A SZEKOLOGANIN ÉS BIOGÉN AMINOK KÖZÖTTI REAKCIÓ RÉGIÓ- ÉS SZTEREOSZELEKTIVITÁSÁNAK VIZSGÁLATA
Ph. D. értekezés
Beke Gyula Témavezető: dr. Szabó László egyetemi tanár
Semmelweis Egyetem Szerves Vegytani Intézet Igazgató: dr. Mátyus Péter egyetemi tanár Korábbi igazgató: dr. Szabó László egyetemi tanár
Budapest 2001
A szekologanin és biogén aminok közötti reakció régió- és sztereoszelektivitásának vizsgálata Beke Gyula Témavezető: dr. Szabó László egyetemi tanár Semmelweis Egyetem, Szerves Vegytani Intézet 2001 Előállítottuk közvetlen kapcsolási reakciókban szekologaninnak dopaminnal, hisztaminnal és oldalláncban N-benzil szubsztituált származékaikkal, valamint az Nb-benzil-2-oxotriptaminnal képezett vegyületeit. A reakciókörülmények megfelelő megválasztásával, jó hozammal, és esetenként jó sztereoszelektivitással nyertük az alkaloidglükozidokat. Ennek során elsőként állítottuk elő közvetlen gyűrűzárási reakcióban dopaminszármazékok természetes neo izomerjeit, és elsőként igazoltuk hisztamin és szekologanin analóg kapcsolási reakcióját. A kapcsolási reakciók termékeinek szerkezetét és legtöbb esetben teljes sztereokémiáját (konfigurációját és konformációját) NMR spektroszkópiai módszerekkel, valamint szükség esetén kémiai konfiguratív korrelációkkal igazoltuk. Az analízis során a lehetséges termékek kiválasztásánál a gráfanalízist alkalmaztuk. Értelmeztük a kapcsolási reakciók sztereo- és regioszelektivitását: 1.
A
kapcsolási
reakcióban
kialakuló
kiralitáscentrumon
(Mannich-centrumon)
R
konfigurációval rendelkező termékek nagyobb mennyiségben képződtek, mint az S konfigurációjúak. A kiindulási amin oldalláncának megfelelő nitrogénen a benzilcsoport fokozta a szelektivitást, különösen a hisztamin sorban. Nb-benzil-oxotriptamin esetében a kapcsolási reakció során a Mannich-centrum teljes sztereoszelektivitással, de az oxotriptamin reakciójában keletkező vegyületekével ellentétes, S konfigurációval alakult ki. 2. A dopamin- és hisztaminszármazékok kapcsolási reakcióiban izoláltuk a főtermék normál izomérek mellett a melléktermék neo izoméreket. A hisztamin sorban a neo izomért csak egy erős sav ammonium sójának távollétében lehetett a reakcióelegyből kinyerni. 3. A kapcsolási reakciót nem-benzilezett vegyületekben követő laktamizáció lényegesen gyorsabb a Mannich- centrum R konfigurációja, mint S konfigurációja esetén. Ennek oka a gyűrűzáródáshoz vezető fedő állások és a tetraéderes köztitermék kevésbé zsúfolt jellege az első esetben. 4. Igazoltuk, hogy bázikus jellegű dopaminszármazékok enyhe körülmények között epimerizálódnak, amelynek során a termékegyensúly a kevésbé zsúfolt R epimer javára tolódik el. Az epimerizálódás a C-1–N-2 kötés átmeneti felhasadásával jár. 5. Az S sorhoz tartozó tetraacetil-laktámszármazékok esetében a 1H NMR spektrumban megjelenő, az aromás gyűrű diamágneses anizotróp hatásának tulajdonított „anomális metil jelet” a glükozidos kötés legstabilisabb konformációjával hoztuk kapcsolatba. 6. Vizsgálataink alapján feltételezhető, hogy a sztriktozidin szintáz és a dezacetilipekozid szintáz enzim sztereoszelektivitása nagy térkitöltésük irányító hatásán alapul, amelyet a biogén amin oldallánc nitrogénjéhez kapcsolódva fejtenek ki vagy közvetlenül (a dopamin-származékokban), vagy közvetve, egy spiroindolenin származékon keresztül (a triptaminszármazékokban).
2
Examination of the Regio and Stereoselectivity of the Coupling Reaction of Secologanin with Biogenic Amines Gyula Beke under the supervision of Professor László F. Szabó Semmelweis University, Department of Organic Chemistry 2001 Coupling reaction products of secologanin with dopamine, histamine, their benzyl derivatives and Nb-benzyloxotryptamine were prepared. Carefully selected reaction conditions provided the products with good yield and sometimes with noteworthy stereoselectivity. The natural neo isomers of coupling products of dopamine (neoipecoside, neoalangiside), were first time synthesized in the direct coupling, and the analogous reaction of histamine with secologanin was proved likewise first time. The configuration of the new stereocenters, and in most cases, the conformations of the products were established by NMR spectroscopic methods as well as chemical correlation and systematic analysis of all the possibilities by graph analysis. The product composition of the coupling reactions was determined, and regio- and stereoselectivity was interpreted as follows: 1. The products bearing the newly formed center of chirality (Mannich center) with R configuration were formed in excess over the products with S configuration. In the case of the N-benzyl substitution on the side chain of the starting amine, this stereoselectivity was increased, especially in the histamine series. The coupling reaction of Nb-benzyloxotryptamine was highly stereoselective towards the S isomer, contrasting the reaction of oxotriptamine. 2. In the coupling reaction of dopamine, histamine and their benzyl derivatives, normal and neo products were obtained. Considering histamine, neo compound was obtained from the reaction mixture only in absence of the ammonium salt of a strong acid. 3. When unprotected amines were applied in the coupling reaction, it was followed by partial or complete lactamization. This subsequent reaction was definitely faster in the R than in the S series. The phenomenon was interpreted with the less crowded arrangement of the tetrahedral intermediate of lactamization and of the preceding rotational transition states in the first case. 4. The epimerization of N-benzyl protected normal products of dopamine with preference of the 1R configuration was observed, and the cleavage of the C-1–N-2 bond was presumed. 5. In the 1H NMR spectrum of tetraacetyl lactam derivatives having 1S configuration, the ‘anomalously’ upfield shift of a methyl signal was related to the stereoelectronically stabilized conformation of the glycosidic bond. 6. On the basis of our observations, the stereoselectivity of the strictosidine synthase and the deacetylipecoside synthase enzymes in the reaction was interpreted. by the directing effect of them as bulky ligands attached to the sidechain nitrogen either directly (in the dopamin derivatives) or indirectly, through a spiro intermediate (in the tryptamine derivatives).
3
Tartalomjegyzék Bevezetés, célkitűzés ........................................................................................................ 6 1. Irodalmi háttér .............................................................................................................. 8 1.1. Dopamin-, triptamin-, és hisztamineredetű alkaloidok......................................... 8 1.1.1. Szekologanin. ................................................................................................ 8 1.1.2. A dopamineredetű alkaloidok biogenezise ................................................. 12 1.1.3. Az oxindol-alkaloidok biogenezise és származtatása a megfelelő indolalkaloidból .................................................................................................... 13 1.1.4. Enzimkatalízis a kapcsolási reakcióban ...................................................... 16 1.2. Monoterpénoid izokinolinvázas alkaloidglükozidok szerkezetvizsgálata.......... 18 1.2.1. Az ipekozid és izomérjeinek szerkezetvizsgálata ....................................... 18 1.2.2. Az alangizid és rokon vegyületek szerkezetvizsgálata ............................... 20 1.3. A kapcsolási reakció irodalmi előzményei. ........................................................ 23 1.3.1. Dopaminnak és származékainak Pictet-Spengler-reakciója........................ 24 1.3.2. Triptaminnak és származékainak kapcsolási reakciója............................... 25 1.3.3. Oxotriptaminnak és származékainak Mannich-típusú reakciója ................ 30 1.3.4. Hisztaminnak és származékainak Mannich-típusú reakciója...................... 33 Következtetések .................................................................................................... 35 2. Eredmények és megbeszélés ...................................................................................... 36 2.1. Szintézis és kémiai konfiguratív korreláció........................................................ 36 2.1.1. A preparatív munka általános leírása .......................................................... 38 2.1.2. Kapcsolás dopaminnal és benzilszármazékával.......................................... 40 2.1.3. Kapcsolás hisztaminnal és benzilszármazékával ........................................ 45 2.1.4. Kapcsolás Nb-benzil-oxotriptaminnal ......................................................... 48 2.1.5. A kapcsolási reakciók termékmegoszlása................................................... 48 2.2.
Az
előállított
vegyületek
szerkezetvizsgálata
(konfiguráció-
és
konformációanalízis) ................................................................................................. 51 2.2.1. Bevezetés..................................................................................................... 51 2.2.2. Laktámszármazékok sztereokémiájának vizsgálata.................................... 56 2.2.2.1. Laktámok térszerkezetének vizsgálata a metilénhíd csatolási állandói alapján .............................................................................................................. 56 2.2.2.2. Laktámok térszerkezet-vizsgálata az „anomális metil jel” alapján. .... 58 2.2.3. Észterszármazékok térszerkezetének vizsgálata ......................................... 59
4
2.2.3.1. A dopamin és a hisztamin R sorbeli benzilszármazékainak szerkezetvizsgálata ........................................................................................... 59 2.2.3.2 A dopamin és hisztamin S sorbeli nem-benzil-származékainak szerkezetvizsgálata ........................................................................................... 62 2.2.3.3. D5a szerkezetvizsgálata a C-1 Mannich-centrum epimerizációjával.. 64 2.2.4. A spirooxindol-vegyületek benzilszármazékainak vizsgálata .................... 65 2.3. A laktamizáció sebessége ................................................................................... 68 2.4. A kapcsolási reakció sztereo- és regioszelektivitásának értelmezése................. 71 3. Kísérleti rész ............................................................................................................... 80 3.1. Dopamin.............................................................................................................. 81 3.2. Hisztamin ............................................................................................................ 97 3.3. Oxotriptamin..................................................................................................... 106 Függelék ....................................................................................................................... 109 Köszönetnyilvánítás ..................................................................................................... 115 Irodalomjegyzék ........................................................................................................... 116 Publikációs jegyzék ...................................................................................................... 127
5
Bevezetés, célkitűzés A természet egyszerre takarékosan és bőkezűen dolgozik. A molekuláris evolúció során kis számú épitőkőből nagy számú variánst hoz létre. Ennek egyik példája az alkaloidok egy különleges csoportjában látható, amelyben a terpenoid eredetű szekologaninból és két biogén amin (triptamin és dopamin) egyikéből felépülő kb. 3000 indol- és izokinolinvázas, valamint rokonszerkezetű alkaloid található. A bioszintézis kulcslépése a szekologanin és a biogén amin összekapcsolódása egy Mannich- (Pictet– Spengler-) típusú reakcióban, amelynek során sztereoszelektíven egy új kiralitáscentrum (a továbbiakban Mannich-centrum) épül ki. Ennek konfigurációja meghatározza a további átalakulások menetét és eredményét. Az értekezés tárgyát dopaminnal, hisztaminnal,
benzilszármazékukkal
és
Nb-benzyloxotriptaminnal
végrehajtott
kapcsolási reakciók képezik, de a régió- és sztereoszelektivitás értékelésébe be kellett vonni a triptaminnal végbemenő reakciókat is. A Semmelweis Egyetem Szerves Vegytani Intézetében, Szabó László irányításával több mint húsz éve folyik a szekologanin kémiájának tanulmányozása. E munkának egyik súlypontja a triptaminnal lejátszódó reakciók vizsgálata volt. A felvetődő kérdések megválaszolásánál azonban szükségesnek látszott a problémát szélesebb keretbe állítani, ezért a munka folytatásaként került sor a másik két biogén aminnal (dopamin és hisztamin) végbemenő átalakulások tanulmányozására. Bár az oxotriptamin nem biogén amin, és az oxindol-alkaloidok a triptaminszármazékokon keresztül képződnek, a vizsgálatokba történő bevonása hasznosnak látszott a kapcsolási reakciók tulajdonságainak értelmezéséhez. A terpenoid indol- és izokinolinvázas alkaloidok nagy csoportja számos, jellegzetes biológiai hatással rendelkező vegyületet tartalmaz, amelyek önmagukban vagy vezérvegyületekként fontos szerepet játszottak gyógyszerkincsünk gyarapodásában. A témaválasztás időszerűségét igazolja az a tény is, hogy a nevezett alkaloidok biogeneziséhez és kémiai szintéziséhez hasznos támpontokat adhatnak a szerzett ismeretek. Újabban a triptamin reakcióját sztereoszelektíven katalizáló sztriktozidin szintáz enzim mellett izolálták a dopamin kapcsolását katalizáló dezacetilipekozid szintáz enzimet is, és ezek mechanizmusának megismerése is kihívást jelent. Vizsgálataink
támaszkodtak
a
triptaminszármazékok
6
területén
korábban
elért
eredményekre, a későbbi fázisban pedig segítettek felderíteni a kapcsolási reakció kémiai hátterét, mint az egész munka alapvető kérdését. A munka konkrét céljaként a következő feladatokat akartuk megvalósítani: 1. A dopamin, a hisztamin és oldalláncban N-benzilszármazékaik, valamint az Nb-benzil-2,3-dihidro-2-oxotriptamin
és
szekologanin
kapcsolási
reakciójának
vizsgálata, különös tekintettel a régió- és sztereoszelektivitásra. 2. A termékek szerkezetének igazolása kémiai korrelációval és spektroszkópiai módszerekkel. 3. A reakciók régió- és sztereoszelektivitásának értelmezése. 4. A triptamin kapcsolási reakcióját katalizáló sztriktozidin szintáz enzim sztereoszelektivitásának lehetséges magyarázata.
7
1. Irodalmi háttér 1.1. Dopamin-, triptamin-, és hisztamineredetű alkaloidok 1.1.1. Szekologanin. A természetben megtalálható mintegy 3000 terpenoid indol- és izokinolinvázas alkaloid [1-10] bioszintézisének kezdő lépése a dopamin (2) illetve triptamin (4) és szekologanin (1) Pictet–Spengler-, illetve Mannich-típusú reakciója (1. ábra). Bár az analóg
oxindol-alkaloidok
(továbbiakban
nem
oxotriptamin),
közvetlenül hanem
2,3-dihidro-2-oxotriptaminból
triptaminszármazékok
(5)
átrendeződésével
képződnek a természetben [10-12], a hisztamin (3) szeokologaninnal (1) képezett származékait pedig eddig természetes forrásból nem lehetett izolálni, tanulmányozásuk szükségesnek és hasznosnak látszott. A 2. ábra bemutatja a szekologaninból (1) származó
alkaloidok
legfontosabb
típusait.
A
disszertációban
a
vegyületek
helyszámozása a biogenetikai számozási rendszer szerint történik [13]. HO NH2
HO
O
8
N N H
5
H3CO a NH2
9
7
2 H
10
H
O
HO
1
O 1
3
O
N
OH O
H
4
OH OH N
3
b NH2
H
O 5
b NH2
1. ábra. A szekologanin, a biogén aminok és az oxotriptamin. A szekologanin (1) monoterpén-eredetű szekoiridoid glükozid [14], és a mintegy 650 iridoid [5] legfontosabb képviselője. Bioszintézise a D-glükózból származó két C5 egység, az izopentenildifoszfát (IPP) és tautomere, a dimetilallildifoszfát (DMAPP) összekapcsolódásával indul [15], [16]. Geranildifoszfáton (GPP) keresztül loganin, majd szekologanin (1) képződik (3. ábra).
8
6
R1 10
9
6
12
8
10
3
4
1
N
3
7 2
b
13
5
5
8
11
4
7
16
N
15
9
19
11
19
13
a
7
16
14
18
7
19
15
a
N
20
16
22
izoeburnán (II a)
17
18
4
H
19
15
N
3
2
1
21
14
17
H
22
5
a
13
20 22
N
21
2
21
22
16
14
17 19
15
18
17
eburnán (III a)
vinkozán (I a)
20
N b N
2
18
15
N
2
17
16
H 22
H3CO
22
14
N
N
22
HO
21
6
20 19
16
18
H3CO
10
9
8
7
15
11
13 12
ibogán (II b)
1
19
2
16
N
17
H
17
18
22
H 19 20 16
b 7 21 2
21
N 4
N 22
3
14 17
16
5
15
20
plumerán (III b)
H
H
21
7
O
15
7 3 2
18
dehidroszekodin
izoplumerán (II b)
b
b
19
1
17
14
N
20
14
16
14
21
15
3
7
3
N
19
3
20
3 21
14
15
16
6
8
N
N
3
3
aszpidoszpermatan (I b)
7
2
20
9
11
N
N
14
O ipekozán
10
12
15
N
21 7 19 2 18
b
16
12
18
sztrichnán (I b)
18 17
H3CO
17
2
H
R2
20
H 22
HO
21
N
1
16 17
2
N rubán
N 3 20
14 15
19
18
izoibogán (III b)
2. ábra. Szekologanin (1) alegységet tartalmazó alkaloidok főbb típusai. A szekologaninból (1) származó szénatomokat a közöttük levő kötés megvastagításával jelöltük. A szekologanin (1) funkciós csoportokban rendkívül gazdag, az aglikonalegység minden szénatomja reakcióba vihető [17], [18]. Abszolút sztereokémiájának meghatározása céljából, a 4. ábra szerint, aszperulozidon keresztül, a röntgendiffrakciós analízissel igazolt abszolút konfigurációjú 4-bróm-3-metoxi-3,4-dihidro-penta-Oacetilloganinnal
hozták
kémiai
konfiguratív
kiralitáscentrum abszolút konfigurációja S.
9
korrelációba
[19-23].
A
C-5
HO CH3
5
PPOCH2
H
H
HH
CHO
CH3 PPOCH2
H COOH
HH
H
IPP
OH
HO
H
H3CO
CH3
H
CH2OPP
H
H
OH
H
OH
O
O
CH3
CH2OH
CH3
CH3
O HO H
PPOCH2
H OH
H
H3C
CH3 GPP
Oglc
loganin
CH3 H
5 CH2OP
szekologanin
DMAPP
3. ábra. A szekologanin (1) bioszintézise. 1
loganin
O O 3 lépés 6
O
O
H
H3C O
H
OglcAc4 (Ac)2O piridin
O 7
H
9
H
5 9
H
O 1
H
OglcAc4
7 lépés AcO
O
O H
H3C
O
3
H3C
OglcAc4
O
H AcO
H3C
11lépés
5
7
1
Oglc
OglcAc4 Br2 MeOH
H O
4
CO2CH3
AcO
aszperulozid 6 lépés
8 lépés
O
5 8
(Ac)2O piridin
H
8
9
H
CO2CH3 Br OCH3 4 3
O 1
OglcAc4
[röntgendiffrakciós analízis]
szverozid
4. ábra. a szekologanin (1) sztereokémiai vizsgálata Az 5. ábra néhány jellegzetes, szekologaninból származó alkaloidot mutat be. A dopamineredetű (2) emetin és tubulozin, valamint a triptamineredetű vinkamin szintézisét magyar kutatók, Szántay és munkatársai is megoldották [24-26]. Ez utóbbi félszintézisét taberzoninból kiindulva Zsadon valósította meg [27], szerkezetigazolásában pedig részt vett Clauder Ottó, a Szerves Vegytani Intézet alapítója is [28].
10
Ugyancsak triptamineredetű a daganatellenes terápiában alkalmazott vinkrisztin és vinblasztin, a geizoszkizin, a sztrichnin, az oxindol-alkaloid izorinkofillin, és a kinin. Ugyanezen az ábrán látható egy különleges szerkezetű oxindol-alkaloid, a (±)-elakomin is, melynek felépítésében nem a monoterpén-eredetű szekologanin, hanem a hemiterpén-eredetű izopentilcsoport vesz részt [29][30]. H3CO
H3CO N
H3CO
H
H3CO
H H H
emetin
H
OCH3
HN
N
H H
CH2
H
N
CH2
tubulozin H
H3CO2C HO
H
vinkamin
N
HN
OCH3
OH
OH N
H H
N
N H H3CO2C
H N
H3CO
N
H O
H
OCOCH3
H R HO CO2CH3
H
N
N H
H
HO H
O
H
O
sztrichnin O
H
N
H
OH geizoszkizin
N
H
H3CO2C
R = CH3 vinblasztin R = CHO vinkrisztin
H
N
H N
H H
H
N
NH
H3CO
H H3CO2C
N OCH3
izorinkofillin
kinin
elakomin
5. ábra. Dopamin és triptamin eredetű alkaloidok. Nagyszámú és változatos szerkezetű, imidazolvázat tartalmazó alkaloid található a növény- és állatvilágban [31, 32], de a hisztaminból és egyszerű oxovegyületből Mannich-típusú reakcióval leszármaztatható alkaloidok száma kicsi. Ezek közül a 6.
11
ábra példaként a kétéltű Leptodactylus pentadactylus bőréből izolált szpinaceamint [33], az Acanthia vulgaris cápafaj májából izolált szpinacint [32], a Glochidion philippicum (Euphorbiaceae) leveléből izolálható szerkezeti izomer glochidicint és glochidint [34], valamint a kétszikű növények egyes részeiben baktériumfertőzés következtében keletkező kukumopint [35] mutatja. A hisztamin (3) és a szekologanin (1) reakciójában keletkező alkaloidok egyáltalán nem ismertek. N N
COOH
N NH
NH
N
H
NH
N H
H
szpinaceamin
COOH
N
HO2C
szpinacin
COOH
kukumopin
N NORMÁL
N
N
NEO N
N
N
O
O
H glochidicin
glochidin
6. ábra. Hisztamineredetű alkaloidok. 1.1.2. A dopamineredetű alkaloidok biogenezise Egyes
növényekben
a
szekologanin
(1)
dopaminnal
(2)
reagálva
dezacetilipekoziddá (1R, H-1b) (12), dezacetilizoipekoziddá (izo megjelölés a C-1 kiralitáscentrum 1S konfigurációjára utal) (13) és dezacetilneoipekoziddá (neo megjelölés a fenolos hidroxicsoportok elhelyezkedésére utal) (11) alakul (7. ábra) [3639]. A Cephaelis ipecacuanha (Brot.) A. Rich.-ban (Rubiaceae) a dezacetilizoipekozid (13) protoemetinen (18) keresztül tovább alakul monoterpén ipekakuána alkaloidokká (emetin, tubulozin, 5. ábra), melyekben a C-1 kiralitáscentrum S (H-1a) konfigurációjú. Az 1R (H-1b) konfigurációjú dezacetilipekozid (12) és dezacetilneoipekozid (11) pedig N-acetileződéssel ipekoziddá (10) [40], illetve neoipekoziddá (6) alakul. Az Alangium lamarckii Thw.-ban (Alangiaceae) a dezacetilipekozid (12), dezacetilizoipekozid (13) és dezacetilneoipekozid (11) O-metileződéssel és laktamizációval alangizidet (8), izoalangizidet (16), illetve neoalangizidet (7) eredményez.
12
RO 7 NAc CO2CH3
1
HO 8
9
HO
H
H
1
H3CO
H
HO
N
O
H
HO 8
6
4
HO 7
3
N
1
H
9
O
11
O
17
O H
Oglc
6 neoipekozid
16
Oglc
7 neoalangizid
H
15
3
NAc CO2CH3
1
H
9
H 11
14
12
H
HO 8
H
4
6
14 12
O 16
18
Oglc
17
O 18
H
Oglc
15
10 ipekozid
8 R = CH3 alangizid 9 R = H demetilalangizid HO 7
HO
8
1 9
HO
H
NH H
CO2CH3
HO 8
1
H
12
11
NH H
CO2CH3
O
NEO
H
O H
Oglc
NORMÁL
Oglc
HO 7
4
1
1
HO 8
2
H
NH H
CO2CH3
13 O H H3CO
3
N H
H
NH H
CO2CH3
HO
HO 1
H
N
O
O H
H
Oglc
14 3S sztriktozidin 15 3R vinkozid 3S
O
H
Oglc
HO
1
Oglc
N
H
H H CHO
18 protoemetin
16 R = CH3 izoalangizid 17 R = H demetilizoalangizid
alkaloidok
alkaloidok
7. ábra. Az izokinolin- és indolvázas monoterpén alkaloidok és nitrogéntartalmú glükozidok biogenezisének vázlata. A Cephaelis ipecacuanha-ban tehát mind az 1R (H-1b), mind az 1S (H-1a) prekurzor képződik. Az indolalkaloidokat tartalmazó növényekben (pl.: Catharantus roseus G Don, Apocynaceae) azonban csak a 3S (H-1a) epimer sztriktozidin (14) keletkezik, ami prekurzora a 3R (H-1b) konfigurációjú alkaloidoknak is [41, 42]. 1.1.3. Az oxindol-alkaloidok biogenezise és származtatása a megfelelő indolalkaloidból
13
Az oxindol-alkaloidok a megfelelő indolalkaloidokból keletkeznek [1]. A nemátrendezett szekologaninvázzal rendelkező oxindol-alkaloid rinkofillin (22) képződésére a következő bioszintetikus utat valószínűsítik: az indolalkaloid dihidrokorinantein (19) oxidálódik az indolgyűrű b-helyzetének megfelelő szénatomon, majd b-hidroxiindolenin-származékokon (20, 21) keresztül az oxindol-alkaloid rinkofillinné (22) rendeződik át (8. ábra). OH H N1
N
[O]
OH N
N
H
N
N
H
O H N
OH
H
N H
H
H
H3CO2C
H3CO2C OCH3
19
H
H3CO2C OCH3
20
H3CO2C OCH3
21
22
OCH3
8. ábra. A rinkofillin kialakulása dihidrokorinanteinből. Mitragyna parvifolia-ba (Rubiaceae) izotóppal jelzett ajmalicint (23) és 3izoajmalicint (24) táplálva, ezen indolalkaloidoknak megfelelő oxindol-alkaloidokat, mitrafillint (25) és izomitrafillint (27) (9. ábra) lehetett izolálni [43]. Az indolalkaloidok oxidatív reakcióban átalakíthatók oxindol-alkaloidokká [44]. Ajmalicint (23) t-butilhipoklorittal oxidálva 7-klórindolenin-származék (28) keletkezik, amely metanolízissel egy imidoészter-származékot eredményez (30). Utóbbi savas hidrolízissel mitrafillint (25) szolgáltat (9. ábra) [45]. A C-7 spirocentrumon izomer mitrafillin (25) és izomitrafillin (27) képesek egymásba átalakulni, a keletkező izomerelegy összetétele a pH-tól függ [45-48]. A javasolt mechanizmus szerint az átalakulás egy retro-Mannich-reakcióban keletkező, felnyílt gyűrűs ikerionos szerkezeten (26) keresztül történik (9. ábra). Sav jelenlétében a mitrafillin (25) a domináns izomer, amit a szin helyzetű protonált N-4 és laktámkarbonil-oxigén között létrejövő intramolekuláris hidrogénhíd stabilizáló hatása magyaráz.
14
O H
i: piridin, D: (1:4)
N
N H
ii: CH3COOH, H2O, D: (4:1)
H
H
CH3
H
O H
O
H3CO2C
N
N
O
H3CO2C
26
CH3
O H N
N
3
H
H
H
H
N4 H
CH3
20
H
CH3
N H
N H
O
19
H
O
H3CO2C
23 ajmalicin (3S)
H
ii
3
O
H3CO2C
i
H
N
O
H3CO2C
25 mitrafillin
CH3
27 izomitrafillin
24 izoajmalicin (3R) tBuOCl Et3N
3S
H
Cl N
N H
CH3COOH H2O, D, 4h
3
H H3CO2C
MeOH 2 NaOH D, 2h H
H3CO Cl
CH3
N
OCH3
N H H
H
E
CH3 N
H
N H
E = CO2CH3
O
28
O
29
H 30 H3CO2C
CH3
O
9. ábra. Mitrafillin előállítása és izomerizációja. D = melegítés forrásponton. N-4 protonálódása azonban gátolja az intermedier imóniumion képződését, ezzel lelassítva az izomerizáció folyamatát. Bázis jelenlétében a domináns izomer az izomitrafillin (27), amit az O-2 és az N-4 heteroatomok nemkötő pályáinak kölcsönös taszító hatásával értelmeztek. A
heterojohimbán-típusú
spirooxindol-alkaloidok
(pl.:
mitrafillin
(25),
izorinkofillin (5. ábra)) szerkezete a vegyületekben található sztereogén elemek (C-3, C7, C-19, C-20 kiralitáscentrumok) következtében rendkívül változatos. Aimi és
15
munkatársai eredményesen alkalmazták ezen vegyületek szerkezetvizsgálatában az NMR spektroszkópiát [49]. 1.1.4. Enzimkatalízis a kapcsolási reakcióban A triptamin (4) és a szekologanin (1) közötti kapcsolási reakciót a sztriktozidin szintáz enzim katalizálja [50, 51]. Összehasonlítva triptamin (4) és szekologanin (1) kapcsolási reakcióját enzim nélkül [52] és enzim jelenlétében [53] (1. táblázat), az utóbbi esetben látható a reakció nagy sebessége és teljes sztereoszelektivitása. 1. táblázat. Sztriktozidin (14) képződésének összehasonlító vizsgálata. reakciókörülmények
sztriktozidin szintáz nélkül jelenlétében 2x10-2 6x10-3 100 37 ~30 <1 36 98 <5 >99
szubsztrát koncentráció, mol/l hőmérséklet, ºC t1/2, min sztriktozidin (14) hozam, % sztereoszelektivitás A
szekologanin
(1)
és
a
dopamin
(2)
közötti
kapcsolási
reakciót
dezacetilipekozid szintáz enzim katalizálja a megfelelő növényekben. De-Eknamkul és munkatársai [54] Alangium lamarckii Thw. leveléből sejtmentes fehérjepreparátumot készítettek és vizes közegben pH = 7,5-nél dopamin (2) és szekologanin (1) jelenlétében 30 percig inkubálták a keveréket. Az enzimkatalizált reakció termékeként dezacetilipekozidon (12) és dezacetilizoipekozidon (13) keresztül laktamizációval demetilalangizidet (9) és epimer demetilizoalangizidet (17) (7. ábra) tudtak kimutatni. Neo izomerek képződéséről nem számoltak be. Feltételezték, hogy két enzim, a dezacetilipekozid szintáz és a dezacetilizoipekozid szintáz katalizálja az egyes epimérek keletkezését. A nyers enzimkészítmény oszlopkromatográfiás tisztítása után a kapott enzimpreparátummal végrehajtott kapcsolási reakcióban azonban csak a demetilalangizid (9) képződését tudták kimutatni. Ebből a tényből azt a következtetést vonták le, hogy a dezacetilipekozid szintáz enzim stabilisabb, míg a dezacetilizoipekozid szintáz
enzim
a
tisztítási
folyamat
során
elvesztette
enzimaktivitását.
A
dezacetilipekozid szintáz nem katalizálta a triptamin (4) és a tiramin (4-hidroxi-
16
feniletilamin) [55], a sztriktozidin szintáz pedig dopamin és tiramin kapcsolási reakcióját szekologaninnal [56].
17
1.2. Monoterpénoid izokinolinvázas alkaloidglükozidok szerkezetvizsgálata 1.2.1. Az ipekozid és izomérjeinek szerkezetvizsgálata Az ipekozidot (10) P. Bellet izolálta 1952-ben Cephaelis ipecacuanha A. Rich. gyökeréből (7. ábra) [57]. A molekula konstitúcióját Battersby és munkatársai határozták meg [58]. A vegyületnek – a b-D-glükopiranozil alegységét leszámítva – négy kiralitáscentruma van, melyek közül három a szekologaninból származik (C-11, -16, -17), és konfigurációjuk nem változhat, a negyedik azonban a kapcsolási reakcióban
kialakuló
új
centrum
(C-1
atom,
Mannich-centrum),
amelynek
konfigurációját meg kellett határozni. Éppen ezen a ponton azonban sajnálatos hiba történt, és a helyzet tovább súlyosbodott azáltal, hogy az ipekozid térszerkezetével kapcsolatos információk alapján asszignálták a sztriktozidinben (14) és vinkozidban (15) is a Mannich-centrum (C-3) konfigurációját, a hibát tehát átvitték a triptamin sorba is [59]. A
C-1
kiralitáscentrum
konfigurációjának
meghatározása
céljából
az
ipekozidból (10) 15,16-dihidro-O,O-dimetilipekozidon (31) keresztül dihidroprotoemetint (33) állítottak elő [58], mely azonos volt a növényből izolált (–)-protoemetinből (32) [60] redukcióval nyert mintával [61] (10. ábra). A (–)-protoemetin (32) C-1 kiralitáscentrumának 1S konfigurációját az emetin (5. ábra) analóg kiralitáscentrumának 1S konfigurációjából származtatták [62, 63]. A vizsgálatokból tehát azt a következtetést vonták le, hogy az ipekozid (10) C-1 kiralitáscentrumának konfigurációja is 1S (a 10. ábra a 31 vegyületet a helyes 1R (H-1b) konfigurációval ábrázolja). A sztriktozidin (14) további kémiai korrelációs vizsgálata során [64] azonban kérdésessé vált az ipekozid (10) vizsgálatából kapott eredmény helyessége is. Végül Kennard és munkatársai az O,O-dimetilipekozidot röntgendiffrakciós vizsgálatával [65, 66] megállapították, hogy a Mannich-centrum abszolút konfigurációja 1R. Az ipekozid (10) szerkezetvizsgálata során elkövetett kémiai korrelációs hiba forrása feltehetően az inverziót eredményező lebontási lépés, melyben az 31 vegyületet erős savval hidrolizálták. A konfiguráció inverziójának valószínű mechanizmusát a 10. ábra (35a–35e) mutatja.
18
MeO
MeO 1
MeO
NAc
15 16
H 12
17
H
H3CO
13
CH2N2
1S
H
32
O
12
H
16
CHO
N
18
H NaBH4 vagy H2, Pt
H
33 H
12
17
16
CH2OH
14
14
red.
H ,D
N
18
OH H
17
H 13
16
15
1
16
H 34
12
H
CHO
1
N
1
35e
H 13
H 35c
CHO
17
15
16
CHO 14
H 18
OH H
12
CHO
N
18
H
14
N
35b H
17
H
18 13
CHO
18
15
NH
14
H
17
1
MeO
emetin
12
1
18
H
1S
14
H 35a
N
H
18
31
1
1
MeO
Oglc
O
10
MeO
H
1
H
N
18
H
35d H
H CHO
CHO
10. ábra. O,O-dimetildihidroipekozid (31) átalakítása dihidroprotoemetinné (33), a C-1 konfiguráció inverziójának valószínű mechanizmusával. A neoipekozidot (6) (7. ábra) Nagakura és munkatársai izolálták 1989-ben a Cephaelis ipecacuanha gyökeréből [67]. A saját és hexaacetilezett származékának (36, 11. ábra) spektroszkópiai jellemzői alapján megállapították, hogy az ipekoziddal (10) közös vázzal rendelkezik. Eltérés észlelhető azonban az 1H NMR spektrum aromás régiójában a fenolos hidroxicsoportok különböző helyzete miatt: a neoipekozidban (6) orto-csatolt két dublett jelenik meg (6,45 és 6,61 ppm, 3J = 8,0 Hz) az ipekozidra (10) jellemző két szingulett (6,44 és 6,50 ppm) helyett. Figyelembe véve, hogy a dopamin (2) és szekologanin (1) közötti kapcsolási reakció eredményeként a fenolos hidroxicsoportok C-7,8 vagy C-8,9 helyzetbe kerülhetnek, a neoipekozid (6) esetében a csoportok C-8-hez és C-9-hez kapcsolódnak. Ezt a tényt a C-4 és C-5 illetve C-5 és C-6 atomokhoz kapcsolódó hidrogének közötti NOE kölcsönhatások is alátámasztották. Ezután a neoipekozidot (6) O-acetilezést követő N-dezacetilezéssel és laktamizációval
19
átalakították a hexaacetil-laktámszármazékká (37), melyben meghatározták a C-1 kiralitáscentrum konfigurációját (11. ábra).
AcO
8
NAc
1
9
AcO
H
H3CO
H H
12
O
OglcAc4
1. Et3OBF4 CH2Cl2 D, 90'
1
AcO AcO
H
O
H O
2. NaHCO3
H
O 36
N
OglcAc4
37
11. ábra. A hexaacetil-neoipekozid laktamizációja. A kapott hexaacetil-neolaktám (37) 1H NMR spektrumában 1,57 ppm körül nem jelent meg az S konfigurációjú tetraacetil-laktámokra (tetraacetil-metilizoalangizid (42, 12. ábra), tetraacetilsztriktozamid (68, R = Ac4, X = vinil; 19. ábra, 29. lap) jellemző „anomális metil jel” (részletes elemzés a 58. lapon). NOE kísérletek szerint H-1 besugárzása esetén 10% NOE növekményt figyeltek meg a H-12 atom jelén, tehát a két hidrogén a molekula azonos oldalán helyezkedik el, a szokásos ábrázolás esetén β helyzetben. Analóg kísérletben a tetraacetil-metilizoalangizid (42) esetében nem észleltek kölcsönhatást. További bizonyítékot jelentett, hogy a H-1 csatolási mintája a tetraacetil-metilalangiziddel (40) megegyezően széles dublett, szemben a tetraacetilmetilizoalangizid (42) esetében megfigyelt triplettel. 37 CD görbéje szintén a tetraacetil-metilalangizid (40) görbéjéhez volt hasonló, és eltért az 1S izomer (42) görbéjétől. Ezek alapján a neoipekozid (6) C-1 kiralitáscentrumát R konfigurációjúnak asszignálták. 1.2.2. Az alangizid és rokon vegyületek szerkezetvizsgálata A laktámszerkezetű alangizidet (8) Battersby és munkatársai 1971-ben izolálták Alangium lamarckii Thw. növényből, meghatározták konstitúcióját és sztereokémiáját az izolált vegyületnek és származékainak spektroszkópiai vizsgálatával, kémiai konfiguratív korrelációval, és biogenetikai megfontolások segítségével [68, 69] (12. ábra).
20
R1O 2
RO
7
1
8
H
N
O
H O H
8 alangizid: H-1b, R1= CH3, R2=R3= H; 38 pentaacetilalangizid: H-1b, R1= CH3, R2=R3= Ac; 39 metilalangizid: H-1b, R1=R2= CH3, R3= H; 40 tetraacetil-metilalangizid: H-1b, R1=R2= CH3, R3= Ac; 41 metilizoalangizid: H-1a, R1=R2= CH3, R3= H; 42 tetraacetil-metilizoalangizid: H-1a, R1=R2= CH3, R3= Ac;
OglcR 34
12. ábra. Az alangizid és származékai A metilizoalangizidet (41) Tanahashi és munkatársai 1994-ben izolálták ugyancsak Alangium lamarckii-ből [70, 71]. Spektroszkópiai adatai alapján nagy szerkezeti hasonlóságot mutatott a metilalangiziddel (39). A két vegyület 1H NMR adatait összehasonlítva azonban jellegzetes különbség mutatkozott a H-1 és a két H-11 protonok közötti csatolási állandókban, míg a 3J12,17 illetve 3J17,18 csatolási állandók mindkét vegyületben közel azonosak voltak. A vizsgált metilizoalangizid (41) és metilalangizid (39) H-1, H-11 és H-12 hidrogénjeinek csatolási mintáiban mutatkozó különbségek alapján azt a következtetést vonták le, hogy 41-ben C-1 kiralitáscentrum konfigurációja 1S. Ezt NOESY kísérletekkel is alátámasztották: az 1R alangiziddel (8) ellentétben, itt H-1 és H-12 között nincs, viszont H-9 és H-11b valamint H-12 között van NOE kölcsönhatás. További bizonyítékot nyertek 41 tetraacetilezett származékának (42) 1H NMR spektrumából, ahol 1,57 ppm-nél megfigyelhető az „anomális metil jel”, amely az 1S konfigurációjú acetilezett laktámokra jellemző. Végső megerősítésként a szekologanin (1) és dopamin (2) közötti kapcsolási reakcióban előállították a metilizoalangizidet (41). A reakcióelegyből epimer párja (39) mellől rétegkromatográfiával tisztán izolált metilizoalangizid (41) és tetraacetilezett származéka (42) azonos volt a növényből izolált metilizoalangiziddel (41) ill. ennek tetraacetilezett származékával (42). 1995-ben Tanahashi és munkatársai az Alangium lamarckii-ből egy újabb vegyületet, a demetilneoalangizidet (43) izolálták [71] (13. ábra). Sspektroszkópiai jellemzői alapján megállapították, hogy szerkezetileg analóg a demetilalangiziddel (9, 7. ábra), viszont jellegzetes különbség mutatkozik a két vegyület 1H NMR spektrumának aromás tartományában a hidroxicsoportok eltérő elhelyezkedése miatt.
21
R
R1O
8
9
R2O
1
H
N
O
H3CO
H
1
8
9
HO
H
N
O
H
O H
O H
OglcR 34
K2CO3, MeOH
7 neoalangizid: R1= CH3, R2=R3= H; 43 demetilneoalangizid: R1=R2=R3= H; 44 hexaacetil-demetilneoalangizid: R1=R2=R3= Ac;
OglcAc4
45 R= H; 46 R= Br; 1a
i: Pd(OAc)2 (kat), HCOOH, Et3N, DPPF, DMF, 50 °C Br
i
AcOH MeOH D
CHO
NH2
H3CO
H3CO OTr
OH 47
48
13. ábra. A neoalangizid és szintézise. Bn = benzil, Tr = tritil, DPPF = [1,1biszdifenilfoszfino-ferrocén]. Ezek helyzetét a neoalangizidhez hasonlóan az aromás jelek alapján lehetett igazolni. 43 acetilezése 44 hexaacetil-származékot eredményezett, melynek 1H NMR spektrumából hiányzott az 1S acetilezett laktámokra jellemző „anomális metil jel”, tehát a C-1 kiralitáscentrum
konfigurációja
1R.
