TEKNOLOGI PENGOLAHAN MINYAK KENARI

MODUL PEMBELAJARAN

TEKNOLOGI PENGOLAHAN

MINYAK KENARI

G.S.Suhartati Djarkasi Tropical Plant Curriculum Project Sam Ratulangi University

DISCLAIMER This publication is made possible by the generous support of the American people through the United States Agency for International Development (USAID). The contents are the responsibility of Texas A&M University and Sam Ratulangi University as the USAID Tropical Plant Curriculum Project partners and do not necessarily reflect the views of USAID or the United States Government.

DAFTAR ISI

Bab. I. Karakteristik tanaman kenari

Halaman 1

Pendahuluan

1

Taksonomi dan morfologi

1

Pemanenan

6

Produksi

7

Penggunaan biji kenari

7

Daftar Pustaka

8

Bab.II. Ekstraksi dan pemurnian minyak Kenari

10

Pendahuluan

10

Metode ekstraksi

11

a. Rendering

11

b. Pengepresan mekanik

11

c. Ekstraksi dengan pelarut

13

Pemurnian minyak

15

Daftar Pustaka

16

Bab. III. Komposisi dan sifat minyak kenari

18

Pendahuluan

18

Komposisi asam lemak minyak kenari

19

Sifat fisik minyak kenari

24

Sifat kimia minyak kenari

25

Komponen minor minyak kenari

26

Daftar Pustaka

27

Bab.IV. Kerusakan minyak kenari

30

Pendahuluan

30

Kerusakan minyak

31

a. Reaksi hidrolitik

31

b. Reaksi oksidatif

34

1). Autooksidasi

35

2) Fotooksisdasi

39

3) Reaksi yang dikatalisis oleh enzim

42

TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University ii

4) Faktor-faktor yang berpengaruh Daftar Pustaka Bab.V. Metode analisis minyak kenari

43 48 51

Pendahuluan

51

Metode ekstraksi minyak kenari

51

a. Ekstraksi minyak kenari dengan metode pengepresan

51

b. Ekstraksi minyak kenari dengan metode soxhlet

52

c. Ekstraksi minyak kenari dengan metode maserasi

52

Metode pengukuran sifat kimia minyak kenari

52

Daftar Pustaka

57

TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University iii

BAB I. KARAKTERISTIK TANAMAN KENARI

Tujuan Instruksional Khusus (Pembelajaran) Setelah membaca bagian dari bab ini diharapkan mahasiswa/pembaca dapat menjelaskan tentang karakteristik tanaman, buah, dan biji kenari sebagai sumber minyak nabati.

PENDAHULUAN Kenari merupakan tanaman asli Indonesia yang banyak tumbuh di daerah Indonesia bagian timur, seperti Sulawesi Utara, Maluku dan pulau Seram. Diduga, tanaman ini berasal dari Indonesia bagian timur. Beberapa sumber menyatakan bahwa tanaman kenari juga banyak dijumpai di beberapa negara seperti Thailand, Filipina, Kepulauan Fiji, dan Papua New Guinea. Penelitian intensif tentang asal-usul tanaman ini yang sebenarnya masih perlu dilakukan. Di Indonesia, tanaman ini masih merupakan tanaman hutan dan belum banyak dibudidayakan. Sumber lain menyatakan bahwa tanaman ini banyak dijumpai di daerah Malenesian (Kennedy dan Clarke, 2004, Thomson dan Evanz, 2004). Tanaman kenari diketahui juga sebagai Canarium nut (Keneddy dan Clarke, 2004).

TAKSONOMI DAN MORFOLOGI Secara taksonomi, kenari memiliki nomenklatur: Kingdom Plantae, Subkingdom

Tracheobionta,

Magnoliophyta, Klas

Superdivisi

Spermatophyta,

Divisi

Magnoliopsida, Subklas Rosidae, Ordo Sapindales,

Famili Burseraceae, Genus Canarium (Leenhouts, 1956, Anonimous, 2004, Keneddy dan Clarke, 2004). Genus Canarium merupakan genus terbesar dalam famili Burseraceae yang tersebar dari di Afrika, Asia, dan Kepulauan

TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 1

Pasifik (Sui, et al., 1997). Jadi, dari taksonomi dapat diketahui bahwa kenari merupakan tanaman vascular (mempunyai sistem jaringan pembuluh pada batangnya), berbunga, dan berbiji dikotil. Dari spesies yang ada, spesies yang terdapat di Pasifik Barat dapat diklasifikasikan menjadi 2 group, yaitu: (1) maluense (spesies: Canarium lamili, Canarium salomonense, Canarium harveyi) dan (2) vulgare (Canarium vulgare, Canarium indicum, Canarium ovatum) (Leenhouts, 1959, Yen, 1994, Keneddy dan Clarke, 2004).

Kenyataan bahwa kemiripan ketiga spesies

Canarium indicum, Canarium vulgare, dan Canarium ovatum yang termasuk dalam group vulgare juga dikemukakan oleh Coronel (1996) dan Thomson dan Evans (2004). Menurut Evans (1994) ketiga spesies yang dominan tersebut berbeda-beda asalnya Canarium vulgare dari Indonesia, Canarium ovatum dari Filipina, dan Canarium indicum berasal dari Indonesia, Papua New Guinea, Solomon, dan Vanuatu. Leenhouts (1959) mengemukakan bahwa Canarium indicum dan Canarium vulgare sangat mirip (overlap). Terutama jika didasarkan pada stipula dan morfologi buahnya (bentuk, ukuran, ketebalan shell, dan warna skin buah). Namun demikian, Canarium indicum mempunyai produksi lebih tinggi dari spesies yang lain dan ukuran lebih besar sehingga paling sesuai untuk dijadikan komoditi komersil (Yen, 1994). Genus Canarium memiliki sekitar 100 spesies yang kebanyakan tumbuh di hutan lembab dataran rendah di daerah Melanesia (Kennedy dan Clarke, 2004). Namun demikian, spesies domestik yang paling banyak terdapat di Indonesia antara lain, Canarium lamili (Irian Jaya), Canarium vulgare (Sangihe Talaud, Sulawesi, Seram, Morotai, Tanimbar, dan Flores), dan Canarium indicum (Sulawesi utara, Ambon, Ternate, pulau Seram, dan Kai) (Leenhouts, 1959, Yen, 1994). Dari sebaran distribusi dan nilai komersial dari tiga spesies yang disebut diatas yang paling berpotensi adalah Canarium indicum. Canarium indicum ini dikenal juga dengan nama Canarium amboinense Hochr., Canarium mehenbethene

Gaertn.,

Canarium

commune L., Canarium.

moluccanum

Blume,

Canariumanarium zephyrinum Rumphius (Thomson dan Evans, 2004). TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 2

dan

Tempat tumbuh tanaman kenari umumnya di hutan primer dengan kondisi tanah bervariasi; berkapur, berpasir, maupun tanah liat. Selain itu, tanaman ini tumbuh baik di dataran rendah sampai dataran tinggi dengan ketinggian 600 meter di atas permukaan laut (Thomson dan Evans, 2004). Pada kondisi dengan kesuburan optimal, tanaman ini bisa mencapai ketinggian 40 sampai 50 meter dan diameter batang bagian bawah 1 – 1,5 meter (Gambar 1.1). Daunnya majemuk menyirip ganjil terdiri dari 6 – 8 pasang berhadapan, lonjong, dan pangkal meruncing. Daun tanaman kenari berukuran panjang daun 7 – 28 cm dan lebar 3,5 – 11 cm. Tanaman ini termasuk tanaman berbunga. Bunganya kecil berwarna putih kekuningkuningan dengan mahkota berbentuk segi tiga.

Gambar 1. 1. Pohon Kenari (Canarium indicum)


Tanaman ini menghasilkan buah dan

biji (kernel) yang biasanya

dimanfaatkan sebagai pangan camilan. Biji (kernel) tersebut mengandung lemak dan protein tinggi. Berdasarkan pada kandungan lemak dalam biji kenari, tanaman ini dapat dibandingkan dengan beberapa tanaman lain yang bijinya mengandung lemak tinggi yaitu almond, cashew, walnut, brazilnut, hazelnut, pecan, dan macadamia. Semua tanaman tersebut termasuk dalam golongan tree nut, yaitu tanaman kacang-kacangan sumber minyak yang dominan dalam perdagangan. Buah kenari berbentuk lonjong (ovoid) sampai agak bulat, dengan dimensi morfologi 2-4 x 3-6 cm, dan pada umumnya berwarna hijau pada saat masih mentah, berubah menjadi hijau tua agak kegelapan sampai kehitaman pada saat buah matang. Warna hitam terjadi karena degradasi klorofil pada kulit buah. Secara morfologi, buah kenari terdiri dari bagian kulit luar (exocarp), daging buah (mesocarp), dan bagian tempurung dan isinya (endocarp). Bagian kulit luar dan daging buah ada yang tebal dan ada yang tipis tergantung pada spesies kenari. Bagian tersebut biasanya dibuang begitu saja, belum banyak dimanfaatkan oleh manusia. Bagian endocarp, sering disebut sebagai nut-in-shell (NIS), terdiri dari tempurung dan biji yang dibungkus oleh kulit ari (testa). Tempurung biji kenari biasanya dimanfaatkan sebagai bahan bakar. Biji yang dipisahkan dari testa adalah bagian yang dapat dimakan (edible portion), inilah yang dimaksud dengan kenari yang biasa digunakan untuk makanan. Nut-in-shell (NIS) mempunyai 3 – 6 sisi atau bulat, biasanya memiliki 2-3 biji, tergantung pada spesies dan kultivar (Gambar 1.2.). Dimensi morfologis dari NIS adalah panjang 28 – 62 mm, lebar 20 - 35 mm dengan berat basah 8 - 20 g (Gambar 1.3). Biji kenari dilindungi oleh kulit ari atau testa,

yang

dalam

keadaan

masih

segar

mudah

sekali dilakukan

pengupasan, tetapi pada biji yang telah kering, kulit ari menyatu dengan bagian bijinya (biji yang demikian disebut dengan nut in testa, (NIT). Bagian NIT lebih sulit dilakukan pengupasan, kecuali direndam dalam air hangat beberapa saat sebelumnya. Atau biasanya, biji kenari harus direndam dalam TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 4

air dingin selama kurang lebih satu jam. Pemisahan biji kenari dari tempurung dan kulit ari memberikan bagian yang dapat dimakan (Gambar 1.4). Bagian yang dapat dimakan dari biji kenari adalah ± 25 persen dari NIS kering (Thomson dan Evans, 2004). Komposisi kimia biji kenari sangat tergantung pada spesies, keadaan tanah, iklim, dan lokasi tumbuh. Berdasarkan pada komposisi kimia, biji kenari mengandung lemak (65 – 70%) sebagai komponen utamanya. Oleh sebab itu biji kenari dapat dijadikan sebagai sumber minyak nabati.

Gambar 1.2. Kenari (Canarium indicum L. var. indicum), A: Cabang dan daun kenari. B: NIS (Nut in Shell) dari beberapa kultivar


A

B

A

B

Gambar 1.3. Morfologi biji kenari spesies Canarium indicum, A adalah NIS dan B adalah NIT

Gambar 1.4. Biji (kernel) kenari spesies Canarium indicum

PEMANENAN Kenari adalah tanaman musiman, dengan musim panen pada bulan Maret sampai dengan Agustus..Selebihnya, tanaman berbuah sepanjang tahun tetapi sangat fluktuatif, tergantung pada musim hujan dan musim kemarau. Namun demikian, produk kenari dapat dijumpai sepanjang tahun TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 6

karena biji kenari (NIS) yang sudah dikeringkan mempunyai umur simpan yang relatif lama. Sistem pemanenan buah kenari yaitu dilakukan pemanjatan pohon dengan bantuan galah, buah kenari dirontokkan kemudian dikumpulkan. Secara tradisional, pemanenan dilakukan setelah buah kenari jatuh.

PRODUKSI Sampai sekarang, data produksi biji kenari yang akurat masih sulit dijumpai karena tanaman ini belum dibudidayakan. Namun demikian sebagai gambaran, satu hektar lahan dapat ditumbuhi kurang lebih 90 pohon kenari dan setiap pohon, mampu menghasilkan 50 kg biji kenari (Nut in Testa, NIT) per tahun (Thomson dan Evans, 2004). Dengan demikian, dalam satu hektar, tanaman kenari dapat menghasilkan sekitar 4,5 ton NIT per tahun. Meskipun belum dibudidayakan secara intensif, di beberapa propinsi di Indonesia, biji kenari setiap bulan dibutuhkan secara rutin. Di Sulawesi Utara, misalnya, sekitar 70-80 ton biji kenari (NIT) per tahun dimanfaatkan sebagai bahan tambahan pembuatan kue yang diperoleh dari daerah Minahasa, Sangihe Talaud, Ternate, dan Ambon (Eveline, 2006). Biji sebanyak itu, diperkirakan minimal diperoleh dari 1400 – 1600 pohon kenari, atau kalau dibudidayakan, diperoleh dari lahan kenari seluas 15 –17 hektar.

