Dorsalis és ventralis striatalis neuronrendszerek morfológiai elemzése házicsirkében Doktori értekezés
Bálint Eszter Semmelweis Egyetem Szentágothai Idegtudományi Doktori Iskola
Témavezető: Dr. Csillag András, egyetemi tanár, az MTA doktora Hivatalos bírálók: Dr. Halasy Katalin, egyetemi tanár, az MTA doktora Dr. Kiss József, tudományos tanácsadó, az MTA doktora Szigorlati bizottság elnöke: Szigorlati bizottság tagjai:
Dr. Oláh Imre, egyetemi tanár, az MTA doktora Dr. Takács József, Ph.D. Dr. Hájos Norbert, Ph.D.
Budapest 2008
RÖVIDÍTÉSEK JEGYZÉKE.......................................................................................... 4 BEVEZETÉS ................................................................................................................... 9 A dorsalis törzsdúci rendszer ....................................................................................................................9 1. A basalis ganglionok funkcionális organizációja emlősökben .............................................................9 2. A basalis ganglionok meghatározása Amniótákban ...........................................................................11 3. A törzsdúci rendszer bemeneti útvonalai............................................................................................13 3.1 Corticalis bemenetek ....................................................................................................................13 3.2 Thalamicus bemenetek..................................................................................................................15 3.3 Tegmentális dopaminerg bemenetek.............................................................................................15 4. A törzsdúci rendszer kimeneti útvonalai ............................................................................................16 4.1 Striatalis kimenetek ......................................................................................................................16 4.1.1 Striatopallidális útvonalak Amniótákban...............................................................................16 4.1.2 Striatum-SNc-útvonal............................................................................................................16 4.1.3 Striatum-SNr-útvonal ............................................................................................................16 4.2 Pallidális kimenetek......................................................................................................................17 4.2.1 Pallidum-VA/nVL útvonal ....................................................................................................17 4.2.2 Pallidum-nucleus subthalamicus útvonal...............................................................................17 4.2.3 Pallidum-nuclei intralaminares útvonal .................................................................................18 4.2.4 Pallidum-pretectum útvonal...................................................................................................19 5. A törzsdúci rendszer központi eleme, a striatalis komplexum............................................................19 5.1. A striatalis neuronok immuncitokémiai ismérvei.........................................................................19 5.1.1. Projekciós neuronok magzatburkos gerincesekben ..............................................................19 5.1.2. Striatalis interneuronok a magzatburkos gerincesekben.......................................................20 5.2. Emlős jellegzetességek a striatum anatómiájában ......................................................................20 5.2.1 A striatum dopaminerg projekcióinak topográfiai organizációja...........................................21 5.2.2 A striatumból a dopaminerg rendszerbe projiciáló sejtek organizációja ...............................21 5.2.3 Dopaminerg magvakkal való kapcsolat a striatum kompartmentalizációja alapján ..............21 5.3. A madár striatalis komplexum funkcionális kompartmentalizációja az agytörzsi dopaminerg magvakkal való kapcsolata alapján....................................................................................................22 6. Szignalizációs mechanizmusok a striatumban....................................................................................24 6.1 Dopaminerg szignalizáció ............................................................................................................24 6.1.1 A dopamireceptorok típusai és ezek hatása a viselkedésre....................................................24 6.1.2 A DARPP-32 szerepe a dopaminerg jelátviteli folyamatokban.............................................25 6.2 NMDA/ACh/dopamin kölcsönhatások ..........................................................................................28 6.3 A dopaminreceptorok és a glutamátreceptorok kölcsönhatása: a dopamin befolyásolja az LTP és az LTD kialakulását............................................................................................................................30 7. A medialis striatum szerepe a passzív ízelkerüléses tanulásban.........................................................32 A ventralis striatalis rendszer tagja: a nucleus accumbens ..................................................................34 1. A nucleus accumbens emlősökben .....................................................................................................34 1.1 A nucleus accumbens hisztokémiai jellegzetességei .....................................................................34 1.2 A nucleus accumbens afferens kapcsolatai...................................................................................36 1.2.1 Telencephalicus bemenetek ...................................................................................................36 1.2.2. Thalamicus, epithalamicus és hypothalamicus bemenetek...................................................37 1.2.3 Agytörzsi bemenetek .............................................................................................................38 1.3 A nucleus accumbens efferens kapcsolatai...................................................................................38 1.4 A nucleus accumbens intranukleáris kapcsolatai .........................................................................41 2. A nucleus accumbens anatómiája Sauropsidákban ............................................................................41 2.1 A nucleus accumbens anatómiája hüllőben..................................................................................41 2.1 A nucleus accumbens anatómiája madárban ...............................................................................43
CÉLKITŰZÉSEK .......................................................................................................... 45
1
ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK ..................................................................................... 46 A dorsalis striatum és a dopaminerg magvak kapcsolatának vizsgálata.............................................46 1. Kísérleti állatok ..................................................................................................................................46 2. Metszetkészítés...................................................................................................................................46 3. Kettős fluorescens immunhisztokémia, a DARPP-32+ és a TH+ idegelemek kimutatása, a kapcsolatrendszer kvantifikálása céljából...............................................................................................46 4. Immunkontroll....................................................................................................................................47 5. DAPI-festés ........................................................................................................................................47 6. Az MSt-beli és a tegmentális TH+ és DARPP-32+ struktúrák mikroszkópos vizsgálata és kvantitatív analízise..................................................................................................................................................47 7. A DAPI-val kombinált DARPP-32-TH kettős immunhisztokémia vizualizálása ..............................48 8. Retrográd pályakövetés ......................................................................................................................48 9. A FB-jelölt és a DARPP-32-immunpozitív sejtek korrelatív analízise az MSt-ben ...........................49 A dorsalis striatum pallialis eredetű bemeneteinek vizsgálata .............................................................50 1. Kísérleti állatok ..................................................................................................................................50 2. Anterográd tracer beadása az arcopalliumba ......................................................................................50 3. Pre-embedding DARPP-32 EM-immunhisztokémia..........................................................................51 4. Post-embedding glutamát EM-immunhisztokémia ............................................................................52 5. Kombinált post embedding EM-immunhisztokémia glutamátra és aszpartátra .................................52 6. Immunkontroll....................................................................................................................................52 7. Kvantitatív morfometriai analízis .......................................................................................................53 A nucleus accumbens vizsgálata..............................................................................................................53 1. Kísérleti állatok ..................................................................................................................................53 2. Anterográd tracer beadása a nucleus tractus solitariiba......................................................................53 3. Perfúzió és metszetkészítés ................................................................................................................54 4. Az anterográd tracer előhívása ...........................................................................................................54 5. CB-, NPY-immunhisztokémia............................................................................................................55 6. Immunkontroll....................................................................................................................................55
EREDMÉNYEK ............................................................................................................ 56 A dorsalis striatum és a dopaminerg magvak kapcsolata.....................................................................56 1. A kettős immunhisztokémia és a DAPI felülfestés eredményei .........................................................56 1.1 A DARPP-32+ és a TH+ idegelemek megoszlása az agytörzsben ...............................................56 1.2 A DARPP-32- és a TH- immunreaktív struktúrák megoszlása az MSt-ben ..................................56 2. FB-jelölt sejtek és FB – DARPP-32 kolokalizáció az MSt-ben .........................................................60 A dorsalis striatum pallialis eredetű afferensei......................................................................................65 1. A glutamáterg rostok és a DARPP-32+ sejtek kapcsolata..................................................................65 2. Az arcopalliumból érkező rostok elektronmikroszkópiája .................................................................67 A nucleus accumbens meghatározása.....................................................................................................70 1. Anterográd pályakövetés a nucleus tractus solitariiból ......................................................................70 2. CB- immunhisztokémia......................................................................................................................70 3. NPY- immunhisztokémia ...................................................................................................................71 4. DARPP-32- immunhisztokémia .........................................................................................................71
MEGBESZÉLÉS ........................................................................................................... 75 Az MSt és a dopaminerg magvak kapcsolata.........................................................................................75 1. A tirozin-hidroxiláz a dopaminerg struktúrák markereként használható............................................75 2. A DARPP-32 a D1 receptort tartalmazó struktúrák markere .............................................................76 3. DARPP-32+ idegelemek: a DARPP-32 lehetséges funkciói a dopaminerg magvakban....................77
2
4. A juxtapozíciók jelentősége................................................................................................................78 5. A striatotegmentális és striatonigrális neuronok immunhisztokémiai jellemzése a retrográd pályakövetés eredményei alapján ...........................................................................................................78 A dorsalis striatum pallialis eredetű bemenetei .....................................................................................81 1. A DARPP-32-tartalmú idegelemek és a glutamáterg rostok kapcsolata a medialis striatumban .......81 2. Az arcopalliumból a medialis striatumba tartó rostok egy részének valószínűsíthető transzmittere az aszpartát..................................................................................................................................................82 A nucleus accumbens lokalizációja és régiói házicsirkében..................................................................83
KÖVETKEZTETÉSEK ................................................................................................. 87 ÖSSZEFOGLALÁS....................................................................................................... 88 SUMMARY .................................................................................................................... 89 FÜGGELÉK: A MADÁRAGY ÚJ NÓMENKLATÚRÁJA ......................................... 90 IRODALOMJEGYZÉK................................................................................................. 94 SAJÁT KÖZLEMÉNYEK JEGYZÉKE...................................................................... 127 A disszertáció alapját adó saját publikációk........................................................................................127 Közlemények........................................................................................................................................127 Előadások .............................................................................................................................................127 Egyéb saját publikációk .........................................................................................................................128 Közlemények........................................................................................................................................128 Előadások .............................................................................................................................................128
KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS....................................................................................... 129
3
Rövidítések jegyzéke A: arcopallium A2A: adenozin 2A-receptor Aa: arcopallium anterius AAcd: arcopallium anterius, nucleus centralis, pars dorsalis AAcv: arcopallium anterius, nucleus centralis, pars ventralis ABC: avidin-biotin-tormaperoxidáz-komplex Ac: nucleus accumbens AcC: nucleus accumbens, core AChE: acetilkolin-észteráz AcR: nucleus accumbens, rostralis pólus AcS: nucleus accumbens, shell AId: arcopallium intermedium dorsale AIv: arcopallium intermedium ventrale AL: ansa lenticularis ALa: nucleus ansae lenticularis anterior ALp: nucleus ansae lenticularis posterior AMPA: α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-izoxazolpropionsav-típusú glutamátreceptor ASP: L-aszpartát BDA: biotinilált dextránamin BSA: bovine serum albumin BSTl: bed nucleus of stria terminalis, pars lateralis BSTm: bed nucleus of stria terminalis, pars medialis cAMP: ciklikus adenozin-monofoszfát CB: calbindin CCK: cholecystokinin ChAT: kolin-acetil-transzferáz CPi: cortex piriformis CPu: caudatoputamen complex CR: calretinin DA: dopamin
4
DAB: diaminobenzidin DAPI: 4,6- diamidino-2-fenilindol-dihidroklorid DARPP-32: dopamin- és cAMP-regulált foszfoprotein, 32 kDA DBH: dopamin-β-hidroxiláz DIP: nucleus dorsointermedialis posterior DTZ: dorsalis thalamicus zóna DVR: dorsal ventricular ridge DYN: dynorphin E: entopallium EA: extended amygdala ENa: nucleus entopeduncularis anterior ENK: enkephalin ENp: nucleus entopeduncularis posterior EP: nucleus entopeduncularis EW: nucleus Edinger-Westphal FB: fast blue FLM: fasciculus longitudinalis medialis FPL: fasciculus prosencephalicus lateralis FRL: formatio reticularis lateralis FRM: formatio reticularis medialis GABA: γ-aminovajsav GCt: substantia grisea centralis GLU: L-glutamát GP: globus pallidus GPL: globus pallidus, pars lateralis GPM: globus pallidus, pars medialis HA: hyperpallium apicale Hp: hippocampus ICo:nucleus intercollicularis IMM: intermedialis mesopallium INTR: intralaminaris magvak IP: nucleus interpeduncularis
5
Ipc: nucleus isthmi, pars parvocellularis LC: nucleus linearis caudalis LH: lateralis hypothalamus LM: nucleus lentiformis mesencephali LPO: lateralis preopticus area LPS: lamina pallio-subpallialis LSt: lateralis striatum LTD: long term depression LTP: long term potentiation M: mesopallium M4: 4-es típusú muscarinos acetilkolin-receptor MLd: nucleus mesencephalicus lateralis, pars dorsalis MPv: nucleus mesencephalicus profundus, pars ventralis MSt: medialis striatum N: nidopallium NADPH: nikotinamid-adenin-dinukleotid-foszfát NCP: a commissura posterior magva nDCP: a tuberculum posterius dorsalis magja NGS: normal goat serum NIII: nervus oculomotorius NK1: neurokinin-1-receptor NMDA: N-metil-D-aszpartát nNOS: neuronális nitrogén-monoxid-szintetáz NO: nitrogén-monoxid NPY: neuropeptid-Y NTS: nucleus tractus solitarii nVL: nucleus ventralis lateralis thalami OC: chiasma opticum OM: tractus occipitomesencephalicus PAG: periaqueductalis szürkeállomány PAL: passive avoidance learning PB: nucleus parabrachialis
6
PBS: foszfátpufferolt sóoldat (phosphate-buffered saline) pDARPP-32: foszforilált DARPP-32 PE: pallium externum PKA: proteinkináz-A PKC: proteinkináz-C PKG: proteinkináz-G PMR: paramedialis raphe nucleus PNMT: fenilalanin-N-metil-transzferáz PP1: protein-foszfatáz-1 PP2B: protein-foszfatáz-2B PPTg: nucleus pedunculopontinus tegmentalis QF: tractus quintofrontalis R: raphe RRA: retrorubralis area Rt: nucleus rotundus Ru: nucleus ruber S: septum SAC: stratum album centrale SCbd: tractus spinocerebellaris dorsalis SGFS: stratum griseum et fibrosum superficiale SI: substantia innominata SL: septum laterale SN: substantia nigra SNc: substantia nigra, pars compacta SNr: substantia nigra, pars reticulata SP: substance P SpL: nucleus spiriformis lateralis STN: nucleus subthalamicus SS: szomatosztatin TeO: tectum opticum TH: tirozin-hidroxiláz TnA: nucleus taeniae amygdalopallii
7
TO: tuberculum olfactorium TS: tractus solitarius TSM: tractus cortico-septomesencephalicus VA: nucleus ventralis anterior thalami VeM: nucleus vestibularis medialis VIA: area ventrointermedialis VIP: vasoactiv intestinalis peptid VL: ventriculus lateralis VP: ventralis pallidum VT: ventriculus tectalis VTA: area ventralis tegmentalis
Megjegyzés a terminológiához A Szerző tudatában van annak, hogy a használt kísérleti állat (Gallus gallus domesticus) hivatalos magyar neve házityúk. Azonban azt elkerülendő, hogy az olvasó a közönségesen használt értelmezés alapján nőivarú felnőtt szárnyasra gondoljon, a disszertációban végig a házicsirke kifejezést alkalmaztam, hasonlóan számos a szakterületen megjelent magyar nyelvű publikációhoz.
8
Bevezetés A dorsalis törzsdúci rendszer 1. A basalis ganglionok funkcionális organizációja emlősökben A basalis ganglionok kulcsszerepet játszanak a mozgások kontrolljában. Információt kapnak a cortex számos területéről (motivációs állapot és testhelyzet), a substantia nigrából (SN) és a thalamusból. A basalis ganglionok integrálják ezeket az információkat, és a kimeneti magvakon keresztül facilitálják a megfelelő mozgási mintázatot. A striatumnak – a törzsdúci rendszer központi idegelemének – 3 fő kimenete van. A globus pallidus medialisba (GPM), valamint a substantia nigra, pars reticulatába (SNr) γ-aminovajsavat (GABA) és preprotachikininből származtatott cotranszmittert, substance P-t (SP) tartalmazó (SP+), míg a globus pallidus lateralisba (GPL) GABA mellett enkefalint (ENK) kifejező (ENK+) rostokat küld. Az SP+ striatonigrális és striatopallidális útvonal a kívánt mozgások megindításában, facilitálásában, míg az ENK+ útvonal a mozgások negatív szabályozásában vesz részt. Amennyiben az SP+ striatalis projekciós neuronok aktiválódnak, az SNr és a GPM neuronjai gátlódnak, így a thalamicus nucleus ventralis anterior (VA), a nucleus ventralis lateralis (nVL), valamint a tectum opticum (TeO) mozgásszabályozással kapcsolatos területei felszabadulnak a gátlás alól, s a mozgás kiváltódik. Ezzel szemben, amennyiben az enkephalinerg striatalis projekciós neuronok aktiválódnak, az információ az ún. indirekt pályán szintén az SNr-be ill. a GPM-be kerül, de ilyenkor az SNr és a GPM GABA-erg neuronjai aktiválódnak (mivel az indirekt útvonalba még egy glutamáterg mag, a nucleus subthalamicus - STN - is beiktatódik), így a mozgás kiváltódása gátlást szenved. Ez az indirekt kör tehát a nem kívánt mozgások eliminálásához, megakadályozásához szükséges (1., 2. ábra).
9
1. ábra Az ábra a madár törzsdúci rendszert mutatja be. A kékkel jelölt struktúrák GABA-erg, a zölddel jelölt képletek glutamáterg, a pirossal jelölt területek dopaminerg projekciós sejteket tartalmaznak. ALa: nucl. ansae lenticularis anterior (újabban STN: nucleus subthalamicus); ASP: aszpartát; DA: dopamin; GLU: glutamát; „GPL”: az emlős globus pallidus lateralis-szal homológ neuronpopulációk; „GPM”: az emlős globus pallidus medialis-szal homológ sejtek; MSt: medialis striatum; SNc: substantia nigra pars compacta; SNr: substantia nigra pars reticulata; SP: substance P; SpL: nucleus spiriformis lateralis; TeO: tectum opticum; VIA: ventrointermedialis area (thalamus); VTA: area ventralis tegmentalis.
10
VA/nVL
2. ábra Az ábra az emlős törzsdúci rendszer szerveződését mutatja. A kékkel jelölt struktúrák GABA-erg, a zölddel jelölt képletek glutamáterg, a pirossal jelölt területek dopaminerg projekciós sejteket tartalmaznak. DA: dopamin; ENK: enkephalin; GLU: glutamát; GPL: globus pallidus lateralis; GPM: globus pallidus medialis; SNc: substantia nigra pars compacta; SNr: substantia nigra pars reticulata; SP: substance P; STN: nucleus subthalamicus; TeO: tectum opticum; VA: nucleus ventralis anterior thalami; nVL: nucleus ventralis lateralis thalami.
2. A basalis ganglionok meghatározása Amniótákban A basalis ganglionok ventralis és a dorsalis törzsdúcokra különülnek el. Míg a ventralis basalis ganglionok a limbikus folyamatokban játszanak szerepet, addig a dorsalis törzsdúci rendszer szenzorimotoros információkat kap, és mozgásszabályzási funkcióval
11
rendelkezik. Amniótákban a basalis ganglionok a telencephalon centralis/ventralis részén, a pallialis régiók közelében találhatóak meg. Emlősökben a striatum a telencephalon féltekéinek közepén elhelyezkedő, tekintélyes méretű terület, melyet pallialis areák, a claustrum és a cortex határolnak. Madarakban és hüllőkben a striatum fölött szintén pallialis struktúra fekszik, amit korábban dorsal ventricular ridge-nek neveztek (DVR). A DVR-t a régebbi időkben a basalis ganglionok részének tekintették, mivel citoarchitektúrája alapján meglehetősen hasonlít a striatumra. Később anatómiai, fejlődéstani, hisztokémiai és funkcionális vizsgálatok az emlős isocortexszel való analógiáját mutatták ki (Karten, 1991; Nauta és Karten, 1970; Reiner, 1993; Reiner, 1996). A DVR számos neuronpopulációja homológ az emlősök isocortexével. A DVR-től dorsomedialisan fekvő régió (madarakban Wulst – újabb nevén hyperpallium, hüllőkben dorsalis cortex) szintén az emlős isocortexszel rokon. A Sauropsidák és az emlősök striatumára jellemző fő sejttípus a közepes méretű, dentrittüskés projekciós idegsejt (Cajal, 1911, Heimer et al., 1985, Tömböl, 1995, Tömböl et al., 1988), amely jellemzően GABÁ-t ill. SP-t vagy ENK-t tartalmaz. A striatum könnyen megkülönböztethető a fölötte elhelyezkedő palliális areáktól, mert neuropilje erős acetilkolin-észteráz (AChE) és kolin-acetil-transzferáz (ChAT) aktivitást mutat (Graybiel, 1990; Medina és Reiner, 1994; Medina et al., 1993; Reiner et al., 1994; Russchen et al., 1987; Smeets et al., 1986; Wächtler, 1982). A pallidumra minden Amniótában nagy, GABA-erg neuronok jellemzőek, amelyek a GABA mellett egy neurotenzin által szabályozott neuropeptidet, LANT-6-ot (Reiner és Anderson, 1993; Reiner és Carraway, 1987; Veenman és Reiner, 1994) tartalmaznak. Ezeken az idegsejteken végződnek a striatumból érkező SP+ és ENK+ rostok, amelyeket Haber és Nauta (1983) ”gyapjas rostok”-ként („woolly fibers”) írtak le. Sok pallidális neuron tartalmaz parvalbumint is (Celio, 1990; Reiner és Anderson, 1993; Reiner és Carraway, 1987). A dorsalis pallidum emlősökben medialis (GPM) és lateralis (GPL) régióra különül, Sauropsidákban azonban nem lehet egyértelmű határt húzni a két pallidalis area között, bár a GPM és a GPL neuronpopulációival homológ sejtcsoportok itt is megtalálhatóak.
12
3. A törzsdúci rendszer bemeneti útvonalai 3.1 Corticalis bemenetek Az emlősökben a striatum a cortex összes régiójából (szomatoszenzoros, vizuális, akusztikus, premotor és motoros területek) kap bemenetet (Cowan és Wilson, 1994). A corticostriatalis projekciós neuronoknak két típusát különítették el: a projekciós neuronok egyik típusa más kérgi területekbe és a striatumba is projiciál, míg az agytörzsbe nem küld rostokat (nem piramispálya-típusú neuronok), más részük a gerincvelőbe projiciál, és a striatummal leszálló axonjaik kollaterálisain keresztül létesít kapcsolatot (piramispálya-típusú neuronok) (Cowan és Wilson, 1994; Goldman-Rakic és Selemon, 1986; Wilson, 1987)
rostralis caudalis 3. ábra Az ábrák az egyik féltekéből készült koronális metszeteken mutatják be a madár corticostriatalis projekciókat. A zölddel jelölt területek az emlős cortexszel homológ struktúrák (pallialis régiók), míg a kék szín a striatalis komplexet jelzi. A pallialis struktúrák közé tartozik a Wulst (hyperpallium) egy területe, a hyperpallium apicale (HA), a pallium externum (PE) és az arcopallium (ARCO). Egyéb jelölések: GP: globus pallidus, S: septum. Veenman et al., 1995 nyomán.
Madarakban striatalis komplex – a medialis striatum (MSt) és a lateralis striatum (LSt) – bemeneteinek zömét a madár telencephalon kéreggel homológ struktúráiból kapja (3. ábra, pallialis struktúrák), a dorsomedialisan elhelyezkedő Wulstból (hyperpallium) és a ventrolaterálisabban található DVR-ből (Veenman et al., 1995). A projekciós neuronok két csoportra osztása a madarakban is megállja a helyét (Veenman et al., 1995). Azok a sejtek, amelyeket az emlősökben piramispályatípusúaknak mondhatunk, a hyperpalliumban és az arcopalliumban (A), míg a másik csoportba
tartozó
neuronok
a
pallium
13
externumban
(PE)
találhatóak.
A
viscerális/limbikus régiók, mint a hippocampus (Hp), a piriform kéreg (CPi) és a ventroposterior arcopallium szintén ad projekciót a striatumba, de ezek a rostok főleg nem az MSt-ben, hanem limbikus striatalis területeken, pl. a tuberculum olfactoriumban (TO), a nucleus accumbensben (Ac) és a bed nucleus of stria terminalisban (BST) végződnek. Az emlős corticostriatalis projekciós neuronokból kiinduló axonok a striatum idegsejtjeinek dendrittüskéin végződnek és aszimmetrikus szinapszisokat alkotnak. Ezeknek a corticostriatalis projekciós sejteknek a transzmittere emlősök esetében a glutamát. Csillag és munkatársai (1997) elektronmikroszkópiával, immuncitokémiával kimutatták, hogy madarakban azon projekciós neuronok, amelyek rostjai az arcopalliumból érkeznek az MSt-be, nem tartalmaznak glutamátot. A madár striatum glutamáterg beidegzése ezek szerint valószínűleg a pallium externumból, illetve a Wulstból származik. Az arcopalliumból származó rostok az MSt-ben aszimmetrikus, excitatorikus szinapszisokat képeznek (Csillag et al., 1997), de az arcopalliumból anterográdan jelölődött rostok L-glutamátot nem tartalmaznak, így felmerül egyéb excitatorikus neurotranszmitterek szerepe. Az L-aszpartát (ASP) számos rendszerben lehetséges neurotranszmitterként működik (Nadler et al., 1976; Baugham és Gilbert, 1980; Wiklund et al., 1982; Gundersen és Storm-Mathisen, 2000; Aoki et al., 2000). Többen kimutatták az aszpartát jelenlétét (Ádám és Csillag, 2006; Gundersen et al., 1998; 2004) és exocitotikus felszabadulását (Gundersen et al., 1998; 2004) szinaptikus vezikulákban, így valószínűsíthetően transzmitter-funkciót is betölthet. Hüllőkben a corticostriatalis bemenetek a szomatoszenzoros, vizuális és akusztikus palliális struktúrákból erednek (Butler, 1994; González et al., 1990), és ezek a rostok a madarak és emlősök corticostriatalis rostjaihoz hasonlóan szintén glutamátot tartalmaznak (Fowler et al., 1999). Az összes Amniótára jellemző, hogy ezek a glutamáterg axonok a striatum közepes méretű projekciós neuronjainak dendrittüskéin végződnek (Gerfen, 1988; Veenman és Reiner, 1996), valamint a szinapszisok jelátviteli mechanizmusa is nagyon hasonló, így joggal gondolhatjuk, hogy a corticostriatalis körben jelen levő alapvető mechanizmusok az evolúció során korán, a Sauropsidaemlős fejlődési vonal elválása előtt megjelentek.
