Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása a fehér lóhere (Trifolium repens L.) rizoszférájában sókezelés (NaCl) hatására

A G R O K É M I A É S T A L A J T A N 53 (2004) 3–4

367–376

Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása a fehér lóhere (Trifolium repens L.) rizoszférájában sókezelés (NaCl) hatására 1

A. A. KHALIF, 1 H. ABDORHIM, 1 HOSSAM. E. A. F. BAYOUMI, 2 FÜZY ANNA és 1 KECSKÉS MIHÁLY 1

2

Szent István Egyetem, Környezettudományi Doktori Iskola, Gödöllő–Budapest és Rhizobiológiai Kutatórészleg, MTA Talajtani és Agrokémiai Kutatóintézet, Budapest

A talajlakó mikroorganizmusok termelte intra- és extracelluláris enzimek katalizátorként befolyásolják a tápanyag-körforgalomban szerepet játszó folyamatokat, minőségüktől és mennyiségüktől függően alkalmasak lehetnek a teljes vagy specifikus mikrobiális aktivitások becslésére is (MIKANOVÁ et al., 2001). Az enzimek között a foszfatáznak a növények táplálásában betöltött szerepe a leginkább közismert. A proteineknek a proteázok általi hidrolízise a talajban lejátszódó szerves-N-körforgás egyik fontos lépése, amely eredményesen járul hozzá a talaj termékenységének megtartásához. Az állati, növényi és mikrobiális anyagok bomlása során az amidok hidrolízisét az ureáz és az amidáz végzi (DASH & PANDA, 2001). A β-glükozidázok fontos szerepet játszanak a cellulóz glükózzá történő teljes lebontásában. A dehidrogenáz és a kataláz enzimek a redoxfolyamatok általánosan elterjedt katalizátorai, mennyiségük szintén a talaj mikrobiális aktivitására utalhat. (TABATABAI, 1982; ANTAL & ANTON, 1986; ANTON et al., 1994). Az ozmolaritás a mikroorganizmusok élettani környezetét meghatározó egyik legfontosabb tényező, mely közvetlenül befolyásolja a talaj termőképességét is. BATRA és MANNA (1997) közönséges sós, alkalikus és sós–alkalikus talajban fehér lóherével in vitro vizsgálta a sótartalomnak a rizoszférában élő fluoreszkáló pszeudomonasz populáció sűrűségére és az enzimaktivitásokra kifejtett hatását. Mások kimutatták, hogy növekvő sókoncentráció hatására a Gram-pozitív baktériumokban a prolin (BROWN, 1978), a Gram-negatív baktériumokban pedig a glutamát (HUA et al., 1982) halmozódik fel, és a rizoszféra mikrobiális összetétele a talajállapottal összefüggésbe hozható (BIRÓ et al., 2002). SAKAI és munkatársai (1995) szervetlen ionok hatását vizsgálták táptalajban a Pseudomonas putida és a P. fluorescens szaporodására, melyeket magas és alacsony sókoncentrációjú talajban termesztett spenótgyökerekből izolálPostai cím: HOSAM E. H. T. BAYOUMI, Szent István Egyetem Környezettudományi Doktori Iskola, 1111 Budapest, Budafoki út 59. E-mail: [email protected]

KHALIF et al.

