PANNON EGYETEM VEGYÉSZMÉRNÖKI TUDOMÁNYOK DOKTORI ISKOLA
MEMBRÁNOS GÁZSZEPARÁCIÓ ALKALMAZÁSA BIOHIDROGÉN KINYERÉSÉRE ÉS KONCENTRÁLÁSÁRA DOKTORI (PhD) ÉRTEKEZÉS KÉSZÍTETTE: BÚCSÚ DÉNES OKL. KÖRNYEZETMÉRNÖK TÉMAVEZETİ: BÉLAFINÉ DR. BAKÓ KATALIN TUDOMÁNYOS FİMUNKATÁRS
PANNON EGYETEM MŐSZAKI KÉMIAI KUTATÓ INTÉZET
2008
MEMBRÁNOS GÁZSZEPARÁCIÓ ALKALMAZÁSA BIOHIDROGÉN KINYERÉSÉRE ÉS KONCENTRÁLÁSÁRA Értekezés doktori (PhD) fokozat elnyerése érdekében Írta: Búcsú Dénes, okleveles környezetmérnök Készült a Pannon Egyetem Vegyészmérnöki Tudományok Doktori Iskolája keretében Témavezetı: Bélafiné Dr. Bakó Katalin, tudományos fımunkatárs Elfogadásra javaslom (igen / nem) (aláírás) A jelölt a doktori szigorlaton …......... % -ot ért el,
Az értekezést bírálóként elfogadásra javaslom: Bíráló neve: …........................ …................. igen /nem
Bíráló neve: …........................ …................. igen /nem
Bíráló neve: …........................ …................. igen /nem
………………………. (aláírás) ………………………. (aláírás) ………………………. (aláírás)
A jelölt az értekezés nyilvános vitáján …..........% - ot ért el. Veszprém, A doktori (PhD) oklevél minısítése….................................
…………………………. a Bíráló Bizottság elnöke ………………………… Az EDT elnöke
Kivonat A doktori munka célja egy olyan membrán gázszeparációs berendezés megtervezése és megépítése volt, amellyel fermentorban képzıdı, biohidrogént tartalmazó gázelegy kinyerhetı és hidrogénre nézve koncentrálható. A tüzelıanyag-cellában való felhasználáshoz a hidrogénkoncentrációnak el kell érnie a 70%-ot. A bioreaktor gázterében a hidrogéntermelés biológiai útvonalától függıen két- (hidrogén, nitrogén) illetve háromkomponenső (hidrogén, nitrogén, szén-dioxid) gázelegy van jelen, a fermentáló törzstıl és egyéb mőveleti paraméterektıl függı koncentrációban. A feladat részét képezte a megfelelı paraméterekkel rendelkezı membránok kiválasztása, amelyek képesek a különbözı mennyiségő és minıségő gázelegyek hatékony elválasztására. A membrán modulok teszteléséhez, és a további mérésekhez olyan labormérető, egy- illetve kétlépcsıs berendezéseket építettünk, amelyek a fermentorok gázterének két és háromkomponenső gázelegyeit energiatakarékos módon képesek kinyerni, szállítani valamint elválasztani. A membránok permeábilitási és szelektivitási paramétereit tiszta modell gázokkal valamint gázelegyekkel mértük ki. Az optimális mőveleti kondíciók beállításának elméleti alapját a gyakorlati eredményeket visszaigazoló, az adott modul konfigurációknak megfelelı modell kiválasztása és megoldása teremtette meg. A kísérleti munka befejezı részeként labormérető integrált hidrogéntermelı-elválasztó rendszert építettünk fel a membrán gázszeparációs berendezések és a fermentor összekapcsolásával. A különbözı fermentáló mikroorganizmusok optimális mőködési feltételeihez igazodó, rugalmas elválasztási eljárással minden esetben a membránok szelektivitásának megfelelı maximális hidrogénkoncentrációt sikerült elérni.
Abstract The aim of this work was to design and build a membrane gas separation setup which is able to recover and concentrate hydrogen from the gaseous mixture formed in the headspace of the fermenter. Hydrogen concentration should reach 70 % for the effective utilisation in fuel cells. In the headspace of the bioreactor either two- (hydrogen, nitrogen) or three- (hydrogen, nitrogen, carbon dioxide) component gas mixture is present depending on the biological pathways of the biohydrogen production. The concentrations of the compounds are influenced by the strain and the operation parameters applied. One of the tasks was to select suitable membranes for the separation of the gases. To test the membrane modules (and for other measurements) one- and two-step equipments were built, which can recover, deliver and separate the gaseous mixtures from the fermenter with low energy demand. The permeability and selectivity of the membranes were determined by pure gases and model gas mixtures. To adjust the optimal operational parameters, theoretical background of the separations was studied: a model was selected carefully and applied for the system. The theoretical data was confirmed by measurements. Finally a laboratory scale mobile integrated system was built by connecting the membrane gas separation setup and the fermenter. It was found that hydrogen was possible to recover and concentrate from the fermenter applying various microbes and membrane systems with suitable selectivity.
Auszug Ziel der Doktorarbeit war die Planung und der Aufbau einer Membranseparationsanlage, mit der ein, in Fermentor gebildetes Gasgemisch mit Biowasserstoffgehalt auszugewinnen und auf Wasserstoff zu konzentrieren. Zum Verbrauch in Brennstoffzellen sollte die Wasserstoffkonzentration 70% erreichen. In Gasraum des Bioreaktors, abhängig vom biologischem Weg der Wasserstoffproduktion sind Zwei- (Wasserstoff, Stickstoff) und Dreikomponenten- gasgemische (Wasserstoff, Stickstoff, Kohlendioxid) vorhanden, deren Konzentration vom fermentierenden Stamm und von den sonstigen Prozessparametern abhängt. Teil der Aufgabe war es, die Membrane mit den geeigneten Parametern auszuwählen, die für die wirksame Trennung von Gasgemischen mit verschiedener Qualität und Quantität geeignet sind. Zum Testen der Membranmodule und zu den weiteren Versuchen wurden ein- und zweistufige Anlagen in Labormaßstab gebaut, die geeignet sind, die Zwei- und Dreikomponentengasgemische des Gasraumes der Fermentoren energiesparend auszugewinnen, zu transportieren sowie zu trennen. Die Permeabilitäts- und Selektivitätsparameter der Membrane wurde sowohl mit reinen Modellgasen als auch mit Gasgemischen gemessen. Die theoretischen Grundlagen der Einstellung der optimalen Prozessparameter wurde durch Auswahl und Lösung des die praktische Ergebnisse wiederspiegelnde, dem gegeben Modulkonfiguration entsprechende Modells geschaffen. Als Beendigung der Versuchsarbeit wurde ein integriertes System in Labormaßstab für die Wasserstoffproduktion und Trennung mit der Kopplung der Gasseparationsanlage und des Fermentors aufgebaut. Mit dem flexiblen Trennverfahren, das zu den optimalen Wirkungsbedingungen der fermentierenden Organismen angepasst wurde, konnte in jedem Falle eine, der Selektivität der Membranen entsprechende Wasserstoffkonzentration erreicht werden.
Tartalomjegyzék 1. Bevezetés................................................................................................................................ 1 2. Irodalmi összefoglalás............................................................................................................ 3 2.1 A hidrogén elıállítása....................................................................................................... 3 2.1.1 A biológiai hidrogéntermelés molekuláris alapjai .................................................... 4 2.1.2 A biológiai hidrogéntermelési eljárások ................................................................... 6 2.1.3 A biohidrogén termelés jellemzése ......................................................................... 13 2.2 Tüzelıanyag-cellák ........................................................................................................ 16 2.3 Membránszeparáció ....................................................................................................... 19 2.3.1 A membránszeparáció jellemzıi ............................................................................. 20 2.3.2 A membránok szerkezete és a membránmodulok................................................... 21 2.3.3 Membrános gázszeparáció ...................................................................................... 24 2.3.4 Membránok fejlesztése, ipari alkalmazások............................................................ 28 2.3.5 Biohidrogén koncentrálása membránszeparációval ................................................ 30 3. Kísérleti anyagok és módszerek ........................................................................................... 31 3.1 Anyagok ......................................................................................................................... 31 3.1.1 Pórusmentes membránmodul .................................................................................. 31 3.1.2. Pórusos membránmodul......................................................................................... 32 3.1.3 A hidrogéntermelés anyagai, eszközei és berendezései .......................................... 34 3.2 Módszerek ...................................................................................................................... 37 3.2.1 Mikrobiológiai eljárások ......................................................................................... 37 3.2.2 Analízis.................................................................................................................... 39 4. Eredmények és értékelés ...................................................................................................... 41 4.1 Membránszeparációs berendezések felépítése ............................................................... 41 4.1.1 Pórusmentes membrán tesztelésére alkalmas készülékek ....................................... 41 4.1.2 Pórusos modul tesztelésére alkalmas készülék ....................................................... 45 4.1.3 Kétlépcsıs berendezés............................................................................................. 49
4.2 A membránszeparáció modellezése ............................................................................... 53 4.2.1 Pórusmentes membrán modellezése........................................................................ 53 4.2.2 Pórusos membrán modellezése ............................................................................... 57 4.3 Integrált rendszer Thiocapsa roseopersicina-val ............................................................ 62 4.4 Kísérletek és integrált rendszer Escherichia coli-val ..................................................... 64 4.4.1 Lombikban végzett kísérletek ................................................................................. 64 4.4.2 Fermentorban végzett kísérletek ............................................................................. 65 4.4.3 Integrált rendszerő kísérletek .................................................................................. 69 4.5 Integrált rendszer Thermococcus litoralis-szal .............................................................. 72 5. Összefoglalás........................................................................................................................ 78 Új tudományos eredmények..................................................................................................... 81 Novel scientific results ............................................................................................................. 83 Irodalomjegyzék....................................................................................................................... 85 Publikációs lista........................................................................................................................ 94
1. Bevezetés Verne Gyula az 1874-ben megjelent Rejtelmes sziget címő regényében egy olyan jövıt vázol fel, amelyben a szén helyett a hidrogén a fı energiahordozó. Számtalan tényezı hatására a hidrogén, mint energiahordozó ismét az érdeklıdés középpontjába került. Ebben egyfelıl a technológiai elınyök és az energiaipar versenyképességének növelése játszik szerepet, másfelıl a fosszilis energiával kapcsolatos problémák – az energiabiztonság, a légszennyezés, a globális klímaváltozás – azok a tényezık, amelyek alapjaiban kérdıjelezik meg a jelenlegi energiarendszer fenntarthatóságát (Dunn, 2002). Történelmi viszonylatban nézve: a 18. és 19. században a szén segítette elı NagyBritannia és a modern Németország növekedését; a 20. században az olaj alapozta meg az Egyesült Államok gazdasági és katonai erejét. Lassan elérkezik az újabb váltás ideje: a fosszilis energiák által kiváltott gazdasági és környezeti problémák mellett számolni kell azok látható idın belüli kimerülésével is. De nem ez az egyetlen hajtóerı. Don Huberts, a Shell Hydrogen vezérigazgatójának szavaival: „a kıkorszak nem azért ért véget, mert elfogyott a kı”. Azok az országok, amelyek megtalálják a módját a fosszilis energiák kiváltásának, versenyelınybe kerülnek a többiekkel szemben (Yergin, 1991). Napjainkban az elınyei miatt mind többen a hidrogénben látják azt az alternatívát, amely helyettesítheti a fosszilis energiákat, így megszületett a „hidrogéngazdaság” fogalma (http://en.wikipedia.org). A hidrogén a primer energiaforrások (mint a nukleáris- vagy napenergia)
tárolásának,
átalakításának
és
hasznosításának
közegeként
szolgálhat
energiaigényeink kielégítésére (Das, 2001). Ma már a „hidrogéngazdaság” nem egy fiktív fogalom: több mint 100 cég hidrogénüzemő tüzelıanyag-cellája került kereskedelmi forgalomba, amelyek mobil telefonokban és laptop számítógépekben kiválthatják az akkumulátort, használhatók irodák és otthonok áramellátásában, meghajthatnak bármilyen jármővet. Az energia- és autóipar évente 500 millió és 1 milliárd dollár közti összeget költ hidrogénnel kapcsolatos kutatásokra (Dunn, 2002). A hidrogén legfontosabb elınye, hogy elégetése során csak tiszta vízgız keletkezik, ami ártalmatlan az emberi egészségre és a környezetre nézve (Suzuki, 1982; Bockris, 1981). A fosszilis energiahordozók felhasználásának növekedésével az üvegházhatású szén-dioxid gáz kibocsátása is növekszik: a jelenlegi évi 6,1 milliárd tonnáról becslések szerint 2020-ra 9,8 milliárdra változik. A szén-dioxid légköri felhalmozódása is jelentıs: az ipari forradalom környékén 280 ppm volt a koncentrációja, jelenleg 370 ppm körül van (Dunn, 2002).
1
A hidrogén sok alapanyagból és eljárással elıállítható (lásd: 2.1 fejezet), többek között szennyvíziszapból és különbözı szerves hulladék anyagokból, így elısegíti az átállást a megújuló energiaforrásokra, ugyanakkor a hulladék feldolgozásának is ésszerő alternatívája. Emellett az elıállításának sokrétősége miatt a hidrogén homogén eloszlású, ezáltal pozitívan befolyásolja az energia elıállításának egyensúlyát. Ez az energiabiztonságot szolgálja, tekintve, hogy a fejlett országok importjának 72%-át az energiahordozók fogják kitenni 2010ben (Dunn, 2002). A hidrogén főtıértéke 12,73 kJ/m3, tömegegységre viszonyított energiasőrősége viszont a legnagyobb az energiahordozók közt (Levin, 2004). A hidrogént az üzemanyagként való felhasználás mellett más területeken is hasznosítják (Veziroglu, 1995; Ramachandran, 1998; Czuppon, 1996): a)
Hidrogénezési
eljárások
alapanyaga:
kisebb
molekulatömegő,
telített
vegyületek gyártásánál, szénhidrogének krakkolásánál, kén- és nitrogén szennyezések eltávolításánál. b)
Ammóniagyártás alapanyaga.
c)
O2-mentesítés: a hidrogénnel kémiai úton távolítják el az oxigénnyomokat, az oxidáció és korrózió megelızése céljából.
d)
Rakéták hajtóanyaga.
e)
Hőtıanyag elektromos áram generátorokban, kihasználva egyedülálló fizikai tulajdonságait.
Ahhoz, hogy a „hidrogéngazdaság” kiteljesedjen, még számtalan feladat vár megoldásra az energiaellátás minden lépésénél: a biológiai termelés ipari méretővé növelését, a termelés költségeinek csökkentését (Chornet, 2002; Cherry, 2004), a hidrogén koncentrálását, hosszú távú tárolását, szállítását és elosztását is meg kell oldani (Farrell, 2003). A következıkben ezek közül két terület, a biológiai hidrogén elıállítás, azaz a biohidrogén termelés, és a keletkezett gázok membrános szeparációjának alapelveit, és az eddig elért tudományos eredményeket mutatom be. Továbbá röviden bemutatom a tüzelıanyag-cellák fajtáit és mőködési elvüket. A tüzelıanyag-cellákban valósítható meg leghatékonyabban a hidrogén energiacélú felhasználása.
2
2. Irodalmi összefoglalás 2.1 A hidrogén elıállítása Jelenleg hidrogént fıleg fosszilis energiahordozókból, biomasszából és vízbıl gyártanak. A hidrogéntermelés eljárásai fosszilis energiahordozókból: a) Földgáz gızreformálása; b) Földgáz termikus krakkolása; c) Petróleumnál nehezebb szénhidrogén frakciók parciális oxidációja; d) Kıszén elgázosítása. A hidrogéntermelés eljárásai biomasszából (Dunn, 2002, Hemmes, 2003; Iwasaki, 2002): e) Pirolízis vagy elgázosítás (ami H2, CH4, CO2, CO, N2 gáztermék elegyet eredményez). f) Biológiai termelés. A hidrogéntermelés eljárásai vízbıl: g) Elektrolízis; h) Fotolízis; i) Termokémiai eljárások; j) Közvetlen termális bontás vagy termolízis; k) Biológiai termelés. A hidrogén közel 90%-át a földgáz vagy könnyő olajfrakciók magas hımérsékleten, gızzel való reakciójával (gızreformálás) termelik. A szénelgázosítás és a víz elektrolízise a másik két ipari eljárás (Weissermel, 1993; Rosen, 1998; Lodhi, 1987; Sastri, 1989; Cox, 1979; Casper, 1978). Mind a termokémiai, mind pedig az elektrokémiai eljárások nagy fajlagos energia igényőek és nem mindig környezetbarátok. Ezzel ellentétben a biológiai hidrogéntermelı eljárások legtöbbször környezeti hımérsékleten és nyomáson zajlanak, így kevésbé energia intenzívek. Ezek az eljárások utat nyitnak a kimeríthetetlen megújuló energiaforrások hasznosításának (Casper, 1978; Benemann, 1997; Greenbaum, 1990; Sasikala, 1993; Miyamoto, 1989; Tanisho, 1983). Ráadásul különbözı hulladék anyagokat használnak fel, ami elısegíti az újrafelhasználást.
3
2.1.1 A biológiai hidrogéntermelés molekuláris alapjai Minden biológiai hidrogéntermelı eljárás alapvetıen függ a hidrogéntermelı enzim jelenlététıl. Elméletileg lehetséges, hogy ezen enzimek mennyisége illetve nem kielégítı aktivitása az egész eljárás korlátozó tényezıivé váljanak. Habár a különbözı enzimek katalitikus aktivitása lényegesen eltérı, arra nincs bizonyíték egyik jelenlegi kutatásban sem, hogy az enzimek mennyisége lenne a korlátozó tényezı. Sok mikrobiológiai rendszernél a katalitikus aktivitásban rejlı potenciál messze felülmúlja a valójában termelt hidrogén mennyiségét, ami feltételezi, hogy más anyagcsere faktorok a limitálók. A hidrogéntermelı enzimek a legegyszerőbb kémiai reakciót katalizálják: 2H+ + 2e- ↔ H2
(2-1)
A hidrogénfejlesztésre képes enzimek összehasonlítása azt mutatja, hogy mindegyikük aktív centruma komplex metallo-klasztereket tartalmaz, és az aktív enzim egységek komplex mőveletek során szintetizálódnak kiegészítı enzimek bevonásával és proteinképzıdés mellett. Jelenleg három enzimrıl tudunk, amelyik a (2-1) egyenlet szerinti átalakulást katalizálja: a nitrogenáz, a [Fe] hidrogenáz és a [NiFe] hidrogenáz (Hallenbeck, 2002). A nitrogenáz kétkomponenső fehérjerendszer, amely MgATP (2ATP/e-) és redukált ferrodoxinból vagy flavodoxinból származó, alacsony potenciálú elektronok felhasználásával számtalan szubsztrátot képes redukálni. Más szubsztrátok hiányában a nitrogenáz folytatja mőködését; protonokat redukál hidrogénné. A nitrogenázok átalakítási sebessége kicsi, jelentıs a bioszintézis energia- és ATP-igénye, ezért ez az útvonal nem tesz lehetıvé hatékony hidrogéntermelést (Hallenbeck, 2002). Sok mikroorganizmusban megtalálható a [NiFe] hidrogenáz, amelynek a hagyományos anyagcsere funkciója vegyületek redukálása H2 segítségével. Ez az enzim fordított irányban mőködve is jobb katalizátor a nitrogenáznál az átalakítási sebességet tekintve (Rousset, 1998). Az átalakítási sebesség (turnover number) az enzimológiában az enzim egy katalitikus centrumán a szubsztrátból egységnyi idı alatt termékké alakult molekulák maximális száma. A [NiFe] hidrogenáz heterodimer felépítéső, aktív központját építik fel a vas és nikkel atomok (2-1. ábra).
4
2-1. ábra. A kénredukáló Desulfovibrio gigas baktérium [NiFe] hidrogenázának aktív központja (cys – ciszteinmolekulák) Hidrogénfejlesztı enzimek 35 éve ismeretesek, mióta felfedezték a [Fe] hidrogenázt a Clostridium pasteurianumban. Ennek a citoplazma enzimnek a feladata a szigorúan anaerob baktériumok fermentációja során keletkezı többlet redukáló vegyületek eltávolítása. Az átalakítási sebességük 6000 s-1, mintegy ezerszerese a nitrogenáz enzimnek (Peters, 1998). A [Fe] hidrogenáz enzim szerkezetét (2-2. ábra) csak 1998-ban írták le.
2-2. ábra. A Clostridium pasteuranium [Fe] hidrogenázának szerkezete
5
2.1.2 A biológiai hidrogéntermelési eljárások A biohidrogén-termelési eljárásokat a következık szerint lehet csoportosítani: • víz biofotolízise algával és cianobaktériummal; • szerves vegyületek fotobontása fotoszintetizáló baktériumokkal; • fermentációs hidrogéntermelés szerves vegyületekbıl; • hibrid rendszerek fotoszintetizáló és fermentáló baktériumokkal. A továbbiakban ezeknek az eljárásoknak a jellemzıit, alcsoportjait mutatom be részletesebben. Víz biofotolízise algával és cianobaktériummal Ez az eljárás megegyezik a növényi és alga fotoszintézissel, de a kapott energiát nem széntartalmú biomassza, hanem hidrogén képzésére használja. A fotoszintézis során két különbözı, egymást követı fotoszintézis rendszer fényt adszorbeál: ez a vízhasító és O2 molekulát fejlesztı PSII rendszer, illetve a CO2 redukálásához (vagy H2 létrehozásához) szükséges redukáló szert képezı PSI rendszer. A magasabb rendő növényekkel ellentétben mind az eukarióta (zöld alga) és prokarióta (cianobaktérium vagy kék-zöld alga) mikroalgák rendelkeznek hidrogenáz enzimmel (utóbbiak nitrogenázzzal is), amelyek hidrogéntermelésre képesek megfelelı körülmények között (Benemann, 1980, 1997; Lee, 1997; Kumazawa, 1981; Healey, 1970). Megkülönböztetünk közvetlen biofotolízist, nitrogenáz-függı hidrogéntermelést és közvetett biofotolízist. A közvetlen biofotolízis során a zöld algákban az elektronok a Ferrodoxin (Fd) segítségével a vízhasítás helyétıl a PSII és PSI fotorendszeren keresztül közvetlenül áramlanak a hidrogénfejlesztı enzimhez: fény ↓ H2O → PSII → PSI → Fd → hidrogenáz → H2 ↓ O2
(2-2)
Ez alapvetıen figyelemreméltó útvonal, mivel a napenergia segítségével egy könnyen elérhetı szubsztrátból, a vízbıl nyerünk hidrogént. A keletkezı oxigén viszont már nagyon kis mennyiségben (0,1% felett) gátolja a hidrogenáz enzim mőködését (Benemann, 1973; Spruit, 1958; Levin, 2004). Az utóbbi 35
6
évben igyekeztek olyan eljárásokat kidolgozni, amelyekkel elkerülhetı ez a probléma. Alkalmaztak irreverzibilis (pl. glükóz) és reverzibilis (pl. hemoglobin) O2 abszorbereket (Rosenkranz, 1984), endogén légzéső mikroalgákat (Melis, 2000), valamint oxigén toleráns hidrogenázokat állítottak elı fehérjemérnökséggel (McTavish, 1995) és klasszikus mutagenezissel (Ghirardi, 1997; Seibert, 2001). A gyakorlatban azonban egyik eljárás sem alkalmazható,
mert
nagyban
csökkentik
a
hidrogéntermelés
hatékonyságát,
ezzel
gazdaságtalanná téve az ipari alkalmazást. Nitrogenáz-függı hidrogéntermelés: a nitrogénfixáló cianobaktériumok atmoszférikus nitrogént képesek megkötni az ATP-függı nitrogenáz enzimjük mőködésével. A nitrogenáz nitrogén hiányában képes hidrogént fejleszteni protonok redukálásával. A közvetlen biofotolízisnél tapasztalt O2-gátlás a heterocisztás cianobaktériumoknál – amelyek két különbözı sejttípusból épülnek fel, és az O2- és H2-termelés térben elkülönül – nem lép fel (Benemann, 1974, 1980; Weissman, 1978; Hallenbeck, 1978; Miyamoto, 1979 a-b): fény ↓ H2O → PS → [CH2O]2 → Ferrodoxin → nitrogenáz ↓ ↑ ↓ NADPH ↓ O2 CO2 visszaforgatás CO2 H2
(2-3)
A hidrogéntermelés ezen útvonala során felmerülı sok gátló tényezı miatt (a cianobaktériumok nitrogenáz-rendszerének belsı korlátai, nagy ATP igény, alacsony átalakítási sebesség) a gyakorlatban ez az útvonal sem járható (Lee, 1997; Benemann, 2001). Közvetett biofotolízis során az oxigén- és hidrogéntermelés idıben (és néha térben is) elkülönül, így nem lép fel O2-inhibíció (Hallenbeck, 2002): Fény CO2 ↓ ↓ H2O → PSII; PSI → Fd→ sejtanyag ↓ O2 1. fázis (+O2)
│sejtanyag │ ↓ │ fermentáció → Fd → hidrogenáz │ ↓ │ H2 │ 2. fázis (-O2)
(2-4)
Itt a fotoszintetizáló rendszerbıl az elektronok nem közvetlenül jutnak a hidrogenáz enzimhez, hanem egy CO2-megkötési lépésen keresztül.
