Pécsi Tudományegyetem Biológiai Doktori Iskola Mikroorganizmusok életfolyamatainak molekuláris analízise program
Forminok hatása az aktin filamentum konformációs és dinamikai tulajdonságaira Ph.D. értekezés
Papp Gábor
Témavezetők: Dr. Nyitrai Miklós egyetemi docens Dr. Pesti Miklós egyetemi tanár
Pécs, 2008.
„Látni, amit már mindenki látott – és azt gondolni róla, amire még senki nem gondolt.”
(Szent-Györgyi Albert)
Tartalomjegyzék
Tartalomjegyzék Tartalomjegyzék............................................................................................................... 3 I. Irodalmi áttekintés ....................................................................................................... 5 I.1. Az aktin citoszkeleton................................................................................................ 5 I.2. Az aktin...................................................................................................................... 6 I.2.1. Az aktin monomer .................................................................................................. 6 1.2.2. Az aktin filamentum és szerveződése .................................................................... 7 1.3.1. Az aktin nukleációs faktorok................................................................................. 9 I.3.2. A forminok............................................................................................................ 10 1.3.2.1. A forminok osztályozása ................................................................................... 11 I.3.2.2. A forminok szerkezete ....................................................................................... 11 1.3.2.2.1. A forminok szabályozó régiója ...................................................................... 12 1.3.2.2.2. A forminok funkcionális szegmense, az FH2 domén................................... 14 1.3.2.2.3. A formin homológ domén3 (FH3) ................................................................ 16 1.3.3. A forminok aktinra gyakorolt hatása.................................................................. 16 1.4. Az aktin filamentum flexibilitása ........................................................................... 19 I.5. Az mDia1-FH2 hatása az aktin filamentum polimerizációjának kinetikájára, dinamikai tulajdonságaira, megelőző kísérletek .......................................................... 20 II. Célkitűzések .............................................................................................................. 23 III. Anyagok és módszerek ............................................................................................ 24 III. 1. Fehérjék előállítása............................................................................................. 24 III. 1.1. Az aktin preparálása és izolálása .................................................................... 24 III. 1. 2. Az mDia1-FH2 fehérje fragmentum expressziója és tisztítása .................... 24 III. 2. Ioncsere, polimerizálás ....................................................................................... 26 III.3. Az aktin fluoreszcens jelölése .............................................................................. 26 III.3.1. Az aktin pirénnel való jelölése .......................................................................... 26 III.3.2. Az aktin IAEDANS-sal való jelölése ................................................................ 27 III. 4. A fehérje-koncentrációk és a jelölési arányok meghatározása ......................... 27 III. 5. A fluoreszcencia élettartam mérése.................................................................... 28 III.6. A fluoreszcencia anizotrópia lecsengés mérése .................................................. 30 IV. Eredmények és következtetések............................................................................... 33 IV.1. Az mDia1-FH2 fragmentum előállítása rekombináns fehérjeexpresszióval: az eredeti módszer módosításai.......................................................................................... 33
Irodalomjegyzék
IV.2. Az mDia1-FH2 aktin filamentumra gyakorolt hatásának vizsgálata időbontásos fluoreszcencia mérésekkel ............................................................................................. 37 IV.2.1. Az mDia1-FH2 hatása az IAEDANS-szel jelölt aktin fluoreszcencia élettartamára .................................................................................................................. 37 IV.2.2. Az mDia1-FH2 aktin filamentumok dinamikai tulajdonságaira gyakorolt hatása ............................................................................................................................. 42 IV.2.3. Az aktin koncentráció és a formin hatás kapcsolata........................................ 48 IV.2.4. A formin hatás ionerősségfüggése.................................................................... 50 IV.2.5. Az mDia1-FH2 hatása az aktin filamentum depolimerizációjára................... 53 IV.2.6. Az mDia1-FH2 allosztérikus hatása ................................................................. 53 IV.2.7. Az eredményeink helye az aktin citoszkeleton szabályozásában ..................... 55 V. Összefoglalás ............................................................................................................. 56 VI. Rövidítések jegyzéke ................................................................................................ 57 Az értekezés alapjául szolgáló, nemzetközi folyóiratban megjelent tudományos közlemények ................................................................................................................... 58 Az értekezéshez kapcsolódó poszterek, előadások ........................................................ 58 Az értekezésben nem szereplő nemzetközi folyóiratban megjelent tudományos közlemények ................................................................................................................... 59 Az értekezéshez nem kapcsolódó poszterek, előadások ................................................ 60 Irodalomjegyzék............................................................................................................. 62 Köszönetnyilvánítás ....................................................................................................... 67
4
Irodalmi áttekintés
I. Irodalmi áttekintés I.1. Az aktin citoszkeleton A sejtváz, vagy más néven citoszkeleton az eukarióta sejtek citoplazmájában található fonalas és csőszerű struktúrákból felépülő hálózati rendszer. A citoszkeleton kapcsolatban van a sejthártyával és más sejtalkotókkal, így egyfajta térbeli keretet ad a sejtben játszódó fiziológiai folyamatok molekuláris eseményeinek. Az eukarióta sejt citoszkeletális hálózatát alapvetően három filamentális struktúra alkotja. Az egyik a mikrotubulusok hálózata, amelyeknek alkotófehérjéje a tubulin, míg a másik az intermedier filamentumok hálózata, amelyek fehérjéje szövettípusonként eltérő. E két hálózati rendszer összeköttetésben van a sejt mikrofilamentális hálózatával, amelyek alkotófehérjéje az aktin. Az aktin és a tubulin egyaránt globuláris fehérje, amelyek polimerizálódva hozzák létre a sejtvázat alkotó fonalas, illetve csőszerű képleteket. A mikrofilamentumok dinamikus átszerveződése alapoz meg olyan kritikus folyamatokat a sejtben, mint az endocitózis, sejtosztódás, vagy a morfogenezis, és ehhez köthető a sejt polarizáció meghatározása is. Ezeknek a sejtbeli történéseknek a koordinálása 20-30 erősen konzerválódott aktin-kötő fehérjének, valamint sok sejtspecifikus aktin-kötő fehérjének, továbbá számos upstream jeladó molekulának köszönhető. Ezeknek a faktoroknak a kombinált aktivitása tökéletes precizitással irányítja az aktin hálózat térbeli és időbeli szerveződését, és biztosítja a sejtre ható külső és belső ingereknek megfelelően a citoszkeleton gyors átrendeződését. Az eukarióta sejtben három aktin alapú struktúra létezik. Sarjadzó és hasadó élesztők vizsgálata során bebizonyosodott, hogy a háromféle struktúra nem más, mint az aktin foltok („patches”), aktin kötegek („cables”) és a kontraktilis gyűrű. [1] Az aktin foltok szerepet játszanak az endocitózis során, és feltételezések szerint az exocitózis folyamatában is részt vesznek. Az endocitózis korai fázisában az aktin folt korai komponensei jelennek meg a sejt kortikális régiójában, amelyhez aktin nukleáló faktor (Arp2/3) és egyéb szabályozó molekula kapcsolódását követően a foltnak lassú, aktin függő mozgása figyelhető meg. A folyamat az invaginációval folytatódik, majd különböző faktorok (Rvs161, Rvs167, I. típusú miozinok) promotálására történik meg a vezikulum lehasadása és az internalizáció. Néhány aktin folt alkotó fehérje (Abp1, Sac6
Irodalomjegyzék
Cap1/Cap2) vezikulumhoz kötődve marad, míg mások (Las17, Pan1, Sla1, Sla2, Myo3, Myo5) a kortexhez kötődnek. A vezikulum ezután még ismeretlen mechanizmussal az aktin kábelekhez kötődik és passzív retrográd mozgással továbbítódik a sarjtól az anyasejt felé, ahol egyéb endoszómális kompartmentekhez kapcsolódhat
[2]. A
harmadik aktin alkotta struktúra, az aktin gyűrű kialakulása a sejtosztódás folyamán figyelhető meg és az utódsejt leválását segíti elő. I.2. Az aktin Az aktin a mikrofilamentális hálózat fő alkotóeleme, amely egyben a sejtekben legnagyobb mennyiségben előforduló fehérje. Az élő sejtben valamint in vitro körülmények között is két formában fordulhat elő. Az egyik a globuláris, vagy G-aktin, amely tulajdonképpen egy aktin monomer, a másik a filamentális, vagy F-aktin, amely a monomerek összekapcsolódásából kialakult polimer. I.2.1. Az aktin monomer Az aktin monomer egy 375 aminosavból álló, 43 kDa relatív molekulatömegű fehérje, amelynek röntgen-krisztallográfián alapuló háromdimenziós atomi modelljét 1990-ben határozták meg [3]. Az aktin monomer szerkezetére jellemző a doménokba rendeződés, amely alapján két domén különíthető el. A kisebb domént a szubdomén 1 és szubdomén 2 alkotja, míg a nagyobb domén a szubdomén 3-ból és 4-ből áll. A két domén között található hasadékban kation- és nukleotid-kötő helyek találhatók (1. ábra). Fiziológiai körülmények között a kation-kötő helyhez Mg2+ kapcsolódik, azonban in vitro körülmények esetében a preparálás oldatai és nagyobb kötési affinitása miatt Ca2+ kötődik. A nukleotid-kötő helyhez ATP, ADP, vagy ADP+Pi kapcsolódik. Nukleotid mentes környezetben az aktin rövid idő alatt denaturálódik.
6
Irodalomjegyzék
1. ábra: Az aktin monomer szalagmodellje. A számok rendre a szubdoméneket jelölik, a csillaggal jelölt hely a nukleotid-kötő és kation-kötő hasadékot mutatja [4].
1.2.2. Az aktin filamentum és szerveződése Az aktin filamentumra jól definiálható térbeli szerkezet jellemző. Az egyszálú filamentum felfogható egy alacsony menetemelkedésű (2,75 nm) balmenetes hélixként, míg a két egymásra tekeredő szálból álló filamentum jobbmenetes hélixként írható le. A polimer átmérője 7-10 nm [5]. A monomerek a filamentumban meghatározott orientációban fordulnak elő, ami a filamentum polarizáltságát okozza. Moore és munkatársai
a
miozin
fejekkel
dekorált
aktin
filamentum
háromdimenziós
elektronmikroszkópos képe alapján a filamentumok egyik végét szöges végnek („barbed end”), míg a másik pólusát hegyes végnek („pointed end”) nevezték el [6]. A hegyes vég monomerjei elsősorban ADP-t kötnek, míg a szöges véghez kapcsolódó monomerekhez ATP kapcsolódik. Az aktin filamentum (2. ábra) kialakulása során meghatározott formában és körülmények között monomer egységek kapcsolódnak össze, ez a polimerizáció folyamata.
7
Irodalomjegyzék
2. ábra: Az aktin polimer szerveződése. A különböző színek egy-egy monomer térbeli helyét mutatják.
Az aktin filamentumok kialakulása két szakaszra osztható. Az első az úgynevezett nukleációs szakasz, amely néhány (kettő vagy három) aktin monomer összekapcsolódását jelenti. Ez a mag, vagy nukleusz lesz a kiindulási pontja a filamentum kialakulás második szakaszának, a diffúziókontrollált elongációs fázisnak, amely folyamat során további monomerek beépülése történik meg. A szöges végen végbemenő polimerizáció relatív hatékonyságával ellentétben a filamentum kezdemények kialakulása, azaz a nukleációs fázis kevésbé hatékony folyamat. A nukleáció során az aktin monomerek először dimereket, majd trimereket alkotnak. Ezek a polimerizációs intermedierek instabilak, így ritkán maradnak fenn elég ideig ahhoz, hogy egy új aktin filamentum kialakulhasson. Ez a sajátosság akadályozza meg a sejten belüli aktin filametumok spontán kialakulását. A fenti módon kialakult filamentumra ezt követően egy dinamikus egyensúlyi állapot, az úgynevezett taposómalom, vagy „treadmilling” lesz jellemző, amely során a filamentumba monomerek épülnek be (asszociáció) és válnak le róla (disszociáció). Az asszociáció és disszociáció a filamentum mindkét végén megtörténik, azonban a monomerek beépülése a filamentum szöges végén jellemzőbb (k+Mg-ATP-G-aktin: 2,3 ⋅ 105 M-1 s-1; k+Mg-ADP-G-aktin: 2 ⋅ 104 M-1 s-1) míg a monomerek leválása a hegyes végen gyakoribb (k-Mg-ATP-G-aktin:0,0012 s-1; k-Mg-ADP-G-aktin: 0,018 s-1) [5]. Ebben az állapotban a filamentum hossza nem változik, azonban a filamentumban egyfajta folyamatos belső mozgás tapasztalható. Mivel az ATP hidrolízise lassabb a monomer asszociáció
8
Irodalomjegyzék
sebességénél, ezért a filamentum szöges vége közelében egy „ATP-monomer sapka” alakul ki. Az aktin filamentumok kialakulását, egymáshoz viszonyított helyzetét számos aktin-kötő fehérje befolyásolja. Annak ellenére, hogy az eukarióta sejtekben nagy számú, az aktin filamentális hálózat szerveződését befolyásoló fehérje ismert, a funkciójuk alapján ezeknek a fehérjéknek a nagy része néhány csoportba sorolható. A nagyobb kategóriák magukba foglalják a motorfehérjéket (miozinok), a filamentumot stabilizáló fehérjéket (tropomiozinok), a filamentum destabilizáló fehérjéket (kofilinok), az aktin szálak között keresztkötések kialakításáért felelős fehérjéket (villin, α-aktinin, fimbrin, filamin), a filamentum végéhez kötődő ú.n. sapkázó fehérjéket (talin, cap100), a filamentum depolimerizációját végző fehérjéket (gelsolin), aktin monomer-kötő fehérjéket (profilin) és végül, de nem utolsó sorban az aktin nukleáló fehérjéket (Arp2/3, forminok, Spire-fehérjék). Az aktin-kötő fehérjék jelentőségét összefoglalva elmondható, hogy a sejtekben betöltött feladatuk szempontjából lényeges tulajdonsága az aktin-kötő fehérjéknek a kötődésük által a filamentumban okozott térbeli változás, valamint az ezáltal okozott hatás a filamentum mechanikai tulajdonságaira [5]. 1.3.1. Az aktin nukleációs faktorok A szabályozott és gyors nukleáció kialakításáért az aktin nukleációs faktorok a felelősek, amelyek hatásmechanizmusuk alapján három csoportba sorolhatók. Az Arp2/3 komplex 7 polipeptid láncból álló fehérje, amelynek aktiválásához átmenetileg asszociált aktivátor szükséges (WASp, vagy SCAR/WAVE fehérjék). Az így aktivált komplex, amely egyben egy filamentum oldalához is kapcsolódik, egy sarjfilamentumot hoz létre, amely 70o-os szöget zár be az „anya” filamentummal. Így egy elágazás keletkezik a filamentumon, amely hálózat kialakítását eredményezi. A fehérje Arp2 és Arp3 alegységei az aktin dimerhez hasonló szerkezetűek, amelyek aktiválás hatására konformációs változáson mennek keresztül, ennek következtében a filamentum szöges végéhez válnak hasonlóvá [7]. Az aktiválással egy időben a WASp egy aktin monomert szállít a komplexhez, amely kritikus a polimerizáció szempontjából. A második nukleátor csoportba a Spire fehérje tartozik, amely Drosophilában fordul elő és az oocyták illetve embriók szimmetriatengelyének kialakításában játszik 9
Irodalomjegyzék
szerepet. A Spire 4 aktin monomerből épít fel egy prenukleációs komplexet, amely a filamentum kiindulási pontja. A Spire a filamentum hegyes végén helyezkedik el. A fehérje 4 darab WASp-homológ 2 domént (WH2) tartalmaz, amelyek egyenként egy aktin monomer megkötésére képesek. A maximális nukleációs aktivitás eléréséhez mind a négy WH2 domén megléte mellett egy további aktin kötő motívum jelenlétére is szükség van, ez a fehérje jól konzerválódott szakasza. A Spire által kialakított filamentumok nem ágaznak el [8]. Bosch és munkatársai a Spire fehérjék forminra gyakorolt szinergisztikus hatását mutatták ki [9]. Az Arp2/3-mal ellentétben a forminok elágazás nélküli filamentumok kialakítására képesek. Mivel a forminok nem rendelkeznek az aktin monomerekhez hasonló szerkezettel, így direkt kölcsönhatással stabilizálják az aktin dimereket és trimereket. I.3.2. A forminok Az aktin citoszkeletális rendszer kialakításában és gyors újraszervezésében kitüntetett szerepe van a forminoknak. Meghatározó jelentőségük van például a sejtpolaritás kialakításában, az eukarióta sejt és szövet morfogenetikus folyamataiban, a sejtosztódásban,
az
aktin
kötegek
kialakításban,
a
vezikulumok
transzport-
folyamataiban, vagy a mikrotubulusok stabilizálásában. [10-16]. A formin elnevezés abból a feltevésből fakadt, hogy az első azonosított és diszruptált egér Formin-1 gén végtag alakváltozásokat okozott. Később azonban bebizonyosodott, hogy a végtag deformációért egy szomszédos gén a felelős [17], ennek ellenére az angol „form” szóból származó elnevezés megfelelőnek bizonyult, hiszen ennek a fehérjecsaládnak a képviselői esszenciális szerepet töltenek be a sejtekben formálódó, különböző aktin struktúrák kialakításában. Formin homológokat írtak le Drosophila melanogaster, Saccharomyces cerevisiae és Schizosaccharomyces pombe esetében, valamint több emlősben és az emberben is [18-20]. A vizsgálatok három közös konzervatív régiót tüntettek ki, amelyek nagyfokú homológiát mutattak a különböző eukarióta szervezetek esetében: a „formin homologia” FH1, FH2, és FH3 domént [18, 21].