14
3.2 Thalamicus bemenetek A striatum a madarakban és az emlősökben egyaránt bemenetet kap a thalamus dorsalis magcsoportjaiból (Veenman et al., 1997; Gerfen, 1992). Az emlősökben ezeknek a zöme a thalamus intralamináris magvaiból (INTR) érkezik. Ez a régió számos bemenetet kap különböző szenzoros és motoros kérgi részekből, subcorticalis zónákból (pl. gerinvelő, kisagyi magvak, colliculus superior, nucleus reticularis thalami, ventralis pallidum-VP), és nemcsak a striatumba, hanem az agykéreg számos területére is küld rostokat (Groenewegen és Berendse, 1994). Madarakban számos dorsomedialis thalamicus mag projiciál a striatalis komplexbe. Ezek az emlős intralamináris magvakhoz hasonlóan a kéregnek megfelelő területekre is projiciálnak, mint pl. a hyperpallium, és a DVR egyes részei (Veenman et al., 1997). A madarak dorsomedialis és dorsolateralis thalamicus magvait és a nucleus dorsointermedialis posteriort (DIP) magában
foglaló
thalamicus
zóna
tartalmaz
az
emlős
INTR-rel
homológ
neuronpopulációkat. (Montagnese et al., 2003; Csillag és Montagnese, 2005). 3.3 Tegmentális dopaminerg bemenetek Madarakban és emlősökben a striatalis komplexum bemenetet kap az agytörzsi dopaminerg magvakból, az area ventralis tegmentalisból (VTA, A10 sejtcsoport), a substantia nigra pars compactából (SNc, A9), valamint a katekolaminerg retrorubralis mezőből (A8) (Reiner, 1994; Reiner et al., 1994; Wynne és Güntürkün, 1995). A VTA mind a dorsalis, mind a ventralis striatumba küld rostokat. A dorsalis striatum dopaminerg bemenetének a zömét az SNc adja (Contestabile et al., 1990; Dube és Parent, 1981), és ez a dopaminerg rostozat a striatalis közepes méretű projekciós neuronok dentrittüskéinek nyakán végződik (Gerfen, 1988; Karle et al.; 1996). A dopaminerg és a glutamáterg afferensek egymáshoz közeli elhelyezkedése lehetőséget ad a dopaminerg és a glutamáterg szignalizáció kölcsönhatására. A dopaminerg rostok mind az SP-, mind az ENK-tartalmú neuronokat elérik (Karle et al., 1992; 1994; Kubota et al. 1986a). A projekciós sejtek nagy része tartalmaz dopamin- és ciklikus adenozin-monofoszfát (cAMP)- regulált foszfoproteint (32 kDA) (DARPP-32) (Durstewitz et al., 1998; Hemmings et al., 1995; Reiner et al., 1998; Schnabel et al., 1997), amely részint a D1 receptor másodlagos hírvivő molekulájaként működik, és az evolúció során először az Amnióta fajokban, a corticalis bemenetek súlyának
15
megnövekedésével jelent meg. A D1 és a D2 receptor megoszlása az SP- és ENKtartalmú neuronokban nem egyenlő, az SP+ idegsejtekben a inkább a D1, az ENK+ sejtekben pedig inkább a D2 receptor fordul elő, így míg a direkt útvonalra a dopamin nagyobbrészt serkentő, az indirekt útvonalra inkább gátló hatást fejt ki. A tegmentális bemenet Amniótákban a mozgás inicializálásában vesz részt, így a dopaminerg rendszer irtása bradykinéziát vagy akinéziát okozhat, tehát hüllőkben, madarakban és emlősökben is hasonló funkciót tölt be. 4. A törzsdúci rendszer kimeneti útvonalai 4.1 Striatalis kimenetek 4.1.1 Striatopallidális útvonalak Amniótákban A
striatopallidalis
projekció
emlősökben
és
Sauropsidában
is
a
striatum
GABA/SP/dynorphin (DYN), illetve GABA/ENK-tartalmú neuronpopulációjából indul (Anderson és Reiner, 1990b; Gerfen, 1992; Graybiel, 1990; Reiner et al., 1984a, b; Veenman és Reiner, 1994). Emlősökben a GABA/SP/DYN-tartalmú rostok a GPM-ben, míg a GABA/ENK-immunpozitív axonok a GPL-ben végződnek. Madarakban és hüllőkben a pallidum nem oszlik két részre, így ENK+ és SP+ rostokat is kap a striatumból (Medina és Reiner, 1995; Reiner et al., 1984a, b), azonban a pallidum sejtjei két neuronpopulációt alkotnak az alapján, hogy SP- vagy ENK-tartalmú bemenetet kapnak-e (Anderson és Reiner, 1990; Reiner, 1986), így funkcionálisan a Sauropsida pallidum az emlősök GP-vel homológnak mondható. 4.1.2 Striatum-SNc-útvonal Amniótákban a striatumból az SNc dopaminerg sejtjeihez projiciáló neuronoknak nagy többsége a GABA mellett SP-t fejez ki kotranszmitterként (Reiner és Anderson, 1990; Anderson és Reiner, 1991). Mivel a striatum SNc-vel való kapcsolata reciprok, ezért valószínűleg ennek a körnek modulációs hatása van a törzsdúci rendszer működésére. 4.1.3 Striatum-SNr-útvonal Az emlősök substantia nigrája minden más állatcsoporttól eltérően élesen két egységre különül. Az SN pars compacta (SNc) dopaminerg neuronokat tartalmaz, míg az SN pars
16
reticulata (SNr) ettől immunhisztokémiailag eltér: neuronjai GABÁ-t, LANT6-ot és parvalbumint tartalmaznak (Anderson és Reiner, 1990b; Celio, 1990; Graybiel, 1990; Reiner, 1994; Reiner és Anderson, 1990). Az SNr bemenetét GABA/SP/DYN-tartalmú striatalis sejtekből kapja, kis mértékben azonban a striatalis GABA/ENK+ neuronpopuláció rostjai is elérik (Anderson és Reiner, 1990; Gerfen, 1992; Reiner, 1994; Reiner és Anderson, 1990; Smeets és Medina, 1995). Madarakban és hüllőkben az SNr nem különül el élesen az SNc-től. Noha ezekben a csoportokban is találhatunk ilyen hisztokémiai tulajdonságú területet (madarakban a lateralis SN), ez bizonyos mértékben átfed a dopaminerg neuronpopulációval (Bennis et al., 1990; Reiner és Anderson, 1993; Veenman és Reiner, 1994 ), és striatalis bemenetét szintén főleg a GABA/SP/DYN+ neuronokból kapja (Anderson és Reiner, 1991; Anderson et al., 1991; Brauth et al., 1983). A madár és a hüllő SNr az emlősökéhez hasonlóan a tectum opticumba (TeO) (Reiner et al., 1980) küldi rostjait. További hasonlóság az emlős és a Sauropsida SNr között, hogy a hüllők és a madarak SNr-e is kap GABA/ENK+ bemenetet a GP-ből (Medina és Reiner, 1996, 1997). 4.2 Pallidális kimenetek 4.2.1 Pallidum-VA/nVL útvonal Emlősökben a globus pallidus a thalamicus nucleus ventralis anteriorba (VA) és nucleus ventralis lateralisba (nVL) projiciál. Ezek a magvak motoros kéregrészekbe küldik rostjaikat. A törzsdúci rendszer főleg ezeken a projekciókon keresztül fejt ki hatást a mozgáskontrollra (Alexander és Crutcher, 1990; Gerfen, 1992; Reiner, 1994). Az emlős VA-val, ill. a nVL-lel homológ magvak (ventral tier) Sauropsidákban is megtalálhatóak. Ez a homológ régió madarakban a ventrointermedialis area (VIA), amely pallidális és striatalis bemenetet kap, és a hyperpallium rostralis, szomatoszenzoros/szomatomotoros kéreggel homológ (Medina és Reiner, 2000) részére projiciál. A nucleus dorsointermedialis posterior (DIP), és a környező thalamicus területek, amelyek az arcopalliumra vetítenek, szintén homológok az emlősök INTR magvaival. Ezek az adatok az mutatják, hogy az emlős pallido–VA/nVL útvonalával a madár pallido– DIP/VIA útvonala homológ. Ez a pálya valószínűleg az összes Sauropsidára jellemző. 4.2.2 Pallidum-nucleus subthalamicus útvonal
17
Emlősökben a GPL a nucleus subthalamicusba (STN) projiciál (Gerfen, 1992; Gerfen és Young, 1988), amely a GPM-be és az SNr-be küldi glutamáterg rostjait (Gerfen, 1992; Kita és Kitai 1987; Kitai és Kita, 1987; Reiner, 1994). Ha a GPL-be projiciáló, ENK+ striatalis sejtek aktiválódnak, akkor a GPL gátlást szenved, így sejtjei nem gátolják a STN neuronjait. Az STN glutamáterg projekciós sejteket tartalmaz, így aktiválódásakor serkenti a GPM és az SNr sejtjeit. Ennek következtében a thalamicus VA/nVL gátlódik, így a mozgás elmarad. Ez a ciklus a nem kívánt mozgások eliminálására hivatott, és a striato-GPM-pályával ellentétes funkciót tölt be (Albin et al., 1989, 1992). Madarakban és hüllőkben a pallidum a subthalamus és a caudalis hypothalamus speciális magvaiba projiciál, madarakban az ansa lenticularis anterior (ALa) (ma már STN) és posterior (ALp) magvába, hüllőkben az entopedunculáris mag anterior és posterior magvába (ENa és ENp) (Brauth, 1988; Brauth és Kitt, 1980; Karten és Dubbeldam, 1973; Medina és Reiner, 1997; Medina et al., 1997). Az ALa (STN) és az ENa glutamáterg neuronokat tartalmaz (Medina et al., 1997), és a pallidumba, valamint az SNr-be is küld rostokat (Brauth és Kitt, 1980; Brauth et al. 1978; Medina et al., 1997), ami az emlős STN-re is jellemző (Albin et al., 1989; Kitai és Kita, 1987; Shink et al., 1996; Smith és Parent, 1988; Smith et al., 1994). Az ALa és az ENa topográfiai elhelyezkedése szintén hasonlít az emlős STN-re. Ezen hasonlóságok alapján azt mondhatjuk, hogy ezek a magvak homológok az STN-vel (Jiao et al., 2000). Ugyanez az ALp és az ENp esetében nem mondható el, mivel ezek a magvak GABA/LANT6/parvalbumin+ neuronokat tartalmaznak (Reiner és Carraway, 1987; Veenman és Reiner, 1994) és nem küldenek a pallidumba rostokat (Brauth és Kitt 1980). A két rendszer hasonlósága alapján valószínű, hogy a madarakban és a hüllőkben is fennáll az akaratlan mozgások megakadályozására hivatott kör. 4.2.3 Pallidum-nuclei intralaminares útvonal Főemlősökben a pallidum projiciál az INTR két fő magvába, a nucleus parafascicularisba és a centrum medianumba (Groenewegen és Berendse, 1994), amelyek excitatorikus rostokat adnak a striatumba.
18
A madarak DIP-e a nucleus parafascicularisra hasonlít, mind a projekciós mintázatában (mivel pallidalis bemenetet is kap, és a striatumba projiciál), mind topográfiai elhelyezkedésében (Veenman et al., 1997), de az még tisztázatlan, hogy azok a pallidalis neuronok, amelyek madarakban a DIP-be projiciálnak, SP+ bemenetet kapnak-e. 4.2.4 Pallidum-pretectum útvonal Madarakban és a legtöbb hüllőben a pallidum nagy mennyiségű rostot küld a pretectum azon sejtcsoportjához, amelynek sejtjei GABÁ-t, parvalbumint és LANT6-ot fejeznek ki (Brauth, 1984; Domenici et al., 1988; Medina és Smeets, 1991; Reiner, 1987; Reiner és Carraway, 1987; Reiner et al., 1982a, b). Ez a sejtcsoport madarakban a nucleus spiriformis lateralis (SpL), hüllőkben pedig a tuberculum posterius dorsalis magja (nDCP) (Brauth, 1988; Medina és Smeets, 1991; Reiner et al., 1980, 1982a, b, 1984b). Ezek a sejtcsoportok a tectum azon sejtjeihez is küldenek rostokat, amelyek az agytörzs premotor neuronpopulációiba projiciálnak (Medina és Smeets, 1992; Reiner, 1994; Reiner et al., 1982a). A basalis ganglionok mozgásra gyakorolt hatása valószínűleg részint ezen az útvonalon keresztül valósul meg (Medina és Smeets, 1991; Reiner et al., 1980, 1982a). Emlősökben ennek a pályának a homológja még nem ismert. Patkányban a globus pallidus caudalis része kis mennyiségű rostot küld a pretectumba (nucleus pretectalis posterior) (Shammah-Lagnado et al., 1996), s ez felveti annak lehetőségét, hogy a Sauropsidák pallidum-pretectum pályájával homológ kapcsolat emlősökben is létezik. 5. A törzsdúci rendszer központi eleme, a striatalis komplexum 5.1. A striatalis neuronok immuncitokémiai ismérvei 5.1.1. Projekciós neuronok magzatburkos gerincesekben Amniótákban a striatalis projekciós neuronok transzmitterként GABÁ-t tartalmaznak, tehát gátló jellegűek. A GABA mellett az összes projekciós neuron kifejez valamilyen peptid-kotranszmittert, ENK-t, ill. SP-t, valamint az SP+ neuronokban még DYN is előfordulhat (Reiner és Anderson, 1990; Reiner et al., 1984b). Az SP-t kifejező neuronok az ENK+ sejtektől nemcsak kotranszmitter-tartalmukban, hanem sejtfelszíni receptor-expressziójukban is különböznek, amennyiben az ENK+ sejtek inkább D2, az
19
SP+ neuronok inkább D1 dopaminreceptort fejeznek ki (Gerfen et al., 1990; 1996; Le Moine et al., 1995; Surmeier et al., 1996). 5.1.2. Striatalis interneuronok a magzatburkos gerincesekben Amniótákban a striatalis neuronok mintegy 5-10%-át interneuronok teszik ki, amelyek három fő típusba sorolhatóak, de közös jellegzetességük a dendrittüskék hiánya. 1. nagyméretű, kolinerg interneuronok (Medina és Reiner, 1994; Medina et al., 1993; Powers és Reiner, 1993; Woolf, 1991); 2. közepes méretű, szomatosztatint (SS) és neuropeptid Y-t (NPY) koexprimáló idegsejtek ( Anderson és Reiner, 1990a; Medina et al., 1992); 3. közepes méretű, GABÁ-t, LANT-6-ot és parvalbumint koexprimáló sejtek (Carraway et al., 1993; Cowan et al., 1990; Gerfen et al., 1985; Reiner és Carraway, 1987). Emlősökben a második csoportba tartozó neuronok nagy része neuronális nitrogénoxid-szintetázt (nNOS) is kifejez. A nNOS pozitivitás a Sauropsidára is jellemző (Brüning et al., 1994; Panzica et al., 1994), azt azonban, hogy a nNOS melyik interneuron-típusban
jelenik
meg,
még
nem
írták
le.
Az
emlősökben
az
interneuronoknak még egy fajtája ismert: a GABÁ-t és calretinint (Bennett és Bolam, 1993; Figueredo-Cardenas et al., 1996) kifejező idegsejtek. 5.2. Emlős jellegzetességek a striatum anatómiájában Az emlős striatum két részre különül el: a dorsalis striatum a caudatoputamen-komplex (CPu) legnagyobb részét magában foglalja, a ventralis striatum részei pedig a nucleus accumbens (Ac), a CPu ventromedialis és a TO striatalis régiói. Az emlős dorsalis striatum két szerkezeti egységből épül fel: strioszómákból és mátrixból, amelyek mind kapcsolataikban, mind biokémiai ismérveikben (Gerfen, 1992; Heimer et al., 1995), pl. AchE-, ENK-, SP-, dopamin-, opiátreceptor- és kalciumkötőfehérje-tartalmukban (Gerfen, 1984; Gerfen, 1992; Graybiel, 1990) különböznek egymástól. A mátrix SS+ rostokkal körülvett, calbindint exprimáló sejteket tartalmaz, s fő bemenetét a cortex V. és VI. rétegének mélyebb régióiból kapja. A strioszómák, ezzel szemben, opioid receptorokat fejeznek ki nagy mennyiségben, jellemzőek az SP+ és a tirozin-hidroxilázt tartalmazó rostok, bemenetük pedig a cortex V. lemezének felszíni részéből, valamint a
20
supragranuláris rétegből származik (Gerfen, 1992). Van der Kooy és Fishell (1987) kimutatták, hogy a strioszómák és a mátrix sejtjei nem ugyanabban az időpontban kezdenek differenciálódni. A sejtek két sejttípusba rendeződnek, adhezív tulajdonságaik alapján. A két neurontípus aggregációját és szegregációját részben a kadherin-8 mediálja. Ez a molekula a születés után első héten nagy mennyiségben fordul elő a striatalis mátrixban, míg a presumptív strioszómákban nem termelődik. 5.2.1 A striatum dopaminerg projekcióinak topográfiai organizációja A striatum motoros és limbikus részei dopaminerg projekciójukat jól elkülönülő sejtcsoportokból kapják. A motoros (dorsalis) striatum a laterális SNc-ből, az asszociatív striatum a medialis SNc-ből és a VTA-ból , a limbikus striatum pedig főleg a VTA-ból (kis részben pedig a medialis SNc-ből) kapja dopaminerg bemenetét. A dopaminerg területek közül a retrorubralis area (RRA) rostjai az összes striatalis alrégiót elérik, bár az innen származó rostok mennyisége a striatumban elenyésző. 5.2.2 A striatumból a dopaminerg rendszerbe projiciáló sejtek organizációja A striatumból a dopaminerg magvakba projiciáló sejtek térbelileg rendezetten helyezkednek el. A VTA-ba vetítő neuronok főleg a limbikus striatum területére jellemzőek, azon belül is a nucleus accumbens shell régiójára (Berendse et al., 1992b; Groenewegen et al., 1994, Heimer et al., 1991, Nauta et al., 1978, Walaas és Fonnum, 1980, Zahm és Heimer, 1993). Az SNc dorsalis része szintén a limbikus striatumból kap bemenetet, míg a ventralis SNc és az RRA mindhárom (tehát a motoros, az asszociatív és a limbikus) striatalis alrégióból kap rostokat (Deniau et al., 1996; Gerfen, 1985; Heimer et al., 1991; Nauta et al., 1978; Walaas és Fonnum, 1980; Zahm és Heimer, 1993). 5.2.3 Dopaminerg magvakkal való kapcsolat a striatum kompartmentalizációja alapján Gerfen és mtsai (Gerfen, 1985; 1992; Gerfen et al., 1987) kimutatták, hogy azok a neuronok, amelyek a striatumból az SNr-be projiciálnak, a striatum mátrix kompartmentjében helyezkednek el, azok a sejtek pedig, amelyek az SNc-be küldenek rostokat, a strioszómákban ülnek (Gerfen, 1984, 1985). Az SNr-ből a striatumba érkező dopaminerg projekció a strioszómákban, míg az SNc-ből érkező dopaminerg rostok
21
nagy része (Gerfen et al., 1987), valamint a VTA és az RRA dopamintartalmú axonjai a mátrixban szinaptizálnak. Gerfen a dopaminerg magvakat dorsalis és a ventralis areára különítette aszerint, hogy a mátrixba, vagy a strioszómákba projiciálnak-e (Gerfen et al., 1987). A dorsalis area magában foglalja az SNc dorsalisan elhelyezkedő sejtjeit, a VTA-t és az RRA-t, amelyek a mátrixba küldik rostjaikat, míg a ventralis areához tartoznak az SNc ventralisan ülő sejtjei és az SNr ventralis és caudalis részén fekvő neuronok, amelyeknek rostjai a strioszómákat idegzik be (Gerfen, 1985; Gerfen et al., 1987). A strioszómák neuronjai a ventralis régió sejtjeinek sejttestjeit (beleértve az SNr dopaminerg neuronjait) és proximális dendritjeit innerválják, míg a mátrix idegsejtjei az SNr GABA-erg neuronjait, és a ventralis régió dopaminerg sejtjeinek dendritjeit idegzik be (Gerfen, 1984, 1985). 5.3. A madár striatalis komplexum funkcionális kompartmentalizációja az agytörzsi dopaminerg magvakkal való kapcsolata alapján A madarak striatalis komplexuma szintén dorsalis és ventralis területekre különül. A dorsalis striatum medialis striatumra (MSt) és lateralis striatumra (LSt) oszlik. Jóllehet a striatum madárban nem különül az emlős mátrixhoz és somához hasonló egységekre, funkcionálisan mégsem tekinthető egységes struktúrának. A striatum funkcionális kompartmentalizációja a belőle kiinduló efferensek felől közelíthető meg legjobban. Anderson és Reiner (1991) retrográd pályakövetés segítségével igazolták, hogy míg az MSt rostralis és medialis része inkább a rostralis és a medialis SN-be küld rostokat, addig a caudalis és lateralis része inkább a caudalislateralis SN-be projiciál. Az ENK+ és az SP+ sejtek részvétele a striatonigralis projekcióban eltérő. Az MSt-ből az SN-be projiciáló sejtek nagy többsége az SP+ neuronpopulációból kerül ki (Anderson és Reiner, 1991), tehát a két különböző kotranszmittert
tartalmazó
neuronpopuláció,
csakúgy,
mint
az
emlősökben,
efferentációjuk alapján is elkülönül. A madár striatalis komplex funkcionális kompartmentalizációja megfigyelhető az agytörzsi dopaminerg magvakkal való kapcsolata alapján. Mezey és Csillag (2002) retrográd és anterográd pályakövetés módszerével vizsgálták a striatum VTA-val és SN-nel alkotott reciprok körét. A VTAba és az SN-be projiciáló neuronok elkülönülnek, de térbelileg átfedő területen helyezkednek el, és nagyon kevés olyan sejt van, amely mindkét dopaminerg magba
22
küld projekciót (Mezey és Csillag, 2002). A striatonigralis projekciós neuronok inkább az MSt caudalis (azon belül lateralis) részére jellemzőek, míg rostralisan ezek a sejtek az MSt medialis és dorsalis területén helyezkednek el (Mezey és Csillag, 2002). Az LSt is ad projekciót az SN-be. Ezek a projekciós sejtek inkább az LSt caudalis területeinek medialis, valamint rostralis régióinak centralis és lateralis részeire jellemzőek (Mezey és Csillag, 2002). Az SN-ből retrográdan visszajelölődött sejt a limbikus striatalis régiókban (Ac, TO, BST) is található (Mezey és Csillag, 2002), bár Anderson és Reiner (1991) szerint a BST nem küld projekciót az SN-be. Az itt található retrográdan töltött sejtek szerintük a BST SN-en áthaladó, de nem ott végződő rostjaiból származnak, bár ez a véleménykülönbség abból is fakadhat, hogy a BST területét Mezey és Csillag (2002) Veenman korábbi vélekedését (Veenman et al., 1995) megerősítve újradefiniálta: ma már madárban a caudalis telencephalonnak az oldalkamra ventralis részeit körülvevő területét nevezzük BST-nek. A striato-ventrotegmentalis projekciós sejtek elhelyezkedése a striatumban ettől eltérő (Mezey és Csillag, 2002). Az MSt, nem pedig az LSt, ad projekciót a VTA-ba. Az MSt legrostralisabb részén a VTA-ba vetítő sejtek nincsenek jelen, ezek az MSt centralis és caudalis régióinak medialis, ventriculus lateralis (VL) melletti, valamint dorsalis, pallialis-subpallialis lamina (LPS) alatti területeire jellemzőek. A ventralis striatum összes tagja, a BST, a TO és az Ac is tartalmaz VTA-ba projiciáló neuronokat. Mindezek alapján az MSt-LSt komplex a következő alrégiókra osztható: az MSt lateralis régiója és az LSt a striatum motoros funkiókkal kapcsolatos részét képezi, míg az MSt medialis régiója a ventralis striatalis területekkel (Ac, TO, BST) együtt a mesolimbikus pályarendszer tagja (Veenman et al., 1995, Mezey és Csillag, 2002). Érdemes megemlíteni továbbá, hogy az MSt mesolimbikus és a szomatikus részének neuronjai eltérő karakterűek. Míg a mesolimbikus jellegű medialis területein kicsi és közepes méretű GABA-erg projekciós neuronok találhatóak, addig a motoros funkciókban jelentős szerepet játszó lateralis és centralis területeken valamint az LStben közepes és nagy méretű GABA-erg neuronok találhatóak (Veenman és Reiner, 1994).
23
6. Szignalizációs mechanizmusok a striatumban 6.1 Dopaminerg szignalizáció 6.1.1 A dopamireceptorok típusai és ezek hatása a viselkedésre A dopaminerg szignalizáció a D1 és a D2 receptortípusok működésén keresztül valósul meg, amelyek mind emlősökben, mind madarakban megtalálhatók (Ball et al., 1995; Beckstead, 1988; Dietl et al., 1988; Harrison et al., 1990; 1992; Richfield et al., 1987). A D1 receptorcsaládba két receptor tartozik, a D1 és a D5, míg a D2 receptorcsalád népesebb, emlősökben három tagú (D2, D3, D4). Házicsirkében is elkülönítettek 3 fajta D1 receptort, a D1A, D1B és a D1D receptorokat, melyek közül a D1A ekvivalensnek tekinthető az emlősök D1 receptorával (nukleotidszekvencia alapján), a D1B pedig erős farmakológiai és szekvenciabeli hasonlóságot mutat az emlősök D5 receptorával. A D1D receptor mindkét emlős dopaminreceptorral mutat hasonlóságot, de a D5 receptorhoz áll közelebb. A receptorok expressziós mintázata eltérő. Míg emlősökben a D3, D4 és a D5 típusú is kifejeződik a striatumban, addig messze a leggyakoribbnak a D1 és a D2 típusú tekinthető (Gerfen et al., 1990, 1996; Le Moine et al., 1995; Surmeier et al., 1996). In situ hibridizációs vizsgálatokkal kimutatták, hogy a D1 és a D2 receptorok a striatum projekciós neuronjain posztszinaptikusan fejeződnek ki (Gerfen, 1992; Hersch et al., 1995; Surmeier et al., 1993), és míg a D1 receptor inkább az SP-tartalmú, addig a D2 receptor inkább az enkephalinerg neuronokra jellemző (Gerfen et al., 1990, 1996; Le Moine et al., 1995; Surmeier et al., 1996). A D3 és D4 receptor inkább a limbikus striatalis területekre jellemző, a D5 pedig mind a limbikus, mind a szomatikus striatalis régiókban alacsony mennyiségben fordul elő. Madarakban autoradiográfiás kísérletekkel és in situ hibridizációval vizsgálták a dopaminreceptorok expresszióját (Sun és Reiner, 2000). A striatalis neuronok 60-75%-a tartalmaz D1A (tehát az emlős D1-gyel ekvivalens) receptort, míg a D1B (tehát az emlős D5-tel ekvivalens) receptor csak a sejtek 20-40%-ában exprimálódik, tehát az emlősökhöz hasonlóan a madarak striatumában is a D1A (mostantól a szövegben D1) receptor mediálja nagyobb mértékben a dopaminerg neurotranszmissziót. A dopamin viselkedésre gyakorolt hatására élettani kísérletek derítettek fényt. Dopaminreceptor-agonisták adásával (pl. apomorphin) emlősökben specifikus sztereotíp
24
viselkedésformák válthatóak ki, mint a harapás és a mosakodás, a dopaminreceptor antagonisták használata (dopaminhiány vagy depléció) bradykinéziát vagy akinéziát okoz (Albin et al., 1989). Madarakban hasonló eredményeket kaphatunk. Apomorphin hatására sztereotíp viselkedésformák jelennek meg (pl. csipegetés, Nistico et al., 1983), melyek
dopaminreceptor-antagonistákkal
megszüntethetőek.
Galambban
és
házicsirkében kimutatták, hogy dopamin-depléció, illetve dopamin-antagonisták hatására immobilitás és katalepszia jelentkezik (Sanberg és Mark, 1983; Yanai et al., 1995), és az emlősökhöz hasonlóan az A9-es dopaminerg terület sértése ezekben a fajokban is bradykinéziát vagy akinéziát okoz (Yanai et al., 1995). A dopamin-agonisták (apomorphin) adását nemcsak viselkedésbeli eltérések követik, hanem a neuronok transzmitter-expressziója is megváltozik: az SP+ striatalis projekciós neuronokban az SP expressziója megnő, míg az enkephalinerg projekciós idegsejtekben az ENK-mRNS szintjének csökkenését detektálták (Gerfen, 1992; Reiner et al., 1990). Természetesen antagonista beadásával ellentétes hatást érhetünk el. Ezekből a kísérleti eredményekből következik, hogy, míg az SP+ neuronokra a dopamin inkább serkentő, addig az enkephalinerg idegsejtekre gátló hatást fejt ki (Gerfen et al., 1992). 6.1.2 A DARPP-32 szerepe a dopaminerg jelátviteli folyamatokban A közepes méretű dendrittüskés striatalis projekciós neuronok aktivitását főként a dopamin, glutamát és a GABA szabályozza. Ezek a neuronok a glutamáterg bemeneteiket a kéregből, dopaminerg afferenseiket az agytörzsi dopaminerg magvakból kapják, GABA-erg beidegzésük pedig a rekurrens kollaterálisokból származik (Somogyi et al., 1981). A D1 receptor másodlagos hírvivő molekulája, a DARPP-32 kulcsszerepet játszik ennek a három bemenetnek az integrálásában, így a neuronális excitabilitás szabályozásában is. A DARPP-32 PKA általi foszforilációja (Hemmings et al., 1984) a molekula aktivációjával és számos mechanizmus beindításával jár. A DARPP-32 ugyanis a 34. treoninján foszforilálva a protein-foszfatáz-1 (PP1) hatásos inhibitorává válik (Hemmings et al., 1984). A DARPP-32 nemcsak a dopamin, hanem egyéb faktorok szabályozása alatt is áll (1. táblázat)
25
A DARPP-32
Hírvivő
receptor
mechanizmus
Dopamin
D1
PKA-stimuláció
nő
Dopamin
D2
PP-2B stimuláció
csökken
Glutamát
NMDA
PP-2B stimuláció
csökken
GABA
GABAA
PP-2B gátlás
nő
NO
PKG-stimuláció
nő
VIP
PKA-stimuláció
nő
PKA-stimuláció
nő
Adenozin
A2a
CCK
CCKB
Neurotensin
foszforiláltsági állapota
glutamátfelszabadulás
csökken
serkentése dopaminfelszabadulás
nő
növelése
1. táblázat A táblázat a DARPP-32 foszforilációs állapotát befolyásoló faktorokat és azok hatásmechanizmusát foglalja össze. Rövidítések: CCK: cholecystokinin; NO: nitrogén-oxid, PKA: proteinkináz-A; PKG: proteinkináz-G; PP-2B: protein-foszfatáz 2B; VIP: vasoactiv intestinalis peptid.
A
glutamát
a
DARPP-32
foszforiláltsági
állapotát
az
NMDA
receptorok
közreműködésével csökkentheti, mivel a striatalis neuronokban nagy mennyiségben jelen levő calcineurint aktiválja (PP-2B), ami pedig a DARPP-32 defoszforilációjához vezet (Nishi et al., 1997). A dopamin a D2 receptorokon keresztül hatva valószínűleg ugyanilyen hatást vált ki (Nishi et al., 1997). A főbb transzmitterek közül a GABA a GABAA receptoron keresztül hatva (Snyder et al., 1994) növeli a DARPP-32 foszforiláltsági állapotát. Ez valószínűleg annak köszönhető, hogy a GABA ekkor megnöveli
a
kloridcsatorna
konduktanciáját,
s
ennek
köszönhetően
a
sejt
hiperpolarizálódik, ami a Ca++- influx csökkenésével jár, ezért a PP-2B aktivitása csökken, így a DARPP-32 foszforilált állapotban marad.
26
4. ábra Az ábra a DARPP-32 foszforilációja által kiváltott PP1-inhibíció hatásait mutatja be különböző effektormolekulákon. A PP1 inhibíciója miatt az effektormolekulák foszforilált állapotban maradnak. Rövidítések: PK: protein-kináz; PP1:protein-foszfatáz-1.
Mi történik, amikor a DARPP-32 foszforilálódik a 34. treoninján? A DARPP-32 foszforilált állapotban gátolja a PP-1 működését (4. ábra). Ez a hatása az N-terminálison lévő szekvenciának köszönhető, ami magában foglalja a molekula foszforilációs helyét is. Az N-terminálison elhelyezkedő régiónak egyik aldoménje a DARPP-32 foszforiláltsági állapotától függetlenül kötődik a PP1-hez (6-11. aminosav), a másik pedig (ami magában foglalja a foszforilációs helyet, a 34. treonint is) foszforilált állapotban szorosan bekötődik az enzim aktív helyére. Ennek a két, relatíve gyenge interakciónak a szummájaként jön létre a DARPP-32 gátló hatása. A PKA – DARPP-32 – PP1 út számos fiziológiai effektorra hat (4. ábra). A D1 receptor a feszültségfüggő Na+ csatornákat foszforiláltsági állapotát a PKA-n keresztül növeli, így a Na+-áram csökken (Li et al., 1993). A Na+-csatornák foszforiláltsági szintjét a DARPP-32 is befolyásolja, a PP1 gátlásán keresztül (Schiffmann et al., 1995), hatása így szinergista a PKA hatásával. A PKA és a DARPP-32 szintén szinergisztikusan hat az L-típusú feszültségfüggő Ca++ csatornák működésére. A D1 receptorok aktivációjakor ugyanis ezeken az ioncsatornákon
megnő
a
Ca++-áram,
ami
részint
a
csatorna
PKA
általi
foszforilációjának, részint pedig a defoszforiláció csökkenésének köszönhető. Ezzel ellentétben, a PKA is az N- és P-típusú feszültségfüggő Ca++-csatornákon ébredő Ca++ áramot csökkenti (Surmeier et al., 1995). Ezt a hatást blokkolni lehet mind PKAagonista, mind pedig PP1-inhibitor (pl. foszforilált DARPP-32) segítségével. A
27
DARPP-32 – PP1 kaszkád további célpontja a Na+-K+-ATP-áz. A dopamin a DARPP32-n keresztül a PP1 gátlásával és a PKA aktivációjával, tehát a pumpa foszforiláltsági állapotának növelésén keresztül, gátolja a működését (Bertorello et al., 1990; Bertorello et al., 1991). A DARPP-32/PP1 út az NMDA receptorok működésének modulációjában is részt vesz. 6.2 NMDA/ACh/dopamin kölcsönhatások A striatalis projekciós neuronok bemenetei részint a cortexből és a thalamusból (intralaminaris magvak) érkező glutamáterg axonok, az SNc-ből származó dopaminerg rostok, valamint a striatalis interneuronokból (Kitai, 1981) származó kollaterálisok (5., 6., 7. ábra) A striatalis neuronokon a modulátoros hatások az excitabilitás változásán keresztül érvényesülnek (összefoglaló: Di Chiara et al., 1994). A modulátoros hatások facilitálóak vagy gátlóak lehetnek, és hosszú távú transzkripciós változásokat okoznak (Morelli et al., 1992). Ez a folyamat szolgál az adaptív változások alapjául. A modulációs effektusok között a főszerepet az acetilkolin játssza. Az acetilkolin-tartalmú neuronok a striatalis idegsejtek 1-2%-át teszik ki (Bolam et al., 1984; Phelps et al., 1985) és, bár egy részük a kéregbe ad projekciót (Parent, 1990), nagy többségük interneuronként funkcionál. Ezek az idegsejtek három fő bemenetet kapnak (1) SP-t és GABA-t kifejező projekciós neuronokból (Bolam et al., 1986, Martone et al., 1992), (2) tegmentális dopaminerg idegsejtekből (Kubota et al., 1987; Chang, 1988, Dimova et al., 1993), (3) a thalamus intralamináris magcsoportjában fekvő, valamint - kisebb mennyiségben - a kéregben elhelyezkedő glutamáterg neuronokból (Lapper és Bolam, 1992)(5. ábra).
28
5. ábra Az ábra a striatalis komplex jellemző neuronjain (GABAerg projekciós, valamint ACh-erg interneuronok) konvergáló információkat mutatja. ACh:acetil-kolin; AMPA: AMPA-típusú glutamátreceptor; D1: D1 dopaminreceptor; D2: D2 dopaminreceptor; DA: dopamin; ENK: enkephalin; GABA: γ-amino-vajsav; GLU: glutamát; GPL: globus pallidus lateralis; GPM: globus pallidus medialis; M1: 1-es típusú muscarinos ACh-receptor; M4: 4-es típusú muscarinos ACh-receptor; NK1: neurokinin 1-receptor; NMDA: NMDA-típusú glutamátreceptor; SNc: substantia nigra pars compacta; SNr: substantia nigra pars reticulata; SP: substance P.