7
Szerves vegyületek fotobontása fotoszintetizáló baktériumokkal A fotoszintetizáló baktériumokat sokan a legígéretesebb biológiai hidrogéntermelı útvonalnak tekintik (Park, 1991; Fascetti, 1995, 1998; Miyake, 1987; Vincezini, 1982) mivel: •
magas az elméleti átalakítási hozamuk;
•
nem termelnek oxigént;
•
a fény széles spektrumát képesek hasznosítani (Chen, 2006 a-b);
•
hulladék
szubsztrátot képesek
hasznosítani,
akár szennyvíztisztításnál
is
alkalmazhatók (Bolton, 1996; Gosse, 2006). Egyes fotoszintetizáló baktériumok hidrogenáz, mások nitrogenáz enzim segítségével termelnek hidrogént. A nitrogenáz metabolizmus energiaigényesebb, ennek egyszerősített útvonala (Das, 2001): (CH2O}2 → Fd → nitrogenáz → H2 ↑ATP
(2-5)
↑ATP
Szubsztrátok lehetnek különbözı szerves vegyületek, ekkor szén-dioxid is keletkezik, vagy redukált kénvegyületek, ekkor oxidált kénvegyületek keletkeznek a hidrogén mellett. Szén-monoxid
szintén
hasznosítható
a
hidrogéntermelésben
a
fotoszintetizáló
mikroorganizmusok csatolt reakciója által (Uffen, 1976). A fotofermentáló útvonalon hidrogéntermelésre képes törzs a Thiocapsa roseopersicina, amely egy Gram-negatív, anaerob, fotoszintetizáló bíbor kénbaktérium (2-3. ábra). Mikroszkópban nem mozgékony kokkuszként figyelhetı meg. A fotoszintézishez anaerob körülmények között elektrondonorként redukált kénvegyületeket (szulfid, tioszulfát, elemi kén) használ, de szerves források (glükóz, acetát) is elláthatják ezt a feladatot. A baktérium rendelkezik nitrogenáz enzimrendszerrel, így nitrogén megkötésére is képes, miközben hidrogént termel.
2-3. ábra. A Thiocapsa roseopersicina sejttenyészet Petri-csészén és tápoldatban 8
A törzs legalább két membránkötött, két alegységes, nikkelt és vasat tartalmazó hidrogenáz enzimmel rendelkezik, melyek közül az egyik enzimnek biotechnológiai szempontból rendkívül elınyös tulajdonságai vannak. Ez az enzim különlegesen stabil, sokkal aktívabb 80 °C-on, mint szobahımérsékleten, annak ellenére, hogy a sejt optimális növekedési hımérséklete 28 °C körül van (Bodó, 2003). Oxigén hatására sem veszíti el aktivitását, proteolitikus enzimekkel szemben is igen stabil, sıt a membránról való leválasztás után is hosszú ideig aktív marad. Az algák és cianobaktériumok, valamint a fotofermentáló baktériumok nagylaboratóriumi kultiválása
fotobioreaktorokban
történik.
A
fotobioreaktorok
egyrészt
megfelelı
körülményeket biztosítanak a hidrogéntermelésnek, másrészt folyamatosan ellenırizhetık és szabályozhatók. Szabályozható paraméter a fényerı, színkép összetétel, a hımérséklet, a gázáramlás sebessége. A 2-4. ábrán a Photon Systems Instruments cég fotobioreaktorának felépítése látható.
2-4. ábra. A fotobioreaktor sémája. A – szenzorok és LED-ek elhelyezése; B – a fotobioreaktor felépítése A kultúra növekedése sőrőségméréssel követhetı nyomon, amellyel 735 nm-en mérhetı a fényszóródás (OD 735). A klorofill mennyisége külön is mérhetı a 680 és 735 nm hullámhosszú fénysugarak elnyelıdésének különbségével.
9
Fermentációs hidrogéntermelés szerves vegyületekbıl A
fermentációs
útvonalon
nagyobb
volumenő
hidrogéntermelés
könnyebben
megvalósítható, mert a fermentáló baktériumoknak nagy a termelési rátájuk, fénytıl függetlenül is termelnek és gyorsan növekednek (Tanisho, 1983, 1987, 1995; Brosseau, 1982; Kumar, 1999, 2000). A fermentáció elınyös abból a szempontból is, hogy a különbözı szénforrások (keményítı, cellobióz, szacharóz, xilóz) alkalmazhatók, amelyek származhatnak szennyvíziszapból, állattartó telepekrıl vagy az élelmiszeripar hulladékaiból (Claassen, 1999; Ren, 2006; Kotay, 2007; Chen WH, 2006; Shin, 2007). A fermentáló mikroorganizmusok lehetnek mezofilek (25-40 °C), termofilek (40-65 °C), extrém termofilek (65-80 °C) és hipertermofilek (>80 °C) (Levin, 2004). A fermentációs hidrogéntermelést két tényezı hatékony kapcsolásával lehet maximalizálni: •
elérhetı, gazdag elektronforrás biokémiai elektronátadó rendszerrel és
•
aktív hidrogenáz alkalmazásával (Woodward, 1996, 2000; Paschos, 2002; Maier, 1996).
Egyes heterotróf organizmusok anaerob környezetben az energiatermelı oxidációs reakció után nyert többletelektronokat molekuláris hidrogén képzésére fordítják a hidrogenáz enzimjük segítségével (Keasling, 1998). A hidrogéntermelı metabolizmus a glikolízissel, a glükóz anaerob bomlásával kezdıdik. A képzıdött NADH újra oxidálódik (NADH útvonal (Tanisho, 1998)): C6H12O6 + 2 NAD+ → 2 CH3CO COOH + 2 NADH + 2 H+
(2-6)
NADH + H+ → H2 + NAD+
(2-7)
További hidrogén képzıdhet a keletkezett piroszılısav, vagy anionja, a piruvát bontásán keresztül, amit két enzimrendszer is katalizál: 1. piruvát-formát liáz (PFL) piruvát + CoA → acetil-CoA + formiát ↑ PFL
(2-8)
2. piruvát-ferrodoxin (flavodoxin) oxidoreduktáz (PFOR) piruvát + CoA + 2 Fd (ox) → acetil-CoA + CO2 + 2 Fd (red) ↑ PFOR
(2-9)
10
A keletkezett formiát hidrogénre és szén-dioxidra bomlik, a ferrodoxint pedig a szigorúan anaerob baktériumok fordítják hidrogéntermelésre. A keletkezett acetil-CoA az acetát, etanol és ATP képzıdésben játszik szerepet. CO2 jelenlétében szukcinát és formiát képzıdik, amelyek szintén NADH-t igénylı folyamatok, ilyen értelemben kompetitívek a hidrogéntermelésre nézve, ezért a CO2 eltávolításával e reakciók lejátszódását gátolni kell. A
hidrogénszintetizáló
anyagcsere
folyamatok
nagyon
érzékenyek
a
hidrogénkoncentrációra, termékgátlás könnyen felléphet, és a reakciók a redukált szubsztrátok képzıdésének irányába tolódhatnak. A folyamatos H2 szintézis feltétele 60 °C-on 50 kPa alatti (Tanisho, 1998), 70 °C-on 20 kPa alatti (Woodward, 2000), 98°C-on pedig 2 kPa alatti (Woodward, 1996) parciális nyomás. Különbözı módszerekkel tartható alacsony szinten a termékgáz-koncentráció a fermentor gázterében: inert gázok (nitrogén, argon) befúvásával, vagy vákuummal. A legjobb hatást nitrogénnel érték el (Mizuno, 2000; Tanisho, 1998; Kataoka, 1997).
2-5. ábra. Thermococcus litoralis telepek Petri-csészén és tápoldatban felnıtt kultúra Sötét fermentációs útvonalon képes a Thermococcus litoralis lúdtoll fermentlébıl hidrogént fejleszteni (2-5. ábra). A húsipar nagy mennyiségő keratintartalmú szerves hulladékot (szárnyas toll) halmoz fel, amelyek lebomlása lassú, és az Európai Unióban veszélyes hulladékoknak minısülnek. Ennek megsemmisítése a hidrogéntermeléssel összekapcsolható, és két lépcsıben megvalósítható. Elıször a keratináztermelı baktérium, Bacillus licheniformis KK1 mikrobiológiai úton bontja a keratintartalmú szerves hulladékot. A baktériumnak köszönhetıen a keratin fehérje enzimatikus úton könnyen hozzáférhetı, oldható oligopeptidekké és aminosavakká bomlik. A második lépcsıben a Thermococcus litoralis hasznosítja e gazdag fermentlevet, miközben hidrogént termel. A hipertermofil baktérium heterotróf, különbözı szénhidrátokon (maltózon, keményítın, cellobiózon) és peptideken (kazeinen, triptonon, peptonon, élesztıkivonaton) növeszthetı, optimálisan 85 °Con. A lebontó folyamatok oxidációs lépései során a sejtekben jelentıs mennyiségő redukált 11
kofaktor keletkezik, melyeket a sejtek a redox egyensúly fenntartása érdekében igyekeznek visszaoxidálni. Ezt részben úgy oldják meg, hogy a felesleges elektronok felhasználásával, hidrogenáz enzimeik révén protonokat redukálnak; e folyamat során keletkezik a hidrogén gáz. A törzs [NiFe] hidrogenáz enzimje négy alegységbıl épül fel (Neuner, 1990). Egy másik, sötét fermentációval hidrogéntermelésre képes törzs az Escherichia coli, amely az Enterobakter rendbe tartozó Gram-negatív prokarióta baktérium. A természetben elıfordul hıforrások közelében is, de legnagyobb számban az emberi (és állati) bélrendszerben él, a bélflóra részét képezi. Fakultatív anaerob baktérium, amelynek optimális növekedési hımérséklete 37 °C. Mivel könnyen izolálható és tiszta a szerkezete, ezért a molekuláris biológiai kísérletekben ez a legelterjedtebb baktériumfaj. Tenyésztési körülményektıl függıen négy, különféle funkciót ellátó [NiFe] hidrogenázt képes szintetizálni.
Fermentatív
energianyerésre
kényszerítı
környezetben
szaporodik
a
legrosszabbul; ekkor viszont laktóz bontásával hidrogént termel [NiFe] hidrogenáz enzimrendszere segítségével (Kovács, 2002, 2005; Leach, 2005; wikipedia). Hibrid rendszerek fotoszintetizáló és fermentáló baktériumokkal A hibrid rendszerek fotoszintetizáló és nem fotoszintetizáló mikroorganizmusokat is tartalmaznak, ami által a hidrogéntermelés növelhetı. A Clostridium butyricum például különbözı szénhidrátok lebontásával termel hidrogént. A keletkezı szerves savak a fotoszintetizáló baktériumok nyersanyagai lehetnek a hidrogéntermeléshez (Singh, 1994; Thangaraj, 1994; Sasikala, 1991; Fang, 2006).
+138 kJ
glükóz
-184 kJ -255 kJ
2 H2
4 H2
4 formiát 4 H2
8 H2
hv
2 acetát 10 H2
ATP Fd (red)
butirát hidrogenáz
ADP
CO2
nitrogenáz
2-6. ábra. A glükóz bontásának biokémiai útvonala anaerob és fotoszintetizáló baktériumokkal hibrid rendszerben (Miyake, 1990) 12
A 2-6. ábra energetikai szempontból mutatja a glükóz bontását. Az anaerob baktériumok a bontással energiához és elektronokhoz jutnak. A szerves savak további bontásához energiabefektetésre van szükség. A glükóz teljes bontását hidrogénre és szén-dioxidra a fotoszintetizáló baktériumok viszik végbe a fény energiájának felhasználásával. A hibrid rendszerrel nem csak a fényigény csökken, de a hidrogénhozam is nı (Tao, 2007; Hawkes, 2007).
2.1.3 A biohidrogén termelés jellemzése A
mikroorganizmusok
elszaporodását
az
egyedek
számának
növekedésével
jellemezhetjük. Optimális esetben a 2-7. ábrán látható módon változik az egyedszám.
2-7. ábra. Baktériumtenyészet növekedési görbéje (N – sejtszám; µ – növekedési ráta) A felsı grafikon az egységnyi térfogatban végbement egyedszám-változás idealizált esetét ábrázolja, amely a következı egyenlettel írható le: ln N = ln N 0 + ahol
ln 2t g
(2-10)
N0 az egyedszám a t = 0 idıpontban g a generációs idı, amelynek az értéke a következıképpen határozható meg: 13
g=
t (eltelt idı )
(2-11)
n ( generációk száma ) Az alsó grafikonon a növekedési ráta látható, amely a (2-10) egyenletben szereplı ln2/g kifejezés. A növekedési folyamat során a generációs idı változásával a növekedési ráta is változik, és ez alapján a következı szakaszokat különíthetjük el: 1.
lappangó fázis, a növekedési sebesség gyakorlatilag zérus;
2.
gyorsuló növekedési fázis, a növekedési sebesség monoton nı;
3.
exponenciális növekedési fázis, a növekedési ráta állandó;
4.
lassuló növekedési fázis, a növekedési sebesség csökken;
5.
stacioner fázis, az egyedszám nem változik, a növekedési sebesség nulla;
6.
pusztulás fázisa, a növekedési sebesség negatív, ami azt jelenti, hogy több sejt pusztul el, mint amennyi szaporodik.
Az egyes szakaszok hossza változó, függ a kultúra elıéletétıl, magától a mikroorganizmustól és a kísérleti (környezeti) feltételektıl (Karaffa, 2007). A hidrogéntermelési rátával hasonlíthatjuk össze az egyes törzsek produktivitását. Ezt a szakirodalomban több mértékegységgel is jellemzik, de itt is tapasztalható erıfeszítés az egységesítésre, és manapság a leginkább elfogadott forma a mmol/(l*h). Ez megadja az egységnyi táptalaj térfogatban (liter) a fermentáció egységnyi ideje alatt (óra) termelt hidrogénmennyiséget (mmol). Ez átlagos értéket ad, mivel a termelés intenzitása az idı függvényében változik (lásd 2-7. ábra). A számolásához használatos formula: P= ahol
V g ⋅ p ⋅ c ⋅ 1000 RT ⋅ V f ⋅ t
(2-12)
P a hidrogéntermelési ráta [mmol/l*h] Vg a gáztérfogat [dm3] p a nyomás [kPa] c a térfogat-százalékos hidrogénkoncentráció R a gázállandó [J/mol*K] T a hımérséklet [K] Vf a táptalaj térfogata [dm3] t a termelési idı [óra].
14
2-1. táblázat. Hidrogéntermelı törzsek termelési rátája. DF: direkt biofotolízis; IF: indirekt biofotolízis; PF: foto-fermentáció; SF: sötét fermentáció Útvonal DF IF PF SF SF SF SF SF SF SF SF
Törzs
H2 szintézis (mmol/l*h)
Táptalaj
Chlamydomonas reinhardtii Anabaena variabilis Rhodobacter sphaeroides Clostridium vegyes Clostridium fajok C. saccharolyticus Escherichia coli BL21 Escherichia coli BL21 Enterobacter cloacae
S-tart. aminosav
0,07
ásványi sók
0,36
szerves savak
0,16
xilóz hexóz szacharóz cukorgyári sz.víz szacharóz glükóz cukorgyári sz.víz glükóz
21 64,5 121 8,2 8,4 66 97,4 75,6
Forrás
Levin, 2004
Chittibabu, 2006
A 2-1. táblázat néhány hidrogéntermelı törzs produktivitását hasonlítja össze. Ebbıl látható, hogy a különbözı útvonalon termelı törzsek termelési rátája akár több nagyságrenddel
is
különbözhet
egymástól.
A
különbözı
fotoszintézissel
termelı
mikroorganizmusok produktivitása messze elmarad a fermentáló mikroorganizmusokétól (Levin, 2004). A hidrogéntermelés másik jellemzıje a hozam, amely azt fejezi ki, hogy egységnyi mennyiségő szubsztrátból mennyi hidrogén keletkezett. Ha ecetsav a végtermék, akkor 1 mol glükózból elméletileg 4 mol H2 nyerhetı: C6H12O6 + 2H2O → 2CH3COOH + 4H2 + 2CO2
(2-13)
Jelenleg a gyakorlatban ez az érték 0,37 és 3,3 mol között mozog (Mertens, 2004).
15
2.2 Tüzelıanyag-cellák A hidrogénenergia rendszer kulcsa az üzemanyag gazdaságos felhasználása belsıégéső motorokban, hagyományos turbinákban vagy tüzelıanyag-cellákban (Padro, 1999). A tüzelıanyag-cellában a hidrogénben tárolt kémiai energia közvetlenül alakul át elektromos árammá, így magasabb hatásfokú a turbina-generátor rendszernél, ahol a kémiai energia termikus és kinetikus energián keresztül alakul árammá. Ezen kívül a tüzelıanyag-cellák megbízhatóak,
rugalmasak
és
méretük
miatt
a
legkönnyebben
kapcsolhatók
a
hidrogéntermeléshez, ezért a jövıben valószínőleg a hidrogén tüzelıanyag-cellákban való felhasználása terjed el (Boetius, 2006). Az elsı tudós, aki elektrolízissel vizet hasított hidrogénre és oxigénre Sir William Grove volt 1839-ben. İ azt is bebizonyította, hogy az elektrolízist megfordítva a két gáz tüzelıanyag-cellákban elektrokémiailag egyesíthetı, vizet és áramot nyerve. A tüzelıanyagcellák elterjedése azonban csak az 1960-as években kezdıdött. A tüzelıanyag-cellák redox rendszerek. 5 típusuk üzemeltethetı hidrogénnel, amelyek a felhasznált elektrolit és/vagy a munkahımérséklet alapján csoportosíthatók: Alacsony hımérséklető tüzelıanyag-cellák: • alkáli (AFC) és • membrán (PEMFC). Magas hımérséklető tüzelıanyag-cellák: • foszforsavas (PAFC), • olvadt karbonát (MCFC) és • oxidkerámia (SOFC) tüzelıanyag-cellák. Az elsı mőködı tüzelıanyag-cella az AFC volt. Ebben a két elektrolit közötti pórusos mátrixot valamilyen bázis, általában kálium-hidroxid tölti ki. Az anódon a hidrogén oxidálódik, miközben víz és elektronok keletkeznek: 2H2 + 4OH- → 4H2O + 4e-
(2-14)
Az elektronok külsı áramkörön haladnak, majd a katódhoz érve redukálják az oxigént: O2 + 2H2O + 4e- → 4OH-
(2-15)
Az AFC hatásfoka nagyon jó, 60-70% közötti, gyártása viszonylag olcsó. Üzemeltetése ellenben drága, mivel nagy tisztaságú gázokat igényel. A CO2 a kálium-hidroxiddal káliumkarbonátot képez, ami a gázdiffúziós elektródákat rövid idı alatt eltömíti.
16
A legnagyobb érdeklıdésre a PEMFC tart számot, ami a legalkalmasabbnak tőnik gépjármővek meghajtására. Ennek fejlesztésében a Ballard cég jár az élen. A PEMFC cella elektrolitja ionáteresztı polimer membrán. A membrán anyaga Nafion, vagy újabban polibenzimidazol (PBI) a magasabb üzemi hımérséklet – és ezáltal nagyobb hatásfok – elérése végett. Az elektród szénpapír, a katalizátor fekete platina. A cellát két grafit tartólemez határolja, ami levezeti a keletkezı áramot, a folyamat során fejlıdött hıt a hőtıkamrához tereli, barázdáin keresztül pedig a gázokat adagolják. A platina katalizátoron a hidrogénmolekulák felbomlanak, a protonok átdiffundálnak a membránon, és egyesülnek a levegı oxigénjével és az elektronokkal, amelyek egy külsı körön mozogva elektromos áramot hoznak létre (2-8. ábra). A PEMFC kevésbé érzékeny a szennyezıdésekre, elsısorban a CO katalizátorméregre, a platinakatalizátor miatt azonban magas az elıállítási költsége. elektromos áramkör
tüzelıanyag (hidrogén)
levegı
hı (85 °C)
anód
katód tüzelıanyag recirkuláció
levegı + vízgız protonszelektív membrán
2-8. ábra. Tüzelıanyag-cella polimer membránnal (PEM Fuel Cells, 2008) A kereskedelmileg legelterjedtebb tüzelıanyag-cella típus a PAFC, amely üzemel földgázzal és propánnal, de biogázzal, anaerob gázzal és hidrogénnel is mőködik. A cella elektrolitja szilícium-karbid gél felületére kondenzált tiszta foszforsav, és mivel a CO2 nem, a CO pedig csak kis mértékben reagál savakkal, ezért nem okoz problémát e gázok jelenléte. Az üzemhımérséklet 170-200 °C, a keletkezı hıt is hasznosítani lehet, ezért különösen alkalmas 17
a PAFC erımővek számára. Az ONSI cég 1992 óta gyárt ilyen tüzelıanyag-cellákat, amelyek 78% hidrogéntartalmú gázzal üzemelnek. Az MCFC és a SOFC 650 °C feletti hımérsékleten üzemel, ezért egyik típus sem igényel drága nemesfém-katalizátorokat, és a hulladékhıjük turbina meghajtására hasznosítható erıhı kapcsolásos blokkerımővekben. Az MCFC elektrolitja magas hımérsékleten olvadt alkálikarbonátok (Li2CO3, K2CO3), az SOFC elektrolitja pedig ittriummal stabilizált cirkonoxid. Mivel az MCFC esetén elektron helyett CO23-, SOFC esetén pedig O2- a mobil ion, ezért egyik tüzelıanyag-cella sem igényel nagy tisztaságú hidrogént (Boetius, 2006). Az egyes típusok jellemzıit a 2-2. táblázat foglalja össze. 2-2. táblázat. Az egyes tüzelıanyag-cella típusok összehasonlítása (http://www.crest.org; http://en.wikipedia.org)
Üzemi
Tiszta H2-t
Típus
Elektrolit
Teljesítmény
Hatásfok
AFC
Folyékony lúg
10-100 kW
45-60%
50-200 °C
Igen
PEMFC Polimer membrán
100W-500kW
35-55%
50-100 °C
Igen
PAFC
Olvadt H3PO4
<10 MW
40-50%
150-200 °C
Nem
MCFC
Olvadt karbonát
100 MW
50-60%
600-800 °C
Nem
SOFC
O2--vezetı kerámia-oxid <100MW
50-65%
500-1000 °C Nem
hımérséklet igényel
A tüzelıanyag-cella blokkok teljesítménye típustól és mérettıl függıen 100 W és 100 MW között változik, és ettıl függ az üzemanyagigényük. A tüzelıanyag-cellák H2 igényének meghatározása azért fontos, mert a gyakorlatban ehhez kell igazítani a fermentorok térfogatát. Egy átlagos, nem árammal főtött kanadai családi ház villamosenergia-igényét egy 2,5 kW teljesítményő tüzelıanyag-cella képes kielégíteni, figyelembe véve az áramigény ingadozását is. Egy ilyen tüzelıanyag-cella körülbelül 60 mol (1,5 Nm3) hidrogént fogyaszt óránként (Levin, 2004).
18
2.3 Membránszeparáció A fermentorban keletkezett gázok folyamatos vagy szakaszos eltávolítására van szükség ahhoz, hogy a termékgátlást, ezáltal a hidrogéntermelés hozamának csökkenését elkerüljük. E mellett a gázelegyet hidrogénre nézve dúsítani kell a gazdaságos tárolás illetve felhasználás érdekében. Ha a tároláshoz az egész gázelegyet komprimálnánk, akkor sok energiát fektetnénk be feleslegesen, ugyanígy az alacsony hidrogéntartalmú gázelegy rossz hatásfokkal használható fel a tüzelıanyag-cellákban. A biohidrogén termelés körülményeitıl, a szubsztráttól és a metabolizmus útvonalától függıen a bioreaktor gázterében a hidrogén mellett CO2, CH4 és H2S is képzıdhet, valamint az anaerob környezetet biztosító gáz – általában nitrogén vagy argon – van jelen. Ezen kívül – a hımérséklettıl erısen függı mennyiségben – mindig található vízgız is a gázelegyben (2-9. ábra).
gıznyomás (kPa)
120 100 80 60 40 20 0 0
20
40
60
80
100
t (°C)
2-9. ábra. A vízgız egyensúlyi nyomásának hımérsékletfüggése Az említett gázok szeparálására több, részleteiben ismert ipari elválasztási mővelet is rendelkezésre áll. Ezek közé tartozik a szén-dioxid abszorpciója kálium-karbonát (BenfieldTM eljárás) vagy monoetanol-amin oldatban (Amine Guard-FSTM eljárás), illetve az összes komponens elválasztását lehetıvé tevı kriogén-, adszorpciós- (nyomásváltásos (PSA) és hıfokváltásos (TSA) adszorpció) és membráneljárások (Dortmundt, 2003). A felsorolt eljárások mindegyikének vannak elınyei és hátrányai is, de a membrános eljárások mind elterjedtebbek az iparban is, a gázszeparáció területén (Dortmundt, 2003). Ennek az az oka, hogy jobb tulajdonságú membránanyagok kifejlesztésével javul az elválasztás hatásfoka és növekszik a gázok fluxusa, ami a membrános mőveletek szők keresztmetszetei. Ezzel párhuzamosan elıtérbe kerülnek alkalmazásának elınyei (Bélafiné, 2002; Pandey, 2001): 19
•
az elválasztás folyamatossá tehetı;
•
energiaigénye általában kicsi mivel nincs fázisváltás (ez különösen fontos szempont, mivel a hidrogént energiahordozóként hasznosítjuk);
•
könnyen kombinálható más mőveletekkel (csatolható bioreaktorhoz is);
•
enyhe körülmények szükségesek;
•
nem termel hulladékot, így nincs szükség használt oldószer és adszorbens utókezelésre – tehát környezetbarát;
•
mőködtetése könnyő és megbízható, mivel nincs mozgó alkatrész;
•
automatizálható.