10
Irodalomjegyzék
1.3.2.1. A forminok osztályozása Bioinformatikai kutatások alapján az eukarióta szervezetekben található forminokat több gén kódolja, így a S. cerevisiaenek 2, a S. pombenak 3, a Drosophila melanogasternek és a Caenorhabditis elegansnak 6, a Dictyostelium discoideumnak 10, az emlősöknek 15 formin génje van. A formin fehérjék közös jellemzője a ~400 aminosavból álló FH2 domén. A filogenetikai vizsgálatok az FH2 domén alapján az emlősök 15 formin génjét 7 csoportba sorolták: 1. a Diaphanous forminok (mDia1, mDia2, mDia3) 2. a leukocitákban azonosított formin-rokon fehérjék (mFRL1, mFRL2, mFRL3, ezeket forminhoz hasonló FMNL1, -2, -3-nak is hívják) 3. „disheveled”-asszociált morfogenezis aktivátorok (mDAAM1, mDAAM2) 4. Delphilin (mDelphilin) 5. az „invertált” forminok (mINF1, mINF2) 6. a formin-homológ domént tartalmazó fehérjék (mFHOD1, mFHOD2) 7. az eredeti névrokon forminok (mFMN1 és mFMN2) [22, 23]. A nem metazoa élőlények (pl. egysejtű növények, élesztők) FH2 doménjei filogenetikailag távol helyezkednek el a fenti csoportoktól. Az élesztők FH2 domén szekvenciáiban különösen nagy eltérés tapasztalható, annak ellenére, hogy nagyfokú szerkezeti és funkcionális hasonlóságot mutatnak a metazoák forminjaival [24]. I.3.2.2. A forminok szerkezete A forminok multidomén szerkezetű fehérjék, melyek a filogenezis során jól konzerválódott szekvenciákat, formin homológia doméneket tartalmaznak. Az első röntgen-krisztallográfiás szerkezeti leírás 2004-ben készült az emlősből származó mDia1 formin központi FH2 régiójának a szerkezetéről [25]. A következőkben a Saccharomyces cerevisiae Bni1p FH2 doménjét [26], ugyanennek a fehérjének tetrametil-rodaminnal jelölt aktinnal alkotott komplexét [27], az mDia1 formin Nterminálisán található szabályozó GBD domén Rho-A fehérjével kötött komplexét [28], a Diaphanous rokon forminok autoinhibíciós szabályozásáért felelős DAD és DID 11
Irodalomjegyzék
domének szerkezetét [29], valamint a közelmúltban az emberi DAAM FH2 kristály szerkezetét határozták meg 2,8 Å-ös felbontásban [30]. Talán a legátfogóbban jellemzett forminok a „Diaphanous-related” forminok (Dia, DRFs), amelyek funkcionálisan két részre oszthatók. A C-terminális fél felelős az aktin monomerek összekapcsolásáért, amely három szerkezeti és funkcionális egységet tartalmaz: a profilin-kötő FH1 domént, az aktin-kötő FH2 domént, valamint a szabályozó DAD („Diaphanous autoregulatory domain”) domént. Az FH1 domén poliprolin motívumokat tartalmaz. Ehhez a prolinban gazdag részhez a profilin kapcsolódik, amely polimerizációra kész, ATP-aktin monomereket köt. Az FH1 domén minden típusú forminban megtalálható és közvetlenül az FH2 domén mellett helyezkedik el N-terminális irányban. 1.3.2.2.1. A forminok szabályozó régiója Az N-terminális régió a DRF forminok szabályozó régiója. Négy különálló szerkezeti egységből áll. Az első a GBD („GTP-ase binding domain”) domén, amely a Ras-szerű kis GTP-ázok családjába tartozó Rho-fehérjét köti meg GTP-kötött állapotában, illetve kölcsönhatásban áll a mellette elhelyezkedő DID („Diaphanous inhibitory domain”) doménnel, amely az C-terminális DAD doménjével és ugyancsak Rho-GTP-ázokkal képes kapcsolódni. A következő kettő a dimerizációs domén (DD) és a „coiled-coil” (CC) szakasz, amelyeknek a DRF forminok N-terminálisának dimerizációjában van szerepük (3. ábra).
3. ábra: A DRF forminok szerkezeti ábrája. A nyilak az aktivációs és autoinhibíciós kölcsönhatás kialakulásának helyét mutatják [24].
12
Irodalomjegyzék
A fenti domén leírások az mDia1 fehérje szerkezeti és biokémiai elemzésének az eredményei, és különböznek a korábbi, elsődleges szekvenciákat alapul vevő domén leírásoktól [10]. Így a korábban szekvencia analízissel leírt GBD domén megfeleltethető a
teljes
GBD
doménnek,
kiegészítve
a
DID
domén
egy
részével.
A
szekvenciavizsgálatok alapján meghatározott FH3 domén ugyanakkor megfelel a DD domén és a DID domén fennmaradó részének [24]. A forminok konformáció változásait a molekula különböző végein elhelyezkedő domének szabályozzák. Ilyen a molekula N-terminálisán elhelyezkedő DID domén, amely képes kapcsolódni a fehérje C-terminálisán található DAD doménnel. A domének közötti intramolekuláris kölcsönhatás a fehérje funkcionálisan inaktív állapotát okozza. Ennek a szerkezeti állapotnak a feloldására szükség van a molekula N-terminálisán található GBD doménre, amely Rho-fehérjét kötve aktiválódik. Ennek következtében a DID és DAD domének közötti autoinhibíciós kölcsönhatás megszűnik, a molekula aktív állapotba kerül [29, 31-34] (4. ábra).
13
Irodalomjegyzék
4. ábra: A forminok szabályozásának két lépéses modellje. Az autoinhibitált állapotban a Rho fehérje úgy kapcsolódik a GBDN doménhez, hogy nem lép kölcsönhatásba a DAD doménnel. A Rho a GBDN hidrofób részéhez kapcsolódik az I és részben a II kapcsolódási pontjain keresztül. A második lépésben konformációs változás következik be, mely hatására a Rho fehérje további kapcsolatot alakít ki az ARR molekularésszel. Ez a szerkezeti változás egyrészt nagy hatótávolságú elektrosztatikus taszítást eredményez az azonos töltések miatt, másodsorban rövid távú sztérikus ütközések hatására leválik a DAD domén a molekula szabályozó régiójáról [32].
1.3.2.2.2. A forminok funkcionális szegmense, az FH2 domén A forminok legnagyobb mértékben konzerválódott szakasza az FH2 domén, amely aktin nukleáló hatása révén a forminok kitüntetett régiója. Xu és munkatársai nyomán a Bni1p FH2 doménjének röntgen-krisztallográfiás szerkezet meghatározása alapján az FH2 domén további 5 szubdoménre bontható. Ezek sorban az N-terminálison található „lasso”, majd a mellette elhelyezkedő „linker” szegmens, a globuláris „knob” szubdomén, egy „coiled-coil” régió, és a C-terminálison elhelyezkedő „post” szubdomén (5. ábra).
14
Irodalomjegyzék
5. ábra: A Bni1p formin FH2 doménjének szalagmodellje. A kék N és piros C a molekula amino- és karboxil terminálisát, a fekete betűk az egyes alfa-hélixeket jelölik [26].
A szerkezetmeghatározás fényt derített arra is, hogy két FH2 domén antiparalell módon dimert képezve gyűrűt formál (6. ábra). Ez a dimer bizonyult a forminok funkcionális formájának [25, 35].
6. ábra: Két Bni1p FH2 domén összekapcsolódásából jön létre a formin dimer. A kéktől a pirosig terjedő szakasz az egyik FH2 domént, míg a barna a másik FH2 domént jelöli.
15
Irodalomjegyzék
A kapcsolódás az egyik alegység „lasso” és a másik alegység „post” régiója között jön létre. A dimer mindkét molekulájának felszíne tartalmaz két-két igen konzerválódott szekvenciát. Az egyik ilyen folt a „knob” szubdoménen található, a másik reziduális foltot pedig az egyik szubdomén „lasso” és a másik szubdomén post alegységének részei alkotják. Ez biztosítja a dimer forma stabilitását. A dimer flexibilitása a linker régiónak köszönhető. A konzerválódott szekvenciák megléte szükséges az aktin filamentum kialakulásának nukleációs fázisához, illetve a filamentum szöges végének sapkázásához, vagyis ez a felszín kapcsolódik az aktin filamentumhoz [26]. 1.3.2.2.3. A formin homológ domén3 (FH3) A S. cerevisiae Fus1 és S. pombe Cdc12, Dictyostelium forC FH3 doménjeinek szerepét a fehérje lokalizációjában írták le [21, 36]. Az mDia1-ben az FH3 domén stabil dimert alkot és rendelkezik egy DAD-kötő hellyel. 1.3.3. A forminok aktinra gyakorolt hatása A forminok olyan specifikus aktin-kötő fehérjék, amelyek aktin nukleáló képességük és az aktin filamentum polimerizációjára gyakorolt hatásuk által befolyásolják az aktin citoszkeletális rendszer dinamikai sajátságait. Aktin nukleáló szerepük során első lépésként egy két aktin monomerből álló dimer stabilizálódik. A dimer kialakulásához a profilin a formin molekula FH1 doménjéhez kapcsolódik, amely a nukleáció helyéhez, az FH2 doménhez közelíti a kötött aktin monomert. Az FH1 domén hatására a profilin-aktin kötés felbomlik, így a szabad monomer a nukleációs folyamat részesévé válik. Az aktin nukleusz kialakulását követően a formin molekula a filamentum szöges végéhez kapcsolódva marad, így polarizálva a kialakuló filamentumot és elősegítve újabb profilin-aktin egységek beépülését (5. ábra).
16
Irodalomjegyzék
5. ábra A formin hatására kialakuló filamentum sematikus ábrája [37].
A forminok közös funkcionális egysége az FH2 domén, amelyet számos fajból expresszáltak és jellemeztek. A karakterizált forminok ismert aktivitásait az 1. táblázatban foglaltuk össze. Fehérje Bni1
Faj Saccharomyces cerevisiae
Hatása a sejtre Aktin köteg, aktin gyűrű Aktin köteg
Bnr1
S. cerevisiae
Cdc12p
Aktin gyűrű
For3p AFH1
Schizosaccharomyces pombe S. pombe Arabidopsis thaliana
AtFH5 AtFH8 dDia2 Fozi Cappuccino
A. thaliana A. thaliana Dictyostelium discoideum Caenorhabditis elegans Drosophila melanogaster
Aktin gyűrű
Diaphanous mDia1
D. melanogaster Mus musculus
mDia2
M. musculus
FRL
M. musculus
Formin-1
Homo sapiens
INF2
M. musculus
Daam1
H. sapiens
Aktin köteg
Filopódia Sejthalál Polaritás, aktin gyűrű Aktin gyűrű Stressz szálak, sejtmigráció, sejtosztódás Filopódia, sejtmigráció
Sejt adherens junkciók
Planáris sejtpolaritás, szövetfejlődés
Hatása az aktinra Nukleáció, processziv sapkázás Nukleáció, processziv sapkázás, kötegképzés Nukleáció, profilin-gátolt sapkázás Nem detektált Nukleáció, kötegképzés, nemprocesszív sapkázás Nukleáció Nukleáció Nukleáció,processzív sapkázás Nem detektált Nukleáció Nukleáció Nukleáció, processzív sapkázás Nukleáció, processzív sapkázás, kötegképzés Nukleáció, processzív sapkázás, leválasztás, kötegképzés Nukleáció, processzív sapkázás Nukleáció, processzív sapkázás, kötegképzés, leválasztás, depolimerizáció Nukleáció, processzív sapkázás
17
Irodalomjegyzék
1. táblázat: Különböző tisztított forminok aktinra gyakorolt ismert hatásai (16).
Ezeknek a forminoknak a közös jellemzője, hogy szinte mindegyik formin FH2 doménje képes az aktin nukleációját elősegíteni. Ez a képesség azonban nagymértékben változik az egyes típusok esetében, például az mDia1 vagy a Bnr1 100-szor nagyobb aktin összeállást elősegítő hatással bír, mint a Daam1 FH1-FH2 régiója [35, 38, 39]. Ennek a legkézenfekvőbb magyarázata az lehet, hogy különbözik az aktinhoz való kötődés mértéke. Így tehát azok az FH2 domének, amelyek bármilyen koncentrációban nagyobb affinitással kötődnek az aktin dimerekhez és trimerekhez, nagyobb számú aktin filamentum nukleációját segítik elő, míg a kisebb affinitással kötődő FH2 domének hatékonyabban segítik elő a monomer aktin filamentumba való beépülését. Számos modell született a formin közvetítette filamentum növekedésre és a processzív sapkázás mechanizmusának leírására [14, 26, 27, 40, 41]. Bár a leírások mechanikai és strukturális szempontból különböznek egymástól, mégis mindegyik modell közös vonása, hogy a szöges vég lépcsőzetes növekedését feltételezi. A mechanizmus jellemzésére a mai napig nincs pontos leírás, a rendelkezésre álló információkat legátfogóbban Goode és Eck foglalják össze [24]. Modelljüket a 6. ábra mutatja be.
18
Irodalomjegyzék
6. ábra. A processzív sapkázás szerkezet-alapú modellje. Az „a” és „c” részábra zárt, míg a „b” és „d” részábra nyitott konformációs állapotot mutat.
