Türkösi Edina – Kruppa Klaudia – Linc Gabriella – Lángné Molnár Márta
Tarackbúzafajok betegség-ellenállóságának beépítése a termesztett búzába Transfer of disease resistance from wheatgrass species into hexaploid wheat
[email protected] MTA ATK Mezőgazdasági Intézet, Génmegőrzési Osztály
Bevezetés
A Thinopyrum nemzetségbe tartozó tarackbúzafajok (Löve 1980), a termesztett búza harmadlagos génforrásai közé tartoznak, különösen széleskörű genetikai forrásként szolgálnak a termesztett Triticeae fajok nemesítésében. A nemzetség nagyszámú évelő fajt foglal magába, amelyek ploidszintje igen változó, a diploidtól a dekaploidig. Ezek a szárazságtűrő fűfélék élőhelyül és táplálékul szolgálnak a vadvilág számára, főként Európa mediterrán régióiban, Nyugat-Ázsiában, Afrika északi részén és Észak-Amerikában. A tarackbúza fajok taxonómiája ismétlődő viták témája volt, ennek köszönhetően számos Thinopyrum faj elnevezésének egy vagy több szinonímája van, arra utalva, hogy korábban ezeket a fajokat a botanikusok az Agropyron nemzetségbe sorolták. A molekuláris technikák alkalmazása ellenére Kellogg (2006) megállapítása szerint a Triticeae nemzetségcsoporton belül a rokonsági viszonyok vitatottak voltak és továbbra is azok maradnak. Dewey (1984) javasolta, hogy az Agropyron elnevezést csak a P genommal rendelkező poliploid taréjos búzafű sorozat esetén használják. Így, az St genommal rendelkező Agropyron spicatum (Pursh) Scribner & Smith, és rokon fajait a Pseudoroegneria (A. Löve) nemzetségbe sorolják. A magas tarackbúzát és a közönséges tarackbúzát jelenleg a Thinopyrum nemzetségbe sorolják A. Löve Thinopyrum ponticum (Podp.) Barkworth & D.R. Dewey illetve Thinopyrum intermedium (Host) Barkworth & D.R. Dewey fajnéven. A Thinopyrum nemzetségbe tartozó fajok J vagy E genommal rendelkeznek (Dewey 1984), némelyik St genomot tartalmaz (Liu and Wang 1993; Kishii et al. 2005). A korábban Agropyron trachycaulum néven ismert faj (Link) Malte ex H.F.Lewis és caespitose rokonai az Elymus nemzetség fajai, amelyekben az St alapgenom mellett egy vagy több H, Y, W vagy P genom található (Wang et al.1995). A Thinopyrum nemzetség fajai számos nemesítési szempontból értékes tulajdonsággal rendelkeznek, mint például fokozott vitalitás, széleskörű abiotikus és biotikus stresszrezisztencia. A nemzetség számos faja évelő. Több fajt sikeresen hibridizáltak a termesztett búzával. Leginkább a Th. elongatum (2n=2x=14).(Host D.R.) Dewey, Th. bessarabicum (2n=2x=14) (Savul. & Rayss) Löve, valamint a Th. intermedium (2n=6x=42) (Host) Barkworth & D.R. Dewey és Th. ponticum (2n=10x=70) (Podp.) Z.-W. Liu & R.-C. Wang fajt hasznosították a búzába történő tulajdonságok átvitele céljából (Ceoloni et al. 2014). A Thinopyrum fajok könnyen keresztezhetők a búzával, és nagyfokú ellenállóságuknak köszönhetően potenciális génforrásként szolgálnak a búza genetikai variabilitásának gazdagítására (Li és Wang 2009). A tarackbúzát sikerrel hasznosították a sótűrés növelésére (Colmer et al. 2006), továbbá betegségrezisztencia (Li et al. 2008), valamint minőségi paraméterek javítására (Liu et al. 2008) is felhasználták.