2.3.1 A membránszeparáció jellemzıi A membrán definícióját a következıképpen lehet megadni: A membrán – permszelektív gát két fázis között. A membrános eljárások alapelve az, hogy a szeparálni kívánt és betáplálásra kerülı áramot két részre osztja: egy retentátum (vagy maradék) és egy permeátum áramra. A mővelet célterméke lehet mind a maradék, mind a permeátum (2-10. ábra).
betáplálás
modul
retentátum
permeátum 2-10. ábra. A membránszeparációs mőveletek alapelve A hajtóerı a két fázis között lehet nyomás-, koncentráció- vagy elektromos potenciálkülönbség. A nyomáskülönbség a hajtóerı a fordított ozmózisnál (RO), ultraszőrésnél (UF),
mikroszőrésnél (MF),
gászeparációnál és
pervaporációnál.
A
koncentrációkülönbség a dialízisnél és extrakciónál, az elektromos potenciálkülönbség az elektrodialízisnél a hajtóerı (Koros, 1996).
20
Az adott membrán teljesítménye vagy hatékonysága két paraméter segítségével határozható meg: a szelektivitással illetve áteresztıképességgel. Ez utóbbit fluxusnak vagy permeációs sebességnek is nevezik, definíciója szerint pedig az a térfogat, amelyet a membrán egységnyi felülete egységnyi idı alatt átereszt. A fluxus használatos mértékegységei: lm-2h-1 vagy dm3m-2h-1. Gázok és gızök transzportjánál a fluxus erısen függ a nyomástól és a hımérséklettıl, ezért ilyen esetekben standard körülmények (angol rövidítés: STP) között kell megadni az értékeket, ezek pedig 0 °C és 1,00 bar. Ebben az esetben 1 mól ideális gáz térfogata 22,4 liter. A szelektivitást legtöbbször a szeparációs (vagy szelektivitási) faktorral adjuk meg. Egy A és B komponensbıl álló keverék esetén a szelektivitási tényezı αA/B a (2-16) egyenlet segítségével számítható, ahol yA és yB a két komponens koncentrációja a permeátumban, míg xA és xB a betáplálásnál.
α A/ B =
y A / yB x A / xB
(2-16)
2.3.2 A membránok szerkezete és a membránmodulok A szintetikus membránokat két nagyobb csoportra lehet osztani: szervetlen és szerves membránokra. A szerves membránok polimerekbıl készülnek, a szervetleneknek négy csoportját különbözetjük meg: • Kerámiamembránok • Fémmembránok • Üvegmembránok • Zeolitmembránok A polimer membránokkal nagy felület/térfogat arány érhetı el, mivel kapilláris csı konfigurációban gyárthatók (a szervetlenek nem), valamint elıállítási költségük jóval alacsonyabb. Ez utóbbi miatt a nagymérető ipari mőveleteknél ezeket alkalmazzák, ahol egyegy modul több ezer csövet tartalmaz (Chemical&Engineering News, 2005). A szervetlenek elınye a nagy kémiai- és hıstabilitásuk, jó szelektivitásuk valamint fluxusuk. A membránokat morfológiai felépítésük szerint is csoportosítani lehet, létezik szimmetrikus illetve aszimmetrikus membrán. Elıbbi vastagsága 10 és 200 µm között változik, és az anyagátadási ellenállást a teljes membrán-vastagság adja. Az aszimmetrikus
21
membránokat azért fejlesztették ki, hogy megnöveljék a fluxust. Közülük a legegyszerőbb az a szerkezet, amelyikben a pórusokat úgy alakították ki, hogy azok mérete felülrıl lefelé növekedjen. A bırtípusú vagy fedıréteggel rendelkezı aszimmetrikus membránok kifejlesztése forradalmasította a membrántechnológiát. E membránok szelektivitását egy rendkívül vékony fedıréteg biztosítja, ami kb. 0,1-0,5 µm vastagságú. Ezt a réteget nagypórusú támasztórétegre viszik fel (50-150 µm vastag). Mivel a fedıréteg és a támasztóréteg anyaga azonos, ezért elıállításuk drága, és csak kis mennyiségben lehetséges. A megoldást a kompozit membránok kifejlesztése jelentette, ahol a szelektív fedıréteg és a támasztóréteg anyagát más és más polimer adja (2-11. ábra). Így olcsó pórusos támasztóréteg és speciálisan fejlesztett és optimalizált fedıréteg készíthetı.
szelektív réteg
pórusos réteg
2-11. ábra. Kompozit membrán szerkezete (Dortmundt, 2003). A modul a legkisebb mőködıképes gyakorlati egység, ami a membránon kívül a hordozó szerkezetét is tartalmazza. A modulba a membrán több konfiguráció, térbeli elrendezés szerint építhetı be. Ez alapján beszélhetünk: • lap • spiráltekercs • csı • üreges szál, vagy kapilláris típusú modulokról. A különbözı membránkonfigurációk kifejlesztésénél a cél mindig a térfogatra vonatkozó maximális effektív membránfelület (m2/m3) elérése.
22
A lapmodul volt az elsı iparilag alkalmazott típus. A membránlapokból és tartóelemekbıl felépülı modul elınye az egyszerő felépítés, szerelhetıség, komoly hátránya viszont a nagy helyigény. A modul térfogatára vonatkoztatott membránfelület 100-400 m2/m3 közé esik. A spiráltekercs modulban több síklap formájú membránt tekercselnek fel spirál alakban egy perforált csıre, majd az egészet egy nyomócsı burkolattal látják el (2-12. ábra). Tengelyirányú áramlásnál a retentátum az elválasztó felület mentén, a permeátum a csövön távozik. A térfogategységre esı membránfelület itt 300-1000 m2/m3 közötti. betáplálás permeátum
membrán elvezetı csı urila.tripod.com/Seawater.htm
2-12. ábra. Spiráltekercs modul A csımembrán néha egy, de általában 4-18 membráncsövet tartalmazó modulból áll (213. ábra). Kerámia membránok esetén elterjedt konfiguráció. A térfogategységre esı felület általában kisebb, mint 300 m2/m3.
permeátum szállító csı betáplálás permeátum betáplálás retentátum membrán www.mourierro.com/pic.html
2-13. ábra. Csımembrán modul A kapillárismembrán modult nagyszámú kapillárisból (üreges rostból) összefogott membránköteg alkotja (2-14. ábra). A kapillárisok átmérıje leggyakrabban 0,5-1,5 mm. A
23
kapillárisköteg mindkét végét mőgyantába való beöntéssel rögzítik. A modulban elhelyezett kapillárisok hossza és száma változó, ezzel a modulok teljesítménye változtatható. A modult többnyire külsı köpennyel látják el, de köpeny nélküli modulok is elıfordulhatnak; ez utóbbiakat bemerülésées moduloknak hívják. A modulok mőködtetésénél a betáplálási áramot mind a csövecskék belsejébe, mind a köpenytérbe vezethetik, a membrán aktív felületének kiképzésétıl függıen, s így a permeátum vagy a köpenytérbıl, vagy a kapillárisok belsejébıl győjthetı. Az effektív membránfelület ennél a modultípusnál a legnagyobb, 600-1200 m2/m3, hátránya viszont, hogy egyetlen kapilláris meghibásodása esetén az egész modul javításra szorul (Bélafiné, 2002).
kapilláris csıköteg
rögzítés
köteg köpenybe építése
kapilláris csövek
köpeny
retentátum
betáplálás
permeátum
www.permselect.com
2-14. ábra. Kapillárismembrán modul Gázszeparációnál legelterjedtebben a kapilláris és a spiráltekercs modulokat alkalmazzák. A kapilláris modulok olcsóbbak, a spiráltekercs modulok viszont megbízhatóbban mőködtethetık, fıleg ha szilárd szemcsék vagy kondenzálódó gızök is vannak a gázáramban (Baker, 2002).
2.3.3 Membrános gázszeparáció A gázszeparáció hajtóereje alapvetıen a koncentrációgradiens, de a nyomáskülönbségnek is fontos szerepe van a mővelet kivitelezésénél. A gázszeparáció pórusmentes és pórusos membránokon egyaránt elképzelhetı, a mechanizmus azonban igen eltérı. 24
Gázszeparáció pórusos membránokon keresztül Gáznemő anyagok elválasztása céljából történı membrános mővelet során, ha a gázok transzportja viszkózus áramlásként írható le, nem játszódik le szeparáció, mivel a gázmolekulák szabad úthossza igen rövid a membrán pórusátmérıjéhez képest. A pórus méretét csökkentve (50 nm alatt) elérhetjük, hogy a gázmolekulák szabad úthossza nagyobbá válik, mint a pórusátmérı (2-15. ábra) (Baker, 1995).
2-15. ábra. A Knudsen-áramlás elve Ezt a fajta gázáramlást Knudsen-áramlásnak nevezzük, és a póruson keresztüli áramot a következı egyenlettel írhatjuk le:
J= ahol
π ⋅ r 2 ⋅ D k ⋅ ∆p R ⋅ T ⋅τ ⋅ l
(2-17)
J a fluxus [mol/s] π = 3,14 r a pórus sugara [m] l a membrán vastagsága [m] ∆p a nyomáskülönbség [Pa] R a gázállandó (8,314 J/mol·K) T a hımérséklet [K] τ a tortuozitás (pórus görbültsége) [m/m], ami a pórus hosszának és a membrán vastagságának az arányát adja meg és Dk a Knudsen diffúziós koefficiens [m2/s], amelynek értékét – szabályos henger alakú pórust feltételezve – a következıképpen szokták meghatározni:
Dk = 0,66r ahol
8RT π ⋅Mw
(2-18)
Mw a moláris tömeg [g/mol] (Knudsen, 1908).
25
A két egyenletbıl jól látszik, hogy az áramlás fordítottan arányos a molekulatömeg négyzetgyökével, és ez az egyetlen paraméter, amely meghatározza az áramlást egy adott membrán és nyomáskülönbség esetén. Így két gáz szeparációját a Knudsen-áramlás mechanizmusa szerint a két molekulatömeg négyzetgyökének aránya határozza meg. Ez azt jelenti, hogy a CO2 és a H2, valamint a N2 és a H2 esetében az elméleti szeparációs faktor 440,5/20,5 = 4,7; illetve 280,5/20,5 = 3,7. Gázpárok szeparációs faktora a valóságban ennél mindig kisebb a visszafelé irányuló diffúzió, a betáplálás oldali koncentrációpolarizáció és a viszkózus áram elıfordulása miatt a nagyobb pórusokban (Pandey, 2001). Mindenesetre az várható, hogy az alkalmasan megválasztott, ultraszőrı tartományba tartozó pórusos membrán segítségével hidrogénben dúsabb és szén-dioxidban szegényebb gázelegy nyerhetı ki.
Gázszeparáció nem–pórusos membránon keresztül A nem-pórusos membránnal történı gázszeparáció a különbözı gázoknak az adott membránon keresztül mérhetı permeábilitásától függ. A 2-16. ábra vázolja fel az esetet.
betáplálás p0,i
permeátum
membrán
c0,i cl,i
pl,i
l 2-16. ábra. Két gáz elválasztása nem-pórusos membránon keresztül A nem-pórusos szerkezeten keresztüli gázdiffúzió legegyszerőbb leírását a Fick-törvény adja: J = −D
dc dx
(2-19)
ahol D a diffúziós koefficiens és dc/dx a hajtóerı: a koncentrációgradiens a membrán keresztmetszetén. Állandósult körülmények között ez az egyenlet integrálható: Ji =
Di (c0,i − cl ,i ) l
(2-20)
ahol c0,i és cl,i a két oldalon mérhetı koncentráció, míg l a membrán vastagsága. A koncentrációkat a Henry-törvényben szereplı parciális nyomások határozzák meg: ci = Sipi
(2-21) 26
ahol Si az i. komponens oldhatósági koefficiense a membránban. A Henry-törvény fıként az amorf, elasztomer polimerek esetén alkalmazható, mivel az oldhatóság gyakran sokkal komplexebb az üvegesedési hımérséklet alatt. A (2-20) egyenletet a (2-21) egyenlettel kombinálva kapjuk meg a gázszeparáció leírására általában használt képletet: Ji =
Di S i ( p 0,i − pl ,i )
(2-22)
l
A D diffúziós koefficiens és az S oldhatósági koefficiens szorzataként kapjuk meg az úgynevezett permeábilitási koefficienst (k): (2-23)
k = D⋅S
Így a (2-20) egyenlet egyszerősíthetı: Ji =
k i ( p 0 ,i − p l ,i ) l
=
ki ∆p i l
(2-24)
Ebbıl a képletbıl világosan kitőnik, hogy a membránon keresztüli áramlás (fluxus) egyenesen arányos a (parciális) nyomáskülönbséggel és fordítottan arányos a membrán vastagságával. A szelektivitás ideális esetben megadható a permeábilitási koefficiensek hányadosával:
αi/ j =
ki kj
(2-25)
Számos gázelegy esetén a valódi szeparációs faktor nem egyezik meg az ideális szelektivitási faktorral, mert nagy nyomás alkalmazásakor, amikor a gáz és a polimer között kölcsönhatás lép fel, a membrán anyaga módosulhat. Emiatt általában a permeábilitás nı, a szelektivitás viszont csökkenni szokott. A permeábilitási koefficiens (k) igen jellemzı paraméter a gázszeparációnál, amelyet a membránfelület egységére, idıegységre és hajtóerı-egységre vonatkoztatva szoktak megadni, így mértékegysége: cm 3 ( STP ) ⋅ cm cm 2 ⋅ s ⋅ Hgcm
Ehelyett gyakran az úgynevezett Barrer egységet használják, amely: 1 Barrer =
10 −10 cm 3 ( STP ) ⋅ cm cm 2 ⋅ s ⋅ Hgcm
Ha nem vesszük figyelembe a membrán vastagságát, akkor a GPU (gas permeation unit, gázpermeációs egység) a használatos mértékegység:
27
1 GPU =
10 −6 cm 3 ( STP ) cm 2 ⋅ s ⋅ Hgcm
Egy adott gáz permeábilitása 6 nagyságrenden belül változhat az alkalmazott polimer membrántípusától függıen. Ugyanakkor a különféle gázok és gızök permeábilitása hasonlóan tág határok között mozoghat egy ugyanazon membrán esetén. A gázszeparációs mőveletekhez tehát nagyon sokféle polimer anyag felhasználható a szeparációs céltól függıen (Bélafiné, 2002).
2.3.4 Membránok fejlesztése, ipari alkalmazások A polimer membránokkal való gázszeparáció koncepciója már több, mint 100 éves, de csak 30 éve jelent meg nagyipari eljárásként a Permea cég hidrogénelválasztó Prism membránjával. Azóta évi 150 millió dolláros üzletté nıtt, amelynek 90%-át a nem kondenzálódó gázok szeparációja teszi ki: levegıbıl nitrogén, földgázból szén-dioxid, valamint a hidrogén nitrogéntıl, argontól és metántól való elválasztása (Ho, 1992; Baker, 2002; MacLean, 1986; Henis, 1994). A hidrogén nitrogéntıl való elválasztása a jelen dolgozat szempontjából kiemelt jelentıségő, így a 2-3. táblázatban összefoglalva megtalálhatók a mások által vizsgált membránok jellemzıi. 2-3. táblázat. Hidrogén/nitrogén elválasztó polimer membránok permeábilitási és szelektivitási értékei membrán természetes gumi poli(vinil-klorid) polietilén polietilén-tereftalát poliamid poli(éter keton)ok poliimidek PES/PI
hıfok (oC) 25 25 25 25 35 22,5 22,5 25
kH2 (Barrer) 90,8 14,0 1,14 1,3 0,56 11,6-36,1 8,3-23,1 1,74
kN2 (Barrer) 6,1 0,2 0,14 0,16-0,64 0,08-0,33 0,067
szelektivitás
hivatkozás
14,9 71 8,1 50-78 42-165 26,0
Mulder, 1996 Toshima, 1992 Toshima, 1992 Hartel, 1996 Hartel, 1999 Maier, 1998 Maier, 1998 Saját adat
Jelenleg mindössze nyolc-kilenc polimer anyagot használnak az ipari gázszeparációk több mint 90%-nál. Habár több száz új anyagot fedeztek fel az elmúlt években, amelyek közül néhánynak jobbak a szelektivitási vagy permeábilitási mutatói a jelenleg használt
28
polimereknél, de más kritériumokat is figyelembe kell venni, amikor az alkalmazhatóságukról döntünk: legyen stabil, vékony, olcsó membrán, amely nagy felülető modullá építhetı (Pinnau, 1999). A gázszeparáció elsı nagymérető ipari alkalmazása a hidrogén elválasztása volt metántól, nitrogéntıl és argontól ammóniaüzem gáztisztító áramában. Ez a módszer ideális alkalmazása a membránoknak, mert: •
a hidrogén más gázokhoz viszonyítva permeábilis, így nagy szelektivitás és fluxus érhetı el;
•
a gázelegy nagy nyomáson érkezik, a hidrogénben gazdag permeátum pedig recirkuláltatható az ammóniaszintézisbe;
•
a gázelegyben nincsenek kondenzálódó szénhidrogén gızök, amelyek eltömítik és rideggé teszik a membránt.
Hasonló alkalmazása a membránoknak a hidrogén/szén-dioxid arány beállítása szintézisgáz üzemekben. Sok száz hidrogén elválasztó üzem épült ezeknek a gázáramoknak a kezelésére. A kıolaj finomítókban a hidrogén kinyerése membránokkal egy még nagyobb alkalmazási terület. A hidrogénigény egyre nı a finomítókban a szigorodó környezeti elıírások és a nehezebb frakciók feldolgozásával (Baker, 2002). Az utóbbi idıben fellendült a szervetlen membránok fejlesztése is a hidrogénszeparációs mőveleteknél. Az alkalmazott szervetlen anyagok különbözıek; közös jellemzıjük, hogy kisebb mérető a kompakció és nem figyelhetı meg duzzadás. Hidrogén-szelektivitásuk sok esetben kimagasló, így tiszta termék érhetı el egy lépésben. 10 µm szelektív réteg vastagságú palládium és palládium-réz ötvözet membránokat fejlesztettek ki rozsdamentes acél támasztórétegen. A két fém hıtágulási koefficiense közel azonos (Ma, 2003). A szilícium-alumínium kompozit kerámia membránoknak nagyobb a fluxusuk és kisebb az áruk a palládium membránnál (Hacarlioglu, 2006). Zeolit membránok használhatók a reformálás során keletkezı hidrogén kinyeréséhez (Nenoff, 2000). Hidrogénnitrogén elválasztásra pedig a K2TiSi3O9*H2O titánszilikátot fejlesztették ki (Sebastián, 2005).
29
2.3.5 Biohidrogén koncentrálása membránszeparációval A biológiai hidrogéntermelés kutatása intenzíven folyik, de egyelıre csak laboratóriumi méretben. Ipari alkalmazásra még nincs példa. Ennek megfelelıen a termelt kis mennyiségő gázok elválasztására alkalmas laboratóriumi mérető berendezéseket fejlesztik. Szakirodalmi kutatásom alapján csak két olyan csoport van, amelyik membránszeparációs berendezést csatolt fermentorhoz. Egyik csoport sem gázszeparációval kísérletezett, hanem membrán kontaktorokkal (Teplyakov, 2002) illetve folyadék-gáz membránszeparációval (Liang, 2002). Teplyakov és munkatársai kétmodulos rendszert alkalmaztak, mindkét modulban aszimmetrikus, pórusmentes polivinil-trimetil-szilán membránnal. A fermentorból származó gázokat a membrán abszorber modulra vezették. Itt a CO2 a membránon átdiffundált és a K2CO3 oldatban oldódott. A hidrogén retentátumként távozott. A folyadékot felmelegítették a modul után, a hı hatására a CO2 a deszorber modulon távozott az oldatból. A K2CO3 oldatot lehőtötték és recirkuláltatták az abszorpciós modulra. Liang és munkatársai a szilikon gumi anyagú kapilláris membrán köpeny oldalán áramoltatták a fermentor tápoldatát, amelybıl az oldott termékgázok a csövecskék belsejébe diffundáltak a permeátum ágba helyezett vákuumszivattyú segítségével. A cél a hidrogéntermelési rátának és a hozamnak a növelése volt a termékgátlás csökkentésével.
30
3. Kísérleti anyagok és módszerek 3.1 Anyagok 3.1.1 Pórusmentes membránmodul A különbözı membránmodul típusok közül gázszeparációs célokra elsısorban kapilláris (hollow fiber) fajtákat szoktak alkalmazni, így mi is ilyen felépítéső modult választottunk. Ezeket a membrán csövecskéket ún. szálhúzó technikával lehet elkészíteni a megfelelı polimerbıl, majd a kapillárisokat egy nyomásálló házba kell beépíteni. A kapillárisok kereskedelmi forgalomban kapható Matrimid 5218 poliimid (Ciba-Geigy) és Sumikaexcel poliéterszulfon (Sumitomo) keverékébıl készültek. A poliimid (PI) 3,3’,4,4’benzofenon tetrakarboxil dianhidridbıl és diamino-fenilidénbıl áll, szerkezete a következı: O
O
O
C C
CH3
C N
N C
C
O
O
H3C
CH3 n
A poliéterszulfon (PES) amorf, hıre lágyuló polimer, a következı ismétlıdı kémiai szerkezettel: O S O
O n
A membránmodul az alábbiak szerint készül: a szálhúzás során az oldószer N-metil-2pirrolidon (NMP). A PES/PI keveréket 7 órás kevertetés és szőrés után 50 °C-ra termosztált, 200 µm belsı átmérıjő szálhúzó fejen préselik keresztül. Furatképzı folyadékként NMP és ionmentes vízkeveréket használnak. A szál rövid levegın való tartózkodási (száradási) idı után koaguláló fürdıbe merül, ahol csapvíz alkalmazásával szilárdul meg a membrán. Végezetül az elıállított üreges szál felületén kialakult hibák elfedésére poli-dimetil-sziloxán gumibevonatot (PDMS, Sylgard-184, Dow Corning Corp.) használnak, amelyhez az oldószer n-hexán. A membrán rozsdamentes acélmodulba lett beépítve (3-1. és 3-2. ábra). Az effektív
31
átadási felület 12 cm2, ez 8 szálon oszlik el, mindegyik 10-15 cm hosszú. A szálak egyik vége egy rozsdamentes acéltartóba van rögzítve, mialatt a másik vég normál epoxigyantával van lezárva. A gázkeveréket a köpenyoldalon kell bevezetni túlnyomás alkalmazásával, míg a permeátum oldalt atmoszférikus nyomáson kell tartani. A modul szerkezete a 3-1. ábrán, fényképe a 3-2. ábrán látható. A gázkeverék be- és kimenete kúpos tömítéssel van ellátva, az atmoszférikus nyomáson tartott kimenet az epoxigyantával rögzített és szigetelt vég.
Gázkeverék be- és kivezetı nyílás kúpos tömítéssel
Epoxigyanta vég, permeátum kivezetı nyílás
3-1. ábra. A pórusmentes gázszeparációs modul sematikus rajza
3-2. ábra. A kapilláris modul fényképe
3.1.2. Pórusos membránmodul A szén-dioxid hidrogéntıl való elválasztására három különbözı ultraszőrı pórusos membránnal végeztünk méréseket. Ezek a kereskedelmi forgalomban kapható, MICRODYN gyártmányú polipropilén (PP1) membrán, valamint a Prágai Makromolekuláris Intézetbıl származó polipropilén (PP2) és nagy sőrőségő polietilén (HDPE) membrán. A nagy sőrőség az utóbbinál 0,94 g/cm3 feletti értéket jelent. Mindhárom membrán egyrétegő, és kapilláris konfigurációjú. Mivel pórusos membránon keresztüli gázszeparációnál a gáz nem a membrán anyagán diffundál át, hanem a pórusokon keresztül áramlik, ezért e membránok fı jellemzıje 32
az átlagos pórusátmérı. Ez az érték a következı az egyes membránoknál: PP1: 100 nm, PP2: 3 nm, HDPE: 50 nm. Ezek az értékek csak átlagok, mert a pórusok nem egyformák, illetve nem szabályos kör alakú a nyílásuk, ahogy ez a 3-3. ábrán is látható. A membránok felülete egyenként: PP1: 3 cm2, PP2: 4 cm2, HDPE: 1,5 cm2.
3-3. ábra. A HDPE membrán felszíne. AFM (atomic force microscope) felvétel A membránok egyes jellemzıit a 3-1. táblázat foglalja össze. 3-1. táblázat. A pórusos membránok jellemzıinek összehasonlítása
Membrán Anyag Származás Pórusátmérı (nm) Felület (cm2) Az
ultraszőrı
PP1 PP2 HDPE polipropilén nagy sőrőségő polietilén MICRODYN Prágai Makromolekuláris Intézet 100 3 50 3 4 1,5
kapilláris
csövecskéket
egy
tesztberendezésbe
építettük
be.