PENGGUNAAN BIJI KENARI Selama ini biji kenari dimanfaatkan untuk bahan pangan camilan (makanan ringan) yang memiliki nilai potensi komersial. Di Manado, biji kenari banyak dimanfaatkan sebagai bahan pangan, misalnya halua kenari, ditambah dalam pembuatan roti, kue, dan klarpert tart. Makanan-makanan yang ditambah dengan biji kenari sangat digemari oleh masyarakat sehingga mempunyai nilai ekonomis tinggi. Makanan yang mengandung biji kenari tersebut menjadi makanan khas daerah sebagai oleh-oleh yang digemari oleh wisatawan. Makanan yang mengandung biji kenari digemari karena TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 7

kontribusi protein dan lemaknya. Kedua komponen tersebut memberikan kontribusi rasa gurih pada makanan. Oleh sebab itu di daerah Manado biji kenari menjadi produk pangan yang mempunyai nilai ekonomis tinggi dan sangat penting untuk dikembangkan secara komersial.

Evaluasi Pembelajaran 1. Ada berapa spesies dari genus Canarium yang anda ketahui? Sebutkan! 2. Sebutkan spesies yang sinonim dengan spesies Canarium indicum! 3. Jelaskan deskripsi tanaman kenari! 4. Apa perbedaan NIS dengan NIT? 5. Sebutkan penggunaan biji kenari dalam pengolahan pangan!

Daftar Pustaka Anonimous, 1999. Introducing the Molucca Nut. Project Bird Watch and Yayasan Wallacea. PO Box 110-P, Ubud, Bali-Indonesia. Anonimous, 2004. Plants Profil. Natural resources conservation service USDA. Coronel, R.E., 1996. Pili Nut (Canarium ovatum Engl.) International Plant Genetic Resources Institute. Rome, Italy. Evans, B., 1994. Overview of resource potential for indigenous nut production in South Pacific Indigenous Nuts. Edited by Steven, M.L., R.M. Bourke, and B.R. Evans. Proceedings of a workshop, 31 October – 4 November, Vanuatu. Pp. 10-35. Kennedy, J and W.Clarke, 2004. Cultivated Landscapes of the Southwest Pasific. Resource Management in Asia-Pasific, Canberra. Version 1.1. Leenhout, P.W., 1956. Burseraceae. In Van Steenis, C.G.G.J. Ed. Flora Malesiana Series 1, vol. 5. Pp. 256-296. Noordhoff-Kolff N.V., Djakarta. Leenhout, P.W., 1959. Revision of the the Burseraceae of the Malaysian area in woder sense. Canarium Stickm. Blumea, 9(2):275-647. TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 8

Sui, L., F. Zee, R.M. Manshardt, Mallikarjuna, and K. Aradhya, 1997. Enzyme polymorphisms in Canarium. Scientia Horticulture, 68: 197-206. Thomson, L.A.J and Barry Evans, 2004. Canarium indicum var. indicum and C. harveyi (canarium nut) Burseraceae (torchwood family). Species Profiles for Pacific Island Agroforestry www.traditionaltree.org. Yen, D.E., 1994. Melanesian Arboriculture: Historical perspective with emphasis on genus Canarium in South Pacific Indigenous Nuts. Edited by Steven, M.L., R.M. Bourke, and B.R. Evans. Proceedings of a workshop, 31 October – 4 November, Vanuatu. Pp. 36-44.


BAB II. EKSTRAKSI DAN PEMURNIAN MINYAK KENARI

Tujuan Instruksional Khusus (Pembelajaran) Setelah membaca Bab 2 ini

diharapkan mahasiswa/pembaca dapat

menjelaskan tentang ekstraksi minyak kenari, baik secara mekanik maupun secara kimiawi dan dapat menjelaskan jenis-jenis impurities yang mungkin ada dalam minyak kenari serta pengaruhnya terhadap kualitas minyak.

PENDAHULUAN Ekstraksi minyak dari bahan nabati merupakan suatu cabang ilmu khusus dari teknologi lemak dan minyak. Kebanyakan minyak nabati diperoleh dari kacang-kacangan atau biji-bijian, yang secara umum memberi dua komoditi yang bernilai yaitu minyak dan tepung kaya protein (Gunstone, 2002).

Pada

pengolahan

minyak,

proses

pengolahannya

dilakukan

berdasarkan pada sifat alami minyak tersebut dan juga tergantung pada hasil akhir yang dikehendaki. Perbedaan karakteristik bahan dari sumber yang bermacam-macam memerlukan penanganan yang berbeda pula (Norris, 1982, Ketaren, 1986). Lipida alami bergabung dengan molekul lain melalui interaksi van der waals (interaksi beberapa molekul lipida dengan protein), elektrostatik, ikatan hidrogen, dan ikatan kovalen (Shahidi dan Wanasundara, 2002). Oleh karena itu, pemisahan dan isolasi lipida dari makro selular kompleks dilakukan dengan perlakuan fisik dan kimia. Ekstraksi adalah suatu cara untuk mendapatkan minyak dari bahan yang mengandung lipida. Tujuan umum proses ekstraksi sebagai berikut: untuk memperoleh minyak yang bebas dari kotoran (impurity) yang tidak diinginkan, memperoleh rendemen


tinggi dengan proses yang ekonomis, dan menghasil residu atau bungkil yang masih bernilai tinggi (Norris, 1982).

METODE EKSTRAKSI Cara ekstraksi minyak dan lemak dapat dilakukan dengan bermacammacam cara, yaitu: rendering, pengepresan mekanik, dan ekstraksi dengan pelarut (Norris, 1982, Ketaren, 1986, Fils, 2000, Gunstone, 2002).

a. Rendering Rendering merupakan suatu cara ekstraksi minyak atau lemak dari bahan yang mengandung minyak atau lemak dengan kadar air yang tinggi. Penggunaan panas pada proses ekstraksi adalah suatu hal yang spesifik, yang bertujuan untuk menggumpalkan protein pada dinding sel bahan dan untuk memecahkan dinding sel tersebut sehingga mudah ditembus oleh minyak atau lemak yang terkandung di dalamnya. Pada umumnya rendering untuk ekstraksi minyak atau lemak dari jaringan hewan (Norris, 1982, Kataren, 1986).

b. Pengepresan Mekanik Pengepresan mekanik merupakan suatu cara ekstraksi minyak terutama untuk bahan yang berasal dari biji-bijian, termasuk biji kenari. Cara ini dilakukan untuk memisahkan minyak dari bahan yang berkadar minyak tinggi sekitar 30-70% dan kadar air rendah yaitu lebih kecil dari 5 % (Ketaren, 1986, Shahidi dan Wanasundara, 2002). Ekstraksi minyak dengan pengepresan dapat dibagi dalam dua tahap persiapan atau perlakuan pendahuluan dan ekstraksi. Tahap persiapan (perlakuan pendahuluan) meliputi, pembersihan, pengupasan, pengecilan ukuran (perajangan dan penggilingan), dan pemanasan atau pemasakan. Tahap ekstraksi dilakukan


dengan pengepresan menggunakan kempa hidrolik atau berulir (Gambar 2.1. dan Gambar 2.2.) (Norris, 1982, Fils, 2000).

Gambar 2.1. Kempa Hidrolik untuk pengepresan biji kenari

Gambar 2.2. Expeller berulir

Tahap pembersihan dilakukan untuk memisahkan biji-bijian dari bahan asing berupa kayu, batang, daun, dan pasir. Pembersihan biasanya menggunakan ayakan dengan ukuran pori-pori tertentu. Pengupasan kulit dilakukan karena kulit dapat menurunkan rendemen minyak yang dihasilkan. Minyak akan terserap pada kulit dan juga mempengaruhi warna dan flavor minyak. Hal tersebut juga berdampak pada residu atau bungkil. Perajangan dan penggilingan bertujuan untuk memperkecil ukuran partikel bahan yang TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 12

akan diekstrak. Pemanasan atau pemasakan bertujuan untuk mengimbangi atau mengontrol kadar air yang bermacam-macam dari bahan mentah. Tujuan lain dari pemanasan sebagai berikut: (1)

Menurunkan viskositas minyak sehingga mudah terekstrak

(2)

Memecahkan dinding sel

(3)

Mengkoagulasikan protein

(4)

Menginaktifkan enzim

(5)

Mencegah pertumbuhan bakteri atau jamur

(6)

Mendetoksifikasi racun

Efisiensi ekstraksi minyak dengan pengepresan tergantung pada perlakuan pendahuluan atau tahap preparasi sebelum pengepresan. Residu atau bungkil hasil pengepresan mengandung minyak sekitar 2,5 – 5 % (Noris, 1982), 5 – 10 % (Gunstone dan Norris, 1982), dan 10 – 25% (Pokorny dan Parkanyiova, 2003). Kandungan minyak dalam residu tergantung pada tekanan dan waktu proses pengepresan.

c. Ekstraksi dengan Pelarut Metode ekstraksi

dengan menggunakan pelarut tergantung pada

perbedaan kelarutan antara lipida dan komponen lain dalam bahan pangan. Perbedaan kelarutan terutama berhubungan dengan

polaritas dan sifat

alami antara lipida dan komponen lain dalam bahan yang akan diekstrak. Biji kenari dapat diesktrak minyaknya dengan menggunakan pelarut organik. Polaritas dari jenis lipida dan pelarut dapat dilihat pada Tabel 2.1. Sifat lemak dan minyak yang tidak larut dalam air menyebabkan lemak dan minyak dapat dipisahkan dari protein, karbohidrat, dan air dalam bahan. Kelarutan lemak dan minyak dalam pelarut organik ditentukan oleh proporsi rantai hidrokarbon non polar dari asam lemak atau alifatik lain dan gugus fungsional lipida, seperti fosfat atau gula dalam molekulnya. Lemak dan minyak, mengandung gugus polar yang tidak dapat dibedakan (misalnya, trigliserida atau ester kolesterol), sangat larut dalam pelarut hidrokarbon TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 13

(heksan, benzen atau sikloheksan) dan pada pelarut lebih polar (kloroform atau dietileter) tetapi tidak larut dalam pelarut polar (metanol) (Shahidi dan Wanasundara, 2002). Di sini berlaku kaidah like dissolves like, komponen zat yang direaksikan non polar akan larut dalam pelarut non polar dan kompoen zat yang direaksikan polar akan larut dalam pelarut polar.

Tabel 2.1. Polaritas dari jenis lipida dan pelarut

Lipida

Non polar

Pelarut

Hidrokarbon

Heksan

Ester lilin

Sikloheksan

Aldehid

Dietil eter

Triasilgliserol

Kloroform

Alkohol lemak

Aseton

Asam lemak

Asetonitril

Sterol

Etanol

Diasilgliserol

Metanol

Monoasilgliserol Fosfolipida

Polar

Sumber: Nichols dan Sanderson, 2002

Komponen non polar atau lipida seperti hidrokarbon, ester sterol, asilgliserol, dan karotenoid dapat diekstrak dengan pelarut non polar seperti kloroform atau dietil eter. Sedangkan komponen lipida polar seperti fosfolipida atau glikolipida diekstrak dengan pelarut yang lebih polar seperti methanol atau etanol. Campuran pelarut organik dengan berbagai polaritas dapat juga digunakan untuk mengekstrak minyak. Namun, penggunaan pelarut yang lebih polar misalnya methanol, hasil ekstrak tercampur dengan komponen lain seperti gula, asam amino, atau garam. Prinsip dari ekstraksi menggunakan pelarut organik adalah proses ekstraksi dengan melarutkan minyak dalam pelarut organik. Pada cara ini TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 14

dihasilkan bungkil dengan kadar minyak yang rendah yaitu sekitar 1% (Fils, 2000), 2 – 3 % (Pokorny dan Parkanyiova, 2003). Namun demikian, hasil minyak yang diperoleh mempunyai mutu sama seperti hasil pengepresan, karena sebagian fraksi bukan minyak yang dapat larut pada pelarut non polar akan ikut terekstrak. Oleh sebab itu, proses pemurniaan perlu dilakukan untuk meningkatkan kualitas dan memperpanjang daya simpan minyak.

PEMURNIAN MINYAK

Lemak dan minyak kasar yang dihasilkan dengan metode rendering, pengepresan, atau ekstraksi pelarut mengandung sejumlah komponen minor yang merupakan komponen pengotor

(impurities) non gliserida.

Komponen minor tersebut ada yang disukai keberadaannya dan ada yang tidak disukai. Beberapa komponen yang

disukai seperti tokoferol karena

dapat melindungi minyak dari proses oksidasi dan dapat meningkatkan daya simpan.

