Szent István Egyetem Gödöllő
Arbuszkuláris mikorrhiza gombák diverzitás-vizsgálata tartamkísérletekben
Doktori (Ph.D.) értekezés
Sasvári Zita
Gödöllő 2012.
A doktori iskola neve:
Biológia Tudományi Doktori Iskola
Tudományága:
Biológia-tudomány
Vezetője:
Dr. Bakonyi Gábor Intézetvezető, egyetemi tanár, DSc (Biológia) SZIE, Mezőgazdaság-és Környezettudományi Kar Állattudományi Alapok Intézet
Témavezető:
Dudásné Dr. Posta Katalin Csoportvezető, egyetemi docens SZIE, Mezőgazdaság- és Környezettudományi Kar Növényvédelmi Intézet, Mikrobiológia és Környezettoxikológiai Csoport
………………………………………..
………………………………………..
Dr. Bakonyi Gábor
Dudásné Dr. Posta Katalin
a doktori iskola vezetője
témavezető
2
TARTALOMJEGYZÉK JELÖLÉSEK ÉS RÖVIDÍTÉSEK JEGYZÉKE ............................................................................ 5 1. BEVEZETÉS .................................................................................................................................. 7 2. IRODALMI ÁTTEKINTÉS ....................................................................................................... 11 2.1. A mikorrhiza általános jellemzése és típusai ...................................................................... 11 2.2. Az arbuszkuláris mikorrhiza (AM) gombák ...................................................................... 13 2.2.1. Az AM gombák általános jellemzése............................................................................... 13 2.2.2. Az AM szimbiózis kialakulásának folyamata .................................................................. 14 2.2.3. Az AM gomba–növény interakció előnyös hatásai ......................................................... 16 2.3. Az AM gombák filogenetikai és taxonómiai jellemzése ..................................................... 18 2.3.1. Az AM gomba rendszertan történeti áttekintése .............................................................. 18 2.3.2. Az AM gombák rendszertana .......................................................................................... 20 2.4. Az AM gombák izolálása és meghatározása ....................................................................... 20 2.4.1. Az AM gombák hagyományos izolálási és azonosítási technikái ................................... 20 2.4.2. Molekuláris módszerek az AM gomba azonosításban és biodiverzitás vizsgálatokban .. 22 2.5. Termesztési és talajhasználati eljárások AM gomba diverzitásra gyakorolt hatásai ..... 25 2.5.1. Talajművelés hatása az AM gomba diverzitásra.............................................................. 25 2.5.2. Vetésforgó hatása az AM gomba diverzitásra ................................................................. 27 2.5.3. Tápanyag-utánpótlás hatása az AM gomba diverzitásra.................................................. 29 2.5.4. A növényi egyedsűrűség hatása az AM gomba diverzitásra............................................ 32 3. ANYAG ÉS MÓDSZER .............................................................................................................. 35 3.1. Mintavételi helyek: Martonvásári tartamkísérletek bemutatása ..................................... 35 3.1.1. „Kukoricaszáras tartamkísérlet kukorica monokultúrában” tartamkísérlet ..................... 35 3.1.2. „Trágyázási tartamkísérlet kukorica monokultúrában” tartamkísérlet ............................ 36 3.1.3. „Vetésforgó vs. monokultúra” tartamkísérlet .................................................................. 36 3.1.4. „Növénytermesztési tényezők hatása a kukorica termésére” tartamkísérlet .................... 37 3.2. Mintavétel .............................................................................................................................. 37 3.2.1. Mintavétel a növényi egyedsűrűség AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálatához . 38 3.2.2. Mintavétel a tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálatához .... 38 3.2.3. Mintavétel a monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlításához.......... 38 3.3. Klasszikus módszerek a mikorrhiza aktivitás jellemzésére .............................................. 39 3.3.1. AM gomba spóra-izolálás talajból, spóraszám meghatározás ......................................... 39 3.3.2. AM gomba gyökérkolonizáció mértékének maghatározása ............................................ 39 3.4. Molekuláris módszerek......................................................................................................... 39 3.4.1. DNS izolálás növényi gyökérből ..................................................................................... 39 3
3.4.2. Nested-PCR ...................................................................................................................... 40 3.4.3. DNS fragment izolálás agaróz gélből, ligálás és E. coli plazmid transzformáció ........... 40 3.4.4. Plazmid DNS izolálás és DNS nukleotid szekvencia meghatározás ............................... 41 3.5. Szekvencia-analízis, statisztikai adatelemzés ..................................................................... 42 4. EREDMÉNYEK........................................................................................................................... 43 4.1. A növényi egyedsűrűség AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata ....................... 43 4.1.1. Gyökérkolonizáció és a rizoszféra-talaj AM gomba spóraszáma eltérő tőszámú kukorica monokultúrákban ....................................................................................................................... 43 4.1.2. Eltérő tőszámú kukorica monokultúrák AM gomba-közösségeinek összetétele ............. 43 4.1.3. Eltérő tőszámú kukorica monokultúrák AM gomba-közösségeinek diverzitása ............. 47 4.2. A tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata kukorica monokultúrában ........................................................................................................................... 49 4.2.1. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények gyökérkolonizációja és rizoszféra-talajainak AM gomba spóraszáma ............................................................................ 49 4.2.2. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények AM gomba-közösségeinek összetétele .................................................................................................................................. 51 4.2.3. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények AM gomba-közösségeinek diverzitása .................................................................................................................................. 59 4.3. Monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlítása .................................... 61 4.3.1. Gyökérkolonizáció és a rizoszféra-talaj AM gomba spóraszáma monokultúrás és vetésforgó rendszerekben ........................................................................................................... 61 4.3.2. Monokultúrás és vetésforgó rendszerek AM gomba-közösségeinek összetétele ............ 63 4.3.3. Monokultúrás és vetésforgó rendszerek AM gomba-közösségeinek diverzitása ............ 69 4.4. Új tudományos eredmények ................................................................................................. 72 5. KÖVETKEZTETÉSEK ÉS JAVASLATOK ............................................................................ 73 6. ÖSSZEFOGLALÁS ..................................................................................................................... 83 7. SUMMARY .................................................................................................................................. 84 8. MELLÉKLETEK ........................................................................................................................ 85 M1. Irodalomjegyzék ................................................................................................................... 85 M2. A hivatkozott publikációkban szereplő taxonnevek jelenlegi megfelelői ...................... 105 M3. Táptalajok, tápoldatok, antibiotikumok, baktérium törzsek, pufferek ........................ 106 M4. Martonvásári tartamkísérletek műholdképeken............................................................. 108 M5. A vizsgált tartamkísérletek talajainak főbb paraméterei ............................................... 108 M6. Statisztikai elemzések ......................................................................................................... 109 M7. Publikációk jegyzéke .......................................................................................................... 111 9. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS ................................................................................................... 113
4
JELÖLÉSEK ÉS RÖVIDÍTÉSEK JEGYZÉKE AM
[arbuscular mycorrhiza] arbuszkuláris mikorrhiza
Amp
ampicillin
bp
bázispár
DGGE
[denaturing gradient gel electrophoresis] denaturáló grádiens gélelektroforézis
é. sz.
északi szélesség
ITS
[internal transcribed spacer] belső átíródó köztes régió
k. h.
keleti hosszúság
kb
1000 bázispár
Mb
megabázispár
NJ
[neighbor-joining] szomszéd-összevonás módszer
PAM
[periarbuscular membrane] periarbuszkuláris membrán
PAS
[periarbuscular space] periarbuszkuláris tér
PCR
[polimerase chain reaction] polimeráz láncreakció
PGPR
[plant growth promoting rhizobacteria] növényi növekedést serkentő rizobaktériumok
PPA
[prepenetration apparatus] pre-penetrációs apparátus
nrDNS
sejtmagi riboszomális DNS
nrRNS
sejtmagi riboszómális RNS
RFLP
[restriction fragment length polymorphism] hasítási fragmenthossz polimorfizmus
SSCP
[single-strand conformation polymorphism] egyszálú DNS konformációs polimorfizmus
SSU
[small subunit] riboszómális kis alegység
T-RFLP
[Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism] terminális hasítási fragmenthossz polimorfizmus
UV
ultraibolya
MOTU
[Molecular Operational Taxonomic Unit] molekuláris operatív taxonómiai egység
sp.
faj
spp.
fajok
H’
Shannon-Wiener diverzitás index
5
6
1. BEVEZETÉS
A kukorica (Zea mays L.) az egyik legjelentősebb termesztett növény Magyarországon, vetésterülete 1 220 000 hektár volt 2011-ben és az állattenyésztés legfontosabb takarmány bázisát szolgáltatja. Az állattenyésztés volumenének drasztikus visszaesésével a kukorica ez irányú felhasználása is jelentősen csökkent, azonban az alternatív ipari felhasználás lehetőségeivel (pl. a bioetanol, biogáz, ipari cukor és keményítő gyártás) a kukorica továbbra is megőrizheti meghatározó piaci pozícióját. A kukorica előveteményre nem igényes növény, ezáltal vetésforgóba könnyen beilleszthető, ezen kívül jól tűri az önmaga utáni termesztést, így gyakran fordul elő hazánkban is monokultúrás művelési rendszerben. Monokultúrában az egyoldalú talajhasználat egyoldalú tápanyag felhasználást is jelent, mely során egy-egy tápelem könnyen minimumba kerülhet, emellett a kukorica nagy vízigényű növényfaj, tehát a magas termésátlagok elérésének korlátozó tényezője ebben a művelési rendszerben gyakran a vízhiány és a tápanyagellátás színvonala. Mindemellett a kukorica évenkénti termésátlag ingadozásának csökkentésére és termésbiztonságának növelésére korszerű agrotechnikai feltételeket kellene biztosítani. Mind a mezőgazdasági termelésben, mind pedig az élelmiszer előállítás területén egyre nagyobb figyelmet kapnak a környezetbarát és fenntartható növénytermesztési technológiák, mint például a biológiai (pl. növényfajta) és ökológiai adottságok jobb kihasználása, a minimális vegyszerhasználat vagy a mikrobiológiai (pl. mikorrhizák, PGPR baktériumok) készítmények alkalmazása. Az olyan egyedi jellegű kísérletek, mint például a MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron is beállított tartamkísérletek, kiváló lehetőséget nyújtanak annak tanulmányozására, hogy a különböző agrotechnikai tényezők – így a Magyarországon is leggyakrabban alkalmazott termesztési és talajhasználati eljárások – hosszú távon milyen hatással vannak a talajban élő mikroorganizmusok diverzitására. A legtöbb növényfaj és az arbuszkuláris mikorrhiza (AM) gombák között kialakuló mutualista kapcsolat az egyik legelterjedtebb szimbiózis a természetes és a mezőgazdasági vegetációkban (WANG és QUI 2006). A legtöbb páfrányra, nyitva- és zárvatermőre (egy-, illetve kétszikűekre is) egyaránt jellemző (WANG és QUI 2006). Az AM gombák elsősorban lágyszárú növényekkel alakítanak ki kapcsolatot, de számos fás szárú növénynél, mint például az akácnál (Robinia pseudoacacia L.), néhány gyümölcsfajnál (például: körte – Pyrus communis L., meggy – Prunus cerases L., alma – Malus domestica L., őszibarack – Prunus persica L., sárgabarack – Prunus armeniaca L.), a szőlőnél (Vitis spp.) stb. is megfigyelhető az ilyen típusú gyökérkapcsoltság. Az AM gombák széleskörű földrajzi elterjedését jelzi, hogy a sarkköri régiótól a trópusi régióig mindenütt előfordulnak, vízi és sivatagi környezetben egyaránt megtalálhatóak (MOSSE et 7
