PÉCSI TUDOMÁNYEGYETEM Kémia Doktori Iskola
Nehézfém adszorpció jellemzése különböző bioszorbenseken PhD értekezés
Kőnigné Péter Anikó
PÉCS, 2014
1
PÉCSI TUDOMÁNYEGYETEM Kémia Doktori Iskola
Nehézfém adszorpció jellemzése különböző bioszorbenseken PhD értekezés
Kőnigné Péter Anikó
Témavezetők: Dr. Pernyeszi Tímea, egyetemi adjunktus Dr. Kilár Ferenc egyetemi tanár
PÉCS, 2014
2
Tartalom Rövidítések jegyzéke.................................................................................................................. 6 1.
Bevezetés ............................................................................................................................ 7
2.
Célkitűzések ........................................................................................................................ 8
3.
Irodalmi áttekintés .............................................................................................................. 9 4.1.
Az alkalmazott bioszorbensek jellemzése ................................................................... 9
4.1.1.
Pseudomonas aeruginosa PAOI .......................................................................... 9
4.1.2.
Pseudomonas fluorescens BME ......................................................................... 10
4.1.3.
Escherichia coli .................................................................................................. 10
4.1.4.
Phanerochaete chrysosporium ........................................................................... 10
4.1.5.
Chlorella vulgaris .............................................................................................. 10
4.1.6.
Spirulina (Arthrospira) platensis-maxima ......................................................... 11
4.2.
A nehézfémek szerepe ............................................................................................... 11
4.3.
A nehézfémek káros hatásai a szervezetben .............................................................. 12
4.3.1.
Ólom ................................................................................................................... 12
4.3.2.
Kadmium ............................................................................................................ 12
4.3.3.
Réz ...................................................................................................................... 13
4.3.4.
Cink .................................................................................................................... 13
4.4.
Környezetünk nehézfémszennyezése ........................................................................ 13
4.4.1.
A nehézfémszennyezés fő forrásai ..................................................................... 13
4.4.2.
Műtrágyák, irtószerek......................................................................................... 14
4.4.3.
Ipari szennyvíz, közlekedés................................................................................ 14
4.4.4.
A környezet nehézfémszennyezésének határértékei .......................................... 15
4.5.
A nehézfémek eltávolításának alapvető lehetőségei ................................................. 15
4.5.1.
A szennyvíz összetétele, típusai ......................................................................... 15
4.5.2.
A fémek által okozott vízminőségi problémák .................................................. 16
4.5.3.
Hagyományos víztisztítási technológiák ............................................................ 17
4.6.
Mikoroorganizmusok felhasználása a nehézfémek eltávolításában .......................... 18
4.7.
A bioszorpció során lejátszódó folyamatok............................................................... 19
4.7.1.
A mikroorganizmusok sejtfelszínének jellemzése ............................................. 19
4.7.2.
A bioszorpció feltételezett mechanizmusai ........................................................ 20
4.8.
Az élő és élettelen sejteket alkalmazó módszerek előnyei és hátrányai .................... 21
4.9.
A sejtek felületének kezelése ..................................................................................... 22 3
4.10.
A bioszorpciós folyamatok kinetikai jellemzése ................................................... 23
4.11.
Az adszorpciós egyensúly leírása. Adszorpciós izotermák ................................... 24
4.11.1.
Freundlich izoterma modell ........................................................................... 25
4.11.2.
Langmuir-izoterma modell ............................................................................. 25
4.11.3.
Dubinin-Radushkevich-izoterma modell ....................................................... 27 A mikroorganizmusok immobilizálásának lehetőségei ......................................... 28
4.12.
5.
4.12.1.
Az alginát jellemzése ..................................................................................... 29
4.12.2.
A kitozán jellemzése ...................................................................................... 29
4.13.
Néhány vizsgált mikroorganizmus adszorpciós kapacitásának összehasonlítása . 29
4.14.
Néhány már létező technológia nehézfémek eltávolítására ................................... 30
4.15.
Dinamikus áramlásos mérések. Modellezési lehetőségek ..................................... 31
4.16.
Műszeres mérési eljárások ..................................................................................... 32
4.16.1.
Zéta-potenciál meghatározás .......................................................................... 32
4.16.2.
A fajlagosított felületi töltés (kationcsere-kapacitás) meghatározása ............ 32
4.16.3.
Infravörös spektroszkópia .............................................................................. 32
4.16.4.
Atomabszorbciós spektroszkópia ................................................................... 33
Anyagok és módszerek ..................................................................................................... 35 5.1.
Bioszorbensek forrásai és előkészítése ..................................................................... 35
5.2.
A sejtek felületi tulajdonságainak jellemzése ........................................................... 35
5.2.1.
A sejtek zéta-potenciáljának meghatározása ..................................................... 35
5.2.2.
A specifikus felületi töltés meghatározása ......................................................... 35
5.2.3.
Infravörös spektroszkópia vizsgálat ................................................................... 36
5.3.
Mérések statikus körülmények között ....................................................................... 36
5.3.1.
A bioszorbens koncentrációjának hatása a bioszorpcióra .................................. 36
5.3.2.
A pH hatása a bioszorpcióra .............................................................................. 36
5.3.3.
A bioszorpció kinetikájának vizsgálata ............................................................. 37
5.3.4.
A bioszorpciós folyamatok egyensúlyának vizsgálata ...................................... 37
5.3.5.
Hőmérséklet hatása a bioszorpcióra................................................................... 37
5.4.
Mérések áramlásos körülmények között ................................................................... 37
5.4.1.
A bioszorbens immobilizálása ........................................................................... 37
5.4.2.
A gélgyöngyök adszorpciós kapacitása „batch” rendszerben ............................ 38
5.4.3.
Dinamikus adszorpciós vizsgálatok ................................................................... 38
5.4.4.
A bioszorbens regenerálása................................................................................ 38 4
5.5. 6.
Fémion tartalom meghatározása ................................................................................ 39
Eredmények ...................................................................................................................... 40 6.1.
A sejtek felületi sajátságainak jellemzése ................................................................. 40
6.1.1.
A zéta-potenciál meghatározása vizes szuszpenzióban ..................................... 40
6.1.2.
A fajlagosított felületi töltés meghatározása ...................................................... 40
6.1.3.
Az IR mérések eredménye ................................................................................. 43
6.2.
A statikus körülmények között végzett mérések eredményei ................................... 45
6.2.1.
A bioszorbens koncentrációjának hatása a bioszorpcióra .................................. 45
6.2.2.
A pH hatása a bioszorpcióra............................................................................... 47
6.2.3.
A bioszorpciós folyamat sebessége .................................................................... 48
6.2.4.
Az adszorpció egyensúlyi folyamatainak vizsgálata .......................................... 51
6.2.5.
Hővel történő inaktiválás ................................................................................... 55
6.2.6.
Felületkezelés NaOH-oldattal ............................................................................ 56
6.3.
A dinamikus körülmények között végzett mérések eredménye ................................ 57
6.3.1. Immobilizálás .......................................................................................................... 57 6.3.2. Alginát..................................................................................................................... 58 6.3.3. Kitozán .................................................................................................................... 58 6.3.4. Statikus izoterma felvétele gélgyöngyökön ............................................................ 59 6.3.5. Oszlopparaméterek optimalizálása ......................................................................... 60 6.3.6. Dinamikus adszorpciós vizsgálatok ........................................................................ 62 6.3.7. Az áramlásos folyamatok modellezése ................................................................... 62 6.3.8. A gélgyöngyök regenerálása ................................................................................... 64 7. Eredmények értékelése ......................................................................................................... 66 7.1. A mikroorganizmusok sejtfelszínének jellemzése ........................................................ 66 7.2. A körülmények optimalizálása statikus körülmények között ........................................ 68 7.3. A körülmények optimalizálása dinamikus körülmények között ................................... 73 8. Összefoglalás ........................................................................................................................ 76 Megjelent közlemények ........................................................................................................... 77 Köszönetnyilvánítás ................................................................................................................. 80 Ábrajegyzék ............................................................................................................................. 81 Irodalomjegyzék ....................................................................................................................... 82 Függelék ................................................................................................................................... 87
5
Rövidítések jegyzéke Mikroorganizmusok: P. aeruginosa: Pseudomonas aeruginosa P. fluorescens: Pseudomonas fluorescens E. coli: Escherichia coli NCB O21 E. coli D31: Escherichia coli NCB D31 C. vulgaris: Chlorella vulgaris, C. pyrenoidosa S. plat-max.: Spirulina (Arthrospira) platensis-maxima P. chrysosporium: Phanerochaete chrysosporium Egyéb: AAS atomabszorpciós spektroszkópia FT-IR infravörös spektroszkópia KvVM-EüM-FVM Környezetvédelmi és Vízügyi Miniszterérium-Egészségügyi Minisztérium-Földművelésügyi és Vidékfejlesztési Minisztérium MIC minimális gátló koncentráció MSz Magyar Szabvány WHO Egészségügyi Világszervezet XAFS röntgen adszorbciós spektroszkópia CTAB cetil-trimetil-ammónium-bromid DTGS-KBr deuterizált triglicil-szulfát – kálium-bromid
6
1. Bevezetés A mikroorganizmusok igen fontos szerepet játszanak a környezet egészségének megőrzésében. A legújabb kutatási eredmények szerint ezek a szervezetek segítségünkre lehetnek
környezetünk
életfolyamataikat
is
szennyező
segítségül
anyagoktól
hívhatják.
való
Fontos,
megtisztításában. hogy
Ehhez
megismerjük
akár
azokat
a
tulajdonságaikat, amelyeket saját hasznunkra tudunk fordítani. Ezért a kutatók figyelme az utóbbi évtizedekben egyre inkább ezen folyamatok tanulmányozása felé fordult. A nehézfémszennyezés az egyik legjelentősebb környezeti probléma napjainkban. Antropogén
folyamatok
kapcsán
a
talajba,
természetes
és
ivóvizekbe
bejutó
szennyezőanyagok, pl. különböző nehézfémek megjelenése, - komoly kockázattal jár. A táplálékláncba kerülve már kis koncentrációban is súlyos egészségügyi problémákat okozhatnak. Különböző mikroorganizmusok - baktériumok, gombák és algák - jelentős nehézfém megkötő kapacitását felhasználva, gyors és költséghatékony biotechnológiai módszerek
fejleszthetők,
amelyek
alkalmasak
lehetnek
szennyvizek
nehézfém
koncentrációjának csökkentésére. A bioszorbensek ideálisak a nagy mennyiségű és kis fémkoncentrációjú szennyezett vizek tisztítására is. Vizsgálataim során olyan mikroorganizmusok bioszorpciós sajátságait jellemeztem, amelyek bárhol könnyen hozzáférhetők, olcsón szaporíthatók és a környezeti hatásokkal szemben ellenállók. A folyamatok teljes jellemzésére törekedtem, amely segítségével a kapott eredmények technológiai célokra is felhasználhatók. A dolgozat irodalmi bevezető része áttekintést ad a bioszorbens kutatások lényegéről és fontosságáról. Az anyagok és módszerek részletes leírásával szeretném elérni, hogy az egyes technikák alkalmazását más is hasznosítani tudja saját kutatási területén. A célkitűzésekben megfogalmazott elvárásaimra az eredmények részben igyekeztem részletes válaszokat adni, s az összefoglalás részben még egyszer szintetizálni az elért eredményeimet.
7
2. Célkitűzések Munkám során különböző baktérium, alga és gombatörzsek bioszorpcióját vizsgáltam annak érdekében, hogy belőlük nehézfém ionok megkötésére alkalmas, regenerálható és költséghatékony bioszorbenst fejleszthessünk. Céljaim a következők voltak: 1) Optimális körülmények kiválasztása a bioszorpció folyamataihoz. 2) Különböző törzsek (Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Escherichia coli, Escherichia coli D31, Chlorella vulgaris, Spirulina (Arthrospira) platensismaxima, Phanerochaete chrysosporium) fémmegkötő képességének vizsgálata liofilizált biomassza alkalmazásával, Pb, Cd, Cu, és Zn nehézfém ionok esetén. 3) Nagy nehézfém megkötő kapacitással rendelkező bioszorbens kiválasztása. 4) Immobilizálási eljárások laboratóriumi vizsgálata a kiválasztott biomasszát alkotó sejteken. 5) A kiválasztott bioszorbens felhasználásával olyan rendszer létrehozása, amely jelentős nehézfém adszorpciós kapacitással rendelkezik, regenerálható és a jelenleg alkalmazott eljárásokhoz képest kisebb költséggel alkalmazható.
8
3. Irodalmi áttekintés A mikroorganizmusok: baktériumok, élesztőgombák, fonalas gombák és algák képesek a fémek (nehézfémionok és számos toxikus anion) koncentrálására és akkumulációjára híg vizes oldatból, így csökkenthetik az oldatok fémion koncentrációját. Alkalmasak a fémek gazdaságos visszanyerésére is, valamint a kis fémion koncentrációjú szennyvizek kezelésére [1]. A fémek a sejtfelszínen lévő komponensekhez, sejtfelszíni struktúrákhoz
és
biopolimerekhez
kötődhetnek
bioszorpció
segítségével,
ill.
felhalmozódhatnak a sejtekben metabolizmus-függő sejten belüli akkumulációval [2]. A sejtek egyéb élettani tevékenységei a fémek oldhatatlanná válásához is vezethetnek [3].
4.1.
Az alkalmazott bioszorbensek jellemzése
4.1.1. Pseudomonas aeruginosa PAOI A P. aeruginosa egy nem fermentáló, oxidáz pozitív, aerob,
Gram-negatív
környezetben
mozgó
hosszú
ideig
pálcabaktérium. életben
marad,
Nedves akár
tápanyagfelvétel nélkül is. Az egészséges bélflórában előfordulhat, ill. az emberi nyálkahártyát is kolonizálhatja, 1. ábra Pseudomonas aeruginosa, elektronmikroszkópos felvétel
elsősorban az immunrendszer legyengülése esetén. Egyike a nozokómiális
leggyakoribb
patogéneknek:
légzőszervi
megbetegedéseket, bacteraemiát, csont-és izületi infekciókat, égési sebek fertőződését okozhatja. Rezisztens számos antibiotikum csoporttal szemben. Jelentős a szerzett rezisztencia kialakulásának lehetősége is. Az általunk használt törzs a PAOI törzstenyészetből származó laboratóriumi törzs, hőmérsékleti optimuma 37 °C. Szennyvizekben gyakran előfordul. Ásványvízben és tartályban forgalmazott ívóvízben megengedett koncentrációja 0/250 ml, telepszám 100/cm3 lehet. (201/2001. Korm.rend.)
9
4.1.2. Pseudomonas fluorescens BME Egyes Pseudomonasok a környezetben is elterjedt, mindenhol előforduló, ubiquiter szervezetek. Az általunk használt törzs, a Budapesti Műszaki Egyetemen városi környezetből izolált törzseinek egyike. Pálca alakú, több ostora van, melyekkel önálló mozgást végez. Pioverdint nevű zöld színű fluoreszcens pigmentet termel. Obligát aerob, Gram-
2. ábra Pseudomonas fluorescens, elektronmikroszkópos felvétel
negatív baktérium. Biofilmet képez, mely védelmi hatású. Főként a rizoszférában és a filoszférában él. Hőmérsékleti optimuma 30 °C, magasabb hőmérsékleten nem szaporodik.
4.1.3. Escherichia coli Gram-negatív, fakultatív anaerob egyenes pálcabaktérium, amely a sejteket minden irányban körülvevő flagellumokkal mozog. Flagellum nélküli formája is ismert. Az Escherichia coli melegvérű állatok bélrendszerében található, fontos indikátor élőlény. Jelenléte az ivóvizekben, élelmiszerekben és a környezetben fekális eredetű szennyeződésre utal. Határértéke a vezetékes ivóvízben 0 db/100 cm3 lehet. (201/2001. 3. ábra Escherichia coli, elektronmikroszkópos felvétel
Korm.rend.) A D31 jelű mutáns törzs sérült külső membránnal rendelkezik.
4.1.4. Phanerochaete chrysosporium Az
egyik
legjelentősebb
„ligninbontó”
aktivitással
rendelkező faj, a fehér farontó gombák csoportjából. Lignin- és mangán-peroxidázokat tartalmaz, amelyek a szerves szennyezők széles körének bioremediációjában vehetnek részt.
4. ábra Phanerochaete chrysosporium fényképe
4.1.5. Chlorella vulgaris Egysejtű zöldalga, amely a friss vízben tenyészik, valamint a sötétzöld levelű zöldségekben is fellelhető. Gömb alakú egysejtű, zöld színtestje a sejtfal mellett található. Nagy mennyiségben tartalmaz klorofillt (4%) és antioxidáns hatású vegyületeket. 5. ábra Chlorella vulgaris mikroszkópos képe
10
4.1.6. Spirulina (Arthrospira) platensis-maxima Mikroszkopikus
méretű,
kékeszöld
alga
(cianobaktérium), amelynek sejtjei tökéletes spirált alkotnak. Természetben
vagy
laboratóriumi
körülmények
között
fenntartva változó méretű, nyitott balmenetes, helikális és soksejtes trichomát képez. Megtalálható természetes, lúgos kémhatású, meleg vizű tavakban a szubtrópikus éghajlaton.
6. ábra Spirulina platensis mikroszkópos képe
Nagy mennyiségben növényi fehérjét, klorofillt, fikocianidot és fenil-etil-amint tartalmaz.
4.2.
A nehézfémek szerepe
A fémek fontos szerepet töltenek be életünkben. A mikrotápanyagok, vagy nyomelemek között is találunk fémeket, melyek nélkülözhetetlenek, mert hiányuk esetén a szervezet képtelenné válik az életfolyamatok zavartalan fenntartására, makromolekulák szintézisére. Ilyenek a Fe, Zn, Cu és a Mn [4]. Nehézfémeknek azokat a fémeket nevezzük, amelyek sűrűsége 5 g/cm3-nél nagyobb, rendszámuk pedig 20-nál nagyobb. Nem minden nehézfém toxikus, a két fogalom mégis összekapcsolódott [5]. A leggyakrabban előforduló, és veszélyességük miatt vizsgált toxikus fémek a következők: As, Cd, Cu, Co, Cr, Hg, Ni, Pb, Zn [6]. Egy szennyező akkor válik toxikussá, ha könnyen oldható és felvehető formában van jelen az élő- vagy szennyvízben, iszapban vagy talajban. Károsító hatásának mértéke sok tényezőtől függ, többek között az anyag kémiai tulajdonságaitól, az élő szervezetbe jutott toxikus anyag koncentrációjától, az élő szervezet állapotától, a káros hatást növelő vagy csökkentő más anyagok jelenlététől [7]. Nagyon kis mennyiségben, a toxikus fémek (Pb, Cd) sem okoznak kimutatható károsodást. A legtöbb nehézfém azonban túlzott felvétel esetén károssá vagy mérgezővé válik az élőlények számára, még az esszenciális nehézfémek (Cu, Zn) esetében is [8]. Ez a legtöbb esetben enzimek gátlásában nyilvánul meg [3, [9]. A Cu és Hg az enzimek aktív helyeire jutva szerves molekulákkal kelátokat képez és átjut a sejtmembránokon. A Hg, Pb, Cu, Be, Cd és Ag a foszfatáz, a kataláz, a xantin-oxidáz és ribonukleáz enzimek működését gátolja. Az Au, Cd, Cu és Fe a sejtmembránok áteresztő képességét is megváltoztathatja.
11
4.3.
A nehézfémek káros hatásai a szervezetben
4.3.1. Ólom Az ólom és kadmium nem alkotója az emberi szervezetnek. Megtalálható azonban a kerámiaedényekben, vízvezetékekben, konzervdobozokban, forrasztófémekben, festékekben. Sajnos egyre inkább az élelmiszerekben is előfordul, főként a salátában, zöldségekben. A növények, különösen a gabonafélék érzékenyek az ólomszennyezésre [7]. A szarvasmarhák által elfogyasztott megemelkedett ólomszintű növényeken keresztül a tejbe is kerülhet ólom [10]. A felszívódó és vérben keringő ólom 90%-a a vörösvérsejtekhez kötődik. Lerakódhat a májban, a vesében és a csontokban. Az ólom kiürülése, kiválasztódása a szervezetből igen lassú folyamat, a széklettel és a vizelettel ürül csekély mennyiségben. A felhalmozódás során kialakult ólommérgezés rontja a férfiak nemzőképességét, izom- és csontfájdalmakat, emésztőrendszeri zavarokat, májpanaszokat, vérszegénységet, idegrendszeri panaszokat, illetve fáradékonyságot és ingerlékenységet okoz. Súlyosabb esetben göcsös fájdalmat vált ki az izmokban és az ízületekben, gyomorban és bélrendszerben. Az arc hamuszürke elszíneződését, súlyos vese és idegrendszeri tüneteket okoz, általános legyengülést és étvágytalanságot hoz létre [11, 12].
4.3.2. Kadmium A kadmium a legmérgezőbb elemek közé tartozik. Veszélyességét fokozza, hogy a vese visszatartja a szervezetben [7]. A kadmium főleg a sárga festékekben, a dohányfüstben, a növényekben (mákban, gabonafélékben, gombában, tökmagban, rizsben) és állati eredetű élelmiszerekben, belsőségekben, halakban található meg. A tengerekből származó élelmiszerek kadmium szennyezettsége általában magasabb [13]. A kadmium felszívódása a gyomor-béltraktusból igen gyors, lerakódása után a vesében és a májban még évek múlva is kimutatható. A kadmium felhalmozódása a szervezetben gyengíti az immunrendszert, akadályozza a vas anyagcseréjét, tüdőgyulladásra, tüdőtágulatra, a hörgők gyulladására, ízületi gyulladások kialakulására hajlamosít. Csontrendszer, idegrendszer és nyálkahártya károsító hatása is van. Felhalmozódása folyamán általános tünetei a fáradtság, ingerlékenység, szomjúságérzet fokozódása [4].
12
4.3.3. Réz Egy felnőtt szervezetben körülbelül 100 mg réz van, a szervezet egészséges működésének fenntartásához napi 2-3 mg rézre van szükség. A réz a szuperoxid- dizmutáz kofaktora a vörös vérsejtekben, így jelentős szerepet játszik a vérképzésben, valamint a szabályozás, a sejtlégzés és az enzimháztartás folyamatában is. Az ivóvíz megemelkedett réztartalma veszélyes lehet az egészségre. A rézmérgezés hemolitikus anémiát, hányást és hasmenést okozhat. A Wilsonbetegség a rézmérgezés specifikus tünetei mellett, együtt jár a máj, a vese és a központi idegrendszer rendellenességeivel [2].
4.3.4. Cink Szervezetünkben körülbelül 2-3 g cink van. A szervezet egészséges működésének fenntartásához napi 10-15 mg cinkre van szükségünk. A cink létfontosságú szerepet tölt be a vércukorszint-szabályozásban,
ellenőrzi
és
szabályozza
az
anyagcsere-folyamatokat.
Metalloenzimek szerkezeti elemeként részt vesz a nukleinsavak és a fehérjék szintézisében, ezáltal
a
növekedésben,
sebgyógyulásban,
valamint
az
inzulin
térszerkezetének
kialakításában. Megfelelő mennyiségben a természetes növekedés, a nemi fejlődés és a szaporodás folyamataihoz szükséges. Cinkhiány esetén csökken a szervezet ellenálló képessége, fokozott fáradékonyság lép fel. Serdülőkorban a reprodukciós szervekben okozhat fejlődési zavarokat. A cinkhiány elhúzódó sebgyógyulást, csökkent étvágyat, romló ízérzést, hasmenést, valamint bőrgyulladást okozhat [4]. A cinkmérgezés levertséget, hidegrázást, köhögést, ízületi fájdalmakkal járó tüneteket okoz. Az ólom- és kadmium szennyezésnek kitett emberek számára különösen fontos a szervezet megfelelő cinkellátottsága, ugyanis segítségével csökkenthető az említett fémek toxicitása [4].
4.4.
Környezetünk nehézfémszennyezése
4.4.1. A nehézfémszennyezés fő forrásai Nehézfémek igen változatos módon kerülhetnek a levegőbe, természetes vizekbe, iszapba és a talajba. Az ólomszennyezés forrásai általában az ólomtartalmú üzemanyagok elégetése, a fémkohók és ólomfeldolgozó üzemek, a petrolkémiai ipar, a szénégetés, az ólomtartalmú 13
hulladékok, a Pb-akkumulátorok és elemek, szennyvíziszapok valamint a Pb-tartalmú peszticidek lehetnek [14]. Korábban vízvezetékeket is készítettek ólomból és a benzin adalékanyagaként (kopogásgátlóként ólom-tetraetil) is használták. A kadmium felhasználása igen szerteágazó: az iparban festékpigmentekben, műanyagokban, ötvözetekben, bányászatban, kerámiagyártásban és az ezüst-kadmium elemekben használják [15]. A rézszennyezés forrásai: fémek bevonásával és galvanizálással foglalkozó üzemek, bányászat, réztartalmú permetező- és fertőtlenítőszerek, papír- és kőolaj-feldolgozó ipar [16]. Nagyobb mennyiségű cink a felületkezeléssel foglalkozó és galvanizáló üzemekből, cink-mangán elemekből, textil- és bőrfeldolgozásból, autó- és repülőgyártásból kerül a környezetbe [17].