A kolinerg neuronok részint a projekciós sejtekhez, részint pedig a SS/NPY-tartalmú és a neurotenzin/GABA-erg striatalis interneuronokhoz küldik axonjaikat. A modulációs hatások másik főszereplője a mesencephalikus dopaminerg magvakból származó dopaminerg (Freund és Somogyi, 1983), valamint az intralamináris magvakból és az agykéregből eredő glutamáterg rostozat (Jones és Leavitt, 1974). A striatalis modulációs effektusok a közepes méretű, tüskés projekciós neuronokra hatnak (5., 6., 7. ábra). Ezeknek az idegsejteknek két jellemző állapota van (Calabresi et al., 1987): a hiperpolarizált nyugalmi állapot, amelyet a K+-áramok váltanak ki, és a depolarizált aktív állapot. Nyugalmi állapotban a dopamin D1 receptor inaktiválhatja a K+-áramot (Kitai és Surmeier, 1993), ezért az NMDA-csatornák felszabadulnak a Mg++ gátlása alól (Herrling, 1992), így a D1 receptorok stimulációjával a thalamicus és a kérgi bemenetekre adott válasz burst jelleget kaphat. Ha a neuronok aktív állapotukban kapnak dopaminerg stimulációt, akkor a D1 receptorok inaktiválhatják a lassú
29
depolarizáló Na+-áramot, így a neuron stabilizálódhat (Calabresi et al., 1987). Az ACh a muscarinos receptorokon keresztül hatva feszültségfüggő hatást fejt ki a K+-áramra, amely a neuron állapotától függően éppen aktivált vagy deaktivált (Kitai és Surmeier, 1993). Ez a hatás megelőzi a neuron két funkcionális állapota közötti random oszcillációt, így stabilizálja az idegsejtet. A modulációs funkciók nemcsak posztszinaptikus receptorokon keresztül fejtik ki hatásukat, hanem preszinaptikus szabályozás által is. A striatalis neuronokhoz beérkező axonok végződésein ugyanis D2 dopaminreceptorok és muscarinos ACh–receptorok helyezkednek el, így a dopamin és az ACh ezeken keresztül saját, valamint egyéb transzmitterek felszabadulását is szabályozni tudja (Stoof et al., 1992, Maura et al., 1988; De Boer et al., 1990). Mind a dopamin, mind az ACh receptorok előfordulnak extraszinaptikusan is (Jarvie és Caron, 1993).
6. ábra Az ábra a madár medialis striatum projekciós neuronjainak bemeneteit mutatja. ACh: acetil-kolin; ASP: aszpartát; DA: dopamin; ENK: enkephalin; GABA: γ-amino-vajsav; GLU: glutamát; SP: substance P; SN: substantia nigra; VTA: area ventralis tegmentalis.
6.3 A dopaminreceptorok és a glutamátreceptorok kölcsönhatása: a dopamin befolyásolja az LTP és az LTD kialakulását A közepes méretű striatalis projekciós neuronok és a striatalis interneuronok egyaránt tartalmaznak D1 és D2 receptorcsaládba tartozó dopaminreceptorokat (Gerfen, 1992;
30
Surmeier et al., 1996; Kawaguchi et al., 1995), valamint NMDA és nem-NMDA típusú glutamátreceptorokat (Calabresi et al., 1996). A dopaminreceptor-aktiváció a corticostriatalis
szinapszisok
plaszticitásában
kritikus
szerepet
játszik,
mivel
befolyásolja a tartós potencírozás (long term potentiation, LTP) (Centonze et al., 1999) és a tartós depresszió (long term depression, LTD) (Calabresi et al., 1992) kialakulását a striatalis neuronokban. A corticostriatalis LTD megakadályozható többek között az SN léziójával illetve D1- vagy D2-receptorantagonistákkal (Calabresi et al., 1992), az LTP pedig a striatum dopaminerg bemeneteinek irtásával (Centonze et al., 1999). A dopamin a DARPP-32-n keresztül befolyásolhatja az intracelluláris fehérjék foszforiláltsági
állapotát,
így
pl.
az
NMDA-
valamint
az
AMPA-típusú
glutamátreceptorokét is (Greengard et al., 1999).
7. ábra A rajz a striatum projekciós neuronjaira érkező afferenseket, valamint a DARPP-32-kaszkád mechanizmusait mutatja. A fekete nyilak serkentő, a szürke nyilak gátló hatást jeleznek. cAMP: ciklikus adenozin-monofoszfát; DA: dopamin; DARPP-32: dopamin és adenozinregulált foszfoprotein; GLU: glutamát; pDARPP-32: a DARPP-32 foszforilált formája; PP1: proteinfoszfatáz-1; PP2B: protein-foszfatáz2B; PKA: proteinkináz A.
Calabresi és munkatársai a DARPP-32 hatását a striatalis LTP-re és LTD-re DARPP32-hiányos (KO, knock out) állatokban vizsgálták (Calabresi et al., 2000). Az már korábban ismert volt, hogy a D1 receptorok gátlása, illetve a dopaminerg denerváció megakadályozza a szinaptikus plaszticitás ezen formáját (Calabresi et al., 1992, Centonze et al., 1999), de a DARPP-32-KO állatok vizsgálata során kiderült, hogy a receptorantagonistáknak ezen hatása valószínűleg a DARPP-32 csökkent működésével – illetve alacsony foszforiláltsági szintjével – van kapcsolatban. A dopamin- és az NMDA receptorok közötti kölcsönhatás nem csak egyirányú: az NMDA receptorok
31
szintén befolyásolják a dopaminreceptorok állapotát. Az NMDA receptor blokkolása potencírozza a D1 receptort és csökkenti a D2 választ (Morelli et al., 1992; Goodwin et al., 1992; Svensson et al., 1992), valamint úgy tűnik, hogy az NMDA receptorok aktivációjával megnövekszik a membránban a D1 receptorok szintje. 7. A medialis striatum szerepe a passzív ízelkerüléses tanulásban A fészekhagyó madarak fiókáinak idegrendszere már a kikelés pillanatában érett, mégis rendkívül plasztikus, ezért ezek az állatok kiválóan alkalmazhatóak tanulási kísérletekben. A fiókák viselkedése veleszületett és korai adaptációs tanulási folyamatok eredménye. A passzív elhárításos tanulás (passive avoidance learning, PAL) során a kiscsirke egy rossz ízű tárggyal való érintkezés után képes arra, hogy az azzal való találkozást a továbbiakban elkerülje. Míg az imprinting (bevésődés) esetén a memórianyom kialakulásához 2 órás expozíció szükséges, addig a PAL során a memórianyom rögzülése egy adott időpillanatban (a rossz ízzel való találkozáskor) indul el, így alkalmas a memória időbeni kialakulásának vizsgálatára. A passzív elhárításos kísérlet során az állatoknak különböző színű, körülbelül magméretű tárgyakat (gyöngyöket) mutatnak. A színek funkciója az íz jelölése. Egy adott kísérleten belül egy bizonyos szín semleges (víz), keserű (metil-antranilát) vagy kellemes (táplálék) ízhez párosulhat. A semleges ízű gyöngyök nem váltanak ki averziót, így arra a csirke a többedszeri próbálkozásra is rácsíp. A keserű gyöngyök azonban heves undor-reakciót váltanak ki, ami a következő viselkedési elemekből tevődik össze: fejrázás, hátralépés, a csőr törlése és a szem behunyása. A következő prezentációk során a sikeresen tanuló állatok a metil-antranilátos gyöngyökhöz hasonló tárgyakat elkerülik (Cherkin, 1969). A kísérletet számos egyéb körülmény is befolyásolja, pl. a golyó mérete (nagyobb gyöngy esetén sikeresebb a tanulás, Clifton és Andrew, 1983) és feltűnő színe (Roper és Redston, 1987). A PAL során a hippocampus, az intermedier medialis mesopallium (IMM), az MSt és az LSt területén történnek változások. Az IMM multimodális asszociációs terület, amely a vizuális impulzusok feldolgozását végzi, míg az MSt a PAL hosszú távú memóriájának kialakulásában játszik jelentős szerepet, hat a PAL kialakulásában részt vevő egyéb területekre és a természetes válaszreakciók gátlásával összehangolja a
32
viselkedést. Az LSt a motoros válasz serkentésében ill. gátlásában, valamint – az arcopalliummal együtt – a menekülési reakciók kialakulásában vesz részt. Az említett területeken a tanulás során számos morfológiai, biokémiai és fiziológiai változás megy végbe (Rose, 1991), tehát valószínűleg ezek a madáragynak azon régiói, amelyek a memórianyom rögzülésében részt vesznek. A változások rövid távú folyamatokkal kezdődnek, melyeknek során az említett területekben megváltozik a neuronok glükózfelvétele, a receptorok kötéserőssége megnő. Ezek a folyamatok másodperc-perc nagyságrendű időintervallumban végbe mennek. A következő percekórák alatt megemelkedik a membránkötött proteinkináz-C mennyisége, a preszinaptikus B50-fehérjék foszforiláltsági állapota, nő a c-fos és a c-jun gének expressziója. A középtávú változások során (1-6 óra elteltével) megemelkedik a tubulin, a pre- és posztszinaptikus glikoproteinek szintézise, a fukokináz-aktivitás valamint a neuronok tüzelési aktivitása. A hosszú távú változások morfológiai jellegűek: a dendrittüskék átmérője, a szinapszisok és a szinaptikus vezikulák száma is megnő (Rose, 1991). Az MSt-ben a szinapszisok és a dendrittüskék száma (Lowndes et al., 1994) valamint a D1 receptorok (D1R) szintje is megemelkedik (Stewart et al., 1996). Az MSt szelektív irtása amnéziát okozhat a tréningben részt vett állatokban (Gilbert et al., 1989, 1991). Úgy tűnik, hogy a csípés tanult gátlása megnövekedett dopaminerg aktivitással együtt jelentkezik (Stewart et al., 1996), és az MSt-be a PAL előtt adott D1 receptorantagonista megakadályozza a memória létrejöttét (Kabai et al., 2004). A megnövekedett D1 receptorszint a dopamin NMDA receptorokra kifejtett modulációs hatását erősíti, így a dopamin a striatalis neuronok NMDA receptor jelátvitelén keresztül kiváltott burst aktivitását fokozni tudja, valamint a projekciós neuronok excitabilitásának beállítására is alkalmas. Az tehát valószínű, hogy az MSt, valamint az agytörzsi dopaminerg magvak közötti kapcsolatnak alapvető szerepe van a tanulással kapcsolatos események korai fázisában (Csillag, 1999), amely végül a memórianyom kialakulásához és a viselkedési válasz megjelenéséhez vezet.
33
A ventralis striatalis rendszer tagja: a nucleus accumbens 1. A nucleus accumbens emlősökben A nucleus accumbens (Ac) ventralis striatalis terület, amely kulcsszerepet játszik a limbikus idegrendszeri működésekben, felelős a célirányos viselkedésért, a jutalmazási reakciókért és az érzelmekért (Kelley, 1999; Groenewegen és Uylings, 2000). Az Ac-t a limbikus és a motoros rendszer közötti interfázisként aposztrofálták (Nauta és Domesick, 1976; Mogenson et al., 1980; Kelley, 1999; Groenewegen és Uylings, 2000; Heimer, 2003), mivel afferentációja a limbikus előagyból ered, és efferensei elérik a ventralis pallidumot (Heimer et al., 1997). 1.1 A nucleus accumbens hisztokémiai jellegzetességei Az Ac, a
striatum többi részéhez hasonlóan, erősen heterogén struktúra.
Immunhisztokémiai jellegzetességeit számos neurokémiai marker használatával tanulmányozták. Az enkephalin eloszlása alapján két régiót, a core-t és a shellt (Záborszky et al., 1985; Meredith et al., 1989, 1992; Voorn et al., 1989; Heimer et al., 1991; Zahm és Brog, 1992) különbözethetünk meg az accumbensben. Az Ac emlősben három alrégióra osztható. A rostralis accumbens viszonylag homogén neurokémiai jellegzetességeit tekintve, ez a terület a rostralis pólus (rostral pole, AcR) (Zahm és Brog, 1992). Az Ac caudalis része két alegységre, a core (AcC) és a shell (AcS) régióra különül (Záborszky et al., 1985; Heimer et al., 1997). A core és a shell egymástól hisztokémiai jellegzetességeiben, valamint afferens és efferens kapcsolataiban is különbözik. Az AcC az emlősök nagy részében calbindin (CB)-immunreaktív struktúrákban gazdag (Meredith et al., 1996), viszont NPY-t tartalmazó elemekben lényegesen szegényebb (Riedel et al., 2002; Brauer et al., 2000), mint a shell. Az AcS területén kimutatták a noradrenerg rostok jelenlétét, amelyek a nucleus tractus solitariiból (NTS) származnak (Delfs et al., 1998). Bár korábbi vizsgálatok (Ikemoto et al., 1995) főemlősökben is leírták az Ac heterogenitását, a patkány accumbenshez hasonló alegységek meglétét csak 2000-ben igazolták (Brauer et al., 2000, selyemmajmocskán végzett kísérletek). Ikemoto a primáta accumbenst három részre osztotta (medialis, dorsolaterális és ventralis részre), azonban rostralis pólus meglétére
34
ekkor nem talált bizonyítékot. Brauer és munkatársai (Brauer et al., 2000) kimutatták, hogy az Ikemoto által medialis és ventralis egységként aposztrofált Ac-terület a patkány Ac shellnek, a dorsolaterális régió pedig a core-nak felel meg.
8. ábra A patkányagy koronális metszeteit bemutató ábrán látható, hogy a nucleus accumbens (Ac) a ventriculus lateralis ventralis csücskét veszi körbe. Az Ac shell (AcS) a core-t (AcC), ventralis és medialis irányból öleli körül. CPu: caudatoputamen komplex; VL: ventriculus lateralis.
Később Ikemoto (Ikemoto et al., 1996) kimutatott egy rostralisan elhelyezkedő accumbalis területet, ami neurokémiáját tekintve homogénnek mondható, így valószínűleg a patkányban található rostralis pólusnak feleltethető meg. A caudalis Ac mindkét régiója (AcC, AcS) kap limbikus bemeneteket (Zahm és Brog, 1992), és projiciál a VP területére (Zahm és Brog, 1992; Rajakumar et al., 1993; Heimer et al., 1995). A rostralis pólus különbözik a caudalis Ac-től a kérgi bemeneteiben (Zahm és Brog, 1992, Zahm és Heimer, 1993) és immunhisztokémiai sajátságaiban is, de JongenRelo szerint (Jongen-Relo et al., 1993) itt is kimutatható egy majdnem CB-negatív
35
shell-szerű, és egy laterális core-jellegű régió, amely intenzív CB-immunreaktivitással rendelkezik. Kombinált CB és calretinin (CR) immunhisztokémia megerősíti a rostralis accumbens inhomogenitását (Hiroi, 1995; Seifert et al., 1998), sőt az NPY is kijelöl a rostralis póluson belül egy shell-szerű területet. A peptid-expresszió, receptorimmuncitokémia, hodológiai jellegzetességek, valamint az emocionális viselkedésben, jutalmazási reakciókban való részvétele miatt az Ac-t és kiterjesztett amygdalát (extended amygdala) (BST, centralis és medialis amygdaloid nucleus) Heimer (Heimer, 1991b; 1997) egy jelentős előagyi kontinuumként aposztrofálta. Később Zahm (Zahm et al., 1999) CB-immunhisztokémia alakpján a shell striatalis természetét mutatta ki. 1.2 A nucleus accumbens afferens kapcsolatai Az accumbens a limbikus rendszer tagja. Bemenetet kap a medialis prefrontalis kéregből (Gorelova és Yang, 1997), az amygdalából (Johnson et al., 1994, Wright et al., 1996; Wright és Groenewegen, 1996; Kelley et al., 1982; Kirouac és Ganguly, 1995), a hippocampusból (Kelley és Domesick, 1982, Meredith et al., 1990), az intralaminaris és a középvonali thalamicus magvakból (Meredith és Wouterlood, 1990; Wright és Groenewegen, 1995). Mivel a medialis prefrontalis kéreg infralimbikus és prelimbikus kéregnek nevezett részeit viscerális motoros kéregként is emlegetik, az Ac valószínűleg nagy szerepet játszik az autonóm és limbikus funkciókban. Brog és munkatársai (1993) accumbensből
való
retrográd
pályakövetés
(fluorogold
tracerrel)
segítségével
térképezték föl az Ac különböző régióiba projiciáló agyterületeket. 1.2.1 Telencephalicus bemenetek Az Ac minden régiója (beleértve a rostralis pólust is) kap bemenetet az entorhinalis, az orbitális kéregből, a basalis amygdalából és a hippocampusból (Gorelova és Yang, 1997; Johnson et al., 1994; Kelley és Domesick, 1982; Meredith et al., 1990; Meredith és Wouterlood, 1990; Brog et al., 1993; Shinonaga et al., 1994). Az AcC valamint az AcS medialis és lateralis területei egyéb kérgi projekcióikban külöböznek (Brog et al., 1993). Az egész AcC a ventralis és dorsalis prelimbicus területekről, az agranularis insularis és perirhinalis, valamint az elülső cyngularis kéregből kapja az afferenseit. A shell területe kérgi és egyéb afferentációit tekintve is lateralis (AcSl) és medialis (AcSm) részre osztható, és míg az AcSl a core-hoz hasonlóan bemenetet kap az
36
agranularis insularis és a perirhinalis kéregből, az AcSm nem rendelkezik ebből a régióból érkező afferentációval. Az egész shell innervációt kap a dorsalis peduncularis és infralimbikus kéregből. Az AcR-t az AcC-hoz hasonlóan az elülső cingularis kéreg innerválja. A további telencephalikus afferensek közül a ventralis pallidumból érkező rostok az egész Ac-t beidegzik, míg a septalis területekből érkező rostok csak az AcSre, a globus pallidusból érkező axonok csak az AcC-ra jellemzőek (9. ábra).
9. ábra Az accumbens különböző területeit különböző előagyi régiók idegzik be. AcC: nucleus accumbens, core; AcR: rostralis pólus; AcSl: nucleus accumbens, shell, laterális alrégió; AcSm: nucleus accumbens, shell, medialis alrégió; GP: globus pallidus; Hp: hippocampus; S: septum; VP: ventralis pallidum.
1.2.2. Thalamicus, epithalamicus és hypothalamicus bemenetek A shell diencephalicus bemenetét főleg a lateralis hypothalamusból (LH), a mediodorsalis thalamicus magból (Wright és Groenewegen, 1996), a középvonali magvakból (Wright és Groenewegen, 1995; Su és Bentivoglio, 1990), valamint az intralaminaris magvak közül a parafascicularis magból kapja (Jones és Leavitt, 1974). (A lateralis és a medialis shell diencephalicus afferenseinek eltéréseit is ábrázolja a 10. ábra, Brog et al., 1993 alapján). A core bemenete ettől némileg eltér, ugyanis az AcC-t csak nagyon kis mértékben érik el a LH-ból érkező rostok, és a shellhez képest kiterjedtebb középvonali thalamicus
37
bemenettel rendelkezik. Az AcS-hez hasonlóan az AcC is kap afferentációt a nucleus parafascicularisból (10. ábra)
10. ábra Az accumbens a thalamus számos magjából és a lateralis hypothalamusból (LH) is kap bemeneteket. AcC: nucleus accumbens, core; AcR: rostralis pólus; AcSl: nucleus accumbens, shell, laterális alrégió; AcSm: nucleus accumbens, shell, medialis alrégió; INTR: intralaminaris magcsoport.
1.2.3 Agytörzsi bemenetek A medialis shell régió mesencephalicus afferentációját nagy részben a nucleus interfascicularis, a nucleus linearis caudalis, a medialis nucleus parabrachialis pigmentosus és a nucleus paranigralis adja (Nauta et al., 1978; Phillipson és Griffiths, 1985). Az afferensek kisebb része ered a VTA laterálisabb részeiből és a retrorubrális mezőből. A VTA ventralisabb területei a shell régió dorsalisabb részeire vetítenek. Az AcC és az AcSl is kap bemenetet a substantia nigrából valamint a retrorubrális mezőből. Szintén a teljes Ac-t elérik a raphe magvakból, a periaquaeductalis szürkeállományból, a locus coeruleusból (LoC) és nucleus pedunculopontinus tegmentalis magból származó rostok (Brog et al., 1993). 1.3 A nucleus accumbens efferens kapcsolatai Az emlős Ac efferens projekcióit számos kísérletben vizsgálták patkányban (Zahm és Heimer, 1993; Usuda et al., 1998) és macskában (Groenewegen és Russchen, 1984; Troiano és Siegel, 1978). Az Ac régióinak – AcC, AcS és AcR – efferens projekciós mintázata is különbözik, de még ezeken a területeken belül is tovább kategorizálhatjuk
38
az efferenseket, ugyanis azok a mag dorsalis-ventralis, valamint mediolateralis tengelye mentén is különböznek (Usuda et al., 1998).
11. ábra A rostralis (balra) és a caudalis (jobbra) core (AcC) eltérő efferentációs mintázattal rendelkezik. Ez a különbség főleg az AcC különböző projekcióinak súlyában jelentkezik. A vastag nyilak a főbb efferentációs területeket mutatják, míg a vékonyabb nyilak a kisebb mértékű efferentációkat jelzik. AcSd: nucleus accumbens, dorsalis shell régió; AcSv: Ac, ventralis shell régió; CPu: caudatoputamen komplex; GPL: globus pallidus lateralis; GPM: globus pallidus medialis; LH: lateralis hypothalamus; LPO: lateralis preopticus area; PAG: periaqueductalis szürkeállomány; PMR: paramedialis raphe nucleus; PPTg: nucleus pedunculopontinus tegmentalis; RRA: retrorubralis area; SNc: substantia nigra, pars compacta; SNr: substantia nigra, pars reticulata; STN: nucleus subthalamicus; VPd: ventralis pallidum, pars dorsalis; VPdl: ventralis pallidum, pars dorsolateralis.
A rostralis pólus laterális része a core projekciós mintázatának szinte folytatását képezi, rostokat küld a globus pallidusba (mind a GPL-be, mind a GPM-be), a VP-be, az LH területére, az agytörzsön belül pedig főleg a VTA és az SNc, valamint a periaqueductalis szürkeállomány (PAG) területére vetít. (Zahm és Heimer, 1993). Az AcR medialis régiójának projekciós mintázata az AcS-éhez hasonít, tehát a GP-be nem ad efferentációt, viszont rostjai elérik az RRA-t és a laterális preopticus areát is, s emellett az AcRl által is innervált VP-be, LH-ba (Kirouac és Ganguly, 1995), VTA-ba, SNc-be, PAG-ba küldi axonjait (Zahm és Heimer, 1993). Az AcC főbb projekcióit a CPu-ba, a GP-be és a VP-be küldi, a diencephalonban eléri a LH területét, az agytörzsben pedig főként az SNc-t és az SNr-t innerválja (Usuda et al., 1998) (az AcC projekcióit mutatja be a 11. ábra). Az AcS efferenseit tekintve erősen heterogén struktúra, rostralis és caudalis régiójának projekciói eltérnek egymástól, és még ezeken a régiók is további alrégiókra oszthatóak (Usuda et al., 1998). Az egész AcS projiciál a VP, a VTA, az SNc és az RRA területére,
39
de ezek a projekciók sem egyenlő mértékűek a különböző alrégiókban. A könnyebb átláthatóság érdekében erről részletes ábrát mutatok be (12., 13. ábra)
12. ábra A rostralis shell projekciós mintázata alapján ventralis (AcSv) és dorsalis (AcSd) részekre oszlik. AcC: accumbens, core; GP: globus pallidus; LH: lateralis hypothalamus; LPO: lateralis preopticus area; PAG: periaqueductalis szürkeállomány; PB: nucleus parabrachialis; PMR: paramedialis raphe nucleus; PPTg: nucleus pedunculopontinus tegmentalis; RRA: retrorubralis area; SNc: substantia nigra, pars compacta; SNr: substantia nigra, pars reticulata; VPdm: ventralis pallidum, dorsomedialis régió; VPvm: ventralis pallidum, ventromedialis régió; VTA: ventralis tegmentalis area.
13. ábra A caudalis shell projekciós mintázata alapján ventralis (AcSv) és dorsalis (AcSd) részekre oszlik. AcC: accumbens, core; BST: bed nucleus of stria terminalis; GP: globus pallidus; LC: nucleus linearis caudalis; LH: lateralis hypothalamus; LPO: lateralis preopticus area; PAG: periaqueductalis szürkeállomány; PB: nucleus parabrachialis; PMR: paramedialis raphe nucleus; PPTg: nucleus pedunculopontinus tegmentalis; RRA: retrorubralis area; SI: substantia innominata; SNc: substantia nigra, pars compacta; SNr: substantia nigra, pars reticulata; VPdm: ventralis pallidum, dorsomedialis régió; VPvm: ventralis pallidum, ventromedialis régió; VTA: ventralis tegmentalis area.
40
1.4 A nucleus accumbens intranukleáris kapcsolatai Van Dongen és munkatársai az AcC és az AcS között fennálló direkt kapcsolatot phaseolus-leucoagglutinin és biotinilált dextránamin segítségével tanulmányozták (van Dongen et al., 2005). Kísérleteik szerint a shell és core régió széles körű intraaccumbalis kapcsolatokkal rendelkezik, sőt, kimutattak a shell és a core specifikus részei között fenálló reciprok kapcsolatot is. A core-ból induló rostok elérik a shell távolabbi területeit, a rostralis pólust, és a TO striatalis részeit is. További intraaccumbalis rostok indulnak a rostralis pólusból az AcS területére, valamint a rostralis és a caudalis shell között is. Ezek a projekciók a GABA-erg közepes méretű tüskés neuronokból, illetve a közepes méretű dendrittüskék nélküli idegsejtekből indulnak ki. 2. A nucleus accumbens anatómiája Sauropsidákban 2.1 A nucleus accumbens anatómiája hüllőben A hüllő Ac az emlőséhez nagyon hasonló, mind elhelyezkedésében, mind immunhisztokémiai jellegzetességeiben és kapcsolatrendszerében (Russchen et al., 1987; Russchen és Jonker, 1988; Gonzalez et al., 1990; Smeets és Medina, 1995; PerezSantana et al., 1997). Az emlősökhöz hasonlóan, az Ac a hüllőkben is a basalis telencephalon területén, a dorsalis striatumtól ventromedialisan található, és gazdag acetilkolin-észteráz aktivitásban, valamint SP-t, ENK-t, illetve dopamint tartalmazó rostokban és terminálisokban (Russchen et al., 1987; Russchen és Jonker, 1988; Gonzalez et al., 1990; Smeets és Medina, 1995; Perez-Santana et al., 1997). A hüllő Ac fő projekciós neurontípusa a dendrittüskés, GABÁ-t, illetve emellett SP-t vagy ENK-t tartalmazó projekciós neuron (Reiner et al., 1984a, b; Reiner, 1987; Anderson és Reiner, 1990b; Reiner és Anderson, 1990), valamint a dendrittüskék nélküli kolinerg, NPY-t, ill. SS-t tartalmzó interneuron (Reiner és Oliver, 1987; Hoogland és VermeulenVanderZee, 1990; Medina et al., 1992, 1993; Powers és Reiner, 1993). Guirado és munkatársai (1999) Psammodromus algiruson végzett kísérletei szerint a hüllő Ac két, chemoarchitekturáját tekintve különböző alrégióra osztható. Ez a két terület különbözik az SP, dopamin, GABA-A-receptor- és CB-tartalmában, valamint kortikális bemeneteiben. Hüllőkben az Ac a dorsalis striatumhoz hasonlóan számos
41
GABA-erg, SP-erg, illetve ENK-erg neuront tartalmaz (Reiner et al., 1984b; Russchen et al., 1987; Reiner, 1987; Bennis et al., 1991, 1994). Az Ac számos CB-immunreaktív sejtet is tartalmaz (Guirado et al., 1999). A CB-immunreaktivitás nagymértékben átfed a GABA-immunreaktivitással, így valószínűleg a GABA-erg és a CB-tartalmú sejtek azonos neuronpopulációt képviselnek (Guirado et al., 1999). A hüllő Ac az AchEimmunreaktivitás alapján is karakterizálható (Russchen et al., 1987), ami a nagyméretű tüskétlen interneuronok és azok nyúlványainak köszönhető (Hoogland és VermeulenVanderZee, 1990; Medina et al., 1993; Powers és Reiner,1993; Henselmans és Wouterlood, 1994). Az SS és az NPY-tartalmú dendrittüskétlen neuronok a hüllő Acben is jelen vannak, bár kisebb mennyiségben (Guirado et al. 1999; Reiner és Oliver, 1987; Medina et al., 1992). Az emlősökhöz hasonlóan a hüllő Ac is denz innervációt kap az agytörzsi dopaminerg magvakból (A8-A10), valamint noradrenerg bemenettel is rendelkezik, amelynek egy része a LoC-ból érkezik (Perez-Santana et al., 1997). Psammodromusban végzett vizsgálatok alapján a hüllő Ac egy rostromedialis SP-, GABAA-receptor-, CB-, dopamindús területre és egy caudolateralis, ezekben a markerekben szegényebb részre osztható, amely a közeli dorsalis striatumhoz hasonló neurokémiai jellegzetességeit tekintve. Az Ac heterogenitást mutat az AChE- és a NADPH-diaphoráz-, ENK-, SP-, DA- és cink- festődését tekintve is (Russchen et al., 1987; Pérez-Clausell és Fredens, 1988; Smeets et al., 1997). A hüllő Ac, az emlőséhez hasonlóan a VP-be, a BST-be, a preopticus területre, az LH-ba, az agytörzsi dopaminerg magvakba, a parabrachiális régiókba és a raphe régióba küldi rostjait (Russchen és Jonker, 1988; Gonzalez et al., 1990; Zahm és Heimer, 1993; Smeets és Medina, 1995), míg bemenetét – ugyancsak az emlős Ac-hez hasonlóan – a limbicus/prelimbicus kéregből, amygdalából, VP-ből, a dorsomedialis thalamusból, az agytörzsi dopaminerg magvakból és a LoC-ból kapja (González et al., 1990; Martinez-Garcia et al., 1993; Smeets és Medina, 1995; Pérez-Santana et al., 1997). Az Ac rostromedialis része a BST-be a preopticus régióba, a LH-ba, az A8–A10 dopaminerg areákba, a raphe magvakba projiciál, így projekciós mintázata az emlős AcS-re hasonlít (Zahm és Heimer, 1993; Smeets és Medina, 1995). A hüllő Ac caudolateralis része a tegmentális dopaminerg magvak caudalisabb részeivel áll kapcsolatban (A8-A9), de nem küld rostokat sem a BST-be, sem pedig a raphe magvakba, így az emlős core régióra hasonlít (Zahm és Heimer, 1993; Smeets és Medina, 1995). A hüllő Ac két alrégiója, a
42
rostromedialis
és
a
caudolateralis
régiók
CB-immunreaktivitásuk
alapján
is
különböznek, a rostromedialis shell-hez hasonló kapcsolatokkal rendelkező terület rendelkezik erős CB-immunreaktivitással, míg a caudolaterális régió CB-ben szegényebb. Ez a mintázat eltér az emlősök többségében tapasztaltaktól, de hasonló a selyemmajmocskában leírt viszonyokhoz (Brauer et al., 2000). 2.1 A nucleus accumbens anatómiája madárban A madár Ac helyzete hosszú ideig vitatott volt. Kuenzel és Masson (1988) csirkeagyatlaszában az Ac a VL ventralis csúcsát körülvevő kis területet foglalja el, medialis irányban pedig beterjed a septum területébe (nucl. accumbens septi). Későbbi kutatások bizonyították, hogy ez a terület valójában az emlős BST, pars lateralisszal homológ (BSTl). Mezey és Csillag (2002) szerint az Ac az eredeti ábrázoláshoz képest laterális és dorsalis irányba terjed ki, és elfoglalja a korábban lobus parolfactoriusnak nevezett basalis előagyi terület medialis részét. Roberts (Roberts et al., 2002) hullámos papagájon (Melopsittacus undulatus) körülhatárolta az Ac területét (14. ábra). A hullámos papagáj accumbense immunhisztokémiai jellegzetességei és citoarchitektúrája alapján shell és core régiókra osztható. A Nissl-festésen a core alrégió a környező striatalis területekhez hasonló, erősebben festődött és nagyobb mennyiségű közepes méretű projekciós neuront tartalmaz, mint a shell. Az accumbensben, a szomszédos medialis striatumtól eltérően nem találtak DARPP-32-tartalmú neuronokat. A shell erős TH+ beidegzést kap, míg a core
területén
a
katekolaminerg
innerváció
csekélyebb
mértékű.
