Talajbiológiai és talajkémiai változók közötti összefüggések néhány tartamkísérlet talajában

A G R O K É M I A É S T A L A J T A N 58 (2009) 2

309–324

Talajbiológiai és talajkémiai változók közötti összefüggések néhány tartamkísérlet talajában 1

SZILI-KOVÁCS TIBOR, 2ZSUPOSNÉ OLÁH ÁGNES, 2KÁTAI JÁNOS, 1 VILLÁNYI ILONA és 1TAKÁCS TÜNDE

1

MTA Talajtani és Agrokémiai Kutatóintézet, Budapest és 2Debreceni Egyetem Agrár és Műszaki Tudományok Centruma, Agrokémiai és Talajtani Tanszék, Debrecen

A mikrobiális folyamatok alapvetően fontosak a talajtermékenység biztosításában, így a mineralizáció, az aggregátumok képződése, a szerves anyagok szintézise, átalakítása és lebontása terén. A talajdegradációs folyamatok által leromló talajminőséget és a kedvezőtlen változásokat a mikroorganizmusok mennyisége, aktivitása és diverzitása is jelezheti (SZILI-KOVÁCS & TAKÁCS, 2008). A probléma továbbgondolásához számba kell venni a rendelkezésre álló módszereket, azok érzékenységét és megbízhatóságát, valamint jelentőségét, relevanciáját ökológiai szempontból (FILIP, 2002; GIL-SOTRES et al., 2005). A korábbi hazai kutatásokban rendszerint egyszerre egy vagy csak nagyon kevés mikrobiális tulajdonságot vizsgáltak (ANTON et al., 1990; SZILI-KOVÁCS & SZEGI, 1992; GULYÁS & FÜLEKY, 1994; MÁTHÉ et al., 1994) főleg kiszárított és újranedvesített talajmintákon, amelyek a jelenlegi korszerű talajmikrobiális ökológia módszertani követelményeinek már nem felelnek meg. Alapvetően hiányoznak – legalábbis hazánkban – a különböző talajok bevonásával végzett összehasonlító vizsgálatok. A rendelkezésre álló adatok többnyire egy–egy talajra vonatkozó kezeléshatások bemutatására alkalmasak. A magyarországi Talajvédelmi Információs és Monitoring Rendszer (TIM) vizsgálataiban szerepel néhány talajbiológiai változó mérése (VÁRALLYAY, 1993), de ezeket az adatokat még nem közölték. A talajbiológiai és biokémiai változók monitoring rendszerben történő alkalmazásában az eredmények értelmezéséhez jól kalibrált referenciaadatokra van szükség. Véleményünk szerint a néhány kiválasztott talajon egyszerre többféle talajbiológiai módszerrel elvégzett vizsgálat fontos referenciaadatokat szolgáltathat a talajtermékenység és a talajminőség, illetve a degradációs folyamatok jelzésében, és a megfelelő módszerek kiválasztásában. Első lépésként tartamkísérletben szereplő, különböző fizikai féleségű, szerves anyag-tartalmú talajok összehasonlító elemzését céloztuk meg tíz talajbiológiai és -enzimológiai módszer együttes felhasználásával. Arra is kíváncsiak voltunk, hogy a mintavételi időpont lényegesen befolyásolja-e a mért változó értékét.

Postai cím: SZILI-KOVÁCS TIBOR, MTA Talajtani és Agrokémiai Kutatóintézet, 1022 Budapest, Herman Ottó út 15. E-mail: [email protected]

SZILI-KOVÁCS et al.

310

Anyag és módszer A vizsgálathoz felhasznált talajminták (1. táblázat) az Országos Műtrágyázási Tartamkísérletek (OMTK) (Őrbottyán, Nyírlugos, Nagyhörcsök, Látókép), hosszú távú ökológiai megfigyelések (KISKUN-LTER, Fülöpháza), illetve bioremediációs tartamkísérletek (Gyöngyösoroszi) területéről származtak. 1. táblázat A vizsgálathoz felhasznált talajok fontosabb fizikai és kémiai tulajdonságai (1)

Talajminták származási helye

KA

Fülöpháza Őrbottyán Nyírlugos Nagyhörcsök Látókép Gyöngyösoroszi

26 29,5 27 47 41 54

Li

H

2,12 13,2 4,98 40,04 53,72 65,84

0,60 1,81 0,95 3,86 3,13 2,65

N

% 0,035 0,104 0,055 0,221 0,179 0,147

ALK2O

ALP2O5

pH H2O

KCl

8,09 7,85 4,95 7,95 7,77 7,46

7,83 7,42 3,85 7,34 7,01 6,57

ppm 44,1 138 96,7 126 773 677

47,5 260 88 460 970 900

Megjegyzés: KA: Arany-féle kötöttségi szám; Li%: leiszapolható rész; H%: humusz

A termőhelyek talajai röviden a következőképpen jellemezhetők: Fülöpháza: A talaj gyengén lúgos kémhatású, humusszal gyengén ellátott, szerkezet nélküli homoktalaj. Tápanyag-ellátottsága mind foszfor, mind kálium tekintetében igen gyenge. Őrbottyán: Gyengén lúgos kémhatású, homok, homokos-vályog fizikai féleségű humuszos homoktalaj. Humusztartalma megfelelő, foszfortartalma megfelelő, káliummal jól ellátott. Nyírlugos: A váztalajok főtípusába tartozó savanyú kémhatású, szerkezet nélküli homoktalaj. Humusszal közepesen, foszforral és káliummal szintén közepesen ellátott. Nagyhörcsök: Agyagos-vályog fizikai féleségű, gyengén lúgos kémhatású, morzsás szerkezetű, mészlepedékes csernozjom talaj. Humusszal igen jól, foszforral közepesen, káliummal igen jól ellátott. Látókép: Vályog fizikai féleségű, gyengén lúgos kémhatású, morzsás szerkezetű, mészlepedékes csernozjom talaj. Humusszal jól, foszforral közepesen, káliummal igen jól ellátott talaj. Gyöngyösoroszi: Agyag fizikai féleségű, semleges-gyengén lúgos kémhatású, szürkésfekete színű, apróprizmás szerkezetű, öntés réti talaj. Humusztartalma megfelelő, foszforral és káliummal igen jól ellátott. A talajmintavétel 2007-ben ősszel (nov. 6–26.) és 2008-ban tavasszal (ápr. 9– 17.) történt kevésbé bolygatott gyepből (Fülöpháza, Gyöngyösoroszi) és a tartamkísérletek kontrollparcelláiból (Őrbottyán, Nagyhörcsök, Látókép, Nyírlugos). A talajmintákat 1 m²-en belül 4 pontból vettük talajmintavevő hengerrel a 0–20 cm-es rétegből, majd egyesítettük ezeket. A talajmintákat kettéosztottuk, és néhány napon belül eljuttattuk a vizsgálatban résztvevő két laboratóriumnak (MTA TAKI Talajbiológiai Osztály és Debreceni Egyetem Agrokémiai és Talajtani Tanszék).