4.4.2. Műtrágyák, irtószerek A N- és P-műtrágyák Cd2+ tartalma jelentős, akár 100 mg/kg is lehet, de más nehézfémeket is tartalmazhatnak [18]. Mivel előállításuk nyersfoszfátokból savas feltárással történik, így szabad savtartalmuk révén csökkentik a talaj pH-ját, ezzel pedig a nehézfémek oldhatóbbá válását [19]. A 60-as évek előtt a növényvédelemben jellemző volt az As, Pb, Hg, Cu, Zn tartalmú peszticidek használata [7]. Ma már tilos alkalmazni As, Pb és Hg tartalmú növényvédő szereket, azonban Zn és Cu tartalmú fungicidek, rágcsálóirtószerek ma is forgalomban vannak.
4.4.3. Ipari szennyvíz, közlekedés Az ipari szennyvizek és szennyvíziszapok is potenciális veszélyforrást jelentenek [20]. A kommunális szennyvízbe, ill. élővizekbe kerülve, azok fémion tartalmát veszélyes szintre emelhetik. A szennyvíziszapot időnként szerves trágyaként használják fel, így a nehézfémek visszakerülnek a talajba, onnan az élő vizekbe, ill. felszívódás útján a növényekbe. Az iszapban kelátok és komplexek formájában vannak jelen, melyek segítségével nő a fémek oldhatósága, és mikrobiológiai detoxikációja lassul [21]. Az ipari tevékenység, a bányák és meddőhányók, a nehézfém tartalmú hulladékok illegális lerakása, valamint a közlekedés nehézfém emissziója is jelentős szennyező forrás. A füstgázokkal a környezetbe kerülő, és a talajra kiülepedve szennyezést okozó fémek Pb, As, Cu, Cd, Zn, Cr, Ni. Ezek egy része a talaj részecskéihez kötődik, így nehezebben mobilizálható. A talaj savanyodása (esők, műtrágyák) hatására azonban újra oldhatóvá válhatnak. A közlekedésben résztvevő járművek is 14
szennyező források. Az akkumulátorokból (benzinből) ólom, a fékbetétek és a súrlódó felületek kopásából cink és réz, a gumiköpenyek porladásából, és egyes fém alkatrészek kopásából kadmium kerül a porba, amely a levegőből az út mellett ülepszik ki [7]. A környezetbe különböző módon kikerülő nehézfémek eltávolítása fontos környezetvédelmi és gazdasági szempontból is. A nehézfémek értékesek, így visszanyerésük és újbóli felhasználásuk jelentős gazdasági haszonnal jár. A fejlett ipari és mezőgazdasági technológiák alkalmazása során elkerülhetetlen a vegyi anyagok, így a nehézfémek felhasználása. A különböző vegyszerek felhasználásának mára nemcsak előnyeit, hanem egyre fokozottabban jelentkező hátrányait is tapasztalhatjuk [1].
4.4.4. A környezet nehézfémszennyezésének határértékei Magyarországon a nehézfémek felszíni és felszín alatti vizekben megengedett határértékeit a 6/2009 KvVM-EüM-FVM együttes rendelet, a földtani közeg és a felszín alatti víz szennyezéssel szembeni védelméhez szükséges határértékekről és a szennyezések méréséről, a 219/2004. Kormányrendelet, a felszín alatti vizek védelméről és a 201/2001 Kormányrendelet az ivóvíz minőségéről és az ellenőrzés rendjéről, szabályozza. Az ivóvíz maximum 10 µg/dm3 ólmot, 5 µg/dm3 kadmiumot, 2 mg/dm3 rezet (MSZ 201/2001.) és 5 mg/dm3 cinket (WHO) tartalmazhat.
4.5. A nehézfémek eltávolításának alapvető lehetőségei 4.5.1. A szennyvíz összetétele, típusai A csatornahálózatba bevezetett szennyvizek eredet szerint lehetnek háztartási szennyvizek és ipari szennyvizek. Ipari szennyvizeket nem lehet korlátozás nélkül a közcsatornába vezetni. Olyan mértékű előtisztítást kell az üzemeknek végrehajtani, hogy a csatornába bocsátott szennyvíz minősége kielégítse a vonatkozó jogszabályi határértékeket. A nagyobb, regionális telepek sokszor tisztított ipari szennyvizeket is fogadnak. Az ilyen telepeken keletkezett szennyvíziszapok jelentős mennyiségű toxikus anyagot, nehézfémet is tartalmazhatnak, ami határt szab a hasznosíthatóságuknak (pl. mezőgazdasági földeken való felhasználás). A szennyvíziszap a mesterséges tisztítás kiküszöbölhetetlen mellékterméke, legnagyobb részét a biológiai tisztításkor keletkező élő- és elhalt mikroorganizmusok tömege adja, melyet az utóülepítőkből távolítanak el. Kisebb része a mechanikai tisztítási fokozatban, az előülepítő(k) fenekén összegyülemlő ún. nyersiszap [22]. Az ipari szennyvizek 15
tisztításával egyenértékű feladat a szennyvíztisztítás során keletkezett iszapok kezelése, elhelyezése, esetleges újrahasznosítása. A toxikus nehézfémek, szintetikus mosószerek, kórokozó mikroorganizmusok, szerves
mikroszennyezők
állandó
összetevői
a
szennyvizeknek.
A
lakossági
vegyszerfelhasználásból eredő nehezen lebomló, toxikus szennyezőanyagok gátolják a szennyvizek biológiai tisztítását. A természetes vizekbe kerülve megakadályozzák a természetes öntisztulási folyamatokat (a mikroorganizmusokra mérgezők), másrészt károsíthatják az élővilágot. Amennyiben (előtisztított) ipari szennyvizek is kerülnek a szennyvíztelepekre, sokféle káros vagy mérgező vegyület fordulhat még elő, iparágtól függően [23].
4.5.2. A fémek által okozott vízminőségi problémák A vízminőségi problémák egyik legfontosabb kérdése a mérgező fémtartalom mennyisége és minősége. A szennyvíz általában alacsony koncentrációban tartalmazza a fémszennyezéseket, amelyek a biológiai folyamatokban megkötődnek és a termelődött biomasszában lényegesen nagyobb koncentrációban fordulnak elő. A tápláléklánc végén lévő élőlényekben a bioakkumuláció révén nagy dózisú fém halmozódhat fel. A fémek meghatározhatatlan ideig megmaradnak egyik, vagy másik formában és a környezetbeli tartózkodási formák egymásba alakulása miatt bármikor megjelenhetnek a környezetre és az élőlényekre káros formában. Így végső soron a fémek a környezetre sokkal szennyezőbb hatással vannak, mint a perzisztens, vagy nehezen lebomló szerves anyagok. A fémek környezeti rendszerekben való mozgását főként az oldhatóság, ionerősség, a kémhatás és az oxidációs-redukciós viszonyok határozzák meg [24]. A fémek oldhatósága egyenesen arányos a környezeti károsítás mértékével. Az oldhatatlan fém biológiailag inaktív, így semmilyen hatással nincs a vízminőségre. A vízminőség szempontjából döntő, hogy a jelenlévő összes fémtartalom hányad része van oldható formában, és hogy az oldhatatlan részek milyen körülmények között kerülhetnek ismét oldott állapotba [25]. Szennyvizek, szennyezett vizek esetén figyelembe kell venni, hogy a fémek általában csak nyomnyi mennyiségben vannak jelen. A fémek egy része fluoriddal, hidroxiddal, szulfáttal, foszfáttal képeznek komplexeket, melyek gyakran stabil csapadékok. A természetes vizekben ezzel szemben a karbonátok dominálnak. A fémek másik csoportja pl. a Hg, Cd, Pb inkább szulfidokkal, cianidokkal, rodanidokkal képez komplexet. Ezen fémek mérgező hatása egyebek között abból adódik, hogy ezek az ionok igen erősen kötődnek 16
fémtartalmú ligandumokhoz (pl. fehérjékben a cisztein maradékhoz), s így blokkolják a létfontosságú enzimek működését. A fémek felvétele a különböző biológiai organizmusok által gyakran kelátképződés révén történik. Ez a folyamat eredményezi a vízben lévő nyomnyi mennyiségű fém beépülését a biomasszába, vagyis a fémek bioakkumulációját. Az ipari szennyező anyagokat tartalmazó iszapokat veszélyes hulladéknak kell tekinteni, így csak külön védelemmel ellátott lerakással, vagy égetéssel lehet semlegesíteni őket.
4.5.3. Hagyományos víztisztítási technológiák A szennyvíztisztító telepekről távozó vizek számos szerves és szervetlen vegyületet tartalmaznak, amelyek toxikus hatást fejthetnek ki az élővilágra és a táplálkozás, ill. vízgazdálkodási láncon át az emberre is. Számos ilyen vegyület ismert, szakmai publikációk sokasága
foglalkozik
komplex
hatásukkal,
a
tisztítórendszerben
való
esetleges
keletkezésükkel, a tisztítórendszerre gyakorolt hatásukkal. Mind az ipari, mind a hagyományos kommunális szennyvíztisztító telepek elfolyó vizei tartalmaznak olyan anyagokat, melyek eltávolítása speciális és költséges technológiákat igényel. Speciális tisztítási igény felmerülése esetén (pl. nehézfémszennyezés) a következő kiegészítő technológiák használata terjedt el: sztrippelés (levegőztetés-illékony szennyezők eltávolítása), PAC rendszer (aktívszenes kiegészítő rendszer), zeolitos kezelés, oxidánsok redukciója, ioncsere,
kémiai
oxidáció,
extrakció,
molekulaszűrők.
Ipari
szennyvizeknél
ezek
kombinációját az adott szennyvíz jellegére, tulajdonságaira adaptálva használják. Az ipari szennyezőkre jellemző a toxikus anyagok, elsősorban nehézfémek megjelenése, melyek minden szerves rendszert károsítanak. Az érckitermelés és -dúsítás szennyvizei komplex tisztítási technológiát igényelnek. Az így keletkezett szennyezett vizeknél az alacsony pH (2,5–3,0) és a magas fémkoncentráció jellemző. A fémek eltávolítása a pH állításával, az izoelektromos ponton csapadék formájában
történő
leválasztással
ill.
fluidágyas
pelletizációval,
kristályosítás
felhasználásával lehetséges. Az ún. Pellet-reaktorban a pellet másodlagos nyersanyagként jelenik meg, így iszap sem keletkezik. A galvántechnikai üzemekben keletkező ipari szennyvizek nagy mennyiségűek és kis töménységűek (öblítőkádakból folyamatosan elfolyó vizek c = 20–100 mg/dm3) vagy kis mennyiségűek és nagy koncentrációjúak (kádürítés vizei c = 50–500 mg/dm3). Ezen ciános (lúgos) szennyvizek, valamint a krómos (savas) szennyvizek tisztításra ioncserélős megoldásokat használnak. Az ioncserélők olyan szilárd anyagok, amelyek pozitív vagy 17
negatív töltésű ionos csoportokat tartalmaznak és az azokhoz kapcsolódó, szabadon mozgó ionjaikat képesek más, azonos töltésű ellenionokkal kicserélni. A kimerült ioncserélőt regenerálni kell. A regenerálásnál kapott eluátum gyakran környezetszennyező anyag, aminek hasznosításáról vagy közömbösítéséről, ill. megfelelő elhelyezéséről gondoskodni kell [25]. A szervetlen ásványi festékek előállításakor a szennyvíz a terméktől függően különböző nehézfémeket, savakat, nehézfém-és egyéb sókat tartalmaz. A membrántechnika a sósvizek kezelése mellett fémionok leválasztását is lehetővé teszi megfelelő membránanyag felhasználása esetén. A szappangyártási szennyvizek általában magas hőmérsékletűek és magas bennük a cinksók koncentrációja. A fizikai-kémiai eljárások közül az adszorpció, a fordított ozmózis és az ioncsere játszik fontos szerepet [26]. Általánosságban elmondható, hogy a legnagyobb gondot a nagy térfogatú és kis fémion koncentrációjú (1-100 mg/dm3) szennyezett vizek tisztítása jelenti, mert ezek kezelése az említett módszerek egy részével nem valósítható meg (csapadékképzés, extrakció), más részük pedig igen költséges és nehezen kivitelezhető (fordított ozmózis, membránszűrés, ioncserélő gyanták) [27]. Hátrányos lehet egyes módszereknél a hosszú reakcióidő és másodlagos szennyező metabolitok keletkezése is [28]. Ez az oka annak, hogy az utóbbi két évtizedben alternatív technológiák kifejlesztése került előtérbe [24].
4.6. Mikoroorganizmusok felhasználása a nehézfémek eltávolításában Az új technológiák keresése közben egyre nő az igény környezetkímélő és költséghatékony, ún. „zöld” technológiai eljárások kidolgozására [2]. Így került előtérbe a bioszorbensek alkalmazásának lehetősége a nehézfémszennyezések mérséklésére [27]. Mezőgazdasági hulladékok, ipari melléktermékek, élő és elhalt mikroorganizmusok bioszorbens anyagként való alkalmazhatóságát vizsgálták. Számos mikroorganizmus képes megkötni és a szervezetében nagy mennyiségű toxikus fémet akkumulálni, életfolyamataiban felhasználni vagy a sejtfelszínen adszorbeálni, így élő vagy élettelen mikroorganizmusok használhatók nehézfémek eltávolítására szennyezett vízből. A legtöbb biomassza képes költséghatékony módon egyesíteni az ioncserélő gyanták és az aktív szén előnyös tulajdonságait az ipari alkalmazásokban. A folyamat általában nem metabolizmus függő, gyors és reverzibilissé tehető. A vizsgált mikroorganizmusok nagyrészt a baktériumok, élesztő- és fonalas gombák, valamint a kék- és zöldalgák köréből kerülnek ki, amelyeket az
18
egész világon nagy mennyiségben állítanak elő, így könnyen elérhatő alternatívát jelentenek [29].
4.7. A bioszorpció során lejátszódó folyamatok Az oldatban lévő fémionok eltávolítására eltávoítása különböző biológiai folyamatok révén mehet végbe [29] [30]: -
bioszorpció
-
bioakkumuláció
-
fémek kémiai átalakulása
Környezetvédelmi szempontból a bioszorpciós és a bioakkumulációs képesség bír nagyobb jelentőséggel. Szinte minden mikroorganizmus jellemezhető ezen tulajdonságok alapján. Csak néhány mikroorganizmus képes a fémek kémiai átalakítására. Az alábbiakban így az első két folyamatot jellemzem: Bioszorpció: A toxikus fémek vagy más szennyező anyagok élő vagy élettelen biomassza felületéhez való kötődése passzív, metabolizmustól független módon történik. A leggyorsabb folyamat az említettek közül, így szerepe is a legfontosabb a szorpciós folyamatban. A sejtfelszínt alkotó biopolimerekhez való reverzibilis kötődés fizikai adszorpción, ioncserén, kelát- és komplexépződésen alapulhat [14]. Bioakkumuláció: A toxikus fémek vagy más szennyező anyagok aktív felvétele élő sejtekbe. Ez egy energia befektetéssel járó, lassú, aktív folyamat. Mértéke és sebessége általában függ attól, hogy a sejtek milyen fejlődési stádiumban vannak. Az élő mikroorganizmusok szorpciója sok esetben két szakaszból áll, egy gyors bioszorpciós lépésből, ami az első 5-10 percben lejátszódik, majd ezt követi egy lassú bioakkumulációs lépés, ami akár órákig is elhúzódhat és irreverzibilis is lehet [14].
4.7.1. A mikroorganizmusok sejtfelszínének jellemzése A mikroorganizmusok sejtfala poliszaharidokat, lipideket és fehérjéket tartalmaz. A sejtek felszínének töltése a pH függvényében változik. Megfigyelhető, hogy a sejtfelszín negatívvá válásával, (általában pH 3 fölött) a pozitív töltésű fémionok adszorpciójának mértéke növekszik [31], [32]. Ez a különböző sejtfelszíni csoportok változó töltéseinek negatív töltésűvé válásával is magyarázható [33]. A baktériumok, gombák és algák sejtjeinek felszíne negatívan töltött csoportokat tartalmaz, pl. karboxil-, foszfát-, hidroxil-, tiol-, szulfonát- imidazol- és amino-csoportokat [34, 35], [36]. Fourier-transzformációs infravörös 19
spektroszkópiás (FT-IR) elemzéssel és potenciometriás titrálással 3 csoport jelenlétét igazolták a sejtek felszínén, spektrumuk ill. pKa értékük alapján: pH 2-5 között a karboxilcsoport, pH 5-9 között a karboxil- és a foszfát-csoport, pH 9-12 között a karboxil-, foszfát- és hidroxil- vagy amincsoportok alakítják ki főként a sejtfelszín töltését. Az általánosan vizsgált pH tartományban (pH 4-7), a nehézfémek megkötése szempontjából, valószínűleg a legfontosabb a karboxil-csoportok szerepe, a foszfát és más csoportok kisebb jelentőségűek [15]. A Spirulina sejteknél a karboxil- és foszfát-csoportok blokkolása a bioszorpciós kapacitás kb. 60%-os, a hidroxil-csoportoké kb.16%-os csökkenését erdményezi [37]. A Datura innoxia (növény) sejtjeinek esetében a Cu2+, Sr2+ és Cd2+ adszorpciós kapacitás 40%kal csökkent a karboxil-csoportok blokkolásával [36].
4.7.2. A bioszorpció feltételezett mechanizmusai 4.7.2.1. Fizikai adszorpció Kuyucak és Volensky feltételezték, hogy az urán-, kadmium-, cink-, réz- és kobaltionok bioszorpciója az algák, gombák és élesztők élettelen sejtjein fizikai, a sejtfal és az oldatban lévő ionok közötti elektrosztatikus kölcsönhatáson alapul [38]. Elektrosztatikus kölcsönhatással jellemezhető a Zoogloea ramigera baktérium és a Chlorella vulgaris réz adszorpciója Aksu és mtsai szerint is [39]. Az újabb kutatások szerint - legalábbis az algasejtekre vonatkozóan - a fizikai adszorpció részesedése a folyamatban nem jelentős [28]. Chojnacka 2005 és mtsai az algasejtek felületét, metilénkék segítségével határozták meg. Vizsgálataik alapján, a Spirulina sejtek fizikai kötődéssel a teljes adszorbeált krómmennyiség max. 3,7%-át lennének képesek adszorbeálni [37].
4.7.2.2. Ioncsere A természetes poliszaharidok ioncserélő kapacitása igazolt, a nehézfémek bioszorpciója gyakran erre a kemiszorpciós folyamatra vezethető vissza. Az ioncsere terminus nem tisztázza egyértelműen nehézfémek felvételének mechanizmusát, a kötés erőssége a van der Waals erőktől az ionos kötésig terjedhet [15]. A tengeri algákban lévő alginát általában tartalmaz Na+, K+, Ca2+, vagy Mg2+-ionokat. Ezek az ionok kicserélődhetnek a szennyezett vizek toxicitását okozó nehézfém ionokra. Multielemes vizsgálatok segítségével bizonyítható, hogy ezek az ionok megjelennek az oldatban a nehézfém adszorpció lejátszódása során. Az oldat nehézfém ion tartalmának megkötődése a sejt felszínén szintén bizonyított [31, 32]. Sok esetben a nehézfémek megkötődése során az oldat 20
kémhatásának csökkenése tapasztalható, ami a fémionok protonokkal való kicserélődésével magyarázható [40]. Chojnacka és mtsai különböző morfolólógiájú Spirulina sejtek esetében vizsgálták az ioncserekapacitás szerepét a bioszorpció folyamatában. Számításaik szerint a liofilizált sejtek pH 7-es értéken 7,45 mekv/g bioszorpció számára elérhető funkciós csoportot tartalmaznak, így elméletileg 420 mg/g Cd2+ és 240 mg/g Cu2+ felvételére lennének képesek [37]. Bár ennek csak egy részét tudják a valóságban felvenni, az algasejtek egy gyenge savas ioncserélő sajátságaival rendelkeznek. Ebben az esetben a nehézfémek bioszorpciójának elsődleges mechanizmusa az ioncsere [15, 37]. 4.7.2.3. Komplexképzés Az ioncsere mellett más folyamatok is szerepet játszhatnak. A Pseudomonas syringae kelátkomplexek formájában köti meg a Ca2+, Mg2+, Cd2+, Zn2+, Cu2+ és Hg2+-ionokat a sejtfal felszíni szulfhidril-, acetát-, adenozin-monofoszfát, cisztein- és imidazol-csoportjainak segítségével [41]. A Chlorella algasejtek réz szorpciójának hátterében koordinációs kötések kialakulása is állhat a rézionok és a sejtfal poliszacharidjainak karboxil- ill. aminocsoportjai között [42]. XAFS (röntgen abszorpciós spektroszkópia) elemzések alapján, Cu-ionok hatására a Spirulina sejtek felületén is létrejöhetnek Cu-karboxil kelátkomplexek [32, 43]. 4.7.2.4. Kicsapódás Néhány Arthrobacter és Pseudomonas baktériumfaj fémek kicsapására is képes. Ennek hátterében valószínűleg az áll, hogy a fémek kémiai reakcióba lépnek a sejtek által termelt vegyületekkel [44]. Egyes Pseudomonas fajok képesek alginát termelésre rézzel szennyezett vizekben, valószínűleg a sejt környezetében lévő fémion koncentráció csökkentése érdekében [45]. A folyamatok leírása során nem törekedtem a teljes bioszorpciós irodalom áttekintésére. Az általánosan előforduló folyamatokat emeltem ki, különösen azon biszorbensek esetében, amelyek vizsgálataink tárgyát képezték.
4.8. Az élő és élettelen sejteket alkalmazó módszerek előnyei és hátrányai A szakirodalomban nincs egyértelmű állásfoglalás arról, hogy az élő vagy az élettelen sejteket alkalmazó rendszerek használata az előnyösebb. Az élő sejtek által végzett nehézfém felvétel feltétele, a mikroorganizmus életfeltételeinek működése. Ez sok esetben nehézkes, mert a szennyezett vizek, nem minden esetben tartalmaznak elegendő és megfelelő 21
tápanyagot. A nehézfém tartalom, kémhatás és extrém hőmérsékleti viszonyok toxikusak is lehetnek, ill. megakadályozhatják a mikroorganizmusok szaporodását. Ennek ellenére számos élő sejteket alkalmazó módszert írtak le [46, 47]. Mivel a bioszorpció élettelen biomasszán is lejátszódik, így az felhasználási lehetőségek meglehetősen tág határok között mozognak. A baktériumok által, a sejt életműködéseinek és szaporodásának lényeges megzavarása nélkül elviselt nehézfém koncentrációk meglehetősen magasak. A Pseudomonas sejtek minimális gátló koncentráció (MIC) értékei ólomionok jelenlétében 400-3000 mg/dm3 [48], kadmiumionokat tartalmazó oldatokban 600-700 mg/dm3[49], rézionok jelenlétében pedig 200-250 mg/dm3 [50]. A P. fluorescens esetében a MIC értékek hasonlóak. Az E.colinál alacsonyabb a tűréshatár, Cd-ionok jelenléte már 50 mg/dm3 koncentrációban gátolja a szaporodásukat [51]. Így a baktériumok esetében érdemes megvizsgálni az élő és élettelen sejtek által adszorbeált nehézfémmennyiséget, mert a körülmények mindkét forma felhasználását indokolttá tehetik. A magas MIC értékek pedig az élő sejtek alkalmazását is lehetővé teszik. Az algasejtek érzékenyebbek a nehézfém szennyezésekre. A kadmiumionok már 30 3
mg/dm koncentráció fölött gátolják a Spirulina sejtek szaporodását, de a sejtkárosodás már 8 mg/dm3 fölött kimutatható [30]. Számos algánál az ólomionok hatása hasonló, 1-25 mg/dm3es koncentráció már az algasejtek felét elpusztítja [52]. A Chlorella sejtek tűréshatára 1 mg/dm3 alatt van rézionok, és 3 mg/dm3 alatt cinkionok esetében [53]. Az algasejtek esetében az élő sejtek és az élettelen biomassza által adszorbeált fémmennyiségek általában hasonlóak [32]. Egyes esetekben az élettelen sejtek által felvett nehézfémmennyiség magasabb és a folyamat is gyorsabb [33, 37]. A hővel elölt C. vulgaris sejtek 70%-kal több rézion felvételére képesek, mint az élő sejtek azonos körülmények között [54]. Az élő algasejtek felhasználása tehát a technológia gondos megtervezését igényli és ennek hasznosságát a felvett mennyiségek nem minden esetben támasztják alá.