Sedangkan

komponen

minor

yang

tidak

disukai

karena

mengakibatkan efek merugikan seperti warna minyak menjadi gelap, menurunkan titik asap, atau mengendapkan ketika minyak dipanaskan. Pada umumnya komponen pengotor (impurities) pada minyak adalah asam lemak bebas, yang dapat mempengaruhi citarasa, off-flavor, dan penurunan daya simpan minyak. Hal ini juga terjadi pada minyak kenari terdapat komponen minor, antara lain tokoferol dan asam lemak bebas. Komponen pengotor yang tidak diinginkan dapat dihilangkan melalui proses pemurnian. Proses pemurnian dirancang untuk menghilangkan asam lemak bebas, fosfatida, atau penghilangan aroma yang tidak dikehendaki (deodorization). Minyak biji kenari kasar (hasil ekstraksi dengan metoda pengepresan) dapat dimurnikan dengan metoda kromatografi kolom sistem adsorpsi menggunakan kolom dengan ukuran diameter 4,0 cm dan panjang 45 cm, diisi dengan empat macam adsorben kemudian kolom dihubungkan dengan TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 15

pompa vakum menurut metoda yang dilakukan oleh Khan dan Shahidi (2001) dengan sedikit modifikasi. Bagian paling bawah kolom diisi 40 g asam silisat yang diaktifkan, kemudian 20 g campuran celite 545 dan arang aktif (1:2) dan 80 g campuran celite 545 dan sukrosa (1:2), dan paling atas adalah 40 g asam silisat yang diaktifkan. Semua adsorben dilarutkan dalam heksan. Sebanyak 100 ml minyak biji kenari kasar (hasil ekstraksi dengan metoda pengepresan) dilarutkan dalam heksan dengan volume yang sama kemudian minyak tersebut dilewatkan dalam kromatografi kolom. Hasilnya ditampung dan pelarut diuapkan menggunakan rotary evaporator dengan suhu 30°C selanjutnya dialiri gas N 2 untuk menghilangkan sisa pelarut.

Evaluasi Pembelajaran 1. Jelaskan tujuan dari rendering dalam proses ekstraksi minyak kenari! 2. Ekstraksi dengan pelarut mendasarkan teori like-dissolves-like. Mengapa hal ini dipertimbangan sangat penting? 3. Selain minyak, kemungkinan terlarutnya senyawa non-polar menjadi lebih tinggi pada ekstraksi minyak dengan pelarut organik. Mengapa? 4. Apa kelebihan ekstraksi dengan solven dibanding dengan pengepresan? 5. Pemurnian minyak pada umumnya memisahkan minyak dari impurities lain. Haruskan semua impurities dihilangkan?

Daftar Pustaka DeMan, J.M., 1999. Principles of Food Chemistry. 3rd Ed. Aspen Pub. Inc. Gaithersbury, Maryland. Fils, J.M., 2000. The Production of Oils. In: Hamm, W. and R.J. Hamilton. Ed. Edible Oil Processing. Sheffield, CRC Press, Canada. Pp. 47 – 78.


Gunstone, F.D., 2002. Production and Trade of Vegetable oils. In: Gunstone, F.D. Ed. Vegetable Oils in Food Technology, Composition, Properties, and Uses.Blackwell, CRC Press, Dundee. Pp. 1- 17. Ketaren, S., 1986. Pengantar Teknologi Minyak dan Lemak Pangan. UIPress, Jakarta Nawar, W.W. 1985. Lipids. In: Fennema, O.R., Ed. Food Chemistry. Second edition, revised and expanded. Marcel Dekker, Inc. New York and Basel. Pp. 139-244. Nichols, D.S. dan K. Sanderson, 2003. The Nomenclature, Structure, and Properties of Food Lipids. In: Sikorski, Z.E and A. Kolakowska, Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Press Washington. Pp. 29-59. Norris, F.A., 1982. Extraction of Fats and Oils. In: Allen, R.R., M.W. Formo, R.G. Krishnamurthy, G.N. McDermott, F.A. Norris, and N.O.V. Sonntag. Ed. Bailey’s Industrial Oil and Fat Products, Volume 2. A Wiley-Interscience Publication, New York. Pokorny, J. and L. Parkanyiova, 2003. Plant Lipids and Oils. In: Sikorski, Z.E and A. Kolakowska, Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Press Washington. Pp. 205-220. Shahidi, F. and P.K.J.P.D. Wanasundara, 2002a. Extraction and Analysis of Lipids. In: Akoh, C.C. and D.B. Min. Ed. Food Lipids Chemistry, Nutrition, and Biotechnology. Marcel Dekker, New York. Pp. 133168.


BAB III. KOMPOSISI DAN SIFAT MINYAK KENARI

Tujuan Instruksional Khusus (Pembelajaran) Setelah selesai membaca Bab III ini diharapkan mahasiswa/pembaca dapat menjelaskan jenis-jenis asam lemak penyusun minyak kenari

dan

pengaruhnya terhadap kualitas minyak yang diekspresikan ke dalam sifat baik sifat fisik maupun sifat kimia.

PENDAHULUAN Lipida adalah senyawa organik berminyak atau berlemak yang tidak larut dalam air tetapi larut dalam pelarut organik seperti heksan dan kloroform Lipida dapat dikelompokkan menjadi lipida sederhana, lipida komposit,

spingolipida,

dan

lipida

turunan.

Lemak

dan

minyak

merupakan bagian dari kelompok lipida sederhana yang disusun oleh dua komponen utama, yaitu asam lemak dan gliserin. Minyak kenari diperoleh dari hasil ekstraksi biji (kernel) kenari, baik dengan metode pengepresan maupun ekstraksi dengan pelarut organik. Komposisi minyak kenari terdiri dari trigliserida, asam lemak, dan non gliserida sebagai komponen minor. Pada umumnya komponen minor minyak nabati adalah fosfolipida, tokoferol, flavonoid, komponen fenolik, pigmen (karotenoid dan klorofil), sterol, asam lemak bebas, digliserida, dan monogliserida (Hamilton, 1989). Beberapa komponen minor penting untuk stabilitas dan flavor minyak kenari.


KOMPOSISI ASAM LEMAK MINYAK KENARI Asam lemak adalah asam karboksilat alifatik, bersama-sama dengan gliserol

merupakan penyusun utama minyak nabati atau lemak.

Asam

lemak dapat dibagi menjadi dua golongan, yaitu asam lemak jenuh dan asam lemak tidak jenuh. Asam lemak tidak jenuh meliputi asam lemak tidak jenuh tunggal atau lebih dikenal dengan MUFA (mono unsaturated fatty acid) dan asam lemak tidak jenuh majemuk yang biasa disebut PUFA (poly unsaturated fatty acid) (Gunstobe, 2000). Pada umumnya asam-asam lemak mempunyai jumlah atom C genap dari C2 sampai dengan C24 dan dalam bentuk bebas atau ester dengan gliserol. Asam lemak jenuh merupakan asam lemak tidak mempunyai ikatan rangkap dan biasanya lurus. Asam lemak jenuh biasanya dibagi menjadi asam lemak jenuh rantai pendek, asam lemak jenuh rantai sedang/medium, dan asam lemak jenuh rantai panjang. Nama umum

asam lemak jenuh

dapat dilihat pada Tabel 3.1.

Tabel 3.1. Nama umum dan struktur kimia asam lemak jenuh

Jumlah atom C

Nama umum

Struktur kimia

2

Asam asetat

CH 3 COOH

4

Asam butirat

CH 3 (CH 2 ) 2 COOH

6

Asam kaproat

CH 3 (CH 2 ) 6 COOH

8

Asam kaprilat

CH 3 (CH 2 ) 8 COOH

10

Asam kaprat

CH 3 (CH 2 ) 10 COOH

12

Asam laurat


14

Asam miristat


16

Asam palmitat


18

Asam stearat


20

Asam arakidat


22

Asam behenat


24

Asam lignoserat



Minyak nabati sebagian besar mengandung asam lemak tidak jenuh, demikian juga minyak kenari. Adanya ikatan rangkap pada asam lemak tidak jenuh menimbulkan kemungkinan terjadinya isomer. Isomer-isomer terjadi dapat disebabkan oleh (1) banyaknya ikatan rangkap, (2) kedudukan ikatan rangkap di dalam rantai, dan (3) konfirgurasi cis dan trans. Asam lemak tidak jenuh yang penting dapat dilihat pada Tabel 3.2.

Tabel 3.2. Beberapa asam lemak tidak jenuh

Jumlah Nama atom C Umum 18:1 Asam

Struktur kimia CH 3 (CH 2 ) 7 CH=CH(CH 2 ) 7 COOH

oleat 18:2

Asam

Asam

Minyak zaitun, minyak kenari

CH 3 (CH 2 ) 4 (CH=CHCH 2 ) 2 (CH 2 ) 6 COOH Biji

linoleat 18:3

Sumber

rami,

kedelai CH 3 CH 2 (CH=CHCH 2 ) 3 (CH 2 ) 6 COOH

Bii rami

linolenat 20:4

Asam

CH 3 (CH 2 ) 4 (CH=CHCH 2 ) 4 (CH 2 ) 2 COOH Minyak

arakidonat

kacang tanah

Komposisi asam lemak minyak kenari (Canarium indicum) hasil analisis dengan kromatografi gas adalah laurat (C12:0), miristat (C14:0), palmitat (C16:0), stearat (C!8:0), oleat (C18:1), linoleat (C18:2), dan linolenat (C18:3) data selengkapnya disajikan pada Tabel 3.3. Asam lemak dalam minyak kenari adalah asam lemak jenuh, asam lemak tidak jenuh tunggal, dan asam lemak tidak jenuh majemuk. Perbandingan antara asam lemak jenuh dan asam lemak tidak jenuh hampir sama. Komposisi asam lemak minyak kenari (Canarium indicum) ini selaras dengan hasil penelitian Kakauda et al (2000), pada pili nut (Canarium ovatum) asam oleat (44,7 %) yang tertinggi diikuti asam palmitat (33,3 %),


asam stearat (10,9 %), dan asam linoleat (10,1 %). Berbeda dari hasil yang diperoleh He dan Xia (2007), pada Chinese olive (Canarium album) asam linoleat yang tertinggi (41,8±0,08 %), asam oleat (30,5±0,16 %), asam palmitat (18,0±0,06 %), dan asam stearat (7,83±0,02 %). Pada umumnya minyak nabati mengandung asam palmitat, oleat, dan linoleat sebagai komponen utama meskipun seringkali asam lemak lain menjadi signifikan. Biasanya kandungan nasam palmitat pada minyak nabati adalah dibawah 20% dan ada juga kurang dari 10%, tetapi pada minyak kelapa asawit kandungan asam palmitat (44%) dan pada minyak biji kapas (27%). Sisanya merupakan asam oleat dan linoleat (>80%). Sebagai contoh, asam oleat yang dominan pada minyak olive (zaitun) yaitu 78%, minyak safflower (74%), dan minyak bunga matahari (81%). Asam linoleat tinggi pada minyak kedelai (53%), minyak jagung (52%), minyak biji kapas (57%), minyak wijen (45%), dan minyak kacang tanah (41%) (Gunstone, 1996).

Tabel 3.3. Komposisi asam lemak minyak kenari (Canarium indicum) yang diperoleh dengan metode pengepresan Jenis asam lemak

Jumlah (%)

Asam laurat

1,16

Asam miristat

0,48

Asam palmitat

24,69

Asam stearat

13,67

Asam oleat

46,86

Asam linoleat

11,35

Asam linolenat

0,43

Sumber: Djarkasi, et al., (2007)


Jenis asam lemak minyak kenari pada posisi Sn-2 Komposisi

posisi

sn-2

trigliserida

dapat

ditentukan

dengan

menggunakan enzim lipase pancreas (Brockerhoff dan Jensen, 1974). Enzim tersebut menghidrolisis trigliserida pada posisi alfa (sn-1 dan sn-3) sehingga tinggal sn-2 pada

molekul monogliserida dan asam lemak bebas. Asam

lemak 2-monogliserida hasil hidrolisis dapat diisolasi dan ditransesterifikasi untuk menentukan asam lemaknya dengan menggunakan kromatografi gas (Gunstone dan Norris, 1983). Minyak kenari yang telah mengalami hidrolisis dengan enzim lipase dapat

dilakukan

pemisahan

fraksi

dari

2-monogliserida,

digliserida,

trigliserida, dan asam lemak bebas dengan Thin Layer Chromatography (TLC). Caranya, minyak kenari (produk hidrolisis) diteteskanpada plat TLC (20 x 20 cm), kemudian dikembangkan dengan menggunakan larutan heksan, dietileter, dan asam asetat dengan perbandingan 70:30:1 (Gambar 3.1). Setelah plat kering discan menggunakan scanner CAMAG 3, hasil scan dapat dilihat pada Gambar 3.2.

S

P

Gambar 3.1. Hasil TLC produk hidrolisa minyak biji kenari menggunakan enzim lipase pankreas (P) dan standar asam lemak 2-monooleat (S)


Dari Gambar 3.1. dapat diketahui bahwa produk hidrolisis terdiri dari empat fraksi. Berdasarkan asam lemak standar (2-monooleat) dapat diketahui fraksi 2-monogliserida dari produk hidrolisis. Hasil yang diperoleh ini sama dengan hasil scan plat menggunakan scanner CAMAG 3 diketahui bahwa Rf (Reterdation factor) asam lemak 2-monooleat (standar) adalah 0,029-0,041 (Gambar 3.2a). Hal ini sesuai dengan pustaka bahwa Rf untuk 2-monogliserida (0,035), digliserida (0,18), asam lemak bebas (0,42), dan trigliserida (0,66).