Talajbiológiai és -kémiai változók közötti összefüggések tartamkísérletek talajában

311

Alapos összekeverés után egy mintarészből – 105ºC-on történő szárítással – gravimetrikusan meghatároztuk a talajnedvességet. Egy másik mintarészt későbbi talajkémiai és talajfizikai vizsgálatokhoz vékonyan kiterítve levegőn megszárítottunk. A talajminták humusz-, összes-nitrogén- és mésztartalmát, pH-ját (BUZÁS, 1988) és AL módszerrel (GEREI, 1970) a felvehető makroelemek (P és K) mennyiségét mértük. Az Arany-féle kötöttségi számot (KA) és a leiszapolható rész mennyiségét (Li%) is meghatároztuk (BUZÁS, 1993). A csíraszámokat a friss talajmintából, Petri csészékbe öntött táptalajokon történő tenyésztés alapján számítottuk (SZEGI, 1979). Az aerob heterotróf baktériumok számát húskivonat, a mikroszkopikus gombák számát glükóz-kazein táptalajon határoztuk meg 10-szeres hígítási sorozat felhasználásával. Egy további mintarészből – amelyet nedvesen szitáltunk (<2 mm) és hűtőben tároltunk (4ºC) – végeztük a mikrobiális biomassza, mikrobiális aktivitás és enzimaktivitás méréseket. A hűtőből kivéve, a minták nedvességtartalmát a szabadföldi vízkapacitásnak megfelelő értékre állítottuk be és szobahőmérsékleten 10 napos ún. előinkubációt alkalmaztunk. A talajrespirációt és a szubsztrát indukált respirációt a CO2-képződés alapján gázkromatográffal mértük (SZILI-KOVÁCS & TÖRÖK, 2005). Az inkubációhoz 2 g talajt mértünk be 25 cm³ térfogatú edénybe. Az edények lezárása után 4 és 24 órával mértük a képződött CO2-ot, és a kettő különbségéből számítottuk ki a CO2képződés sebességét (alaprespiráció). Az inkubációt 22oC-ra beállított rázóvízfürdőben végeztük. Az alaprespiráció mérése után ugyanabból a mintából határoztuk meg a szubsztrát indukált respirációt is. Az edényekben lévő talajokhoz 200 µl glükózoldatot (8 mg glükóz·g-1 talaj) adtunk, és pontosan 180 perc elteltével mértük a képződött CO2 mennyiségét. A CO2 mérést gázkromatográffal (FISONS GC 8000) végeztük, 250 µl gázmintából. A mikrobiális biomassza C- és N-t kloroform fumigációs extrakciós módszerrel (VANCE et al., 1987) határoztuk meg a talajból kivont oldat szerves-C és -N mennyiségének TOC/TN automata analizátorral (Apollo 9000, Teledyne Tekmar, Mason, Ohio, USA) történő mérésével. A mikrobiális biomassza C számításához használt képlet MBC = (Cfum – Cnfum)/KEC, [MBC: a mikrobiális biomassza C; Cfum: a fumigált talajban kioldható szerves-C; Cnfum: a nem fumigált talajban kioldható szerves-C; KEC: átszámítási tényező (kEC= 0,45; JOERGENSEN, 1996)] arra utal, hogy a teljes biomasszának csak egy része oldható ki az extrakció során. Ugyanígy számítjuk ki a mikrobiális biomassza N értékét is (kEN= 0,54; JOERGENSEN & MUELLER, 1996). A fluoreszcein-diacetát hidrolitikus aktivitást SCHNÜRER és ROSSWALL (1982), valamint ADAM és DUNCAN (2001) szerint határoztuk meg, azzal a módosítással, hogy a megfelelő eredmény elérése érdekében másfél órás előrázatást végeztünk üveggyöngyökkel és a szubsztrát koncentrációját a 10-szeresére növeltük. A foszfatáz (foszfomonoészteráz) enzimaktivitást KRÁMER-ERDEI (1959, cit. SZEGI, 1979) módszerével, az ureázaktivitást a karbamidból felszabaduló ammónia mérése alapján (SZEGI, 1979), a dehidrogenázaktivitást INT (jodo-nitro-tetrazoliumformazán) szubsztráttal MERSI (1996) szerint végeztük.