368

tak. A vizsgált ionok (K+, Na+, Ca2+, Mg2+, Cl-, NO3-, és SO42-) közül a kalcium gátolta leginkább a kontrollizolátumok növekedését. A magasabb sókoncentrációjú talajból származó baktériumok ugyanakkor a fokozatos adaptálódás miatt nagyobb Ca2+-tűrőképességgel voltak jellemezhetők. Eredményeik arra engednek következtetni, hogy a fluoreszkáló pszeudomonasz baktériumoknak a már korábban is jelzett (BIRÓ et al., 1998) jó túlélő képessége és erős gyökérkolonizáló aktivitása eredményesen járulhat hozzá a káros környezeti stressztényezők elviseléséhez, és így közvetve kedvezően hat a magasabb rendű növények környezeti adaptációjára is Munkánk során azt vizsgáltuk, hogy a fehér lóhere talajához különböző mennyiségben adagolt NaCl hatására miként változik meg az egyes enzimek aktivitása és a fent jelzett „fluorescens-putida” típusú Pseudomonas baktériumok csíraszáma a rizoszférában. Anyag és módszer A fluoreszkáló pszeudomonaszok kimutatása A kísérletekben Gödöllő környékéről származó homokos, 1,2% humusztartalmú, barna erdőtalajt (pHKCl = 4,67) használtunk. A talaj sótartalmának növelésére 99,5%-os tisztaságú NaCl-ot alkalmaztunk 0, 0,1, 0,2, 0,4, és 0,8 tömeg % arányban száraz talajra vonatkoztatva. Edényenként 25 db fehér lóhere magot (Trifolium repens L.) vetettünk el, melyeket 2 cm vastag talajréteggel takartunk be. Két hét elteltével a magból kikelt csíranövényeket 15 szálra ritkítottuk, és a továbbiakban a cserepeket szükség szerint öntöztük steril, desztillált vízzel. A növényeket üvegházban, természetes fényen (14 órás fotóperiódusnál), 23 ± 2 °C-on neveltük 50 napig, majd gyökerestől kivettük őket a talajból, és folyó csapvízzel tisztára mostuk a rátapadó talajrészecskék eltávolítása céljából. Ezt követően a gyökereket apróra vágtuk, majd steril, 0,85%-os sótartalmú fiziológiás vízben, dörzsmozsárban homogenizáltuk. A feltárt gyökérmintákból steril fiziológiás vízzel hígítási sort készítettünk. Mintánként 0,1 ml-t King-B (KING et al., 1954) és Pseudosel agar táptalajra szélesztettünk fluoreszkáló pszeudomonasz törzsek izolálása céljából. A táptalajokhoz cikloheximidet (100 μg·ml-1) és benomilt (30 μg·ml-1) adtunk a gombák elszaporodásának megakadályozása céljából. A táplemezeket 30 °C-on inkubáltuk, majd két nap után megszámoltuk a kinőtt telepeket. Ezekből random módon izolálást végeztünk King-B agarra, hígítással és tápagarlemezen történő szélesztéssel megtisztítottuk, és +4 °C-on tároltuk a későbbi vizsgálatokig. Az izolált fluoreszkáló pszeudomonaszok meghatározása a BBL Crystal identifikációs rendszerrel történt. A rizoszférában élő mikrobiótát NAUTIYAL és DION (1990) módszerével jellemeztük.

Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása

369

Az enzimaktivitások mérése A dehidrogenázaktivitás méréséhez 1 g talajmintát 0,2 ml 4%-os 2-P-iodofenil-3-P-nitrofenil-5-fenil-tetrazólium kloridba (INT) áztattuk 22 °C-on, fénytől védve. A talajban keletkezett iodonitrotetrazólium formazánt (INTF) etilénklorid és aceton 1:1,5 arányú elegyével extraháltuk, koncentrációját spektrofotométeren mértük meg 490 nm-es hullámhosszon (GARCÍA et al., 1993). Az aktivitást INTF μg/g száraz talaj mértékegységben fejeztük ki. A katalázaktivitást a talajmintákban H2O2 hozzáadását követően permanganometriás eljárással mértük meg (TABATABAI & BREMNER, 1970). Az aktivitást μmol O2/perc/g száraz talaj mértékegységben fejeztük ki. Az ureázaktivitás meghatározásához 2 ml foszfát-pufferoldatot (pH = 7) és 0,5 ml 6,4%-os karbamid-oldatot adtunk 0,5 g talajhoz, majd 30 °C-on inkubáltuk 90 percig. Ezután az elegyet steril desztillált vízzel 10 ml-re hígítottuk, majd NH4+-szelektív elektróddal megmértük a 0,1 ml 10 M-os NaOH-dal felszabadított NH4+-koncentrációt. Minden talajmintával kontrollvizsgálatot is végeztünk, karbamid hozzáadása nélkül (NANNIPIERI et al., 1980). Az enzimaktivitást a felszabadult NH4+-N mennyiségével (μmol·g talaj-1·h-1) jellemeztük. A proteázaktivitás mérése során 2 ml foszfát-pufferoldatot (pH = 7) és 0,5 ml 0,05 M N-α-benzoil-L-arginamid szubsztrátumot adtunk 0,5 g talajmintához, majd 37 °C-on 90 percig inkubáltuk. Ezután az elegyet 10 ml-re hígítottuk steril desztillált vízzel. A felszabadult NH4+ koncentrációját az ureáz meghatározására alkalmazott módon mértük (NANNIPIERI et al., 1980). Az aktivitást a felszabadult NH4+-N (μmol·g száraz talaj-1·h-1) mennyiségével jellemeztük. A foszfatázaktivitást TABATABAI és BREMNER (1969) módszere szerint mértük meg, s a felszabadult p-nitrofenol mennyiségével (μmol PNP·g száraz talaj1 -1 ·h ) jellemeztük. A β-glükozidáz-aktivitás mérése a MASCIANDARO és munkatársai (1994) által leírt módszerrel történt. Az eredményt a felszabadult p-nitrofenol mennyiségével (μmol PNP·g száraz talaj-1·h-1) jellemeztük. Statisztikai analízis A kísérleteket teljes randomizált blokk elrendezésben, három ismétléssel végeztük. A kezelések közötti statisztikai különbségek meghatározásához varianciaanalízist (ANOVA) használtunk. A szignifikáns differenciát (SzD) P ≤ 0,05 szinten állapítottuk meg. Eredmények Kísérleteinkben a Gram negatív baktériumok domináltak a lóhere rizoszférájában (80%), s közöttük is két Pseudomonas faj uralkodott (1. táblázat). A teljes fluoreszkáló pszeudomonasz populáció 40,1%-át a P. fluorescens, míg 23,8%-át a P. putida tette ki.

KHALIF et al.

370

1. táblázat A rhizobaktérium populáció összetétele a fehér lóhere (Trifolium repens) rizoszférájában gödöllői barna erdőtalajon, 50 napi üvegházi termesztés után (1)

(2)

A rhizobaktérium populáció összetétele

Részarány (%)

a) Gram negatív b) Pálcika alakú c) Fluoreszkáló pszeudomonaszok Pseudomonas fluorescens Pseudomonas putida

79,9 69,8 46,3 18,5 11,0

d) Gram pozitív

20,1

A talaj NaCl-kezelése jelentős változásokat eredményezett a fluoreszkáló pszeudomonasz populációban (2. táblázat). A NaCl-koncentráció növelésével számuk jelentősen növekedett a gyökérfelszínen egészen a 0,4%-os NaClkoncentrációig. A legmagasabb értéket 0,2%-os koncentráció mellett mértük (3,9×104 CFU g-1 talaj), de a vizsgált koncentrációk közül a 0,8%-os sem gátolta a baktériumok szaporodását. 2. táblázat A fluoreszkáló pszeudomonaszok számában bekövetkező változás a fehér lóhere (Trifolium repens) rizoszférájában megnövekedett sókoncentrációk hatására (1)

NaCl-kezelés (%) 0 0,1 0,2 0,4 0,8 a) SzD (P ≤ 0,05)

(2)