al. 1981). A gyökérkapcsoltság mindkét fél számára kedvező: a gombapartner a növénytől kész tápanyagokat kap, cserébe a növény a gombapartner kiterjedt micéliumhálózatának köszönhetően több vízhez és ásványi anyaghoz jut (SMITH és READ 1997). A mikorrhizált növény ellenállóbb a só-, szárazság (AUGÉ et al. 2008) és nehézfém okozta stresszel szemben (GILDON és TINKER 1983, LEYVAL et al. 1997, HILDEBRAND et al. 2007), emellet az AM gomba közvetve, vagy közvetlenül fokozza a növénypartner kórokozókkal és kártevőkkel szembeni ellenállóságát is (AZCON-AGUILAR és BAREA 1996, POZO és AZCÓN-AGUILAR 2007). A mezőgazdasági haszonnövényeknél még hangsúlyosabb szerepet kap ez a kapcsolat, mivel a mikorrhiza gomba stressz-helyzetben elősegíti a növények fejlődését, csökkentheti a talajuntság kockázatát és a gyökerek tápanyag-hasznosításának javításával mérsékelhető a felhasznált műtrágya mennyisége. A szimbiózis kialakulását a talaj és a növény adottságai egyaránt befolyásolják. Tápanyagban gazdag talajokban kismértékben alakul ki gyökérkapcsoltság, mivel ebben az esetben a növény nincs rászorulva a gomba által nyújtott előnyökre (JOHNSON 1993). Az intenzív mezőgazdasági művelés sok esetben a talajállapot romlásához és egyéb környezeti problémákhoz vezet, melyek közül példaként említendő a talajélet, azon belül is az AM gombaközösségek diverzitásának csökkenése. Számos tanulmány bizonyítja, hogy az agrotechnikai eljárások, például a talajművelés (JANSA et al. 2002a, 2003, ROLDÁN et al. 2007), a tápanyag-utánpótlás (BHADALUNG et al. 2005, FRANKE-SNYDER et al. 2001), és a peszticidek (OEHL et al. 2004) használata befolyásolják a talaj természetes arbuszkuláris mikorrhiza gombaközösség összetételét és diverzitását. A mezőgazdasági művelés alatt álló területek jelentősen alacsonyabb AM gomba diverzitással rendelkeznek szemben az erdős területek diverz AM gombaközösségével (HELGASON et al. 1998). Az AM gombák mennyisége, a gyökérkolonizáció mértéke és a mikorrhizának a gazdanövény növekedésére gyakorolt pozitív hatása a talajhasználat intenzitásának növelésével is csökken (DOUDS és MILLNER 1999, BODDINGTON és DODD 2000, MÄDER et al. 2000, 2002, OEHL et al. 2003). A talaj pH-ja szintén befolyásolja a gyökérkapcsoltság kialakulását (COUGHLAN et al. 2000, OEHL et al. 2010), DUMBRELL et al. (2010) szerint a talaj pH igen jelentős abiotikus faktor az ökológiai niche és az AM gombaközösség szerkezetének alakulásában. Az AM gomba diverzitást ezen kívül még számos biotikus, abiotikus tényező és antropogén hatás befolyásolja, például a földrajzi szélesség, a hőmérséklet, a csapadék (OEHL et al. 2010), a növényi társulás összetétele (JOHNSON et al. 2003, OEHL et al. 2004), vagy a megelőző növény rendszertani hovatartozása is (JEFWA et al. 2006, MATHIMARAN et al. 2005). A termesztési és talajhasználati eljárások AM gomba diverzitásra gyakorolt hatásainak megállapítását gyakran a talajból izolált spórák morfológiai vizsgálatával végzik, azonban a spóraképzés erősen függ az AM gombák élettani jellemzőitől és a környezeti tényezőktől, valamint
8
a spórák jelenléte a talajban nem feltétlenül az aktív szimbiotikus kapcsolat kialakulását jelenti (CLAPP et al. 1995). Európai kukorica monokultúrában a mikorrhiza gombák vertikális tagozódásának megállapítása mellett a Glomus
1
fajok domináns jelenlétét mutatták ki spóra-morfológiai
vizsgálatokkal (OEHL et al. 2005). A monokultúrában termesztett kukorica rizoszférájában a generalisták (Glomus mossae, G. geosporum, G. albidum, G. etunicatim, G. diaphanum, G. constrictum, G. fasciculatum és a Scutellospora calospora) közül is a gyorsan sporuláló, de kevésbé infekcióképes fajok domináltak (OEHL et al. 2003). JEFWA et al. (2006) Glomus etunicatum, G. globiferum, G. aggregatum mellett Gigaspora margarita, Scutellospora 2 sp. és Acaulospora sp. gombákat
azonosítottak
kukorica
monokultúrában,
spóra-morfológia
alapján
végzett
fajmeghatározással. BHADALUNG et al. (2005) Gigaspora nemzetséghez tartozó fajokat nem, de Entrophospora3 sp. jelenlétét detektálták kukorica intenzív termesztésekor trópusi területen. Az elmúlt két évtized molekuláris biológiai fejlődésének köszönhetően elterjedt molekuláris technikákat ma már gyakran alkalmazzák az arbuszkuláris mikorrhiza gombák azonosítására és AM gomba diverzitás-vizsgálatokra. Többek között ennek is köszönhető, hogy az AM gomba taxonómia és nevezéktan folyamatosan változik, mely igen megnehezíti a korábban publikált eredmények értelmezését és az újabb munkák eredményeivel történő összevetését4. Brazil szavannán eltérő genotípusú kukorica monokultúrák AM gomba diverzitásáról készítettek felmérést OLIVEIRA et al. (2009), de a gomba-specifikus primerek használatával kombinált DGGE módszerrel kapott nemzetség szintű adatokat nehéz összevetni az AM gombák faj szintű azonosítását biztosító molekuláris munkák eredményeivel, melyek során a Glomus-A (jelenlegi Glomeraceae család) csoportba tartozó fajok (HIJRI et al. 2006) mellett a Glomus-B csoport (jelenlegi Claroideoglomeraceae család) néhány képviselőjét (TOLJANDER et al. 2008) illetve Gigaspora és Paraglomus nemzetségekhez (ALGUACIL et al. 2008) tartozó fajokat azonosítottak a kukorica gyökereket aktívan kolonizáló gombák között. Magyarországon ez idáig 163 növényfaj mikorrhizáltságára vonatkozóan publikáltak adatokat (KOVÁCS 2008). Ezek néhány kivételével (LANDWEHR et al. 2002, FÜZY et al. 2008, KOVÁCS et al. 2007) főképpen státusz-, és az ektomikorrhiza gombaközösség megismerésére irányuló vizsgálatok voltak, és természetes élőhelyek növényfajait tartalmazták. Annak ellenére, hogy a szárazföldi növények – köztük szántóföldi növényeink – nagy része arbuszkuláris
1
A korábbi Glomus nemzetséget a Glomus, a Funneliformis, a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Simiglomus, a Septoglomus és a Claroideoglomus nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012). 2 A korábbi Scutellospora nemzetséget a Scutellospora, a Racocetra, a Dentiscutata és a Cetraspora nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012). 3 A jelenlegi AM gomba taxonómia nem tartalmazza ezt a nemzetséget (KRÜGER et al. 2012). 4 Ennek megkönnyítése érdekében a dolgozat – az eredmények fejezet kivételével – a hivatkozott publikációkban szereplő eredeti taxonneveket követi, melyek jelenlegi megfelelőit az M2 melléklet foglalja össze.
9
mikorrhizát képez, az Európa mezőgazdaságában kiemelt szerepet betöltő kukorica AM gombaközösségében bekövetkező változások molekuláris vizsgálatára eddig elsősorban a trópusi területeken került sor és emellett Magyarország egyetlen termesztésbe bevont növényfajának AM gombaközösségéről sem rendelkezünk elegendő információval (KOVÁCS 2008). A természetes és a mezőgazdasági ökoszisztémákban jelenlévő AM gombák diverzitásbeli különbségeinek a vizsgálata elengedhetetlenül fontos ahhoz, hogy pontosabb képet alkothassunk a mikorrhiza gombák szerepéről és jelentőségéről, valamint hogy oltóanyagként történő felhasználásukhoz ismereteket szerezzünk. Kutatómunkánk célkitűzései a következők voltak: Eredményeink alapján választ vártunk arra a kérdésre, hogy a különböző agrotechnikai beavatkozások milyen változást idéznek elő a különböző mikorrhiza fajok előfordulásában, azok egymáshoz viszonyított arányában, az AM gombaközösség összetételében. Így célunk volt 1. a növényi egyedsűrűség, illetve 2. a nagy mennyiségű szervetlen műtrágyázás (400 kg ha-1 NPK) és a szerves tápanyag utánpótlás (7,5 t kg ha-1 kukoricaszár) AM gomba diverzitásra gyakorolt hatásainak vizsgálata hosszú időtartamú, intenzív kukorica monokultúrában, valamint 3. hosszú időtartamú monokultúrás termesztésből és különböző vetésforgó rendszerekből (3 év lucerna – 5 év kukorica, 2 év búza – 2 év kukorica, valamint kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza [Norfolk típus]) származó növények AM gombaközösség diverzitásának és összetételének összehasonlítása. Vizsgálataink •
a növények rizoszféra-talajainak AM gomba-spóraszám meghatározására,
•
az AM gomba kolonizáció mértékére utaló mikorrhizáltsági százalékok becslésére,
•
a növények gyökerét aktívan kolonizáló mikorrhiza gombák molekuláris technikákkal történő azonosítására, valamint
•
az AM gombaközösség filogenetikai viszonyainak feltárására irányultak.
10
2. IRODALMI ÁTTEKINTÉS 2.1. A mikorrhiza általános jellemzése és típusai A mikorrhiza szó a görög „mykes”(gomba) és „rhiza” (gyökér) szóösszetételből származik (FRANK 1885), jelentése: „gombagyökér”. Mind a mai napig ezt a fogalmat (vagy gyökérkapcsoltság) használjuk a növények gyökere és gombák között kialakult speciális szimbiotikus kapcsolatra, bár ismerünk olyan mikorrhizált növényeket is, melyeknek nincs valódi gyökerük (SMITH és READ 1997). A mikorrhiza gombák valószínűleg szerepet játszhattak a szárazföldi növények térhódításában (PIROZYNSKI és MALLOCH 1975), amelyre többek között a ránk maradt ősi fosszíliákból is következethetünk. A legrégebbi egy több mint 400 millió éves megkovásodott, Devon kori Rhynia lelet, melynek rhizomális sejtjeinek citoplazmájában szeptum nélküli gombatársulás nyomai láthatók, és a gombák által kolonizált sejtek arbuszkulumokat tartalmaznak (REMY et al. 1994, TAYLOR et al. 1995). A mikorrhiza gombák és a növények között kialakuló mutualista szimbiotikus kapcsolat a szárazföldi életközösségekben általánosan elterjedt. A növénytársulások növényfajai közül a zárvatermők 85%-a, a nyitvatermők 100%-a, a harasztok 52%-a mikorrhizát képez különböző gombafajokkal (WANG és QUI 2006). A mikorrhizált növényeknél a gyökérkapcsoltság eltérő mértékben alakulhat, attól függően, hogy az adott növény erősen, kevésbé vagy fakultatívan mikotróf. Bizonyos családokhoz tartozó növényeknél a gyökérkapcsoltság normális körülmények között nem, vagy csak kis mértékben alakul ki, ilyenek például a vizes élőhelyeken gyakori sásfélék (Cyperaceae), szittyófélék (Juncaceae) vagy a keresztesvirágúak (Brassicaceae), a libatopfélék (Chenopodiaceae) és a szegfűfélék (Caryophyllaceae) családjának tagjai. Ezeknél a növényeknél a gyökérkapcsoltság hiánya feltételezések szerint másodlagosan alakulhatott ki, vagyis elvesztették mikorrhiza-képzésre való képességüket (BRUNDRETT 2002). A gomba kiterjedt micélium-hálózatán keresztül megnöveli a növény víz- és ásványianyagfelvételét, cserébe a növény fotoszintetikus produktumai közül cukrokat, valamint egyéb szerves anyagokat, vitaminokat és hormonokat kap a növénytől. A mikorrhiza gomba hatással van a növény só-, szárazság- és fémtűrő-képességére, valamint a növény betegségek és kórokozók elleni védekezésében is szerepet játszik. Nagyon érdekes, hogy a betegségekkel szembeni csökkent érzékenység a mikorrhizált növény gyökerének nem csupán a gombával kolonizált területén jelentkezik, ami a helyi és általános védelmi rendszer együttes szerepét feltételezi a folyamatban (CORDIER et al. 1998, POZO et al. 2002). Számos tényező mellett, a szimbionta partnerek közti kölcsönös tápanyagcserén alapuló egyensúly felborulásának következtében, a szimbionta partnerek közötti kölcsönhatás a 11
mutualizmustól akár a parazitizmusig is változhat (VAN DER HEIDEN 2002), így a gomba gyökérkolonizációjának mértéke csökkenhet, vagy akár kedvezőtlenül is hathat a növény növekedésére is (FRANCIS és READ 1995). Laboratóriumi és később természetes körülmények között, izotópos vizsgálatokkal bizonyították, hogy a szomszédos növények gyökerei között a mikorrhiza gombafonalain keresztül tápanyagáramlás folyik (FRANCIS és READ 1994, SIMARD et al. 1997). Így a mikorrhizált gyökerek hálózatával átjárt talaj egy egységes anyagfelvevő rendszert képez, amely biztosítja az életközösség tagjai számára az egyenletes és optimális tápanyagfelvételt. Ez az ún. „közösségi micélium-hálózat” („common mycelial network” [CMN] – SELOSSE et al. 2006), illetve ennek erdei ökoszisztémákban megjelenő változata az ún. „wood-wide web” (HELGASON et al. 1998). Az ilyen kapcsolatok működéséről és jelentőségéről megoszlanak a vélemények, mivel az ilyen hálózatoknak még számos funkciója ismeretlen (ROBINSON és FITTER 1999, WHITFIELD 2007), emellett a laboratóriumi eredményeket nem lehet fenntartások nélkül alkalmazni a természetes élőhelyeken előforduló jelenségekre (KOVÁCS 2008). A szimbiózisban részt vevő partnerek rendszertani helyzete, a mikorrhiza anatómiai jellemzői és/vagy a kapcsolat minősége alapján jellemezhető mikorrhiza-típusok (1. ábra) az arbuszkuláris, az ekto- és ektendo- (YU et al. 2001) mikorrhizák, továbbá az arbutoid, a monotropoid (SMITH és READ 1997, TAYLOR és BRUNS 1997), az erikoid (STRAKER 1996) és orchid mikorrhizák (RASMUSSEN 2002, DEARNALEY 2007).