Calbindin-
immunreaktív sejtek szinte csak a shellben fordulnak elő, így a calbindin ideális markernek bizonyul az Ac alrégióinak elhatárolásához.
43
14. ábra A hullámos papagájban (Melopsittacus undulatus) a nucleus accumbens (Ac) az oldalkamra (VL) ventralis csücskénél helyezkedik el. A shell (AcS) a core-t (AcC) ventralis irányból határolja. Rövidítések: AL: ansa lenticularis; AAcd: arcopallium, central nucleus, pars dorsalis; AAcv: arcopallium anterius, central nucleus, pars ventralis; Avl: ventrolateralis arcopallium; BSTdm: bed nucleus of stria terminalis, pars dorsomedialis; EA: extended amygdala; Rt: nucleus rotundus; TO: tuberculum olfactorium; VP: ventralis pallidum (Roberts et al., 2002 nyomán).
44
Célkitűzések 1. A házicsirke medialis striatum és az agytörzsi dopaminerg magvak közötti anatómiailag lehetséges reciprok kapcsolat leírása. 2. Az MSt-ből az SN-be ill. a VTA-ba az érkező projekciók, és az MSt-be érkező dopaminerg afferentáció viszonyának leírása retrográd pályakövetés és a fluoreszcens immunhisztokémia kombinálásával, valamint a DARPP-32-tartalmú sejtek arányának meghatározása a striatoventrotegmentalis és striatonigralis projekciós neuronok között. 3. A dopaminerg és a glutamáterg szignalizáció kölcsönhatása mögött álló szinaptikus architektúra leírása a medialis striatumban. 4. Az aszpartát kimutatása az arcopalliumból a medialis striatumba érkező rostokban, elektronmikroszkópia segítségével. 5. A madár nucleus accumbens pontos helyzetének meghatározása, valamint az Ac emlősökben fellelhető alrégióinak azonosítása immunhisztokémia és anterográd pályakövetés segítségével.
45
Anyagok és módszerek A dorsalis striatum és a dopaminerg magvak kapcsolatának vizsgálata 1. Kísérleti állatok A kísérleteinkben 1-7 napos Hunnia broiler hibrid házicsirkéket (Gallus domesticus) használtunk. A kvantitatív analízisre kerülő 5 állat 1-2 napos volt. 2. Metszetkészítés Az állatokat ketamin:xylazin (34 mg/testtömeg-kilogramm ketamin, 7 mg/kg xylazin) oldatával altattuk, majd 4% paraformaldehidet és 3% pikrinsavat tartalmazó 0,1 M-os foszfátpuffer (PB)-oldattal (pH 7.4) transzkardiálisan perfundáltuk, és az agyakat 1 éjszakán keresztül 4%-os paraformaldehid-oldatban (0,1M PB-ben) 4 oC-on utófixáltuk. Az utófixálás után Leica vibratómmal 60µm-es koronális metszeteket készítettünk, amelyeket 0,3% TritonX-100-at tartalmazó, 0,01M-os foszfátpufferes sóoldatban (0.0027M KCl-t és 0.137M NaCl) (PBS) gyűjtöttük. 3. Kettős fluorescens immunhisztokémia, a DARPP-32+ és a TH+ idegelemek kimutatása, a kapcsolatrendszer kvantifikálása céljából A metszeteket 0,3% tritonX-100-at tartalmazó PBS-oldatban 3x20 percig mostuk. Ezt a mosást minden munkafázis között alkalmaztuk. A nem specifikus immunreakciók elkerülése végett a metszeteket 1 éjszakán keresztül 5%-os NGS (normal goat serum, PBS-ben)-oldatban blokkoltuk. A D1 receptort tartalmazó idegelemek jelölésére a metszeteket DARPP-32 ellen egérben termelt monoklonális primer antitest (Hemmings et al., 1987) 1:15 000 higítású oldatában, 48 órán keresztül, 4oC-on inkubáltuk, majd szekunder antitestként Cy3-mal jelölt anti-egér immunglobulint használtunk (1:250 PBS-triton X-100-ban, Jackson ImmunoResearch).
46
A dopaminerg idegelemeket tirozin-hidroxiláz (TH) immunhisztokémiával mutattuk ki. A TH immunpozitív (TH+) sejttestek és rostok kimutatására a metszeteket először TH ellen nyúlban termelt poliklonális primer antitest oldatában (1:1000, PBS-tritonX-100ban, Institut Jacques BOY S. A.), 48 órán keresztül 4 oC-on inkubáltuk, majd szekunder antitestként fluoreszcein izotiocianáttal (FITC) jelölt anti-nyúl IgG-t használtunk (1:250, PBS-tritonX-100-ban, Jackson ImmunoResearch). A metszeteket glicerin:PBS 1:1 higítású oldatával fedtük le. A DARPP-32+ idegelemek gerjesztő fénnyel megvilágítva vörösen, a TH+ struktúrák pedig zölden fluoreszkáltak. 4. Immunkontroll Amennyiben a primer antitesteket (anti-DARPP-32, anti-TH) normál szérummal (NGS) helyettesítettük, és ezután alkalmaztuk a szekunder szérumot, nem tapasztaltunk specifikus immunreakciót a metszetekben. 5. DAPI-festés A DARPP-32-immuncitokémia után néhány metszetet 10 percig inkubáltunk 4,6diamidino-2-fenilindol-dihidroklorid (DAPI) (Sigma) oldatában (0,01%, PBS-ben). A DAPI kijelöli a sejtmagvakat, így ez a festés alkalmas arra, hogy megbecsüljük a DARPP-32+ neuronok arányát a többi striatalis neuronhoz viszonyítva. Más metszeteken a DARPP-32–TH kettős fluoreszcens immuncitokémia után alkalmaztuk a DAPI-s felülfestést. Ezeket a metszeteket konfokális mikroszkóppal fényképeztük. A DAPI-DARPP-32-TH hármas jelölés során, a könnyebb jelszeparáció érdekében a dopaminerg
struktúrák
jelölésére
a
TH
ellen
nyúlban
termelt
poliklonális
immunglobulin után Alexa-488-cal konjugált antinyúl-IgG-t használtunk (Molecular Probes, 1:500, PBS-ben). 6. Az MSt-beli és a tegmentális TH+ és DARPP-32+ struktúrák mikroszkópos vizsgálata és kvantitatív analízise A fényképezés a kvantitatív analízisre BIORAD MRC 1000 típusú konfokális pásztázó lézermikroszkóppal történt, képalkotó és -elemző szoftverként a LaserSharp programot használtunk. Minden agyból három metszetet vizsgálunk, 40-es nagyítással. A vizsgált területeken (MSt, VTA, SN) kvázi-random felvételeket készítettünk a felszíntől
47
számított 10. µm-nél (az antitest-penetráció standardizálása végett). A kvantitatív morfometriai analízist a digitális képekről a monitoron végeztük. Minden képen 10 sejtet választottunk ki véletlenszerűen, és ezeken a neuronokon megszámoltuk az MSt esetén a DARPP-32+ sejteken levő TH+ axonvégződéseket, a VTA és az SN esetén pedig a TH+ sejttestekkel juxtapozícióban levő DARPP-32+ rostokat. A tegmentális területeken csak a perikaryonokon és a proximális dendriteken levő juxtapozíciókat vettük figyelembe. A DARPP-32-immunhisztokémia és a DAPI-festés kombinációját Olympus BX51 típusú fluoreszcens mikroszkóppal értékeltük ki. Megszámoltuk az MSt-ben azokat a DAPI jelölt struktúrákat, amelyek neuronális karakterrel rendelkeztek (nagy, heterokromatikus mag), majd számba vettük az ugyanabban a régióban elhelyezkedő DAPI-DARPP-32 duplajelölt idegsejteket is. A DARPP-32+ sejtek arányát 5 agyból készült 15 metszet adataiból számoltuk. 7. A DAPI-val kombinált DARPP-32-TH kettős immunhisztokémia vizualizálása A kettős immunhisztokémia és a DAPI-festés kombinálását konfokális pásztázó lézermikroszkóppal vizualizáltuk. Zöld fluorokrómként (a TH jelölésére) Alexa 488-at alkalmaztunk. A mikroszkópizálás során a vörös (CY3) csatornát Green HeNe lézerrel, a DAPI -t UV-lézerrel, az Alexa 488-at argonlézerrel gerjesztettük. Az Alexa 488 megjelenítése során az argonlézernek a 457-es hullámhosszú gerjesztési tartományát használtuk (annak ellenére, hogy az optimális gerjesztőfény 488 nm-es hullámhosszú), mivel a 488 nm-es hullámhossz közel áll a CY3 gerjesztési tartományához, így a két jelölés az argon 488-as lézer használata esetén zavarja egymást. 8. Retrográd pályakövetés A műtétekhez 10 db, 7-8 napos Hunnia broiler hibrid házicsirkét használtunk. Az állatokat ketamin-xylazin (34 mg/testtömeg-kilogramm ketamin, 7 mg/kg xylazin) oldatával altattuk. A műtét során 0,1 µl retrográd jelölőanyagot, Fast Blue-t (FB) (Sigma, 3%-os oldat, desztillált vízben) adtunk be 5 állat esetén a VTA-be (koordináták: 0,2 mm a bregmától caudalisan; 0,6 mm, a középvonaltól laterálisan; 9,0 mm a durától ventralisan, csőrszög: -1 cm) vagy – másik öt állat esetén – az SN-be (koordináták: 0,5
48
mm a bregmától caudalisan; 2,0 mm a középvonaltól laterálisan; 7,7 mm a durától ventralisan, csőrszög: -1 cm) (9. ábra). A műtéthez Kopf mikroinjekciós egységet, sztereotaxikus készüléket és 1 µl-es Hamilton mikropipettát használtunk. A műtét után 4 nappal az állatokat transzkardiálisan perfundáltuk (a metodika leírása fentebb olvasható).
Lépték: 1 mm
15. ábra A piros jelölés a VTA területére,a kék jelölés pedig az SN-be történő beadás helyét mutatja. EW: nucleus Edinger-Westphal; FRL: formatio reticularis lateralis; FRM: formatio reticularis medialis; GCt: substantia grisea centralis; ICo:nucleus intracollicularis; IP: nucleus interpeduncularis; Ipc: nucleus isthmi pars parvocellularis; MLd: nucleus mesencephalicus lateralis, pars dorsalis; NIII: nervus oculomotorius; Ru: nucleus ruber; SAC: stratum album centrale; SGFS: stratum griseum et fibrosum superficiale; SN: substantia nigra; VT: ventriculus tectalis; VTA: area ventralis tegmentalis.
9. A FB-jelölt és a DARPP-32-immunpozitív sejtek korrelatív analízise az MStben A metszeteket Olympus BX40 típusú digitális fotomikroszkóppal vizsgáltuk, a kvantitatív analízishez a Neurolucida képelemző szoftvert használtuk (Version 3.0, Microbrightfield). Minden agy esetén négy metszetet választottunk ki, melyeken kettős szűrő segítségével megszámoltuk a DARPP-32+ és a FB-jelölt sejteket. A négy metszet körülbelüli koordinátái (a Kuenzel és Masson-féle agyatlasz alapján, 1988): 1. metszet : A11.8-12 mm; 4. metszet : A11-11.2 mm; 7. metszet : A10.2-10.4 mm; 10. metszet : A9.6-10 mm). Minden metszeten 100 µm x 100 µm-es mintanégyzetekben számoltuk meg a DARPP-32+, a FB+ és a duplajelölt sejteket úgy, hogy két mintanégyzet közötti távolság 250 µm volt és minden metszeten átlagosan 90 mintanégyzetet vettünk figyelembe. A számolás során azokat a perikaryonokat vettük számításba, amelyek a
49
mintanégyzet két, kitüntetett élét (Gundersen-féle tiltott vonalak) nem érintik (Gundersen, 1977; Sterio, 1984). A sejtszámokat minden metszeten db/mm2 -re adtuk meg. Az adatok statisztikai kiértékeléséhez repeated measures ANOVA- t és post hoc student’s t tesztet használtunk.
A dorsalis striatum pallialis eredetű bemeneteinek vizsgálata 1. Kísérleti állatok A kísérletekhez 7-14 napos Hunnia broiler hibrid házicsirkéket használtunk. 2. Anterográd tracer beadása az arcopalliumba Az állatokat ketamin-xylazin (34 mg/testtömeg-kilogramm ketamin, 7 mg/kg xylazin) oldatával altattuk. A műtét során 0,1 µl anterográd jelölőanyagot, biotinilált dextránamint (BDA, 10kDa, Molecular probes, 10%-os oldat, desztillált vízben) adtunk be a dorsalis intermedialis arcopalliumba (koordináták: 6.2 mm a középvonaltól, 1,7 mm a bregmától rostralisan, 4,2 mm a durától ventralisan; csőrszög: -5 mm). A műtéthez sztereotaxikus készüléket, Kopf mikroinjekciós egységet, sztereotaxist és 1 µles Hamilton mikropipettát használtunk.
Lépték:1 mm 16. ábra A szürke folt az arcopallium intermedium dorsaléba (AId) való beadás helyét mutatja. AIv: arcopallium intermedium ventrale; AL: ansa lenticularis; CPi: cortex piriformis; FPL: fasciculus prosencephalicus
50
lateralis; LSt: lateralis striatum; OC: chiasma opticum; OM: tractus occipito-mesencephalicus; QF: tractus quintofrontalis; TnA: nucleus taeniae amygdalopallii; VL: ventriculus lateralis.
10 nappal az injekció után az állatokat transzkardialisan perfundáltuk 50-100 ml fiziológiás sóoldattal, majd 4% paraformaldehidet, és 0,5 % glutáraldehidet tartalmazó, 0,1 M-os PB-oldattal. Az agyakat 1 éjszakán keresztül, 4 % paraformaldehidet tartalmazó 0,1 M-os PB-oldatban 4 oC-on utófixáltuk, és Leica vibratómmal 60 µm-es koronális metszeteket készítettünk. A metszeteket háromszor húsz percig mostuk 0,05% Tween-20-at tartamazó foszfátpuffer oldatban (PBS, pH 7,4), majd az endogén peroxidázok aktivitásának kiiktatására 10 percig inkubáltuk 2%-os hidrogén-peroxid oldatban (2% H2O2, PBS-ben). Újabb mosás (PBS) után a metszeteket avidin-biotin komplexet tartalmazó oldatban (ABC, Vector Laboratories, PBS-ben 1:500) inkubáltuk 1,5 órán keresztül szobahőmérsékleten. PBS-es mosást követően a metszeteket TrisHCl-ben (0,05 M, pH 8,2) mostuk, majd amplifikálószerént biotonilált-tyramin TrisHCl-es oldatát használtuk (20 ml pH 8,2 Tris-HCl, 7,2 µl 33%-os hidrogén-peroxid oldat, 10 µl tömény biotinilált tyramin). PH 8,2-es Tris-HCl-es mosás után újabb foszfátpufferes mosás következett, majd a metszeteket avidin-biotin-tormaperoxidázoldatban inkubáltuk egy órán keresztül. Újabb mosást követően a jelet diaminobenzidin (DAB) reakcióval (0,03% DAB; Tris-HCl-ben, pH7,4) hívtuk elő. 3. Pre-embedding DARPP-32 EM-immunhisztokémia Az állatokat ketamin-xylazin-koktéllal (40 és 8 mg/kg) altattuk, majd transzkardialisan perfundáltuk 4 % paraformaldehidet és 0,5% glutáraldehidet tartalmazó 0,1 M-os PBoldatban. Az agyakat 4% paraformaldehidet tartalmazó 0,1 M-os PB-oldatban egy éjszakán át utófixáltuk, majd Leica-vibratómmal 50 µm es koronális metszeteket készítettünk. A metszeteket 1 % borohidrid-oldatban kezeltük, a nem specifikus reakciók elnyomása céljából 10%-os NGS-oldatban (1 óra), majd DARPP-32 ellen egérben termelt monoklonális antitest 1:10000 higítású oldatában inkubáltuk 48 órán keresztül. Szekunder anitestként biotinilált anti-egér IgG-t használtunk (1:100, PBSben, 1,5h). A jelölést avidin-biotin-tormaperoxidáz módszerrel hívtuk elő (ABC Elite kit, 1:100, PBS-ben, 1,5h). Az immunkomplexeket DAB-reakcióval tettük láthatóvá (0,03% DAB, 0,001% hidrogén-peroxid, 0,05M Tris-HCl-ben, pH7,4). A munkafázisok között a metszeteket PBS-oldatban mostuk.
51
4. Post-embedding glutamát EM-immunhisztokémia Az immunhisztokémiához Somogyi és Hodgson (1985) metodikáját használtuk. A metszeteket 1 %-os OsO4-oldattal kezeltük 1 órán keresztül, majd felszálló alkoholsorban és propilén-oxidban dehidráltuk, és Durcupanba (Sigma-Aldrich) ágyaztuk. Reichert ultramikrotómmal ultravékony (50-80 nm) metszeteket készítettünk, majd a metszeteket Formvar-hordozóhártyás nikkel rácson a következő reagensekben inkubáltuk: 1 % perjódsav (6 perc), 1 % nátrium-metaperjodát (7 perc) (a műgyanta kiemésztése céljából), marhasavó albumin (BSA), 0.01M PBS-ben, 30 perc, (a reakcióháttér csökkentésére). Ezután a metszeteket glutamát ellen nyúlban termelt primer antitest (Swant), 1:5000-7000 higítású oldatában inkubáltuk 2 órán keresztül, majd szekunder antitestként 15 nm-es kolloidalis arannyal konjugált antinyúl IgG-t használtunk (Jansen, 1:40 0.05M Tris-HCl-ben, 20 perc). Az utókontrasztozás uranilacetáttal és ólomcitráttal történt. 5. Kombinált post embedding EM-immunhisztokémia glutamátra és aszpartátra Az immunhisztokémia metodikája az előző részben leírtakat követi, de ezekben a kísérletekben egérben termelt monoklonális anti-glutamát antitestet (Swant; 1:1500; 1% NGS-t tartalmazó PBS-oldatban; 2 h) használtunk. A jelölést kolloidalis arannyal konjugált (British Biocell; méret: 10 nm; 1:20, 1 % w/v BSA, 0.5 % v/v Tween-20, 0.05M Tris-HCl-ban, pH=7.4, 20 perc, szobahőmérsékleten) anti-egér IgG-vel tettük láthatóvá. Az aszpartáttartalmú struktúrák jelölésére nyúlban termelt poliklonális antiaszpartát antitestet (Sigma; 1:7000; 1% NGS-t tartalmazó PBS-ben; 2 h), majd kolloidális arannyal konjugált anti-nyúl IgG-t (British Biocell; méret: 15 nm; 1:25, 1 w/v% BSA-t és 0.5 v/v% Tween-20-t tartalmazó 0.05M Tris-HCl-ban, pH=7.4, 20 perc) használtunk. 6. Immunkontroll Amennyiben a primer antitesteket (anti-glutamát, anti-aszpartát) normál szérummal (NGS) helyettesítettük, és ezután alkalmaztuk a szekunder szérumot, nem tapasztaltunk specifikus immunreakciót a metszetekben.
52
7. Kvantitatív morfometriai analízis Az Mst-ből készült digitális elektronmikroszkópos fotókat (30 db) vizuálisan értékeltük. A vizsgált 104,2 µm2 –en 41 aszimmetrikus szinapszist találtunk. A látható szinapszisok dendritikus és axonális profiljait azonosítottuk és mértük, és a glutamáttal asszociált aranykolloid szemcséket manuálisan számoltuk össze. Mivel a mitokondriumok felett látható
aranypartikulumok
nem
lehetnek
transzmitter-specifikusak,
ezért
a
mitokondriumok területét és az ott talált aranypartikulumok számát levontuk az eredményekből. A glutamát axonokban való akkumulációját a dendritekhez képest (vagyis a transzmitterszerepű glutamátot) Kruskal-Wallis tesztet követő post hoc MannWhitney U-teszttel igazoltuk. A preszinaptikus axonterminálisokat az alapján kategorizáltuk, hogy a hozzá tartozó posztszinaptikus dendrit-terület tartalmaz-e elektrondenz precipitátumot (DARPP-32-immunreaktivitás), illetve, hogy ezek az elemek dendrittüskéket, vagy dendrittörzseket reprezentálnak-e. A partikulumdenzitásokat egyutas ANOVA-val hasonlítottuk össze. A statisztikai analízist SPSSpage programmal végeztük.
A nucleus accumbens vizsgálata 1. Kísérleti állatok A kísérletekhez 20 darab Hunnia broiler hibrid házicsirkét használtunk. 2. Anterográd tracer beadása a nucleus tractus solitariiba Az állatokat ketamin- xylazin (34 mg/testtömeg-kilogramm ketamin, 7 mg/kg) oldatával altattuk. A műtét során 0,1 µl retrográd jelölőanyagot, biotinilált dextránamint (BDA, 10kDa, Molecular Probes, 10%-os oldat, desztillált vízben) adtunk be 5 állat esetén a nucleus tractus solitariiba (koordináták: 4,5 mm a bregmától caudalisan; 0,8 mm a középvonaltól laterálisan; 7 mm a durától ventralisan, csőrszög: -0,5 cm, 17. ábra). A műtéthez Kopf mikroinjekciós egységet, sztereotaxikus készüléket és 1 µl-es Hamilton mikropipettát használtunk.
53
1 mm 17. ábra Koronális metszetről készült ábra a nucleus tractus solitariiba (NTS) való beadás helyét jelöli (szürke folt). FLM: fasciculus longitudinalis medialis; LM: nucleus lentiformis mesencephali; R: raphe; SCbd: tractus spinocerebellaris dorsalis; TS: tractus solitarius; VeM: nucleus vestibularis medialis.
A műtét után 2 héttel az állatokat transzkardiálisan perfundáltuk. 3. Perfúzió és metszetkészítés Az állatokat ketamin:xylazin (34 mg/testtömeg-kilogramm ketamin, 7 mg/kg xylazin) oldatával altattuk, majd 4% paraformaldehidet tartalmazó 0,1 M-os PB-oldattal (pH 7.4) transzkardiálisan
perfundáltuk,
és
az
agyakat
1
éjszakán
keresztül
4%-os
o
paraformaldehid-oldatban (0,1M PB-ben) 4 C-on utófixáltuk. Az utófixálás után Leica vibratómmal 60µm-es koronális metszeteket készítettünk. 4. Az anterográd tracer előhívása A metszeteket háromszor húsz percig mostuk 0,05% Tween-20-at tartamazó foszfátpuffer oldatban (PBS, pH7,4), majd az endogén peroxidázok aktivitásának kiiktatására 10 percig inkubáltuk 2%-os hidrogén-peroxid oldatban. Újabb mosás (PBS) után a metszeteket avidin-biotin komplexet tartalmazó oldatban (Vector laboratories, PBS-ben 1:500) inkubáltuk 1,5 órán keresztül szobahőmérsékleten A jelet PBS-es és Tris-HCl-es (pH8,0; 0,05M) mosást követő nikkel-DAB- reakcióval (0,25% nikkelammóniumszulfát, 0,015% DAB, 0,05M Tris-HCl-ben, pH8,0) hívtuk elő. A metszeteket
zselatinozott tárgylemezekre
húztuk,
levegőn, szobahőmérsékleten
szárítottuk, felszálló alkoholsoron dehidráltuk, majd DEPEX-szel fedtük le.
54
5. CB-, NPY-immunhisztokémia A metszeteket 10 percig 1%-os H2O2-oldatban inkubáltuk (PBS pH7,4), majd 0,05% Tween-20-at
tatalmazó
PBS-oldatban
(pH7,4)
mostuk.
A
nem
specifikus
immunreakciók elkerülésének érdekében 5% normál kecskeszérumot (NGS) tartalmazó oldatot használtunk (PBS-ben 60 percig, szobahőmérsékleten). A primer antitesteket tartalmazó oldatokban (pH7,4; PBS) a párhuzamos metszeteket 48 óráig inkubáltuk, 4oC-on . A felhasznált primer ellenanyagok: 1. NPY ellen nyúlban termeltetett poliklonális primer antitest (T. Görcs, batch no. N1010A, Quality Sera, Budapest, Csiffáry et al., 1990) 1:16000 higítású oldata, 2. calbinidin D28K ellen egérben termelt monoklonális antitest (Swant, code no. 300, lot no. 18F ) 1:500 higítású oldata. A primer antitest után a metszeteket háromszor húsz percig mostuk PBS-ben, majd szekunder antitestként biotinilált anti-nyúl, vagy, a CB-immunhisztokémia esetén biotinilált anti-egér IgG oldatot használtunk (Vector Laboratories, 1:100, PBS-ben, 1,5 óra szobahőmérsékleten). Újabb mosás (PBS) után a metszeteket avidin-biotin komplexet tartalmazó oldatban (ABC, Vector laboratories, PBS-ben 1:500) inkubáltuk 1,5 órán keresztül, majd, PBS-es és Tris-HCl-es (pH 8,0) öblítést követően a jelet nikkel-diaminobenzidin (DAB) reakcióval (0,25% nikkel-ammóniumszulfát, 0,015% DAB, 0,05M Tris-HCl-ben, pH8,0) hívtuk elő. A metszeteket zselatinozott tárgylemezekre húztuk, levegőn, szobahőmérsékleten szárítottuk, felszálló alkoholsoron dehidráltuk, majd DEPEX-szel fedtük le és Olympus BX51 típusú digitális fotomikroszkóppal, Viewfinder Lite programmal értékeltük. 6. Immunkontroll Amennyiben a primer antitesteket (anti-CB, anti-NPY) normál szérummal (NGS) helyettesítettük, és ezután alkalmaztuk a szekunder szérumot, nem tapasztaltunk specifikus immunreakciót a metszetekben.
55
Eredmények A dorsalis striatum és a dopaminerg magvak kapcsolata 1. A kettős immunhisztokémia és a DAPI felülfestés eredményei 1.1 A DARPP-32+ és a TH+ idegelemek megoszlása az agytörzsben A telencephalonból az ansa lenticularison (AL) keresztül leszálló rostozat (18 A ábra) meglehetősen nagy része tartalmaz DARPP-32-t. Ezek a rostok innerválják az agytörzsi dopaminerg magvak, a VTA és az SN területét (18A-B ábrák), és egy részük TH+ sejttesteken végződik (19 A-B ábrák). A TH a közepes és nagy méretű multipoláris neuronokban is előfordul mind a VTA-ban, mind az SN-ben. Az SN-be és a VTA-ba belépő DARPP-32- immunreaktív rostok varikózus terminálisokat alkotnak (19 A-B ábrák). Ezeknek a varikozitásoknak nagy része juxtapozíciót alkot a TH+ sejtekkel. Egy TH+ sejttesten 1 optikai metszetben átlagosan 2.2±0.54 (átlag ±s. e. m., n=4) juxtapozíciót találtunk. 1.2 A DARPP-32- és a TH- immunreaktív struktúrák megoszlása az MSt-ben Vizsgálataink során az MSt medialis részére koncentráltunk. A DARPP-32+ közepes méretű multipoláris neuronok nagy mennyiségben fordulnak elő az MSt-ben. A környező régiókban, mint pl. a nidopalliumban, az entopalliumban, valamint a pallium egyéb területein csak kevés DARPP-32-immunreaktív struktúrát találtunk (20. ábra). A TH+ rostok nagy mennyiségben fordulnak elő az MSt-ben, ahol szinaptikus kosarakat alkotnak az MSt perikaryonjai körül (20., 21 A, B, D, E ábrák) s látszólag az összes MSt-beli neuront körülveszik. Az MSt idegsejtjeinek nagy része tartalmaz DARPP-32+-t, pontosabban az összes DAPI-jelölt neuronnak 80±0.72%-a (mean±s.e.m., n=4) DARPP-32+. Azok a szinaptikus kosarak, amelyek nem tartalmaznak DARPP-32-immunpozitív struktúrát, üresnek tűnnek. A DAPI-felülfestés lehetővé tette, hogy kimutassuk: ezeknek a kosaraknak egy része DARPP-32-t nem tartalmazó neuronokkal létesít kapcsolatot (21 B ábra), más részük viszont nem idegi struktúrákat, pl. kapillárisokat vesz körül (21 C ábra). A TH+ rostok juxtapozíciókat képeznek a DARPP-32+ perikaryonokkal (20., 21 A, B, D, E ábrák).
56
18. ábra A: DARPP-32+ rostok és varikozitások a area ventralis tegmentalisban (VTA) és a substantia nigrában (SN). A DARPP-32+ rostok az ansa lenticularison (AL) keresztül szétsugározva körülölelik a nucleus pedunculopontinus tegmentalist (PPTg) és innerválják a VTA és az SN területét. A DARPP-32+ rostokat tartalmazó régió átfed a TH+ sejtek jellemző előfordulási helyével B: TH+ sejttestek és dendritek nagy mennyiségben fordulnak elő a VTA és az SN területén. NIII: nervus oculomotorius. Lépték: 200µm
57
Vizsgálataink során kimutattuk, hogy egy DARPP-32+ neuron sejttestjén (ill. proximális dendritjein) egy optikai metszetben átlagosan 4.43±0.52. (mean±s.e.m., n=4) juxtapozíció található. Az MSt-ben és az agytörzsi dopaminerg magvakban sem észleltünk olyan struktúrát, amelyben a DARPP-32 és a TH jelölés kolokalizáltan fordul elő. A következő oldalon: 19A-B ábrák Konfokális lézermikroszkópos felvételek az agytörzsi dopaminerg magvakról (VTA és SN). A kis nyílhegyek a TH+ sejttestek és proximális dendritek valamint a DARPP-32+ rostok közötti juxtapozíciókat mutatják. A fehér keretes inzertek a kép egy-egy kinagyított részletét ábrázolják. A: axon, D: dendrit, S: soma. Lépték:50 µm. 19A ábra FITC-cel jelölt (TH+) sejtek (sárga) és Cy3-mal jelölt DARPP-32+ rostok (piros) az area ventralis tegmentalisban (VTA). 19B ábra A kép a substantia nigrában (SN) található dopaminerg sejteket (sárga) és DARPP-32+ (piros) rostokat mutatja. 20. ábra Konfokális lézermikroszkóppal készült felvétel a nidopallium (N) / medialis striatum (MSt) (korábban: lobus parolfactorius, LPO) határról. Az MSt-re jellemző a DARPP-32+ (piros) sejtek nagy tömege és az őket kosárszerűen körülölelő TH+ (zöld) rostok. A fehér nyíl egy DARPP-32+ sejtet körülvevő TH+ szinaptikus kosárra, a kék nyíl pedig egy DARPP-32+ sejtet nem tartalmazó szinaptikus kosárra mutat. A kis nyílhegyek a DARPP-32+ sejtek és a TH+ rostok közötti juxtapozíciót mutatják. Lépték: 50 µm. 21 A-E ábrák Háromszorosan fluoreszcensen jelölt metszet konfokális mikroszkóppal készült felvételei a medialis striatum területén (MSt). Látszanak a TH+ axonterminálisok (zöld), a DARPP-32+ sejtek (piros) és a DAPI-jelölt sejtmagvak (kék). Lépték: 20 µm. 21 A ábra A kép egy TH+ rostok által körülvett DARPP-32+ sejtet ábrázol. A rostok és a sejt közötti juxtapozíciókat nyílhegyek mutatják. 21 B ábra A DARPP-32-negatív sejtet (melynek jelenlétét DAPI-jelölt magja (*) jelzi ) TH+ szinaptikus kosár veszi körül. A juxtapozíciókat a nyílhegyek mutatják. 21 C ábra Kapilláris, endothelsejt-maggal (nyíl). 21 D ábra A látható maggal (**) rendelkező DARPP-32+ neuron juxtaponál a TH+ rostokkal. 21 E ábra Elágazó TH+ axon (nyilak) a neuropilben. Más axonok DARPP-32+ sejtekkel alkotott juxtapozícióit nyílhegyek mutatják.
