Klórozott szénhidrogén szennyezők fitoplankton közösségekre gyakorolt hatása a közösségek diverzitásának függvényében

Klórozott szénhidrogén szennyezők fitoplankton közösségekre gyakorolt hatása a közösségek diverzitásának függvényében Balogh Julianna, B-Béres Viktória, Nagy Sándor Alex, Bácsi István

Kivonat: Munkánk során eltérő diverzitású (2011 nyári és 2012 nyári) fitoplankton együtteseket tartalmazó mikrokozmosz rendszerekben vizsgáltuk három kismolekulájú klórozott szénhidrogén, a triklóretilén, a tetraklóretilén és a tetraklóretán hatását a fitoplankton együttesek összetételére. A 2011 nyári és a 2012 nyári közösség esetében is elmondható, hogy a Trachelomonas ostorosok és a Cyclotella kovaalgák mutatták a legkisebb érzékenységet a klórozott szénhidrogénekkel szemben. A Chlorellales és Chlamydomonadales rendekbe tartozó zöldalgák szintén alacsony, a Sphaeropleales rendbe tartozó zöldalga fajok mérsékelt érzékenységet mutattak, míg a Cryptophyták szinte teljesen eltűntek a kezelések hatására. Az eredmények azonban azt is mutatják, hogy a klórozott szénhidrogének hatása természetes rendszerekben nagymértékben függ a fitoplankton együttesek diverzitásától, valamint a domináns faj(ok) érzékenységétől. A klórozott szénhidrogén szennyezők kedvezőtlenül hathatnak a fitoplankton együttesek összetételére, azonban a diverzebb 2012 nyári ökoszisztémában nagyobb arányban voltak jelen olyan fajok, amelyek ellenálltak a zavarásnak és ez lehetővé tette, hogy ellensúlyozzák a más fajok eltűnéséből származó funkcionális károsodást. Kulcsszavak: Klórozott szénhidrogének, Trachelomonas, Cryptomonas Bevezetés Napjainkban több esetben mutattak ki nagyobb mértékű klórozott szénhidrogén szennyezést a talajban, talajvízben az ipari hulladékká vált kismolekulájú klórozott szénhidrogének nem megfelelő tárolása következtében. A legújabb vizsgálatok szerint a talajvízmozgások eredményeként a kismolekulájú klórozott szénhidrogének felszíni vizekben való megjelenésének kockázata megnőtt (Lorah és Voytek, 2004). A tetraklóretán, a tetraklóretilén és a triklóretilén fizikai és kémiai tulajdonságaik következtében (kis molekulatömeg, illékonyság, nagymértékű lipofilitás) gyorsan abszorbeálódnak, miután kontaktusba kerülnek az élő szervezetekkel. A molekulák toxicitásában kulcsszerepet játszanak a metabolizmusuk során keletkező reaktív termékek (Costa és Ivanetich 1980; Bogen et al. 1988). Annak ellenére, hogy a tetraklóretánt, a tetraklóretilént és a triklóretilént az ipar széles körben alkalmazta, vagy alkalmazza napjainkban is, viszonylag kevés adat található az irodalomban arra vonatkozóan, hogyan hatnak ezek az anyagok a vízi fotoszintetizáló szervezetekre. E vegyületek fitoplankton fajokra gyakorolt hatása nem ismeretlen (Pearson és McConnell, 1975; Bringmann és Kühn, 1980; Ward et al., 1986; Ando et al., 2003; Lukavsky et al., 2011). Viszonylag alacsony azonban azon tanulmányok száma, amelyek klórozott szénhidrogén szennyezők természetes fitoplankton együttesekre gyakorolt hatását vizsgálták sekély tavi ökoszisztémákban. Berglund és munkatársai (2001) pozitív korelációt mutattak ki a tó trofikus állapota és a poliklórozott bifenilek mennyisége között. Arra a következtetésre jutottak, hogy ez a sekély, eutróf tavakra jellemző magasabb ülepedési rátának köszönhető. A szénhidrogén szennyezők fitoplankton közösségre gyakorolt hatásának vizsgálata során kimutatták, hogy a szennyezők