4.9. A sejtek felületének kezelése A mikroorganizmusok nehézfémfelvevő képessége a sejtek felületének módosításával befolyásolható. A felületkezelés történhet lúggal, savval, alkohollal. Az élettelen sejtek lúgos hidrolízise az adszorbeált mennyiség növekedését eredményezi több mikroorganizmusnál. Spirulina platensis sejtek NaOH-oldattal való kezelése kb. 10% emelkedést eredményezett az adszorbeált Cu- és Cd-ionok mennyiségében [32]. A Saccharomyces sejtek által adszorbeált rézionok mennyisége kb. háromszorosára emelkedik NaOH és 1,5-szeresére etanollal való 22
kezelés hatására [55]. A Phanerochaete crysosporium által adszorbeált ólommennyiség etanolos kezelés hatására emelkedett [56]. A felvett higany- és kadmiumionok mennyiségét a NaOH-os kezelés és a hővel való inaktiválás is emelte [57]. Mehta és mtsi a Chlorella vulgaris Cu és Ni-ionok adszorpcióját vizsgálták különböző felületmódosító vegyületek hatására. Szervetlen savak (0,1 mM HCl és HNO3) növelték az adszorpciós kapacitást, valószínűleg a sejtfelszíni negatív töltés növelésével. A lúgos kezelés (0,1 M NaOH) növelte a rézadszorpció hatékonyságát, de a felvett nikkel mennyisége nem változott, így valószínűleg eltérő mechanizmus áll a háttérben. Az adszorpciós kapacitást a metanolos és ecetsavas kezelés is csökkentette, melynek oka valószínűleg a vízben oldhatatlan sejtfelszíni lipidrészek eltávolítása, amelyek szintén fontosak lehetnek a fémek megkötésében [54].
4.10. A bioszorpciós folyamatok kinetikai jellemzése A bioszorpciós folyamatok percek alatt lejátszódnak. Baktériumok esetében a legtöbb esetben az első 5-10 percben adszorbeálódik a fémionok nagy része. Gombák és algák esetében is 30 perc után a felvett mennyiség változatlan. A bioszorpció mechanizmusának és sebesség-meghatározó lépéseinek vizsgálata céljából kinetikai modellek használhatók a kísérleti adatok ellenőrzésére. Biomasszaként sejtszuszpenziót felhasználó, jól kevertetett „batch” rendszerben, a sejtfal összes kötőhelye rendelkezésre áll a fémionok számára, így a külső filmben történő diffúzió hatása a bioszorpció sebességére feltételezhetően nem szignifikáns. Ebben az esetben pszeudo-elsőrendű és pszeudo-másodrendű kinetikai egyenleteket magukban foglaló kinetikai modellek használhatók, feltételezve, hogy a mért koncentrációk megegyeznek a sejtfelületi koncentrációkkal. Néhány esetben a kiindulási koncentrációtól független nulladrendű kinetikai modell alkalmazása is indokolt lehet. A Lagergren nevéhez fűzhető elsőrendű sebességi egyenlet a következőképpen fejezhető ki:
dq k1,ad (qe q) , vagyis q qe 1 exp k1,adt dt
(1)
q e : a bioszorbensen adszorbeált fémionmennyiség az egyensúlyban ( mg g ) q : a bioszorbensen adszorbeált fémionmennyiség adott t időben ( mg g )
k1,ad : az elsőrendű bioszorpciós folyamat sebességi állandója ( 1 min ) A modell alkalmazásához szükségünk van a q e ismeretére. Ha q e értéke ismeretlen, és az adszorpció lassú, az adszorbeált mennyiség szignifikánsan kisebb, mint az egyensúlyi mennyiség. A legtöbb esetben az elsőrendű Lagergren-egyenlet nem használható jól a 23
kontaktidő teljes tartományára, általánosan csak a szorpciós folyamat kezdeti időtartamára alkalmazható. A pszeudo-másodrendű egyenlet is a szilárd fázis szorpciós kapacitásán alapszik. Ellentétben a pszeudo-elsőrendű kinetikai modellel, ez megjósolja a szorpciós viselkedést a szorpció teljes tartományában. Ha a szorpció sebessége másodrendű mechanizmus szerint változik, a pszeudo-másodrendű szorpció kinetikai sebességi egyenlete a következőképpen fejezhető ki:
k q 2t dq k 2,ad (qe q) 2 vagyis q 2,ad e 1 k 2,ad qe t dt
(2)
k 2,ad : a másodrendű bioszorpciós folyamat sebességi állandója ( g / mg min ) A mért adatokból számolt értékekre egyes esetekben mindkét modell jól illeszkedik, de a legtöbb esetben a pszedo-másodrendű modell szorosabb illeszkedést mutat [40].
4.11. Az adszorpciós egyensúly leírása. Adszorpciós izotermák Az oldatból történő adszorpciót befolyásolja az adszorbens és adszorbeátum mennyiségi aránya. Adott térfogatú és koncentrációjú oldatban egységnyi tömegű adszorbens által megkötött oldott anyag mennyisége, - tehát a fajlagos adszorbeált mennyiség csökken az adszorbens tömegének növekedésével (Kroeker-összefüggés). Az oldat és szilárd adszorbens érintkezése esetén, kellően hosszú idő után beáll az adszorpciós egyensúly. Az egyensúly eléréséhez szükséges idő függ az adszorbens és az adszorptívum minőségétől és az adszorbens szerkezetétől. Az egyensúly beállása után az adszorbens elkülöníthető az oldattól, majd megfelelően választott módszerrel mérhető az oldat egyensúlyi koncentrációja. Állandó hőmérsékleten ez az egyensúly leírható adszorpciós izotermákkal, ami az adszorbeált anyag mennyiségét az adszorptívum folyadékfázisbeli koncentrációjának függvényében fejezi ki. Adott adszorbens-adszorptívum párra az adszorbens felületén adszorbeálódott mennyiség függ a hőmérséklettől és a koncentrációtól. A mérési folyamat alatt a hőmérsékletet állandó értéken tartva adszorpciós izotermák határozhatóak meg. Különböző adszorpciós folyamatok jellemzésére több izoterma modell használható. E makroszkópikus modellek használatához nem szükséges feltétlenül az adszorpciós mechanizmus megértése. A modellek illeszkedése így nem jelenti feltétlenül, hogy megértettük a folyamatot [40].
24
Híg oldatból történő adszorpció esetén, ha az oldott anyag nagyon jól adszorbeálódik az oldószerhez képest (ezért az oldószer adszorpciója elhanyagolható), a kísérletileg meghatározott izotermák a Freundlich-típusú vagy a Langmuir- izotermákhoz hasonlítanak.
4.11.1. Freundlich izoterma modell Freundlich izoterma egyenlete egy empírikus összefüggés. A modell monomolekulás borítottságot és heterogén adszorbens felszínt feltételez. Freundlich egyenlete [27]: 1
qe K F Ce n
(3)
Ce : az oldat egyensúlyi koncentrációja ( mol dm3 vagy mmol dm3 )
q e : fajlagos adszorbeált mennyiség ( mg g )
K F és n : a Freundlich-állandók, amelyek az adszorpciós rendszert jellemzik, az adszorpciós kapacitás és intenzitás vonatkozásában a vizsgált adszorbens-adszorptívum párra, adott hőmérsékleten.
7. ábra A Freundlich-típusú izoterma
4.11.2. Langmuir-izoterma modell A Langmuir-izoterma egy elméleti alapon nyugvó összefüggés, melyet elsősorban reverzibilis egyrétegű adszorpciónál alkalmaznak. Langmuir-izotermával írható le az adszorpciós folyamat, ha az adszorbens felülete homogén, azonos erősségű adszorpciós centrumokkal rendelkezik és az adszorbeált molekulák közötti kölcsönhatás elhanyagolható. A Langmuir-izoterma modell feltételezi, hogy az adszorpció sebessége arányos a szabad kötőhelyek számával, a deszorpció sebessége pedig a borítottsággal. Mivel a megkötő felület véges, így az adszorpcióra alkalmas pontok száma is adott, ezért a megkötődő anyag anyagmennyisége egy telítési értékhez közelít a folyamat előrehaladása során. Amennyiben a 25
koncentráció emelkedésének függvényében ábrázoljuk a telítési határértéket, úgy a megkötött anyag anyagmennyisége hiperbolikusan közelít a telítési értékhez. Mivel a felületi megkötésre alkalmas helyek száma adott, így az adszorptívum koncentrációjának növekedésével exponenciálisan fogynak a rendelkezésre álló kötőhelyek. Az adszorpció általában exoterm folyamat, így a görbe meredeksége és a telítési érték a hőmérséklet emelésével csökkenő tendenciát mutat.
8.ábra A Langmuir-típusú izoterma
A Langmuir-izoterma egy lineáris szakasszal kezdődik, mely növekvő koncentrációnál az abszcissza felé hajlik, majd átmegy az abszcisszával párhuzamos egyenesbe, ami a telítési érték elérését jelzi. Nagy koncentrációnál az egyenlet alkalmazása nem jogos, mert az aktivitás ilyen esetben nem helyettesíthető a koncentráció értékével. Langmuir izoterma egyenlete [27]:
qe
qmax K L Ce 1 K L Ce
(4)
qmax : a teljes monomolekulás borítottságnak megfelelő fajlagos adszorbeált mennyiség ( mg g )
Ce : az oldat egyensúlyi koncentrációja ( mol dm3 vagy mmol dm3 )
q e : fajlagosan adszorbeált mennyiség ( mg g )
KL : egyensúlyi adszorpciós állandó, Langmuir-állandó ( dm3 mg ) Ez egy empirikus és formális megközelítés, ennek ellenére sok esetben jól alkalmazható, sőt qmax – kellő óvatossággal – a fajlagos felület becslésére is felhasználható. A b paraméter értékéből számítható az un. szeparációs faktor:
RL
1 1 bCi
(5)
26
amely segítségével kifejezhető, hogy az adszorpciós folyamat összhangban áll-e a Langmuirtípusú adszorpciós modellel. Az RL dimenzió nélküli állandó. Ha RL ˃ 1, akkor az e modell alkalmazása kedvezőtlen, ha az összefüggés lineáris, akkor RL = 1. Kedvező esetben 0 ˂ RL ˂ 1, ha RL = 0, akkor a folyamat visszafordíthatatlan [58]. A b állandó értékéből a szabadentalpia-változás (ΔG) is megadható. Ha ΔG ˂ 0, akkor a folyamat önként lejátszódik [58]. Híg oldatok esetén a fajlagosan adszorbeált anyagmennyiség kifejezhető a következő összefüggéssel:
qe
v (C0 Ce ) m
(6)
C 0 : az oldott anyag koncentrációja az adszorpció előtt ( mg dm3 ) 3 Ce : az oldott anyag koncentrációja az adszorpció után ( mg dm )
v : az oldat térfogata ( dm3 ) m : az adszorbens tömege ( g )
4.11.3. Dubinin-Radushkevich-izoterma modell Dubinin-Radushkevich-izoterma
egyenlete
alkalmas
az
adszorbens
porózus
szerkezetének leírására és a folyamat energetikai jellemzésére. Az egyenlet a következő:
q qmax exp(B 2 )
(7)
qmax: a monomolekuláris borítottságot jellemzi (mol/g) B: a szorpció energiáját leíró konstans (mol2/kJ2)
ɛ: a Polányi-potenciál, ami kifejezhető:
RT ln(1
1 ) cf
(8)
formában. R a gázállandó (8,314 J/mol K), T az abszolút hőmérséklet (K). Általánosabb leírásra alkalmas, nem számol homogén felülettel és állandó szorpciós potenciállal, mint a Langmuir-izoterma. Gyakran a közepes bioszorpciós energia kiszámítására használatos, annak eldöntésére, hogy a bioszorpciós folyamat kémiai vagy fizikai jellegű. Az energia a következő módon számolható:
E
1 2B
(9)
27
8 és 16 közötti energiaértékek kémiai jellegű ioncsere folyamatra, míg 8 alatti értékek fizikai kötődésre utalnak [58], [59].
4.12. A mikroorganizmusok immobilizálásának lehetőségei Számos vizsgált és hatékony módszer ellenére, a mikroorganizmus szuszpenziók felhasználása a szennyezett vizek tisztításában technológiai nehézségekbe ütközik. Viszonylag nehezen nedvesednek és keverednek a vízzel, de a legnagyobb problémát a szennyezett élő, vagy élettelen mikroorganizmusok tömege jelenti. Eltávolításuk az adszorpció után a már ismertetett technológiákkal időigényes és nem költséghatékony. A megfelelő hordozó megtalálása ezért kulcsfontosságú [60]. Az immobilizálás, a sejtek megkötődésének vagy bezárásának különböző formáit összefoglaló fogalom. A mikroorganizmusok sejtjeinek felületi rögzítését valamilyen hordozón, polimerekbe zárását vagy keresztkötését különböző vegyületekkel jelenti. Az immobilizálás számos előnnyel jár; védi a rögzített sejteket a külső behatásoktól, valamint megakadályozza eltávozásukat a reakciótérből, hatékonyabban regenerálhatóvá teszi a biomasszát, kisebb a fertőzés veszélye és könnyebben használhatók újra, jobban tárolhatók [14]. Többnyire élettelen sejteket immobilizálnak, mert a mátrix lehet toxikus a mikroorganizmusokra [61], ill. az immobilizálás folyamata olyan lépéseket tartalmaz, amelyek a sejtek pusztulását okozzák [62]. Körültekintő módon élő sejtek immobilizálása is lehetséges és indokolt lehet [58]. A jó hordozó nem toxikus, nem szennyező, jó minőségű, hosszú élettartamú, többször felhasználható, nem drága, élő sejtek esetében biztosítja a sejtaktivitást és a denzitást [63]. Az immobilizáláshoz általánosan használt természetes polimerek: agar, agaróz, alginát, karragenan, cellulóz, kollagén. Immobilizálási stratégiák: felületi adszorpció, bezárás: encapsulation, entrapment, keresztkötés, biofilm képzés, aggregátum képzés, flokkuláció, hordozóhoz
kötés
(ionos,
kovalens).
A
leggyakrabban
használt
módszer
a
mikrooorganizmusok sejtjeinek polimer mátrixban történő rögzítése [47]. A természetes polimerek közül leginkább az alginátot és a karragént használják [8, 64]. Több szerző ígéretesnek tartja a kitozán felhasználását [47, 60]. Általában a mikroorganizmus szuszpenziót a természetes polimer monomerjeivel keverik össze, majd a monomereket fizikai, vagy kémiai kezeléssel kapcsolják össze. A gélformájú polimert feldarabolják, majd megszilárdítják [8]. 28
4.12.1. Az alginát jellemzése Az alginát (más néven algin, alginsav vagy E400) a barnamoszatok sejtfalában nagy mennyiségben fordul elő. Ipari felhasználásra alginsavat általában a Macrocystis pyriferaból, Ascophyllum nodosumból vagy Laminaria fajokból állítanak elő. A VIII. Magyar Gyógyszerkönyvbe Acidum alginicum néven került. Viszkózus, anyag, mely kémialag egy lineáris kopolimer. β-D-mannuronsav és α-L-guluronsav 1-4 glikozidos észterkötéssel összekapcsolódó monomerjeiből épül fel. β-D-mannuronátból (M blokkok) és C-5-epimer-αL-guluronátból (G blokkok) álló homopolimer blokkok is találhatók benne. Ezek kovalens kötésekkel kapcsolódnak össze. A G-blokk kétértékű kationokkal (pl. Ca2+, Ba2+) stabil keresztkötéseket hoz létre, ennek köszönhető, hogy immobilizáláshoz használni tudjuk. Több G-blokk esetén erősebb, rigidebb gélt kapunk és kisebb pórusméreteket, több M-blokk esetén lágyabb a gél és nagyobb pórusméreteket találunk. A gélesedés nem hőmérsékletfüggő, gyorsan, egyszerűen kivitelezhető. Vízben feloldva gélt képez, amely CaCl 2-oldatban pillanatszerűen megszilárdul [65]. Számos mikroorganizmus immobilizálására sikeresen használták, úgymint szerves és szervetlen szennyezők, fémek és felületaktív anyagok eltávolítására szennyezett vizekből [8, 47, 60, 64].
4.12.2. A kitozán jellemzése Kitozánt a kitin lúgos deacetilzésével állítanak elő. A kitin a második leggyakoribb természetes polimer, megtalálható az ízeltlábúak kültakarójában, gombákban. Többnyire rákok páncéljából állítják elő. A deacetilezési fok 60-100%-ig terjedhet. Ez egy lineáris, kristályos szerkezetű biopolimer, mely számos előnyös tulajdonsággal rendelkezik: biológiailag lebontható, nem mérgező, valamint antimikrobiális hatású. Kationos polimer, Dglükóz-amin egységekből épül fel. A legtöbb savban, főleg szerves savakban oldható. A gélgyöngyök elkészítése hosszabb időt vesz igénybe, a folyamat optimalizálása bonyolultabb, mint az alginát esetében. Ecetsavval gélesíthető, többféleképpen szilárdítható: NaOH, Na4P2O7, K4P2O7 [8, 47, 66]. Jóval szűkebb körben vizsgálták, mint az alginát gélt. Főként nitrogén és foszfor eltávolítására használták [47, 66-68].
4.13. Néhány vizsgált mikroorganizmus adszorpciós kapacitásának összehasonlítása A szakirodalom számos mikroorganizmust vizsgált szabad sejtek segítségével és immobilizált formában. Az 1. táblázat tartalmazza – a teljesség igénye nélkül - néhány
29
vizsgált mikroorganizmus adszorpciós kapacitását és az optimálisnak talált kísérleti körülményeket. 1. táblázat A szakirodalom által vizsgált mikroorganizmusok adszorpciós kapacitása Fém
pH
T
Spirulina platensis Spirulina platensis Chlorella vulgaris Chlorella vulgaris P. aeruginosa
Pb Cd Zn Cu Cu Cd Cu Cu Pb
5.5 5.5 5.5 5.5 5.0 6.0 5.0 4.0 5.0
°C 25 25 25 25 25 25 25 25 25
Candida tropicalis P. chrysosporium
Zn Pb
5.2 5.0
25 25
Zn
6.0
25
Cu Cd Zn Cu
5.0 5.0 5.0 4.5
23 23 23 30
Mikroorganizmus Avena fatua
Saccharomyces cerevisiae Sargassum wightii
c0
q
mg/dm3
25 300600 300600 16-18 16-18 16-18 100
10-100 10-100 10-100 10-100 100 60 100 100 73.4
120 282
Immobiliz áló ágens Ca-alginát KitozánPEG Ca-alginát Ca-alginát
30
Ca-alginát
6.3 4.4 3.7 52.6
Ca-alginát Ca-alginát Ca-alginát -
mg/g 211 106 24 23 58 45 59 0.96 54
Hivatkozás
c bioszorb.
Areco [31]
Al-Rub [69] Aksu [70] Lin [35]
1 1 1 1 0.2 0.2 1 250 200
Ahmad [58] Arica [65]
1 200
Fang [32]
200 Lu [71]
2 2 2 2
Vijayaraghavan [72]
4.14. Néhány már létező technológia nehézfémek eltávolítására Az iparban szűk körű a bioszorbensek felhasználása. Néhány szabadalmaztatott eljárás: BIOCLAIM®: mikroorganizmusok, általában Bacillus sejtek lúgos kezelése, az adszorpciós kapacitás növelése céljából, vizes mosás, majd immobilizálás polietilénimidben és glutáraldehidben [29]. ALGASORB®: Chlorella vulgaris sejtek immobilizálása szilika- vagy akrilamid gélben. Kb. 100-szor regenerálható, de nem használható Ca- és Mg-ionok koncentrálására [14]. Bio-fix®: porózus polipropilénben immobilizált Spirulina sejtek. Savakkal több, mint 100szor regenerálható [14]. A jó koncepció ellenére, a természetes polimerek esetében további nehézségek jelentkezhetnek.
A
szennyezett
vizek
alacsony,
vagy magas
kémhatása
és/vagy
szennyezőanyag koncentrációja megbonthatja a gélt, ill. teljesen fel is oldhatja [73, 74]. Különböző mikroorganizmusok is megbonthatják a gélszerkezetet [75]. Az immobilizált részecskék felhasználhatósága függ a szennyezett víz összetételétől, kémhatásától, mennyiségétől. Ennek alapján különböző optimalizálási lépések lehetnek szükségesek.
30
A különböző módon elkészített részecskékből oszloptöltet készíthető. Segítségükkel tesztelhető a nehézfémek eltávolítása a modell szennyvizekből.
4.15. Dinamikus áramlásos mérések. Modellezési lehetőségek A szabad sejtek, vagy immobilizált biomassza szakaszos módszer, „batch” kísérletek segítségével meghatározott adszorpciós kapacitása hasznos információ a fém-bioszorbens rendszer hatékonyságával kapcsolatban, azonban közvetlenül nem használható fel áramlásos körülmények között. Az áramlásos rendszer leírására a közepes tartózkodási idő, az ezen alapuló diffúziós modell és momentum módszer alkalmas. E modellek a technológiai lépések optimalizálásánál hasznosak lehetnek. Az adszorbeált mennyiségek és az áttöréshez szükséges idő modellezéséhez, áramlásos körülmények között, leggyakrabban a Thomas-, Yoon-Nelson és a „modified doseresponse”-modellt használják [72]. Az oszlopméret, áramlási sebesség és nehézfémkoncentráció megváltoztatásával felvett áttörési görbék a következő egyenletek segítségével írhatók le. Thomas-modell:
c c0
1 1 exp(
kTH (Q0 M c0Veff )) F
(10)
kTH: a Thomas-állandó (l/mg h) Q0: a részecskéken koncentrált nehézfémmennyiség (mg/g) Veff: az oszlopon átáramló fémoldat térfogata (l) F: az áramlási sebesség (ml/min) A Thomas-modell az oszlopon történő adszorpció leírására leggyakrabban használt modell. A modell a szorpció-deszorpció Langmuir-egyensúlyi-modelljén alapul, feltételezi, hogy az axiális diszperzió nem jelentős, valamint a reakciókinetika pszeudo-másodrendű. A Yoon-Nelson-modell azon a feltételezésen alapul, hogy minden adszorbeált molekula felvételének valószínűsége arányosan csökken a már felvett adszorptívum mennyiségével és az adszorbát áttörésének valószínűségével. A modellből meghatározható az adszorbát 50%-os áttöréséhez szükséges idő. A Yoon-Nelson-modell:
exp(kYN t kYN ) c c0 1 exp(kYN t kYN )
(11)
kYN a Yoon-Nelson konstans (1/min) τ az 50%-os áttöréshez szükséges idő 31
A dose-response-modell a Thomas-modell módosított változata, ami csökkentheti a Thomas-modell eltérését a mérési adatoktól az áttörési folyamat kezdetén és végén. A „modified dose-response”-modell:
c 1 c0 1 exp(Veff / bm dr) amdr
(12)
ahol amdr és bmdr a modellből meghatározható állandók.
4.16. Műszeres mérési eljárások 4.16.1. Zéta-potenciál meghatározás A Nano Zetasizer Z készülék a zéta-potenciál mérésére és elektroforetikus mobilitás meghatározására alkalmas vizes és nem-vizes diszperziókban lézer Doppler mikroelektroforézissel segítségével. Vizes oldatban a diszpergált részecskéket egy ellentétes töltésű diffúz ionréteg veszi körül, amelynek egy része erősen kötött (ún. Stern-réteg), majd könnyebben megbontható réteg következik. A két réteget elválasztó határvonalon mérhető potenciál az ún. zéta-potenciál. (Az elektrokinetikai potenciál elnevezése kolloid oldatokban.) Ha a zéta-potenciál értéke nulla a rendszerek stabilitása lecsökken, a részecskék könnyen összetapadhatnak, koagulátumok, aggregátumok alakulhatnak ki. A vizsgálattal a sejtek izoelektromos pontja is meghatározható.
4.16.2. A fajlagosított felületi töltés (kationcsere-kapacitás) meghatározása Mütek Particle Charge Detector (PCD02) segítségével meghatározható, hogy milyen állapotokban nulla a rendszerben található részecskék nettó töltése. A módszer segítségével mérhető a kolloidok vagy komplexek töltése, így alkalmazható komplexek ellenionjaival való titrálásának végpontjelzésére. A nettó töltés nulla értéke egy töltéskompenzációs pont (CC, Charge Compensation), így a titrálásszerűen adagolt komplexképző ellenion oldat térfogatának és koncentrációjának ismeretében az áramlási potenciál előjelváltási pontjában számolható a bevitt töltésekkel ekvivalens részecsketöltés.