Fluoreszkáló pszeudomonaszok mennyisége (CFU × 104) 1,9 2,8∗ 3,9∗ 3,6∗ 2,1 0,25

A rizoszférában mért enzimaktivitásokra vonatkozó adatokat a 3. táblázat foglalja össze. A dehidrogenáz a rizoszférában található mikroorganizmusok metabolikus tevékenységét jelzi, a kataláz pedig a talajban élő aerob mikroorganizmusok számára utal. A kezelt talajban a megemelkedett sótartalom nem befolyásolta hátrányosan a mikroorganizmusok metabolikus tevékenységét. Így magasabb NaCl-koncentráció értékeknél (0,2–0,4%) fokozott enzimaktivitásokat figyeltünk meg, a legnagyobb aktivitást pedig a 0,2%-os NaCl-értéknél mértük. A dehidrogenáz- és a katalázaktivitás fokozódott még 0,4%-os NaClkoncentráció mellett is. Mindkét enzim aktivitása csökkent azonban a kontrollhoz viszonyítva 0,8%-os NaCl-koncentráció mellett. Az eredmények szerint az

Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása

371

oxidoreduktázokra a talaj növekvő sótartalma különbözőképpen hat, jelezvén, hogy a mikroorganizmusoknak a sókoncentráció növekedésére adott fiziológiai válaszreakciói különböznek. A nitrogénkörforgásban szerepet játszó hidrolitikus enzimek, a proteáz és az ureáz aktivitásának maximális értékét egyaránt 0,2%-os koncentráció mellett mértük. Ezen enzimek aktivitása még 0,4%-os érték mellett is magasabb volt, mint a kontrollnövények rizoszférájában, 0,8%-os értéknél azonban kismértékben csökkent. 3. táblázat A talaj NaCl-kezelésének a különböző enzimek aktivitására kifejtett hatása a fehér lóhere (Trifolium repens) rizoszférájában (2)

(1)

Enzimek és mértékegységeik (g-1 talaj) a) Dehidrogenáz b) Kataláz c) Proteáz d) Ureáz e) Foszfatáz f) β-glükozidáz

μg INTF μmol O2· min-1 μmol NH3·h-1 μmol NH3·h-1 μmol PNP·h-1 μmol PNP·h-1

Enzimaktivitás különböző NaCl-koncentrációknál (három ismétlés átlaga) 0% 0,1% 0,2% 0,4% 0,8% SzD 147 1,9 2,3 2,1 144 219

159 2,3∗ 2,7∗ 2,5∗ 113∗ 192∗

183∗ 2,7∗ 3,1∗ 3,3∗ 97∗ 181∗

167∗ 2,6∗ 2,4 2,9∗ 84∗ 173∗

121∗ 1,8 2,1 1,8 61∗ 151∗

14,6 0,25 0,25 0,38 19,5 15,7

Megjegyzés: A ∗-gal jelölt érték szignifikáns eltérést mutat a kontrollnövényeknél mért értékekhez viszonyítva (P ≤ 0,05). A szignifikáns differencia értéket P ≤ 0,05 szinten állapítottuk meg

A foszfatáz és a β-glükozidáz rizoszférában mért aktivitásának változása a sókezelés hatására eltért az előző négy enzimétől: a sókoncentráció növekedésével ugyanis fokozatosan csökkent. A foszfatáz aktivitása a talajhoz adott NaCl-adagok emelésével nagyobb mértékben csökkent, mint a β-glukozidázé. Ez az aktivitáscsökkenés szignifikáns volt (P ≤ 0,05) bármely sókoncentráció alkalmazásakor. Az eredmények megvitatása A fehér here gyökérkörnyezetében a sókezelés hatására szignifikánsan megváltozott a fluoreszkáló pszeudomonasz baktériumok csíraszáma, A logtranszformált adatok a sókoncentrációval párhuzamosan egy átmeneti emelkedést mutattak, majd a legnagyobb NaCl-dózis hatására a kontrollnak megfelelő szintre csökkentek. Ez a tendencia a szikes talajok eltérő sótartalmánál tapasztalt mikrobaszám-értékekkel megfelelő egyezést mutat természetes körülmények között is (FÜZY et al., 2003). A kezeletlen kontrollban is a pszeudo-