vízoldható frakciója átmeneti, rövidtávú negatív hatással volt a fitoplanktonra, amely később változásokat okozott a fitoplankton közösség szerkezetében (González et al. 2009). Az egy fajt alkalmazó laboratóriumi toxicitási teszteket általánosan alkalmazzák arra, hogy a szennyező anyagok vízi ökoszisztémára gyakorolt potenciális veszélyeit értékeljék (Moreira-Santos et al. 2005). Ezek a tesztek előnyösek, ha az előírások megkövetelik a szennyező anyag hatásaira vonatkozó adatok ismételhetőségét és összehasonlíthatóságát, azonban nem tükrözik a természetes rendszerek elemei közötti kapcsolatokat, mint pl. a ragadozó-zsákmány kapcsolat, vagy a tápanyagok körforgalma (Liebig et al. 2008). Az in situ terepi vizsgálatok ökológiai relevanciája a legnagyobb, mert a természetesen változó feltételeket integrálják minimális beavatkozással (Chappie és Burton 2000; Moriera-Santos et al. 2004). Külön előnye ezeknek a rendszereknek, hogy a vizsgálatok a helyi faj-együtteseken alapulnak, amelyek a helyi körülményekhez alkalmazkodtak és nem kell őket alávetni a laboratóriumba való szállítás és akklimatizáció során fellépő stressznek. A módszer ökológiai jelentőségét növeli az is, hogy nincsenek nem őshonos fajok használatából adódó komplikációk (Chappie és Burton 2000). Az a felismerés, hogy minden egyes toxikológiai eszköznek saját értéke van, vezetett el az integrált toxikológiai vizsgálatok kialakulásához, melyek egyesítik a laboratóriumban születő információkat és az in situ eszközöket, és lehetőséget adnak az ökoszisztéma minőségének még pontosabb felmérésére (Clup et al. 2000). A laboratóriumi algateszteket már régóta rutinszerűen alkalmazzák a szennyező anyagok ökoszisztémára gyakorolt hatásainak felmérésére (OECD 1984; USEPA 1994), míg az algák in situ vizsgálata még kevésbé elterjedt (Moreisa-Santos et al. 2004). A közelmúltban a biológiai sokféleség ökológiai rendszerek működésében betöltött szerepe egyre nagyobb figyelmet kap azon egyre fokozódó aggodalomnak köszönhetően, hogy a biológiai sokféleség csökkenése ronthatja az ökoszisztéma működését (Ehrlich és Wilson, 1991; Schulze és Mooney, 1993; Vitousek et al., 1997; Chapin et al., 1997; Costanza et al., 1997). McCann (2000) bevezette a "Biodiverzitás-stabilitás hipotézist", mely szerint az ökoszisztéma ellenállása és rugalmassága növekszik a közösségen belüli trofikus interakciók számával. Ez a hipotézis úgy is ismert, mint a "biológiai biztosítás hipotézis" (Yatchi és Loreau, 1999). Bár a biológiai sokféleség hatása az ökoszisztéma működésére az ökológia egyik legkutatottabb területévé vált, a diverzitás jelentősége a változó környezetben még kevéssé érthető. A „biztosítás hipotézis” szerint, a biodiverzitás biztosítja, hogy az ökoszisztéma működése ne sérüljön, hiszen sok faj nagyobb garanciát biztosít arra, hogy fenntartja a rendszer működését akkor is, ha bizonyos fajok kiesnek (Yatchi és Loreau, 1999). A tapasztalat azt mutatja, hogy hosszú távon minden ökológiai rendszer ki van téve környezeti változásoknak (Chesson és Chase, 1986). Ezért a kritikus kérdés az, hogyan hat a biodiverzitás, vagy a biodiverzitás csökkenése az ökológiai rendszer működésére változó környezetben (Yatchi és Loreau, 1999). A „biztosítás hipotézis” feltételezi, hogy a diverzebb ökoszisztémákban nagyobb valószínűséggel vannak jelen olyan fajok, amelyek képesek ellenállni a zavarásnak és ez lehetővé teszi számukra, hogy ellensúlyozzák a más fajok eltűnéséből származó funkcionális károsodást. Ez a feltételezés azért állhatja meg a helyét, mert a különböző fajok eltérően reagálnak a környezeti változásokra, míg egyes fajok „hozzájárulása” a rendszer működéséhez csökkenhet, addig másoké nőhet a változó környezeti feltételek között. Nagyobb fajgazdagság a rendszerben zajló folyamatok kisebb változatosságához vezethet, a fajok közötti kompenzációs folyamatok miatt. (Yatchi és Loreau, 1999). Yatchi és Loreau (1999) elméleti modelljének kísérletes ellenőrzésére alga közösségekre vonatkozóan a következőkben összefoglalt tanulmányok említhetők. O’Connor és Crowe (2005) terepi zárt rendszerben végzett megfigyeléseik alkalmával nem találtak összefüggést az ökológiai rendszer működése, és a diverzitás között, azonban az egyes fajok sajátos hatásait lehetett kimutatni. Goodsell és Underwood (2008) hasonló megfigyelésre

jutottak tengerparti makroalga-közösség megfigyelése során. Li és munkatársai (2010) laboratóriumi mikrokozmosz kísérletekben vizsgálták a kadmium hatását. Eredményeik azt mutatták, hogy a nem szennyezett közösségben nem volt pozitív korreláció a fajgazdagság és a produktivitás között, míg kadmium szennyezés hatására a nagyobb diverzitással jellemezhető közösségben egyértelműen nagyobb volt a produktivitás is. Külön érdekesség, hogy nemcsak kadmium toleráns fajok, hanem érzékeny fajok is nagymértékben hozzá tudtak járulni a közösség primer produkciójához. A szerzők azt a következtetést vonták le a kísérleti eredményekből, hogy a biodiverzitás megőrzése segíthet csökkenteni az ökológiai rendszerek működését (pl. elsődleges termelést) érő stresszt, illetve diverz algaközösségek kialakítása szennyezett vizek kezelésében is előnyös lehet (Li et al. 2010). Villeneuve és munkatársai (2011) a kémiai és fizikai faktorok perifiton szerkezetére, sokféleségére és működésére gyakorolt hatásait vizsgálták egy szabadtéri mezokozmosz kísérletben. A perifiton kialakulása, szerkezete, taxonómiai sokfélesége és működése nagymértékben függ a fizikai és kémiai tényezőktől (Biggs, 2000; Hillebrand és Sommer, 2000; Sabater et al., 1998; Villeneuve et al., 2010). Ezen különböző tényezők bármilyen módosítása, akár természetes eredetű vagy emberi tevékenységből adódó, ronthatja a biofilm képességét arra, hogy betöltse funkcióját az ökológiai rendszerben. Ismert, hogy az algaközösség kémiai stresszre adott válasza függ a szennyezés pillanatában jelen lévő fajösszetételtől is (Guasch et al. 1997, Gurney és Robinson 1989, Pesce et al. 2006, Tlili et al. 2008). A kutatócsoport eredményei azt mutatták, hogy a beállított kísérleti körülmények között a nagyobb biológiai sokféleséggel bíró közösségben nem nőtt a biofilm szennyezőkkel (peszticidek) szembeni ellenálló képessége, éppen ellenkezőleg, ezen közösségek érzékenysége a peszticid szennyezésre valójában fokozódott (Villeneuve et al. 2011). Úgy tűnik tehát, hogy a vizsgált közösség tulajdonságaitól, illetve a zavarás típusától függ, hogy a kezdeti diverzitás hogyan befolyásolja a közösség „válaszát” a zavarásra. A kérdés minél alaposabb megértése érdekében az ilyen irányú vizsgálatok végzése mindenképpen indokolt, figyelembe véve a napjainkban az ökológiai rendszereket érő mind „változatosságában”, mind mértékében egyre fokozódó terhelést. Munkánk célja az volt, hogy in situ mikroalga teszttel (mikrokozmosz rendszerben) értékeljük egyszeri „pontszerű” klórozott szénhidrogén szennyezések rövidtávú hatását fitoplankton együttesek összetételére. A kísérleti összeállítás lehetővé tette annak tanulmányozását, hogy a klórozott szénhidrogének oldódásának nem kedvező, „természetközeli” körülmények között milyen változások zajlanak egy természetes fitoplankton közösség szerkezetében. Anyag és módszer A mikrokozmosz rendszerek összeállítása, a háttérváltozók mérése A „terepi” vizsgálatokat a Debreceni Egyetem Botanikus Kertjében, a Botanikus Kerti Tóban végeztük. A kerti tó egy sekély mesterséges víztér (átlagos mélység: 0,7 m; terület: kb. 100 m2), amely jól reprezentálja Magyarország felszíni vizeinek egyik leggyakoribb típusát. A tóból 12 l vízmintát vettünk, amelyet szétosztottunk 4 műanyag (polimetilpentén - PMP) főzőpohárba (3 l vízminta főzőpoharanként). 1 főzőpohár szolgált kontrollként, 1-1 főzőpohárban végeztük az egyes klórozott szénhidrogénekkel a kezeléseket. Az elméletileg telített oldat eléréséhez szükséges mennyiségű klórozott szénhidrogént, azaz 5,4 ml tetraklóretánt, 276 µl tetraklóretilént, illetve 2,805 ml triklóretilént adtunk a főzőpoharakba vett vízmintákhoz. A főzőpoharakat műanyag kosárba helyeztük, amelyet a tó 20 cm mélységű parti zónájába állítottunk. A kosarat átlátszó műanyag (poliészter) tetővel láttuk el,

