyclic triterpenes. Biochem J, 277: 521-526. 188. Zadok D. Levy Y, Glovinsky Y. (1999) The effect of anthocyanosides in a multiple oral dose on night vision. Eye, 13: 734-736. 189. Zhou C, Sun X, Liu W, Shi H, Gao H., Miao Y. (1993) Effects of oleanolic acid on the immune complex allergic reaction and inflammation. J Clin Pharm Sci, 2: 69-79. 190. Zou ZW, Xu LN, Tian JY. (1993) Antithrombotic and antiplatelet effects of rosmarinic acid, a water-soluble component isolated from radix Salviae miltiorrhizae (danshen). Yao Xue Xue Bao, 8: 241-245 (PubMed Abstract)

131

Internetes oldalak www.terra.hu www.fs.fed.us/database/feis/plants/forb/drapar/all.html http://www.henriettesherbal.com/pictures http://www.els.net 8. SAJÁT KÖZLEMÉNYEK BIBILIOGRÁFIAI ADATAI Az értekezés témájában Cikkek Kakasy, A., Lemberkovics, É., Kursinszki, L., Janicsák, G., Máthé, I., Szőke, É. (2000) Adatok a Dracocephalum moldavica L. fitokémiai értékeléséhez. Orvostudományi értesítő 73: 410-417. Kakasy, A., Lemberkovics, É., Kursinszki, L., Janicsák, G., Szőke, É. (2002) Data to the phytochemical evaluation of Moldavian Dragonhead (Dracocephalum moldavica L., Lamiaceae). Herba Polonica 48: 112-119. Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kakasy, A., Balázs, A., Héthelyi, É., Szőke É. (2004) Extrakciós módszerek hatása az illóolajok összetételére. Acta Pharmaceutica Hungarica 74: 166-170. Héthelyi, É., Szarka, Sz., Kakasy, A., Galambosi, B., Szőke, É., Lemberkovics, É. (2005) Dracocephalum speciesek illóolajának kémiai karaktere. Olaj, szappan, kozmetika 54: 75-81. Kakasy, A., Lemberkovics, É., Simándi, B., Lelik, L., Héthelyi, É., Antal, I., Szőke, É. (2006) Comparative study of traditional essential oil and supercritical fluid extracts of Moldavian Dragonhead (Dracocephalum moldavica L.). Flavour and Fragrance Journal 21: 598-603. (If: 0,648) Kakasy, A., Füzfai, Zs., Kursinski, L., Molnár-Perl, I., Lemberkovics, É. (2006) Analysis of non-volatile constituents in Dracocephalum species by HPLC and GC/MS. Chromatographia 63: S17-S22 (If: 1,145) Janicsák, G., Veres, K., Kakasy, A., Máthé, I. (2006) Study of the oleanolic and ursolic acid contents of some species of the Lamiaceae. Biochemical Systematics and Ecology 34: 392396. (If: 0,704) Folyóiratokban megjelent idézhető előadás-kivonatok Kakasy, A., Janicsák, G., Kursinszki, L., Szőke, É., Lemberkovics, É. (2000) Phytochemical analysis of Dracocephalum moldavica L. „Plante medicinale – realizări şi perspective”, Piatra Neamţ, Romania. Abstract: Acta Phytoterapica Romanica 6: 62-63.