1. ábra. Mikorrhiza-típusok 1.: https://s10.lite.msu.edu/res/msu/botonl/b_online/fo33/arbsmall.jpg; 2.: http://sciweb.nybg.org/science2/hcol/ mycorrhizae2.asp; 3., 5., 7.: http://www.mycolog.com/chapter17.htm; 4.: http://plantbio.berkeley.edu/~bruns/picts/ mycorrhizae/47.jpg; 6.: http://bugs.bio.usyd.edu.au/learning/resources/Mycology/Plant_Interactions/Mycorrhizas/ mycorrhizas.shtml
12
A különböző mikorrhiza-típusok közül a legelterjedtebb az arbuszluláris mikorrhiza. Az AM gombák a gazdanövény gyökérszövet kéregsejteinek sejtközötti járataiba és magukba a sejtekbe is behatolva jellegzetes képleteket, arbuszkulumokat és esetenként vezikulumokat hoznak létre. Az erikoid mikorrhizát képző gombák (Hymenoscyphus nemzetségbe tartozó gombafajok) számos, az Ericales rendhez tartozó növénnyel képeznek szimbiotikus kapcsolatot. A kosborfélék (Orchidaceae) pedig mikoheterotróf életciklusukban bazídiumos gombákkal orchid mikorrhizát képeznek, amely a legkülönlegesebb mikorrhiza kapcsolatnak mondható, mivel ez esetben a gomba szállítja a szénhidrátokat és más tápanyagokat a növény számára. Az endomikorrhiza gombáktól eltérően az ektomikorrhizát képző gombák hifái csak a gyökér felszínén és kéregsejtjeinek intercelluláris járataiban találhatóak, létrehozva az ún. Hartighálót; a hifák magukba a sejtekbe nem hatolnak be, tehát intracelluláris képleteket sem képeznek. Főleg fás szárú növényekkel élnek szimbiózisban, de egyes félcserjék, törpecserjék – mint például a napvirág (Helianthemum spp. – KOVÁCS és JAKUCS 2001, ERŐS-HONTI et al. 2008) vagy egyes szuhar fajok (Cistus spp. – COMANDINI et al. 2006) –, valamint lágyszárú ektomikorrhizaképző növényfajok (pl. a Polygonum viviparum –MUHLMANN et. al. 2008) is szerepelnek a fotobionták között. Az ektendomikorrhizák az ektomikorrhizák jellegzetességeit mutatják, azonban a gomba hifái behatolnak a gyökérkéreg sejtjeibe is. Ektendomikorrhiza főképp a répafenyő (Pinus) és kisebb mértékben a vörösfenyő (Larix) nemzetségek fajai között fordul elő. Egyesek külön mikorrhiza-fajtának
tekintik
a
szamócafa
(Arbutus)
és
a
fenyőspárga
(Monotropa)
gyökérkapcsolatát, melyet „arbutoid mikorrhiza” illetve „monotropoid mikorrhiza” néven különböztetnek meg (SMITH és READ 1997, TAYLOR és BRUNS 1997). 2.2. Az arbuszkuláris mikorrhiza (AM) gombák 2.2.1. Az AM gombák általános jellemzése Az AM az egyik legősibb és legelterjedtebb mikorrhiza-típus. Az AM gombák a szárazföldi növényfajok 80-90 %-val (feltételezetten több mint 200 000 növényfajjal) képesek szimbiotikus kapcsolatot kialakítani (SMITH és READ 2008), mégis az eddig leírt AM gombafajok száma csupán 236. Már ebből is következtethetünk arra, hogy ennél a gyökérkapcsoltságnál nincs gazdaspecifitás, vagyis egy „gombafajnak” számos gazdanövénye lehet, illetve egy adott növényt egyszerre több, akár 20 különböző AM gomba is kolonizálhat (FITTER 2005). Bizonyított ellenben az is, hogy a növény szelektál a körülötte élő AM gombák közül (VAN DER HEIJDEN et al. 1998a, HELGASON et al. 2002, GOLLOTTE et al. 2004, JOHNSON et al. 2005).
13
Az AM gombák mikroszkopikus méretű, obligát biotrófok, melyek csak növényi gyökérrel együtt élve szaporodnak, és jelen tudásunk szerint kizárólag aszexuális imperfekt alakkal rendelkeznek. Az aszexuális szaporodás ellenére is, ugyanazon gomba genetikusan eltérő sejtmagokat tartalmazhat (heterokariózis) mutációk és hifák összeolvadásának (anasztomózisának) következtében. Korábban úgy vélték, hogy anasztomózis csak ugyanazon gomba izolátumok között valósulhat
meg,
melyet
Glomus
mossae
és
G.
intraradices
esetében
demonstráltak
(GIOVANNETTI et al. 2004, VOETS et al. 2006), azonban újabb tanulmány támasztja alá, hogy ugyanazon gomba különböző izolátumai között is megtörténhet a hifák összeolvadása és a genetikai információ kicserélődése, melyet in vitro bizonyítottak is G. intraradices esetében (CROLL et al. 2009). Az AM gombák fajonként eltérő, viszonylag nagyméretű (30-700 μm átmérőjű), változatos színű, vegetatív úton keletkező – újabban glomerospóráknak is nevezett (GOTO és MAIA 2006) – klamidospórákkal szaporodnak, melyek a gyökérben és/vagy a gyökerekből talajba ágazó sok magvú, szeptum nélküli hifákon képződnek egyesével, csoportosan vagy sporokarpot képezve. Ezek a spórák lipidek és szénhidrátok mellett nagyszámú (fajtól függően 800-35 000) sejtmagot tartalmaznak (HOSNY et al. 1998). A különböző gombafajok genommérete jelentősen eltérhet egymástól: a Glomus intraradices feltételezetten ~16,54 Mb (HIJRI és SANDERS 2004) méretű genomjától akár a 1058,40 Mb nagyságot is meghaladó genomokig (BIANCIOTTO és BONFANTE 1992, HOSNY et al. 1998). A G. intraradices DAOM197198 törzsének genom analízise jelenleg is folyik, azonban a már meglévő adatokból arra lehet következtetni, hogy a genom mérete akár tízszer nagyobb is lehet a korábban feltételezett ~16,54 Mb-nál (MARTIN et al. 2008). Az AM gombák hifáinak átlagos átmérője 2-20 μm, hosszúságuk elérheti a 40 m-t is 1 gramm talajban (FRIESE és ALLEN 1991, DREW et al. 2003). Az AM gombák viszonylag vastag falú, ellenálló spórái a talajban eltérő mennyiségben találhatóak, számuk a talaj típusától függően 12 db gramm-1 talajtól egészen 200-ig terjedhet (ABBOTT és ROBSON 1977). A spórák csírázása a talajban a gazdanövény jelenléte nélkül is megtörténik, ahhoz azonban, hogy ezek az obligát biotróf gombák életciklusukat kiteljesítsék, a fotobionta partner jelenléte a továbbiakban nélkülözhetetlen (PARNISKE 2008). 2.2.2. Az AM szimbiózis kialakulásának folyamata A gazdanövényt kolonizáló elsődleges hifák kifejlődése a talajban található nyugalmi állapotban lévő kitartó spórákból, kolonizált gyökérszegmensekből és/vagy micéliumdarabokból is történhet (SMITH és READ 1997). A spórák csírázását és a hifák növekedését a talajban a növényi 14
gyökérexudátum növényi hormonjai, az ún. strigolaktonok stimulálják (AKIYAMA et al. 2005, BESSERER et al. 2006). A szimbiózis kialakulása során (2. ábra) egy a gomba által kibocsátott jelmolekula, a Myc faktor hatására aktiválódik a növényben a szimbiózis program kialakításáért felelős gének transzkripciója (KOSUTA et al. 2003). A Myc faktor, ugyanúgy, mint a rhizóbiumok és a pillangósvirágú növények közötti szimbiózis kialakulásában szerepet játszó Nod faktor, szintén egy lipo-kito-oligoszacharid (LCO) molekula (MAILLET et al. 2011). A kémiai és fizikai ingerek hatására a gyökér sejtjei ún. pre-penetrációs apparátust (PPA) hoznak létre, amelybe a gyökér felületén megtapadó gomba hifák ún. apresszóriumon vagy más néven hypopodiumon (BASTMEYER et al. 2002) keresztül hatolnak be.
2. ábra. Az AM szimbiózis kialakulásának folyamata PPA: Pre-penetrációs apparátus (módosítva GENRE et al. 2008 és PARNISKE 2008 alapján)
A gazdanövény gyökérszövet kéregsejtjeinek sejtközötti járataiba és magukba a sejtekbe is behatolva az internális hifák jellegzetes képleteket, arbuszkulumokat és – a Gigasporaceae, Paraglomeraceae családok kivételével – vezikulumokat hoznak létre. Az arbuszkulumok rövid élettartamú hifa elágazások, melyek óriási felületet képezve biztosítják a növény és a gomba közti tápanyagcserét. A sejtfalat áttörve betüremkednek a sejtmembrán felé, a citoplazmába azonban nem hatolnak be. A növényi eredetű periarbuszkuláris membrán (PAM), a gomba membránja és a közöttük létrejövő periarbuszkuláris tér (PS) együttesen képezik az ún. „interface”-t, amely tulajdonképpen a tápanyagok kicserélődésének a helyszíne (HARRISON 2005). A vezikulumok a hifák hólyagszerű kiöblösödései a kéregsejtekben és azok között, lipideket és glikogént tartalmazó raktározó képletek. Az AM gombák a gyökéren belüli növekedési mintázatuk alapján két csoportra oszthatóak. Az Arum típusú kolonizáció során a gomba intercelluláris hifái a gyökér kéregsejtjei között haladnak, melyekről az arbuszkulumok és a vezikulumok vékonyabb oldalelágazásokon 15
keresztül hatolnak be a sejtekbe, míg a Paris típusú növekedés során sejtről-sejtre történő, intracelluláris hifanövekedés és coil-ok (hurkok) képződése figyelhető meg (SMITH és SMITH 1997). Az AM gombák talajból történő tápanyagfelvételének, valamint az új, ivartalan spórák kialakulásának helyszíne az externális micélium, mely a gyökérből kiinduló hifák hálózata a talajban. Ezek a hifák méretükből és kiterjedésükből adódóan a növény gyökerének felszívó felületénél sokkal hatékonyabban képesek a talaj víz-és ásványi anyag tartalmának felvételére. A G. intraradices, a G. clarum valamint a G. fasciculatum gombák spórái akár a kolonizált gyökér belsejében is kialakulhatnak (SCHENCK és SMITH 1982). 2.2.3. Az AM gomba–növény interakció előnyös hatásai Bizonyított, hogy az AM gombák befolyásolják a növényi diverzitást és produktivitást, így szerepük a földi ökoszisztémában és a biodiverzitásban megkérdőjelezhetetlen (VAN DER HEIJDEN et al. 1998b). Mind a növény-, mind pedig a gombapartner fajösszetételének és diverzitásának alakulásában feltételezetten egy kölcsönös hatás, ún. „feedback” játszik szerepet (KERNAGHAN 2005). Az AM gombák és a növények között kialakuló interakció során mind a – fizikai kontaktust megelőző – jelmolekulák által irányított kommunikáció, mind pedig a közvetlen fizikai kapcsolat jelentős élettani és morfológiai változásokat idéz elő a növényben. Ezek közül a legfontosabbak a növény megnövekedett víz és tápanyag státusza (SMITH és READ 1997), valamint a növény védekező mechanizmusainak módosítása. A mikorrhiza gomba kiterjedt externális hifahálózatának (SMITH és READ 1997) segítségével a növény képes a számára egyébként elérhetetlen tápanyag és víz felvételére. Az AM gombák előnyös hatása a gazdanövény növekedésére elsősorban a foszfor, másodsorban a réz (Cu2+), a cink (Zn2+), valamint a nitrogén (NH4+ és NO3-) felvételének fokozása révén valósul meg (GILDON és TINKER 1983, SMITH és READ 1997, BAGO et al. 2001). A mikorrhiza gomba segítségével történő foszforfelvétel a növény foszforfelvételének akár 100%-át is elérheti (SMITH et al. 2003). Az AM gomba hifák fokozzák a talaj aggregációját, valamint glükoprotein tartalmú glomalint termelnek, ezáltal szerepük van a talaj szerkezetének megváltoztatásában és így annak vízmegkötő képességének növelésében (RILLIG et al. 2002). A szimbiózisban résztvevő növény megnövekedett szárazságtűrő képessége is a jobb víz- és tápanyagellátásából következik (SMITH és READ 1997).
16
A növény fémtűrő képességének fokozódásában a gomba metallothionein képződése mellett a mikorrhiza gomba externális micéliumának nagy fémkötő képessége is szerepet játszik (JONER et al. 2000), mely a toxikus fém növényi hajtásba jutásának csökkenését eredményezi (TONIN et al. 2001). Az AM gombák nehézfém tűrőképessége igen eltérő, amit a szennyezőanyag minősége és koncentrációja is jelentős mértékben befolyásol (JACQUOT et al. 2000, DEL VAL et al. 1999). Amellett, hogy a mikorrhizált növény ellenállóbb a szárazság, a tápanyaghiány és a nehézfém okozta stresszel szemben, bizonyított, hogy egyes – a Rhizoctonia, Fusarium, Verticillium, Phytophthora, Pythium és Aphanomyces nemzetségbe tartozó – gyökérpatogén gombák előfordulása és kártétele is csökken (CORDIER et al. 1998, POZO et al. 2002). Nyilvánvaló, hogy a mikorrhizált növény a jobb tápanyag ellátottságának köszönhetően ellenállóbb a kórokozókkal szemben, illetve könnyebben képes az általuk okozott kártételt kompenzálni. Azonban a gazdanövény kórokozókkal és kártevőkkel szembeni ellenállóságának legfontosabb közvetlen kiváltója, hogy az AM gombák rezisztenciát indukálhatnak a növényben, melyet mikorrhiza indukált rezisztenciának (MIR) neveztek el (POZO és AZCÓN-AGUILAR 2007). Ugyanúgy, mint egy biotróf kórokozó növénybe történő hatolása során, az AM gombák is szalicilsav szint növekedését váltják ki a növényben, azonban a gombahifák gyökérkéreg sejtjeibe történő a szalicilsav szintje csökken, az arbuszkulomokat tartalmazó növényi sejtek jázmonsav képződése pedig fokozódik. Mindez összefüggésbe hozható az elsődleges kallóz lerakódással, valamint a petespórás gombákkal (Oomycetes) és a gyökérrágó rovarokkal szembeni megnövekedett lokális rezisztenciával. A lokális rezisztencia kiváltásán túl a növény ezután gyorsabban és hatékonyabban reagál a patogén támadásokra, mivel a mikorrhiza a növény védekező mechanizmusának „kiélesítése” révén egy energetikailag kedvezőbb, jázmonsav-függő védekezési útvonalat indukál a növényben. A lokális és a szisztemikus mechanizmus révén az AM gombák közvetlen hatással vannak a talajban élő növénypatogének, nematódák és gyökérrágó rovarok előfordulására, közvetett hatással pedig a nekrotróf patogénekre és a generalista rágó rovarokra. Az AM gomba izolátumok között a rezisztencia növelésére való képesség különböző – ezt a környezeti tényezők is jelentősen befolyásolhatják (POZO és AZCÓN-AGUILAR 2007). A gyökérzónában a mikorrhiza gombáknak a kórokozókkal a növény fotoszintetikus produktumaiért, valamint a kolonizációs helyekért vívott harca közvetetten hat a növény kórokozókkal és kártevőkkel szembeni ellenállóságára (CORDIER et al. 1998), ugyanúgy, mint a kolonizáció hatására bekövetkező gyökérszerkezeti és morfológiai változások, valamint a rizoszféra mikroorganizmusok összetételében történő változások is (BAREA et al. 2005).