A modell szerint az FH2 dimer rendelkezik egy kötött és egy mozgó összekötő elemmel, amelyek szabad illetve kötött állapota egyszerűen a kötési affinitásuktól függ. A 6.a és 6.b részábrán található zöld FH2 kötőelem a mozgó, míg a kék a kötött állapotban lévő elemet jelenti. A kötött állapotot az eredményezi, hogy ez a molekularész szorosan kötődik a filamentum szöges végén elhelyezkedő utolsó előtti és utolsó aktin monomerhez is. A sárga - utolsó- alegység a filamentum nagy részéhez képest feszített állapotú monomert mutat, ami nem a legkedvezőbb orientáció a molekula számára. Ezzel ellentétben a mozgó kötőelem laza kötésben van a szöges véggel, megkönnyítve ezzel egy újabb aktin monomer hozzáadását illetve leválását. A mozgó vég ez esetben két állapot közti dinamikus egyensúllyal jellemezhető. Ezek közül az egyik egy nyitott állapot, amikor egy aktin alegység beépülése valószínűsíthető, a másik pedig egy zárt állapot, amikor egy aktin monomer disszociációja történik meg. A nyitott állapotban újonnan bekötődött aktin monomer feszített állapotba kerül. Az utolsó előtti alegység ez után a lépés után F-aktin konformációt vesz fel. Ezeknek az eseményeknek a hatására a két formin konformáció megfordul, a mozgó kötőelem mind az utolsó, mind az utolsó előtti monomerhez hozzákötődik és átalakul kötött formává. Ezzel ellentétben az eddig kötött kötőelem mindkét alegységével az F-aktin filamentum felé fordul, ezért csak gyenge kötés létrehozására lesz képes, így mozgó kötőelemmé válik. Ezt mutatja be a 6.c és 6.d részábra. Egy teljes ciklus lejátszódása után a filamentum megegyezik a kiindulási állapottal, azzal a különbséggel, hogy egy aktin monomerrel hosszabb, és a kötőelemek fordított állapotba kerültek. Ez a mechanizmus magába foglal egyfajta allosztérikus kommunikációt a két kötőelem között, amelyet nagymértékben meghatároz az utolsó előtti aktin alegység orientációja. Az „a” részábra zárt állapotot mutat, amely esetében a sárga alegység disszociációja valószínűsíthető, vagyis a filamentum rövidül [24]. 1.4. Az aktin filamentum flexibilitása
19
Irodalomjegyzék
Mióta elterjedt, hogy az aktin filamentumok részt vesznek a citoszkeletális rendszer szerkezetének és dinamikai tulajdonságainak meghatározásában, azóta egyre széleskörűbb vizsgálatok irányulnak ezeknek a makromolekuláknak a mind részletesebb megismerésére. Világossá vált, hogy különböző hatással bíró molekulák, úgy mint a különböző ionok, fémek, vagy a kötött nukleotid hidrolitikus állapota, illetve drogok és számos aktin-kötő fehérje nagymértékben befolyásolják mind az aktin monomer, mind az aktin polimer funkcionális tulajdonságait [42-46]. Hild és munkatársai kimutatták, hogy a Ca-aktin monomerekből felépülő filamentumok flexibilisebbek, mint a Mg-aktin kötött filamentumok [47]. Yasuda és munkatársai vizsgálatai alapján a Ca-F-aktin torziós rigiditása körülbelül háromszor nagyobb ((8,5(±1,3))×10-26 Nm2), mint a Mg-Faktin esetében((2,8(±0,3))×10-26 Nm2), emellett a flexurális rigiditás függetlennek bizonyult a kötött kation fajtájától (((6,0(±0,2))×10-26 Nm)) [48]. Az aktin filamentumok flexibilitását megváltoztató számos aktin-kötő fehérje közül Prochniewicz és munkatársai a profilin hatását tanulmányozták, mely szerint a profilin hatására egyrészt megváltozik az aktin C-terminálisának konformációja, amely a szomszédos monomerek kooperatív kötődését és lehasadását befolyásolja, másrészt egy másik változás hatására a filamentum távolabbi elemeire gyakorolt kooperatív hatás lévén megnövekszik a filamentumok torziós flexibilitása [49]. Ezek a hatások befolyásolhatják egyes aktin-kötő fehérjék kapcsolódási affinitását. Lappalainen és munkatársai ezeknek a hatásoknak a kifejeződést vizsgálták eukarióta sejtekben, amely a kofilin esetében az aktin filamentum gyors újraszerveződésének képességében fejeződik ki [50]. I.5. Az mDia1-FH2 hatása az aktin filamentum polimerizációjának kinetikájára, dinamikai tulajdonságaira, megelőző kísérletek Az mDia1-FH2 fragmentum aktin filamentumokra gyakorolt hatásának tanulmányozása során Bugyi és munkatársai munkái alapján a teljesség igénye nélkül az alábbi eredményeket ismertetem. Az mDia1-FH2 pirén-aktin polimerizációs teszttel végzett vizsgálata során azt tapasztaltuk, hogy a fragmentum már nanomólos koncentrációban gyorsította a polimerizáció folyamatát. A folyamat gyorsítása az aktin filamentum képződés mindkét 20
Irodalomjegyzék
szakaszában megnyilvánulhat: a nukleációs szakaszban formin hatására a keletkező aktin nukleuszok száma növekszik meg, amely azt is jelenti, hogy az oldatban levő filamentumoknak és szöges végeknek a koncentrációja is megemelkedik, amely az elongációs folyamat gyorsulását eredményezi. Az aktin filamentumok formin hatására bekövetkező dinamikai változását hőmérsékletfüggő fluoreszcencia rezonancia energia transzfer (FRET) mérések alkalmazásával vizsgáltuk, amely a filamentumok intermonomer flexibilitásának jellemzésére adott információt. A mérések során a relatív f’ paraméter 30 oC-on mért értékét, az aktin filamentumok flexibilitását számszerűsítő mennyiséget határoztuk meg. Állandó aktin protomer (10 μM) mellett különböző koncentrációjú mDia1-FH2 jelenlétében vizsgált f’ paraméter értéke a formin koncentrációval együtt növekedett körülbelül 1:6,67 formin:aktin koncentráció arányig, ami 750 nM mDia1-FH2-nek felel meg. E felett a koncentráció felett egyre kisebb hatást tapasztaltunk. A formin indukálta kétféle hatás kimutatásából arra lehetett következtetni, hogy a hatás kiváltásában legalább kétféle mechanizmus játszott szerepet. A forminokkal kapcsolatos vizsgálatok során bebizonyosodott, hogy ezek a fehérjék kétféle módon kapcsolódhatnak az aktin filamentumokhoz. Nagyobb affinitású kötést tapasztaltak (20-50 nM) a filamentum szöges végéhez való kapcsolódás esetében [35, 51], míg a filamentumok oldalához való kötés affinitása gyengébb volt (néhány μM) [35]. Korábban ultracentrifugáláson alapuló koszedimentációs módszerrel vizsgáltuk, hogy az mDia1-FH2 képes-e a filamentumok oldalához kötődni. A kötési affinitás értéke 2,0 ± 0,2 μM-nak adódott. Ez az érték alacsonyabb volt, mint amelyet más munkacsoportok meghatároztak [35]. Elgondolásunk szerint a különbséget a kísérleti körülményekben levő eltérés okozhatta. Az ionerősség tekintetében a másik munkacsoport által használt 50 mM KCl és 1 mM MgCl2 helyett a kísérleteinkben 10 mM KCl-ot és 0,5 mM MgCl2-ot használtunk. Az eredmények közt levő különbség azt sugallta, hogy az mDia1-FH2-nek az aktin filamentum oldalához való kötődése függ a közeg ionerősségétől. Annak bizonyítására, hogy a forminok aktin filamentumok konformációjára gyakorolt hatása hogyan és milyen mértékben függ az ionerősségtől, különböző ionerősségeket alkalmazva további FRET kísérleteket végeztünk, amelyek megerősítették a korábbi hipotézisünket, mely szerint az mDia1-FH2 aktin
21
Irodalomjegyzék
filamentumok polimerizációjára és konformációs tulajdonságaira gyakorolt hatása magasabb ionerősség esetén kisebb volt. A FRET mérések során tapasztalt méréseinket, melyek szerint a formin képes az aktin filamentum flexibilitását megváltoztatni, különböző mérési módszerekkel támasztottuk alá. Differenciál pásztázó kalorimetriai (DSC) mérések alapján kimutattuk, hogy formin jelenlétében az aktin filamentumok termodinamikai stabilitása lecsökken. A
FRET
mérések
során
meghatározott
flexibilitásnak
megfelelő
koncentrációfüggést tapasztaltunk az aktin protomerek által kötött ATP hidrolízise során bekövetkező foszfát (Pi) disszociációja alkalmával. Ez rámutatott az aktin filamentumok flexibilitása és a protomerek által kötött foszfát csoport leválása közötti összefüggésre. A FRET mérések alapján kimutattuk, hogy a formin fragmentumok funkcionális egységét adó FH2 dimer a filamentumnak legkevesebb 12 szomszédos protomerével kerül kölcsönhatásba. A formin hatótávolságát, vagyis azt a távolságot, amely azt mutatja, hogy a szöges végen elhelyezkedő mDia1-FH2 hatására hány protomer konformációja változik meg, nem tudtuk pontosan kimutatni [52]. A fenti kísérleti eredmények megfelelő kiindulási alapot nyújtottak az aktin filamentumok formin indukálta dinamikai és konformációs változásainak kutatására, mely során a formin hatás részletesebb, pontosabb jellemzését tűztük ki célul időbontásos fluoreszcencia lecsengés vizsgálatok alkalmazásával.
22
Célkitűzések
II. Célkitűzések Munkánk első részében az mDia1-FH2 fragmentum előállítását terveztük elvégezni, illetve az adaptált expressziós rendszert optimalizáltuk a helyi adottságokhoz. A munkánk második szakaszában a formin hatására bekövetkező dinamikai változásokat vizsgáltuk az aktin filamentumokon fluoreszcencia spektroszkópiai módszerekkel. A kísérletek során vizsgálni kívántuk, hogy mely tényezők befolyásolják a formin-aktin kölcsönhatás kialakulása után az aktin filamentumok konformációs változását, flexibilitását. •
Kísérleteinkben arra kerestük a választ, hogy milyen hatást gyakorol az mDia1-FH2
a
IAEDANS-jelölt
aktin
filamentumok
fluoreszcencia
életidejére. •
A fluoreszcencia lecsengés módszerét alkalmazva vizsgáltuk a filamentumok flexibilitásának formin koncentrációtól való függését.
•
A kísérletek során felmerült a kérdés, hogy függ-e a tapasztalt formineffektus a rendszerben jelen lévő aktin koncentrációjától is. Ezt megvizsgáltuk.
•
Továbbiakban arra kerestük a választ, hogy függ-e a formin-hatás a környezet ionerősségétől.
Anyagok és módszerek
III. Anyagok és módszerek III. 1. Fehérjék előállítása III. 1.1. Az aktin preparálása és izolálása Az aktin preparálás első lépésében házi nyúl (Oryctolagus cuniculus) vázizomból aceton-extrahált izomforgácsot készítettünk [53]. Ebből az aktin izolálása Spudich és Watt [54] módszere alapján történt. Az aceton extrahált izomforgács minden grammjához 20 ml kioldó puffert adtunk (4mM TRIS-HCl (pH 8,0), 0,1 mM CaCl2, 0,2 mM ATP, 0,005 % NaN3), majd lassú keverés mellett 4 oC-on inkubáljuk 35 percig. Ezután az aceton extrahált izomforgácsot négyrétegű gézen keresztül szűrtük, alaposan kinyomkodtuk, majd a forgácsot ugyanolyan mennyiségű kioldó pufferben hígítottuk és inkubáltuk a fenti körülmények között újabb 35 percig. Újból szűrtük négyrétegű gézen, majd meghatároztuk a felülúszó térfogatát. Két órán át szobahőmérsékleten, 50 mM KCl és 2 mM MgCl2 jelenlétében polimerizáltuk. Ezután a kisózás 0,6 M KCl jelenlétében, 4 oC-on, folytonos keverés mellett körülbelül 30 percig történt, amíg az oldat teljesen tisztává vált. Ezt követően centrifugáltuk az oldatot (Beckman UC, MLA80 rotor 80000 rpm, 4oC, 30 perc), majd a pelletet a megfelelő puffer hozzáadásával 2 órán át jégen duzzasztottuk. Rotációs homogenizátorral homogenizáltuk, majd a megfelelő puffer ellenében éjszakán át 4oC-on dializáltuk. A dializálás után tisztító centrifugálást végeztünk (Beckman UC, MLA-80 rotor 80000 rpm, 4oC, 30 perc) Az izolálás után az aktint puffer A-ban (4 mM TRIS-HCl (pH 7,3), 0,2 mM ATP, 0,1 mM CaCl2, 0,5 mM DTT) oldottuk fel. III. 1. 2. Az mDia1-FH2 fehérje fragmentum expressziója és tisztítása Az emlős (egér (Mus musculus)) mDia1-FH2 fragmentumot rekombináns GSTfúziós fehérje-expressziós rendszerben állítottuk elő, prokarióta sejtekben. A preparálás során első lépésben a kollaborációs partnerünktől (Prof. Alfred Wittinghoffer, Dr. Atsushi Shimada, Max Planck Institute Für Molekulare Physiologie, Dortmund, Németország) származó, az mDia fragmentumot kódoló génszakaszt tartalmazó pGEX4-T3 típusú plazmidot Escherichia coli TOP10 sejtvonalba transzformáltuk,
Irodalomjegyzék
felszaporítottuk és miniprep kittel (V-Gene) nyertük ki. A baktériumokat LB Broth tápoldatban és táptalajon növesztettük (LB Broth: 10 g/l NaCl, 10 g/l tryptone, 5 g/l élesztőkivonat (20 g/l agar, a táptalaj esetében)). A plazmidot E. coli BL21 (DE3)pLysS (Stratagene) kompetens sejtekbe transzformáltuk. (A sejtvonal jellemzői: E. coli B Fdcm ompT hsdS(rB- mB-) gal λ(DE3) [pLysS Camr]) A transzformáció során a plazmidot elegyítettük a kompetens sejtekkel, majd 30 percig jégen inkubáltuk. Ezt követően 42 oC-on 45 másodpercig hősokkot alkalmaztunk a sejteken, majd 2 perc jégen történő inkubálás után LB tápoldat hozzáadását követően a szuszpenziót 2 órán át 120 rpm-en rázatva 37 oC-on inkubáltuk. Ampicillin tartalmú (100 μg/ml) táptalajra szélesztve csak az integrálódott plazmiddal rendelkező, a rezisztencia markert tartalmazó sejtek nőttek ki. A rekombináns fehérje preparálás során a megfelelő mennyiségű sejt előállításához 5 x 1 liter, 100 g/ml ampicillin tartalmú LB tápoldatot oltottunk be 20 ml, egy éjszakán át 37 oC-on növesztett előkultúrával. A sejtszuszpenzió OD600=0,75 értékénél IPTG (Izopropyl-1-thio-β-D-galactopyranoside) (Sigma) oldat (300mM) hozzáadásával indukáltuk a vektoron található T7 polimerázt. Ezt követően az expressziót 120 rpm-en rázatva, egy éjszakán át, 20oC-on folytattuk. Az indukció hatékonyságát SDS-PAGE-sel ellenőriztük. Másnap centrifugálással összegyűjtöttük a sejteket (Janetzki K26, 4000 rpm, 4ºC, 20 perc), meghatároztuk a nedves sejttömeget és az izolátumot felhasználásig – 20oC-on tároltuk. A fehérjepreparálás során felolvasztottuk a sejteket, majd puffer (50 mM TRIS HCl (pH 7,6), 5 mM DTE, 50 mM NaCl, 5 mM EDTA, 10 % glicerin), a nedves sejttömeggel arányos mennyiségű proteáz inhibitor koktél (Sigma) és 1 mM PMSF (fenil-metil-szulfonil-fluorid) hozzáadását követően a sejtszuszpenziót mechanikusan, majd szonikátorral feltártuk (5x1 percig, 1 perc szünettel, jégen inkubálva). Preparatív ultracentrifugálás után (Sorvall, 4 ºC, 30000 rpm, 1 óra) a DNáz-I enzim hozzáadását követően a feltárt sejtszuszpenzióból az mDia fehérjét affinitás kromatográfiás módszerrel vontuk ki (Pharmacia FPLC), melynek során a GSH-agaróz oszlopról (Amersham) az mDia fehérjét trombinos hasítást követően eluáltuk. A nemkívánatos egyéb fehérjék eltávolításához gélfiltrációs elválasztást alkalmaztunk (Sephacryl S300). Az mDia fehérjéket tartalmazó eluátumot Amicon ULTRA 10 MWCO (Millipore) centrifugacsövekben koncentráltuk (4000 rpm, 4 ºC, 5 óra). Folyékony nitrogénben 25
Irodalomjegyzék
lefagyasztottuk és felhasználásig –80 oC-on tároltuk. A tárolópuffer 50 mM TRIS-HCl-t (pH 7,3), 50 mM NaCl-t, 5 mM DTT-t és 5 % glicerint tartalmazott. A fehérjetisztítási folyamat hatékonyságát SDS-poliakrilamid gélelektroforézissel ellenőriztük. A munkához
12,5
%-os
gélt
használtunk,
a
géleket
„Coomassie-blue”-val
kontrasztosítottuk, majd Syngene Bio-Imaging System gél dokumentációs rendszerrel fotóztuk. A formin fragmentum aktivitását pirén jelölt aktin felhasználásával aktin polimerizációs teszttel ellenőriztük. III. 2. Ioncsere, polimerizálás Az izolálást követően az aktin Ca2+-ot kötő monomer formában van. A kötött Ca2+-nak Mg2+-ra történő kicserélődéséhez 200 μM EGTA-t és 50 μM MgCl2-ot adtunk az aktin monomereket tartalmazó oldathoz, amelyet szobahőmérsékleten 5-10 percig inkubáltunk. Ezalatt lezajlott a kationok kicserélődése [55]. A kationcsere után a Gaktin polimerizációját 10 mM KCl és 0,5 mM MgCl2 (az ettől való eltérést jelezzük) hozzáadásával indítottuk el. Formint tartalmazó minta esetében a formint mindig a polimerizációt megelőzően adtuk a mintához. A formin tárolópufferének (50 mM TRIS-HCl (pH 7,3) 50 mM NaCl) befolyásoló hatását kizárandó a tárolópuffer térfogatát mind a formint tartalmazó, mind a formin mentes minták esetében 5 %-on tartottuk. III.3. Az aktin fluoreszcens jelölése III.3.1. Az aktin pirénnel való jelölése 2 mg/ml koncentrációjú G-aktin oldatot 100 mM KCl-dal és 2 mM MgCl2-dal szobahőmérsékleten
polimerizáltuk.