4.16.3. Infravörös spektroszkópia Az infravörös spektroszkópia az egyik leggyakrabban használt analitikai módszer egy adott vegyület szerkezetének azonosítására. Alkalmazható molekulák azonosítására is. A vizsgálandó minta infravörös sugárzás tartományába eső elektromágneses sugárzással történő 32
besugárzása után, a mintán áteső, vagy a mintáról visszaverődő, tehát a minta molekuláris tulajdonságai által módosított sugárzás változása mérhető. A molekulákat felépítő atomok a molekulán belül egymáshoz képest elmozdulhatnak, kötéseik mentén rezeghetnek, elfordulhatnak. A szerkezet azonosítása a rezgési állapotok megváltoztatása alapján történik. A vizsgált anyagok FT-IR spektrumai a vegyületek különböző kötéseire, atomcsoportjaira jellemző abszorpciós sávokat tartalmaznak, a mért karakterisztikus sávok alapján azonosíthatók a molekulában lévő kötéseket, csoportokat. Szilárd anyagok spektrumát leggyakrabban kálium-bromid tablettában veszik fel.
4.16.4. Atomabszorbciós spektroszkópia Az atomabszorpciós spektrometria a szabad atomok fényelnyelésének mérésén alapuló mennyiségi analitikai eljárás. A módszer a mintában a kérdéses elem mennyiségét a Lambert–Beer-törvény alkalmazásával határozza meg. A = log(I0/I) = a∙c∙l
(13)
ahol, A = abszorbancia I0 = a besugárzó fény intenzitása I = a minta által átengedett fény intenzitása a = moláris abszorbancia (anyagi minőségtől függő állandó) c = az atomizáló tér (láng) egységnyi térfogatában levő alapállapotú, szabad atomok száma l = az az úthossz, amit a sugárnyaláb az atomizáló térben megtesz A készülék felépítését a 9. ábra szemlélteti. A készülékek optikai rendszere a megvilágító fényforrástól a detektorig tart. Ezt követi a jelfeldolgozó elektronika, majd a mérési adatokat megjelenítő kijelző rendszer. A megvilágító fényforrás útjában helyezkedik el az alapállapotú atomgőzöket előállító atomizáló egység, ahova a vizsgálandó mintát a mintabeviteli egység segítségével juttatjuk be.
33
9. ábra Az atomabszorbciós spektrométer felépítése
Az atomizáló egységben az atomok elektronjai meghatározott mennyiségű energia elnyelésével rövid időre magasabb energiájú pályákra gerjesztődhetnek. Az ehhez szükséges hullámhossz egy adott elem meghatározott elektronátmenetére nézve specifikus, egy bizonyos hullámhossz csak egy elemre jellemző. A módszer ennek következtében szelektív az egyes elemekre nézve. Mivel a lángba jutó energia ismert, a detektor a maradék fényt méri, így olyan jelet kapunk, amely arányos a mért elem koncentrációjával.
34
5. Anyagok és módszerek 5.1.
Bioszorbensek forrásai és előkészítése
A baktériumokat (Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Escherichia coli, Escherichia coli D31) (Pécsi Tudományegyetem, Általános Orvostudományi Kar, Orvosi Mikrobiológiai és Immunológiai Intézet) folyadék kultúrában, Müller-Hinton tápoldatban szaporítottuk fel. A tenyészeteket 30˚C-on, 220 rpm fordulatszámmal rázattuk. A korai stationárius fázisba kerülő sejteket a 38. órában liofilizáltuk. A hőkezelést 100 °C-on 10 percig végeztük VWR Digital Heatblock segítségével. A gombákat (Phanerochaete chrysosporium SzMC 1762) (Pécsi Tudományegyetem, Biológiai Intézet, Általános- és Környezeti Mikrobiológiai Tanszék) A folyadékkultúra összetétele a következő volt (g/dm3): D-glükóz, 10,0; KH2PO4, 2,0; MgSO4·7H2O, 0,5; NH4Cl, 0,12; CaCl2, 0,1; tiamin, 0.001 [76]. Az algákat (Chlorella vulgaris és Spirulina platensis-Spirulina maxima) szárított formában vásároltuk (Cseh Tudományos Akadémia, Csehország). A vizsgálatokhoz használt aktív szenet a VWR Prolabo cégtől (USA) rendeltük. A NaOH-oldattal való kezelés során a sejteket 24 órán keresztül 1 M-os NaOH-oldatban rázattuk, majd centrifugálás után kétszer mostuk desztillált vízzel.
5.2.
A sejtek felületi tulajdonságainak jellemzése
5.2.1.
A sejtek zéta-potenciáljának meghatározása
Liofilizált, ill. szárított biomasszát szuszpendáltunk desztillált vízben (1 g/dm3). Az oldatok pH-ját 2-11-ig 0,1 M NaOH- ill. HCl-oldatokkal állítottuk be. A zéta-potenciál értékeket Zeta-Sizer (Zetasizer Nano-Z, Malvern Instruments Ltd.,Worcestershire, UK) készülék segítségével határoztuk meg. A megállapított értékek 25-200 mérés átlagát tükrözik.
5.2.2.
A specifikus felületi töltés meghatározása
10 cm3 térfogatú 1g/dm3 koncentrációjú Pseudomonas aeruginosa, Chlorella vulgaris és Spirulina platensis sejtszuszpenziókat 0,5 g/dm3 koncentrációjú cetil-trimetil-ammónium35
bromid (CTAB) tenzid oldattal titráltunk, - mérve az áramlási pontenciál változását, meghatároztuk a sejtek specifikus felületi töltése (kationcsere kapacitás, CEC).
5.2.3.
Infravörös spektroszkópia vizsgálat
A Pseudomonas aeruginosa, Chlorella vulgaris és Spirulina platensis sejtek sejtfalán lévő funkciós csoportjainak meghatározásához Thermo Nicolet 5700 gyártmányú Fouriertranszformációs infravörös spektrométert használtunk. 1 mg liofilizált bioszorbenst homogenizáltunk 200 mg KBr-ban, amelyből pasztillákat preparáltunk. „DTGS-KBr” detektor használata mellett a méréseket 2 cm-1 felbontással és 64 szkenszámmal végeztük.
5.3.
Mérések statikus körülmények között
5.3.1.
A bioszorbens koncentrációjának hatása a bioszorpcióra
A megfelelő koncentráció kiválasztásához azonos pH-n különböző mennyiségű bioszorbenst (P. aeruginosa, P. fluorescens, C. vulgaris és S. platensis-maxima) mértünk be: 0,25; 0,5 1,0 és 2,0 g/cm3 koncentrációban. „Batch” körülmények között 50 mg/cm3 kezdeti Pb2+ koncentrációjú oldatokat alkalmaztunk. Az eltávolítás hatékonyságát a következő egyenlet segítségével jellemeztük:
%removal
5.3.2.
(c0 ce ) 100 c0
(14)
A pH hatása a bioszorpcióra
A pH hatását 50 mg/dm3 koncentrációban Pb2+-, Cd2+-, Cu2+- és Zn2+- ionokat tartalmazó oldatokban vizsgáltuk a baktériumok és algák, mint bioszorbensek alkalmazásával. A Pb2+ és Cd2+ esetében pH 3-8 -tartományban, a Cu2+ és Zn2+ esetében pH 3-6 tartományban végeztük a méréseket. A szuszpenziók koncentrációja 1 g/dm3 volt. A pH-t 0,1M NaOH- és HCl-oldatokkal állítottuk be, majd a rendszert 250 rpm fordulatszámon rázattuk és a 24 óra után vett mintát mértük.
36
5.3.3.
A bioszorpció kinetikájának vizsgálata
A kinetikai vizsgálatokat 50 mg/dm3-es fémion-koncentrációjú oldatokkal végeztük, 1 g/dm3 szuszpenzió koncentráció mellett. Meghatározott időközönként mintát vettünk a rendszerből, centrifugálást követően meghatároztuk a felülúszó maradék fémiontartalmát. 5.3.4.
A bioszorpciós folyamatok egyensúlyának vizsgálata
A biomasszát 1 g/dm3-es koncentrációban szuszpendáltuk, majd szobahőmérsékleten folyamatosan kevertettük. Az izotermák meghatározásához 25-250 mg/dm3, ill. az algák esetében 25-1000 mg/dm3 fémiontartalmú oldatokat használtunk. 24 óra inkubálás után vettünk mintát a szuszpenzióból.
5.3.5.
Hőmérséklet hatása a bioszorpcióra
Egyes kinetikai méréseket 12, 17 és 22 °C hőmérsékleteken is elvégeztünk. Egyes izoterma meghatározásokat 22, 28, 34 és 40 °C hőmérsékleteken is elvégeztünk. A minták állandó hőmérsékleten tartásához BIOSAN ES-20 típusú termosztálható rázógépet használtunk.
5.4.
Mérések áramlásos körülmények között
5.4.1.
A bioszorbens immobilizálása
Az immobilizálást gélbezárásos technikával végeztük, 10, 20 és 30 g/dm3 koncentrációjú Na-alginát, valamint 20 és 40 g/dm3 koncentrációjú kitozán gélgyögyök segítségével, Spirulina platensis-maxima algasejtek felhasználásával. Na-alginát porból meleg desztillált vízben való oldással 20, 40 és 60 g/dm3 koncentrációjú gélt készítettünk, ehhez a vizsgált algasejtek 2; 5; 10; 15; és 20 g/dm3 koncentrációjú, azonos térfogatú oldatát kevertük, majd a gélt egy fecskendő segítségével 0,2 M-os CaCl2-oldatba csepegtettük 2; 3,5 és 5 mm átmérőjű gyöngyöket képezve. Kontrollként algasejteket nem tartalmazó gélgyöngyöket használtunk. A megszilárdult gyöngyöket 2 órás 4°C-on történő pihentetés után használtuk fel. Magas viszkozitású kitozán porból desztillált vízzel 10 és 20 g/dm3 koncentrációjú szuszpenziót készítettünk, 12 órás kevertetéssel. A szuszpenziót cc. CH3COOH (amelynek végkoncentrációja 10 cm3/dm3 volt) segítségével gélesítettük. Néhány órás pihentetés után a szuszpenzióból kétféle módszerrel készítettünk gélgyöngyöket. 37
1. A gélt 0,1 M-os NaOH-oldatba csepegtettük. A kész gyöngyöket savval (0,1 M HCl) ill. desztillált vízzel mostuk [68]. 2. A gél másik részét 10 g/dm3 koncentrációjú Na2P4O7-oldatba csepegtettük. 50 perc elteltével a megszilárdult gyöngyöket 1M-os pH 7,4 foszfát pufferrel mostuk. A gyöngyöket 2 órás pihentetés után használtuk fel [66]. Az algasejteket tartalmazó gyöngyök készítésénél az algasejteket a kitozán porhoz adtuk, végkoncentrációjuk az elkészült gyöngyökben 1-10 g/dm3 volt.
5.4.2. A gélgyöngyök adszorpciós kapacitása „batch” rendszerben A biomasszát 500 g/dm3-es (az immobilizált bioszorbens szárazanyagtartalmára: 1 g/dm3) koncentrációban szuszpendáltuk, majd szobahőmérsékleten folyamatosan kevertettük. A méréseket ólomionok esetében 0-1000 mg/dm3, kadmium- réz- és cinkionok esetében 0750 mg/dm3 koncentrációtartományban végeztük. 24 óra inkubálás után vettünk mintát a szuszpenzióból.
5.4.3.
Dinamikus adszorpciós vizsgálatok
Az 5.4.1. fejezet szerint elkészített gyöngyöket oszloptöltetként használtuk. Az oszlopok belső átmérője 2 cm, hosszúságuk 10, 20 és 30 cm volt. Az oszlopon 2, 5 és 10 ml/min áramlási sebességgel Pb2+-, Cd2+-, Cu2+- és Zn2+-ionokat tartalmazó oldatokat áramoltattunk át. A mérés megkezdése előtt az oszlopot 60 percig desztillált vízzel mostuk. Az effluens fémion koncentrációját határoztuk meg. A megkötött mennyiséget a görbe fölötti terület integrálásával számoltuk ki. Az áramlásos rendszer felépítését a 10. ábra szemlélteti.
Fémionokat tartalmazó oldat
gáztalanító
szelep
HPLC-pumpa
p
oszlop
mintavétel és elemzés
10.ábra Az áramlásos rendszer sematikus ábrája
5.4.4.
A bioszorbens regenerálása
A bioszorbenssel töltött oszlopon nehézfémoldatot áramoltattunk át. A megkötődött nehézfémeket az alginát gélgyöngyök esetében desztillált víz, 1; 0,1 és 0,05 M-os HCl-oldat segítségével távolítottam el. A kitozán gélgyöngyök lemosását desztillált vízzel, ill. H2SO4oldat segítségével távolítottuk el. 5 ciklus eredményeit összegeztük.
38
5.5.
Fémion tartalom meghatározása
A felülúszók maradék fémion tartalmát atomabszorpciós spektrométerrel határoztuk meg. A Pb2+ 283 nm-en,a Cd2+ 228 nm-en, a Cu2+ 324,8 nm-en és a Zn2+ 213 nm-en mérhető.
39
6. Eredmények 6.1.
A sejtek felületi sajátságainak jellemzése
6.1.1.
A zéta-potenciál meghatározása vizes szuszpenzióban
Liofilizált, ill. szárított biomassza desztillált vizes szuszpenziójának segítségével a P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek felületi töltésének változását vizsgáltuk. Az 11. ábrán a sejtek zéta-potenciál értékeinek változása látható a pH 2-11 tartományban.
11.ábra Zéta-potenciál értékek P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek vizes szuszpenziójában, pH: 2-11, biomassza koncentráció: 1 g/dm3, hőmérséklet: 295 K
Ha a zéta-potenciál értéke pozitív vagy negatív irányban messzebb van az izoelektromos ponttól (±30 mV), a kolloid rendszer stabil, a részecskék taszítják egymást, összetapadásuk valószínűsége lecsökken. A részecskék elektromos viselkedését közvetlenül ez a zéta-potenciál szabja meg. A vizsgált mikroorganizmus szuszpenziók pH 3-4 fölött képeznek stabil rendszert.
6.1.2.
A fajlagosított felületi töltés meghatározása
A kötődés jellegének meghatározásához fontos információt szolgáltat a sejtek nulla töltésállapotához tartozó pH meghatározása. A 12. ábra az áramlási potenciál értékeinek 40
változását mutatja be a sejtszuszpenziókban a pH értékének függvényében. A pontos értékeket a Függelék 2. táblázata tartalmazza. A P. aeruginosa esetében a nulla töltésállapot helye pH = 3,2, C. vulgaris pH = 3,4 és a S. platensis-maxima pH = 3 bizonyult. Ezen pH érték felett a sejtek negatív töltéssel rendelkeznek, nagy mennyiségben képesek megkötni a kationokat.
12. ábra A P. aeruginosa, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek 1 g/dm3 koncentrációjú, 10 cm3 térfogatú szuszpenziójában az áramlási potenciál változása a kémhatás függvényében
A pozitívan töltött nehézfém ionok megkötése várhatóan a negatívan töltött sejtfelszínen hatékonyabb, így az adszorpció pH függésének vizsgálatakor a 3 fölötti tartományban végeztünk méréseket. Közvetett módon a sejtek által megköthető kationok mennyisége is meghatározható. A különböző pH-értékre beállított, adott térfogatú (10 cm3) és koncentrációjú (1 g/dm3) szuszpenziót cetil-trimetil-ammónium-bromid 0,5 g/dm3 koncentrációjú oldatával titráltuk a Mütek
Particle
Charge
Detector
mintatartójában.
A
műszerrel
mérve
az
ún.
töltéskompenzációs ponton az áramlási potenciál értéke egy adott tenzidoldat térfogat hozzáadására negatívból pozitívba vált. Az ebben a pontban adagolt tenzid anyagmennyisége megfelel annak az ionmennyiségnek, ami helyettesíthető más kationnal. A különböző pHértékeken felvett titrálási görbéket a P. aeruginosa és a C. vulgaris sejtszuszpenziók felhasználásával a 13. ábra mutatja.
41
a
b
13. ábra Az áramlási potenciál változása a (a) P. aeruginosa és (b) C. vulgaris szuszpenzió esetében a tenzid fogyásának függvényében
A fogyott tenzidoldat mennyiségből számított fajlagos felületi töltés értékeket a 14. ábra mutatja be a szuszpenzió kémhatásának függvényében. Látható, hogy minél nagyobb a szuszpenzió pH értéke, annál nagyobb mennyiségű kation felvételére képes.
42
14. ábra A specifikus felületi töltés változása a P. aeruginosa, C. vulgaris és S. platensis-maxima szuszpenzió kémhatásának függvényében
6.1.3.
Az IR mérések eredménye
A bioszorbensek sejtfala változatos funkciós csoportokkal rendelkezik, amelyek szerepet játszhatnak a bioszorpciós folyamatokban. A sejtfal funkciós csoportjai meghatározhatóak FT-IR mérés segítségével. A vizsgálat az un. analitikai IR tartományt öleli fel. Az ujjlenyomat tartomány (300-1500 cm-1) az adott vegyületre egyedileg jellemző. A vegyértékrezgések tartománya (1500-4000 cm-1) a jellemző felületi csoportok rezgéseit tartalmazza, így ez a felületi csoportokra jellemző. A Pseudomonas aeruginosa baktérium FT-IR spektrumát mutatja a 15. ábra.
15. ábra A Pseudomons aeruginosa baktérium FT-IR spektruma
43
A 3200 és 3500 cm-1 közötti hullámszám-tartományban (3383 cm-1) az O-H és N-H kötések vegyértékrezgéseihez tartozó átlapolódó csúcsok nem jelennek meg, kisebb hullámszám tartományban található a spektrumokban (3296 cm-1). Emellett az alifás zsírsavláncok C-H kötései (2965, 2932, 2872 cm-1) is azonosíthatók. 2800 és 3000 cm-1 hullámszám-tartományban (2927 cm-1) spektrum a metil- és metilén-csoportok C-H vegyértékrezgéseihez tartozó; 1300 - 1470 cm-1 hullámszám-tartományban (1412 cm-1) a metil-, a metilén-, és a metin- funkciós csoportjaihoz rendelhető deformációs rezgésekhez tartozó csúcsokat mutatja. Az észtercsoport vibrációjához tartozó jel (1742 cm-1) beleolvad az amid csoportok csúcsaiba (1641 cm-1). A C. vulgaris spektruma a 16. ábrán látható. Irodalomi adatok alapján a glükózamin csoport a sejtfal fontos cukorkomponense több Chlorella fajban [77].
16. ábra A Chlorella vulgaris zöldalga FT-IR spektruma
A metil-, metilén- és metincsoportokhoz rendelhető deformációs rezgések (1456 cm-1) azonosíthatók. 1412 cm-1 hullámszámnál terminális aminosavaihoz tartozó észter-csoport szimmetrikus rezgésének karakterisztikus csúcsát látjuk, ami valószínűleg a bioszorbens felületén lévő fehérjékhez és poliszacharidokhoz tartozik. A foszfolipidek C-O-P kötései 1500-1300 cm-1 (1341, 1298 cm-1) tartományban jelennek meg. Az 1080 és 1247 cm-1 hullámszámoknál, az abszorpciós csúcsok a poliszacharidok P=O és C–O kötéseihez rendelhetők. Ezek a csúcsok a foszfolipidek szabad foszfát- mono- és diészterfoszfátcsoportjaihoz tartozhatnak [32]. A sejtekben lévő fehérjékhez tartozó amid (1238 cm-1) és nukleinsavakhoz tartozó PO2 és C-O részletek (1173 cm-1) is láthatóak. 850 és 1000 cm-1 44
között a pirofoszfátok P-O-P kötéseit kis törések jelzik (982, 818, 864 cm-1), míg a C-O-C deformálódásának jele (536 cm-1) jóval intenzívebb. A S. platensis-maxima FT-IR spektruma a 17. ábrán látható. A S. platensis-maxima sejtek felszínén is igazolták a karboxil-, foszfát- és aminocsoportok jelenlétét [32].
17. ábra A Spirulina platensis szárított zöldalga FT-IR spektruma
A bioszorbensek sejtfalában található változatos funkciós csoportok lehetővé teszik kationok bioszorpcióját a sejtfalon. A sejtfalban található fehérjék komplexképződésre, a poliszacharidok pedig ioncserére képesek a fémionokkal [77].
6.2.
A statikus körülmények között végzett mérések eredményei
A körülmények optimalizálása fontos a bioszorpciós folyamat hatékonyságának vizsgálatakor. Célom volt azon kémhatás, biomassza koncentráció és hőmérséklet értékek meghatározása, amelyek alkalmazásával az adszorpció nagy hatékonysággal játszódik le.
6.2.1.
A bioszorbens koncentrációjának hatása a bioszorpcióra
A bioszorbens koncentrációja az egyik legfontosabb paraméter az adszorpciót befolyásoló tényezők közül. A bioszorbens koncentrációját 0,25 ˗ 2 g/dm3 között változtattuk. A 18/a ábrán a P. aeruginosa és P. fluorescens sejtek által adszorbeált Pb2+-, Cd2+-, Cu2+- és Zn2+-mennyiségek, a 18/b ábrán a Spirulina és Chlorella sejtek által adszorbeált Pb2+mennyiségek láthatók. A biomassza koncentrációja befolyásolja az adszorpciós kapacitást. A bioszorbens koncentrációjának csökkentésével az adszorpciós kapacitás növekszik [29]. Az 45
irodalomban hasonló összefüggéseket írtak le [28, 69, 78]. A jelenséget a Kroeker-szabály írja le. A Pseudomonas sejtek esetében a leghatékonyabb az 1 g/dm3 bioszorbens koncentráció (18/a ábra). Az algasejtek 1 g/dm3 bioszorbens koncentrációban 80% fölötti hatékonysággal adszorbeálták az ólomionokat. A bioszorbens mennyiségének emelése (2 g/dm3) az algasejtek esetében mindössze 10%-kal emelte az adszorbeált mennyiséget, ezért a további vizsgálatok során minden esetben 1 g/dm3 bioszorbens koncentrációt alkalmaztam.
a
18. ábra Liofilizált (a) P. aeruginosa és P. fluorescens, (b) C. vulgaris és S. platensis-S. maxima bioszorpciója a biomassza koncentráció függvényében, kiindulási fémion koncentráció: 50 g/dm3, pH = 6, T = 285 K
46
6.2.2.
A pH hatása a bioszorpcióra
A pH hatásának vizsgálatával arra törekedtünk, hogy a legoptimálisabb kémhatáson tudjuk vizsgálni a bioszorpciós folyamatokat. Néhány esetben kiválasztható volt egy kitüntetett pH-érték, ahol a bioszorpció a legintenzívebben játszódott le. A legtöbb esetben viszont a fajlagos felületi töltéssel és zéta-potenciállal összhangban, a sejtek felületének negatív töltésűvé válásával, a felvett mennyiségekben egy plató figyelhető meg, vagyis viszonylag tág pH-tartományban az adszorpció közel egyforma hatékonysággal játszódik le. A következő ábrákon (19/a, b, c, d ábra) a vizsgált mikroorganizmusok által különböző pHértékeken adszorbeált mennyiségeket foglalja össze. Az erősen savas kémhatás (pH < 3) a protonálódás miatt nem kedvez az adszorpció lejátszódásának, nagyobb pH-értékeken pedig (pH > 6-8) fém-hidroxidok keletkeznek, amelyek az oldatból kicsapódnak. Ezért a méréseket pH 3-6(-8)-tartományban végeztem. A vizsgált mikroorganizmusok által adszorbeált fémionmennyiségek pH-függését a Függelék 1. táblázata mutatja be. Megfigyelhető, hogy a sejtfelszín negatívvá válásával megnő a pozitív fémionok adszorpciójára történő hajlandóság. Ez különböző sejtfelszíni csoportok negatív töltésűvé válásával is magyarázható.
60
c Pb
40
Cd
30
Cu
20
Zn
10 0 2
4
6
8
pH 60 50
d Pb
40 q (mg/g)
q (mg/g)
50
Cd
30
Cu
20
Zn
10 0
2
4
pH
6
8
19. ábra A (a) P. aeruginosa (b) P. fluorescens, (c) C. vulgaris és (d) S. platensis-maxima sejtek által maximálisan adszorbeált fémion mennyiségek különböző pH értéken
47
Az ólomionokat tartalmazó oldatokból minden mikroorganizmus pH 3 értéken jóval kisebb mennyiséget adszorbeált, mint nagyobb pH-értékeken. A P. fluorescens esetében a legkifejezettebb a különbség, kivételes módon itt a nagyobb pH-értékeken újra lecsökken a maximálisan adszorbeált mennyiség. Az 50 mg/dm3 koncentrációjú Pb2+-tesztoldatokból a P. fluorescens és P. aeruginosa baktériumtörzsek pH 4 ill. 5 értékeken adszorbeálták a legnagyobb mennyiségeket. A P. aeruginosa törzs esetében összehasonlítottam a pH 5 és az oldatok eredeti pH-értékén mért adszorbeált Pb2+-mennyiségeket. A pH optimális értékre való beállítása az adszorbeált mennyiség 10%-os emelkedését eredményezte. A Chlorella és Spirulina algatörzseknél nem ilyen jelentős a kémhatás emelésével bekövetkező változás az adszorbeált mennyiségekben. Cd2+-ionok esetében a P. aeruginosa és C. vulgaris pH 3 értéken csak a kiindulási fémionmennyiség 25%-át adszorbeálja, nagyobb pH értékeken 70-80%-ot, azonban ez a pH 4-8 közötti tartományban nem változik. A P. fluorescens és a Spirulina kékalga minden vizsgált pH-értéken hasonló Cd2+-mennyiségeket adszorbeál. A Spirulina Cu2+ adszorpciója sem mutat jelentős pH függést ellentétben a többi mikroorganizmussal, amelyek a Pb2+- és Cd2+-adszorpcióhoz hasonlóan változnak. A baktériumtörzsek minden vizsgált pH-értéken azonos Zn2+-mennyiségeket vesznek fel, míg az algatörzsek által felvett mennyiségek enyhén növekednek pH 3 és 6 között.
