MENENTUKAN UMUR IKAN MELALUI MIKROSTRUKTUR OTOLIT. Oleh. Sasanti R. Suharti l)

sumber:www.oseanografi.lipi.go.id

Oseana, Volume XXVII, Nomor 1, 2002 : 1-8

ISSN 0216- 1877

MENENTUKAN UMUR IKAN MELALUI MIKROSTRUKTUR OTOLIT Oleh Sasanti R. Suhartil) ABSTRACT DETERMINATION OF FISH AGE USING OTOLITH MICROSTRUCTURE Information of age and growth is fundamental important to fish population study. Age and growth can be determined by various methods, but one of the most reliable method is the use of otolith microstructure which consist of growth increments that can be deposited either daily, seasonally or annually. The study has been developed very fast since it discovered in the beginning of1970s. This study is become a basic from many research in biology and fisheries to understand early life history events of fish, age, growth, recruitment, migration, mortality, stock and efficacy of fishery management. PENDAHULUAN Pengelolaan sumberdaya perikanan yang berkesinambungan membutuhkan informasi ilmu pengetahuan yang substansial. Salah satu bagian terpenting dari dasar informasi ini adalah pengetahuan mengenai umur dan pertumbuhan. Umur ikan memberikan informasi mengenai lama hidup, umur saat matang gonad, umur saat migrasi ke laut dan kembali ke air tawar (estuari) dan umur ketika mereka direkrut dalam perikanan. Data komposisi umur dan hasil tangkapan perikanan komersial, dapat digunakan untuk mengetahui

Oseana, Volume XXVII no. 1, 2002

kurva tangkapan dimana rata-rata kematian tahunan dihitung. Penentuan secara cermat data umur ikan adalah sangat penting untuk menghitung pertumbuhan. Tiga komponen utama datam menentukan populasi ikan yakni rata-rata pertumbuhan, kematian, dan pengukuran rekrutmen. Komposisi tersebut merupakan fungsi terpenting yang sangat vital untuk menilai dan mengelola sektor perikanan secara benar. Tujuan penulisan ini untuk memberikan gambaran umum mengenai pentingnya otolit dalam implementasinya di dunia biologi perikanan.


LATAR BELAKANG PENGGUNAAN OTOLIT Lingkaran pertumbuhan yang terdapat pada struktur keras pada ikan seperti tulang, sisik dan otolit dapat digunakan untuk menentukan umur ikan dan telah digunakan sejak dulu kala. Lingkaran tahunan pada tulang belakang telah digunakan untuk menentukan umur belut sejak tahun 1759 (HEDERSTROM dalam JONES (1992). Sisik ikan pertama digunakan untuk menentukan umur ikan tahun 1888 (CARLANDER 1991). Sedangkan menurut RICKER (1975), otolit telah digunakan untuk menentukan umur ikan sejak tahun 1899. Lingkaran-lingkaran pertumbuhan yang selanjutnya disebut inkremen, pada awal penemuannya diasumsikan pertambahannya secara tahunan. Sehingga untuk menentukan umur ikan yang berumur kurang dari satu tahun tidaklah berguna. (karena belum terbentuk lingkaran tahunannya). Hal yang sama juga sulit diterapkan bagi ikan di daerah tropis atau ikan yang hidup di laut dalam yang pertumbuhannya konstan dan pembentukan lingkaran tahunannya kurang jelas. Inkremen harian, pertama kali ditemukan oleh PANELLA pada tahun 1971 dan dibuktikan mampu memecahkan problem di atas dengan cara membaca lingkaran lingkaran yang terbentuk harian (SECOR et al 1991; JONES 1992). Sejak saat itu tehnik untuk menentukan umur ikan melalui inkremen harian mulai berkembang dan dipakai para peneliti di seluruh dunia, Penentuan umur dengan menggunakan otolith merupakan tehnik terbaik dan akurat sampai saat ini dibandingkan dengan tehnik lain seperti menggunakan sisik, atau struktur keras lainnya dari ikan. Otolith adalah satu satunya struktur yang secara konsisiten mencatat kejadian harian pada tahap awal kehidupan. dan kejadian tahunan sepanjang hidup ikan (GJOSAETER et al. 1984; STEVENSON & CAMPANA 1992).