372

KHALIF et al.

monaszok uralták a fehér here rizoszféráját, ami összhangban volt MARILLEY és ARAGNO (1999) vizsgálati eredményével, akik PCR-technikát alkalmaztak a fehér here és az angol perje rizoszférájában a mikrobiális változások nyomon követésére. A sókezelés hatására a pszeudomonaszok számának növekedését ily módon a nem kitenyészthető „community” analízis is jelezte. Ez a változás többféleképpen magyarázható. A talaj megnövekedett sótartalma a negatív kemotaxis révén a pszeudomonaszokat a kiegyenlítettebb környezetet jelentő rizoszférába irányítja, így azok ott nagyobb számban jelenhetnek meg. Ehhez kapcsolódóan ellentmondó adatokat közöl MATSUGUCHI és SAKAI (1995), akik tenyészedény-kísérletben a gyökérmentes talaj Gram-negatív baktérium-csíraszámában a sókezelés hatására nem találtak eltérést, a fluoreszkáló pszeudomonaszok populációja ugyanakkor gyökérhatás nélkül is nőtt. Korábbi adataink alapján is (BIRÓ et al., 2002; FÜZY et al., 2003) feltételezzük tehát, hogy a sóhatás a különféle baktériumcsoportok számának alakulásánál nem azonos mértékben jelentkezik. Az egyes sóérzékeny baktériumcsoportok háttérbe szorulása által a sótoleráns fajok a szabadon maradt ökológiai tér benépesítése révén is felszaporodhatnak. Ehhez hasonló mechanizmus útján is megnőhetett ily módon a fluoreszkáló pszeudomonaszok csíraszáma az általunk vizsgált fehér here rizoszférájában is a sókezelés hatására. MATSUGUCHI és SAKAI (1995) spenótnövények rizoszférájában a Gram-negatív populáció gyarapodását tapasztalta, de a fluorescens-putida típusú pszeudomonaszok számában változást nem érzékeltek. Ezt a tényt a különböző növényfajok rizoszférájának az eltérő volta (ISMAIL, 2003), illetve mikrobiális összetétele magyarázhatja, ami a kezdeti különbségek után térben és időben, illetve az egyéb kezelési vagy klimatikus viszonyoktól is erősen befolyásolt módon (SZABÓ, 1992) dinamikusan változik. A talaj sótartalmának megváltozása miatt módosuló mikrobióta összetételének változása azért is figyelmet érdemel, mert az más, a sóra kevésbé érzékeny mikrobák számának és aktivitásának változását okozhatja (GARCIA & HERNANDEZ, 1996). A Gram-negatív baktériumok – köztük főként a Pseudomonas nemzetség tagjai – pl. jelentősen gátolhatják a Trichoderma gombák talajban való megtelepedését (NAÁR et al., 1997, 1999). E gombák közismert antagonistaként képesek meggátolni a talajlakó kórokozó gombák elszaporodását (NAÁR & KECSKÉS, 1998), így a sótartalom növekedése akár a pszeudomonaszokkal szemben toleráns fitopatogén gombák elszaporodását is eredményezheti. A talaj sókezelésének hatására szignifikánsan megváltozott mind a hat vizsgált enzim aktivitása, ennek mértéke ugyanakkor nem azonos módon nyilvánult meg. A dehidrogenáz, a kataláz, a proteáz és az ureáz enzimek aktivitása a fluoreszkáló pszeudomonaszok csíraszámának változásához hasonló tendenciát mutatott, míg a foszfatáz- és a β-glükozidáz-aktivitás már a legkisebb NaCldózis hatására is statisztikailag jelentős mértékben csökkent. Ez arra utal, hogy az első négy enzim aktivitásának növekedésében fontos szerepet játszhatott a

Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása

373

pszeudomonaszok számának emelkedése, míg a foszfatáz- és a β-glükozidázaktivitás csökkenését a sóérzékeny baktériumok háttérbe szorulása okozhatta. FRANKENBERGER és BINGHAM (1982) ugyan kimutatta a sótartalom növekedésének különböző enzimek tevékenységére kifejtett gátló hatását, azonban a vizsgálatunkban alkalmazott sókoncentráció alacsonyabb volt, így feltételezhető, hogy a talaj NaCl-kezelése nem közvetlenül az enzimfehérjék aktivitására volt hatással, hanem az azokat termelő mikrobióta összetételének megváltozása révén, közvetve befolyásolta azt. Jelen munkánkkal is igazoltuk ily módon, hogy a növényi rizoszféra kitenyészthető mikrobiális és összesített vagy specifikus enzimaktivitása a környezeti változások érzékeny indikátora. Összefoglalás Üvegházi körülmények között savanyú barna erdőtalajban nevelt fehér here (Trifolium repens L.) növények rizoszférájának sókezelés hatására bekövetkező változását ellenőriztük. Megvizsgáltuk a különböző sókoncentrációknak (0, 0,2, 0,4, 0,6 és 0,8 tömeg %) a baktériumnépesség összetételére és a különböző talajenzimek aktivitására gyakorolt hatását. Megállapítottuk, hogy a talaj sótartalma közvetlenül befolyásolta a rizoszférában található fluoreszkáló pszeudomonaszok csíraszámát. A legsűrűbb populáció a 0,2% NaCl-ot tartalmazó talajban volt mérhető, ahol a fluoreszkáló pszeudomonaszok között a Pseudomonas putida és a P. fluorescens fordultak elő a legnagyobb számban. A pszeudomonaszok ily módon jól tolerálják a talaj magas NaCl-tartalmát, és gyökérkolonizáló tevékenységet képesek kifejteni a magas NaCl-tartalmú talajban is. A sókoncentráció növelésével kezdetben (a 0,2–0,4%-os tartományban) jelentősen növekedett a dehidrogenáz, kataláz, és ureáz enzimek aktivitása. A proteáz enzimek aktivitásmaximuma a 0,1–0,2% NaCl-koncentráció tartományba esett. A 0,4%-nál magasabb koncentrációkban a kontrollhoz hasonló mértékűre csökkent mind a négy enzim aktivitása, és a baktériumok száma is. A foszfatáz- és a β-glükozidáz-tevékenység viszont a NaCl-dózis növelése következtében a koncentrációval arányosan, jelentősen csökkent a kontrollhoz viszonyítva. Feltételezésünk szerint az enzimaktivitások változását is a sókezelés hatására bekövetkező mikrobióta összetételének megváltozása okozta. Kulcsszavak: fluoreszkáló pszeudomonasz rizoszféra, talajenzimek aktivitása

populáció,

NaCl-dózisok,

KHALIF et al.