N-(1-pirén)jodacetamidot
DMF-ben
(dimethylformamid) oldottuk fel úgy, hogy az oldat koncentrációja 5 mg/ml legyen. Az F-aktinhoz (1 mg/ml) 1,1 tömegszázalékban (mpirén / maktin) hozzáadtuk a jelölőt, majd 18 órán át inkubáltuk szobahőmérsékleten. Az inkubációs idő után a mintát 400000 g-n (Beckman UC, MLA-80 rotor), 4 oC-on 50 percig centrifugáltuk. A centrifugálás után
26
Irodalomjegyzék
az üledéket duzzasztottuk, mechanikusan homogenizáltuk, majd egy éjszakán át 4 oC-on puffer-A ellenében dializáltuk. III.3.2. Az aktin IAEDANS-sal való jelölése 2 mg/ml koncentrációjú G-aktin oldatot 100 mM KCl-dal és 2 mM MgCl2-dal szobahőmérsékleten polimerizáltuk. Az IAEDANS jelölőt DMF-ben oldottuk fel, majd DTT-mentes puffer A-val ~50-szeresére hígítottuk. Ezt az oldatot adtuk az előálított Faktin oldathoz 10-szeres moláris túlsúlyban úgy, hogy a DMF térfogata nem haladta meg az össztérfogat 0,6 %-át. A jelölést szobahőmérsékleten végeztük 1 órán keresztül, majd a reakciót 2 mM MEA (mercaptoethanol) hozzáadásával állítottuk le. Ezt követően a mintát 400000 g-n (Beckman UC, MLA-80 rotor), 4 oC-on 50 percig centrifugáltuk. A centrifugálás után az üledéket duzzasztottuk, majd homogenizáltuk és egy éjszakán át 4 oC-on puffer-A-ban dializáltuk. Az IAEDANS-sal jelölt G-aktint az esetleges szennyeződések kiküszöbölésére a kísérlet előtt tisztító centrifugálásnak vetettük alá, (400000 g, Beckman UC, MLA-80 rotor, 4 oC, 30 perc). A így elkészített preparátumot a felhasználásig fénytől védve, jégen tároltuk. III. 4. A fehérje-koncentrációk és a jelölési arányok meghatározása A formin és a jelölt, illetve jelöletlen aktin koncentrációját Shimadzu UV-2100 típusú fluoriméterrel határoztuk meg. Az egyes fehérjék abszorpciós spektrumainak felvételekor referenciaként puffert használtunk. A koncentráció meghatározás során alkalmazott extinkciós koefficiensek és korrekciós faktorok a különböző fehérjék esetében a következők voltak: •
G-aktin: ε290 nm=0,63 ml mg-1cm-1 [56],
•
pirén-aktin: ε344nm=22000 M-1cm-1 (korrekciós faktor: A290nm=0,127xA344 nm) [57],
•
IAEDANS-aktin: ε336nm=6100 M-1cm-1 (korrekciós faktor: A290nm=0,21xA336 nm) [58]
•
mDia1-FH2: ε280 nm=20580 M-1cm-1 [http://us.expasy.org/tools/] 27
Irodalomjegyzék
A jelölési arányt a fehérje és a fluoreszcens jelölő moláris koncentrációjának hányadosaként adtuk meg. A jelölési arányok az IAEDANS-jelölés során 0,9–1,0 tartományba estek, pirén esetében 0,8-0,9 között voltak. Az mDia1-FH2 koncentrációját a 280 nm-en mért abszorbció értékei alapján 6 M-os Guanidin-HCl oldatban határoztuk meg. III. 5. A fluoreszcencia élettartam mérése A fluoreszcencia élettartam és anizotrópia lecsengés méréseket ISS K2 típusú multifrekvenciás fázis-fluoriméterrel végeztük (ISS Fluorescence Instrumentation, Champaign, Illinois, USA). Gerjesztési fényforrásként 300 W-os xenon izzót használtunk, melynek intenzitását dupla kristályos Pockel-cella alkalmazásával moduláltuk. A modulációs frekvenciát élettartam kísérletek esetében 5-80 MHz között, míg anizotrópia lecsengés mérése esetében 2 és 100 MHz között változtattuk, 10 mérési pontban, amelyeket logaritmikus skálán egyenletesen osztottunk el. A mintatartó hőmérsékletét HAKE F3 vízfürdő segítségével szabályoztuk, a méréseket 22 oC-on végeztük. A gerjesztési hullámhossz 350 nm volt, míg az emissziót nagy felüleresztő képességű szűrőn (385FG0325) keresztül vizsgáltuk. Szinuszosan modulált gerjesztési fényt alkalmaztunk, melynek következtében az emittált fluoreszcencia-intenzitás is modulálttá vált. Az emisszió bizonyos fáziskéséssel követi a gerjesztést és időben exponenciálisan csökken. Ez azt is eredményezi, hogy az emisszió relatíve kisebb amplitúdóval rendelkezik, mint a gerjesztés. Így a 7. ábrán látható emissziós B/A érték kisebb, mint a gerjesztő fényre jellemző b/a érték.
28
Irodalomjegyzék
7. ábra: A modulált gerjesztés és a hozzátartozó modulált emisszió alakulása [59].
Ennek a szinuszosan modulált fluoreszcens emissziós jelnek a fáziskésését és demodulációját mértük ismert élettartamú standard referencia segítségével. Esetünkben ez glikogén oldat volt (látszólagos élettartama: 0 ns), amelyet minden mérés előtt frissen készítettünk. A méréshez kereszt-korrelációs módszert alkalmaztunk. A nyert adatokból a minta fluoreszcens paramétereit „ISS187 Decay Analysis Software” alkalmazásával illesztéssel határoztuk meg. A fluoreszcencia intenzitás, vagy az anizotrópia időbeli változását (időfüggését) jellemző paraméterek meghatározásakor a mérés során kapott adatok illesztésének többféle módja van. A megfelelő módszer kiválasztásának alapjául a jósági paraméter (redukált-χ2) szolgál. Tehát az illesztés jóságát a redukált-χ2 értékek alapján határoztuk meg, amely a következő összefüggés alapján számolható:
2
⎛ Pc − Pm ⎞ ⎛ M c − M m ⎞ ⎜ ⎟ +⎜ ⎟ σP ⎠ ⎝ σM ⎝ ⎠ 2 χ =Σ 2n − f − 1
2
(1)
A képletben az „n” a modulációs frekvenciák száma, amelyeken a mérések történtek, „f” a szabad paraméterek száma, „P” a fáziseltolódás, „M” a demoduláció 29
Irodalomjegyzék
értéke. Az indexekben szereplő „c” és „m” rendre a számolt és mért értékeket jelöli. „σP” a fázis szög hibája (±0,200 ο), míg „σM” a moduláció mérés hibája (±0,004). A jósági paraméterrel a különböző függvények feltételezésével kapott illesztéseket hasonlíthatjuk össze. Minél kisebb a χ2 értéke adott függvénnyel való illesztés során, annál pontosabban kapjuk meg a fizikailag a valóságnak legjobban megfelelő fluorofór élettartamot. A fluoreszcens életidő mérések során egy-, két-, illetve három-exponenciális lecsengés modellt, valamint egykomponensű Gauss-eloszlást használtunk. A kétszeres exponenciális élettartam vizsgálat során az átlagos fluoreszcencia élettartamot a
τ átl =
τ iα i αi
(2)
egyenlet alapján számítottuk, ahol τátl az átlagos fluoreszcens életidő, αi és τi az egyes amplitúdók és élettartamok. III.6. A fluoreszcencia anizotrópia lecsengés mérése Ha az aktin filamentumhoz mesterségesen kötött jelölő molekulát lineárisan polarizált fénynyalábbal gerjesztjük, akkor – fotoszelekcióval - a fluorofórok rendszertelen orientációjú populációjából kiválasztható egy meghatározott orientációjú gerjesztett alpopuláció. A gerjesztéshez hasonlóan az adott alpopuláció által emittált fény az emissziós átmeneti momentumnak megfelelő térerősség-vektor iránnyal jellemezhető módon szintén lineárisan polarizált lesz. Ha az emittált fény mégsem olyan mértékben poláros, mint a gerjesztő fény, akkor az azt jelenti, hogy a molekula a gerjesztésnek megfelelő orientációhoz képest a gerjesztett állapot élettartama alatt elfordult. A fluoreszcencia anizotrópia lecsengés mérése során adatokként kapjuk a rotációs korrelációs időket, amelyek a rendszer forgását jellemző paraméterek, valamint 30
Irodalomjegyzék
az ezekhez rendelhető amplitúdó értékeket. Az ezekből az adatokból származtatott eredményekből további értékes információt kaphatunk a fluorofór környezetéről, annak dinamikai állapotáról. Az anizotrópia lecsengés adatainak elemzése során a fluoreszcencia élettartam vizsgálatokhoz hasonlóan ugyancsak a legkisebb χ2 érték elérése a cél, ebben az esetben azonban nem a különböző függvények közül kell választanunk, hanem az exponenciális komponensek számát kell meghatározni. A kiértékelés tehát abban az esetben fogadható el a számunkra, ha a jósági paraméter értéke megfelelő, tipikusan 1-hez közeli érték, valamint a komponensek számának további növelésével benne jelentős javulás nem tapasztalható. Az időfüggő anizotrópia r(t) értéke két exponenciális tag összegeként adható meg [60]:
r (t ) = r1e − t / φ1 + r2e − t / φ 2
(3)
ahol r1 és r2 a 0 időpontban mért anizotrópia értéke, φ1 és φ2 a fluorofór illetve az aktin molekula rotációs diffúzióját jellemző korrelációs idő. A határanizotrópia 0 időpontban számított értéke az alábbi összefüggéssel adható meg az egyes amplitúdók értékeiből:
R0 = r1 + r2
(4)
Ha feltételezzük, hogy a fluorofór egy forgáskúpon belül mozoghat, akkor a forgáskúp félnyílásszöge (Θ) és az r1 és r2 amplitúdók viszonya az
r1 cos 2 Θ(1 + cos Θ) 2 = r1 + r2 4
(5) 31
Irodalomjegyzék
egyenlettel jellemezhető, ahol r1 a rövidebb, r2 a hosszabb rotációs korrelációs időhöz tartozó amplitúdó [61]. Az ilyen módon meghatározott félszög érték kapcsolatban van a fluorofór környezetében levő fehérjemátrix flexibilitásával, tehát alkalmas paraméter a fehérjének a fluorofór környezetét jellemző dinamikai sajátságainak a jellemzésére.
32
Eredmények és következtetések
IV. Eredmények és következtetések Az mDia1 központi FH2 doménjével végzett vizsgálatok során számos új adattal egészítettük ki a forminoknak az aktin filamentumok kinetikai és dinamikai sajátságaira gyakorolt hatásáról már meglévő ismereteket. A kollaborációs partnerünkkel való együttműködés keretében sikerült az mDia fehérjék legkisebb, aktin polimerizációt gyorsító központi FH2 doménjét rekombináns fehérjeként Escherichia coliban expresszálni. Ez a fragmentum az FH2 domén mellett még egy 72 aminosavból álló „linker” régiót is tartalmazott, amely az FH2 domént az FH1-gyel köti össze. A további vizsgálatok
ezzel
az
mDia1-FH2+„linker”
(a
továbbiakban
mDia1-FH2)
fragmentummal történtek. IV.1. Az mDia1-FH2 fragmentum előállítása rekombináns fehérjeexpresszióval: az eredeti módszer módosításai Kollaborációs partnerünk az együttműködés keretében rendelkezésünkre bocsátotta az mDia1-FH2 fehérje központi doménjét és az FH1 és FH2 doméneket összekötő „linker” szakaszt kodoló DNS-t tartalmazó p-GEX-4-T3 plazmidokat. A beillesztett inszert 412 aminosavat tartalmazott, amelynek szevenciáját a 8. ábra mutatja be.
1 61 121 181 241 301 361
1 | PKKVYKPEVQ KKDQEGGEEK SMIQNLIKQM QVENIKPEIV DTKSADQKMT VERDVQNFPA LSVEEFFMDL
11 | LRRPNWSKFV KSVQKKKVKE PEPEQLKMLS SVTAACEELR LLHFLAELCE ATDEKDKFVE HNFRNMFLQA
21 | AEDLSQDCFW LKVLDSKTAQ ELKEEYDDLA KSENFSSLLE NDHPEVLKFP KMTSFVKDAQ VKENQKRRET
31 | TKVKEDRFEN NLSIFLGSFR ESEQFGVVMG LTLLVGNYMN DELAHVEKAS EQYNKLRMMH EEKMRRAKLA
41 | NELFAKLTLA MPYQEIKNVI TVPRLRPRLN AGSRNAGAFG RVSAENLQKS SNMETLYKEL KEKAEKERLE
51 | FSAQTKTSKA LEVNEAVLTE AILFKLQFSE FNISFLCKLR LDQMKKQIAD GDYFVFDPKK KQ
60 120 180 240 300 360
8. ábra: A vizsgált mDia1-FH2 fragmentum aminosav sorrendje. A vastagított szakasz az FH1-et az FH2vel összekötő „linker” régiót jelöli. [http://us.expasy.org/tools/]
Irodalomjegyzék
A rekombináns fehérjeexpresszió technikai részét a dortmundi Max Plack Intézetben (Max Planck Institute für Molekulare Physiologie, Dortmund, Németország) Prof. Alfred Wittinghoffer munkacsoportjánál Dr. Atsushi Shimada segítségével sajátítottuk el, majd a módszert a helyi sajátságokhoz adaptáltuk és optimalizáltuk. A módszerben történt változtatásokat az alábbiakban foglaljuk össze. Változtattunk a tápoldat mennyiségén: laboratóriumunkban az inkubátorok és a fehérje termelés indukcióját követő centrifugálási lépés maximális kapacitása miatt az Escherichia coli sejteket az eredeti protokoll szerint előírt 10 l LB tápoldat helyett 5 lben tenyésztettük. Az IPTG-vel történő indukció előtt és után mintát vettünk a szuszpenzióból,
amelyet
SDS-PAGE-sel
ellenőriztünk,
így
ellenőrizve,
hogy
megtörtént-e a fehérje expressziója (9. ábra, 2. és 3. oszlop). Sejtfeltárás során a sejteket mikrofluidizer helyett rotációs homogenizátorral kezeltük 5x1 percig, majd szonikáltuk (Cole and Parmer Ultrasonic Homogenizer 4710 Series. Beállítások: output control: 60, TUNE for minimum: 40), folyamatosan jégen tartva a szuszpenziót, 8x1 percig, egy perces szünetekkel. Ennek a két módszernek a kombinálásával értük el a leghatékonyabb sejtfeltárást. A fehérje eluálása során a frakciók összegyűjtésére szintén a helyi adottságokhoz adaptált módszert alkalmaztunk. Az egy éjszakán át tartó thrombinos emésztést követően (III.1.2. fejezet) a fehérje eluálása folyamatos ellenőrzés mellett történt, így sikerült az eluált fehérje mennyiségét 1-2 frakcióba összegyűjteni, ellentétben az eredeti eljárással, ahol 10 különböző frakciót hoztak létre. Ennek következtében koncentráltabb mintát kaptunk, illetve a kromatogram alapján meghatározható volt, hogy a kívánt fehérjefrakció a frakciószedő készülék mely csöveiben található. A számunkra fontos fehérjét tartalmazó csövek ismerete elhanyagolhatóvá tette a Ponceau S reagenssel történő összfehérje meghatározás elvégzését, amellyel a formin fragmentum folyékony nitrogénben történő fagyasztásáig a preparálás idejét lerövidíthettük.