312

A vízoldható szerves-C és -N (WEOC és WEON) mennyiségét (0,01 mol CaCl2·2H2O; 1:10 talaj:oldat arány) a TOC/TN készülékkel mértük. A mérés után megmaradt lefagyasztott (-20ºC) majd felolvasztott oldatból az NH4+-N és NO3⎯-N mennyiségét vízgőzdesztillációs módszerrel határoztuk meg. Az összes-N és az NH4+-N és NO3⎯-N különbségéből számítottuk ki a vízoldható szerves-N-tartalmat. Az analíziseket általában 4 ismétlésben végeztük, kivéve a foszfatáz-, ureáz- és dehidrogenázaktivitás méréseket, amelyeknél 3 ismétlést alkalmaztunk. Az eredményeket varianciaanalízissel és korrelációs elemzéssel értékeltük (SPSS 9.0). Ahol a varianciák homogenitás vizsgálatára alkalmazott Levene-teszt szignifikáns eltérést mutatott, ott Dunnett C tesztet, egyébként pedig LSD tesztet alkalmaztunk a középértékek közötti szignifikáns különbségek (p<0,05) eldöntésére. A kéttényezős varianciaanalízis során (1. tényező: mintavételi időpont; 2. tényező: talaj) a két tényező közötti kölcsönhatás erősen szignifikáns volt, ezért a két mintavételi időpontban külön-külön végeztük el a varianciaanalízist. Eredmények Mikrobiális biomassza C és N A mikrobiális biomassza C átlagértéke a fülöpházi talajban volt a legkisebb és a nagyhörcsöki talajban a legnagyobb novemberben és áprilisban egyaránt (2. táblázat). A mikrobiális C az őrbottyáni talajban mind a két időpontban nagyobb volt, mint a másik két homoktalajban, míg a három finom textúrájú talaj közül a látóképinél volt a kisebb, a nagyhörcsöki és gyöngyösoroszi talajban viszont nem különbözött szignifikánsan egymástól. A nyírlugosi talaj mikrobiális C értéke – bár mindkét időpontban a fülöpházi és őrbottyáni között helyezkedett el – nem tért el szignifikánsan a fülöpházai talajban mért értéktől. Két talaj kivételével (Nyírlugos és Látókép) az áprilisban mért mikrobiális biomassza értékek kisebbek voltak a novemberinél. A mikrobiális biomassza N tendenciájában hasonlóan alakult, mint a mikrobiális C érték, azonban a talajok között kevesebb esetben tudtunk szignifikáns különbséget kimutatni, továbbá az áprilisi mintákban mért értékek sokkal kisebbek voltak a novemberinél (2. táblázat). Az is feltűnő, hogy a mikrobiális C és N aránya talajonként eléggé szélsőségesen változott. Talajrespiráció és szubsztrát indukált respiráció Csak néhány esetben kaptunk szignifikáns különbséget a talajok alaprespirációja között, különösen a novemberi mintavétel során (2. táblázat). Az áprilisban vett talajminták alaprespirációja a nyírlugosi talaj kivételével kisebb volt, mint a novemberiekben. A szubsztrát indukált respiráció jobban elkülönítette a talajokat egymástól, értéke legkisebb a fülöpházi, legnagyobb a nagyhörcsöki és gyöngyös-oroszi mintában volt.


313

2. táblázat Mikrobiális biomassza C (MBC), mikrobiális biomassza N (MBN), alaprespiráció (RESP), szubsztrát indukált respiráció (SIR), kitenyészthető baktérium- (LgBAKT) és mikrogombaszám (LgGOMB) logaritmus átlagértékei a 2007. novemberi és 2008. áprilisi mintavételek alapján (1)

MBC

Talajminták

µg C·g-1


36a 149b 60a 363c 81a 208bc


25a 141c 78ab 279d 98bc 163bcd

MBN

µg N·g-1

RESP

SIR

μg CO2-C·g-1 talaj·óra-1

A. 2007. novemberi minták 12,9a 0,134a 1,32a 57,2b 0,161ab 5,95c 12,9a 0,130a 2,25b 86,5b 0,246b 11,43d 15,3a 0,140a 2,96ab 22,7a 0,228ab 5,26abcd B. 2008. áprilisi minták 1,5a 0,059a 19,5b 0,139cd 2,2a 0,163d 46,8c 0,164d 6,5ab 0,089ab 7,9ab 0,120bc

0,64a 4,32d 1,76b 9,07e 3,43c 7,69e

LgBAKT

LgGOMB

Lg telepszám·g-1 talaj

6,31a 6,89b 6,67ab 7,03b 6,90ab 7,15b

4,69a 4,29b 4,59a 4,20b 4,02b 4,33b

5,45b 5,62b 4,85a 5,85c 6,07d 6,10cd

4,30abc 4,53ab 4,85c 4,72ac 4,43b 4,84abc

Megjegyzés: Az átlagok utáni egymástól eltérő betűk szignifikáns különbséget (p<0,05) jeleznek

Lemezeléssel kitenyészthető baktériumok és mikrogombák száma A novemberben vett mintákban nem volt jelentős különbség a különböző talajok kitenyészthető baktériumszámában. A fülöpházi talajban számoltuk a legkisebb csíraszámot. Az áprilisi mintákban a baktériumszám kisebb volt. A nyírlugosi talajban a többihez képest szignifikánsan kisebb baktériumszámot kaptunk. A látóképi és gyöngyösoroszi mintában volt a legnagyobb a csíraszám (2. táblázat). A mikrogombák számában is csak néhány esetben volt szignifikáns eltérés az egyes talajok között, a baktériumokkal ellentétben viszont a kitenyészthető telepszámok áprilisban nagyobbak voltak, mint novemberben. Enzimaktivitások A fluoreszcein-diacetát hidrolízisét katalizáló enzimaktivitás (FDA) a fülöpházi talajban volt a legkisebb és a nagyhörcsökiben a legnagyobb (3. táblázat). A három homoktalaj esetében az FDA aktivitása tavasszal kismértékben kisebb, míg a három finom textúrájú talajban nagyobb volt. Mindegyik talaj FDA aktivitása szignifikánsan különbözött egymástól a tavaszi mintákban. A dehidrogenázaktivitás tekintetében ősszel és tavasszal is két–két homoktalaj adta a legkisebb és legnagyobb


314

3. táblázat Fluoreszcein-diacetát- (FDA; Fl=fluoreszcein), dehidrogenáz- (DEH), ureáz- (URE), foszfatáz- (FOSz) aktivitás, továbbá a vízoldható szerves-C (WEOC) és szerves-N (WEON) átlagértékei a 2007. őszi és 2008. tavaszi mintavételek alapján FDA

DEH

URE

FOSz

Talajminták

μg Fl· g-1·2h-1

µg INTF· g-1·2h-1

mg NH4-N ·g-1·nap-1

mg P2O5· 100g-1·2h-1

Fülöpháza Őrbottyán Nyírlugos Nagyhörcsök Látókép Gy.oroszi

5,90a 24,48bc 33,43c 34,88c 19,29b 18,43b

Fülöpháza Őrbottyán Nyírlugos Nagyhörcsök Látókép Gy.oroszi

3,40a 20,22b 30,47c 87,13f 41,76d 70,33e

(1)

A. 2007. novemberi minták 37a 20a 3,89a 118e 134d 39,89e 92d 26ab 34,46d 79c 56c 28,89c 59b 42bc 26,00b 39a 47c 25,94b B. 2008. áprilisi minták 26a 22a 47b 191c 61d 36a 54c 231d 45b 85b 56c 88b