APA ITU OTOLIT? Otolit adalah unit mikrostruktur yang digunakan untuk menghitung umur ikan terdiri dari lapisan-lapisan kristal kalsium karbonat yang mengendap secara periodik pada matriks organik. Lapisan-lapisan kristal yang mengendap tersebut merupakan struktur yang tendiri dari 2 bagian (bipartite) dan disebut sebagai zona inkremental. Zona tersebut terdiri dari zona inkremen dan zona diskontinus yang umumnya terbentuk dalam 24 jam (CAMPANA & NEILSON 1985; MUGIYA et al. 1981). Dua zona ini secara bersama-sama terlihat sebagai dua garis yang berdekatan, yakni materi yang terang (inkremen) dan materi yang gelap (diskontinus). Jika dilihat dibawah mikroskop dengan pencahayaan khusus, zona inkremental akan terlihat lebar dan transparan, sementara zona diskontinus relatif sempit dan berwarna gelap (CAMPANA & NEILSON 1985). Periode pembentukan inkrement dapat terjadi secara harian, artinya kedua zona terbentuk dalam periode 24 jam, namun ada juga yang terbentuk bukan secara harian. Otolith dari ikan teleost merupakan suatu poliknistalin yang kompleks dan berbentuk statolit, letaknya dibagian tepi bagian dalam dari telinga (CARLSTORM 1963). Otolith terutama terdiri dari kristal kalsium karbonat dalam bentuk anagonit, kolagen dan serat protein (DEGENS et al. 1969). Sehingga dapat dikatakan bahwa otolith terbentuk dari adanya pertambahan kalsium karbonat dalam kanal semi-sirkular dari ikan bertulang belakang (POPPER & COOMBS 1980). Otolit tumbuh melalui penambahan materi-materi baru pada daerah permukaan. Penambahan ini bersifat siklik dan merupakan ritme metabolisme kalsium dan siklus sintesis asam amino setiap harinya, yang akhirnya merupakan apa yang disebut formasi unit pertumbuhan harian atau disebut juga inkremen. Setiap unit pertumbuhan terdiri dari


dua zona, yaitu: 1) Zona kontinus atau inkremen, yaitu penambahan (deposit) yang terjadi pada periode aktif dan metabolisme kalsium, dan 2) Zona diskontinus yang mated utamanya berupa matriks organik (PANELLA 1974; BEAMISH & Me. FARLANE 1990). Fungsi otolit dalam ikan yaitu sebagai organ penyeimbang (SECOR et al. 1991). Adapun fungsi lain dari otolit menurut LOWENSTEIN (1971) dan POPPER & COOMBS (1980) yaitu sebagai alat pendengar.

LETAK DAN BENTUK OTOLIT PADA IKAN Otolit terletak di dalam aparatus vestibula. Aparatus ini terbagi menjadi kantung bagian dorsal yang disebut pars superior, dan kantung bagian ventral yang disebut pars inferior. Lapili terletak di bagian anterior dari pars superior, sedangkan sagita dan asteriskus letaknya saling berdekatan yakni berada didalam pars inferior yang posisinya di bagian tengah dan bawah dan lapili (Gambar 1 A). Kantung-kantung (vestibula) berisi 3 pasang otolith masing-masing mempunyai nama sendiri yaitu utriculus berisi lapilus, sacculus berisi sagita dan lagenus berisi asteriscus (Gambar IB). Menurut SECOR et al. (1991), otolith ikan analog dengan 'otoconia' pada vertebrata lainnya, akan tetapi otolit mempunyai ukuran yang lebih besar dari otoconia dan mempunyai bentuk yang kompleks serta khas untuk setiap jenis ikan. Otolit bersifat spesies spesifik dan terdiri dari 3 pasang yang masing masing mempunyai perbedaan karakteristik tersendiri yang mempengaruhi kegunaan dalam menentukan umur. Pasangan terbesar disebut sagita, diikuti oleh lapilus sedangkan pasangan terkecil disebut asteriskus (Gambar 2). Untuk menentukan umur ikan, otolit yang sering digunakan adalah sagita dan lapilus. Sagita