6.2.3.
A bioszorpciós folyamat sebessége
A bioszorpciós folyamatok néhány perc alatt lejátszódnak. Baktériumok esetében a legtöbb esetben az első 5 percben adszorbeálódik a fémionok nagy része, 10 perc után a felvett mennyiség változatlan. Algák esetében az első 30 percben lejátszódik az adszorpció. A 20. ábrán a liofilizált baktériumok és algasejtek által felvett nehézfémmennyiségek láthatók az idő függvényében.
48
c
d
20. ábra Liofilizált (a) P. aeruginosa, (b) P. fluorescens, (c) C. vulgaris és (d) S. platensis-S. maxima Pb2+, Cd2+, Cu2+ és Zn2+ bioszorpciója az idő függvényében. Biomassza koncentráció: 1 g/dm3, kiindulási koncentráció: 50 mg/dm3, T = 295 K
A bioszorpciós folyamatok kinetikájának értékeléséhez pseudo-első és -másodrendű modelleket használtam. Baktérium- és algasejtek 22˚C-on történő adszorpciójából származó kísérleti pontokra történő nem-lineáris illesztésével megadhatók a k1,ad és k2,ad adszorpciós sebességi állandókat, valamint qeq egyensúlyi adszorbeált mennyiségek. Az 2. táblázat a pszeudo-első és -másodrendű modell alkalmazásával meghatározott állandókat tartalmazza. A fémek adszorpciójának gyorsasága miatt a kinetikai jellemzés pszeudo-elsőrendű és pszeudo-másodrendű modellel is lehetséges, mindkét modell nagyon szorosan illeszkedik a mérési pontokra, a qeq,exp értékek mindkét esetben jó egyezést mutatnak a kísérletileg mért értékekkel. A sebességi együtthatók értékei 10-1−12-2 g/mgperc tartományban vannak.
49
2. táblázat Pszeudo-első és -másodrendű kinetikai állandók P. aeruginosa, P. fluorescens, C. vulgaris és S. platensis-S. maxima sejtek nehézfém bioszorpciója esetében
Bioszorbens/Fém P.aeruginosa,Pb2+ Cd2+ Cu2+ Zn2+ P.fluorescens,Pb2+ Cd2+ Cu2+ Zn2+ C.vulgaris . Pb2+ Cd2+ Cu2+ Zn2+ S. plat.-max. Pb2+ Cd2+ Cu2+ Zn2+
k1,ad g/mg∙min 0,94 0,41 0,73 0,43 0,79 0,62 0,52 0,4 0,79 0,46 0,47 0,53 0,52 1,01 0,52 0,58
qeq,cal mg/g 41,9 42,8 40,9 21,5 48 40,6 41 21,1 41,3 45,8 36,9 31,5 39,6 32,5 30,9 38,2
R2 0,99 0,99 0,99 0,97 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99 0,97 0,99 0,98 0,99 0,99 0,99 0,99
k2,ad g/mg∙min 0,4 0,027 0,26 0,053 0,24 0,083 0,069 0,063 0,29 0,022 0,039 0,051 0,05 0,52 0,08 0,07
R2 42 43,8 40,9 22 48,1 41 41,5 21,6 41,3 47,5 37,7 32,3 40,3 32,7 31,3 38,7
qeq,exp mg/g 0,99 0,99 0,99 0,98 0,99 0,99 0,99 0,98 0,99 0,98 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99
qeq,exp mg/g 44,6 43,9 42,1 21,9 47,9 40,5 41 21,2 41,2 47,8 37,4 32,6 40,6 32,4 31,2 37,8
A szakirodalom adatai alapján elmondható, hogy a legtöbb szerző szerint a pseudomásodrendű modell illeszkedése jobb, a pszeudo-elsőrendű modellénél [27]. Lehetséges azonban, hogy ennek az az oka, hogy a modellek illesztése a kísérleti adatpontokra a kinetikai egyenletek linearizálásával történt. A linearizálást pontosságát azonban több elemző is megkérdőjelezi [40, 79], ezért mérési adatim feldolgozását nemlineáris illesztéssel végeztem. A kinetikai vizsgálatokat néhány esetben kisebb hőmérsékleten, 12, 17 és 22 °C-on is elvégeztük azzal a céllal, hogy a folyamat lelassításával több információt nyerjek a folyamat kezdeti szakaszáról. A 21. ábra a Pseudomonas aeruginosa Cd2+ adszorpciójának kinetikáját mutatja be különböző hőmérsékleteken.
21. ábra P. aeruginosa, Cd2+ bioszorpciójának hatékonysága a hőmérséklet függvényében. Biomassza concentráció:1 g/dm3, kiindulási koncentráció: 50 mg/dm3
50
A vizsgált esetekben a hőmérséklet megváltoztatása csekély befolyással van a folyamat sebességére. A bioszorpció hatékonysága a hőmérséklet csökkentésével nő.
6.2.4.
Az adszorpció egyensúlyi folyamatainak vizsgálata
Az adszorpciós izotermák meghatározásánál a baktériumok esetében 25−250 mg/dm3 fémion
koncentrációjú
oldatokat
használtam,
algák
vizsgálatakor
az
alkalmazott
3
koncentráció-tartomány 25−500 mg/dm volt. A kísérletileg megállapított, maximálisan felvett mennyiségeket a 3. táblázat szemlélteti. 3. táblázat A kísérletileg meghatározott maximálisan felvett nehézfém mennyisége (qmax) P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, E. coli D31, C. vulgaris és S. platensis-S. maxima sejtek esetében
⃰
Fém Bioszorbens P. aeruginosa P. fluorescens E. coli E. coli D31 S. plat.-max. C. vulgaris P. chrysosporium⃰ Aktív szén
Pb2+ mg 164 136 63 74 370 144 200 86
Cd2+ mmol (0,8) (0,7) (0,3) (0,4) (1,8) (0,7) (1) (0,4)
Cu2+ mmol (0,9) (0,7) (0,6) (0,5) (1,8) (1,4) (1,1) (1,2)
mg 95 82 63 57 201 161 120 134
mg 60 56 68 66 165 138 250 43
Zn2+ mmol (0,9) (0,9) (1,1) (1) (2,6) (2,2) (3,9) (0,7)
mg 98 78 18 36 128 127 300 27
mmol (1,5) (1,2) (0,3) (0,6) (2) (1,9) (4,6) (0,4)
A bioszorbens koncentrációja 0,3 g/dm3.
Az egyensúlyi adszorpciós izotermák megállapításánál minden fém és bioszorbens rendszerben szakaszos működésű adszorpciós technikát alkalmaztam. Megállapítható, hogy a bioszorbensek mindegyike jelentős mennyiségben adszorbeálja a vizsgált fémionokat. A legkevésbé hatékonyak az Escherichia baktériumtörzsek, azonban Cu2+ adszorpciójuk kiemelkedő. A Pseudomonas törzsek által adszorbeált Pb2+-, Cu2+- és Zn2+-mennyiségek jelentősen nagyobbak az aktív szén által adszorbeált mennyiségeknél, míg Cd2+ adszorpciójuk elmarad ettől. A Chlorella zöldalga az aktív szénhez hasonló mennyiségeket adszorbeál Cd2+ionokból, azonban Pb2+- Cu2+- és Zn2+-ionokból 2-, 3-, ill. 4-szeres mennyiséget köt meg. Kiemelkedően jó bioszorbens a Spirulina platensis-maxima kékalgakeverék, amely Cd2+ionokból 1,5-; Pb2+-, Cu2+- és Zn2+-ionokból legalább 4-szeres mennyiséget adszorbeál, mint az aktív szén. Ez utóbbit használtuk az oszlopkísérletek során.
51
A mérési pontokból származó adatok kiértékelésénél Langmuir- és Freundlichizoterma modelleket alkalmaztunk. Az izoterma egyenletek segítségével a mérési pontokra nemlineáris illesztéssel meghatározott adszorpciós állandókat a 4. táblázat foglalja össze.
4. táblázat: Freundlich- és Langmuir-izoterma modellek segítségével meghatározott adszorpciós állandók P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, E. coli D31, C. vulgaris és S. platensis-S. maxima sejtek esetében.
Bioszorbens/Fém P. aeruginosa Pb Cd Cu Zn P. fluorescens Pb Cd Cu Zn E. coli Pb Cd Cu Zn E. coli D31 Pb Cd Cu Zn S. plat.-max. Pb Cd Cu Zn C. vulgaris Pb Cd Cu Zn
Freundlich-izoterma modell kF n R2 3 n 3 (mg/g)(mg/dm ) (dm /mg) 54 3,1 0,66 13 2,7 0,98 5,9 1,7 0,95 2,3 1,3 0,96 30 4,1 0,6 4,8 1,8 0,98 4,6 1,7 0,88 4,3 1,7 0,94 17 3,7 0,81 9,4 2,7 0,98 17 3,0 0,95 1,5 1,9 0,82 15 3 0,79 12 3,2 0,9 22 2,5 0,96 1,3 1,3 0,78 98 3,4 0,88 18 1,7 0,96 5,4 1,8 0,99 19 2,4 0,97 49 4,2 0,85 7,5 1,6 0,98 5 1,7 0,96 20 2,5 0,92
Langmuir-izoterma modell qmax b R2 3 (mg/g) (dm /mg) 182 2,8·10-1 0,70 96 3,1·10-2 0,88 50 9,5·10-2 0,98 248 4,7·10-3 0,97 109 8,3·10-2 0,74 122 1,2·10-2 0,99 44 8·10-2 0,92 125 1,0·10-2 0,96 72 5,6·10-2 0,93 76 2,6·10-2 0,96 85 6,3·10-2 0,95 30 1,5·10-2 0,89 91 3,6·10-2 0,9 67 4,1·10-2 0,96 72 2·10-1 0,96 100 7,2·10-3 0,82 413 8,9·10-2 0,97 298 1,9·10-2 0,99 262 3,9·10-3 0,99 180 2,8·10-2 0,96 150 1,7·10-1 0,92 280 8,5·10-3 0,99 233 4,4·10-3 0,98 170 2,9·10-2 0,92
qmax,ex p
164 95 60 98 136 82 56 78 63 63 68 18 74 57 66 36 370 201 165 128 144 161 138 127
Sok esetben mindkét modell jól illeszthető a mérési pontokra. A Langmuir-izoterma modellből számított qmax-értékek azt mutatják, hogy a kísérlet során nem minden esetben értük el a maximális telítettséget. A S. platensis-maxima keverék adszorpciójának elemzésénél a számított qmax-értékek rendre nagyobbak, mint a kísérletileg megállapított értékek. Néhány esetben a modell nem írja le tökéletesen az adott rendszert (pl. Pseudomonas sp. Pb2+- és Escherichia sp. Zn2+-adszorpció). Több esetben a számított értékek jó egyezést mutatnak a mért értékekkel (pl. Pseudomonas aeruginosa és Chlorella Pb2+-adszorpció). A biomassza és az adott fém közötti affinitás erősségét jellemző Langmuir-állandó értékei (b)
52
közel azonos nagyságrendűek. A legnagyobb kötéserősséget a Pseudomonas sp. Pb2+ és Cu2+ adszorpciója, az E. coli fajok Cu2+ és az algatörzsek Pb2+ adszorpciója kapcsán tételezhetünk fel. A Pseudomonasok Pb2+ adszorpciója esetében ezt a modell kevésbé szoros illeszkedése is okozhatja. A b paraméter segítségével számított szeparációs faktor (elválasztási tényező) értékei minden esetben 0 és 1 közé esnek, ami energetikailag kedvezményezett adszorpció lejátszódására utal. A Freundlich-izoterma modell illeszkedése a Pb2+-adszorpció esetében általánosan gyengébb, és egyes esetekben (E. coli fajok) a Zn2+ adszopciót is pontatlanabbul írja le. Ha a modell pontosan leírja az adott rendszerben lejátszódó adszorpciós folyamatot, a kF értékekből a kötőkapacitásra, az n értékekből a kötés erősségére lehet következtetni. A legnagyobb értékeket az Pb2+-adszorpció esetében, azonban itt a modell illeszkedése gyenge. A Freundlich-paraméterek értékei azt mutatják, hogy a vizsgált nehézfémek könnyen felvehetőek a bioszorbensek számára, nagy adszorpciós kapacitással. Kevésbé általános a Dubinin-Radushkevich-izoterma modell használata. Porózus, heterogén felületek leírására szolgál. Segítségével kiszámítható annak a folyamatnak az energiája (E), amely során a kationok a folyadékfázisból a bioszorbens felületére kerülnek. Értékéből következtetni lehet arra, hogy inkább fizikai vagy kémiai kötőerők érvényesülnek ennek során. A 8-13 kJ/mol közötti értékek ioncsere folyamatra, a 8 kJ/mol alatti értékek inkább fizikai erőkkel történő kötődésre utalnak. A vizsgált folyamatok E értékeit az 5. táblázat mutatja.
53
5. táblázat: Dubinin-Radushkevich-izoterma modell segítségével meghatározott adszorpciós állandók P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, E. coli D31, C. vulgaris és S. platensis-S. maxima sejtek esetében
Bioszorbens/Fém P. aeruginosa Pb Cd Cu Zn P. fluorescens Pb Cd Cu Zn E. coli Pb Cd Cu Zn E. coli D31 Pb Cd Cu Zn S. plat.-max. Pb Cd Cu Zn C. vulgaris Pb Cd Cu Zn
Dubinin-Radushkevich-izoterma modell QD E R2 qexp (mol/g) (kJ/mol) (mol∙10-3/g) 0,003 13,6 0,69 0,8 0,7 4,2 0,81 0,9 0,7 4,6 0,99 0,9 1,7 1,7 0,98 1,5 0,001 14,3 0,62 0,7 0,8 2,9 0,95 0,7 0,6 4,4 0,94 0,9 1,2 2,0 0,94 1,2 0,0008 13,6 0,84 0,3 0,6 3,6 0,91 0,6 1,2 3,8 0,86 1,1 0,3 2,1 0,97 0,3 0,001 12,0 0,81 0,4 0,5 4,0 0,97 0,5 1,1 5,7 0,97 1 0,8 1,9 0,92 0,6 0,005 13,4 0,86 1,8 0,009 9,5 0,97 1,8 0,01 8 0,99 2,6 2,1 2,8 0,85 2 0,002 15,1 0,95 0,7 0,009 8,5 0,95 1,4 0,009 8 0,95 2,2 2,2 2,7 0,92 1,9
Az számított értékek alapján, a Pb2+ adszorpciója minden mikroorganizmusnál valószínűleg alapvetően ioncsere folyamat. Ez a fő hajtóereje az algatörzseknél a Cd2+ és a Cu2+ megkötésének is. A többi mikroorganizmus Cd2+, Cu2+ adszorpciója, ill. a Zn2+ megkötése minden vizsgált esetben inkább fizikai jellegű. A számított QD értékek jóval nagyobbak, mint a kísérleteinkben meghatározott mennyiségek, ez arra is utalhat, hogy nem értük el a maximálisan adszorbeálható mennyiséget. A hőmérséklet emelésének hatását is tanulmányoztuk 22 és 40°C között, mely minden vizsgált esetben az adszorbeált mennyiség enyhe csökkenését eredményezte. Példaként a 22. ábrán a Pseudomonas fluorescens Cd2+ adszorpciója látható.
54
22. ábra A P. fluorescens sejtek által felvett Cd2+ mennyisége a hőmérséklet függvényében. Biomassza concentráció:1 g/dm3, kiindulási koncentráció: 50 mg/dm3
6.2.5.
Hővel történő inaktiválás
A szakirodalom szerint az élő baktériumsejtek jelentős nehézfémmennyiségeket tolerálnak, melyet vizsgálataim is megerősítenek. A baktériumsejtek MIC értékeit a 6. táblázat tartalmazza. 6.táblázat: A P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli és E. coli D31 sejtek MIC értékei Fém Bioszorbens P. aeruginosa P. fluorescens E. coli E. coli D31
Pb2+ mg 370 750 900 900
mmol 1,8 3,6 4,4 4,4
Cd2+ mg 675 720 180 180
mmol 6 6,4 1,6 1,6
Cu2+ mg 255 135 16 135
mmol 4 2,1 0,3 2,1
Zn2+ mg 260 140 125 250
mmol 4 2,1 1,9 3,8
Chip-elekrtoforézis vizsgálatokkal alátámasztható1 hogy a liofilizált Pseudomonas sejtek nagy része még hosszabb idejű nem standard körülmények között történő tárolás után is életképes. A vizsgált koncentráció tartomány nem gátolja a Pseudomonas aeruginosa és Pb2+ esetében a többi mikroorganizmus szaporodóképességét sem. A P. fluorescens érzékenyebb a Cu2+ és Zn2+ terhelésre, a Cd2+ terhelést is elviseli a vizsgált tartományban. Az Escherichia törzsek tűrőképessége a nehézfémekkel szemben jóval kisebb. Összehasonlítottam a frissen liofilizált és a hővel elölt Pseudomonas törzsek Cu2+ szorpciós képességét. Az eredményeket a 23. ábra mutatja. A saját méréseim eredményeit nem mutatom be.
1
55
23. ábra Liofilizált és hővel elölt P. aeruginosa és P. fluorescens sejtek által felvett Cu2+ mennyiségek. Biomassza concentráció:1 g/dm3, kiindulási koncentráció: 50 mg/dm3
Az eredmények azt mutatják, hogy a P. fluorescens sejtek által adszorbeált mennyiségre a minimális gátló koncentrációt meghaladó Cu2+ koncentráció nincs jelentős hatással. A hőkezelés viszont, ami élettelen sejteket eredményez, csökkenti a sejtek által felvett fémion mennyiségét, a P. aeruginosa esetében csak kismértékben, a P. fluorescens sejteknél nagyjából 50%-kal. A hőkezelés feltehetően károsítja a sejt Cu2+ adszorpciójában résztvevő felszíni csoportokat, feltehetően a fehérjék oldalláncainak denaturálásával.
6.2.6.
Felületkezelés NaOH-oldattal
Szakirodalom alapján a NaOH-oldattal való kezelés jelentősen növelheti a sejtek által adszorbeált fémionmennyiségeket. A NaOH-os kezelés Spirulina platensis sejtekre gyakorolt hatását vizsgáltam. Az eredmények a 24. ábrán láthatóak.
56
24. ábra Liofilizált és NaOH-oldattal kezelt Spirulina platensis sejtek által felvett Cu2+ mennyisége. Biomassza concentráció:1 g/dm3, kiindulási koncentráció: 50-750 mg/dm3
A kezelés 20%-kal növelte a sejtek által felvett rézionok mennyiségét. Sajnos azonban a hatás a nagyobb koncentrációtartományban jelentkezik, 500 mg/dm3-nél kisebb kezdeti koncentrációnál a kezelt és kezeletlen sejtek hasonló mennyiségeket vettek fel. Így az oszlopkísérletek során felületkezelést nem alkalmaztunk.
6.3.
A dinamikus körülmények között végzett mérések eredménye
6.3.1. Immobilizálás A mikoroorganizmusok bioszorbensként való alkalmazásának sarkalatos kérdése, hogyan juttassuk a porállagú anyagot a szennyezőt tartalmazó közegbe. Hordozóként az alginátot és a kitozánt választottam. Gélbezárásos technikát alkalmazva elkerülhetők a szabad sejtek használata során jelentkező hátrányok. Célom az immobilizált sejtek oszloptöltetként való felhasználása volt. A vizsgált mikroorganizmusok közül a Spirulina platensis-maxima algakeveréket használtam fel nagy szorpciós kapacitása, széles pH tartományban való alkalmazhatósága és gyors nehézfém felvétele miatt. A maximális hatás elérésének érdekében szükség volt a gyöngyök készítésének és az oszlop paramétereinek optimalizálására. A gyöngyök méretét, az immobilizáló ágens és az alga koncentrációját szakaszos működésű rendszerben vizsgáltuk. Az oszlopkísérletek során az oszlop hosszának, az áramlási sebességnek, a nehézfém koncentráció megváltoztatásának hatását, ill. regenerálhatóságát teszteltük.
57
6.3.2. Alginát A megfelelő méret kiválasztásához 2; 3,5 és 5 mm átmérőjű gélgyöngyöket készítettünk. A kísérletekhez a 2 mm átmérőjű gyöngyöket választottuk ki, mert a nagyobb átmérőjűek már a készítés során is sokkal könnyen deformálódtak. A nagyobb (3,5 és 5 mm átmérőjű) gyöngyökből az adszorpciós kapacitás vizsgálatakor a méret növelésével fokozódó mértékű algaszivárgást tapasztaltunk, ami kedvezőtlen egy valós rendszerben történő alkalmazás során. Három különböző alginát koncentrációt alkalmaztam: 10, 20 és 30 g/dm3. A 10 g/dm3 alginát koncentráció kis mechanikus erősségű gyöngyöket eredményezett, és a gyöngyökből az algasejteknek is kijutottak az oldatba. A 30 mg/dm3 alginát koncentráció a gyöngyöket rigiddé, az elkészítést és homogenizálást nehézkessé tette, ill. jelentősen lecsökkentette az általuk adszorbeált fémmennyiséget. Az algakoncentrációt 1 és 10 g/dm3 között változtattuk. Sajnos a koncentráció növekedésével szintén jelentős volt - az 1 g/dm3 koncentráció kivételével - az algasejtek oldatba kerülése. Így a további kísérletek során a 2 mm átmérőjű, 20 g/dm3 alginát és 1 g/dm3 algakoncentrációjú gélgyöngyöket használtuk az áramlásos mérések során.
6.3.3. Kitozán Kitozánból 2 mm átmérőjű gélgyöngyöket tudtunk készíteni, a nagyobb gyöngyök amorfak és szálasak lettek. A 20 és 40 mg/dm3 koncentrációjú kitozán gélesítésére cc. CH3COOH-t és NaOHoldatot, ill. cc. CH3COOH-t és Na-pirofoszfát-oldatot használtunk. A NaOH segítségével csak igen apró és nagyon sérülékeny gyöngyöket sikerült készíteni, ezért ezt a módszert a továbbiakban nem alkalmaztuk. A Na-pirofoszfát felhasználásával előállított 40 mg/dm3 kitozánt tartalmazó gyöngyök azonban alkalmasnak bizonyultak oszloptöltet készítésére. Az algakoncentráció 1 mg/dm3 fölé emelésével ebben az esetben is jelentős algaszivárgást tapasztaltunk. A további kísérletek során 2 mm átmérőjű, 40 mg/dm3 kitozán és 1 mg/dm3 algakoncentrációjú gélgyöngyöket használtunk.
58
6.3.4. Statikus izoterma felvétele gélgyöngyökön A gélgyöngyök adszorpciós kapacitásának megállapításához statikus körülmények között izotermákat vettünk fel. A méréseket ólomionok esetében 0-1000 mg/dm3, kadmiumréz- és cinkionok esetében 0-750 mg/dm3 koncentrációtartományban végeztük. Az eredményeket a 25. ábra mutatja.
a
b
c
d
25. ábra Alginát gélgyöngyök és alginátban immobilizált Spirulina platensis sejtek bioszorpciós kapacitása (a) Pb2+, (b) Cd2+, (c) Cu2+ és (d) Zn2+ esetében. Alginát koncentráció: 20 g/dm3, algakoncentráció: 1 g/dm3
A gélgyöngyök jelentős mennyiségű nehézfém felvételére képesek. A Pb2+ ionokat még az 1000 mg/dm3 koncentrációjú oldatból is szinte teljesen eltávolítják. Nagyobb koncentráció tesztelése azonban értelmetlen, mert a nehézfémmel szennyezett vizekben nem fordul elő ilyen nagy fémkoncentráció. (Ha mégis, annak eltávolítására fizikai-kémiai módszerek is alkalmasak.) A legkisebb mennyiséget Cd2+-ionokból tudták felvenni a gélgyöngyök, míg Cu2+ és Zn2+-ionokból hasonló mennyiségeket tudtak az tesztoldatokból eltávolítani. A gélgyöngyök az oszlopkísérletek során használt koncentrációnál (50-150 mg/dm3) jóval nagyobb nehézfémmennyiség felvételére képesek. Az alginát és alginátban
59
immmobilizált Spirulina sejtek előzetes összehasonlítása azt mutatja, hogy közel azonos fémmennyiség felvételére képesek. A kitozán gélgyöngyök adszorpciós izotermáinak felvétele statikus körülmények között nem lehetséges, mert a gélgyöngyök feloldódnak a 250 mg/dm3-nél nagyobb koncentrációjú oldatokban. A kisebb koncentrációjú oldatokból a teljes fémionmennyiséget eltávolították. Összehasonlítottuk a kezeletlen és a desztillált vízzel mosott gyöngyök által felvett fémionok mennyiségét, rézionokat tartalmazó tesztoldat segítségével. (26. ábra)
26. ábra Kezeletlen és desztillált vizes mosással előkészített alginát gélgyöngyök és alginátban immobilizált Spirulina platensis sejtek Cu2+ bioszorpciós kapacitása. Alginát koncentráció: 20 g/dm3, algakoncentráció: 1 g/dm3
A desztillált vizes mosás növelte a sejtek által felvett fémmennyiséget, ezért az áttörési görbék felvétele előtt desztillált vizes lemosás hatását teszteltük.