14,88a 22,77b 13,46a 69,40d 42,30c 64,25d

WEOC

WEON

-1

μg N·g-1

μg C·g

39,0a 65,5c 49,2b 81,5d 63,6c 62,2c

8,1a 35,9b 30,9b 63,9c 33,9b 15,8a

15,8a 46,9c 29,4b 86,2e 55,2d 53,8d

2,1a 3,2a 12,4c 7,4b 4,4a 12,0c

Megjegyzés: lásd 2. táblázat

értéket. Ősszel a fülöpházi és gyöngyösoroszi talaj dehidrogenáz aktivitása volt a legkisebb és az őrbottyáni a legnagyobb, tavasszal a fülöpházi talajnál mértük a legkisebb és a nyírlugosinál a legnagyobb értéket. A gyöngyösoroszi talaj kivételével a dehidrogenázaktivitás tavasszal kisebb volt, mint ősszel. Az ureázaktivitás a fülöpházi és nyírlugosi talajban volt a legkisebb tavasszal és ősszel egyaránt, a legnagyobb az őrbottyáni talajban volt ősszel és a nagyhörcsökiben tavasszal. A látóképi és gyöngyösoroszi talaj ureáz aktivitása sem ősszel sem tavasszal nem különbözött szignifikánsan. Az áprilisban mért ureázaktivitások a fülöpházi és nyírlugosi talaj kivételével jelentősen nagyobbak voltak a novemberinél. A foszfatázaktivitás ősszel a fülöpházi talajban volt a legkisebb és az őrbottyániban a legnagyobb, tavasszal a fülöpházi és nyírlugosi talajban volt a legkisebb és a nagyhörcsöki valamint gyöngyösoroszi talajban a legnagyobb. Az őrbottyáni és nyírlugosi talajok kivételével az áprilisi minták foszfatáz aktivitása nagyobb volt. Vízoldható szerves-C és szerves-N A vízoldható szerves-C tartalom egyértelműen a fülöpházi talajban volt a legkisebb és a nagyhörcsökiben a legnagyobb, szignifikánsan elkülönülve a többi talajtól mindkét időpontban (3. táblázat). Növekvő sorrendben a fülöpházi talaj után a nyírlugosi, majd az őrbottyáni következett. Ősszel az őrbottyáni, látóképi és gyöngyösoroszi talajminták vízoldható szerves-C tartalma nem különbözött szigni-


315

fikánsan, tavasszal viszont a látóképi és gyöngyösoroszi talajoké szignifikánsan nagyobb volt az őrbottyáninál. A vízoldható szerves-N az őszi mintában a fülöpházi és gyöngyösoroszi talajban volt a legkisebb, ezt követően az őrbottyáni, nyírlugosi és látóképi nem különbözött szignifikánsan, és a nagyhörcsökiben volt a legnagyobb (3. táblázat). Áprilisban jelentősen lecsökkent a vízoldható szerves-N mennyisége: a fülöpházi, őrbottyáni és látóképi talajban volt a legkisebb, a nyírlugosi és gyöngyösoroszi talajokban a legnagyobb. Összefüggések a talajbiológiai változók között A vizsgált tíz talajbiológiai és -biokémiai változó közötti összefüggéseket külön elemeztük a 2007. novemberi és 2008. áprilisi talajmintákra (4. táblázat). A baktériumszám egyik esetben sem mutatott szignifikáns összefüggést más talajbiológiai változóval, ezért a táblázatban nem tűntettük fel. 4. táblázat Lineáris korreláció (r) a vizsgált talajbiológiai és -biokémiai változók között a 2007. novemberi és 2008. áprilisi talajminták (n = 6 talaj) vizsgálata alapján MBN

RESP

MBC MBN RESP SIR FDA lgGOMB DEH URE

0,88

0,99 0,86

MBC MBN RESP SIR FDA lgGOMB DEH URE

0,92

n.s. n.s.

SIR

FDA

LgGOMB

A. 2007. novemberi minták 0,98 n.s. n.s. 0,94 n.s. n.s. 0,97 n.s. n.s. n.s. n.s. n.s.

B. 2008. áprilisi minták 0,95 0,88 n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. 0,93 n.s. n.s.

DEH

URE

FOSz

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s.

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s.

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. 0,82 n.s.

n.s. n.s. 0,87 n.s. n.s. 0,93

0,87 0,92 n.s. n.s. n.s. n.s. n.s.

0,83 n.s. n.s. 0,93 0,94 n.s. n.s. n.s.

Megjegyzés: MBC: Mikrobiális biomassza C; MBN: mikrobiális biomassza N; RESP: alaprespiráció; SIR: szubsztrát indukált respiráció; FDA: Fluoreszcein-diacetát-aktivitás; lgGOMB: kitenyészthető mikrogombaszám; DEH: dehidrogenáz-; URE: ureáz-; FOSz: foszfatáz-aktivitás; n.s.= nem szignifikáns (p<0,05)