A

B

Gambar 3.2.

Kromatogram pemisahan produk hidrolisa minyak kenari dengan menggunakan TLC (A) standar 2-monogliserida (2-monooleat) dan (B) produk hidrolisa (Puncak 1-5 adalah fraksi 2-monogliserida, puncak 6 adalah digliserida, puncak 10 adalah asam lemak bebas, dan puncak 12 – 13 adalah trigliserida)


Analisis

asam

lemak

pada

posisi

Sn-2

ditentukan

dengan

menggunakan enzim lipase pankreas. Enzim ini spesifik memutuskan ikatan ester alfa gliserida. Komposisi asam lemak posisi Sn-2 pada trigliserida minyak biji kenari dari spesies Canarium indicum yang dianalisis dengan kromatografi gas komposisinya disajikan pada Tabel 3.4,

Tabel 3.4. Komposisi asam lemak posisi Sn-2 pada minyak kenari (Canarium indicum) Jenis asam lemak

Jumlah (%)

Asam palmitat

26,83

Asam stearat

9,77

Asam oleat

59,05

Sumber: Djarkasi, et al., (2008)

SIFAT FISIK MINYAK KENARI Densitas relatif minyak biji kenari pada suhu 30°C adalah berkisar 0,904 – 0,912. Densitas diperoleh dari perbandingan berat dan volume minyak, sedangkan densitas relatif adalah perbandingan antara densitas minyak dan densitas air (Gaman dan Sherrington, 1996). Setiap jenis minyak mempunyai nilai densitas relatif yang khas, tergantung pada jenis asam lemak penyusun minyak tersebut. Kenyataan ini seperti yang dikemukakan oleh Nichols dan Sanderson (2003), densitas relatif dari suatu minyak meningkat dengan meningkatnya berat molekul dari komponen asam lemak dan proporsi asam lemak tidak jenuh.

Namun demikian, densitas suatu

minyak juga tergantung pada suhu, yaitu nilai densitas akan menurun dengan meningkatnya suhu (Eskin, et. al, 1996).


Indeks bias minyak biji kenari pada suhu 30°C adalah berkisar 1,463 – 1,464. Indeks bias akan meningkat pada minyak yang mempunyai rantai panjang dan adanya ikatan rangkap. Nilai indeks bias dari asam lemak akan bertambah dengan meningkatnya berat molekul, selain dengan naiknya derajat ketidakjenuhan dari asam lemak tersebut (Ketaren, 1986, Gunstone, 2000). Titik cair minyak biji kenari adalah 22,3 – 22,6°C. Titik cair suatu minyak mempunyai kisaran tertentu tergantung pada asal atau sumbernya. Hal ini disebabkan bahwa titik cair minyak atau lemak dipengaruhi sifat asam lemak, yaitu daya tarik antar asam lemak yang berdekatan dalam kristal. Gaya ini ditentukan oleh panjang rantai karbon, jumlah ikatan rangkap, dan bentuk cis atau trans pada asam lemak tidak jenuh. Sebagai contoh, titik cair akan menurun dengan bertambahnya jumlah ikatan rangkap. Hal ini dapat diterangkan bahwa ikatan antarmolekul asam lemak tidak jenuh kurang kuat, sebab rantai pada ikatan rangkap (cis) tidak lurus. Makin banyak ikatan rangkap, ikatan makin lemah, berarti titik cair akan lebih rendah. Demikian pula dapat dimengerti bahwa asam lemak jenuh mempunyai titik cair lebih tinggi dari pada asam lemak tidak jenuh. Adanya bentuk trans pada asam lemak akan menyebabkan lemak mempunyai titik cair yang lebih tinggi dari pada adanya bentuk cis (Winarno, 2002).

SIFAT KIMIA MINYAK KENARI Angka penyabunan minyak biji kenari adalah 169 – 194 mg KOH. Angka penyabunan tersebut dapat menunjukkan berat molekul asam lemak. Pada trigliserida dengan asam lemak yang rantai karbonnya pendek, angka penyabunan lebih tinggi dari pada asam lemak dengan rantai karbon panjang. Berat molekul dari trigliserida dalam minyak kira-kira sama dengan tiga kali angka penyabunan (Rossell, 1986).


Angka iodin minyak kenari adalah

57,1 – 60,7 gram iod/100 gram

minyak. Angka iodin merupakan parameter penting dalam perdagangan yang dapat menentukan kualitas minyak berdasarkan banyaknya ikatan rangkap dalam asam lemaknya (Nichols dan Sanderson, 2003). Semakin besar angka iodin, maka semakin banyak ikatan rangkap yang ada dalam asam lemak suatu minyak. Sedangkan semakin banyak ikatan rangkap dalam suatu minyak, maka minyak tersebut akan semakin mudah rusak, karena sifatnya yang mudah teroksidasi oleh oksigen dari udara, senyawa kimia, atau proses pemanasan (Nawar, 1985). Selain itu, angka iodin dapat digunakan untuk klasifikasi minyak berdasarkan sifat mengering. Berdasarkan sifat mengering, minyak dapat diklasifikasikan sebagai beriukut: (1) minyak tidak mengering (non drying oil) adalah minyak yang tidak mengeras ketika terekspose udara, minyak ini mempunyai angka iodin lebih kecil dari 100, (2) minyak setengah mengering (semi drying oil) adalah minyak yang mempunyai daya mengering lambat (parsial), minyak ini mempunyai angka iodin berkisar 100 – 130, dan (3) minyak mudah mengering (drying oil) adalah minyak yang mempunyai sifat dapat mengering ketika terekspose udara dan akan berubah menjadi lapisan tebal, bersifat kental dan membentuk sejenis selaput jika dibiarkan di udara terbuka, minyak ini mempunyai angka iodin lebih besar dari 130 (Ketaren, 1985). Minyak biji kenari tergolong pada minyak tidak mengering (non drying oil) karena mempunyai angka iodin lebih kecil 100.

KOMPONEN MINOR MINYAK KENARI Kandungan tokoferol dan karotenoid

dalam minyak kenari adalah

parameter kualitas yang penting karena bisa berpengaruh terhadap resistensi minyak dari oksidasi. Diketahui, tokoferol dan karoten adalah senyawa antioksidan, yang dapat melindungi minyak dari proses oksidasi. Minyak kenari memiliki kandungan tokoferol berkisar 710 – 1140 ppm dan total karoten 292 – 619 µg/100g. Komponen tersebut bersifat non polar dan TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 26

larut dalam minyak. Pada saat minyak diekstraksi dengan pelarut nonpolar maka tokoferol dan karoten juga ikut teresktrak karena sifat polaritasnya sama. Berdasarkan pada kaidah like dissolves like senyawa polar akan larut dalam pelarut polar, senyawa nonpolar larut dalam pelarut nonpolar. Oleh sebab itu, kandungan total tokoferol dan karoten tinggi pada minyak yang diekstraksi menggunakan pelarut non polar.

EALUASI PEMBELAJARAN 1. Apa yang dimaksud dengan asam lemak? 2. Sebutkan jenis asam lemak yang terdapat dalam minyak kenari! 3. Komponen utama asam lemak dalam minyak kenari adalah oleat. Konsekuensi kandungan asam lemak ini terhadap stabilitas minyak bagaimana? 4. Jelaskan sifat fisikokimia dari minyak kenari! Bagaimana kualitasnya? 5. Asam lemak pada posisi Sn-2 adalah 18:1. Apa artinya?

Daftar Pustaka Brockerhoff, H. and R.G. Jensen, 1974. Lipolytic Enzymes, Academic Press, New York. DeMan, J.M., 1999. Principles of Food Chemistry. 3rd Ed. Aspen Pub. Inc. Gaithersbury, Maryland. Djarkasi, G.S.S., Slamet Sudarmadji, Zuheid Noor, dan Sri Raharjo 2007. Sifat Fisik dan kimia Minyak Kenari. Agritech, Volume 27 (4):165170 Djarkasi, G.S.S., Slamet Sudarmadji, Zuheid Noor, dan Sri Raharjo 2008. Distribusi dan posisi sn-2 asam lemak minyak biji kenari (Canarium indicum dan Canarium vulgare). Jurnal Agribisnis dan Industri Pertanian, Volume 7 (1):108-113.


Eskin, N.A.M., B.E. McDonald, R. Przybylski, L.J. Malcolmson, R. Scarth, K.Ward, and D. Adolph, 1996. Canola Oil. In: Y.H. Hui. Ed. Bailey’s Industrial Oil and Fat Products. A Wiley-Interscience Publication, New York Gaman, P.M. and K.B. Sherrington, 1996. The Science of Food, 4th ed. Butterworth-Heinemann, Oxford Gunstone and Norris, 1983. Lipids in foods: chemistry, biochemistry, and technology. Pergamon Press Gunstone, F. D., 1996. Fatty Acid and Lipid Chemistry. Blackie Academic & Professional. London, Glasgow, Weinheim, New York, Tokyo, Melbourne, Madras. Gunstone, F.D., 2000. Composition and Properties of Edible Oils. In: Hamm, W. and R.J. Hamilton. Ed. Edible Oil Processing. Sheffield, CRC Press, Canada. Pp. 1 – 33. Gunstone, F.D., 2002. Production and Trade of Vegetable oils. In: Gunstone, F.D. Ed. Vegetable Oils in Food Technology, Composition, Properties, and Uses.Blackwell, CRC Press, Dundee. Pp. 1- 17. Hamilton, R.J., 1989. The Chemistry of Rancidity in Foods. In: Allen, J.C and R.J. Hamilton. Ed. Rancidity in Foods. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-21. He, Z. dan W.Xia (2007). Nutritional Composition of the Kernels from Canarium album L. Food Chem, 102:808-811. Kakuda, Y., F. Jahaniaval, M.F. Marcone, L. Montevirgen, Q. Montevirgen, and J. Umali. 2000. Characterization of Pili Nut (Canarium ovatum) Oil: Fatty Acid and Triacylglycerol Composition and Physicochemical Propeties. J. Am. Oil Chem. Soc. 77(9): 991-996. Ketaren, 1986. Pengantar teknologi minyak dan lemak pangan, Penerbit Universitas Indonesia (UI-Press) Nawar, W.W. 1985. Lipids. In: Fennema, O.R., Ed. Food Chemistry. Second edition, revised and expanded. Marcel Dekker, Inc. New York and Basel. Pp. 139-244. Nichols, D.S. dan K. Sanderson, 2003. The Nomenclature, Structure, and Properties of Food Lipids. In: Sikorski, Z.E and A. Kolakowska, Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Press Washington. Pp. 29-59.


Pokorny, J. and L. Parkanyiova, 2003. Plant Lipids and Oils. In: Sikorski, Z.E and A. Kolakowska, Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Press Washington. Pp. 205-220. Rossell, J.B., 1986. Classical Analysis of Oils and Fats. In: Hamilton, R.J. and J.B. Rossell, Ed. Analysis of Oils and Fats. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-90. Winarno, F.G., 2002. Kimia Pangan dan Gizi. PT Gramedia Pustaka Utama, Jakarta.


BAB IV. KERUSAKAN MINYAK KENARI

Tujuan Instruksional Khusus (Pembelajaran) Setelah membaca bab IV ini diharapkan mahasiswa//pembaca dapat menjelaskan tentang stabilitas minyak kenari dan kerusakan yang terjadi selama penyimpanan.

PENDAHULUAN Minyak nabati pada umumnya terdiri atas triasilgliserida (95%) dan non-triasilgliserida sebagai komponen minor (5%). Komponen minor dari minyak nabati adalah fosfolipida, tokoferol, flavonoid, komponen fenolik lain, pigment (karotenoid, klorofil), sterol, asam lemak bebas, diasilgliserida, dan monoasilgliserida (Hamilton, 1989). Asam lemak utama terdapat dalam minyak kenari adalah asam oleat (46,86±0,04), asam palmitat (24,69±0,14), asam stearat (13,67±0,27), dan asam linoleat (11,35±0,003) (Djarkasi, et al., 2007). Minyak dan lemak yang mengandung asam lemak tidak jenuh yang peka mengalami oksidasi. Proses oksidasi minyak dan lemak dapat menyebabkan flavor dan rasa yang tidak disukai serta penurunan sifat fungsional dan zat gizi (Min dan Boff, 2002). Mekanisme oksidasi asam lemak yang menghasilkan peroksida lemak dapat terjadi dengan beberapa reaksi, yaitu: autooksidasi oleh radikal bebas, foto-oksidasi, dan reaksi yang melibatkan enzim (Frankel, 1998; Min dan Boff, 2002; Raharjo, 2006). Laju oksidasi lemak meningkat secara signifikan pada peningkatan suhu dan tergantung pada jumlah dan jenis oksigen yang ada (Crapiste, et al., 1999). Oksigen singlet lebih reaktif daripada oksigen triplet (Raharjo, 2006). Produk oksidatif primer dapat dilihat pada angka peroksida (PV), sedangkan produk


oksidatif sekunder dapat dilihat pada jumlah malonaldehid yang merupakan indikator tingkat kerusakan oksidatif. Banyaknya malonaldehid ini dapat ditera dengan mereaksikannya dengan 2-asam tiobarbiturat (TBA). Stabilitas oksidasi minyak dipengaruhi oleh faktor internal dan faktor eksternal, seperti komposisi asam lemak, kandungan dan aktivitas prooksidan dan antioksidan, irradiasi, suhu, oksigen, luas permukaan kontak dengan oksigen, tingkat pengolahan, dan kondisi penyimpanan (Kolakwska, 2003). Biasanya, stabilitas minyak nabati sangat dipengaruhi oleh kandungan asam lemak bebas sebagai trigger penyebab kerusakan. Asam lemak bebas terjadi karena proses hidrolisis minyak atau lemak. Sehingga, kerusakan minyak biasanya didahului oleh kerusakan hidrolitik.