mely lehetővé tette a fotoszintézist, ugyanakkor megóvta a kosár tartalmát a károsodástól (1. ábra). Az expozíciós idő alatt a reggeli órákban WTW Multi 340i készülékkel mértük a tóban és az egyes összeállításokban a hőmérsékletet, pH-t, vezetőképességet, O2 koncentrációt és O2 telítettséget. A kísérlet 0., 24., 48. és 72. órájában 20 ml mintát vettünk minden főzőpohárból, illetve a tóból a kosár környékéről.

1. ábra. A mikrokozmosz rendszerek összeállítása.

Mintafeldolgozás 15 ml mintát Lugol-oldatban tartósítottuk a fitoplankton mennyiségi és minőségi meghatározásához, amit az Utermöhl módszer (1958), valamint az EN 15204 (2006) Európai Standard alapján végeztünk. A mikroszkópos határozás és számlálás Olympos CKX31 fordított mikroszkóppal, 200 illetve 400× nagyításon történt. Az azonosított fajok rendszertani besorolását az AlgaeBase internetes adatbázis alapján végeztük el (Guiry, 2013). A klorofill-a tartalom meghatározásához a mintákból 5 ml-t centrifugáltunk (Microcentrifuge Type-320a, 5 perc, 10000 rpm), a felülúszó eltávolítása után a pelletet liofilizáltuk (Christ Alpha 1-2 LD plus), a klorofill-a tartalmat metanolos extrakcióval, spektrofotometriásan határoztuk meg (Felföldy 1987). Statisztikai elemzés A méréseket és meghatározásokat háromszoros ismétlésben végeztük el. Az eredmények statisztikai értékelésére kétutas ANOVA-t és Tukey-tesztet alkalmaztunk (SigmaStat-3.10 szoftver). A diverzitásmutatók közül a ritka fajokra érzékeny ShannonWiener indexet (H) használtuk (Tóthmérész 1997), számításukat a PAST program segítségével végeztük.

Eredmények A háttérváltozókban megfigyelt változások a vizsgált időszakokban A 2011 nyarán és a 2012 nyarán végzett mikrokozmosz kísérletek esetében is elmondható, hogy a tó, a kontroll és a klórozott szénhidrogénekkel kezelt együttesek hőmérséklete, pH-ja és vezetőképessége nem tért el szignifikánsan egymástól. A tóban mért O2 koncentráció és O2 telítettség már az első naptól kezdve szignifikánsan alacsonyabb volt az összeállításokhoz képest (nem bemutatott adatok). Az egyedszámban és a klorofill tartalomban megfigyelt változások A 2011 nyarán végzett mikrokozmosz kísérletek során a 24. órára mind a tó, mind a kontroll, mind pedig a klórozott szénhidrogénekkel kezelt közösségek egyedszáma szignifikánsan alacsonyabb volt, mint a kísérlet indulásakor (2a. ábra). Azonban míg a tó és kontroll közösségek egyedszáma nem tért el egymástól szignifikánsan, addig a kezelt együttesekben szignifikánsan alacsonyabb volt az algaszám, mint a tóban és kontrollban (2a. ábra). A második napra minden közösségben nőtt az egyedszám (2a. ábra), azonban a tetraklór-származékokkal kezelt alga-együttes egyedszáma szignifikánsan alacsonyabb volt a többinél. A kísérlet legvégén a kezelt edényekben az algaszám minden esetben alacsonyabb volt, mint a kontrollban, vagy a tóban, szignifikáns különbség azonban csak a tetraklóretánnal (TeCa) kezelt közösség esetén volt kimutatható (2a. ábra). A klorofill-tartalom mind a tóban, mind a kontroll edényben, mind pedig a kezelt edényekben csökkent az első 24 órában 2011 nyarán (2b. ábra). Azonban míg a tóban és a kontroll közösségben a csökkenés mértéke 50-60% volt, addig a kezelt közösségekben ennél magasabb (70-90%; 2b. ábra). A 2. napra a kontroll közösségben és a tóban emelkedett, a klórozott szénhidrogénekkel kezelt közösségekben azonban tovább csökkent a klorofilltartalom (2b. ábra). A kezelt alga-együttesek klorofill-tartalma a 2. naptól kezdve szignifikánsan alacsonyabb volt, mint a tóé, és a kontroll közösségé (2b. ábra). A TCE-vel kezelt közösség klorofill-tartalma azonban szignifikánsan magasabb volt, mint a TeCa-val, és PCE-vel kezelt együttesé (2b. ábra). A 2012 nyarán végzett mikrokozmosz kísérletekben az algaszám az első 24 órában minden esetben valamelyest csökkent (max. csökkenés a triklóretilénnel (TCE) kezelt együttesben - 34%; 2c. ábra). Szignifikáns különbségek azonban nem voltak kimutathatók az egyes közösségek között. A 2. naptól kezdve a kontroll közösség egyedszáma szignifikánsan magasabb volt, mint a többi közösségé (2c. ábra). A tó és a klórozott szénhidrogénekkel kezelt közösségek egyedszáma között azonban nem volt kimutatható különbség (2c. ábra). 2012 nyarán a közösségek klorofill-tartalma, hasonlóan az egyedszámban bekövetkezett változásokhoz (2d. ábra), jelentős mértékben csökkent az első napra (max. 86% - kontroll; 2d. ábra). A 2. naptól a kontroll közösség klorofill-tartalma, hasonlóan az egyedszámban megfigyelt változásokhoz, szignifikánsan magasabb volt mind a tónál, mind a kezelt együttesekénél (2d. ábra). A PCE-vel kezelt együttes klorofill-tartalma a kontroll kivételével minden közösségénél szignifikánsan magasabb volt (2d. ábra).