Ezen
eredmények
alapján,
biogenetikai
megfontolásokat is figyelembe véve a demetilneoalangizid a 43 szerkezeti képlettel jellemezhető, vagyis a fenolos hidroxicsoportok C-8 és C-9 atomokhoz kapcsolódnak, a neoipekoziddal (6) megegyezően. A szerkezet kémiai úton történő megerősítése érdekében korrelációs módszert alkalmaztak, mely szerint 43 hexaacetil-származéka azonos volt a természetes neoipekozidból (6) [39] előállított hexaacetil-neoipekozidlaktámmal (hexaacetil-O-demetil-neoalangizid) (37, 11. ábra). A demetilneoalangizid mellett izolált neoalangizid (7) szerkezetét Aimi és munkatársai igazolták szintézissel [72] (13. ábra). Az izovanillinből (47) több lépésben előállított 48 aminban az aminoetil-oldallánchoz viszonyított egyik orto-helyzetet a normál izomer képződésének kizárása céljából brómozással blokkolták. 48-at tetraacetilszekologaninnal (1a) reagáltatva a neoizomert kapták (46), melyet reduktív dehalogénezésnek (45), majd hidrolízisnek vetettek alá és neoalangizidhez (7) jutottak. 22
1.3. A kapcsolási reakció irodalmi előzményei. A szekologanin (1) és biogén aminok kapcsolása Mannich-típusú reakcióban történik. Ismeretes, hogy a klasszikus Mannich-reakció [73] három komponens között megy végbe. Az egyik egy szén- vagy heteroatomhoz kapcsolódó, lazított hidrogénatommal rendelkező vegyület (a-szénatomon hidrogént tartalmazó alifás vagy aralifás oxovegyület, alifás észter- vagy nitroszármazék, bizonyos aromás és heteroaromás vegyületek, pl. fenol, pirrol, a-pikolin, kinaldin, valamint acetilének), a második komponens egy oxovegyület (az esetek nagy részében formaldehid), a harmadik pedig aminoszármazék (a legtöbb esetben szekunder vagy ritkábban primer amin). A képződött vegyületet Mannich-bázisnak hívják. Az általunk tanulmányozott reakciókban az első és harmadik komponensnek megfelelő funkciós csoportok együtt vannak jelen az egyik eduktumban, amely szekologaninnal vagy származékával, mint oxokomponenssel,
hattagú
heterociklussá
záródik.
A
folyamatban
egy
új
kiralitáscentrum (Mannich-centrum) alakul ki. E speciális Mannich-típusú reakciót sokoldalúan felhasználták a terpenoid indolvázas és rokon alkaloidok szintézisének megtervezésében és megvalósításában [74]. A fenti reakció egy speciális, névvel jelölt típusa a Pictet–Spengler-reakció [7577], amelyet Pictet és Spengler alkalmazott először 1911-ben tetrahidroizokinolinszármazékok
előállítására
feniletilamin-származékok és aldehidek savkatalizált
reakciójában [78], és a Bischler-Napieralski reakció mellett a vegyületcsoport szintézisének egyik kulcsreakciója lett. A feniletilamin-származékok és aldehidek 1,2,3,4-tetrahidroizokinolin-származékokhoz vezető gyűrűzárási reakciója rendkívűl érzékeny az amin aromás gyűrűjének szubsztituáltságára. A reakció minimális feltétele egy elektronküldő hidroxi-, metoxi- [75] vagy metiltiocsoport [79] jelenléte az aromás gyűrűn, a gyűrűzárás helyéhez para helyzetben. Ennek hiányában csak különleges reakciókörülmények között lehet termékhez jutni. Például feniletilaminból képződött iminek szupersav által katalizált reakciójában jó hozammal keletkeznek C-1 szubsztituált 1,2,3,4-tetrahidroizokinolin-származékok [80].
23
1.3.1. Dopaminnak és származékainak Pictet-Spengler-reakciója Prota és munkatársai [81] biomimetikus körülmények között (pH = 4, 37 °C) dopamint reagáltattak D-glicerinaldehiddel 14. ábra. CHO CHOH 2
CH2OH
HO
HO
HO HO
1
H H HOH2C
NH OH
HOH2C H
H
N
OH 50
49
14. ábra. Dopamin (2) reakciója D-glicerinaldehiddel. Termékként 49 vegyület 1R és 1S epimerjét kapták 2:1 arányban. A 1H-NMR módszerrel követett reakció mindkét reaktánsra elsőrendűnek bizonyult, és erős pH függést mutatott: pH = 5-nél nem volt reakció, a pH emelkedésével nőtt a reakció sebessége. A 1H NMR spektrumban 8,43 és 8,47 ppm-nél észlelhető volt az intermedier Schiff-bázis izomerek jelenléte a reakció folyamán kb. 1 %-nyi mennyiségben. A sztereoszelektivitást a glicerinaldehid egység aszimmetriacentruma irányítja, az ábrán látható konformációt (50) téve kedvezményezettebbé, az aszimmetrikus indukcióra vonatkozó Felkin-Ahn modell szerint [82]. Ebben az elrendezésben maximális az imin p-rendszer kölcsönhatása a s*C-O pályával. A minimális sztérikus gátlás érdekében a belépő nukleofil az hidroxicsoporttal ellentétes oldalról támad, ami sztereoszelektivitást eredményez. Az első fejezetben láttuk, hogy a monoterpénoid izokinolinvázas alkaloidokat termelő növényekben a dopamin (2) szekologaninnal (1) kapcsolódva egy új kiralitáscentrum kiépülésével dezacetilipekozidot (12) és dezacetilizoipekozidot (13) eredményez, melyek alkaloidglükozidok és az emetin típusú alkaloidok prekurzorai (7. ábra). A kapcsolási reakciót először Battersby munkacsoportja [83, 84], majd később Zenk munkacsoportja [85] vizsgálta kémiai, enzimmentes körülmények között. A kapcsolási reakció termékeit (12 és 13) acetilezett származékként izolálták, főtermékként (64%) hexa-O-acetilipekozidot (51), melléktermékként (18%) C-1 epimerjét, hexa-O-acetil-izoipekozidot (52) nyertek (15. ábra). A közleményekben neo vegyületek képződéséről nem történik említés.
24
AcO
2
1
12 1R 13 1S
pH = 5 37 C 4 nap
Ac2O
1
AcO
NAc
H H3CO
H H
OglcAc4
51 1R 52 1S
O
O
15. ábra. A dopamin (2) és a szekologanin (1) biomimetikus kapcsolási reakciója. Közvetlenül a kapcsolási reakció után ellenáramú megoszlásos elválasztási módszert alkalmazva dezacetilipekozidot (12) és dezacetilizoipekozidot (13) izoláltak. Sajnálatos módon, a két vegyület konfigurációját a valósággal ellentétesnek adták meg, amit később módosítani kellett. 1.3.2. Triptaminnak és származékainak kapcsolási reakciója A b-indoliletilaminek és karbonilvegyületek kapcsolási reakciója 1,2,3,4tetrahidro-b-karbolin-származékokat (58) eredményez (16. ábra). 5 7
NHR1
N H
N
1
NR1
+H
O
H
H 2 55 R
H
54
53
NR1
N
R2
a) - H2O
-H
R2 5
b)
3
HO N H
56
2
R2
NR1
- H2O N
NR1
2
H
57
R2
3
N H
NR1
1
58
R2
16. ábra. b-indoliletilaminek Mannich-tipusú reakciója karbonil vegyületekkel. Az amin (53) és az aldehid reakciójában keletkező termék (56) továbbalakulására két mechanizmus jöhet szóba. Az első szerint a folyamat az indolgyűrű b-szénatomján indul, és egy spiroindolenin köztiterméken (54) keresztül játszódik le. Ez utóbbi, proton 25
katalítikus hatására 1,2-átrendeződéssel a megfelelő b-karbolin szerkezetben (58) stabilizálódik [88, 89]. A hipotézist kísérleti eredmények is alátámasztották. Biswas és Jackson 3-(2-karboxi-benzil)-indol (59) diborános redukciójában a várt alkohol (61) helyett – valószínüleg 60 és 62 intermediereken keresztül – a 63 spiroindolint kapták. 62 intermedier 1,2 helyzetű kettős kötése redukálódott, mielőtt az átrendeződés végbemehetett volna. E hipotézisnek megfelelően 3-szubsztituált indolszármazékok elektrofil szubsztitúciós reakciójában tehát a C-2 helyzetű szubsztitúció indirekt módon, C-3 szubsztitución keresztül megy végbe. [90].
N H
3
HO 2 2C 59
+ B2H 6
N H
N
C
H
60 OBH 2
HOH2C 61
3
N H
N
OBH2
H
62
OH 63
17. ábra. 3-(2-karboxi-benzil)-indol redukciója. Hasonlóképen, amikor Shannon és munkatársai 2-deuteroindolil-butanol tozilátját (64) t-butanolban kálium t-butanoláttal kezelték (18. ábra), a gyűrűzárás a C-3 helyzetben következett be, annak ellenére, hogy a C-2 helyzet szubsztituálatlan volt. A kapott spiroindolenin-származék (65) 88%-ban volt a C-2 helyzetben deuterálva A termék sav hatására ugyancsak 1,2-átrendeződéssel 1,2,3,4-tetrahidrokarbazollá (66) alakult [91].
26
KOtBu, HOtBu
3
N H
3
20 C, 1h
2*
N
HCl, EtOH 30 C
2*
N
2
H
OTs 64
65
66
18. ábra. 65 spiroindolenin előállítása és átrendeződése. A másik javasolt mechanizmus szerint a ciklizáció közvetlenül az indolgyűrű C2 atomján (57) játszódik le [92]. Kowalsky és munkatársai szemiempírikus (MNDO) számításai szerint a spiroindolenin köztiterméken (54) keresztül vezető folyamat termodinamikai szempontból kedvezőbb, ám az 1,2-alkilvándorlást magábafoglaló átrendeződés nagy aktíválási energiája miatt a direkt C-2 reakció tűnik a kulcslépésnek. Az experimentális példák egyenlőre a spirovegyületen keresztül végbemenő folyamat mellett szólnak. A triptamin egység C-5 atomjához kapcsolódó elektronküldő szubsztituensek a triptamin reaktivitását fokozzák [93]. Több munkacsoport is részletesen vizsgálta az L- és D-triptofán-metilészter és aldehidek reakcióját. A metoxikarbonil-csoporthoz kapcsolódó kiralitáscentrum irányító hatására jellemző, hogy az 1,3-transz-izomer mindig szelektíven képződik az 1,3-cisz izomerrel szemben [86, 94-97]. Szekologanin (1) reaktivitásának vizsgálatakor az egyik első reakció a triptaminnal (4) végbemenő kapcsolási reakció volt. Battersby és munkatársai úttörő munkáját [59][84] Brown és munkacsoportja egészítette ki [98, 99]. A szekologanin (1) és triptamin (4) között lejátszódó kapcsolási reakció sztriktozidint (14) és vinkozidot (15) eredményezett [59], a vinkozidot (15) azonban csak 1274 lépéses ellenáramú megosztásos extrakcióval lehetett izolálni. Korábban említettük, hogy a sztriktozidin (14) konfigurációjának megállapításánál sajnálatos tévedés történt, és bár később a hibát Hutchinson
és
munkatársai
az
R
sorozatban
4-(4´´-brómbenzil)-O´,O´,O´,O´-
tetraacetilvinkozid (15a) röntgendiffrakciós analízisével végérvényesen korrigálták [100], az S sorban közvetlen konfigurációs meghatározás nem történt. Ezért a Szerves Vegytani Intézet munkacsoportja újra megvizsgálta a triptamin (4) és Nb-benziltriptamin (4b) kapcsolási reakcióját szekologaninnal (1) és O,O,O,O-
27
tetraacetilszekologaninnal (1a). A vizsgálatokban kiemelkedő szerepe volt a Podányi által végzett részletes NMR vizsgálatoknak. Az első lépés a biogenetikai szempontból kulcsfontosságú sztriktozidin (14) tanulmányozása volt [52]. A vegyületet Battersby módszerének csekély módosításával izomérmentes állapotban nyerték [101]. Ezután közvetlen mérésekkel először igazolták nemcsak a Mannich-centrum (C-3), hanem a vegyület teljes sztereokémiáját is. A konfigurációs és konformációs analízis kiindulópontja az a tény volt, hogy a sztriktozidint (14) szekologaninból (1) állították elő, amelyben a C-5 kiralitáscentrum S konfigurációja már korábban igazolást nyert [20]. Mivel az előállítás nem érintette ezt a centrumot, a sztriktozidinben (14) az analóg C-15 centrumnak azonos konfigurációval kellett rendelkeznie. Podányi a sztriktozidinben (14) meghatározta a 1H- és kémiai eltolódásokat, a 1H-1H and
13
13
C NMR
C-1H csatolási állandókat és a 1H-1H NOE
kölcsönhatásokat. Ezek a spektroszkópiai paraméterek, valamint elméleti megfontolások lehetővé tették, hogy kiválasszák a 648 lehetséges szerkezetből azt az egyetlent, ami oldatban létezik, azaz: 1. bizonyították a Mannich-centrum korábban csak feltételezett 3S konfigurációját; 2. a C-14 atom körüli S11 konformációt; 3. igazolták a dihidropirán- és a tetrahidropiridin-gyűrű pozitív konformációját; 4. végül a glükozidos kötés körüli G11 konformációt. A vegyület sztereokémiai leírása tehát S11PP (jelölések értelmezését l. főrészben, 2.2.1. fejezet, 54. lap ). A további sztriktozidin- (14) és vinkozidszármazékok (15) [102] esetében a vizsgálatok sarokpontja 15a vegyület már említett röntgendiffrakciós analízise volt. A kiindulási építőkövekből, szekologaninból (1) és triptaminból (2) sztriktozidin (14) és 14a, 15a, 67a-b, 68a-b vegyületek részvételével részletesen bemutatott (19. ábra) kémiai konfiguratív korrelációkat valósították meg [103, 104]. Mivel az enyhe reakciókörülmények kizárták a konfigurációk inverzióját, e korrelációk megbízható alapra helyezték a sztriktozidin (S sor) és a vinkozid (R sor) benzil- és laktámszármazékaiban is a Mannich-centrum konfigurácóját. További részletes NMR vizsgálatokkal megállapították a metilénhíd körül az (R)11 konformációt a benzilezett vinkozidszármazékban (15a) és a torzult (S)12d konformációt a benzilezett sztriktozidin-származékban (14a), valamint az (S)31 konformációt a sztriktozamid (68a) sorban és az (R)12 konformációt a vinkozamid (67a) sorban.
28
19. ábra helye, ami a dokumentum végén van.
29
Ugyanezek a vizsgálatok megerősítették a laktámok Mannich-centrumának már korábban [105] megállapitott konfigurációját is. A dihidropirán-gyűrű konformációja minden vegyületnél (a sztriktozidint (14) kivéve) negatív volt. A tetrahidropiridin-gyűrű konformációja a 3S-benzil- (14a) és a 3R-laktám- (67) származékoknál negatív, a 3Rbenzil- (15a) és a 3S-laktám- (68) származékoknál pozitív volt. Végül, a vizsgálatok alátámasztották azt a feltételezést, hogy az N-4 benzilcsoport és a C-3-hoz kapcsolódó szekologanin-alegység transz-diaxiálisan helyezkedik el. 1.3.3. Oxotriptaminnak és származékainak Mannich-típusú reakciója Az oxotriptamin (5) és aldehidek intramolekuláris ciklizációs reakciójában spiro[indol-3,3’-pirrolidin]-2-on szubsztituált származékai keletkeznek. A klasszikus Mannich-reakciót a reagensek szerkezetének szempontjából az Nb-metil-oxotriptamin (69) formaldehiddel bekövetkező reakciója közelíti meg, melyben racém (±)-10demetoxihorszfilin (70) keletkezik fő termékként [106]. Oxotriptamin (5) és oxovegyületek
intramolekuláris
Mannich-reakciójának
egyik
korai
példája
a
benzaldehiddel (71) történő gyűrűzárás, melynek termékeként 72 kizárólagos keletkezését írták le. Harley-Mason és Ingleby a lehetséges termékek sztérikus viszonyait megvizsgálva az 20. ábraán jelölt térszerkezetet javasolták [107].
1,2 ekv. (CH2O)X, AcOH N H
O
NHCH3
+
H
H Ph
CH3
N O 70
69 O
5 . HCl
N
3h, D
NaOAc, H2O, EtOH
H NH N
2h, D H
71
O 72
Ph
20. ábra. Spirooxindol-vegyületek előállítása. Brown és munkatársai oxindol-alkaloidok képződésének vizsgálata céljából oxotriptamint (5) reagáltattak szekologanin vagy dihidroszekologanin b-glükozidáz enzimmel előállított aglikonjával (73). Az első esetben a Mannich-típusú gyűrűzárási
30
reakcióban a C-21, a másodikban a C-3 vett részt az N-4 és C-7 atomok közötti gyűrűzárásban, kondoxint (75), vagy oxidihidromankunint (74) szolgáltatva fő termékként [108-111]. A régioszelektivitásra a szerzők nem találtak magyarázatot. 5 HCl
+ O 3
H3CO
18
O 21 15
H3CO
17
18,19-dihidro
H
O
3
O OH
O
H3CO
17
EtOH, Et3N 5', melegítés, 90 %
H
N
3
EtOH, Et3N 18,19-telítettlen 5', rt, egy fõtermék
H
74
N
H
O 20
H
O 7
21
18 15
O
O
H
7
15
H
73
O N
3
18
17
O
O
O 21
H
H
18
15
H
O
19
17
19 18
CO2CH3
H
N
21
3
20
14
H
15
75
oxidihidromankumin
O 17
CO2CH3
kondoxin
21. ábra. Oxotriptamin (5) reakciója szekologanin és 8,10-dihidroszekologanin aglikonjával (77) (rt = szobahőmérséklet). Patthyné Lukáts Á. és munkatársai tetraacetilszekologanin (1a) és oxotriptamin (5) reakciójában a gyűrűzárást követő spontán laktamizáció eredményeképpen a 3R konfigurációjú tetraacetilvinkozid oxindol-származékának a C-7 atomon két epimerjét (79a és 79b) kapták 3R,7S : 3R,7R = 3:1 arányban (22. ábra). Az epiméreket oszlopkromatográfiával választották szét [103], [112]. A termékek tehát a 3R epimérek javára nagy sztereoszelektivitással képződtek.
31
H N
H
H NH
N1
5
+
H
1a
OH CO2CH3
O
NH
H CO2CH3
O O
77a 3R,7S 77b 3R,7R
H
OglcAc4
H 76
H
H
O H
OglcAc4
N
1
O 14
3
O
N H 15 20
H
16
O 21
OglcAc4
79a 3R,7S 79b 3R,7R NH H
H
N H
7
CO2CH3
O
78a 3S,7S 78b 3S,7R
O H
OglcAc4
22. ábra. Oxotriptamin (5) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója A termékek sztereokémiai analízise NMR spektroszkópiai módszerekkel történt. 3
A J20,21 csatolási állandó kis értéke arra utalt, hogy a dihidropirán-gyűrű konformációja mindkét vegyületben negatív. A metilénhíd körüli konformáció a laktámokban szükségszerűen az R12, R33, S13 és S31 szerkezetekre korlátozódik, ezek pedig egyértelműen jellemezhetők a metilénprotonok csatolási állandóival (részletesebben lásd később). A 3R,7R izomerben (79b) az egyik H-14 nagy csatolást adott mind a H-3, mind a H-15 atommal, ami az (R)12 konformernek és konfigurációnak felel meg. A 3R,7S (79a) izomerben más jelekkel való átfedés miatt csak a H-3 csatolási állandóit lehetett megmérni, amelyek egyike kis, másika nagy értéket mutatott. Ez a tény kizárta az (R)33 és az (S)31 konformerek lehetőségét. A fennmaradó (R)12 és (S)13 konformerek közül R12 konformer hozzárendelése a kérdéses izomer és epimer párja 1
H NMR és a 13C NMR adatainak nagyfokú egyezése alapján történt. A releváns adatok
között a legnagyobb eltérés a kémiai eltolódásban 2 ppm, a csatolási állandóban 1 Hz volt. A C-7 spirocentrum konfigurációját NOE kölcsönhatások és az aromás gyűrűnek a 7R izomerben a H-14proS hidrogénre gyakorolt diamágneses anizotróp hatása alapján lehetett megállapítani.
32
1.3.4. Hisztaminnak és származékainak Mannich-típusú reakciója Hisztamin (3) és aldehidek, illetve ketonok Mannich-típusú reakciójában normál (84) és neo (82) régioizomérek keletkezhetnek, attól függően, hogy a gyűrűzárás az imidazolgyűrű C-4/5 (normál izomér), vagy N-1 atomján történik (neo izomér) [113]. A reakció feltételezett mechanizmusát a 23. ábra mutatja.
H
N
N
NH –
81 R –
H
+ H
OH
N
N
+ OH – N
3 H
+
– N –
O
– N
OH
NH
H
R
OH
+ OH
– N H
80
R
82 R neo
NH – N
83 R
– N
+ OH –
OH
H – N
–
H
– NH
84 R normál
NH
N H
NH
H
85 R
23. ábra. Hisztamin és aldehidek Mannich-típusú reakciója. Lee és munkatársai tanulmányozták a szén- és nitrogénnukleofil centrumot (imidazolgyűrű) egyaránt tartalmazó 86 imidazolo-hidroxilaktám N-aciliminium ion intermedieren keresztül történő gyűrűzárási reakcióját [114] (24. ábra). Arra a kérdésre keresték a választ, hogy milyen tényezők befolyásolják a C–C illetve C–N kötések kialakulását. Az oldószer és hőmérséklet változtatásával és savkatalizátor hozzáadásával szelektíven, jó hozammal állították elő az új C–C vagys C–N kötés kialakulása révén keletkező vegyületeket. Az ábrán feltüntetett reakcióeredmények alapján a következő megállapításokat tették: a C–N kötés kialakulása (87) kinetikus kontroll alatt áll. A hőmérséklet emelésével egyensúly áll be a C–N ciklizált termék (87) és a kiindulási hidroxilaktám (86) között, és a termodinamikusan kedvezőbb C–C ciklizált termék (88) keletkezik irreverzibilisen.
33
N N
HCO2H, rt, 48 h, 78 %; vagy toluol, D, 4 h, 56 %.
H
N HO
O
HCO2H, D, 24 h, 75 %; vagy xilol, p-TsOH kat., D, 16 h, 92 %.
86
N N
N
N
O
N
N
HCO2H, D, 24 h, 96 %
O
H
87
88
24. ábra. 86 hidroxilaktám gyűrűzárási reakciója különböző reakciókörülmények között. Jelölések: p-TsOH kat. = katalitikus mennyiségű tozilsav hozzáadásával. Ezt bizonyítja, hogy magas hőmérsékleten 87 teljesen átalakítható 88 vegyületté. Katalitikus mennyiségű tozilsav hozzáadásával, a 86 hidroxilaktámot xilolban forralva, kizárólag a stabilisabb C–C ciklizált terméket (88) lehetett izolálni. 86 gyűrűzárásának regioszelektivitását tehát befolyásolni lehet apoláris aprotikus oldószerben melegítve, savkatalízis alkalmazásával, vagy anélkül. A természetben megtalálható szpinaceaminnak több származéka ismeretes, amelyek hisztamin és egyszerű alifás, valamint aromás oxovegyületek gyűrűzárási reakciójában előállíthatók elő. Három képviselőt a 25. ábra mutat. 89 gyűrűs ketonnal ciklizált spiroszármazék [115], 90 hisztamin (3) és benzaldehid reakciójában vizes közegben (pH = 7.2, 25 °C, 3 nap, 60 %) keletkezik [116], 91 κ-opioid agonista, gyulladásos állapotokban fájdalomcsillapító gyógyszerjelölt [117]. N
N
N
NH
N
NH
N
H
H 89
N
N H
Ph
N
90
Cl O
Cl
91
25. ábra. hisztamin néhány Pictet-Spengler-reackióval nyert terméke.
34
Következtetések Az irodalmi összefoglalásból a következő következtetések vonhatók le. 1. A dopamin és szekologanin reakciójában keletkező termékek sztereokémiai vizsgálata a 1960-as évek végén elkezdődött, de az akkori korlátozott technikai, elsősorban NMR feltételek mellett nem a kívánatos egzaktsággal történt meg, és az eredmények korrekcióra vagy megerősítésre szorultak. A kapcsolási reakcióban sem a régióizomérek keletkezését, sem az epimerizáció és a laktamizáció lehetőségét nem említtették. A C-1 kiralitáscentrum konfigurációjának igazolása nem teljeskörű analízissel történt, és részben az „anomális metil jel” jelen- vagy távollétén alapult, a jelenség elméleti hátterét azonban csak a legutóbbi időkben tisztázták. A korábban elvégzett vizsgálatok nem terjedtek ki a vegyületek konformációjának megállapítására sem. 2. A hisztamin és szekologanin reakcióját egyáltalán nem vizsgálták. Oxotriptamin reakcióját csak a szekologanin aglikonjával vizsgálták, a glükoziddal azonban nem. Ez utóbbi reakció vizsgálata a Szerves Vegytani Intézetben megkezdődött, de az Nb-benzil-oxotriptaminnal történő vizsgálatok elvégzésére az eredmények összehasonlító értékeléséhez szükség volt.
35
2. Eredmények és megbeszélés Az irodalmi háttér ismeretében, és a bevezetésben megjelölt célkitűzések megvalósítása érdekében, mindenekelőtt a vizsgálat tárgyául szolgáló vegyületeknek a kapcsolási reakcióban történő előállítására és térszerkezetük részletes vizsgálatára volt szükség. 2.1. Szintézis és kémiai konfiguratív korreláció A disszertáció 2. és 3. fejezetében, a könnyebb áttekinthetőség érdekében, a vegyületek sorszámozásában az 1. fejezettől független rendszert alkalmaztunk. Eszerint a kapcsolási reakció termékei a kiindulási amin alapján megkülönböztető D (dopamin), H (hisztamin), T (triptamin) vagy O (oxotriptamin) betüjelet kaptak. Az ezt követő szám a vegyület típusát jelzi, tehát nem-benzil észtereknél 3 (normál) és 4 (neo), a benzil vegyületeknél 5 (normál) és 6 (neo), a laktámoknál pedig 7 (normál) és 8 (neo). Végül a kapcsolási reakcióban kialakuló új kiralitáscentrum (Mannich-centrum, triptamin és oxotriptamin-származékokban C-3, dopamin- és hisztaminszármazékokban C-1) konfigurációját, vagyis az S (H-a) vagy az R (H-b) sorhoz tartozást az a, illetve b betű mutatja. További (c, d, …) betűk az egyéb származékokat jelzik, a konfigurációtól függetlenül. A továbbiakban a vegyületeket a leírt rendszer szerint konstruált sorszámukkal fogjuk jelölni. A 2. táblázat (következő lap) összehasonlításképen mutatja a vegyületek szokásos neveit, sorszámát és sztereokémiai leírását (ld. később). A molekulák szerkezeti képletét ld. a függelék kihajtható lapján.
36
2. táblázat. Szekologanin és biogén aminek kapcsolási reakcióinak lehetséges termékei, sorszámuk és sztereokémiai leírásuk.1 triptamin sztriktozidin vinkozid tetraacetil-(4¢¢-bróm)benzilsztriktozidin 3 tetraacetil-(4¢¢-bróm)benzilvinkozid sztriktozamid 3
vinkozamid
dopamin tetraacetil-N-dezacetilizoipekozid [N-dezacetilipekozid] tetraacetil-N-dezacetilneoizoipekozid [dezacetilneoipekozid] tetraacetil-N-dezacetil-Nbenzilizoipekozid tetraacetil-N-dezacetil-Nbenzilipekozid [N-dezacetil-Nbenzilneoizoipekozid] tetraacetil-N-dezacetil-Nbenzilneoipekozid tetraacetildemetilizoalangizid demetilalangizid tetraacetil-demetilalangizid [demetilneoizoalangizid] tetraacetildemetilneoalangizid 1
sorszám sztereokémia oxotriptamin T3a2 [7R-sztriktozidin-oxindol] S11PP [7S-sztriktozidin-oxindol] T3b2 [7R-vinkozid-oxindol] [7S-vinkozid-oxindol] T5a S12NN tetraacetil-7R-benzilsztriktozidin-oxindol tetraacetil-7S-benzilsztriktozidin-oxindol T5b R11NP [7R-benzilvinkozidoxindol] [7S-benzilvinkozidoxindol] T7a2 S31NP [7R-sztriktozamidoxindol] [7S-sztriktozamidoxindol] 2 T7b R12NN tetraacetil-7R-vinkozamidoxindol tetraacetil-7S-vinkozamidoxindol hisztamin D3a SXXPY tetraacetil-izohisztelozid D3b D4a
SXXPY
[hisztelozid] [neoizohisztelozid]
sorszám sztereokémia 7R-O3a 7S-O3a 7R-O3b 7S-O3b 7R-O5a S22NR 7S-O5a S22NS 7R-O5b 7S-O5b 7R-O7a 7S-O7a 7R-O7b R12NR 7S-O7b R12NS
H3a
S11PP
H3b H4a
D6a
[neohisztelozid] SXXNN tetraacetilbenzilizohisztelozid R11NP tetraacetilbenzilhisztelozid [benzilneoizohisztelozid]
D6b
R11NP
[benzilneohisztelozid]
D7a
S31NP
tetraacetilizohisztelozamid H7a
S31NP
D7c2 D7b D8a D8b
R12NN
tetraacetil-hisztelozamid
H7b
R12NN
R12NN
[neoizohisztelozamid] H8a Neohisztelozamid és tetra- H8c2 acetil-neohisztelozamid H8b
R12NN
D4b D5a D5b
H4b H5a H5b
R11NP
H6a H6b
Ha másként nincs jelezve, a b-D-glükopiranozil egység tetraacetilezett. 2A b-Dglükopiranozil egység nincs acetilezve. 3Előállítás sztriktozidinből, nem közvetlenül kapcsolási reakcióból nyert vegyület. [A szögletes zárójelbe tett vegyületek képződését nem tudtuk kimutatni]
37
2.1.1. A preparatív munka általános leírása A vizsgálatok tárgyát képező vegyületeket a kapcsolási reakciókkal állítottuk elő, és amennyiben szükséges volt, viszonyukat preparatív korrelációkkal tisztáztuk. Már a dopaminnal végzett első kapcsolási reakciók kromatográfiás vizsgálata azt mutatta, hogy a képződött termékek száma, a triptaminnal végzett analóg reakciókéval szemben lényegesen magasabb, és az elsődlegesen képződő normál kapcsolt termékek és laktámok mellett a neo régioizomérek is megjelentek. Ugyanezt lehetett észlelni a hisztaminnal végzett reakciókban is. Mindkét sorban a Mannich-centrum konfigurációja (R vagy S), a régioizoméria (normál vagy neo) fellépése és az esetleges laktamizáció következtében nyolc termék képződésére volt lehetőség, és ezek többsége a reakciókban meg is jelent. A triptaminnal végzett munka során az volt a tapasztalat, hogy a kapcsolási reakció sztereoszelektivitását jelentősen fokozza az amin oldalláncának nitrogénjén a ligandum térkitöltése (hidrogén, metil, benzil) és az oldószer polaritásának csökkenése (protikus, dipoláris-aprotikus, apoláris) [118]. A dopamin sorban ezek a tényezők nem eredményeztek drámai változást. Ezért a reakciókat igyekeztünk lehetőleg enyhe, biomimetikus körülmények között és rövid reakcióidővel elvégezni. A hidroklorid illetve hidrobromid sóként eltartott amineket (dopamin (2) hidrobromid, N-benzildopamin (2b) hidrobromid, hisztamin (3) dihidroklorid, Nabenzilhisztamin
(2b)
dihidroklorid,
Nb-benzil-oxotriptamin
(5b)
hidroklorid)
közvetlenül a reakció előtt vagy a reakcióelegyben szabadítottuk fel, ekvivalens mennyiségben alkalmazott trietilaminnal, illetve nátrium hidroxiddal. A dopaminból (2) előállított, levegőre és fényre érzékeny 3,4-dihidroxifenil alegységet tartalmazó tetrahidroizokinolin-származékokat a bomlás ellen diazometános metilezéssel védtük. A termékek jobb izolálhatósága és az „anomális metil jel” diagnosztikus szerepének kihasználhatósága érdekében szekologanin (1) helyett legtöbbször annak tetraacetilszármazékával (1a) végeztük a reakciókat. A Szerves Vegytani Intézetben, Kocsis által kidolgozott módszerrel, Lonicera xylosteum-ból izolált szekologanint használtunk [119]. Oldószerként általában acetonitrilt, ritkábban metanolt, propanolt vagy vizet alkalmaztunk. Acetonitrilben protonforrásként a megfelelő amin protonált formája vagy a trietilammonium ion szolgált.
38
Mivel, különösen az R sor vegyületeinél, már a kapcsolási reakció körülményei között jelentős laktamizálódást észleltünk, párhuzamosan reakciókat végeztünk az oldallánc nitrogénjén benzilezett aminokkal. A benzilcsoport mérsékelten fokozta a sztereoszelektivitást, (nem a természetes 1S, hanem az epimer 1R konfiguráció javára), megakadályozta a laktamizációt, és szükség esetén könnyen eltávolítható volt. A reakciókban keletkező termékek arányát a nyerstermékek, illetve egyes esetekben az előtisztított (az elreagálatlan eduktumokat nem tartalmazó) termékelegyek 1
H NMR spektrumának aromás jeltartományában a jelek multiplicitása és intenzitása
alapján határoztuk meg, és az összmennyiség %-ban fejeztük ki (3. táblázat, 4. táblázat, 5. táblázat). A képlettáblázatokban (26. ábra, 30. ábra) viszont az izolált vegyületek hozamát adtuk meg. A 1H NMR spektrum ezen tartományában a dopaminszármazékok normál izomérjeiben két szingulett, neo izomérjeiben két dublett, a hisztaminszármazékok normál izomérjeiben egy, neo izomérjében két szingulett jel volt látható a várakozásnak megfelelően. A laktamizációt, ugyancsak az 1H NMR spektrumban, az igazolta, hogy a metoxikarbonil metilcsoportjától származó és ~3,5 ppm-nél megjelenő szingulett eltűnt, vagy intenzitása jelentősen csökkent. A kapcsolási reakcióban kapott laktámok Mannich-centrumának konfigurációja NMR spektroszkópiai módszerekkel egyértelműen meghatározható (lásd később). Mivel a többé-kevésbé szabad rotációra képes észterszármazékokban a helyzet bonyolultabb, több esetben ezeket is a kiralitáscentrumot nem érintő reakciókkal laktámokká alakítottuk, és így vizsgáltuk (27. ábra, 31. ábra). A benzilszármazékokban ehhez először a katalitikus hidrogénezéssel a csoportot eltávolítottuk, miközben a vinilcsoport is telítődött. A kapott szekunder amin az R sorban spontán laktamizálódott, szükség esetén a laktamizációt teljessé tettük savas ill. bázikus kezeléssel. Az S sorban azonban lúgos vagy savas katalízissel, magasabb hőmérsékleten és hosszabb reakcióidővel lehetett csak a laktamizációt teljessé tenni.
39
2.1.2. Kapcsolás dopaminnal és benzilszármazékával Dopamin (2) hidrobromidot tetraacetilszekologaninnal (1a) acetonitrilben ekvivalens mennyiségű trietilamin jelenlétében reagáltatva, a lehetséges nyolc vegyületből ötnek a képződését tudtuk kimutatni (26. ábra). A nyers termékből oszlopkromatográfiával eltávolítottuk az esetleg el nem reagált eduktumokat, a produktumokat pedig egy bázikus (észter) és egy nem-bázikus (laktám) frakcióra válaszottuk szét. E frakciók 1H NMR spektrumából becsültük meg a fent jelzett módon az egyes komponensek arányát (3. táblázat). A laktámfrakcióból újabb oszlopkromatográfiával tiszta állapotban nyertük az R sor két laktám izomerjét (D7b és D8b). A megfelelő észterszármazékok (D3b, D4b) jelenlétét nem lehetett kimutatni. Az S sorból a neo laktám (D8a) képződését egyáltalán nem, a normal laktámét (D7a) pedig csak mint mellékterméket tudtuk kimutatni 20%-os kisérő komponensként a D7b epimer nyers mintájában. Az észterfrakció az S sor normál és neo komponensét (D3a, D4a) tartalmazta 1:1 arányban. Bár a két komponenst nagyon hasonló kromatográfiás tulajdonságai miatt nem sikerült szétválasztani, jelenlétüket egyértelmüen igazolni lehetett (lásd később). A demetilalangizidet (D7c), mely a kémiai konfiguratív korreláció referencia vegyületeként szerepelt (27. ábra), dopamin (2) és szekologanin (1) reakciójában állítottuk elő. N-benzildopamint (2b) metanolban reagáltatva tetraacetilszekologaninnal (1a), a lehetséges négy vegyületből három képződött, melyeket oszlopkromatográfiával választottunk szét (26. ábra). A tetraacetil-N-dezacetil-N-benzilipekozidot (D5b) és neoipekozidot (D6b) tiszta állapotban sikerült előállítani, a tetraacetil-N-dezacetil-Nbenzilizoipekozid (D5a) azonban, ismételt kromatografálás után is 20 %-ban tartalmazta a C-1 epimert (D5b). Jelenlétét és szerkezetét ennek ellenére egyértelműen igazolni tudtuk. A 26. ábra az izolált vegyületek hozamait, a 3. táblázat a reakciók termékmegoszlását mutatja. A D5b és D6b benzilszármazékok Mannich-centrumának konfigurációját a megfelelő laktámokéból akartuk levezetni. Ezért az alábbi kémiai korrelációkat hajtottuk végre (27. ábra). Diazometános kezelés hatására D5b dimetil (D5c), D6b monometil feniléterré alakult (D6c). A D5c-ből, katalitikus hidrogénezés után, és a
40
laktamizáció teljessé tételét követően, D7g tetraacetil laktámhoz jutottunk. Ugyanezt a vegyületet (D7g) a dopamin (2) és szekologanin (1) vizes közegben végrehajtott kapcsolási reakciójában szelektíven képződő, jó hozammal izolált demetilalangizidből (D7c) is előállítottuk, metilezés (D7d), katalitikus hidrogénezés (D7f) és acetilezés útján. D6c neo monometilszármazékot Zemplén módszerével dezacetileztük (D6d), majd katalitikus hidrogénezés után és a laktamizáció teljessé tételét követően, a kapott terméket (D8c) reacetileztük. Ennek eredményeképpen D8d pentaacetil-laktámhoz jutottunk. HO
7
6
4 3
HO
1
8 9
NBn
2
H
16 11
17
H
H3CO
13
19
8
HO
15
H
1 9
OglcAc4
H
HO
18
O
NBn
H3CO
H H
OglcAc4
O
14
O
O
D5b 50 % D5a 7 % (20 % D5b)
D6b 12 % D6a -
2b 1
HO
7
HO
8
2 1
NH
H
H H
H3CO
HO
8
1 9
HO
OglcAc4
H
H3CO
O
NH H
H
OglcAc4
O
O
O D3b D3a
D4b D4a 32 % (1:1)
HO HO
1
H
N
O
1
HO
H
HO
H
N H
O H D7b D7a
O
O H
OglcAc4
OglcAc4
D8b 21 % D8a -
37 % (D7b:D7a = 5:1)
26. ábra. Dopamin Pictet–Spengler reakciói (A, B), a hozamok megadásával. A reakciókörülményeket l. a kísérleti részben.
41
3. táblázat. A tetraacetilszekologanin és a dopaminszármazékok kapcsolási reakciójában képződő termékek %-os aránya, valamint aromás hidrogénjeinek kémiai eltolódása (ppm) és multiplicitása (Hz). vegyület % H-6 H-7 H-9 12 6.49 s 6.34 s D3a <2 D3b 12 6.73 d 8.1 6.39 d 8.1 D4a <2 D4b 8 6.72 s 6.66 s D7a 40 6.66 s 6.62 s D7b <2 D8a 28 6.72 d 8.0 6.49 d 8.0 D8b 16 6.69 s 6.45 s D5a 70 6.58 s 6.35 s D5b D6a4 <2 14 6.72 d 8.2 6.58 d 8.2 D6b Felső rész: dopamin HBr, tetraacetilszekologanin, trietilamin, acetonitril. Alsó rész: N-benzildopamin, tetraacetilszekologanin, metanol. s = szingulett, d = dublett.