KERUSAKAN MINYAK Pada umumnya bahan yang mengandung minyak, kerusakan dapat terjadi melalui dua reaksi yaitu reaksi hidrolitik dan reaksi oksidatif. Reaksi hidrolitik, yang membebaskan asam lemak dari molekul trigliserida, dapat menjadi pemicu (trigger) terjadinya reaksi oksidatif yang menjurus kearah perusakan minyak.

a. Reaksi Hidrolitik Bahan pangan sumber minyak, termasuk biji kenari, biasanya mengandung

enzim lipase. Lipase berperan dalam hidrolisis trigliserida

menghasilkan digliserida, monogliserida, asam lemak bebas, dan gliserol. Hidrolisis ini dikenal dengan hidrolisis enzimatik. Hidrolisis enzimatik oleh lipase terjadi secara selektif pada posisi alfa (α) menghasilkan 1,2 dan 2,3digliserida, senyawa 2-monogliserida, dan dua asam lemak bebas (Gambar 4.1, Frankel, 1998).


Pada umumnya pH optimal untuk lipase adalah pH 8 – 9, meskipun beberapa lipase memerlukan pH optimal tertentu. Sebagai contoh, lipase dari biji jarak aktif pada pH 4,2, lipase liposom pH optimal di bawah 5, dan lipase mikroorganisme Mucor pussilus pH optimal antara 5 – 6.

Enzim lipolitik

memiliki kisaran aktivitas suhu yang relatif luas. Pada umumnya suhu optimum enzim lipase 30 – 40 °C.

Enzim lipase yang diekstrak dari biji

kenari mempunyai suhu optimum 40°C. Namun, beberapa lipase mikrobia masih aktif pada suhu -20 °C, dan lipase dari biji-bijian tertentu dapat mencapai 65°C (Brockerhoff dan Jensen, 1974).

CH2OCOR1

CH2OCOR1

R2COOCH

R2COOCH

CH2OCOR3 Triasilgliserol (Trigliserida)

CH2OH R2COOCH

+

lipase

CH2OCOR3 2,3-diasilgliserol

CH2OH 1,2-diasilgliserol

CH2OH R2COOCH

+

2 Asam lemak

CH2OH 2-monoasilgliserol

Gambar 4.1. Mekanisme hidrolisis triasilgliserol oleh lipase (Frankel, 1998)

Spesifitas substrat didefinisikan sebagai spesifisitas posisional, yaitu kemampuan menghidrolisis hanya ikatan ester primer atau keduanya primer dan sekunder pada molekul trigliserida, dengan stereospesifitasnya, yaitu kemampuan untuk menghidrolisis hanya ester 1 atau hanya ester 3 atau trigliserida; dengan kesukaannya untuk asam lemak lebih panjang atau lebih


pendek, jenuh atau tidak jenuh, atau secara umum, dengan ketergantungan pada laju reaksi pada struktur substrat. Selain oleh enzim, hidrolisis

ikatan ester pada lemak dapat

disebabkan karena panas dan kimiawi, misalnya oleh suhu dan pH ekstrim (Nawar, 1985). Pada bahan segar yang mengandung minyak, seperti halnya biji kenari, ransiditas hidrolitik terjadi sebagai hasil akumulasi asam lemak bebas selama hidrolisis dengan adanya air yang dikatalisa oleh enzim lipolitik seperti lipase (Rossell, 1989 dan Gunstone, 1996). Oleh sebab itu, kadar air dalam sistem bahan yang mengandung enzim lipase indigenous, menjadi hal yang paling kritis dalam menunjang terjadinya proses ransiditas. Selama hidrolisis, golongan aldehid, alkohol, dan hidrokarbon meningkat dari hidroperoksida yang dihasilkan melalui autoksidasi atau fotooksidasi. Metil keton, lakton, dan ester dapat terbentuk melalui reaksi hidrolitik. Jadi molekul gliserida, pada keadaan panas dan kadar air cukup, dapat terpisahkan menjadi asam-asam keto dengan melepaskan CO 2. Pelepasan asam lemak hidroksi dapat sebagai prekusor untuk γ atau δ lakton (Gambar 4.2). Ini diyakini bahwa reaksi hidrolitik, termasuk lipolisis, memberikan asam oleat, asam linoleat atau linolenat bebas yang dapat mempercepat autooksidasi (Hamilton, 1989). Pentingnya kadar air dalam memacu proses hidrolisis minyak dan lemak

telah banyak diteliti. Calavetto et. al, (1966) dalam Kaijser et. al

(2000) mengemukakan bahwa Macadamia nuts cenderung mengalami ransiditas secara cepat selama penyimpanan pada kadar air dan suhu berbeda. Diketahui, bahwa faktor kadar air berperan lebih dominan dari pada faktor suhu. Pada waktu panen, biji kenari segar mempunyai kandungan air 30-35% (Maima, 1994). Kadar air setinggi itu sangat berperan pada reaksi hidrolitik apabila tidak dilakukan penanganan dengan tepat.


CH2OCO(CH2)16CH3 CHOCO(CH2)16CH3

1. Oksidasi 2. H2O/Lipase

CH2OCO(CH2)16CH3

CH2OH

HO2C(CH2)2CHOH(CH2)13CH3 + HO2C(CH2)3CHOH(CH2)12CH3 +

CHOH CH2OH

(CH2)3

(CH2)2 O

CH(CH2)13CH3 +

C O

O

CH(CH2)12CH3

C O

Gambar 4.2. Reaksi hidrolisa minyak hingga menghasilkan asam lemak bebas dan gliserol serta terbentuknya senyawa prekursor lakton (Hamilton, 1989)

Sebagai hasil hidrolisis, asam lemak bebas jumlahnya meningkat. Asam lemak bebas, selanjutnya dapat mengalami oksidasi, baik autooksidasi maupun foto-oksidasi (Nawar, 1985, Robards et al., 1988). Reaksi auto-oksidasi dan foto-oksidasi masing-masing dipengaruhi oleh faktor luar seperti oksigen dan cahaya.

b. Reaksi Oksidatif Oksidasi lemak dalam sistem minyak merupakan proses yang merugikan karena reaksi tersebut dapat menurunkan kualitas, nilai gizi, dan membentuk senyawa toksik. Oksidasi lemak dipengaruhi oleh faktor intrinsik dan ekstrinsik. Faktor intrinsik antara lain meliputi komposisi asam lemak dan senyawa prooksidan dan antioksidan. Faktor ekstrinsik terdiri dari iradiasi, suhu, oksigen, luas permukaan yang kontak dengan oksigen, dan aktivitas air (Aw) (Nawar, 1985, Belitz dan Grosch, 1987, Nichols dan Sanderson, TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 34

2003). Hasil dari oksidasi adalah senyawa hidroperoksida. Mekanisme oksidasi lemak dapat terjadi melalui beberapa reaksi yaitu: autooksidasi oleh radikal bebas, fotooksidasi yang melibatkan oksigen singlet, dan reaksi yang dikatalisa oleh enzim.

1). Autooksidasi Menurut Jadhav et al., 1996, Frankel, 1998, Gordon, 2001, dan SriRaharjo, 2006, mekanisme reaksi autooksidasi ada tiga tahap, yaitu inisiasi, propagasi, dan terminasi (Gambar 4.3). Inisiasi dan propagasi adalah reaksi pembentukan radikal, sedang terminasi adalah penetralan atau penghilangan radikal.

Inisiasi

RH

Propagasi

R

Terminasi

R +

O2

+

H

R

ROO

ROO

+ RH

ROOH +

ROO

+ ROO

ROOR + O2

ROO

+ R

ROOR

R

+ R

RR

Gambar 4.3. Mekanisme autooksidasi lipida (Gordon, 2001)


a). Tahap Inisiasi Pada tahap inisiasi, terjadi pembentukan radikal dari molekul lipida atau trigliserida. Pengurangan atom hidrogen oleh spesies reaktif, seperti hidroksi radikal dapat menyebabkan reaksi inisisasi. Tetapi, dalam minyak nabati, ada hidroperoksida dalam jumlah sedikit yang kemungkinan dibentuk oleh aktivitas lipoksigenase dalam tanaman sebelum atau selama ekstraksi minyak berlangsung. Inisiasi selanjutnya merupakan pemecahan secara homolitik dari hidroperoksida yang pada umumnya merupakan reaksi rendah energi, dan reaksi ini biasanya dikatakan sebagai reaksi inisiasi utama dalam minyak makan. Semua reaksi itu pada umumnya dikatalisa oleh ion logam (Gordon, 2001). Pada tahap inisiasi, pengambilan hidrogen dari asam lemak terjadi pada atom karbon yang bersebelahan dengan ikatan rangkap dua dan hal ini terjadi karena bantuan prooksidan seperti logam hingga terbentuk radikal bebas. Reaksi inisiasi dan interelasinya dengan tahap reaksi lainnya dapat dilihat pada Gambar 4.3 (Jadhav et al, 1996 dan Gordon, 2001).

b). Tahap Propagasi Prinsipnya, reaksi tahap propagasi terjadi dimana satu radikal lipida dikonversi menjadi radikal lipida berbeda. Pada saat radikal bebas sudah terbentuk, senyawa tersebut akan bereaksi dengan oksigen membentuk radikal peroksi dan selanjutnya dapat mengambil hidrogen dari molekul tak jenuh yang lain menghasilkan peroksida dan radikal bebas baru. Atau, reaksi propagasi terjadi karena penambahan oksigen pada radikal alkil. Dengan demikian mulai terjadi reaksi penyebaran (spread reaction). Reaksi dapat diulangi sampai beberapa ribu kali dan mempunyai sifat sebagai reaksi berantai. Reaksi penyebaran yang dimaksud dapat dilihat pada Gambar 4.3 (Nawar, 1985; Jadhav et al., 1996; DeMan 1999; dan Gordon, 2001). Radikal peroksi (ROO•) akan bereaksi dengan molekul-molekul lain dan membentuk hidroperoksida dan radikal bebas. Hidroperoksida (ROOH) TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 36

yang terbentuk pada bagian reaksi penyebaran merupakan produk oksidasi primer (Gambar 4.4). Produk oksidasi ini biasanya tidak stabil dan segera terurai menjadi produk oksidasi sekunder, yang mencakup berbagai senyawa seperti karbonil dan lain-lain. Reaksi penyebaran merupakan proses yang berlangsung terus menerus selama tersedia asam lemak tidak jenuh dalam sistem pangan atau dalam minyak makan.

H

H

Abstraksi hidrogen (-H )

Pengaturan kembali ikatan rangkap

Reaksi dengan oksigen (triplet)

O-O

H

H H

Asam lemak mulai teroksidasi

Asam lemak belum teroksidasi

O-O-H

Hidroperoksida

Gambar 4.4. Mekanisme Pembentukan Hidroperoksida (Sri-Raharjo, 2006)

c). Tahap Terminasi Reaksi penyebaran dapat diikuti oleh penghentian jika antar radikal bebas bereaksi sendiri menghasilkan produk yang tidak aktif. Jadi, pada tahap terminasi, semua radikal bereaksi membentuk molekul dengan pasangan elektron. Reaksi ini adalah reaksi energi rendah, tetapi dibatasi oleh konsentrasi radikal. Menurut DeMan (1999), pada tahap reaksi terminasi akan terjadi kenaikan kandungan peroksida secara tiba-tiba. Karena peroksida mudah


ditentukan kadarnya dalam lemak, maka angka peroksida sering digunakan untuk mengukur perkembangan oksidasi (sudah sampai tahap terminasi atau belum). Perubahan secara organoleptik lebih erat kaitannya dengan produk oksidasi sekunder, yang dapat diukur dengan berbagai cara, termasuk dengan menentukan nilai benzidina yang berkaitan dengan hasil urai aldehida. Pada saat itulah mulai terbentuk flavor ransid yang menunjukkan bahwa minyak telah mengalami kerusakan. Sebagai fungsi waktu reaksi autooksidasi dari lipida tidak jenuh (PUFA) dapat dilihat pada Gambar 4.5. Dari Gambar 4.5 dapat diketahui, bahwa asam lemak tidak jenuh mulai mengalami penurunan kuantitas pada tahap inisiasi, dan penurunan drastis pada tahap propagasi. Penurunan itu terjadi karena PUFA mengalami reaksi menjadi senyawa hidroperoksida terutama pada tahap propagasi. Pembentukan hidroperoksida diikuti juga oleh pembentukan senyawa radikal bebas. akan

mengalami

Pada tahap terminasi, PUFA

penurunan hingga mendekati titik terendah. Sejalan

dengan itu, semua gugus radikal saling bereaksi menjadi senyawa dimer yang bersifat netral yang merupakan produk akhir oksidasi, baik yang bersifat volatil maupun non-volatil. Senyawa volatil antara lain adalah alkohol dan aldehid. Aldehid volatil ini yang berperan pada penyimpangan bau (off-flavor) minyak yang telah mengalami oksidasi, dan heksanal adalah senyawa produk oksidasi sekunder dominan selama minyak mengalami reaksi oksidasi (Gordon, 2001). Alkohol dan keton non-volatil juga terbentuk selama proses oksidasi sekunder.