58
20
19A
21A
21C
19B
21E
59
21B
21D
2. FB-jelölt sejtek és FB – DARPP-32 kolokalizáció az MSt-ben Habár a VTA-ba ill. az SN-be projiciáló DARPP-32-tartalmú sejtek zöme a medialis striatumban helyezkedik el, felmerül a kérdés, hogy vajon az összes VTA-t és SN-t elérő striatofugalis neuron tartalmazza-e a DARPP-32-t. Az már korábban ismert volt, hogy a VTA-ba ill. az SN-be projiciáló sejtek két elkülönült neuroncsoportot alkotnak (Mezey és Csillag, 2002), mi viszont ezeknek a sejtcsoportoknak a DARPP-32immunreaktivitással való átfedését vizsgáltuk. A koronális metszeteken (22., 24. ábrák) összehasonlítottuk a FB+ (23 A, B ábrák, 24 B, C ábrák), a DARPP-32+ (23 B, 24 A, C ábrák) és a kettősen jelölt (23 B, 24 C ábrák) sejtek denzitását. Kiderült, hogy a DARPP-32+ sejtek jóval magasabb számban (VTA-beadások esetén: 781.2±53.6; SNbeadások esetén: 835.9±52.9 db/mm2) vannak jelen az MSt-ben, mint a FB-jelölt perikaryonok (VTA-beadások esetén 25.0±4.5; SN beadások esetén 13.6±7.1) (reprezentatív példa: 24 A-C ábrák), attól függetlenül, hogy a retrográd tracer a VTAbe, vagy az SN-be került-e. Az injekció helye (SN ill. VTA) és az MSt-n belüli rostrocaudalis koordináta önmagában nincs befolyással sem a kettősen jelölt, sem a FB+ sejtek mennyiségére. Sem a kettősen jelölt, sem a FB+ sejtek abszolút száma nem különbözik szignifikánsan a két különböző beadási hely esetén, azonban a kettősen jelölt sejtek relatív aránya az összes FB+ sejthez viszonyítva szignifikánsan eltér attól függően, hogy a beadás helye a VTA volt-e, vagy az SN. A következő oldalon: 22. ábra Az area ventralis tegmentalisból FB-val retrográdan visszajelölődött neuronok medialis striatumban (MSt). Az inzert a FB-injekció (kék folt) pozícióját és relatív kiterjedését mutatja a VTA-ban ill. az SN-ben. Sept: septum, v: ventriculus lateralis. Lépték: 250 µm. 23 A-B ábrák Retrográd pályajelölés és az azt követő DARPP-32 immunhisztokémia eredményét láthatjuk az area ventralis tegmentalisba (VTA) adott FB injekció után. A fluoreszcens mikroszkóppal készült képek közül a 23 A UV-szűrő használatával készült, így azon csak a FB+, tehát a VTA-ba vetítő sejteket láthatjuk. A 23 B ábra kettős szűrő használatával készült, így a fast blue-t tartalmazó, DARPP32+ és a duplán jelölődött neuronok is feltűnnek. A képen látható két, retrográdan visszajelölődött neuron közül az egyik DARPP-32-t nem tartalmaz (kék sejt, nyíl), a másik pedig olyan DARPP-32+ sejt, amely a VTA-ba ad projekciót (rózsaszín sejt, körrel jelzett nyíl). A nyílhegyek a csak DARPP-32-t tartalmazó sejtekre mutatnak. Lépték: 50 µm.
60
61
Ha az MSt-t rostralis és caudalis részekre osztjuk, a statisztikai adatok némileg megváltoznak, ti. az MSt rostralis területeiről szignifikánsan több sejt projiciál a VTAba, mint az SN-be (t=3.1, p<0.05). Ez a különbség az MSt caudalis részén megszűnik. Hasonló trend bontakozik ki előttünk, ha a kettősen jelölt sejteket vizsgáljuk (interakció: F=7.4; df=1; p<0.05). Mindent összevetve, a statisztikai elemzés azt mutatja, hogy az SN-be projiciáló sejtek között nagyobb a DARPP-32-immunreaktívak aránya (60.2±4.1%), mint a VTA-ba projiciáló sejtek között (40.6±2.5%, t=4.01; p<0.01)(2. táblázat).
sejtszám/mm2 (mean±s.e.m.) Rostrocaudalis szint
(a táblázat utolsó sorában %-os értékek találhatók) VTA beadás
SN beadás
retrográdan visszajelölt
rostralis MSt
33.79±9.12
5.55±2.15 *
sejtek (FB+)
caudalis MSt
18.86±3.70
21.25±11.62 n.s.
kettősen jelölt sejtek
rostralis MSt
15.19±4.41
3.24±1.54 *
caudalis MSt
7.10±2.08
12.61±6.66 n.s.
(DARPP-32+ és FB+)
Kettősen jelölt sejtek
40.6±2.5%
százalékos aránya
t=4.01; p<0.01
60.2±4.1%
2. Táblázat A táblázat a VTA-ból, ill. az SN-ból visszajelölődött sejtek megoszlását mutatja az MSt területén. A *-gal jelölt adatok szignifikáns különbséget mutatnak.
62
24. ábra Vörös szűrővel a DARPP-32+ sejtek piros színben látszanak (A), míg UV szűrő alatt a substantia nigrából retrográdan jelölődött sejtek kék színben tűnnek fel (B). Kettős szűrő használatával (C, a következő oldalon) a FB+ sejtek kék (fehér nyilak), a DARPP-32+ neuronok piros színben, a kettősen jelölt sejtek (fekete nyílhegyek) rózsaszínben látszanak. Ac: nucleus accumbens, MSt: medialis striatum. Lépték: 200 µm.
63
64
A dorsalis striatum pallialis eredetű afferensei 1. A glutamáterg rostok és a DARPP-32+ sejtek kapcsolata A medialis striatumban talált, a dendrittüskéken aszimmetrikus szinapszisokat formáló rostok többsége glutamát-immunreaktivitást mutat. A glutamát-immunpozitív rostok szinaptikus kapcsolatba lépnek a DARPP-32-tartalmú dendritekkel (25 A, C ábrák), de találtunk szinaptikus kapcsolatot glutamáttartalmú axon és DARPP-32-negatív dendrit között is (25 A, B ábrák). Ugyanígy, a DARPP-32-t tartalmazó dendritek olyan axonterminálisokkal is szinaptikus kapcsolatba lépnek, melyek kerek, üres vezikulákat tartalmaznak, és aszimmetrikus, morfológiailag tehát excitatorikus szinapszisokat alkotnak, de glutamátot nem tartalmaznak (25 D ábra). Azokon az axonterminálisokon, melyek dendrittüskékkel szinaptizálnak, szignifikánsan több aranypartikulumot találtunk, mint a dendrittörzsekkel (shaft) szinaptizáló axonok fölött (ANOVA F = 5.22, d.f. = 1, p < 0.05). A posztszinaptikus struktúra DARPP-32tartalma statisztikailag nem volt szignifikáns hatással az axonterminálisok glutamáttartalmára. Az MSt-ben a DARPP-32 nem kolokalizál a glutamáttal, ami azt mutatja, hogy az itt található DARPP-32-immunreaktív idegelemek (valószínűleg közepes méretű dendrittüskés, így GABA-erg neuronok) nem tartalmaznak glutamátot, viszont a DARPP-32-t nem tartalmazó striatalis idegelemek között számos glutamát tartalmú található.
65
25. ábra Az elektronmikroszkópos felvételek a medialis striatumból származó mintákról készültek glutamát(GLU) és DARPP-32-immuncitokémiát követően. A: az intenzív GLU-immunreaktív axonterminális (*) két dendrittel létesít szinapszist, melyek közül az egyik DARPP-32-t tartalmaz (nyíl). Mindkét szinaptikus specializáció aszimmetrikus (nyílhegyek). Lépték: 0,2 µm. B: az intenzív GLU-immunreaktív axonterminalis (*) aszimmetrikus axospinosus szinapszist alkot (nyílhegyek) egy DARPP-32-negatív dendrittel. Lépték: 0,2 µm. C: egy DARPP-32+ dendrit gyengén glutamát-immunreaktív axonnal (*) szinaptizál. Lépték: 0,2 µm. D: a DARPP-32+ dendrit aszimmetrikus szinapszist alkot egy GLU-negatív axonnal. Lépték: 0,2 µm.
66
2. Az arcopalliumból érkező rostok elektronmikroszkópiája Az arcopallium intermedium dorsaléból való anterográd pályakövetés során a MSt-ben számos BDA-jelölt rostot találtunk. Az anterográd pályakövetéssel kombinált glutamátimmuncitokémia kimutatta, hogy számos anterográdan jelölt rost nem tartalmaz glutamátot (26 B ábra), holott a glutamát festés ugyanazon metszeten detektálható (26 B ábra). A glutamát-immunonegatív rostok kicsi, kerek, üres vezikulákat tartalmaznak, és aszimmetrikus, tehát morfológiailag az excitatorikus típusba tartozó szinapszisokat alkotnak a MSt sejtjeivel. Az anterográd pályakövetés és az aszpartát post-embedding immuncitokémia kombinálásával kiderült, hogy a glutamátot nem tartalmazó anterográdan jelölt rostok többsége aszpartát-immunreaktivitást mutat (26 A, C ábrák), és a glutamát tartalmú rostokhoz hasonlóan aszimmetrikus szinapszisokat képez az MSt sejtjeivel (26 A ábra). Az aranyszemcsék természetesen gyakran mitokondriumok fölött láthatók, hasonlóan a glutamáttal jelölt struktúrákhoz, annak megfelelően, hogy mindkét transzmitter aminosav metabolit formában is jelen van. A mitokondriális előfordulást a specifikus jelölés megállapítása során figyelmen kívül hagytuk. Ugyanakkor a szinaptikus vezikulák fölött ill. az axoplazmában látható aranyszemcsék az aminosav, mint specifikus transzmitter jelenlétére utalnak.
Következő két oldalon 26. ábra BDA-jelölt rostok és terminálisok a medialis striatumban. (Az A-B ábrák a következő oldalon, a C és D ábrák az azutáni oldalon láthatóak.) Postembedding immunogold festés aszpartátra (ASP) és glutamátra (A,D) vagy glutamátra (C, B). A: csekély ASP-jelet mutató BDA+ axodendritikus terminális aszimmetrikus szinapszist formál. B: felülfestés nélküli BDA+ axon (*). A szomszédos axonterminális (at) GLU-t tartalmaz. C: BDA+ axon, ASP-jelöléssel. D: Erős ASP-immunpozitivitást mutató BDA+ axospinosus terminális. Üres nyilak: GLU-jel; nyilak: ASP-jel. Lépték 500 nm
67
68
69
A nucleus accumbens meghatározása 1. Anterográd pályakövetés a nucleus tractus solitariiból A BDA injekciókat a vestibuláris és a raphe magvak szintjében juttattuk be a nucleus tractus solitariiba. Az NTS területén ezután számos olyan sejtet találtunk, amelyek BDA-t vettek fel. Anterográdan jelölt rostokat találtunk rostralisan a ventrobasalis telencephalon számos területén, többek között ventralis striatalis régiókban (pl. tuberculum olfactoriumban), és az oldalkamrától lateralisan és ventralisan. Az anterográdan jelölt rostok megtalálhatóak a ventralis pallidum mediális részén, illetve a VP rostralis folytatását képező régióban (27. ábra). Ez a terület a nucleus accumbens shellnek felelhet meg. Ettől a területtől dorsalis irányban, az MSt medialis és dorsalisabb területein, tehát a presumptív core régióban nem találtunk jelölt rostokat. A telencephalon caudalisabb részein az anterográdan jelölődött rostok megtalálhatóak a bed nucleus of stria terminalis lateralis (BSTl) és medialis (BSTm) magvában, valamint a VP területén bilaterálisan, ipsilateralis dominanciával. A NTS kis mennyiségű rostot küld a lateralis septum területére is. Az NTS-ből felszálló rostok az Ac-nek főleg a caudalis részén találhatók, rostralisan kevesebb jelölt rostot láthatunk. A varikozitások és a rostok elágazódása azt mutatja, hogy az Ac-ben ezek a rostok terminális mezőt alkotnak. Megfigyeltünk vastagabb és nem varikózus rostokat is, amelyek a telencephalon egyéb területein ágaznak el. 2. CB- immunhisztokémia Az Ac ventralis területe (a feltételezett shell régió) gazdag calbindin-immunreaktív idegelemekben. Itt nagy mennyiségű CB+ sejtet és intenzíven CB-festett neuropilt találtunk. A TO és a VP, az Ac ventralis területeihez hasonlóan nagy mennyiségben tartalmazott calbindin-immunreaktív idegelemeket, így a feltételezett AcS ezekkel a régiókkal folytonosnak mutatkozott. A presumptív shell régió különösen gazdag calbindin-immunreaktív rostokban (28 D). Ezzel szemben más subpallialis területek, többek között a dorsalis striatum elemei (LSt és MSt), valamint a palliális régiók (pl. nidopallium) inkább CB-immunpozitív sejteket tartalmaznak, míg a neuropil
70
gyengébben festődik (28 A-E ábrák). Az Ac dorsalis és medialis részén (a feltételezett core régióban) csak kevés calbindin-immunreaktív struktúrát találtunk (28 E), ez a terület CB-immunhisztokémiáját tekintve a dorsalis striatumhoz hasonló, bár a core régió még az MSt-nél is kisebb mennyiségű calbindin-immunpozitív sejtet tartalmaz. 3. NPY- immunhisztokémia NPY-t tartalmazó idegsejtek csak kis mennyiségben fordulnak elő a ventralis striatalispallidalis régiókban, ezek eloszlása egyenletesnek mondható a presumptív core és shell területén. Az NPY-immunreaktív rostok az egész ventrobasalis előagy területén bőségesen megtalálhatóak (29 A-B ábrák), feltűnő a rostok óriási mennyisége a lateralis septumban (SL). Az accumbensen belül a presumptív shell régió (29 C ábra) láthatóan gazdagabb NPYimmunreaktivitást mutató rostokban, mint a feltételezett core (29 D ábra). 4. DARPP-32- immunhisztokémia A BSTl-accumbens határt DARPP-32-immunhisztokémiával mutattuk ki. Rostralisabb szinteken az accumbens nagy mennyiségű DARPP-32-immunpozitív sejtet tartalmaz, míg a BSTl területéről szinte hiányoznak a DARPP-32-immunreaktív idegelemek (29 E ábra) A DARPP-32 immunhisztokémia egy, a BSTl-től laterálisan elhelyezkedő szöveti határt is kimutatott. Ez a terület, amely a BSTl-től laterálisan, az accumbens core és shell területeitől rostralisan helyezkedik el, és CB-, valamint NPY-immunreaktivitását tekintve homogénnek mondható, valószínűleg az emlős accumbens rostralis pólusának feleltethető meg (29 E ábra).
71
27. ábra A felvételek a nucleus tractus solitarii (NTS)-ből kiinduló anterográd pályakövetés eredményeit mutatják. A bal felső sarokban a metszeteken való eligazodást segítő ábra látható. A: a fotómontázs a rostralis szinten az AcS (nucleus accumbens, shell) és a bed nucleus of stria terminalis, pars lateralis (BSTl) területén ramifikálódó rostokat (nyilak) mutatja. B: az „A” ábrán található négyzet által határolt terület nagyobb nagyítású képe. A fekete nyílhegyek a varikozitásokat, a fehér nyílhegy az elágazási pontot mutatja. A feltételezett AcS-ben az NTS-ből érkező rostok terminális mezőt alkotnak. C: a fotomontázs caudalisabb szinten mutatja a lehetséges AcS-ben ramifikálódó, NTS-ből érkező rostokat. D: a nagyobb nagyítással készült felvételen látszik, hogy a gazdagon elágazó rostok (fehér nyílhegy) varikozitásokat képeznek (nyílhegyek) a feltételezhetően AcS-nek megfelelő területen (inzert), míg a core-ban (AcC) nem találunk rostokat. TSM: tractus cortico-septomesencephalicus; VL: ventriculus lateralis.
72
28. ábra A nidopallium (N) területén a CB homogén eloszlású, míg a subpallialis területek közül a nucleus accumbens, shell (AcS) és a ventralis pallidum (VP) régiójában a jelölés jóval intenzívebb, mint a bed nucleus of stria terminalis, pars lateralis (BSTl) és a nucleus accumbens, core (AcC) területén. A-C: Reprezentatív, kis feloldású képek rostralistól (A) caudalis (C) irányba haladva. D-E: a C képen található négyzetek alatti területekről készült nagyobb feloldású képek. Az AcS denz CB+ neuropillel, valamint sok CB+ sejttesttel rendelkezik (D), míg az AcC és a BSTl területén jóval kevesebb CB+ struktúrát találhatunk (E). FPL: fasciculus prosencephali lateralis, GP: globus pallidus, LSt: lateralis striatum, MSt: medialis striatum, S: septum, TO: tuberculum olfactorium, TSM : tractus cortico-septomesencephalicus, VL: ventriculus lateralis.
73
29. ábra A metszetek házicsirke ventrobasalis telencephalonjából, NPY- (A-D), illetve DARPP-32immunhisztokémiát követően készültek. A, B: alacsony feloldású képek rostralis (A) és caudalis (B) szinteken. A lateralis septum (SL) gazdag NPY+ idegelemekben. C, D: nagyobb nagyítású felvételek a „B” képen található négyzetek területéről. Az accumbens shell (AcS) területe jóval gazdagabb NPY+ rostokban (C), mint a core (AcC) (D). E: DARPP-32+ struktúrák a rostralis ventrobasalis telencephalonban. A bed nucleus of stria terminalis, pars lateralis (BSTl) a ventriculus lateralis (VL) ventralis csücskét öleli körül és alig tartalmaz DARPP-32+ struktúrát. A feltételezett AcR (Ac, rostralis pólus) a BSTl-től lateralisan helyezkedik el (a nyilak az AcR feltételezett határát mutatják). MSt: medialis striatum, TO: tuberculum olfactorium VP: ventral pallidum .
74
Megbeszélés Az MSt és a dopaminerg magvak kapcsolata 1. A tirozin-hidroxiláz a dopaminerg struktúrák markereként használható A katekolaminok meglétét és eloszlását számos madárfajon, különböző technikákkal vizsgálták: dopamin ellen termelt antitesttel (Kobayashi és Eiduson, 1970), tirozinhidroxiláz immunhisztokémiával (Kiss és Péczely, 1987; Bottjer, 1993; Bailhache és Balthazart, 1993; Székely et al., 1994; Wynne és Güntürkün, 1995; Reiner, 1994), direkt dopamin immuncitokémiával (Waldmann és Güntürkün, 1993), dopaminreceptorautoradiográfiával (Ball et al., 1995; Stewart et al., 1996; Schnabel és Braun, 1996; Kostal et al., 1999), valamint dopaminreceptor-mRNS in situ hibridizációval (Sun és Reiner, 2000). Annak ellenére, hogy a tirozin-hidroxiláz az összes katekolamin szintézisében részt vesz, a TH+ struktúrákat korábbi neurokémiai és anatómiai adatokra alapozva dopaminerg képletekkel azonosítottuk (Smeets és Steinbusch, 1990). A katekolaminok kimutatására számos módszer létezik, ezeknek nagy része immunhisztokémiai jellegű. A katekolaminok kimutatása főleg szintézisükben részt vevő enzimeken keresztül történik: TH, dopamin-β-hidroxiláz (DBH) és PNMT (fenilalanin-N-metil-transzferáz) ellen termelt ellenanyagok használatával (Armstrong et al., 1982; Hökfelt et al., 1973; 1984a, b). A katekolaminerg rendszer az agy több részén előforduló magcsoportokra oszlik. Hökfelt és munkatársai (1984a) a központi idegrendszerben előforduló katekolaminerg sejtcsoportokat emlősökben 17 dopaminerg/noradrenerg (A1-A17), valamint három adrenerg (C1-C3) területre osztották fel. Ez a besorolás ma is széles körben elfogadott. Madarakban az A3 és a C3 sejtcsoport nem található meg. A mesencephalonbeli katekolaminerg régiók transzmittere a dopamin. Patkányban a dopaminerg sejtek három régióra különülnek helyzetük alapján (A8, A9, és A10 régiók). Az A10 csoportot a VTA, a nucleus Edinger-Westphal, a raphe és a nucleus supramamillaris alkotja. A VTA paranigralis és parabrachialis pigmentált magokra különül. Az emlős A9 neuronpopuláció, vagyis az SN területe két régióra, a dorsalis és
75
a
ventralis
mezőre
oszlik.
Ezek
a
szubdivíziók
mind
morfológiájukban,
neurokémiájukban, mind pedig kapcsolatrendszerükben különböznek. A nem emlős gerincesekben a dopaminerg rendszer szerveződése változatos képet mutat. Madarakban és hüllőkben az A8, A9 és A10 sejtcsoport is megtalálható, míg kétéltűekben az A8 hiányzik, az A9 megléte pedig kérdéses. 2. A DARPP-32 a D1 receptort tartalmazó struktúrák markere A DARPP-32 eloszlását széles körben tanulmányozták emlősben immunhisztokémiai módszerekkel (Ouimet et al., 1984; Walaas és Greengard, 1984; Ouimet és Greengard, 1990) és in situ hybridizációval (Schalling et al., 1990; Perez és Lewis, 1992). Madárfajokban úgy tűnik, hogy a DARPP-32 a legnagyobb mennyiségben az MSt és az LSt területén fordul elő (tehát a striatalis komplexumban, az emlős caudatoputamennel homológ területeken). Schnabel és munkatársai (1997) a D1 receptor és a DARPP-32 eloszlását hasonlították össze 7 napos csirke agyában. A D1 receptorok jelölésére autoradiográfiát, míg a DARPP-32+ struktúrák kimutatására immunhisztokémiát alkalmaztak, és végül összehasonlították az így kapott eredményeket (Schnabel et al., 1997). A DARPP-32 ezek szerint nagy valószínűséggel kolokalizáltan fordul elő a D1 dopaminreceptorral. Kimutatták, hogy a D1 receptor jellegzetes eloszlást mutat az agy számos területén, az MSt-ben rostralistól caudalis irányban csökken a denzitása, míg a nidopallium és a mesopallium esetében a helyzet pont fordított: a caudalis területeken a D1+ struktúrák nagyobb mennyiségben vannak jelen. Ezt a rostrocaudalis gradienst a DARPP-32 előfordulása is hűen tükrözi. Érdemes megemlíteni, hogy az emlős caudatoputamen komplexumban hasonló képet mutat mind a D1 receptorok, mind pedig a DARPP-32 eloszlása (Ouimet et al., 1984; Bockaert et al., 1976; Boyson et al; 1986; Richfield et al., 1987). Emlősökben a DARPP-32 az agy azon területein található meg, amelyekben a D1 receptor is megjelenik, ezért tartják a DARPP-32-t a dopaminoceptív területek jellemző markermolekulájának (összefoglaló a témáról: Ouimet és Greengard, 1990). Egyes kísérletek néhány agyterület esetében – mind madárban, mind emlősben - a DARPP-32 és a D1 receptor előfordulásának eltéréseit mutatták ki. A madár korábban Ac-nak nevezett területén (ma BSTl) nagy D1 receptordenzitás detektálható, míg a DARPP-32 immunpozitivitás alacsony, a GP-ben pedig intenzív DARPP-32 jelölést kaphatunk,
76
annak ellenére, hogy D1 receptortartalmú idegelemből vajmi keveset találhatunk (ez valószínűleg annak köszönhető, hogy a DARPP-32-t nemcsak a dopamin, hanem azon kívül egyéb faktorok, pl. a vasoactiv intestinalis peptid -VIP- is szabályozzák). Ez a diszkrepancia – más agyterületek esetében (pl. hypothalamus) emlősökben is fennáll. Mindennek ellenére, ahogy Schnabel (1997) is megállapította, a DARPP-32 a medialis striatumban jól alkalmazható a D1 receptorok kimutatására, mert, mint ahogy már fentebb említettem, ebben a struktúrában a D1 receptor és a DARPP-32 előfordulása és eloszlása szinte azonos. 3. DARPP-32+ idegelemek: a DARPP-32 lehetséges funkciói a dopaminerg magvakban Mint az eredményekből és korábbi tanulmányokból is kiderül, az MSt-ból az agytörzsi dopaminerg magvakba leszálló, GABÁ-t és emellett SP-t vagy ENK-t kifejező rostok preszinaptikusan exprimálják a DARPP-32-t, így az ezzel kolokalizáltan előforduló D1 receptort (ezekben a magvakban az előzőekben felmerülő diszkrepanciák nem figyelhetőek meg). Absil még azt a kérdést is felvetette, hogy a DARPP-32 és a dopamin ugyanazokban a struktúrákban is előfordulhat a VTA és az SN területén (Absil et al., 2001), de megfigyeléseink szerint inkább az jellemző, hogy ezek a jelölések egymáshoz nagyon közel elhelyezkedő struktúrákban jelennek meg. A DARPP-32-nek a striatumból érkező rostokban való előfordulása Gekko gekkoban is jellemző (Smeets et al., 2001). A preszinaptikusan előforduló DARPP-32 valószínűleg a transzmitterfelszabadulás szabályozásában vesz részt. A D1 receptorok jelenlétét a striatonigrális terminálisokban emlősök esetében is leírták, és úgy találták, hogy a D1 receptorok szabályozzák a GABA-felszabadulást az SNr-ban (Floran et al., 1990). A dendritikusan felszabaduló dopamin (Geffen et al., 1976) gátolhatja az SNr neuronjait a D1 receptorok lokális stimulációján keresztül (Timmerman és Abercrombie, 1996), de ezt más kísérleti eredmények nem erősítik meg. A dopamin az SN neuronjainak sejttestjein exocitózissal is felszabadulhat (Jaffe et al., 1998). A házicsirke tegmentumában a DARPP-32+ és a TH+ struktúrák közeli elhelyezkedése felveti annak a lehetőségét, hogy ezek a szinapszisok nem csupán ortográd módon működnek. A dopamin retrográd szinaptikus hatást is kifejthet az afferens striatotegmentalis rostokon, az előbb említett extraszinaptikus hatáson kívül is (Jaffe et al.,
77
1998). Eredményeink – különösen a juxtapozíciók sűrűségére vonatkozóak – nem zárják ki annak a lehetőségét, hogy az MSt és az agytörzsi dopaminerg magvak közötti reciprok kapcsolat striatalis és tegmentális neuronok kapcsolódó párjain keresztül valósul meg. 4. A juxtapozíciók jelentősége Kísérleteink során elektronmikroszkópos vizsgálatokat nem végeztünk, csupán fénymikroszkópos szinten derítettük fel a juxtapozíciókat. Ennek oka az volt, hogy a statisztika készítéséhez meglehetősen nagy mennyiségű anyagot kellett feldolgoznunk, erre az elektronmikroszkópia nem lett volna alkalmas. Felmerülhet tehát a kérdés: ezek a nagyon közeli kontaktusok vajon tényleg valódi szinapszisoknak a fénymikroszkópos képei-e. Korábbi elektronmikroszkóppal végzett kísérletek (Karle et al., 1992, 1994) szerint a TH+ rostok szinaptikus kapcsolatba lépnek a DARPP-32+ striatalis neuronokkal. Anderson (1991) kísérleteiből fény derül arra is, hogy a dopaminerg neuronok is szinaptikus kapcsolatban állnak a striatumból leszálló SP+ és ENK+ rostokkal. 5. A striatotegmentális és striatonigrális neuronok immunhisztokémiai jellemzése a retrográd pályakövetés eredményei alapján A leírt kísérletek szerint a striatalis GABA/ENK tartalmú projekciós neuronokból leszálló DARPP-32+ rostok az agytörzsi dopaminerg magvak (VTA, SN) neuronjaival szinaptikus kapcsolatot létesítenek. Ezek az axonok a striatonigrális és a striatoventrotegmentális útvonalakhoz tartoznak. Kvantitatív analízis segítségével leírható a VTA-ba ill. az SN-be projiciáló sejtek eloszlásának mintázata. A VTA-ba ill. az SN-be rostokat küldő két sejtcsoport között jelentős térbeli átfedések ismeretesek (Mezey és Csillag, 2002), azonban a VTA-ba projiciáló sejtek többsége az MSt rostralis, míg az SN-be projiciáló sejtek inkább az MSt caudalis részén helyezkednek el. Mind a VTAba, mind az SN-be projiciáló sejtek inkább az MSt ventralis, medialis részén találhatók. A striatumból az agytörzsi dopaminerg magvakba projiciáló sejtek között az SN-be ill. a VTA-ba vetítő csoport esetén eltérő a DARPP-32+ neuronok aránya. Míg az SN-be projiciáló sejtek kb. 60%-a tartalmaz DARPP-32-t, addig a VTA-ba rostokat küldő neuronoknak csak 40%-a DARPP-32+ (Bálint et al., 2004). Kísérleteink azt igazolják,
78
hogy az agytörzsi dopaminerg magvakba érkező DARPP-32+ rostok jelentős része az MSt-ból
ered,
másrészt
viszont
úgy
tűnik,
hogy
jelentős
mennyiségű
striatoventrotegmentális projekciós sejt nem tartalmaz DARPP-32-t. Ez az adat már csak azért is meglepő, mert kísérleteinkben azt is kimutattuk, hogy a házicsirkében a striatum összes sejtjének mintegy 80%-a tartalmazza a DARPP-32-t (Bálint et al., 2004). Mint ahogy azt Reiner és munkatársai galambokon végzett kísérletek során kimutatták (Reiner et al., 1998), a striatalis SP+ ill. ENK+ sejtjei eltérő százalékban tartalmaznak DARPP-32-t. Ezek a kísérletek fényt derítettek arra, hogy míg az SP+ striatalis projekciós neuronoknak közel fele, addig az ENK-t kifejező sejteknek csak 25%-a DARPP-32-immunpozitív. Korábbi tanulmányok szerint a striatalis projekciós neuronoknak kb. fele SP+ (Gerfen és Young, 1988; Anderson és Reiner, 1990), míg másik fele ENK+. Az SP+ és az ENK+ striatalis projekciós neuronok is kapnak dopaminerg bemenetet (Freund et al., 1984; Kubota et al., 1986a, b; 1987; Karle et al., 1992, 1994), és mindegyik csoportban van olyan sejt, amely DARPP-32-t is kifejez. Ez azt is jelenti, hogy – mivel a DARPP-32 olyan neuronokban található meg, amelyek D1 receptort fejeznek ki (Ouimet et al., 1984; Walaas és Greengard, 1984; Hemmings et al., 1987; 1995) – az SP+ és ENK+ projekciós neuronok egy része D1 receptort exprimál. Reiner eredményei szerint azonban a két neuronpopulációban a DARPP-32+ sejtek aránya eltérő: míg az SP+ projekciós neuronok között sokkal nagyobb a DARPP-32immunpozitívak aránya (átlag 38,5%), addig az ENK+ idegsejtek között csak 18,7% tartalmaz DARPP-32-t. Az, hogy a D1 receptor enkephalinerg neuronokon is előfordul, sokáig vitatott tény volt, ma már azonban nagy érzékenységű RT-PCR-rel is kimutatták, hogy az enkephalinerg idegsejtek 25%-a D1 receptort tartalmaz. A DARPP-32 gyakrabban fordul elő SP+ projekciós neuronokban, de az SN-be ill. a VTA-ba projiciáló striatalis neuronok egy része valószínűségi alapon ENK+ is lehet (bár, ahogy Anderson és Reiner 1991-es cikkéből kiderül, a striatonigralis projekciós sejteknek 95%-az SP+). Enkephalinerg neuronok a VTA-ba vetítő projekciós sejtek között fordulnak elő nagyobb valószínűséggel. Adatainkból az is következik, hogy a striatotegmentális
és
striatonigralis
projekció
DARPP-32+
hányada
nagyobb
valószínűséggel tartalmaz SP-t, mint ENK-t (az emlős és a Sauropsida SP+, ill. ENK+ neuronok projekcióit a 30. ábra mutatja).