374

Irodalom ANTAL, M. & ANTON, A., 1986. Comparative studies on saccharase activity of different Hungarian soils. Zbl. Mikrobiol. 141. 495–501. ANTON, A. et al., 1994. Effect of environmental factors and Mn, Zn, Cu trace elements on the soil phospho-monoesterase and amidase activities. Application of DISITOBI model. Acta Biol. Hung. 45. 39–50. BATRA, L. & MANNA, M. C., 1997. Dehydrogenase activity and microbial biomass carbon in salt-affected soils of semiarid and arid regions. Arid Soil Res. Rehabilit. 11. 295–303. BIRÓ, B., VILLÁNYI, I. & KÖVES-PÉCHY, K., 2002. Abundance and adaptation level of some soil-microbes in salt-affected soils. Agrokémia és Talajtan. 50. 99–106. BIRÓ, B. et al., 1998. Specific replant disease reduced by PGPR rhizobacterium on apple seedlings. Acta Horticult. 477. 75–81. BROWN, E. J., 1978. Compatible solutes and extreme water stress in eucaryotic microorganisms. Adv. Microb. Physiol. 17. 181–242. DASH, M. & PANDA, S. K., 2001. Salt stress induced changes in growth and enzyme activities in germinating Phaseolus mungo seeds. Biol. Plantar. 44. 587–589. FRANKENBERGER, W. T. & BINGHAM, F. T., 1982. Influence of salinity on soil enzyme activities. Soil Sci. Soc. Am. J. 46. 1173–1177. FÜZY A., BIRÓ B. & TÓTH T., 2003. Növény–mikroba kölcsönhatások és néhány talajtulajdonság közötti összefüggés hazai szikeseken. Természetvédelmi közlemények. 10. 64–69. GARCÍA, C. & HERNÁNDEZ, T., 1996. Influence of salinity on the biological and biochemical activity of a Calciorthid soil. Plant and Soil. 178. 255–263. GARCÍA, C. et al., 1993. The dehydrogenase activity of soil as an ecological marker in processes of perturbed system regeneration. In: Proc. XI. International Symposium of Environmental Biogeochemistry, Salamanca, Spain. (ED.: GALLARDO, G. F.) 89–100. HUA, S. T. et al., 1982. Accumulation of amino acids in Rhizobium spp. strains WR1001 in response to sodium chloride salinity. Appl. Environ. Microbiol. 44. 135–140. ISMAIL, A. M., 2003. Effect of salinity on the physiological responses of selected lines/variety of wheat. Acta Agron. Hung. 51. 1–9. KING, E. O., WARD, M. K. & RANEY, P. E., 1954. Two simple media for the demonstration of fycocianin and fluorescin. J. Lab. Clin. Med. 44. 301–306. MARILLEY, L. & ARAGNO, M., 1999. Phylogenetic diversity of bacterial communities differing in degree of proximity of Lolium perenne and Trifolium repens roots. Appl. Soil Ecol. 13. 127–136. MASCIANDARO, G., CECCANTI, B. & GARACIA, C., 1994. Anaerobic digestion of straw and piggery waste waters. II. Optimalization of the process. Agrochimica. 38. 195–203. MATSUGUCHI, T. & SAKAI, M., 1995. Influence of soil salinity on the populations and composition of fluorescent pseudomonads in plant rhizosphere. Soil Sci. Plant Nutr. 41. 497–504. MIKANOVÁ, O. et al., 2001. Influence of heavy metal pollution on some biological parameters in the alluvium of the Litavka river. Rostlinná Výroba. 47. 117–122. NAÁR, Z. & KECSKÉS, M., 1998. Factors influencing the competitive saprophytic ability of Trichoderma spp. Microbiological Research. 153. 1–11.

Enzimaktivitások és a fluoreszkáló pszeudomonasz csíraszámok változása

375

NAÁR, Z., NEMES, M. & KECSKÉS, M., 1999. The role of soil microbiota during colonization of different soil types by Trichoderma fungi. Acta Microbiol. Immunol. Hung. 46. 212– 213. NAÁR, Z. et al., 1997. Colonization of Trichoderma strains in different soil types affected by microbicides. In: Proc. International Regional Seminar Transcarp. Reg.. Envir. Prot., May 13–16, 1997., Uzhgorod, Ukraine. 22–27. NANNIPIERI, P. et al., 1980. Extraction of phosphatase, urease, protease, organic carbon and nitrogen from soil. Soil Sci. Soc. Am. J. 44. 1011–1016. NAUTIYAL, C. S. & DION, P., 1990. Characterization of opine-utilizing microflora associated with samples of soil and plants. Appl. Environ. Microbiol. 6. 2576–2579. SAKAI, M. et al., 1995. Effect of cations on the growth of fluorescent pseudomonad isolates from spinach roots grown in soils with different salinity levels. Soil Sci. Plant Nutr. 41. 605–611. SZABÓ I. M., 1992. Az általános talajtan biológiai alapjai. Mezőgazdasági Kiadó. Budapest. TABATABAI, M. A., 1982. Soil enzymes. In: Methods of Soil Analysis. Part 2. (Eds.: PAGE, A. L., MILLER, R. H. & KEENEY, D. R.) 903–947. American Society of Agronomy–Soil Science Society of America. Madison, WI. TABATABAI, M. A. & BREMNER, J. M., 1969. Use of P-nitrophenol phosphate in assay of soil phosphatase activity. Soil. Biol. Biochem. 1. 301–307. TABATABAI, M. A. & BREMNER, J. M., 1970. Factors affecting soil anyl-sulphate activity. Soil Sci. Soc. Amer. Proc. 34. 427–429. Érkezett: 2004. március 10.