A
tesztberendezést úgy terveztük meg, hogy késıbb csatlakoztatható legyen a pórusmentes membránmodulhoz. A csövecskéket meghajlítva csupán egyik oldalukat kellett ragasztóval rögzíteni és szigetelni a modulban (3-4. ábra). A meghajlított kapillárisokat a gáztérbe helyeztük, s a csövecskék belsejét a csatlakozón keresztül perisztaltikus szivattyúhoz csatlakoztattuk. A szivattyú biztosította a gázelegy áramlását. A membrán minıségétıl, méretétıl, a gázelegy összetételétıl és az áramoltatás sebességétıl függıen a szívó oldalon
33
0,02-0,9 bar közötti vákuum keletkezett, míg a membrán primer oldalán atmoszférikus maradt a nyomás.
3-4. ábra. A pórusos membránmodul felépítése a gázáramokkal
3.1.3 A hidrogéntermelés anyagai, eszközei és berendezései Kísérleteinket a 2.1.2 fejezetben bemutatott Thiocapsa roseopersicina, Thermococcus litoralis és Escherichia coli törzsekkel végeztük. Mivel e törzsek közül egyedül az Escherichia coli nem igényel különleges tárolási és fermentációs feltételeket, ezért ennek a
törzsnek a Szegedi Biológiai Központból származó xl1-blue és MC4100 fajtájával a MÜKKI mikrobiológiai laboratóriumában végeztük a kísérleteket. A fermentort a membránszeparációs berendezésünkkel összekötı integrált kísérleteket fermentációs elıkísérletek elızték meg, aminek célja a maximális termelési kapacitást biztosító optimális fermentációs körülmények megállapítása volt. Ennek során az Escherichia coli xl1-blue-t és MC4100-at tároltuk, átoltottuk, két mérettartományban – lombik és fermentor – vizsgáltuk a gáztermelését. A Thiocapsa roseopersicina fermentációja speciális fotobioreaktorban zajlik, a Thermococcus litoralis 85 °C-os hımérsékleten termel. Ezekkel a törzsekkel a hidrogéntermelési
elıkísérleteket a szegedi biológusok végezték, ahol adottak voltak a speciális igényeket kielégítı eszközök. Ezért részletesebben csak az Escherichia coli-val végzett saját kísérleteket írom le. A kísérletek során használt táptalajok, eszközök és berendezések a következık voltak.
Thiocapsa roseopersicina Táptalaj:
redukált
kénvegyületek
(szulfid,
tioszulfát,
elemi
kén)
és
szerves
elektronforrások (glükóz, acetát).
Reaktor: önsterilezı, 10 liter össztérfogatú fotobioreaktor.
34
Escherichia coli Táptalaj: LB táptalaj, ami 1 liter desztillált vízben feloldott 10 g triptont, 5 g élesztıkivonatot és 10 g NaCl-ot tartalmaz. Az átoltást szilárd táptalajon végeztük, erre a célra 15 g agart kell adni a folyékony LB-hez. Az agar 55 °C alatt vizes oldatban megszilárdul, és szilárd, kocsonyás közeget hoz létre.
Speciális lombik: az elıkísérleteket elıször kisebb mérettartományban, speciális, anaerob mérésekhez alkalmas Erlenmeyer-lombikokban végeztük, amelyek névleges térfogata 250 ml, össztérfogatuk 320 ml. Fúrt csavaros kupakkal zárhatók, amelybe szeptum illeszthetı. A szeptum kiválasztásánál fontos szempont volt, hogy segítségével a lombik légmentesen lezárható legyen, és az is maradjon a fecskendıvel való gázmintavétel és a nitrogénnel való átmosás (3.2.1 fejezet) után is.
Reaktor: a laboratóriumi mérető fermentor – amelyben nagyobb méretben valósultak meg a fermentációs kísérletek – tulajdonképpen olyan bioreaktor, aminek a mőködési paraméterei (ellentétben a lombikkal) kiterjedten ellenırizhetıek illetve szabályozhatóak. A célunk a lombikban végzett kísérletek során megállapított optimális paraméterek figyelembevételével a gázkinyerési módszerek összehasonlítása, és a membránszeparációs kísérletek végrehajtásához elegendı mennyiségő gáz termelése volt.
1
4
2 3
5 6
6 3-5. ábra. A fermentor felépítésének vázlata. 1 – gázszőrık; 2 – nyomásmérı; 3 – keverıfej; 4 – pH-mérı elektróda; 5 – mintavevı; 6 – termosztálás A komolyabb, nagyobb mérető fermentorok automatikus szabályozással, visszacsatolásos módszerrel mőködnek. A mikrobiológiai laboratóriumunkban használt fermentor (3-5. ábra)
35
kézi szabályozású. Alsó része dupla falú, termosztálható, 3,5 liter össztérfogatú üvegedény. A fedılapján lévı csatlakozók segítségével lehetıség van mőködési paramétereket ellenırizni és szabályozni. Itt található a keverıfej, a pH-elektróda, a nyomásmérı és mintavevı szeptumok. A fedılapon keresztül történik a fermentor gázterének nitrogénes átmosása is. A zárt rendszer biztosítása érdekében a nem használt csatlakozókat rövidre zártuk. A mérést megelızıen, az összeállított berendezést minden esetben tömítettségi vizsgálatnak vetettük alá. Csak a tökéletesen záró rendszerben kapott eredményeket fogadtuk el. Az általunk használt berendezés sok csatlakozójának, mőanyag vezetékének, a nagy felülető tömítéseknek köszönhetıen különösen sérülékeny volt ebbıl a szempontból – figyelembe véve a mérések elıtti sterilezések extrém körülményeit is. A teszt során a fermentor terében a nyomást nitrogénpalackból 1,8 bar-ra állítottuk, és figyeltük a nyomásesést. A méréseket csak az után kezdtük meg, ha a berendezésben 10 óra alatt nem detektáltunk nyomásesést.
Thermococcus litoralis Táptalaj: 1 literre: 24 g NaCl, 10,6 g MgCl2*6H2O, 4 g Na2SO4, 1,5 g CaCl2*2H2O, 0,7 g KCl, 0,2 g NaHCO3, 0,1 g KBr, 0,025 g SrCl2, 0,03 g H2BO3, 0,2 g resazurin, 1g élesztıkivonat, 5 g pepton. A pH-t 6,5-re állítottuk be, majd hısterilizáltuk a táptalajt. Ezt követıen a hidrolizált, keratinban gazdag biohulladékot – szerves szubsztrátot – adagoltuk be. A fehérjekomponensben gazdag szubsztrát hulladékból (lúdtoll) készül a következı módon: a dezintegrátorral összedarabolt, gyenge pufferben eloszlatott tollat hıkezelésnek vetik alá (140 °C, 30 perc, pH = 8), amely egyrészt biztosítja a sterilitást, másrészt a kénhidakat lazítja fel. Ezután a fermentort az aerob, mezofil Bacillus licheniformis törzzsel oltják be, amely képes a toll fehérjéinek lebontására. A folyamat nyomon követése a fermentlé felülúszója fehérjetartalmának (Lowry) meghatározásával történik. 43 °C-on, közel 90 óra alatt a toll szuszpenzióból aranysárga felülúszó képzıdik, és egy iszapszerő, jól ülepedı réteg marad vissza. Centrifugálással a sejteket eltávolítják, majd a penetráns szagú toll extraktum hidrolizátumot a további felhasználásig lefagyasztva, mélyhőtıben tárolják.
Reaktor: helyben sterilezhetı, 7,5 liter össztérfogatú, keverıvel ellátott fermentor, amelybe 5 liter táptalajt töltöttünk. A fermentor automatikus szabályozású, mind a pH, mind a hımérséklet program szerint állítható be, illetve regisztrálható és szabályozható. A fedılapon érzékeny nyomásmérı lett beszerelve a hidrogéntermelés okozta nyomásnövekedés pontos nyomon követésére.
36
3.2 Módszerek 3.2.1 Mikrobiológiai eljárások Ebben a fejezetben a MÜKKI laboratóriumában, az általunk alkalmazott eljárásokat ismertetem, amelyet az Escherichia coli törzzsel végeztünk. A másik két törzs esetén ugyanezek az alkalmazott eljárások, eltérés csupán a lombikban és a fermentorban végzett fermentáció során beállított paraméterekben volt.
Sterilezés: minden eljárást, amelyben élı tenyészet vesz részt, sterilezés kell, hogy megelızzön illetve kövessen. Ezzel óvjuk a tenyészetünket a fertızésekkel szemben, illetve a használt
tenyészetet
is
így
semmisítjük
meg
környezetvédelmi
és
egészségügyi
megfontolásokból. Autoklávban vagy kuktában 131 °C-on, 30 percig tart a táptalaj, Petricsészék, lombikok, pipettavégek sterilezése. Az átoltás során használt oltókacsot, oltótőt láng felett sterilezzük. Minden mővelet steril fülkében zajlik. Munkavégzés elıtt UV lámpával fertıtlenítjük a fülkét, ami germicid hatású. A fülkébe csak biológiailag szőrt levegı áramlik, így a légkörben lévı spórák nem jutnak be.
Tárolás: 4 °C-on Petri-csészében a baktérium tenyészet pár hétig áll el a baktériumok pusztulása nélkül. A hosszútávú tároláshoz a tenyészetet -70 °C-ra kell lehőteni.
Átoltás: a tenyészetek a táptalajon egy idı után dehidratálódnak, ezért fenntartásukhoz átoltásra van szükség. Ennek a mőveletnek a során egy tenyészetrıl mikroorganizmusokat viszünk át friss, steril táptalajra. Az átvitel oltókaccsal vagy oltótővel történik.
Inokulum: kémcsıben elızetesen felnövesztett mikroorganizmus starterkultúra, amivel a táptalajt oltják be. A pipettával kimért és kémcsıbe juttatott LB táptalajt sterilezés után általában Petri-csészén lévı tenyészetrıl oltókacs segítségével oltottuk be. A kémcsövet kupakkal légmentesen lezártuk, majd 37 °C-on inkubáltuk 24 órán keresztül. Az inkubálás aerob körülmények között zajlott, a tenyészet így is felnıtt, csak nem termelt hidrogént.
Lombikban végzett elıkísérletek: a cél az xl1-blue és MC4100 fajták összehasonlítása, az ideális táptalaj-gáz térfogatarány meghatározása és a gázképzıdés idıbeli nyomon követése volt jól vizsgálható, gazdaságos mérettartományban. A lombikot (3.1.3 fejezet) a belehelyezett LB táptalajjal sterilizáltuk, majd a steril fülkében beoltottuk 1% (V/V) inokulummal. Mivel az Escherichia coli hidrogenáz enzimje csak anaerob körülmények között aktív, ezért a lezárt lombik gázterét kb. 15 percig nitrogéngázzal mostuk steril, 5,3 cm2 cellulóz-acetát fecskendıszőrın keresztül. A lombikot 37
ezután temperálható rázógépbe helyeztük. Az Escherichia coli ideális növekedési hımérséklete 37 °C. A rázógépet 150 rpm-re állítottuk, ez segítette a táptalajban az egyenletesebb szubsztráteloszlást. A lombik gázterébıl meghatározott idıközönként fecskendıvel mintát vettünk, és gázkromatográffal minıségi és mennyiségi elemzést végeztünk.
Fermentorban végzett elıkísérletek. A méréseket a következık szerint végeztük: a fermentorba (3.1.3 fejezet) beletöltöttük a kívánt mennyiségő LB táptalajt, majd ráhelyeztük a fedılapját az összes csatlakozóval – a nyomásmérı kivételével. Az összeállított berendezést autoklávban sterileztük, majd fülkében hagytuk lehőlni. Ezután az elızetesen kémcsıben felnövesztett baktériumot (inokulum) a fermentorba öntöttük. Az inokulum a reaktor folyadékterének 1 térfogatszázaléka. A nem sterilezhetı manométert ezután csatlakoztattuk a fedılaphoz, a keverıfejet pedig a tömszelencéhez. A steril fülkébıl az üzemhelyre vittük a fermentort, ahol a termosztáló berendezéssel összekötöttük. A keringetett folyadék 38 °C-os desztillált víz volt. A légszőrıkön keresztül 1 órán át öblítettük a fermentor gázterét tiszta nitrogénnel. A keverıt 50 rpm-re állítottuk, és a mérés elkezdıdött. A fermentáció során – ugyanúgy, mint a lombikban végzett kísérleteknél – a gáztérbıl meghatározott idıközönként fecskendıvel mintát vettünk, és gázkromatográffal minıségi és mennyiségi elemzést végeztünk. A kétlépcsıs membránszeparációs berendezésünk és a fermentor közé egy rugalmas falú puffertartályt építettünk, amiben a fermentorból származó gázokat atmoszférikus nyomáson lehetett tárolni a szeparáció kezdetéig. A tartály belsı felülete alufólia borítású volt, amibıl a gázok több órás tárolás során sem távoztak. Három különbözı módszert vizsgáltunk meg a fermentorban termelıdött gáz által létrehozott túlnyomás leengedésére a gáztartályba (3-6. ábra). Az 1. módszer szerint a képzıdött gázokat csak a fermentáció végén, egy adagban vezettük el a gázszőrı feletti szelep nyitásával. Ebben az esetben keletkezett a legnagyobb túlnyomás. A 2. módszer során a termelıdött gázt folyamatosan elvezettük, miközben a gáztérben állandóan atmoszférikus maradt a nyomás. A 3. módszer a szakaszos gázelvétel. A gázelvételt köthetjük idıintervallumhoz (pl. 4 óránként), vagy határ-nyomásértékhez (pl. ha eléri a rendszer az 1,1 bar-t, akkor eresztjük le a túlnyomást). Ha idıintervallumhoz kötött a gázelvétel, akkor a nyomásértékek különbözıek, hiszen idıben változik a termelés intenzitása. Ugyanígy, ha nyomásértékhez kötött a gázelvétel, akkor az idıintervallumok változnak. A gázminta-vétel az elsı két módszer esetén meghatározott idıközönként, a harmadik esetben a gázelvétel elıtt
38
történt. Mindhárom módszer esetén a fermentáció leállása után az atmoszférikus nyomású gáztérbe desztillált vizet szivattyúztunk. A fermentorban a vízszint emelkedése kiszorította a maradék gázt is, ami szintén a gáztartályba került, és nem ment veszendıbe. Ez a „maradék” gáz tette ki a termékgázunk jelentıs részét (1,5 liter táptalaj esetén 2 liter gáz), akár az összes keletkezett gáz 90%-át. 2
túlnyomás (bar)
1,8 1,6 1,4
1. módszer
1,2 1
2. módszer 3. módszer
0,8 0,6 0,4 0,2 0 0
6
12
18
24
idı (óra)
3-6. ábra. A három gázkinyerési módszer összehasonlítása
3.2.2 Analízis A kísérletek során a szeparáció nyomon követését egyrészt gázkromatográfiás módszerrel, másrészt ún. gázpipettával végeztük.
Gázkromatográfia A kísérleti gázelegyek a mintavevı helyeken minden esetben szeptummal voltak elválasztva a környezettıl. A gázkromatográfiás mérések esetén speciális gáztömör fecskendıvel (Hamilton, 1000 µm) vettünk mintákat, amely könnyen áthatolt a szeptumon. A fecskendı tőjének nem a végén, hanem az oldalán volt a nyílása a szeptum általi eltömıdések elkerülése végett. A fecskendıbe győjtött gázelegy könnyen távozhat a tő nyílásán át, ezért ezt egy elıre kivágott szeptumdarabbal zártuk el az elemzı készülékbe történı injektálásig. A győjtött mintákat Hewlett Packard 5890 Series II gázkromatográffal elemeztünk. A készülék fı egységei: Carbonplot kolonna, hıvezetıképesség-mérı detektor, HP 3394 A
39
integrátor, nitrogénvivı- és referenciagáz. Hidrogén-nitrogén kétkomponenső elegy esetén a beállított paraméterek: oszlop hımérséklete 50 °C, injektálási hımérséklet 60 °C, detektor hımérséklet 150 °C, split 60 kPa. Ha szén-dioxid is jelen volt a gázelegyben, akkor a beállított paraméterek az alábbiak szerint változtak: oszlop hımérséklete 120 °C, injektálási hımérséklet 75 °C, detektor hımérséklet 250 °C, split 60 kPa. A minták hidrogén és széndioxid tartalmát kalibráló egyenesek felvétele után tudtuk pontosan meghatározni. Az analízis során a kalibrációhoz szükséges gázokat, valamint a membránok tesztelésénél a modell gázokat, illetve a hidrogéntermelés során az anaerob körülmények biztosításához szükséges nitrogént gázpalackokból nyertük az alábbi tisztaságban: 99,5% hidrogén, 99,995 nitrogén és 99,9% szén-dioxid (mindhárom Messer Hungarogáz Kft., Budapest). A hidrogénnel való mérések során igen körültekintıen kellett eljárnunk, hiszen tőz- és robbanásveszélyes anyagról van szó, s be kellett tartanunk a vonatkozó szigorú elıírásokat.
Gázpipetta A kétkomponenső elegyek rutin méréseihez az üvegtechnikai mőhelyünkben készített gázpipettát használtuk, ami tulajdonképpen egy 2 cm átmérıjő, vékony falú üveggömb, két oldalán elvékonyított csatlakozóval (3-7. ábra). A kétkomponenső gázelegy-mintát az egyik kapilláris csövecskén át bejuttattuk a gömbbe, a kapillárisokat mőanyag kupakkal lezártuk, és pipetta taratóra helyezve annak tömegét analitikai mérlegen lemértük. Ebbıl a mintában levı két, különbözı moltömegő gáz arányát számítani lehetett – a tiszta gázokkal végzett kalibrációt követıen. A pipettával végzett mőveleteket tiszta kesztyőben kellett végrehajtani, ami meggátolta, hogy a mérési eredményt meghamisító szennyezıdés kerüljön az üvegfalra.
3-7. ábra. Gázpipetta
40
4. Eredmények és értékelés 4.1 Membránszeparációs berendezések felépítése A membrános gázszeparáció az iparban kezd elterjedt alkalmazássá válni, ezért a membrángyártók nagymérető modulok gyártására specializálódtak. A beépítésük és üzemeltetésük ezeknek a moduloknak teljesen más megoldásokat igényel (kompresszorok, gáztartályok, nyomásálló csövek), mint labormérető társaiké. A kísérletek végrehajtásához ezért olyan laboratóriumi berendezéseket kellett tervezni és megépíteni, amelyek képesek változatos összetételő kis gáztérfogatokat kezelni, és alkalmasak a 3.1.1 és 3.1.2 fejezetekben bemutatott membránok tesztelésére, valamint csatlakoztathatók bármely fermentorhoz azok sterilitásának megırzése mellett. Meg kellett oldani a gázok szállítását, a modulokban a nyomáskülönbségek létrehozását és szabályozását, a permeátum- és retentátumképzıdés sebességének mérését, gázmintavevı helyeket kellett kialakítani. A következıkben bemutatom a megépített berendezéseket, amelyek ezeknek a követelményeknek eleget tesznek.
4.1.1 Pórusmentes membrán tesztelésére alkalmas készülékek Elsı lépésben egylépcsıs, csak a pórusmentes membránmodult tartalmazó berendezést terveztünk, amely alkalmas a Thiocapsa roseopersicina fermentorában képzıdı gázelegyek H2-tartalmának kinyerésére. Erre a célra a gázáramoltatás tekintetében két különbözı felépítést terveztünk. Mindkét berendezésnél modell gázokkal is tudtunk méréseket végezni a membránmodul jellemzésére. Elıször olyan rendszert építettünk fel (4-1. ábra), ahol folyadékzáras megoldással biztosítottuk a megfelelı gáznyomást a betáplálási oldalon (A oldal). A folyadékzár alkalmazásával a nyomást könnyen lehetett szabályozni. A 3.1.1 fejezetben leírt gázszeparációs membránmodult két, vastag falú üvegbıl készült folyadékzáras edény közé illesztettük be, és így az elválasztandó gázelegyet a modulon átáramoltathattuk (a folyadékzár szintjének változása jelezte az áramlást), a túloldalon (B oldal) pedig ellennyomás alkalmazásával biztosítottuk a szükséges túlnyomást a modul köpenyterében. Így a membrán két oldala között folyamatosan fenn tudtuk tartani a kiinduló gáznyomást, vagyis a szeparáció 41
hajtóereje végig állandó értéken állt. A hidrogén a szelektív membránon átjutva (oldódásosdiffúziós mechanizmus) a permeátum oldalon külön győjtıtartályban, míg a hidrogénben szegény gázelegy a retentátumtartályban győlt össze. A permeátum felhalmozódását egy beépített buborékszámlálóval is nyomon követhettük. A folyadékzár tiszta víz volt. Az összekötı vezetékeket gáztömör rézcsövekbıl szereltük, a csatlakozók szintén rézbıl, illetve teflonból készültek. A tömítéseket gázszivárgást jelzı spray (CAR, Szeged) segítségével ellenıriztük.
Atm AN
ABE
BN
AN
ABE
BN
AN
AE
H2
H
N2 N2 nyomógáz BN
BE
gázkeverék
retentátum permeátum győjtıtartály
membrán modul nyomótartály
elegytartály A oldal
elegytartály
nyomótartály
B oldal
4-1. ábra: A folyadékzáras gáznyomású membránszeparációs berendezés vázlata (a szelepeket az ábrán AN, ABE, B, BN, Atm és H betők jelölik) A 4-2. ábrán a laboratóriumban kialakított berendezés fényképe látható (középen a membrán modul, mellette a folyadékzáras edények, s bal oldalon a használt gázpalackok).
42
4-2. ábra. A berendezés fényképe A második berendezést úgy terveztük meg, hogy kiküszöböljük a vízgız fluxusra gyakorolt negatív hatását (lásd 4-4. ábra), és ügyeltünk a precízebb szabályozhatóságra. A 43. ábrán látható elrendezés esetén vízgız nem kerül a modulba, mert az elválasztás során a folyadékzárak felé áramlik a gáz, álló ciklusban pedig a szelepek zárva vannak. A modellgázokkal való mérés elıtt a szivattyúval vákuumoztuk a rendszert, majd a gázelegytartályba – ami egy 1 liter térfogatú üveggömb csatlakozókkal – töltöttük a tiszta modellgázt, vagy a gázkeveréket. A gáz mozgatását a perisztaltikus szivattyú végezte, a reduktor szelep zárásával képzıdött a modul köpeny oldalán túlnyomás. A túlnyomás a szivattyú sebességével és a reduktor szelep állításával volt szabályozható. Mind a permeátum mind a retentátum tartályban atmoszférikus nyomáson győlt a gáz. A tartályok ml-es pontossággal skálázottak, így a képzıdött térfogatok leolvashatók. A lombikból és a folyadékzáras edényekbıl is szeptumon keresztül, fecskendıvel lehetett gázmintát venni. Különbözı nyomásviszonyok mellett teszteltük mindkét berendezés nyomásállóságát. A sikeres tesztet követıen 4 bar túlnyomáson és 25 °C hımérsékleten meghatároztuk a tiszta hidrogén és nitrogén gáz áteresztését a modulon. Ehhez a permeátum oldalon felgyőlı gáz (itt atmoszférikus volt a nyomás) mennyiségét mértük az idı függvényében. Az adott nyomáson, ml/min egységben kapott térfogatáramokat gázpermeációs egységre (GPU) számítottuk át. A mérések reprodukálhatóságát háromszori mérésismétléssel ellenıriztük. A mérési hiba a 9%ot nem haladta meg.
43
M1 permeátum győjtı tartály
elegytartály Sz2
M2
Sz1
Ny membrán modul
retentátum
4-3. ábra. Perisztaltikus szivattyúval ellátott membránszeparációs berendezés ábrája. Sz1 – vákuumszivattyú; Sz2 – perisztaltikus szivattyú, M1, M2 – manométerek; Ny – nyomásszabályozó reduktor A két berendezéssel a fenti mérési körülmények mellett különbözı fluxusokat mértünk az egyes gázok esetén is. Az elsı berendezésnél a folyadékzárból a vízpára a membránra került, és csökkentette a gázok permeábilitását. Hidrogén gáz esetén vízgız jelenlétében illetve a vízmentes rendszerben mért permeátum mennyiségének idıbeli változását a 4-4. ábra mutatja.
permeátum [ml]
250 vízgız jelenléte nélkül
200
vízgız jelenlétében
150 100 50 0 0
10
20
30
40
50
60
70
idı [min]
4-4. ábra. A vízgız hatása a membrán hidrogénáteresztı képességére (∆p = 4 bar, A = 12 cm2) A kapott mérési adatok összevetésébıl megállapítottuk, hogy a jelenlévı vízpára egyértelmően csökkenti a fluxust, viszont nincs hatással a szeparációra, mert mindkét gáz 44
permeábilitását azonos mértékben csökkenti. A továbbiakban a második berendezéssel végeztük méréseinket, ahol nem kellett számolni a vízpára negatív hatásával. A PES-PI membrán átlagos áteresztıképessége tiszta hidrogénre ez esetben 15,8 GPUnak, illetve tiszta nitrogénre 0,6 GPU-nak adódott. Ismerve a membrán aktív rétegének vastagságát (0,11 µm), a k permeábilitási koefficienseket át lehetett számítani Barrer mértékegységre, és ezek értéke: 1,74 Barrer (hidrogénre), illetve 0,067 Barrer (nitrogénre). Az ideális szelektivitási koefficiens értékét a két tiszta gázra kapott permeábilitási koefficiens aránya adja (2-23 egyenletbıl):
α=
k H2 k N2
=
1,74 Barrer = 26,0 0,067 Barrer
Ezeket az eredményeket más polimer membránok permeábilitási és szelektivitási értékeivel hasonlítottuk össze (2-3. táblázat), s megállapítottuk, hogy a szelektivitást és permeábilitását tekintve a membrán a középmezınyben helyezkedik el. Mivel a késıbbiekben olyan méréseket is végeztünk, ahol a hidrogén és a nitrogén mellett szén-dioxid is jelen volt a primer oldali gázelegyben, ezért tiszta szén-dioxidra is kimértük a membrán áteresztıképességét, ami 14,3 GPU (1,575 Barrer). A membrán hidrogén/széndioxid szelektivitása 1,1. Ez túlságosan alacsony érték ahhoz, hogy a hidrogént elválasszuk a szén-dioxidtól. Ennek ismeretében döntöttünk úgy, hogy a háromkomponenső gázelegyek tisztításához egy másik lépcsıt – szén-dioxidra szelektív membránt – építünk be.