399
Táblázat Fontosabb Thinopyrum fajok, elnevezésük szinonímái, kromoszómszámuk és ploidszintjük (Richard R., C Wang, nyomán). (A búzával hibridizált fajok vastagon szedve)Hiba! Érvénytelen csatolás. A búza és a tarackbúza közötti intenzív keresztezések a XX század első felében kezdődtek a Szovjetunióban, az Egyesült Államokban, Kanadában és Németországban. A búza × Agropyron elongatum F1 hibridek jól fejlett gyökérrendszerrel, betegségrezisztenciával, hideg- és szárazságtűréssel rendelkeztek. Az F2-ben a növények nagy része évelő volt. Magyarországon az első búza/tarackbúza hibrideket 1953-ban Kiss és Rajháthy hozta létre, az MTA Mezőgazdasági Kutatóintézetében (Kiss és Rajháthy, 1956; Belea, 1964). A búza és tarackbúza közötti amfiploidok, amelyek az F1 hibridek kolchicinnel történő kezelése vagy spontán kromoszómaduplikációval jöttek létre, amellett, hogy lehetőséget adnak a donor fajok és a recipiens búza genomok hasonlóságának vizsgálatára, alapanyagként szolgálnak, hasznos tulajdonságok átvitelét célzó introgressziós vonalak előállítására. A nemesítési programok egyik célja az évelő jelleg beépítése a búzába, amely során a diploid Th. elongatum, és a poliploid Th. ponticum és Th. intermedium fajokból származó kromoszómák biztosíthatják az évelő jelleget. Ebben az esetben, ha a búzaszülő hexaploid, az amfiploid legalább 56 kromoszómával rendelkezik. Az évelő jelleg és robusztus évelő habitus megfigyelhető a részleges amfiploidok esetében, amelyekben a búza: tarackbúza kromoszómák aránya változó lehet. A dekaploid Th. ponticum és a hexaploid Th. intermedium/búza hibridekből származó részleges amfiploidok általában egyaránt 56 kromoszómával rendelkeznek. Ezekben a növényekben nem minden esetben van jelen a teljes búzagenom, búzaThinopyrum transzlokációk jöttek létre vagy homeológ Thinopyrum kromoszómák helyettesítik a hiányzó búza kromoszómákat (Oliver et al. 2006, Sepsi et al. 2008). A részleges amfiploidokban összesen 6 különböző homeológ genom (A, B, D, J, JSt, St) van jelen és a növényekben gyakran a különböző genomok közötti transzlokációk figyelhetők meg (Han et al. 2004). Számos búza/Thinopyrum teljes vagy részleges amfipoid felhasználható rezisztenciagének expressziójának vizsgálatához a recipiens búzagenomban. Ezek a rezisztenciagének kitűnő ellenállóságot biztosítanak különböző gomba és vírusbetegségekkel szemben, mint például levélrozsda, szárrozsda, sárgarozsda, lisztharmat, fuzárium, árpa sárga törpülés vírus (BYDV), búza csíkos mozaik vírus (WSMV) és ennek vektora, az Aceria tosichella ellen (Oliver el al. 2006, Li and Wang 2009, Chang et al. 2010, Wang 2011). Az amfiploidok egy része, például a durum és kenyérbúza Th. elongatum, Th. bessarabicum vagy Th. distichum fajokkal létrehozott amfiploidok kitűnő toleranciát mutattak különböző abiotikus stresszekkel, különös tekintettel a magas sótartalommal szemben (King et al. 1997, Colmer et al. 2006, Marais et al. 2014).