R2O
7
R2O
8
N
1
O
H
H
1
R2O
7
R2O
8
H
NBn
H
O 2
1
H3CO
OR1
H H
OR1
H3CO
H
H H
H3CO
4
7
H3CO
8
D7f R 1 = glc; R2 = CH3; D7g R1 = glcAc4, R2 = CH3;
O
H
H 11
iii. H 2 -Pd/C iv. CH3ONa CHCl3 MeOH
3
N
1 9
R2O
OR1
i iv
6
14
12
O H
O
iii
ii. (AcO)2O piridin
H
OR1
D6b R1 = glcAc4; R2 = H; D6c R1 = glcAc4; R2 = CH3; D6d R1 = glc; R2 = CH3;
i
i. CH2N2 O
NBn
O
iii
H
9
HO
O
i D5b R1 = glcAc4; R2 = H; 1 2 ii D5c R = glcAc4; R = CH3;
iii
N
1
8
O
D7c R1 = glc; R2 = H; D7d R1 = glc; R2 = CH3; D7e R1 = glcAc4; R2 = CH3;
H3CO
R2O
16 15
O
17
H
18
OR1
D8c R1 = glc; R2 = H; D6d R1 = glcAc4; R2 = Ac;
ii
27. ábra. Dopaminszármazékok kémiai konfiguratív korrelációja.
42
ii
D5a és D5b között deuterokloroformban, C-1 Mannich-centrumon epimerizációt észleltünk. Az
epimerizáció jól követhető
az
1
H NMR spektrum aromás
jeltartományában az egyes izomerek H-6 és H-9 hidrogénjei jelintenzitásának változásával: D5b izomerből kiindulva a saját jelek intenzitásának csökkenése közben D5a jelei megjelentek a spektrumban. A főtermékként D5a vegyületet tartalmazó minta epimerizációjakor pedig, a saját jelek intenzitásának csökkenése mellett, a 20 %-ban kisérőként jelenlevő epimer (D5b) jeleinek intenzitása növekedett (ld. alább). 1R H-6; H-9 1R:1S ~ 98:<2
egyensúly 1R:1S ~ 7:3
1S H-6; H-9
1R:1S ~ 2:8
6.7
6.6
6.5
6.4
6.3
(ppm)
28. ábra. D5b (1R) és D5a (1S) H-6 és H-9 hidrogéneket tartalmazó aromás jeltartománya az izomerizáció előtt és az egyensúlyi elegyben. A folyamat egyensúlyra vezet, amely mindkét irányból megközelíthető. Az egyensúly beálltakor a két minta 1H NMR spektruma azonossá vált, és D5b:D5a (1R:1S) epimer arány ~ 7:3 volt. A 29. ábra felső diagrammja a két reakció időbeli lefutását szobahőmérsékleten mutatja. Az izomerizációt a megfelelő mennyiségben rendelkezésre álló, egységes D5b izomer esetében megvizsgáltuk 60 °C hőmérsékleten is (29. ábra, alsó diagramm). Az 1S észterek (D3a és D4a) konfigurációjára laktámjaik
1
H NMR
spektrumában az „anomális metil jel” megjelenéséből lehetett következtetni. Ezért az észterek keverékét keletkezésük körülményei között, acetonitrilben trietilammmónium klorid és trietilamin jelenlétében hosszabb reakcióidővel refluxáltuk.
43
A) epimerizáció szobahőmérsékleten 100 90 80
1R (%)
70 60 50 40 30 20 10 0 0
168
336
504
672
840
1008
1176
1344
1512
idő (h) B) epimerizáció 333 K 100 95
1R (%)
90 85 80 75 70 65 0
180
360
540 720
900 1080 1260 1440 1620 1800 1980 2160 2340 2520 2700
idő (min)
29. ábra A) D5b és D5a epimerizációja (25 °C). B) D5b epimerizációja (60 °C). A termék spektrumában megjelentek az acetilezett 1S laktámok (D7a és D8a) „anomális metil jelei”, jelezve, hogy a kiindulási észterek az S sorhoz tartoztak. Ugyanakkor azonban megfigyelhetők voltak az R sor laktámjainak (D7b és (D8b) jelei is, ami a C-1 epimerizációjára utalt. Mivel D7b laktámot hasonló körülmények között kezelve az epimer laktámok jelei nem jelentek meg, az epimerizációnak a laktamizációt megelőzően az észterszinten kellett végbemennie. Ez utóbbi jelenségből arra következtetünk, hogy az epimerizációt általánosnak kell tekintenünk a dopamin (2) szekologaninnal (1) képzett olyan származékainál, melyekben a nitrogén bázikus.
44
2.1.3. Kapcsolás hisztaminnal és benzilszármazékával A hisztamin és szekologanin kapcsolási reakcióiban kapott vegyületek és származékaik elnevezésére nyitott észtervegyületek esetében a hisztelozid, laktámok esetében a hisztelozamid nevet javasoljuk és használjuk a következőkben. Elsőként a dihidroklorid sójából a reakcióelegyben ekvivalens trietilaminnal felszabadított Na-benzilhisztamin (3b) reakcióját vizsgáltuk tetraacetilszekologaninnal (1a) acetonitrilben (30. ábra, A; 4. táblázat). A reakcióelegyből oszlopkromatográfiával egy fő terméket, a tetraacetil-N-benzilhisztelozidot (H5b) tudtuk izolálni kb 10% szennyező komponenssel együtt. Bár a további tisztítás során a főterméket ez utóbbitól meg lehetett szabadítani, ennek mennyisége és tisztasága nem volt megfelelő a szerkezet biztos megállapítására. Feltehetően a normál 1S epimer (H5a) volt. A neo hisztelozid-származékok képződését (H6a és H6b) egyáltalán nem lehetett kimutatni. A főtermék H5b Mannich-centrumának konfigurációját a laktamizációban nyert termékéből (H7d) vezettük le. Ehhez először a H5a vegyületben a benzilcsoportot katalitikus hidrogénezéssel eltávolítottuk, amelynek során a vinilcsoport is telítődött, és részleges dezacetilezés történt (31. ábra). Hogy egységes terméket kapjunk, metanolban katalitikus mennységű nátrium metanoláttal a dezacetilezést és a spontán laktamizációt teljessé tettük, amelynek eredményeként a H7c vegyületet nyertük. Reacetilezéssel kaptuk a H7d végterméket, amelyben az imidazolgyűrű egyik nitrogénje is acetileződött. A kapcsolási reakció hisztamin dihidrokloridjával analóg körülmények között két főterméket adott 1:2 arányban (30. ábra, B; 4. táblázat). Mivel az elsődlegesen keletkező észterek laktamizációs sebességében (az analóg triptaminszármazékokéhoz hasonlóan) jelentős különbség volt, a nagyobb mennyiségben keletkező vegyület R sorbeli hisztelozamid-származéknak (H7b), a másik S sorbeli hisztelozid-származéknak (H3a) bizonyult. Szétválasztásuk egyszeri kromatográfiával lehetséges volt. A reakcióban azonban neohisztelozid- vagy –hisztelozamid-származékot azonban nem tudtunk kimutatni. Azt gyanítottuk azonban, hogy a reakcióelegyben jelenlevő, trietilaminhoz vagy a hisztamin egység egyik nitrogénjéhez kötött proton katalizálhatta az esetleg elsődlegesen képződő neo vegyület izomerizációját normál vegyületté, ezért
45
megismételtük a kapcsolási reakciót hisztamin bázissal izopropanolban (30. ábra, C; 4. táblázat), ahol az egyetlen protonforrás az oldószer gyenge aciditása volt. A reakcióból, amelyet teljessé válása előtt leállítottuk, négy terméket sikerült izolálni, és a C-1 atomon epimer két normál laktámon (H7a és H7b), valamint a 1S konfigurációjú normál észteren (H3a) felül az 1R konfigurációjú neo laktám (H8b) is megjelent. A termékelegyeket oszlopkromatográfiával választottuk szét komponenseire. Jóllehet, az epimer normál laktámokat (H7a és H7b) nem tudtuk egymástól elválasztani, H7a vegyületet elő tudtuk állítani a H3a észterszármazékból utólagos laktamizációval (30. ábra), az epimer H7b vegyületet pedig a közvetlen kapcsolási reakcióban trietilammonium ion jelenlétében (lásd fent). Így H7a és H7b azonosítása a nyers reakciótermékben megtörténhetett. Erőfeszítést tettünk a neohisztelozid.származékok előállítására is. Ezért a kapcsolási reakciót megismételtük vizes oldatban a vízoldékony szekologaninnal és hisztaminnal katalizátor nélkül (30. ábra, D). Sajnos ebben az esetben is laktám formában és csak az R sorban kaptuk meg a neo izomért, természetesen nem-acetilezett vegyületként (H8c). 4. táblázat. A tetraacetilszekologanin és a hisztaminszármazékok kapcsolási reakciójában képződő termékek %-os aránya, valamint aromás hidrogénjeinek (szingulett jelek) kémiai eltolódása (ppm). vegyület B H-7 H-6 H-8 C 38 7,58 H3a 30 <2 H3b <2 <2 H4a <2 <2 H4b <2 <2 7,53 H7a 8 62 7,51 H7b 33 <2 H8a <2 <2 6,72 7,42 H8b 29 10(?) H5a 90 7,49 H5b <2 H6a <2 H6b B) hisztamin 2HCl, tetraacetilszekologanin, trietilamin, acetonitril; C) hisztamin bázis, tetraacetilszekologanin, izopropanol; A táblázat alsó része: A) Na-benzilhisztamin 2HCl, tetraacetilszekologanin, trietilamin, acetonitril.
46
4
6N
3
7 1
N H
8
NBn
2
H 10
16 11
H
N
N 8
1
NBn
H
OglcAc4
H 10
17
O
12
18
7 14
H
15
H3CO
5
6
H3CO
H
OglcAc4
O
13
O
O
H5b 69 % H5a - (?)
H6b H6a -
3 NBn
(A)
1
3
(D)
3 N 1
N H
H
H H
H3CO
(B) (C)
NH
N
N
O
H3CO
O
Et3N, Et3N HCl MeCN, D 1
N H
N H
N
O
N
18
1
H
N
O
H
10 11
13
O
16 15 14
H7b 50 % H7a -
H
OglcAc4
H4b - ; H4a - ; -
N
H
H
O
H3b - ; H3a 31 % ; 29 %
8
NH
H
OglcAc4
O
6
1
H 17
O H
R1 H8b OglcAc4) - ; 28 % H8a (R1 = OglcAc4) - ; H8c (R1 = Oglc; 1R) 68 %
OglcAc4
(R1 =
40 % (1R:1S 4:1)
30. ábra. Hisztamin (3) Pictet–Spengler reakciói (A, B, C, D). A kapcsolási reakciók körülményeinek leírását l. a szövegben. Ac N
N
H5b
1. H2 -Pd/C 2. CH3ONa
N
N H
H
O
H
(AcO)2O piridin
N
N H
H
O
H7c
H
Oglc
O
H7d
31. ábra. H5b átalakítása H7d származékká.
47
O
H
OglcAc4
2.1.4. Kapcsolás Nb-benzil-oxotriptaminnal Amint
korábban
említettük,
Patthyné
Lukáts
Á.
és
munkatársai
a
tetraacetilszekologanin és oxotriptamin kapcsolási reakciójában a tetraacetil-vinkozamid oxindol-származékait nyerték magas sztereoszelektivitással a C-3 atomon. A termék a 7S és 7R epimer 3:1 arányú keverékének bizonyult. Mivel az oxindol sorban a kapcsolási reakció reverzibilis, és közvetlenül követte a laktamizáció, sztereokémiájáról sem közvetlenül, sem a laktámokéból nem lehetett információt kapni. Szükséges volt tehát a kapcsolási reakciót a Nb-benzil-oxotriptaminnal (5b) is elvégezni. A reakciót metanolban hajtottuk végre. Termékként az észterszármazék O5a keletkezett magas sztereoszelektivitással a 3S konfiguráció javára (32. ábra). Ez a termék is a 7R és 7S epimert
tartalmazta
megközelítőleg
1:3
arányban.
Az
epiméreket
oszlopkromatográfiával lehetett szétválasztani. 10 9
11
1a
5b
N H H3CO
NBn O H H
OH
6
12
H
7
N OglcAc4
H
O
1
H 3
2
O14 H H3CO 22
O
O
5
N 18
4
19 15
20
H
OglcAc4
21
O
16 17
7S-O5a 65% 7R-O5a 10%
32. ábra. Nb-benzil-oxotriptamin (5b) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója, az izolált hozamok feltüntetésével. 2.1.5. A kapcsolási reakciók termékmegoszlása Az 5. táblázat tartalmazza összehasonlítás és a következtetések általánosítása céljából a disszertációban tárgyalt dopamin, benzildopamin, hisztamin, benzilhisztamin és benzilezett oxotriptamin kapcsolt származékain kívül a triptamin, benziltriptamin és oxotriptamin kapcsolt vegyületeinek irodalomból vett [52], [103], [104], [112] megfelelő adatait is. Amint már jeleztük, az adatok nem az izolált vegyületek hozamait jelentik, hanem a nyers termékek kromatográfiás és vizsgálatából mért vagy becsült termékarányokat mutatják.
48
1
H NMR spektroszkópiai
N-szubsztituált
N-szubsztituálatlan triptamin nyitott
laktám
nyitott+ laktám 3S/3R
nyitott
3S/3R
3S
T3a*~50 T7a <2
50
50
T5a <5
5
3R
T3b <2 T7b*~50
50
50
T5b 95
95
nyitott/laktám
50
50 dopamin
normál 1S
neo
nyitott
laktám
D3a 12
D7a 8
nyitott+ nor/neo laktám
D3b <2 D7b 40
40
1S
Dd4a 12
12
1R
Dd4b <2 D8b 28
nyitott/laktám
24
28
nyitott
nor/neo
1S/1R
86
16
14
84
nor/neo
1S/1R
D5a 16
20
1R
D8a <2
1S/1R
60
32
40
68
D5b 70 D6a <2 D6b 14
76 hisztamin
normál 1S 1R neo
1S 1R
nyitott
laktám
H3a 38 30 H3b <2 <2 H4a <2 <2 H4b <2 <2
H7a <2 8 H7b 62 33 H8a <2 <2 H8b <2 29
nyitott/laktám
7R
7S
3S
38 30
62 70
nyitott
laktám
O3a <2
O7a <2
nyitott+ nor/neo laktám 38 38 62 33 <2 <2 <2 29
3S
O4a <2
<2
nyitott/laktám
<2
38 38
<2 29
62 62
H6b <2
3S/3R
nyitott
H5b 90
100
10(?)
<2
90
H6a <2
75
7R/7S
3S/3R
25
100
75
<2
O5a 25
<2 25
O4b <2 O8b 75
H5a 10(?) 100 71
nyitott+ laktám 7R/7S
O3b <2 O7b 25
3R
nyitott
oxotriptamin
3R
O8a <2
1S/1R
25
<2
75
100
O5b <2 O6a 75 O6b <2
100
5. táblázat. Tetraacetilszekologanin és biogén aminok kapcsolása reakcióinak termékmegoszlása. (*nem tetraacetil)
49
Mivel a kapcsolási reakciókat közvetlenül követték epimerizációs és laktamizációs folyamatak is, az adatok a dopamin- és hisztaminszármazékok esetében nem a reakciók végeredményét, mutatják, hanem a reakciók összetételének „keresztmetszetét” egy adott pillanatban (a dopaminszármazékok esetében egy óra, hisztaminszármazékokéban öt óra után). A táblázatból az alábbi következtetések vonhatók le: 1. A Mannich-centrumon R konfigurációval rendelkező termékek nagyobb mennyiségben képződtek, mint az S konfigurációjúak. A kiindulási amin oldallácának megfelelően nitrogénen a benzilcsoport fokozta a szelektivitást, különösen a triptamin és hisztamin sorban. 2. A dopamin- és hisztaminszármazékok kapcsolási reakcióiban a normál izomérek nagyobb mennyiségben képződtek, mint a neo izomérek. Megjegyezzük, hogy a két vegyületsorban a normál és neo izomerek keletkezését nem ugyanazon tényezők befolyásolják. A hisztaminszármazékokban a neo izomérek ammóniumsóként kötött erős sav jelenlétében nem voltak kimutathatók. 3. A laktamizáció az erre képes (nem-benzil) vegyületekben a Mannich-centrum R konfigurációja esetén lényegesen gyorsabb volt, mint S konfigurációja esetén. Ezért az R konfigurációjú vegyületeket csak laktámok formájában sikerült izolálni, az S vegyületek mindkét formában megjelentek.
50
2.2. Az előállított vegyületek szerkezetvizsgálata (konfiguráció- és konformációanalízis) 2.2.1. Bevezetés A reakciótermékek sztereokémiai vizsgálatát nagyban segítették a triptamin és szekologanin, valamint származékaik kapcsolási reakcióinak vizsgálatakor kapott eredmények és az ott alkalmazott módszerek [52][104]. Az analóg vegyületek 1H és 13C NMR spektrumaiban nagy hasonlóság mutatkozott. Az analízis szempontjából a következő sztereogén elemeket kellett figyelembe venni: 1. A kapcsolási reakcióban kialakuló Mannich-centrum C-1 (dopamin- és hisztaminszármazékok), illetve C-3 (oxotriptamin-származékok) konfigurációja (R és S sor). 2. Kilenc nyitott konformer (33. ábra, 53. lap) [52],[104] a dihidropirán- és tetrahidropiridin-gyűrűt összekötő metilénhíd körül (dopaminszármazékokban: C-1–C11–C-12; oxotriptamin-származékokban: C-3–C-14–C-15; hisztaminszármazékokban: C-1–C-10–C-11) (11,12,…33). 3. A dihidropirán- és tetrahidropiridin-gyűrű negatív (N) vagy pozitív (P) konformációja, (NN, NP, PN, PP) (mindkét gyűrű esetében a kettős kötéssel szemben levő kötés diéderes szögének előjele adja a konformáció megjelölését). Az eddigi elemek mind az R, mind az S sorban 36 konformációt jelölnek ki. A gyűrűk konformációit és a ligandumok állását a 34. ábra mutatja (55. lap). 4. Külön vizsgálat tárgyát képezte a glükozidos oxigén körüli konformáció (G11,G12,…G33). A kilenc lehetséges nyitott konformáció közül azonban NMR mérések és elméleti megfontolás alapján [52] csak a G11 konformációt vettük figyelembe (l. később). 5. Oxotriptamin-származékok esetében a C-7 spirocentrum konfigurációja (R vagy S). A flexibilis pirrolidingyűrűnek azt a boríték konformációját választottuk ki, melyben a szekologanin-alegységet hordozó szénatom (C-3) emelkedik ki a többi gyűrűs atomok síkjából, lehetővé téve C-3 és N-4 atomok nem-hidrogén szubsztituenseinek transz-pszeudodiaxiális elhelyezkedését.
51
6. Dopamin- és hisztaminszármazékok esetében a lehetséges izomerek száma kétszeresére nőtt a regioizomerek (normál, neo) keletkezése miatt. 7. N-benzilszármazékokban a benzilcsoport ekvatoriális (E) és axiális (A) helyzetet foglalhat el, ami szintén kétszeresére növeli a lehetséges sztereoizomerek számát. Az 1.-3. pont (oxindol-származékoknál 5. is) sztereogének elemeinek együttese (sztereodeszkriptorok) adja meg a kérdéses vegyület sztereokémiai leírását. Nem vizsgáltuk a vinil-, a hidroxi-, a hidroximetil- (acetilezett származékoknál az acetoxi- és acetoximetil-) és a metoxikarbonil-csoportok konformációs helyzetét. A legvalószínűbb konformációk kiválasztásakor az ALCHEMY II programmal (ALCHEMY II molecular modeling system for the IBM PC. Tripos Associates, Inc., St. Louis, MO.) megszerkesztettük a lehetséges sztereoizomérek képletét, majd a megfelelően kiválasztott atompárok között megmértük a téren keresztüli távolságot, amit a két atom van der Waals sugarai összegének százalékában fejeztünk ki. Jelentős sztérikus interferenciát tételeztünk fel, ha ez az érték 67%-nál kisebb volt (l. Függelék, A táblázat). A szerkezetek valószínűségének mérlegelésekor a téren át érvényesülő sztérikus interferenciák mértékét és számát vettük figyelembe. A metilénhíd körüli kétszer kilenc (R és S sor) nyitott konformáció analíziséhez gráfot szerkesztettünk, amit a 33. ábra mutat. A szerkezeteket Newman projekcióban ábrázoltuk a dopaminszármazék számozásával. A többi gyűrűrendszer eltérő számozását a kis képletek mutatják. Egy adott konformáció projekciós rajzában a C-1 és C-11 közötti kötés, valamint a C-12 és felénk irányuló liganduma (H-12, C-13, C-17) közötti kötés merőleges a papír síkjára. Ez utóbbi ligandum kis körbe rajzolva látható. A képletekben a kétfejű nyilak a szterikus interferencia helyét jelölik. A képletszámok mellett esetenként zárójelbe tett N és P azt jelzi, hogy a dihidropirán-gyűrű negatív, illetve pozitív konformációja esetén a nyillal jelzett sztérikus interferencia nem lép fel. A képletek közötti kettős nyilak az egymásba való átmenetet jelölik a fölöttük megadott kötés körüli forgás révén. Az egyensúlyi nyílra rajzolt karika azt jelzi, hogy a forgás során két nem-hidrogén ligandum kevésbé kedvező fedő állásba kerül (sztérikus kölcsönhatás az átmeneti állapotban). Minden egyes konformer e hidrogének és a szomszédos hidrogének közötti szinklinális (sc) és/vagy antiperiplanáris (ap)
52
helyzetekkel jellemezhető, amit az egyes képletek alatti kis táblák mutatnak. Mint ismeretes, az előbbi helyzetre a 3JH,H alacsony, az utóbbira magas értéke utal. az R sorozatban: X
az S sorozatban: X =C Y = N2
1-11
H
1-11
11S
X C13
H
C
S21 R12(P)
1-11
C
C13
11-12
S11(P) R22(P)
Y
H
11-12
11 S
1-11
X
Y
H11R
H
C17
H1 S31 R32
11-12
C13 X
12
C
H1 17
S22(N) R11(N)
1-11
11-12
11-12
H3 N H
2
H
S32 11-12 R31
C13
C17
H
R
O
H1 1-11
H3 7 2
H
H11S
3
O S
NH4 H15
14
H H H3CO
15
R
H
R
20
O 16
O N
HO H1 HO
S13 R23
H11R
Y
H11R sc sc 1 sc sc H S33 R33
O
16
C17
Y
S23 R13
1-11
H
12
H1
N
20
15
C13
1-11
H12
H12 X
H15
Y
H11S
sc sc ap sc C13
N4
3
HS 14 HR H3CO
sc ap 1 sc sc H
X
X
11S
H11R
H11S ap sc sc sc
C17 H
11-12
1-11
Y
11R
H12
H11 R sc ap ap sc
C13
H12
C13
S12(N) R21
11-12
Y sc sc sc ap H11S
C17
H11S ap ap 1 H sc sc
C17 X
11-12
H11R
X
H11R sc sc ap ap
H1
H12
H-11S
H12 17
Y
C17
13
H-11R
Y
H11S ap sc H1 sc ap
10
12
H-1 H-12
H11R
X = N2 Y = C10
10
1
NH2 H12
O
HO H
17
11
HS R H H3CO
H1
12
O
R
10 1
OH S
11
H R H H3CO
13
H1
NH2 H
12
12
N H
17
O 13
O
R
H
9
1 10
HS R H H3CO O
N
NH2 H
11
11
H
16
9
H1 1
R
NH2 H11
10
O 12
N
HSHR H3CO
11
H
R
16
O 12
O
33. ábra. A metilénhíd körüli lehetséges nyitott konformerek gráfja. A magyarázatot ld. a szövegben. R = OglcAc4 (tetraacetil-b-D-glükopiranoziloxi), illetve Oglc (b-Dglükopiranoziloxi).
53
Mind az S, mind az R sorban öt konformer esetében (13, 23, 31, 32, 33) a legkisebb ligandum H-1 és/vagy H-12 szinklinális helyzetben van a metilénhíd mindkét (H-11proR és H-11proS) hidrogénjével. Ebből következik, hogy C-1-hez és C-12-hez kapcsolódó nagy ligandumok (C-10 és N-2, illetve C-17 és C-13) kedvezőtlen térbeli közelségbe kerülnek egymáshoz. Ezen kívül a 21 és 23 számú konformer esetében az aromás gyűrű (pirrol, benzol, imidazol) erősen megközelíti a vinil- vagy a metoxikarbonil-csoportot. Mindezek a konformerek tehát kedvezőtlen, bár létképes szerkezeteket modelleznek. A következő lépést mindkét sorban (R és S) a fennmaradó három konformerben (11, 12, 22) a dihidropirán- és tetrahidropiridin-gyűrűk konformációjának (N vagy P csavarulat) a vizsgálata képezte. Az S12, S22 és R11 konformereknél a dihidropirángyűrű pozitív konformációja, az S11, R12 és R22 konformereknél ugyanezen gyűrű negatív konformációja esetén kedvezőtlen térbeli kölcsönhatás áll fenn H-1, vagy N-2 és a metoxikarbonil- vagy a vinilcsoport között. Ezen sztereoizomerek képződése tehát kevésbé valószínű. A fennmaradó („kedvezményezett”) konformerek a következők: S11, R12, és R22 szerkezetek PN és PP gyűrűkonformációval, valamint S12, S22, és R11 szerkezetek NN és NP gyűrűkonformációval (a Függelék A táblázatában félkövéren kiemelve). A továbbiakban az egyes vegyületek sztereokémiai vizsgálatánál a konformerek ezen leszűkített készletéből indulunk ki. Laktámok esetében a lehetséges konformerek kiválasztásakor abból a szükséges feltételből indultunk ki, hogy a tetrahidropiridin nitrogén atomjának és a metoxikarbonil-csoportnak a laktamizációhoz megfelelelő térhelyzetben kell lenni. Ez a feltétel a kilenc lehetséges nyitott konformáció közül mind az R, mind az S sorban csak két konformer esetében teljesül, ezek az R12 és R33, valamint az S13 és S31. 2.2.2. Általános megállapítások a térszerkezetvizsgálatokkal kapcsolatban A térszerkeztvizsgálatoknál főként a különböző technikákkal nyert 1H NMR paraméterek (kémiai eltolódások, csatolási állandók, keresztcsúcsok) bizonyultak a leghasznosabbnak. A metilénhíd körüli konformációk kiválasztásánál elsősorban a metilénprotonok és a szomszédos protonok közötti csatolási állandók adtak nagy segítséget, amelynek
54
következtében a laktámokban nemcsak a konformációt, hanem a Mannich-centrum konfigurációját is meg lehetett állapítani. A nem-laktám vegyületekben részletes vizsgálatok voltak szükségesek, amelyekben a közeli protonoknak NOESY vagy ROESY keresztcsúcsai adtak fontos információt. A dihidropirán-gyűrű konformációja egyértelműen megadható a 3J17,18 (hisztaminszármazékokban: 3J16,17, triptaminszármazékokban: 3J20,21) csatolási állandó nagysága alapján. A csatolási állandó kis értéke (~2 Hz) jelzi a dihidropirán-gyűrű konformációs egyensúlyának erős eltolódását a negatív, nagy értéke (~8,0 Hz, számított: j = 180°, 9,1 Hz, j = 60° 2,3 Hz [123]) esetén a pozitív félszék konformer irányába. (34. ábra, a és b). dihidropirán gyűrű O H
O
H
HS H
b
negatív konformációban
pozitív konformációban
H H H
H
tetrahidropiridin gyűrű az S sorozatban
H
H
S
H
H
H
H
H
H
N
R N
H
H H
R
R
C
H
H
O H
a
tetrahidropiridin gyűrű az R sorozatban H
C HS
C HR
C
H
H
H
H
O
C HR
O
H
O
H
R
C
H H
H
H
HS
H HR
HS H C
H C H H
H
S
H
H
HR H S
N
H
H
H H
H
HS N
H
H
H
c
d
H e
f
negatív konformációban
pozitív konformációban
negatív konformációban
pozitív konformációban
H
34. ábra. A dihidropirán- és a tetrahidropiridin-gyűrű lehetséges konformációi. A nyilak térközeli hidrogéneket mutatnak. Az első esetben a két csatoló hidrogén transz diekvatoriális állású, a vinilcsoport és a tetraacetilglükoziloxi-csoport pedig transz-diaxiális állású, a második esetben az állások felcserélődnek. Megjegyezzük, hogy a sztriktozidinnek (T3a) megfelelő sztereokémiával (S11PP) rendelkező származékok (H3a, D3a, D4a) kivételével, a dihidropirán-gyűrű mindig negatív konformációjúnak bizonyult. Ennek következtében viszont a laktámgyűrű konformációja szükségszerűen pozitív. A tetrahidropiridin-gyűrű konformációja szorosan összefügg a Mannich-centrum konfigurációjával (34. ábra, c, d, e, f). E gyűrű konformációjára a laktámokban a tetrahidropiridin nitrogénatomjával
55
szomszédos szénatom egyik hidrogénjének nagy kémiai eltolódásából lehetett következtetni. A paramágneses eltolódás a laktám karbonilcsoportjától származik [120], a kérdéses hidrogénnek tehát e csoporttal koplanárisnak (ekvatoriálisnak) kell lennie, ez pedig a Mannich-centrum R konfigurációja esetén csak negatív (c), S konfigurációja esetén csak pozitív (f) konformációban lehetséges. Az N-benzilvegyületekben vizsgálataink szerint (lásd később) a tetrahidropiridin-gyűrű két nagy térkitöltésú liganduma, a szekologanin alegység és a benzilcsoport transz-diaxiális állású. Ez a Mannich-centrum R konfigurációja esetén csak a tetrahidropiridin-gyűrű pozitív (d), S konfigurációja esetén csak negatív (e) konformációja esetén lehetséges. A 34. ábra háromdimenziós képleteiben nyilak jelzik azokat a térközeli hidrogénatompárokat, amelyeknél az NOESY spektrumban keresztcsúcs várható. 2.2.2. Laktámszármazékok sztereokémiájának vizsgálata A laktámszármazékok sztereokémiai vizsgálata azon alapult, hogy a kapcsolt vegyületekben a szekologaninból származó C-12 (hisztaminszármazékban: C-11 és oxotriptamin-származékban: C-15) kiralitáscentrumnak konfigurációja bizonyítottan S [20], [65], [66], és a Mannich-centrummmal való kapcsolatát a laktámgyűrű mereven meghatározza. A laktámok sztereokémiáját legrészletesebben az R sorban a D7c, az S sorban a H7a vegyületnél lehetett vizsgálni. 2.2.2.1. Laktámok térszerkezetének vizsgálata a metilénhíd csatolási állandói alapján A metilénhíd körüli konformáció vizsgálata a ciklizáció következtében a korábban említett négy lehetséges konformerre korlátozódhatott (R12, R33, S13 és S31), és egyúttal a Mannich-centrum konfigurációjának megállapítását is lehetővé tette. Valamennyi laktámban a metilénprotonok kétféle csatolási mintájának egyike valósult meg. Az egyik csatolási mintában, amely a D7b, D8b, H7b, H8b és H8c, valamint D7f, D7g, D8c, D8d, H7c, H7d vegyületek spektrumában volt látható, az egyik metilénhidrogén nagy csatolást ad mind a H-1, mind a H-12 (hisztaminszármazékokban
56
a H-11) hidrogénnel, a másikban, amely a H7a vegyületében volt mérhető, csak az utóbbival. Az első minta az R12, a második az S31 konfigurációnak és konformációnak felel meg (33. ábra). Mivel a szokásos ábrázolásmódban a H-12 (hisztaminszármazékokban a H-11) atom b-axiális állású, R12-ben a H-1 szintén b-axiális, S31-ben pedig a-ekvatoriális állású. Minden laktámszármazék esetében a 3J17,18 (hisztaminszármazékban 3J16,17) csatolási állandó kis értéke (1,7-2,8 Hz) jelezte a dihidropirán-gyűrű negatív konformációját, ami a vinil- és glükopiranoziloxi-csoport diaxiális helyzetét mutatja. H H
H
O
6 7
5 8
9 10
H H
O
O
4
O H 3
H
2 1
N
H 19
O O
H
14
O 11
HR
HS
H
H
17
H
H
D7a
3 4
5
H
H
O R
7 8
O
9H
2
NH
H
H O
19
1´
O
14
O 11
HR
12
HS
H
18 17
R
H
1 10
6
H
H H
2´
O
H
H O
H H
5´
H O R
O
16
15
H H
12 18
O H
H H H O
H
O
H
H
O
H
H H R
O H
O
H H
H
R
R
H
H
H H
16
15
H
D7b
H H
35. ábra. D7a és D7b háromdimenziós szerkezete. A nyilak a s–konjugációs stabilizáló kölcsönhatást mutatják a glükozidos kötés körüli G11 konformerben. R = acetil. Az R12 és S31 konformereknél (33. ábra) a C-12–C-11–C-1–N-2 atomok által meghatározott diéderes szög a negatív csavarulatú dihidropirán-gyűrűvel való kapcsolódás miatt szükségszerűen pozitív. A laktámok 1H NMR spektrumában egyik H3 hidrogén jele erős paramágneses eltolódást szenved a karbonilcsoport mágneses anizotróp hatása miatt [120], vagyis az N–C–O síkjában helyezkedik el (35. ábra). Ez a térbeli elrendeződés az R12 izomerben csak a tetrahidropirán-gyűrű negatív konformációjában (N) H-3a esetében (pl. D7b), S31 izomerben csak a tetrahidropirángyűrű pozitív konformációjában (P) H-3b esetében (pl. D7a) lehetséges (34. ábra, c ill. f szerkezet). A tetrahidropiridin-gyűrű ellentétes konformációja esetén mindkét H-3 atom kívül esne az említett síkon. A megállapított konformációt alátámasztja a H-3 és H-4 hidrogének csatolási mintázata is.
57
Az itt levezetett gondolatmenet alapján a kapcsolási reakcióban képződő D7b, D8b, H7b és H8b, H8c laktámoknak, valamint D5b, D6b és H5b benzil vegyületek laktámmá alakított származékainak (D7f, D7g, D8c, D8d, H7c, H7d) a sztereokémiai asszignációja R12NN, a H7a laktámé S31NP. Ez utóbbi vegyület spektrumában észlelhető az „anomális metil jel”, amely az asszignációt megerősíti. 2.2.2.2. Laktámok térszerkezet-vizsgálata az „anomális metil jel” alapján. A D7a vegyületet nem sikerült tiszta állapotban előállítani, hanem csak az epimer D7b vegyület nyers termékében 20%-ban előforduló melléktermékként lehetett kimutatni. Az azonosítást az „anomális metil jel” tette lehetővé. Régóta ismeretes, hogy az S sor acetilezett laktámjaiban a tetraacetilglükoziloxicsoport egyik acetilcsoportjának metilprotonjai a várható 2.0 ppm körüli kémiai eltolódás helyett lényegesen alacsonyabb kémiai eltolódással (triptaminszármazékokban 1,20 ppm, dopaminszármazékokban 1,55 ppm) jelennek meg az 1H NMR spektrumban. Saját vizsgálataink szerint hisztaminszármazékokban 1,72 ppm értéknél láthatók. A jelenség jól ismert az S sorba tartozó acetilezett laktám tetraacetilsztriktozamid (T7aAc4) és tetraacetil-demetilizoalangizid (D7a) estében [64], [85], [104], [105]. Ez a tény Podányi részletes vizsgálatai alapján és a következő érvelés szerint használható az S sorbeli laktámok azonosítására. Az O´,O´,O´,O´-tetraacetil-18,19-dihidrosztriktozamid (68b) esetében szelektív INEPT mérés szerint [104], [121] a diamágneses eltolódású metil jel a b-D-glükopiranoziloxi egység 2´-acetoxi-csoportjától származik, melynek metilcsoportja az aromás gyűrű diamágneses árnyékoló terében van. Az indolgyűrű H-9 és H-11 hidrogénjei és a kérdéses metilcsoport térbeli közelségét NOESY mérések is megerősítették. Hasonló eredményre jutottak Aimi és munkatársai is rokon vegyületek esetében HMBC mérések alapján [122]. A pentaciklusos aglikon egység merev szerkezete miatt a kölcsönhatásban levő aromás gyűrű és a metilcsoport távolsága elsősorban a glükozidos oxigén körüli konformációtól függ. Ennek analízise szerint [52] a kilenc lehetséges nyitott konformer közül egyedül a G11 jelű konformerben marad a metilcsoport az aromás gyűrű közelében, a 2´-acetoxi-csoport rotációjától függetlenül. A glükozidos oxigén körüli G11 konformációt kettős skonjugáció stabilizálja, a konformációanalizis pedig a glükozidos híd körül azt mutatta,
58
hogy egyedül ez a konformer mentes szterikus interferenciáktól. A 35. ábra (57. lap) a D7a vegyületen mutatja be az „anomális metil jel”-et eredményező konformációt: O-18 egyik nemkötő elektronpárja az O-14–C-18 kötéssel, másik nemkötő elektronpárja a C1´–O-5´ kötéssel antiperiplanáris elhelyezkedésű. Az is látható, hogy D7b vegyület lapos térszerkezetű, és benne nem várható hasonló hatás. Az „anomális metil jel” tehát alkalmas D7b vegyület nyers mintájában, további tisztítást megelőzően jelenlevő, kis mennységű D7a vegyület azonosítására. Mivel az aglükon gyűrűrendszere merev, az „anomális metil jel” megjelenése elégséges volt ahhoz, hogy a D7a vegyület teljes térszerkezetét analógiában H7a eredményével (S31NP) megállapítsuk: C-1 konfigurációja S, C-11 körüli konformáció (S)31, a dihidropirán-gyűrű konformációja negatív (N), a tetrahidropiridin-gyűrűé pozitív (P), a glükozidos oxigén körüli konformáció pedig G11. A H7a hisztamin-származék spektrumában is
észlelhető az „anomális metil jel”, bár a triptamin- és
dopaminszármazékokkal összehasonlítva kisebb kémiai eltolódásnál jelenik meg (1,72 ppm). Mivel a glükoziloxi-csoport térhelyzete független az aglikon térszekezetétől, feltehető, hogy a glükozidos oxigénhíd körüli konformáció az R sorbeli vegyületekben és a nem acetilezett származékokban is ugyanilyen (G11), de ez utóbbi esetekben kimutatása nem lehetséges. 2.2.3. Észterszármazékok térszerkezetének vizsgálata 2.2.3.1. A dopamin és a hisztamin R sorbeli benzilszármazékainak szerkezetvizsgálata Mivel az R sorbeli laktámokban a Mannich-centrum konfigurációja a metilénhíd körüli protonok csatolási állandójából közvetlenül levezethető, D5b és D6b vegyületek esetében a konfigurációt a benzilcsoport eltávolítása (és a vinilcsoport hidrogéneződése) után keletkező laktámokéra (D7g és D8d) vezettük vissza. D7g és D8d vegyületekben, az előző fejezetben leírtakhoz hasonlóan a metilénhíd egyik protonja adott nagy csatolási állandót mind a H-1, mind a H-12 protonnal, ami egyértelműen az R12 konformer jelenlétét igazolta. Mivel pedig a preparatív korreláció enyhe körülmények és a kiralitás centrum részvétele nélkül játszódott le, jogosan feltételezhető volt a
59
Mannich-centrum R konfigurációja a kiindulási benzilszármazékokban is, amelyek konformációit természetesen további NMR vizsgálatokkal kellett igazolni. E vegyületekben (D5b és D6b) a metilénhíd két különböző protonja adott nagy csatolási állandót a szomszédos protonokkal. Ez az jelentette, hogy bennük az (R/S)11 vagy az (R/S)22 konformáció (33. ábra) valósult meg. Mivel a négy szerkezet mindegyikének tetrahidropiridin-gyűrűje felvehet pozitív vagy negatív konformációt, de dihidropirán-gyűrűje,
a
3
J16,17
alacsony
értékének
tanusága
szerint,
negatív
konformációban van, nyolc térszerkezetet kellett figyelembe venni. A részletes vizsgálat D5b vegyülettel történt. A számítógéppel megszerkesztett háromdimenziós képletekben három H-H atompár között megmértük a atom–atom távolságokat a téren át. Ezeket a „leolvasott” értékeket a 6. táblázat mutatja. Az alternatív értékpárok között nagy különbség van, így a megkülönböztetés egyértelmű. A NOESY spektrumban megjelenő keresztcsúcsok térfogati integráljaiból kiszámítottuk a („számított”) atom–atom távolságokat is. 6. táblázat. A D5b vegyületben kiválasztott atompárok távolsága (Å) NOESY keresztcsúcsok térfogati integráljaiból számolva és nyolc modellről leolvasva. NOE modellen leolvasott értékek R11NN R11NP R22NN R22NP S11NN S11NP S22NN S22NP H-9–H-11b1 2,61 2,02 3,57 3,86 3,87 3,66 2,44 2,50 2,08 H-1–H-17 2,41 1,88 4,71 4,71 4,78 4,72 1,87 1,87 1,88 2 H-3ax–H-11a 2,55 4,54 4,58 4,58 2,12 1,96 2,05 2,11 4,55 A NOE mérésekből számítottakkal jól egyező értékek félkövéren vannak jelölve. 1 H-11b antiperiplanáris H-12-vel, 2 H-11a antiperiplanáris H-1-gyel (csatolási állandók alapján). További a valamennyi modell esetében közel azonos értékek (H–H: NOE mérésből számított, modellről leolvasott): H-1–H-11a: 3,1, 3,0; H-3ax–H-3eq: 2,1, 1,8; H-4ax–H4eq: 2,1, 1,7; H-11a–H-11b: 2,1, 1,7; H-12–H-17: 2,2, 2,4; H-12–H-18: 3,4, 3,7; H-17– H-18: 2,3, 2,5; H-16–H-15Z: 3,1, 3,1; H-16–H-15E: 2,4, 2,4; H-15Z–H-15E: 1,9, 1,9; H4ax–H-6: 3,1, 2,9; H-4eq–H-6: 2,6, 2,5. A „számított” és ”modellről leolvasott” értékek összehasonlítása azt mutatta, hogy H-9 atom és a H-12-vel antiperiplanáris H-11 atom közötti rövid, téren át mért távolság csak az (R/S)11 konformerekben lehetséges. A H-1 és H-17 közötti rövid távolság alátámasztotta a Mannich-centrum korábban már kísérletesen megállapított R konfigurációját. Az axiális helyzetű H-3 atom és a H-1-gyel antiperiplanáris H-11 atom közötti rövid távolság pedig C-1 R konfigurációja esetén a tetrahidropiridin-gyűrű pozitív konformációját kívánta meg. A további NOESY adatok (számított értékek: H-1–H-
60
BnCH2b: 2,8 Å; H-1–H-2"ar: 2,7 Å) megmutatták a benzilcsoport axiális, ennek következtében a C-1 és N-2 atomokhoz kapcsolódó nagy szubsztituensek transzdiaxiális állását. A fentiek alapján a vegyület sztereokémiája R11NP. A régioizomer D6b esetében a C-11 körüli konformáció és a tetrahidropiridingyűrű konformációjának meghatározásához szükséges csatolási állandók, valamint a megfelelő hidrogének kémiai eltolódásai közel azonosak voltak az D5b vegyületnél mért értékekkel. A két vegyület
13
C NMR spektrumában a szekologanin-alegység
szénatomjainak eltolódáskülönbsége 1 ppm értéken belül volt. A két vegyület C-1 atomjának 3,5 ppm értékű eltolódáskülönbsége ebben az esetben az O-9 atom sztérikus g-effektusának köszönhető és megerősítette az aromás protonok alapján megállapított neo izomériát. Ezen adatok alapján D6b sztereokémiai asszignációja szintén R11NP. Tetraacetil-N-benzilhisztelozid (H5b) Mannich-centrumának 1R konfigurációját szintén a Mannich-centrumot nem érintő reakciókkal előállított laktámszármazékának (H7d) sztereokémiájából lehetett levezetni. A 3J16,17 csatolási állandó alacsony értéke jelzi
H5b
vegyületben
tetrahidropiridin-gyűrű
is
a
dihidropirán-gyűrű
konformációját a vegyület
negatív
konformációját.