316


A 2007. novemberi mintavétel alapján egyértelműen megállapítottuk, hogy korreláció van a mikrobiális biomassza C, a mikrobiális biomassza N, az alaprespiráció és a szubsztrát indukált respiráció, továbbá a foszfatáz- és a dehidrogenázaktivitás között (4. táblázat). Megjegyezzük azonban, hogy számos esetben kaptunk a szignifikáns határt megközelítő korrelációs tényezőt, de ezeket a táblázatban nem tűntettük fel. Így a baktériumszám logaritmusa a mikrobiális biomassza C-nel, az alaprespirációval és a szubsztrát indukált respirációval, a fluoreszcein-diacetátaktivitás a dehidrogenáz- és foszfatázaktivitásokkal jelzett megközelítőleg szignifikáns kapcsolatot. A 2008. áprilisi mintavétellel kapcsolatban megállapított összefüggések a 2007. novemberitől részben eltértek. Az alaprespiráció csak a dehidrogenázaktivitással mutatott összefüggést. Ugyanakkor az FDA szignifikáns korrelációt adott a mikrobiális biomassza C-nel, a szubsztrát indukált respirációval és a foszfatázaktivitással. Különbség még, hogy a gombák telepszáma és a dehidrogenázaktivitás között, valamint az ureázaktivitás és a mikrobiális biomassza C és N között is pozitív korrelációt kaptunk. A fő különbségek az áprilisi és novemberi összehasonlításban az alaprespirációban és az enzimaktivitások közötti összefüggésekben nyilvánultak meg. Összefüggések a talajbiológiai változók és a talajfizikai és kémiai jellemzők között Az Arany-féle kötöttségi szám és az AL-K2O a szubsztrát indukált respirációval, az FDA-val és a foszfatázaktivitással, a leiszapolható rész mennyisége a foszfatázaktivitással és a baktérium telepszám logaritmusával mutatott szignifikáns összefüggést (5. táblázat). A humusztartalom és az ezzel szorosan összefüggő összesnitrogén a kloroform fumigációval meghatározott mikrobiális biomassza C-nel, a szubsztrát indukált respirációval, a FDA-val, a baktérium telepszám logaritmusával és a foszfatázaktivitással volt korrelációban. A legtöbb mikrobiális változóval a vízoldható szerves C-tartalom mutatott összefüggést. A talajbiológiai változók közül az ureáz- és dehidrogenázaktivitás, a talajkémiai változók közül pedig a pH és az AL-P2O5 egyetlen általunk vizsgált talajkémiai, illetve talajmikrobiális változóval sem mutatott összefüggést, ezért a táblázatban nem szerepeltettük. Az eredmények megvitatása Összefüggések a talajbiológiai és -biokémiai változók között A talaj mikrobiális közösségét a biomasszával, aktivitással és diverzitással lehet jellemezni. A mikrobiális biomassza meghatározására alkalmazott legtöbb módszer az irodalom alapján szoros összefüggést mutat egymással (KAISER et al., 1992; HINTZE et al., 1994; BAILEY et al., 2002; WANG et al., 2003), azonban néhány szélsőséges talajjellemző, pl. nagyon alacsony pH vagy nagy szervesanyag-tartalom, nehézfém-szennyezés esetén ez jelentősen változhat (WILLIAMS & SPAR-


317

5. táblázat Lineáris korreláció (r) a vizsgált talajbiológiai és -fizikai, -kémiai változók között a 2008. áprilisi talajminták (n = 6 talaj) vizsgálata alapján

KA Li% H% Összes-N AL-K2O WEOC WEON

MBC

MBN

RESP*

SIR

FDA

LgBAKT

LgGOMB

FOSz

n.s. n.s. 0,83 0,83 n.s. 0,94 n.s.

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. 0,85 n.s.

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. 0,84 n.s.

0,86 n.s. 0,84 0,83 0,91 0,90 n.s.

0,89 n.s. 0,86 0,85 0,95 0,87 n.s.

n.s. 0,86 0,88 0,88 0,85 n.s. n.s.

n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. n.s. 0,94

0,93 0,86 0,90 0,89 0,99 0,87 n.s.

Megjegyzés: MBC, MBN, RESP, SIR, FDA, LgGOMB, FOSz, n.sz: lásd 4. táblázat. RESP*: 2007. novemberi minta; LgBAKT: kitenyészthető baktériumszám; KA: Arany-féle kötöttségi szám; Li%: leiszapolható rész; H%: humusz; WEOC: vízoldható szerves-C; WEON: vízoldható szerves-N LING,

1984; MARTENS, 1985). Vizsgálataink azt mutatták, hogy az általunk alkalmazott kloroform fumigációs extrakciós és szubsztrát indukált respirációs módszerek között szoros az összefüggés. A szakirodalomban gyakran azzal találkozhatunk, hogy az előbbi az „összes”, míg az utóbbi, az ún. „aktív” vagy „glükóz-reaktív” biomassza jellemzésére szolgál (WARDLE & GHANI, 1995). Az is egyértelműen kiderült, hogy a homoktalajokban általában kisebb a mikrobiális biomassza, mint a vályogtalajokban, elsősorban azonban a humusztartalom vagy még inkább a mikroorganizmusok számára könnyen hozzáférhető vízoldható szerves-C tartalom a meghatározó (WANG et al., 2003). A mikroorganizmusok mennyiségének a táptalajon kitenyészthető telepszám alapján történő becslésére vonatkozó kritikák (BAKKEN, 1997) ellenére szignifikáns különbségeket tudtunk kimutatni az egyes talajok között. Igaz viszont, hogy a baktériumszám semmilyen korrelációban nem volt más talajbiológiai vagy -biokémiai változóval. Néhány hazai talaj vizsgálatakor SZILI-KOVÁCS és SZEGI (1992) sem kapott szignifikáns összefüggést a baktériumok és gombák kitenyészthető telepszáma és a mikrobiális biomassza, valamint a szubsztrát indukált respiráció között. A 2008. áprilisi mintavétel alapján a gombák telepszáma és a dehidrogenázaktivitás között szignifikáns korrelációt sikerült kimutatnunk. A gombák mennyiségi meghatározására a telepszám helyett a mikroszkópos vizsgálatok (INGHAM & KLEIN, 1984), a talajból kivonható ergoszterin-tartalom (MONTGOMERY et al., 2000) vagy gomba-specifikus foszfolipidek (FROSTEGÅRD et al., 1991) mérése a jelenleg leginkább elfogadott eljárás. A mikrobiális aktivitások közül az alaprespiráció vizsgálata széleskörűen alkalmazott módszer. Vizsgálataink szerint a novemberi adatok nem különítették el egymástól a talajokat olyan mértékben, mint az áprilisiak. Novemberben a mikrobiális biomasszával, áprilisban viszont a dehidrogenázaktivitással mutatott szignifikáns összefüggést az alaprespiráció. Ez valószínűleg azzal magyarázható, hogy a mikrobiális biomassza stabilabb, kevésbé változik, mint a respiráció, ami teljesen logi-