79
30. ábra Az ábra sagittalis metszetek sematikus rajzán mutatja be az emlős és a Sauropsida striatalis projekciós neuronjainak célterületeit és a striatum tectumba való projekcióját. Látható, hogy a dopaminerg magvak területére az SP+ neuronpopuláció ad rostokat. Rövidítések: CO:chiasma opticum; DTZ: dorsalis thalamicus zóna; ENK: enkephalinerg sejtek; GPL:globus pallidus lateralis; GPM: globus pallidus medius; INTR: intralaminaris thalamicus magvak; NCP: a comissura posterior magva emlősökben és hüllőkben, madarakban pedig nucleus spiriformis lateralis; SN: substantia nigra; SP: substance-P; VA/VL: nucleus ventralis anterior/lateralis thalami; VIA: ventrointermedialis area; VTA: area ventralis tegmentalis. Reiner et al., 1998 nyomán.
AZ SP+ és az ENK+ striatonigrális és striatotegmentális neuronok is tartalmazhatnak DARPP-32-t, és kapnak direkt dopaminerg bemenetet. Ezt ultrastrukturális vizsgálatok is alátámasztják, amelyek során fény derült arra, hogy szinaptikus kapcsolat alakul ki a dopaminerg terminálisok és a striatalis SP+ és ENK+ sejtek között (Karle et al., 1992; 1994). Természetesen, ahogy a kísérleteinkből is kiderült, a dopaminerg (itt TH+) rostok és a DARPP-32-t nem tartalmazó sejtek között is kialakulhat szinaptikus kapcsolat. Ezek, a DARPP-32-negatív sejtek főleg D2 receptort kifejező projekciós neuronoknak vagy interneuronoknak felelhetnek meg.
80
A dorsalis striatum pallialis eredetű bemenetei 1. A DARPP-32-tartalmú idegelemek és a glutamáterg rostok kapcsolata a medialis striatumban Eredményeink azt mutatják, hogy a glutamáterg transzmisszió részt vehet a posztszinaptikus dopaminreceptorok regulációjában a madár medialis striatumban (Csillag et al., 2008). Az MSt-ben a DARPP-32 nem kolokalizálódik a glutamáttal sem a sejttestekben, sem a dendritekben (Csillag et al., 2008). Ez a megfigyelés összhangban áll azokkal a korábbi eredményekkel, hogy az itt található sejtek nagy többsége GABA-erg, és a GABA mellett SP-t, illetve ENK-t exprimál kotranszmitterként (Anderson és Reiner, 1991). Ez a sejttípus D1 dopaminreceptort és ennek másodlagos hírvivőjét, DARPP-32-t tartalmaz, és szimultán dopaminerg (a VTA-ból és az SN-ból), és glutamáterg (pallium externumból, az arcopalliumból és az amygdaloid arcopalliumból) bemeneteket kap (Schnabel et al., 1997). A dopaminoceptív közepes méretű, dendrittüskés projekciós neuronok a dopaminerg és a glutamáterg bemenetek helyzetének köszönhetően (7. ábra) koincidencia-detektorként működnek, és képesek a memória-jelek létrehozására (Valjent et al., 2005). A DARPP-32, mint integrátormolekula foszforilációs állapotát számos tényező, pl. a dopaminerg (a D1 receptorokon keresztül) és glutamáterg (az NMDA, AMPA, metabotróp glutamátreceptorokon keresztül) bemenetek aktivitása befolyásolja, és egy szenzitív kapcsolóként működhet, amely képes arra, hogy a striatalis projekciós neuronokat aktív („go”), illetve nem aktív („no go”) állapotba juttassa. Az eredményeink szerint a glutamát megtalálható a medialis striatumba érkező, DARPP-32-tartalmú sejteken szinaptizáló axonterminálisokban (Csillag et al., 2008), ami alátámasztja, hogy a dopamin és a glutamát korábbiakban leírt kölcsönhatásának mechanizmusa a házicsirke medialis striatumra is jellemző lehet. Az MSt-ben az excitatorikus, aszimmetrikus szinapszisokat képező rostok egy meghatározó százalékában nem található glutamát (Csillag et al., 2008). Ez felveti annak a lehetőségét, hogy a DARPP-32-tartalmú dendriteken egyéb excitatorikus neurotranszmittert tartalmazó rostok is szinaptizálnak. Egy lehetséges jelölt a szintén aminosav aszpartát. Ádám és Csillag (2006) szerint az aszpartát a házicsirke amygdala
81
és arcopallium területén számos neuronban kolokalizál a glutamáttal, és az MSt területén önállóan megtalálható. Az aszpartát-tartalmú rostok a medialis striatumban aszimmetrikus szinapszisokat alkotnak (Ádám és Csillag, 2006, Csillag et al., SFN 2007, abstract). 2. Az arcopalliumból a medialis striatumba tartó rostok egy részének valószínűsíthető transzmittere az aszpartát Csillag és munkatársai (Csillag et al., 1997) az arcopalliumból Phaseolus vulgaris leucoagglutininnel végzett anterográd pályakövetés és postembedding glutamátimmunhisztokémia
segítségével
kimutatták,
hogy
a
medialis
striatumba
az
arcopalliumból érkező rostok nem tartalmaznak glutamátot. Az L-aszpartát számos rendszerben lehetséges neurotranszmitterként működhet (Nadler et al., 1976; Baughman és Gilbert, 1980; Wiklund et al., 1982; Gundersen és StormMathisen, 2000), és Ádám és Csillag (2006) házicsirkében végzett kísérleteiből kiderült, hogy az arcopallium területén a sejtek 15%-a aszpartátot fejez ki, de transzmitterszerepű glutamátot nem tartalmaz. Korábbi tanulmányok szerint az aszpartáterg neuronok a patkányagyra is jellemzőek (Ottersen és Storm-Mathisen, 1985; Aoki et al., 1987, Frassoni et al., 1997). Az MSt területén az axonvégződések egy része szintén kizárólag aszpartátot tartalmaz. Ezekben a boutonokban az aszpartát kerek vezikulákban fordul elő, aszimmetrikus szinapszisokban, s ez a korábbi eredményekkel összhangban áll (Gundersen et al., 1998, 2004). Azt, hogy az aszpartát valóban transzmitterszerepet tölthet be, ezekben a vezikulákban való előfordulása támaszthatja alá (Ádám és Csillag, 2006). A glutamát, mint excitatorikus neurotranszmitter funkcióját szintén hasonló érvekkel támogatták (Somogyi et al., 1986; Ottersen, 1989). A korábban archistriatalis (ma arcopallium) komplexnek nevezett területet amygdaloid és más alrégiókra osztották. Ez az amygdaloid régió ma már a posterior amygdaloid pallium (PoA) nevet viseli, és az innen a medialis striatumba induló projekció hasonló az emlős amygdalo-accumbens pályához (Csillag et al., 1997). A dorsalis arcopallium szintén projiciál az MSt-be (Csillag et al., 1997). Az arcopallium-MSt útvonal kulcsszerepet játszik a passzív ízelkerüléses tanulásban is, mivel az elkerülés félelemhez kapcsolt emocionális komponensét szállítja. Az arcopallium bilateralis léziója a PAL során megakadályozza a memória kialakulását (Lowndes és Davies, 1994).
82
Saját kísérleteinkből (Csillag et al., SFN 2007, abstract), valamint Ádám és Csillag 2006-os cikkéből azt a következtetést vonhatjuk le, hogy az aszpartát ennek, az averzív válasszal kapcsolatos projekciónak a transzmittereként működhet a medialis striatum területén.
A nucleus accumbens lokalizációja és régiói házicsirkében A pályakövetéses kísérletek, valamint az SP-, CB-, illetve az NPY-immunhisztokémia alapján a Ac helyzete, valamint két caudalis alrégiójának megléte is leírható. A talált alegységek valószínűleg az emlősben is jelen levő core, illetve shell területeket reprezentálják. A shell ventralisabban helyezkedik el, mint a core, valamint laterálisan és medialisabban is nagyobb területekre terjed ki (Bálint és Csillag, 2007). A lehetséges shell gazdag CB-immunreaktív idegelemekben, míg a jelölés sokkal kevésbé kifejezett a valószínűsíthető core-ban (Bálint és Csillag, 2007). Ez a mintázat hasonló a hullámos papagáj (Roberts et al., 2002), a hüllő (Guirado et al., 1999) valamint a selyemmajom (Brauer et al., 2000) accumbensében találtakhoz, viszont eltér az emberi és a patkány Ac immunhisztokémiai jellegzetességeitől (Meredith et al., 1996). Az NPY-immunhisztokémia a CB-festéshez hasonló eredményt adott. A shell régió gazdagabb NPY-immunreaktív rostokban, mint a core (Bálint és Csillag, 2007). Ez a mintázat megfelel az emlős accumbensében találtaknak (Riedel et al., 2002; Brauer et al., 2000). Az NPY- és a CB- immunreakciók alapján azt mondhatjuk, hogy az accumbens két régiója egymástól jól elkülöníthető, és míg a shell régió kontinuus az őt körülvevő ventralis pallidummal és a tuberculum olfactoriummal, addig a core a medialis striatummal koextenzív, de attól a CB-immunhisztokémia alapján elkülöníthető, mivel az MSt nagyobb calbindin immunpozitivitást mutat, mint a core (Bálint és Csillag, 2007, 31. ábra). Az Ac felosztását shellre és core-ra megerősítették a nucleus tractus solitariiból való anterográd pályakövetés eredményei. A patkány AcS területén leírtak a NTS-ből érkező rostokat (Delfs et al., 1998). Ilyen rostokat találtunk házicsirkében az accumbensnek azon területein, amely magas CB- és NPY-immunpozitivitást mutatott (tehát a feltételezett shell régióban, Bálint és Csillag, 2007). A madár Ac-ben NTS-ből érkező
83
rostokat már korábban is leírták galambban (Arends et al., 1988), azonban az akkor accumbensnek nevezett terület a mai BSTl-nek felel meg. Bár ezeknek a rostoknak a noradrenerg voltát madárban még nem igazolták, a noradrenerg rostok jelenlétét kimutatták az általunk AcS-nek nevezett területen fürjben és csirkében, a noradrenalint szintetizáló enzimek segítségével (dopamin-β-hidroxiláz, Bailhache és Balthazart, 1993, Moons et al., 1995). Mint már korábban is említettem, az Ac lokalizációját megnehezíti a BSTl pontos elhelyezése. A régebben accumbensnek nevezett terület a mai BSTl-nek felel meg. Ezt a terminológiát először Reiner és munkatársai használták (Reiner et al., 1983). Az accumbens helyzetének tisztázására később Mezey és Csillag tett kísérletet (2002), akik újradefiniálták az Ac helyzetét. Kuenzel és Masson 1988-as atlasza szerint az Ac a rostralis területeken a VL ventralis részétől laterálisan helyezkedik el, caudalisabban pedig a septumon keresztül körülöleli a VL ventralis területeit. Veenman és munkatársai (1995) szerint az Ac a rostralis szinteken lateralisabban kiterjedtebb, mint ahogy azt a Kuenzel-féle atlasz mutatja, és emellett azokat a medialis területeket is elfoglalja, amelyeket korábban az MSt részének gondoltunk. Ez a nézet ma már széles körben elfogadott, sőt, egyes vélemények szerint az MSt és az Ac szétválasztása madárban lehetetlen (mivel a két terület között nincsen éles határ, sőt, egymással átfedő részek jellemzőek). Caudalisabb szinteken a korábban Ac-nek nevezett területeket a mai BSTl foglalja el, az Ac pedig a BSTl-tól laterálisabban és dorsalisabban fekvő területeket foglalja el. (Mezey és Csillag, 2002). A korábbi Ac átnevezését élettani tanulmányok is megerősítették. Da Silva és munkatársai (2003) ventralis striatumba injektált AMPA (α-amino-3-hidroxi-5metilisoxazole-4-proprionsav) antagonista hatását vizsgálták galambban, és azt találták, hogy az akkori Ac (a mai BSTl, Reiner et al., 2004) területére injektált szer nem váltott ki táplálkozási reakciót, így nem felelhet meg az emlős accumbensnek, sokkal inkább a bed nucleus of stria terminalisnak. A BSTl pozíciójának meghatározására a DARPP-32 hasznos markernek bizonyult. A DARPP-32 nagy mennyiségben fordul elő az összes striatalis (és a feltételezett accumbális) területeken, míg a BSTl csak gyenge jelölődést mutat (Reiner et al., 1998, Durstewitz et al., 1998).
84
31. ábra A fél koronális metszetekről készült ábrák az Ac helyzetét mutatják csirkében (Bálint és Csillag, 2007). Az összefüggő vonalak az immunhisztokémiai és hodológiai módszerekkel kimutatható határokat jelzik az Ac-ben, míg a szaggatott vonalak a korábbi, anatómiai és fiziológiai kutatásokból kikövetkeztethető maghatárokat jelzik. Aa: arcopallium anterius, BSTl: bed nucleus of stria terminalis, pars lateralis, E: entopallium, FPL: fasciculus prosencephalicus lateralis, GP: globus pallidus, LPS: lamina palliosubpallialis, LSt: lateral striatum, MSt: medial striatum, N: nidopallium,QF: tract. quintofrontalis, S: septum, TO: tuberculum olfactorium, TSM: tractus cortico-septomesencephalicus.
85
A caudalis (de nem a rostralis) MSt léziója impulzív viselkedést okoz (Izawa et al., 2003). Impulzív viselkedést emlősben az AcC irtásával lehet kiváltani (Cardinal et al., 2001). Az Izawa által ledált területek azt a régiót fedik (Kuenzel-Masson atlaszban A10,4-A9,2), amelyet mi nucleus accumbens core-nak neveztünk el (A10,6-A8,8, 31. ábra). Azok a régiók, amelyeknek léziója nem váltott ki impulzív viselkedést, a mi kísérleteink szerint sem mutattak hisztokémiai inhomogenitást. A madár ventralis striatumban olyan idegelemeket találtak, amelyek a jutalmazási reakciókért felelősek (Yanagihara et al., 2001, Izawa et al., 2005). Ez a terület megfelel annak, amit mi Acnek nevezünk. Későbbi léziós tanulmányok (Aoki et al., 2006) szerint ennek a régiónak az irtása impulzív viselkedést okozott. Összefoglalva saját hisztokémiai és pályakövetési adatainkat és a korábbi anatómiai és fiziológiai kutatások eredményeit, kimondhatjuk, hogy a házicsirke ventrobasalis előagya tartalmaz egy accumbens-releváns területet, amely az A10,6 és A8,8 szint között helyezkedik el és egy core- és egy shell-jellegű régióra osztható (Bálint és Csillag, 2007). A core az MSt ventromedialis-juxtaventricularis részét foglalja el, míg a shell ettől ventralisan és ventrolaterálisan, a core-t körbevéve helyezkedik el. A core az MSt határain belül található, míg a shell részben átfed a ventralis pallidummal (31. ábra). Ez az eredmény egybecseng Da Silva fiziológiai kutatásainak eredményeivel. Az általunk AcC-ként definiált terület megfelel annak a Veenman és munkatársai által (1995) leírt régiónak, amely galambban az Ac a BSTl-től laterálisan helyezkedik el. Veenman viszont nem említ különálló shellt. Roberts (2002) publikációjában körülhatárolt core és shell régiók nagyban hasonlítanak az általunk csirkében leírtakhoz. Kutatási eredményeink szerint az A10,6-tól rostralisan elhelyezkedő, juxtaventricularis MSt-ben nem különíthető el a shell és a core, de korábban már felmerült, hogy ez a terület is tartalmazhat accumbens-releváns régiót (Veenman et al., 1995, Medina és Reiner, 1997), amit megerősítenek az area VTA-val való kapcsolatai (Mezey és Csillag, 2002). Ez a rostralis régió valószínűleg az emlősben leírt rostralis pólussal (Zahm és Brog, 1992) homológ (31. ábra, Bálint és Csillag, 2007), amely területet madárban még definiálták.
86
Következtetések 1. A házicsirke striatalis sejtjeinek 80%-a DARPP-32-immunreaktivitást mutat, azonban a striato-ventrotegmentális projekciós neuronoknak csak 40%-a, a striatonigralis projekciós neuronok csak 60%-a tartalmazza a DARPP-32-t, így a DARPP-32-t nem tartalmazó sejtek is nagy szerepet játszanak a motivációban, a viselkedés megerősítésében és a tanulásban, valamint a mozgásszabályzással kapcsolatos neuronkörökben. 2. Mivel
a
striatonigrális
kotranszmitterként,
és
projekciós az
neuronok
SP-tartalmú
zöme
sejtek
SP-t
fejeznek
ki
fejez
ki
nagyobb
valószínűséggel D1 receptort, ezért a striatum ugyanazon neuronpopulációja vetít az SN-ra és fogad rostokat onnan. Ez a helyzet lehetőséget ad neuronpárok kapcsolódásából álló reciprok körök kialakulására. 3. A házicsirke medialis striatumában a DARPP-32-tartalmú dendritek és a glutamáterg axonterminálisok között direkt szinaptikus kapcsolat van, ami az emlősökhöz
hasonlóan
szerepet
játszhat
a
szinaptikus
plaszticitás
kialakulásában. 4. Az arcopalliumból érkező excitatorikus, aszimmetrikus szinapszisokat képező axonvégződések egy része nem tartalmaz glutamátot, ezzel ellentétben legtöbbjük
aszpartát-immunreaktivitást
mutat.
Ezeknek
a
rostoknak
a
valószínűsíthető neurotranszmittere tehát az L-aszpartát. 5. A házicsirke caudalis nucleus accumbense az emlősökéhez hasonlóan két, immunhisztokémiáját és nucleus tractus solitariival való kapcsolatát tekinve különböző régióra, a dorsalis striatummal folytonos core-ra, és a ventralis pallidummal koextenzív shellre osztható. A medialis striatum rostralisabb részén, a ventriculus lateralistól lateralis irányban valószínűsíthető az accumbens rostralis pólusának területe.
87
Összefoglalás A házicsirke medialis striatuma (MSt) reciprok kapcsolatban áll az agytörzsi dopaminerg
magvakkal.
Kísérleteinkben
az
MSt-ben
lévő
dopaminerg
és
dopaminoceptív struktúrák térbeli viszonyát, valamint az area ventralis tegmentalis (VTA) és a substantia nigra (SN) területén lévő dopaminerg sejtek és az itt előforduló DARPP-32-t (dopamin és cAMP-regulálta foszfoprotein, 32 kDA) tartalmazó (DARPP32+) rostok kapcsolatait vizsgáltuk konfokális laser scanning mikroszkóppal. A dopaminerg végződések a medialis striatumban kosarakat formálnak a DARPP-32+ sejtek körül. A DARPP-32 előfordul a MSt-ből induló, a VTA-t és az SN-t innerváló, dopaminerg sejteken végződő rostokban. Retrográd pályakövetés és DARPP-32immunhisztokémia segítségével kimutattuk, hogy a striatoventrotegmentalis projekciós sejteknek körülbelül 40%-a, míg striatonigralis projekciós neuronok mintegy 60%-a DARPP-32+. A dopamin retrográd szinaptikus hatást fejthet ki az afferens striatotegmentalis rostokon. A vizsgált területeken található juxtapozíciók mennyisége nem zárja ki a striatum és tegmentum egyes neuronpárjainak reciprok kapcsolatát. Az MSt-ben levő DARPP-32+ sejtek palliális bemeneteit glutamát- (GLU) és DARPPimmunhisztokémiával és elektronmikroszkópiával vizsgáltuk. A GLU+ rostok aszimmetrikus szinapszisokat képeznek a DARPP-32+ sejtek dendrittüskéin, ami lehetőséget ad a dopamin-és a glutamátreceptorok kölcsönhatására. Az MSt-be az arcopalliumból érkező rostok transzmitterexpresszióját anterográd pályakövetéssel és aszpartát (ASP), ill. GLU immunhisztokémiát követő elektronmikroszkópiával vizsgáltuk. Kísérleteink során kimutattuk, hogy az arcopalliumból az MSt-be érkező rostok aszimmetrikus szinapszisokat képeznek és egy részük GLU-t nem, csak ASP-ot fejez ki. Calbindin- (CB), neuropeptid-Y- (NPY) és DARPP-32-immunhisztokémiával, valamint a nucleus tractus solitariiből (NTS) való anterográd pályakövetés segítségével azonosítottuk a madár nucleus accumbens (Ac) területét és alrégióit. A shell (AcS) mind CB-, mind pedig NPY-immunreaktív idegelemekben gazdag, ventralisabb helyzetű, a ventralis pallidummal folytonos, míg a core ezekben a markerekben szegényebb, az AcS-től dorsalisan elhelyezkedő, a MSt-vel koextenzív struktúra. Az AcS az emlős AcS-hez hasonlóan bemenetet kap az NTS-ből. Az Ac rostralisabb része nem osztható shell és core területekre. Ez a régió valószínűleg az emlős Ac rostralis pólusának felel meg.
88
Summary The spatial relation between the dopaminergic and dopaminoceptive structures of the avian medial striatum (MSt) was observed by confocal laser scanning microscope in the domestic chick, as well as the connections in the area ventralis tegmentalis (VTA) and the substantia nigra (SN). Dopaminergic (TH+) fibres formed baskets around the dopamine- and adenosine-regulated phosphoprotein-containing (DARPP-32+) cells of MSt. DARPP-32+ varicose fibers innervated VTA and SN and were often juxtaposed to TH+ structures. Approximately 40% of the striatal projection neurons targeting VTA, and 60% of striatonigral projection neurons were DARPP-32+, as revealed by retrograde pathway tracing. The anatomical findings, in particular the abundance of juxtapositions observed in the avian brainstem and the MSt do not rule out the possibility of reciprocal circuits connecting pairs of striatal and tegmental neurons. Quantitative electron microscopy of chick specimens double-labeled against glutamate (GLU) and DARPP-32 revealed direct synaptic connections between GLU+ terminals and DARPP-32+ dendrites in MSt. GLU+ axons synapsed on both DARPP-32+ and DARPP-32-negative dendrites, forming asymmetrical junctions. The presence of Laspartate (ASP) in the axons arising from the arcopallium and terminating in MSt, were verified by anterograde pathway tracing combined with ultrastructural electron microscopy. ASP was present in axon terminals with clear and round vesicles and asymmetric junctions anterogradely labelled from the arcopallium. Immunolabeling against calbindin (CB), neuropeptide Y (NPY), and DARPP-32 and antergograde pathway from nucleus of the solitary tract (NTS) were used to selectively mark the putative nucleus accumbens (Ac) subdivisions of chick. Extending between rostrocaudal atlas coordinates A10.6 and A8.8 Ac can be subdivided into core and shell, the core corresponding to the ventromedial and juxtaventricular medial striatum, and the shell representing an arched region situated ventrally and ventrolaterally to the core. Immunoreactivity to both CB and NPY is more intense in the shell than in the core. Fibers from NTS predominantly terminate in the shell division. Whereas the core lies entirely within the boundary of the MSt, the shell seems partially to overlap the ventral pallidum. The remaining part of Ac lying rostral to A10.6 probably corresponds to the rostral pole of the Ac.
89
Függelék: a madáragy új nómenklatúrája Reiner et al. 2004 alapján
RÉGI RÉGI ELNEVEZÉS
ÚJ ELNEVEZÉS
ÚJ RÖVIDÍTÉS
RÖVIDÍTÉS Pallialis területek hippocampus
Hp
hippocampus
Hp
area parahippocampalis
APH
area parahippocampalis
APH
A Wulst területei
HA, HIS,HD
hyperpallium
H
HA
hyperpallium apicale
HA
hyperstriatum accessorium hyperstriatum intercalatum superior
hyperpallium
HIS
intercalatum suprema hyperpallium
HIS
hyperstriatum dorsale
HD
hyperstriatum ventrale
HV
mesopallium
M
neostriatum
N
nidopallium
N
Field L
L
densocellulare
Field L
archistriatum
arcopallium, amygdaloid
A
complex
90
HD
A
cortex piriformis
Cpi
cortex piriformis
Cpi
ectostriatum
E
entopallium
E
Nucleus basalis
B
nucleus basorostralis
B
PA
lateralis striatum
LSt
LPO
medialis striatum
MSt
Subpallialis területek paleostriatum augmentatum lobus parolfactorius nucleus intrapeduncularis tuberculum olfactorium paleostriatum primitivum
nucleus
INP
intrapeduncularis
INP
TO
tuberculum olfactorium
TO
PP
globus pallidus
GP
ventralis pallidum
VP
korábban nem definiált sejtcsoport az FPM-ben, a régebbi PP/PA alatt medialis septum
SM
medialis septum
SM
lateralis septum
SL
lateralis septum
SL
nucleus basalis of
Korábban nem definiált
Meynert nucleus of the diagonal
Korábban nem definiált
band of Broca
91
Bas
nDB
Korábban rosszul
bed nucleus of stria
behatárolt struktúra
terminalis
nucleus accumbens
bed nucleus of stria
Ac
terminalis, pars lateralis bed nucleus of stria
Korábban nem definiált
terminalis, pars medialis
BST
BSTl
BSTm
Laminák lamina medullaris dorsalis Lamina archistriatalis dorsalis
lamina pallio-subpallialis
LMD
lamina arcopallialis
LAD
dorsalis
PSL
LAD
Palliummal és subpalliummal kapcsolt agytörzsi területek
area ventralis of Tsai
nucleus tegmenti pedunculo-pontinus substantia nigra pars lateralis locus coeruleus, pars rostralis
area ventralis
VTA
tegmentalis substantia nigra, pars
TPc
compacta substantia nigra pars
SNL
reticulata A8 dopaminerg
LoC
sejtcsoport
korábban nem
nucleus
92
VTA
SNc
SNr
A8
PPN
pedunculopontinus
meghatározott régió
tegmentalis nucleus ansae lenticularis anterior
nucleus subthalamicus
Ala
93
STN
Irodalomjegyzék 1.
Absil P, Foidart A, Hemmings HC Jr, Steinbusch HW, Ball GF, Balthazart J. 2001. Distribution of DARPP-32 immunoreactive structures in the quail brain: anatomical relationship with dopamine and aromatase. J. Chem. Neuroanat. 21: 23-39.
2.
Adam AS, Csillag A. 2006. Differential distribution of l-aspartate and lglutamate immunoreactive structures in the arcopallium and medial striatum of the domestic chick (Gallus domesticus). J. Comp. Neurol. 498:266–276.
3.
Albin RL, Reiner A, Anderson KD, Dure LS, Handelin B, Balfour R, Whetsell Jr WO, Penney JB, Young AB. 1992. Preferential loss of striato-external pallidal and striato-nigral projection neurons in presymptomatic Huntington’s disease. Annal. Neurol. 31:425–430.
4.
Albin RL, Young AB; Penney JB. 1989. The functional anatomy of basal ganglia disorders. Trends Neurosci. 12:366-375
5.
Alexander GE, Crutcher MD. 1990. Functional architecture of basal ganglia circuits: neural substrates of parallel processing. Trends Neurosci. 13:266–271.
6.
Anderson KD, Karle EJ, Reiner A. 1991. Ultrastructural single- and doublelabel immunohistochemical studies of substance P-containing terminals and dopaminergic neurons in the substantia nigra in pigeons. J. Comp. Neurol. 309:341–362.
7.
Anderson KD, Reiner A. 1990a. Distribution and relative abundance of neurons in the pigeon forebrain containing somatostatin, neuropeptide Y, or both. J. Comp. Neurol. 299:261–282.
8.
Anderson KD, Reiner A. 1990b. Extensive co-occurrence of substance P and dynorphin in striatal projection neurons: an evolutionarily conserved feature of basal ganglia organization. J. Comp. Neurol. 295:339–369.
94
9.
Anderson KD, Reiner A. 1991. Striatonigral projection neurons: a retrograde labeling study of the percentages that contain substance P or enkephalin in pigeons. J. Comp. Neurol. 303:658–673.
10. Aoki E, Semba R, Kato K, Kashiwamata S. 1987. Purification of specific antibody against aspartate and immunocytochemical localization of aspatergic neurons in the rat brain. Neuroscience 21:755–765. 11. Aoki M, Izawa E, Koga K, Yanagihara S, Matsushima T. 2000 Accurate visual memory of colors in controlling the pecking behavior of quail chicks. Zoolog Sci.17:1053-9. 12.
Aoki N, Suzuki R, Izawa E, Csillag A, Matsushima T. 2006. Localized lesions of ventral striatum, but not arcopallium, enhanced impulsiveness in choices based on anticipated spatial proximity of food rewards in domestic chicks. Behav. Brain. Res. 168:1-12.
13. Arends JJ, Wild JM, Zeigler HP. 1988. Projections of the nucleus of the tractus solitarius in the pigeon (Columba livia). J. Comp. Neurol. 278:405-429. 14. Armstrong DM, Ross CA, Pickel VP, Joh TH, Reis DJ. 1982. Distribution of dopamine, noradrenaline and adrenaline-containing cell bodies in the rat medulla oblongata: demonstration by immunoreactive cytochemical localization of catecholamine biosynthetic enzymes, J. Comp. Neurol. 212:173–187. 15. Bailhache T, Balthazart J. 1993. The catecholaminergic system of the quail brain: immunocytochemical studies of dopamine-β-hydroxylase and tyrosine hydroxylase. J. Comp. Neurol. 329:230–256. 16. Bálint E, Csillag A. 2007. Nucleus accumbens subregions: hodological and immunohistochemical study in the domestic chick (Gallus domesticus). Cell Tissue Res. 327:221-30. 17. Bálint E, Kitka T, Zachar G, Adám A, Hemmings HC Jr, Csillag A. 2004. Abundance and location of DARPP-32 in striato-tegmental circuits of domestic chicks. J. Chem. Neuroanat. 28:27-36.