umumnya mempunyai inkremen yang lebar, sehingga lebih sering dipilih untuk menentukan umur ikan yang pertumbuhannya lambat (ikan yang berumur panjang). Sedangkan inkremen pada lapilus umumnya lebih sempit, sehingga membutuhkan keakuratan yang tinggi dalam membacanya. Pada ikan yang pertumbuhannya cepat, seringkali dijumpai adanya susunan inkremen sub-harian pada sagita. Hal ini membuat interpretasi dalam pembacaan menjadi lebih sulit (Gambar 3A, 3B). Selain itu, jika menggunakan sagita seringkali dibutuhkan pengasahan dan pemolesan yang dimaksudkan untuk mempermudah pembacaan/interpretasi dan tehnik ini membutuhkan banyak waktu dan tenaga. Otolit sebaiknya diambil dan ikan yang baru mati namun jika tidak memungkinkan, ikan bisa diawetkan dalam etanol atau dibekukan. Tidak disarankan untuk menggunakan formalin, karena akan merubah struktur otolit. Untuk ikan juvenil atau larva, sangat dibutuhkan penanganan yang teliti karena pada stadium ini, otolit sangat sensitif terhadap perubahan atau degradasi. Metoda yang paling aman dalam menangani stadium ini adalah dengan mengawetkan dalam etanol 95% atau dibekukan (BROTHERS 1990). Otolith umumnya dikeluarkan dengan cara menyayat bagian kepala (dekat otak) dengan memakai pinset yang agak halus. Tehnik ini dapat dilakukan untuk semua ukuran ikan baik dewasa maupun embrio yang masih dalam telur. Setelah otolit dikeluarkan dari tempatnya, dibersihkan dari jaringan yang menempel dan dikeringkan, untuk selanjutnya siap untuk dibaca. Untuk ikan-ikan yang berukuran kecil, cara ini sudah cukup dan inkremen pada otolit dapat langsung dibaca/ dihitung. Akan tetapi untuk otolit yang berukuran relatif besar, biasanya dibutuhkan pengasahan dan pemolesan sebelum dibaca.






PENYIMPANAN OTOLIT Otolit ikan dewasa dapat disimpan dalam bentuk kering di dalam vial atau botol. Untuk otolit dan ikan-ikan muda, penyimpanan dalam alkohol akan lebih cocok, sedangkan otolit dari larva ikan, penanganan lebih sulit karena sifatnya yang rapuh dan mudah pecah. Cara penyimpanan terbaik yaitu dengan meletakkan diobjek-glas dan direkatkan (mounted) dengan media yang tembus pandang (contoh: permount) dan kemudian ditutup dengan coverslip (BROTHERS 1990).

terbentuk setelah ikan ditangkap/inkremen ditandai, dengan jumlah inkremen yang sudah terbentuk pada tepi otolit saat ikan ditangkap. Tehnik ini telah digunakan untuk merekonstruksi pola harian pada masa setelmen (VICTOR 1982; 1984) bahkan sampai ikan berumur setahun setelah setelmen (VICTOR 1983). Perubahan yang terjadi pada lebar dan pola inkremen harian merupakan hal yang biasa pada ikan-ikan muda. Inkremen pada otolit bervariasi dalam bentuk dan polanya dan satu jenis ke jenis lainnya, bahkan bervariasi diantara populasi dari jenis yang sama (BROTHERS 1984, VICTOR 1987).