4.1.2 Pórusos modul tesztelésére alkalmas készülék A pórusmentes modul köré épített második berendezés (4-3. ábra) mintájára alakítottuk ki a pórusos membrán tesztelésére szolgáló rendszert (4-5. ábra). A legfontosabb különbség, hogy a 3-4. ábrán látható modult a szivattyú elé építettük be, így a modul permeátum oldalán fellépı szívóerı biztosította a gázáramlást. A maradék gáz a lombikban maradt, nem győjtöttük külön a retentátumot. A berendezésben lévı gázt a mérések elıtt – a permeátumgyőjtı edények kivételével – vákuumszivattyún kiszívattuk, majd a háromállású csap elfordításával a tiszta modellgázt vagy modell gázelegyet egy rugalmas falú tartályból a membrán primer oldalára, az üveglombikba engedtük. A mérés során a rugalmas falú tartályt a lombikhoz csatlakoztatva hagytuk, így biztosítva az atmoszférikus nyomást, és a gázelegy konstans összetételét. A 45
permeátumot ezúttal is folyadékzáras edénybe győjtöttük, de itt nem tiszta víz, hanem 20 m/m% Na2SO4 + 40 ml/liter H2SO4 összetételő oldat volt a folyadékzár. Ebben az oldatban – a vízzel ellentétben – egyáltalán nem oldódik a szén-dioxid, így a permeátum összetételét ez a tényezı nem befolyásolja. A kísérletek során mértük a permeátumképzıdés ütemét, a nyomást a membrán szekunder oldalán, valamint mintákat vettünk a lombikból és a permeátumból. M1 membránszálak
M2 Sz2
Sz1
permeátum győjtı tartály
4-5. ábra. A pórusos membrán tesztberendezése. Sz1 – vákuumszivattyú; Sz2 – perisztaltikus szivattyú, M1, M2 – manométerek
Mérések tiszta gázokkal Elsı lépésben összehasonlítottuk a 3.1.2 fejezetben bemutatott membránokat H2/CO2 szelektivitásuk és hidrogénáteresztı képességük alapján, majd a fermentor gázösszetételét közelítı háromkomponenső gázeleggyel végeztünk méréseket. Mindezt tiszta hidrogén, nitrogén és szén-dioxid modellgázokkal végeztük, miután az elkészített modulokat egyenként beépítettük a tesztberendezésbe, és azt gázszivárgási tesztnek vetettük alá. Az eredmények alapján kiválasztottuk a céljainknak leginkább megfelelı membránt, amit modelleztünk és beépítettük a kétlépcsıs gázszeparációs berendezésbe. 4-1. táblázat. A pórusos membránok permeábilitási jellemzıi Membrán típusa PP1 PP2 HDPE
kH2 (GPU) 21640 57 3680
kCO2 (GPU) 19700 20 1070
αH2/CO2 1,10 2,85 3,44
A 4-1. táblázat foglalja össze a kapott eredményeket. Itt látható, hogy a PP1 membránon keresztül könnyen átpermeálnak a gázok. A kiugróan magas fluxusértékek egyértelmően a 46
nagy pórusátmérınek tudhatók be. A pórusokban nem csak Knudsen-áramlás, hanem viszkózus áramlás is fellép, aminek következtében α értéke nagyon kicsi. A PP2 szelektivitása jobb, viszont az áteresztıképessége csekély, jelentıs a nyomásesés a membránon keresztül. A HDPE-n keresztüli fluxus átlagos nagyságú (a másik két membránnal összevetve), a szelektivitás pedig itt a legjobb, ez közelíti meg leginkább a 4,7-es értéket, ami az elméleti maximum (2.3.3 fejezet). A célnak megfelelı membrán kiválasztásánál mindkét jellemzı paramétert, a fluxust és a szelektivitást is figyelembe kell venni. A szelektivitásnál a cél a Knudsen-mechanizmus szerinti elméleti maximum érték minél jobb megközelítése, a minimális elvárást magunk határozhatjuk meg. A minimálisan szükséges fluxus meghatározásához abból kell kiindulni, hogy a vizsgált membránnak a pórusmentes membrán elé beépítve, annak mőködéséhez elegendı mennyiségő gázt kell átengednie. A pórusmentes membrán minimális betáplálási gázigényét a kH2-bıl (15,8 GPU) és a mőködési paraméterekbıl (12 cm2 felület, 304 Hgcm nyomáskülönbség) számolható: ez 3,5 cm3/min. A legnagyobb pórusos membránfelülettel és az elérhetı maximális nyomáskülönbséggel, 1 barral (mivel a betáplálási oldal atmoszférikus nyomású) számolva a hidrogén permeábilitási koefficiensének legalább 200 GPU-nak kell lennie a membránon keresztül. A 4-6. ábra mutatja be az egyes membránok fıbb paramétereit és a velük szemben támasztott elvárásokat (sárga mezı).
α (H2/CO2)
5,00 4,50
PP1 PP2
4,00 3,50 3,00
HDPE
2,50 2,00 1,50 1,00 0,50 0,00 1
10
100
1000
10000 100000 H2-fluxus (GPU)
4-6. ábra. A pórusos membránok szelektivitása és hidrogénáteresztı képessége
Mérések gázelegyekkel A permeációs adatok kimérése után háromkomponenső modell gázelegyekkel végeztünk méréseket. A fermentációs kísérletek eredményei alapján körülbelül 20% hidrogén, 20% szén-dioxid, 60% nitrogén a gáztér összetétele (ez erısen függ az alkalmazott törzstıl és 47
egyéb paraméterektıl), ezért ezt az összetételt közelítı gázelegyeket állítottunk össze, és végeztük el mindhárom membránnal a méréseket. A membránmodulok felületét és a belépı gázelegy összetételét leszámítva a kísérleti körülmények megegyeztek (hımérséklet, perisztaltikus szivattyú sebessége). A kapott eredmények így is könnyen összehasonlíthatók egymással, és tükrözik a membránok valós körülmények közötti (fermentorral összekapcsolt) teljesítményét. 4-2. táblázat. Háromkomponenső gázeleggyel végzett mérések eredményei Membrán
PP1
PP2
HDPE
3
4
1,5
0,1
0,9
0,35
47
0,72
5,6
34360
43,9
2340
H2 (%)
15,0
21,1
22,8
CO2 (%)
26,9
20,9
26,1
N2 (%)
58,1
58,0
51,1
H2 (%)
15,9
34,5
29,9
CO2 (%)
25,9
13,4
21,5
N2 (%)
58,2
52,1
48,6
Membrán felülete (cm2) Nyomásesés (bar) 3
Átpermeált gázmennyiség (cm /min) Gázelegy fluxusa (GPU) Primer gázelegy összetétele
Permeátum összetétele
Mint a 4-2. táblázatból látható, a PP1 membránon könnyen átpermeálnak a gázok – kicsi a nyomásesés. A fı feladatát – a hidrogén koncentrálását, és a szén-dioxid tartalom csökkentését – azonban nem látja el. A PP2 membránon – a kismérető pórusok okán – nehezen jutnak át a gázok, ami nagy szívó oldali nyomáscsökkenéshez, és kis fluxushoz vezet. A membrán szelektív hidrogénre, de a kis fluxus miatt esetleges alkalmazásával romlana az eljárás gazdaságossága. A HDPE membrán amellett, hogy javítja az elegy összetételét, elegendı mennyiségő gázt enged át a második gázszeparációs lépcsıhöz. A 4-7. ábra a 4-2. táblázat adatai alapján mutatja az egyes gázelegy összetételek százalékos változását a különbözı membránokon keresztül. Itt szemléletesen látható, hogy a PP1 membránon lényegében változás nélkül jut át a gázelegy, mígy a másik két membrán esetén észrevehetı a különbség a betáplálási és a permeátum elegyek összetételében.
48
PP1
70 60 50
H2
%
40
CO2 30
N2
20 10 0 be
perm
be
perm
be
perm
4-7. ábra. Gázelegy összetételek változása a membránokon (PP1, PP2 és HDPE) átpermeálva A tiszta gázokkal és a keverékekkel végzett mérések eredményeibıl is azt a következtetést vontam le, hogy a HDPE membrán a legmegfelelıbb a hidrogén/szén-dioxid elválasztáshoz, ezért ennek a membránmodulnak végeztem el a modellezését, illetve a késıbbiek során ezt a modult használtam a kétlépcsıs gázszeparációs és az integrált fermentációs kísérleteknél.
4.1.3 Kétlépcsıs berendezés Az Escherichia coli és a Thermococcus litoralis metabolizmusa során a hidrogén mellett szén-dioxid gázt is fejleszt. A háromkomponenső (hidrogén-nitrogén-szén-dioxid) gázelegyek elválasztásához a tesztelt membránmodulok felhasználásával egy úgynevezett kétlépcsıs berendezést terveztünk, amelyben a pórusos membrán elıszőrıként funkcionálva csökkenti a CO2 mennyiségét, és így hidrogénben dúsabb elegy jut a pórusmentes membrán köpeny oldalára, onnan pedig tisztított, atmoszférikus gázelegy kerül a permeátumgyőjtıbe.
A berendezés leírása A tervezésnél szem elıtt tartottuk az energiatakarékosságot, ezért csak egy perisztaltikus szivattyú végezte a gázok mozgatását az egész rendszerben. Továbbá figyelembe vettük a membránok tesztelésénél és modellezésénél (4.2 fejezet) kapott eredményeket, így alakítva a 49
pórusos membrán méretét az alábbiak szerint: az elsı lépcsı az 1,5 cm2 felülető pórusos HDPE membrán, a második lépcsı pedig a 12 cm2 felülető pórusmentes PES-PI membrán volt. A berendezéssel (4-8. ábra) a fermentor gázai a puffertartályba kinyerhetık.
M1 M2 szilikagél
pórusos membrán Sz1
puffertartály
P1
Sz2
pórusmentes membrán modul
P2
M3 Ny
R
4-8. ábra. A kétlépcsıs gázszeparációs berendezés sémája. Sz1, Sz2 – szivattyúk; M1-M3 – manométerek; P1 – pórusos membrán permeátuma; P2 – pórusmentes membrán permeátuma; Ny – nyomásszabályozó reduktor; R- retentátum A mérések megkezdése elıtt az Sz1 vákuumszivattyúval a háromágú csapon keresztül légtelenítettük a rendszert, majd a puffertartályba összeállított gázelegyet a lombikhoz kapcsoltuk. Az összekötı csapot a mérés során nyitva hagytuk, biztosítva az atmoszférikus nyomást a lombikban. A szilikagél gyöngyök a vízgız megkötésére szolgáltak, ami a palackból nyert gázokban csak nyomnyi mennyiségben fordul elı. A gázelegy mozgatását az Sz2 perisztaltikus pumpával végeztük. A szivattyú keringetési sebességének állításával
lehetett szabályozni a szívóerıt, ezáltal a nyomásesést a pórusos membránon. Ugyancsak a szivattyú sebességével és a Ny nyomásszabályozó reduktorral lehetett szabályozni a túlnyomást a pórusmentes modul primer oldalán. A nyomások az M1 és M2 vakomanométerekkel, illetve az M3 manométerrel ellenırizhetık. A folyadékzár mind a permeátum-, mind a retentátum győjtıben 20 m/m% Na2SO4 + 40 ml/liter H2SO4 összetételő oldat volt. A csatlakozók, vezetékek gáztömör kialakításánál réz, tygon illetve teflon anyagú szerelvényeket használtunk. Gáztömör fecskendıvel gázmintát a lombikból, a permeátumból és a retentátum gázelegybıl is lehetett venni.
50
Mérések gázelegyekkel A megépített berendezésben modell gázelegyekkel végeztünk méréseket, amelyek során a fermentorhoz való csatolás elıtt vizsgáltuk a rendszer mőködését, az egyes mőveleti paraméterek változásának a hatását az elválasztásra. Olyan összetételő gázelegyeket állítottunk be a puffertartályban, amely a Thermococcus litoralis törzzsel végzett fermentációnál kapott gázösszetételt közelítette. Ennek megfelelıen a betáplált gázelegyben a hidrogén koncentrációja 20-30%, a szén-dioxid koncentrációja pedig 15-25% között változott. Az eltérı összetételő gázelegyek mellett a szivattyú fordulatszámát is változtattuk az egyes kísérletek során, és ennek megfelelıen más-más nyomásesést mértünk a pórusos membrán két oldala között. Az 4-3. táblázat foglalja össze a pórusos membrán áteresztıképességének (P1) a változását a különbözı paraméterek függvényében. 4-3. táblázat. A pórusos membrán gázáteresztı-képességének jellemzése háromkomponenső modell gázelegy esetén Mérés H2 CO2 N2 Szivattyú fordulatszáma (1/min) Nyomásesés (bar) P1 permeációs sebesség (cm3/min) R/P2 arány
Betáplált gázelegy (%)
1. 25,9 16,9 57,2
2. 27,2 21,4 51,4
3. 28,3 25,9 45,8
4. 27,2 20,5 52,3
30
20
15
10
0,45
0,37
0,30
0,25
26,9
19,8
15,1
13,7
16,5:1
12,5:1
7,4:1
4,3:1
A táblázatból látható, hogy a szivattyú fordulatszámának növelésével párhuzamosan nı a membrán két oldala közti nyomáskülönbség és a permeációs sebesség. Minél nagyobb a permeációs sebesség, annál hamarabb elérhetı a szükséges túlnyomás a pórusmentes modul köpeny oldalán. Ugyanakkor a retentátum mennyisége is nı a permeátumhoz viszonyítva (R/P2 arány), ami kedvezıtlen jelenség, mivel a retentátumban lévı hidrogén elveszik (kivéve, ha recirkulációt alkalmazunk). Ezért nagyon fontos a keringetés sebességének helyes megállapítása
a
paraméterek
(membránok
felületének
egymáshoz
való
viszonya,
elválasztandó gázelegy összetétele) figyelembevételével. Megfelelı fordulatszám esetén megközelíthetı az ideálisnak tekinthetı 3:1 arány. Az egyes membránok szelektivitását, és az egész berendezés hidrogén koncentráló képességét mutatja be a 4-4. táblázat és a 4-9. ábra a mérési eredmények alapján.
51
4-4. táblázat. A gázelegyek összetételének változása Betáplált gázelegy (%) H2 CO2 N2 25,9 16,9 57,2 27,2 21,4 51,4 28,3 25,9 45,8 27,2 20,5 52,3
H2 27,5 29,6 35,5 35,0
P1 (%) CO2 12,5 13,9 22,1 18,6
N2 60,0 63,5 42,4 46,4
H2 61,9 59,9 57,0 67,5
P2 (%) CO2 25,8 30,1 33,1 25,4
N2 12,3 10,0 9,9 7,1
A kétlépcsıs berendezés hidrogénre nézve betöményítette a gázelegyet. Ezzel egy idıben a szén-dioxid koncentrációja is megnıtt kb. 10%-kal, de az elsı szeparációs lépés nélkül ez jóval jelentısebb feldúsulást eredményezne.
100% 80% N2
60%
CO2 40%
H2
20% 0% be P1 P2 be P1 P2 be P1 P2 be P1 P2
4-9. ábra. A gázösszetételek változása a szeparáció hatására Az összefoglalt eredmények szerint 30% feletti kiinduló hidrogénkoncentráció esetén a berendezés képes lehet 70%-ra betöményíteni a gázelegyet. Ehhez, és a veszteségek minimalizálása érdekében az integrált kísérleteknél a fermentorból maradék nélkül ki kell nyerni a gázokat, el kell távolítani az elegybıl a vízgızt, és ügyelni kell a kedvezı R/P2 arányra.
52
4.2 A membránszeparáció modellezése A 4.1.1 és 4.1.2 fejezetekben leírt, általunk kifejlesztett berendezésekben elıször különkülön a tiszta gázok fluxusát mértük. Ebbıl számoltam a permeábilitási koefficienseket, amelyek segítségével modellezhetık a membrán tulajdonságai: a szelektivitás és a permeábilitás. A modell segítségével mérések nélkül választ kaphatunk arra, hogy egy adott bemenı gázelegybıl milyen összetételő permeátumot kapunk, és mindezt milyen fluxus mellett. Az eredmények ismeretében egyszerőbbé válik a modulok összekapcsolása és jobban tervezhetı a mőködés. A modell eredményeit kétkomponenső gázelegyekkel végzett mérésekkel ellenıriztem és a modellek megbízhatóságát számszerősítettem. Kiindulásként tételezzük fel, hogy a gázok mindkét modul esetén a primer (belépı) és permeátum oldalon is tökéletesen össze vannak keverve. Ez azt jelenti, hogy a primer oldali koncentrációk a modul minden pontján állandóak és megegyeznek a retentátum koncentrációkkal. A következı fejezetekben mindkét membrán esetében bemutatom a modellt és a kapott eredményeket.
4.2.1 Pórusmentes membrán modellezése A 4-10. ábrán a membránmodulba belépı és onnan kilépı gázáramok láthatók.
Jb
Jr
J 4-10. ábra. A membránmodul gázáramai. Jb – belépı áram; Jr – retentátum áram; J – permeátum áram
Kétkomponenső gázelegy esetén J a hidrogén (J1) és a nitrogén (J2) membránon keresztüli fluxusának az összege. J [mol/min*cm2] arányos az adott gázra és membránra jellemzı permeábilitási koefficienssel (k) és a parciális nyomáskülönbséggel. J ugyanakkor felírható térfogatáram segítségével is. A két gázra felírhatjuk: 53
J 1 = k1 ⋅ ( p1 − p 3 ) = J 2 = k 2 ⋅ ( p2 − p4 ) =
p3 ⋅ Q RT p4 ⋅ Q RT
(4-1) (4-2)
ahol Q térfogatáram [cm3/min*cm2], R gázállandó, T hımérséklet [K], p1, p3 – a hidrogén parciális nyomása a primer illetve permeátum oldalon, p2, p4 – a nitrogén parciális nyomása a primer illetve a permeátum oldalon. A permeátum oldalon a gázelegy össznyomása 1 bar (folyadékzáras tartállyal biztosítottuk ezt a nyomást a mérések során): p3 + p 4 = 1
(4-3)
A 3 egyenletben az ismeretlen paraméterek a permeátum oldali parciális nyomások (p3 és p4), és a térfogatáram (Q). Ezeket két módszerrel, a Newton-Leibnitz-féle numerikus megoldással és analitikai levezetéssel lehet kifejezni. Analitikai levezetés esetén (4-3)-ból kifejezzük p4-et és behelyettesítjük (4-2)-be: p 4 = 1 − p3
(4-4)
k 2 ⋅ ( p 2 − (1 − p 3 )) =
(1 − p 3 ) ⋅ Q RT
(4-5)
Q-ra rendezve a (4-4) egyenletet:
Q=
k 2 ⋅ ( p 2 − (1 − p 3 )) ⋅ RT 1 − p3
(4-6)
Q-t behelyettesítjük (4-1)-be:
k1 ⋅ ( p1 − p3 ) =
p3 ⋅ k 2 ⋅ ( p 2 − (1 − p3 )) 1 − p3
(4-7)
A (4-7) egyenlet csak egy ismeretlent, a p3-at tartalmazza. p3-ra rendezve az egyenletet a következıt kapjuk: 2
(k1 − k 2 ) p3 + (k 2 − k1 p1 − k1 − k 2 p 2 ) p3 + k1 p1 = 0
(4-8)
Mindkét gázkomponens permeátum oldali parciális nyomásának kisebbnek kell lennie a primer oldali parciális nyomásánál, mivel csak így jöhet létre megfelelı irányú gázáramlás. Ezen kívül a parciális nyomás nem lehet negatív szám. A (4-8) másodfokú egyenletnek csak 1 olyan gyöke van, amely megfelel a 0
54
A modellegyenletekben szereplı paramétereket felhasználva a Microsoft Office Excel programjában táblázatokat készítettem, amelyben a modell bemenı adatait (p1 és p2) változtatva állandó k1, k2, R és T értékek mellett, más és más értékeket kaptam a kimenı paraméterekre (p3, p4 és Q). Ezt grafikonon ábrázolva kaptam a modell görbéket. A gázpermeációs konstansok mértékegységét egyszerőbb alakra hoztam a számolás megkönnyítése érdekében, az alábbiak szerint:
k1 =
15,8GPU = 10 6
60
s Hgcm ⋅ 76 ⋅ 12cm 2 mmol min bar = 0,035 3 min⋅ bar cm 24,5 mmol
(4-9)
Nitrogénre hasonlóan számolva: k 2 = 1,346 ⋅ 10 −3
mmol min⋅ bar
(4-10)
A modell segítségével elıször a primer oldali nyomás (p1 + p2) és a fluxus kapcsolatát vizsgáltam. A nyomás növelésével – állandó gázösszetétel mellett – nı a fluxus. Ezt szemlélteti a 4-11. ábra, ahol tiszta hidrogén, nitrogén illetve 58% hidrogént és 42% nitrogént tartalmazó gázelegy modell szerinti fluxusai láthatók a membránon keresztül a nyomás függvényében. Az ábrán látható továbbá a fenti gázeleggyel végzett kísérlet egyik mérési
3
2
fluxus (cm / min*cm )
pontja, ami az elméleti görbére esik. 0,45 0,4
hidrogén
0,35 0,3 0,25 0,2
gázelegy
0,15 0,1 0,05 0 3
3,5
4
4,5
5
5,5
túlnyomás (bar)
4-11. ábra. A primer oldali nyomás és a fluxus kapcsolata Az üzemelés során cél a nagy fluxus, viszont a berendezés szerkezeti anyagai, csövei, tömítései csak meghatározott nyomást bírnak el. Méréseink során a legnagyobb, még biztonsággal üzemeltethetı primer oldali nyomáson, 5 bar-on (4 bar túlnyomás) dolgoztunk.
55
Természetesen a fluxus nem csak a nyomástól, hanem a gáz összetételétıl is függ, azaz minél nagyobb a mozgékonyabb komponens (hidrogén) aránya, annál nagyobb. Az optimálisnak ítélt nyomáson dolgozva végeztünk méréseket, és azt vizsgáltuk, hogy a hidrogénkoncentráció függvényében hogyan változik a fluxus. A mért adatokat összevetettük
0,35
3
2
térfogatáram (cm / min*cm )
az erre a primer oldali nyomásra számolt modellgörbével (4-12. ábra).
0,3 0,25 0,2 0,15 0,1 0,05 0 0
20 40 60 80 primer gázelegy H2-tartalma (%)
100
4-12. ábra. A térfogatáram változása a kiinduló összetétel függvényében 5 bar nyomáson A fluxus mellett a membrán másik fontos paramétere a szelektivitás. A 4-13. ábrán a belépı gázelegy hidrogéntartalmának
függvényében láthatjuk a permeátum oldali
hidrogénkoncentrációt.
perm. H2 konc. (%)
100 80 60 40 20 0 0
20
40
60
80
100
belépı gázelegy H2-tartalma (% )
4-13. ábra: A hidrogén feldúsulása 5 bar nyomáson A modell és a mérési eredmények eltérésének több oka lehet: egyrészt a modell ideális és nem reális gázokra vonatkozik, másrészt a modell szerint az egyes komponensek függetlenül permeálnak át a membránon, a valóságban azonban elıfordulhat, hogy mind a beoldódás,
56
mind a diffúzió során a komponensek hatnak egymásra, és ez módosítja a szeparáció hatásfokát. Ezen kívül a mérések pontosságát befolyásolta a betáplálási oldalon a gázok lassú és nem tökéletes keveredése, valamint a mérırendszerünk szabta reprodukálhatóság, amelyet a mennyiségi adatoknál a permeátum győjtésénél alkalmazott büretta beosztása határozott meg, így ezzel a szórást 1 cm3 normál állapotú gázban lehet megadni. A koncentrációadatokra vonatkozóan a gázkromatográfiás mérések reprodukálhatósága 3%-os szórással jellemezhetı. 4-5. táblázat. A modell görbék eltérése a mért adatoktól belépı H2 (%) permeáció (cm3/min) Modell permeáció (cm3/min) Mérés eltérés (cm3/min) permeátum H2–tart. (%) Modell permeátum H2–tart. (%) Mérés eltérés (%)
24,2
36,6
42,0
43,5
55,2
58,3
0,52
0,93
1,12
1,18
1,64
1,76
0,30
0,43
1,57
1,23
1,48
1,22
+0,22
+0,50
-0,45
-0,05
+0,16
+0,54 +0,15
75,1
88,4
91,4
92,0
95,4
96,1
50,3
58,0
71,7
77,9
79,3
85,5
+24,8
+30,4
+19,7
+14,1
+16,1
+10,6 +19,3
Átlag
A 4-5. táblázatban a különbözı gázösszetételhez tartozó modell és mért permeációs sebességek, valamint a kettı közti különbségek szerepelnek. Szintén itt foglaltam össze a modell és a mért adatoknak az eltérését a permeátum hidrogéntartalmára vonatkozóan. A táblázatban számolt eltérések átlagolása megerısíti, hogy a pórusmentes membránon keresztüli fluxust jól, a szelektivitást kevésbé pontosan írja le a modell.