2. ábra. Az egyedszám és a klorofill tartalom változása a 2011 nyarán (a, b), illetve a 2012 nyarán (c, d) végzett kísérletek során a tóban, illetve a kontroll, és a kezelt összeállításokban. TeCa: tetraklóretán (tetrachloroethane); PCE: tetraklóretilén (perchloroethylene); TCE: triklóretilén (trichloroethylene).

A taxonösszetételben megfigyelt változások A Botanikus-kerti tóban 2011 nyarán egyértelmű Trachelomonas volvocinopsis dominancia volt kimutatható (Euglenophyceae/Euglenales). A faj a tóban a 0. napon 70%ban, a kísérleti edényekben pedig 70-80%-ban volt jelen (3a. ábra, 1. táblázat). Ezen kívül viszonylag nagy egyedszámmal voltak még jelen a 0. napon a tóban és az edényekben is a Cyclotella fajok (C. meneghiniana, Cyclotella sp. - Bacillariophyceae/Thalassiosirales), Cryptomonas fajok (C. ovata, Cryptomonas sp. - Cryptophyceae/Cryptomonadales), különböző zöldalga fajok (Monoraphidium spp., Scenedesmus spp., Kirchneriella spp., Pedisatrum spp. - Chlorophyceae/Sphaeropleales), valamint Chrysophyta-k (Kephyrion sp., Chrysococcus rufescens - Chrysophyceae/Chromulinales; függelék 1. táblázat). Eredményeink azt mutatták, hogy a klórozott szénhidrogénekkel szemben igen nagy az

euglenoid T. volvocinopsis rezisztenciája. Az első napra, feltehetően az első éjszakai viharnak köszönhetően, minden közösségben megemelkedett a gyakoriságuk. Azonban míg a tóban és a kontroll közösségben ezt követően gyakoriságuk folyamatosan csökkent, addig a kezelt tenyészetekben gyakoriságuk ~90% volt. Megfigyelhető, hogy a kísérlet ideje alatt a legnagyobb átlagos dominanciát (több mint 92%) a leginkább vízoldható TeCa-val kezelt közösségben, míg a „legalacsonyabbat” a legkevésbé vízoldható PCE-vel kezelt együttesben (~88%) érték el. A Trachelomonas fajon kívül még egyes zöldalga fajok (pl. Chlorella sp., Coelastrum microporum, Scenedesmus spp.), valamint a Cyclotella fajok bizonyultak kevésbé érzékenynek a klórozott szénhidrogénekkel szemben (3a. ábra). Ezzel szemben a Cryptomonas fajok, valamint a Chrysophyceae fajok érzékenyen reagáltak a kezelésre: gyakoriságuk a szennyező vegyületek jelenlétében töredékére csökkent, előfordult, hogy nem is tudtuk kimutatni jelenlétüket (3a. ábra). Itt kell megjegyezni, hogy a legkevésbé vízoldható PCE-vel kezelt közösségekben csökkent legkisebb mértékben ezen érzékeny taxonok gyakorisága (3a. ábra). A 2012 nyarán végzett mikrokozmosz kísérletek során a 0. napon a következő rendekbe tartozó fajok relatív gyakorisága volt a legnagyobb: Cryptomonadales, Euglenales, Sphaeropleales, Achnanthales, Thalassiosirales, és Chlorellales. Emellett még nagy számban voltak jelen a korábban a Pennales rendbe sorolt kovaalga fajok is (pl. Fragilaria spp., Nitzschia spp., Gomphonema spp.; 3b. ábra, függelék 2. táblázat). Hasonlóan a 2011-es eredményekhez, 2012 nyarán is a kezelések hatására jelentősen csökkent a Cryptomonas fajok gyakorisága (3b. ábra). Felhívnánk még a figyelmet arra, hogy a Chrysophyceae fajok gyakorisága, hasonlóan a 2011 nyarán tapasztaltakhoz, itt is jelentősen lecsökkent a kezelések során (3b. ábra). Ezzel szemben megnőtt a kovaalgák és egyes zöldalga taxonok aránya a kezelt együttesekben (3b. ábra). A fajszámban és diverzitásban bekövetkező változások A 2011 nyarán végzett kísérletek során mind a tóban, mind a kontroll, mind pedig a kezelt együttesekben csökkent a fajszám az első két napban (4a. ábra). A fajszám-csökkenés azonban a kezelt, különösképpen pedig a tetraklór-származékokkal kezelt együttesekben sokkal intenzívebb és nagyobb mértékű volt, mint a tóban, vagy a kontrollban (4a. ábra). A diverzitási mutató alapján a kezelt együttesek diverzitása a tó együtteséhez képest már az első naptól kezdve, a kontroll közösségéhez képest pedig a második naptól kezdve szignifikánsan csökkent (4a. ábra). A 2012 nyári kísérletek esetében diverzebb volt a közösség összetétele mind a tóban, mind a kontroll, mind pedig a kezelt edényekben (4b. ábra). A fajszám nem csökkent olyan mértékben, mint azt az egy évvel korábban végzett vizsgálatok esetében megfigyelhettük (4b ábra). Ezen vizsgálatok során azt tapasztaltuk, hogy a kontroll, vagyis kezeletlen edényben a közösség diverzitása már az első napon szignifikánsan alacsonyabb volt, mint a tóban, vagy a kezelt együttesekben (4b. ábra). A kezelt együttesek diverzitása pedig a 2. napon szignifikánsan magasabb volt mind a kontrollénál, mind pedig a tó közösségénél. A 3. napon a kezelt együttesek diverzitása szignifikánsan magasabb volt a kontrollénál, viszont a tóénál már csak a TCE-vel kezelt együttesé volt magasabb (4b. ábra).