APLIKASI OTOLIT DALAM PERIKANAN

VALIDASI

Informasi dasar yang tepat diambil dari otolit adalah menghitung jumlah inkremen dari ukuran ikan tertentu. Dari data ini dapat dibuat kurva umun vs pertumbuhan (BROTHER & Me FARLANE 1981; VICTOR 1983; 1991; FOWLER 1989) atau rata-rata perbedaan pertumbuhan diantara populasi ikan (VICTOR 1987). Aplikasi yang lebih umum dan tehnik inkremen harian adalah untuk memperkirakan total umur dari rekrutmen baru (BROTHER etal. 1983); ROBERTSON^al 1988). Perubahan yang terjadi pada inkremen otolit dapat menjadi tanda yang sangat berguna untuk mengetahui suatu kejadian pada saat itu, sehingga melalui inkremen otolit, dapat diketahui kejadian awal (sejarah) kehidupan dari individu ikan (PANELLA 1971; 1908; BROTHERS & McFARLAND 1981; VICTOR 1982). Pada ikan juvenil, terlihat adanya transisi/perubahan pada pola inkremen yang jelas, hal ini berhubungan dengan masa setelmen. Adanya tanda yang jelas pada setelmen, memudahkan penghitungan dalam menetapkan waktu setelmen, yakni dengan cara mengurangi jumlah inkremen harian yang


Pengetahuan dasar mengenai terbentuknya inkremen pada otolit masih terus dibutuhkan, sebab dijumpai banyak otolit yang tumbuhnya tidak mengikuti pola yang ada. Untuk itu penting sekali dilakukan validasi, agar supaya tidak terjadi salah interpretasi dalam pembacaan inkrement pada otolit. Validasi sangat dibutuhkan untuk membuktikan keakuratan dari setiap metodologi penentuan umur. Problem yang paling mendasar yang sering dijumpai adalah interpretasi inkremen pada otolit, apakah inkremen itu terbentuk dengan pola harian, musiman atau tahunan. Sejak GEFFEN (1988) menemukan bahwa inkremen tidak selalu terbentuk dengan pola harian, banyak penelitian mengenai pembentukan inkremen yang kurang dari sehani (CAMPANA et al 1987). Sejauh ini fenomena demikian hanya dilaporkan untuk larva ikan dari daerah temperate. Hal ini kemungkinan terjadi karena rata-rata pertumbuhan yang lambat, sehingga sering terlihat adanya inkremen yang sangat sempit. Terkait dengan hal tersebut perlu adanya validasi yang akurat, apakah pembentukan inkremen itu benar-benar harian atau bukan.


DAFTAR PUSTAKA BEAMISH R.J. and G.A. McFARLANE. 1990. Current trends in age determination methodology. In: Age and Growth of Fish. R.C. Summerfelt & G.A. Hall (Eds): P. 15-42 BROTHERS, E. B. 1990. Methodological approaches to the examination of otoliths in aging studies. In: Age and Growth of Fish. Eds: R.C. Summerfelt & G.E. Hall. Iowa State Univ. Press/AMES: p.319-330. BROTHERS, E. B. 1984. Otolith studies. In: Ontogny and Systematics of Fishes (H.G. Moser, ed). Allen, Lawrence, Kansas: p. 50-57. BROTHERS, E. B., and W.N. McFARLAND. 1981. Correlations between otolith microstructure, growth and life history transitions in newly recruited French grunts [Haemulon flavolineatum (Desmarest), Haemulidae]./topp. P. V Reun., Cons. Int. Explor. Mer. 178: 369-374 BROTHERS, E. B., D..M. WILLIWMS, and P.F. SALE. 1983. Length of larval life in twelve families of fishes at "One Tree Lagoon", Great Barrier Reef, Australia. Mar. Biol. 76: 319-324 CAMPANA, S.E.,. J.A. GAGNE., and J. MUNRO. 1987. Otolith microstructure of larval herring (Clupea harengus): Image or reality? Can. J. Fish. Aquat. Sci. 44: 1922-1929 CAMPANA, S.E., and J.D. NEILSON. 1985. Microstructure offish otoliths. Can. J. Fish. Aquat. Sci. 42: 1014-1032 CARLSTROM, D. 1963. A crystallographic study of vertebrate otoliths. Biol. Bull. 124: 441-463