4.2.2 Pórusos membrán modellezése A tiszta hidrogén és szén-dioxid gázokra kapott permeábilitási koefficiensek felhasználásával készült a pórusos membránon keresztüli kétkomponenső gázelegyek permeációjának modellje. Ez alapvetıen hasonlít a pórusmentes membrán modelljéhez, a modul felépítése azonban némileg eltérı (4-14. ábra). A modulból csak a permeátum gázáram távozik, a retentátum a belépı gázeleggyel keveredik, és így összetételük megegyezik. Ez kellıen nagy mennyiségő belépı gáz esetén valósul meg; ellenkezı esetben a retentátum képzıdése megváltoztatja az összetételt a primer majd a permeátum oldalon is.
57
Jb
p1
p3 p2
J
p4
4-14. ábra. A pórusos membránmodul sémája. Jb – belépı áram; J – permeátum áram; p1, p2, p3, p4 – parciális nyomások
A modell alapegyenletei megegyeznek az elızı fejezetben felírtakkal, különbség csupán a permeátum oldali nyomásnál van. Tehát a hidrogénre (1-es komponens) felírhatjuk: J 1 = k1 ⋅ ( p1 − p 3 ) =
p3 ⋅ Q RT
(4-11)
Ugyanígy szén-dioxidra (2-es komponens) felírható: J 2 = k 2 ⋅ ( p2 − p4 ) =
p4 ⋅ Q RT
(4-12)
A primer oldalon a nyomás állandóan 1 bar, a permeátum oldalon (amit px-szel jelölök) viszont a membrán minıségétıl és felületétıl valamint a szivattyú sebességétıl és a belépı gázelegy összetételétıl függıen a 0 és 1 bar közötti intervallumon változhat. Ennek megfelelıen a modell harmadik kiinduló egyenlete eltér a (4-3) egyenlettıl: p3 + p 4 = p x
(4-13)
A három kiinduló egyenletben p3, p4 és Q az ismeretlen. Analitikus levezetéssel az ismeretlenek kifejezhetık az elızı fejezetben megismertek szerint: p4 = p x – p 3
Q=
k 2 ⋅ ( p 2 − ( p x − p3 )) ⋅ RT p x − p3
(k1 – k2)·p32 + (px·k2 – k1p1 – px·k1 – k2p2)·p3 + px·k1p1 = 0
(4-14) (4-15) (4-16)
Ha az egyenletekbe behelyettesítjük az állandó értékeket (k1, k2, R, T), akkor különbözı p1 és p2 értékekre kiszámolható az ismeretlenek értéke, és így a modult jellemzı elméleti görbéket kapunk. A modell-egyenleteket felhasználva az 1,5 cm2 felülető HDPE membrán tulajdonságait jellemeztem, majd a modell görbéket összevetettem a hidrogén-szén-dioxid kétkomponenső gázelegyekkel mért adatokkal.
58
A modell-egyenletekkel való egyszerőbb számolás végett a 4-1. táblázat permeációs adatait GPU-ról más mértékegységre váltottam át. A (4-9) egyenlet szerinti átalakítást elvégezve: k1 = 1,027 mmol/min*bar (3680 GPU), illetve k2 = 0,299 mmol/min*bar (1070 GPU). A 4-15. ábrán látható modell görbék azt mutatják, hogy miként befolyásolja a membránon keresztüli fluxus nagyságát a gázelegy összetétele és a nyomásesés mértéke (1 bar - px), amely a szivattyú sebességével szabályozható (bizonyos határok között).
térfogatáram (cm
3
/ min*cm 2 )
16 0,9
14
0,8 12
0,7
10
0,6
8
0,5 0,4
6
0,3 4
0,2
2
0,1
0 0
20
40
60
80
100
gázelegy H2-tartalma a primer oldalon (%)
4-15. ábra. A membránon keresztüli térfogatáram a hidrogénkoncentráció és a nyomáskülönbség (bar) függvényében Kis nyomásesés (0,1 bar) esetén kicsi a gázok parciális nyomáskülönbsége a membrán két oldala között, ami kis hajtóerıt és fluxust jelent. Nagy nyomáskülönbség (0,9 bar) esetén nagy a hajtóerı, és ez által a fluxus is. Egy adott nyomáskülönbség esetén a hidrogén (a permeábilisabb komponens) arányát növelve a primer gázelegyben nıni fog a fluxus is. Ahhoz, hogy az egyes mérések eredményeit össze tudjuk hasonlítani egymással, szőkíteni kell a változó paraméterek számát. A méréseket állandó, 0,5 bar-os nyomásesésen végeztem. Azért választottam ezt az értéket, mert bármilyen gázösszetételnél könnyen beállítható a szivattyú térfogatáramának szabályozásával. A 4-16. ábrán a modell görbe mellett láthatók a mért pontok, amelyek nagy szórást mutatnak – csakúgy, mint a pórusmentes membrán esetében (4-12. ábra) –, ami a gázok nem tökéletes keveredésével magyarázható. A mért térfogatáramok jól közelítik az elméleti értéket, az átlagos eltérés +0,58 cm3/min (4-6. táblázat).
59
3
2
térfogatáram (cm / min* cm )
10 8 6 4 2 0 0
20
40
60
80
100
H2 tartalom a belépı gázelegyben (%)
4-16. ábra. A térfogatáram változása a hidrogénkoncentráció függvényében (∆p = 0,5 bar) A szelektivitás vizsgálatára ugyanilyen körülmények között került sor (4-17. ábra). A szelektivitás tekintetében is megfigyelhetı szórás a mérési eredmények között. Ugyanakkor a pontok követik a görbét, amit a 4-6. táblázat is igazol.
perm. H2 koncentráció (%)
100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 0
20
40 60 80 belépı H2 koncentráció (%)
100
4-17. ábra. A hidrogénkoncentráció változása a permeátumban a belépı gázelegy összetételének függvényében (∆p = 0,5 bar) A táblázat összefoglalja a 4-16. és 4-17. ábra eredményeit, illetve mutatja a mérési pontok átlagos eltérését a modell által jósolt értékektıl.
60
4-6. táblázat. A modell görbék eltérése a mért adatoktól belépı H2 (%) permeáció (cm3/min) modell permeáció (cm3/min) mérés eltérés (cm3/min) perm. H2 –tart. (%) modell perm. H2 –tart. (%) mérés eltérés (%)
20
28
36
44
57
64
74
85
4,62
5,11
5,67
6,29
7,45
8,16
9,27 10,60
3,25
5,0
4,0
4,5
6,75
8,5
9,0
Átlag
11,5
+1,37 +0,11 +1,67 +1,79 +0,70 -0,34 +0,27 -0,90 +0,58 44
37
66
72
73
76
87
87
29,3
39,7
49,5
58,6
71,5
77,5
85,1
92,2
-14,8 +2,7 -16,5 -13,4
-1,5
+1,5
-1,9
+5,2
-4,8
A 4-5. és a 4-6. táblázat alapján kijelenthetı, hogy a modell megfelelıen jellemzi a membránok tulajdonságait. Így az felhasználható a kétlépcsıs rendszer optimális kialakításában (membránok felületének egymáshoz viszonyított aránya) és üzemeltetésében (szivattyú térfogatáramának beállítása).
61
4.3 Integrált rendszer Thiocapsa roseopersicina-val A hidrogéntermelés és a membrános szeparáció összekapcsolását a modell elegyekkel végzett sokrétő mérési eredmények alapján valósítottuk meg Szegeden, a biológus kutatók által alkalmazott berendezéshez illesztve az egyszerősített gázszeparációs készüléket (4-3. ábra), amelyet szilikagél csapdákkal egészítettünk a vízgız kedvezıtlen hatásának kiküszöbölésére. Az önsterilezı, 10 liter össztérfogatú bioreaktorba 8,5 liter táptalajt töltöttünk be. A hidrogéntermelés kb. 30 óráig tartott, amelynek során kb. 8-10% hidrogéntartalmú gázelegy képzıdött. A hidrogéntermelés során a bioreaktor gázterébıl egy elızıleg felszerelt steril csatlakozón keresztül lehetett kinyerni a biohidrogént tartalmazó kétkomponenső elegyet, amit a szilikagél csapdán keresztül a rugalmas falú tartályban győjtöttünk össze. A gázszeparációs készüléket a vákuumszivattyúval légtelenítettük, majd – egy átkapcsolást követıen – a perisztaltikus szivattyú és a reduktor segítségével komprimáltuk az elegyet a kívánatos 5 bar értékig a pórusmentes gázszeparációs modul köpeny oldalán. A folyamatok nyomon követését gázkromatográfiával oldottuk meg. Az összekapcsolás elvi vázlatát a 4-18. ábra mutatja. Bár az összeállított on-line integrált rendszer elsı pillantásra kissé komplikáltnak tőnt (mindkét rendszer speciális igényeit figyelembe kellett venni), de az indítás után megbízhatóan mőködtethetı volt. A maximális hidrogéntermelés és a szeparációra korábban kimért optimális paraméterek beállítása után tartamkísérleteket végeztünk, s a fermentor gázterébıl az elegyet többször kinyertük, és hidrogén tartalmát a membránszeparációs berendezéssel
dúsítottuk.
Az
integrált
rendszerben
a
szakaszos
mérések
során
megállapítottuk, hogy a membránszeparációs berendezés mőködése minden szempontból megfelelt a modell gázelegyekkel végzett kísérleteknek.
62
SzG
B
P
M1 Sz2
3
1
4
M2
Ny
2
fény
R
Sz1
4-18. ábra. Az integrált rendszer vázlata. 1 – fermentor; 2 – tárolótartály; 3 – üveglombik; 4 – PES-PI membrán; B – belépı gázelegy; P – a membrán permeátuma; R – a membrán retentátuma; SzG – szilikagél gyöngyök; M1, M2 – manométerek; Sz1 – vákuumszivattyú; Sz2 – perisztaltikus szivattyú, Ny – nyomásszabályozó reduktor A pórusmentes membránon a hidrogén elválasztása az elızetes várakozásnak megfelelıen alakult (4.1.1 fejezet). A gázkromatográfiás elemzés szerint 8-10% biohidrogént tartalmazó gázelegybıl a membrán modul segítségével kb. 40% koncentrációig sikerült emelni a hidrogén koncentrációját a permeátumban, egy lépésben. A permeáció sebessége az elvárt 0,2 cm3/min körül ingadozott az alkalmazott körülmények mellett (5 bar, 25 °C). A mérések során a szilikagél csapdák állapotára kellett nagy figyelmet fordítani, hogy kimerülésük elıtt (amit az elszínezıdés jelzett) lecseréljük és regeneráljuk ıket. Mérési eredményeink alapján megállapítottuk, hogy az összeállított berendezés alkalmas a biohidrogénnek a reaktorból történı kinyerésére. Az egy lépésben kapott kb. négyszeres koncentráció-növekedés
ellenére az
elegy nem
alkalmas
üzemanyagcellában
való
felhasználásra. Ehhez több modult kellene sorba kapcsolni, ami jelentıs többletenergiát is igényelne. Másik lehetıség produktívabb törzsek alkalmazása, amelyek több hidrogént termelnek. Nagyobb kiinduló hidrogénkoncentráció esetén a permeátumban is több a hidrogén.
63
4.4 Kísérletek és integrált rendszer Escherichia coli-val Az Escherichia coli törzs esetében saját mikrobiológiai laboratóriumunkban határoztuk meg a maximális hidrogéntermelés optimális fermentációs körülményeit, csak ezt követıen csatlakoztattuk a gázszeparációs készülékünket a hidrogéntermelı egységhez. Ebben a fejezetben bemutatom mind a három szakasz – a lombikban végzett elıkísérletek, a méretnövelt fermentáció és az integrált rendszer – eredményeit.
4.4.1 Lombikban végzett kísérletek A 4-7. táblázat foglalja össze a kísérleti eredményeket. Ebben összehasonlítható a fermentációs idı során a termékgázok koncentrációjának változásai a táptalaj mennyiségének és a baktériumfajtának függvényében. 4-7. táblázat. A lombikban végzett kísérletek eredményei Idı (h)
Összetétel
22
H2
% (v/v)
27 48
xl1-blue
150 ml táptalaj
MC4100 xl1-blue
200 ml táptalaj
MC4100 xl1-blue
MC4100
1,0
0,24
1,39
1,85
5,49
3,66
0
0
0
1,51
2,81
9,51
H2
3,85
3,50
CO2
4,28
8,82
CO2 24
100 ml táptalaj
H2
1,82
2,7
4,33
3,71
7,20
3,98
CO2
4,8
2,2
7,15
9,11
6,16
9,92
H2
1,80
2,5
4,07
3,68
7,55
3,94
CO2
4,7
2,2
7,0
9,05
6,13
9,85
Az ebbıl levonható konklúziók:
Fermentációs idı. A táblázat nem tartalmazza a 20 órás tenyészidı alatti gázösszetételt, mivel a baktériumok felszaporodása során alig képzıdik detektálható mennyiségő gáz. A gázképzıdés üteme a 20-27 óra közötti idıszakban a legmagasabb mindkét törzs esetén, ezután már alig változik az összetétel – egyes esetekben csökkenés tapasztalható. Az ideális fermentációs idı ezért 24-27 óra.
64
Folyadék-gáz arány. A táptalaj mennyiségének – és így a folyadék-gáz arány – növelésével nı a termékgázok koncentrációja a gáztérben. Ha a kapott hidrogénkoncentráció magasabb, akkor a membránszeparáció permeátumában nyert hidrogén is töményebb. A gázszeparációs kísérletek tapasztalatai alapján a hidrogénkoncentrációnak a 10%-os küszöbértéket meg kell haladnia a belépı gázelegyben, mert ezzel elkerülhetıek a kezelhetıségi problémák és a nagyon alacsony fluxus. Ugyanakkor a membránszeparációs készülék a legalább 1 liter térfogatú (STP) gázelegyek elválasztására lett méretezve. A folyadék-gáz arányt úgy kellett megválasztani, hogy megfeleljen ezeknek a kritériumoknak.
Törzs kiválasztása. A táblázatból látható, hogy az Escherichia coli xl1-blue törzs gáztermelése intenzívebb, mint az MC4100 törzsé minden folyadék-gáz összetételnél és fermentációs idınél. Ezen túlmenıen az MC4100 törzsnél nagyon kedvezıtlen a H2:CO2 arány, ami problémákat okoz a gázszeparációnál. Ezért a fermentoros kísérleteket – egy kivétellel – az xl1-bue törzzsel végeztük.
4.4.2 Fermentorban végzett kísérletek A lombikban és a fermentorban (ahol egy nagyságrenddel nagyobb térfogatok szerepelnek) azonos körülmények között végzett kísérletek eredményei jól korrelálnak egymással. A méretnövelés kis mértékben javított a hozamokon (4-8. táblázat). A méréseket a lombikban kimért optimális paraméterek beállításával végeztük a 4-19. ábrán látható készülékben. Ennek megfelelıen a fermentációs idıt 24-27 óra közöttinek választottuk a kísérletek során, mivel ez után már leáll a gáztermelés. A térfogatarány kiválasztásánál elıször 2 liter táptalajjal dolgoztunk, de ebben az esetben nem sikerült elérni a hidrogénre vonatkozó 10%-os küszöbkoncentrációt, ezért a biztonságosan sterilezhetınél (3:2 arány) nagyobb folyadék-gáz térfogatarányokkal is dolgoznunk kellett. 2,5 liter táptalajt választottunk, itt az arány már 2,5:1. Ezt a problémát úgy hidaltuk át, hogy a sterilezést megelızıen a fermentorba 2 liter desztillált vízben oldottuk fel a 2,5 liter táptalajhoz szükséges tápanyagmennyiséget, 0,5 liter desztillált vizet pedig külön edényben helyeztünk el az autoklávban. A sterilezés után, a fülkében töltöttük a fermentorba a még szükséges vizet.
65
4-8. táblázat. A fermentorban végzett kísérletek eredményeinek összefoglalása
törzs gázkinyerési módszer t (óra) paraméterek H2 % 8 CO2 % P (bar) H2 % 16 CO2 % P (bar) H2 % 18 CO2 % P (bar) H2 % 20 CO2 % P (bar) H2 % 22 CO2 % P (bar) H2 % 24 CO2 % P (bar) H2 % 27 CO2 % P (bar)
2. 2l
7,9 8,5 1
9,5 10,1 1
xl1-blue 1. 2. 2,5 l
7,7 8,3 1,26
8,2 9,0 1,33 8,2 9,1 1,33
7,2 7,5 1
12,6 11,1 1
3.
7,5 6,2 1,23 9,2 9,5 1,1 9,6 8,8 1,05 10,6 9,1 1,08 11,6 9,9 1,09
MC4100 3. pH 2,5 l 3,4 9,0 5,33 1,21 7,7 17,0 1,17
8,7 19,0 1,09
5,88
8,6 17,9 1,05
5,88
2,5 liter táptalaj esetén a hidrogénkoncentráció eléri a 11-13%-ot, a gáztérfogat, azaz a kinyerhetı gáz mennyisége 1 liter, amihez hozzáadódik a túlnyomással képzıdött normál térfogattöbblet. Ez utóbbi mennyisége 0,2-0,5 liter. 2,5 liternél nagyobb folyadéktérfogat esetén a minimálisan szükséges gázmennyiséget nem lehet teljesíteni, ezért labormérető kísérleteinknél ezt a mennyiséget fogadtuk el ideálisnak, és ezzel végeztük további kísérleteinket.
66
4-19. ábra. Fermentor mérés közben A két törzs produktivitásbeli különbségeit elemezve ugyanazok a megállapítások érvényesek, mint a lombikban végzett kísérleteknél; nevezetesen, az xl1-blue törzs nem csak több hidrogént termel, hanem a H2/CO2 arány is kedvezıbb. Ezt szemlélteti a 4-20. és a 4-21. ábra.
14 12
H2 %
10 8
xl1-blue
6
MC4100
4 2 0 0
10
20
30
Idı (h)
4-20. ábra. A két törzs hidrogéntermelésének összehasonlítása
67
20
CO2 %
15 xl1-blue
10
MC4100
5 0 0
10
20
30
Idı (h)
4-21. ábra. A két törzs szén-dioxid termelésének összehasonlítása Az ismertetett 3 gázkinyerési módszert kísérleteink során a megállapított optimális körülmények között (Escherichia coli xl1-blue törzs, 27 órás fermentációs idı, 2,5 liter táptalaj) összehasonlítottuk, és megállapítottuk, hogy a gáztermelés intenzitása lényegében függ az alkalmazott módszertıl.
1. módszer
H2 (%)
12
2. módszer 3. módszer
9 6 3 0 0
5
10
15
20
25
30
idı (h)
4-22. ábra. A különbözı gázelvételi módszerekkel nyert gázelegyek hidrogéntartalma A 4-22. ábrán látható, hogy 18 órás fermentációs idı alatt nincs különbség a három módszer között, de ezután a termékgázok parciális nyomása olyan mértékben megnıtt az 1. módszer esetében, hogy ez gátolta a további gázok képzıdését. A 2. és a 3. módszer között nem volt a termékkoncentrációt illetıen jelentıs eltérés 27 óra után sem. A fermentáló törzsek biztonsága volt a fı szempont, ami alapján eldöntöttük, hogy melyik gázelvételt alkalmazzuk. Folyamatos gázelvétel esetén a fermentor nyitott a membránszeparációs készülék irányában, ez fokozott fertızésveszéllyel jár, és az átvezetık hosszú idıszakú tökéletes tömítésének megoldása is nehéz feladat. Egy adagban történı gázelvételnél kockázatot jelentı szintre 68
emelkedhet a túlnyomás. A legbiztonságosabb, jól szabályozható módszer a szakaszos gázelvétel, ami nem jár jelentıs fertızésveszéllyel és veszélyes mérető túlnyomással sem, valamint nem következik be termékgátlás.
4.4.3 Integrált rendszerő kísérletek Az integrált kísérleteket csak abban az esetben végeztük el, amikor a fermentorban a hidrogénkoncentráció meghaladta a 10%-ot. Ez azokban az esetekben teljesült, amikor az alkalmazott törzs az Escherichia coli xl1-blue volt, a táptalaj 2,5 liter, a gázelvétel pedig szakaszos vagy folyamatos (4-8. táblázat). Ezek közül a szakaszos gázkinyerés módszerével végzett integrált kísérlet eredményeit mutatom be.
B
M2
M1
P1
1
3
P2 Sz2
M3
4
2 Sz1
Ny
R
4-23. ábra. Az integrált rendszer sémája. 1 – fermentor; 2 – tárolótartály; 3 – HDPE membrán; 4 – PES-PI membrán; B – belépı gázelegy; P1 – HDPE membrán permeátuma; P2 – PES-PI membrán permeátuma; R – PES-PI membrán retentátuma; M1, M2, M3 – manométerek; Sz1 – vákuumszivattyú; Sz2 – perisztaltikus szivattyú, Ny – nyomásszabályozó reduktor; SzG – szilikagél A fermentort steril csatlakozón keresztül kötöttük össze a membránszeparációs berendezéssel (4-23. ábra). A tartályba győjtött gázt a fermentáció végén egy adagban engedtük a levákuumozott berendezésre. A tartály szelepét a szeparáció során nyitva hagytuk, 69
így a benne lévı gáz biztosította az atmoszférikus nyomást a pórusos membrán primer oldalán. A szeparáció során többször gázmintát vettünk a bemenı gázelegybıl (B), a pórusmentes membrán permeátumából (P2) és retentátumából (R). Kísérleteink közül egy jellemzı példát mutatok be az alábbiakban. A kiinduló, gáztartályban összegyőjtött gázelegy összetétele: 11,6% H2, 9,9% CO2 és 78,5% N2. A fermentorban a gázelegy vízgıztartalma kb. 6%, ez a puffertartályban lecsökken 3%-ra – mivel a gázelegy lehől, és a vízgız egy része lecsapódik (2-9. ábra). Ez a kis mennyiség nincs jelentıs hatással a membránok mőködésére, de a teljesítmény-csökkenés elkerülése végett szilikagél csapdát alkalmaztunk a vízgız megkötésére. A puffertartályból a gáz szelep nyitásával került a levákuumozott berendezés pórusos membránjának primer oldalára. Az integrált berendezés laboratóriumban készült fényképe a 4-24. ábrán látható.
4-24. ábra. A fermentor és a membránszeparációs készülék összekapcsolása laboratóriumban A HDPE membrán felülete 1,3 cm2 volt. A kis effektív felület és a pórusos membrán primer oldalára kerülı gázelegy alacsony hidrogéntartalma miatt a membrán két oldala közötti nyomásesés 0,85 bar volt. Ezt a magas értéket nem sikerült csökkenteni még a perisztaltikus szivattyú kis fordulatszáma mellett sem, ami kevés átszőrt gázt eredményezett, ezáltal nehéz volt biztosítani a pórusmentes membrán primer oldalán a 4 bar túlnyomást.
70
4-9. táblázat. Az integrált kísérlet fıbb paraméterei és eredményei P1 áram P2 áram P2/R (cm3/min) (cm3/min) arány 1,8 0,3 0,2
B áram P1 áram P2 áram H2 (%) CO2 (%) H2 (%) CO2 (%) H2 (%) CO2 (%) 11,6 9,9 16,2 8,7 34,3 12,3
A szeparáció 30 percig tartott, ami alatt 9 cm3 permeátum és 45 cm3 retentátum győlt össze. A P1 áram alacsony fluxusának köszönhetıen a P2/R arány kedvezı volt. A P2 permeátum összetétele a mérés végén: 34,3% H2, 12,3% CO2 és 54,4% N2. R összetétele: 12,6% H2, 8% CO2 és 79,4% N2. A számolt P1 összetétel: 16,2% H2, 8,7% CO2 és 75,1% N2. A mérés fontosabb paramétereit a 4-9. táblázat tartalmazza, a gázelegyek összetételét a 4-25. ábra szemlélteti.
100% 90% 80% 70% 60%
N2
50%
CO2
40%
H2
30% 20% 10% 0% B
P1
R
P2
4-25. ábra. A gázelegyek százalékos összetétele Megállapítottam, hogy az integrált rendszer az elıkísérletek alapján várható módon mőködött. A fermentorhoz kapcsolt szeparáló berendezés nem befolyásolta a baktériumok gáztermelését. Ez alapján várható, hogy más fermentorokhoz való kapcsolás is megvalósítható. A fermentor gázterében lévı 11,6% hidrogént sikerült 34,3%-ra koncentrálni a problémát okozó és jelentıs CO2-tartalom ellenére, ami a modell gázokkal végzett méréseknek megfelelı érték. Nagyobb termelékenységő törzzsel összekötve várhatóan ennél jóval tisztább hidrogént lehet nyerni.