3. ábra. A taxonösszetétel változása a Botanikus kerti tóban és az egyes kísérleti összeállításokban a) 2011 nyarán és b) 2012 nyarán. Tó 0., 1., 2. és 3. nap; K 0, 1, 2, 3: kontroll 0., 1., 2. és 3. nap; TeCa 0, 1, 2, 3: tetraklóretán 0., 1., 2. és 3. nap; PCE 0, 1, 2, 3: (perchlorotetraklóretilén ethylen) 0., 1., 2. és 3. nap; TCE 0, 1, 2, 3: triklóretilén (trichloroethyl-en) 0., 1., 2. és 3. nap.

4. ábra. A fajszám és a diverzitás (H) változása a Botanikus kerti tóban és az egyes kísérleti összeállításokban a) 2011 nyarán és b) 2012 nyarán. Tó 0., 1., 2. és 3. nap; K 0, 1, 2, 3: kontroll 0., 1., 2. és 3. nap; TeCa 0, 1, 2, 3: tetraklóretán 0., 1., 2. és 3. nap; PCE 0, 1, 2, 3: tetraklóretilén (perchloroethylen) 0., 1., 2. és 3. nap; TCE 0, 1, 2, 3: triklóretilén (trichloroethylen) 0., 1., 2. és 3. nap.

Eredmények értékelése A fizikia-kémiai háttérváltozókkal kapcsolatos eredményeink azt mutatják, hogy az algaközösségekben, azok faj-, és egyedszám összetételében végbement változások nem a háttérváltozókban (pl.: T, pH, vezetőképesség) bekövetkezett változásoknak, hanem a kezeléseknek köszönhetők. A tóban mindkét kísérletsorozat alkalmával az O2 koncentráció és O2 telítettség már az első naptól kezdve szignifikánsan alacsonyabb volt az összeállításokhoz képest, aminek hátterében a mikrokozmosz rendszerek és a tó eltérő oxigéntermelési és fogyasztási sajátságai állhatnak. A 2011 nyarán végzett mikrokozmosz kísérletek során a 24. órára bekövetkező egyedszám és klorofill-tartalom csökkenés (2a-b. ábra) feltehetően a kísérletek indítása után lezajlott nyári viharnak, és az azt követő lehülésnek volt köszönhető, ami a kísérlet 72 órája alatt 6 °C-os hőmérséklet csökkenést okozott. A csaknem 70%-ban Trachelomonas volvocinopsis uralta 2011-es nyári közösségben a fajösszetétel változatossága csökkent, mivel a domináns faj nem mutatkozott érzékenynek a

kezelésekre, és az érzékeny fajok eltűnésével a keletkezett „űrt” is kitöltötte (feltehetően a kezeléssel szembeni ellenállóképessége mellett jó kompetíciós készséggel is bírt a jelen lévő többi fajjal szemben). A Trachelomonas fajok a környezet változásaival, illetve szennyezéssel szembeni magas fokú toleranciával jellemezhetők (Ahmed et al. 2010; Begum et al. 2010). A Chrysophyták eltűnése tehát nem a kezelésre való érzékenységnek köszönhető, hanem a domináns fajjal szembeni gyengébb kompetíciós készségnek. A 2012 nyarán végzett vizsgálat során a kezelt tenyészetek diverzitása kisebb mértékben csökkent, mint akár a tó, akár a kontroll közösségek diverzitása. Ez feltehetően annak köszönhető, hogy míg a tóban a Cryptomonas fajok, a kontrollban pedig emellett még a Cyclotella fajok fordultak elő nagy egyedszámmal, addig a kezelt tenyészetekben a Cryptomonas fajok száma minimálisra csökkent, a Cyclotella fajok mellett pedig más, a kezelésre kevésbé érzékeny kovaalga taxonok és zöldalga taxonok is nagy számban jelentek meg (4b. ábra). A Cryptomonas fajok érzékenysége még a klórozott szénhidrogének tekintetében sem tekinthető áltralános jelenségnek, pentaklórfenollal kezelt mezokozmosz együttesekben abundanciájuk nem csökkent, sőt, növekedett a kezelés hatására (Willis et al. 2004). A vizsgálatsorok eredményeit összevetve elmondható, hogy a klórozott szénhidrogének hatása természetes rendszerekben nagymértékben függ a fitoplankton együttesek összetételétől. A változatos fajösszetételű 2012 nyári együttesben a domináns, és egyben érzékeny Cryptophyta fajok számának drasztikus csökkenése után a kevésbé érzékeny fajok aránya megnőtt, továbbra is változatos fajeggyüttest létrehozva a kezelt összeállításokban is. A két vizsgálatsor eredményeit összevetve elmondható, hogy a Cryptophyták rendkívül érzékenyek a klórozott szénhidrogének jelenlétére, míg a zöldalgák közül a Sphaeropleales rendbe tartozó fajok (Coelastrum, Monoraphidium, Pediastrum, Scenedesmus, Tetrastrum genuszok) mérsékelt érzékenységet, a Chlorellales és Chlamydomonadales rendek fajai pedig alacsony érzékenységet mutattak. Összefüggés látszik az egyes fajok érzékenysége és valamilyen speciális sejtburok jelenléte között: az ún. lorika a Trachelomonas fajoknál, a nyálkaanyagok a Chlorella fajok esetében, kolóniaképzés vagy vastag sejtfal jelenléte jellemző az alacsonyabb érzékenységet mutató fajokra. Jelen eredmények alátámasztani látszanak Yatchi és Loreau (1999) "biológiai biztosítás hipotézis"-ét, hiszen a diverzebb (esetünkben 2012 nyári) rendszer változatossága a kezelés után is megmaradt. Ezekben feltehetően nagyobb arányban voltak jelen olyan fajok, amelyek ellenálltak a zavarásnak és ez lehetővé tette, hogy ellensúlyozzák a más fajok eltűnéséből származó funkcionális károsodást. Li és munkatársai (2010) eredményeihez hasonlóan, mi is tapasztaltunk olyan esetet, amikor a kezelt együttesekben magasabb volt a diverzitás, mint a kontrollban, vagy a tóban (pl.: 2012 nyarán, 4b ábra; ebben az esetben a TCE-vel kezelt együttesben szignifikánsan magasabb volt a diverzitás a 3. napon, mint kontrollban, vagy a tóban). Azt azonban meg kell jegyezni, hogy a Li és munkatársai által kimutatott nagyobb diverzitással egyértelműen együtt járó nagyobb produktivitást nem sikerült kimutatnunk sem klorofill-tartalom, sem össz-egyedszám alapján. Eredményeink azt mutatják, hogy a fitoplankton együtteseket alkalmazó in situ algatesztek, mikrokozmosz kísérletek jól alkalmazhatók a természetes közösségek toxikus hatásra adott válaszainak vizsgálatára. Az adott kezelésre egyértelműen érzékeny, illetve egyértelműen rezisztens csoportok nagy pontossággal kiszűrhetők, az egyes fajok érzékenységének megállapításán túl a mikrokozmosz kísérletek alkalmazása során lehetőség nyílik a kompetíciós viszonyok tanulmányozására is. A „bizonytalan” érzékenységű fajok esetében azonban a szennyezés pontos hatásának felmérésére a tiszta tenyészetekkel végzett laboratóriumi toxikológiai tesztek sem nélkülözhetők.