17
2.3. Az AM gombák filogenetikai és taxonómiai jellemzése 2.3.1. Az AM gomba rendszertan történeti áttekintése A korábban a Zygomycota törzsbe, azon belül az Endogonales rend Endogonaceae családjába sorolt AM gombák rendszertanában az elmúlt 20 év során számos változás történt, melyek közül mérföldkőnek tekinthetjük a Glomerales rend létrejöttét (MORTON és BENNY 1990), valamint ennek törzsi szintre (Glomeromycota) emelését (SCHÜßLER et al. 2001). Ez utóbbit azzal indokolták, hogy a gombák nrDNS kis alegységének (SSU/18S) filogenetikai elemzésekor a Glomeromycota-k egy monofiletikus csoportot alkottak a polifiletikus Zygomycota gombáktól elkülönülten (3. ábra).
3. ábra. A gombák nrDNS kis alegységének (SSU/18S) filogenetikai elemzése (SCHÜßLER et al. 2001 alapján módosította PARNISKE 2008).
A morfológiai bélyegeket és a filogenetikai elemzéseket együttesen figyelembe véve MORTON és REDECKER (2001) két új AM gombacsaládot (Archaeosporaceae és Paraglomeraceae) írt le, melyeknek néhány tagja a Glomeraceae család, Glomus nemzetségéhez 18
tartozott korábban. SCHWARZOTT et al. (2001) tovább elemzték a Glomeraceae családot, elkülönítettek ebből egy új Diversisporaceae családot, valamint a megmaradt Glomeraceae családot kettéosztva megalkották a Glomus-A (ide tartoztak pl. a Glomus intraradices, G. proliferum, G. clarum és G. mosseae) és a Glomus-B csoportokat (melyben pl. a G. claroideum, G. etunicatum foglalt helyet). A Gigasporaceae család felosztásával (OEHL et al. 2008) új, ellenben vitatott családok és nemzetségek kerültek leírásra (MORTON és MSISKA 2010). SCHÜβLER és WALKER (2010) corrigendummal kiegészített (2011) nagyszabású, molekuláris alapokra épülő taxonomiai átrendezése során családok tűntek el és új családok váltak ki a korábbi nemzetségekből, jelentős névváltozásokkal (4. ábra). Legjelentősebb ilyen változás a Glomerales rendet érintette, melyben a Glomeraceae családból kiemelték a Glomus-B csoportot Claroideoglomeraceae családként és a megmaradt Glomeraceae család Glomus-A csoportját pedig több nemzetségre bontották (Funneliformis, sensu lato és sensu stricto Glomus, Rhizophagus valamint Sclerocystis). A Gigasporacea család esetében a MORTON és MSISKA (2010) által javasolt besorolást adoptálták a Racocetra (OEHL et al. 2008) nemzetség kivételével.
ARCHAEOSPORALES GLOMERALES Glomeraceae
Rhizophagus
Geosiphonaceae Ambisporaceae Archaeosporaceae
Sclerocystis
Paraglomeraceae
korábbi Glomus Group A Funneliformis
PARAGLOMERALES
Glomus
Boletus Trichoderma Aspergillus
Claroideoglomeraceae (korábbi Glomus Group B)
Acaulosporaceae
Candida
Entrophosporaceae Pacisporaceae Diversisporaceae
0.02
Gigasporaceae
DIVERSISPORALES 4. ábra. Az AM gombák rDNS kis alegységének (SSU/18S) filogenetikai elemzése. A törzsfa tartalmazza a taxonómiai változtatásokat is, melyek az eredeti törzsfán nem voltak feltűntetve (SCHÜΒLER et al. 2001, módosítva http://www.lrz.de/~schuessler/amphylo/ alapján 2011.december 5.-én)
19
OEHL et al. (2011) újabb morfológiai és molekuláris vizsgálatok alapján a Glomeraceae családon belül kettő (Septoglomus, Simiglomus), a Claroideoglomeraceae családon belül pedig egy új nemzetség (Viscospora) elkülönítését javasolta, míg KRÜGER et al. (2012) az nrDNS minden régióját érintő molekuláris taxonómiai vizsgálat során kísérelték meg a kaotikussá vált AM gomba rendszertant revízionálni. 2.3.2. Az AM gombák rendszertana A mikorrhizák közül a legősibb és legelterjedtebb típust jelentő AM kialakulása több mint négyszáz millió évre nyúlik vissza, ennek ellenére az eddig leírt AM gombafajok száma igen csekély, 236 faj, melyek a jelenlegi rendszertani besorolás (1. táblázat) szerint a tömlős és bazídiumos gombák testvércsoportjaként leágazó Glomeromycota törzs (SCHÜßLER et al. 2001), Glomeromycetes osztályának négy rendjébe (Archeosporales, Diversisporales, Glomerales, Paraglomerales), tíz családjába és húsz nemzetségébe tartoznak (KRÜGER et al. 2012). 1. táblázat. Az AM gombák rendszertani besorolása KRÜGER et al. (2012) alapján (törzs/Glomeromycota, osztály/Glomeromycetes) Rend (4) Glomerales
Család (10) Glomeraceae
Diversisporales
Claroideoglomeraceae Gigasporaceae
Acaulosporaceae Pacisporaceae Diversisporaceae Paraglomerales Archaeosporales
Paraglomeraceae Geosiphonaceae Ambisporaceae Archaeosporaceae
Nemzetség (20) Glomus (sensu lato és sensu stricto) Funelliformis (korábbi Glomus Group Aa, 'Glomus mosseae csoport') Rhizophagus (korábbi Glomus Group Ab, 'Glomus intraradices csoport') Sclerocystis (alapvetően a korábbi Glomus Group Ab csopot) Septoglomus (korábbi Glomus Group Aa egy része, Glomus constrictum és G. africanum ) Simiglomus (bizonytalan rendszertani pozíció) Claroideoglomus (korábbi Glomus Group B) Gigaspora Scutellospora Racocetra Dentiscutata (korábbi Scutellospora egy része) Cetraspora (korábbi Scutellospora egy része) Acaulospora (tartalmazza a korábbi Kuklospora nemzetséget) Pacispora Diversispora (Entrophospora nevadensis és számos korábbi Glomus faj áthelyezve ide, pl.: BEG47) Redeckera Paraglomus Geosiphon Ambispora Archaeospora (tartalmazza a korábbi Intraspora nemzetséget)
2.4. Az AM gombák izolálása és meghatározása 2.4.1. Az AM gombák hagyományos izolálási és azonosítási technikái Az AM gombák jelenlétének kimutatását leggyakrabban spóraizolálással – „nedves szitálás”-nak nevezett mosási és flotációs eljárást (CLAPP et al. 1996) követő cukor grádiens centrifugálással (GERDEMANN és NICOLSON 1963, OEHL et al. 2003) – illetve a gyökerek tripánkék (PHILLIPS és HAYMAN 1970) vagy tinta-ecetsavas (VIERHEILIG et al. 1998) festésével végzik. A mikorrhizáltság mennyiségi jellemzésére számos módszert dolgoztak ki, ilyen 20
például a kolonizáció intenzitásának és kiterjedtségének jellemzése – különböző kategóriákat alapul véve – (HOPKINS 1986), vagy a mikorrhiza infekció gyakoriságának (F%) és intenzitásának (M%), illetve az abszolút (a%) és a relatív (A%) arbuszkulum gazdagságának meghatározása (TROUVELOT et al. 1986), valamint a kolonizáció mértékére utaló mikorrhizáltsági százalékok becslése (GIOVANNETTI és MOSSE 1980). A módszerek megválasztása és alkalmazása során számos tényezőre figyelemmel kell lenni, például arra, hogy a kolonizáció eltérő mértékben alakul ki még ugyanazon növényegyed különböző gyökérrészein is5, valamint arra, hogy a gyökéren belüli egyes AM gomba képletek nehezen festődnek, rövid élettartamúak (pl. arbuszkulum), vagy képzésük nem minden AM gombafajra jellemző (KOVÁCS 2008). Így bármelyik módszert is választjuk, azt tudnunk kell, hogy nemcsak a különböző, hanem még az azonos módszerrel kapott eredmények értelmezése és összehasonlítása is nehéz. Az AM gombafajok meghatározása eléggé problematikus, korábban erre kizárólagosan a spóra-morfológiáját használták, mikroszkópi vizsgálattal elkülönítve a spórákat (5. ábra) szín, méret, alak valamint a spórafal nemzetségre jellemző szerkezete alapján.
5. ábra. Rhizophagus intraradices spórák. Saját felvétel. 600-szoros nagyítás.
A spóra morfológiai jellemzőit azonban jelentősen befolyásolja a spóra kora és keletkezésének körülményei (KJØLLER és ROSENDAHL 2001). A morfológiai azonosítás másik korlátozó tényezője, hogy a talajból származó spórák gyakran parazitákkal fertőzöttek, degradáltak. Ez a probléma tenyészedény kultúra alkalmazásával kiküszöbölhető, vagyis ellenőrzött körülmények között az AM gombák felszaporíthatóak és így „friss és ép” spórák nyerhetőek. Az 5
Amely jelentősen megnehezíti a reprezentatív gyökéminta készítését.
21
azonosítás mindezek ellenére gyakran még az egészséges spórák esetében is nehézségekbe ütközik, hiszen azon kívül, hogy a fajok elkülönítése gyakorlott szakembert igényel, néhány AM gomba kevés morfológiai jellemzővel is bír. Hagyományos izolálási és azonosítási technikák alapján végzett AM gomba diverzitás vizsgálatoknál, a fentebb sorolt nehézségeken kívül felmerülő probléma, hogy bizonyos körülmények között, illetve az év bizonyos szakában néhány AM gomba nagy mennyiségű spórát produkál, ezért domináns gyökérkolonizálónak tűnik, ugyanakkor más körülmények között kevésbé, vagy egyáltalán nem sporulál (BEVER et al. 1996). Így a kimutatott spórák kevéssé reprezentálják a valós aktív AM gombaközösséget (CLAPP et al. 1995, MERRYWEATHER és FITTER 1998, RENKER et al. 2005). 2.4.2. Molekuláris módszerek az AM gomba azonosításban és biodiverzitás vizsgálatokban Az elmúlt két évtized molekuláris biológiai fejlődése forradalmasította az AM gombák kimutatását, rendszertani azonosításukat és a biodiverzitás vizsgálatokat egyaránt. A molekuláris munkáknak köszönhetően számos olyan filotípust (DNS vizsgálatokon alapuló rokonsági viszony) kimutattak, amelyek nem tartoznak az eddig leírt 236 AM gombafajhoz. Ezek a filotípusok valószínűleg még morfológiailag nem leírt AM gombákhoz tartoznak, olyan fajokhoz, melyeket nehéz tenyészedény kultúrában felszaporítani, vagy olyan kriptikus fajokhoz, melyeket morfológiai karakterek alapján nem lehet elkülöníteni (BÖRSTLER 2010). A filotípusok összehasonlítása arra enged következteni, hogy akár több mint 2000 AM gomba faj is létezhet, vagyis legalább tízszer annyi, mint amennyit jelenleg ismerünk (BRACHMANN 2006). PCR (polimeráz láncreakció) módszerrel lehetséges az AM gomba genom egy bizonyos részének amplifikálása mind a gazdanövény gyökeréből, mind a talajból, mind pedig közvetlenül az AM gomba spórákból. Erre a módszerre épül a molekuláris taxonómiai besorolás egyik alapja, az nrDNS szekvencia analízise is. A nrDNS régió génjei nagy kópiaszámban vannak jelen, és egyaránt tartalmaznak konzervált-, illetve variábilis részeket (6. ábra).