A
ROESY spektruma alapján
állapítottuk meg. Az egyik H-10 hidrogén keresztcsúcsot adott az egyik H-3 hidrogénnel (a 34. ábra d szerkezetében nyil jelöli a kölcsönhatás helyét). Ennek feltétele a C-10 szénatom és a kölcsönható H-3 hidrogénatom cisz diaxiális állása. A kémiai korrelációból ismert C-1R (H-1b) konfigurációnak megfelelően C-10 a szokásos ábrázolás esetén a térhelyzetű, vagyis a kölcsönhatásban résztvevő H-3 hidrogénnek is a axiális helyzetűnek kell lennie, ami csak pozitív konformációjú tetrahidropiridingyűrű (P) esetén lehetséges. A másik, H-3b ekvatoriális hidrogén a benzilcsoport metilénhidrogénjeivel adott keresztcsúcsot, ami bizonyítja a benzilcsoport b axiális állását. Következésképpen a nagy térkitöltésű csoportok, tehát az N-2 nitrogénhez kapcsolódó benzilcsoport és a C-1 szénatomhoz kapcsolódó szekologanin-alegység transz-diaxiális állásban vannak. A H-4b axiális hidrogén és a benzilcsoport metilénhidrogénjeinek keresztcsúcsa a C-3–N-2 és a C(H2)benzil–C-1" kötések antiperiplanáris helyzetére utal (36. ábra).
61
H H
H
O
H
Ha
N
4
H
H
2
3
Ha
16
1 10
N H H
H HH
9
N
AcO H
H
H
H O H H
R
H O O 17
H O
Ac
H
H H H O
11
S
Ac O H
H
H 1"
H Ac
H
12
H
H
O
H
36. ábra. Tetraacetil-N-benzilhisztelozid (H5b) térszerkezeti ábrája. R = Ac. A C-10 szénatom körüli konformáció megállapítása H,H csatolási állandók és ROESY keresztcsúcsok alapján történt. Az egyik H-10 hidrogén H-1, a másik H-11 hidrogénnel adott nagyobb csatolási állandót, ami a csatoló hidrogének közel antiperiplanáris helyzetére utal (33. ábra). Ez a csatolási minta az R sorban csak az 11 és 22 konformerek jellemzője. A kettő között, ROESY spektrumban megjelenő és a H-1 és H16 közelségét jelző erős keresztcsúcs alapján lehetett dönteni. Modellen mérve R11NP konformerben a két atom távolsága 1,88 Å, míg R22NP konformerben 4,72 Å, ami jelzi, hogy H5b esetében a C-10 körüli konformáció az R11 konformerhez áll legközelebb. Következésképpen sztereokémiai asszignációja: R11NP. 2.2.3.2 A dopamin és hisztamin S sorbeli nem-benzil-származékainak szerkezetvizsgálata Tetraacetil-izohisztelozid H3a (37. ábra) szerkezeti analógja a b-karbolin alkaloidglükozidok között a nem-tetraacetil sztriktozidin [52]. A C-1 Mannich-centrum 1S konfigurációját a laktamizáció után kapott H7a sztereokémiai vizsgálatából, valamint H7a 1H NMR spektrumában (CDCl3) 1,76 ppm kémiai eltolódás értéknél megjelenő, 1S acetilezett laktám származékokra jellemző „anomális metil jel”-ből származtattuk. A 3J16,17 csatolási állandó nagy értéke (8,0 Hz) jelzi a dihidropirán-gyűrű pozitív konformációját (P). Ezt támasztja alá az intenzív NOE keresztcsúcs a H-10proS
62
és H-17 hidrogének között a NOESY spektrumban (34. ábra, b szerkezet, köcsönhatás helye nyillal jelölve). H-1 és H-3a közötti NOE kölcsönhatás mutatja a két atom közelségét, azaz cisz diaxiális helyzetüket (34. ábra, f szerkezet). Mivel az S sorban a H-1 hidrogén a szokásos ábrázolásban a helyzetű, axiális helyzete csak akkor lehetséges, ha a tetrahidropiridin konformációja pozitív (P). Negatív konformáció esetén H-1 és H-3b között várnánk jelet, ami azonban nem jelent meg. A C-10 szénatom körüli konformáció megállapításához ismét H-10 csatolási állandói adtak támpontot (33. ábra). Az egyik H-10 hidrogén a H-1, a másik a H-11 hidrogénnel adott nagy csatolási állandót, ami a csatoló atomok antiperiplanáris állására utal. Ez a csatolási minta az S sorban is 11 és 22 konformerek jellemzője. A két konformer között a H-1 és a H-17 atomok közötti távolság alapján lehet dönteni. A számítógéppel szerkesztett modelleken a két proton között téren át mért távolság S11PP esetében legalább 4,8 Å, S22PP esetében legfeljebb 2,8 Å. Mivel a NOESY spektrumban a várt tartományban nem jelent meg keresztcsúcs, az S11 metilénhíd körüli konformáció valószínűsíthető. Ezt a konformációt támasztja alá az a tény is, hogy a sztriktozidinben (T3a) az analóg spektroszkópiai adatok nagyon hasonlók. HH H O O
H 12
H H 3
H
H N2 H
4
N
H
10
9
N
16
11 1
H
H
H
HR H
O 17
HS H
H
O
H
O
1"
R
H
H H
O
H
O
H
H
H O
H
R
O R
R
37. ábra. Tetraacetilizohisztelozid H3a térszerkezeti ábrája. A D3a és D4a 1:1 arányú keverékének 1H NMR spektrumában a jelek túlnyomó többsége átfedett, a 13C NMR spektrumban azonban mindkét vegyület teljes jelkészletét asszignálni tudtuk. Az analóg szénatomok kémiai eltolódása a legtöbb esetben 1 ppm
63
intervallumon belül volt. A legnagyobb eltolódáskülönbséget (3,5 ppm) a két vegyületben eltérően szubsztituált C-9 szénatomhoz közeli C-1-es szénatom esetében észleltük. Az 1H NMR spektrum aromás tartományában észlelt jelfelhasadások alapján a D3a vegyület a normál, D4a pedig a neo sorhoz tartozik. Az előbbiben tehát a C-9 atomhoz hidrogén, az utóbbiban pedig oxigénatom kapcsolódik, amely sztérikus geffektus révén okoz különbséget a kémiai eltolódásban. A két vegyület Mannichcentrumának S konfigurációját a megfelelő laktámok (D7a és D8a)
1
H NMR
spektrumában megjelenő „anomális metil jel” alapján asszignáltuk. A 3J17,18 csatolási állandó értéke viszonylag nagy a sztriktozidinhez hasonlóan (7 Hz, sztriktozidin (T3a) esetében 8,8 Hz), és a dihidropirán-gyűrű pozitív konformációjára utal. T3a konformációinak analízise alapján e gyűrű negatív konformációja sztérikus okokból nagyon kedvezőtlen. A metilénhíd körüli konformációnak és a tetrahidropiridin-gyűrű konformációjának megállapítására az NMR adatok nem voltak elégségesek, ezért sztereokémiai asszignációjuk (a hiányzó adatokat X és Y betűvel jelölve): SXXPY. 2.2.3.3. D5a szerkezetvizsgálata a C-1 Mannich-centrum epimerizációjával Az N-benzil-dopamin (2a) és tetraacetilszekologanin (1a) reakciójából 1S sorba tartozó vegyületként csak a D5a normál izomert tudtuk izolálni 80 %-os tisztaságban (20 % epimer D5b). A neo izomer D6a jelenléte a reakció termékei között nem volt kimutatható. D5a C-1 kiralitáscentrumának 1S konfigurációját az epimerizációs kísérletből származtattuk (ld. 43. lap). Az igazolt szerkezetű D5b átalakult D5a izomerré és viszont. D5b-vel megegyező módon D5a esetében is a C-1-hez kapcsolódó nagy szubsztituens axiális helyzetű, a tetrahidropiridin-gyűrű konformációja azzal ellentétesen negatív konformációjú (34. ábra, e szerkezet). Ezt bizonyítja a két vegyület 13
C NMR spektrumában a C-3 szénatom közel azonos kémiai eltolódása, mivel a g
téreffektus érvényesül mindkét esetben, valamint a két vegyület 1H NMR spektrumában a H-3 és H-4 hidrogének közötti csatolási állandók is. C-1 és N-2 nagy térkitöltésű szubsztituensei tehát transz-diaxiális helyzetben vannak. Az epimerizáció során (D5bből D5a és ellenkező irányban) a tetrahidropiridin-gyűrű konformációja megváltozik. Jó korrelációt kaptunk D5a, D5b és az analóg b-karbolin sorba tartozó vegyületpárok (T5a és T5b) 1H és 13C NMR spektrumainak paramétereit összehasonlítva. A T5a vegyülettel
64
való analógia alapján feltételezhető, hogy a C-11 körüli konformáció torzult (S)12, az NMR adatok azonban nem voltak elégségesek ennek igazolására, ezért 5a sztereokémiai asszignációja (a hiányzó adatokat X-el jelölve) SXXNN. 2.2.4. A spirooxindol-vegyületek benzilszármazékainak vizsgálata A spirooxindol-vegyületek körében, a tetraciklusos, benzilezett észter-epimerpárban (7R-O5a és 7S-O5a) a 1H és
13
C kémiai eltolódások legnagyobb része nagyon
hasonló értéket mutatott. A 7S epimerben a H-3 és H-15 protonok nagy csatolási állandót adtak a két különböző H-14 protonnal, ami az (R/S)11 vagy (R/S)22 szerkezeteknek felel meg (33. ábra). A 7R epimerben a csatolási állandó mintája hasonló, de a nagy és kis csatolási állandók között a különbség sokkal kisebb volt. Ez arra utalt, hogy ebben a vegyületben a C-14 körüli konformáció jelentősebben eltér a nyitott állástól, amit a 2D HETLOCK NMR spektrumból kapott szén-proton csatolási állandók értékei is alátámasztottak. Ezt a tényt úgy kell értelmezni, hogy a vegyület a fent jelzett konformerek egyikének torzult formájában van, vagy e konformerek között gyors egyensúly áll fenn az egyik javára. Mivel a fenti (R/S)11 és (R/S)22 konformerek mindegyike 7R és 7S epimer párban létezhet, a dihidropirán-gyűrű konformációja viszont a 3J20,21 csatolási állandó alacsony értékéből következtethetően negatív, a benzilcsoport elhelyezkedése pedig a konformációanalízis szerint csak ekvatoriális helyzetben kedvező, nyolc szerkezetből kellett kiválasztani a két tényleges szerkezetet. Az analízishez számítógépen megszerkesztettük a lehetséges szerkezeteket, és megmértük kiválasztott H-H párok távolságát a téren át. Ezeket az értékeket a 7. táblázat (következő lap) tartalmazza (a 3 Å-nél rövidebb értékek ki vannak emelve). Mindkét vegyületben NOE kölcsönhatás jelezte, hogy a H-15-tel antiperiplanáris H-14 atom a benzilcsoport egyik metilénhidrogénjével, a H-3 atom pedig a H-20 atommal van térközelségben. Amint a táblázatból látható, az első kölcsönhatás csak az (R/S)22 konformerekben lehetséges. A második kölcsönhatás alapján pedig meg lehetett állapítani, hogy a Mannich-centrum (C-3) konfigurációja S. A C-7 konfigurációjáról a H-20 kémiai eltolódása alapján lehetett dönteni. A 7R epimerben e proton 1,38 ppm-nél, a 7S epimerben 2,93 ppm-nél jelent meg.
65
7. táblázat. Modellen mért válogatott H–H térbeli távolságok (Å) és 1H NMR adatokból becsült H–H kölcsönhatások (rövid távolságok félkövéren szedve). R11NRE R11NSE S11NRE S11NSE 4,429 4,469 3,669 3,660 3,608 3,530 4,239 4,225 4,727 4,725 1,890 1,889 3,629 3,620 2,480 2,481 5,031 4,435 3,312 3,308
H-14apH-15–HBnR H-14apH-15–HBnS H-20–H-3 H-20–H-14apH-3 H-20–C(ar)3 H-20–O-2
4,561
5,637
4,940
R22NRE R22NSE S22NRE S22NSE 3,351 3,412 2,1531 2,1402 3,197 3,182 2,081 2,026 4,722 4,725 1,8871 1,8882 3,650 3,650 2,480 2,481 5,824 4,888 4,026 2,054 2,934 1,384 5,344 4,485 5,039 2,116
6,562
Jelölések: HBnR és HBnS a benzilmetilén HproR and HproS hidrogénjei; H-14apH-15 és H14apH-3 a H-15 és H-3 hidrogénekkel antiperiplanáris helyzetű H-14 hidrogének. 1 intenzív NOESY keresztcsúcs 7R-O5a spektrumában; 2intenzív jel 7S-O5a NOE differencia spektrumában; 3a legrövidebb távolság a H-20 és az indolegység egyik szénatomja között; 4H-20 eltolódása (ppm) a 7R-O5a vegyületben. H H
H H
H H H H
O
HN
H
3 14
H H
H
H
HS H
H
1
H
H H
O
H
H
AcO H
H
21
H H
AcO AcO
H
H
O
15
H
O
H
H
14
20
AcO
O
H
H H H H HR H
H
H
H
O
3
H
OAc O H
N HS
2
H
O 21
N
1
7
O
20
H H OAc H
H
H
H
H
H
H
O HHR 22
15
H 9
9
H
N
2 7
H H
H
H
H
H
H
O H
H H
O H
H OAc 7R-O5a
H
H
OAc
7S-O5a
38. ábra. 7R-O5a és 7S-O5a térszerkezeti ábrája. A háromdimenziós képletek (38. ábra) azt mutatják, hogy az előbbi epimerben a H-20 atom a C(2)=O karbonilcsoport, az utóbbiban pedig az indol aromás gyűrűjének síkja közelében van. Ismeretes, hogy a karbonilcsoport paramágneses, az aromás gyűrű pedig diamágneses eltolódást okoz a H-20 atoméhoz hasonló helyzetű proton kémiai eltolódásában. A H-20 kémiai eltolódásának a két epimerben észlelt nagy különbsége tehát a két ellentétes irányú anizotróp hatással értelmezhető, és egyben igazolja a 7R és
66
7S konfigurációját a két epimerben. A két vegyület sztereokémiája tehát S22NR és S22NS deszkriptorokkal írható le (az ötödik betű a C-7 spirocentrum konfigurációját jelöli). A benzilcsoport hidrogénjei mindkét H-14 atommal NOE keresztcsúcsot adtak, ami a benzilcsoport pszeudoekvatoriális térhelyzetét igazolja.
67
2.3. A laktamizáció sebessége Korábbi megfigyelések szerint [59][104] a kapcsolási reakcióban keletkező, laktamizációra képes (N-helyettesítetlen) észterszármazékok gyűrűzáródása a vinkozid (T3b) (3R sor) vegyületeiben gyorsabban és enyhébb körülmények között megy végbe, mint a sztriktozidin (T3a) (3S sor) vegyületeiben. Ugyanezt a jelenséget tapasztaltuk a megfelelő ipekozid- (D3b és D3a) és hisztelozid- (H3b és H3a) származékoknál is. A jelenség részben a laktamizációs reakció tetraéderes intermedierjeinek, részben a reagáló amino és metoxikarbonil-csoportok közeledéséhez szükséges rotáció során fellépő átmeneti állapotok (fedő állások) szerkezetének különbségében keresendő. Nyilvánvaló, hogy a tetraéderes intermedierben a C-11 körüli konformációnak közel kell állnia a megfelelő laktámokban megállapított szerkezethez (R12 és S31). Ahhoz azonban, hogy az aminonitrogén és az észterkarbonil-csoport a gyűrűzáráshoz szükséges közelségbe kerüljön, a molekula két szerkezeti alegységének egymáshoz képest a C-1–C-11 és C-11–C-12 (dopamin sor számozása) kötések mentén el kell fordulnia. E rotáció(k) sebessége viszont függ a kiindulási észterszármazék és a tetraéderes intermedier között megvalósuló rotációs átmeneti állapot(ok) zsúfoltságától. A
legkedvezőbb
eduktumkonformerekből
(R/S11,
R/S12
és
R/S22)
a
produktumkonformerekbe (R12 vagy S31) történő lehetséges rotációkat a 39. ábra, (következő lap) mutatja. Az R sorban a gyűrűzárás közvetlen prekurzora R12, amely egyúttal a kedvező kiindulási konformerek közé tartozik, és ezek bármelyikéből (R11, R12, R22) könnyen kialakulhat, olyan átmeneti állapotokon keresztül (R12t1 vagy R12t2), amelyekben két nem-hidrogén ligandum nem kerül egymással fedő állásba. Az S sorban ezzel szemben a laktamizáció prekurzora a kevésbé kedvező S31 konformer, amely a kedvező kiindulási konformerek bármelyikéből (S11, S12, S22) csak a zsúfolt S31t rotációs átmeneti állapoton át tud kialakulni, ebben viszont két nem-hidrogén ligandum (N-2 és C-12, az ábrán nyillal jelölve) fedő állásba kerül. Ennek következtében az S sorban a laktamizáció valamivel nagyobb aktiválási energiát kíván, és ezért kisebb a reakciósebessége.
68
R sorozat
C17
C13 H1
H1 C
13
H11R
C
17
H12 C9
H12
C9 N2
C10
H11S N2
C10
H11S
H11R
R11 P 12-11
H1
R22
M 12-11
C17
M 11-1
H12
C13 C
N2
C17
H
C13
C
9
M 12-11
C
C9
M 11-1
N
10
2
P 12-11
11S
R12 a laktamizáció közvetlen prekurzora
R12t2 átmeneti állapot
S sorozat
H11S
H11R C10
C10
N2 P 11-1
C9 C17
H11S
C13
M 11-1
C H12
H11R
C13 H1
C17
H12
S12
N2
9
H1
S22 H12
M 12-11
H12
N2
C9
M 11-1
H12 H11S
C17
P 11-1
C9
H
11R
C10
M 11-1
N2
C17
C10
N2
C
9
P 11-1
C13
H11S
H11R H1
H1 S11
C13 C17
H11R C10
H11S N2
C10 H11R
P 11-1
H11S
R12t1 átmeneti állapot
P 12-11
C17 H1
H H11R
10
C13
1
H11R C9
H
H12
P 11-1 12
C13
H11S H1 S31t átmeneti állapot
S31 a laktamizáció közvetlen prekurzora
39. ábra. A laktamizációs prekurzorok képződésének átmeneti állapota. A nyilak a sztérikus kölcsönhatást jelzik. P és M: az óramutató járásával megegyező vagy ellentétes forgást mutatja a jelölt kötés mentén. A folyamat zárólépése a metanol eliminációja a tetraéderes intermedierből (40. ábra, 70. lap). Ez akkor következik be könnyen, ha a metoxicsoport axiális helyzetben van. Ekkor ugyanis érvényesül az N-2 nitrogén és a tetraéderes centrumhoz kapcsolódó
69
hidroxicsoport oxigénjének nemkötő elektronpárjával létrejövő kettős sztereoelektronikus hatás (40. ábra, nyilak jelölik). Az S31 konformer (D7a) esetében az intermedier meglehetősen zsúfolt, míg R12 tetraéderes intermedier (D7b) szerkezete lapos, ezért az R sorban ez a lépés is könnyebben megy végbe. R
R
H H
O
6 7
H H
H 5
8
O
4
H 9 10
H H
19
3
H
2 1
N
H
H
H
H
O
14
O 11
HR
HS
12 18
H
17
H
H
H
H H 5
H
H
O R
H
8
O
H H
9H
2
H
H O
NH
1´
O
14
HR
H O
H
HS
12
H
18 17
H
H H
H
H
16
15
H
D7b
H H
40. ábra. A D7a és D7b laktámokhoz vezető tetraéderes intermedierek térbeli ábrázolása. R = Ac.
70
H
5´
O 11
R
H
1 10
6 7
19
2´
H
H 3
4
H
O
O
H
O
16
15
D7a
R
R H H O
H
O
O
H
H H O
O
H H
O
R
O H
O
O R
2.4. A kapcsolási reakció sztereo- és regioszelektivitásának értelmezése A vizsgálatoknál csak az 54. lapon leírt eljárás szerint kiválasztott és kedvezményezettnek tekintett szerkezeteket vettük figyelembe (S11, R12, és R22 szerkezetek PN és PP gyűrűkonformációval, valamint S12, S22, és R11 szerkezetek NN és NP gyűrűkonformációval, az A táblázatban félkövérrel kiemelve). Az értelmezésbe természetesen be kellett vonnunk a disszertációban részletesen tanulmányozott aminok (dopamin, hisztamin és N-benzilszármazékaik,
Nb-benzil-
oxotriptamin) mellett a triptamin, Nb-benziltriptamin és oxotriptamin részvételével lejátszódó kapcsolási reakciókat is [52], [103],[104], [101], [112]. Az alábbi érvelést alátámasztó adatok a Függelék B, C és D táblázatában találhatók meg. Először a Mannich-centrum konfigurációjára és a konformációkra néhány általános megállapítást teszünk. 1. Mint korábban láttuk, a laktamizáció mind az R, mind az S sorban csak egyetlen konformációban lehetséges, ezek a (R)12 és az (S)31. Bár az oldalláncnitrogén és az észterkarbonil-csoport téren át mért és a gyűrűzáródáshoz szükséges rövid távolsága sztérikus zsufoltsággal jár, ezt a laktamizáció energianyeresége kárpótolja, ugyanakkor kikényszeríti a dihidropirán- és tetrahidropiridin-gyűrű megfelelő konformációját is. Érvényes ez az oxindol sorban is. 2. Az R/S22 szerkezetekben (a spirooxindol-származékokat kivéve) kedvezőtlen sztérikus interferencia lép fel a triptamin sorban a H-15 és az indolgyűrű nitrogénje vagy ezen nitrogénhez kapcsolódó hidrogénje (C táblázat), a hisztamin sorban a H-11 és az imidazolgyűrű nitrogénje vagy ezen nitrogénhez kapcsolódó hidrogénje, a dopamin sorban pedig a C-9 liganduma és a szekologanin-alegység egyik hidrogénje (az S22NN szerkezetben H-17, az S22NP és R22PN szerkezetben H-12, az R22PP szerkezetben C19) között (D táblázat). 3. A benzilcsoport a spirooxindol-vegyületek esetében csak az R/S22 izomérekben és ekvatoriális állásban nem okoz szterikus interferenciát, az összes többi izomérben erős sztérikus kölcsönhatás lép fel a C-15, H-20, O-2 vagy H-9 atomok egyikével (B táblázat). Mivel pedig R22PR és R22PS szerkezetben az O-22 atom igen közel kerül az O-2 vagy H-9 atomhoz, egyedül az S22NR és S22NP szerkezetek
71
interferenciamentesek. Valóban ezeket a szerkezeteket igazoltuk a spirooxindol termékekben (7R-O5a és 7S-O5a). 4. A triptamin, dopamin és hisztamin sorban, az R/S22 szerkezetek kivételével, a benzilcsoport csak axiális állásban lehet, mert nincs hely ekvatoriális állásszámára (C, D táblázat). Mivel a benzilcsoport szterikus interferenciája a molekula többi részével a szerkezetet energetikailag előnytelenné teszi, a minimális egyetlen interferencia a viszonylag legkedvezőbb. Valóban, e sorok benzilszármazékaiban az R11NP és az S12NN szerkezeteket tudtuk igazolni (2. táblázat, 37. lap). Az R/S12 konformerekben ugyan kedvezőtlen kölcsönhatás lép fel a biogén amin oldalláncából származó nitrogén (N-4 vagy
N-2) és a metoxikarbonil-csoport (az R sorban) vagy a vinilcsoportot
hordozó szénatom hidrogénje (az S sorban) között (C és D táblázat), e kölcsönhatás alól azonban a vegyület kitérhet a konformáció torzulásával, amire az S12NN izomérekben mért megfelelő csatolási állandókból következtetni lehet. 5. A metilénhíd körüli konformerek gráfjából (33. ábra, 53.lap) látható, hogy a legszabadabb konformerek az R/S11 szerkezetek. Nem benzilezett kapcsolt termékeket csak az S sorban tudtunk izolálni (T3a, H3a, és valószinüleg a D3a és D4a) és ezek valóban ezt a konformációt mutatták. Valószínű, hogy a R sorbeli nem benzilezett intermediereknek is ez a kedvező konformációjuk, de azok jelenlétét a gyors laktamizáció következtében nem tudtuk kimutatni. 6. A dihidropirán-gyűrű csak a legszabadabb, S11 szerkezetben veszi fel a kedvező P konformációt, amelyben a nagy térkitöltésű ligandumok transz-diekvatoriális állásúak. A többi esetben a molekula más részeiben fellépő interferenciák kényszerítik ki az N konformációt ugyanazon ligandumok transz-diaxiális állásával együtt. 7. A benzilezett nem-laktámszármazékokban a tetrahidropiridin-gyűrűben a nagy térkitöltésű szekologanin-alegység axiális állást veszi fel. A Mannich-centrum epimerizációja esetén ezért a tetrahidropiridin-gyűrű konformációja is megváltozik. Részleteiben a sztereo- és régioszelektivitást a következőképen értelmezzük. 1. A benzil-oxotriptamin (5b) és a tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója a legegyszerűbb, mivel nem következhet be laktamizáció, és nem képződhetnek régioizomerek. A reverzibilis Mannich-típusú reakcióban [48] kizárólag a 3S konfigurációjú, C-7 centrumon epimer pár (7R-O5a és 7S-O5a) keletkezik. A szelektivitást az N-benzil-csoport okozza. A számítógépes modellek analízise szerint (B
72
táblázat), az oxindolalegység és a benzilcsoport erős sztérikus kölcsönhatása miatt az utóbbinak pszeudoekvatoriálisan kell elhelyezkedni, ami csak az R22 és S22 konformerekben lehetséges. Az R22PSE és R22PRE konformerekben azonban, amint arról már korábban szó volt, az O-22 és O-2 illetve O-22 és H-9 atompárok kedvezőtlen közelségbe kerülnek (41. ábra, nyíl jelöli), ezért az egyensúly eltolódik a kedvező S sor konformereinek irányába. Ezek sztereokémiai asszignációja S22NSE és S22NRE (38. ábra, 66. lap). H H H H
H
H AcO
H H
H H H H
H
O
HH H O H 3 N O 2
7
H H
OAc
H
H OAc
H H
O
22
H
HS
0.679 Å
14 R
H
H
O
21
15
20
H
H HH
H
H
H H
H
N
H
H H
O
H
H N
H 3
O 22
9
14
HR H
7
H H
H H
O
2
N
H
15
H H
20
H
O
21
OAc
H H
O
H
S O HH
OAc
H
H
H AcO
0.724 Å
H H
H
H H
OAc
H
9
H H
O
OAc
H H
H H R22PSE
R22PRE
41. ábra. R22 konformerek térbeli szerkezetének ábrázolása. 2. Az oxotriptamin (5) és a tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója [103], [112] szintén reverzibilis [48]. A spontán gyors laktamizáció következtében az elsődlegesen képződő tetraciklusos spiroésztereket (7R-O3a, 7S-O3a, 7R-O3b, 7SO3b) nem lehetett izolálni és vizsgálni, a gyűrűzárás reverzibilitása miatt pedig C-3 kiralitáscentrumuk konfigurációjára az izolált és C-7 spirocentrumon epimer 3R laktámok (7R-O7b és 7S-O7b) spektrumából sem lehetett következtetni. A termék 3R sztereokémiáját a laktamizáció dönti el: a 3R epimerek sokkal gyorsabban laktamizálnak, mint a 3S epimerek. A laktamizációhoz kedvező R12 konformáció a pirrolidingyűrű felnyilásával (22. ábra, 32.lap) és reciklizációjával mind a 3S, mind a 3R konfigurációjú észter intermedierekből (R22PR és R22PS kivételével) kialakulhat, az egyensúly a gyorsabb laktamizációnak megfelelően az R12NR és R12NS epimer pár (7R-O7b és 7S-O7b) javára eltolódhat. 3. Nb-(4-bróm-benzil)-triptamin (4b) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciójában [104] nem következhetett be laktamizáció, a főtermék (T5b) Mannich-
73
centrumának konfigurációja azonban az analóg spirooxindol-származékokéval (7R-O5a és 7S-O5a) ellentétben 3R (42. ábra).
H
7
N
Bn(4"Br) 4N
3
H 7
1a
+
N
Bn(4"Br) N
2
H
4b H3CO
H3CO
3
H O
OH
H
H
H
NBn(4"Br)
3
H
R H3CO
H
R
O
O R = OglcAc4
R H
H
O
O
O
H N
N
T5b Bn(4"Br)
N
T5a H H3CO
H
R
O
O
42. ábra. Nb-(4-bróm-benzil)-triptamin (4b) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója. Analógiában az irodalmi áttekintésben ismertetett kisérleti tényekkel (26. lap), feltételezhető, hogy elektrofil reakciókban az indolgyűrű b helyzete aktívabb, mint a helyzete, és reverzibilis reakcióban először egy reaktív spiroindolenin köztitermék keletkezik. Bár ezt nem lehetett izolálni, térszerkezete a benzilezett spirooxindolszármazékok (7R-O5a és 7S-O5a) közeli analógjának tekinthető, melyben C-2 szénatomhoz =O helyett –H kapcsolódik, a kedvező konformer pedig ugyancsak S22NRE és S22NSE lehet (66. lap). A következő lépés a spiroindolo-pirrolidin rendszer 1,2-átrendeződése a stabilisabb, kondenzált b-karbolin-gyűrűrendszerré. Az átrendeződés sztereoelektronikus feltétele az, hogy a vándorló kötés antiperiplanáris legyen az N-4 betöltött nemkötő pályájával (N-4 ® (C-7–)C-3 n-s* konjugációs hatás, 42. ábra). E feltétel akkor érvényesül, ha a nitrogén nemkötő pályája a pirrolidingyűrűhöz viszonyítva pszeudoekvatoriális állású. A sztérikusan egyébként kedvező S22NRE és S22NSE konformerekben azonban ezt a helyzetet a benzilcsoport foglalja el, mivel pszeudoaxiális helyzete (S22NRA és S22NSA, utóbbit 43. ábra bal
74
képlete mutatja) kedvezőtlen. A konformációs analízis szerint, a benzilcsoportot pszeudoaxiális helyzetben tartalmazó konformerek közül viszonylag legkevésbé kedvezőtlenek az R sorbeli 7S epimerek, vagyis a R11NSA, R12PSA (amelyet a 43. ábra jobb képlete mutat) és R22PSA szerkezetek, ez utóbbi azonban mint (R)22 konformer kedvezőtlen (3. pont, 71. lap). Az átrendeződés tehát az első két köztitermékből történhet legkönnyebben, és konfiguráció-retencióval (a C-3 atomon), protonvesztés után, szolgáltatja a 3R konfigurációjú b-karbolin származékot (T5b). Természetesen az átrendeződés és stabilizáció magával vonja más sztereogén elemek (pl.: a dihidropirán-gyűrű) megváltozását is. A végtermék sztereokémiai asszignációja R11NP. Br
HH
H
H
H H H
O H
O H
H
H
H
O
H
H
H H
H
R
H
O
O
Br
O H H
O
H
O
H H
H O
H H
H
H
H H O O
H
H
H
H
H
H
H
O
H H
H
H N
H
H N
H H
O
O R
H O
H H
H
H H H
H
H
R
H
H H
H
RO
H
N
N H
H R
H
H
H H
H
H H
H
S22NSA
R12PSA
O
R
H
R
R O R
43. ábra. Feltételezett spiroindolenin köztitermékek a 4-brómbenziltriptamin és tetraacetilszekologanin kapcsolási reakciójában. 4. Triptamin (4) és szekologanin (1) kapcsolási reakciójában [104] 3S sztriktozidin (T3a) és 3R vinkozamid (T7b) keletkezett megközelítőleg 1:1 arányban. Ennek az az oka, hogy a konformációs szabadságot csökkentő benzilcsoport hiányában R22PR és R22PS konformerek kivételével minden “kedvezményezett” konformációjú spiroindolenin köztitermék (S11P, S12N, S22N, R11N és R12P C-7 epimerjei) képes átrendeződni, majd protonvesztéssel a megfelelő C-3 konfigurációjú termékké, sztriktozidinné (T3a, S11PP) illetve vinkoziddá (T3b) irreverzibilisen átalakulni. Az R
75
sorba tartozó vegyületekre jellemző módon, a vinkozid laktamizációs sebessége jóval nagyobb, mint a sztriktozidiné, ezért csak laktám formában (T7b, R12NN) lehetett izolálni. 5. Dopamin (2) illetve N-benzildopamin (2b) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója sztereokémiai szempontból bonyolultabb, mivel 1R és 1S sztereoizomereken kívül régioizomerek (normál és neo) is keletkeztek, valamint epimerizációt figyeltünk meg a C-1 kiralitáscentrumon. A sztereoszelektivitás a Mannich-centrumon a nembenzilezett vegyületek esetében alacsony, benzilszármazékoknál kissé nagyobb volt, ami azt jelzi, hogy alacsony a sztereoizomerek közötti energiakülönbség (~2 kJ/mol). Mivel feltehető, hogy a tetrahidropiridin-gyűrű a Pictet– Spengler-reakcióban közvetlenül alakul ki, a spiroszerkezet sztereoszelekciós hatása hiányzik. A sztereokémia a nembenzilezett vegyületpárban az R11NN (a konformációanalizis alapján) és az S11PP (a sztriktozidinnel analógiában), a benzilezett vegyületpárban az R11NP (a D5b vegyületben igazolva) és a S12NN (a T5a vegyülettel analógiában) sztereodeszkriptorokkal írható le. Az első esetben ez egy H–karbonil és egy H–H kölcsönhatás, a másodikban egy H–N és egy H–H kölcsönhatás különbségét jelenti. E kicsi, de jellegzetes különségek magyarázhatják a gyenge sztereoszelektivitást a R epimer javára, és ezt a benzilcsoport kissé fokozhatja. Természetes, hogy az epimerizáció viszont kissé csökkenti a sztereoszelektivitást. 6. Hisztamin (3) illetve N-benzilhisztamin (3b) és tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciójában az 1R konfigurációjú normál termék (H5b) sztereoszelektív képződése
a
triptaminszármazékok
esetében
fellépő
spiroindoleninnel
analóg
intermedier részvételét sugallja, lehetőség van azonban a dopamin származákokkal analógiában a hattagú gyűrű közvetlen kiépülésére is. 7. Mind a dopamin-, mind a hisztamin-származékok esetében a normál izomérek nagyobb mennyiségben keletkeztek, mint a neo izomérek. Ezt a dopamin sorban az esetleges
elektronikus
tényezők
mellett
nyilvánvalóan
sztérikus
kölcsönhatás
magyarázza. A neo vegyület köztiterméke zsúfoltabb, mint a normál vegyületé. A C-1 reakciócentrumhoz közeli C-9 atomon ugyanis a neo vegyületben hidroxicsoport, a normál vegyületben hidrogénatom van. A D táblázat adatai azt mutatják, hogy az O-9 ligandum részvételével (neo vegyületekben) járó kölcsönhatások esetén a relativ van
76
der Waals távolságok értéke mintegy 10 százalékponttal kisebb, mint a H-9 ligandum részvétele esetén (normál vegyületekben). A hisztamin sorban a régioizoméria oka elektronikus. Az a tény, hogy neo izomer (H8b vagy H8c) képződését csak savmentes körülmények között tudtuk kimutatni, az irodalmi adatokkal [114] összhangban azt mutatja, hogy a neo vegyület, amely kinetikus kontrol alatt a nukleofilabb nitrogénatom részvételével képződik, sav hatására könnyen izomerizálódik a termodinamikusan stabilisabb normál vegyületté. 8. A dopaminszármazékokban fellépő epimerizáció a D5a és a D5b vegyületekben a 44. ábra szerint értelmezhető. HO
HO
O +H ,-H 1
HO H
N
Bn
N
HO
R
H
+H ,-H
H D5a
R
D5b
44. ábra. Az mechanizmusa.
D5b–D5a
epimerizációs
egyensúly
N
1
HO
Bn
Bn
R
kialakulásának
lehetséges
Az epimerizáció során nem jelentek meg a neo vegyületek, az egyensúlyhoz vezető gyűrűfelnyílás tehát nem a C-10–C-1 kötés részvételével (vagyis nem retroPictet–Spengler-reakcióban) történt. A fenolos hidroxicsoportok metilezése után (D5c), vagy a laktámszármazékokban (D7c) a fenti körülmények között nem tapasztaltunk epimerizációt. Ezért nyilvánvaló, hogy a folyamatban alapvető szerepe van a parahelyzetű, protont disszociáló, ezért erősen elektronküldő hidroxicsoportnak, és a protont asszociáló, ezért fokozottan elektronvonzó ammonium nitrogénnek. Együttes toló-húzó hatásuk a C-1–N-2 kötés felszakadását segíti elő, majd a reciklizációval beáll az egyensúly,
amelyben
triptaminszármazékokban
az
1R a
epimer
kapcsolási
van reakció
enyhe
túlsúlyban.
körülményei
Az
között
analóg hasonló
epimerizációt nem tapasztaltunk. 9. Szekologanin és biogén aminek kapcsolási reakcióinak vizsgálati eredményei lehetőséget nyújtottak arra, hogy értelmezzük a reakciót katalizáló enzimek sztereoszelektív hatását. Mindenek előtt meg kell jegyezni, hogy a sztriktozidin szintáz csak triptaminszármazékok [53],[56], az ipekozid szintáz pedig csak dopaminszármazékok [55] kapcsolási reakcióiban aktív. Feltehető, hogy az enzimek katalitikus
77
hatásukat a biogén amin oldalláncának nitrogénjéhez kapcsolódva fejtik ki, sztérikus irányító szerepük pedig analóg a nagy térkitöltésű benzilcsoportéval. Valószínű tehát, hogy a triptaminszármazékokban a nitrogénhez időlegesen asszociálódó enzim a tartósan kapcsolt benzilcsoporthoz hasonlóan irányítja a spiroindolenin
köztitermék
Mannich-centrumának
3S
konfigurációjú,
teljesen
sztereoszelektív kialakulását. Az enzim leválásával párhuzamosan teljesül az átrendeződés sztereoelektronikus feltétele, és megindul ugyanebből a 3S epimerből a retencióval járó 1,2-átrendeződés. A benzilszármazékokban a védő-irányító csoport tartós jelenléte miatt az átrendeződés csak a kevésbé kedvezőtlen 3R epimerből történhet, ezért a végtemék konfigurációja is R lesz. Az I típusú indolalkaloidokban tehát, ha a további átalakulások a Mannich-centrumot nem érintik, a C-3 kiralitáscentrum homokiralitása a kapcsolási reakciót irányító sztriktozidin szintáz enzim jelenlétének köszönhető. A dezacetilipekozid szintáz enzim hatása a sztriktozidin szintázéval ellentétben közvetlenül (nem spirointermedieren keresztül) érvényesül, és a kapcsolt termékben a Mannich-centrum ellentétes, 1R konfigurációjának a kialakulását segíti elő. A dopaminszármazékok sztereokémiai analizise azt mutatta, hogy a H-17 atom az 1R epimerben H-1 atommal, az 1S epimerben az N-2 atommal kerül szterikus kölcsönhatásba. (D táblázat), és ez utóbbi kölcsönhatás szorosabb. Mivel feltételezhető, hogy az enzim ebben az esetben is a biogén amin alegység nitrogénjéhez asszociálódik, nyilvánvaló, hogy az 1S epimer képződése sokkal érzékenyebb az enzim térkitöltésére, és a benzilcsoportnál nagyobb ligandumok (pl. az enzim) még erősebben gátolják az 1S epimer képződését. Vizsgálataink igazolták, hogy kémiai körülmények között hisztamin(származék) és szekologanin(származék) képes egymással reagálni a triptamin és dopamin sorban ismert szerkezetekkel analóg termékeket szolgáltatva. Korábban viszont említettük, hogy hisztaminnal kapcsolt szekologanin-származékok mint természetes alkaloidok nem ismertek, egyéb hisztamineredetű alkaloidokat pedig csak olyan növényfajokból izoláltak, amelyek rendszertanilag távolállnak a szekologanint vagy származékait tartalmazó fajoktól. Feltehető, hogy a hisztamin eredetű természetes szekologaninszármazékok hiánya a kapcsolódó komponensek egyikének vagy a kapcsoló enzimnek
78
hiányára vezethető vissza. Ennek eldöntésére azonban növénybiokémiai vizsgálatok szükségesek.