Köszönetnyilvánítás Balogh Julianna B-Béres Viktória, Nagy Sándor Alex, Bácsi István publikációt megalapozó kutatása a TÁMOP 4.2.4.A/1-11-1-2012-0001 azonosító számú Nemzeti Kiválóság Program – Hazai hallgatói, illetve kutatói személyi támogatást biztosító rendszer kidolgozása és működtetése országos program című kiemelt projekt keretében zajlott. A projekt az Európai Unió támogatásával, az Európai Szociális Alap társfinanszírozásával valósul meg.

Függelék Függelék 1. táblázat. A 2011 nyarán zajlott kísérletek során kimutatott fajok és rendszertani besorolásuk (a színek a 3a. ábra jelmagyarázatában látható színkódolással egyezőek). Kimutatott taxon Chrysococcus rufescens Chrysococcus sp. Dinobyron sp. Kephyrion sp. Cyclotella meneghiniana Cyclotella sp. Epithemia adnata Epithemia sp. Navicula radiosa Navicula sp. Melosira varians Asterionella formosa Fragilaria acus Fragilaria capucina Fragilaria sp. Fragilaria ulna acus Cymbella affinis Cymbella sp. Didymosphenia geminata Gomphonema acuminatum Gomphonema parvulum Gomphonema sp. Encyonema silesiacum Rhoicosphenia abbreviata Nitzschia acicularis Nitzschia linearis Nitzschia sp. Aulacoseira distans Coccoenis placentura Achantales sp. Lepocinclis sp. Trachelomonas globularis Trachelomonas rugulosa Trachelomonas volvocina Trachelomonas volvocinopsis Limnothrix sp. Cryptomonas ovata Cryptomonas sp. Chlorella sp. Oocystis sp. Acutodesmus acuminatus Coelastrum microporum Desmodesmus armatus Desmodesmus communis Desmodesmus intermedius Desmodesmus spinosus

Rendszertani besorolás Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Thalassiosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Thalassiosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Rhopalodiales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Rhopalodiales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Melosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Aulacoseirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Euglenophyta - Euglenophyceae/Euglenales Euglenophyta - Euglenophyceae/Euglenales Euglenophyta - Euglenophyceae/Euglenales Euglenophyta - Euglenophyceae/Euglenales Euglenophyta - Euglenophyceae/Euglenales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Oscillatoriales Cryptophyta - Cryptophyceae/Cryptomonadales Cryptophyta - Cryptophyceae/Cryptomonadales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales

Kirchneriella obesa Kirchneriella sp. Monoraphidium circinale Monoraphidium contortum Monoraphidium griffithii Monoraphidium pusillum Monoraphidium tortile Pediastrum duplex Pseudopediastrum boryanum Tetraedron caudatum Tetrastrum staurogeniaeforme Sphaerellopsis sp. Chlamydomonas sp.

Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales

Függelék 2. táblázat. A 2012 nyarán zajlott kísérletek során kimutatott fajok és rendszertani besorolásuk (a színek a 3b. ábra jelmagyarázatában látható színkódolással egyezőek). Kimutatott taxon Goniochloris mutica Synura sp. Mallomonas sp. Kephyrion sp. Chrysococcus rufescens Dinobyron sp. Cyclotella meneghiniana Cyclotella sp. Amphora sp. Cymatopleura solea Surirella sp. Entomoneis sp. Epithemia adnata Rhopalodia gibba Amphipleura pellucida Carticula cuspidata Gyrosigma acuminatum Gyrosigma attenuatum Hippodonta capitata Navicula sp. Pinnularia microstauron Melosira varians Asterionella formosa Fragilaria capucina Fragilaria ulna acus Ulnaria capitata Ulnaria ulna Cymbella sp. Didymosphenia geminata Gomphonema acuminatum Gomphonema augur Gomphonema brebissonii Gomphonema parvulum Gomphonema sp. Gomphonema truncatum Rhoicosphenia abbreviata Nitzschia acicularis Nitzschia linearis Nitzschia reversa Nitzschia sp. Aulacoseira granulata Lemnicola hungarica Coccoenis placentura Achantales sp. Achanthidium exiguum Achanthidium minutissimum "Centrales" Gymnodium sp.

Rendszertani besorolás Ochrophyta - Xantophyceae/Mischococcales Ochrophyta - Synurophyceae/Synurales Ochrophyta - Chrysophyceae/Synurales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Chrysophyceae/Chromulinales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Thalassiosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Thalassiosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Thalassiophysales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Surirellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Surirellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Surirellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Rhopalodiales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Rhopalodiales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Naviculales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Melosirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Fragilariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Cymbellales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Bacillariales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Aulacoseirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Aulacoseirales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Ochrophyta - Bacillariophyceae/Achnanthales Ochrophyta - Bacillariophyceae/"Centrales" Myzozoa - Dinophyceae/Gymnodiniales