rDNA unit
rDNA unit
rDNA unit
IGS
IGS
ITS-1
ITS-2
6. ábra. A sejtmagi riboszómális gének elhelyezkedése egy nrDNS egységen. IGS, Intergenic spacer; ITS, Internal transcribed spacer (REDDY et al. 2005)
22
A növényi gyökérből történő kimutatás során az obligát gomba DNS-ének növényi nukleinsavakhoz viszonyított aránya miatt leginkább nested-PCR-t alkalmaznak, melynek segítségével az amplifikáció hatékonyabbá válik. Az első PCR technikán alapuló AM gomba meghatározást SIMON et al. végezték (1992), majd 1993-ban az nrDNS kis alegységére, a SSU/18S génre család-specifikus PCR indítószekvenciákat terveztek az AM gombákra jellemző VANS1 primer létrehozásával. Különböző növényi gyökerekből DI BONITO et al. 1995-ben a VANS1NS21 primer-kombinációval sikeresen azonosított néhány AM gomba fajt, de az információk növekedésével nyilvánvalóvá vált, hogy a VANS1 primer hely nincs konzerválódva minden AM gombában (CLAPP et al. 1999, REDECKER 2000, SCHÜβLER et al. 2001). LANFRANCO et al. 1995-ben RAPD-PCR–t (Random Amplification of Polymorphic DNA–PCR) alkalmaztak, hogy specifikus primert tervezzenek a Glomus mossae megkülönböztetésére. A biológiai adatbázis növekedésével egyre újabb és újabb indítószekvenciák tervezése történt, amelyekről gyakran kiderült, mint például az AM1 (HELGASON et al. 1998) primerről is, hogy nem mindig alkalmas a kívánt AM család kimutatására (DANIELL et al. 2001). LEE et al. (2008) szintén a nrDNS kis alegységére terveztek specifikus AM gomba primereket (AML1/AML2), melyek az Archaeospora trappei kivételével alkalmasnak tűntek az addig publikált összes AM gomba detektálására. Az AM gombák PCR módszerrel nyert azonos méretű amplifikátumainak további vizsgálatára több lehetőség kínálkozik. Eltérő restrikciós enzimekkel emésztve, majd azonosítva azokat (RFLP; Restriction Fragment Length Polymorphism) különböző csoportokat hozhatunk létre, melyeket a természetes AM gomba populációk leírására is használhatunk (HELGASON et al. 1998, 2002, DANIELL et al. 2001, HUSBAND et al. 2002, VANDENKOORNHUYSE et al. 2002). SAITO et al. (2004) a már ismert 18S rDNS szekvenciák alapján AM gomba specifikus nested-PCR primerpárok (7. ábra) létrehozásával végeztek PCR-RFLP-t, mely primerkombináció már alkalmas volt a Glomus-B csoport (jelenleg Claroideoglomeraceae), a Paraglomeraceae és az Archaeosporaceae családok tagjainak kimutatására is.
7. ábra. Nested-PCR indítószekvenciák elhelyezkedése a rDNS kis alegységén (SAITO et al. 2004).
Másik lehetőség az azonos méretű, de eltérő szekvenciák tanulmányozására a poliakrilamid denaturáló grádiens gélelektroforézis (DGGE, Denaturing Gradient Gel Electrophoresis; MYERS et al. 1987) valamint az egyszálú molekulák eltérő vándorlási sebességén alapuló módszer, az SSCP 23
(Single Strand Conformation Polymorphism; ORITA et al. 1989). A DGGE módszert már széles körben használják a környezeti mikrobiológiában a mikrobiológiai diverzitás-vizsgálatoknál, az SSCP pedig igen érzékeny módszer a néhány bázispárnyi különbségek kimutatására, így felhasználható a szekvenálást megelőző „screen”-elésre is (CLAPP et al. 2001, RODRIGUEZ et al. 2001, JANSA et al. 2002b). A magi riboszómális DNS más régióit is bevonták a taxonómiai vizsgálatokba, így az ITS, az 5.8S valamint a nagy alegység (LSU/28S) szekvenciáit is. PCR-RFLP-t és az ITS1, ITS4 univerzális primereket használva, SANDERS et al. (1995) különböző hosszúságú fragmenteket nyert ugyanazon fajok spóráiból, de az erősen konzerválódott 5.8S rDNS szekvenciái nagymértékű különbségeket mutattak a fajok között. REDECKER et al. (1997) szintén PCR-RFLP technikával határozta meg a különbségeket a nrDNS ITS régiójának szekvenciáiban, amelyek hasznosnak bizonyultak számos AM gomba faj színtű elkülönítésére. Az 5.8S és a 18S nrDNS szekvencia adatok alapján is terveztek olyan specifikus indítószekvenciákat, amelyek közrefogják az ITS régióit (REDECKER 2000). Néhány AM gomba eltérő kópiáit tartalmazza az ITS régiónak (LLOYD-MACGILP et al. 1996, REDECKER et al. 1997, JANSA et al. 2002b) mindezek ellenére azonban speciális területen alkalmazzák ezeket a részeket is (ANTONIOLLI et al. 2000, HILDEBRANDT et al. 2001, BIDARTONDO et al. 2002, JANSA et al. 2002a, b, WUBET et al. 2003). A 28S nrDNS alapján is számos AM gomba nemzetséghez tartozó fajra fejlesztettek már ki specifikus primereket (VAN TUINEN et al. 1998, TURNAU et al. 2001, JACQUOT-PLUMEY et al. 2001). Több AM gombafaj egyidejű kimutatására DONG és ZHAO (2006) öt primerpárt tervezett a nrDNS nagy alegységének variábilis régiójára, és multiplex PCR segítségével sikerült azonosítaniuk a várt fajokat. KRÜGER et al. (2009) pedig a nrDNS minden régióját érintő, degenerált primerek tervezésével tűzte ki célul a már ismert AM családok egyidejű detektálását (8. ábra).
8. ábra. Degenerált nested-PCR primerek elhelyezkedése a Glomus sp. „intraradices” DAOM197198 nrDNS kis (SSU) és nagy (LSU) alegységén (KRÜGER et al. 2009).
Az AM gombafajok molekuláris meghatározását és az AM gomba diverzitás vizsgálatokat a különböző szerzők nem egységes markerekkel vagy marker kombinációkkal végzik, így eredményeik összehasonlítása igen nehéz (STOCKINGER et al. 2010). Az AM gomba DNS nukleotidszekvencia vizsgálatain alapuló módszerek alkalmazása során felmerülő problémák közé 24
tartozik az is, hogy egy adatbázis rekord gyakran nem naprakész és téves információkat is hordoz (CLAPP et al. 2002, SCHÜßLER et al. 2003), ezért a filogenetikai vizsgálatok referencia szekvenciáinak kiválasztásakor és az adatbázisokban történő BLAST keresés során igen körültekintően kell eljárnunk. Pozitívumként említendő ÖPIK et al. (2010) kezdeményezése egy olyan adatbázis létrehozására, mely kizárólag Glomeromycota eredetű nukleotidszekvencia adatokra épül, és összegzi a különböző szerzők által publikált AM gomba izolátumokból tisztított DNS nukleotidszekvencia adatokat valamint a környezetből tisztított DNS-minták direkt meghatározásából eredő szekvenciaadatokat egyaránt (Maarjam Glomeromycota adatbázis – http://maarjam.botany.ut.ee/). Az adatok összerendezésével így lehetővé vált a földrajzi elhelyezkedés, biomok, növényfajok, AM gomba taxonok és virtuális AM gomba taxonok szerinti keresés, mely többek között nagy segítséget nyújt az AM gombák – környezei-DNS mintára alapozott – molekuláris ökológiai vizsgálatai során is. Fontos kérdés az is, hogy a számos AM gomba nrDNS régiójában tapasztalható nagyfokú polimorfizmus (LANFRANCO et al. 1999, CLAPP et al. 1999, 2001, ANTONIOLLI et al. 2000, RODRIGUEZ et al. 2001, JANSA et al. 2002b, 2003) miatt használhatjuk-e a fenti módszereket diverzitás vizsgálatokra, illetve hol van az alkalmazhatóság határa. STOCKINGER et al. (2010) a különböző nrRNS génszakaszok és az ITS régiók összehasonlításával az AM gombák DNSvonalkódolásra alkalmas régióinak meghatározását tűzte ki célul. Az AM gombák mindegyik nrRNS génszakaszát érintő ~1500 bp DNS fragmentek elemzésekor a maximum intraspecifikus eltérések mértéke 0,47-10,8% között változott, míg az ITS régió variabilitása 0,23-14,6%, az LSUD2 szakasz variabilitása pedig 0-15,7% volt. A legalacsonyabb intraspecifikus variabilitással az LSU-D1 szakasz rendelkezett. Az AM gombák intraspecifikus és intraspórás változatossága tehát mindegyik vizsgált nrDNS régióban jelentős mértékben eltérő, viszont hosszabb régiók filogenetikai vizsgálata BLAST kereséssel kiegészítve kiküszöbölheti az AM gombák molekuláris technikákkal történő azonosításának problémáit. 2.5. Termesztési és talajhasználati eljárások AM gomba diverzitásra gyakorolt hatásai 2.5.1. Talajművelés hatása az AM gomba diverzitásra A talajművelés során végzett beavatkozások (forgatás, lazítás porhanyítás, keverés, tömörítés és felszínalakítás) a megfelelő talajállapot kialakításával, a tarlómaradványok, szervestrágyák és kémiai anyagok talajba juttatásával, valamint a gyomok korlátozásával (WARKENTIN 2001) a talajban élő mikroorganizmusok diverzitására (LUPWAY et al. 1998, GUGGENBERG et al. 1999), homogenitására és aktivitására is hatással van (PALMA et al. 2000). A talajművelés jelentősen csökkentette az AM gombák spóraszámát, extraradikális micélium (ERM) 25
hosszát, valamint a glomalin koncentrációt (WRIGHT et al. 1999, BODDINGTON és DODD 2000) mérsékelt- és trópusi mezőgazdasági talajokban, míg csökkentett talajmegmunkálás esetén nagyobb kolonizációs potenciált és a kolonizáció gyorsabb kialakulását figyelték meg (MCGONIGLE és MILLER 1996). A természetes füveknél a gomba spórák száma a talaj felső 10 cm-ében 69-84 db spóra g-1 volt, míg kukoricánál a talaj felső 10 cm-es régiójában ez a szám csökkent (7-14 db spóra g-1) és az AM gomba diverzitás eltérést mutatott a szántás mélységétől függően is (OEHL et al. 2005). A fajgazdagság mélyebb szántás alkalmazásakor csökkent a mélységgel, míg csak felületi szántásnál 25 cm talajmélységig nőtt. A Scutellospora nemzetség6 tagjai csak a mélyebb régióban (50-70 cm mélységben) voltak megtalálhatóak, mely megmagyarázza hiányos jelenlétüket azoknál a diverzitás-tanulmányoknál, amelyeknél a mintavételezés legtöbbször csak a talaj felső, 25-30 cmes mélységéig terjedt. Az AM gombaközösség összetételében is jelentős különbségek figyelhetőek meg a művelt és nem művelt mezőgazdasági területek között. Így például a művelt talajokban a Glomus etunicatum és G. caledonium spórái dominálnak, míg a műveletlen talajokban Glomus occultum, Scutellospora pellucida, Acaulospora paulinae és Entrophospora infrequens fajok spórái gyakoribbak (GALVEZ et al. 2001, JANSA et al. 2002a). Ezeket a megfigyeléseket molekuláris módszerekkel végzett diverzitásvizsgálatok is megerősítették (JANSA et al. 2003). A különböző AM gombák tehát eltérő érzékenységet mutatnak a talajbolygatásra, például a Scutellospora nemzetség6 fajai, melyeknek alacsony vagy hiányzó jelenlétét a talajművelés okozta micélium hálózat feldarabolódásával magyarázták (JANSA et al. 2003). Ezeknél a gombáknál ugyanis igen fontos az ép micéliumhálózat szerepe a gyökér kolonizációjában, ahogy azt JASPER et al. (1993) már korábban is feltételezték. Az Acaulospora és a Glomus 7 fajok sokkal toleránsabbak a talajbolygatásra, mely részben annak is köszönhető, hogy a Glomeraceae család tagjai rendelkeznek igen gyors, externális hifából történő regenerálódási mechanizmussal (MORTON 1993). A talajművelés AM gombákra gyakorolt hatásában több tényező is szerepet játszik. A talajművelés hatása közvetett úton a talaj tápanyagtartalmának változása mellett a megváltozott mikroorganizmus közösségen, és/vagy a megváltozott gyomösszetételen keresztül érvényesül (JANSA et al. 2003, O’DONOVAN és MCANDREW 2000, STREIT et al. 2000), közvetlenül pedig a micélium hálózat feldarabolódásával magyarázható (JASPER et al. 1989). A talajbolygatás csökkenti az AM gombák fajgazdagságát amellett, hogy elősegíti a gyors sporulációt mutató, ellenben kevésbé infekcióképes fajok szelekcióját (OEHL et al. 2003).
6
A korábbi Scutellospora nemzetséget a Scutellospora, a Racocetra, a Dentiscutata és a Cetraspora nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012). 7 A korábbi Glomus nemzetséget a Glomus, a Funneliformis, a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Simiglomus, a Septoglomus és a Claroideoglomus nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012).