132

Kakasy, A., Lemberkovics, É., Marczal, G., Simándi, B., Szőke, É. (2003) A moldvai sárkányfű (Dracocephalum moldavica L.) illóolajának és szuperkritikus extraktumainak összehasonlító vizsgálata. Congressus Pharmaceuticus Hungaricus XII., Budapest. Összefoglaló: Gyógyszerészet, Kongresszusi különszám (2003): 74. Kakasy, A,, Lemberkovics, É,, Balázs, A., Kursinszki, L., Janicsák, G., Szőke, É. (2003) A moldvai sárkányfű (Dracocephalum moldavica L.) illóolajának és fenoloidjainak kivonása és növénykémiai vizsgálata. Magyar Gasztroenterológiai Társaság 45. Nagygyűlése, Balatonaliga. Összefoglaló: Magyar Gasztroenterológiai Társaság Hírlevél 12: 97. Kakasy, A., Marczal, G., Héthelyi, É., Lemberkovics, É. (2004) Dracocephalum fajok mikromorfológiai és fitokémiai jellemzése. A gyógynövénykutatás aktuális kérdései 2004. Az MGyT Gyógynövény Szakosztályának, a Magyar Biológiai Társaság Botanikai Szakosztályának és az MTA Növénykémiai-Kemotaxonómiai Munkabizottságának közös előadóülése, Budapest. Összefoglaló: Botanikai Közlemények (2004) 91: 140. Abstract kötetben megjelent összefoglalók Kakasy, A., Lemberkovics, É., Kursinszki, L., Janicsák, G., Máthé, I., Szőke, É. (2000) A Dracocephalum moldavica L. fenoloidjainak értékmérése. Semmelweis Egyetem Doktori Iskola, II. Ph. D. Tudományos Napok, Budapest. Összefoglaló: Programfüzet 61. o. Kakasy, A., Lemberkovics, É., Janicsák, G., Kursinszki, L., Máthé, I., Szőke, É. (2000) Adatok a Dracocephalum moldavica L. fitokémiai értékeléséhez. Erdélyi Múzeum Egyesület Orvostudományi és Gyógyszerészeti Szakosztály X. Tudományos Ülésszaka, Székelyudvarhely. Összefoglaló: Programfüzet 26. o. Kakasy, A., Kursinszki, L., Bihátsi-Karsai, É., Lelik, L., Janicsák, G., Máthé, I., Szőke, É., Lemberkovics, É. (2000) Phytochemical evaluation of Dracocephalum moldavica L. by chromatographic methods. 2nd International Symposium on Chromatography of natural products, Lublin – Kazimierz Dolny, Poland. Abstract: Book of Abstracts p. 26 Kakasy, A., Janicsák, G., Kursinszki, L., Szőke, É., Lemberkovics, É. (2000) A Dracocephalum moldavica L. fontosabb tartalmi anyagainak mennyiségi változása az egyedfejlődés során. Lippay János - Vas Károly Tudományos Ülésszak, Szent István Egyetem Kertészettudományi Kar, Budapest. Összefoglaló: Programfüzet 204-205. o. Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kristó, TSz., Kakasy, A., Szőke, É. (2001) Effect of extraction methods on the composition of essential oils. World Conference on Medicinal and Aromatic Plants, Budapest. Abstract: Book of Abstracts p. 38 Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kakasy, A., Szőke, É. (2002) Influence of extraction methods on the composition of essential oils. 33rd International Symposium on Essential Oils, Lisbon, Portugal. Abstract: Book of Abstracts p. 116 Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kakasy, A., Szőke, É. (2002) Illóolaj tartalmú hagyományos és szuperkritikus növényi extraktumok összehasonlító gázkromatográfiás vizsgálata. Gyógynövények kutatása és felhasználása 2002. Kecskemét. Összefoglaló: Program és előadás összefoglalók 102, 203. o. 133

Kakasy, A., Simándi, B., Lemberkovics, É., Szőke, É. (2003) A moldvai sárkányfű (Dracocephalum moldavica L.) herbájából különböző extrakciós módszerekkel kivont illóolajok összetételének vizsgálata. Semmelweis Egyetem Doktori Iskola, V. Ph.D. Tudományos Napok, Budapest. Összefoglaló: Programfüzet 58-59. o. Lemberkovics, É., Kakasy, A., Böszörményi, A., Balázs, A., Héthelyi, É., Simándi, B., Kéry, Á., Szők, É. (2005) Influence of technological and biological conditions on essential oil composition. 36th International Symposium on Essential Oils, Budapest. Abstract: Programme and Book of Abstracts p. 7 Kakasy, A., Füzfai, Zs., Kursinszki, L., Molnár-Perl, I., Lemberkovics, É. (2005) Analysis of non-volatile constituents in Dracocephalum moldavica L., D. ruyschiana L. and D. grandiflorum L. by GC-MS and HPLC methods. 6th Balaton Symposium on HighPerformance Separation Methods, Siófok. Abstract: Book of Abstracts p. 30 Kakasy, A., Janicsák, G., Veres, K., Lemberkovics, É. (2005) Triterpene and phenolcarboxylic acids in Dracocephalum species. 1st BBBB Conference on Pharmaceutical Sciences, Siófok. Abstract: Book of Abstracts p. Janicsák, G., Veres, K., Kakasy, A., Máthé, I. (2005) Az oleánol- és urzolsav mennyiségi viszonyai a Lamiaceae családban. Gyógynövények napjaink gyógyszerészetében – tradíciók és újdonságok. XI. Magyar Gyógynövény Konferencia, Dobogókő. Összefoglaló: Program és előadás-összefoglalók 52. o. Az értekezés témájához részben kapcsolódóan Cikk Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kristó, TSz., Kakasy, A., Szőke, É. (2001) Evaluation of supercritical plant extracts on volatile and non volatile biologically active lipophil components. International Journal of Horticultural Science 7(2): 78-83. Proceeding kötetben megjelent előadás-kivonat Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kakasy, A., Szőke, É. (2003) Effect of extraction methods on the composition of essential oils. In: Proceedings of the International Conference on Medicinal and Aromatic Plants Part II. (Acta Horticulturae 597) Eds.: É. Szőke, I. Máthé, G. Blunden, Á. Kéry. p. 49-56. Poszter Lemberkovics, É., Kéry, Á., Simándi, B., Kakasy, A., Czinner, E., Szőke, É. (2003) Comparative study on supercritical extracts of aromatic plants. The 3rd Word Congress on Medicinal and Aromatic Plants for Human Welfare, Chiang-Mai, Thailand. Abstract: Book of Abstracts p. 363 9. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS

134

Köszönetemet fejezem ki Dr. Szőke Éva (D.Sc.) professzor asszonynak, a Semmelweis Egyetem Farmakognózia Intézet igazgatójának, hogy lehetőséget biztosított kutatómunkám elvégzéséhez, melyet tanácsaival, javaslataival segített. Végtelen hálával tartozom Dr. Lemberkovics Éva professzor asszonynak, a kémiai tudomány kandidátusának, témavezetőmnek, aki tudásának és emberségének legjavát nyújtotta Ph.D. munkám során. Köszönöm neki az önzetlenül átadott ismereteket, a megosztott tapasztalatot és a tudásra és emberségességre épített pálya hitelesen elém tárt példáját. Hálásan köszönöm Dr. Marczal Gabriella kandidátusnak, a Semmelweis Egyetem Farmakognózia Intézet tudományos szaktanácsadójának a növényanatómiai vizsgálatokban nyújtott segítségét, értékes tanácsait és őszinte, baráti támogatását. Köszönet illeti Dr. Kéry Ágnes (Ph.D.) egyetemi tanárt, Dr. Kursinszki László (Ph.D.) egyetemi

docenst,

Ditrói

Kálmán

tudományos

munkatársat,

Héthelyi

Ivánné

gázkromatográfiás szakértőt kutatómunkám során nyújtott értékes szakmai segítségükért. Ezúton mondok köszönetet Dr. Balázs Andrea adjunktusnőnek és Dr. Then Mária tudományos főmunkatársnak az irántam tanúsított szakmai és baráti támogatásukért. Külön köszönet illeti Borossné Szabados Juliannát kísérletes munkám során nyújtott önzetlen segítségéért. Hálával tartozom a Semmelweis Egyetem Farmakognózia Intézet minden munkatársának, akik bármilyen módon segítették munkámat. Köszönetemet fejezem ki Dr. Máthé Imre (D.Sc.) egyetemi tanárnak, Dr. Janicsák Gábor (Ph.D.) tudományos főmunkatársanak, Dr. Veres Katalinnak, Dr. Miklóssy-Vári Vilmos és Dr. Galántai Miklós† botanikusoknak a növényminták termesztésében és egyes fitokémiai vizsgálatok elvégzésében nyújtott támogatásukért. Nagyon köszönöm Molnárné Dr. Perl Ibolya professzor asszonynak és Füzfai Zsófia Ph.D. hallgatónak a GC-MS vizsgálatok kivitelezésében nyújtott segítséget. Hálámat fejezem ki Dr. Simándi Béla egyetemi docensnek, Dr. Stampf György egyetemi docensnek és Dr. Kőhidai László egyetemi docensnek. Hálás szívvel gondolok Dr. Kisgyörgy Zoltán† docensre, Dr. Gyéresi Árpád és Dr. Csedő Károly professzorokra: ők alapozták meg gyógyszerészeti ismereteimet a Marosvásárhelyi Orvostudományi és Gyógyszerészeti Egyetemen.

135

Köszönet illeti Schmidt József urat (Schmidt und Co., Baksa) a moldvai sárkányfű minták készséges biztosításáért. Köszönöm szüleimnek, testvéremnek és családjának, valamint barátaimnak, hogy bizalommal és szeretettel támogattak mindvégig. Jelen kutatómunka elkészítését támogatta az Oktatási Minisztérium (Határon Túli Magyar Ösztöndíjtanács/Erdélyi Múzeum Egyesület); az Országos Tudományos Kutatási Alap (T.30034; F. 029249) és a GVOP-3.1.1.-2004-05-0397/3.0 pályázat.

136