DEGENS, E.T., W.G. DEUSER., and RL. HAEDRICH. 1969. Molecular structure and composition of fish otoliths. Mar. Biol 2: 105-113 FOWLER, A.J. 1.989. Description, interpretation and use of the microstructure of otoliths from juvenile butterflyfishes (family Chaetodontidae). Mar. Biol. 102: 167-181 GJOSAETER, J., P. DARAYATNE, O.A BERGSTAD, H. GJOSAETER M.I. SOUS A and I.M. Beck. 1984. Agieng Tropical Fish by Growth Rings in the Otolith. FAO Fish. Circ, 776: 54 hal JONES, CM. 1992. Development and Application of the otolith Increment Technique. In: Otolith Microstructure Examination and Analysis. Canadian Special Publication of Fisheries and Aquatic Science 117: 1-ll.Stevensson, D.K. and Campana S.E.(eds). Dept. Fisheries and Oceans, Ottawa. LOWENSTEIN, O. 1971. The Iabitynth. In: Fish Physiology. Vol. 5. Hoar, W. S. and D.J. Randall (Eds). Academic Press, NY. : P. 207-240 MUGIYA, Y, J. WATANABE, J. YAMADA, J.M. DEAN, D.G. DUNKELBERGER, and M. SHIMIZU. 1981. Diurnal rhythm in otolith formation in the goldfish, Carassius auratus. Comp. Biochem. Physiol. 68A: 659-662. PANELLA, G. 1971. Fish otoliths: Daily growth layers and periodical patterns. Science 173: 1124-1127 PANELLA, G. 1974. Otolith growth patterns: an aid in age determination in temperate and tropical fishes. In: Ageing of fish. T.B. Bagenal (Ed). Unwin Brothers, Surrey, England.: P. 28-29


POPPER, A.N. and S. COOMBS. 1980. Auditory mechanisms in teleost fishes. Am.Sci. 68: 429-440. RICKER, W.E. 1975. Computation and interpretation of biological statistics of fish populations. Bull. Of Fish. Research Board of Canada 191. ROBERTSON, DR., D.G.GREEN, and B.C. VICTOR. 1988. Temporal coupling of reproduction and recruitment of larvae of a Caribbean reef fish. Ecology 69: 370381. TSUKAMOTO, K. andT. KAJIHARA. 1987. Age determination of Ayu with otolith. Nippon Suisan Gakkaishi 53(11): 19851997 VICTOR, B.C. 1991. Daily otolith increments and early life history studies. In: The Ecology of Fishes on Coral Reefs. Ed:


P.F.Sale. Academic Press, Inc. New York : 253-260. VICTOR, B.C. 1987. Growth, dispersal, identification of planktonic labrid pomacentrid reef-fish larvae in eastern Pacific Ocean. Man Biol. 145-152

and and the 95:

VICTOR, B.C. 1984. Coral reef fish larvae: Patch size estimation and mixing in the plankton. Limnol Oseanogr. 29: 11161119 VICTOR, B.C. 1983. Recruitment and population dynamics of a coral reef fish. Science 219: 419-420 VICTOR, B.C. 1.982. Daily otolith increments and recruitmen in two coral-reef wrasse, Thalassoma bifasciatum and Halichoeres bivittatus. Mar. Biol. 71: 203-208

MENENTUKAN UMUR IKAN MELALUI MIKROSTRUKTUR OTOLIT. Oleh. Sasanti R. Suharti l)

Recommend Documents