26
2.5.2. Vetésforgó hatása az AM gomba diverzitásra A vetésforgó olyan tervszerű talajhasználati rendszer, melyben a térben és időben előre kidolgozott sorrend szerint termesztett növények összetétele és aránya állandó. Előnyei közül a legfontosabbak: a talaj szerkezetének-, víz és tápanyag-készletének fenntartása és javítása, valamint a gyomnövények, kártevők és kórokozók megjelenésének mérséklése (WATSON et al. 2002, HARAMOTO és GALLANDT 2004). A vetésforgónak a talajra és a növényre gyakorolt kedvező hatása komplex tényezők összessége, melyek közül az AM gombáknak kiemelkedő szerepe lehet (THOMPSON 1991, BAGAYOKO et al. 2000). Mivel a növényeknél a gyökérkapcsoltság eltérő mértékben – vagy egyáltalán nem – alakul ki, a rotációban szereplő növényfajoknak jelentős hatása van a talaj AM gombaközösség dinamikájára és így közvetve a soron következő növény tápanyagellátására és terméskihozatalára is. A mikorrhizát nem, vagy kismértékben képző növény jelenléte a vetésforgóban például negatív hatással van az AM gombák kolonizációs potenciáljára, a következő növény tápanyag-felvételére és termésmennyiségére (BLACK és TINKER 1979, HARINIKUMAR és BAGYARAJ 1988, DOUDS et al. 1997, GAVITO és MILLER 1998). Az alacsony AM gomba diverzitás egyik oka az alacsony növényi diverzitás lehet, melynek legextrémebb esete a monokultúrás termesztésben fordul elő (AN et al. 1993, OEHL et al. 2003, BÖRSTLER 2010) (9. ábra). A vetésforgóban – bár nem ugyanazon időben – több növényfaj is szerepel, melynek hatására diverzebb AM gombaközösség alakulhat ki a talajban, meggátolva a növény fotoszintetikus produktumait egyoldalúan kihasználó ún. „cheaters” AM gomba fajok kiszelektálódását (JOHNSON et al. 1992).
9. ábra. Az AM gomba és a növényi diverzitás közötti összefüggés illusztrációja (BÖRSTLER 2010). Az AM gomba diverzitás változatos színű spórákkal ábrázolva a növényfajokban gazdag természetes társulás (bal ábra) és a monokultúrás mezőgazdasági művelési rendszer (jobb ábra) esetén.
27
Jelen ismereteink szerint az AM gombák nem mutatnak szoros gazdaspecifitást, viszont preferált asszociáció megfigyelhető (BEVER et al. 1996), ami megmagyarázhatja azt a tényt, hogy maga a termesztett növény is hatással van az AM gombaközösség diverzitására és összetételére (JOHNSON et al. 1991, HENDRIX et al. 1995). Emellett az AM gombák spóraképződése szezonálisan és szukcesszionálisan is különböző dinamikát mutat, mely a különböző AM gomba fajok különböző életstratégiájára utal (OEHL et al. 2009), magyarázva a különböző termesztési és talajhasználati eljárásokkal szoros összefüggésben lévő eltérő AM gomba diverzitásokat. Általánosságban ugyan elmondható, hogy a mezőgazdasági művelés alá vont területek alacsonyabb AM gomba diverzitással rendelkeznek a természetes társulásokhoz képest, azonban ez nem minden esetben van így. Különösképpen a kis ráfordítású (low input) gazdálkodás és vetésforgó esetében mutattak ki – köztük molekuláris módszerrel is – viszonylag diverz AM gomba közösséget (HIJRI et al. 2006, OEHL et al. 2003, OEHL et al. 2009). Franciaországban, Németországban és Svájcban végzett vizsgálatok alapján OEHL et al. (2003) – nem bolygatott legelő, vetésforgó alatt művelt területek és intenzív mezőgazdasági művelés alatt álló kukorica monokultúra összehasonlítása során – megállapították, hogy a talaj bolygatása és a hosszú távú monokultúrás növénytermesztés amellett, hogy csökkenti az AM gombák spóráinak mennyiségét és fajgazdagságát, az AM gombaközösség összetételét is megváltoztatja. Nem bolygatott legelő esetén 35-65 spóra, vetésforgónál 9,7-12,5 spóra, míg a kukorica monokultúrában 2,5-8 spóra volt átlagosan jellemző 1 gramm talajban, a talált AM gomba fajok száma pedig 20-25, 13-18 és 8-10 volt 100 g talajban. OEHL et al. (2009) később ugyanezen a területen vizsgálták AM gombaközösség sporulációjának dinamikáját, és eredményeik (nem bolygatott legelő esetén 21-26, vetésforgónál 25-31, míg a kukorica monokultúrában 13-19 volt az általuk kimutatott AM gomba fajok száma) jelentősen eltértek a korábban kapott eredményeiktől (OEHL et al. 2003), mely annak volt köszönhető, hogy tenyészedény kultúráikat 8 helyett 32 hónapig tartották fenn, teret és időt biztosítva a lassan és/vagy szezonálisan sporuláló AM gombafajoknak. Az AM gombaközösség vetésforgó hatására bekövetkező változását illetően számos molekuláris vizsgálatot végeztek. Ezek közül DANIELL et al. (2001) gomba rDNS SSU segítségével több, vetésforgóban szereplő növény, köztük a kukorica gyökeréből, két egymáshoz közel álló Glomus filotípus (Glo1A és a Glo1B) dominanciáját mutatták ki, melyek a Glomus geosporum és a G. mossae típustörzsek szekvenciáihoz állnak a legközelebb. A Glo1A filotípus a klónok 62%-át, a Glo1B a klónok 20%-át tette ki, ezzel együtt a növényfajok eltérő AM gombaközösségében maximum 4 filotípus volt elkülöníthető. Hozzá kell tenni, hogy a PCR reakciókat az AM1/NS31 (HELGASON et al. 1998, SIMON et al. 1992) primer-kombinációval végezték, amiről ma már tudjuk, hogy az Archaeosporaceae, a Paraglomeraceae és a Glomus-B csoport (jelenlegi Claroideoglomeraceae család) tagjainak kimutatására nem alkalmas. HIJRI et al. 28
(2006) összesen 5 AM gomba családból 11 filotípust különítettek el, melyek közül a Glomus-A csoport (jelenlegi Glomeraceae család) volt a domináns és egyben a legdiverzebb család is. Kukorica monokultúrában csak ebből a családból kerültek ki filotípusok (GLOM-A1, GLOM-A3 és GLOM-A5), melyek közül az első kettő a Glomus intraradices és a G. mossae típustörzsek szekvenciáival mutatott homológiát, míg a vetésforgó alatt művelt területekről jóval több filotípust (4-7) detektáltak. MATHIMARAN et al. (2007) kukorica-krotalária vetésforgó hatását vizsgálta az AM gombák spóra összetételére és diverzitására, foszfor műtrágyázott kukorica monokultúrával összehasonlítva, Nyugat-Kenyában. Vizsgálataikban az AM gombaközösség fajainak relatív eloszlását jelentősen befolyásolta a vetésforgó és a szervetlen foszfor utánpótlás. A spórák rDNS LSU molekuláris vizsgálata alapján összesen 18 különböző fajt különítettek el, 10 AM gombát közvetlenül a kísérleti talajból, a többit tenyészedény kultúrából izolálták. A kísérleti talajokban és a tenyészedény kultúrákban nem a Glomus8 nemzetséghez tartozó gombák domináltak, hanem a Scutellospora9, Acaulospora és Gigaspora nemzetséghez tartozóak. Az Acaulospora scrobiculata és a Scutellospora verrucosa spórák száma magasabb volt a vetésforgóban, mint a kukorica monokultúrában. 2.5.3. Tápanyag-utánpótlás hatása az AM gomba diverzitásra A termés maximalizálásán kívül a tápanyag-utánpótlás célja a kultúrnövények növekedéséhez és fejlődéséhez szükséges tápanyagok optimalizálása és a terméssel elvont tápelemek pótlása. Az ökológiai gazdálkodás „organic farming” során gyakran alakul ki negatív tápanyagmérleg és a felvehető tápanyagok csökkenése, különösen a foszfor esetében (OEHL et al. 2002). Ezek között a körülmények között a gazdanövény jobban függ egy hatékonyabb AM gomba szimbiózistól (SMITH és READ 1997, SCULLION et al. 1998), így a tápanyag-utánpótlás jelentős tényező az AM gombák sporulációjában és az AM gombaközösség kialakulásában (JOHNSON és PFLEGER 1992). Korábbi tanulmányok (RATNAYAKE et al. 1978, GRAHAM et al. 1981) alapján ismert, hogy a foszfor trágyázás negatív hatása az AM gombák spóraszámára annak köszönhető, hogy a növényi szövetekben megnövekedett foszfor koncentráció csökkenti a gyökérben az AM gombáknak energiát szolgáltató szénhidrogéneket (SIEVERDING 1990). Alacsony szintű szervetlen foszfor utánpótláskor általában nagyobb spóra sűrűséget figyeltek meg kukoricán (GRYNDLER et al. 1990, KURLE és PFLEGER 1994, 1996), míg a nagyobb mértékű
8
A korábbi Glomus nemzetséget a Glomus, a Funneliformis, a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Simiglomus, a Septoglomus és a Claroideoglomus nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012). 9 A korábbi Scutellospora nemzetséget a Scutellospora, a Racocetra, a Dentiscutata és a Cetraspora nemzetségekre bontották (KRÜGER et al 2012).
29
foszfor utánpótlás csökkentette a kukorica gyökérkolonizációját (GUTTAY és DANDURAND 1989, KHAN 1972, LU és MILLER 1989, VIVEKANDAN és FIXEN 1991). A különböző AM gomba fajok eltérően reagálnak tápanyag-utánpótlási formákra, a kijuttatot tápelemek mennyiségére és arányára. A Glomus intraradices AM gombafaj spóráinak relatív mennyisége nőtt, míg a Gigaspora gigantea, Gi. margarita, a Scutellospora calospora és a Paraglomus occultum fajoké csökkent a szervetlen tápanyag-utánpótlás hatására (JOHNSON 1993). A hajtás nitrogén-foszfor arányának eltolódása a foszfor felé a Glomus intraradices fokozott sporulációját, míg a nitrogén felé a Gi. margarita és az Acaulospora longula gombák fokozott sporulációját váltotta ki (DOUDS és SCHENCK 1990). Spóra-morfológia alapján a hagyományos művelés (szervetlen tápanyag-utánpótlás kemikáliákkal történő gyomirtással) és a szerves trágyázás (istálló- és zöldtrágya) AM diverzitásra gyakorolt hatásainak vizsgálata során FRANKE-SNYDER et al. (2001) összesen 15 AM gomba fajt különítettek el. Meglepő módon a spórák 60 %-a a Gigaspora gigantea AM gombafajhoz tartozott, kivéve a hagyományos rendszerben termesztett kukoricát, ahol sokkal egyenletesebb volt a Glomus etunicatum, a Glomus mossae és Gigaspora gigantea fajok spóráinak eloszlása a talajban. Az eltérően trágyázott rendszerekben nem mutattak ki szignifikáns különbségeket az AM gombaközösség összetételében, melynek magyarázata az lehet, hogy a talaj felvehető foszfortartalma kimondottan magas volt, illetve, hogy forgatásos szántást is alkalmaztak. A Gigaspora gigantea gyakoribb előfordulását egyébként a természetes és az alacsony tápanyagbeviteli gazdálkodásban már korábban kimutatták (MILLER és JASTROW 1992, DOUDS et al. 1993). Szintén spóra-morfológiai vizsgálattal BHADALUNG et al. (2005) hosszú időtartamú, 27 éves tápanyag utánpótlási kísérletben kukorica növények (Zea mays L. cv. Suwan 5) AM gomba közösségeinek összehasonlítását végezték el, mely során összesen 16 lehetséges AM gombafajt különítettek el. A tápanyag-utánpótlás 0-0-ról 180-180 N-P2O5 ha-1 év-1-re történő növelése 70%-al csökkentette az AM gombák spóraszámát a talajban (47-ről 14 spóra g-1 talaj), illetve a mintavételi időponttól függően változott a kimutatott AM gomba fajok száma. A tenyészedény kultúrákban sporuláló fajok közül csak az Acaulospora sp.-nek nem változott a spóraszáma, így ezt az AM gombát toleránsnak tekintették a szervetlen tápanyag-utánpótlásra. Bár az Entrophospora schenckii, a Glomus mossae, a Glomus sp. 1, a G. geosporum-szerű és a Scutellospora fulgida spórák száma csökkent, relatív mennyiségük viszont nem változott, így ezeket az AM gombákat az enyhén érzékenyek közé sorolták. A fenti kísérletben az Acaulospora fajok rugalmasabbnak bizonyultak a hosszú távú tápanyag-utánpótlásra, mint a Glomus10 fajok. 10
A korábbi Glomus nemzetséget a Glomus, a Funneliformis, a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Simiglomus, a Septoglomus és a Claroideoglomus nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012).