6.3.5. Oszlopparaméterek optimalizálása Az oszlopkísérletek során először az oszlop desztillált vizes előkészítésének szükségességét vizsgáltuk meg, áttörési görbe felvételével. A rézionok adszorpciója során a gélgyöngyök az áttörésig 10%-kal több Cu2+ iont vettek fel, mint kondicionálás nélkül. Az eredmény összhangban áll a „batch” rendszerben kapott eredménnyel, így az oszlopokat az áttörési görbék felvétele előtt desztillált vizes lemosással készítettük elő.
60
Az optimális oszlopméret kiválasztásához 3 különböző hosszúságú oszlopot: 10, 20, és 30 cm ill. áramlási sebességet 2, 5 és 10 ml/min alkalmaztunk. A méréseket 3 különböző koncentrációjú oldattal: 50, 100 és 150 mg/dm3 végeztük. A gélgyöngyök által adszorbeált mennyiségeket a görbe fölötti terület integrálásával kaphatjuk meg. Az áttörési görbéket a 27. ábra mutatja be. v: áramlási sebesség (cm3/min) l: az oszlop hosszúsága (cm) c: kiindulási koncentráció (mg/dm3) q: a gyöngyök által összesen felvett Cu2+-mennyiség (mg/g) q/SzA: a szárazanyag tartalomra vetített adszorbeált mennyiség (mg/g) t tartózkodási idő
27. ábra Alginátban immobilizált Spirulina platensis sejtek Cu2+ bioszorpciós kapacitása különböző nagyságú oszlopok, áramlási sebesség és fémion koncentráció alkalmazásával. Alginát koncentráció: 20 g/dm3, algakoncentráció: 1 g/dm3
A mérésekhez Cu2+-ionokat tartalmazó tesztoldatokat használtunk. A különböző paraméterekkel rendelkező oszlopok által felvett nehézfémmennyiségeket a 7. táblázat tartalmazza. 7. táblázat A kísérletileg meghatározott maximálisan felvett nehézfém mennyisége (q) alginátban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtek esetében különböző oszlopparaméterek alkalmazásával v-l-c q q/SzA t
2-10-100 3,9 185 5
2-20-100 3,1 148 17,5
2-30-50 5,5 263 30
2-30-100 4,1 196 30
61
2-30-150 4,0 188 30
5-30-100 2,8 132 12
10-30-100 3,3 155 6
A maximális mennyiséget az áramlási sebesség és a kiindulási koncentráció csökkentésével, valamint az oszlopméret növelésével tudjuk eltávolítani. Az adszorbeált mennyiségek a részecskék oszlopban töltött tartózkodási idejével (t/min) függnek össze. Az átlagos tartózkodási idő felhasználható az oszlop folyamatainak modellezésére a technológia kifejlesztése során. A további kísérletek során 2 cm3/min áramlási sebességet, 30 cm hosszúságú oszlopot és 100 mg/dm3 kiindulási koncentrációjú fémoldatokat használtunk.
6.3.6. Dinamikus adszorpciós vizsgálatok Az optimalizált összetételű alginát és kitozán gélgyöngyökön a kiválasztott oszlopparaméterek beállításával nehézfém oldatokat áramoltattunk át. A gyöngyök által felvett fémmennyiségeket a 8. táblázat foglalja össze. 8. táblázat A kísérletileg meghatározott maximálisan felvett nehézfémmennyiség (q) alginát, alginátban immobilizált, kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtek esetében Fém Bioszorbens Alginát Alginát+Spirulina Kitozán Kitozán+Spirulina
Pb2+ mg/g 13 12,9 5,7 4,8
Cd2+ mg/g 5,2 4,5 4,2 3,6
Cu2+ mg/g 4,3 4,1 2 2,7
Zn2+ mg/g 1,4 1,3 2,6 4
Az alginát gélgyöngyök - a Zn2+-ionokat kivéve – nagyobb fémionmennyiségeket adszorbeáltak, mint a kitozán gélgyöngyök. Az alginát fémfelvevő kapacitását az immobilizált Spirulina sejtek minden esetben kismértékben csökkentették. A kitozán adszorpciós kapacitását az immobilizált Spirulina sejtek Cu2+ és Zn2+ felvételekor növelték, míg Pb2+ és Cd2+ esetében csökkentették. Az gélgyöngyök algakoncentrációja 1 g/dm3, így a kitozánban immobilizált algasejtek által felvett fémionok mennyisége Cu2+ esetében 7 mg/g, míg a Zn2+ esetében 33 mg/g.
6.3.7. Az áramlásos folyamatok modellezése Az oszlopkísérletek során áttörési görbéket vettünk fel, amelyek felhasználhatók az adszorpciós folyamatok modellezésére, ill. prognosztizálására. A folyamatok leírására a Thomas-, Yoon-Nelson- és a „modified dose-response”-modellt alkalmaztuk. A Thomasmodell illesztett áttörési görbéit az alginát gélgyöngyök és kitozán gélgyögyök esetében a
62
Függelékben (1 – 8. ábra) mutatom be. Az illesztett paramétereket mindhárom modell esetében a 9. és 10. táblázat tartalmazza. 9.táblázat A Thomas-, Yoon-Nelson- és „modified dose-response”-modell illesztett paraméterei alginát, alginátban immobilizált S. platensis-S. maxima sejten Pb2+, Cd2+, Cu2+ és Zn2+ esetében Thomas-modell Adszorbens/ Fém
kTh
Q
(mg/h)
(mg/g)
Alginát Pb Alginát-Spirulina Pb Alginát Cd Alginát-Spirulina Cd Alginát Cu Alginát-Spirulina Cu Alginát Zn Alginát-Spirulina Zn
0,03 0,03 0,04 0,03 0,04 0,03 0,07 0,07
13,1 13,4 5,3 4,7 4,4 4,3 1,1 1,2
Yoon-Nelson-modell
R2 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99 0,99 0,98
kYN
τ
(1/min)
(min)
0,003 0,003 0,004 0,003 0,003 0,003 0,007 0,007
3939 4027 1590 1409 2467 1275 353 348
R2
Modified doseresponse-modell amdr bmdr R2
qexp (mg/g)
0,99 0,99 0,99 0,99 0,93 0,99 0,99 0,98
11,2 11 6,2 4,2 4 3,8 2,3 2
7,8 8 3,1 2,7 1,9 2,5 0,6 0,6
0,99 0,98 0,99 0,98 0,98 0,98 0,98 0,98
12,9 13 5,2 4,5 4,3 4,1 1,4 1,3
Az alginát gélgyöngyökkel és az alginátban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtekkel töltött rendszerek esetében mindhárom alkalmazott modell illeszkedése nagyon szoros. A Thomas-modell segítségével meghatározott gyöngyökön adszorbeált mennyiségek jó egyezést mutatnak a kísérletileg meghatározott értékekkel. A Yoon-Nelson-modellből számolt áttörési idők pontosan megegyeznek a kísérletekben kapott 50%-os áttöréshez tartozó időkkel. A „modified dose-response”-modell a Thomas-modellhez hasonló pontossággal írja le az összeállított rendszert. 10.táblázat A Thomas-, Yoon-Nelson- és „modified dose-response”-modell illesztett paraméterei kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima sejteken Pb2+, Cd2+, Cu2+ és Zn2+ esetében Thomas-modell Adszorbens/ Fém Kitozán Pb Kitozán-Spirulina Pb Kitozán Cd Kitozán-Spirulina Cd Kitozán Cu Kitozán-Spirulina Cu Kitozán Zn Kitozán-Spirulina Zn
kTh
Q
(mg/h)
(mg/g)
0,02 0,02 0,02 0,02 0,042 0,042 0,054 0,057
5 4,6 4,3 4,5 2,5 1,7 2,5 3,9
R2 0,97 0,92 0,95 0,94 0,92 0,95 0,99 0,99
Yoon-Nelson-modell kYN
τ
(1/min)
(min)
0,002 5∙10-4 0,002 0,002 6∙10-4 6∙10-4 0,006 0,005
1470 4858 1288 1339 2986 3559 752 1153
R2
Modified doseresponse-modell amdr bmdr R2
qexp (mg/g)
0,82 0,77 0,95 0,94 0,68 0,7 0,99 0,99
2,6 0,8 2 2,1 0,7 0,6 4,3 6,1
2,7 6,7 2,3 2,4 4,6 3,9 1,4 2,3
0,99 0,92 0,98 0,98 0,91 0,9 0,98 0,99
5,7 4,8 4,2 3,6 2 2,7 2,6 4
A kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtekkel töltött oszlopokon lejátszódó folyamatok leírására a Thomas modell bizonyult a legalkalmasabbnak. A modellből számolt gyöngyökön adszorbeált mennyiségek közelítőleg megegyeznek a kísérletek során meghatározott értékekkel. A Yoon-Nelson modellből Zn2+- és Cd2+63
adszorpció során számolható az 50%-os áttöréshez tartozó áttörési idő, Pb2+- és Cu2+adszorpció esetén nem írja le tökéletesen az összeállított rendszert. A „modified doseresponse-modell” is a Thomas-modellhez hasonló pontossággal írja le az összeállított rendszereket.
6.3.8. A gélgyöngyök regenerálása A költséghatékonyság szempontjából a gélgyöngyök többszöri felhasználása nagyon fontos szempont. A regenerálás hatását 5 ciklus eredményinek összegzése mutatja. 6.3.8.1. Alginát Az alginát gélgyöngyöket tartalmazó oszlop lemosását desztillált vízzel, és 0,1; 0,01 és 0,05 M HCl-oldattal végeztük. Nehézfémként 100 mg/dm3 koncentrációjú Cu2+-oldatot használtunk. Az első adszorpciós ciklus előtt desztillált vízzel mostuk a gyöngyöket, mert a sósavas mosás ebben az esetben a felvett fémmennyiséget 50%-kal csökkentette. Az adszorpciós ciklusokat úgy állítottuk be, hogy 16 óra adszorpciót követően 1 óra deszorpciót alkalmaztunk. A deszorpció során 4 féle elrendezést vizsgáltunk meg: 1. Minden ciklusban desztillált vízzel mostuk le a fémionokat. 2. 15 perces mosás 0,1 M HCl-oldattal, 45 perc desztillált vizes mosás. 3. 15 perces mosás 0,01 M HCl-oldattal, 45 perc desztillált vizes mosás. 4. 15 perces mosás 0,05 M HCl-oldattal, 45 perc desztillált vizes mosás. Az eredményeket a 11. táblázatban foglaltuk össze. 11. táblázat A kísérletileg meghatározott maximálisan felvett nehézfémmennyiség (q) alginátban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtek esetében vizes, kombinált mosás és sósavas regenerálás után Eluens qátlag/SD
Deszt. víz 2,9±1,2
0,1 M HCl + deszt. víz 4,2±0,1
0,01 M HCl + deszt. víz 4,1±0,4
0.005M HCl + deszt. víz 4,2±0,4
A sósavval kombinált mosás hatékonysága nagyobb, mint a csak desztillált vízzel történő lemosásé. A különböző koncentrációjú sósavoldat alkalmazása nem eredményezett jelentős különbséget az adszorbeált mennyiségben. A gyöngyök regenerálására így a 15 perc sósavas mosással kombinált 45 perces desztillált vizes mosást találtuk a legalkalmasabbnak.
64
6.3.8.2. Kitozán A kitozán gélgyöngyök HCl-oldatban feloldódnak, ezért a gélgyöngyök regenerálását desztillált vízzel és 0,1; 0,01; 0,005 M koncentrációjú H2SO4-oldatokkal teszteltük. A gyöngyök stabilitásának vizsgálatához a rendszert 250 rpm fordulatszámon 24 óráig rázattuk. A 0,01 M koncentrációjú H2SO4-oldatok nem oldották a kitozán gyöngyöket, így az oszlopok mosásakor ezt a koncentrációt használtuk. Nehézfémként 100 mg/dm3 koncentrációjú Cu2+oldatot használtunk. Az adszorpciós ciklusokat úgy állítottuk be, hogy 8 óra adszorpciót követően 1 óra deszorpciót alkalmaztunk. A deszorpció során 3 féle elrendezést vizsgáltunk meg: 1. Minden ciklusban desztillált vízzel mostuk le a fémionokat. 2. Első ciklus előtt desztillált vizes, további ciklusokban 15 perc 0,01 M H2SO4oldattal, 45 perc desztillált vizes mosás. 3. Minden ciklusban 15 perc 0,01 M H2SO4-oldattal, 45 perc desztillált vizes mosás. Az eredményeket a 12. táblázatban foglaltuk össze. 12. táblázat A kísérletileg meghatározott maximálisan felvett nehézfém mennyisége (q) kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtek esetében vizes, kombinált és kénsavas regenerálás után Eluens qátlag/SD
Deszt. víz 1,2±0,3
0,01 M H2SO4 + deszt. víz 1,4±0,4
0,01 M H SO4 1,6±0,3
A kénsavas mosás hatékonysága nagyobb, mint a csak desztillált vízzel történő és a kombinált lemosásé. A gyöngyök regenerálására a 15 perc kénsavas mosással kombinált 45 perces desztillált vizes mosást találtuk a legalkalmasabbnak.
65
7. Eredmények értékelése 7.1. A mikroorganizmusok sejtfelszínének jellemzése A vizsgált bioszorbensek sejtfelszínét 3 módszerrel vizsgáltam. A sejtek elektromos tulajdonságait zéta-potenciál méréssel, a sejtek fajlagos felületi töltését a P. aeruginosa, C. vulgaris, S. platensis-S. maxima sejtek esetében tenzidoldattal történő titrálással, közvetett módon határoztam meg. P. aeruginosa, C. vulgaris, S. platensis-S. maxima sejteken a kötésben feltételezhetően résztvevő felületi csoportok jelenlétét FT-IR mérésekkel igazoltam. A bioszorbensek sejtfelületének töltése a vizsgált esetekben (P. aeruginosa, C. vulgaris, S. platensis-S. maxima) pH 3-4 fölött negatív értékeket mutat (12. ábra). A zétapotenciál értéke alapján (ζ- potenciál˃ ±30 mV) pH 3 fölött a sejtszuszpenziók stabilak, a részecskék taszítják egymást, összetapadásuk valószínűsége lecsökken, a sejtek nem aggregálódnak (11. ábra). A sejtfelszín negatívvá válásával a pozitív töltésű fémionok adszorpciójának mértéke növekszik. A legtöbb esetben a specifikus felületi töltéssel egyezésben, a sejtek felületének negatív töltésűvé válásával a felvett fémmennyiségekben egy plató (telítési szakasz) figyelhető
meg,
vagyis
viszonylag
tág
pH-tartományban
az
adszorpció
hasonló
hatékonysággal játszódik le. Az 28. ábrán a sejtek specifikus felületi töltésének változását ábrázoltam az adszorbeált mennyiségek függvényében P. aeruginosa, S. platensis-S. maxima keverék, és C. vulgaris sejtszuszpenziók esetében.
66
28. ábra A (a) P. aeruginosa, (b) S. platensis-S. maxima keverék, és (c) C. vulgaris sejtek által adszorbeált mennyiség változása a fajlagos felületi töltésének függvényében
A sejtfelszín negatív töltése különböző sejtfelszíni csoportok negatív töltésűvé válásával is magyarázható. A baktériumok és algák sejtjeinek felszíne az FT-IR mérések alapján (14., 15. és 16. ábrák) karboxil-, foszfát-, hidroxil- és amino-csoportokat tartalmaz. Ezen csoportok anionos karaktere lehet felelős a sejtfelszín fémionkötő kapacitásáért. A sejtfelszínen jelenlevő csoportok közül pH 2-5 között csak a karboxil-csoport, míg pH 5-9 között a karboxil- és a foszfát-csoportok lehetnek deprotonált állapotban [32]. A vizsgált pHtartományban (pH 4-7), a nehézfémek megkötése szempontjából valószínűleg a legfontosabb a karboxil-csoportok szerepe, a foszfát és más csoportok kisebb jelentőségűek. A hidroxilvagy amincsoportok főként pH 9-12 között befolyásolják a sejtfelszín töltését. Az erősen savas kémhatás (pH<3) a protonálódás miatt nem kedvez az adszorpciós folyamatoknak. Nagyobb pH-értékeken pedig (pH>6-8) fém-hidroxidok és hidroxo-komplexek keletkeznek, amelyek az oldatból kicsapódhatnak.
67
7.2. A körülmények optimalizálása statikus körülmények között A bioszorpciós folyamatok hatékonyságára a következő tényezők lehetnek befolyással: a bioszorbens koncentrációja, a rendszer kémhatása, a reakció kinetikája, a hőmérséklet és az oldatok fémion koncentrációja, a mikroorganizmusok életképessége és a sejt felszínének előzetes kezelése. Ezen tényezők vizsgálatával kiválaszthatók az optimális körülmények. Az 1 g/dm3 bioszorbens koncentráció minden vizsgált bioszorbens esetén optimális volt, mert nagy hatékonysággal távolította el fémionokat. A bioszorbens koncentrációjának csökkentése jelentősen rontotta, míg emelése csak kismértékben javította az adszorpció hatékonyságát. (17. ábra) A felvehető kationmennyiség minden mikroorganizmus esetében nő a pH emelésével (pH-függés: 19., felületi töltés: 28. ábra). A vizsgálatokat pH 5-6 közötti értéken végeztem, mert ebben a pH-tartományban adszorbeálódik a legtöbb fémion, minden vizsgált rendszer esetében. A 25-500 mol/dm3 koncentrációjú fémoldatok saját pH-értékei is ebbe a tartományba esnek. Ez azért is kedvező, mert nagy mennyiségű fémmel szennyezett oldat esetében a pH beállítása nehézkes és költséges lenne. Adott pH-értéken (CTAB-oldat segítségével, 14. ábra) meghatározható az a kationmennyiség, ami kicserélődhet a nehézfém ionokra. (13. táblázat) 13.táblázat A kicserélhető és kísérletileg meghatározott maximálisan adszorbeált kationmennyiség, P. aeruginosa, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek Pb2+, Cd2+, Cu2+ és Zn2+ esetében. Vizsgált koncentráció: P. aeruginosa 25-250 mg/dm3, C. vulgaris, S. platensis 25-500 mg/dm3 Bioszorbens P.aeruginosa qmax, exp C.vulgaris qmax, exp S.plat.-max. qmax, exp
Pb2+ mg/g 410-520 164 47-83 144 260-290 370
Cd2+ mg/g 225-280 95 25-45 161 140-148 201
Cu2+ mg/g 127-158 60 14-25 138 80-90 165
Zn2+ mg/g 130-164 98 15-26 127 82-92 128
Látható, hogy a P. aeruginosa esetében a kísérletileg meghatározott adszorbeált mennyiség (qmax, exp) lényegesen kisebb, a titrálással kicserélhető kationmennyiségnél, míg az algasejtek esetében az adszorbeált mennyiség lényegesen nagyobb. A titrálással meghatározott kicserélhető kationmennyiség jelentős részét az ioncsere adja, kisebb része más folyamatok (pl. komplexképződés) során kötődhet meg a felszínen. Ez a rész a nehézfémionok megkötődése során eltérő ionmennyiségeket eredményezhet. Az algasejtek 68
esetében az Pb2+-, Cd2+- és Cu2+-adszorpció inkább ioncsere folyamat, a DubininRadushkevich izoterma modell segítségével meghatározott kötési energiák alapján is (4. táblázat). A baktériumsejtek esetében, - a Pb2+-adszorpció kivételével- a kötési energiák inkább fizikai folyamatra utalnak, amit az alacsonyabb adszorbeált mennyiségek is tükröznek. Az ioncsere a sejtmembránban található poliszacharidok és fehérjék jelenlétével hozható összefüggésbe. Az ioncsere során a fémionok adszorpciója a sejtek felületéről hidrogénionokat is leszorít, mert az oldatok kémhatása a folyamat során csökken. A Zn2+adszorpció minden rendszerben valószínűleg inkább fizikai folyamat, amit alátámaszt, hogy pH függése nem jelentős (18. ábra) [58]. Az oldatfázisból történő adszorpció mechanizmusa a legegyszerűbb esetben, azaz egyetlen oldott anyag esetén is alapvetően eltér a gázadszorpcióétól, mert itt az oldott anyag és az oldószer molekulái versenyeznek a kötőhelyekért. A folyadékfázisban lévő molekulák a bioszorpciós rendszer összeállításának pillanatától kezdve elfoglalják a szilárd felület kötőhelyeit. Az adszorpciós egyensúly azt jelenti, hogy a szabad folyadékfázisban és a felületen lévő molekulák kicserélődésével alakul ki az energiaminimumnak megfelelő borítottság. Az egyensúly beállásához szükséges kontaktidő a kinetikai mérések alapján határozható meg. Mivel folyadékfázisban a diffúzió lényegesen lassúbb, mint gázfázisban, a kontaktidőt kevertetéssel, rázatással rövidíthetjük. Nemlineáris illesztéssel a mérési eredményekre a pszeudo első- és másodrendű kinetikai modell is illeszthető. Az R2-értékek alapján mindkét modell illeszkedése nagyon szoros (2. táblázat). A bioszorpciós folyamat kinetikáját tehát nem tudjuk az alkalmazott modellek segítségével egyértelműen leírni. Ennek oka valószínűleg a folyamat gyorsasága (20. ábra). A rendszer hűtésével szerettük volna a folyamatot lassítani, de a hőmérséklet 10°C-kal való csökkentésével az adszorpció nem lassul jelentősen (21. ábra). A mérési eredményekből azonban arra következtethetünk, hogy a folyamat exoterm, mivel a hőmérséklet emelésével az adszorbeált mennyiség csökken. Az izotermák L alakúak, ami erős felületi kölcsönhatás kialakulására utal. Az egyensúly leírására alkalmazott izoterma modellek illeszkedése szoros, sőt a legtöbb esetben nagyon szoros volt. A Langmuir-modellből számított qmax-értékek azonban rendre nagyobb értékek, mint a kísérletileg meghatározottak. Ez azt mutatja, hogy bár bizonyos ismétlődő felszíni struktúrák jelentős nehézfémkötő kapacitással bírnak, a sejtfelszín komplexitása miatt, monomolekulás borítottságot, ill. homogén felszínt nem feltételezhetünk. A Langmuir-állandóból számolt RLértékek azt mutatják, hogy a Langmuir –modell alkalmas a folyamatok leírásásra. 69
A Langmuir-állandóból számolt szabadentalpia-változás (ΔG) negatív értékei arra utalnak, hogy a folyamat önként lejátszódik (14. táblázat). A P. fluorescens sejtek által felvett Cd2+ mennyiségét (22. ábra) a hőmérséklet függvényében ábrázolva, a meredekség értékéből számíthatjuk az entalpiát. A van’t Hoff-egyenletből számított pozitív érték (76 kJ/mol) azt támasztja alá, hogy a folyamat endoterm jellegű. Az entrópiaváltozás pozitív értéke a bioszorpciós
folyamat
véletlenszerűségét
mutathatja
a
bioszorbens
felszínén.
Az
entrópiaváltozás (0,318 kJ/mol) elhanyagolható. (29. ábra) A Langmuir-modellből számolt értékek nem minden esetben pontosak. Több hibalehetőség is befolyásoló hatású lehet. A mérési erdmények szórása, a Langmuir-modell illeszkedésének szorossága mellett a pH és az ionerősség hatása is vezethet téves eredményhez. Ezáltal az entrópia sok esetben pozitívabbnak adódik, mint a valós érték [40].