318


kus, hiszen a mikroorganizmusok aktivitási szintje nagymértékben függ a környezeti körülményektől, elsősorban a szubsztrátok elérhetőségétől. A FDA analízis viszonylag új módszer, egyszerre többféle hidrolitikus aktivitással rendelkező enzim (proteázok, lipázok, észterázok stb.) együttes aktivitását mutatja (DICK, 1997). A FDA hidrolízis a dehidrogenázaktivitáshoz hasonlóan a teljes mikrobiális aktivitás mértékét mutatja sokak szerint, de a dehidrogenázoktól eltérően ezek a hidrolitikus enzimek a sejten kívül is működnek és stabil komplexet képezhetnek agyagkolloidokkal (SCHNÜRER & ROSSWALL, 1982). A módszer nagyon érzékeny a minta előkezelésére és a kísérleti körülményekre. Jelen vizsgálatsorozat mutatott arra rá, hogy az üveggyöngy jelenlétében történő rázatás, a homoktalajok kivételével – az aggregátumok szétrázása miatt – többszörösére növeli az enzimaktivitás értékét. Ezután az FDA módszer különítette el legjobban a talajokat, és a mikrobiális biomassza C-nel, a szubsztrát indukált respirációval és a foszfatázaktivitással mutatta a legszorosabb korrelációt, míg üveggyöngyös rázatás nélkül az FDA hidrolízis más változóval nem mutatott szignifikáns összefüggést. A talaj enzimaktivitások meghatározásánál két megközelítés lehet. Hagyományosan, az adott enzim számára optimális, vagyis maximális katalitikus aktivitást biztosító fizikai és kémiai körülményeket (hőmérséklet, szubsztrát-koncentráció, pH) állítanak be a mérés során (MÁTHÉNÉ-GÁSPÁR et al., 2003). Valójában a talajban nincsenek ilyen optimális körülmények, ezért a másik megközelítés szerint a talaj eredeti pH-értékére pufferolják a mintát mérés közben, ezzel közelítve a valóságos viszonyokat (KANDELER & GERBER, 1988). A dehidrogenázok minden sejtben megtalálhatók, ezért aktivitásuk mértéke összefüggésben lehet az összes élő mikroorganizmus mennyiségével (DICK, 1997). Vizsgálatainkban a dehidrogenázaktivitás a foszfatázaktivitással, az alaprespirációval és a gombák számával mutatott szignifikáns összefüggést, a mikrobiális biomasszával és a szubsztrát indukált respirációval viszont nem, ami kissé meglepő. A dehidrogenázaktivitás sokszor alulbecsült lehet, mivel a talajban alternatív hidrogén-akceptorok is jelen lehetnek, kompetícióban a dehidrogenázokkal (DICK, 1997). Az ureáz és foszfatáz specifikus hidrolitikus enzimek, amelyek a két fontos növényi makroelem mineralizációjában játszanak szerepet, ezért a talajfolyamatokban különösen nagy a jelentőségük. A dehidrogenázokkal ellentétben extracellulárisan is jelen vannak, és különösen agyagásványokon akkumulálódhatnak. Vizsgálataink szerint az ureázaktivitás a mikrobiális biomasszával, a foszfatázaktivitás a mikrobiális biomasszával, a szubsztrát indukált respirációval és az FDA-aktivitással mutatott szignifikáns korrelációt. Továbbá a mikrobiális biomasszával a foszfatáz- és ureázaktivitás szorosabb korrelációban van, mint a dehidrogenázaktivitás. A mikrobiális biomassza és az ureázaktivitás (KLOSE & TABATABAI, 1999) és a foszfatázaktivitás (BÖHME et al., 2005) közötti korrelációt mások is kimutatták, ami azt bizonyítja, hogy ezeknek az enzimeknek a jelentős része mikrobiális eredetű.


319

Összefüggések a talajbiológiai és fizikai és kémiai változók között A hőmérséklet, talajnedvesség és az oxigén koncentrációja alapvetően meghatározza a mikrobiális folyamatok irányát és sebességét, ezért ezeknek a háttérbe szorítása érdekében alkalmaztuk a 10-napos állandó hőmérsékleten és nedvességtartalom melletti előinkubációt, ami egyébként egy gyakran alkalmazott eljárás (ÖHLINGER, 1996). Ilyen körülmények között azt tapasztaltuk, hogy elsősorban a talaj humusztartalma, másodsorban a kötöttsége a meghatározó a mikrobiális biomassza és aktivitás szempontjából. A nagyobb humusztartalommal együtt a vízoldható szerves anyagok mennyisége is nagyobbnak bizonyult, és ez még szorosabb korrelációban volt a mikrobiális biomasszával és aktivitással. Ezek az eredmények összhangban vannak mások megállapításaival (NISHIYAMA, 2001; WANG et al., 2003). A talaj pH nem mutatott összefüggést egyik talajbiológiai változóval sem, aminek az egyszerű magyarázata az, hogy a nyírlugosi talaj kivételével a többi talaj a semleges vagy gyengén lúgos kategóriába tartozott. Az eddigi vizsgálatokat kiinduló lépésnek tekintjük, ezért ezek eredményeiből még nem akarunk messzemenő következtetéseket levonni. Az alkalmazott talajbiológiai módszerek többnyire jól használhatók a talajok egymástól való elkülönítésére, és egyes talajtulajdonságokkal történő összefüggések megállapítására. Ennek a pontosítására azonban feltétlenül szükséges a vizsgálatok kiterjesztése más talajtípusokra, illetve eltérő fizikai és kémiai jellegekkel rendelkező talajminták sorozatára az eddig alkalmazott 10 talajbiológiai és -biokémiai változóval, esetleg még további újabb módszerek bevonásával. Összefoglalás Alapvetően hiányoznak a talajbiológiai változók közötti összehasonlító vizsgálatok különböző magyarországi talajoknál. Első lépésként hat különböző fizikai féleségű, szervesanyag-tartalmú, tartamkísérletben szereplő talaj összehasonlító elemzését céloztuk meg tíz talajbiológiai és -enzimológiai módszer együttes felhasználásával. Arra is kíváncsiak voltunk, hogy a mintavételi időpont (tavasz vagy ősz) lényegesen befolyásolja-e a mért változó értékét. A tavaszi és őszi mintavételek között szignifikáns különbség adódott a legtöbb talajbiológiai változó között. Áprilisban általában kisebb mikrobiális biomassza és aktivitás értékeket kaptunk, mint novemberben, és a vízoldható szerves-C és -N tartalomra is elmondható ugyanez. Ennek valószínűleg az lehet az oka, hogy novembertől áprilisig a szervesanyag-képződés lecsökken, ugyanakkor a lebontás folyamatosan történik. A kloroform fumigációs módszerrel meghatározott mikrobiális biomassza az alaprespirációval, a szubsztrát indukált respirációval, az FDA hidrolitikus aktivitással, az ureáz- és foszfomonoészteráz-aktivitással mutatott szoros összefüggést. A lemezöntéssel meghatározott aerob heterotróf baktériumszám semmilyen más változóval nem mutatott szignifikáns kapcsolatot, a mikrogombák száma a dehidrogenáz enzimaktivitással volt szoros összefüggésben.