34
Irodalomjegyzék
A fehérje eluálását követően a tisztító, méretkizárásos kromatografálás során eredetileg használt Superdex-75 oszloptöltet helyett Sephacryl S-300-as töltetet használtunk, mert az eltérő kromatográfiás rendszer miatt a használni próbált Superdex75-ös oszlop, feltehetően a perisztaltikus pumpa kisebb kapacitása miatt folyamatosan eldugult. Ez azonban a fehérje tisztaságát az SDS-PAGE-sel történt ellenőrzések során nem
befolyásolta.
A
tisztító
oszlopkromatografálás
megfelelő
frakciójának
poliakrilamid gélen történt elválasztása során egy frakciót kaptunk, amely az expresszált fehérjét tartalmazta (9.ábra, 5. oszlop).
9. ábra: Az mDia1-FH2 preparálása során nyomon követett fehérje. 1. oszlop: a molekulasúly marker, 2. oszlop: a sejtszuszpenzió indukció előtti állapota, 3. oszlop: a sejtszuszpenzió indukciót követő állapota látható az expresszált fehérjével, amely még tartalmazza a GST-tagot, 4. oszlop: az affinitáskromatográfiás elválasztás utáni állapot, 5. oszlop: a Sephacryl S-300-as méretkizárásos kromatografálás utáni formin frakció.
A formin koncentrációjának meghatározását fotometriás módszerrel végeztük. A fragmentumok
funkcionális
ellenőrzésére
pirén-aktin
polimerizációs
tesztet
alkalmaztunk. Ennek során ismert koncentrációjú (3,5 μM) Mg2+-G-aktinhoz, amelynek 5%-a pirén jelölt volt, adtunk ismert koncentrációjú (50 nM) formint, majd mértük a pirén fluoreszcencia emissziójának időfüggését. A polimerizációs tesztek során meghatároztuk a félintenzitás értékekhez illesztett egyenesek meredekségeit mDia1FH2 nélkül (B1) és annak jelenlétében (B2). Ezután a natúr aktin félintenzitás értékéhez illesztett egyenes meredekségével képzett hányadossal számszerűsíteni lehetett az aktin 35
Irodalomjegyzék
polimerizáció sebességét. A példaként a 10. ábrán bemutatott polimerizációs teszt alapján számolt aktin polimerizációt gyorsító hatás 13,76-szorosára növelte az aktin
Normált pirén fluoreszcencia intenzitás (önkényesen választott egységekben)
polimerizációs sebességét.
1,2 1,0 0,8 0,6 0,4
aktin B1=7,74*10
-4
aktin+mDia1-FH2 B2=0,01065
0,2 0,0 0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
Idõ (sec)
10. ábra: Az aktin polimerizációs tesztje mDia1-FH2 jelenlétében. A polimerizációhoz 3,5 mM natúr aktint (5 %-a pirén jelölt) valamint 50 nM mDia1-FH2-t használtunk. (Gerjesztési hullámhossz: 350 nm, emisszós hullámhossz: 407 nm, rés: 5 nm) B1 és B2 értékek: a félintenzitás értékre illesztett egyenes meredeksége.
A polimerizációk során ügyeltünk arra, hogy a formin tárolópufferének hatását kiküszöböljük, ezért azt mind a forminos, mind a formin mentes mintákban állandó értéken (5 %) tartottuk. A fentiekben taglalt szükséges és elégséges változtatásokat elvégezve a helyi laborkörülményekhez igazodva a fehérje expressziójának és izolálásának egyszerűbb, gyorsabb és hatékonyabb módszerét dolgoztuk ki.
36
Eredmények és következtetések
IV.2. Az mDia1-FH2 aktin filamentumra gyakorolt hatásának vizsgálata időbontásos fluoreszcencia mérésekkel IV.2.1. Az mDia1-FH2 hatása az IAEDANS-szel jelölt aktin fluoreszcencia élettartamára Az időbontásos méréseket széles körben alkalmazzák a fluoreszcencia spektroszkópiában és különösen jól használhatók a biológiai makromolekulák tanulmányozásában. Ennek az az oka, hogy az időbontásos spektroszkópiai vizsgálatok több információt adnak, mint amit a „steady-state” mérések esetében kaphatunk. Kétféle időbontásos fluoreszcencia mérési módszer terjedt el és használják széles körben. Az egyik az idő domén, vagy pulzáló fluorimetria, ahol a mintát pulzáló fénnyel gerjesztik. A gerjesztési fényimpulzus szélessége a lehető legrövidebb, de mindenképpen jóval rövidebb, mint a minta fluoreszcencia élettartama. Az időfüggő intenzitást a gerjesztés után mérik, a lecsengési időt pedig ebből származtatják. A másik módszer a frekvencia-domén lecsengési idejének a mérése, vagy másnéven a fázis-modulációs módszer. Ennél a mérési módnál a gerjesztő fény szinuszosan modulált intenzitású. Az ilyen fénnyel gerjesztett minta emissziója is hasonlóan modulált frekvenciával válaszol. A fluorofór emissziója a gerjesztéshez képest időben késleltetve jelentkezik, ez tükrözi a mintához tartozó fluoreszcencia életidőt. Ez a késés fázis eltolódásként mérhető (φ), amely felhasználható a lecsengési idő számításához (3. egyenlet). A fehérjékhez kötött fluoreszcens jelölők alkalmazásával lehetőség nyílik a fehérjék konformációs változásainak nyomon követésére. Kísérleteinkben az aktin Cys374 aminosavjához kötött IAEDANS fluoreszcens jelölő (11. ábra) fluoreszcencia élettartamát vizsgáltuk, amely információval szolgált az aktin filamentum szerkezetében bekövetkező mDia1-FH2 okozta változásokat illetően.
Irodalomjegyzék
11. ábra: Az aktin filamentum szerkezeti modellje, a pontok az IAEDANS-szel jelölt Cys374 aminosavakat jelölik.
A mérések során 20 μM aktint polimerizáltunk különböző koncentrációjú mDia1-FH2 jelenlétében (0-5 μM), 0,5 mM MgCl2 és 10 mM KCl mellett. A mérés során a moduláció és fázis értékeket 5 MHz és 80 MHz közötti tartományban vettük fel. A mért fluoreszcencia élettartam komponenseket (τ1 és τ2), valamint a hozzájuk tartozó amplitúdókat (α1 és α2) és a belőlük származtatott fluoreszcencia élettartam értékeket a 2. táblázat tartalmazza.
38
Irodalomjegyzék
[mDia1-FH2] (μM)
τ1 (ns)
τ2 (ns)
α1
α2
τátl (ns)
C (ns)
0
19,61
3,28
0,99
0,02
19,56
20,02
0,12
19,53
4,33
0,98
0,02
19,45
19,80
0,24
20,14
7,81
0,89
0,11
19,58
19,20
0,48
19,42
7,26
0,91
0,09
18,71
18,61
1,41
19,04
6,94
0,93
0,07
18,72
18,62
1,88
19,38
7,42
0,92
0,08
18,97
18,70
2,82
19,09
6,74
0,93
0,07
18,79
18,71
3
18,67
5,59
0,96
0,04
18,50
18,61
4,02
19,03
5,98
0,95
0,06
18,79
18,86
2. táblázat: Az IAEDANS jelölő fluoreszcencia élettartamának az mDia1-FH2 koncentrációjától való függése az aktin filamentumban. τ1 és τ2 a fluoreszcencia élettartam komponenseket, α1 és α2 (ahol α1 + α2 = 1) az előbbiekhez tartozó amplitúdókat jelöli a két exponenciális feltételezésével történt analízis esetében. τátl az átlagos fluoreszcencia élettartam, amelyet a 2. egyenlet alapján számítottunk ki. C a Gauss-eloszlás alapján számított fluoreszcencia élettartamokat mutatja.
A fluoreszcencia élettartam meghatározásánál a mérések során kapott adatok illesztéséhez egy-, két- és három exponenciális lecsengés modelleket használtunk. A legmegfelelőbb módszert az 1. egyenlet szerint meghatározott jósági paraméter értéke (redukált-χ2) alapján választottuk ki. Ez alapján a két exponenciális komponenst feltételező analízis (12. ábra) pontosabb illesztést adott (χ2=1−3), mint amit az egy exponenciális komponenssel végzett illesztés során tapasztaltunk (χ2=6−12). Ηárom exponenciális komponens összegét alkalmazva nem kaptunk pontosabb eredményt, mint a két exponenciális illesztésnél, amely azt mutatta, hogy a két exponenciális komponenst feltételező lecsengés modell alkalmas a fizikailag valóságos élettartam leírására.
39
5
0,00
0
-0,05
-5
1,50
100
1,25
80
1,00
60
0,75
40
0,50
20
0,25
10 frekvencia (MHz)
moduláció (%)
fázis (fok)
0,05
Rmod. (%)
Rf. (fok)
Irodalomjegyzék
0 100
12. ábra.: A fluoreszcencia életidő kísérletekből származó frekvencia függő fázis (●) és moduláció (+) adatok 20 μM aktin esetében, formin nélkül. A folytonos vonal a kétszeres exponenciális illesztés eredményét mutatja. A felső panel a mért, valamint a nemlineáris legkisebb négyzet analízis módszerével számított értékek közötti különbséget mutatja.
A mérések során kapott adatokat megvizsgáltuk egykomponensű Gauss élettartam-eloszlást feltételezve is, amely szintén megfelelő eszköznek bizonyult a fluoreszcencia élettartam vizsgálatokhoz [46, 62-64]. A kétszeres exponenciális illesztés során a továbbiakban a 2. egyenlet alapján számított átlagos fluoreszcencia élettartamot (τátl) és a Gauss-analízisből származó fluoreszcencia élettartam középértékeit használtuk fel a fluoreszcencia élettartam eredmények interpretálásához (13. ábra).
40
fluoreszcencia élettartam (ns)
Irodalomjegyzék
20,5 20,0 19,5 19,0 18,5 18,0
0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
13. ábra. A fluoreszcencia élettartam függése az mDia1-FH2 koncentrációjától 20 μM aktin jelenlétében. A átlagos élettartamokat kétszeres exponenciális illesztéssel (●) és Gauss-analízissel (○) tüntettük fel. A kísérleteket 0,5 mM MgCl2 és10 mM KCl jelenlétében végeztük. Az eredmények három független kísérletből származnak.
Az eredmények -mindkét analitikai módszerrel kiértékelve- egybevágóan azt mutatták, hogy az IAEDANS jelölő fluoreszcencia élettartama mDia1-FH2 jelenlétében 20 ns-ról ~18,5 ns-ra csökkent. A fluoreszcencia élettartam csökkenése 500 nM mDia1FH2 koncentrációig a formin koncentrációjától függőnek bizonyult, e fölött a koncentráció fölött azonban attól független volt (13. ábra). A formin hatására történt fluoreszcencia élettartamban bekövetkező változás szerint tehát az mDia1-FH2 megváltoztatta az aktin filamentum Cys374-jének a mikrokörnyezetét. Megvizsgáltuk továbbá, hogy hogyan befolyásolja az aktin filamentum konformációját az, ha a formint nem közvetlenül a polimerizáció előtt, hanem a filamentumok kialakulását követően adtuk hozzá (az adatok nincsenek feltűntetve). A polimerizációt követően hozzáadott formin ugyancsak megváltoztatta a fluoreszcencia élettartamokat. Ez az eredmény megerősíti azt az elképzelésünket, miszerint a formin 41
Irodalomjegyzék
képes hozzákapcsolódni a kialakult filamentumokhoz is, így befolyásolhatja a korábban létrejött filamentumok dinamikai tulajdonságait. IV.2.2. Az mDia1-FH2 aktin filamentumok dinamikai tulajdonságaira gyakorolt hatása A Cys374 környezetében lévő fehérjemátrix konformációjában létrejövő különbségek felvetették annak lehetőségét, hogy formin hatására az aktin filamentum nagyobb szegmensében is bekövetkezhetnek változások. Ezt megerősítette az is, hogy korábbi munkánk során nagyobb léptékű formin indukálta konformációs változások létrejöttét tapasztaltuk az aktin filamentumokban [52]. Ezek az eredmények előrevetítették a forminoknak a filamentum nagyobb szegmensét befolyásoló hatását. A további vizsgálataink erre irányultak. Az aktin filamentum számos mozgási formával jellemezhető. Az ezekhez a különböző
mozgási
módokhoz
hozzárendelhető
korrelációs
idők
széles
időtartományban mozognak. Az egyes intramolekuláris mozgásoknak a leírása különféle érzékeny módszerekkel végezhető. A filamentumok hajló mozgásának jellemző korrelációs ideje ~10 ns [65]. Ennek a leírására alkalmas vizsgálati módszer a szaturációs transzfer elektron paramágneses rezonancia, amelynek érzékenysége a néhány száz mikroszekundumos időskálán mérhető [44, 66]. Tranziens abszorpciós anizotrópia kísérletek alapján a filamentumok flexibilitása nagyobb mértékben változott a
filamentumra
ugyancsak
jellemző
csavarodó
mozgás
okozta
változások
következtében, mint a korábban jellemzett hajló mozgás miatt [67]. A csavarodó mozgási formára jellemző korrelációs idő a mikroszekundumos tartományba esik. Az anizotrópia lecsengéses vizsgálataink során meghatározott korrelációs idők nem az egész filamentum rotációját jellemzik [68, 69], ezért szükséges meghatározni a fehérjének azt a szakaszát, amelyet a mért paraméterek jellemeznek. Korábbi magyarázatok alapján [70-72], a fluoreszcencia anizotrópia lecsengés kísérletekben mérhető néhány száz nanoszekundumos korrelációs idők a filamentumban bekövetkező korlátozott szegmentális mozgásoknak feleltethetők meg. Ezzel a korrelációs idővel jellemezhető szegmens lehet egy aktin protomer, vagy néhány szomszédos protomer együttese, amelyekre korlátozott és összehangolt mozgás jellemző. 42
Irodalomjegyzék
A filamentumokban lejátszódó, formin indukálta konformációs változások kimutatása céljából az IAEDANS-szel jelölt aktin filamentum jelölőinek fluoreszcencia anizotrópia lecsengését vizsgáltuk meg. Ezzel a vizsgálattal információt kaphattunk a filamentumban elhelyezkedő protomerek mozgásáról. A méréseket 2 és 100 MHz közötti tartományban végeztük. Az így nyert frekvenciafüggő fázis és moduláció értékeket kétszeres exponenciális illesztéssel vizsgáltuk (4. egyenlet). A vizsgálat során két rotációs korrelációs időt határoztunk meg. A rövidebb korrelációs időhöz (φ2) a jelölőnek a fehérjéhez viszonyított mozgását rendeltük hozzá, míg a hosszabb (φ1) a fehérje-mátrix –fentiekben tárgyaltmozgására jellemző paraméter. A φ2-höz tartozó értékek a 2-4 ns-os tartományba estek és a méréseink alapján kicsi formin koncentrációfüggést mutattak (14. ábra).