Peridinium cinctum Euglena sp. Lepocinclis sp. Trachelomonas bernardiensis bernardinis Trachelomonas oblonga Trachelomonas playfairi playfairi Trachelomonas rugulosa Trachelomonas scabra Trachelomonas sp. Trachelomonas verrucosa Trachelomonas volvocina Trachelomonas volvocinopsis Phacus sp. Cyanogranis ferruginea Cyanogranis libera Phormidium sp. Oscillatoria sp. Nostocales Gloeocapsa sp. Plagioselmis lacustris Cryptomonas curvata Cryptomonas marssonii Cryptomonas sp. Fonalas zöldalga Koliella longistea Crucigenia tetrapedia Actinastrum hantzschii Chlorella sp. Closteriopsis acicularis Crucigeniella crucifera Dictyosphaerium pulchellum Didymocystis inermis Lagerheimina chodatii Oocystis lacustris Oocystis sp. Volvox sp. Acutodesmus obliquus Acutodesmus acuminatus Characium sp. Coelastrum microporum Coelastrum pseudomicroporum Desmodesmus armatus Desmodesmus intermedius Desmodesmus opoliensis var. carinatus Desmodesmus communis Desmodesmus spinosus Desmodesmus subspicatus Enallax acutiformis Kirchneriella arcuata Kirchneriella irregularis Monoraphidium arcuatum

Myzozoa - Dinophyceae/Peridiniales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglenales Euglenozoa - Euglenophyceae/Euglanales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Synechococcales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Synechococcales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Oscillatoriales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Oscillatoriales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Nostocales Cyanobacteria - Cyanophyceae/Chroococcales Cryptophyta - Cryptophyceae/Pyrenomonadales Cryptophyta - Cryptophyceae/Cryptomonadales Cryptophyta - Cryptophyceae/Cryptomonadales Cryptophyta - Cryptophyceae/Cryptomonadales Chlorophyta Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Prasiolales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Trebouxiophyceae ordo incertae sedis Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Trebouxiophyceae/Chlorellales Chlorophyta - Chlorophyceae/Volvocales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales

Monoraphidium circinale Monoraphidium contortum Monoraphidium dybowskii Monoraphidium griffithii Monoraphidium komarkovae Monoraphidium minutum Monoraphidium pusillum Monoraphidium tortile Pediastrum biradiatum Pediastrum duplex Pseudodidymocystis inconspicua Pseudopediastrum borianum Rraphidocelis rotunda Scenedesmus dactylococcopsis Scenedesmus sp. Schroederia setigera Stauridium tetras Tetraedron minimum Tetraedron regulare Tetraedron triangulare Tetrastrum staurogeniaeforme Tetrastrum triangulare Phacotus sp. Sphaerellopsis sp. Eudorina sp. Chlamydomonas sp. Chlorogonium sp. Cosmarium sp. Closterium sp. Closterium ehrenbergii Closterium acicularis Spirogyra sp.

Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Sphaeropleales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Chlorophyta - Chlorophyceae/Chlamydomonadales Charophyta - Conjugatophyceae/Desmidiales Charophyta - Conjugatophyceae/Desmidiales Charophyta - Conjugatophyceae/Desmidiales Charophyta - Conjugatophyceae/Desmidiales Charophyta - Conjugatophyceae/Zygnematales

Irodalomjegyzék AHMED, A., HOQUE, S., OHLSON, M., AKANDA, M.A.S., MOULA, M.G., 2010: Phytoplankton standing crop and its diversity in the Buragauranga river estuary in relation to chemical environment. Bangladesh Journal of Botany 39 (2): 143-151. ANDO, T., OTSUKA, S., NISHIYAMA, M., SENOO, K., WATANABE, M.M. MATSUMOTO S., 2003: Toxic effects of dichlomethane and trichloroethylene on the growth of planktonic green algae, Chlorella vulgaris NIES227, Selenastrum capricornutum NIES35, and Volvulina steinii NIES545. Microbes and Environments 8: 43–46. BEGUM, N., NARAYANA, J., SAYESWARA, H.A., 2010: A Seasonal Study Phytoplankton diversity and pollution indicators of Bathi pond near Davangere City, Karnataka (India). Environment Conservation Journal 11 (3): 75-80. BERGLUND, O., LARSSON, P., EWALD, G., OKLA L., 2001: Influence of trophic status on PCB distribution in lake sediments and biota. Environmental Pollution 113: 199-210. BIGGS B.J.F., 2000: New Zealand Periphyton Guideline: Detecting, Monitoring and Managing Enrichment of Streams. Ministry for the Environment, NZ, pp. 1–121. BOGEN, K.T., HALL, L.C., PERRY, L., FISHER, MCKONE T.E., DOWD P., PATTON S.E., MALLON B., 1988: Health risk assessment of trichloroethylene (TCE) in California drinking water. Livermore, CA: University of California, Lawrence Livermore National Laboratory, Environmental Sciences Division. NTIS No. DE88-005364. BRINGMANN, G., KÜHN, R., 1980: Comparison of the toxicity thresholds of water pollutants to bacteria, algae and protozoa in the cell multiplication inhibition test. Water Research 14: 231–241. CHAPIN, F.S., WALKER, B.H., HOBBS, R.J., HOOPER, D.U., LAWTON, J.H., SALA, O.E., TILMAN, D., 1997: Science 277: 500–504. CHAPPIE, D.J., BURTON G.A. JR., 2000: Applications of aquatic and sediment toxicity testing in situ. Soil and Sediment Contamination 9: 219-245. CHESSON, P.L., CASE T.L., 1986. in DIAMOND, J., CASE, T.J., (eds.) Community Ecology 229–239. Harper & Row, New York. COSTANZA, R., D’ARGE, R., DE GROOT, R., FARBER, S., GRASSO, M., HANNON, B., LIMBURG, K., NAEEM, S., O’NEILL, R.V., PAUELO, J., ET AL. 1997: Nature 387: 253–260. COSTA, A.K., IVANETICH, K.M., 1980: Tetrachloroethylene metabolism by the hepatic microsomal cytochrome P-450 system. Biochemical Pharmacology 29: 2863-2869. CULP, J.M., LOWELL, R.B., CASH K.J., 2000: Integrating mesocosm experiments with field and laboratory studies to generate weight-of-evidence risk assessments for large rivers. Environmental Toxicology and Chemistry 19: 1167-1173. EHRLICH, P.R., WILSON E.O., 1991: Science 253: 758–762. EUROPEAN STANDARD EN 15204, 2006: Water quality - Guidance standard on the enumeration of phytoplankton using inverted microscopy (Utermöhl technique). European Commitee for Standardizationrue de Stassart, 36, Brussels. FELFÖLDY, L., 1987: A biológiai vízminősítés. Vízügyi Hidrobiológia 16, 258. VGI, Budapest. GOODSELL, P.J., UNDERWOOD, A.J., 2008: Complexity and idiosyncrasy in the responses of algae to disturbance in mono- and multi-species assemblages. Oecologia 157 (3): 509-19.