71
4.5 Integrált rendszer Thermococcus litoralis-szal A Thermococcus litoralis törzzsel a Szegedi Tudományegyetem Biotechnológiai Tanszékén végeztünk integrált hidrogéntermelı-elválasztó kísérleteket, mivel a MÜKKI mikrobiológiai laboratóriuma nem rendelkezik 85 °C-ra termosztálható fermentorral. A táptalajt (3.1.3 fejezet) a Thermococcus litoralis törzsbıl elıkészített 1% inokulummal oltottuk be, majd a fermentáció 85 °C-on, nitrogén atmoszféra alatt folyt. Ezen a hımérsékleten 0,56 bar a vízgız egyensúlyi nyomása (2-9. ábra). Ez jelentıs mennyiségő gızt jelent, de ennek 95%-a lecsapódik a tárolótartály falán azáltal, hogy a gázelegy szobahımérsékletre hől. A maradék vízgızt szilikagél csapdával távolítottuk el. Az integrált rendszer felépítése mindenben megegyezik az elızı fejezetben leírttal, a berendezés sémája a 4-23. ábrán, fényképe a 4-26. ábrán látható.
4-26. ábra. Az integrált rendszer fényképe a szegedi laboratóriumban A gáztermelı-kinyerı-szeparáló berendezés bizonyos paraméterei különböztek az egyes kísérletek során. Egy-egy azonos körülmények közötti méréssorozat eredményeinek átlagát mutatom be részletesen Szeged1 illetve Szeged2 néven.
Szeged1 során a szakaszos gázkinyerési módszert alkalmaztuk úgy, hogy az össznyomás maximum 1,3 bar lehetett a fermentorban. A gázelvételt csappal szabályoztuk. Ezzel
72
csökkentettük a termékinhibíciót, a hidrogén és szén-dioxid gázok parciális nyomását. Az inhibíció minimalizálása végett, egyes gázelvételek után nitrogénnel mostuk a gázteret. A nyomásváltozást az idı függvényében ábrázolva a 4-27. ábrán látható görbéket kaptuk.
1,8 túlnyomás (bar)
1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 0
10
20
30
idı (h)
4-27. ábra. A fermentor gázterének nyomása az idı függvényében – alsó görbe, és a nyomásnövekmények összege –felsı görbe; (Szeged1) A szakaszos gázelvétel során a fermentor gázterében a nyomás is szakaszosan változott (alsó görbe). Megfigyelhetı, hogy a fermentáció elején a görbe laposabban emelkedik, a közepén meredeken, és a szakaszok is rövidek, végül – a fermentáció leállásával – a növekedés ismét elnyúlik. Ez a tendencia jobban láthatóvá válik, ha a szakaszvégi nyomásértékeket
összeadva
ábrázoljuk
(felsı
görbe).
Ilyen
módon
közvetve,
a
termékképzıdés intenzitásának nyomon követésével, információt kaptunk a telep egyedszámváltozásáról. A kapott görbe a 2-7. ábrának megfelelıen a következı szakaszokra bontható: 1. lappangó fázis, 0-5. óra; 2. gyorsuló növekedési fázis, 5-8. óra; 3. exponenciális növekedési fázis, 8-15. óra; 4. lassuló növekedési fázis, 15-24. óra; 5. stacioner fázis, 24-28. óra. A 4-27. ábráról az is leolvasható, hogy összesen 1,6 bar túlnyomás képzıdött a fermentáció során a nitrogén atmoszférában. A fermentorból kinyert gázelegy összetétele – a vízgızt nem számítva – 22,6% H2, 18,3% CO2 és 59,1% N2. A gázkinyerést zárt rendszerben
73
oldottuk meg, nem lépett fel gázveszteség, így ez az összetétel megegyezik a membránszeparációs készülékbe belépı (B) áram gázösszetételével. A készülékben a HDPE membrán effektív felülete 1,4 cm2 volt, a PES-PI membráné 12 cm2. A perisztaltikus szivattyú fordulatszámát és a reduktor szelepet úgy állítottuk be, hogy a HDPE membrán két oldalán 0,35 bar, a PES-PI membránnál 4 bar legyen a nyomáskülönbség. A kis HDPE membránfelület révén a 0,35 bar nyomáskülönbséget kis keringetési sebesség mellett értük el. Következésképpen csökkent a pórusos membrán térfogatárama (P1), és javult a pórusmentes membrán permeátumának és retentátumának (P2/R) az aránya, ellenben csökkent a fluxus. A szeparáció idıtartama 65 min volt. Ez idı alatt egyenletes sebességgel – az elsı pár perc kivételével, amikor a mérési paraméterek még nem álltak be – 70 cm3 P2 permeátum és 975 cm3 retentátum képzıdött (4-28. ábra). Ebbıl számolva a P2 átlagos térfogatárama 0,018 cm3/s, a retentátumé 0,27 cm3/s. A P2/R arány 0,072, ami recirkuláció nélküli rendszert tekintve magas érték. 100
900
retentátum
80 térfogat (cm 3 )
1000
permeátum
90
800
70
700
60
600
50
500
40
400
30
300
20
200
10
100
0
0 0
10
20
30
40
50
60
70
idı (min)
4-28. ábra. A P2 permeátum és a retentátum idıbeli képzıdése (Szeged1) A számolt és mért átlagkoncentrációk az egyes gázáramokban: P1: 28,6% H2; 15,1% CO2; 56,3 % N2. R: 25,9% H2; 14,3% CO2; 59,8% N2. P2: 66,2% H2; 26,3% CO2; 7,5% N2 . A gázösszetétel változását az egyes gázáramokban szemlélteti a 4-29. ábra.
74
100% 90% 80% 70% 60%
N2 CO2
50% 40% 30% 20% 10% 0%
H2
B
P1
R
P2
4-29. ábra. A gázáramok százalékos összetétele (Szeged1)
Szeged2 során a gázkinyeréshez az 1. módszert alkalmaztuk, vagyis a képzıdött gázokat a fermentáció végén, egy adagban nyertük ki, és vezettük a tárolótartályra. A fermentorban a gáztermelés 24 óráig tartott, ennek során 1,3 bar túlnyomás képzıdött, a gázelegy összetétele pedig 35,4% H2, 20,1% CO2 és 44,5% N2 volt. A termékgázoknak azért magasabb az aránya, mert nem mostuk nitrogénnel a fermentor gázterét. Az adatok és a (2-12.) egyenlet alapján kiszámítottuk a Thermococcus litoralis hidrogéntermelı kapacitását: ez 0,57 mmol/l*h-nak adódott.
80 70 térfogat (cm 3 )
800
permeátum
700
retentátum
60
600
50
500
40
400
30
300
20
200
10
100
0
0 0
5
10
15 idı (min)
20
25
30
4-30. ábra. A permeátum (P2) és retentátum (R) térfogatárama (Szeged2) A HDPE membrán primer oldalára került gázelegy átlagos összetétele: 32,8% H2, 18,5% CO2 és 51,3% N2. Ahhoz, hogy nagyobb legyen a fluxus, a HDPE membrán felületét megnöveltük 2 cm2-re. Szeged1-nél leírt nyomásokat állítottunk be, így 25 percre rövidítettük a szeparáció idejét. A folyamat végére 45,5 (STP) cm3 permeátumot (P2) és 720 (STP) cm3 75
retentátumot kaptunk. A 4-30. ábráról is leolvasható átlagos térfogatáramok: 0,03 (STP) cm3/s a P2-re és 0,48 (STP) cm3/s a R-ra. A P2/R arány ellenben 0,063-ra csökkent. Az elválasztás során vett mintákban az átlagkoncentrációk a következık voltak: a P2 permeátumban 72,3% H2, 18,9% CO2, 8,8 % N2; a retentátumban 36,5% H2, 12,5% CO2 és 51% N2. A P1 áramból közvetlenül nem tudtunk mintát venni, de ezt a gázelegyet bontja a PES-PI membrán a P2 és R áramra, így összetétele könnyen kiszámolható. Térfogata = 720 + 45,5 = 765,5 cm3 H2-tartalma = (0,723*45,5 + 0,365*720)/765,5 = 295/765,5 cm3 = 38,6% CO2-tartalma = (0,189*45,5 + 0,125*720)/765,5 = 98,6/765,5 cm3 = 12,9% Ebbıl a N2-tartalom: 48,6%. A szeparáció során a gázelegy átlagos összetételének változását mutatja be a 4-31. ábra.
100% 90% 80% 70% 60%
N2
50%
CO2
40%
H2
30% 20% 10% 0% B
P1
R
P2
4-31. ábra. A gázáramok százalékos összetétele (Szeged2) Ha a két kísérletsorozat eredményeit összehasonlítjuk (4-10. táblázat), láthatjuk, hogy a pórusos membrán felületének – és ezáltal a két membrán felületarányának – megváltoztatása jelentısen kihat a térfogatáramok mennyiségére és arányaira. Akkor érjük el a legmagasabb hidrogénkoncentrációt a permeátumban, ha a fermentorban eleve magas a hidrogéntartalom (a produktív törzsnek, nagy folyadék/gáztérfogat aránynak és a termékgátlás elkerülésének köszönhetıen), és ezt sikerül veszteségmentesen a membránszeparációs berendezésre juttatni. 4-10. táblázat. A két kísérletsorozat fıbb adatai
Szeged1 Szeged2
HDPE felület (cm2) 1,4 2,0
P1 áram P2 áram (cm3/s) (cm3/s) 0,29 0,018 0,51 0,03
P2/R arány 0,072 0,063
B áram H2 (%) 22,6 32,8
P1 áram H2 (%) 28,6 38,6
P2 áram H2 (%) 66,2 72,3
76
A kísérletsorozatok bebizonyították, hogy a kidolgozott módszerünk alkalmas a Thermococcus litoralis törzs által termelt gázok kinyerésére is, valamint ebbıl a hidrogén
elválasztására. A dúsítás során elért 70% feletti hidrogéntartalom azt jelenti, hogy ezzel az integrált eljárással lehetséges olyan összetételő nyersanyagot elıállítani, amely eleget tesz a tüzelıanyag-cellák követelményeinek. A szegedi méréseket – az egész kutatómunka zárásaként illetve eredményeként – látványosan fejeztük be; az utolsó mérés permeátumát sikerült meggyújtanunk (4-32. ábra).
4-32. ábra. A hidrogén lángja
77
5. Összefoglalás Doktori munkámban a különbözı mikroorganizmusok által anaerob körülmények között termelt hidrogén fermentorból való kinyerésének és koncentrálásának a lehetıségét vizsgáltam membrános gázszeparációs eljárással. A biohidrogén áttörést jelenthet a jövı energiahordozójaként emlegetett hidrogén termelésében, mivel környezetbarát, kevés energia-befektetést igénylı eljárás, amelyben biológiai hulladék lebontásával nyerhetı H2-gáz. A módszer egyik problémája, hogy a metabolizmus során más gázok is keletkezhetnek (pl. CO2), valamint az anaerob körülményeket biztosító inert gáz is jelen van (általában nitrogén), amelyek hígítják a hidrogént, így azt koncentrálni kell a felhasználás elıtt. A másik szempont, amit figyelembe kell venni az, hogy a termelési folyamat erısen termékgátolt. A keletkezı gázokat megfelelı, biztonságos módszerrel el kell vezetni a fermentor gázterébıl. A kialakítandó berendezés pontos feladata tehát a biohidrogén kinyerése, összegyőjtése és dúsítása volt. A különbözı elválasztási mőveleteket összehasonlítva a membrános gázszeparáció tőnik a legígéretesebbnek, mivel nem igényel vegyszert, környezeti hıfokon üzemeltethetı és rugalmasan illeszthetı más – többek között mikrobiológiai – eljárásokhoz. Az eddigi membrános kutatások során a hidrogén szeparációját leginkább magas hımérséklető (200-800°C), katalitikus (de)hidrogénezési reakciókban használták, ezért az alkalmazott membránok többsége nagyon jó hıtőrı képességgel rendelkezik, és igen drága, szervetlen anyagokból készült. A biohidrogén elválasztásánál azonban nincs szükség magas hımérsékletre, így a kevésbé hıtőrı, ám jóval olcsóbb, és megfelelı hidrogén áteresztési képességgel rendelkezı polimer membránok is alkalmasak lehetnek erre a célra. A pórusmentes polimer membránok közül szobahımérsékleten jó permeábilitással és H2N2 szelektivitással rendelkezik a poliéterszulfon-poliimid kompozit (Twentei Egyetem). A pórusmentes membránok H2-CO2 szelektivitása általában csekély, mivel a két molekula hasonlóan oldódik és diffundál a polimerekben. Ez utóbbi gázelegy elválasztására az ultraszőrı tartományba esı pórusos membránok alkalmazhatók, ahol nem a membrán anyagán, hanem a pórusokon keresztül, a Knudsen-mechanizmus segítségével történik a szeparáció. Három különbözı névleges pórusátmérıvel rendelkezı kapilláris membránt hasonlítottam össze azonos körülmények között végzett mérésekkel, és választottam ki a legelınyösebb tulajdonságokkal rendelkezıt. Az elsıdleges cél egy olyan laboratóriumi mérető berendezés megtervezése, megépítése és tesztelése volt, amely a biohidrogén-termelés körülményeitıl függetlenül bármely 78
fermentorhoz rugalmasan csatlakoztatható és megbízhatóan üzemeltethetı. A biohidrogén fermentációs elıállítása során gyakran néhány ml-tıl néhány 10 l-ig terjed a képzıdött, H2 tartalmú gázelegy térfogata. Ez jóval kisebb térfogat, mint ami az ipari gázszeparáló berendezésekhez szükséges, tehát az ott alkalmazott készülékek esetünkben nem alkalmasak a biohidrogén kinyerésére. Ezért más, a korábbiaktól gyökeresen eltérı gázszállító, komprimáló és -győjtı rendszerre volt szükségünk, amelybe a gázszeparációs modul(ok) beépíthetı(k). Elsıként a pórusmentes membránmodult építettem egy olyan berendezésbe, amelyben a köpeny oldali túlnyomást a belépı ágban lévı perisztaltikus szivattyú és a retentátum ágban lévı reduktor szelep biztosította. Mind a permeátumot, mind a retentátumot atmoszférikus nyomáson, folyadékzáras edényekben győjtöttem. Az így összeállított berendezést tiszta modell gázokkal teszteltem, és megállapítottam, hogy a membrán jó szelektivitással képes elválasztani a két gázt (α = 26). A membrán kimért hidrogén/szén-dioxid szelektivitása 1 körüli, az elválasztáshoz a pórusos membrán beiktatása vált szükségessé. Méréseim során továbbá megállapítottam, hogy vízgız jelenléte közel 30%-kal csökkenti a membránon keresztüli fluxust, ezért a gáz gızmentesítı elıkezelése indokolt. A pórusos membránok tesztelése hasonló berendezésben történt. Elsı lépésben a kapilláris membráncsöveket hurokba hajlítottam, majd a membrán permeátum ágába építtettem a perisztaltikus pumpát. A membrán által okozott nyomásesés volt a szeparáció hajtóereje, a gázokat pedig – ahogy a pórusmentes membrán esetén is – atmoszférikus nyomáson, folyadékzáras edényekben győjtöttem. Az így kialakított berendezésben tesztelt membránok közül az 50 nm-es névleges pórusátmérıjő HDPE membránt választottam ki, mivel ez közelítette meg legjobban az elméleti maximális szelektivitást. A háromkomponenső gázelegyek szétválasztására alkalmas kétlépcsıs berendezést úgy terveztük meg, hogy az anyagmozgatást egyetlen szivattyú végezze. Ez egyszerőbb és energiahatékony mőködést tett lehetıvé. A pórusos membrán mintegy elıszőrıként mőködve hidrogénben gazdagabb és szén-dioxidban szegényebb elegyet képezett, amely a végsı permeátumban is magasabb hidrogénkoncentrációt eredményezett. A berendezésekben a tiszta gázokra mért permeábilitási koefficiensek ismeretében mindkét membrán szelektivitását és permeábilitását modelleztem kétkomponenső gázelegyre. A modell eredményeit kétkomponenső gázelegyekkel végzett mérésekkel ellenıriztem és a modellek megbízhatóságát számszerősítettem. A modell segített a berendezés(ek) felépítésében és az optimális mőködtetés elérésében.
79
A modell gázokkal végzett tesztek eredményeinek felhasználásával az egylépcsıs (csak pórusmentes membrán) gázszeparációs készülékünket rugalmas falú gáztartállyal kiegészítve „élesben” is kipróbáltuk; a Thiocapsa roseopersicina fotofermentorához kapcsolva kinyertük a gázelegyet. A szeparáció hatásfoka, a permeátum hidrogéntartalma a modell gázelegyekkel végzett mérések és az elméleti számításoknak megfelelt. A kétlépcsıs berendezésünket a sötét fermentációval biohidrogént termelı egységekhez, az Escherichia coli és a Thermococcus litoralis fermentorához csatlakoztattuk. Az utóbbi törzs esetén optimalizált technológia állt rendelkezésre, az Escherichia coli esetén azonban a laboratóriumunkban kellett elvégezni a hidrogéntermelés maximalizálására irányuló kísérleteket. Két adott paraméter – a tápoldat összetétele, és a fermentáció hımérséklete – mellett kellett kiválasztani az xl1-blue és az MC4100 fajta közül a produktívabbat, meghatározni a fermentációs idıt és az ideális tápoldat-gáztérfogat arányt. A gázkinyerésnél a legbiztonságosabb és a termékgátlás lehetıségét kizáró módszert választottuk. Mindkét labormérető integrált hidrogéntermelı-elválasztó rendszerrel több mérést végeztünk az eljárás paramétereit folyamatosan kontrollálva, rendszeresen gázmintákat véve a fermentor gázterébıl és az egyes gázáramokból. Mindkét esetben a membránok szelektivitása és permeábilitása megfelelt a modell gázokkal végzett méréseknek, így kijelenthetı, hogy a fermentált gázelegy nem károsítja a membrán anyagát, az összeállított berendezés várhatóan más törzsek gáztermékeinek elválasztására is használható. A produktívabb törzs, a Thermococcus litoralis esetén nem modell tápoldat, hanem valódi lúdtoll extraktum (szerves hulladék) fermentálásából keletkezett a biohidrogén. A szeparáció után 70% feletti hidrogénkoncentrációt értünk el, ami azt jelenti, hogy ezzel az integrált eljárással lehetséges olyan összetételő nyersanyagot elıállítani, amely eleget tesz a tüzelıanyag-cellák követelményeinek. Biohidrogént
termelı
fermentáció
és
hidrogén
elválasztást
célzó
membrános
gázszeparációs mővelet kombinálásával kialakított rendszerrıl nincs tudomásom. Ezért ez az elméleti háttérrel támogatva kidolgozott eljárás alapját képezheti egy félüzemi mérető berendezésnek, amely mezıgazdasági hulladék lebontásával biológiai úton termel gázokat, végterméke pedig tisztított hidrogén. A rendszer megoldhatja a tüzelıanyag-cellák üzemanyag-ellátását, ezzel segítve a hidrogéngazdaság kialakítását.
80
Új tudományos eredmények A doktori munkám során elért új tudományos eredményeket 4 tézispontban fogalmaztam meg az alábbiak szerint. 1.
Laboratóriumi
berendezést
terveztem
és
építettem
biohidrogén
membrános szeparációjára, ahol különféle membránokat vizsgáltam H2/N2 illetve H2/CO2 modell elegyek elválasztására. Megállapítottam, hogy a.
a hidrogén/szén-dioxid szeparációjára HDPE anyagú pórusos membrán alkalmas, amely a Knudsen-mechanizmus szerint mőködik 3,44 (az elméleti maximumot megközelítı) szelektivitási értékkel;
b.
a hidrogén/nitrogén szeparációjára a pórusmentes poliéterszulfonpoliimid
kapilláris
kompozit
membrán
alkalmas,
amelynek
szelektivitási értéke 26 [1,10]. 2.
Integrált rendszert alakítottam ki az anaerob körülmények között (amelyet nitrogén atmoszféra biztosított) hidrogént termelı törzset, Thiocapsa roseopersicinát tartalmazó fotobioreaktor és az 1. pontban
leírt berendezés összekapcsolásával, amelynek mőködtetése során a beépített
poliéterszulfon-poliimid
kapilláris
kompozit
membrán
segítségével a fermentorban képzıdött 8-10% hidrogént tartalmazó H2/N2 gázelegy hidrogén koncentrációját 40% fölé sikerült emelnem [4]. 3.
Fermentációs
kísérleteket
végeztem
az
Escherichia
coli
törzs
hidrogéntermelésre alkalmas fajtáival, és megállapítottam, hogy az xl1blue fajta 27 óra fermentációs idı alatt, 2,5/1 tápoldat/gáztérfogat aránynál, szakaszos gázelvételt alkalmazva megfelelıen mőködtethetı. Az 1. pontban leírt berendezést a fermentorhoz illesztve a képzıdı CO2 miatt
háromkomponenső
(H2/N2/CO2)
gázelegy
szeparációjához
kétlépcsıs membrán szeparációs rendszert alakítottam ki, ahol elsı lépésben pórusos, nagy sőrőségő polietilén membránt, a második lépésben pedig poliéterszulfon-poliimid kapilláris membránt használtam 81
és a gázelegy hidrogén tartalmát háromszorosára sikerült emelnem, miközben a CO2 koncentrációja nem növekedett a permeátumban [14,19]. 4.
A kétlépcsıs laboratóriumi membránszeparációs berendezést az anaerob, hipertermofil (85 °C-on mőködı) Thermococcus litoralis törzset tartalmazó fermentorral kapcsoltam össze. Méréssorozataim alapján megállapítottam, hogy a fermentorból egyszerre kinyert gázelegy hidrogéntartalma szakaszos
magasabb,
gázelvétel
esetén.
mint A
a
nitrogénmosással
modell
mérések
kombinált
eredményével
összhangban a kétlépcsıs rendszer végsı permeátumaként 70,3% H2tartalmú gázelegyet sikerült kinyernem, amely alkalmas tüzelıanyagcellák mőködtetésére [2,17].
82
Novel scientific results 1.
Lab-scale device was designed and built for membrane purification of biohydrogen where different membranes were tested to separate H2/N2 and H2/CO2 model mixtures. It was found that a.
porous HDPE membrane is suitable to separate hydrogen/carbon dioxide mixture. The basis of the separation is the Knudsenmechanism and selectivity coefficient of 3.44 can be achieved that is close to the theoretical maximum.
b.
dense,
hollow
fiber,
composite
polyether-sulfone/polyimide
membrane is suitable to separate hydrogen/nitrogen mixture with separation coefficient of 26 [1,10]. 2.
Integrated system was developed by connection of photobioreactor containing the hydrogen producing strain Thiocapsa roseopersicina working under nitrogen atmosphere and the equipment described in theses 1. In the course of operation the built-in polyethersulfone/polyimide membrane increased the initial 8-10% hydrogen containing H2/N2 mixture above 40% [4].
3.
Fermentation experiments were carried out with capable strains for hydrogen production of Escherichia coli and it was concluded that the xl1-blue species under 27 hours fermentation time, at 2.5/1 substrate/gas volume ratio and with periodical gas removal can be operated properly. Two-stage membrane separation equipment described in theses 1. was attached to fermenter containing three component (H2/N2/CO2) mixture. At the first stage high density polyethylene membrane, at the second stage polyether-sulfone/polyimide membrane was applied and the hydrogen content of the mixture raised by three times while the CO2 concentration remained on the same level in the permeate [14,19].
83
4.
The two-stage lab-scale membrane separation system was attached to fermenter containing anaerobic, hypertermophilic (operating at 85 °C) Thermococcus litoralis strain. Based on the experimental results it was
found that one step gas recovery from fermenter contains more hydrogen than the fractional recovery with nitrogen washing. In concordance with the result of model experiments the final permeate of the two-stage membrane system contained 70.3% hydrogen that is high enough to utilize in fuel cells [2,17].
84
Irodalomjegyzék Baker RW. In: Membrane technology. Kirk Othmer encyclopedia of chemical technology. vol. 16. Wiley, Singapore (1995), p. 178. Baker RW: Future directions of membrane gas separation technology. Ind Eng Chem Res 41 (2002) 1393-1411. Bélafiné Bakó K: Membrános mőveletek. Veszprémi Egyetemi Kiadó, Veszprém 2002. Benemann JR, Berenson JA, Kaplan NO, Kamen MD: Hydrogen evolution by chloroplastferrodoxin-hydrogenase system. Proc Natl Acad Sci USA 70:23 (1973) 17-20. Benemann JR, Weare NM: Hydrogen evolution by nitrogen fixing Anabaena cylindrica cultures. Science 184 (1974) 174-5. Benemann JR, Miyamoto K, Hallenbeck PC: Bioengineering aspects of biophotolysis. Enzyme Microb Technol 2 (1980) 103-11. Benemann JR: Feasibility analysis of photobiological hydrogen production. Int J Hydrogen Energy 22 (1997) 979-87. Benemann JR: Biohydrogen: approaches and potential. Proceedings of the 11th Canadian Hydrogen Conference, Victoria, BC, (2001) p. 17-20. Bockris JO’M: The economics of hydrogen as a fuel. Int J Hydrogen Energy 6 (1981) 223-41. Bodó G, İsz J, Klement É, Medzihradszky K, Bagyinka Cs: Fehérje-fehérje kölcsönhatások a Thiocapsa roseopersicina stabil hidrogenázának autokatalitikus mőködése során. A Magyar
Biofizikai Társaság XXI. Kongresszusa (2003), P11 Boetius H: Hidrogénforradalom – Az energiaellátás új formája. Corvina 2006; 90-111. Bolton JR: Solar photoproduction of hydrogen. Sol Energy 57 (1996) 37-50. Brosseau JD, Zajic JE: Continuous microbial production of hydrogen gas. Int J Hydrogen Energy 7 (1982) 623-8. Casper MS: Hydrogen manufacture by electrolysis, thermal decomposition and unusual techniques. Park Ridge, NJ: Nayes Data Corp, 1978. Chemical&Engineering News. Membranes For Gas Separation. 83 (2005) 49-57.