79
3. Kísérleti rész Módszerek: Az NMR spektrumok felvétele a következő készülékeken történt: Bruker AM-200 spektrométer [200 MHz (1H) és 50 MHz (13C)], Bruker AC-250 spektrométer [250 MHz (1H) és 62 MHz (13C)], vagy Bruker DRX-400 spektrométer [400 MHz (1H) és 100 MHz (13C)]. A DRX 400-as spektrométeren a mérések egy zgrádienssel felszerelt inverz mérőfejjel történtek. A kémiai eltolódás belső referenseként tetrametilszilánt alkalmaztunk. A COSY, NOESY, ROESY, HMQC, HMBC, szelektív INEPT, NOE differencia mérések a Bruker DISNMR illetve XWINNMR szoftverek pulzusprogramjaival történtek. D5b-vegyület NOESY spektrumát 0,3, 0,6 és 0,9 sec keverési időkkel, a Bruker XWINNMR szoftver pulzusprogramját alkalmazva vettük fel. A keresztcsúcsok intenzitását az XWINNMR program térfogat integrálási opciójával határoztuk meg. A hidrogén–hidrogén távolságokat az izolált két spin közelítés alapján számítottuk ki, referencia távolságként a H2-14 geminális hidrogének 1,9 Å értékét használtuk fel. Ugyanazokra az atompárokra a három kísérletben hasonló atomtávolságokat kaptunk, a 6. táblázatban és a vegyület leírásánál a 900 msec keverési idővel mért értékeket adjuk meg. A többi NOESY mérés keverési ideje: 600-800 msec. A ROESY mérés (H5b) egy 300 msec hosszúságú, 100 mikrosec.-os 90º-os pulzusnak megfelelő teljesítményű CW spin-lock pulzussal történt. A szelektív INEPT spectrumok mérése 10 msec hosszúságú szelektív 90°-os 1H négyszögimpulzusokkal történt. A pulzusok közötti időket a 7 Hz-es csatolásra optimalizáltuk. A
JC,H
csatolási
állandókat
(7R-O5a)
egy
javított
HETLOCK
pulzusszekvenciával mértük [124]. A szelektív TOCSY spektrumokat egy módosított DPFG pulzusszekvenciával mértük [125]. Ezekben a kísérletekben a TOCSY transzfert egy 34 msec hosszúságú 90º-os pulzusnak megfelelő adóteljesítménnyel állítottuk elő. 1 msec hosszúságú szinusz alakú grádiens pulzust használtunk. A szerves oldószereket izzított nátrium szulfáton szárítottuk. A vékonyrétegkromatográfiához szilikagél lemezt (Merck 60 F254), az oszlopkromatográfiához szilikagélt (Merck 60, 0,063-0,2 és 0,04-0,063 mm [flash]) használtunk.
80
Az intézetünkben kifejlesztett módszerrel Lonicera xylosteum L. növényből izolált szekologanint használtunk [119]. Irodalmi módszerek szerint állítottuk elő a következő vegyületeket: O,O,O,O-tetraacetilszekologanin [104], Nb-benzil-2,3-dihidro2-oxotriptamin [126]. Irodalmi módszerek módosításával állítottuk elő az Nbenzildopamin hidrobromidot [127],[128]. 3.1. Dopamin 3.1.1. Dopamin (2) hidrobromid és O,O,O,O-tetraacetilszekologanin (1a) reakciója. 0,18 g (0,5 mmol) dopamin (2) hidrobromidot adtunk 2 ml acetonitril és 0,07 ml (0,5 mmol) trietilamin elegyéhez, és a keveréket részleges oldódásig visszacsepegő hűtő alatt forraltuk. Ezután hozzáadtunk 0,28 g (0,5 mmol) O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a) és további 10 percig folytattuk a forralást, majd a reakcióelegyet szárazra pároltuk. A vékonyréteg-kromatográfiás lemezen (CHCl3–MeOH 4:1) a következő foltokat láttuk: D8b (Rf 0,77), D7a és D7b (Rf 0,72), D3a és D4a (Rf 0,41). A foltok szétválasztása szilikagél oszlopon történt (35 g, 3 ml frakciótérfogat), eluensként CHCl3–MeOH 4:1 elegyet használtunk. A megfelelő frakciók összepárlásával a következő anyagkeverékeket kaptuk: amidok (13-25 frakciók, 0,196 g, 59%; D8b, D7b, D7a) és észterek (27-36 frakciók, 0,109 g, 32%; D3a, D4a). Az amidokat tartalmazó elegyet ismételt kromatográfiának vetettük alá szilikagél oszlopon (20 g, 4 ml frakciótérfogat), eluensként CHCl3–Me2CO 5:1 elegyet alkalmazva tisztán megkaptuk O´,O´,O´,O´-tetraacetil-neoalangizidet (D8b, 22-38 frakciók, 0,056 g, 21%). 47-76 frakciók 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetilalangizid és 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´tetraacetilizoalangizid 5:1 arányú keverékét adták (D7b és D7a, 0,1 g, 37%). Utóbbi elegy ismételt kromatográfiája tiszta 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetilalangizidet eredményezett (D7b). Az észtereket tartalmazó elegy két komponensét (O´,O´,O´,O´tetraacetil-2-dezacetilizoipekozid
D3a
és
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetilneo-
izoipekozid D4a 1:1 arányban) nem sikerült elválasztani egymástól. 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetilalangizid (D7b). Fehér amorf por (Rf 0,17 CHCl3–Me2CO 5:1); C32H37NO14 (659,65) alapján számított C 58.27%, H 5.65%, N 2.12%, talált C 57,99%, H 5,72%, N 2,01%; UV (EtOH) lmax (log e): 206 (4,34), 232 (4,2), 286 (3.65) nm; IR (KBr) nmax 3600-3200, 1756, 1654 cm-1. 1H NMR (C6D6, 400
81
MHz) d 7,82 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 6,62 (2H, s, H-6, H-9), 5,48-5,32 (3H, m, H-2´, H-3´, H-4), 5,28 (1H, d, 3J17,18 = 1,6 Hz, H-18), 5,24 (1H, m, H-16), 4,9-4,83 (3H, m, H2-15, H-3a), 4,78 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,8 Hz, H-1´), 4,33 (1H, dd, 3J1,11S = 12,5, 3J1,11R = 3,5, H-1), 4,30 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´a = 3,8 Hz, H-6´a), 3,98 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´b = 2,0 Hz, H-6’b), 3,17 (1H, m, H-5´), 2,89 (1H, m, H-12), 2,70-2,56 (2H, m, H-3b, 4-Ha), 2,34 (1H, ddd, 3J16,17 = 9,9, 3J12,17 = 5,9, 3J17,18 = 1,6 Hz, H-17), 2,22 (1H, m, H-4b), 1,80 (1H, dt, 2J11R,11S = 12,5, 3J1,11R = 3J11R,12 = 3,5 Hz, H-11proR), 2,01 (3H, s, CH3CO), 1,70 (3 x 3H, s, CH3CO), 1,29 (1H, q, 2J11R,11S = 3J11S,12 = 3J1,11S = 12,5 Hz, H-11proS).
13
C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 170,8, 170,1, 169,9, 169,6 (CH3CO),
163,9 (C-19), 147,2 (C-14), 143,4a (C-7), 143,2a (C-8), 131,6 (C-16), 128,0b (C-5), 126,7b (C-10), 120,7 (C-15), 115,2c (C-6), 112,3c (C-9), 108,3 (C-13), 96,3d (C-18), 96,1d (C-1´), 72,3e (C-5´), 72,3e (C-3´), 70,6 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,8 (C-6´), 55,7 (C-1), 42,6 (C-17), 40,1 (C-3), 33,4 (C-11), 28,3 (C-4), 26,5 (C-12), 20,8, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO); a-e az asszignáció felcserélhető. 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetilizoalangizid
(D7a)
és
7-O-demetil-
1
O´,O´,O´,O´-tetraacetilalangizid (D7b) (1:5 arányú keverék). H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,43 (1H, d, 4J12,14 = 2,4 Hz, H-14), 7,34 (0,2H, d, 4J12,14 = 2,5 Hz, H-14, D7a), 6,72 (0,2H, s, H-6, D7a), 6,66 (1H, s, H-6), 6,66 (0,2H, s, H-9, D7a), 6,62 (1H, s, H-9), 5,42 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17,1, 3J15E,16 = 9,4, 3J16,17 = 9,4 Hz, H-16), 5,28 (1H, d, 3J17,18 = 1,9 Hz, H-18), 4,8-5,3 (6H, m, H-1´, H-2´, H-3´, H-4´, H-15Z , H-15E), 4,65 (1H, dd, 3
J1,11R = 2,5, 3J1,11S = 11,9 Hz, H-1), 4,74 (1H, m, H-3a ), 4,33 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4,
H-6´a), 4,14 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,1 Hz, H-6´b), 3,77 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,7, 3
J5´,6´a = 4,5, 3J5´,6´b = 2,1 Hz, H-5´), 2,5-3,0 (5H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-12, H-17),
2,17 (1H, ddd, 2J11S,11R = 13, 3J1,11R = 2,5, 3J11R,12 = 3,3 Hz, H-11proR), 2,11, 2,04, 2,02, 1,97 (4 x 3H, s, CH3CO), 2,09, 2,03, 1,94, 1,51 (0,6H, s,CH3CO, D7a), 1,41 (1H, td, 2
J11S,11R = 13, 3J1,11S = 11,9, 3J11S,12 = 13,0 Hz, H-11proS). 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetilneoalangizid (D8b). Fehér amorf por (Rf
0,28 CHCl3–Me2CO 5:1); C32H37NO14 (659,65) alapján számított C 58.27%, H 5.65%, N 2.12%, talált C 58,02%, H 5,45%, N 2,03%; UV (EtOH) lmax (log e): 208 (4,35), 232 (4,19), 280 (3,55) nm; IR (KBr) nmax 3600-3300, 1745, 1657 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7,47 (1H, d, 4J12,14 = 2,5 Hz, H-14), 6,72 (1H, d, 3J6,7 = 8,0 Hz, H-6), 6,49 (1H, d, 3J6,7 = 8,0 Hz, H-7), 5,44 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17,1, 3J15E,16 = 3J16,17 = 10 Hz, H-16), 82
5,29 (1H, d, 3J17,18 = 1,9 Hz, H-18), 5,27 (1H, t, 3J2´,3´ = 9,7, 3J3´,4´ = 9,7 Hz, H-3’), 5,21 (1H, dd, 2J15Z,15E = 1,8, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H-15Z), 5,14 (1H, dd, 2J15Z,15E = 1,8, 3J15E,16 = 10 Hz, H-15E), 5,13 (1H, t, 3J3´,4´ = 9,7, 3J4´,5´ = 9,7 Hz, H-4´), 5,06 (1H, dd, 3J1´,2´ = 8, 3
J2´,3´ = 9,7 Hz, H-2´), 4,95 (1H, d, 3J1´,2´ = 8 Hz, H-1´), 4,91 (1H, dd, 3J1,11a = 11,0,
3
J1,11b = 2,2 Hz, H-1), 4,86 (1H, m, H-3a), 4,30 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,5 Hz,
H-6´a), 4,16 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-6´b), 3,77 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,7, 3
J5´,6´a = 4,5, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-5´), 2,99 (1H, m, H-12), 2,65-2,75 (3H, m, H-4a, H-
11b, H-17), 2,55 (1H, dt, 2J4a,4b = 15,7, 3J3a,4b = 2,4, 3J3b,4b = 2,4 Hz, H-4b), 2,38 (1H, td, 2J3a,3b = 12,6, 3J3b,4a = 12,6, 3J3b,4b = 2,4 Hz, H-3b ), 2,10, 2,04, 2,02, 2,01 (4 x 3H, s,CH3CO), 1,19 (1H, td, 2J11a,11b = 13, 3J1,11a = 11,0, 3J
11a,12
= 13 Hz, H-11a).
13
C
NMR (CD3OD, 50 MHz) 171,0, 170,0, 169,0, 169,5 (CH3CO), 163,9 (C-19), 147,0 (C14), 141,9a (C-8), 141,8a (C-9), 131,9 (C-16), 128,5b (C-5), 123,1b (C-10), 120,3 (C-15), 119,7c (C-6), 114,0c (C-7), 108,8 (C-13), 96,8d (C-1´), 96,4d (C-18), 72,3e (C-5´), 72,2e (C-3´), 70,7 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,8 (C-6´), 54,1 (C-1), 42,6 (C-17), 39,2 (C-3), 31,0 (C-11), 29,4 (C-4), 27,4 (C-12), 20,8, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO),
a-e
az asszignáció
felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetilizoipekozid
(D3a)
és
O´,O´,O´,O´-
tetraacetil-2-dezacetilneoizoipekozid (D4a) (1:1 arányú keverék). 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7,55, 7,51 (mindkettő 1H, s, H-14), 6,73 (1 H, d, 3J6,7 = 8,1 Hz, H-6 D4a) 6,49 (1H s, H-6 D3a), 6,39 (1H, d, 3J6,7 = 8,1 Hz, H-7 D4a), 6,34 (1H, s, H-9 D3a), 5,6 (2H, m, H-16), 5,4, 5,5 (mindkettő 1H, d, 3J17,18 = 7 Hz, H-18), 4,4, 3,95 (mindkettő 1H, m, H-1), 3,79, 3,75 (mindkettő 3H, s, OCH3), 1,83 (1H, m, H-11proR).
13
C NMR
(CDCl3, 100 MHz) d 170,6-169,1 (C-19, 4 x O´-CH3CO), 154,3, 154,0 (C-14), 144,4, 143,5, 142,7, 140,8 (C-7 D3a, C-8 D3a és D4a, C-9 D4a), 132,6, 132,1 (C-16), 122,9, 122,8, 122,3 120,0 (C-5, C-10 ), 120,4, 119,5 (C-15), 120,0, 116,1, 115,2, 112,9 (C-6 D3a és D4a, C-7 D4a, C-9 D3a), 108,3, 108,2 (C-13), 97,0, 96,9, 96,8, 96,6 (C-18, C1´), 72,4 (C-3´), 71,7 (C-5´), 70,6 (C-2´), 67,9 (C-4´), 61,4 (C-6´), 52,8 (C-1 D3a), 52,3 (OCH3), 49,3 (C-1 D4a), 43,1, 43,0 (C-17), 39,9, 38,0 (C-3), 34,7, 31,9 (C-11), 29,5, 29,1 (C-12), 24,4 (C-4), 20,5-20,4 (CH3CO). 3.1.2. D3a és D4a laktamizációja. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetilizoipekozid (D3a) és O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetilneoizoipekozid (D4a) 1:1 arányú keverékét (0,092 g, 0,133 mmol) feloldottuk acetonitrilben (1 ml) és hozzáadtunk
83
trietilamint (0,018 g, 0,133 mmol) valamint trietilammónium kloridot (0,018 g, 0,133 mmol), és 6 órát forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. A reakcióelegy bepárlása után a vékonyréteg-kromatográfiás lemezen (MeCOOEt–C6H6 2:1) a következő foltokat láttuk: D8a és D8b (Rf 0,25); D7a és D7b (Rf 0,38). A bepárlási maradékot felvettük kloroformban (10 ml), mostuk 2M-os sósavval (2 x 5 ml), majd vízzel (4 x 5ml). A szerves fázis szárítása és bepárlása után halvány drapp port kaptunk (0,037 g), amely az 1
H NMR vizsgálat alapján a következő négy anyagot tartalmazta a megadott arányban:
7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-neoizoalangizid
(D8a,
20%),
7-O-demetil-
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-neoalangizid (D8b, 13%), 7-O-demetil-O´;O´;O´;O´-tetraacetilizoalangizid (D7a, 48%) és 7-O-demetil-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-alangizid (D7b, 19%). 1
H NMR jelek, melyeket a termékek azonosítására használtunk: D7a: d 7,35 (1H, d,
4
J12,14 = 2,3 Hz, H-14), 1,55, 1,94 (3Hx2, mindkettő s,CH3CO); D7b: d 7,44 (1H, d,
4
J12,14 = 2,3 Hz, H-14); D8a: d 7,17 (1H, d, 4J12,14 = 2,6 Hz, H-14), 1,55, 1,94 (3Hx2,
mindkettő s,CH3CO); D8b: d 7,48 (1H, d, 4J12,14 = 2,4 Hz, H-14). 3.1.3. N-benzildopamin (2b) hidrobromid előállítása. 20 ml benzolban feloldottunk 4,0 ml benzaldehidet (40 mmol) és 6,8 ml homoveratrilamint (40 mmol), és az elegyet 30 percig forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. Bepárlás után a visszamaradó olajat feloldottuk 15 ml metanolban és kis részletekben 1,14 g nátrium tetrahidridoborátot (30 mmol) adtunk hozzá, majd egy éjszakán át kevertettük szobahőmérsékleten. A metanolt rotációs filmbepárlón eltávolítottuk, a maradékot felvettük 30 ml vízben és 30 perces kevertetés után extraháltuk kloroformmal (3 x 30 ml). Az egyesített kloroformos fázisokat mostuk vízzel, megszárítottuk és bepároltuk. A nyers N-benzilhomoveratrilamint 34 ml jégecet és 34 ml 48%-os hidrogén bromid vizes oldat elegyében oldottuk, és az elegyet 4 órán át forraltuk visszacsepegő hűtő alatt, majd csökkentett nyomáson szárazra pároltuk. 5 ml víz hozzáadására kiváló csapadékot szűrtük, mostuk hideg alkohollal és éterrel. Szárítás után 5,6 g N-benzildopamin hidrobromidot kaptunk (fehér por, 39%, op: 137 °C). C15H18NO2Br (324,22) alapján számított C 55,57%, H 5,59%, N 4,32%, talált C 55,46%, H 5,74%, N 4,17%; IR (KBr) nmax 3600-2500, 1245 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 100 MHz) d 7,8-7,3 (5H, m, H-2´´, H3´´, H-4´´, H-5´´, H-6´´), 6,9-6,6 (3H, m, H-2, H-5, H-6), 4,25 (2H, s, H2-benzil), 3,25 (2H, m, NCH2CH2), 2,96 (2H, m, NCH2CH2).
84
3.1.4. N-benzildopamin (2b) és O,O,O,O-tetraacetilszekologanin (1a) kapcsolási reakciója. 0,114 g N-Benzildopamin (2b) hidrobromidot (0,35 mmol) feloldottunk 1 ml vízben, hozzáadtunk 4 ml kloroformot, majd intenzív kevertetés mellett 0,35 ml 1 M-os nátrium hidroxid vizes oldatot (0,35 mmol) csepegtettünk hozzá. A fázisokat elválasztottuk, a vizes fázist extraháltuk kloroformmal (3 x 4 ml), majd a kombinált kloroformos fázisokat mostuk vízzel, szárítottuk és szárazra pároltuk. Az így nyert N-benzildopamint (2b 0,071 g, 0,3 mmol) feloldottuk 1 ml metanolban, hozzáadtunk 0,163 g O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a 0,3 mmol), és az elegyet 30 percig kevertettük 50 °C hőmérsékletű olajfürdőben, visszacsepegő hűtő alatt. A reakcióelegy szárazra párlása után a vékonyréteg-kromatográfiás lemezen (CHCl3– Me2CO 5:1) a következő foltokat láttuk: D6b (Rf 0,46), D5b (Rf 0,35), és D5a (Rf 0,21). A három termék szétválasztása szilikagél oszlopon történt (30 g, 3 ml frakciótérfogat), eluensként
CHCl3–Me2CO
5:1
elegyet
használtunk.
A
megfelelő
frakciók
összepárlásával a következő anyagokhoz jutottunk: O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil2-benzil-neoipekozid (D6b) (25-28 frakciók, 0,026 g, 12%), O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2dezacetil-2-benzilipekozid (D5b) (29-40 frakciók, 0,115 g, 50%); O´,O´,O´,O´tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-izoipekozid
(D5a)
és
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-
dezacetil-2-benzilipekozid (D5b) 4:1 arányú keveréke (46-61 frakciók, 0,015 g, 7%, Rf 0,19 CHCl3–Me2CO 5:1). O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilizoipekozid
(D5a).
Szintelen
amorf por, C40H47NO15 (781,82) alapján számított C 61,45%; H 6,06%; N 1,79%, talált C 61,11%; H 5,92%; N 1,72%. 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) 7,40-7,20 (5H, m, H-2´´, H-3´´, H-4´´, H-5´´, H-6´´), 7,26 (1H, d, 4J12,14 = 2 Hz, H-14), 6,69 (1H, s, H-6), 6,45 (1H, s, H-9), 5,52 (1H, td, 3J16,17 = 10,0, 3J15E,16 =10,0, 3J15Z,16 = 17,0 Hz, H-16), 5,32 (1H, d, 3J17,18 = 2,4 Hz, H-18), 5,30-5,12 (3H, m, H-2´, H-3´, H-4´), 5,16 (1H, dd, 2
J15E,15Z = 1,2, 3J15E,16 = 10,0 Hz, H-15E), 4,90 (1H, dd, 2J15E,15Z = 1,2, 3J15Z,16 = 17,0 Hz,
H-15Z), 4,81 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,9 Hz, H-1´), 4,35 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´a = 4,3 Hz, H-6´a), 4,16 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-6´b), 3,77 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 10,1, 3J5´,6´a = 4,3, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-5´), 3,71 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12,9 Hz, H-benzylCHa), 3,63 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12,9 Hz, H-benzyl-CHb), 3,57 (3H, s, OCH3), 3,43 (1H, dd, 3J1,11S = 3,2, 3J1,11R = 9,8 Hz, H-1), 3,18 (1H, td, 2J3a,3b = 12,0, 3J3b,4b = 5,2, 3
J3b,4a = 12,0 Hz, H-3b), 2,96-2,75 (4H, m, H-3a, H-4a, H-12, H-17), 2,44 (1H, dd,
85
2
J4a,4b = 16,7, 3J3b,4b = 5,2 Hz, H-4b), 2,20 (1H, m, H-11S), 2,13, 2,05, 2,04, 1,87 (4 x
3H, s,CH3CO), 1,68 (1H, ddd, 2J11R,11S = 13,5, 3J1,11R = 9,8, 3J11R,12 =3,3 Hz, H-11R). A spektrum 20%-os intenzitással tartalmazza D5b jeleit. 13C NMR (CD3OD, 100 MHz) d 172,2, 170,7, 170,1, 169,5 (CH3CO), 166,9 (C-19), 149,3 (C-14), 143,7a (C-7), 140,8a (C-8), 139,6 (C-1´´), 132,6 (C-16), 129,5b (C-5), 129,3 (C-3´´, C-5´´), 128,2 (C-2´´, C6´´), 127,0 (C-4´´), 126,3b (C-10), 120,7 (C-15), 115,4c (C-9), 115,0c (C-6), 112,3 (C13), 95,3d (C-18), 94,5d (C-1´), 72,4e (C-5´), 71,9e (C-3´), 70,9 (C-2´), 68,3 (C-4´), 61,5 (C-6´), 57,4 (CH2-benzyl), 56,9 (C-1), 51,2 (OCH3), 42,8 (C-17), 42,6 (C-3), 34,6 (C11), 26,8 (C-12), 23,0 (C-4), 20,8, 20,6, 20,2, 20,1 (CH3CO),
a-e
az asszignáció
felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilipekozid (D5b). Fehér amorf por (Rf 0,34 CHCl3–Me2CO 5:1); C40H47NO15 (781,82) alapján számított C 61,45%, H 6,06%, N 1,79%, talált C 61,12%; H 5,95%; N 1,74%; UV (EtOH) lmax (log e) 212 (4,48), 228 (4,20), 291 (3,69) nm; IR (KBr) nmax 3600-3300, 1750 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7,39-7,32 (4H, m, H-2´´, H-3´´, H-5´´, H-6´´), 7,25 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 7,23 (1H, m, H-4´´), 6,58 (1H, s, H-6), 6,35 (1H, s, H-9), 5,43 (1H, td, 3
J15E,16 = 10,1, 3J15Z,16 = 17,1, 3J16,17 = 10,1 Hz, H-16), 5,28-5,1 (3H, m, H-2´,-3´,-4´),
5,12 (1H, dd, 2J15E,15Z = 2,1, 3J15E,16 = 10,1Hz, H-15E), 5,03 (1H, d, 3J17,18 = 3,1 Hz, H18), 4,84 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,2 Hz, H-1´), 4,73 (1H, dd, 2J15E,15Z = 2,1, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H-15Z), 4,33 (1H, dd, 2J6´a,6´b =12,6 Hz, 3J5´,6´a = 4 Hz, H-6´a), 4,27 (1H, dd, 2J6´a,6´b =12,6 Hz, 3J5´,6´b = 2,7 Hz, H-6´b), 3,79 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12,8 Hz, H-benzyl-CHa), 3,73 (1H, m, H-5´), 3,63 (3H, s, OCH3), 3,54 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12,8 Hz, H-benzylCHb), 3,42 (1H, ddd, 2J3a,3b,= 14,1, 3J3a,4a = 5,2, 3J3a,4b = 12,6 Hz, H-3a), 3,33 (1H, dd, 3
J1,11S =11,7, 3J1,11R =3,2 Hz, H-1), 3,05 (1H, m, H-12), 3,03 (1H, dd, 2J3a,3b,= 14,1,
3
J3b,4b = 6,5 Hz, H-3b), 2,91 (1H, ddd, 2J4a,4b = 16,9, 3J3a,4b = 12,6, 3J3b,4b = 6,5 Hz, H-
4b), 2,37 (1H, ddd, 2J11R,11S = 14,3, 3J1,11S =11,7, 3J11S,12 = 2,7 Hz, H-11S), 2,34 (1H, m, H-4a), 2,13, 2,06, 2,04, 1,95 (4 x 3H, s,CH3CO), 1,92 (1H, ddd, 3J12,17 = 6, 3J16,17 = 10,1, 3J17,18 = 3,1 Hz, H-17), 1,11 (1H, ddd, 2J11R,11S = 14,3, 3J1,11R =3,2, 3J11R,12,= 11,0 Hz, H-11R). NOESY mérésekből számolt további távolságok (6. táblázat kiegészítése, Å): H-1–H-9: 2,5, H-1–H15Z 3,1, H-1–Hb-benzil 2,8, H-1–H(ar)-2” 2,7, H-9–H-15E 3,4, H-11–H-16 2,8, H-16–H-17 2,9, H-17–H-15Z 2,4, H-18–H-16 3,2, H-18–H-1’ 2,4,
86
H-16–H-14 3,4, H-14–H-1’ 3,0.
13
C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 171,0, 170,4, 169,6,
169,3 (CH3CO), 167,6 (C-19), 149,7 (C-14), 142,3 (C-7), 142,3 (C-8), 139,8 (C-1´´), 133,4 (C-16), 130,4a (C-5), 129,9 (C-3´´), 129,9 (C-5´´), 128,4 (C-2´´), 128,4 (C-6´´), 127,0 (C-4´´), 125,8a (C-10), 119,8 (C-15), 115,3b (C-6), 114,0b (C-9), 112,4 (C-13), 96,3c (C-18), 95,3c (C-1´), 72,6d (C-3´), 72,0d (C-5´), 70,8 (C-2´), 68,3 (C-4´), 61,7 (C6´), 56,9 (CH2-benzyl ), 53,9 (C-1), 51,2 (OCH3), 43,0 (C-3), 41,6 (C-17), 34,4 (C-11), 24,9 (C-12), 21,6 (C-4), 20,7, 20,6, 20,6, 20,1 (CH3CO), a-d az asszignáció felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilneoipekozid (D6b). Fehér amorf por (Rf 0,45 CHCl3–Me2CO 5:1); C40H47NO15 (781,82) alapján számított C 61,45%, H 6,06%, N 1,79% mért C 61,15%, H 5,91%, N 1,69%; UV (EtOH) lmax (log e) 210 (4,54), 228 (4,23), 282 (3,53) nm; IR (KBr) nmax 3600-3300, 1751 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,42-7,35 (4H, m, H-2´´, H-3´´, H-5´´, H-6´´), 7,27 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 7,25 (1H, m, H-4´´), 6,72 (1H, d, 3J6,7 = 8,2 Hz, H-6), 6,58 (1H, d, 3J6,7 = 8,2 Hz, H-7), 5,64 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17,1, 3J15E,16 = 3J16,17 = 10,1 Hz, H-16), 5,3-5,1 (4H, m, H-15E, H-2´, H-3´, H-4´), 5,05 (1H, d, 3J17,18 = 2,8 Hz, H-18), 4,84 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,6 Hz, H-1´), 4,80 (1H, dd, 2J15E,15Z = 1,9, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H-15Z), 4,33 (1H, dd, 2
J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 3,9 Hz, H-6´a), 4,23 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,5 Hz, H-
6´b), 3,79 (1H d, 2JNCHa,NCHb = 12,7 Hz, Hb-benzyl-CHb), 3,73 (1H, m, H-5´), 3,63 (3H, s, OCH3), 3,6-3,4 (2H m, H-1, H-3a), 3,52 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12,7 Hz, Ha-benzylCHa), 3,17 (1H, m, H-12), 3,08 (1H, ddd, 2J3a,3b = 14,0, 3J3b,4b = 6,6, 3J3b,4a < 1 Hz, H3b), 2,96 (1H, ddd, 2J4a,4b = 17,4, 3J3a,4b = 12,1, 3J3b,4b = 6,6 Hz, H-4b), 2,43 (1H, dd, 2
J4a,4b = 17,4, 3J3a,4a = 3,4, 3J3b,4a < 1 Hz, H-4a), 2,39 (1H, ddd, 2J11R,11S = 15,1, 3J1,11R =
3,2, 3J11R,12 = 9,8 Hz, H-11R), 2,12, 2,06, 2,04, 1,95 (4 x 3H, s, CH3-CO), 2,1-1,9 (1H, m, H-17), 1,29 (1H, ddd, 2J11R,11S = 15,1, 3J1,11S = 11,9, 3J11S,12 = 3,9, Hz, H-11S).
13
C
NMR (CDCl3, 50 MHz) d 170,9, 170,8, 169,5, 169,1 (CH3CO), 167,4 (C-19), 149,9 (C14), 141,3 (C-8), 141,3 (C-9), 139,8 (C-1´´), 134,7 (C-16), 129,9 (C-3´´), 129,9 (C-5´´), 128,4 (C-2´´), 128,4 (C-6´´), 127,0 (C-4´´), 126,4, 124,5 (C-5, C-10), 120,8 (C-6), 113,2 (C-7), 119,9 (C-15), 112 (C-13), 96,2, 95,4 (C-18, C-1´), 72,6, 72,2 (C-3´, C-5´), 70,7 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,6 (C-6´), 57,0 (CH2-benzyl), 51,2 (OCH3), 50,4 (C-1), 42,4 (C3), 41,6 (C-17), 34,8 (C-11), 25,7 (C-12), 21,4 (C-4), 20,8, 20,7, 20,6, 20,2 (CH3CO).
87
3.1.5. Epimerizációs kísérlet D5a és D5b vegyületekkel. A kísérleteket szobahőmérsékleten illetve 60 ºC-on deuterokloroformos oldatban, NMR küvettában végeztük el. A kiindulási anyag az előbbi esetben D5b és D5b-vel 20%-ban szennyezett D5a, utóbbi esetben D5b volt. A száraz és savmentes deuterokloroformot Merck deuterokloroformból (99,8%) nyertük nátrium karbonáton történő szárítás és az azt követő desztilláció útján. Belső standardként tetrametilszilánt alkalmaztunk. Minden esetben az egyensúly ~ 3:7 D5a(1S):D5b(1R) aránybál állt be. A koncentráció változását a 1H NMR spektrumban az aromás H-6 és H-9 jelek intenzitásváltozásával követtük: D5a (6,67 és 6,42 ppm) valamint D5b (6,55 és 6,33 ppm). Az izomerizáció folyamán nem keletkezett neo vegyület. Acetonitrilben és metanolban, valamint D6b, D5d és D7b esetében nem észleltünk izomerizációt. 3.1.6. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilipekozidot (5b) átalakítása. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-7O,8O-dimetilipekozid
(D5c)
előállítása. 0,205 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilipekozidot (D5b, 0,263 mmol) feloldottunk 2 ml kloroform és 3 ml metanol elegyében. és hozzáadtuk 0,52 g Nmetil-N-nitrozokarbamidból (5 mmol) előállított diazometán éteres oldatát (5 ml), majd egy éjszakán át hütőszekrényben tartottuk. A reakcióelegy szárazra párlásával 0,196 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-7O,8O-dimetilipekozidhoz jutottunk (D5c, halványdrapp amorf por, 92%, Rf 0,82 C6H6–MeCOOEt 2:1); C42H51NO15, (809,87) alapján számított C 62,29%, H 6,35%, N 1,73%, talált C 61,92%, H 6,25%, N 1,69%; UV (EtOH) lmax (log e) 208 (4,55), 228 (4,33), 282 (3,79) nm; IR (KBr) nmax 1757, 1224, 1075 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,35-7,40 (4H, m, H-2´´, H-3´´, H-5´´, H-6´´), 7,25 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 7,2 (1H, m, H-4´´), 6,57 (1H, s, H-6), 6,31 (1H, s, H-9), 5,53 (1H, td, 3J
16,17
= 10,3, 3J15E,16 = 10,3, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H-16), 5,1-
5,3 (4H, m, H-15E, H-2´, H-3´, H-4´), 5,01 (1H, d, 3J17,18 = 2,1 Hz, H-18), 4,84 (1H, d, 3
J1´,2´ = 7,6 Hz, H-1´), 4,78 (1H, dd, 2J15Z,15E = 2,1, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H-15Z), 4,35 (1H,
dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 3,9 Hz, H-6´a), 4,22 (1H, dd, 3J5´,6´b = 2,4, 2J6´a,6´b = 12,4 Hz, H-6´b), 3,75 (1H, d, 2JNCHa,NCHb, = 12,6 Hz, H-benzyl-CHa), 3,75-3,8 (1H, m, H-5´), 3,85, 3,76, 3,62 (3 x 3H, s, OCH3), 3,55 (1H, d, 2JNCHa,NCHb, = 12,6 Hz, H-benzyl-CHb), 3,45-3,75 (1H, m, H-3a), 3,33 (1H, dd, 3J1,11S = 12,3, 3J1,11R = 3,3 Hz, H-1), 2,88-3,17 (3H, m, H-3b, H-4b, H-12), 2,48 (1H, ddd, 2J11R,11S b = 14,4, 3J1,11S = 12,3, 3J11S,12 = 2,8 Hz, H-11S), 2,34 (1H, m, H-4a), 2,13, 2,06, 2,04, 1,93 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,85-2,0
88
(1H, m, H-17), 1,13 (1H, ddd, 2J11a,11b = 14,4, 3J1,11b = 3,3 Hz, 3J11b,12 = 12,3 Hz, H11b). 13C (CDCl3, 50 MHz) 170,6, 170,2, 169,4, 168,9 (CH3CO), 167 (C-19), 149,4 (C14), 147,3a (C-7), 147,1a (C-8), 140 (C-1´´), 133,9 (C-16), 130,4b (C-5), 129,8 (C-3´´), 129,8 (C-5´´), 128,4 (C-2´´), 128,4 (C-6´´), 126,9 (C-4´´), 125,8b (C-10), 119,3 (C-15), 112,4c (C-6), 111,5c (C-9), 110,4 (C-13), 96,1d (C-18), 95,2d (C-1´), 72,5e (C-3´), 72,0e (C-5´), 70,6 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,6 (C-6´), 57,0 (NCH2), 55,7, 55,7 (OCH3), 53,8 (C-1), 51,0 (OCH3), 43,0 (C-3), 41,4 (C-17), 34,0 (C-11), 24,7 (C-12), 21,7 (C-4), 20,7, 20,6, 20,6, 20,0 (CH3CO), a-eaz asszignáció felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-8O-metil-15,16-dihidroalangizid (D7g) előállítása. 0,116 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-8O-metilalangizidet (D5d, 0,143 mmol) feloldottunk 15 ml metanol és 0,4 ml jégecet elegyében és 0,034 g 10%-os csontszenes
palládium
katalizátor
hozzáadása
után
1
at
nyomáson
és
szobahőmérsékleten 30 percen át hidrogéneztük. Hidrogénezés után az oldatot szűrtük, szárazra pároltuk, a maradékot 4 ml diklórmetánban oldottuk, és 1 ml víz valamint 0,4 ml 1 M-os vizes nátrium hidroxid oldat hozzáadásával 10 percen át intenzíven kevertettük. A fázisokat szétválasztottuk, a vizes fázist extraháltuk 2 x 4 ml diklórmetánnal, majd a kombinált diklórmetános fázisokat mostuk 4 ml vízzel, szárítottuk és szárazra pároltuk. Termékként 0,092 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-8O-metil15,16-dihidroalangizidet kaptunk (93%, Rf 0,37 MeCOOEt–C6H6 2:1); C34H43NO14, (689,72) alapján számított C 59,21%, H 6,28%, N 2,03%, talált C 59,48%, H 6,37%, N 1,95%; UV (EtOH) lmax (log e) 206 (4,49), 232 (4,38), 280 (3,76) nm; IR (KBr) nmax 1760, 1662, 1228 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,39 (1H, d, 4J12,14 = 2,6 Hz, H14), 6,64 (1H, s, H-6), 6,61 (1H, s, H-9), 5,41 (1H, d, 3J17,18 = 1,8 Hz, H-18), 5,3-5,0 (3H, m, H-2´, H-3´, H-4´), 4,93 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,0 Hz, H-1´), 4,70 (1H, m, H-1), 4,885,0 (1H, m, H-3a), 4,36 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,6 Hz, H-6´a), 4,15 (1H, dd, 2
J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-6´b), 3,89, 3,87 (2 x 3H, s, OCH3), 3,79 (1H, ddd,
3
J4´,5´ = 9,7 Hz, 3J5´,6´a = 4,6 Hz, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-5´), 2,66-2,96 (4H, m, H-3b, H-4a,
H-4b, H-12), 2,21 (1H, m, H-11R), 2,11, 2,05, 2,02, 1,96 (4 x 3H, s,CH3CO), 1,90 (1H, m, H-17), 1,55 (1H, td, 2J11R,11S = 12,9 Hz, 3J1,11S = 11,6, 3J11S,12 = 12,9 Hz, H-11S), 1,37 (1H, m, H-16a), 1,13 (1H, m, H-16b), 0,95 (1H, t, 3J15,16 = 7,4, H-15).
13
C NMR
(CDCl3, 50 MHz) 170,6, 170,0, 169,6, 169,5 (CH3CO), 163,3 (C-19), 147,9a (C-7), 147,8a (C-8), 146,4 (C-14), 128,4b (C-5), 127,4b (C-10), 111,5c (C-9), 108,7c (C-6),
89
108,7 (C-13), 95,8 (C-18), 95,0 (C-1´), 72,4d (C-5´), 72,2d (C-3´), 70,6 (C-2´), 68,3 (C4´), 61,8 (C-6´), 56,1, 56,0 (OCH3), 55,9 (C-1), 38,9 (C-3), 38,1 (C-17), 34,0 (C-11), 28,7 (C-4), 28,1 (C-12), 20,7, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO), 17,5 (C-16), 11,9 (C-15), a-d az asszignáció felcserélhető. 3.1.7.