Anyag és módszer A Thinopyrum intermedium és Thinopyrum ponticum keresztezésével, az 1930-as években a volt Szovjetúnióban Nikolai V. Cicin állította elő az Agropyron glael szintetikus fajhibridet. Az elnevezés a régi nomenklatúra szerinti Agropyron glaucum (Desf. ex DC.) Roem. & Schult. (2n=6x=42) (=Thinopyrum intermedium) és az Agropyron elongatum (Host) P. Beauv. (2n=10x=70) (=Thinopyrum ponticum) fajnevek, glaucum és elongatum első szótagjának összevonásával jött létre. Az Agropyron glael elnevezésének megváltoztatására nem található szakirodalmi említés, ezért a következőkben így szerepel. A fajok reciprok keresztezésével mindkét kombinációban létrehozott hibrideket, Agropyron glael és Agropyron elgla néven, utalva ezzel a keresztezésben használt szülőpartnerekre. Az A. glaucum és A. elongatum könnyen keresztezhetőek egymással, a szemkötés magas. A hibridek szemei aszottak voltak, de jól fejlett embrióval rendelkeztek. Az F1 hibridek heterogének voltak a bokrosodás, a növénymagasság és a kalászméret tekintetében. A hibridek 56 kromoszómával rendelkeztek (Cicin, 1979). A meiózis során a
400
kromoszómák 21-28 bivalens formátumot alkottak. A hibrid növények ugyanúgy, mint a szülőpartnerek évelők voltak, jól tűrték az átültetést és a klónozást, többségük a leírójuk szerint több mint 20 évig is fennmaradt. Az A. glael hibrid Dr. Szalay Dezső kutató közvetítésével került Martonvásárra, az MTA Mezőgazdasági Intézet évelő tenyészkertjébe, ahol a továbbiakban fenntartották. A molekuláris citogenetikai csoport a martonvásári Mv9kr1 búza genotípust 2001-ben keresztezte az A. glael 8-as számú klónnal (A.glael-8), melynek során a hibrid genotípust polleanadóként használták. Negyvenöt kalász beporzása után, 30 kalászban összesen 255 F1 szem fejlődött ki. A regenerált növényeket 'Chinese Spring' búzafajtával visszakereszteztük 2004-ben 5 db BC1 szemet állítottunk elő. A második visszakeresztezés után összesen 19 db BC2 szem fejlődött, egy kalász öntermékenyítésével pedig BC1F2 46 db szemet kaptunk. Ezek utódvonalait 2006-tól martonvásári tenyészkertünkben felszaporítottuk, öntermékenyítettük és betegségekre folyamatosan szelektáltuk. A szelektált növények citogenetikai vizsgálatához a csírázó szemek gyökércsúcsának osztódó szövetéből metafázisos kromoszómapreparátumokat készítettünk, majd a Thinopyrum fajokból származó kromoszómák vagy kromoszómaszegmentumok kimutatásához in situ hibridizációs technikákat alkalmaztunk. A hibridizáció során a kimutatni kívánt faj vagy genom indirekt módon jelölt teljes genomi DNS-ét használjuk próbaként és a recipiens faj vagy genom jelöletlen genomi DNS-ét blokkolóként. A FISH technika néhány kisebb méretű, általában repetitív DNS- vagy RNS-szekvenciák hibridizálásával és specifikus hibridizációs mintázatuk detektálásával lehetővé teszi a különböző kromoszómák azonosítását. FISH-t alkalmaztunk a vizsgált genotípusokban a hexaploid búzából származó kromoszómák azonosítására, annak megállapítására, hogy eliminálódtak-e búza kromoszómák, illetve búza/Thinopyrum transzlokációk esetén a transzlokációban résztvevő kromoszóma vagy kromoszómaszegmentum azonosítására. A FISH során alkalmazott próbák a 120 bp hosszú pSc119.2 próba, amely telomérás heterokromatin eredetű rozsszekvenciát tartalmaz és a pAs1 az Aegilops squarrosa fajból izolált 1kb hosszú ismétlődő szekvencia. A két próba eltérő színű jelölésével és egyidejű hibridizálásával a 21 pár búzakromoszómából 17, köztük az összes B és D kromoszóma azonosítható. Különböző Triticeae fajokból izolált és Afa I endonukleázzal emésztett pAs1 szekvenciák (Afafamily) előállításával néhány A genomhoz tartozó kromoszóma is azonosíthatóvá vált. Kísérleteink során biotinnal jelölt pSc 119.2 próbát, digoxigeninnel jelölt Afa family próbát és biotinnal ill. digoxigeninnel jelölt pTa71 próbát alkalmaztunk. A fluoreszcens jelek detektálása streptavidin FITC-el ill. anti-dig-Rhodaminnal történt.