30
Más tanulmányokban a talaj magas tápanyag ellátottságára a Glomus intraradices bizonyult toleránsnak (SYLVIA és SCHENCK 1983, DOUDS és SCHENCK 1990, JOHNSON 1993), míg az Acaulospora valamint Scutellospora 11 fajok a vetésforgót tartalmazó alacsony – főleg szerves – tápanyag-beviteli, azaz ökológiai gazdálkodásra voltak jellemzőek (OEHL et al. 2003, 2004). A foszfor és kálium tápanyag-utánpótlás MATHIMARAN et al. (2005) vizsgálatai során nem volt jelentős hatással sem a talaj spóra sűrűségére, sem pedig az AM diverzitásra vetésforgónál. Az eltérő növényfajoknál kimutatott összesen kilenc AM gomba mindegyike a Glomus12 nemzetséghez tartozott, melyek közül a Glomus intraradices volt domináns. Az irodalmi adatok alapján az alacsony fajszám (9) és a G. intraradices uralkodó jellege itt valószínűleg a talaj speciális textúrájának volt köszönhető (54%-os agyagtartalom, szemben más tanulmányok 15-16%-os agyagtartalmú vizsgálati talajaival). Finnországban hasonló kísérletekben a foszfor hatására csökkent a gyökérkolonizáció mértéke és a spórasűrűség is, de mindez az AM gombák faji összetételére szintén nem volt hatással (KAHILUOTO et al. 2001). Molekuláris technikával HIJRI et al. (2006) a szervetlen tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica monokultúrában alacsony (3 filotípus), míg vetésforgóban magasabb (4-5 filotípus) AM diverzitást talált, mely tovább növekedett a szerves tápanyag-utánpótlás hatására (6 filotípus). Míg a szervetlen trágyázásban részesült kukorica monokultúrában csak a Glomeraceae családból kerültek ki filotípusok, addig a szervesen trágyázott vetésforgóból az Acaulosporaceae, a Paraglomeraceae és a Gigasporaceae családokhoz tartozó filotípusokat is detektáltak. A gomba rDNS kis alegységének (SSU) vizsgálatával TOLJANDER et al. (2008) a hosszú időtartalmú szerves (zöldtrágya, istállótrágya, szennyvíziszap) és szervetlen (kalcium-nitrát – mészsalétrom – műtrágya, ammónium-szulfát) tápanyag-utánpótlású tartamkísérletekből származó kukorica gyökerét aktívan kolonizáló AM gombaközösség meghatározása során összesen 8 filotípust különítettek el, melyek mindegyike a Glomerales rend két családjába, a jelenlegi Glomeraceae és Claroideoglomeraceae családjába tartoztak. A leggyakrabban előforduló (a szekvenciák 68%-a) filotípus a Glo8 – Glomus intraradices – mindegyik tápanyag-utánpótlási rendszerben jelen volt, kivéve az ammóniumszulfátos kezelést. Érdekes módon a kalcium-nitrátos kezelésben éppen ez a filotípus dominált, vagyis a tápanyag-utánpótlási formák jelentős hatással vannak az AM gombaközösség diverzitására és összetételére. A legtöbb AM gomba filotípust (6) a zöldtrágyázás esetén mutatták ki, majd ezt követték csökkenő sorban a kontroll (4) a kalcium-nitrát (3) és az istállótrágya (2) kezelések. A szennyvíziszapos és az ammónium-szulfátos kezelésekből – melyeknél a talaj pH-ja a legalacsonyabb volt (pH 4,63 és pH 3,85) – csupán egy filotípust detektáltak. Megint meg kell 11
A korábbi Scutellospora nemzetséget a Scutellospora, a Racocetra, a Dentiscutata és a Cetraspora nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012). 12 A korábbi Glomus nemzetséget a Glomus, a Funneliformis, a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Simiglomus, a Septoglomus és a Claroideoglomus nemzetségekre bontották (KRÜGER et al. 2012).
31
jegyezni, hogy a TOLJANDER et al. (2008) által használt primerkombináció szintén nem volt alkalmas az Archaeosporaceae és a Paraglomeraceae családokhoz tartozó gombák detektálására. VERBRUGGEN et al. (2010) féltermészetes gyepre valamint hagyományos és ökológiai gazdálkodásra jellemző AM gombaközösség összetételét T-RFLP technikával vizsgálták Hollandiában. A féltermészetes gyepre 8,8, az ökológiai gazdálkodásra 6,4, míg a hagyományos gazdálkodásra 3,9 átlagos AM gomba T-RFLP típus számot állapítottak meg. A három leggyakrabban előforduló T-RFLP típus a G. intraradices (a minták 79%-nál), a G. mossae (a minták 70%-nál) és a G. coronatum (a minták 67%-nál) gomba fajoknak felelt meg. A mezőgazdasági rendszerek közül az ökológiai gazdálkodásnak kiemelt szerepe van az AM gombák faji sokszínűségének megőrzésében. OEHL et al. (2010) hagyományos – spóra morfológiai – vizsgálatokkal a legmagasabb AM gomba diverzitást ezekről a területekről mutatta ki, magasabbat, mint a természetes gyepek esetében. WRIGHT et al. (2005) mutatott rá elsőként, hogy az európai és trópusi kukorica genotípusok eltérnek mikorrhiza függésükben. Érdekes módon az európai genotípusok nem veszítették el érzékenységüket mikorrhiza képzésre, még annak ellenére sem, hogy tápanyagban gazdag környezetben történt a nemesítésük. Feltételezik, hogy a kukorica genotípusoknak nagyobb a hatása az AM gomba diverzitásra, mint a talaj gyakran említett foszfor szintjének (OLIVEIRA et al. 2009). 2.5.4. A növényi egyedsűrűség hatása az AM gomba diverzitásra A szervetlen foszfor gyakran alacsony koncentrációban van jelen a talajban és elsődlegesen diffúzióval mozog a gyökér felé. A foszfor növény által történő gyors abszorbeálásának következtében foszfor hiányos zónák alakulnak ki mind a gyökér, mind pedig a gomba hifák körül (VANCE et al. 2003). Alacsony tőszám esetén az extraradikális AM gomba hifák kiterjednek a foszfor hiányos zónán kívülre is, így képesek a gazdanövény foszfor ellátását továbbra is biztosítani, míg a magas tőszám növeli a gyökerek közötti átfedéseket, növelve ezzel a foszfor hiányos zónák közötti átfedéseket is. Az AM gombák növény növekedésére gyakorolt pozitív hatása akkor érvényesül, ha az általuk nyújtott előnyök felülmúlják szénhidrát igényüket (FITTER 2001). A nagyobb növényi egyedsűrűség azonban a lombozat átfedéseinek következtében csökkenti annak fotoszintézisét, mely az AM gombák számára elérhető növényi szénhidrátok mennyiségében is csökkenést eredményez (ALLSOPP és STOCK 1992). A foszfor hiányos zónák közötti átfedések megemelkedése és a növényi szénhidrátok csökkenése így a két partner kölcsönös tápanyagcserén alapuló egyensúlyának felborulásához vezethet (KOIDE és DICKIE 2002). A növénysűrűségnek a talaj mikroszervezeteire, köztük a mikorrhiza gombákra kifejtett hatása kevéssé tanulmányozott jelenség. Az eddigi vizsgálatok elsősorban a gyökérkolonizációra és 32
az AM externális hifájára terjedtek ki (EISSENSTAT és NEWMAN 1990, ALLSOPP és STOCK 1992). SCHROEDER és JANOS (2005) a felvehető foszfor, a különböző tőszám és azok együttes hatását vizsgálta arbuszkuláris mikorrhizával oltott és oltatlan növényeken (köztük kukoricán is). A foszfor tápanyag-utánpótlás mindegyik gazdanövény esetében, a tőszám növelése pedig a kukorica és a fűszerpaprika esetében okozott jelentős gyökérkolonizáció-csökkenést.
33
34
3. ANYAG ÉS MÓDSZER A felhasznált anyagokat, így a táptalajok-, tápoldatok- és pufferek receptjeit, valamint a felhasznált antibiotikumokat és baktérium törzseket az M3 melléklet tartalmazza. 3.1. Mintavételi helyek: Martonvásári tartamkísérletek bemutatása A tartamkísérletek lehetővé teszik a tápanyagok és az agrotechnikai tényezők közötti interakciók azonosítását, azok okainak feltárását, a termés és az időjárás közötti összefüggés hosszú távú tanulmányozását, valamint növény- és talajvizsgálatokat. A mai napig folyamatosan fenntartott és nemzetközileg is nyilvántartott martonvásári tartamkísérleteket az 1950-es évek végén és az 1960-as évek elején Győrffy Béla és munkatársai állították be a MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron (é.sz. 47°21’, k.h. 18°49’). A legfontosabb martonvásári tartamkísérletek közé tartoznak a vetésforgó vs. monokultúra kísérletek, a szerves- és műtrágyák kölcsönhatásának és utóhatásának vizsgálatára, a trágyázási
rendszerek
összehasonlító
vizsgálatára
beállított
kísérletek,
a
műtrágyázási
dóziskísérletek, illetve a polifaktoriális kísérletek. A tartamkísérletek parcellaszáma több mint 700, területük mintegy 15 ha, melyeknek talaja a szántott rétegben enyhén savanyú, felvehető foszforral gyengén és káliummal jól ellátott humuszos vályog, típusa erdőmaradványos csernozjom. A térség klímája temperált, 514 mm éves csapadékmennyiséggel (292 mm április 1. és szeptember 30. között), 10,6 °C éves átlaghőmérséklettel. * A tartamkísérletek mértékhelyes műholdképei (Google Earth program 6.0 verzió) az M4 mellékletben találhatóak. 3.1.1. „Kukoricaszáras tartamkísérlet kukorica monokultúrában” tartamkísérlet Az 1957-ben összesen 36 parcellán (1 parcella 6m x 10m) beállított kísérlet célja volt, hogy vizsgálják a kukoricaszár trágyahatását műtrágyával és műtrágya nélkül a kukorica termésére és a talaj termőképességére. A latin négyzet elrendezésű (10. ábra) kísérlet kezelései: (1) 7,5 t ha-1 kukoricaszár, -1
-1
(2) 7,5 t ha kukoricaszár + 150 kg ha N, (3) 7,5 t
VI. V. IV.
5. 2. 4.
6. 1. 3.
2. 6. 5.
1. 5. 6.
4. 3. 1.
3. 4. 2.
III. II. I.
6. 3. 1.
5. 4. 2.
4. 1. 3.
3. 2. 4.
2. 6. 5.
1. 5. 6.
10. ábra. A kukoricaszáras tartamkísérlet elrendezése
ha-1 kukoricaszár + 300 kg ha-1 N, (4) kontroll, trágyázás nélkül (5) 150 kg ha-1 N, (6) 300 kg ha-1 N. Alapműtrágyázást (80 – 80 kg NP ha-1) és talajművelést (szárzúzás + tárcsázás + szántás) ősszel, 35
szántáselmunkálást, talajfertőtlenítést és kombinátoros bedolgozást (Force 1.2 l ha-1 ) vetés előtt, preemergens (Acenit A 880 EC – 2,0 l ha-1 ) és posztemergens gyomirtást (Motivell – 0,8 l ha-1 + Cambio – 2,0 l ha-1 + Dasch – 0,6 l ha-1) tavasszal végeznek évenként. A vetett kukorica Norma SC hibrid. 3.1.2. „Trágyázási tartamkísérlet kukorica monokultúrában” tartamkísérlet A különböző műtrágyaszintek kukorica termésére és talaj termőképességre gyakorolt hatásainak vizsgálata céljából 1967-ben beállított kísérlet, 4 ismétléses randomizált blokk elrendezésben (1 parcella 8m x 7m). A
7. 6.
6. 3.
5. 3.
2. 4.
5. 4. 3.
2. 1. 7.
7. 2. 1.
1. 5. 6.
2. 1. I.
4. 5. II.
6. 4. III.
3. 7. IV.
kísérlet elrendezését az alkalmazott kezelésekkel – (1.) kontroll, (2.) 100 kg ha-1 NPK, (3.) 200 kg ha-1 NPK, (4.) 300 kg ha-1 NPK, (5.) 400 kg ha-1 NPK, (6.) 600 kg ha-1 NPK, (7.) 800 kg ha-1 NPK – a 11. ábra szemlélteti. A
11. ábra. A trágyázási tartamkísérlet elrendezése
vetett kukorica Norma SC, Mv Koppány és Mv 500. A
talaj-előkészítés és növényvédelem megegyezik a kukoricaszáras tartamkísérletnél leírtakkal. 3.1.3. „Vetésforgó vs. monokultúra” tartamkísérlet Az 1961-ben kéttényezős, osztott parcellás elrendezésben, négy ismétlésben beállított kísérletet célja a különböző vetésforgók és trágyázási rendszerek hatásának vizsgálata volt a kukorica és a búza termésére valamint a talaj termőképességére. I.
III.
e. d. c. b. a.
c. d. b. a. e. 1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
5.
4.
7.
1. 2. IV.
3.
6.
7.
3.
6.
5.
4.
2.
II. d. e. c. b. a.
c. b. d. e. a. 4.
6.
1.
2.
7.
3.
5.
1.
12. ábra. Vetésforgó vs. monokultúra tartamkísérlet elrendezése
36
A kísérlet elrendezése az 12. ábrán látható. A főparcella 7 növényi sorrendet foglal magában: (1.) kukorica monokultúra, (2.) búza monokultúra, (3.) 3 év lucerna – 5 év kukorica, (4.) 3 év lucerna – két év kukorica, (5.) 2 év búza – 2 év kukorica, (6.) 3 év lucerna – 3 év kukorica – 2 év búza, (7.) kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú vetésforgó). A kísérlet alparcellái öt eltérő trágyázási rendszert képviselnek: (A) kontroll, trágyázás nélkül; (B) 60 t ha-1 istállótrágya 4-évenként + NPK kiegészítés; (C) 5 t ha-1 szalma, illetve 7 t ha-1 kukoricaszár évente + NPK kiegészítés; (D) NPK műtrágya; (E) felvett NPK, 15 t ha-1 kukorica- és 10,5 t ha-1 búzaterméshez. A vetett kukorica Norma SC hibrid, az őszi búza Mv Magvas. A talajelőkészítés őszi alapműtrágyázásból, talajművelésből (tárcsázás + szántás), magágykészítésből (őszi búza – kombinátorozás), tavaszi szántáselmunkálásból (tavaszi vetésűek alá), műtrágyaszórásból, talajfertőtlenítésből és kombinátoros bedolgozásból (kukorica alá, Force 1,2 l ha-1) áll. Az őszi búza növényvédelme posztemergens gyomirtásból, gombaölő szeres védelemből és rovarkártevők elleni védelemből tevődik össze (Granstar 15 g ha-1 + Starane 0,5 l ha-1 + Artea 0,5 l ha-1 + Karate 0,3 l ha1
). A kukorica növényvédelme megegyezik a fentebb részletezett tartamkísérletnél leírtakkal,
kiegészítve egy második, nyári posztemergens gyomirtással (Mikado 1.5 l ha-1). 3.1.4. „Növénytermesztési tényezők hatása a kukorica termésére” tartamkísérlet 1961-ben,
4
ismétlésben
beállított
E
tartamkísérlet, melynek célja a különböző D
növénytermesztési faktorok (trágyázás: A-E, a növényszám: 30000-100000 növény ha-1 és a
C
kukorica hibridek: 1-4) hatásának vizsgálta
B
volt13. A 8 x 7 m parcellák elrendezése a 13. ábrán
látható.
növényvédelem
A
talaj-előkészítés
megegyezik
a
30 000
A 1 2 3 4
és
fentebb
70 000
90 000
100 000
1 2 3 4
1 2 3 4
1 2 3 4
13. ábra. Növénytermesztési tényezők hatását vizsgáló tartamkísérlet elrendezése
bemutatott tartamkísérletnél leírtakkal. 3.2. Mintavétel
A vizsgált kezelések talajainak főbb paramétereit az M5 mellékletben található táblázat foglalja össze.