29. ábra A P. fluorescens sejtek Cd2+ adszorpciójának hőmérsékletfüggése, van’t Hoff-féle ábrázolás
A spontán lejátszódó adszorpció csak akkor lehet endoterm, ha az entalpiaváltozást meghaladó entrópianövekedéssel jár, ami az adszorpcióra nem jellemző. A fizikailag kötődő molekulák általában van der Waals-kötésekkel vannak a felülettel kölcsönhatásban, ez kis energia felszabadulással jár. A molekulák kissé torzulnak a felület hatására, de megőrzik a szerkezetüket. A felülettel való kölcsönhatás energiája -20 kJ/mol körüli, ami a kémiai kötések szétbontására nem, de a részecske fogva tartásához a felületen elég. Az egyes esetekben létrejövő kemiszorpció sokkal erősebb energiacserét feltételez. A molekulákban szerkezeti változás történik, a felületre úgy helyezkedik, hogy maximális koordinációs helyet 70
találjon az adszorbensen. A kemiszorpció tízszereses entalpiaváltozással jár a fizikaihoz képest. A kemiszorpció alatt az entalpiaváltozás általában negatív, tehát energia szabadul fel. A molekula kötödésével a mozgásának szabadsági foka csökken, így az entrópia változás negatív. Ha az adsS 0 , akkor negatív Gibbs-féle szabadentalpia változás esetén
adsG adsH TadsS 0
is az entalpiaváltozás is negatív. Az adszorpció általában
exoterm folyamat. Ha a folyamatban mért entalpiaváltozás nagyobb, mint –25 kJ/mol, akkor az adszorpció fizikai, ha kisebb, akkor a folyamat kemiszorpció. Az entalpiaváltozás nagyságát valószínűleg nem tudjuk pontosan kiszámítani a mérési eredményekből. Az adszorbeált mennyiségek a hőmérséklet emelésével csökkennek. Figyelembe véve, hogy a hőmérséklet emelése kedvezőtlen hatású és a folyamat spontán lejátszódik, az entalpiaváltozás valószínűleg negatív és a folyamat exoterm. A Freundlich-modell KF-értékei az adszorbeált mennyiségre utalnak, míg az 1/n értékek a heterogenitás fokát mutatják (14. táblázat). A Freundlich-modellből számított KFértékek a mérési eredményekkel összhangban vannak, az adszorbeált mennyiségek változását jól tükrözik. Minden biomassza a legnagyobb affinitást az Pb2+-ionokra mutatja. Ez a nagy ionsugár és elektronegativitás értékkel magyarázható. A Pseudomonas törzsek esetében a Zn2+-adszorpció, míg az Escherichia- és algatörzsek esetében a Cu2+-adszorpció kiemelkedő. Az 1/n-értékek rendre 0 és 1 között vannak, ami azt mutatja, hogy a Freundlich-modell alkalmazható a mérési adatok leírására. Az R2-értékek alapján a Langmuir-modell illeszkedése kissé szorosabb (4. táblázat).
71
14.táblázat A Freundlich- és Langmuir-modellből számolt 1/n, RL és ΔG-értékek Freundlich-izoterma-modell kF 1/n (mg/g)(mg/dm3)n (dm3/mg) P. aeruginosa Pb Cd Cu Zn P. fluorescens Pb Cd Cu Zn E. coli Pb Cd Cu Zn E. coli D31 Pb Cd Cu Zn S. plat.-max. Pb Cd Cu Zn C. vulgaris Pb Cd Cu Zn
54 13 5,9 2,3 30 4,8 4,6 4,3 17 9,4 17 1,5 15 12 22 1,3 98 18 5,4 19 49 7,5 5 20
0,3 0,4 0,6 0,8 0,2 0,6 0,6 0,6 0,3 0,4 0,3 0,5 0,3 0,3 0,4 0,8 0,3 0,6 0,6 0,4 0,2 0,6 0,6 0,4
Langmuir-izoterma-modell b (dm3/mg)
RL
2,8·10-1 3,1·10-2 9,5·10-2 4,7·10-3 8,3·10-2 1,2·10-2 8·10-2 1,0·10-2 5,6·10-2 2,6·10-2 6,3·10-2 1,5·10-2 3,6·10-2 4,1·10-2 2·10-1 7,2·10-3 8,9·10-2 1,9·10-2 3,9·10-3 2,8·10-2 1,7·10-1 8,5·10-3 4,4·10-3 2,9·10-2
0,03 0,24 0,10 0,68 0,11 0,45 0,11 0,50 0,15 0,28 0,14 0,40 0,22 0,20 0,05 0,58 0,10 0,34 0,72 0,26 0,06 0,54 0,69 0,26
ΔG -26,9 -20 -21,4 -14 -24 -17,7 -21 -16 -23 -19,6 -20,4 -17 -22 -20,7 -23,2 -15,1 -24,1 -18,8 -13,5 -18,5 -25,7 -16,9 -13,8 -18,5
A Dubinin-Radushkevich-modell alapján az Pb2+ adszorpciója minden baktériumnál, ill. az algatörzseknél a Cd2+ és a Cu2+ megkötése is- ioncsere folyamat. A többi mikroorganizmus Cd2+, Cu2+ adszorpciója, ill. a Zn2+ megkötése minden vizsgált esetben inkább fizikai jellegű (5. táblázat). A baktériumok esetében felmerül az élő sejtek alkalmazásának lehetősége, mivel az alkalmazott koncentráció-tartományban a nehézfémionok a Pseudomonas sejtek szaporodását nem gátolják (MIC: 6. táblázat). Az eredmények azt mutatják, hogy az élő sejtek valóban nagyobb mennyiségeket adszorbeálnak, mint a hővel elölt sejtek (22. ábra). A baktériumsejtek azonban, minden vizsgált fémionból jóval kevesebbet tudnak felvenni, mint a Spirulina platensis-maxima sejtek (3. táblázat). Az áramlásos körülmények közötti vizsgálatokhoz tehát az alagsejteket használtuk fel. A sejtek felületének NaOH-oldattal történő kezelése egyes esetekben, a szakirodalom alapján [34, 61], növeli az adszorpciós kapacitást. Méréseink alapján, az 500 mg/dm3 alatti 72
koncentráció-tartományban, a felület kezelése nem változtatja meg az adszorpciós hatékonyságot (23. ábra). Az áramlásos méréseknél ezért felületkezelést nem alkalmaztunk.
7.3. A körülmények optimalizálása dinamikus körülmények között Az áramlásos mérésekhez 2 mm átmérőjű 20 mg/dm3 alginátot, ill. 40 mg/dm3 kitozánt tartalmazó, 1 g/dm3 algakoncentrációjú gélgyöngyöket használtunk. A gélgyöngyök szakaszos működés során való tesztelésével megállapítható, hogy a kis koncentrációjú tesztoldatokból (˂ 100 mg/dm3) a nehézfémionok teljes mennyiségét eltávolítják (24. ábra). A folyamatok összehasonlításához 30 cm hosszúságú oszlopot, 2 cm3/min áramlási sebességet és 100 mg/dm3 koncentrációjú tesztoldatokat használtunk (26. ábra, 7. táblázat). Az vizsgálatok fő célkitűzése az volt, hogy egy mikroorganizmus kiválasztásával és immobilizálásával egy nagy nehézfém adszorpciós kapacitású rendszert hozzunk létre. Optimális esetben egy ilyen rendszer egyesíti és felerősíti a szabad mikroorganizmus sejtek nagy adszorpciós kapacitásából, ill. az immobilizálásból fakadó előnyöket (sejtek rögzítése, immobilizáló ágens adszorpciós kapacitása). Minden nehézfémre általánosan jól működő rendszert a megvizsgáltak közül nem találtunk. Az alginát gélgyöngyök - a Zn2+-ionokat kivéve – nagyobb fémionmennyiségeket adszorbeáltak, mint a kitozán gélgyöngyök. Az alginát fémfelvevő kapacitását az immobilizált Spirulina sejtek minden esetben kismértékben csökkentették (8. táblázat). Ez valószínűleg annak köszönhető, hogy az immobilizálás során a gélgyöngyök felvevő felületét az algasejtek lefedték, csökkentve ezzel saját adszorpció szempontjából hasznos felületi csoportjaik hozzáférhetőségét is. A kitozán adszorpciós kapacitását az immobilizált Spirulina sejtek Cu2+ és Zn2+ felvételekor növelték, míg Pb2+ és Cd2+ esetében csökkentették (8. táblázat). A gélgyöngyök algakoncentrációja 0,1%, így a kitozánban immobilizált algasejtek által felvett fémionok mennyisége Cu2+ esetében 7 mg/g, míg a Zn2+ esetében 16 mg/g. Cu2+ és Zn2+ szennyezés esetében tehát a kitozánban immobilizált Spirulina sejtek hatékonyak lehetnek, míg Pb2+ és Cd2+ felvételére az alginát gélgyöngyök a legalkalmasabbak. A szabad (nem immobilizált) Spirulina sejtek által adszorbeált nehézfém mennyiségeket összehasonlíthatjuk az alginát, kitozán és az immobilizált Spirulina sejtek által adszorbeált, szárazanyagtartalomra vonatkoztatott nehézfém mennyiségekkel (15. táblázat). 73
15.táblázat Szabad Spirulina sejtek, alginát, kitozán és immobilizált Spirulina által szárazanyagtartalomra vonatkoztott adszorbeált nehézfémek mennyisége Fém Bioszorbens Spirulina sejtek Alginát Alginát+Spirulina Kitozán Kitozán+Spirulina
mg 370 650 614 143 117
Pb2+ mmol 1,8 3,1 3 0,7 0,6
Cd2+ mg 201 260 214 105 88
mmol 1,8 2,3 1,9 0,9 0,8
mg 165 215 195 50 66
Cu2+ mmol 2,6 3,4 3,1 0,8 1
Zn2+ mg 128 70 62 65 98
mmol 2 1,1 1 1 1,5
Az Pb2+-, Cd2+- és Cu2+-adszorpció szempontjából az alginát gélgyöngyök a leghatékonyabbak, a szabad sejtek is jelentős mennyiségeket adszorbeálnak. A kitozán és a kitozánban immobilizált sejtek által felvett mennyiség jóval kisebb. A Zn2+-ionok legnagyobb mennyiségét a szabad algasejtek távolítják el, a többi rendszer közel azonos hatékonysággal működik. A kitozánban immobilizált Spirulina sejtek Zn2+ adszorbeáló képessége kiemelkedő az immobilizált rendszerek között. Az immobilizálás segítségével nem tudtuk megtartani a szabad sejtek nagy adszopciós képességét, vagyis egyesíteni a szabad sejtek és az immobilizáló ágens nagy adszorpciós képességét. Egyes szerzők [62], [81] nagyobb, gyöngyökbe zárt Spirulina koncentrációval dolgoztak, azonban a saját tapasztalataim alapján ez nem lehetséges az algasejtek oldatba kerülése nélkül. A vizsgálatok csk részben váltották be a kitozánban való immobilizáláshoz fűzött reményeket, melyet a szakirodalom ígéretesnek tart a fémek eltávolításában [66] Az áramlásos körülmények között végzett folyamatok modellezésére 3 modellt használtunk (Thomas-, Yoon-Nelson-, „modified dose-response”-, 9. és 10. táblázat) A lejátszódó folyamatok jellemzésére a Thomas-modell bizonyult a legalkalmasabbnak. Alginát és alginátban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtekkel töltött oszlopok esetében azonban mindhárom modell illeszkedése nagyon szoros volt. A modellek a maximálisan felvett nehézfémion mennyiségeket és az áttörési időket is nagy pontossággal jelzik. Kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima sejtekkel töltött oszlopok esetében a YoonNelson modell néhány esetben nem alkalmazható. Az alginát gélgyöngyök regenerálására az első ciklus előtt vizes mosást (25. ábra), majd a további ciklusokban 0,005 M HCl-oldattal és vízzel történő mosást alkalmaztunk a legnagyobb hatékonyság elérése érdekében (11. táblázat). A gyöngyök legalább 5 ciklus során változatlan mennyiség felvételére képesek, állagromlás nélkül. Az alginát gyöngyök csak olyan rendszerekben használhatók, amelyek kétértékű kationokat tartalmaznak, nagyon kis kation koncentráció esetén (˂2 mg/dm3) a gyöngyök feloldódnak. 74
A kitozán gélgyöngyök regenerálására a legnagyobb hatékonyságú minden ciklusban a H2SO4-oldattal, majd vízzel történő lemosás (12. táblázat). A gyöngyök legalább 5 ciklus során változatlan mennyiség felvételére képesek, állagromlás nélkül. A kitozán gélgyöngyök kloridionokat tartalmazó oldatokban (pl. tengervíz) nem használhatók, mert feloldódnak.
75
8. Összefoglalás A bioszorpciós folyamatok vizsgálata során különböző baktérium- és algasejtek (Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens, Escherichia coli, Escherichia coli D31, Chlorella vulgaris, Spirulina (Arthrospira) platensis-maxima, Phanerochaete chrysosporium) adszorpciós képességét hasonlítottam össze nehézfémionokra. Sikerült olyan mikroorganizmust kiválasztani, amely nagy hatékonysággal képes a fémionokat eltávolítani kis koncentrációjú (˂ 100 mg/dm3) vizes oldatokból. A Spirulina platensis-maxima sejtek immobilizálásával oszloptölteteket készítettem, amelyek nagy hatékonysággal, kis előállítási költséggel és regenerálhatóan működtethetők. A vizsgálatok első lépéseként kiválasztottam azokat az optimális körülményeket, amelyek között az adszorpció a legnagyobb hatékonysággal játszódik le. Az 1 g/dm 3 bioszorbens koncentráció és a pH 5-6 tartomány több nehézfém (Pb-, Cd-, Cu- és Zn-ionok) eltávolításában minden vizsgált bioszorbens esetében nagy hatékonyságot biztosít. A bioszorpció szobahőmérsékleten is gyorsan lejátszódik, a hőmérséklet emelése nem kedvező, csökkenti az adszorbeált mennyiséget. A kiválasztott nagy - környezeti tényezők változásával szembeni – tűrőképességgel rendelkező mikroorganizmusok közül a Spirulina platensis-maxima kékalgák rendelkeznek a legkiemelkedőbb adszorpciós kapacitással. A Chlorella vulgaris zöldalgasejtek adszorpciós kapacitása nehézfémekre nézve kisebb. A baktériumtörzsek közül a Pseudomonas sejtek képesek nagyobb nehézfémmennyiségek megkötésére, az Escherichia törzsek adszorpciós kapacitása elmarad a többi vizsgált mikroorganizmus mögött. Gélgyöngyökből oszloptölteteket készítettünk alginátban és kitozánban immobilizált Spirulina
platensis-maxima
sejtek
felhasználásával.
Kitozánból
stabil,
elllenálló
gélgyöngyöket készítettünk. Áramlásos körülmények között az optimális összetételű gélgyöngyök és az immobilizáló ágensből készítettt gyöngyök adszorpciós kapacitását hasonlítottuk össze. Az eredmények szárazanyag tartalomra vonatkoztatott elemzése szerint az alginát gélgyöngyök rendelkeznek a legnagyobb Pb2+, Cd2+ és Cu2+ adszorpciós kapacitással. A Zn2+-ionokat a kitozánban immobilizált Spirulina platensis-maxima gélgyöngyök a kitozánnál nagyobb, a szabad algasejteknél kisebb hatékonysággal kötik meg. A gélgyöngyök legalább 5 adszorpciós/deszorpciós cikluson keresztül híg ásványi savakkal regenerálhatóak. 76
Megjelent közlemények Az értekezés alapjául szolgáló publikációk Kőnigné Péter Anikó, Kocsis Béla, Alizabeta Hegedüsova, Pernyeszi Tímea: Bioadsorption of lead(II) and cadmium(II) ions into the lyophilized cell surface of Pseudomonas aeruginosa in aqueous suspension Acta Universitatis Sapientiae 3, 5-17, 2011 IF:Anikó Kőnig-Péter, Kocsis Béla, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Bioadsorption characteristics of Pseudomonas aeruginosa PAOI Journal of the Serbian Chemical Society 79(4), 495-508, 2014 IF: 0,912 Anikó Kőnig-Péter, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Biosorption characteristics of Spirulina and Chlorella cells to accumulate heavy metals Journal of the Serbian Chemical Society (elfogadott) Anikó Kőnig-Péter, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Comparison of the cooper (II) bioadsorption characteristics by lyophilized Pseudomonas cells Environmental Engineering and Management Journal (bírálat alatt) Anikó Kőnig-Péter, Csaba Csudai, Attila Felinger, Tímea Pernyeszi: Dynamic adsorption studies of heavy metal biosorption on alginate, chitosan and immobilized Spirulina platensismaxima in a packed bed column Journal of Biodeterioration and Biodegradation (bírálat alatt) Anikó Kőnig-Péter, Csaba Csudai, Attila Felinger, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Potential of various biosorbents for Zn(II) removal Water Air and Soil Pollution (benyújtott)
Az értekezés témájában készült nem referált konferencia absztraktok Anikó Kőnig-Péter, Kocsis Béla, Pernyeszi Tímea: Bioadsorption of lead(II) and cadmium(II) by Pseudomonas aeruginosa biomass in aqueous suspension VII. KÁRPÁT-MEDENCEI KÖRNYEZETTUDOMÁNYI KONFERENCIA, Kolozsvár, Románia, 2011.03.24-27.
77
Anikó Kőnig-Péter, Kocsis Béla, Pernyeszi Tímea: Ólom- és kadmium ionok bioadszorpciója Pseudomonas aeruginosa sejtek vizes szuszpenziójában X. KÖRNYEZETVÉDELMI ANALITIKAI ÉS TECHNOLÓGIAI KONFERENCIA: A környezetvédelem és az élelmiszerminőség aktuális kérdései, Sümeg, Magyarország, 2011.10.05-07. Anikó Kőnig-Péter, Tímea Pernyeszi: Biosorption of heavy metal ions by liophilized cells of Pseudomonas species MSB 2012 27th INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON MICROSCALE BIOSEPARATIONS AND ANALYSIS, Genf, 2012. 02. 12-15. Anikó Péter, Béla Kocsis, Tímea Pernyeszi: Bioadsorption of lead(II) and cadmium(II) ions onto the lyophilized cell surface of Pseudomonas fluorescens in aqueous suspension VIII. KÁRPÁT-MEDENCEI KÖRNYEZETTUDOMÁNYI KONFERENCIA, Veszprém, 2012. 04. 18-21.
Farkas Viktor, Tálos Katalin, Anikó Kőnig-Péter, Honfi Krisztina, Tímea Pernyeszi: Bioszorpciós folyamatok ELSŐ KÖRNYEZETKÉMIAI SZIMPÓZIUM. Mátraháza, 2012. Anikó Kőnig-Péter, Tímea Pernyeszi: Comparison of biosorption processes by bacterial and algal cells CECE 2013 10TH INTERNATIONAL INTERDISCIPLINARY MEETING ON BIOANALYSIS, Pécs, 2013. 04. 25-27. Anikó Kőnig-Péter, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Bioszorpciós folyamatok összehasonlítása baktérium- és algasejtekben, 320-328. IX. KÁRPÁT-MEDENCEI KÖRNYEZETTUDOMÁNYI KONFERENCIA, Miskolc, 2013.06. 13-15. Anikó Kőnig-Péter, Honfi Krisztina, Viktória Poór, Attila Felinger, Ferenc Kilár, Tímea Pernyeszi: Dynamic sorption studies: Development of a coloumn packing biomaterial 9TH BATATON SYNPÓZIUM ON HIGH PERFORMANCE SEPARATION METHODS, Siófok, 2013. 09. 4-6. Tímea Pernyeszi, Viktor Farkas, Krisztina Honfi, Anikó Kőnig-Péter, Ibolya Kiss, Attila Felinger, Ferenc Kilár: Development of a column packing biomaterial using microbial cells for dynamic sorption study 20TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON ELECTRO- AND LIQUID PHASESEPARATION TECHNIQUES (ITP2013), Puerto de la Cruz, Spanyolország, 2013.10.06-09. Kőnig-Péter Anikó, Csudai Csaba, Felinger Attila, Kilár Ferenc, Pernyeszi Tímea: Dynamic sorption studies: Immobilization of Spirulina platensis cells 30TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON MICROSCALE BIOSEPARATIONS, Pécs, Magyarország, 2014.04.27-05.01.
78
Az értekezés témáján kívül készült tudományos közlemények Anikó Péter, Tímea Dergez, Ibolya Kiss, Ferenc Kilár: Fast GC-MS method for quantification of gammabutyrolactone in biological matrices Studia UBB Chemia, LVIII, 2, 87 – 92, 2013 IF: 0,089 Anikó Péter, Gabriella Dósa: Detection of phenoloids in some Hungarian Inula and Centaurea species Acta Botanica Hungarica 44, 129-135, 2002 Az értekezés témáján kívül készült nem referált konferencia absztraktok Anikó Kőnig-Péter, Melinda Rezeli, Ferenc Kilár: Detection of Quorum sensing molecules by CE and CZE-MS 7TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM AND SUMMER SCHOOL ON BIOANALYSIS, Pécs, Magyarország, 2007.06.10-15. Tímea Dergez, Anikó Kőnig-Péter, Melinda Rezeli, Viktória Poór, Ferenc Kilár: Detection of Quorum sensing molecules by GC-MS and CE-MS 7TH BALATON SYMPOSIUM ON HIGH-PERFORMANCE SEPARATION METHODS, Siófok, 2007.09.05-07. Anikó Kőnig-Péter, Tímea Dergez, Ferenc Kilár: Rapid and simple method for extraction and detection of gamma-butyrolactone 9TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON INSTRUMENTAL ANALYSIS, Pécs, 2008.06.29-07.02. Anikó Kőnig-Péter, Tímea Dergez, Nelli Farkas, Ferenc Kilár, Béla Kocsis: Tyrosol is autoinducer molecule by Saccharomyces cerevisiae 8TH BALATON SYMPOSIUM ON HIGH-PERFORMANCE SEPARATION METHODS AND 15TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON SEPARATION SCIENCES, Siófok, 2009.09.02-04. Ferenc Kilár, Szabó Dávid, Péter Buzási, Nelli Farkas, Anikó Kőnig-Péter, Béla Kocsis: Cell electrophoresis 8TH BALATON SYMPOSIUM ON HIGH-PERFORMANCE SEPARATION METHODS AND 15TH INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON SEPARATION SCIENCES, Siófok, 2009.09.02-04.
79
Köszönetnyilvánítás
Szeretnék köszönetet mondani mindazoknak, akik segítségemre voltak a munkám során. Hálával tartozom az Analitikai Kémia Tanszék tanszékvezetőjének: Prof. Dr. Kilár Ferenc egyetemi tanárnak, ill. Dr. Pernyeszi Tímea egyetemi adjunktusnak, egyben témavezetőimnek, hogy lehetővé tették számomra a dolgozat megírásához szükséges kutatások elvégezését, a kutatási eszközöket és a tanszéki könyvtár használatát. Külön megköszönöm, a szakirodalom ajánlásában, témavezetésben és a dolgozat megírásában adott tanácsaikat. E munka nem jöhetett volna létre Dr. Kocsis Béla mikrobiológiában való irányítása és gondoskodó felügyelete nélkül. Köszönettel tartozom Prof. Dr. Felinger Attilának a mérési körülmények optimalizálásában és az eredmények feldolgozásában nyújtott segítségéért. Ugyancsak megköszönöm Csudai Csaba PhD hallagtónak a sok közösen végzett munkát. Bős Tamásnak és Dr. Kocsis Béláné Erikának a labormunkában nyújtott segítségét, türelmét és jó tanácsait. Végül, de nem utolsósorban hálás köszönettel tartozom Dr. Dergez Tímeának a közösen végzett munkáért, a szakirodalom tanulmányozásában és a dolgozat formába öntésében nyújtott segítségéért.