Eredmények Az Agropyron glael kromoszómáinak búza genetikai háttérben történő kimutatásához az A. glael fajhibrid szülőpartnerein alkalmaztuk az mcGISH technikát. A Th. ponticum (2n=10x=70, genomösszetétele JJJJJJJStJStJStJSt) kromoszómák kimutatása biotinnal jelölt J és digoxigeninnel jelölt St genomi DNS-sel történt. A J genomi DNS-sel élénkzöld, a teloméráknál hibridizációs jelet nem mutató kromoszómákat J genomhoz tartozó kromoszómaként, a centroméra körűli régióiban St genomi DNS-sel pirosan jelölődő, egyébként a J genommal megegyező mintázatú kromoszómákat JSt kromoszómaként azonosítottuk. A Th. ponticum fajnál alkalmazott próbákat használtuk a Th. intermedium (2n=6x=42, JJStSt?) mcGISH-sel történő elemzéséhez is. A Th. ponticum fajtól eltérően St genomot is taltalmaz, mely a Pseudoroegneria fajokra jellemző. Az mcGISH-t követően a pirosan jelölődött St kromoszómák jól elkülöníthetők voltak a JSt (zöld + piros) és J (zöld) kromoszómáktól. A hibridizációs jel intenzitása nem volt egységes. A JSt kromoszómák J genomja kevésbé fluoreszkált, mint a J kromoszómák többsége. Az Agropyron kromoszómák számának csökkentése céljából az Mv9kr1/A. glael F1 hibrideket visszakereszteztük a 'Chinese Spring' búzafajtával. Nyolc öntermékenyítés után a BC1 növények utódait 2013-ban vizsgáltuk a martonvásári tenyészkertben. A genetikai hasadás következtében morfológiailag jelentős különbségeket
401
tapasztaltunk a vizsgált növények között. A genotípusok jelentős részét az Mv9kr1 szülőnél hosszabb és vékonyabb, kihegyesedő kalásztípus jellemezte. A pelyvalevelek az A. glael hibridhez hasonlóan kemények, nehezebben csépelhetők. Egyes genotípusok kalászain rövid szálkacsonkok találhatók, de a vonalak nagy része tar. A növények színe sötétzöld vagy kékes hamvaszöld, egyes genotípusoké a visszakeresztezéshez használt 'Chinese Spring' búzához hasonló sárgászöld. Az egyes vonalak még nem voltak stabilak, a parcellákon belül több esetben hasadást figyeltünk meg. A búza/A. glael utódvonalak a búzához képest lassabban fejlődtek, 10-15 nappal később kalászoltak és virágoztak, ami a további visszakeresztezést is nehezítette. A vonalak egy része alacsony fertilitással rendelkezett. A virágzást követően a növények sokáig zöldek maradtak, lassabban értek, ezeket a búzánál két héttel később lehetett aratni. A növények jellemzően magasabbak voltak az Mv9kr1 búzapartnernél, ugyanakkor előfordultak törpe (55-60 cm), és nagyon magas, könnyen megdőlő, 'Chinese Spring'-hez hasonló genotípusok is (kb. 120-130 cm). A 62 kromoszómás BC1 növény öntermékenyített utódai között változatos kromoszómaszámú és genomösszetételű növényeket azonosítottunk. A búzagenom mellett J és St genomhoz tartozó kromoszómákat is kimutattunk az 51, 52, 53, 54, 56, 58, 59, 60, 61 és 62 kromoszómaszámú növényekben. A citológiailag vizsgált növényeket minden esetben egyedi azonosítóval, citológiai számmal láttuk el és fitotroni növénynevelő kamrákban illetve tenyészkertben felneveltük, az aratás után a szemeket génbanki tárolóban megőriztük. A többszörös öntermékenyítésnek alávetett utódnövények genomösszetétele változatos volt. Az 51-62 kromoszómaszámú növényekben különböző számú, többnyire 12-22 idegen kromoszómát azonosítottunk. Több vonalból az St genom eliminálódott, máshol intergenomi átrendeződéseket tapasztaltunk búza-St és J-St genomok között. A BC1F5-BC1F8 vonalakból származó utódokat citogenetikailag ellenőriztük és fitotroni növénynevelő kamrákban felneveltük. Ezek között több részleges amfiploidot azonosítottunk, amelyek