KHALIF et al.

376

Enzymatic Activities and Abundance of Fluorescent Pseudomonads in the Rhizosphere of White Clover (Trifolium repens L.) Grown in Salt (NaCl)-Treated Soil 1

2

A. A. KHALIF, 1 H. ABDORHIM, 1 HOSAM E. A. F. BAYOUMI, 2A. FÜZY and 1 M. KECSKÉS

1 PhD School of Environmental Sciences, Szent István University, Gödöllő, and Rhizobiology Research Group, Research Institute for Soil Science and Agricultural Chemistry of the Hungarian Academy of Sciences, Budapest

S um ma ry Trifolium repens was sown in an acidic brown forest soil treated with NaCl in a greenhouse pot experiment. After 50 days of growth the countable population of fluorescent-putida type pseudomonads and the activity of some soil enzymes were determined at salt concentrations of 0, 0.2, 0.4 and 0.6 % (v/v). The results indicated that the population density of fluorescent rhizobacteria in the rhizosphere of clover was directly affected by the salt level in the soil. The highest Pseudomonas count was detected in the 0.2% NaCl treatment, while in the 0.8% treatment this value decreased to the control level. Representatives of the Pseudomonas putida and P. fluorescens species were the dominant fluorescent pseudomonads at the 0.2% concentration. It can thus be seen that pseudomonads tolerate high NaCl soil contents well, being able to continue root colonizing activity in the rhizosphere even in soil with a high salt level. At salt concentrations of 0.2–0.4% there was a considerable increase in the activities of the dehydrogenase, catalase and urease enzymes, while protease had maximum activity in the 0.1–0.2% NaCl range. At concentrations in excess of 0.4% the activity of all four enzymes dropped to the control level, as did the bacterium count. Even the lowest NaCl concentration reduced the phosphatase and β-glucosidase levels in the clover rhizosphere compared with the control, the reduction being proportional to the salt concentration. These changes indicate that the salinity-driven alteration in the microbial composition of the rhizosphere resulted in a concomitant change in the specific enzyme activities, as a function of the soil–plant–environmental conditions. Table 1. Composition of the rhizobacterium population in the rhizosphere of white clover (Trifolium repens) grown in brown forest soil for 50 days in a greenhouse experiment. (1) Composition of the rhizobacterium population. a) Gram-negative; b) rodshaped; c) fluorescent pseudomonads; d) Gram-positive. (2) Ratio, %. Table 2. Change in the number of fluorescent pseudomonads in the rhizosphere of white clover (Trifolium repens) at increasing NaCl concentrations. (1) NaCl treatment (%). a) LSD (P ≤ 0.05). (2) Count of fluorescent pseudomonads (CFU × 104). Table 3. Effect of soil treatment with NaCl on enzyme activities in the rhizosphere of white clover (Trifolium repens). (1) Enzymes and units: a) Dehydrogenase, b) Catalase, c) Protease, d) Urease, e) Phosphatase, f) β-glucosidase. (2) Enzyme activity at different NaCl concentrations (Values are means of three replicates).