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-neoipekozidot
(D6b)
átalakítása. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-8O-metilneoipekozid (D6c). 0,37 g
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzilneoipekozidot
(D6b,
0,47
mmol)
feloldottunk 3 ml kloroform és 6 ml metanol elegyében, és 0,90 g (8,7 mmol) N-nitrozoN-metilkarbamidból előállított diazometén 9 ml éteres oldatát adtuk hozzá, majd egy éjszakán át hűtőszekrényben tartottuk. A reakcióelegy szárazra párlásával 0,37 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-dezacetil-2-benzil-8O-metilneoipekozidhoz
jutottunk
(D6c
fehér amorf por, 99%, Rf 0,78 CHCl3–Me2CO 5:1); C41H49NO15 (795,85) alapján számított C 61,88%, H 6,21%, N 1,76%, talált C 61,68%, H 6,05%, N 1,67%; UV (EtOH) lmax (log e) 208 (3,34), 224 (2,95), 276 (2,25) nm; IR (KBr) nmax 3480, 1745, 1231, 1068 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,2-7,5 (5H, m, H-2´´, H-3´´, H-4´´, H5´´, H-6´´), 7,21 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 6,70 (1H, d, 3J6,7 = 8,3 Hz, H-6), 6,61 (1H, d, 3J6,7 = 8,3 Hz, H-7), 5,59 (1H, td, 3J15E,16 = 10, 3J15Z,16 = 17,1, 3J16,17 = 10 Hz, H16), 5,05-5,20 (4H, m, H-15E, H-2´, H-3´, H-4´), 5,11 (1H, d, 3J17,18 = 2,6 Hz, H-18), 4,87 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,6 Hz, H-1´), 4,83 (1H, dd, 2J15Z,15E = 1,7, 3J15Z,16 = 17,1 Hz, H15Z), 4,32 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,0 Hz, H-6´a), 4,22 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3
J5´,6´b = 2,4 Hz, H-6´b), 3,78 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 13,1 Hz, H-benzyl-CHa), 3,70-3,87
(1H, m, H-5´), 3,84, 3,61 (2 x 3H, s, OCH3), 3,54 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 13,1 Hz, Hbenzyl-CHb), 3,35-3,70 (2H, m, H-1, H-3a), 3,25 (1H, m, H-12), 2,85-3,10 (2H, m, H3b, H-4b), 2,10-2,50 (3H, m, H-4a, H-11S, H-17), 2,12, 2,06, 2,03, 1,94 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,57 (1H, ddd, 2J11R,11S = 15,2, 3J1,11R = 4,0, 3J11R,12 = 11,2 Hz, H-11R).
13
C
NMR (CDCl3, 50 MHz) 170,4, 170,0, 169,2, 168,7 (CH3CO), 167,0 (C-19), 149,2 (C14), 143,8a (C-8), 142,8a (C-9), 139,9 (C-1´´), 132,7 (C-16), 129,5 (C-3´´), 129,5 (C5´´), 128,0 (C-2´´), 128,0 (C-6´´), 126,6 (C-4´´), 127,2b (C-5), 124,9b (C-10), 119,5c (C-6), 119,5 (C-15), 112,2 (C-13), 108,6c (C-7), 96,1d (C-18), 95,0 (C-1´), 72,4e (C3´), 71,8e (C-5´), 70,5 (C-2´), 68,1 (C-4´), 61,4 (C-6´), 56,8 (NCH2), 55,8 (OCH3), 50,7
90
(C-1), 50,7 (OCH3), 41,6 (C-3), 40,9 (C-17), 29,8 (C-11), 25,5 (C-12), 21,0 (C-4), 20,4, 20,3, 20,3, 19,9 (CH3CO), a-e az asszignáció felcserélhető. 2-dezacetil-2-benzil-8O-metilneoipekozid
(D6d)
előállítása.
0,37
g
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-deacetil-2-benzil-8O-metilneoipekozidot (D6c, 0,465 mmol) feloldottunk 3,6 ml kloroform és 2,4 ml metanol elegyében, majd hozzáadtunk 0,05 ml 1 mólos metanolos nátrium metoxid oldatot (0,05 mmol). A reakcióelegyet 2,5 órán át kevertettük szobahőmérsékleten, majd szárazra pároltuk. Termékként 0,28 g 2dezacetil-2-benzil-8O-metilneoipekozidot kaptunk (D6d) (fehér amorf por, 96%, Rf 0,77 MeCOOEt–i-PrOH–H2O 8:2:1); C33H41NO11, (627,69) alapján számolva C 63,15%, H 6,58%, N 2,23%, talált C 62,92%, H 6,45%, N 2,12%; UV (EtOH) lmax (log e) 208 (3,35), 226 (2,96), 280 (2,30) nm; IR (KBr) nmax 3430, 1750, 1075 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 200 MHz) d 7,18-7,50 (5H, m, H-2´´, H-3´´, H-4´´, H-5´´, H-6´´), 7,32 (1H, d, 4J12,14 = 2,1 Hz, H-14), 6,74 (1H, d, 3J6,7 = 8,4 Hz, H-6), 6,55 (1H, d, 3J6,7 = 8,4 H-7), 5,77 (1H, td, 3J15E,16 = 10,0, 3J15Z,16 = 17,2, 3J16,17 = 10,0 Hz, H-16), 5,45 (1H, d, 3
J17,18 = 3,5 Hz, H-18), 5,10 (1H, dd, 2J15E,15Z = 1,9, 3J15E,16 = 10,0, H-15E), 4,98 (1H, m,
H-15Z), 4,67 (1H, d, 3J1´2´ = 7,2 Hz, H-1´), 4,0-3,2 (11H, m, H-benzyl-CHa, H-benzylCHb, H-2´, H-3´, H-4´, H-5´, H-6´a, H-6´b, H-3a , H-1, H-12), 3,80, 3,62 (2 x 3H, s, OCH3), 2,75-3,05 (2H, m, H-3b, H-4b), 2,55 (1H, m, H-11S), 2,1-2,4 (2H, m, H-4a, H17), 1,67 (1H, ddd, 2J11R,11S = 14,4, 3J1,11R = 3,7, 3J11R,12 = 11,9 Hz, H-11R). 13C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 169,5 (C-19), 152,3 (C-14), 146,3a (C-8), 144,9a (C-9), 141,2 (C1´´), 135,1 (C-16), 130,4 (C-3´´), 130,4 (C-5´´), 129,3 (C-2´´), 129,3 (C-6´´), 127,9 (C4´´), 127,9b (C-5), 126,8b (C-10), 120,4c (C-6), 119,5 (C-15), 112,7 (C-13), 110,6c (C7), 100,0d (C-18), 98,1d (C-1´), 78,3e (C-3´), 78,0e (C-5´), 74,8 (C-2´), 71,8 (C-4´), 63,0 (C-6´), 58,1 (NCH2 ), 56,6 (OCH3), 54,0 (C-1), 51,6 (OCH3), 43,7 (C-17), 41,9 (C3), 32,5 (C-11), 28,4 (C-12), 21,9 (C-4), a-e az asszignáció felcserélhető. 8O-metil-15,16-dihidroneoipekozamid (D8c) előállítása. 0,28 g 2-dezacetil-2benzil-8O-metilneoipekozidot (D6d, 0,45 mmol) feloldottunk 6 ml metanol és 0,1 ml jégecet elegyében és 0,066 g 10%-os csontszenes palládium katalizátor hozzáadása után 1 at nyomáson és szobahőmérsékleten 90 percen át hidrogéneztük. Hidrogénezés után az oldatot szűrtük, szárazra pároltuk, majd a maradékot feloldottuk 5 ml metanolban és 1 csepp jégecetet hozzáadva kevertettük 50 °C hőmérsékletű olajfördőben 3 órán át visszafolyós hűtő alatt, a laktamizáció teljessé tétele érdekében. Szárazra párlás után a
91
maradékot szilikagél oszlopon (5g, frakció térfogat 3 ml) tisztítottuk, eluensként MeCOOEt–i-PrOH–H20 8:2:1 elegyet alkalmazva. 7-14 frakciókat szárazra párolva 0,15 g 8O-metil-15,16-dihidroneoipekozamidot kaptunk (D8c, 66%, Rf 0,50 MeCOOEt–i-PrOH–H20 8:2:1); C25H33NO10 (507,54) alapján számított C 59,16%, H 6,55%, N 2,76%, talált C 58,92%, H 6,42%, N 2,65%; UV (EtOH) lmax (log e) 210 (3,39), 238 (3,29), 280 (2,44) nm; IR (KBr) nmax 3600-3200, 1654, 1080 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 200 MHz) d 7,38 (1H, d, 4J12,14 = 2,5 Hz, H-14), 6,81 (1H, d, 3J6,7 = 8,2 Hz, H-6), 6,61 (1H, d, 3J6,7 = 8,2 Hz, H-7), 5,62 (1H, d, 3J17,18 = 1,7 Hz, H-18), 4,88-5,02 (2H, m, H-1, H-3a), 4,70 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,7 Hz, H-1´), 3,6-3,95 (2H, m, H-6´a, H-6´b), 3,84 (3H, s, OCH3), 3,45-3,15 (5H, m, H-12, H-2´, H-3´, H-4´, H-5´), 2,55-2,90 (4H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-11R), 1,84 (1H, m, H-17), 1,34 (1H, m, H-16a), 1,32 (1H, td, 2
J11R,11S = 12,9, 3J1,11S = 11,1, 3J11S,12,= 12,9 Hz, H-11S), 1,13 (1H, m, H-16b), 0,94 (1H,
t, 3J15,16 = 7,1 Hz, H-15).
13
C NMR (CD3OD, 50 MHz) 166,4 (C-19), 148,8 (C-14),
147,3a (C-8), 144,5a (C-9), 129,8b (C-5), 124,2b (C-10), 120,2c (C-7), 111c (C-6), 109,7 (C-13), 99,6 (C-18), 96,5 (C-1´), 78,3d (C-5´), 78d (C-3´), 74,8 (C-2´), 71,6 (C4´), 62,7 (C-6´), 56,7 (OCH3), 55,7 (C-1), 40,3 (C-3), 40,2 (C-17), 32,4e (C-11), 30,4e (C-4), 29,6 (C-12), 18,8 (C-16), 12,5 (C-15), a-e az asszignáció felcserélhető. 9O,O´,O´,O´,O´-pentaacetil-8O-metil-15,16-dihidroneoipekozamid
(D8d)
előállítása. 2 ml ecetsavanhidrid és 1 csepp piridin elegyéhez adtunk 0,15 g 8O-metil15,16-dihidroneoipekozamidot (D8c, 0,30 mmol). Egy éjszakán át szobahőmérsékleten való kevertetés után a reakcióelegyet 10 ml jeges vízre öntöttük és 30 percet kevertettük. A keletkező emulziót kloroformmal extraháltuk (3 x 10 ml), az egyesített kloroformos fázisokat 5%-os vizes nátrium hidrogénkarbonát oldattal (10 ml) és vízzel (2 x 10 ml) mostuk, szárítottuk és szárazra pároltuk. Termékként 0,14 g 9O,O´,O´,O´,O´-pentaacetil-8O-metil-15,16-dihidroneoipekozamideot kaptunk (D8d, halványsárga amorf por, 65%, Rf 0,76 CHCl3–Me2CO 5:1); C35H43NO15 (717,73) alapján számított C 58,57%, H 6,04%, N 1,95%, talált C 58,44%, H 5,91%, N 1,88%; UV (EtOH) lmax (log e) 206 (3,32), 236 (3,24), 280 (2,28) nm; IR (KBr) nmax, 1757, 1662, 1225, 1066 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,41 (1H, d, 4J12,14 = 2,6 Hz, H14), 7,01 (1H, d, 3J6,7 = 8,4, H-6), 6,86 (1H, d, 3J6,7 = 8,4, H-7), 5,40 (1H, d, 3J17,18 = 1,8 Hz, H-18), 5,3-4,9 (5H, m, H-3a, H-1´, H-2´, H-3´, H-4´), 4,70 (1H, dd, 3J1,11S = 11,2, 3
J1,11R = 1,5 Hz, H-1), 4,35 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,6 Hz, H-6´a), 4,13 (1H,
92
dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-6´b), 3,82 (3H, s, OCH3), 3,79 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,8 Hz, 3J5´,6´a = 4,6 Hz, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-5´), 3-2,6 (4H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-12), 2,33 (1H, m, H-11R), 2,38, 2,10, 2,04, 2,01, 1,96 (5 x 3H, s, CH3CO), 1,9 (1H, m, H17), 1,42 (1H, td, 2J11R,11S = 13,1, 3J1,11S = 11,2, 3J11S,12 = 13,1 Hz, H-11S), 1,3 (1H, m, H-16a), 1,1 (1H, m, H-16b), 0,91 (3H, t, 3J15,16 = 7,2 Hz, H-15). 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) d 170,6, 170,1, 169,5, 169,5, 168,5 (CH3CO), 163,3 (C-19), 149,8a (C-8), 146,7 (C-14), 137,0a (C-9), 129,8b (C-10), 128,9b (C-5), 126,7c (C-6), 111,0c (C-7), 108,5 (C-13), 95,9d (C-1´), 95,2d (C-18), 72,3e (C-3´), 72,2e (C-5´), 70,4 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,8 (C-6´), 56,1 (OCH3), 54,1 (C-1), 38,7 (C-3), 38,2 (C-17), 32,7 (C-11), 29,2 (C-4), 28,8 (C-12), 20,7, 20,6, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO), 17,4 (C-16), 11,9 (C-15),
a-e
az
assignáció felcserélhető. 3.1.8. dopamin reakciója szekologaninnal, 7-O-demetilalangizid (D7c) előállítása. 0,140 g dopamin (2) hidrobromidot (0,59 mmol) feloldottunk 0,4 ml vízben és 0,6 ml 1 M-os nátrium hidroxid vizes oldatát (0,6 ml) csepegtettünk hozzá. Ezt követően 0,23 g szekologanint adtunk a reakcióelegyhez és azt 15 percen át kevertettük 50 °C hőmérsékletű olajfürdőben, visszacsepegő hűtő alatt. A reakcióelegy szárazra párlása után a nyers terméket szilikagél oszlopon tisztítottuk (37 g, 2,3 ml frakciótérfogat), eluensként MeCOOEt–i-PrOH–H2O (8:2:1) elegyet használtunk. A 4563 számú frakciókat szárazra párolva jutottunk 0,189 g 7-O-demetilalangizidhez (D7c, halványdrapp amorf por, 0,189 g, 65%, Rf 0,54 MeCOOEt–i-PrOH–H2O 8:2:1); C24H29NO10 (491,50) alapján számított C 58,65%, H 5,95%, N 2,85%, talált C 58,12%, H 5,88%, N 5,85%; UV (EtOH) lmax (log e) nm: 208 (4,41), 234 (4,29), 288 (3,74); IR (KBr) nmax cm-1 3600-3200, 1624. 1H NMR (CD3OD, 400 MHz) d 7,40 (1H, d, 4J12,14 = 2,4, H-14), 6,65 (1H, s, H-6), 6,54 (1H, s, H-9), 5,53 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17, 3J15E,16 = 10, 3
J16,17 = 10Hz, H-16), 5,49 (1H, d, 3J17,18 = 2 Hz, H-18), 5,28 (1H, dd, 2J15Z,15R = 2,
3
J15Z,16 = 17 Hz, H-15Z), 5,19 (1H, dd, 2J15Z,15R = 2, 3J15E,16 = 10Hz, H-15E), 4,70 (1H,
dd, 3J1,11S = 11,5, 3J1,11R = 3,8 Hz, H-1), 4,69 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,9, H-1´), 4,65 (1H, ddd, 2
J3a,3b = 12,5, 3J3a,4a = 4,3, 3J3a,4b = 3,5 Hz, H-3a), 3,90 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3J5´,6´b =
1,9 Hz, H-6´b), 3,67 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3J5´,6a = 5,5 Hz, H-6´a), 3,25-3,41 (3H, m, H-3´,-4´,-5´), 3,15-3,23 (1H, m, H-12), 3,20 (1H, dd, 3J1´,2´ = 7,9, 3J2´,3´ = 9,1, H-2´), 2,89 (1H, ddd, 2J3a,3b = 12,5, 3J3b,4a = 11,3, 3J3b,4b = 3,5 Hz, H-3b), 2,7 (1H, m, H-4a), 2,70 (1H, ddd, 3J12,17 = 5,7, 3J16,17 = 10, 3J17,18 = 2 Hz, H-17), 2,58 (1H, dt, 2J4a,4b = 15,5,
93
3
J3a,4b = 3,5, 3J3b,4b = 3,5 Hz, H-4b), 2,29 (1H, dt, 2J11R,11S = 13,3, 3J1,11R = 3,8, 3J11R,12 =
3,8 Hz, H-11R), 1,36 (1H, td, 2J11R,11S = 13,3, 3J1,11S = 11,5, 3J11S,12 = 13,3, H-11S). 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) 165,9 (C-19), 148,7 (C-14), 145,1 (C-7), 145,1 (C-8), 133,8 (C-16), 129,1a (C-5), 127,4a (C-10), 120,4 (C-15), 116,1b (C-9), 113,4b (C-6), 109,2 (C13), 99,6 (C-18), 97,5 (C-1´), 78,1c (C-5´), 77,9c (C-3´), 74,7 (C-2´), 71,5 (C-4´), 62,6 (C-6´), 56,7 (C-1), 44,3 (C-17), 41,1 (C-3), 34,7 (C-11), 29,2 (C-4), 27,5 (C-12),
a-c
az
asszignáció felcserélhető. 3.1.9. 7-O-demetilalangizid (D7c) átalakítása 8O-metilalangizid (D7d) előállítása. 0,2 g 7-O-demetilalangizidet (D7c, 0,407 mmol) feloldottunk 18 ml metanolban MeOH és 0,92 g N-nitrozo-N-metilkarbamidból előállított diazometén 9 ml éteres oldatát adtuk hozzá, majd egy éjszakán át hűtőszekrényben tartottuk. A reakcióelegy szárazra párlásával 0,183 g 8Ometilalangizidhoz (10) jutottunk (drapp amorf por, 87%, Rf 0,50 CHCl3–MeOH 4:1); C26H33NO10 (519,55) alapján számított C 60,11%, H 6,40%, N 2,69%, talált C 59,92%, H 6,25%, N 2,63%; UV (EtOH) lemax (log e) nm: 208 (4,25), 234 (4,26), 280 (3,63); IR (KBr) nmax cm-1 3600-3100, 1624 . 1H NMR (CD3OD, 200 MHz) d 7,42 (1H, d, 4J12,14 = 2,5 Hz, H-14), 6,82 (1H, s, H-6), 6,72 (1H, s, H-9), 5,52 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17,2, 3J15E,16 = 9,7, 3J16,17 = 9,7 Hz, H-16), 5,50 (1H, d, 3J17,18 = 1,8 Hz, H-18), 5,27 (1H, dd, 2J15Z,15E = 2,3, 3J15Z,16 = 17,2 Hz, H-15Z), 5,18 (1H, dd, 2J15Z,15E = 2,3, 3J15E,16 = 9,7 Hz, H-15E), 4,65-4,85 (2H, m, H-1, H-3a), 4,70 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,8, H-1´), 3,90 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3J5´6´b = 1,5 Hz, H-6´b), 3,81, 3,80 (2 x 3H, s, OCH3), 3,67 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3
J5´,6´a = 5,4 Hz, H-6´a), 3,15-3,45 (4H, m, H-12, H-3´, H-4´, H-5´), 3,20 (1H, dd, 3J1´,2´
= 7,8, 3J2´,3´ = 8,7 Hz, H-2´), 2,6-2,9 (4H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-17), 2,40 (1H, dt, 2
J11R,11S = 13,1, 3J1,11R = 3,7, 3J11S,12 = 3,7 Hz, H-11R), 1,36 (1H, td, 2J11R,11S = 13,1,
3
J1,11S = 11,7, 3J11S,12 = 13,1 Hz, H-11S).
13
C NMR (CD3OD, 50 MHz) d166,1 (C-19),
149,5 (C-7), 149,5 (C-8), 149 (C-14), 134,1 (C-16), 130,2a (C-5), 128,8a (C-10), 120,5 (C-15), 113,2b (C-9), 110,8b (C-6), 109,3 (C-13), 99,8 (C-18), 97,7 (C-1´), 78,5c (C5´), 78,1c (C-3´), 75 (C-2´), 71,7 (C-4´), 62,8 (C-6´), 57,4 (C-1), 56,9d (OMe), 56,6d (OMe), 44,5 (C-17), 40,7 (C-3), 35,3 (C-11), 29,7 (C-4), 28 (C-12),
a-d
az asszignáció
felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-8O-metilalangizid
előállítása
(D7e).
0,5
ml
ecetsavanhidrid és 1 csepp piridin elegyéhez adtunk 0,05 g 8O-metilalangizidet (D7d,
94
0,096 mmol). 2 órás szobahőméréskleten való kevertetés után a reakcióelegyet 5 ml jeges vízre öntöttük és 30 percet kevertettük. A keletkező emulzíót kloroformmal extraháltuk (3 x 3 ml), az egyesített kloroformos fázisokat 5%-os vizes nátrium hidrogénkarbonát oldattal (3 ml) és vízzel (2 x 3 ml) mostuk, szárítottuk és szárazra pároltuk. A maradékot szilikagél oszlopon kromatografáltuk, eluensként MeCOOEt– C6H6 2:1 elegyet alkalmazva 0,065 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-8O-metilalangizidet (D7e) kaptunk (halványdrapp amorf por, 68%, Rf 0,44 MeCOOEt–C6H6 2:1); C34H41NO14, (687,70) alapján számított C 59,38%, H 6,01%, N 2,04%, talált C 58,85%, H 5,81%, N 1,98%; UV (EtOH) lmax (log e) 208, (4,17), 234 (4,38), 280 (3,76) nm; IR (KBr) nmax 1756, 1663, 1228 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,46 (1H, d, 4J12,14 = 2,5 Hz, H14), 6,63 (1H, s, H-6), 6,61 (1H, s, H-9), 5,49 (1H, dt, 3J15Z,16 = 17,2, 3J15E,16 = 9,7, 3
J16,17 = 9,7 Hz, H-16), 5,30 (1H, d, 3J17,18 = 1,8 Hz, H-18), 5,27 (1H, t, 3J3´,4´ = 9,2, J2´,3
= 9,2 Hz, H-3´), 5,0-5,3 (4H, m, HZ-15, HE-15, H-2´, H-4´), 4,95 (1H, d, 3J1´,2 = 7,9 Hz, H-1´), 4,73 (1H, dd, 3J1,11S = 11,5, 3J1,11R = 3,3 Hz, H-1), 4,85-5,5 (1H, m, H-3a), 4,33 (1H, dd, 2J6´,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,6 Hz, H-6´a), 4,15 (1H, dd, 2J6´,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-6´b), 3,88, 3,86 (2 x 3H, s, CH3O), 3,79 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,9, 3J5´,6´a = 4,6, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-5´), 2,55-3,0 (5H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-12, H-17), 2,17 (1H, dt, 2J11R,11S = 13,2, 3J1,11R = 3,3, 3J11R,12 = 3,3 Hz, H-11R b), 2,11, 2,04, 2,02, 1,98 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,44 (1H td, 2J11R,11S = 13,2, 3J1,11S = 11,5, 3J11S,12 = 13,2 Hz, H-11S).
13
C
NMR (CDCl3, 50 MHz) 170,6, 170,0, 169,7, 169,5 (CH3CO), 163,0 (C-19), 147,9 (C7), 147,9 (C-8), 146,6 (C-14), 131,9 (C-16), 128,4a (C-5), 127,4a (C-10), 120,4 (C-15), 111,6b (C-9), 108,9b (C-6), 108,5 (C-13), 96,2 (C-18), 95,8 (C-1´), 72,4c (C-5´), 72,3c (C-3´), 70,6 (C-2´), 68,3 (C-4´), 61,8 (C-6´), 56,2d (OMe), 56,0d (OMe), 55,8 (C-1), 42,7 (C-17), 39,0 (C-3), 34,3 (C-11), 28,7 (C-4), 27,0 (C-12), 20,7, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO), a-d az asszignáció felcserélhető. 15,16-dihidro-8O-metilalangizid (D7f) előállítása. 0,070 g 8O-metilalangizidet (D7d, 0,135 mmol) 10 ml metanolos oldatban 0,020 g csontszenes palládium katalizátor hozzáadása után 1 at nyomáson és szobahőmérsékleten 30 percen át hidrogéneztük. Hidrogénezés után az oldatot szűrtük, csökkentett nyomáson szárazra pároltuk, és maradékként 0,069 g 15,16-dihidro-8O-metilalangizidet kaptunk (D7f, 98%, Rf 0,39 MeCOOEt–i-PrOH–H20 8:2:1); C26H35NO10 (521,57) alapján számított C 59,88%, H
95
6,73%, N 2,69%, talált C 59,72%, H 6,60%, N 2,57%; UV (EtOH) lmax (log e) 208 (4,29), 232 (4,33), 280 (3,69) nm; IR (KBr) nmax 3600-3200, 1654, 1071 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 200 MHz) d 7,35 (1H, d, 4J12,14 = 2,4 Hz, H-14), 6,86 (1H, s, H-6), 6,73 (1H, s, H-9), 5,63 (1H, d, 3J17,18 = 1,7 Hz, H-18), 4,79-4,82 (2H, m, H-1, H-3a), 4,70 (1H, d, 3
J1´,2´ = 7,9 Hz, H-1´), 3,92 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,8, 3J5´,6´b = 1,6, H-6´b), 3,82, 3,81 (2 x
3H, s, OCH3), 3,68 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,8, J5´,6´a = 5,4, H-6´a), 3,44-3,20 (4H, m, H-3´, H-4´, H-5´, H-12), 3,18 (1H, dd, 3J1´,2´ = 7,9 Hz, 3J2´,3´ = 8,5, H-2´), 2,93-2,60 (3H, m, H-3b, H-4a, H-4b), 2,43 (1H, dt, 2J11R,11S= 12,8, 3J1,11R = 3,4 3J11R,12 = 3,4 Hz, H-11R), 1,90 (1H, m, H-17), 1,48 (1H, td, J11R,11S = 12,8, 3J1,11S = 11,5, 3J11S,12 = 12,8 Hz, H11S), 1,42 (1H, m, H-16a), 1,12 (1H, m, H-16b), 0,97 (1H, t, 3J15,16 = 7,1 Hz, H-15). 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) d 166,2 (C-19), 149,3 (C-7), 149,3 (C-8), 148,7 (C-14), 130,2a (C-5), 128,7a (C-10), 113b (C-9), 110,7b (C-6), 109,5 (C-13), 99,7 (C-18), 96,5 (C-1´), 78,3c (C-5´), 78c (C-3´), 74,8 (C-2´), 71,6(C-4´), 62,8(C-6´), 57,4(C-1), 56,8d (OCH3), 56,5d (OCH3), 40,6 (C-3), 39,8 (C-17), 34,7 (C-11), 29,6 (C-4), 28,9 (C-12), 18,9 (C-16), 12,5 (C-15), a-d az asszignáció felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-8O-metil-15,16-dihidroalangizid
(D7g)
előállítása
D7f-ből. 1 ml ecetsavanhidrid és 1 csepp piridin elegyéhez adtunk 0,104 g 15,16dihidro-8O-metilalangizidet (D7f, 0,20 mmol). 2 órás szobahőméréskleten való kevertetés után a reakcióelegyet 10 ml jeges vízre öntöttük és 30 percet kevertettük. A keletkező emulzíót kloroformmal extraháltuk (3 x 6 ml), az egyesített kloroformos fázisokat 5%-os vizes nátrium hidrogénkarbonát oldattal (6 ml) és vízzel (2 x 6 ml) mostuk, szárítottuk és szárazra pároltuk. Termékként 0,107 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil8O-metil-15,16-dihidroalangizidet kaptunk (D7g, halványdrapp amorf por, 78%, Rf 0,37 MeCOOEt–C6H6 2:1); C34H43NO14, (689,72) alapján számított C 59,21%, H 6,28%, N 2,03%, talált C 58,89%, H 6,41%, N 1,91%; UV (EtOH) lmax (log e) 208 (4,13), 233 (4,36), 279 (3,73) nm; IR (KBr) nmax 1757, 1663, 1228 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7,38 (1H, d, 4J12,14 = 2,4 Hz, H-14), 6,64 (1H, s, H-6), 6,61 (1H, s, H-9), 5,40 (1H, d, 3J17,18 = 1,3 Hz, H-18), 5,25 (1H, t, 3J2´,3´ = 9,8, 3J3´,4´ = 9,8 Hz, H-3´), 5,10 (1H, t, 3J3´,4´ = 9,8, 3J4´,5´ = 9,8 Hz, H-4´), 5,02 (1H, dd, 3J1´,2´ = 8,2, 3J2´,3´ = 9,8 Hz, H-2´), 4,92 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,2 Hz, H-1´), 4,70 (1H, dd, 3J1,11S = 11,5, 3J1,11R = 3,2 Hz, H-1), 4,90-4,97 (1H, m, H-3a), 4,34 (1H, dd, 3J5´,6´a = 4,7, 2J6´a,6´b = 12,5 Hz, H-6´a), 4,15 (1H, dd, 3J5´,6´b = 2,1, 2J6´a,6´b = 12,5 Hz, H-6´b), 3,88, 3,86 (2 x 3H, s, OCH3), 3,77
96
(1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,8 Hz, 3J5´,6´a = 4,7 Hz, 3J5´,6´b = 2,1 Hz, H-5´), 2,95 (1H, m, H-12), 2,73-2,90 (2H, m, H-3b, H-4a), 2,62 (1H, m, H-4b), 2,20 (dt, 2J11R,11S = 12,3, 3J1,11R = 3,2, 3J11R,12 = 3,2 Hz, H-11R), 2,10, 2,04, 2,01, 1,96 (4 x 3H, s,CH3CO), 1,90 (1H, m, H-17), 1,54 (1H, td, 2J11R,11S = 12,3, 3J1,11S = 11,5, 3J11S,12 = 12,3 Hz, H-11S), 1,36 (1H, m, H-16a), 1,11 (1H, m, H-16b), 0,94 (1H, t, 3J15,16 = 7,4, H-15). 3.2. Hisztamin 3.3.1. Na-benzilhisztamin (3) dihidroklorid előállítása. 0,45 g (4 mmol) hisztamin (3) és 0,4 ml (4 mmol) benzaldehid elegyét 0,4 ml benzol hozzáadásával 15 percen át kevertettük 80 °C hőmérsékletű olajfürdőben visszacsepegő hűtő alatt. A reakcióelegyet csökkentett nyomáson szobahőmérsékleten szárazra pároltuk és a maradékot feloldottuk 4 ml metanolban. A metanolos oldathoz kevertetés közben kis részletekben 0,16 g (4,23 mmol) nátrium tetrahidridoborátot adtunk, majd a reakcióelegyet két órán át kevertettük szobahőmérsékleten. A metanolt rotációs filmbepárlón eltávolítottuk, az olajos maradékot felvettük 5 ml vízben, a keletkező emulziót 30 percen át kevertettük szobahőmérsékleten, majd 3 x 10 ml kloroformmal extraháltuk A kombinált kloroformos fázisokat mostuk vízzel, szárítottuk és szárazra pároltuk. Az igy kapott Na-benzilhisztamint feloldottuk hideg metanolban és az oldatot száraz sósavgázzal telítettük. A kiváló nyers Na-benzilhisztamin dihidrokloridot etanoldietiléter elegyből átkristályosítva 0,45 g szintelen kristályos termékhez jutottunk (41%, op 222-4°C (lit. [129]: 225-27°C); C12H17N3Cl2, (274,20) alapján számított C 52,57%, H 6,25%, N 15,33%, talált C 52,28%, H 6,12%, N 15,19%). 3.3.2. Na-benzilhisztamin (3b) dihidroklorid reakciója O,O,O,O-tetraacetilszekologaninnal (1a). 0,054 g Na-benzilhisztamin (3b) dihidrokloridot (0,2 mmol) feloldottunk 1 ml acetonitril és 0,056 ml trietilamin (0,4 mmol) elegyében és a reakciókeveréket 5 percen át forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. Ezután hozzáadtunk 0,11 g O,O,O,O-tetraacetil-szekologanint (1a, 0,2 mmol) és a reakcióelegyet 90 percen át forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. Szárazra párlás után a vékonyréteg-kromatográfiás lemezen egy fő termékfolt volt látható (Rf 0,55 MeCOOEt–EtOH–H2O 120:10:8). A nyersterméket szilikagél oszlopon a fenti eluenssel kétszer kromatografálva 0,102 g O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-benzilhisztelozidhoz (H5b) jutottunk.
97
O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-benzilhisztelozid (H5b). Színtelen amorf por, 69%, Rf 0,48 MeCOOEt–EtOH–H2O 120:10:8; C37H45N3O13 (739,78) alapján számított C 60,07%, H 6,13%, N 5,68%, talált C 59,89%, H 6,21%, N 5,58%; IR (KBr) nmax 1758, 1709, 1223, 1037 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7.56 (1H, s, H-7), 7.4-7.2 (5H, m, H-2´´, H3´´, H-4´´, H-5´´, H-6´´), 7.30 (1H, d, 4J11,13 = 1.1 Hz, H-13), 5.48 (1H, ddd, 3J14Z,15 = 17.1, 3J14E,15 = 10.2, 3J15,16 = 9.3 Hz, H-15), 5.25 (1H, t, 3J2’,3’ = 3J3’,4’ = 9.4 Hz, H-3´), 5.19 (1H, t, 3J3’,4’ = 3J4’,5’ = 9.4 Hz, H-4´), 5.13 (1H, d, 3J16,17 = 4.4 Hz, H-17), 5.10 (1H, dd, 3J2’,3’ = 9.4, 3J1’,2’ = 8.0 Hz, H-2´), 5.09 (1H, dd, 3J14E,15 = 10.2, 2J14E,14Z = 1.7 Hz, H14E), 4.86 (1H, d, 3J1´,2´ = 8.1 Hz, H-1´), 4.84 (1H, dd, 3J14Z,15 = 17.2, 2J14E,14Z = 1.7 Hz, H-14Z), 4.31 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12.4, 3J5´,6´a = 4.1 Hz, H-6´a), 4.23 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12.4, 3J5´,6´b = 2.4 Hz, H-6´b). 3.76 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12.9 Hz, Ha-benzyl-CH2) 3.76 (1H, ddd, 3J4’,5’ = 9.4, 3J5´,6´a = 4.1, 3J5´,6´b = 2.4 Hz H-5´), 3.62 (3H, s, OCH3), 3.55 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 12.9 Hz, Hb-benzyl-CH2), 3.51 (1H, dd, 3J1,10S = 9.1, 3J1,10R = 6.1 Hz, H1), 3.31 (1H, ddd, 2J3a,3b = 14.2, 3J3a,4b = 11.7, 3J3a,4a = 4.5 Hz, H-3a), 3.10 (1H, dd, 2
J3a,3b = 14.2, 3J3b,4b = 5.5 Hz, H-3b), 2.97 (1H, dt, 3J10R,11 = 9.6, 3J10S,11 = 3J11,16 = 5.4,
H-11), 2.89 (1H, ddd, 2J4a,4b = 16.2, 3J3a,4b = 11.7, 3J3b,4b = 5.5 Hz, H-4b), 2.43 (1H, dd, 2
J4a,4b = 16.2, 3J3a,4a, = 4.5, H-4a), 2.15 (1H, ddd, 2J10R10S = 14.5, 3J1,10S = 9.1, 3J10S,11 =
5.4 Hz,H-10proS), 2.12, 2.05, 2.04, 1.96 (4 x 3H, s, CH3CO), 2.06 (1H, ddd, 3J15,16 = 9.3, 3J11,16 = 5.4, 3J16,17 = 4.4 Hz, H-16), 1.55 (1H, ddd, 2J10R10S = 14.5, 3J10R,11 = 9.6, 3
J1,10R = 6.1 Hz, H-10proR). ROESY cross-peaks (s: strong, m: medium, w: weak): H-1:
H-10proS w, H-10proR m, H-11 w, H-14Z w, H-15 w, H-16 s; H-3a: H-3b s, H-4a s, H-4b m, H-10proS w, H-11 w. H-3b: H-3a s, H-4a m, H-4b s, Ha-benzyl-CH2 m, Hbbenzyl-CH2 w. H-4a: H-3a s, H-3b m, H-4b s. H-4b: H-3a m, H-3b s, H-4a s, Habenzyl-CH2 w, Hb-benzyl-CH2 w. H-10proS: H-1 w, H-3a w, H-10proR s, H-11 w, H17 w. H-10proR: H-1 w, H-10proS s, H-11 w, H-15 w. H-11: H-1 w, H-3a w, H10proS w, H-10proR w, H-16 s, H-19 w. H-14Z: H-1 w, H-14E s, H-15 s, H-16 s. H-15: H-1 w, H-10proR w, H-14E s, H-14Z s, H-16 w. H-16: H-1 s, H-11 s, H-14Z m, H-15 w.
13
C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 170.7, 170.2, 169.5, 169.1 (CH3CO), 167.5 (C-18),
150.6 (C-13), 133.4 (C-7), 139.7 (C-1´´), 133.1 (C-15), 129.9 (C-3´´), 129.9 (C-5´´), 128.4 (C-2´´), 128.4 (C-6´´), 127.0 (C-4´´), 119.8 (C-14), 111.9 (C-12), 96.5a (C-17), 95.6a (C-1´), 72.6b (C-3´), 72.1b (C-5´), 70.8 (C-2´), 68.3 (C-4´), 61.6 (C-6´), 56.9 (CH2-benzyl), 51.8 (C-1), 51.2 (OCH3), 43.9 (C-3), 42.0 (C-16), 33.1 (C-10), 26.2 (C98
11), 20.7, 20.6, 20.6, 20.2 (CH3CO), 18.9 (C-4); C-5 C-9 nem jelenik meg;
a, b
az
asszignáció felcserélhető. 3.3.3. O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-benzilhisztelozid (H5b) átalakítása 14,15-dihidrohisztelozamid előállítása (H5d). 0,091 g (0,123 mmol) O´,O´,O´,O´-tetraacetil-2-benzilhisztelozidot (H5b) feloldottunk 8 ml metanol és 0,1 ml jégecet elegyében és 0,04 g 10%-os csontszenes palládium katalizátor hozzáadása után 1 at nyomáson és szobahőmérsékleten 30 percen át hidrogéneztük. Hidrogénezés után az oldatot szűrtük, szárazra pároltuk, a maradékot feloldottuk 1,2 ml kloroform és 0,8 ml metanol elegyében és hozzáadtunk 0,01 ml (0,01 mmol) 1 mólos metanolos nátrium etilát oldatot. A reakcióelegyet négy órán át kevertettük szobahőmérsékleten. Az oldat szárazra párlásával 0,046 g 14,15-dihidrohisztelozamidot kaptunk (H5d, fehér amorf por, 83%, Rf 0,20 MeCOOEt–i-PrOH–H2O 8:2:1); C21H29N3O8, (451,48) alapján számított C 55,87%, H 6,47%, N 9,31%, talált C 56,00%, H 6,61%, N 9,19%; IR (KBr) nmax 3600-3100, 1657, 1586, 1073 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 200 MHz) d 7,60 (1H, s, H7), 7,37 (1H, d, 4J11,13 = 2,4 Hz, H-13), 5,62 (1H, d, 3J16,17 = 1,7 Hz, H-17), 5,03 (1H, dt, 2
J3a,3b = 11,6, 3J3a,4a = 2,8, 3J3a,4b = 2,8 Hz, H-3a), 4,68 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,9 Hz, H-1´),
4,67 (1H, dd, 3J1,10S = 12,3, 3J1,10R = 3,6 Hz, H-1), 3,92 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,7, 3J5´,6´b = 1,1, H-6´b), 3,69 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,7, J5´,6´a = 4,3, H-6´a), 3,45-3,1 (5H, m, H-2´, H3´, H-4´, H-5´, H-11), 3,0-2,6 (3H, m, H-3b, H-4a, H-4b), 2,48 (1H, dt, 2J10S,10R = 12,7, 3
J1,10R = 3,6, 3J10R,11 = 3,6 Hz, H-10proR), 1,87 (1H, m, H-16), 1,41 (1H, td, J10S,10R =
12,7, 3J1,10S = 12,3, 3J10S,11,= 12,7 Hz, H-10proS), 1,37 (1H, m, H-15a), 1,1 (1H, m, H15b), 0,97 (1H, t, 3J14,15 = 7,1 Hz, H-14). 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) d 166,5 (C-18), 148,9 (C-13), 136,2 (C-7), 134,3a (C-9), 126,4a (C-5), 109,6 (C-12), 99,6b (C-1´), 96,4b (C-17), 78,3c (C-3´), 77,9c (C-5´), 74,8 (C-2´), 71,6 (C-4´), 62,7 (C-6´), 55,4 (C1), 40,6 (C-3), 39,9 (C-16), 32,1 (C-10), 28,2 (C-11), 22,9 (C-4), 18,9 (C-15), 12,5 (C14); a-c az asszignáció felcserélhető. 6N,O´,O´,O´,O´-pentaacetil-14,15-dihidrohisztelozamid előállítása (H5e). 2 ml ecetsavanhidrid és 2 csepp piridin elegyéhez 0,273 g 14,15-dihidrohisztelozamidot (H5d, 0,605 mmol) adtunk, majd 8 órán keresztül kevertettük szobahőmérsékleten. Ezután a reakcióelegyet 20 ml jeges vízre öntöttük és 30 percet kevertettük. A keletkező emulziót kloroformmal extraháltuk (3 x 20 ml), az egyesített kloroformos fázisokat 5%os vizes nátrium hidrogénkarbonát oldattal (20 ml) és vízzel (2 x 10 ml) mostuk,
99
szárítottuk és szárazra pároltuk. Termékként 0,280 g 6N,O´,O´,O´,O´-pentaacetil-14,15dihidrohiszelozamidot kaptunk (H5e, fehér amorf por, 70%, Rf 0,80 MeCOOEt–iPrOH–H2O 8:2:1); C31H39N3O13 (661,67) alapján számított C 56,27%, H 5,94%, N 6,35%, talált C 55,98%, H 5,95%, N 6,24%; IR (KBr) nmax 1755, 1659, 1225, 1039 cm1 1
. H NMR (CDCl3, 400 MHz) d 7,95 (1H, s, H-7), 7,37 (1H, d, 4J11,13 = 2,4 Hz, H-13),
5,38 (1H, d, 3J16,17 = 1,9 Hz, H-17), 5,24 (1H, t, 3J2´,3´ = 9,6, 3J3´,4´ = 9,6 Hz, H-3´), 5,10 (1H, t, 3J3´,4´ = 9,6, 3J4´,5´ = 9,6 Hz, H-4´), 5,01 (1H, dd, 3J1´,2´ = 8,1, 3J2´,3´ = 9,6 Hz, H2´), 4,91 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,1 Hz, H-1´), 4,61 (1H, dd, 3J1,10S = 11,3, 3J1,10R = 3,5 Hz, H1), 5,12 (1H, m, H-3a), 4,32 (1H, dd, 3J5´,6´a = 4,5, 2J6´a,6´b = 12,6 Hz, H-6´a), 4,15 (1H, dd, 3J5´,6´b = 2,3, 2J6´a,6´b = 12,6 Hz, H-6´b), 3,77 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,6 Hz, 3J5´,6´a = 4,5 Hz, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-5´), 3,06 (1H, ddt, 2J4a,4b = 16,7, 3J3a,4b = 2,0, 3J3b,4b = 4,4 Hz, H4b), 2,96 (1H, m, H-4a), 2,92 (1H, m, H-11), 2,83 (1H, ddd, 2J3a,3b = 13, 3J3b,4a = 11,5, 3
J3b,4b = 4,4 Hz, H-3b), 2,61 (3H, s, CH3CN-6), 2,49 (1H, dt, 2J10S,10R = 13,2, 3J1,10R =
3,5, 3J10R,11 = 3,5 Hz, H-10proR), 2,10, 2,03, 2,0, 1,95 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,91 (1H, m, H-16), 1,42 (1H, td, 2J10S,10R = 13,2, 3J1,10S = 11,3, 3J10S,11 = 13,2 Hz, H-10proS), 1,38 (1H, m, H-15a), 1,08 (1H, m, H-15b), 0,95 (1H, t, 3J14,15 = 7,3, H-14). NOESY keresztcsúcsok, melyek az N-acetil-csoport N-6 helyzetét alátámasztják (s, erős; w, gyenge): CH3CON-6, H-4 w; H-7 s.