95
18. Ball GF, Casto JM, Balthazart J. 1995. Autoradiographic localization of D1like dopamine receptors in the forebrain of male and female Japanese quail and their relationship with immunoreactive tyrosine hydroxylase. J. Chem. Neuroanat. 9:121-133. 19. Baughman RW, Gilbert CD. 1980. Aspartate and glutamate as possible neurotransmitters of cells in layer 6 of the visual cortex. Nature 287: 848–850. 20. Beckstead RM. 1988. Assotiation of dopamine D1 and D2 receptors with specific cellular elements in the basal ganglia of the cat: The uneven topography of dopamine receptors in the striatum is determined by intrinsic striatal cells, not nigrostriatal axons. Neurosci. 27: 851-863. 21. Bennett BD, Bolam JP. 1993. Characterization of calretinin-immunoreactive structures in the striatum of the rat. Brain Res. 609:137–148. 22. Bennis M, Araneda S, Calas A. 1994. Distribution of substance P-like immunoreactivity in the chameleon brain. Brain Res Bull 34:349–357 23. Bennis M, Calas A, Geffard M, Gamrani H. 1990. Distribution of dopamine immunoreactive systems in brain stem and spinal cord of the chameleon. Biol. Struct. Morphog. 3:13-9. 24. Bennis M, Calas A, Geffard M, Gamrani H. 1991. Distribution of GABA immunoreactive systems in the forebrain and midbrain of the chameleon. Brain Res. Bull. 26:891–898. 25. Berendse HW, Galis de Graaf Y, Groenewegen HJ. 1992a. Topographical organization and relationship with ventral striatal compartments of prefrontal corticostriatal projections in the rat. J. Comp. Neurol. 316:314– 347. 26. Berendse HW, Groenewegen HJ and Lohman AHM. 1992b. Compartmental distribution of ventral striatal neurons projecting to the ventral mesencephalon in the rat. J. Neurosci. 12:2070–2103.
96
27. Bertorello AM, Aperia A, Walaas SI, Nairn AC, Greengard P. 1991. Phosphorylation of the catalytic subunit of Na++K+-ATPase inhibits the activity of the enzyme. Proc Natl Acad Sci USA; 88(24):11359-62. 28. Bertorello AM, Hopfield JF, Aperia A, Greengard P. 1990. Inhibition by dopamine of Na+-K+-ATPase activity in neostriatal neurons through D1 and D2 dopamine receptor synergism. Nature, 34:386-8. 29. Bockaert J, Premont J, Glowinsky J, Thierry AM, Tassin JP. 1976. Topographic distribution of dopaminergic innervation and of dopaminergic receptors in the rat striatum: II. Distribution and characteristics of dopamine, adenylate cyclase-interaction of D-LSD with dopaminergic receptors. Brain Res. 107:303–315. 30. Bolam JP, Ingham CA, Izzo PN, Levey AI, Rye DB, Smith AD, Wainer BH. 1986. Substance P-containing terminals in synaptic contact with cholinergic neurons in the neostriatum and basal forebrain: a double immunocytochemical study in the rat. Brain. Res. 397:279-89. 31. Bolam JP, Wainer BH, Smith AD. 1984. Characterization of cholinergic neurons in the rat neostriatum: a combination of choline acetyltransferase immunocytochemistry, Golgi-impregnation and electron microscopy. Neurosci. 12:711–712. 32. Bottjer SW. 1993. The distribution of tyrosine hydroxylase immunoreactivity in the brains of male and female zebra finches. J. Neurobiol. 24: 51-69. 33. Boyson
SJ,
McGonigle
P
and
Molinoff
PB.
1986.
Quantitative
autoradiographic localization of the D-1 and D-2 subtypes of dopamine receptors in rat brain. J Neurosci. 6:3177–3188. 34. Brauer K, Häusser M, Härtig W, Arendt T. 2000. The core-shell dichotomy of nucleus accumbens in the rhesus monkey as revealed by doubleimmunfluorescense and morphology of cholinergic interneuron. Brain Res 858:151-162
97
35. Brauth SE, Ferguson JL, Kitt CA. 1978. Prosencephalic pathways related to the paleostriatum of the pigeon Columba livia. Brain. Res. 147:205–221. 36. Brauth SE, Kitt CA. 1980. The paleostriatal system of Caiman crocodilus. J. Comp. Neurol. 189:437–465. 37. Brauth SE, Reiner A, Kitt CA, Karten HJ. 1983. The substance P-containing striatotegmental path in reptiles: an immunohistochemical study. J. Comp. Neurol. 219:305–327. 38. Brauth SE. 1984. Enkephalin-like immunoreactivity within the telencephalon of the reptile Caiman crocodilus. Neurosci. 11 :345–358. 39. Brauth SE. 1988. The organization and projections of the paleostriatal complex in Caiman crocodilus, in: W.K. Schwerdtfeger, W.J.A.J. Smeets Eds. , The Forebrain of Reptiles: Current Concepts of Structure and Function, Karger, Basel, Switzerland 60–76. 40. Brog JS, Salyapongse A, Deutch AY, Zahm DS. 1993. The patterns of afferent innervation of the core and shell in the ‘accumbens’ part of the rat ventral striatum: immunohistochemical detection of retrogradely transported fluorogold, J. Comp. Neurol. 338:255–278. 41. Brüning G, Wiese S, Mayer B. 1994. Nitric oxide synthase in the brain of the turtle Pseudemys scripta elegans. J. Comp. Neurol. 358:353–382. 42. Butler AB. 1994. The evolution of the dorsal pallium in the telencephalon of amniotes: cladistic analysis and a new hypothesis. Brain Res. Rev. 19:66–101. 43. Cajal SR. 1911. Histolgie du Systeme Nerveux De L’Homme et des Vertebres, Instituto Ramon Y Cajal, Maloine, Paris, France. 44. Calabresi P, Maj R; Pisani A; Mercuri NB; Bernardi G. 1992. Long-term depression in the striatum: physiological and pharmacological characterization. J. Neurosci. 12:4224-4233.
98
45. Calabresi P, Mercuri NB, Stanzione P, Stefani A, Bernardi G. 1987; Intracellular studies on the dopamine-induced firing inhibition of neostriatal neurons in vitro: evidence for D1 receptor involvement. Neuroscience. 20:75771. 46. Calabresi P; Centonze D; Gubellini P; Pisani A; Bernardi G. 2000. Acetylcholine-mediated modulation of striatal function. Trends Neurosci. 23:120-126. 47. Calabresi P; Pisani A; Mercuri NB, Bernardi G. 1996. The corticostriatal projection: from synaptic plasticity to dysfunction of the basal ganglia. Trends Neurosci. 19:19-24. 48. Cardinal RN, Pennicott DR, Sugathapala CL, Robbins TW, Everitt BJ. 2001. Impulsive choice induced in rats by lesions of the nucleus accumbens core. Science 292:2499-2501. 49. Carraway RE, Mitra SP, Duke GE. 1993. A common precursor to neurotensin and LANT6 and its differential processing in chicken tissues. Peptides 14:1245– 1251. 50. Celio MR. 1990. Calbindin D-28K and parvalbumin in the rat nervous system. Neuroscience 35:375–475. 51. Centonze D, Gubellini P, Picconi B, Calabresi P, Giacomini P, Bernardi G. 1999.
Unilateral
dopamine
denervation blocks
corticostriatal
LTP.
J
Neurophysiol 82:3575-9. 52. Chang HT. 1988. Dopamine-acetylcholine interaction in the rat striatum: a dual-labeling immunocytochemical study. Brain Res Bull. 21:295-304. 53. Cherkin A. 1969. Kinetics of memory consolidation: role of amnestic treatment parameters. Proc. Natl. Acad. Sci. 63: 1094-1101 54. Christie MJ, Summers RJ, Stephenson JA, Cook CJ, Beart PM. 1987. Excitatory amino acid projections to the nucleus accumbens septi in the rat: a
99
retrograde transport study utilizing D[3H]aspartate and [3H]GABA. Neurosci. 22:425-439. 55. Clifton PG, Andrew RJ. 1983. The role of stimulus size and colour in the elicitation of testosterone facilitated aggresive and sexual responses in the domestic chick. Anim. Behav. 31: 878-886. 56. Contestabile
R,
Bissoli
R,
Niso.
1990.
Regional
distribution
of
neurotransmitter-related markers: a quantitative microchemical approach to the study of telencephalic evolution, in: W.K. Schwerdtfeger, P. Germroth Eds. The Forebrain in Non-mammals: New Aspects of Structure and Function. Experimental Brain Research Series, Vol. 19, Springer-Verlag, Berlin, Germany, 183-196. 57. Cowan RL, Wilson CJ, Emson PC, Heizmann CW. 1990.Parvalbumincontaining GABAergic interneurons in the rat neostriatum. J. Comp. Neurol. 302:197-205. 58. Cowan RL, Wilson CJ. 1994. Spontaneous firing patterns and axonal projections of single corticostriatal neurons in the rat medial agranular cortex. J. Neurophysiol. 71:17-32 . 59. Cozzi B, Viglietti-Panzica C, Aste N, Panzica GC. 1991. The serotonergic system in the brain of the japanese quail: an immunohistochemical study, Cell Tiss. Res. 263 271–284. 60. Csiffáry A, Görcs T, Palkovits M. 1990. Neuropeptide-Y innervation of ACTH immunorective neurons in the arcuate nucleus of rats: a correlated light and electron microscopic double immunolabelling study. Brain Res. 506:215-222. 61. Csillag A, Bálint E, Ádám A, Zachar G. 2008. The organisation of the basal ganglia in the domestic chick (Gallus domesticus): anatomical localisation of DARPP-32 in relation to glutamate. Brain. Res. Bull. 76:183-91. 62. Csillag A, Montagnese CM. 2005. Thalamotelencephalic organization in birds. Brain. Res. Bull. 66:303-310.
100
63. Csillag A, Székely AD, Stewart MG. 1997. Synaptic terminals immunolabeled against glutamate in the lobus parolfactorius of domestic chicks (Gallus domesticus) in relation to afferents from the archistriatum. Brain Res. 750:171179. 64. Csillag A. 1999. Striato-telencephalic and striato-tegmental circuits: relevance to learning in domestic chicks. Behav. Brain Res. 98:227-236. 65. Da Silva A, Marino-Neto J, Paschoalini MA. 2003. Feeding induced by microinjections of NMDA and AMPA-kainate receptor antagonists into ventral striatal and ventral pallidal areas of the pigeon. Brain Res. 966:76-83. 66. De Boer P, Westerink B, Rollema H, Zaagsma J, Horn AS. 1990. An M3-like muscarinic autoreceptor regulates the in vivo release of acetylcholine in rat striatum. Eur. J. Pharmacol. 179:167-72. 67. Delfs JM, Zhu Y, Druhan JP, Aston-Jones GS. 1998. Origin of noradrenergic afferents to the shell subregion of the nucleus accumbens: anterograde and retrograde tract-tracing studies in the rat. Brain Res. 806:127-40. 68. Deniau JM, Menetrey A and Charpier S. 1996. The lamellar organization of the rat substantia nigra pars reticulata: segregated patterns of striatal afferents and relationship to the topography of corticostriatal projections. Neurosci. 73(3):761-81. 69. Di Chiara G, Morelli M, Consolo S. 1994. Modulatory functions of neurotransmitters in the striatum: ACh/dopamine/NMDA interactions. Trends Neurosci. 17:228-233 70. Dietl MM, Palacios JM. 1988. Neurotransmitter receptors in the avian brain. I. Dopamine receptors. Brain Res. 439:354-359. 71. Dimova R, Vuillet J, Nieoullon A, Kerkerian-Le Goff L. 1993. Ultrastructural features of the choline acetyltransferase-containing neurons and relationships with nigral dopaminergic and cortical afferent pathways in the rat striatum. Neurosci. 53:1059-71.
101
72. Domenici L, Waldvogel HJ, Matute C, Streit P. 1988. Distribution of GABAlike immunoreactivity in the pigeon brain. Neurosci. 25:931–950. 73. Dube L, Parent A. 1981. The monoamine-containing neurons in avian brain: 1. A study of the brain stem of the chicken (Gallus domesticus) by means of fluorescence and acetylcholinesterase histochemistry. J. Comp. Neurol. 196:695708. 74. Durstewitz D; Kröner S; Hemmings HC; Güntürkün O. 1998. The dopaminergic innervation of the pigeon telencephalon: Distribution of DARPP32 and co-occurence with glutamate decarboxylase and tyrosine-hydroxylase. Neurosci. 83:763-779. 75. Figueredo-Cardenas G, Medina L, Reiner A. 1996. Calretinin is localized to a unique population of striatal interneurons in rats. Brain. Res. 709:145–150. 76. Floran B, Aceves J, Sierra A, Martinez-Fong D. 1990. Activation of D1 dopamine receptors stimulates the release of GABA in the basal ganglia of the rat. Neurosci. Lett. 116:136-140. 77. Fowler M, Medina L, Reiner A. 1999. Immunohistochemical localization of NMDA- and AMPA-type glutamate receptor subunits in the basal ganglia of red-eared turtles. Brain Behav Evol. 54:276-89. 78. Frassoni C, Spreafico R, Bentivoglio M. 1997. Glutamate, aspartate and colocalization with calbindin in the medial thalamus. An immunohistochemical study in the rat. Exp. Brain. Res. 115:95–104. 79. Freund T, Somogyi P. 1983. The section-Golgi impregnation procedure. 1. Description of the method and its combination with histochemistry after intracellular iontophoresis or retrograde transport of horseradish peroxidase. Neuroscience. 9:463-74. 80. Freund
TF;
Powell
JF;
Smith
AD.
1984.
Tyrosine-hydroxylase-
immunoreactive boutons in synaptic contact with identified striatonigral neurons, with particular reference to dendritic spines. Neurosci. 13:1189-1215.
102
81. Geffen LB, Jessell TM, Cuello AC, Iversen LL. 1976. Release of dopamine from dendrites in rat substantia nigra. Nature. 260:258-260. 82. Gerfen CR, Baimbridge KG, Miller J. 1985. The neostriatal mosaic: compartmental distribution of calcium binding protein and parvalbuminin the basal ganglia of the rat and monkey. Proc. Natl. Acad. Sci. 82:8780–8784. 83. Gerfen CR, Herkenham M, Thibault J. 1987. The neostriatal mosaic: II. Patchand matrix-directed mesostriatal dopaminergic and non- dedopaminergic systems, J. Neurosci. 7:3915–3934. 84. Gerfen CR, Young WS. 1988. Distribution of striatonigral and striatopallidal peptidergic neurons in both patch and matrix compartments: an in situ hybridization histochemistry and fluorescence retrograde tracing study. Brain Res. 460:161–167. 85. Gerfen CR. 1984. The neostriatal mosaic: compartamentalization of corticostriatal input and striatonigral output systems. Nature 311:461–464. 86. Gerfen CR. 1985. The neostriatal mosaic. I. Compartamental organization of projections from the striatum to the substantia nigra in the rat. J. Comp. Neurol. 236:454-476. 87. Gerfen CR. 1988. Synaptic organization of the striatum. J. El. Micr. Tech. 10:265-281. 88. Gerfen CR. 1992. The neostriatal mosaic: multiple levels of compartmental organization of the basal ganglia. Ann. Rev. Neurosci. 15:285-320. 89. Gerfen CR; Engber TM; Mahan LC; Susel Z; Chase TN; Monsma FJ Jr; Sibley DR. 1990. D1 and D2 dopamine receptor-regulated gene expression of striatonigral and striatopallidal neurons. Sci. 250:1429-1432. 90. Gerfen CR; Keefe KA; Steiner H. 1996. D1 and D2 dopamine receptormediated gene regulation in the striatum. In: Merchant, K., ed. Pharmacological regulation of gene expression in the CNS. Boca Raton, FL:CRC Press 3-24.
103
91. Gilbert DB, Patterson TA, Rose SP. 1989. Midazolam induces amnesia in a simple, one-trial, maze-learning task in young chicks. Pharmacol. Biochem. Behav. 34:439-442. 92. Gilbert, D.B., Patterson, T.A., Rose, S.P. 1991. Dissociation of brain sites necessary for registration and storage of memory for a one-trial passive avoidance task in the chick. Behav. Neurosci. 105: 553-561. 93. Goldman-Rakic P, Selemon LD. 1986. Topography of corticostriatal projections in nonhuman primates and implications for functional parcellation of the neostriatum. In: Jones, E. G., Peters, A., eds. Cerebral cortex, vol.5. New York: Plenum Press, 447-466. 94. González A, Russchen FT, Lohman AHM. 1990. Afferent connections of the striatum and the nucleus accumbens in the lizard Gekko gecko. Brain. Behav. Evol. 36:39–58. 95. Goodwin P, Starr BS, Starr MS. 1992. Motor responses to dopamine D1 and D2 agonists in the reserpine-treated mouse are affected differentially by the NMDA receptor antagonist MK 801. J. Neural. Transm. Park. Dis. Dement. Sect. 4:15-26. 96. Gorelova N, Yang CR. 1997. The course of neural projection from the prefrontal cortex to the nucleus accumbens in the rat. Neurosci. 76:689–706. 97. Graybiel AM. 1990. Neurotransmitters and neuromodulators in the basal ganglia. Trends Neurosci. 13:244-253. 98. Greengard P, Allen PB, Nairn AC.1999. Beyond the dopamine receptor: the DARPP-32/protein phosphatase-1 cascade. Neuron. 23:435-447 99. Groenewegen HJ, Berendse HW and Wouterlood FG. 1994. Organization of the projections from the ventral striato-pallidal system to ventral mesencephalic dopaminergic neurons in the rat. In The Basal Ganglia IV: New Ideas and Data on Structure and Function (eds Percheron G., McKenzie J. S. and Feger J.), 81– 93. Plenum, New York.
104
100. Groenewegen HJ, Russchen FT. 1984. Organization of the efferent projections of the nucleus accumbens to pallidal, hypothalamic, and mesencephalic structures: a tracing and immunohistochemical study in the cat. J Comp Neurol. 223:347-367. 101. Groenewegen HJ, Uylings HBM. 2000. The prefrontal cortex and the integration of sensory, limbic and autonomic information. Prog. Brain Res. 126:3-28. 102. Groenewegen HJ; Berendse HW. 1994. The specifity of the ’nonspecific’ midline and intralaminar thalamic nuclei. Trends Neurosci. 17:52-57. 103. Guirado S, Davila JC, Real MA, Medina L. 1999. Nucleus accumbens in the lizard Psammodromus algirus: chemoarchitecture and cortical afferent connections. J. Comp. Neurol. 405:15-31. 104. Gundersen HJG. 1977. Notes on the estimation of the numerical density of arbitraty profiles: the edge effect. J. Microsc.111:219-223. 105. Gundersen V, Chaudhry FA, Bjaalle JG, Fonnum F, Ottersen OP, StormMathisen J. 1998. Synaptic vesicular localization and exocytosis of L-aspartate in excitatory nerve terminals: a quantitative immunogold analysis in rat hippocampus. J. Neurosci. 18:6059–6070. 106. Gundersen V, Holten AT, Storm-Mathisen J. 2004. GABAergic synapses in hippocampus exocytose aspartate on to NMDA receptors: quantitative immunogold evidence for co-transmission. Mol. Cell. Neurosci. 26:156– 165. 107. Gundersen V, Storm-Mathisen J. 2000. Aspartate - neurochemical evidence for transmitter role. In: Ottersen OP, Storm-Mathisen J, editors. Handbook of chemical neuroanatomy 18. Glutamate. Amsterdam: Elsevier. 45–62. 108. Haber SN, Nauta WJH. 1983. Ramifications of the globus pallidus in the rat as indicated by patterns of immunohistochemistry. Neurosci. 9:245–260.
105
109. Harrison MB, Wiley RG, Wooten GF. 1990. Selective localization of striatal D1 receptors to striatonigral neurons. Brain Res. 528:317-322. 110. Harrison MB, Wiley RG, Wooten GF. 1992. Changes in D2 but not D1 receptor binding in the striatum following a selective lesion of striatopallidal neurons. Brain Res. 590:305-310. 111. Heimer L, Alheid GF, Olmos Jose S de, Groenenwegen HJ, Haber SN, Harlan RE, Zahm DS. 1997. The accumbens: beyond the core-shell dichotomy. J. Neuropsyh. Clin. Neurosci. 9:354-381. 112. Heimer L, Alheid GF, Zaborszky L. 1985. Basal ganglia, in: G. Paxinos Ed. , The Rat Nervous System, Academic Press, Orlando, FL, 37–86. 113. Heimer L, Zahm DS, Churchill L, Kalivas PW and Wohltmann C. 1991. Specificity in the projection patterns of accumbal core and shell in the rat. Neurosci. 41:89-125. 114. Heimer L. 2003. A new anatomical framework for neuropsychiatric disorders and drog abuse. Am. J. Psych. 160:1726-1739. 115. Heimer L; Zahm DS; Alheid GF. 1995. Basal ganglia. In: Paxinos, G., ed. The rat nervous system. San Diego: Academic Press; 579-628. 116. Hemmings HC Jr, Greengard P, Tung HY, Cohen P. 1984. DARPP-32, a dopamine-regulated neuronal phosphoprotein, is a potent inhibitor of protein phosphatase-1. Nature 310:503-5. 117. Hemmings HC Jr, Walaas SI, Ouimet CC, Greengard P. 1987. Dopaminergic regulation of protein phosphorylation in the striatum: DARPP-32. TINS 10:377383. 118. Hemmings HC Jr; Nairn AC; Bibb JA; Greengard P. 1995. Signal transduction in the striatum: DARPP-32, a molecular integrator of multiple signaling pathways. In: Ariano, M. A.; Surmeier, D. J., eds. Molecular and cellular mechanisms of neostratal function. Berlin, Germany: Springer-Verlag, 283-297.
106
119. Henselmans JML, Wouterlood FG. 1994. Light and electron microscopic characterization of cholinergic and dopaminergic structures in the striatal complex and the dorsal ventricular ridge of the lizard Gekko gecko. J. Comp. Neurol. 345:69–83. 120. Herrling PL. 1992. Synaptic physiology of excitatory amino acids. Arzneimittelforschung. 42:202-8. 121. Hersch SM; Ciliax BJ; Gutekunst CA; Rees HD; Heilman CJ; Yung KK L; Bolam JP; Ince E; Yi H; Levey AI. 1995. EM analysis of D1 and D2 dopamine receptor proteins in the dorsal striatum and their synaptic relationships with motor corticostriatal afferents. J. Neurosci. 15:5222-5237. 122. Hiroi N. 1995. Compartmental organization of calretinin in the rat striatum. Neurosci Lett. 197:223-6. 123. Hoogland PV, Vermeulen-VanderZee E. 1990. Distribution of choline acetyltransferase immunoreactivity in the telencephalon of the lizard Gekko gecko. Brain Behav Evol 36:378–390 124. Hökfelt T, Fuxe K, Goldstein M, Joh TH. 1973. Immunohistochemical studies of three catecholamine-synthesizing enzymes: aspects and methodology. Histochemie 33:231–254. 125. Hökfelt T, Johansson O, Goldstein M. 1984a. Central catecholamine neurons as revealed by immunohistochemistry with special reference to adrenaline neurons, in: A. Bjorklund, T. Hokfelt (Eds.), Classical Transmitters in the CNS, Part I, Handbook of Chemical Neuroanatomy, Vol. 2, Elsevier, Amsterdam, 157–276. 126. Hökfelt T, Martensson R, Björklund A, Kleinau S, Goldstein M. 1984b. Distributional maps of tyrosine hydroxylase-immunoreactive neurons in the rat brain. In: Björklund, A., Hökfelt, T., eds. Handbook of chemical neuroanatomy, vol. 2 Classical neurotransmitters in the CNS. Part 1. Amsterdam: Elsevier Science Publishers, 277-379
107
127. Ikemoto K, Kitahama K, Maeda T, Satoh K. 1996. The distribution of noradrenaline, serotonin and gamma-aminobutyric acid in the monkey nucleus accumbens. Prog. Neuro. Psychopharmacol. Biol. Psych. 20:1403–1412. 128. Ikemoto K, Satoh K, Maeda T, Fibiger HC. 1995. Neurochemical heterogeneity of the primate nucleus accumbens. Exp. Brain. Res. 104:177-90. 129. Izawa E, Aoki N, Matsushima T. 2005. Neural correlates of the proximity and quantity of anticipated food rewards in the ventral striatum of domestic chicks. Eur. J. Neurosci. 22:1502-151. 130. Izawa EI, Zachar G, Yanagihara S, Matsushima T. 2003. Localized lesion of caudal part of lobus parolfactorius caused impulsive choice in the domestic chick: evolutionarily conserved function of ventral striatum. J. Neurosci. 23: 1894-1902. 131. Jaffe EH, Marty A, Schulte A, Chow RH. 1998. Extrasynaptic vesicular transmitter release from the somata of substantia nigra neurons in rat midbrain sections. J. Neurosci. 18:3548-3553. 132. Jarvie KR, Caron MG. 1993. Heterogeneity of dopamine receptors. Adv Neurol. 60:325-33. 133. Jiao Y, Medina L, Veenman CL, Toledo C, Puelles L, Reiner A. 2000. Identification of the anterior nucleus of the ansa lenticularis in birds as the homolog of the mammalian subthalamic nucleus. J. Neurosci. 20:6998-7010. 134. Johnson LR, Aylward RLM, Hussain Z, Totterdell S. 1994. Input from the amygdala to the rat nucleus accumbens: its relationship with tyrosine hydroxylase immunoreactivity and identified neurons. Neurosci. 61:851–865. 135. Jones EG; Leavitt RY. 1974 Retrograde axonal transport and the demonstration of non-specific projections to the cerebral cortex and striatum from thalamic intralaminar nuclei in the rat, cat and monkey. J. Comp. Neurol.154:349-77.
108
136. Jongen-Rêlo A, Groenewegen HJ, Voorn P. 1993. Evidence for a multicompartmental histochemical organization of the nucleus accumbens in the rat. J. Comp. Neurol. 337:267-276. 137. Kabai P; Stewart MG; Tarcali J; Csillag A. 2004. Inhibiting effect of D1, but not D2 antagonist administered to the striatum on retention of passive avoidance in the chick. Neurobiol. Learn. Mem. 81:155-158. 138. Karle EJ, Anderson KD, Reiner A. 1992. Ultrastructural double-labeling demonstrates synaptic contacts between dopaminergic terminals and substance P-containing striatal neuron in pigeons. Brain Res. 572:303-309. 139. Karle EJ, Anderson KD, Reiner A. 1994. Dopaminergic terminals form synaptic contacts with enkephalinergic striatal neurons in pigeons: an electron microscopic study. Brain Res. 646:149-156 140. Karle EJ; Anderson KD; Medina L; Reiner A. 1996. Light and electron microscopic immunohistochemical stuy of dopaminergic terminals in pigeon striatum using anitsera against tyrosine-hydroxilase and dopamine. J. Comp. Neurol. 369:109-124. 141. Karten HJ, Dubbeldam JL. 1973. The organization and projections of the paleostriatal complex in the pigeon Columba livia. J. Comp. Neurol. 148:61–90. 142. Karten HJ. 1991. Homology and the evolutionary origins of the ‘neocortex’. Brain Behav. Evol. 38:264–272. 143. Kawaguchi Y; Wilson CJ; Augood SJ; Emson PC. 1995. Striatal interneurones: chemical, physiological and morphological caracterization. Trends Neurosci. 18:527-535. 144. Kelley AE, Domesick VB. 1982. The distribution of the projection from the hippocampal formation to the nucleus accumbens in the rat: an anterograde and retrograde horseradish peroxidase study. Neurosci. 10:2323–2335.
109
145. Kelley AE, Domestik VB, Nauta WJH. 1982. The amygdalostriatal projection in the rat an anatomical study by anterograde and retrograde methods, Neuroscience 7:615–630. 146. Kelley AE. 1999. Neural integrative activities of nucleus accumbens subregions in relation to learning and motivation. Psychobiology 27:198-213. 147. Kiehn O, Rostrup E, Møller M. 1992. Monoaminergic systems in the brainstem and spinal cord of the turtle Pseudemys scripta elegans as revealed by antibodies against serotonin and tyrosine hydroxylase, J. Comp. Neurol. 325:527–547. 148. Kirouac GJ, Ganguly PK. 1995. Topographical organization in the nucleus accumbens of afferents from the basolateral amygdala and efferents to the lateral hypothalamus. Neurosci. 67: 625–630. 149. Kita H, Kitai ST. 1987. Efferent projections of the subthalamic nucleus in the rat: light and electron microscopic analysis with the PHA-L method. J. Comp. Neurol. 260:435–452. 150. Kitai ST, Kita H. 1987. Anatomy and physiology of the subthalamic nucleus: a driving force of the basal ganglia, in: M.B. Carpenter, A. Jaraman Eds. , The Basal Ganglia: II. Structure and Function: Current Concepts, Plenum, New York, pp. 357–373. 151. Kitai ST. 1981, in GABA and the Basal Ganglia ( Di Chiara, G. and Gessa, G. L., eds), 1-21, Raven Press 152. Kitai ST; Surmeier DJ. 1993. Cholinergic and dopaminergic modulation of potassium conductances in neostriatal neurons. Adv Neurol. 60:40-52. 153. Kobayashi K, Eiduson S. 1970. Norepinephrine and dopamine in the developing chick brain. Dev. Psychobiol. 3:13-34. 154. Kostal L, Vyboh P, Savory CJ, Jurani M, Kubikova L, Blazicek P. 1999. Influence of food restriction on dopamine receptor densities, catecholamine concentrations and dopamine turnover in chicken brain. Neurosci. 94:323-8.
110
155. Kubota Y; Inagaki S; Kito S. 1986a. Innervation of substance P neurons by catecholaminergic terminals in the neostriatum. Brain Res. 375:163-167. 156. Kubota Y; Inagaki S; Kito S; Takagi H; Smith AD. 1986b. Ultrastructural evidence of dopaminergic input to enkephalinergic neurons in rat neostriatum. Brain Res. 367:374-378. 157. Kubota Y; Inagaki S; Shimada S, Kito S; Eckenstein F; Tohyama M. 1987. Neostriatal cholinergic neurons receive direct synaptic inputs from dopaminergic axons. Brain Res. 413:179-84. 158. Kuenzel WJ, Masson M. 1988. A stereotaxic atlas of the brain of the chick (Gallus domesticus). Johns Hopkins University Press, Baltimore. 159. Lapper SR, Bolam JP. 1992 Input from the frontal cortex and the parafascicular nucleus to cholinergic interneurons in the dorsal striatum of the rat. Neurosci. 51:533-45. 160. Lavoie B, Parent A. 1990. Immunohistochemical study of the serotonergic innervation of the basal ganglia in the squirrel monkey. J. Comp. Neurol. 299:85–91. 161. Le Moine C; Bloch B. 1995. D1 and D2 dopamine receptor gene expression in the rat striatum: Sensitive cRNA probes demonstrate prominent segregation of D1 and D2 mRNAs in distinct neuronal populations of the dorsal and ventral striatum. J. Comp. Neurol. 355:418-426. 162. Li M, West JW, Numann R, Murphy BJ, Scheuer T, Catterall WA. 1993. Convergent regulation of sodium channels by protein kinase C and cAMPdependent protein kinase. Science 26:1439-42. 163. Lowndes M, Davies DC. 1994. The effects of archistriatal lesions on one trial passive avoidance learning in the chick. Eur. J. Neurosci. 6:525– 530.