Gambar 4.5. Berbagai reaksi autooksidasi dari lipida tidak jenuh sebagai fungsi waktu, tampak berbagai tahap reaksi (Whitaker, 1991)

2). Fotooksidasi Mekanisme lain pembentukan senyawa hidroperoksida yang tanpa melalui mekanisme jalur pembentukan radikal bebas adalah melalui jalur fotooksidasi. Dalam hal ini, eksitasi lipida (fotooksidasi tipe-1) atau eksitasi oksigen (fotooksidasi tipe-2) dapat terjadi dengan adanya cahaya dan sensitiser. Pada jalur fotooksidasi, tidak terdapat periode induksi.

a). Fotooksidasi tipe-1 Dengan adanya sensitiser, seperti klorofil, mioglobin, eritrosin, riboflavin, dan ion logam berat, fotooksidasi tipe-1 dapat segera terjadi. Tipe oksidasi ini ditandai dengan transfer atom hidrogen atau transfer elektron TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 39

antara sensitiser triplet tereksitasi dengan substrat, seperti asam lemak tidak jenuh, menghasilkan radikal bebas atau radikal ion. Mekanisme foto-oksidasi tipe-1 dapat dilihat pada Gambar 4.6.

Sens

+

hv

3

Sens

+

RH (aseptor)

[Intermediat-I]

3

1

1

Sens

Sens

+

3

O2

[Intermediat-I]

1

Sens + Hidroperoksida

Gambar 4.6. Mekanisme foto-oksidasi tipe-1 (Frankel, 1998 dan Gordon, 2001)

Dari Gambar 4.6 dapat diketahui, dengan adanya cahaya, sensitizer tereksitasi menjadi sensitizer radikal yang labil, dan senyawa ini segera berubah menjadi sensitizer triplet. Sensitiser triplet akan bereaksi dengan rantai karbon asam lemak, membentuk senyawa intermediet. Senyawa tersebut dengan oksigen akan bereaksi membentuk sensitizer dan hidroperoksida. Jika dalam suatu sistem pangan atau minyak makan terdapat sensitiser, maka dengan adanya cahaya, senyawa tersebut akan tereksitasi membentuk senyawa radikal yang tereksitasi. Senyawa ini, dengan lipida atau aseptor elektron membentuk senyawa kompleks intermediat. Senyawa terakhir dengan oksigen triplet membentuk senyawa teroksidasi dan sensitiser. Sebagaimana pada autooksidasi, hasil dari proses fotooksidasi juga bisa berupa senyawa penyebab penyimpangan citarasa minyak (offflavor).


b). Fotooksidasi tipe-2 Oksigen yang berada dalam udara terutama terdapat dalam bentuk elektronik triplet, 3O 2 . Senyawa ini dalam keadaan energi terendah, dimana dua energi elektron tertinggi memiliki spin paralel dan terdapat di dalam orbital molekular berbeda. Reaksi secara langsung antara

3

O 2 dengan

molekul lipida akan menghasilkan perubahan momentum angular spin. Reaksinya dapat dilihat pada Gambar 4.7a.

3

O2

+

R

H

R

O

O

H

(Spin elektron)

Gambar 4.7a.Mekanisme reaksi foto-oksidasi tipe-2. Reaksi secara langsung antara oksigen dengan molekul lipida (Gordon, 2001)

Tetapi, oksigen triplet dapat dieksitasi oleh cahaya menjadi oksigen singlet dengan adanya sensitiser seperti klorofil (Gambar 4.7b). Oksigen singlet bereaksi lebih cepat dari pada oksigen triplet dengan lipida tidak jenuh melalui reaksi ‘ene’ menghasilkan alil hidroperoksida. Dengan demikian, selain sangat dipengaruhi oleh sensitizer, reaksi ini juga dipengaruhi oleh adanya senyawa O 2 dari udara. Minyak yang terkena cahaya akan mengalami reaksi seperti dikemukakan sebelumnya.


1

hv

Sens

1

Sens (tereksitasi)

silang antar sistem

3

3

Sens (tereksitasi)

O2

1

Sens

+

1

O2

Gambar 4.7b.Mekanisme reaksi foto-oksidasi tipe-2. Reaksi yang diawali dengan perubahan oksigen triplet ke oksigen singlet (Gordon, 2001)

3). Reaksi yang dikatalisa oleh enzim Enzim

yang

berperan

dalam

reaksi

oksidasi

adalah

enzim

lipoksigenase (linoleat oksigen oksidoreduktase, EC 1.13.11.12). Aktivitas enzim ini memerlukan asam lemak tidak jenuh bebas. Substrat enzim tersebut adalah asam linoleat, linolenat, dan arakhidonat tetapi tidak untuk asam oleat (Jadhav, et al., 1996). Enzim ini terdapat dalam beberapa isoenzim yang sangat bervariasi pH optimumnya sebagaimana spesifitas produk dan substratnya. Sebagai kofaktor, lipoksigenase memiliki satu atom ferum. Atom ferum terdapat dalam spin tinggi Fe(II), dan atom ini harus dioksidasi membentuk Fe(III) dengan produk reaksi asam lemak hidroperoksida atau hidrogen peroksida sebelum aktif sebagai katalis oksidasi. Dalam kondisi aerob, enzim aktif dioksidasi oleh molekul oksigen membentuk kompleks enzim-alkil radikal sebelum transfer elektron dari atom fero ke gugus peroksi terjadi. Protonasi

dan

disosiasi

dari

enzim

ini

menyebabkan

terbentuknya

hidroperoksida yang merupakan produk dari oksidasi aerob.


Sebaliknya, dalam kondisi anaerob, alkil radikal mengalami disosiasi dari kompleks enzim-alkil radikal menghasilkan campuran produk yang meliputi dimer, senyawa golongan keton dan epoksi. Senyawa-senyawa tersebut dihasilkan oleh reaksi radikal, sebagai indikasi telah terjadi reaksi anaerobik (Gordon, 2001). Mekanisme reaksi oksidasi yang dikatalisa oleh enzim lipoksigenase dapat dilihat pada Gambar 4.8. Reaksi oksidasi enzimatis dapat terjadi pada suatu sistem pangan yang mengandung minyak dan enzim lipoksigenase aktif, seperti kedelai, kacang tanah, kacang merah, dan biji bunga matahari. Dalam biji kenari, kemungkinan terjadinya reaksi ini sangat kecil karena asam linoleat dan asam linolenat dalam biji kenari jumlahnya relatif kecil.

Gambar 4.8. Jalur oksidasi yang dikatalisa oleh lipoksigenase yang meliputi reaksi aerob dan anaerob (Whitaker, 1991)


4. Faktor-Faktor yang Berpengaruh Terjadinya proses deteriorasi dipengaruhi oleh beberapa faktor, antara lain: komposisi asam lemak, asam lemak bebas versus asilgliserol yang berhubungan, konsentrasi oksigen, suhu, luas permukaan, kadar air, antioksidan dan pro-oksidan (Nawar, 1985). Faktor-faktor tersebut dapat mempercepat atau memperlambat terjadinya kerusakan minyak serta berpengaruh secara individu maupun secara sinergis.

a. Jenis Asam Lemak Jenis asam lemak, posisi, dan geometri dari ikatan rangkap asam lemak dalam trigliserida mempengaruhi laju oksidasi. Sebagai contoh, laju oksidasi relatif untuk asam arakidonat, asam linolenat, asam linoleat, dan asam oleat secara berurut-urut adalah 40:20:10:1 (Nawar, 1985, Maskan dan Karatas, 1999). Data tersebut menunjukkan bahwa semakin banyak ikatan rangkap pada suatu minyak semakin mudah mengalami oksidasi. Lebih lanjut, Bonvehi dan Rosua (1996) mengemukakan bahwa kandungan asam oleat dan asam linoleat yang tinggi memungkinkan terjadinya auto-oksidasi lebih cepat. Ini berarti bahwa faktor geometri berpengaruh pada reaksi oksidasi. Faktor geometri berhubungan langsung dengan aktivitas enzim lipase, seperti yang dikemukakan oleh kedua peneliti tersebut bahwa aktivitas enzim pada asam lemak C 18:2 (linoleat) menjadi kunci pada reaksi oksidasi minyak hazelnuts. Namun demikian, aktivitas lipase masih tergantung pada faktor lain terutama faktor lingkungan, seperti suhu, kadar air, dan aktivitas air (Aw). Bentuk cis dan trans asam lemak juga mempengaruhi reaksi oksidasi. Diketahui, bentuk cis lebih mudah dioksidasi dari pada bentuk isomernya, trans. Ikatan rangkap terkonjugasi lebih mudah mengalami oksidasi dari pada ikatan rangkap tak terkonjugasi. Asam lemak jenuh pada suhu ruang relatif lebih tahan terhadap oksidasi dari pada ketahananya pada suhu lebih tinggi. Diketahui, apabila terdapat pada lingkungan bersuhu tinggi, asam


lemak jenuh juga dapat mengalami perubahan reaksi oksidasi secara signifikan.

b. Asam Lemak Bebas versus Asilgliserol yang Berhubungan Asam lemak bebas lebih mudah teroksidasi dari pada asam lemak yang terikat dalam bentuk ester atau terikat pada gliserol. Dalam minyak atau makanan berlemak, adanya asam lemak bebas dalam jumlah kecil, tidak berpengaruh secara signifikan pada stabilitas oksidasi. Dalam minyak komersial, adanya asam lemak bebas dalam jumlah besar dan ditunjang cukup adanya katalitik logam, dapat memacu laju oksidasi (Nawar, 1985).

c. Konsentrasi Oksigen Oksigen berperan dalam auto-oksidasi lemak. Dalam perannya, oksigen ada hubungannya dengan tekanan. Pada tekanan oksigen sangat rendah, laju oksidasi lambat (Maskan dan Karatas, 1999), dan sebaliknya. Selain tekanan, pengaruh oksigen juga sangat tergantung pada faktor lain seperti suhu dan luas permukaan (Nawar, 1985).

d. Suhu Secara umum, laju reaksi akan meningkat dengan meningkatnya suhu. Demikian juga, untuk reaksi oksidasi akan sangat dipengaruhi oleh suhu, sehingga semakin tinggi suhu, semakin cepat proses oksidasi dan proses ransiditas. Sebagai contoh, macadamia nut cenderung mengalami ransiditas dengan cepat selama penyimpanan pada suhu kamar (Kaijser et al., 2000). Tetapi, semua itu ditentukan oleh oksigen yang tersedia. Meningkatnya suhu tidak menyebabkan peningkatan laju oksidasi meskipun konsentarsi oksigen meningkat kalau oksigen itu tidak terlarut dalam sistem minyak atau bahan yang mengandung minyak.


e. Luas Permukaan Oksidasi meningkat dengan semakin besarnya porsi luas permukaan yang kontak dengan udara. Tetapi, begitu rasio permukaan-volume meningkat, penurunan tekanan parsial oksigen menjadi kurang efektif dalam penurunan laju oksidasi. Pada sistem emulsi minyak dalam air, laju oksidasi dikendalikan oleh laju dimana oksigen terdifusi dalam fase minyak (Nawar, 1985).

f. Kadar Air Oksidasi lemak sangat tergantung pada kadar air atau aktivitas air (Aw). Calavetto et al. (1966) dalam Kaijser et al. (2000) mengemukakan bahwa Macadamia nuts cenderung mengalami ransiditas secara cepat selama penyimpanan pada kadar air dan suhu relatif tinggi. Diketahui, bahwa faktor kadar air berperan lebih dominan terhadap proses oksidasi dari pada faktor suhu. Dalam sistem pangan kering, seperti biji-bijian yang mengandung kadar minyak tinggi dan memiliki nilai Aw lebih kecil dari 0,1, oksidasi berlangsung sangat cepat. Pada peningkatan Aw sampai 0,3, laju oksidasi dihambat atau terjadi pada kecepatan minimum. Sifat protektif dari air diyakini karena menurunkan aktivitas katalitik dari katalis logam. Dalam beberapa hal, pada nilai Aw sebesar 0,55-0,85, laju oksidasi meningkat lagi, kenyataan ini kemungkinan disebabkan oleh peningkatan mobilitas katalis.

g. Antioksidan Antioksidan adalah suatu senyawa yang mudah mengalami oksidasi, sehingga apabila berada dalam suatu sistem yang mengandung minyak tinggi senyawa tersebut dapat berperan sebagai protektan terjadinya oksidasi pada minyak. Dalam biji-bijian, beberapa antioksidan yang biasa dikenal adalah senyawa golongan fenol, tokoferol, dan beta karoten.