GONZÁLEZ, J.F., FIGUEIRAS, G., ARANGUREN-GASSIS, M., CRESPO, B.G., FERNÁDEZ, E., MORÁN ,X.A.G., NIETO-CID, M., 2009: Effect of a simulated oil spill on natural assemblages of marine phytoplankton enclosed in microcosms. Estuarine, Coastal and Shelf Science 83: 265–276. GUASCH, H., MUNOZ, I., ROSÉS, N., SABATER, S., 1997: Changes in atrazine toxicity throughout succession of stream periphyton communities. Journal of Applied Phycology 9: 132–146. GUIRY, M.D., 2013: In: Guiry, M.D. & Guiry, G.M., AlgaeBase. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway. http://www.algaebase.org. GURNEY, S.E., ROBINSON G.C., 1989: The influence of two triazine herbicides on the productivity, biomass and community composition of freshwater marsh periphyton. Aquatic Botany 36: 1–22. HILLEBRAND, H., SOMMER, U., 2000: In: Biggs, B.J.F. (Ed.), New Zealand Periphyton Guideline: Detecting, Monitoring and Managing Enrichment of Streams 1–121. Ministry for the Environment, NZ. LI, J.T., DUAN, H.N., LI, S.P., KUANG, J.L., ZENG, Y., SHU, W.S., 2010: Cadmium pollution triggers a positive biodiversity-productivity relationship: evidence from a laboratory microcosm experiment. Journal of Applied Ecology 47 (4): 890-898. LIEBIG, M., SCHMIDT, G., BONTJE, D., KOOI, B.W., STRECK, G., TRAUNSPURGER, W., KNACKER, T., 2008: Direct and indirect effects of pollutants on algae and algivorous ciliates in an aquatic indoor microcosm. Aquatic Toxicology 88: 102–110. LORAH, M.M., VOYTEK, M.A., 2004: Degradation of 1,1,2,2-tetrachloroethane and accumulation of vinyl chloride in wetland sediment microcosms and in situ porewater: Biogeochemical controls and associations with microbial communities. Journal of Contaminant Hydrology 70: 117-145. LUKAVSKY, J., FURNADZHIEVA, S., DITTRT, F., 2011: Toxicity of Trichloroethylene (TCE) on Some Algae and Cyanobacteria. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology 86: 226–231. McCANN, K., 2000: The diversity–stability debate. Nature 405: 228–233. MOREIRA-SANTOS, M., SOARES, A.M.V.M., RIBEIRO, R., 2004: A phytoplankton growth assay for routine in situ environmental assessments. Environmental Toxicology and Chemistry 23: 1549-1560. MOREIRA-SANTOS, M., DA SILVA, E.M., SOARES, A.M.V.M., RIBEIRO, R., 2005: In Situ and Laboratory Microalgal Assays in the Tropics: A Microcosm Simulation of Edge-of-Field Pesticide Runoff. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology 74: 48–55. O’CONNOR, N.E., CROWE, T.P., 2005: Biodiversity loss and ecosystem functioning: distinguishing between number and identity of species. Ecology 86: 1783–1796. OECD, 1984: Algal growth inhibition test. OECD guidelines for testing of chemicals 201. Organization for Economic Cooperation and Developemnet, Paris. PEARSON, C.R., MCCONNELL, G., 1975: Chlorinated Cl and C2 hydrocarbons in the marine environment. Proceedings of the Royal Society of London - Series B: Biological Sciences 189: 305-332. PESCE, S., FAJON, C., BARDOT, C., BONNEMOY, F., PORTELLI, C., BOHATIER, J., 2006: Effects of the phenylurea herbicide diuron on natural riverine microbial communities in an experimental study. Aquatic Toxicology 78: 303–314. SABATER, S., GREGORY, S.V., SEDELL, J.R., 1998: Community dynamics and

metabolism of benthic algae colonizing wood and rock substrata in forest stream. Journal of Phycology 34: 561–567. SCHULZE, E.-D., MOONEY, H.A., (Eds.) 1993: Biodiversity and Ecosystem Function (Springer, Berlin). TLILI, A., DORIGO, U., MONTUELLE, B., MARGOUM, C., CARLUER, N., GOUY, V., BOUCHEZ, A., BÉRARD A., 2008: Responses of chronically contaminated biofilms to short pulses of diuron. An experimental study simulating flooding events in a small river. Aquatic Toxicology 87: 252–263. TÓTHMÉRÉSZ, B., 1997: Diverzitási rendezések. – Scientia Kiadó, Budapest. USEPA, 1994: Short-term methods for estimating the chronic toxicity of effluents and receiving waters to freshwater organisms. EPA 600/7-91-002. Unites States Environmental Protection Agency, Washington, DC. UTERMÖHL, H., 1958: Zur Vervollkommung der quantitativen Phytoplankton-Methodik. Mitteilungen Internationale Vereinigung für Theoretische und Angewandte Limnologie 9: 113-118. VILLENEUVE, A., MONTUELLE, B., BOUCHEZ, A., 2010: Influence of slight differences in environmental conditions (light, hydrodynamics) on the structure and function of periphyton. Aquatic Sciences 72: 33–44. VILLENEUVE, A., MONTUELLE, B., BOUCHEZ, A., 2011: Effects of flow regime and pesticides on periphytic communities: Evolution and role of biodiversity. Aquatic Toxicology 102: 123–133. VITOUSEK, P.M., MOONEY, H.A., LUBCHENCO, J., MELILLO, J.M., 1997: Human domination of Earth's ecosystems. Science 277: 494-499. WARD, G.S., TOLMSOFF, A.J., PETROCELL, S.R., 1986: Acute toxicity of trichloroethylene to saltwater organisms. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology 37: 830–836. WILLIS, K.J., VAN DEN BRINK, P.J., GREEN, J.D., 2004: Seasonal variation in plankton community responses of mesocosms dosed with pentachlorophenol. Ecotoxicology: 13 (7): 707-720. YATCHI, S., LOREAU, M., 1999: Biodiversity and ecosystem productivity in a fluctuating environment: the insurance hypothesis. Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A. 96: 1463–1468.