13
C NMR (CDCl3, 50 MHz) 170,8, 169,7, 169,6,
169,6 (CH3CO), 167,5 (CH3CON), 163,7 (C-18), 146,9 (C-13), 139,8a (C-9), 136,8 (C7), 125,2a (C-5), 109,0 (C-12), 96,2b (C-1´), 95,5b (C-17), 72,6c (C-5´), 72,3c (C-3´), 70,7 (C-2´), 68,5 (C-4´), 62,0 (C-6´), 54,1 (C-1), 38,6 (C-3), 38,1 (C-16), 30,1 (C-10), 27,4 (C-11), 23,9 (C-4), 23,7 (CH3CON), 20,9, 20,8, 20,8, 20,8 (CH3CO), 17,8 (C-15), 12,1 (C-14). a-c az asszignáció felcserélhető. 3.3.4.
Hisztamin
(3)
dihidroklorid
reakciója
O,O,O,O-tetraacetil-
szekologaninnal (1a). 0,184 g (0,1 mmol) hisztamin dihidrokloridot adtunk acetonitril (5 ml) és 0,28 ml trietilamin (2 mmol) elegyéhez, és a keveréket részleges oldódásig 70 °C hőmérsékletű olajfürdőben visszacsepegő hűtő alatt forraltuk. Ezután hozzáadtunk 0,557 g O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a, 1 mmol) és további 5 órán át folytattuk a melegítést kevertetés közben, majd a reakcióelegyet szárazra pároltuk. A vékonyrétegkromatográfiás lemezen (EtOAc–i-PrOH–H2O 8:2:1) a következő foltokat láttuk: 0,91 (elreagálatlan O,O,O,O-tetraacetilszekologanin, 1a), 0,45 (O´,O´,O´,O´-tetraacetilhisztelozamide H7b), 0,10 (O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozid, H3a). A nyers
100
terméket szilikagél oszlopon flash-kromatografáltuk (Merck 0,04-0,063, 40 g, frakciótérfogat 7 ml), eluensként EtOAc–i-PrOH–H2O 8:2:1 arányú keveréket alkalmazva. A 4-5 frakciókat szárazra párolva 0,110 g O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a)
kaptunk.
A
8-17
tetraacetilhisztelozamiddot
frakciókat kaptunk
szárazra (H7b,
párolva
50%
az
0,246
g
O´,O´,O´,O´-
elreagált
O´,O´,O´,O´-
tetraacetilszekologaninra számolva), a 20-27 frakciókat szárazra párolva 0,160 g O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozidhoz jutottunk (H3a, 31% az elreagált O´,O´,O´,O´tetraacetilszekologaninra számolva). O´,O´,O´,O´-tetraacetilhisztelozamid (H7b). Fehér amorf por (Rf 0,51 MeCOOEt–i-PrOH–H2O 8:2:1 0,51); C29H35N3O12, (617,61) alapján számított C 56,39%, H 5,71%, N 6,80%, talált C 56,12%, H 5,81%, N 6,65%; IR (KBr) nmax 1755, 1662, 1226, 1065 cm-1; 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,51 (1H, s, H-7), 7,43 (1H, d, 4
J11,13 = 2,4 Hz, H-13), 5,42 (1H, dt, 3J14Z,15 = 17,2, 3J14E,15 = 9,6, 3J15,16 =9,6 Hz, H-15),
5,27 (1H, d, 3J16,17 = 1,9 Hz, H-17), 5,3-4,9 (7H, m, H-1´, H-2´, H-3´, H-4´, H-3a, H14Z, H-14E), 4,65 (1H, dd, 3J1,10R = 3,8, 3J1,10S = 11,7 Hz, H-1), 4,31 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,3, 3J5´,6´a = 4,4 Hz, H-6´a), 4,14 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,3, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-6´b), 3,76 (ddd, 3J4´,5´ = 9,8, 3J5´,6´a = 4,4, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-5´), 3,0-2,6 (3H, m, H-3b, H-4a, H11), 2,69 (1H, ddd, 3J11,16 = 5,9, 3J15,16 = 9,6, 3J16,17 = 1,9 Hz, H-16), 2,60 (1H, m, 2J4a,4b = 13,3 Hz, H-4b), 2,45 (1H, dt, 2J10S,10R = 13,4, 3J1,10R = 3,8, 3J10R,11 = 3,8 Hz, H10proR), 2,10, 2,04, 2,01, 1,97 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,36 (1H, td, 2J10S,10R = 13,4, 3J1,10S = 11,7, 3J10S,11 = 13,4 Hz, H-10proS). 13C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 170,9, 170,3, 169,8, 169,7 (CH3CO), 163,7 (C-18), 146,9 (C-13), 134,6 (C-7), 131,9 (C-15), 120,8 (C-14), 109,0 (C-12), 96,5a (C-17), 96,2a (C-1´), 72,6b (C-5´), 72,4b (C-3´), 70,7 (C-2´), 68,4 (C-4´), 61,9 (C-6´), 54,3 (C-1), 42,8 (C-16), 39,2 (C-3), 31,2 (C-10), 26,3 (C-11), 22,0 (C-4), 20,9, 20,9, 20,8, 20,8 (CH3CO); C-5 és C-9 nem jelenik meg;
a-b
az asszignáció
felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozid (H3a). Fehér amorf por (Rf 0,66 CHCl3– i-PrOH–MeOH–H2O 9:3:4:1); C30H39N3O13, (649,65) alapján számított C 55,47%, H 6,05%, N 6,47%, talált C 55,34%, H 6,17%, N 6,33%; IR (KBr) nmax 1755, 1226, 1038 cm-1. 1H NMR (CD3OD, 400 MHz) d 7,64 (1H, s, H-13), 7,58 (1H, s, H-7), 5,75 (1H, ddd 3J14Z,15 = 17,3, 3J14E,15 = 10,6, 3J15,16 = 8,0 Hz, H-15), 5,54 (1H, d, 3J16,17 = 8,0 Hz, H17), 5,33 (1H, dd, 3J14Z,15 = 17,3, 2J14E,14Z = 1,4 Hz, H-14Z), 5,31 (1H, t, 3J2’,3’ = 3J3’,4’ =
101
9,5 Hz, H-3’), 5,28 (1H, dd, 3J14E,15 = 10,6, 2J14E,14Z = 1,4 Hz, H-14E), 5,13 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,1 Hz, H-1´), 5,05 (1H, t, 3J3’,4’ = 3J4’,5’ = 9,5 Hz, H-4’), 4,91 (1H, dd, 3J2’,3’ = 9,5, 3
J1’,2’ = 8,1 Hz, H-2’), 4,32 (1H, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,5 Hz, H-6´a), 4,17 (1H, 2J6´a,6´b
= 12,4, 3J5´,6´b = 2,5 Hz, H-6´b), 4,13 (1H, dd, 3J1,10R = 10, 3J1,10S = 3,2 Hz, H-1), 3,96 (1H, ddd, 3J4’,5’ = 9,5, 3J5´,6´a = 4,5, 3J5´,6´b = 2,5 Hz H-5´), 3,75 (3H, s, OCH3), 3,45 (1H, dt, 2J3a,3b = 12,7, 3J3b,4b = 3J3b,4a = 5,4 Hz, H-3b), 3,17 (1H, ddd, 2J3a,3b = 12,7, 3J3a,4b = 8,2, 3J3a,4a = 5,4 Hz H-3a) 2,97 (1H, dt, 3J10S,11 = 10,8, 3J10R,11 = 3J11,16 = 4,8, H-11), 2,87 (1H, m, H-4b), 2,77 (1H, dt, 2J4a,4b = 15,6, 3J3a,4a = 3J3b,4a = 5,4 Hz, H-4a), 2,65 (1H, td, 3
J15,16 = 3J16,17 = 8,0, 3J11,16 = 4,8 Hz, H-16), 2,14 (1H, ddd, 2J10R,10S = 14,3, 3J10S,11 =
10,8, 3J1,10S = 3,2 Hz, H-10proS) 2,03, 2,02, 2,00, 1,97 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,96 (1H, overlap, H-10proR). NOESY keresztcsúcsok (CD3OD; s: erős, m: közepes, w: gyenge) H-1: H-3a w, H-10proS m, H-11 w; H-3a: H-1 w, H-3b s, H-4a m; H-3b: H-3a s, H4b m, H-4a w; H-4a: H-3a m, H-3b w, H-4b s; H-4b: H-3b m, H-4a s; H-10proR: H10proS s, H-11 w, H-15 w; H-10proS: H-1 m, H-10proR s, H-17 s; H-11: H-1 w, H10proR w, H-16 s; H-13: OCH3 w; H-14Z: H-14E s, H-15 w, H-16 m; H-14E: H-14Z s, H-15 s; H-15: H-15proR w, H-14E s, H-14Z w, H-16 w, H-17 w; H-16: H-11 s, H-14Z: m, H-15 w, H-17 m; H-17: H-10proS m, H-15 w, H-16m, H-1’ m. 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) d 170,7, 170,2, 169,4, 169,4 (CH3CO), 168,4 (C-18), 152,9 (C-13), 133,7a (C7), 133,2a (C-15), 119,7 (C-14), 110,1 (C-12), 97,0b (C-17), 96,9b (C-1´), 72,5c (C-5´), 72,1c (C-3´), 70,9 (C-2´), 68,1 (C-4´), 61,6 (C-6´), 51,7 (OCH3), 51,4 (C-1), 43,9 (C16), 42,0 (C-3), 35,0 (C-10), 30,4 (C-11), 22,9 (C-4), 20,7, 20,6, 20,6, 20,6 (CH3CO); C-5 és C-9 nem jelenik meg; a-c az asszignáció felcserélhető. 3.3.5. Hisztamin (3) alternatív reakciója O,O,O,O-tetraacetilszekologaninnal (1a). 0,23 g hisztamint (2, 20,7 mmol) és 1,15 g O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a, 2,07 mmol) feloldottunk 5 ml izopropanolban és 4,5 órán át 70 °C hőmérsékletű olajfürdőben kevertettük visszacsepegő hűtő alatt, majd a reakcióelegyet szárazra pároltuk. A vékonyréteg-kromatográfiás lemezen (EtOAc–i-PrOH–H2O 8:2:1) a következő foltokat láttuk: 0,90 (elreagálatlan O,O,O,O-tetraacetilszekologanin, 1a), 0,46
(O´,O´,O´,O´-tetraacetilhisztelozamid
H7b
és
O´,O´,O´,O´-tetraacetilizo-
hisztelozamid, H7a), 0,38 (O´,O´,O´,O´-tetraacetilneohisztelozamid, H8b) és 0,04 (O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozid, H3a). A nyers terméket szilikagél oszlopon flash-kromatografáltuk (Merck 0,04-0,063, 85 g, frakciótérfogat 8 ml), az 50. frakcióig
102
CHCl3–EtOH 10:1, azután CHCl3–i-PrOH–MeOH–H2O 9:3:4:1 arányú keveréket alkalmazva eluensként. A 6-16 frakciókat szárazra párolva 0,550 g el nem reagált O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (1a) kaptunk. A 20-29 frakciókat szárazra párolva 0,185 g O´,O´,O´,O´-tetraacetilneohisztelozamidot kaptunk (H8b, 28% az elreagált O´,O´,O´,O´-tetraacetilszekologaninra számolva), a 31-50 frakciókat szárazra párolva 0,264 g H7b:H7a 4:1 arányú keverékét kaptuk (O´,O´,O´,O´-tetraacetilhisztelozamid H7b és O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozamid, H7a, 40% az elreagált O´,O´,O´,O´tetraacetilszekologaninra számolva) melyeket nem sikerült egymától elválasztani, az 5866 frakciókat szárazra párolva 0,205 g O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozidhoz jutottunk (H3a, 29% az elreagált O´,O´,O´,O´-tetraacetilszekologaninra számolva). O´,O´,O´,O´-tetraacetilneohisztelozamid (H8b). Fehér amorf por (Rf 0,40 CHCl3–EtOH 10:1); C29H35N3O12, (617,62) alapján számított C 56,39%, H 5,71%, N 6,80%, talált C 56,59%, H 5,91%, N 6,73%; IR (KBr) nmax 1756, 1667, 1616, 1228, 1065, 1036 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,42 (1H, s, H-8), 7,38 (1H, d, 4J11,13 = 2,3, H-13), 6,72 (1H, s, H-6), 5,67 (1H, dd, 3J1,10S = 10,2, 3J1,10R = 4,2 Hz, H-1), 5,50 (1H, dt, 3J14Z,15 = 17,0, 3J14E,15 = 9,1, 3J15,16 = 9,1 Hz, H-15), 5,40-4,90 (6H, m, H-1´, H2´, H-3´, H-4´, H-14Z , H-14E), 5,33 (1H, d, 3J16,17 = 1,9 Hz, H-17), 4,84 (1H, m, H3a), 4,32 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´b = 2,2 Hz, H-6´b), 4,14 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3
J5´,6a = 4,5 Hz, H-6´a), 3,81 (1H, ddd, 3J4´,5´ = 9,8 Hz, 3J5´,6´a = 4,5 Hz, 3J5´,6´b = 2,2 Hz,
H-5´), 3,07-2,69 (5H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-11, H-16), 2,55 (1H, dt, 2J10S,10R = 12,8, 3
J1,10R = 4,2, 3J10R,11 = 4,2 Hz, H-10proR), 2,11, 2,04, 2,01, 1,95 (4 x 3H, s, CH3CO),
1,65 (1H, td, 2J10S,10R = 12,8, 3J1,10S = 10,2, 3J10S,11 = 12,8, H-10proS). 13C NMR (CDCl3, 50 MHz) d 170,3, 169,7, 169,3, 169,2 (CH3CO), 162,2 (C-18), 147,4 (C-13), 131,8 (C15), 130,9 (C-8), 126,1 (C-5), 124,2 (C-6), 121,2 (C-14), 107,2 (C-12), 96,9a (C-17), 95,8a (C-1´), 72,0 (C-5´, C-3´), 70,3 (C-2´), 67,9 (C-4´), 66,8 (C-1), 61,5 (C-6´), 42,3 (C-16), 37,9 (C-3), 32,0 (C-10), 23,8 (C-11), 20,7 (C-4), 20,5, 20,3, 20,3, 20,3 (CH3CO). O´,O´,O´,O´-tetraacetilhisztelozamid (H7b) és O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozamide (H7a). Fehér amorf por (Rf 0,25 CHCl3–EtOH 10:1); IR (KBr) nmax 1757, 1662, 1606, 1226, 1064, 1035 cm-1. 1H NMR (C6D6, 200 MHz) d fő komponens (H7b): 7,73 (1H, s, H-7), 7,31 (1H, d, 4J11,13 = 2,4 Hz, H-13), 5,50-4,75 (9H, m, H-1´, H-2´, H-3´, H-4´, H-15, H-17, H-3a, H-14Z, H-14E), 4,57 (1H, dd, 3J1,10S = 11,7, 3J1,10R
103
= 4,4 Hz, H-1), 4,28 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,4 Hz, H-6´a), 4,06 (1H, dd, 2
J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,4 Hz, H-6´b), 3,42 (ddd, 3J4´,5´ = 9,8, 3J5´,6´a = 4,4, 3J5´,6´b = 2,4
Hz, H-5´), 3,1-2,2 (6H, m, H-3b, H-4a, H-4b, H-11, H-16, H-10proR), 1,97, 1,74, 1,74, 1,73 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,43 (1H, td, 2J10S,10R = 13,4, 3J1,10S = 11,7, 3J10S,11 = 13,4 Hz, H-10proS); mellék komponens (H7a): 7,61 (1H, d, 4J11,13 = 2,4 Hz, H-13), 7,36 (1H, s, H-7); Válogatott jelek a deuterokloroformban mért 1H NMR spektrumból (CDCl3, 200 MHz) d fő komponensr (7b): 7,51 (1H, s, H-7), 7,43 (1H, d, 4J11,13 = 2,2 Hz, H-13), 2,10, 2,04, 2,02, 1,97 (4 x 3H, s, CH3CO); mellék komponens (H7a): 7,53 (1H, s, H-7), 7,35 (1H, d, 4J11,13 = 2,2 Hz, H-13), 2,09, 2,01, 1,93, 1,69 (4 x 3H, s, CH3CO).
13
C
NMR (CDCl3, 50 MHz) d fő komponens (H7b): 170,6, 170,0, 169,5, 169,5 (CH3CO), 163,5 (C-18), 146,7 (C-13), 134,6 (C-7), 131,8 (C-15), 120,5 (C-14), 108,8 (C-12), 96,3a (C-17), 96,0a (C-1´), 72,3b (C-5´), 72,2b (C-3´), 70,5 (C-2´), 68,2 (C-4´), 61,7 (C6´), 54,2 (C-1), 42,6 (C-16), 39,2 (C-3), 31,0 (C-10), 26,0 (C-11), 21,9 (C-4), 20,7, 20,5, 20,5, 20,5 (CH3CO); C-5 és C-9 nem jelenik meg; a-b az asszignáció felcserélhető. O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozid (H3a). C30H39N3O13, (649,65) alapján számított C 55,47%, H 6,05%, N 6,47%, talált C 55,20%, H 6,15%, N 6,37%; leírását lásd 3.3.4. 3.3.6. O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozamid előállítása (H7a). 0,074 g O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozidot (3a, 0,12 mmol) feloldottunk 4 ml acetonitrilben és hozzáadtunk 0,017 ml trietilamint (0,12 mml) valamint 0,017 g trietilammónium kloridot (0,12 mmol), és 18 órát forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. A reakcióelegyet csökkentett nyomáson szárazra pároltuk, és a maradékot szilikagél oszlopon (Merck 0,04-0,063, 10 g, frakciótérfogat 5 ml) flash-kromatografáltuk EtOAc–EtOH–H2O 120:10:8 arányú eleggyel. A 7-12 frakciókat szárazra párova termékként 0,050 g O´,O´,O´,O´-tetraacetilizohisztelozamidot kaptunk (H7a, fehér amorf por, 67%, Rf 0,26 MeCOOEt–EtOH–H2O 120:10:8); C29H35N3O12, (617,61) alapján számított C 56,39%, H 5,71%, N 6,80%, talált C 56,64%, H 5,86%, N 6,92%. 1H NMR (C6D6, 70 °C, 400 MHz) d 7,62 (1H, d, 4J11,13 = 2,4 Hz, H-13), 7,11 (1H, s, H-7), 5,49 (1H, dt 3J14Z,15 = 17,1, 3J14E,15 = 3J15,16 = 10,1 Hz, H-15), 5,31 (1H, t, 3J2’,3’ = 3J3’,4’ = 9,5 Hz, H-3’), 5,18 (1H, d, 3J16,17 = 2,0 Hz, H-17), 5,15 (1H, t, 3J3’,4’ = 3J4’,5’ = 9,5 Hz, H-4’), 5,06 (1H, dd, 3
J2’,3’ = 9,5, 3J1’,2’ = 8,0 Hz, H-2’), 5,05 (1H, dd, 2J3a,3b = 12,7, 3J3b,4b = 5,8 Hz, H-3b),
4,99 (1H, dd, 3J14E,15 = 10,1, 2J14E,14Z = 2,0 Hz, H-14E), 4,91 (1H, dd, 3J14Z,15 = 17,1,
104
2
J14E,14Z = 2,0 Hz, H-14Z), 4,70 (1H, d, 3J1´,2´ = 8,0 Hz, H-1´), 4,43 (1H, dd, 3J1,10S = 6,0,
3
J1,10R = 2,4, Hz, H-1), 4,20 (1H, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´a = 4,5 Hz, H-6´a), 3,98 (1H,
2
J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,4 Hz, H-6´b), 3,20 (1H, ddd, 3J4’,5’ = 9,5, 3J5´,6´a = 4,5, 3J5´,6´b =
2,4 Hz H-5´), 2,83-2,68 (2H, m, H-4b, H-11), 2,58 (1H, ddd, 2J10R,10S = 13,5, 3J10R,11 = 4,7, 3J1,10R = 2,4 Hz, H-10proR), 2,50 (1H, ddd, 2J3a,3b = 12,7, 3J3a,4b = 11,7, 3J3a,4a = 4,7 Hz H-3a), 2,32 (1H, ddd, 3J15,16 = 10,1, 3J11,16 = 6,2, J16,17 = 2,0 Hz, H-16), 1,93 (1H, dd, 2
J4a,4b=15,4, 3J3a,4a=4,7 Hz, H-4a), 1,82, 1,72, 1,71, 1,70 (4 x 3H, s, CH3CO), 1,73 (1H,
td,
2
J10R,10S =
3
J10S,11 = 13,5,
3
J1,10S = 6,0 Hz, H-10proS). Válogatott jelek a
deuterokloroformban mért 1H NMR spektrumból (CDCl3, 200 MHz) d 7,58 (1H, s, H7), 7,34 (1H, d, 4J11,13 = 1,7 Hz, H-13) 2,09, 2,01, 1,96, 1,76 (4 x 3H, s,CH3CO). NOESY keresztcsúcsok (C6D6): H-1: H-3a m, H-3b w, H-11 w, H-14proR m, H14proS s; H-3a: H-1 m, H-3b s, H-3b: H-1 w, H-3b s; H-4a: H-4b m; H-10proR: H-1 w, H-10proS m, H-11 w, H-16 w;, H-13: H-1´ m. 13C NMR (C6D6, 100 MHz) d 170,7, 170,5, 169,8, 169,7 (CH3CO), 165,3 (C-18), 147,0 (C-13), 134,6 (C-9), 133,6 (C-15), 120,7 (C-14), 111,3 (C-16), 96,8, 96,6 (C-17, C-1´), 73,6, 73,0 (C-3´, C-5´), 71,6 (C-2´), 69,1 (C-4´), 62,1 (C-6´), 55,3 (C-1), 43,5 (C-3, C-16), 26,6 (C-10), 24,9 (C-11), 22,6 (C-4), 20,9, 20,8 (CH3CO). 3.3.7.
Hisztamin
reakciója
szekologaninnal,
neohisztelozamid
(H8c)
előállítása. 0,167 g hisztamin bázist (3, 1,5 mmol) és 0,583 g szekologanint (1, 1,5 mmol) feloldottunk 3 ml vízben, és a reakcióelegyet 150 percig kevertettük 60 °C-os olajfürdőben, visszacsepegő hütő alatt. A szárazra párlás szilárd maradékát Merck 60 (0,04-0,063) szilikagél oszlopon flash kromatografáltuk (30 g, frakciótérfogat 10 ml), eluensként CHCl3–i-PrOH–MeOH–H2O 9:3:4:1 elegyet alkalmazva. A 11-12 frakciókat szárazra párolva 0,040 g elreagálatlan szekologaninhoz (1), a 14-21 frakciókat szárazra párolva 0,426 g neohisztelozamidhoz jutottunk (H8c, 68% az elreagált szekologaninra számolva, Rf 0,41 CHCl3–i-PrOH–MeOH–H2O 9:3:4:1); C21H27N3O8, (449.46) alapján számított C 56,12%, H 6,06%, N 9,35%, talált C 55,95%, H 6,17%, N 9,19%; IR (KBr) nmax 3700-3100, 1659, 1074 cm-1. 1H NMR (CDCl3, 200 MHz) d 7,76 (1H, s, H-8), 7,47 (1H, d, 4J11,13 = 2,3 Hz, H-13), 6,76 (1H, s, H-6), 5,78 (1H, dd, 3J1,10S = 10,6, 3J1,10R = 4,2 Hz, H-1), 5,54 (1H, d, 3J16,17 = 1,8 Hz, H-17), 5,57 (1H, dt, 3J14Z,15 = 17,2, 3J14E,15 = 9,8, 3J15,16 = 9,8 Hz, H-15), 5,54 (1H, d, 3J16,17 = 2 Hz, H-17), 5,35 (1H, dd, 2J14Z,14R = 2,2, 3J14Z,15 = 17,2 Hz, H-14Z), 5,27 (1H, dd, 2J14Z,14E = 2,2, 3J14E,15 = 9,8 Hz, H-14E),
105
4,72 (1H, ddd, 2J3a,3b = nagy, 3J3a,4a = 4,7, 3J3a,4b = 3,3 Hz, H-3a), 4,69 (1H, d, 3J1´,2´ = 7,8, H-1´), 3,90 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3J5´,6´b = 1,5 Hz, H-6´b), 3,67 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 11,9, 3J5´,6a = 5,4 Hz, H-6´a), 3,45-2,7 (10H, m, H-2´,-3´,-4´,-5´, H-3b, H-4a, H-4b, H10R, H-11, H-16), 1,65 (1H, ddd, 2J10S,10R = 13,5, 3J1,10S = 10,6, 3J10S,11 = 12,6, H10proS). 13C NMR (CD3OD, 50 MHz) d 165,5 (C-18), 149,9 (C-13), 133,9 (C-8), 133,4 (C-15), 128,2 (C-5), 124,3 (C-6), 121,1 (C-14), 108,4 (C-12), 99,9a (C-1´), 97,7a (C17), 78,4b (C-5´), 78,1b (C-3´), 74,9 (C-2´), 71,7 (C-4´), 68,7 (C-1), 62,8 (C-6´), 44,2 (C-16), 39,6 (C-3), 33,4 (C-10), 25,3 (C-11), 21,7 (C-4), a,b az asszignáció felcserélhető. 3.3. Oxotriptamin 3.2.1.
Nb-benzil-2,3-dihidro-2-oxotriptamin
(2b)
reakciója
O,O,O,O-
tetraacetilszekologaninnal (1b). 0,152 g Nb-benzil-2,3-dihidro-2-oxotriptaminium kloridot (0,5 mmol) oldottink 2 ml metanol és 0,072 ml trietilamin (0,5 mml) elegyében, majd hozzáadtunk 0,270 g O,O,O,O-tetraacetilszekologanint (0,5 mmol), és a reakcióelegyet 2 órán keresztül forraltuk visszacsepegő hűtő alatt. Szárazra párlás után a maradékot felvettük 10 ml kloroformban és 2 x 3 ml vízzel mostuk, a kloroformos fázist szárítottuk és szárazra pároltuk. A vékonyréteg-kromatográfiás lemezen (CHCl3– MeCOMe 7:3, Rf 0,75 és 0,60) két fő folt volt látható ~ 3:1 intenzitás arányban. A drapp színű port absz. etanolból átkristályosítva fehér kristályos anyagként kaptuk 3S,7SO´,O´,O´,O´-tetraacetil-4-benzil-2-oxo-2,3-dihidrospirosztriktozidint
(7S-O5a).
Az
anyalugot szárazra pároltuk, és szilikagél oszlopon (10 g, frakciótérfogat 0,5 ml) eluensként CHCl3–MeCOMe 7:3 elegyet alkalmazva kromatografáltuk. Az 1-6 frakció szárazra
párolásával
további
3S,7S-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-4-benzil-2-oxo-2,3-
dihidrospirosztriktozidinhez jutottunk (7S-O5a, teljes mennyiség 0,26 g, 65%), a 9-15 frakciók
szárazra
párlásával
3S,7R-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-4-benzil-2-oxo-2,3-
dihidrospirosztriktozidint kaptunk (7R-O5a, 0,04 g, 10%) 3S,7S-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-4-benzil-2,3-dihidro-2-oxospirosztriktozidin (7S-O5a). Szintelen, kristályos anyag, (op 268-270 ºC, Rf 0,78 CHCl3–MeCOMe 7:3); C42H48N2O14 (804,85) alapján számított C 62,68%, H 6,01%, N 3,48%, talált C 62,51%, H 5,93%, N 3,42%. 1NMR (CDCl3, 250 MHz) d 7,94 (1H, s, H-1), 7,52 (1H, d, 3J9,10 = 7,4 Hz, H-9), 7,45-7,20 (6H, m, H-11, H-2´´, H-3´´, H-4´´, H-5´´, H-6´´), 7,12 (1H, t,
106
3
J9,10 = 7,4, 3J10,11 = 7,4 Hz, H-10), 7,11 (1H, d, 4J15,17 = 2,2 Hz, H-17), 7,04 (1H, d,
3
J11,12 = 7,6 Hz, H-12), 5,55-5,10 (3H, m, H-2´, H-3´, H-4´), 5,55-5,45 (2H, m, H-19, H-
18Z), 5,35-5,1m (1H, H-18E), 5,22 (1H, d, 3J20,21 = 2,1 Hz, H-21), 4,77 (1H, m, H-1´), 4,31 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´a = 4,3 Hz, H-6´a), 4,15 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,5, 3J5´,6´b = 2,3 Hz, H-6´b), 4,03 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 13,2 Hz, Hb-benzyl-CH2), 3,72 (1H, m, H5´), 3,29 (3H, s, CH3O), 3,17 (1H, m, H-5b), 3,11 (1H, dd, 3J3,14S = ~10,5b, 3J3,14R = ~2 Hz, H-3), 3,03 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 13,2 Hz, Ha-benzyl-CH2), 2,93 (1H, m, H-20), 2,46 (1H, m, H-5a), 2,35 (1H, m H-6a), 2,22 (1H, m, H-15), 2,15, 2,04, 2,04, 1,78 (4 x 3H, s, H3CCO), 1,89 (1H, td, 2J14R,14S = ~13, 3J3,14S = ~10,5, 3J14S,15 = ~1,5 Hz, H-10proS), 1,81 (1H, m, H-6b), 1,40 (1H, td, 2J14R,14S = ~13, 3J14R,15 = ~13, 3J3,14R = ~2 Hz, H-10proR. 13
C-NMR (62 MHz, CDCl3) d 180,1 (C-2), 170,7, 170,1, 170,1, 169,3 (CH3CO), 167,3
(C-22),149,1 (C-17), 140,6 (C-13), 140,2 (C-1´´), 135,5 (C-19), 132,5 (C-8), 128,2 (C2´´, C-3´´, C-5´´, C-6´´), 126,7 (C-4´´), 125,4 (C-9), 122,3 (C-10), 120,8 (C-18), 111,5 (C-16) 110,2 (C-12), 95,1 (C-21), 94,4 (C-1´), 72,5 (C-3´), 72,0 (C-5´), 70,6 (C-2´), 68,1 (C-4´), 66,9 (C-3), 61,5 (C-6´), 57,9 (CH2-benzyl ), 56,8 (C-7), 52,6 (C-5), 51,1 (CH3O), 41,7 (C-15), 35,5 (C-6), 27,3 (C-14), 27,3 (C-11), 25,4 (C-20), 20,8, 20,7, 20,7, 20,0 (CH3CO). Differenciál NOE kísérletek eredményei (besugárzott H:%-os NOE növekmény): H-9: 5-Hb 1,6, H-10 12,2, H-14proR 2,2, H-14proS: H-3 2,9, H-9 –0,8, H-14proR 21,3, H-17 0,7, N-CHa 9,8, N-CHb–1,1, H-20: H-3 6,2, 15-H 11,7, H-21 13,2, N-CHa: H-14proS 9,1, H-14proR –2,3, NCHb 22,4. 3S,7R-O´,O´,O´,O´-tetraacetil-4-benzil-2,3-dihidro-2-oxospirosztriktozidin (7R-O5a). Fehér amorf por, (Rf 0,63 CHCl3–MeCOMe 7:3; C42H48N2O14, (804,85) alapján számított C 62,68%, H 6,01%, N 3,48%, talált C 62,48%, H 5,89%, N 3,44. 1
NMR (CDCl3, 250 MHz) d 7,83 (1H, br s, H-1), 7,47-7,32 (5H, m, H-2´´, H-3´´, H-4´´,
H-5´´, H-6´´), 7,43 (1H, H-9), 7,3 (1H, H-11), 7,19 (1H, d, 4J15,17 = 2,3 Hz, H-17), 7,07 (1H, t, 3J9,10 = 7,4, 3J10,11 = 7,5 Hz, H-10), 6,90 (1H, d, 3J11,12 = 7,5 Hz, H-12), 5,27 (1H, dt, 3J18Z,19 = 17,1, 3J18E,19 = 10,2 H, 3J19,20 = 10,2 Hz, H-19), 5,25-5,05 (3H, m, H-2´, H3´, H-4´), 5,09 (1H, dd, 2J18Z,18E = 2,2, 3J18E,19 = 10,2 Hz, H-18E), 5,02 (1H, d, 3J20,21 = 2,4 Hz, H-21), 4,92 (1H, dd, 2J18Z,18E = 2,2 H, 3J18Z,19 = 17,1 Hz, H-18Z), 4,78 (1H, d, H1´), 4,30 (1H, dd, 3J5´-6´a = 4,6 Hz, H-6´a), 4,27 (1H, d, 2JNCHa,NCHb = 13,1 Hz, Hbbenzyl-CH2), 4,15 (1H, dd, 2J6´a,6´b = 12,4, 3J5´,6´b = 2,4 H, H-6´b), 3,72 (1H, m, H-5´),
107
3,67 (3H, s, OCH3), 3,43 (H, dd, 3J3,14R = 3,9, 3J3,14S = 8,6 Hz, H-3), 3,25 (1H, d, 2
JNCHa,NCHb = 13,1 Hz, Ha-benzyl-CH2), 3,09 (1H, ddd, 2J5a,5b = 8,7, 3J5b,6b = 9,0 Hz, H-
5b), 2,52 (1H, q, 2J5a,5b = 8,7, 3J5a,6a = 8,7, 3J5a,6b = 8,7 Hz, H-5a), 2,32 (1H, ddd, 3J5b,6b = 9,02J6a,6b = 12,6, 3J5a,6a = 8,7, 3J5b,6a = 3,2 Hz, H-6a), 2,22 (1H, m, H-15), 2,12, 2,05, 2,04, 2,00 (4 x 3H, s, H3CCO), 1,94 (1H, dt, 2J6a,6b = 12,6, 3J5b,6b = 9,0, 3J5a,6b = 8,7 Hz, H-6b), 1,78 (1H, ddd, 2J14R,14S = 14,9, 3J3,14S = 8,6, 3J14S,15 = 4,4 Hz, H-14proS), 1,38 (1H, ddd, 3J19,20 = 10,2, 3J15,20 = 5,6, 3J20,21 = 2,4 Hz, H-20), 1,31 (1H, ddd, 2J14R,14S = 14,9, 3J14R,15 = 6,1, 3J3,14R = 3,9 Hz, H-14proR).
13
C-NMR (CDCl3, 100 MHz) d 181,7
(C-2), 170,7, 170,6, 170,2, 169,5 (CH3CO), 167,0(C-22), 149,7(C-17), 140,6 (C-1´´), 140,8 (C-13), 134,0 (C-8), 132,6 (C-19), 128,6 (C-2´´, C-6´´,), 128,2 (C-3´´, C-5´´), 127,7(C-4´´), 126,7 (C-11), 125,6 (C-9), 122,1 (C-10), 120,9 (C-18), 111,7 (C-16), 109,7 (C-12), 95,2 (C-21), 94,7(C-1´), 72,6 (C-3´), 72,2 (C-5´), 71,3 (C-3), 70,6(C-2´), 68,3 (C-4´), 61,8 (C-6´), 57,8 (CH2-benzyl ), 56,7 (C-7), 53,1 (C-5), 51,2 (OCH3), 44,0(C-20), 36,3 (C-6), 30,3 (C-14), 25,7 (C-15), 20,8, 20,6, 20,6, 20,3 (CH3CO). HETLOCK kísérletben meghatározott csatolási állandók (Hz): 1JC3,H = +137,0, 2JC3,14Ha = -5,9, 2JC3,14Hb = -5,1, 3JC3,15H = +4,3, J15,3H = +3,4, J15,19H = +5,1, 3JC18,20H = +5,7, 1JC20,H = +136,2, 2JC20,15 = -2,8, 3JC20,18HZ = +6,6, 3JC20,18HE = +11,5. NOESY keresztcsúcsok (H, kölcsönható H; s, erős, m, közepes, w, gyenge, vw, nagyon gyenge): H-1, H-12 m, H-15 vw, H-18E; H-3, H-5a w, H-14a w, H-15 m, H-20 w, N-CHa vw, N-CHb w; H-5a, H-3 w, H-5b s, H-6a w, N-CHb w; H-5b, H-5a s, H-6b w, H-2´´ w; H-6a, H-5a w, H-6b s; H-6b, H-5b w, H-6a s, H-9 w; H-9, H-6b w, H-10 m; H-10, H-9 m, H-11 m; H-12, H-1 m, H-11m; H-14a, H-3 w, H-14b m, N-CHa w; H-14b, H-14a m, H-2´´ w; H-15, H-3 m, H-20 m N-CHa w; H-17, OCH3 w; H-18Z, H-18E s, H-20 m; H-18E, H-18Z s, H-19 m; H-19, H-18E m, H-20 vw; H-20, H-3 w, H-15 m, H-18Z m, H-19 vw, H-21 m; H-21, H20 m, H-1´.
108
Függelék
109
A táblázat. Sztérikus kölcsönhatások az indol sorban izomer S11NN S11NP S11PN S11PP S12NN S12NP S12PN S12PP S13NN S13NP S13PN S13PP S21NN S21NP S21PN S21PP S22NN S22NP
S22PN S22PP S23NN S23NP S23PN S23PP S31NN S31NP S31PN S31PP S32NN S32NP S32PN S32PP S33NN S33NP S33PN S33PP
H3H3H3H3N4N4N4N4H3H3H3H3N1N1N1N1H3N1H3N1H3N1H3N1N1N1N1N1C5N4C5N4C8C7C2N1C7C2C5N4C5N4-
a O22 O22 O22 O22 H20 H20 C19 C19 C19 C19 H21 H21 O22 O22 C22 C22 H20 H15 H20 H15 C19 H15 C19 H15 C19 C19 H21 H21 O22 O22 O22 O22 O22 H20 H20 C19 C19 C19 C19 C19 H21 H21
b 1,7 1,7 1,7 1,7 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,7 1,7 1,8 1,8 1,7 1,7 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,6 1,7 1,7 1,8 1,8 1,8 1,7 1,8 1,7 1,8 1,7 1,6 1,8 1,7 1,6 1,7 1,6 1,8 1,7
c 0,977 0,978 1,907 1,906 1,780 1,776 1,610 1,605 1,796 1,798 1,036 1,031 0,604 0,688 0,893 0,835 1,885 2,264 1,888 1,925 1,793 2,241 1,789 1,902 0,691 0,363 0,613 0,818 0,747 0,747 0,979 1,902 1,889 1,359 1,809 2,039 1,045 1,607 0,564 1,594 0,649 0,894
d 38 38 73 73 66 66 52 52 64 64 43 43 21 24 29 27 79 84 79 71 64 83 64 70 22 12 23 30 25 26 33 66 63 49 65 66 33 50 18 51 23 33
izomer R11NN R11NP R11PN R11PP R12NN R12NP R12PN R12PP R13NN R13NP R13PN R13PP R21NN R21NP R21PN R21PP R22NN R22NP R22PN1 R22PP2
R23NN R23NP R23PN R23PP R31NN R31NP R31PN R31PP R32NN R32NP R32PN R32PP R33NN R33NP R33PN R33PP
a H3- H20 H3- H20 H3- C19 H3- C19 N4- O22 N4- O22 N4- O22 N4- O22 N4- C19 N4- C19 N4- H21 N4- H21 N1- H20 N1- H20 N1- C19 N1- C19 H3- O22 N1- H15 H3- O22 N1- H15 H3- O22 N1- H15 H3- O22 N1- H15 H3- C19 H3- C19 H3- H21 H3- H21 N4- H20 N4- C20 H5aa-H20 N4- C19 H5aa-C19 C2- O22 C7- O22 C2- O22 H6aa-O22 C7- O22 C2- C19 C7- C19 C2- H21 C7- H21
b 1,6 1,6 1,6 1,6 1,7 1,7 1,7 1,7 1,6 1,6 1,7 1,7 1,7 1,7 1,7 1,7 1,7 1,6 1,7 1,6 1,7 1,6 1,7 1,6 1,6 1,6 1,7 1,7 1,6 1,5 1,8 1,6 1,8 1,7 1,8 1,7
c 1,885 1,887 1,787 1,789 0,751 0,750 1,956 1,951 1,601 1,595 0,882 0,883 0,848 0,907 0,510 0,530 0,977 1,868 0,979 2,181 1,906 1,885 1,906 2,189 1,795 1,798 1,030 1,031 1,819 2,458 0,407 1,623 0,817 0,737 0,829 1,890 1,10 1,728 1,8 1,162 1,6 1,593 1,7 1,257 1,7 0,883 1,8 0,744
d 79 79 64 64 26 26 63 63 52 51 33 33 31 34 17 17 38 69 38 81 73 70 73 81 64 64 43 43 67 80 17 52 29 25 28 63 66 39 50 39 32 27
a) kölcsönható atomok; b) relatív helyzetük; c) távolságuk téren át (Å); d) a két atom távolsága Van der Waals sugaraik összegének %-ában megadva (”relativ Van der Waals távolság”). Van der Waals sugarak (Å): H: 1,2; C: 1,6 (becsült); N: 1,5; O: 1,4. 70 % nál kisebb értékeket félkövéren jelöltük. Kiegészítő kölcsönhatások: 1N1-O22, 1,8, 2.042, 70; 2N1-O22, 1,8,1.692, 58. A további vizsgálatra kiválasztott szerkezeteket félkövéren jelöltük.