Antioksidan

berdasarkan

pada

mekanisme

kerjanya

dapat

diklasifikasikan dalam dua kelompok, yaitu antioksidan primer dan antioksidan sekunder. Antioksidan primer adalah senyawa yang berfungsi sebagai akseptor radikal bebas atau senyawa yang mampu menghentikan reaksi berantai radikal bebas dengan membentuk produk yang lebih stabil. Senyawa-senyawa yang tergolong antioksidan primer, antara lain: tokoferol, BHA, BHT, katekin, dan galat. Sedangkan antioksidan sekunder adalah senyawa yang berfungsi sebagai pengkelat prooksidan (ion logam) atau pengurai

peroksida-peroksida.

Senyawa-senyawa

yang

tergolong

antioksidan sekunder, antara lain: asam sitrat, asam askorbat, dan asam tartarat (Gunstone dan Norris, 1982; Gordon, 1990). Dalam

sistem

pangan,

antioksidan

(AH)

yang

berfungsi

menghentikan reaksi berantai dengan bertindak sebagai donor hidrogen atau akseptor radikal bebas bereaksi dengan radikal peroksi (ROO•). Pada reaksi ini, antioksidan memberi atom hidrogennya pada radikal peroksi (ROO•) menjadi hidroperoksida (ROOH) dan radikal bebas antioksidan (A• ). Radikal bebas antioksidan dalam reaksi berantai membentuk senyawa antioksidan peroksi yang bersifat netral (Gambar 4.9) (Reische, et al., 2002).

AH + ROO

A

+ ROO

ROOH

+

A

ROOA

Gambar 4.9. Mekanisme reaksi antioksidan (Reische, et al., 2002).

dengan

radikal

peroksi

h. Pro-oksidan Pro-oksidan pada umumnya adalah logam-logam bervalensi satu dan dua. Logam-logam yang dimaksud adalah Co (kobalt), Cu (tembaga), Fe


(besi), Mn (mangan), dan Ni (nikel). Jika dalam sistem minyak atau bahan pangan yang mengandung minyak terdapat logam-logam itu, meskipun konsentrasinya hanya 0,1 ppm, keberadaannya akan meningkatkan laju oksidasi. Beberapa dikemukakan,

mekanisme

antara

lain

reaksi

prooksidasi

mempercepat

dari

dekomposisi

logam

telah

hidroperoksida,

bereaksi langsung dengan substrat takteroksidasi, dan aktivasi molekul oksigen hingga menghasilkan oksigen singlet dan radikal peroksi.

Evaluasi Pembelajaran 1. Stabilitas minyak kenari ditentukan oleh asam lemak bebas, baik yang terbentuk secara enzimatik maupun yang terbentuk oleh hidrolisis. Mengapa demikian? 2. Kerusakan minyak kenari meliputi kerusakan hidrolitik dan kerusakan oksidatif. Jelaskan masing-masing jenis kerusakan tersebut! 3. Jelaskan mekanisme reaksi oksidasi secara autooksidasi! 4. Faktor apa saja yang berpengaruh pada kerusakan minyak nabati, terutama kerusakan oksidatif? 5. Kerusakan minyak erat sekali dengan penyimpangan flavor pada minyak, Jelaskan hubungan antara kerusakan kimiawi dan perubahan flavor!

Daftar Pustaka Belitz, H.D. and W. Grosch, 1987. Food Chemistry. Springer-Verlag Berlin, Heidelberg, Germany. Bonvehi, J.S. dan N.S. Rosua. 1996. Enzymatic Activities in the Varieties of Hazelnuts (Corylus Avellana L.) Grown In Tarragona, Spain. Food Chem. 56 (1): 39-44. Brockerhoff, H. and R.G. Jensen, 1974. Lipolytic Enzymes, Academic Press, New York.


Crapiste, G.H., M.I.V. Brevedan, dan A.A. Carelli, 1999. Oxidation of Sunflower Oil During Storage. J. Am. Oil Chem. Soc. 76 (12): 14371443. DeMan, J.M., 1999. Principles of Food Chemistry. 3rd Ed. Aspen Pub. Inc. Gaithersbury, Maryland. Djarkasi, G.S.S., Slamet Sudarmadji, Zuheid Noor, dan Sri Raharjo 2007. Sifat Fisik dan kimia Minyak Kenari. Agritech, Volume 27 (4):165170 Frankel, E.N., 1998. Lipid Oxidation. The Oily Press Ltd. Dundee, Scotland Gordon, M.H., 1990. The Mechanism of Antioxidant Action in vitro. In: Hudson, B.J.F. Ed. Food Antioxidants. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-18. Gordon, M.H., 2001. The development of oxidative rancidity in foods. In: Pokorny, J., N. Yanishlieva, and M. Gordon, Ed. Antioxidants in Food Practical Applications. CRC Press, Boca, Raton, Boston, New York, Washington. Pp. 7-21. Hamilton, R.J., 1989. The Chemistry of Rancidity in Foods. In: Allen, J.C and R.J. Hamilton. Ed. Rancidity in Foods. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-21. Jadhav, S.J., S.S. Nimbalkar, A.D. Kulkarni, and D.L. Madhavi, 1996. Lipid Oxidation in Biological and Food Systems, In: Madhavi, D.L., S.S. Deshpande, and D.K. Salunkhe, Ed., Food Antioxidants: Technological, Toxicological, and Health Perspectives. Marcel Dekker, Inc. New York, Basel, HongKong. Pp. 5-63. Kaijser, A., P. Dutta, and G. Savage. 2000. Oxidative Stability and Lipid Composition of Macadamia Nuts Grown in New Zealand. Food Chem. 71: 67-70. Kolalowska, A. 2003. Lipid Oxidation in Food Systems. In: Sikosrski, Z.E and A. Kolalowska. Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Pres, Boka, Raton, London, New York, Washington DC. Pp. 133-166. Maima, M., 1994. Processing of Galip (Canarium indicum) in Papua New Guinea in South Pacific Indigenous Nuts, Proceedings of a workshop 31 October – 4 November, Vanuatu. Pp. 118-121.


Maskan, M. and S. Karatas. 1999. Storage stability of whole-split pistachio nuts (Pistachia vera L.) at various conditions. Food Chem. 66: 227233 Min, D.B and J.M. Boff, 2002. Lipid Oxidation of Edible Oil. In: Akoh, C.C and D.B. Min. Ed. Food Lipids: Chemistry, Nutrition, and Biotechnology. Marcel Dekker, Inc. New York, Basel. Nawar, W.W. 1985. Lipids. In: Fennema, O.R., Ed. Food Chemistry. Second edition, revised and expanded. Marcel Dekker, Inc. New York and Basel. Pp. 139-244. Nichols, D.S. dan K. Sanderson, 2003. The Nomenclature, Structure, and Properties of Food Lipids. In: Sikorski, Z.E and A. Kolakowska, Ed. Chemical and Functional Properties of Food Lipids. CRC Press Washington. Pp. 29-59. Reische, D.W., D.A. Lillard, and R.R. Eitenmiller, 2002. Antioxidants. In: Akoh, C.C and D.B. Min. Ed. Food Lipids: Chemistry, Nutrition, and Biotechnology. Marcel Dekker, Inc. New York, Basel.Pp. 489 – 516. Robards, K., A.F. Kerr, and E. Patsalides, 1988. Rancidity and its measurement in edible oils and snack food. Rev. Analyst. 113(2): 213-225. Rossell, J.B., 1989. Measurement of Rancidity in Food. In: Allen, J.C. and R.J. Hamilton, Ed., Rancidity in Foods, Second Edition, Elsevier Applied Science. Pp. 23-52. Sri-Raharjo, 2006. Kerusakan Oksidatif pada Makanan. Gadjah Mada University Press, Yogyakarta. Whitaker, J.R., 1991. Lipoxygenases, In: Robinson, D.S. and N.A.M. Eskin, Ed. Oxidative Enzymes in Foods, Elsevier Applied Science, New York. Pp. 175-215. Whitaker, J.R., 1994. Principles of Enzymology for the Food Sciences. Marcel Dekker, New York, Basel, Hongkong


BAB V. METODA ANALISIS MINYAK KENARI

Tujuan Instruksional Khusus (Pembelajaran) Setelah membaca Bab V ini diharapkan /pembaca dapat melakukan analisis minyak kenari, terutama karakteristik biologi, kimia, dan fisik serta organoleptik.

PENDAHULUAN Sebelum menganalisis karakteristik minyak, perlu dikemukakan metoda untuk memperoleh minyak biji kenari. Ada beberapa metoda yang bisa diaplikasikan, terangkum pada sub-bab berikutnya.

METODE EKSTRAKSI MINYAK KENARI Buah kenari segar dikupas kulitnya untuk memperoleh Nut-in-shell (NIS). NIS dipecah temperungnya (shell) sehingga diperoleh kernel atau biji kenari. Biji kenari dikeringkan dengan menggunakan alat pengering kabinet pada suhu 60°C selama 10 jam. Selanjutnya biji kenari kering diekstrak minyaknya menggunakan metoda pengepresan

dengan kempa hidrolik,

sedangkan soxhlet dan maserasi menggunakan pelarut heksan.

a. Ekstraksi minyak biji kenari dengan metoda pengepresan Biji kenari kering dikupas kulit arinya (testa) dan dibersihkan dari bahan ikutan lain. Sebanyak 500 gram biji kenari bersih dipanaskan menggunakan oven pada suhu 70°C selama satu jam. Dalam keadaan panas, biji kenari dibungkus dengan kain saring dan dimasukkan dalam rumah pres yang berbentuk tabung silinder pada alat pengepres. Selanjutnya biji kenari dipres menggunakan kempa hidrolik secara bertahap, hingga mencapai tekanan


200 kg/cm² dan dipertahankan selama 5 menit. Minyak yang diperoleh disaring menggunakan kain saring lalu dimasukkan dalam wadah berwarna gelap.

b. Ekstraksi minyak biji kenari dengan metoda Soxhlet Biji kenari kering dikupas kulit arinya (testa) dan dibersihkan dari bahan ikutan lain. Biji kenari bersih dihaluskan dengan menggunakan grinder, hingga berbentuk pasta (homogenat). Sebanyak 25 g pasta biji kenari ditimbang dan dimasukkan dalam wadah sampel (timble). Timble yang berisi sampel dimasukkan dalam tabung Soxhlet. Labu Soxhlet diisi dengan pelarut heksan sebanyak 250 mL. Unit Soxhlet dilengkapi dengan pendingin balik, selanjutnya dilakukan pemanasan pada suhu 70-80°C selama 5 jam. Hasil ekstraksi selanjutnya dipisahkan antara minyak dan pelarut heksan menggunakan rotary evaporator dengan suhu 40°C. Minyak yang diperoleh dialiri gas N 2 untuk menghilangkan sisa pelarut kemudian dimasukkan dalam wadah berwarna gelap.

c. Ekstraksi minyak biji kenari dengan metoda maserasi Biji kenari kering dikupas kulit arinya (testa) dan dibersihkan dari bahan ikutan lain. Biji kenari bersih sebanyak 100 g dihaluskan dengan menggunakan grinder. Biji kenari yang digiling halus hingga berbentuk pasta. Selanjutnya pasta biji kenari

dimasukkan dalam labu Erlenmeyer dan

ditambahkan pelarut heksan 1: 5 (b//v). Campuran diaduk hingga homogen kemudian dimaserasi selama 24 jam pada suhu ruang (suhu 28 - 30°C). Setelah 24 jam, larutan disaring dengan menggunakan kertas saring Whatman No. 1. Minyak dan pelarut dipisahkan menggunakan rotary evaporator dengan suhu 40°C. Minyak yang diperoleh dialiri gas N 2 untuk menghilangkan sisa pelarut kemudian dimasukkan dalam wadah berwarna gelap.


METODE PENGUKURAN SIFAT KIMIA MINYAK KENARI Mutu minyak sangat dipengaruhi oleh jenis produk oksidasi dan jumlahnya

pada

konsentrasi

yang

signifikan.