320

A vizsgált talajok fizikai és kémiai tulajdonságai közül a humusztartalom, és főleg a vízoldható szerves-C tartalom befolyásolta a talajbiológiai változókat. Az Aranyféle kötöttségi szám a szubsztrát indukált respirációval, a FDA hidrolitikus aktivitással és a foszfatázaktivitással mutatott szoros összefüggést. Az általunk vizsgált változók közül az ureáz- és dehidrogenázaktivitás egyetlen talajfizikai vagy kémiai változóval sem mutatott korrelációt. Az eddigi eredmények megfelelő kiinduló pontot jelenthetnek a tartamkísérletek monitorozásához szükséges háttérértékek rögzítéséhez, ugyanakkor szükség van a vizsgálatok kiterjesztésére további talajtípusokra is. A kutatás NKTH-OTKA (K 68636) támogatással folyt. Kulcsszavak: mikrobiális biomassza, talajlégzés, szubsztrát indukált respiráció, FDA hidrolízis, dehidrogenáz Irodalom ADAM, G. & DUNCAN, H., 2001. Development of a sensitive and rapid method for the measurement of total microbial activity using fluorescein diacetate (FDA) in a range of soils. Soil Biology and Biochemistry. 33. 943–951. ANTON, A., ANTAL, M, & BICZÓK, GY., 1990. Effect of C-sources and urea on the carbohydrate hydrolysing enzyme activities of different soils. Agrokémia és Talajtan. 39. 404–408. BAILEY, V. L. et al., 2002. Relationships between soil microbial biomass determined by chloroform fumigation extraction, substrate-induced respiration, and phospholipid fatty acid analysis. Soil Biology and Biochemistry. 34. 1385–1389. BAKKEN, L. R., 1997. Culturable and nonculturable bacteria in soil. In: Modern Soil Microbiology. (Eds.: VAN ELSAS, J. D., TREVORS, J. T. & WELLINGTON, E. M. H.) 47–61. Marcel Dekker. New York. BÖHME, L., LANGER, U. & BÖHME, F., 2005. Microbial biomass, enzyme activities and microbial community structure in two European long-term field experiments. Agriculture, Ecosystems & Environment. 109. 141–152. BUZÁS I., 1988. Talaj- és agrokémiai vizsgálati módszerkönyv 2. A talajok fizikaikémiai és kémiai vizsgálati módszerei. Mezőgazd. Kiadó. Budapest. BUZÁS I., 1993. Talaj- és agrokémiai vizsgálati módszerkönyv 1. A talaj fizikai, vízgazdálkodási és ásványtani vizsgálata. INDA 4231 Kiadó. Budapest. DICK, R. P., 1997. Soil enzyme activities as integrative indicators of soil healths. In: (Eds.: PANKHURST, C. E., DOUBE, B. M. & GUPTA, V. V. S. R.) Biological Indicators of Soil Health. 121–156. CAB International. Wallingford. FILIP, Z., 2002. International approach to assessing soil quality by ecologically-related biological parameters. Agriculture, Ecosystems & Environment. 88. 169–174.


321

FROSTEGÅRD, A., TUNLID, A. & BÅÅTH, E., 1991. Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. Journal of Microbiological Methods. 14. 151–163. GEREI, L., 1970. Talajtani és agrokémiai vizsgálati módszerek. OMMI Kiadvány. GIL-SOTRES, F. et al., 2005. Different approaches to evaluating soil quality using biochemical properties. Soil Biology and Biochemistry. 37. 877–887. GULYÁS, F. & FÜLEKY, GY., 1994. C- and N-transformation dynamics in the soil. Die Bodenkultur. 45. 313–318. HINTZE, T., GEHLEN, P. & SCHRÖDER, D., 1994. Are microbial biomass estimations equally valid with arable soils and forest soils? Soil Biology and Biochemistry. 26. 1207–1211. INGHAM, E. R. & KLEIN, D. A., 1984. Relationships between hyphal activity and staining with fluorescein diacetate. Soil Biology and Biochemistry. 16. 273–278. JOERGENSEN, R. G., 1996. The fumigation-extraction method to estimate soil microbial biomass: calibration of the kEC value. Soil Biology and Biochemistry. 28. 25–31. JOERGENSEN, R. G. & MUELLER, T., 1996. The fumigation extraction method to estimate soil microbial biomass: calibration of the kEN value. Soil Biology and Biochemistry. 28. 33–37. KAISER, E. A. et al., 1992. Evaluation of methods to estimate the soil microbial biomass and the relationship with soil texture and organic matter. Soil Biology and Biochemistry. 24. 675–683. KANDELER, E. & GERBER, H., 1988. Short-term assay of soil urease activity using colorimetric determination of ammonium. Biology and Fertility of Soils. 6. 68–72. KLOSE, S. & TABATABAI, M. A., 1999. Urease activity of microbial biomass in soils. Soil Biology and Biochemistry. 31. 205–211. MARTENS, R., 1985. Limitations in the application of the fumigation technique for biomass estimations in amended soils. Soil Biology and Biochemistry. 17. 57–63. MÁTHÉ, P., FÜLEKY, GY. & ANTON, A., 1994. Effect of carbon- and phosphorus content on the phosphomonoesterase activity in soil. Acta Biologica Hungarica. 45. 81–85. MÁTHÉNÉ-GÁSPÁR, G., MÁTHÉ, P. & ANTON, A., 2003. Factors affecting the phosphomonoesterase activity of lignite mine spoils. In.: COST Action 831, Biotechnology of Soil: Monitoring, Conservation and Remediation. Workshop „Managing Soil Quality – Using Microbial Resources” (Ed.: SZILI-KOVÁCS, T.). 92–94. CD-ROM, RISSAC. Budapest. MERSI, W. VON, 1996. Dehidrogenase activity with the substrate INT. In: Methods in Soil Biology. (Eds: SCHINNER, F. et al.) 243–245. Springer-Verlag. Berlin. MONTGOMERY, H. J. et al., 2000. Determinination of soil fungal biomass from soil ergosterol analyses. Soil Biology and Biochemistry. 32. 1207–1217. NISHIYAMA, M. et al., 2001. Relationship between microbial biomass and extractable organic carbon content in volcanic and non-volcanic ash soil. Applied Soil Ecology. 17. 183–187. ÖHLINGER, R., 1996. Soil sampling and sample preparation. In: Methods in Soil Biology. (Eds: SCHINNER, F. et al.) 7–11. Springer-Verlag. Berlin.