110
2.tábla
111
3. tábla
112
4. tábla
113
kihajtható lap
114
Köszönetnyilvánítás
Köszönettel tartozom: dr. Szabó László egyetemi tanárnak dr. Mátyus Péter egyetemi tanárnak dr. Patthy Andrásné egyetemi adjunktusnak dr. Podányi Benjámin tudományos munkatársnak
dr. Kocsis Ákosnak dr. Tétényi Péternek a Gyógynövénykutató Intézet korábbi igazgatójának
Horváth Attilának Morvai Miklósnak Zákonyi Gyulánénak
115
Irodalomjegyzék [1]
Atta-ur-Rahman, A.; Basha, A.: Biosynthesis of Indole Alkaloids. Clarendon Press, Oxford, 1983.
[2]
Leonard, J.: Recent Progress in the Chemistry of Monoterpenoid Indole Alkaloids Derived from Secologanin. Nat. Prod. Rep., 1999, 16, 319-338. ld. a sorozat korábbi számait is.
[3]
Verpoorte, R.; Van Heijden, R.; Moreno, P. R. H.: Biosynthesis of Terpenoid Indole Alkaloids in Catharanthus roseus Cells, in: The Alkaloids. Cordell, G. A. Ed., Academic Press, New York, 1997, Vol. IL. pp. 222-300.
[4]
Bentley, K. W.: b-Phenylethylamines and the Isoquinoline Alkaloids. Nat. Prod. Rep., 2000, 17, 247-268. ld. a sorozat korábbi számait is.
[5]
Dictionnary of Natural Products. Buckingam, J. B. Ed.; Chapman and Hall, 1995.
[6]
Fujii, T.; Ohba, M.: The Ipecac Alkaloids and Related Bases, in: The alkaloids. Cordell, G. A. Ed., Academic Press, New York, 1998, Vol LI. pp. 271-321.
[7]
Fujii, T.; Ohba, M.: Ipecac Alkaloids and b-Carboline Congeners, in: The Alkaloids. Brossi, A. Ed., Academic Press, New York, 1983, Vol XXII. pp. 143.
[8]
R. S. Kapil, R. S.; Brown, R. T.: Monoterpene Alkaloid Glycosides, in: The Alkaloids. Manske, R. H. F. Ed., Academic Press, New York, 1979, Vol XVII. pp. 545-588.
[9]
Szántay, Cs.: Structure and Synthesis of Ipecac Alkaloids. in: Recent Developement, in: the Chemistry of Natural Carbon Compounds. Bognár, R.; Bruckner, V.; Fodor, G.; Szántay, Cs., Eds., Akadémiai Kiadó, Budapest, 1967, Vol. II. pp. 63-127.
[10]
The Monoterpenoid Indole Alkaloids, Saxton, J. E., Ed., John Wiley and Sons, New York, 1983.
[11]
Bindra, J. S., Oxindole Alkaloids, in: The Alkaloids, Manske, R. H. F., Ed., Academic Press, New York, 1973, Vol. XIV, pp. 83-121.
[12]
Saxton, J. E., Alkaloids of Mitragyna and Ourouparia Species, in: The Alkaloids, Manske, R. H. F., Ed., Academic Press, New York, 1968, Vol. X, pp. 521-548.
116
[13]
Le Men, J.; Taylor, W. I.: A Uniform Numbering system for Indole Alkaloids. Experientia, 1965, 21, 508-510.
[14]
Tietze, L.-F.: Secologanin, a Biogenetic Key Compound–Synthesis and Biogenesis of the Iridoid and Secoiridoid Glycosides. Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 1983, 22, 828-841.
[15]
Cordell, G. A.: Biosynthesis of Indole Alkaloids. Lloydia, 1974, 37, 219-298.
[16]
Contin, A.; Heijden, R. van der; Lefeber, A. W. M.; Verpoorte, R.: The iridoid glucoside secologanin is derived from the novel triose phosphate/pyruvate pathway in a Catharantus roseus cell culture. FEBS Letters, 1998, 434, 413-416.
[17]
Schwartz, A.; Szabó, L. F.; Podányi, B.: Chemistry of Secologanine. Part 3. Graph Analysis of the Acidic Deglycosylation of Secologanin Derivatives. Tetrahedron, 1997, 53, 10489-10502.
[18]
Károlyházy, L.; Patthy-Lukáts, Á.; Szabó, L. F.: Chemistry of Secologanine. Part 7: Chemical Fragmentation of Secologanin: Biomimetic Transition from the Aliphatic into the Aromatic Skeleton. Tetrahedron Lett., 2000, 41, 1575-1578.
[19]
Inouye, H.; Yoshida, T.; Tobita, S.; Okigawa, M.: Studies on Monoterpene Glucosides: the X-Ray Investigation of Monoteropein Molecule. Tetrahedron Lett. 1970, 26, 3905-3915.
[20]
Lentz, P. J., Jr.; Rossmann, M. G.: Crystal Structure of Loganin Pentaacetate Monoethyl Ether Bromide. J. Chem. Soc. Chem. Commun., 1969, 1269.
[21]
Inouye, H.; Yoshida, T.; Nakamura, Y.; Tobita, S.: Über Monoterpenglucoside-XI. Chemische Korrelation des Asperulosids Swerosid. Chem. Pharm. Bull. 1970, 18, 1889-1899.
[22]
Inouye, H.; Ueda, S.; Nakamura, Y.: Die Monoterpenglucoside-X. Secoiridoidglucoside aus Swertia Japonica. Isolierung von fünf Secoiridoid-glucosiden sowie die Structuraufklarung des swerosids, des Swertiamarins und des Gentiopicrosids. Chem. Pharm. Bull. 1970, 18, 1856-1865.
[23]
Souzi, I., Misuhashi, H.: Structure of Iridoids from Lonicera marrowi A. Gray II. Tetrahedron Lett. 1970, 191-192.
[24]
Szántay, Cs.; Tőke, L.; Kolonits, P.: Synthesis of Protoemetine. A new Total Synthesis of Emetine. J. Org. Chem. 1966, 31, 1447-1451.
[25]
Szántay, Cs.; Kalaus, Gy.: Eine einfache Synthese des (–)-Tubulosins. Chem. Ber. 1969, 102, 2270-2272.
[26]
Szántay, Cs.; Szabó, L.; Kalaus, Gy.: Stereoselective Total Synthesis of (+)vincamine. Tetrahedron Lett. 1973, 191-192.
117
die mit
[27]
Zsadon, B.; Barta, M.; Dancsi, L.; Dezseri, E.: Studies on the Selective Bond Oxydation of the Vincadifformins: An Improved Method for the Partial Synthesis of Vincamines. Sci. Pharm. 1979, 47, 126-134.
[28]
Clauder, O.; Gesztes, K.; Szász, K.: Structure of Vincamine. Tetrahedron Lett. 1962, 1147-1154.
[29]
Slywka, G. W. A.; Locock, R. A.: Structure of a New b-Carboline Alkaloid from Elaeagnus Commutata, (Silverberry or Wolf Willow). Tetrahedron Lett. 1969, 4635-4638.
[30]
Pellegrini, C.; Weber, M.; Borschberg, H-J.: 15. Total Synthesis of (+)Elacomine and (-)-Isoelacomine, Two Hitherto Unnamed Oxindole Alkaloids from Elaeagnus Commutata. Helv. Chim. Acta, 1996, 79, 151-168.
[31]
Lewis J. R.: Amaryllidaceae, Sceletium, imidazole, oxazole, thiazole, peptide and miscellaneous alkaloids. Nat. Prod. Rep. 2001, 18, 95–128. ld. a sorozat korábbi számait is.
[32]
Maat, L.; Beyerman, H. C.: The Imidazole Alkaloids, in: The Alkaloids. Brossi, A. Ed., Academic Press, New York, 1983, Vol. XXII. pp. 281-333.
[33]
Erspamer, V.; Vitali, T.; Roseghini, M.; Cei, J. M.: Occurence of New Imidazolealkylamines (Spinaceamine and 6-Methylspinaceamine) in Skin Ext. of Leptodactylus pentadactylus. Experientia, 1963, 19, 346-347
[34]
Johns, S. R.; Lamberton, J. A.: New Histamine Alkaloids from a Glochidion Species. J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1966, 10, 312-313.
[35]
Davioud, E.; Quirion, J-C.; Tate, M. E.; Tempé, J.; Husson, H-P.: Structure and Synthesis of Cucumopine, a New Crown Gall and Hairy-root Opine. Heterocycles 1988, 27, 2423-2429.
[36]
Nagakura, N.; Höfle, G.; Zenk, M. H.: Deacetylisoipecoside: the key Intermediate in the Biosynthesis of the Alkaloids Cephaeline and Emetine. J. C. S. Chem. Commun. 1978, 896-898.
[37]
Nagakura, N.; Höfle, G.; Coggiola, D.; Zenk, M. H.: The Biosynthesis of the Ipecac Alkaloids and of Ipecoside and Alangiside. Planta Med. 1978, 34, 381389.
[38]
Battersby, A. R.; Lewis, N. G.; Tippett, J. M.: The Basic Glucosides Related to the Biosynthesis of Indole and Ipecac Alkaloids. Tetrahedron Lett. 1978, 48, 4849-4852.
[39]
Itoh, A.; Tanahashi, T.; Nagakura N.: Six Tetrahydroisoquinoline-monoterpene Glucosides from Cephaelis ipecacuanha. Phytochemistry, 1991, 30, 3117-3123.
118
[40]
Battersby, A. R.; Parry, R. J.: Biosynthesis of the Ipecac Alkaloids and of Ipecoside. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1971, 901-902.
[41]
Stöckigt, J.; Zenk, M. H.: Strictosidine (Isovincoside): the Key Intermediate in the Biosynthesis of Monoterpenoid Indole Alkaloids. J. C. S. Chem. Commun. 1977, 646-648.
[42]
Rueffert, M.; Nagakura, N.; Zenk, M. H.: Strictosidine, the Common Precursor for Monoterpenoid Indole Alkaloids with 3a and 3b Configuration. Tetrahedron Lett. 1978, 18, 1593-1596.
[43]
Shellard, E. J., Houghton, P. J.: Conversion of Pseudoheteroyohimbine Alkaloids to Oxindoles. II. In vivo Studies in Miragyna parvifolia. Planta Med. 1972, 21, 16-21.
[44]
Shellard, E. J., Sarpong, K.: Conversion of Pseudoheteroyohimbine Alkaloids to Oxindole Alkaloids. I. In vitro Studies. Planta Med. 1971, 20, 167-171.
[45]
Finch, N.; Taylor, W. I.: Oxidative Transformations of Indole Alkaloids. I. The Preparation of Oxindoles from Yohimbine; the Structures and Partial Syntheses of Mitraphylline, Rhyncophylline and Corynoxine. J. Am. Chem. Soc. 1962, 84, 3871-3877.
[46]
Wenkert, E.; Udelhofer, J. H.; Bhattacharyya, N. K.: 3-Hydroxymethyleneoxindole and its Derivatives. J. Am. Chem. Soc. 1959, 81, 3763-3768.
[47]
Pousset, J. L.; Poisson, J.; Shine, R. J.; Shamma, M.: Détermination de la stéréochimie des alcaloïdes oxindoliques. Bull. Soc. Chim. Fr. 1967, 2766-2779.
[48]
Laus, G.; Brössner, D.; Senn, G.; Wurst, K.: Analysis of the Kinetics of Isomerization of Spiro Oxindole Alkaloids. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2, 1996, 1931-1936.
[49]
Seki, H.; Takayama, H.; Aimi, N.; Sakai, S.; Ponglux, D.: A Nuclear Magnetic Resonance Study on the Eleven Stereoisomers of Heteroyohimbine-Type Oxindole Alkaloids. Chem. Pharm. Bull. 1993, 41, 2077-2086.
[50]
Kutchan, T. M.: Strictosidine: from Alkaloid to Enzime To Gene. Phytochemistry, 1993, 32, 493-506.
[51]
Scott, A. I.: Genetically engineered synthesis of natural products. Pure Appl. Chem. 1993, 65, 1299-1308.
[52]
Patthy-Lukáts, Á; Károlyházy, L.; Szabó, L. F.; Podányi, B.: First Detailed Stereochemical Analysis of Stryctosidine. J. Nat. Prod. 1997, 60, 69-75.
119
[53]
Károlyházy, L.; Patthy-Lukáts, Á; Szabó, L. F.; Podányi, B.: Rekombináns sztriktozidin szintáz enzim előállítása és szubsztrátspecificitásának vizsgálata. Gyógyszerészet, 1995, 39, 447-448.
[54]
De-Eknamkul, W.; Ounaroon, A.; Tanahashi, T.; Kutchan, T. M.; Zenk, M. H.: Enzymatic Condensation of Dopamine and Secologanine by Cell-free Extracts of Alangium lamarckii. Phytochemistry, 1997, 45, 477-484.
[55]
De-Eknamkul, W.; Suttipanta, N.; Kutchan, T. M.: Purification and characterization of deacetylipecoside synthase from Alangium lamarckii Thw. Phytochemistry 2000, 55, 177-181.
[56]
Treimer, J. F.; Zenk, M. H.: Purification and Properties of Strictosidine Synthase, the Key Enzime in Indole Alkaloid Formation. Eur. J. Biochem. 1979, 101, 225-233.
[57]
Bellet, M. P.: L’ipécoside. Ann. Pharm. Fr. 1954, 12, 466-470.
[58]
Battersby, A. R.; Gregory, B.; Spencer, H.; Turner, J. C.; Janot, M.-M.; Potier, P.; Francois, P.; Levisalles J.: Constitution of Ipecoside: A Monoterpene Isoquinoline J. Chem. Soc. Chem. Comm. 1967, 219-221.
[59]
Battersby, A. R.; Burnett, A. R.; Parsons, P. G.: Alkaloid Biosynthesis. Part XV. Partial Synthesis and Isolation of Vincoside and Isovincoside: Biosynthesis of the Three Major Classes of Indole Alkaloids from Vincoside J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1969, 1193-1200.
[60]
Battersby, A. R.; Davidson, G. C.; Harper, B. J. T.: Ipecacuanha Alkaloids. Part I. Fractionation Studies and the Isolation of Two New Alkaloids J. Chem. Soc. 1959, 1744-1748.
[61]
Battersby, A. R.; Harper, B. J. T.: Ipecacuanha Alkaloids. Part II. The Structure of Protoemetine and a Partial Synthesis of (-)-Emetine J. Chem. Soc. 1959, 1748-1753.
[62]
Battersby, A. R.; Binks, R.; Edwards T. P.: Ipecacuanha Alkaloids. Part VI. The Absolute Stereochemistry at Position 1 of Emetine by Chemical Correlation with the Natural Amino Acids J. Chem. Soc. 1960, 3474-3482.
[63]
van Tamelen, E. E.; Aldrich, P. E.; Hester, J. B. Jr.: The Stereochemistry of the Ipecac Alkaloids J. Am. Chem. Soc. 1959, 81, 6214-6221.
[64]
De Silva, K. T. D.; Smith, G. N.; Warren, K. E. H.: Stereochemistry of Strictosidine. J. C. S. Chem. Comm. 1971, 905-907.
[65]
Kennard, O.; Roberts, P. J.; Isaacs, N. W.; Allen, F. H.; Motherwell, W. D. S.; Gibson, K. H.; Battersby, A. R.: X-Ray Determination of the Structure of OODimethylipecoside. J. C. S. Chem. Comm. 1971, 899-900.
120
[66]
Roberts, P. J.; Isaacs, N. W.; Allen, F. H.; Motherwell, W. D. S.; Kennard, O.: The Crystal Structure and Absolute Configuration of O,O-Dimethylipecoside Acta Cryst. 1974, B30, 133-139.
[67]
Itoh, A.; Tanahashi, T.; Nagakura, N.: Neoipecoside and 7-methylneoipecoside, New Unusually-cyclised Tetrahydroisoquinoline-monoterpene Glucosides from Cephaelis ipecacuanha. Chem. Pharm. Bull. 1989, 37, 1137-1139.
[68]
Kapil, R. S.; Shoeb, A.; Popli, S. P.; Burnett, A. R.; Knowles, G. D.; Battersby, A. R.: Alangiside: A Monoterpenoid Lactam. J. C. S. Chem. Commun. 1971, 904-905.
[69]
Shoeb, A.; Raj, K.; Kapil, R. S.; Popli, S. P.: Alangiside, the Monotepenoide Alkaloidal Glycoside from Alangium lamarckii Thw. J. Chem. Soc. Perkin Trans. 1. 1975, 1245-1248.
[70]
Itoh, A.; Tanahashi, T.; Nagakura, N.: Three Tetrahydroisoquinolinemonoterpene Glucosides from Alangium lamarckii: the First Occurence of Glucosides with the Same Absolute Configuration as Deacetylisoipecoside, a Key Intermediate in the Biosynthesis of Ipecac Alkaloids Chem. Pharm. Bull. 1994, 42, 2208-2210.
[71]
Itoh, A.; Tanahashi, T.; Nagakura, N.: Five Tetrahydroisoquinoline-monoterpene Glucosides and a Tetrahydro-b-Carboline-monoterpene Glucoside from Alangium Lamarckii. J. Nat. Prod. 1995, 58, 1228-1239.
[72]
Ohmari, O.; Takayama, H.; Kitajima, M.; Aimi, N.: First Synthesis of Neoalangisode, a New Tetrahydroisoquinoline-monoterpene Glucoside with Oxygen Functions at Unusual C1, C2 Positionn. Chem Pharm. Bull. 1999, 47, 1512-1513.
[73]
Cummings, T. F.; Shelton, J. R.: Mannich Reaction Mechanisms. J. Org. Chem. 1960, 25, 419-423.
[74]
Scholz, U.; Winterfeldt, E.: Biomimetic Synthesis of Alkaloids. Nat. Prod. Rep. 2000, 17, 349-366.
[75]
Rommelspacher, H.; Susilo, R.: Tetrahydroisoquinolines and b–carbolines: putative natural substances in plant and mammals. Prog. Drug. Res. 1985, 29, 415-459.
[76]
Cox, E. D.; Cook, J. M.: The Pictet–Spengler Condensation: A New Direction for an Old Reaction. Chem. Rew. 1995, 95, 1797-1842.
[77]
Czerwinski, K. M.; Cook, J. M.: Stereochemical Control of the Pictet–Spengler Reaction in the Synthesis of Natural Products. Adv. Heterocyclic Nat. Prod. Synt. 1996, 3, 217-277.
121
[78]
Pictet, A; Spengler, T.: Über die Bildung von Isochinolin-derivaten durch Einwirkung von Methylal auf Phenyl-äthylamin, Phenyl-alanin und Tyrosin. Chem. Ber. 1911, 44, 2030-2036.
[79]
Euerby, M. R.; Waigh, R. D.: Methylthio Activating Groups in the Synthesis of Isoquinolines. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1984, 127-128.
[80]
Yokoyama, A.; Ohwada, T.; Shudo, K.: Prototype Pictet–Spengler Reactions Catalyzed by Superacids. Involvement of Dicationic Superelectrofiles. J. Org. Chem. 1999, 64, 611-617.
[81]
Manini, P.; d’Ischia, M.; Lanzetta, R.; Parrilli, M.; Prota, G.: Reaction of Dopamine with D-Glyceraldehyde under Biomimetic Conditions: Stereoselective Formation of Tetrahydroisoquinolines and Rate-accelerating Effects of Transition Metal Ions. Bioorg. Med. Chem. 1999, 7, 2525-2530.
[82]
Anh, N. T.; Eisenstein, O.: Induction Asymetrique 1-2: Comparaison ab initio des Modeles de Cram, de Cornforth, de Karabatsos et de Felkin. Tetrahedron Lett. 1976, 155-158.
[83]
Battersby, A. R.; Burnett, A. R.; Parsons, P. G.: Preparation of Secologanine: its conversion into Ipecoside and its Role in Indole Alkaloid Biosynthesis. J. Chem. Soc., Chem. Commun. 1968. 1280-1281.
[84]
Battersby, A. R.; Burnett, A. R.; Parsons, P. G.: Alkaloid Biosynthesis. Part XIV. Secologanin: Its Conversion into Ipecoside and its Role as Biological Precursor of the Indole Alkaloids. J. Chem. Soc. (C), 1969, 1187-1192.
[85]
Höfle, G.; Nagakura, N.; Zenk, M. H.: Synthese und 1H- und 13C-NMRspektroskopische Untersuchungen von monoterpenoiden Isochinolinen. Chem. Ber. 1980, 566-576.
[86]
Bailey, P. D.: On the Stereochemistry of the Pictet–Spengler reaction. Tetrahedron Lett. 1987, 28, 5181-5184.
[87]
Ungemach, F.; DiPiero, M.; Weber, R.; Cook, J. M.: Stereospecific Synthesis of trans-1,3-Disubstituted-1,2,3,4-tetrahydro-b-carbolines. J. Org. Chem. 1981, 46, 164-168.
[88]
Ungemach, F.; Cook, J. M.: The Spiroindolenine Intermediate, A Review. Heterocycles, 1978, 9, 1089-1119.
[89]
Kawate, T.; Nakagawa, M.; Ogata, K.; Hino, T.: A New Evidence for the Presence of a Spiroindoleum Species in the Pictet–Spengler Reaction. Heterocycle, 1992, 33, 801-811.
122
[90]
Biswas, K. M.; Jackson, A. H.: Electrophylic Substitution in Indoles. V. Indolenines as intermediates in the benzylation of 3-substituted indoles. Tetrahedron, 1969, 25, 227-241.
[91]
Ibaceta-Lizana, J. S. L.; Jackson, A. H.; Prasitpan, N.; Shannon, P. V. R.: Electrophylic Substitution in Indoles. Part 13. The Synthesis and Rearrangement of 2-Deuteriospiro(cyclopentane-3’-indolene). J. Chem. Soc. Perkin Trans. 2. 1987, 1221-1226.
[92]
Kovalsky, P.; Bojarsky, A.; Mokrosz, J. L.: Structural Properties of bCarbolines. 8. Mechanism of the Pictet–Spengler Cyclization: An MNDO Approach. Tetrahedron, 1995, 51, 2737-2742.
[93]
Callaway, J. C.; Gynther, J.; Poso, A.; Vepsäläinen, J., Airaksinen, M. M.: The Pictet–Spengler Reaction and Biogenic Tryptamines: Formation of Tetrahydrob-carbolines at Physiological pH. J. Heterocyclic Chem. 1994, 31, 431-435.
[94]
Bailey, P. D.; Hollinshead, S. P.; McLay, N. R.; Morgan, K.; Palmer, S. J.; Prince, S. N., Reynolds, C. D.; Wood, S. D.: Diastereo- and Enantio-selectivity in the Pictet–Spengler Reaction. J. Chem. Soc. Perkin Trans. I., 1993, 431-439.
[95]
Deng, L.; Czerwinski, K.; Cook, J. M.: Stereospecificity in the Pictet–Spengler Reaction. Kinetic vs Thermodinamic Control. Tetrahedron Lett. 1991, 32, 175178.
[96]
Zhang, L.; Cook, J. M.: Pictet–Spengler Reactions in Aprotic Media. Nb-Benzyl Promoted Retention of Optical Activity in The Synthesis of an Indolo Substituted Azabicyclo[3.3.1]nonane, a Key Template for the Synthesis of Macroline Alkaloids. Heterocycles, 1988, 27, 2795-2802.
[97]
Cox, E. D.; Hamaker, L. K.; Li, J.; Yu, P.; Czerwinski, K. M.; Deng, L.; Bennett, D. W.; Cook, J. M.: Enantiospecific Formation of Trans 1,3Disubstituted Tetrahydro-b-carbolines by the Pictet–Spengler Reaction and Conversion of Cis Diastereomers into Their Trans Counterparts by Scission of the C-1/N-2 Bond. J. Org. Chem. 1997, 62, 44-61.
[98]
Brown, R. T.: Biomimetic conversion of Secologanin into Alkaloids. in: Indole and Biogenetically Related Alkaloids. Phillipson, J. D.; Zenk, M. H. Eds.; Academic Press, New York, 1980, 171-184.
[99]
Brown, R. T.; Curless, D.: Stereospecific Synthesis of Erythro Cinchona Alkaloids from Secologanin. Tetrahedron Lett. 1986, 27, 6005-6008.
[100] Mattes, K. C.; Hutchinson, C. R.; Springer, J. P.; Clardy, J.: The Absolute Configuration of Vincoside. J. Am. Chem. Soc., 1975, 97, 6270-6271. [101] Kocsis, Á.; Pál, Z.; Szabó, L.; Tétényi, P.; Varga, B. M. Eur. Pat. Appl. EP 156267, Oct. 2, 1985; Chem. Abstr. 1986, 104, 149345q.
123
[102] Heckendorf, A. H.; Mattes, K. C.; Hutchinson, C. R.; Hagaman, E. W.; Wenkert, E.: Stereochemistry and Conformation of Biogenetic Precursors of Indole Alkaloids. J. Org. Chem. 1976, 41, 2045-2047. [103] Patthy, Á.; Podányi, B.; Szabó, L. F.; Varga-Balázs, M.; Tétényi, P. F. E. C. S. Int. Conf. Chem. Biotechnol. Biol. Act. Nat. Prod., 5th, 1989, Conf. Proc. 1989, 3, 356-360. [104] Patthy-Lukáts, Á; Kocsis, Á.; Szabó, L. F.; Podányi, B.: Configurative Correlation and Conformational Analysis of Strictosidine and Vincoside Derivatives. J. Nat. Prod. 1999, 62, 1492-1499. [105] Hutchinson, C. R.; Heckendorf, A. H.; Straugh, J. L.; Daddona, P. E.; Cane, D. E.: Biosynthesis of Camptothecin. 3. Definition of Strictosamide as the Penultimate Biosynthetic Precursor Assisted by 13C and 2H NMR Spectroscopy. J. Am. Chem. Soc. 1979, 101, 3358-3369. [106] Bascop, S-I.; Sapi, J.; Laronze, J-Y.; Lévy, J.: On the Synthesis of the Oxindole Alkaloid: (±)-Horsfiline. Heterocycles 1994, 38, 725-732. [107] Harley-Mason, J.; Ingleby, R. F. J.: Hydroxytryptamines. Part IV. Synthesis and Reaction of 2-3’-Oxindolylethylamines. J. Chem. Soc. 1958, 3639-3642. [108] Brown, R. T.; Chapple, C. L.; Charalambides, A. A.: Biomimetic Synthesis of Indole Alkaloids: Dihydromancumine. J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1974, 756-757. [109] Brown, R. T.; Platt, R.: A Unique Series of Pseudo Oxindole Alkaloids. J. Chem. Soc. Chem. Commun. 1976, 357-358. [110] Brown, R. T.; Chapple, C. L.; Platt, R.: A Novel Synthesis of Isorhyncophylline and Rhyncophylline from Secologanin. Tetrahedron Lett. 1976, 1401-1402. [111] Brown, R. T.; Platt, R.: Condoxine: a Novel Oxindole System from Secologanin Aglycone. Tetrahedron Lett. 1976, 2721-2722. [112] Patthy, Á.; Szabó, L. F.; Podányi, B.; Tétényi, P.: Diastereoselective Partial Synthesis of Indolic Secologanin Derivatives. Herba Hungarica, 1990, 29, 6971. [113] Stocker, F. B.; Fordice M. W.; Larson, J. K.; Thorstenson, J. H.: Some 4-Aryl4,5,6,7-tetrahydroimidazo[4,5-c]piridines derived from Histamine. J. Org. Chem. 1966, 31, 2380-2383. [114] Lee, Y. S.; Kim, S. H.; Lee, S. J.: Studies on the Site-selective N-Acyliminium ion Cyclization: Synthesis of (±)-Glochidine and (±)-Glochidicine. Heterocycles, 1994, 37, 303-309.
124
[115] Vitali, G.; Mossini, F.; Bertaccini, G. Synthetic spinaceamines. Farmaco, Ed. Sci. 1967, 22, 821-845. [116] Habermehl, G. G.; Ecsy, W. The condensation of histamine with carbonyl compounds. Heterocycles 1976, 5, 127-134. [117] Vecchietto, V.; Giardina, G.: Heterocyclic derivatives. 1989, European Patent Application EP 0 333 427. [118] Patthyné Lukáts Ágnes, nem közölt eredmények. [119] Dabi-Lengyel E.; Kocsis, Á.; Böjthe-Horváth, K.; Szabó, L.; Máthé, I.; Tétényi, P.; Zámbó, I.; Varga-Balázs, M. Hung. Teljes HU 28,415, 28 Dec. 1983; Chem. Abstr. 1984, 100, 180105q. [120] Bohlmann, F.; Schumann, D.: Über die NMR-Spectren von Lactamen (1). Tetrahedron Lett. 1965, 28, 2435-2440. [121] Bax, A.: Structure Determination and Spectral Assignment by Pulsed Polarization Transfer via Long-Range 1H-13C Couplings. J.Magn.Reson. 1984, 57, 314-318. [122] Takayama, H.; Ohmori, O.; Subhadhirasakul, S.; Kitajama, M; Aimi, N.: Deeper Insight into the Stereostructure of Strictosamide Tetraacetate and Methylisoalangiside Tetraacetate, the Key Reference Molecules in Monoterpenoid Indole- and Isoquinoline glucoalkaloids. Chem. Pharm. Bull. 1997, 45, 1231-1234. [123] Haasnoot, C. A. G.; De Leeuw, F. A. A. M.; Altona, C.: The Relationship Between Proton-proton NMR Coupling Constants and Substituent Electronegativities-I an Empirical Generalization of the Karplus Equation. Tetrahedron, 1980, 36, 2783-2792. [124] Uhrin, D.; Batta, G.; Hruby, V. J.; Barlow, P. N.; Kövér, K.E.: Sensitivity- and Gradient-Enhanced Hetero (1) Half-Filtered TOCSY Experiment for Measuring Long-Range Heteronuclear Coupling Constants. J. Magn. Reson. 1998, 130, 155-161. [125] Kövér, K. E.; Uhrin, D.; Hruby, V. J.: Gradient- and Sensitivity-Enhanced TOCSY Experiments. J. Magn. Reson. 1998, 130, 162-168. [126] Szabó-Pusztay, K.; Szabó, L.: A Simple General Method for the Oxidation of Indoles to Oxindoles. Synthesis, 1979, 276-277. [127] Buck, J. S.: Some Substituted Di-(beta-phenylethyl)-amines and Benzyl-betaphenylethylamines. J. Am. Chem. Soc., 1931, 53, 2192-2200.
125
[128] Kubo, A.; Saito, N.; Kawakami, M., Matsuyama, Y.; Miwa, T.: A Facile Synthesis of 1,2,3,4-Tetrahydroisoquinolines Through Cyclization of O, NAcetals. Synthesis, 1987, 824-827. [129] Emmet, J. C.; Durant, G. J.; Ganellin, C. R.; Roe, A. M.; Turner, J. L.: Potential Histamine H2-Receptor Antagonists. 4. Benzylhistamines. J. Med. Chem. 1982, 25, 1168-1174.
126
Publikációs jegyzék (az értekezés témájában) Közlemény I.
Beke Gy., Szabóné Pusztay K., Szabó L., Podányi B.: Izokinolinvázas alkaloidglükozidok előállítása és kémiai vizsgálata. Gyógyszerészet, 1995, 39, 445-446.
II.
Beke Gy.; Szabóné Pusztay K.; Szabó L.; Podányi B.: Régió- és sztereoszelektivitás ipekozánalkaloidok képződésében. Gyógyszerészet 40, 483484, 1996.
III.
Gy. Beke, L. F. Szabó, B. Podányi: Regio- and Stereoselectivity in the Coupling Reaction of Secologanin with Dopamine Derivatives. J. Nat. Prod., 2001, 64, 332-340, 2001.
IV.
Gy. Beke, Á. Patthy-Lukáts, B. Podányi, L. F. Szabó: Why are the Terpenoid Indole Alkaloids of Type I Homochiral? Chirality, 2001, 13 (közlésre elfogadva).
V.
Á. Patthy-Lukáts, Gy. Beke, L. F. Szabó, B. Podányi: Investigation of the Coupling Reaction of Secologanin with Oxotryptamine and Their Derivatives. J. Nat. Prod. 2001, 64 (közlésre elfogadva).
Előadás és poszter VI.
Beke Gy., Szabóné Pusztay K., Podányi B., Szabó L.: Régió- és sztereoszelektivitás ipekozánalkaloidok képződésében. Poszter. Vegyészkonferencia Debrecen, 1995. augusztus 29-31.
VII.
Beke Gy., Morvai M., Szabóné Pusztay K., Szabó L.: Ipekozánvázas alkaloidszármazékok sztereokémiai vizsgálata. MTA Alkaloidkémiai Munkabizottság tudományos ülése Balatonfüred, 1996. április 25-26.
VIII.
Gy. Beke, M. Morvai, Á. Patthy-Lukáts, B. Podányi, L. F. Szabó: Biomimetic Synthesis between Biosynthesis and Chemosynthesis. Biomimetic Synthesis in
127
the Field of Secologanin Derivatives. Poster. 6th Belgian Organic Synthesis Symposium Gent, July 8-12, 1996. IX.
Beke Gy.: Régió- és sztereoszelektivitás szekologanin dopaminnal és hisztaminnal végzett kapcsolási reakcióiban. III. Clauder Ottó Emlékverseny Budapest, 1996. szeptember 26-28.
X.
Beke Gy., Patthyné Lukáts Á. Szabó L.: Reakcióutak vizsgálata szekologaninszármazékok átalakulásában. MTA Elméleti Szerveskémiai Munkabizottság előadói ülése, Budapest, 1997. május 23-24.
XI.
Beke Gy., Morvai M., Szabó L.: Újabb, biogén aminokkal kapcsolt szekologanin-származékok előállítása és deglükozilezésük vizsgálata. Poszter. Vegyészkonferencia Siófok, 1997. szeptember 1-3.
XII.
Beke Gy., Patthyné Lukáts Á., Podanyi B., Szabó L.: A szekologanin-alapú alkaloidok biogenetikai kulcslépésének sztereokémiai analízise. MTA Alkaloidkémiai Munkabizottság tudományos ülése Balatonfüred, 1998. május.
128
10
O
7
8
11
H N
NHY
6
+
5
11
H2O pH=5
OglcR4
9 1
H
H3CO
H
9
10
O
4
2
8 12
13
7
1
N H
4 Y=H
3
2
5 4
H 14
H3CO
22
H 20
15
1 R=H
18
NY
19
H
3
O
6
OglcR4
21
O
16 17
1. 4-Br-C6H4-CHO, benzol 2. NaBH4
(CH3CO)2O piridin
4b Y=4´-Br-C6H4CH2
1a R=COCH3
elválasztás 3a-H izomertől kristályosítással
az oldószer eltávolítása 14
spontán laktamizáció a csapadék kiszűrése
15a R=acetil Y=4´´-Br-C6H4CH2
N
3
N H
H 1. H2-Pd 2. lactamizáció
O 14 3S, R=Y=H 15 3R, R=Y=H
H 14
22
X
20
67a R=H X=vinil
1. 4-Br-C6H4CH2Cl, bázis 2. (CH3CO)2O, piridin
68a R=H X=vinil H
17 21
O
1. (CH3CO)2O piridin 2. H2-Pd
1. (CH3CO)2O piridine 2. H2-Pd
N
3
N
16
15
67
O
Na2CO3 laktamizálás
H
H 14
22 16
17
15
68 X
OglcAc4
20
O
21
O
OglcR4
67b R=acetil X=etil
68b R=acetil X=etil
19. ábra. Sztriktozidin- és vinkozidszármazékok konfiguratív korrelációja
1
14a R=acetil Y=4´´-Br-C6H4CH2
1. H2-Pd 2. laktamizáció
B táblázat. Sztérikus kölcsönhatások válogatott oxindol- és benziloxindolszármazékok körében adatok
további adatok
adatok
további adatok
az N-H vegyületekhez
az N-benzil vegyületekhez
az N-H vegyületekhez
az N-benzil vegyületekhez
izomer S11PR
a b c d e a b c d izomer a b c d e a b c e 1,7 1,370 57 1,7 1,319 55 1,6 1,901 80 E H15-HBS 1,7 1,907 73 E H15-HBR R11NR H3-H20 H3-O22 1,8 1,251 52 1,7 1,345 52 1,6 2,089 80 A H9-HBS H14S-O22 1,6 2,089 87 A O2-HBR H14S-H21 H14S-HBR 1,6 1,879 78 H14R-HBS 1,6 1,845 77 1,5 2,483 89 H14S-C8 1,5 2,441 87 H14R-C2 1,7 1,319 55 1,6 1,901 80 E H15-HBS 1,7 1,907 73 E H15-HBR S11PS H3-O22 1,7 1,370 57 R11NS H3-H20 1,8 0,699 28 1,6 2,089 80 A O2-HBS 1,6 2,089 87 A H9-HBR H14S-O22 H14S-H21 1,7 1,550 60 H14S-HBR 1,6 1,879 78 H14R-HBS 1,6 1,845 77 1,5 2,482 89 1,5 2,441 87 H14S-C2 H14R-C8 1,8 0,365 13 1,8 0,180 1,7 1,965 68 E C22-HBS 1,6 1,880 70 E H20-HBR S12NR N4-H20 R12PR N4-O22 8 1,8 1,251 52 1,7 1,345 52 1,6 2,089 87 A H9-HBS 1,6 2,088 80 A O2-HBR H14S-H21 H14S-O22 H14S-HBR 1,6 1,873 78 H14R-HBS 1,6 1,847 77 1,5 2,473 88 1,5 2,444 87 H14S-C8 H14R-C2 1,8 0,365 13 1,8 0,180 1,7 1,965 68 E C22-HBS 1,6 1,880 70 E H20-HBR S12NS N4-H20 R12PS N4-O22 8 1,7 1,550 60 1,8 0,669 28 1,6 2,089 87 A O2-HBS 1,6 2,088 80 A H9-HBR H14S-H21 H14S-O22 H14S-HBR 1,6 1,873 78 H14R-HBS 1,6 1,847 77 1,5 2,473 88 1,5 2,445 87 H14S-C2 H14R-C8 1,7 1,897 73 E H14S-HBS 1,6 2,238 93 1,6 1,901 80 E H14R-HBR 1,6 2,189 91 R22PR H3-O22 S22NR H3-H20 1,6 2,089 87 A H9-HBS 1,6 2,088 80 A O2-HBR H14S-H21 1,8 1,251 52 H14S-O22 1,7 1,345 52 1,6 1,654 59 1,6 2,084 74 H15-C2 H15-C8 H14R-HBR 1,6 1,855 77 H14S-HBS 1,6 1,879 78 1,9 0,696 24 1,9 1,990 83 O2-O22 H9-H20 S22NS H3-H20 1,7 1,907 73 E H14S-HBS 1,6 2,242 93 1,6 1,901 80 E H14R-HBR 1,6 2,189 91 R22PS H3-O22 1,6 2,089 87 A O2-HBS H14S-H21 1,6 2,088 80 A H9-HBR 1,8 0,669 28 1,7 1,550 60 H14S-O22 1,6 1,649 59 H15-C8 1,6 2,111 75 H14R-HBR 1,6 1,846 77 H15-C2 H14S- HBS 1,6 1,879 78 1,10 0,724 28 H9-O22 1,8 2,120 82 O2-H20 a) kölcsönható atomok; b) relatív helyzetük; c) távolságuk téren át (Å); d) a két atom távolsága Van der Waals sugaraik összegének %-ában megadva (”relativ Van der Waals távolság”), e) a benzil csoport axiális (A) vagy ekvatóriális (E) helyzete, Van der Waals sugarak (Å): H: 1,2; C: 1,6 (becsült); N: 1,5; O: 1,4, 60 % nál kisebb értékeket félkövéren jelöltük, A bizonyított vagy valószínűsített izoméreket aláhúztuk,
2
3
1