Rövidebb rotációs korrelációs idő (ns)
7 6 5 4 3 2 1 0
0
1 2 3 4 [mDia1-FH2] (μM)
5
14. ábra: A rövidebb rotációs korrelációs idők (φ2) függése az mDia1-FH2 koncentrációjától 20 μM aktin esetében. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A hosszabb rotációs korrelációs idő az irodalmi adatokhoz hasonlóan a formin hozzáadása nélküli mérések esetében ~700 ns volt [47, 70]. 500 nM mDia1-FH2 jelenlétében ez az érték ~100 ns-ra csökkent, 500 nM felett a formin koncentrációjától független maradt (15. ábra).
43
Irodalomjegyzék
hosszabb rotációs korrelációs idő (ns)
800 600 400 200 0
0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
15. ábra: A hosszabb rotációs korrelációs idők (φ1) függése az mDia1-FH2 koncentrációjától 20 μM aktin esetében. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
Korábban már megállapították, hogy a hosszabb rotációs korrelációs idő fordított arányban áll az aktin filamentumok flexibilitásával [44, 68, 70-72]. Ezek alapján elmondható, hogy formin hatására a rotációs korrelációs időben bekövetkező csökkenés szabadabb szegmentális mozgást jelent, amelyet a szomszédos protomereket összetartó fizikai-kémiai kötések lazulása, gyengülése okozhat. A szomszédos protomerek között levő kapcsolat tehát lazábbá válik, amelynek következtében a filamentum flexibilitása megnövekszik. Korábbi eredményeinkből tudjuk, hogy alacsonyabb aktin koncentráció esetében (5 μM) az mDia1-FH2 (>500 nM) az aktin filamentum oldalához kapcsolódva stabilizálhatja annak szerkezetét [52], ehhez azonban 1-hez közeli formin:aktin arány szükséges, amelyet a magas aktin koncentráció (20 μM) miatt a kísérleti összeállítás nem tehetett lehetővé. A rotációs korrelációs idők amplitúdói (r1 és r2) ugyancsak formin koncentráció függőnek bizonyultak, amely azt jelezte, hogy az anizotrópia lecsengés két rotációs
44
Irodalomjegyzék
módjának relatív eloszlása is megváltozott a formin kötődésének következtében (16. ábra).
amplitúdók
0,3
0,2
0,1
0,0
0
1 2 3 4 [mDia1-FH2] (μM)
5
16. ábra: A rövidebb (○) és hosszabb (●) rotációs korrelációs idők amplitúdóinak formin függését mutatja. A méréseket 20μM aktinnal végeztük. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A mDia1-FH2 jelenlétében a 0 időpontban számított határ anizotrópia (R0) (4. egyenlet) alacsonyabb volt formin jelenlétében, mint annak hiányában. A 17. ábra szerint az R0 formin függése jól kifejezett volt 500 nM mDia1-FH2 koncentráció alatt, ahol az értéke 0,265- re csökkent. E felett a formin koncentráció felett azonban az értéke nem változott.
45
Irodalomjegyzék
0,30
R0
0,29 0,28 0,27 0,26 0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
17. ábra: Az anizotrópia lecsengés mérésekből meghatározott határ anizotrópia értékek formin koncentrációtól való függése. A méréseket 20 μM aktinnal végeztük. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A R0 értékének csökkenése a fluorofór körüli fehérjeszerkezet flexibilisebbé válására
utal,
vagyis
rámutat
a
formin
okozta
lazító
hatásra
a
Cys374
mikrokörnyezetében. Az anizotrópia lecsengés során kapott amplitúdók eredményeit felhasználva további információkat kaphatunk az aktin filamentum Cys374-re mikrokörnyezetére vonatkozóan. A Kinosita és munkatársai [61] által kidolgozott elmélet akkor alkalmazható, ha az anizotrópia lecsengéssel jellemzett objektum megfeleltethető egy egyszerű geometriai alaknak. Az általunk végzett kísérletekben a rotációt végző egység pontos alakja nem volt egyértelműen meghatározható. A kísérletek során azt feltételeztük, hogy közelítéssel a rotációt végző egység gömb alakú és izotropikus rotációs diffúziós mozgást végez. Ennek a feltételezésnek a bizonytalansága nem engedte meg azt, hogy a rotációs mozgások szögtartományának abszolút értékeit meghatározzuk. Mindamellett az azokból a vizsgálatokból származó becslések, amelyek a formin nélküli és formint tartalmazó minták összehasonlításából származnak, alkalmasak voltak a formin aktin filamentumok szerkezetére gyakorolt modifikáló hatásának a leírására. A modellben a fluoreszcens jelölő szimmetriatengelye szabadon 46
Irodalomjegyzék
bolyonghat egy szögtartományon belül, amely a félszög (Θ) kúppalástján belüli területre esik (18. ábra).
18. ábra: Egy gömbszerű makromolekula és a hozzá kapcsolódó fluoreszcens jelölő modellje, amely tartalmazza azt a kúppalástot, amelyen belül a fluorofór szimmetriatengelye szabadon mozog [59].
Ha feltételezzük, hogy mind az abszorpciós, mind az emissziós momentum párhuzamos a fluorofór henger irányú tengelyével, akkor az a szögtartomány (Θ), amelyben a fluorofór bolyongó mozgást végez, összefüggésbe hozható az anizotrópia lecsengés mérése során meghatározott kétfajta rotációs mód amplitúdóival. A fenti elmélet azt is megköveteli, hogy a jelölő lokális mozgása –amelyet a rövidebb korrelációs idő jellemez- sokkal gyorsabb legyen, mint a filamentumra jellemző mozgási forma. A kísérleteink ennek a követelménynek megfeleltek, mivel a hosszabb korrelációs idők legalább egy nagyságrenddel bizonyultak nagyobbnak a rövidebbeknél (14. és 15. ábra). A kúp félnyílásszögét (Θ), amelyben a Cys374-nél IAEDANS jelölő bolyongó mozgást végez, a 5. egyenlet alapján határoztuk meg. A félszög érték nagyobbnak bizonyult az mDia1-FH2 jelenlétében, mint anélkül, és formin koncentrációtól való függést mutatott (19. ábra), hasonlóan a hosszabb korrelációs idő, illetve a 0 időpontban számított határ anizotrópia (R0) vizsgálata során tapasztaltakhoz.
47
Irodalomjegyzék
félnyílásszög (fok)
30
25
20
15 0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
19. ábra: A kúp félnyílásszög értékének forminfüggése, amelyen belül a fluorofór mozog (5. egyenlet). A mérések 20 μM aktinnal történtek. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A formin jelenlétében mért nagyobb félnyílásszög értékek megerősítik a fluoreszcencia életidők és R0 értékek formin függéséből származó következtetésünket, mely szerint az mDia1-FH2-vel együtt polimerizált aktin filamentumban elhelyezkedő fluoreszcens jelölő mikrokörnyezete flexibilisebbé vált. IV.2.3. Az aktin koncentráció és a formin hatás kapcsolata A 20 μM aktin jelenlétében mért fluoreszcencia paraméterek ~500 nM mDia1FH2 koncentrációig formin függőnek mutatkoztak, majd e fölött a koncentráció fölött attól függetlenek voltak. Felmerült a kérdés, hogy mi okozhatja ezt a függést: vajon a formin:aktin koncentráció aránya (1:40), vagy a teljes formin koncentráció (500 nM) lehet felelős a tapasztalt hatásért. A fluoreszcencia kísérleteket megismételtük 30 μM és 40 μM aktin jelenlétében, különböző formin koncentrációk mellett (1-5 μM). A 20. ábrán a hosszabb korrelációs időket tüntettük fel, a 21. ábra az R0 értékeket, betétábrája pedig az amplitúdókat tartalmazza. 48
Irodalomjegyzék
hosszabb rotációs korrelációs idő (ns)
800 600 400 200 0
0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
20. ábra: A hosszabb rotációs korrelációs idő függése a formin koncentrációjától 20 μM (folytonos vonal, amely a 15. ábrán bemutatott eredményt jelöli), 30 μM (○) és 40 μM (■) aktin mellett. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A méréseink során azt tapasztaltuk, hogy az aktin filamentum szerkezetére gyakorolt legnagyobb mértékű formin hatást, függetlenül a kísérletek során alkalmazott különböző aktin koncentrációktól (20-40 μM) az 500 nM mDia1-FH2 okozott.
49
Irodalomjegyzék
0,30 amplitúdók
0,3
R0
0,29 0,28
0,2 0,1 0,0
0
1 2 3 4 [mDia1-FH2] (μM)
5
0,27 0,26 0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
21. ábra: A határ anizotrópia (R0) függése az mDia1-FH2 koncentrációjától 30 μM (○) illetve 40 μM (●) aktin jelenlétében. A szaggatott vonal a 20 μM aktin esetében kapott eredményeket mutatja a 17. ábráról. A betétábra a rövidebb (négyzetek) és hosszabb (háromszögek) rotációs korrelációs idők amplitúdóit mutatja 30 μM (üres jelek) valamint 40 μM (tele jelek) aktin esetén. A folytonos vonal a 20 μM aktin esetében kapott eredményeket jelzi. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
A fluoreszcencia életidők és a számított félnyílásszög értékek (Θ) formin koncentrációtól való függése (az adatok nincsenek feltüntetve) szintén megerősítette a következtetéseinket. 500 nM felett a fluoreszcencia paraméterek formin koncentráció függése elhanyagolhatónak bizonyult. A legnagyobb formin hatást okozó legkisebb formin koncentráció független volt az aktin koncentrációjától, ez azt mutatja, hogy maximális formin hatás érvényesülését nem a formin:aktin koncentráció aránya, hanem a teljes formin koncentráció határozza meg. IV.2.4. A formin hatás ionerősség függése In vivo körülmények között az aktin filamentumok spontán polimerizációját nagymértékben elősegíti a sejtekben található miliő, amelyre a magas koncentrációjú ionok jelenléte és jól definiálható pH érték jellemző. Fiziológiai körülmények között a pH 7,0 - 7,1, a szabad ionkoncentráció értéke 50 - 100 mM KCl és 1mM MgCl2 [5]. 50
Irodalomjegyzék
Korábbi kísérleteink során azt tapasztaltuk, hogy a formin aktin filamentumokra gyakorolt hatása függ a kísérleti rendszerben alkalmazott puffer ionerősségétől. Figyelembe véve ezt a tapasztalatot, megmértük a rotációs korrelációs idő formin koncentrációtól való függését különböző ionerősségek esetében. A kísérleteket alacsony, közepes és magas ionkoncentrációt alkalmazva végeztük. Az elektrosztatikus kölcsönhatás erősségét jellemző ionerősséget, az ionok koncentrációjának és töltésének ismeretében az alábbi egyenlet alapján határoztuk meg: n
[ionerősség ] = 1 ∑ ci zi2 2
(6)
i =1
A kísérletek során alkalmazott ionkoncentrációkat és a hozzájuk tartozó ionerősségeket a 3. táblázatban foglaltuk össze.
Sókoncentráció
[Ionerősség] (mM)
Alacsony ionkoncentráció
10 mM KCl; 0,5 mM MgCl2
20,8
Közepes ionkoncentráció
50 mM KCl; 1 mM MgCl2
62,1
Magas ionkoncentráció
100 mM KCl; 2mM MgCl2
110,0
3. táblázat: A kísérletek során alkalmazott ionkoncentrációk és az annak megfelelő ionerősség.
51
Irodalomjegyzék
700 Hosszabb rotációs korrelációs idõ (ns)
600 500 400 MS
300 200
AS
100 0
0
1
2
3
4
5
[mDia1-FH2] (μM)
22. ábra: A puffer ionerősségének hatása a hosszabb rotációs korrelációs idő értékekre. (●) az alacsony sókoncentrációhoz (AS), míg (○) a magas sókoncentrációhoz (MS) tartozó rotációs korrelációs értékeket jelöli. Az eredmények három független kísérletből származnak. (Az ábrán a standard hibákat tüntettük fel.)
Az mDia1-FH2 hiányában a hosszabb rotációs korrelációs idő független volt az ionerősségtől. Az mDia1-FH2 aktin filamentumhoz kötődése a hosszabb rotációs korrelációs idő csökkenését eredményezte, de ennek a paraméternek a magasabb ionerősség mellett tapasztalt változása csak a fele volt az alacsony sótartalom esetében mért értékeknek. Ezek az eredmények megerősítették korábbi tapasztalatainkat, mely szerint az aktin filamentumban bekövetkezett formin indukálta konformációs változások kisebbek voltak magasabb ionerősség mellett [52]. Valószínűsíthető, hogy a forminok hatása fiziológiai körülmények között kisebb, mint amit az általunk alkalmazott alacsony ionerősségű
kísérleti
rendszerben
tapasztaltunk.
Előzetes
kísérletek
alapján
megállapítottuk, hogy a forminoknak az aktin filamentumok oldalához való kötést jellemző affinitás magasabb ionerősség mellett gyengébb volt (2,0 μM vs. 3 μM [35]). Eredményeink alapján feltételezzük, hogy a formin-aktin kölcsönhatások kialakításában fontos szerepet tölthetnek be a fehérjék között kialakuló elektrosztatikus kölcsönhatások
52
Irodalomjegyzék
is. Magasabb ionerősség mellett feltételezhetően azért alakul ki gyengébb kötés, mert az oldat hatása leárnyékolja a fehérje csoportok elektrosztatikus kölcsönhatásait. IV.2.5. Az mDia1-FH2 hatása az aktin filamentum depolimerizációjára Felmerülhet, hogy az mDia1-FH2 okozhatja esetleg az aktin filamentum részleges vagy teljes depolimerizációját. Ennek a lehetőségnek a kizárása érdekében megmértük az aktin monomerek rotációs korrelációs idejét, amely 33 ns-nak bizonyult. Ez az érték megfelelt a korábbi méréseknek, illetve az irodalmi adatokkal összevethető [46, 72, 73], mindamellett sokkal kisebb, mint amit a forminnal telített aktin filamentumok esetében tapasztaltunk (~100 ns, vagy 300 ns (22. ábra)). Ez az eredmény azt mutatja, hogy az mDia1-FH2 nem depolimerizálja az aktin filamentumot, amelyet korábbi eredményeink is alátámasztanak. Korábbi vizsgálataink alapján a fluoreszcencia rezonancia energia transzfer hatásfoka a különböző aktin protomereken elhelyezkedő próbák között megegyező tartományba (40-60 %) esett mind az mDia1-FH2 jelenlétében, mind a hiányában [52], amely nem fordulhatott volna elő akkor, ha az aktin filamentum jelentős része depolimerizálódott volna. Joggal feltételezhető, hogy egy aktin-kötő fehérje depolimerizációs hatása a növekvő sztöchiometriai arányokkal (1:1 arányig) növekszik. Az mDia1-FH2 esetében ezzel ellentétben azt tapasztaltuk, hogy a hosszú korrelációs idő 500 nM felett függetlennek bizonyult a formin koncentrációtól (15. ábra). Korábbi vizsgálatok alapján a formin fragmentum jelenléte nem változtatta meg az aktin kritikus koncentrációját [35, 52]. Ultracentrifugálással végzett koszedimentációs módszer alkalmazása során a pellet aktin tartalma független volt a formin jelenlététől [52]. Mindezeknek az ismeretében kizárhatjuk annak a lehetőségét, hogy a mDia1-FH2 depolimerizálja az aktin filamentumot. IV.2.6. Az mDia1-FH2 allosztérikus hatása Kísérleteink során az aktin filamentumban elhelyezett fluoreszcens jelölő formin hatására bekövetkező fluoreszcencia élettartam csökkenése rámutatott az aktin Cys374nek a mikrokörnyezetében bekövetkező változásokra. Kimutattuk, hogy a rotációs korrelációs idők 500 nM mDia1-FH2 felett a formin koncentrációjától függetlennek 53
Irodalomjegyzék
mutatkoztak. Eszerint a fehérjének az aktin filamentum hegyes végéhez való kötődése az egész filamentumban konformációs változásokat okoz. A legkisebb formin:aktin koncentráció arány, amelyen teljes formin hatást tapasztaltunk 250 nM formin és 40 μM aktin volt. Ezek között a körülmények között minden mDia1-FH2 molekula olyan filamentumhoz kapcsolódik, amely legalább 160 protomerből áll. Ebből meghatároztuk egy mDia1-FH2 dimer molekula hatótávolságát, amely szerint legalább 160 protomer konformációját képes megváltoztatni a forminnal kötött aktin filamentum szöges végétől számítva, amely a filamentum flexibilitásának növekedésében nyilvánult meg. Ezt a flexibilitás növekedést tehát a protomerek között kialakuló hosszú hatótávolságú allosztérikus kölcsönhatások okozzák. Eszerint a forminok nemcsak azoknak a protomereknek a hatását képesek megváltozatni, amelyekhez hozzákötődtek, hanem a kötés helyétől távol elhelyezkedő protomerek közötti kapcsolatokat is befolyásolják. Hasonló, hosszú hatótávolságú allosztérikus kölcsönhatást már tapasztaltak korábban is. Orlova és munkatársai szerint a filamentumokra jellemző a belső kooperativitás, melynek eredményeként különböző aktin-kötő fehérjék és ligandumok nagy hatótávolságú kölcsönhatásokon keresztül az egész filametumra hatással lehetnek [43, 74-77]. Kimutatták, hogy a filamentumok szöges végéhez kapcsolódó gelsolin hatására kialakult filamentumok konformációs állapota eltért a gelsolin hiányában kialakult filamentumokétól [75]. Ezek szerint egy gelsolin molekula kötődése során létrejött konformációs változás a kötőhelytől távolabbi régiókra is kiterjedt, ami nagyfokú kooperatív kölcsönhatás következtében alakult ki. A fentiekből és az általunk bemutatott eredményekből következtethetünk arra, hogy a filamentumok szöges végein kialakult lokális konformációs változások a filamentum szerkezetéből kifolyólag és a szomszédos protomerek közötti kapcsolatokon keresztül a szöges végtől távolabbi filamentum részeken is megnyilvánulnak. Orlova
és
munkatársai
szerint
az
aktin
filamentumok
konformációs
változatossága összefüggésbe hozható a különböző aktin-kötő fehérjék szabályozó hatásaival [76]. Mivel ezek a fehérjék inherens sajátságuknál fogva eltérő hatást gyakorolnak a filamentumokra, így a filamentumok információs csatornaként befolyásolhatják az aktin citoszkeletális rendszer szerveződését [52].