kromoszómaszáma stabilnak bizonyult. A 196-nak nevezett levélrozsda és sárgarozsda rezisztens vonal 54 kromoszómával rendelkezett, amelyből 6 pár az Agropyron glael-ből származott. A vonal mcGISH és FISH analízise egyértelművé tette a részleges amfiploid genomösszetételét, amely 14A kromoszóma, 14B kromoszóma, 2 transzlokációt magában foglaló kromoszóma (3BS-D/J?), 12D kromoszóma, 8J kromososzóma és 4 St kromoszóma. A búza kromoszómák azonosítására használt DNS repetitív próbák (Afa-family, pTa71, pSc119.2) alkalmazásával a FISH analízis kimutatta, hogy a genotípusból eliminálódott a 3D kromoszómapár (3D nulliszóm). Ezt a kromoszómapárt helyettesítette az a transzlokációs kromoszómapár, amelynek hosszú karja a 3BS, a rövid karja pedig egy St genomból származó kromoszómaszegmentum. Ennek a vonalnak a növényei alacsonyak voltak (átlagmagasság termőhelytől függően 64-69 cm), a kalászok hosszabbak voltak a búza szülőnél, fertilitásuk szignifikánsan alacsonyabb az Mv9kr1 búzavonalnál. A növényekről összegyűjtött szemek általában hosszúak és vékonyak voltak, sötétbarna színűek és a búzánál keményebb pelyvalevelekkel rendelkeztek. Az amfiploidok virágzási ideje 10-15 nappal későbbre esett a búza genotípusoknál a megfigyelések mindhárom évében. A BC1 növények utódait tenyészkerti körülmények között visszakereszteztük a martovásári Mv9kr1 búzavonallal és az Mv Karizma búzafajtával. Az Mv9kr1× A.glael hibridek búzával visszakeresztezett utódai között 170 szem citológiai vizsgálatát végeztük, amelyek között addíciókat, szubsztitúciókat, transzlokációkat azonosítottunk. A kalász utódsorokban nagyon hosszú, de vékony kalászú, sötétzöld és szőrözött levelű, magas növényeket figyeltünk meg. Az Mv Karizmával történt második visszakeresztezés és öntermékenyítés után az utódnövényekről számos szemet citológiai vizsgálat céljából csíráztattuk és felneveltük, a rezisztens növényeket kiválogattuk. Az optimalizált mcGISH alkalmazásával a 36 vizsgált növénybő kettő St genomból származó diszómás centrikus fúziót, kettő diszómás terminális transzlokációt hordozott. A terminális transzlokáció esetén az Agropyronból származó kromoszóma szegmentum a 6D kromoszóma rövid karjához transzlokálódott. Ezen növények utódainak citogenetikai elemzése kimutatta, hogy az St genomból származó kromatin stabilan öröklődik az utódokba. A továbbiakban a vonalak levélrozsda ellenállóságát mesterséges rozsdafertőzéssel kívánjuk vizsgálni.
402
1. Ábra Agropyron glaelből származó terminális transzlokáció kimutatása GISH-sel az Mv9kr1 × A. glael hibridek Mv Karizmával visszakeresztezett utódaiban (az A.glael kromoszóma szegmentum élénkvörös, nyílakkal jelölve)
Köszönetnyílvánítás A kutatásokat az OTKA (K104382 és K108555) támogatta. Irodalomjegyzék BELEA A. (1964): Néhány Triticum L. fajhibrid genetikai elemzése és nemesitési értékelése. Doktori disszertáció, Budapest, 1-277. p. CICIN N.V. (1979): Цитогенетические исследования виды пырея и пшенично-пырейных гибридов (A búzafajok és interspecifikus hibridjeik citogenetikai tanulmányozása). 48-53. p. In: CICIN N.V. (Szerk.): Проблемы отдаленной гибридизации (A távoli hibridizáció problémái). Москва: Наука, 278 p. CEOLONI C., KUZMANOVIC L., GENNARO A., FORTE P., GIORGI D., GROSSI M.R., BITTI A. (2014): Genomes, chromosomes and genes of the wheatgrass genus Thinopyrum: the value of their transfer into wheat for gains in cytogenomic knowledge and sustainable breeding. 