Kerusakan

minyak

berhubungan dengan tingkat penerimaan konsumen terhadap minyak tersebut. Metoda pengukuran deteriorasi menjadi penting apabila mutu minyak harus ditentukan tingkat kelayakan bagi konsumen. Banyak metoda yang tersedia untuk penentuan deteriorasi oksidatif pada minyak baik secara kualitatif maupun kuantitatif. Penentuan dengan tujuan mengukur secara kuantitatif tingkat oksidasi asam lemak pada minyak antara lain, angka peroksida, angka TBA, angka anisidin, asam lemak bebas, dan uji sensoris terhadap flavor (Sri-Rahardjo, 2006).

a. Angka Peroksida Pada umumnya penyebab deteriorasi minyak adalah oksidasi. Produk primer yang dibentuk oleh oksidasi minyak adalah hidroperoksida. Metoda pengukuran tingkat oksidasi minyak yang umum yaitu menentukan angka peroksida yang dinyatakan sebagai unit mili-ekuivalen oksigen per kg minyak (meq O 2 /kg minyak). Beberapa prosedur analisa dapat dilakukan untuk pengukuran angka peroksida dalam minyak. Menurut Rossell (1982) dan Frankel (1998), metoda yang umum adalah iodometri dengan cara titrasi, kalorimetri, atau elektrometri. Metoda tersebut dilakukan berdasarkan pada pengukuran sejumlah iod yang dibebaskan dari kalium iodida melalui reaksi oksidasi oleh peroksida dalam minyak yang dilarutkan dalam medium campuran asetat dan kloroform. Iod bebas dititrasi dengan larutan natrium tiosulfat. Sensitivitas cara titrasi adalah 0,5 meq/kg. Namun demikian, sensitivitas dapat ditingkatkan dengan penentuan cara kalorimetri dengan penambahan pati dalam larutan HCl 0,01 N atau cara elektrometri. Pengukuran angka peroksida dapat juga dilakukan dengan metoda lain, yaitu metoda feritiosianat (ferric thiocyanate). Metoda tersebut disusun


berdasarkan pada oksidasi ion fero menjadi feri, dan pengukuran dilakukan terhadap senyawa feritiosianat dengan kalorimetri. Metoda feritiosianat lebih sensitif dan sampel yang digunakan untuk analisa lebih sedikit (0,1 g) dari pada metoda iodometri yang menggunakan sampel sebanyak 5 g. Namun, angka yang diperoleh dengan metoda feritiosianat lebih tinggi dari pada metoda iodometri. Pada umumnya metoda feritiosianat digunakan untuk produk-produk susu yang angka peroksidanya relatif rendah.

b. Angka TBA (Thiobarbituric acid) Analisa TBA digunakan untuk mengukur produk sekunder dari oksidasi lemak. Analisa tersebut disusun berdasarkan pada terbentuknya pigmen berwarna merah sebagai hasil reaksi kondensasi antara dua molekul TBA dengan satu molekul malonaldehid, produk dekomposisi hidroksida lemak di bawah kondisi asam dan panas. Intensitas warna dapat dilakukan pengukuran dengan spektrofotometer pada panjang gelombang 532 – 535 nm. Karena reaksi tidak spesifik dan dihasilkan oleh produk sekunder oksidasi, maka produk itu disebut sebagai TBA-reactive substances (TBARS). Larutan standar metoda ini adalah menggunakan 1,1,3,3tetraethoxypropana. Angka TBA didefinisikan sebagai mg malonaldehid per kg minyak (Frankel, 1998).

c. Angka Anisidin Angka anisidin didefinisikan sebagai absorbansi larutan yang diperoleh dari reaksi satu gram lemak dalam 100 ml isooktan dengan reagen p-anisidin (0,25 % anisidin dalam asam asetat glasial) yang diukur dengan spektrofotometri pada panjang gelombang 350 nm. Pengujian tersebut memberi informasi yang bermanfaat pada komponen karbonil non-volatil yang terbentuk dalam minyak selama proses pengolahan. Pada pengujian ini yang diukur adalah tingkat pembentukan senyawa aldehid, terutama 2alkenal yang ada dalam minyak (Rossell, 1986, Frankel, 1998).


d. Asam Lemak Bebas Asam lemak bebas dalam minyak merupakan indikasi pengolahan tidak cukup menghambat aktivitas enzim lipase atau reaksi hidrolitik lain yang cenderung menunjukkan ketengikan hidrolitik. Namun demikian, masih dimungkinkan oksidasi lemak menghasilkan asam-asam organik lainnya. Secara sederhana, angka asam lemak bebas dari minyak atau lemak hasil ekstraksi dapat ditentukan dengan cara titrasi. Angka asam lemak bebas dinyatakan dalam % asam lemak yang dianggap dominan pada sampel dari produk yang sedang dianalisa. Angka asam lemak bebas sering dinyatakan dalam % asam oleat untuk lemak sapi atau minyak kedelai. Sedangkan untuk minyak kelapa lebih sering dinyatakan sebagai % asam laurat. Metoda lain untuk menentukan angka asam lemak bebas dilakukan dengan kalorimetri (Shahidi dan Wanasundara, 2002b, Sri-Rahardjo, 2006). Syarat mutu minyak berdasarkan Standar Nasional Indonesia (SNI 01-2902-1992) bahwa kandungan asam lemak bebas dalam minyak adalah maksimum 5 %. Analisis kandungan asam lemak bebas dilakukan menurut prosedur AOAC Official Method 940.28. Sampel sebanyak 2,82 ± 0,2 g ditimbang dan dimasukkan dalam labu Erlemeyer. Ke dalam sample kemudian ditambahkan 50 mL alkohol netral yang panas dan 2 mL indikator phenolphtalein (PP). Larutan sampel dititrasi dengan 0,1 N NaOH sampai warna merah jambu tercapai. Asam lemak bebas dinyatakan sebagai % (asam oleat) = [(ml NaOH x N x BM asam lemak)/ berat sampel x 1000] x 100.

e. Komposisi Asam Lemak Komposisi asam lemak dianalisis dengan kromatografi gas (Gas Chromatographic, GC) menurut prosedur AOAC Official Method 963.22. Kromatografi gas yang digunakan adalah HP 5890 series II dengan spesifikasi alat dan kondisi analisis adalah sebagai berikut: kolom kapiler HP5 (Cross linked 5% phenyl metil silicone), panjang kolom 30 m, diameter kolom 0,32 mm, jenis detektor FID, suhu detektor 270°C, suhu injektor


260°C, gas pembawa helium dengan kecepatan 10 mL/menit, suhu awal 80°C, dan suhu akhir: 250°C

j.

Determinasi Posisi 2-Asam Lemak pada Trigliserida (Aranda et al, 2004 dan Schreiner et al, 2006) Metoda determinasi meliputi beberapa tahap; purifikasi, hidrolisa

selektif, separasi (pemisahan), dan identifikasi. Purifikasi: sebanyak 5 g minyak dilarutkan dalam 25 ml heksan, dilewatkan melalui kolom yang berisi alumina aktif (alumina aktif dalam 50 ml heksan). Eluen yang diperoleh selanjutnya dihidrolisa secara selektif dengan enzim lipase pankreas, untuk melepas asam lemak pada posisi 1 dan 3. Hasil hidrolisa adalah monogliserida (pada posisi dua) dan asam lemak bebas (dari posisi 1 dan 3). Monogliserida selanjutnya dipisahkan dari asam lemak bebas dengan menggunakan TLC menggunakan gel silika 60 plate (Merck) dan larutan pengembangnya adalah campuran heksan:dietil eter: asam format dengan proporsi 70:30:1 (Aranda et al, 2004) atau heksan:dietil eter:asam asetat dengan proporsi 75:25:1,5 (Schreiner et al, 2006). Setelah pengembangan satu kali, plat dikeringkan dengan N2 dan spot yang dihasilkan dilihat di bawah sinar UV. Rf untuk TG (0,65), asam lemak bebas (0,29), DG (0,10), dan MG tetap pada posisi semula (atau 0,035, Aranda et al, 2004). Fraksi MG selanjutnya ditarnsfer dalam vial reksi untuk transmetilasi. Hasilnya dianalisa dengan Gas-Liquid Chromatography.

k. Uji Sensoris terhadap Flavor Ketengikan dapat dipertimbangkan berdasarkan pada penilaian organoleptik secara subjektif dari off-flavor minyak. Hal ini berkaitan dengan rasa, aroma, dan flavor yang tidak diinginkan dari minyak. Ketengikan dapat disebabkan oleh perubahan-perubahan yang terjadi dari reaksi dengan oksigen yang disebut ketengikan oksidatif. Dan dapat juga dihasilkan dari reaksi hidrolitik yang dikatalisa oleh enzim yang disebut ketengikan hidrolitik (Hamilton, 1989).


Menururt Sri-Raharjo (2006), uji sensoris terhadap flavor dapat dibedakan menjadi dua kelompok, yaitu afektif dan analitik. Pada kelompok pertama mencakup pengujian yang lebih difokuskan untuk mengetahui kesukaan, penerimaan, atau opini dari konsumen terhadap flavor produk makanan. Metoda ini biasanya melibatkan paling sedikit 50 panelis atau calon konsumen. Para konsumen ini bukanlah penguji yang terlatih dan mereka dipilih secara acak atau berdasarkan strata tertentu. Oleh karena itu metoda afektif ini sangat bermanfaat untuk mendukung pengembangan pangsa pasar dari produk tertentu, namun kurang sesuai untuk keperluan riset-riset pada tingkat dasar. Kelompok yang kedua adalah uji sensoris secara analitik. Pada uji sensoris analitik tersebut difokuskan untuk mengetahui perbedaan antar produk dan menilai baik

kualitas atau intensitas aroma maupun flavor

produk. Uji sensoris analitik masih dapat dikelompokkan menjadi dua jenis yaitu, diskriminatif dan deskriptif. Pada kelompok uji sensoris diskriminatif ada dua tipe yaitu, pembedaan dan sensitivitas. Pada uji pembedaan ditujukan untuk mengetahui apakah dua atau lebih sampel memiliki kesamaan. Sebagai contoh, pengujian secara triangle, duo-trio, paired comparison, ranking atau scoring perbedaan dengan kontrol yang disajikan. Dalam pelaksanaan uji ini sedapat mungkin kondisi sampel dibuat serupa dari segi kenampakan, bentuk, tekstur, dan suhu agar tidak mengacau penilaian terhadap atribut flavor. Pada uji sensitivitas dimaksudkan untuk mengetahui kemampuan panelis dalam mendeteksi atau mengindentifikasi flavor. Sebagai contoh, uji nilai ambang yang banyak digunakan untuk melaksanakan pelatihan terhadap calon panelis.

Evaluasi Pembelajaran 1. Sebutkan kelebihan ekstraksi minyak dengan metoda pengepresan! 2. Bandingkan hasil pengepresan dengan metoda ekstraksi lainnya terutama sifat kimiawi minyak kenari yang dihasilkan! 3. Mengapa minyak kenari perlu dianalisa kandungan peroksidanya? TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 57

4. Untuk apa tujuan menganalisa posisi asam lemak pada sistem trigliserida (posisi sn-1, sn-2, dan sn-3)? 5. Mengapa analisa flavor minyak menjadi penting jika dihubungkan dengan sifat fisik dan kimia minyak?

Daftar Pustaka

AOAC, 1995. Food Composition; Additivies; Natural Contaminats. Official Methods of Analysis of AOAC International Ed. 16th Vol .IV. (41):1 52. Aranda, F., S. Gomez-Alonso, R.M. Rivera del Alamo, M.D. Salvador, and G. Fregapane, 2004. Triglyceride, total and 2-position fatty acid composition of Cornicabra virgin olive oil: Comparison with other Spanish cultivars. Food Chem. 86: 485-492. Frankel, E.N., 1998. Lipid Oxidation. The Oily Press Ltd. Dundee, Scotland Hamilton, R.J., 1989. The Chemistry of Rancidity in Foods. In: Allen, J.C and R.J. Hamilton. Ed. Rancidity in Foods. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-21. Nawar, W.W. 1985. Lipids. In: Fennema, O.R., Ed. Food Chemistry. Second edition, revised and expanded. Marcel Dekker, Inc. New York and Basel. Pp. 139-244. Raharjo, S., 2006. Kerusakan Oksidatif pada Makanan. Gadjah Mada University Press, Yogyakarta. Rossell, J.B., 1986. Classical Analysis of Oils and Fats. In: Hamilton, R.J. and J.B. Rossell, Ed. Analysis of Oils and Fats. Elsevier Applied Science, London and New York. Pp. 1-90. Rossell, J.B., 1989. Measurement of Rancidity in Food. In: Allen, J.C. and R.J. Hamilton, Ed., Rancidity in Foods, Second Edition, Elsevier Applied Science. Pp. 23-52.

Schmedes, A and G. Holmer, 1989. A new thiobarbituric acid (TBA) method for determination of free malonaldehyde (MDA) and hydroperoxides selectivity as a measure of lipid peroxidation. J. Am. Oil Chem. Soc. 66: 813-817. TPC Project Sam Ratulangi University-Texas A&M University 58

Schreiner, M., R. G. Moreire and H. W. Hulan. 2006. Positional Distribution of Fatty acids in Egg Yolk Lipids. J. Food Lipids 13 : 36-56. Shahidi, F. and U.N. Wanasundara, 2002. Method for Measuring Oxidative Rancidity in Fats and Oils. In: Akoh, C.C. and D.B. Min. Ed. Food Lipids Chemistry, Nutrition, and Biotechnology. Marcel Dekker, New York. Pp. 465-487.


TEKNOLOGI PENGOLAHAN MINYAK KENARI

Recommend Documents