54
Irodalomjegyzék
IV.2.7. Az eredményeink helye az aktin citoszkeleton szabályozásában Az élő sejtekben megjelenő aktin-citoszkeletális rendszer a különböző aktin struktúráival az élő sejtekre jellemző számos folyamat lejátszódásában esszenciális szerepet tölt be. Ezek a különböző aktin struktúrák más-más aktin-kötő fehérjékkel állnak kapcsolatban. Az élesztősejtekben előforduló forminok az aktin kötegek [19, 78] és a kontraktilis gyűrű [78, 79] kialakításában vesznek részt. A forminokhoz hasonlóan a fenti képletekben lokalizálódik a tropomiozin is [80-82]. Ezzel ellentétben sem a forminok, sem a tropomiozin nem fordul elő az aktin foltokban, viszont itt lokalizálódik a másik aktin nukleációs faktor, az Arp2/3 komplex [83, 84], illetve a kofilin [50, 85]. Sem az Arp2/3, sem a kofilin nem fordul elő a kontraktilis gyűrűben, sem az aktin kötegekben.
Hogy
milyen
tényezők
állnak
ezeknek
az
intracelluláris
mechanizmusoknak a hátterében, még nem ismert. Elgondolásunk szerint az egyes aktin-kötő fehérjék eltérő affinitással kötődnek a különböző aktin képletek kialakításában részt vevő filamentumokhoz. Az affinitások erősségét az aktin filamentumok konformációs sajátosságai határozzák meg. Kísérleteink alapján a forminok kötődésük révén képesek megváltoztatni az aktin filamentumok konformációs állapotát. Ezen állapotváltozás hatására a filamentumoknak bizonyos aktin-kötő fehérjékhez való affinitása megnő, más fehérjékhez való affinitásuk lecsökken a módosítatlan filamentumok affinitásához képest. E tulajdonságuk alapján a forminok fontos szerepet játszanak azoknak a szupramolekuláris kölcsönhatásoknak a szabályozásában, amelyek az aktin és az aktin-kötő fehérjék között jönnek létre. A forminok, mint aktin nukleációs faktorok elsőként kerülnek kapcsolatba a kialakuló aktin filamentummal. Az egyes fehérje struktúrák térbeli és időbeli kialakításának szabályozásában meghatározó lehet a nukleációs faktorok kötődése során kifejtett konformáció módosító hatása. A szerkezeti módosulást a kötés következtében kialakuló allosztérikus hatás okozhatja. Így annak ellenére, hogy a nukleációs faktor a filamentum meghatározott pontjához köt, megváltoztatja az egész filamentum konformációs állapotát. Ebből következően az aktin filamentumok azon túl, hogy strukturális elemei a sejteknek, a továbbiakban információ továbbítására alkalmas csatornaként vesznek részt a sejtek működésében. 55
Összefoglalás
V. Összefoglalás A munkánk során kapott eredményeket a következőképpen foglaljuk össze: •
Az
mDia1-FH2
fehérjeexpressziós
fragmentum rendszer
előállítása
módszerében
során
alkalmazott
eszközölt
változtatások
hatékonyabb expresszálást tettek lehetővé. •
Az mDia1-FH2-vel végzett vizsgálatok szerint az aktin filamentumhoz kötődő fluoreszcens jelölő fluoreszcencia élettartama a formin kötés hatására lecsökkent, amely szerint megváltozott a jelölő közvetlen mikrokörnyezete.
•
Az anizotrópia lecsengés vizsgálatok szerint a forminok az aktin filamentumok szegmentális mozgását befolyásolták. A szomszédos protomerek közti fiziko-kémiai kapcsolatok gyengülése révén az aktin filamentumok flexibilitása megnőtt, mely változás 500 nM-ig a formin koncentrációjától függő folyamat. 500 nM felett azonban független volt a formin koncentrációtól. Ez alapján a fehérjének az aktin filamentum hegyes végéhez való kötődése az egész filamentumban, vagy annak számottevő részében konformációs változásokat okozott.
•
Meghatároztuk
egy
mDia1-FH2
dimer
molekula
minimális
hatótávolságát. E szerint egy formin dimer a forminnal kötött aktin filamentum
szöges
végétől
számítva
legalább
160
protomer
konformációját volt képes megváltoztatni. Ez a változás a filamentum flexibilitásának növekedésében nyilvánult meg, amelyet a hosszú hatótávolságú allosztérikus kölcsönhatások okoztak. •
Bebizonyítottuk, hogy a forminok rugalmasabbá tevő hatása független az aktin koncentrációjától.
•
A környezet ionerősségét változtatva meghatároztuk a forminok hatásának ionerősségtől való függését, ennek alapján a forminok hatása magasabb ionerősség mellett kisebb volt.
Rövidítések
VI. Rövidítések jegyzéke ATP: adenozin trifoszfát ADP: adenozin difoszfát ADP+Pi: adenozin difoszfát+szervetlen foszfát Ca-aktin: kalcium-iont kötő aktin DSC: differential scanning calorimetry DTE: 1,4-dithioerythritol DTT: DL-Dithiothreitol IAEDANS: N-(iodoacetyl)-N’-(5-sulfo-1-naphthyl)ethylenediamine EDTA: Ethylene diamine tetracetic acid EGTA: ethylene glycol tetraacetic acid F- aktin: filamentális aktin G-aktin: globuláris aktin GSH: glutathione GST: glutathione-S-transferase k+Mg-ADP-G-aktin: a hegyes végre jellemző asszociációs állandó Mg-ot és ADP-t kötő G-aktin esetében k+Mg-ATP-G-aktin: a szöges végre jellemző asszociációs állandó Mg-ot és ATP-t kötő G-aktin esetében k-Mg-ADP-G-aktin: a hegyes végre jellemző disszociációs állandó Mg-ot és ADP-t kötő G-aktin esetében k-Mg-ATP-G-aktin: a szöges végre jellemző disszociációs állandó Mg-ot és ATP-t kötő G-aktin esetében LB: Luria Bertani tápoldat Mg-aktin: magnézium-iont kötő aktin rpm: revolution per minute SDS-PAGE: sodium dodecyl sulfate polyacrylamide gel electrophoresis
Saját közlemények
Az értekezés alapjául szolgáló, nemzetközi folyóiratban megjelent tudományos közlemények Papp, G., Bugyi, B., Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Hild, G., Somogyi, B. and Nyitrai, M.:
Conformational Changes in Actin Filaments Induced by Formin Binding to the Barbed End. Biophys. J. vol.:91, 2564-2572, 2006. IF: 4.584 Bugyi, B., Papp, G., Hild, G., Lőrinczy, D., Nevalainen, E. M., Lappalainen, P., Somogyi, B. and Nyitrai, M.: Formins regulate actin filament flexibility through longrange allosteric interactions. J. Biol. Chem., Vol.:281, No.:16, 10727-10736, 2006. IF: 6,355
Az értekezéshez kapcsolódó poszterek, előadások Papp, G., Bugyi, B., Barkó, Sz., Ujfalusi, Z., Pesti, M., Nyitrai, M. és Somogyi, B.: A
forminok hatása az aktin filamentum konformációs és dinamikai tulajdonságaira. 36. Membrán-transzport konferencia, Sümeg, 2006. május 23-26. (Poszterszekcióból kiválasztva, előadás) Bugyi, B., Papp, G., Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Nyitrai, M. and Somogyi, B.: Formin caps and cramps on actin filaments: A possible mechanism to regulate the formation of cytoskeletal protein complexes. 8th International Symposium on Instrumental Analysis, Graz, Ausztria. 2005. szeptember 25-28. Bugyi, B., Papp, G., Barkó, Sz., Ujfalusi, Z., Nyitrai, M. és Somogyi, B.: A formin homológ 2 domén hatása az aktin filamentumok dinamikájára. A Magyar Biofizikai Társaság XXII. Kongresszusa, Debrecen, 2005. június 26-29. Bugyi, B., Papp, G., Ujfalusi, Z., Hild, G. and Nyitrai, M.: The FH2 domain of Diaphanous Related formin mDia1 affects the dynamic properties of actin filaments. Meeting of International Research Scholars, Mérida, Mexikó, 2005. június 22-25.
Irodalomjegyzék
Bugyi, B., Papp, G., Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Lőrinczy, D., Somogyi, B. és Nyitrai, M.: A forminok szerepe az aktin citoszkeleton szabályozásában. Magyar Biokémiai Egyesület 2006. évi Vándorgyűlése, Pécs, 2006. augusztus 30 - szeptember 2. Bugyi, B., Papp, G., Hild, G., Lőrinczy, D., Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Somogyi, B. and Nyitrai, M.: Formins regulate actin filament flexibility through long-range allosteric interactions. EMBO/HHMI Central European Scientists Meeting, Dubrovnik, Horvátország, 2006. június 15-17. Bugyi, B., Papp, G., Lőrinczy, D., Vig, A., Kardos, R., Nevalainen, E. M., Lappalainen, P., Somogy, B., Hild, G. and Nyitrai, M.: The effects of formins on the conformation of actin filaments. 51st Annual Meeting of the American Biophysical Society, Baltimore, MD, Egyesült Államok, 2007. március 3-7. Bugyi, B., Papp, G., Lőrinczy, D., Vig, A., Kardos, R., Nevalainen, E. M., Lappalainen, P., Somogy, B., Hild, G. and Nyitrai, M.: A possible novel mechanism for the regulation of the cytoskeleton by actin nucleation factors. Alpbach Workshop on Molecular Motors, Alpbach, Ausztria, 2007. március 24-30.
Az értekezésben nem szereplő nemzetközi folyóiratban megjelent tudományos közlemények Papp, G., Bugyi, B., Ujfalusi, Z., Halasi, Sz. and Orbán, J.: The effect of pH on the
thermal stability of α-actin isoforms. J. Therm. Anal. Cal. Vol.:82 281-285, 2005. IF: 1,478 Bugyi, B., Papp, G., Halasi, Sz. and Visegrády, B.: The effect of toxins on the thermal stability of actin filaments by differential scanning calorimetry. J. Therm. Anal. Cal. Vol.:82 275-279, 2005. IF: 1,478
59
Irodalomjegyzék
Orbán, J., Halasi, Sz., Papp, G., Barkó, Sz. and Bugyi, B.: Thermodynamic characterization of different actin isoforms. J. Therm. Anal. Cal. Vol.:82 287-290, 2005. IF: 1,478 Halasi, Sz., Papp, G., Bugyi, B., Barkó, Sz., Orbán, J., Ujfalusi, Z. and Visegrády, B.: The effect of pirene labelling on the thermal stability of actin filaments. Thermochimica Acta 445 185-189, 2006. IF: 1,161 Blaskó, Á., Belágyi, J., Dergez, T., Deli, J., Papp, G., Vágvölgyi, Cs. and Pesti, M.: Effect of polar and non-polar carotenoids on Xanthophyllomyces dendrorhous membranes by EPR. Eur Biophys J. 2008. Mar 18 [Epub ahead of print] IF: 1,825
Az értekezéshez nem kapcsolódó poszterek, előadások Gazdag, Z., Bonnefoy, N., Belágyi, J., Papp, G. and Pesti, M.: The sensitivity of respiratory-deficient Schizosaccharomyces pombe mutants to heavy metal and oxidative stress. 13th International Congress of the Hungarian Society for Microbiology, Balatonfüred, 2002. október 9-11. Gazdag, Z., Farkas, N., Belágyi, J., Papp, G., and Pesti, M.: Alterations in the glutathione defence system of respiratory-deficient Schizosaccharomyces pombe mutants. XXXIth Annual Conference on Yeasts, SAS Congress Centre, Smolenice, Szlovákia, 2003. május 19-21. Gazdag, Z., Farkas, N., Belágyi, J., Papp, G., Takács, K., Rácz, T. and Pesti, M.: Altered Cadmium sensitivity of respiratory deficient Schizosaccharomyces pombe mutant. 14th International Congress of the Hungarian Society for Microbiology, Balatonfüred, 2003. október 9-11. Orbán, J., Halasi, Sz., Papp, G., Barkó, Sz. and Bugyi, B.: Thermodynamic characterization of different actin isoforms. 16. Ulm-Freiberger Kalorimetrietage, Freiberg, Németország, 2005. március 16-18.
60
Irodalomjegyzék
Papp, G., Bugyi, B., Ujfalusi, Z., Halasi, Sz. and Orbán, J.: The effect of pH on the
thermal stability of α-actin isoforms. Ulm-Freiberger Kalorimetrietage, Freiberg, Németország, 2005. március 16-18. Bugyi, B., Papp, G., Halasi, Sz. and Visegrády, B.: The effect of toxins on the thermal stability of actin filaments as revealed by differential scanning calorimetry. UlmFreiberger Kalorimetrietage, Freiberg, Németország, 2005. március 16-18. Halasi, Sz., Papp, G., Bugyi, B., Barkó, Sz., Orbán, J., Ujfalusi, Z. and Visegrády, B.: The effect of pirene labelling on the thermal stability of actin filaments. Ulm-Freiberger Kalorimetrietage, Freiberg, Németország, 2005. március 16-18. Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Papp, G., Nyitrai, M. és Somogyi, B.: Élesztő aktin izolálása és karakterizálása
spektroszkópiai
módszerekkel.
XXXV.
Membrántranszport
Konferencia, Sümeg, 2005. május 24-27. Ujfalusi, Z., Barkó, Sz., Papp, G., Nyitrai, M. and Somogyi B.: The characterization of yeast actin by biophysical methods. EMBO Young Investigator Programme PhD Course, Heidelberg, Németország, 2005. szeptember 4-11. Horváth, E.,
Papp, G., Blaskó, Á., Belágyi, J., Vágvölgyi, Cs. and Pesti, M.:
Characterization of a carotenoid deficient mutant strain of Phaffia rhodozyma. Annual Meeting of the Hungarian Society for Microbiology, Keszthely, Magyarország, 2006. október 18-20. (Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 53:276, 2006.) A cikkek összesített impakt faktora: 18,359
61
Irodalomjegyzék
Irodalomjegyzék 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18.