111
164. Martinez-García F, Olucha FE, Teruel V, Lorente MJ. 1993. Fiber connections of the amygdaloid formation of the lizard Podarcis hispanica. Brain Behav. Evol. 41:156–162. 165. Martone ME; Armstrong DM; Young SJ; Groves PM. 1992. Ultrastructural examination of enkephalin and substance P input to cholinergic neurons within the rat neostriatum. Brain Res. 594:253-62. 166. Maura G, Giardi A, Raiteri M., 1988. Release-regulating D-2 dopamine receptors are located on striatal glutamatergic nerve terminals. J. Pharmacol. Exp. Ther. 247:680-4. 167. Medina L, Marti E, Artero C, Fasolo A, Puelles L. 1992. Distribution of neuropeptide Y-like immunoreactivity in the brain of the lizard Gallotia galloti. J. Comp. Neurol. 319:387-405. 168. Medina L, Reiner A. 1994. Distribution of choline acetyltransferase immunoreactivity in the pigeon brain. J. Comp. Neurol. 342: 497–537. 169. Medina L, Reiner A. 1995. Neurotransmitter organization and connectivity of the basal ganglia in vertebrates: implications for the evolution of the basal ganglia. Brain Behav. Evol. 46:235–258. 170. Medina L, Reiner A. 1996. Immunohistochemical characterization of the striatal input to neurons of the dorsal pallidum in pigeon, with particular emphasis on pallido-thalamic neurons. Soc. Neurosci. Abstr. 22:674. 171. Medina L, Reiner A. 1997. The efferent projections of the dorsal and ventral pallidal parts of the pigeon basal ganglia, studied with biotinylated dextran amine. Neurosci. 81:773–802. 172. Medina L, Reiner A. 2000. Do birds possess homologues of mammalian primary visual, somatosensory and motor cortices? Trends Neurosci. 23:1-12.
112
173. Medina L, Smeets WJAJ, Hoogland PV, Puelles L. 1993. Distribution of choline acetyltransferase immunoreactivity in the brain of the lizard Gallotia galloti. J. Comp. Neurol. 331:261–285. 174. Medina L, Smeets WJAJ. 1991. Comparative aspects of the basal ganglia-tectal pathways in reptiles. J. Comp. Neurol. 308:614–629. 175. Medina L, Smeets WJAJ. 1992. Cholinergic, monoaminergic and peptidergic innervation of the primary visual centers in the brain of the lizards Gekko gecko and Gallotia galloti. Brain Behav. Evol. 40:157–181. 176. Medina L, Veenman CL, Reiner A. 1997. New evidence for an avian dorsal thalamic center comparable to the mammalian VA/VL nuclei. J. Comp. Neurol. 384:86–108. 177. Meredith G, Wouterlood FG, Pattiselanno A. 1990. Hippocampal fibers make synaptic contacts with glutamate decarboxylase-immunoreactive neurons in the rat nucleus accumbens. Brain Res. 513:329–334. 178. Meredith G, Wouterlood FG. 1990. Hippocampal and midline thalamic fibers and terminals in relation to the choline acetyltransferase immunoreactive neurons in nucleus accumbens of the rat: a light and electron microscopic study. J. Comp. Neurol. 296:204–221. 179. Meredith GE, Agolia R, Arts MPM, Groenewegen HJ, Zahm DS. 1992. Morphological differences between projection neurons of the core and shell in the nucleus accumbens of the rat. Neurosci. 50:149-162. 180. Meredith GE, Blank B, Groenewegen HJ. 1989. The distribution and compartmental organization of cholinergic neurons in nucleus accumbens of the rat. Neurosci. 31:327-345. 181. Meredith GE, Pattiselanno A, Groenewegen HJ, Haber SN. 1996. Shell and core in monkey and human nucleus accumbens identified with antibodies to calbindin-D28k. J. Comp. Neurol. 365:628-639.
113
182. Mezey S, Csillag A. 2002. Selective striatal connections of midbrain dopamineric nuclei in the chick (Gallus domesticus). Cell Tiss. Res. 308:35-46. 183. Mogenson GJ, Jones DL,Yim CY. 1980. From motivation to action: functional interface between the limbic system and the motor system. Prog. Neurobiol. 14: 69-97. 184. Montagnese CM, Csillag A. 1996 Comparative distribution of NADPHdiaphorase activity and tyrosine hydroxylase immunoreactivity in the diencephalon and mesencephalon of the domestic chicken (Gallus domesticus). Anat Embryol 193:427-39. 185. Montagnese CM, Mezey SE, Csillag A. 2003. Efferent connections of the dorsomedial thalamic nuclei of the domestic chick (Gallus domesticus). J Comp Neurol. 459:301-26. 186. Moons L, D’Hondt E, Pijcke K, Vandesande F. 1995. Noradrenergic system in the chicken brain: immunocytochemical study with antibodies to noradrenaline and dopamine-β-hydroxylase. J Comp Neurol 360:331-348. 187. Morelli M; Fenu S; Pinna A; Di Chiara G. 1992. Opposite effects of NMDA receptor blockade on dopaminergic D1- and D2-mediated behavior in the 6hydroxydopamine model of turning: relationship with c-fos expression. J. Pharmacol. Exp. Ther. 260:402-408. 188. Nadler JV, Vaca KV, White WF, Lynch GS, Cotman CV. 1976. Aspartate and glutamate as possible neurotransmitter of excitatory hippocampal afferents. Nature 260:538–540. 189. Nauta WJH, Domesick WB. 1976. Crossroads of limbic and striatal circuity: hypothalamo-nigral connections. In: Livingston K. E., Hornykiewicz O. (Eds.), The Limbic System: Functional Organization and Clinical Disorders. Raven Press, New York, pp. 75-93. 190. Nauta WJH, Karten HJ. 1970. A general profile of the vertebratebrain, with sidelights on the ancestry of cerebral cortex, in: F.O. Schmitt Ed., The
114
Neurosciences: Second Study Program, TheRockefeller Univ. Press, New York, NY, 7–26. 191. Nauta WJH, Smith GP, Faull RLM and Domesick VB. 1978. Efferent connections and nigral afferents of the nucleus accumbens septi in the rat. Neurosci. 3:385–401. 192. Nishi A, Snyder GL, Greengard P. 1997. Bidirectional regulation of DARPP32 phosphorylation by dopamine. J. Neurosci. 17:8147-55. 193. Nistico G; Rotiroti D; Stephenson JD. 1983. Neurotransmitters and stereotiped behaviour in birds. In: Nistico, G.; Bolis, L., eds. Progress in nonmammalian brain research, vol. 2., Boca Raton, FL: CRC Press, 89-105. 194. Ottersen OP, Storm-Mathisen J. 1985. Different neuronal localization of aspartate-like and glutamate-like immunoreactivities in the hippocampus of the rat, guinea-pig and senegalese baboon (Papio papio) with a note on the distribution of gamma-aminobutyrate. Neurosci. 16:589–606. 195. Ottersen OP. 1989. Postembedding immunogold labelling of fixed glutamate: an electron microscopic analysis of the relationship between gold particle density and antigen concentration. J. Chem. Neuroanat. 2:57–66. 196. Ouimet CC, Greengard P 1990. Distribution of DARPP-32 in the basal ganglia: An electron microscopic study. J. Neurocytol. 19:39–52. 197. Ouimet CC, Miller PE, Hemmings HC, Walaas SI, Greengard P. 1984. DARPP-32,
a
phosphoprotein
dopamineenriched
and in
adenosine
3’,5’-monophosphateregulated
dopamine-innervated
brain
regions.
III.
Immunocytochemical localization in the rat brain. J. Neurosci. 4:111–124. 198. Panzica GC, Arevalo R, Sanchez F, Alonso JR, Aste N, Viglietti-Panzica C, Aijon J, Vazquez R. 1994. Topographical distribution of reduced nicotinamide adenine dinucleotide phosphate-diaphorase in the brain of the Japanese quail, J. Comp. Neurol. 342:97–114.
115
199. Parent A. 1990. Extrinsic connections of the basal ganglia. Trends Neurosci. 13:254-258. 200. Perez RG, Lewis RM. 1992. Regional distribution of DARPP-32 (dopamineand adenosine 3’,5’-monophosphate-regulated phosphoprotein of MW 32,000) mRNA in mouse brain. J. Comp. Neurol. 318:304–315. 201. Pérez-Clausell J, Fredens K. 1988. Chemoarchitectonics in the telencephalon of the lizard Podarcis hispanica. In: Schwerdtfeger WK, Smeets WJAJ, editors. The forebrain of reptiles. Current concepts of structure and function. Basel: Karger. p 85–96. 202. Perez-Santana L, Marın O, Smeets WJAJ. 1997. Afferent connections of the nucleus accumbens of the snake, Elaphe guttata, studied by means of in vitro and in vivo tracing techniques in combination with TH immunohistochemistry. Neurosci. Lett. 225:101–104. 203. Phelps PE; Houser CR; Vaughn JE. 1985. Immunocytochemical localization of choline acetyltransferase within the rat neostriatum: a correlated light and electron
microscopic
study
of
cholinergic
neurons
and
synapses.
J. Comp. Neurol. 238:286-307. 204. Phillipson OT, Griffiths AC. 1985. The topographical order of inputs to the nucleus accumbens in the rat. Neurosci. 16:275–296. 205. Powers AS, Reiner A. 1993. The distribution of cholinergic neurons in the central nervous system of turtles. Brain Behav. Evol. 41:326–345. 206. Rajakumar N, Elsevich K, Flumerfelt BA. 1993. Compartmental origin of the striato-entopeduncular projection in the rat. J. Comp. Neurol. 331:286–296. 207. Reiner A, Anderson KD. 1990. The patterns of neurotransmitter and neuropeptide co-occurrence among striatal projection neurons: conclusions based on recent findings. Brain Res. Rev. 15:251–265.
116
208. Reiner A, Anderson KD. 1993. Co-occurrence of γ-aminobutyric acid, parvalbumin and the neurotensin-related neuropeptide LANT6 in pallidal, nigral and striatal neurons in pigeons and monkeys. Brain. Res. 624:317–325. 209. Reiner A, Brauth SE, Kitt CA, Karten HJ. 1980. Basal ganglionic pathways to the tectum: studies in reptiles. J. Comp. Neurol. 193:565–589. 210. Reiner A, Brecha NC, Karten HJ. 1982a. Basal ganglia pathways to the tectum: the afferent and efferent connections of the lateral spiriform nucleus of pigeon. J. Comp. Neurol. 208:16–36. 211. Reiner A, Carraway RE. 1987. Immunohistochemical and biochemical studies on Lys –Asn –neurotensin LANT6 -related peptidesin the basal ganglia of pigeons, turtles, and hamsters. J. Comp. Neurol. 257:453–476. 212. Reiner A, Davis BM, Brecha NC, Karten HJ. 1984a. The distribution of enkephalin-like immunoreactivity in the telencephalon of the adult and developing domestic chicken. J. Comp. Neurol. 228:245–262. 213. Reiner A, Karle EJ, Anderson KD, Medina L. 1994. Cathecolaminergic perikarya and fibers in the avian nervous system. In: Smeets, W. J. A. J., Reiner, A., eds. Phylogeny and development of chatecholamine systems in the CNS of vertebrates. Cambridge, UK: Cambridge University Press, 131-181. 214. Reiner A, Karle EJ, Anderson KD. 1990. The patterns of neurotransmitter and neuropeptid co-occurrence among striatal projection neurons: Conclusions based on recent findings. Brain Res. 15:251-265 215. Reiner A, Karten HJ, Brecha NC. 1982b. Enkephalin-mediated basal ganglia influences over the optic tectum: immunohistochemistry of the tectum and the lateral spiriform nucleus in pigeon, J. Comp. Neurol. 208:37–53. 216. Reiner A, Karten HJ, Solina AR. 1983. Substance P: localization within paleostriatal-tegmental pathways in the pigeon. Neuroscience 9:61–85.
117
217. Reiner A, Krause JE, Keyser KT, Eldred WD, McKelvy JF. 1984b. The distribution of substance P in turtle nervous system: a radioimmunoassay and immunohistochemical study. J. Comp. Neurol. 226:50–75. 218. Reiner A, Medina L, Veenman CL. 1998. Structural and functional evolution of the basal ganglia in vertebrates. Brain Res. Rew. 28:235-285 219. Reiner A, Oliver JR. 1987. Somatostatin and neuropeptide Y are almost exclusively found in the same neurons in the telencephalon of turtles. Brain Res 426:149–156. 220. Reiner A, Perkel DJ, Bruce LL, Butler AB, Csillag A, Kuenzel W, Medina L, Paxinos G, Shimizu T, Striedter G, Wild M, Ball, GF, Durand S, Güntürkün O, Lee DW, Mello CV, Powers A, White SA, Hough G, Kubikova L, Smulders TV, Wada K, Dugas-Ford J, Husband S, Yakamoto K, Yu J, Siang C, Jarvis ED. 2004. Revised nomenclature for avian telencephalon and some related brainstem nuclei. J. Comp. Neurol. 473:377-414. 221. Reiner A. 1986. The co-occurrence of substance P-like immunoreactivity and dynorphin-like immunoreactivity in striatopallidal and striatonigral projection neurons in birds and reptiles. Brain Res. 371:155–161. 222. Reiner A. 1987. The distribution of proenkephalin-derived peptides in the central nervous system of turtles, J. Comp. Neurol. 259:65–91. 223. Reiner A. 1993. Neurotransmitter organization and connections of turtle cortex: implications for the evolution of mammalian isocortex. Comp. Biochem. Physiol. 104:735–748. 224. Reiner A. 1994. Catecholaminergic innervation of the basal ganglia in mammals: anatomy and function, in: W.J.A.J. Smeets, A. Reiner Eds. , Phylogeny and Development of Catecholamine Systems in the CNS of Vertebrates, Cambridge Univ. Press, Cambridge, 247–272. 225. Reiner A. 1996. Levels of organization and the evolution of isocortex: homology, non-homology or parallel homoplasy, Trends Neurosci. 19:89–91.
118
226. Reiner A; Perera M, Paullus R; Medina L. 1998. Immunhistochemical localization of DARPP-32 in striatal projection neurons and striatal interneurons in pigeons. J. Chem. Neuroanat. 16:17-33. 227. Richfield EK, Young AB, Penney JB. 1987. Comparative distribution of D-1 and D-2 receptors in the basal ganglia of turtles, pigeons, rats, cats and monkeys. J. Comp. Neurol. 262:446-463. 228. Riedel A, Hartig W, Seeger G, Gartner U, Brauer K, Arendt TH. 2002. Principles of rat subcortical forebrain organization: a study using histological techniques and multiple fluorescence labeling. J. Chem. Neuroanat. 23:75-104. 229. Roberts TF, Hall WS, Brauth SE. 2002. Organization of the avian basal forebrain: chemical anatomy in the parrot (Melopsittacus Undulatus). J. Comp. Neurol. 454:383-408. 230. Roper TJ, Redston S. 1987. Conspicuousness of distasteful prey affects the strength and durability of one-trial avoidance learning. Anim. Behav. 35:739747. 231. Rose SPR. 1991. Memory - the brain’s rosetta stone? Concepts in Neurosci. 2: 43-64. 232. Russchen FT, Jonker AJ. 1988. Efferent connections of the striatum and the nucleus accumbens in the lizard Gekko gecko. J. Comp. Neurol. 276:61– 80. 233. Russchen FT, Smeets WJAJ, Hoogland PV. 1987. Histochemical identification of pallidal and striatal structures in the lizard Gekko gecko: evidence for compartmentalization. J. Comp. Neurol. 256:329–341. 234. Sanberg PR; Mark RF. 1983. The effect of striatal lesions in the chick on haloperidol-potentiated tonic immobility. Neuropharmacol. 22:253-257. 235. Schalling M, Djurfeldt M, Hökfelt T, Ehrlich M, Kurihara T, Greengard, P. 1990. Distribution and cellular localization of DARPP-32 mRNAin rat brain. Mol. Brain Res. 7:139–149.
119
236. Schiffmann SN, Lledo PM, Vincent JD. 1995. Dopamine D1 receptor modulates the voltage-gated sodium current in rat striatal neurones through a protein kinase A. J. Physiol. 483:95-107. 237. Schnabel R, Braun K. 1996. Development of dopamine receptors in the forebrain of the domestic chick in relation to auditory imprinting. An autoradiography study. Brain Res. 720:120-130. 238. Schnabel R, Metzger M, Jiang S, Hemmings HC, Greengard P, Braun K. 1997. Localization of dopamine D1 receptors and dopaminoceptive neurons in the chick forebrain. J. Comp. Neurol. 388:146-168. 239. Shammah-Lagnado SJ, Alheid GF, Heimer L. 1996. Efferent connections of the caudal part of the globus pallidus in the rat. J. Comp. Neurol. 376:489–507. 240. Shink E, Bevan MD, Bolam JP, Smith Y. 1996. The subthalamic nucleus and the external pallidum: two tightly interconnected structures that control the output of the basal ganglia in the monkey. Neurosci. 73:335–357. 241. Shinonaga Y, Takada M, Mizuno N. 1994. Topographical organization of collateral projections from the basolateral amygdaloid nucleus to both the prefrontal cortex and the nucleus accumbens. Neurosci 58:389–397. 242. Smeets WJ, Lopez JA, González A. 2001. Immunohistochemical localization of DARPP-32 in the brain of the lizard, Gekko gecko: Co-occurrence with tyrosine hydroxylase. J. Comp. Neurol. 435:194-210. 243. Smeets WJ, Steinbusch HW. 1990. New insights into the reptilian catecholaminergic
systems
as
revealed
by
antibodies
against
the
neurotransmitters and their synthetic enzymes. J. Chem. Neuroanat. 3:25-43. 244. Smeets WJAJ, Alonso JR, Gonzalez A. 1997. Distribution of NADPHdiaphorase and nitric oxide synthase in relation to catecholaminergic neuronal structures in the brain of the lizard Gekko gecko. J. Comp. Neurol. 377:121–141.
120
245. Smeets WJAJ, Hoogland PV, Voom P. 1986. The distribution dopamine immunoreactivity in the forebrain and midbrain of the lizard Gekko gecko: an immunohistochemical study with antibodies against dopamine, J. Comp. Neurol. 253:46–60. 246. Smeets WJAJ, Medina L. 1995. The efferent connections of the nucleus accumbens in the lizard Gekko gecko: a combined tracttracingrtransmitterimmunohistochemical study. Anat. Embryol. 191:73–81. 247. Smith Y, Parent A. 1988. Neurons of the subthalamic nucleus in primates display glutamate but not GABA immunoreactivity. Brain. Res. 453:353–356. 248. Smith Y, Wichmann T, DeLong MR. 1994. Synaptic innervation of neurones in the internal pallidal segment by the subthalamic nucleus and the external pallidum in monkeys. J. Comp. Neurol. 343:297–318. 249. Snyder GL, Fisone G, Greengard P. 1994. Phosphorylation of DARPP-32 is regulated by GABA in rat striatum and substantia nigra. J. Neurochem.63:176671. 250. Somogyi P, Bolam JP, Smith AD. 1981. Monosynaptic cortical input and local axon collaterals of identified striatonigral neurons. A light and electron microscopic study using the Golgi-peroxidase transport-degeneration procedure. J Comp Neurol.195:567-84. 251. Somogyi P, Bolam JP, Totterdell S, Smith AD. 1981 Monosynaptic input from the nucleus accumbens--ventral striatum region to retrogradely labelled nigrostriatal neurones. Brain Res. 217:245-63. 252. Somogyi P, Halasy K, Somogyi J, Storm-Mathisen J, Ottersen OP. 1986. Quantification if immunogold labelling reveals enrichment of glutamate in mossy and paralell fibre terminals in cat cerebellum. Neurosci. 19:1045–1050. 253. Somogyi P, Hodgson AJ. 1985. Antisera to gamma-aminobutyric acid. III. Demonstration of GABA in Golgi-impregnated neurons and in conventional
121
electron microscopic sections of cat striate cortex. J Histochem Cytochem. 33:249-57 254. Sterio DC. 1984. The unbiased estimation of number and sizes of arbitrary particles using the disector. J. Microsc. 134:127-136. 255. Stewart MG, Kabai P, Harrison E, Steele RJ, Kossut M, Gierdalski, Csillag A. 1996. The involvement of dopamine in the striatum in passive avoidance training in the chick. Neurosci. 70:7-14. 256. Stoof JC, Drukarch B, De Boer P, Westerink BHC, Groenewegen H. 1992. Regulation of the activity of striatal cholinergic neurons by dopamine. Neurosci. 47:755-70. 257. Su HS, Bentivoglio M. 1990. Thalamic midline cell populations projecting to the nucleus accumbens, amygdala, and hippocampus in the rat, J. Comp. Neurol. 297:582–593. 258. Sun Z, Reiner A. 2000. Localization of dopamine D1A and D1B receptor mRNAs in the forebrain and the midbrain of the domestic chick. J. Chem. Neuroanat. 19:211-224. 259. Surmeier DJ, Bargas J, Hemmings HC Jr, Nairn AC, Greengard P. 1995. Modulation
of
calcium
currents
by
a
D1
dopaminergic
protein
kinase/phosphatase cascade in rat neostriatal neurons. Neuron 14:385-397. 260. Surmeier DJ, Reiner A, Levine MS, Ariano MA. 1993. Are neostriatal dopamine receptors co-localized? Trends Neurosci. 16:299-305. 261. Surmeier DJ; Song WJ; Yan Z. 1996. Coordinated expression of dopamine receptors in neostriatal medium spiny neurons. J. Neurosci. 16:6579-6591. 262. Svensson A, Carlsson A, Carlsson ML. 1992. Differential locomotor interactions between dopamine D1/D2 receptor agonists and the NMDA antagonist dizocilpine in monoamine-depleted mice. J. Neural. Transm. Gen. Sect. 90:199-217.
122
263. Székely AD, Boxer MI, Stewart MG, Csillag A. 1994. The connectivity of the lobus parolfactorius of the domestic chicken (Gallus domesticus). An anterograde and retrograde pathway tracing study. J. Comp. Neurol. 348:374393. 264. Timmerman W, Abercrombie ED. 1996. Amphetamine-induced release of dendritic dopamine in substantia nigra pars reticulata: D1-mediated behavioral and electrophysiological effects. Synapse. 23:280-291. 265. Tömböl T, Csillag A, Stewart MG. 1988. Cell types of the paleostriatal complex of the domestic chicken Gallus domesticus : a Golgi study. J. Hirnforschung 29:493–507. 266. Tömböl T. 1995. Golgi Structure of Telencephalon of Chicken, Budapest, Hungary 267. Troiano R, Siegel A. 1978 Efferent connections of the basal forebrain in the cat: the nucleus accumbens. Exp Neurol 61:185-97. 268. Usuda I, Tanaka K, Chiba T. 1998. Efferent projections of the nucleus accumbens in the rat with special reference to subdivision of the nucleus: biotinylated dextran amine study. Brain Res. 797:73-93. 269. Valjent E, Pascoli V, Svenningsson P, Paul S, Enslen H, Corvol JC, Stipanovich A, Caboche J, Lombroso PJ, Nairn AC, Greengard P, Herve D, Girault JA. 2005. Regulation of a protein phosphatase cascade allows convergent dopamine and glutamate signals to activate ERK in the striatum. Proc. Natl. Acad. Sci. 102:491–496. 270. van der Kooy D, Fishell G. 1987. Neuronal birthdate underlies the development of striatal compartments. Brain Res. 401:155-61. 271. van Dongen YC, Deniau JM, Pennartz CM, Galis-de Graaf Y, Voorn P, Thierry AM, Groenewegen HJ. 2005. Anatomical evidence for direct connections between the shell and core subregions of the rat nucleus accumbens. Neuroscience. 136:1049-1071.
123
272. Veenman CL, Medina L, Reiner A. 1997. The avian homologues of the mammalian
intralaminar,
mediodorsal
and
midline
thalamic
nuclei:
immunohistochemical and hodological evidence. Brain Behav. Evol. 49:78–98. 273. Veenman CL, Reiner A. 1994. The distribution of GABA-containing perikarya, fibers, and terminals in the forebrain and midbrain of pigeons, with particular reference to the basal ganglia and its projection targets. J. Comp. Neurol. 339:209–250. 274. Veenman CL, Reiner A. 1996. Ultrastructural study of the targets of cortical afferents in the avian striatum. Brain Res. 707 :1–12. 275. Veenman CL, Wild JM, Reiner A. 1995. Organization of the avian „corticostriatal” projection system: A retrograde and anterograde pathway tracing study in pigeons. J. Comp. Neurol. 354:87-126 276. Voorn P, Gerfen CR, Groenewegen HJ. 1989. Compartmental organization of the ventral striatum of the rat: Immunohistochemical distribution of enkephalin, substance P, dopamine, and calcium binding protein. J. Comp. Neurol. 289:189201. 277. Wächtler K. 1982. Observations on the evolution of the cholinergic system in the telencephalon of vertebrates, Comp. Biochem. Physiol. 72C:357–361. 278. Walaas I, Fonnum F. 1980. Biochemical evidence for g-aminobutyrate containing fibres from the nucleus accumbens to the substantia nigra and ventral tegmental area in the rat. Neurosci. 5:63–72. 279. Walaas SI, Greengard P. 1984. DARPP-32, a dopamine-and adenosine 3’,5’monophosphate-regulated phosphoprotein enriched in dopamine innervated brain regions: I. Regional and cellular distribution in the rat brain. J. Neurosci. 4:84–98. 280. Waldmann C, Güntürkün O. 1993. The dopaminergic innervation of the pigeon caudolateral forebrain: immunocytochemical evidence for a 'prefrontal cortex' in birds? Brain Res. 600: 225-234.
124
281. Walker PD, Reiley LA, Hart RP, Jonakait GM. 1991. Serotonin regulation of neostriatal tachykinins following neonatal 6-hydroxy-dopamine lesions. Brain Res. 557:31–36. 282. Walker PD, Wolf WA. 1996. Alterations in the postnatal development of striatal preprotachykinin but not preproekephalin mRNA expression in the serotonin-depleted rat, Dev. Neurosci. 19:135–142. 283. Wiklund L, Toggenburger G, Cuenod M. 1982. Aspartate: possible neurotransmitter in cerebellar climbing fibers. Science 216:78–80. 284. Wilson CJ. 1987. Morphology and synaptic connections of crossed corticostriatal neurons in the rat. J. Comp. Neurol. 263:567-580 285. Woolf NJ. 1991. Cholinergic systems in mammalian brain and spinal cord. Prog. Neurobiol. 37:475–524. 286. Wright CI, Beijer AVJ, Groenewegen HJ. 1996. Basal amygdaloid complex afferents to the rat nucleus accumbens are compartmentally organized. J. Neurosci. 16:1877–1893 287. Wright CI, Groenewegen HJ. 1995. Patterns of convergence and segregation in the medial nucleus accumbens of the rat: relationships of prefrontal cortical, midline thalamic, and basal amygdaloid afferents. J. Comp. Neurol. 361:383– 403 288. Wright CI, Groenewegen HJ. 1996. Patterns of overlap and segregation between insular cortical, intermediodorsal thalamic and basal amygdaloid afferents in the nucleus accumbens of the rat. Neuroscience. 73:359–373. 289. Wynne B; Güntürkün O. 1995. Dopaminergic innervation of the telencephalon of the pigeon (Columba livia): A study with antibodies against tyrosine hydroxilase and dopamine. J. Comp. Neurol. 357:446-464 290. Yanagihara S, Izawa E, Koga K, Matsushima T. 2001. Reward-related neuronal activities in basal ganglia of domestic chicks. Neurorep. 12:1431-1435
125
291. Yanai J; Silverman WF; Shamir D. 1995. An avian model for the reversal 6hydroxydopamine induced rotating behaviour by neuronal grafting. Neurosci. Lett. 187:153-156. 292. Záborszky L, Alheid GF, Beinfeld MC, Eiden LE, Heimer L, Palkovits M. 1985. Cholecystokinin innervation of the ventral striatum: a morphological and radioimmunological study. Neuroscience 14:427-453. 293. Zahm DS, Brog JS. 1992. On the significance of subterritories in the „accumbens” part of the rat ventral striatum. Neurosci. 50:751-767. 294. Zahm DS, Heimer L. 1988. Ventral striatopallidal parts of the basal ganglia in the rat: I. Neurochemical compartmentation as reflected by the distributions of neurotensin and substance P immunoreactivity. J. Comp. Neurol. 272:516-35. 295. Zahm DS, Heimer L. 1993. Specificity in the efferent projections of the nucleus accumbens in the rat: comparison of the rostral pole projection pattern with those of the core and shell. J. Comp. Neurol. 327:220–232. 296. Zahm DS, Jensen SL, Williams ES, Martin JR III. 1999. Direct comparison of projections from the central amygdaloid region and nucleus accumbens shell. Eur. J. Neurosci. 11:1119–1126.
126
Saját közlemények jegyzéke A disszertáció alapját adó saját publikációk Közlemények 1. Bálint E, Kitka T, Zachar G, Ádám Á, Hemmings HC Jr, Csillag A. 2004. Abundance and location of DARPP-32 in striato-tegmental circuits of domestic chicks. J Chem Neuroanat. 28:27-36. 2. Bálint E, Csillag A. 2007. Nucleus accumbens subregions: hodological and immunohistochemical study in the domestic chick (Gallus domesticus). Cell Tissue Res. 327:221-30. 3. Csillag A., Bálint E., Ádám Á., Zachar G. 2008. The organisation of the basal ganglia in the domestic chick (Gallus domesticus): Anatomical localisation of DARPP-32 in relation to glutamate. Brain Res Bull 76:183-91. Előadások 1. Zachar G., Ádám Á., Bálint E., Kitka T., Csillag A. 2001. Correlative analysis of dopaminergic and dopaminoceptive neural elements in the striatum and the tegmentum of domestic chick (in hungarian). VIII. Conference of Hungarian Neuroscience Association. 2001 2. Bálint E., Kitka T., Csillag A. 2003. Quantitative analysis of reciprocal connections between the tegmentum and the medial striatum in the domestic chick (Gallus domesticus). IX. Conference of Hungarian Neuroscience Association. Clinical Neuroscience 56/2, p. 9. 3. Bálint E., A. Csillag. 2005. Nucleus accumbens subregions: hodological and neurochemical analysis in domestic chick. Avian Brain Conference, 2005, Budapest
127
4. Bálint E., Csillag A. 2006. Nucleus accumbens subregions: hodological and immunohistochemical study in the domestic chick (Gallus domesticus). International IBRO Workshop Budapest, Hungary, 26-28 January 2006. 5. Csillag A, Bálint E, Ádám A, Zachar G. 2007. Basal ganglia organization: relevance to motivation and learning of domestic chicks. IBRO Satellite: Brain Mechanisms, Cognition and Behaviour in Birds Heron Island, Queensland, 1923 July, 2007 6. Csillag A, Ádám Á, Zachar G, Bálint E. Potential signaling role of aspartate in striatal synaptic circuits of the domestic chick. SFN, Neuroscience 2007, San Diego, California.
Egyéb saját publikációk Közlemények Montagnese CM, Zachar G, Bálint E, Csillag A. 2008. Afferent connections of septal nuclei of the domestic chick (Gallus domesticus). A retrograde pathway tracing study. J Comp Neurol. 511:109-150. Előadások 1. Csillag A., Bálint E. Afferent connectivity of the olfactory tubercle in the domestic chick. IBRO Satellite: Brain Mechanisms, Cognition and Behaviour in Birds, Heron Island, Queensland, 19- 23 July, 2007 2. Bálint E, Csillag A. Efferent connections of the ventrobasal telencephalon in the domestic chick. XI. Conference of Hungarian Neuroscience Association, Szeged, 2007. 3. Bálint E, Csillag A. Diencephalic and brainstem projections of the nucleus accumbens in the domestic chick. SFN, Neuroscience 2007, San Diego, California.
128
Köszönetnyilvánítás Végül, de nem utolsósorban szeretnék köszönetet mondani mindazoknak, akik doktorandusz éveim alatt segítségemre voltak: témavezetőmnek, Dr. Csillag Andrásnak, szakmai tanácsaiért és útmutatásáért, a labor munkatársainak segítségükért, valamint tanáraimnak, különösen Dr. Zboray Gézának, akitől a neurobiológia alapjait megtanultam. Köszönöm továbbá családomnak és páromnak, akik mellettem álltak a tanulással töltött évek során.
129