85
Chen CY, Lee CM, Chang JS: Feasibility study on bioreactor strategies for enhanced photohydrogen production from Rhodopseudomonas palustris WP3-5 using optical-fiberassisted illumination systems. Int J Hydrogen Energy 31 (2006 a) 2345. Chen CY, Lee CM, Chang JS: Hydrogen production by indigenous photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas palustris WP3-5 using optical fiber-illuminating photobioreactors.
Biochem Engineering J 32 (2006 b) 33. Chen WH, Chen SY, Khanal SK, Sung S: Kinetic study of biological hydrogen production by anaerobic fermentation. Int J Hydrogen Energy 31 (2006) 2170. Cherry RS: A hydrogen utopia? Int J Hydrogen Energy 29 (2004) 125-129. Chittibabu G, Nath K, Das D: Feasibility studies on the fermentative hydrogen production by recombinant Escherichia coli BL-21. Proc Biochem 41 (2006) 682-688. Chornet E, Czernik S: Renewable fuels: harnessing hydrogen. Nature 418 (2002) 928-929. Claassen PAM, van Lier JB, Lopez Contreras AM, van Niel EWJ, Sijtsma L, Stams AJM, de Vries SS, Weusthuis: Utilisation of biomass for the supply of energy carriers. Appl Microbiol Biotechnol. 52 (1999) 741-755. Cox KE, Williamson Jr KD: Hydrogen: its technology and implications. Boca Raton, FL: CRC Press, 1979. Czuppon TA, Knez SA, Newsome DS: Othmer Encyclopedia of Chemical Technology. New York: Willey 1996. p. 884. Das D, Veiroğlu TN: Hydrogen production by biological processes: a survey of literature. Int J Hydrogen Energy 26 (2001) 13-28. Dortmundt D, Doshi K: Recent developments in CO2 removal technology. Chem eng world 38 (2003) 55-66. Dunn S: Hydrogen future: toward a sustainable energy system. Int J Hydrogen Energy 27 (2002) 235-264. Fang HHP, Zhu H, Zhang T: Phototropic hydrogen production from glucose by pure and cocultures of Clostridium butyricum and Rhodobacter sphaeroides. Int J Hydrogen Energy 31 (2006) 2223. Farrell AE, Keith DW, Corbett JJ: A strategy for introducing hydrogen into transportation. Energy Policy 31 (2003) 1357-67.
86
Fascetti E, Todini O: Rhodobacter spgaeroides RV cultivation and hydrogen production in one and two-stage chemostat. Appl Microbial Biotechnol 44 (1995) 300-5. Fascetti E, D’addario E, Todini O, Robertiello A: Photosynthetichydrogen evolution with volatile organic acids derived from the fermentation of source selected municipal solid wastes. Int J Hydrogen Energy 23 (1998) 753-60. Ghirardi ML, Togasaki RK, Seibert M: Oxygen sensitivity of algal H2-production. Appl Biochem Biotechnol 63-65 (1997) 141-51. Gosse JL, Engel BJ, Rey FE, Harwood CS, Scriven LE, Flickinger MC: Hydrogen production by photoreactive nanoporous latex coatings of nongrowing Rhodopseudomonas palustris CGA009. Biotechnol Prog 23 (2006) 124. Greenbaum E: Hydrogen production by photosynthetic water splitting. In: Veziroglu TN, Takashashi PK, editors. Hydrogen energy progress VIII. Proceedings 8th WHEC, Hawaii. New York: Pergamon Press, 1990. p. 753-54. Hacarlioglu P, Gu Y, Oyama ST: Studies of the Methane Steam Reforming Reaction at High Pressure in a Ceramic Membrane Reactor. J Nat Gas Chem 15 (2006) 73-81. Hallenbeck PC, Kochian LV, Weissman JC, Benemann JR: Solar energy conversion with hydrogen producing cultures of the blue-green alaga, Anabaena cylindrica, Biotech Bioeng Symp 8 (1978) 283-98. Hallenbeck PC, Benemann JR: Biological hydrogen production; fundamentals and limiting processes. Int J Hydrogen Energy 27 (2002) 1185-1193. Hartel G, Rompf F, Puschel T: Separation of a CO2/H2 gas mixture under high pressure with polyethylene terephthalate membranes. J Membr Sci 113 (1996) 115-120. Hartel G, Puschel T: Permselectivity of a PA6 membrane for the separation of a compressed CO2/H2 gas mixture at elevated pressures. J Membr Sci 162 (1999) 1-8. Hawkes FR, Hussy I, Kyazze G, Dinsdale R, Hawkes DL: Continous dark production by mesophilic microflora: principles and progress. Int J Hydrogen Energy 32 (2007) 172. Healey FP: Hydrogen evolution by several algae. Planta 91 (1970) 220. Hemmes K, de Groot A, den Uil H: BIO-H2; Application potencial of biomass related hydrogen production technologies to the Dutch energy infrastructure of 2020-2050. Report ECN-C-03-028 (2003).
87
Henis JMS: Commercial and practical aspects of gas separation membranes. Polymeric Gas Separation Membranes; Paul DR, Yampol’skii YP, Eds.; CRC Press: Boca Raton, FL, 1994. Ho WSW, Sirkar KK: Membrane Handbook. I. kötet 19. o., Chapman&Hall London, 1992. http://en.wikipedia.org/wiki/Escherichia_coli (2007. 04. 15.) http://en.wikipedia.org/wiki/Fuel_cell (2007. 05. 04.) http://en.wikipedia.org/wiki/Hydrogen_economy (2007. 04. 06.) http://www.crest.org/hydrogen/hydrogen_fuelcell_parameters.html (2007. 05. 21.) Iwasaki W: A consideration of the economic efficiency of hydrogen production from biomass. Int J Hydrogen Energy 28 (2002) 939-944. Karaffa L, Kozma J, Szentirmai A: Fermentációs és biomérnöki mőveletek. Egyetemi jegyzet. Debreceni Egyetem, 2007; 5-6. oldal Kataoka N, Miya A, Kiriyama K: Studies on hydrogen production by continous culture system of hydrogen producing anaerobic bacteria. Proceedings of the Eighth International Conference on Anaerobic Digestion, vol. 2, Sendai, Japan 1997. p. 383-90. Keasling JD, Benemann JR, Pramanik J, Carrier TA, Jones KL, Van Dien SJ: A toolkit for metabolic engineering of bacteria: application to hydrogen production. In: Zaborsky O, editor. Biohydrogen. New York: Plenum Press, 1998. p. 87-98. Kim JS, Ito K, Takahashi H: Production of molecular hydrogen by Rhodopseudomonas sp. J Ferment Technol 59 (1981) 185-90. Knudsen M. Ann Phys 28 (1908) 75. Koros WJ, Ma YH, Shimidzu T: Terminology for membranes and membrane processes. J Membr Sci 120 (1996) 149. Kotay SM, Das D: Microbial hydrogen production with Bacillus coagulans IIT-BT S1 isolated from anaerobic sewage sludge. Bioresource Technol 98 (2007) 1183. Kovács ÁT, Rákhely G, Kovács LK: Élet szélsıséges körülmények között. Élet és Tudomány 2002/5. Kovács K: Tiszta, megújuló energia: a hidrogén alapú gazdaság kihívása az emberiség és a biotechnológia számára. Magyar Tudomány, 2005/3, 258. o.
88
Kumar N, Das D: Enhancement of hydrogen production by Enterobacter cloacae IIT-BT 08. Process Biochem 35 (1999) 589-94. Kumar N, Das D: Production and purification of alpha-amylase from hydrogen producing Enterobacter cloacae IIT-BT 08. Bioprocess Eng 23 (2000) 205-8.
Kumazawa S, Mitsui A: Characterization and optimization of hydrogen photoproduction by saltwater blue-green algae, Oscillatoria Sp. Miami BG7: I. Enhancement through limiting the supply of nitrogen nutrient. Int J Hydrogen Energy 6 (1981) 339-48. Leach A, Sandal S, Sun H, Zamble DB: Metal Binding Activity of the Escherichia coli Hydrogenase Maturation Factor HypB+. Biochemistry 44 (2005) 12229-38. Lee JW, Greenbaum E: A new perspective on hydrogen production of photosynthetic water splitting. In: Saha BC, Woodward J, editors. Fuels and chemical for biomass, ACS Symposium Series, Whasington: ACS. 666 (1997) 209-22. Levin DB, Pitt L, Love M: Biohydrogen production: prospects and limitations to practical application. Int J Hydrogen Energy. 29 (2004) 173-185. Liang TM, Cheng SS, Wu KL: Behavioral study on hydrogen fermentation reactor installed with silicone rubber membrane. Int J Hydrogen Energy 27 (2002) 1147-65. Lodhi MAK: Hydrogen production from renewable sources of energy. Int J Hydrogen Energy 12 (1987) 461-8. Ma YH, Mardilovich IP, Engwall EE: Thin Composite Palladium and Palladium/Alloy Membranes for Hydrogen Separation. Ann NY Acad Sci 984 (2003) 346-360. MacLean DL, Bollinger WA, King DE, Narayan RS: Gas separations using composite hollow fibre membranes. Recent Developements in Separation Science; Li NN, Calo JM Eds; CRC Press: Boca Raton, FL, 1986. Maier T, Binder U, Bock A: Analysis of the hydA locus of Escherichia coli: two genes (hypN and hypF) involved in formate and hydrogen metabolism. Arch Microbiol 165 (1996) 333-41. Maier G, Wolf M, Bleha M, Pientka Z: Gas permeabilities of polymers with indan groups in the main chain. – 1: Poly(ether ketone)s. J Membr Sci 143 (1998)105-113. Maier G, Wolf M, Bleha M, Pientka Z: Gas permeabilities of polymers with indan groups in the main chain. – 2: Polyimides. J Membr Sci 143 (1998)115-123.
89
McTavish H, Sayavadera-Soto LA, Arp DJ: Substitution of Azobacter vinelandii hydrogenase small subunit cysteines by serines can create insensivity to inhibition by O2 and preferentially damages H2 oxidation over H2 evolution. J Bacteriol 177 (1995) 3960-4. Melis A, Zhang L, Foestier M, Ghirardi ML, Seibert M: Sustained photobiological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green algae Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiol 122 (2000) 127-33.
Mertens R, Liese A: Biotechnological applications of hydrogenases. Curr Opin Biotechnol. 14 (2004) 343-348. Miyake J, Kawamura S: Efficiency of light energy conversion to hydrogen by photosynthetic bacteria Rhodobacter sphaeroides. Int J Hydrogen Energy 12 (1987) 147-9. Miyake J: Application of photosynthetic systems for energy conversion. In: Veziroglu TN, Takashashi PK, editors. Hydrogen energy progress VIII. Proceedings 8th WHEC, Hawaii. New York: Pergamon Press, 1990, p. 755-64. Miyamoto K, Hallenbeck PC, Benemann JR: Effects of nitrogen supply on hydrogen production by cultures of Anabaena cylindrica. Biotech Bioeng 21 (1979 a) 1855-60. Miyamoto K, Hallenbeck PC, Benemann JR: Solar energy conversion by nitrogen-limited cultures of Anabaena cylindrica. J Ferment Technol 57 (1979 b) 287-93. Miyamoto K, Wable O, Benemann JR: Vertical tubular photobioreactor: design and operation. Biotechnol Lett 10 (1989) 703-10. Mizuno O, Dinsdale R, Hawkes FR, Hawkes DL, Noike T: Enhancement of hydrogen production from glycose by nitrogen gas sparging. Bioresource Technol 73 (2000) 59-65. Mulder MHV: Basic Principles of Membrane Technology. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 1996. Nenoff TM: Defect-free thin film membranes for H2 separation and isolation. Proceedings of the 2000 Hydrogen Program Review NREL/CP-570-28890. Neuner A, Jannasch HW, Belkin Sh, Stetter KO: Thermococcus litoralis sp. nov.: A new species of extremely thermophilic marine archaebacteria. Arc Microbiol 153 (1990) 205-207. Padro CEG, Putsche V: Survey of the economics of hydrogen tecnologies. NREL Technical Report NREL/TP-570-27079, 1999.
90
Pandey P, Chauhan RS: Membranes for gas separation. Prog Polymeric Sci 26 (2001) 853893. Park IH, Rao KK, Hall DO: Photoproduction of hydrogen,hydrogen peroxide and ammonia using immobilized cyanobacteria.Int J Hydrogen Energy 16 (1991) 313-318. Paschos A, Bauer A, Zimmermann A, Zehelein E, Böck A: HypF, a carbamoyl phosphateconverting enzyme involved in [NiFe] hydrogenase maturation. J Bio Chem 277 (2002) 49945. PEM Fuel Cells. http://physics.nist.gov/MajResFac/NIF/pemFuelCells.html (2008. 05. 20.) Perry JH: Chemical Engineers’ Handbook. McGraw-Hill, 1963. Peters JW, Lanzilotta WN, Lemon BJ, Seefeldt LC: X-ray crystal structure of the Fe-only hydrogenase (CpI) from Clostridium pasteurianum to 1.8 angstrom resolution. Science 282 (1998) 1853-8. Photon Systems Instruments: http://www.psi.cz/products/photobioreactors (2007. 12 .13.) Pinnau I, Freeman BD: Formation and modification of polymeric membranes: overview in membrane formation and modification. ACS Symposium Series 744; American Chemical Society: Washington DC, 1999. Ramachandran R, Menon RK: An overview of industrial uses of hydrogen. Int J Hydrogen Energy 23 (1998) 593-8. Ren N, Li J, Li B, Wang Y, Liu S: Biohydrogen production from molasses by anaerobic fermentation with a pilot-scale bioreactor system. Int J Hydrogen Energy 31 (2006) 2147. Rosen MA, Scott DS: Comparative efficiency assessments for a range of hydrogen production processes. Int J Hydrogen Energy 23 (1998) 653-9. Rosenkanz A, Krasna AJ: Simulation of hydrogen photoproduction in algae by removal of oxygen by reagents that combine reversibly with oxygen. Biotech Bioeng 26 (1984) 1334-42. Rousset M, Montet Y, Guigliarelli B, Forget N, Asso M, Bertrand P, Fonteccilla-Camps JC, Hatchkikian EC: [3Fe-4S] to [4FE-4S] cluster conversion in Desulfovibrio fructosovorans [NiFe] hydrogenase by site-directed mutagenesis. Proc Natl Acad Sci USA 95 (1998) 16251630.
91
Sasikala K, Ramana ChV, Subrahmanyam M: Photoproduction of hydrogen from wastewater of a lactic acid fermentation plant by a purple non-sulfur photosynthetic bacterium Rhodobacter sphaeroides O.U. 001 Indian J Exp Biol 29 (1991) 74-5.
Sasikala K, Ramana ChV, Rao PR, Kovacs KL: Anoxygenic phototropic bacteria: physiology and advances in hydrogen technology. Adv Appl Microbiol 10 (1993) 211-5. Sastri MVC: India’s hydrogen energy program a status report. Int J Hydrogen Energy 14 (1989) 507-13. Sebastián V, Lin Z, Rocha J, Téllez C, Santamaría J, Coronas J: A new titanosilicate umbite membrane for the separation of H2. Chem Commun (2005) 3036 – 3037. Seibert M, Flynn TY, Ghirardi ML: Strategies for improving oxygen tolerance of algal hydrogen production. In: Miyake J, Matsunaga T, San Pietro A, editors. Biohydrogen II. Amsterdam: Pergamon, Elsevier Science, 2001. p. 67-77 Shin JH, Yoon JH, Ahn EK, Kim MS, Sim SJ, Park TH: Fermentative hydrogen production by newly isolated Enterobacter asburiae SNU-1. Int J Hydrogen Energy 32 (2007) 192. Singh SP, Srivastava SC, Pandey KD: Hydrogen production by Rhodopseudomonas at the expense vegetatable starch, sugar cane juice and whey. Int J Hydrogen Energy 19 (1994) 43740. Spruit CJP: Simultaneous photoproduction of hydrogen and oxygen by Chlorella. Meded Landbouwhogesch Wageningen 58 (1958) 1-17. Suzuki Y: On hydrogen as fuel gas. Int J Hydrogen Energy 7 (1982) 227-30. Tanisho S, Wakao N, Kokako Y: Biological hydrogen production by Enterobacter aerogenes. J Chem Eng Japan 16 (1983) 529-30. Tanisho S, Suzuki Y, Wakoo N: Fermentative hydrogen evolution by Enterobacter aerogenes strain E.82005. Int J Hydrogen Energy 12 (1987) 623-7. Tanisho S: Biological hydrogen production by fermentation. Proceedings of the Second International Conference on New Energy Systems & Conv., Istanbul, 1995. p. 311-6. Tanisho S, Kuromoto M, Kadokura N: Effect of CO2 removal on hydrogen production by fermentation. Int J Hydrogen Energy 23 (1998) 559-63. Tao Y, Chen Y, Wu Y, He Y, Zhou Z: High hydrogen yield from a two-step process of darkand photo-fermentation of sucrose. Int J Hydrogen Energy 32 (2007) 200. 92
Teplyakov VV, Gassanova LG, Sostina EG, Slepova EV, Modigell M, Netrusov AI: Labscale bioreactor integrated with active membrane system for hydrogen production: experience and prospects. Int J Hydrogen Energy 27 (2002) 1149-1155. Thangaraj A, Kulandaivelu G: Biological hydrogen photoproduction using dairy and sugar cane wastewater. Bioresour Technol 48 (1994) 9-12. Toshima N (Ed.): Polymers for Gas Separation. VCH Publishers, New York, 1992. Uffen RL: Anaerobic growth of a Rhodopseudomonas species in the dark with carbon monoxide as sole source of carbon and energy substrate. Proc Natl Acad Sci USA 73 (1976) 3298-302. Veziroglu TN: Twenty years of the hydrogen movement. 1974-1994. Int J Hydrogen Energy 20 (1995) 1-7. Vincezini M, Materassi R, Tredici MR, Florenzano G: Hydrogen production by immobilized cell-I. light dependent dissimilation of organic substances by Rhodospeudomonas palustris. Int J Hydrogen Energy 7 (1982) 231-6. Weissermel K, Arpe HJ: Ipari szerves kémia; Nemzeti Tankönyvkiadó, Budapest 1993, 14-25 old. Weissman JC, Benemann JR: Hydrogen production by nitrogen-starved cultures of Anabaena cylindrica. Appl Environ Microbiol 33 (1978) 123-31.
Woodward J, Mattingly SM, Danson MJ, Hough DW, Ward N, Adams MWW: In vitro hydrogen production by glucose dehydrogenase and hydrogenase. Nat Biotechnol 14 (1996) 872-9. Woodward J, Orr M, Cordray K, Greenbaum E: Enzymatic production of biohydrogen. Nature 405 (2000) 1014-5. Yergin D: The prize: the epic quest for oil, money and power. New York: Simon and Shuster, 1991, p. 778.
93
Publikációs lista Szabadalom 1. Bélafiné Bakó K., Gubicza L., Búcsú D., Molnár F.-né, Kiss L., Pientka Z., Kovács K., Rákhely G., Bálint B., Herbel Zs.: Eljárás biológiai úton képzıdı hidrogén kinyerésére és dúsítására, Találmányi bejelentés, P 05 00581, 2005
Cikkek 2. Bélafi-Bakó, K., Búcsú, D., Pientka, Z., Bálint, B., Herbel Z., Kovács, K.L., Wessling, M.: Integration of biohydrogen fermentation and gas separation processes to recover and enrich hydrogen, Int. J. Hydr. Energy 31 (2006) 1490-1495 Imp. Faktor: 2,612 (2006) 3. Búcsú, D., Bélafi-Bakó, K., Pientka, Z.: Two-stage membrane separation process for biohydrogen recovery, Env. Prot. Eng. 31 (2005) 33-37 4. Búcsú, D., Pientka, Z., Kovács, S., Bélafi-Bakó, K.: Biohydrogen recovery and purification by gas separation method, Desalination 200 (2006) 227-229 Imp. Faktor: 0,917 (2006) 5. Búcsú, D., Nemestóthy, N., Pientka, Z., Bélafi-Bakó, K.: Modelling of biohydrogen production and recovery by membrane gas separation, Desalination 240 (2009) megjelenés alatt. Imp. Faktor: 0,917 (2006) 6. Búcsú D., Kiss K., Bélafiné Bakó K., Pientka, Z.: Biológiai úton nyert hidrogén szeparációja membránok segítségével, Membrántechnika 9(2) 22-30 (2005) 7. Dörmı N., Búcsú D., Kovács S., Gubicza L., Bélafiné Bakó K.: Környezetbarát biokenıanyag elıállítása zsírsavból enzimes észterezéssel oldószermentes közegben, Olaj, Szappan, Kozmetika, 53 (2004) 105-109
Proceedingek 8. Bélafiné Bakó K., Búcsú D.: Gázszeparáció alkalmazása biohidrogén kinyerésére, Membrántechnikai Konferencia, Budapest, 2004, Proceedingek, pp. 27-30
94
9. Búcsú D., Fráter T., Fülöp T.: Tejipari szennyvíz derítése ipari folyadék hulladékárammal, Mőszaki Kémiai Napok, Veszprém, 2004, Proceedingek, pp. 166169 10. Búcsú D., Bélafiné Bakó K., Pientka, Z.: Biohidrogén kinyerése gázszeparációval, Mőszaki Kémiai Napok, Veszprém, 2005, Proceedingek, pp. 104-107 11. Búcsú, D., Bélafi-Bakó, K., Pientka, Z.: Two-stage membrane separation process for biohydrogen recovery, PERMEA’05, Polanica Zdroj (Lengyelország), 2005, CD rom 12. Búcsú D., Pientka, Z., Bélafiné Bakó K.: Kétlépcsıs gázszeparációs eljárás biohidrogén kinyerésére, Mőszaki Kémiai Napok, Veszprém, 2006, Proceedingek, pp. 83-86 13. Búcsú D., Alves V., Coelhoso I, Bélafiné Bakó K.: Biohidrogén elıállítása és kinyerése gázszeparációval, Mőszaki Kémiai Napok, Veszprém, 2007, Proceedingek, pp. 190-194 14. Búcsú, D., Nemestóthy, N., Pientka, Z., Bélafi-Bakó, K.: Modelling of biohydrogen production and recovery by gas separation, elıadás, PERMEA 2007, Siófok, CD rom
Konferencia összefoglalók 15. Búcsú, D., Pientka, Z., Wessling, M., Bélafi-Bakó, K.: Gas separation by membranes for biohydrogen recovery, poszter, EMS Summer School, Zaragoza (Spanyolo.), 2005 16. Búcsú, D., Bélafi-Bakó, K., Pientka, Z.: Two-stage membrane separation process for biohydrogen recovery, poszter, PERMEA05, Polanica Zdroj (Lengyelo.), 2005 17. Búcsú, D., Pientka, Z., Kovács, S., Bélafi-Bakó, K.: Biohydrogen recovery and purification by gas separation method, poszter, EuroMembrane06, Taormina (Olaszo.), 2006 18. Bélafiné Bakó K., Búcsú D., Pientka, Z., Coelhoso, I.: Biohidrogén fermentáció és membrános gázszeparáció integrálása, elıadás, Magyar Mikrobiológiai Társaság Nagygyőlése, Keszthely, 2006 19. Búcsú, D., Nemestóthy, N., Pientka, Z., Bélafi-Bakó, K.: Modelling of biohydrogen production and recovery by gas separation, elıadás, PERMEA 2007, Siófok 95
Köszönetnyilvánítás Doktori munkámhoz az alábbi személyek nyújtottak nélkülözhetetlen támogatást: Bélafiné Dr. Bakó Katalin Dr. Zb ynĕk Pientka Dr. Nagy Endre Dr. Gubicza László Molnár Ferencné Dr. Nemestóth y Nándor Kiss László Lövitusz Éva Dr. Fráter Tamás Bálint Balázs Herbel Zsófia Önzetlen segítségüket ezúton is köszönöm! Konferenciákon való részvételem, publikációim megjelenését az alábbi szervezetek támogatták pályázati ösztöndíj formában: Peregrinatio Alapítván y Nemzeti Kutatási és Technológiai Hivatal Nitrogénmővek Zrt. Magyar Mérnökakadémia – Rubik Nemzetközi Alapítván y Magyar Kémikusok Egyesülete Pannon Egyetem Hallgatói Alapítván y
96