333-358. p. In: TUBEROSA R (Szerk.): Genomics of Plant Genetic Resources Volume 2. Crop Productivity, Food Security and Nutritional Quality. Dordrecht: Springer Science+Business Media, 507 p. CHANG Z.J., ZHANG X.J., YANG Z.J., ZHAN H.X., LI X., LIU C., ZHANG C.Z. (2010): Characterization of a partial wheat–Thinopyrum intermedium amphiploid and its reaction to fungal diseases of wheat. Hereditas, 147: 304-312. p. COLMER T.D., FLOWERS T.J., MUNNS R. (2006): Use of wild relatives to improve salt tolerance in wheat. J Exp Bot, 57: 1059-1078. p. DEWEY D.R. (1984): The genomic system of classification as a guide to intergeneric hybridization in the perennial Triticeae. 209-279. p. In: GUSTAFSON JP (Szerk.): Gene manipulation in plant improvement. New York: Plenum Press, 668 p. HAN F., LIU B., FEDAK G., LIU Z. (2004): Genomic constitution and variation in five partial amphiploids of wheat–Thinopyrum intermedium as revealed by GISH, multicolor GISH and seed storage protein analysis. Theor Appl Genet, 109: 1070-1076. p. KELLOGG E.A. (2006): Beyond taxonomy: prospects for understanding morphological diversity in the grasses (Poaceae). Darwiniana 44:7–17
403
KING I.P., LAW C.C., CANT C.A., ORFORD S.E. READER S.M.,MILLER T. E. (1997): Tritipyrum, a potential newsalt-tolerant cereal Plant breeding 116:127-132. KISHII M., WANG R.R.C., TSUJIMOTO H. (2005): GISH analysis revealed new aspect of genomic constitution of Thinopyrum intermedium. Czech J Genet Plant Breed, 41: 91-95. p. KISS Á., RAJHÁTHY T. (1956): Unterscuhungen über die Kreuzbarkeit innerhalb des Subtribus Triticinae. Züchter, 26: 127-136. p. LI Z., LI B., TONG Y. (2008): The contribution of distant hybridization with decaploid Agropyron elongatum to wheat improvement in China. J Genet Genomics, 35: 451-456. p. LI H., WANG X. (2009): Thinopyrum ponticum and Thinopyrum intermedium: the promising source of resistance to fungal and viral diseases of wheat. J Genet Genomics, 36: 557-565. p. LIU Z.W., WANG R.R.C. (1993): Genome analysis of Elytrigia caespitosa, Lophopyrum nodosum, Pseudoroegneria geniculata ssp. scythica, and Thinopyrum intermedium. Genome, 36: 102-111. p. LIU S., GAO X., XIA G. (2008): Characterizing HMW-GS alleles of decaploid Agropyron elongatum in relation to evolution and wheat breeding. Theor Appl Genet, 116: 325-334. p. LÖVE A. (1980): Chromosome number reports LXVI. Poaceae-Triticeae-Americanae. Taxon, 29: 163-169. p. MARAIS F., SIMSEK S., POUDEL R.S.,COOKMAN D., MOHAMED SOMO M. (2014): Development of hexaploid (AABBJJ) Tritipyrums with rearranged Thinopyrum distichum (Thunb.)Á. Löve-derived genoms. Crop Sci 54: 2619-2630. OLIVER R.E., XU S.S., STACK R.W., FRIESEN T.L., JIN Y., CAI X. (2006): Molecular cytogenetic characterization of four partial wheat–Thinopyrum ponticum amphiploids and their reaction to Fusarium head blight, tan spot, and Stagonospora nodorum blotch. Theor Appl Genet, 112: 1473-1479. p. SEPSI A., MOLNÁR I., SZALAY D., MOLNÁR-LÁNG M. (2008): Characterization of a leaf rust-resistant wheat–Thinopyrum ponticum partial amphiploid BE-1, using sequential multicolor GISH and FISH. Theor Appl Genet, 116: 825-834. p. WANG R.R.C., VON BOTHMER R., DVOŘÁK J., FEDAK G., LINDE-LAURSEN I., MURAMATSU M. (1995): Genome symbols in the Triticeae (Poaceae). In: Proc. 2nd Int. Triticeae Symp.: Genomes, Chromosomes, & Genes, and the Concept of Homology., Utah State University, Logan UT, USA, 29-34. p. WANG R.R.C. (2011): Agropyron and Psathyrostachys. 77-108. p. In: KOLE C (Szerk.): Wild Crop Relatives: Genomic and Breeding Resources, Cereals. Berlin: Springer-Berlin-Heidelberg, 497 p.
404