Marks, J., I.M. Hagan, and J.S. Hyams, Growth polarity and cytokinesis in fission yeast: the role of the cytoskeleton. J. Cell Sci. Suppl., 1986. 5: p. 229-41. Moseley, J.B. and B.L. Goode, The yeast actin cytoskeleton: from cellular function to biochemical mechanism. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2006. 70(3): p. 605-45. Kabsch, W., et al., Atomic structure of the actin:DNase I complex. Nature, 1990. 347(6288): p. 37-44. Graceffa, P. and R. Dominguez, Crystal structure of monomeric actin in the ATP state. Structural basis of nucleotide-dependent actin dynamics. J. Biol. Chem., 2003. 278(36): p. 34172-80. Sheterline, P., J. Clayton, and J. Sparrow, Actin. Protein Profile, 1995. 2(1): p. 1103. Moore, P.B., H.E. Huxley, and D.J. DeRosier, Three-dimensional reconstruction of F-actin, thin filaments and decorated thin filaments. J. Mol. Biol., 1970. 50(2): p. 279-95. Rodal, A.A., et al., Conformational changes in the Arp2/3 complex leading to actin nucleation. Nat Struct Mol Biol, 2005. 12(1): p. 26-31. Quinlan, M.E., et al., Drosophila Spire is an actin nucleation factor. Nature, 2005. 433(7024): p. 382-8. Bosch, M., et al., Analysis of the Function of Spire in Actin Assembly and Its Synergy with Formin and Profilin. Mol. Cell, 2007. 28(4): p. 555-568. Wallar, B.J. and A.S. Alberts, The formins: active scaffolds that remodel the cytoskeleton. Trends Cell Biol., 2003. 13(8): p. 435-46. Wasserman, S., FH proteins as cytoskeletal organizers. Trends Cell Biol., 1998. 8(3): p. 111-5. Evangelista, M., et al., Formins direct Arp2/3-independent actin filament assembly to polarize cell growth in yeast. Nat. Cell Biol., 2002. 4(3): p. 260-9. Feierbach, B., F. Verde, and F. Chang, Regulation of a formin complex by the microtubule plus end protein tea1p. J. Cell Biol., 2004. 165(5): p. 697-707. Moseley, J.B., et al., A conserved mechanism for Bni1- and mDia1-induced actin assembly and dual regulation of Bni1 by Bud6 and profilin. Mol. Biol. Cell, 2004. 15(2): p. 896-907. Feierbach, B. and F. Chang, Roles of the fission yeast formin for3p in cell polarity, actin cable formation and symmetric cell division. Curr. Biol., 2001. 11(21): p. 1656-65. Yasuda, S., et al., Cdc42 and mDia3 regulate microtubule attachment to kinetochores. Nature, 2004. 428(6984): p. 767-71. Zuniga, A., et al., Mouse limb deformity mutations disrupt a global control region within the large regulatory landscape required for Gremlin expression. Genes Dev., 2004. 18(13): p. 1553-64. Castrillon, D.H. and S.A. Wasserman, Diaphanous is required for cytokinesis in Drosophila and shares domains of similarity with the products of the limb deformity gene. Development, 1994. 120(12): p. 3367-77.
Irodalomjegyzék
19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27. 28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37.
Evangelista, M., et al., Bni1p, a yeast formin linking cdc42p and the actin cytoskeleton during polarized morphogenesis. Science, 1997. 276(5309): p. 11822. Chang, F., D. Drubin, and P. Nurse, cdc12p, a protein required for cytokinesis in fission yeast, is a component of the cell division ring and interacts with profilin. J. Cell Biol., 1997. 137(1): p. 169-82. Petersen, J., et al., FH3, a domain found in formins, targets the fission yeast formin Fus1 to the projection tip during conjugation. J. Cell Biol., 1998. 141(5): p. 1217-28. Higgs, H.N. and K.J. Peterson, Phylogenetic analysis of the formin homology 2 domain. Mol. Biol. Cell, 2005. 16(1): p. 1-13. Rivero, F., et al., A comparative sequence analysis reveals a common GBD/FH3-FH1-FH2-DAD architecture in formins from Dictyostelium, fungi and metazoa. BMC Genomics, 2005. 6(1): p. 28. Goode, B.L. and M.J. Eck, Mechanism and function of formins in the control of actin assembly. Annu. Rev. Biochem., 2007. 76: p. 593-627. Shimada, A., et al., The core FH2 domain of diaphanous-related formins is an elongated actin binding protein that inhibits polymerization. Mol. Cell, 2004. 13(4): p. 511-22. Xu, Y., et al., Crystal structures of a Formin Homology-2 domain reveal a tethered dimer architecture. Cell, 2004. 116(5): p. 711-23. Otomo, T., et al., Structural basis of actin filament nucleation and processive capping by a formin homology 2 domain. Nature, 2005. 433(7025): p. 488-94. Rose, R., et al., Structural and mechanistic insights into the interaction between Rho and mammalian Dia. Nature, 2005. 435(7041): p. 513-8. Nezami, A.G., F. Poy, and M.J. Eck, Structure of the autoinhibitory switch in formin mDia1. Structure, 2006. 14(2): p. 257-63. Yamashita, M., et al., Crystal structure of human DAAM1 formin homology 2 domain. Genes Cells, 2007. 12(11): p. 1255-65. Wallar, B.J., et al., The basic region of the diaphanous-autoregulatory domain (DAD) is required for autoregulatory interactions with the diaphanous-related formin inhibitory domain. J. Biol. Chem., 2006. 281(7): p. 4300-7. Lammers, M., et al., The regulation of mDia1 by autoinhibition and its release by Rho*GTP. Embo J., 2005. 24(23): p. 4176-87. Schonichen, A., et al., Biochemical characterization of the diaphanous autoregulatory interaction in the formin homology protein FHOD1. J. Biol. Chem., 2006. 281(8): p. 5084-93. Li, F. and H.N. Higgs, Dissecting requirements for auto-inhibition of actin nucleation by the formin, mDia1. J. Biol. Chem., 2005. 280(8): p. 6986-92. Li, F. and H.N. Higgs, The mouse Formin mDia1 is a potent actin nucleation factor regulated by autoinhibition. Curr. Biol., 2003. 13(15): p. 1335-40. Kitayama, C. and T.Q. Uyeda, ForC, a novel type of formin family protein lacking an FH1 domain, is involved in multicellular development in Dictyostelium discoideum. J. Cell Sci., 2003. 116(Pt 4): p. 711-23. Evangelista, M., S. Zigmond, and C. Boone, Formins: signaling effectors for assembly and polarization of actin filaments. J. Cell Sci., 2003. 116(Pt 13): p. 2603-11.
63
Irodalomjegyzék
38. 39. 40.
41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54.
55.
Moseley, J.B. and B.L. Goode, Differential activities and regulation of Saccharomyces cerevisiae formin proteins Bni1 and Bnr1 by Bud6. J. Biol. Chem., 2005. 280(30): p. 28023-33. Moseley, J.B., S. Maiti, and B.L. Goode, Formin proteins: purification and measurement of effects on actin assembly. Methods Enzymol., 2006. 406: p. 215-34. Harris, E.S., F. Li, and H.N. Higgs, The mouse formin, FRLalpha, slows actin filament barbed end elongation, competes with capping protein, accelerates polymerization from monomers, and severs filaments. J. Biol. Chem., 2004. 279(19): p. 20076-87. Kozlov, M.M. and A.D. Bershadsky, Processive capping by formin suggests a force-driven mechanism of actin polymerization. J. Cell. Biol., 2004. 167(6): p. 1011-7. Rebello, C.A. and R.D. Ludescher, Influence of tightly bound Mg2+ and Ca2+, nucleotides, and phalloidin on the microsecond torsional flexibility of F-actin. Biochemistry, 1998. 37(41): p. 14529-38. Muhlrad, A., et al., Dynamic properties of actin. Structural changes induced by beryllium fluoride. J. Biol. Chem., 1994. 269(16): p. 11852-8. Hegyi, G., L. Szilagyi, and J. Belagyi, Influence of the bound nucleotide on the molecular dynamics of actin. Eur. J. Biochem., 1988. 175(2): p. 271-4. Romero, S., et al., How ATP hydrolysis controls filament assembly from profilin-actin: implication for formin processivity. J. Biol. Chem., 2007. 282(11): p. 8435-45. Nyitrai, M., et al., Spectroscopic study of conformational changes in subdomain 1 of G-actin: influence of divalent cations. Biophys. J., 1997. 73(4): p. 2023-32. Hild, G., et al., The influence of divalent cations on the dynamic properties of actin filaments: a spectroscopic study. Biophys. J., 1998. 75(6): p. 3015-22. Yasuda, R., H. Miyata, and K. Kinosita, Jr., Direct measurement of the torsional rigidity of single actin filaments. J. Mol. Biol., 1996. 263(2): p. 227-36. Prochniewicz, E., et al., Cofilin increases the torsional flexibility and dynamics of actin filaments. J. Mol. Biol., 2005. 353(5): p. 990-1000. Lappalainen, P. and D.G. Drubin, Cofilin promotes rapid actin filament turnover in vivo. Nature, 1997. 388(6637): p. 78-82. Romero, S., et al., Formin is a processive motor that requires profilin to accelerate actin assembly and associated ATP hydrolysis. Cell, 2004. 119(3): p. 419-29. Bugyi, B., et al., Formins regulate actin filament flexibility through long range allosteric interactions. J. Biol. Chem., 2006. 281(16): p. 10727-36. Feuer, G., et al., Studies on the composition and polymerisation of actin. Hung. Acta Physiol., 1948. 1: p. 150-163. Spudich, J.A. and S. Watt, The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. I. Biochemical studies of the interaction of the tropomyosin-troponin complex with actin and the proteolytic fragments of myosin. J. Biol. Chem., 1971. 246(15): p. 4866-71. Strzelecka-Golaszewska, H., et al., Localization of the tightly bound divalentcation-dependent and nucleotide-dependent conformation changes in G-actin using limited proteolytic digestion. Eur. J. Biochem., 1993. 211(3): p. 731-42.
64
Irodalomjegyzék
56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68.
69. 70. 71. 72. 73.
Houk, T.W., Jr. and K. Ue, The measurement of actin concentration in solution: a comparison of methods. Anal. Biochem., 1974. 62(1): p. 66-74. Cooper, J.A., S.B. Walker, and T.D. Pollard, Pyrene actin: documentation of the validity of a sensitive assay for actin polymerization. J. Muscle Res. Cell Motil., 1983. 4(2): p. 253-62. Hudson, E.N. and G. Weber, Synthesis and characterization of two fluorescent sulfhydryl reagents. Biochemistry, 1973. 12(21): p. 4154-61. Damjanovich, S., Fidy, J., Szöllősi J., Orvosi Biofizika. 2006: Medicina. 561566. Belford, G.G., R.L. Belford, and G. Weber, Dynamics of fluorescence polarization in macromolecules. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1972. 69(6): p. 1392-3. Kinosita, K., Jr., S. Kawato, and A. Ikegami, A theory of fluorescence polarization decay in membranes. Biophys J, 1977. 20(3): p. 289-305. Alcala, J.R., E. Gratton, and F.G. Prendergast, Interpretation of fluorescence decays in proteins using continuous lifetime distributions. Biophys. J., 1987. 51(6): p. 925-36. Alcala, J.R., E. Gratton, and F.G. Prendergast, Fluorescence lifetime distributions in proteins. Biophys. J., 1987. 51(4): p. 597-604. Alcala, J.R., E. Gratton, and F.G. Prendergast, Resolvability of fluorescence lifetime distributions using phase fluorometry. Biophys. J., 1987. 51(4): p. 58796. Fujime, S. and S. Ishiwata, Dynamic study of F-actin by quasielastic scattering of laser light. J. Mol. Biol., 1971. 62(1): p. 251-65. Thomas, D.D., J.C. Seidel, and J. Gergely, Rotational dynamics of spin-labeled F-actin in the sub-millisecond time range. J. Mol. Biol., 1979. 132(3): p. 257-73. Mihashi, K., et al., Internal motion of F-actin in 10(-6)-10(-3) s time range studied by transient absorption anisotropy: detection of torsional motion. J. Biochem., 1983. 93(6): p. 1705-7. Tawada, K., P. Wahl, and J.C. Auchet, Study of actin and its interactions with heavy meromyosin and the regulatory proteins by the pulse fluorimetry in polarized light of a fluorescent probe attached to an actin cysteine. Eur. J. Biochem., 1978. 88(2): p. 411-9. Kawamura, M. and K. Maruyama, Electron microscopic particle length of Factin polymerized in vitro. J. Biochem. (Tokyo), 1970. 67(3): p. 437-57. Miki, M., P. Wahl, and J.C. Auchet, Fluorescence anisotropy of labelled Factin. Influence of Ca2+ on the flexibility of F-actin. Biophys. Chem., 1982. 16(2): p. 165-72. Miki, M., P. Wahl, and J.C. Auchet, Fluorescence anisotropy of labeled F-actin: influence of divalent cations on the interaction between F-actin and myosin heads. Biochemistry, 1982. 21(15): p. 3661-5. Ikkai, T., P. Wahl, and J.C. Auchet, Anisotropy decay of labelled actin. Evidence of the flexibility of the peptide chain in F-actin molecules. Eur. J. Biochem., 1979. 93(2): p. 397-408. Miki, M. and P. Wahl, Fluorescence energy transfer between points in G-actin: the nucleotide-binding site, the metal-binding site and Cys-373 residue. Biochim. Biophys. Acta, 1985. 828(2): p. 188-95.
65
Irodalomjegyzék
74. 75. 76. 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85.
Drewes, G. and H. Faulstich, Cooperative effects on filament stability in actin modified at the C-terminus by substitution or truncation. Eur. J. Biochem., 1993. 212(1): p. 247-53. Orlova, A., E. Prochniewicz, and E.H. Egelman, Structural dynamics of F-actin: II. Cooperativity in structural transitions. J. Mol. Biol., 1995. 245(5): p. 598607. Orlova, A., et al., Actin-destabilizing factors disrupt filaments by means of a time reversal of polymerization. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2004. 101(51): p. 17664-8. Prochniewicz, E., et al., Cooperativity in F-actin: binding of gelsolin at the barbed end affects structure and dynamics of the whole filament. J. Mol.Biol., 1996. 260(5): p. 756-66. Imamura, H., et al., Bni1p and Bnr1p: downstream targets of the Rho family small G-proteins which interact with profilin and regulate actin cytoskeleton in Saccharomyces cerevisiae. Embo J., 1997. 16(10): p. 2745-55. Kamei, T., et al., Interaction of Bnr1p with a novel Src homology 3 domaincontaining Hof1p. Implication in cytokinesis in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem., 1998. 273(43): p. 28341-5. Liu, H.P. and A. Bretscher, Disruption of the single tropomyosin gene in yeast results in the disappearance of actin cables from the cytoskeleton. Cell, 1989. 57(2): p. 233-42. Pruyne, D.W., D.H. Schott, and A. Bretscher, Tropomyosin-containing actin cables direct the Myo2p-dependent polarized delivery of secretory vesicles in budding yeast. J. Cell Biol., 1998. 143(7): p. 1931-45. Drees, B., et al., Tropomyosin is essential in yeast, yet the TPM1 and TPM2 products perform distinct functions. J. Cell Biol., 1995. 128(3): p. 383-92. Moreau, V., et al., The Saccharomyces cerevisiae actin-related protein Arp2 is involved in the actin cytoskeleton. J. Cell Biol., 1996. 134(1): p. 117-32. Winter, D., T. Lechler, and R. Li, Activation of the yeast Arp2/3 complex by Bee1p, a WASP-family protein. Curr. Biol., 1999. 9(9): p. 501-4. Iida, K. and I. Yahara, Cooperation of two actin-binding proteins, cofilin and Aip1, in Saccharomyces cerevisiae. Genes Cells, 1999. 4(1): p. 21-32.
66
Köszönetnyilvánítás
Köszönetnyilvánítás Aladinnak, mert megtalálta a lámpát. Vagy valami efféle, de mindenesetre kicsit bővebben...