80
Ábrajegyzék 2. ábra Pseudomonas aeruginosa, elektronmikroszkópos felvétel…………………………….9 2. ábra Pseudomonas fluorescens, elektronmikroszkópos felvétel…………………………..10 3. ábra Escherichia coli, elektronmikroszkópos felvétel…………………………………….10 4. ábra Phanerochaete chrysosporium fényképe……………………………………………..10 5. ábra Chlorella vulgaris mikroszkópos képe……………………………………………….10 6. ábra Spirulina platensis mikroszkópos képe………………………………………………11 7. ábra A Freundlich-típusú izoterma………………………………………………………...25 8.ábra A Langmuir-típusú izoterma…………………………………………………………..26 9. ábra Az atomabszorbciós spektrométer felépítése…………………………………………38 10. ábra Zéta-potenciál értékek P. aeruginosa, P. fluorescens, E. coli, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek vizes szuszpenziójában………………………………………… 11. ábra A P. aeruginosa, C. vulgaris és S. platensis-maxima sejtek szuszpenziójában az áramlási potenciál változása a kémhatás függvényében……….……………….…………39 12. ábra Az áramlási potenciál változása a (a) P. aeruginosa és (b) C. vulgaris szuszpenzió esetében a tenzid fogyásának függvényében……………………………………………...40 13. ábra A specifikus felületi töltés változása a P. aeruginosa, C. vulgaris és S. platensismaxima szuszpenzió kémhatásának függvényében…………………………………….…41 14. ábra A Pseudomons aeruginosa baktérium FT-IR spektruma…………………………...41 15. ábra A Chlorella vulgaris zöldalga FT-IR spektruma……………………………………42 16. ábra A Spirulina platensis szárított zöldalga FT-IR spektruma………………………….43 17. ábra Liofilizált (a) P. aeruginosa és P. fluorescens, (b) C. vulgaris és S. platensis-S. maxima bioszorpciója a biomassza koncentráció függvényében………............................44 18. ábra A (a) P. aeruginosa (b) P. fluorescens, (c) C. vulgaris és (d) S. platensis-maxima sejtek által maximálisan adszorbeált fémion mennyiségek különböző pH értéken………45 19. ábra Liofilizált (a) P. aeruginosa, (b) P. fluorescens, (c) C. vulgaris és (d) S. platensis-S. maxima Pb2+, Cd2+, Cu2+ és Zn2+ bioszorpciója az idő függvényében. ………........47 20. ábra P. aeruginosa, Cd2+ bioszorpciójának hatékonysága a hőmérséklet függvényében…...................................................................................................................49 21. ábra A P. fluorescens sejtek által felvett Cd2+ mennyisége a hőmérséklet függvényében…...................................................................................................................53 22. ábra Liofilizált és hővel elölt P. aeruginosa és P. fluorescens sejtek által felvett Cu2+ mennyiségek…………………………………………………………………………...……..54 23. ábra Liofilizált és NaOH-oldattal kezelt S. platensis-maxima sejtek által felvett Cu2+ mennyisége…………………………………………………………………………………...55 24. ábra Alginát gélgyöngyök és alginátban immobilizált S. platensis-maxima sejtek bioszorpciós kapacitása (a) Pb2+, (b) Cd2+, (c) Cu2+ és (d) Zn2+ esetében………….....57 25. ábra Kezeletlen és desztillált vizes mosással előkészített alginát gélgyöngyök és alginátban immobilizált S. platensis-maxima sejtek Cu2+ bioszorpciós kapacitása.……....58 26. ábra Alginátban immobilizált S. platensis-maxima sejtek Cu2+ bioszorpciós kapacitása különböző nagyságú oszlopok, áramlási sebesség és fémion koncentráció alkalmazásával…………………………………………………………………………….…59 27. ábra A (a) P. aeruginosa, (b) S. platensis-S. maxima keverék, és (c) C. vulgaris sejtek specifikus felületi töltésének változása az adszorbeált mennyiség függvényében…………65 28. ábra A P. fluorescens sejtek Cd2+ adszorbciójának hőmérsékletfüggésének van’t Hoff-féle ábrázolása……………………………………………………………………………….68 81
Irodalomjegyzék [1] Z. Aksu, Application of biosorption for the removal of organic pollutants: A review, Process Biochemistry, 40 (2005) 997-1026. [2] T.A. Kurniawan, G.Y.S. Chan, W.-h. Lo, S. Babel, Comparisons of low-cost adsorbents for treating wastewaters laden with heavy metals, Science of the Total Environment, 366 (2006) 409-426. [3] J. WASE, C. FORSTER, Biosorbents for Metal Ions, Taylor & Francis Ltd., 2003. [4] A. Fonyó, Principles of Medical Physiology, Medicina, 2002. [5] P. Atkins, L. Jones, Chemistry-Molecules, Matter and Change., in, W.H. Freemann and Company, New York, 1999, pp. 700. [6] L. Simon, Talajszennyeződés, talajtisztítás, GATE Mezőgazdasági Főiskolai Kar, GATE Mezőgazdasági Főiskolai Kar, 1998. [7] I. Kádár, A Talaj-növény-állat-ember tápláléklánc szennyeződése kémiai elemekkel Magyarországon, in, KTM-MTA TAKI, Budapest, 1995, pp. 371 [8] L.E. de-Bashan, Y. Bashan, Immobilized microalgae for removing pollutants: Review of practical aspects, Bioresource Technology, 101 (2010) 1611-1627. [9] R.D. Macnicol, P.H.T. Beckett, CRITICAL TISSUE CONCENTRATIONS OF POTENTIALLY TOXIC ELEMENTS, Plant and Soil, 85 (1985) 107-129. [10] A.Z. Kovács, H. Scholz, S. Teichmann, J.n.A.M.o.t.E.A.f.A. Stefler, Production, R.D. Fahr, G.v. Lengerken, Milk quantity and milk quality of several beef cattle breeds in different environmental conditions, in, 52nd Annual Meeting of the European Association for Animal Production. Section of Cattle Production, Budapest, 2001. [11] N.É.-b. Hivatal, in, 2012. [12] M. Kazemipour, M. Ansari, S. Tajrobehkar, M. Majdzadeh, H.R. Kermani, Removal of lead, cadmium, zinc, and copper from industrial wastewater by carbon developed from walnut, hazelnut, almond, pistachio shell, and apricot stone, Journal of Hazardous Materials, 150 (2008) 322-327. [13] K.S. Anna Lívia, Kovács Katalin, Rudnai Péter, COPHES és DEMOCOPHES, két Európai Uniós testvérprojekt, Összefoglaló, in: A MAGYAR HIGIÉNIKUSOK TÁRSASÁGA XL. VÁNDORGYŰLÉSE Országos Környezetegészségügyi Intézet, 2011. [14] I. Kaur, A.K. Bhatnagar, Algae-dependent bioremediation of hazardous wastes, in, Elsevier Science, Biotransformations: Bioremediation Technology for Health and Environmental Protection, 2002. [15] P. Lodeiro, B. Cordero, J.L. Barriada, R. Herrero, M.E.S. de Vicente, Biosorption of cadmium by biomass of brown marine macroalgae, Bioresource Technology, 96 (2005) 1796-1803. [16] A. Celekli, M. Yavuzatmaca, H. Bozkurt, An eco-friendly process: Predictive modelling of copper adsorption from aqueous solution on Spirulina platensis, Journal of Hazardous Materials, 173 (2010) 123-129. [17] L. Norton, K. Baskaran, T. McKenzie, Biosorption of zinc from aqueous solutions using biosolids, Advances in Environmental Research, 8 (2004) 629-635. [18] I. Kádár, A talajok és növények nehézfém-tartalmának vizsgálata. Környezet- és Természetvédelmi Kutatások., in, A Környezet- és Területfejlesztési Minisztérium és az MTA Talajtani és Agrokémiai Kutató Intézete kiadványa, Budapest, 1991, pp. 104. [19] K.P. Raven, R.H. Loeppert, Trace element composition of fertilizers and soil amendments, Journal of Environmental Quality, 26 (1997) 551-557. [20] J.R. Qiu, X.F. Guo, Q.Y. Cai, W. Liu, M.W. Zhang, Z.B. Wei, Q.T. Wu, PHYTOTREATMENT OF SEWAGE SLUDGE CONTAMINATED BY HEAVY METALS AND PAHS BY CO-PLANTING SEDUM ALFREDII AND ALOCASIA MARORRHIZA, International Journal of Phytoremediation, 16 (2014) 1-13. [21] B. B., M. B., A. A., Limits os sewage sludge depositions of Hungarian soils, funktioning of endosymbionts an phytoremediation possibilities, in, Acta Microbiol. Immunol. Hung., 2004.
82
[22] Szennyvíztisztítási alapismeretek, in, www.zoldinfolanc.hu/doksik/miskolc/szennyviz/Szennyviz.htm. [23] L. Vermes, Vízgazdálkodás-mezőgazdász-, kertész-, tájépítész- és erdőmérnök-hallgatók részére, in, Mezőgazdasági Szaktudás Kiadó, Budapest, 1997. [24] M.A. Hashim, S. Mukhopadhyay, J.N. Sahu, B. Sengupta, Remediation technologies for heavy metal contaminated groundwater, Journal of Environmental Management, 92 (2011) 2355-2388. [25] László Zsuzsanna, B. Sándor, ÉLELMISZERIPARI KÖRNYEZETGAZDÁLKODÁS in, http://www.muszeroldal.hu/measurenotes/kornygazd.pdf, 2009. [26] L. Barótfi, Környezettechnika, in, Mezőgazda Kiadó, Budapest, 2000. [27] J. Febrianto, A.N. Kosasih, J. Sunarso, Y.H. Ju, N. Indraswati, S. Ismadji, Equilibrium and kinetic studies in adsorption of heavy metals using biosorbent: A summary of recent studies, Journal of Hazardous Materials, 162 (2009) 616-645. [28] S.V. Gokhale, K.K. Jyoti, S.S. Lele, Kinetic and equilibrium modeling of chromium (VI) biosorption on fresh and spent Spirulina platensis/Chlorella vulgaris biomass, Bioresource Technology, 99 (2008) 3600-3608. [29] F. Veglio, F. Beolchini, Removal of metals by biosorption: A review, Hydrometallurgy, 44 (1997) 301-316. [30] Á. Pálfi, in, http://www.omikk.bme.hu/collections/mgi_fulltext/kornyezet/2003/02/0204.pdf. [31] M.M. Areco, L. Saleh-Medina, M.A. Trinelli, J.L. Marco-Brown, M.D. Afonso, Adsorption of Cu(II), Zn(II), Cd(II) and Pb(II) by dead Avena fatua biomass and the effect of these metals on their growth, Colloids and Surfaces B-Biointerfaces, 110 (2013) 305-312. [32] L. Fang, C. Zhou, P. Cai, W. Chen, X. Rong, K. Dai, W. Liang, J.-D. Gu, Q. Huang, Binding characteristics of copper and cadmium by cyanobacterium Spirulina platensis, Journal of Hazardous Materials, 190 (2011) 810-815. [33] B. Volesky, Z.R. Holan, BIOSORPTION OF HEAVY-METALS, Biotechnology Progress, 11 (1995) 235250. [34] L.R. Drake, S. Lin, G.D. Rayson, P.J. Jackson, Chemical modification and metal binding studies of Datura innoxia, Environmental Science & Technology, 30 (1996) 110-114. [35] S. Lin, L.R. Drake, G.D. Rayson, Affinity distributions of lead ion binding to an immobilized biomaterial derived from cultured cells of Datura innoxia, Advances in Environmental Research, 6 (2002) 523-532. [36] W. Jiang, A. Saxena, B. Song, B.B. Ward, T.J. Beveridge, S.C.B. Myneni, Elucidation of functional groups on gram-positive and gram-negative bacterial surfaces using infrared spectroscopy, Langmuir, 20 (2004) 11433-11442. [37] K. Chojnacka, A. Chojnacki, H. Gorecka, Biosorption of Cr3+, Cd2+ and Cu2+ ions by blue-green algae Spirulina sp.: kinetics, equilibrium and the mechanism of the process, Chemosphere, 59 (2005) 75-84. [38] N. Kuyucak, B. Volesky, BIOSORBENTS FOR RECOVERY OF METALS FROM INDUSTRIAL SOLUTIONS, Biotechnology Letters, 10 (1988) 137-142. [39] Z. Aksu, Y. Sag, T. Kutsal, THE BIOSORPTION OF COPPER(II) BY C-VULGARIS AND Z-RAMIGERA, Environmental Technology, 13 (1992) 579-586. [40] W. Plazinski, Binding of heavy metals by algal biosorbents. Theoretical models of kinetics, equilibria and thermodynamics, Advances in Colloid and Interface Science, 197 (2013) 58-67. [41] J.P.S. Cabral, SELECTIVE BINDING OF METAL-IONS TO PSEUDOMONAS-SYRINGAE CELLS, Microbios, 71 (1992) 47-53. [42] G.C. Donmez, Z. Aksu, A. Ozturk, T. Kutsal, A comparative study on heavy metal biosorption characteristics of some algae, Process Biochemistry, 34 (1999) 885-892. [43] Z. Aksu, G. Egretli, T. Kutsal, A comparative study for the biosorption characteristics of chromium(VI) on Ca-alginate, agarose and immobilized C-vulgaris in a continuous packed bed column, Journal of Environmental Science and Health Part a-Toxic/Hazardous Substances & Environmental Engineering, 34 (1999) 295-316.
83
[44] J.A. Scott, S.J. Palmer, SITES OF CADMIUM UPTAKE IN BACTERIA USED FOR BIOSORPTION, Applied Microbiology and Biotechnology, 33 (1990) 221-225. [45] A. PenalozaVazquez, S.P. Kidambi, A.M. Chakrabarty, C.L. Bender, Characterization of the alginate biosynthetic gene cluster in Pseudomonas syringae pv syringae, Journal of Bacteriology, 179 (1997) 4464-4472. [46] K. Chojnacka, A. Chojnacki, H. Gorecka, Trace element removal by Spirulina sp from copper smelter and refinery effluents, Hydrometallurgy, 73 (2004) 147-153. [47] N. Mallick, L.C. Rai, REMOVAL OF INORGANIC-IONS FROM WASTEWATERS BY IMMOBILIZED MICROALGAE, World Journal of Microbiology & Biotechnology, 10 (1994) 439-443. [48] R.M. Gabr, S.H.A. Hassan, A.A.M. Shoreit, Biosorption of lead and nickel by living and non-living cells of Pseudomonas aeruginosa ASU 6a, International Biodeterioration & Biodegradation, 62 (2008) 195-203. [49] A. KŐNIG-PÉTER, B. KOCSIS, F. KILÁR, T. PERNYESZI, Bioadsorption characteristics of Pseudomonas aeruginosa PAOI, in, Journal of Serbian Chemical Society, 2013, pp. 1-19. [50] A. Malik, A. Aleem, Incidence of metal and antibiotic resistance in Pseudomonas spp. from the river water, agricultural soil irrigated with wastewater and groundwater, Environmental Monitoring and Assessment, 178 (2011) 293-308. [51] R.K. Kermanshahi, M. Kazemi, E.H. Dehkordi, F. Payami, The study of influence of some physicochemical agents in resistance pattern of Escherichia coli and Pseudomonas aeruginosa, Jundishapur Journal of Microbiology, 4 (2011) 239-247. [52] B. Debelius, J.M. Forja, A. DelValls, L.M. Lubian, Toxicity and bioaccumulation of copper and lead in five marine microalgae, Ecotoxicology and Environmental Safety, 72 (2009) 1503-1513. [53] K.L. Wilde, J.L. Stauber, S.J. Markich, N.M. Franklin, P.L. Brown, The effect of pH on the uptake and toxicity of copper and zinc in a tropical freshwater alga (Chlorella sp.), Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 51 (2006) 174-185. [54] S.K. Mehta, J.P. Gaur, Characterization and optimization of Ni and Cu sorption from aqueous solution by Chlorella vulgaris, Ecological Engineering, 18 (2001) 1-13. [55] Y.S. Zhang, W.G. Liu, M. Xu, F. Zheng, M.J. Zhao, Study of the mechanisms of Cu2+ biosorption by ethanol/caustic-pretreated baker's yeast biomass, Journal of Hazardous Materials, 178 (2010) 1085-1093. [56] V. Farkas, A. Hegedusova, S. Jakabova, C. Majdik, T. Pernyeszi, THE EFFECT OF CELL SURFACE TREATMENT ON LEAD(II) BIOADSORPTION BY PHANEROCHAETE CHRYSOSPORIUM, Studia Universitatis Babes-Bolyai Chemia, 56 (2011) 65-74. [57] E. Gurisik, M.Y. Arica, S. Bektas, O. Genc, Comparison of the heavy metal biosorption capacity of active, heat-inactivated and NaOH-treated phanerochaete chrysosporium biosorbents, Engineering in Life Sciences, 4 (2004) 86-89. [58] M.F. Ahmad, S. Haydar, T.A. Quraishi, Enhancement of biosorption of zinc ions from aqueous solution by immobilized Candida utilis and Candida tropicalis cells, International Biodeterioration & Biodegradation, 83 (2013) 119-128. [59] K. Vijayaraghavan, T.V.N. Padmesh, K. Palanivelu, M. Velan, Biosorption of nickel(II) ions onto Sargassum wightii: Application of two-parameter and three-parameter isotherm models, Journal of Hazardous Materials, 133 (2006) 304-308. [60] N. Mallick, Biotechnological potential of immobilized algae for wastewater N, P and metal removal: A review, Biometals, 15 (2002) 377-390. [61] N. Rangsayatorn, P. Pokethitiyook, E.S. Upatham, G.R. Lanza, Cadmium biosorption by cells of Spirulina platensis TISTR 8217 immobilized in alginate and silica gel, Environment International, 30 (2004) 57-63. [62] R. Vannela, S.K. Verma, Cu2+ Removal and recovery by SpiSORB: batch stirred and up-flow packed bed columnar reactor systems, Bioprocess and Biosystems Engineering, 29 (2006) 7-17.
84
[63] Z. Aksu, G. Egretli, T. Kutsal, A comparative study of copper(II) biosorption on Ca-alginate, agarose and immobilized C-vulgaris in a packed-bed column, Process Biochemistry, 33 (1998) 393400. [64] I. Moreno-Garrido, Microalgae immobilization: Current techniques and uses, Bioresource Technology, 99 (2008) 3949-3964. [65] M.Y. Arica, C. Arpa, A. Ergene, G. Bayramoglu, O. Genc, Ca-alginate as a support for Pb(II) and Zn(II) biosorption with immobilized Phanerochaete chrysosporium, Carbohydrate Polymers, 52 (2003) 167-174. [66] V.M. Kaya, G. Picard, Stability of chitosan gel as entrapment matrix of viable Scenedesmus bicellularis cells immobilized on screens for tertiary treatment of wastewater, Bioresource Technology, 56 (1996) 147-155. [67] S. Fierro, M.D.P. Sanchez-Saavedra, C. Copalcua, Nitrate and phosphate removal by chitosan immobilized Scenedesmus, Bioresource Technology, 99 (2008) 1274-1279. [68] B. Aguilar-May, M.D. Sanchez-Saavedra, Growth and removal of nitrogen and phosphorus by free-living and chitosan-immobilized cells of the marine cyanobacterium Synechococcus elongatus, Journal of Applied Phycology, 21 (2009) 353-360. [69] F.A.A. Al-Rub, M.H. El-Naas, I. Ashour, M. Al-Marzouqi, Biosorption of copper on Chlorella vulgaris from single, binary and ternary metal aqueous solutions, Process Biochemistry, 41 (2006) 457-464. [70] Z. Aksu, Equilibrium and kinetic modelling of cadmium(II) biosorption by C-vulgaris in a batch system: effect of temperature, Separation and Purification Technology, 21 (2001) 285-294. [71] Y.M. Lu, E. Wilkins, Heavy metal removal by caustic-treated yeast immobilized in alginate, Journal of Hazardous Materials, 49 (1996) 165-179. [72] K. Vijayaraghavan, D. Prabu, Potential of Sargassum wightii biomass for copper(II) removal from aqueous solutions: Application of different mathematical models to batch and continuous biosorption data, Journal of Hazardous Materials, 137 (2006) 558-564. [73] I. Moreno-Garrido, O. Campana, L.M. Lubian, J. Blasco, Calcium alginate immobilized marine microalgae: Experiments on growth and short-term heavy metal accumulation, Marine Pollution Bulletin, 51 (2005) 823-829. [74] M.T. Cabrita, J. Raimundo, P. Pereira, C. Vale, Optimizing alginate beads for the immobilisation of Phaeodactylum tricornutum in estuarine waters, Marine Environmental Research, 87-88 (2013) 37-43. [75] B.A. Faafeng, E. Vandonk, S.T. Kallqvist, IN-SITU MEASUREMENT OF ALGAL GROWTH-POTENTIAL IN AQUATIC ECOSYSTEMS BY IMMOBILIZED ALGAE, Journal of Applied Phycology, 6 (1994) 301-308. [76] M. Iqbal, A. Saeed, Biosorption of reactive dye by loofa sponge-immobilized fungal biomass of Phanerochaete chrysosporium, Process Biochemistry, 42 (2007) 1160-1164. [77] X. Han, Y.S. Wong, M.H. Wong, N.F.Y. Tam, Biosorption and bioreduction of Cr(VI) by a microalgal isolate, Chlorella miniata, Journal of Hazardous Materials, 146 (2007) 65-72. [78] C. Solisio, A. Lodi, P. Torre, A. Converti, M. Del Borghi, Copper removal by dry and re-hydrated biomass of Spirulina platensis, Bioresource Technology, 97 (2006) 1756-1760. [79] G.-N.L. Barna Dóra, Tasi Gyula, Linearizálni vagy nem linearizálni: paraméterek hibaterjedésének analitikus és numerikus számítása, in, Magyar Kémikusok Lapja, Vegyipar és Kémiatudomány, 2011, pp. 383-388. [80] N. Rangsayatorn, E.S. Upatham, M. Kruatrachue, P. Pokethitiyook, G.R. Lanza, Phytoremediation potential of Spirulina (Arthrospira) platensis: biosorption and toxicity studies of cadmium, Environmental Pollution, 119 (2002) 45-53. [81] S.V. Gokhale, K.K. Jyoti, S.S. Lele, Modeling of chromium (VI) biosorption by immobilized Spirulina platensis in packed column, Journal of Hazardous Materials, 170 (2009) 735-743.
85
Internetes források jegyzéke 9.oldal, 1.ábra: http://www.nasa.gov/ 9.oldal, 2.ábra: http://microbiologyglossary.wikispaces.com/ 10. oldal, 3.ábra: http://www.foodpoisonjournal.com/ 10.oldal, 4.ábra: https://microbewiki.kenyon.edu/ 10.oldal, 5.ábra: http://botany.natur.cuni.cz/algo 11.oldal, 6.ábra: http://bioweb.uwlax.edu/
86
Függelék 1. táblázat A különböző pH-n meghatározott specifikus felületi töltés értékek P. aeruginosa, C.vulgaris, S. plat.-max. sejtek esetében
pH 4,15 5,22 5,78 6,87 8,41
Vtenzidoldat ( cm3 ) 2,3 3,4 5,8 6,6 7,2
Specifikus felületi töltés ( mekv100g ) P. aeruginosa C.vulgaris S. plat.-max. 60,3 342 31,6 258 430 46,7 282 436 79,6 291 573 90,6 288 590 98,8
2. táblázat A vizsgált mikroorganizmusok által adszorbeált nehézfém ionok mennyisége
Mikroorganizmusok pH P. aeruginosa 3 4 5 6 7 8 P. fluorescens 3 4 5 6 7 8 C. vulgaris 3 4 5 6 7 8 S. plat.-max. 3 4 5 6 7 8
Maximálisan adszorbeált mennyiség mg/g//mmol Pb(II) Cd(II) Cu(II) Zn(II) 33,3±1,1 45,2±1,7 48,5±1,7 46,3±1,3 43,6±1,6 41,7±1,1 11,0±0,6 44,8±0,4 33,3±0,8 29,7±0,3 22,7±1,9 20,0±0,7 31,6±0,4 37,5±0,4 39,0±0,4 38,6±0,9 40,5±1,3 40,1±1,9 28,1±0,6 41,6±1,0 47,5±0,2 45,3±0,1 44,4±1,4 46,1±1,5
161 218 234 224 211 201 53 216 161 143 109 96 152 181 188 186 195 194 136 201 229 218 214 223
26,9±1,3 38,0±0,9 38,6±1,3 38,5±1,0 38,7±1,0 39,9±1,2 44,5±0,3 48,0±1,1 46,1±0,9 46,5±0,6 48,5±0,6 48,6±0,8 25,3±0,3 32,3±0,3 33,0±0,5 32,3±0,1 32,3±0,9 32,3±0,6 42,0±0,4 41,5±0,3 44,5±0,7 43,0±0,4 45,5±0,4 45,5±0,4
87
240 338 344 343 344 355 396 427 410 414 432 433 432 433 225 287 294 287 374 369 396 382 405 405
27,3±0,6 32,9±0,4 34,2±0,8 35,2±0,3 24,6±0,3 32,3±1,0 32,7±0,8 34,6±0,6 21,6±0,5 32,3±0,5 33,0±0,3 32,3±0,6 35,5±0,4 36,3±0,2 39,3±1,2 39,5±0,3 -
430 518 539 554 388 509 515 544 340 508 520 508 558 572 619 622 -
41,9±0,4 42,3±0,8 42,4±0,3 43,4±0,3 39,3±0,9 40,9±1,3 41,2±1,0 39,1±1,0 30,5±0,6 35,2±0,6 38,2±0,8 40,3±1,3 32,5±0,6 34,5±1,4 38,4±1,7 40,3±0,6 -
640 647 648 663 602 626 630 598 466 539 584 616 497 527 587 616 -
1. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi alginát, alginátban immobilizált S. platensisS. maxima gélgyögyökön Pb(II) esetében
2. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi alginát, alginátban immobilizált S. platensisS. maxima gélgyögyökön Cd(II) esetében
3. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi alginát, alginátban immobilizált S. platensisS. maxima gélgyögyökön Cd(II) esetében
88
4. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi alginát, alginátban immobilizált S. platensisS. maxima gélgyögyökön Zn(II) esetében
5. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima gélgyögyökön Pb(II) esetében
6. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima gélgyögyökön Cd(II) esetében
89
7. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima gélgyögyökön Cu(II) esetében
8. ábra A Thomas modell mérési pontokra illesztett áttörési görbéi kitozán és kitozánban immobilizált S. platensis-S. maxima gélgyögyökön Zn(II) esetében
90