322


SCHNÜRER, J., ROSSWALL, T., 1982. Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total microbial activity in the soil and litter. Applied Environmental Microbiology. 43. 1256–1261. SZEGI J., 1979. Talajmikrobiológiai vizsgálati módszerek. Mezőgazd. Kiadó. Budapest. SZILI-KOVÁCS, T. & SZEGI, J., 1992. Néhány magyarországi talaj mikrobiális biomaszsza-C tartalmának meghatározása kloroform fumigációs és szubsztrát indukált respirációs módszerrel. Agrokémia és Talajtan. 41. 227–240. SZILI-KOVÁCS, T. & TAKÁCS, T., 2008. A talajminőség mikrobiológiai indikációja: lehetőségek és korlátok. In: Talajtani Vándorgyűlés, Nyíregyháza (Szerk.: SIMON L.). 321–328. Talajvédelmi Alapítvány. Bessenyei György Könyvkiadó. Nyíregyháza. SZILI-KOVÁCS, T. & TÖRÖK, K., 2005. Szénforráskezelés hatása a talaj mikrobiális aktivitására és biomasszájára felhagyott homoki szántókon. Agrokémia és Talajtan. 54. 149–162. VANCE, E. D., BROOKES, P. C. & JENKINSON, D. S., 1987. An extraction method for measuring soil microbial biomass-C. Soil Biology and Biochemistry. 19. 703–707. VÁRALLYAY, G., 1993. Soil data-bases, soil mapping soil information and soil monitoring systems in Hungary. In: Proc. Int. Workshop on Harmonization of Soil Conservation Monitoring Systems. (Ed.: VÁRALLYAY, G.). 107–125. RISSAC. Budapest. WANG, W. J. et al., 2003. Relationships of soil respiration to microbial biomass, substrate availability and clay content. Soil Biology and Biochemistry. 35. 273– 284. WARDLE, D. A. & GHANI, A., 1995. Why is the strength of relationships between pairs of methods for estimating soil microbial biomass often so variable? Soil Biology and Biochemistry. 27. 821–828. WILLIAMS, B. L. & SPARLING, G. P., 1984. Extractable N and P in relation to microbial biomass in UK acid organic soils. Plant and Soil. 76. 139–148. Érkezett: 2009. május 5.


323

Correlations between biological and chemical soil properties in soils from long-term experiments 1

T. SZILI-KOVÁCS, 2Á. ZSUPOSNÉ OLÁH, 2J. KÁTAI, 1I. VILLÁNYI and 1T. TAKÁCS

1

Research Institute for Soil Science and Agricultural Chemistry (RISSAC) of the Hungarian Academy of Sciences, Budapest and 2Department of Agricultural Chemistry and Soil Science, University of Debrecen (Hungary)

Summary Very few comparisons have been made of soil biology variables in Hungarian soils. As a first step, a comparative analysis was carried out on six soils from long-term experiments, with different textures and organic matter contents, using ten biological and enzymological methods. The effect of the sampling date (spring or autumn) on these variables was also examined. A significant difference was found between the spring and autumn samples for the majority of biological soil properties. In April the microbial biomass and activity were generally lower than in November, and the same was true of the water-extractable organic C and N contents. This can probably be attributed to the fact that organic matter formation slows down from November to April, while decomposition is continuous. The microbial biomass determined using the chloroform fumigation method exhibited a close correlation with basal respiration, substrate-induced respiration, FDA hydrolytic activity and urease and phosphomonoesterase activity. The aerobic heterotrophic bacterium count determined using the plating method was not significantly correlated with any other variable, while the number of microscopic fungi was in close correlation with the dehydrogenase enzyme activity. Among the physical and chemical properties of the soils, the humus content, and more particularly the organic C content, exerted an influence on the biological soil properties. The upper limit of plasticity according to Arany (KA) was closely correlated with substrate-induced respiration, FDA hydrolytic activity and phosphatase activity. Among the variables studied, the urease and dehydrogenase activities exhibited no correlation with any of the physical or chemical soil properties. These results could be a satisfactory starting point for the determination of the background values required for monitoring long-term experiments, but the analysis needs to be expanded to include other soil types. Table 1. Major physical and chemical properties of the tested soils. (1) Site of origin of soil samples. Note: KA: Upper limit of plasticity according to Arany; Li%: Silt fraction; H%: Humus. Table 2. Mean log values of microbial biomass C (MBC), microbial biomass N (MBN), basal respiration (RESP), substrate-induced respiration (SIR), mean log values of bacterium (LgBAKT) and microscopic fungus (LgGOMB) counts, based on sampling in November 2007 and April 2008. (1) Soil samples. A. November 2007 samples. B. April 2008 samples. Note: Different letters following the means indicate significant differences (p<0.05).

324


Table 3. Activity of fluorescein diacetate (FDA; Fl = fluorescein), dehydrogenase (DEH), urease (URE) and phosphatase (FOSz) and mean values of water-extractable organic C (WEOC) and organic N (WEON) in samples taken in autumn 2007 and spring 2008. (1) Soil samples. A. November 2007 samples. B. April 2008 samples. Note: see Table 2. Table 4. Linear correlation (r) between biological and biochemical soil properties, based on the analysis of soil samples (n = 6 soils) taken in November 2007 and April 2008. A. November 2007 samples. B. April 2008 samples. Note: MBC: Microbial biomass C; MBN: Microbial biomass N; RESP: basal respiration; SIR: substrate-induced respiration; FDA: fluorescein diacetate; LgGOMB: microscopic fungus count; DEH: dehydrogenase: URE: urease; FOSz: phosphatase; n.s. = Non-significant (p<0.05). Table 5. Linear correlation (r) between biological and physical/chemical soil properties, based on the analysis of soil samples (n = 6 soils) taken in April 2008. Note: MBC, MBN, RESP, SIR, FDA, LgGOMB, FOSz, n.s.: see Table 4. RESP*: November 2007 sample; LgBAKT: bacterium count; KA: Upper limit of plasticity according to Arany; Li% Silt fraction; H%: Humus; WEOC: water-extractable organic C; WEON: waterextractable organic N.

Talajbiológiai és talajkémiai változók közötti összefüggések néhány tartamkísérlet talajában

Recommend Documents