13
Az eltérő trágyázási rendszerek közül a kontroll, trágyázás nélküli (A) parcellák, 70 000 és 100 000 növény ha-1 egyedsűrűségű, Norma SC hibridkukorica növények gyökereit vizsgáltuk.
37
3.2.1. Mintavétel a növényi egyedsűrűség AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálatához Mintáink a MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron beállított „Növénytermesztési tényezők hatása a kukorica termésére” tartamkísérletből (3.1.4 fejezet) származtak. A tartamkísérletből a 70 000 növény ha-1 (normál, ND), illetve 100 000 növény ha-1 (magas, HD) tőszámú, kontroll kezelések (a trágyázási rendszerek közül) Norma SC hibridkukorica gyökereit gyűjtöttük be a kukorica virágzását követően, egy mintavételi időpontban, 2007. június 16-án. A mintázott parcellákból négy-négy növény gyökerét 25-30 cm-es földlabdával együtt ástuk ki. Közvetlenül a mintavétel után minden egyes növényi gyökérről eltávolítottuk a talaj nagy részét. Ezeket a talajmintákat szobahőmérsékleten tömegállandóságig szárítottuk az 1 gramm talajban található spórák számának meghatározásához. A növényi gyökerekről csapvizes mosással eltávolítottuk a maradék földet, majd minden egyes megtisztított gyökérzet 5 különböző laterális gyökérrészéből azonnal elvégeztük a DNS kivonást, többi részét pedig 4 ˚C-on tároltuk a mikorrhizáltsági százalékok meghatározásáig. 3.2.2. Mintavétel a tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálatához A tápanyag-utánpótlás hatásának vizsgálatához mintáink szintén a MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron beállított tartamkísérletekből származtak. A „Trágyázási tartamkísérletből” (3.1.2. fejezet) a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát (IF) kapott kezelés, a „Kukoricaszáras tartamkísérletből” (3.1.1. fejezet) pedig a kontroll (NON) és a 7.5 t ha-1 ha kukoricaszárat (OF) kapott kezelések Norma SC hibridkukorica növényeinek gyökereit gyűjtöttük be, kukorica monokultúrából, 4 ismétlésben, 25-30 cm-es földlabdával együtt. A mintavétel 2008-ban 4 mintavételi időpontban történt: virágzáskor (1. mintavétel, június 13.), a szemtelítődés kezdetekor (2. mintavétel, július 3.), biológiai éréskor (3. mintavétel, augusztus 7.) és közvetlenül a betakarítás utáni időben (4. mintavétel, október 20.). A minták feldolgozása és tárolása – a DNS izolálás kivételével – megegyezett a 3.2.1. fejezetnél leírtakkal. Molekuláris vizsgálatokat a júniusi és az augusztusi mintavételi időpontokhoz tartozó gyökérmintákon végeztünk. 3.2.3. Mintavétel a monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlításához A mintavétel során a „Vetésforgó vs. monokultúra” martonvásári tartamkísérlet (3.1.3. fejezet) kukorica monokultúrájából (CRM), valamint a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) és a 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgókból a Norma SC hibridkukorica növények, míg a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgóból az Mv Magvas őszi búza növények 38
gyökereit 14 gyűjtöttük be, 4 ismétlésben, 2008-ban, a 3.2.2. fejezetnél leírt négy mintavételi időpontban. A minták feldolgozása és tárolása – a DNS izolálás kivételével – megegyezett a 3.2.1. fejezetnél leírtakkal. Molekuláris vizsgálatokat a júniusi és az augusztusi mintavételi időponthoz tartozó mintákon végeztünk. 3.3. Klasszikus módszerek a mikorrhiza aktivitás jellemzésére 3.3.1. AM gomba spóra-izolálás talajból, spóraszám meghatározás A négy ismétlésben szobahőmérsékleten tömegállandóságig szárított 5-5 gramm talajmintából „nedves szitálást” és flotációs eljárást (GERDEMANN és NICOLSON 1963) követő cukorsűrűség-grádiens centrifugálással (IANSON és ALLEN 1986) izoláltuk az AM gomba spórákat, majd sztereomikroszkóp alatt, 100-szoros nagyítással meghatároztuk a talaj 1 grammjára vonatkoztatott spóraszámot. 3.3.2. AM gomba gyökérkolonizáció mértékének maghatározása A növények gyökereinek alapos csapvizes mosása után minden egyes növényegyed gyökérzetéről reprezentatív mintaként 5 különböző (összesen 1,5 g nedves tömegnek megfelelő) gyökérrészt gyűjtöttünk, melyek festését tinta-ecetsavas módszerrel végeztük (VIERHEILIG et al. 1998). A szimbiotikus kapcsolat erősségére utaló mikorrhizáltsági százalékok becslését (a gyökéren belüli képletek vizsgálata nélkül) szintén sztereomikroszkóp alatt, 100-szoros nagyítással végeztük ún. „gridline intersection” módszerrel (GIOVANNETTI és MOSSE 1980), négy ismétlésben.
3.4. Molekuláris módszerek 3.4.1. DNS izolálás növényi gyökérből A 70 000 és a 100 000 növény ha-1 egyedsűrűség AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata során a négy ismétlésben gyűjtött (3.2.1. fejezet) kukorica gyökerek 5 különböző laterális gyökérrészéből forralásos módszerrel végeztük az ún. „crude DNS” kinyerését (DI BONITO et al. 1995, SAITO et. al. 2000, 2001), az így kapott templátokat (1x2x4x5=40) a PCR amplifikáció elvégzéséig -20 °C-on tároltuk. A 2008. évi minták (3.2.2. és 3.2.3. fejezet) közül a júniusi és az augusztusi mintavételi időpontokhoz tartozó növényi gyökerek 5 különböző laterális gyökérrészéből végeztünk DNS 14
A Norfolk típusú vetésforgónál ebben az évben búza volt soron.
39
izolálást a Qiagen által forgalmazott DNeasy®plant Mini Kit-tel, a gyártó utasításai alapján. A nukleinsav-kivonás minőségének ellenőrzését agaróz gélelektroforézissel végeztük 1%-os agaróz gélen, 0.1 µl/ml etídium-bromid jelenlétében. A kapott tiszta DNS izolátumokat (a tápanyagutánpótlás vizsgálatához: 2x3x4x5=120; a monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlításához: 2x4x4x5=160) -20 °C-on tároltuk a PCR reakciók elvégzéséig. 3.4.2. Nested-PCR A mikorrhiza gomba 18S rDNS gén egy részének nested-PCR amplifikálását, első lépésben eukarióta, majd második lépésben AM gomba specifikus indítószekvenciákkal végeztük. Az indítószekvenciákat a 2. táblázat tartalmazza. A reakcióelegy végtérfogata minden reakciónál 20 µl volt, mely 2 µl 10x-es reakció puffert (Fermentas), 1,5 µl 25 mM-os MgCl2-ot, 2 µl 2,5 mM-os dNTP mixet, 1-1µl 40 µM-os primereket, 1 µl templát DNS-t, 0,2 µl (5U) Taq DNS polimeráz enzimet (Fermentas) és 11,3 µl steril desztillált vizet tartalmazott. A nested-PCR program lépéseit a 3. táblázat tartalmazza. A kapott PCR amplifikátumokat agaróz gélelektroforézissel mutattuk ki és választottuk el, 2%-os agaróz gélen, 0,1 µl ml-1 etidium-bromid jelenlétében. Az etidium-bromidot tartalmazó agaróz gélben a DNS mintázatot UV-transzilluminátoron vizsgáltuk. 2. táblázat. A felhasznált indítószekvenciák Primer név
Szekvencia (5'-3')
bp Primer
Specifitás
Referencia
AMW4.5F
5'-AATTGGAGGGCAAGTCTGG-3'
19 forward
Eukaryota
SAITO et al. 2004
AMW4.5R
5'-AGCAGGTTAAGGTCTCGTTCGT-3'
22 reverse
Eukaryota
SAITO et al. 2004
AMW4.5NF
5'-AAGCTCGTAGTTGAATTTCG-3'
20 forward
Glomeromycota
SAITO et al. 2004
AMW4.5NR
5'-CACCCATAGAATCAAGAAAGA-3'
21 reverse
Glomeromycota
SAITO et al. 2004
3. táblázat. A nested-PCR program beállításai (SAITO et al. 2004) Nested-PCR I. kör Kezdeti denaturáció 95 °C 10 min Denaturáció 94 °C 20 sec Primerkötés 60 °C 30 sec DNS szintézis 72 °C 1 min Végső szintézis 72 °C 10 min
Nested-PCR II. kör Kezdeti denaturáció 95 °C 10 min Denaturáció 94 °C 20 sec Primerkötés 60 °C 30 sec DNS szintézis 72 °C 1 min Végső szintézis 72 °C 10 min
1 ciklus 20 ciklus 1 ciklus
1 ciklus 40 ciklus 1 ciklus
3.4.3. DNS fragment izolálás agaróz gélből, ligálás és E. coli plazmid transzformáció Az agaróz gélből a megfelelő méretű (~650 bp) fragmenteket GFX PCR DNA and Gel Band Purification Kit-tel (GE Healthcare, Amersham Biosciences) visszaizoláltuk, az ugyanazon kezelésekhez és mintavételi időpontokhoz tartozó PCR fragmenteket a továbbiakban együtt kezeltük – RENKER et al. (2006) módszere alapján, egy „pool”-ban – és pGEM®-T Easy Vector 40
System-mel (Promega) pGEM®-T Easy vektorba (3015 bp) építettük, majd E. coli DH5α törzsbe transzformáltuk. Kompetens E. coli DH5α sejtek előállítása (INOUE et al. 1990): Frissen növeszett E. coli DH5α baktérium sejtekből oltókacs segítségével 250 ml SOB tápoldatba oltottunk, majd 18 °C-on rázattuk (200-250 rpm), míg a minta OD600 értéke elérte a 0.40.6-ot. Ezt követően 10 percig jégen hűtöttük a tenyészetet, és előhűtött centrifuga-csövekben 4000 rpm-en, +4°C-on centrifugáltuk 10 percig. A felülúszót leöntöttük, és a pelletet felszuszpendáltuk 160 ml jéghideg TB oldatban, majd 10 percig jégen tartottuk. Ezután újra centrifugáltuk a sejtek, mint előzőleg, és a pelletet felszuszpendáltuk 40 ml jéghideg TB oldatban, mely 7% DMSO-t tartalmazott. A sejtszuszpenziót 200 μl-enként előhűtött Eppendorf csövekbe adagoltuk. Az így előállított kompetens sejteket felhasználásig -70°C-on tároltuk. A kompetens sejtek transzformálása plazmid DNS-sel (INOUE et al. 1990): A pGEM®-T Easy Vector System-mel (Promega) végzett 10 μl végtérfogatú ligálási reakciót hozzáadtuk a kompetens sejtszuszpenzióhoz és 30 percig jégen inkubáltuk. Ezután 1 percre 42°C-os vízfürdőbe tettük, majd azonnal 2 percre jégre helyeztük. A sejteket 1 ml LB oldathoz adtuk, és 60 percig folyamatos rázatás mellett (200-250 rpm) növesztettük 37C-on, végül 100 μlenként szelektív táptalajra (LBAmpIPTG X-gal) szélesztettük. A beépített ~650 bp fragmentek meglétét a transzformáns sejtekben kolónia PCR-rel és agaróz gélelektroforézissel – 1%-os agaróz gélen – ellenőriztük. A kolónia PCR paraméterei megegyeztek a nested-PCR II. körénél leírtakkal (3.4.2. fejezet). 3.4.4. Plazmid DNS izolálás és DNS nukleotid szekvencia meghatározás A lehetséges pozitív klónokból plazmid minipreparátumot tisztítottunk Wizard® Plus SV Minipreps DNA Purification System Kit-tel (Promega) a gyártó utasítása szerint. A kinyert plazmidok nukleotid sorrendjének meghatározása a klónozó hely egyik oldaláról kiindulva T7 oligóval, a 2007. évben a Mezőgazdasági Biotechnológiai Kutatóközpont (Gödöllő) DNS szekvenáló és oligonukleotid szintetizáló laboratóriumában (Biomi Kft.), ABI PRISM 3100 (Applied Biosystems) típusú szekvenáló készülékkel, a 2008. évben az IIT Biotech szekvenáltató laboratóriumában (Bielefeld, Németország) ABI 3130XL (Applied Biosystems) szekvenátorral történt.
41
3.5. Szekvencia-analízis, statisztikai adatelemzés A szekvenálás eredményeként kapott kromatogram görbék elemzését és a szekvenciák javítását ChromasLite 2.01 (http://www.technelysium.com.au/) programmal végeztük. A javított szekvenciákat az NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/) adatbázisban tárolt szekvenciákkal vetettük össze
BLASTN
kereséssel
(ALTSCHUL
et
al.
1997).
A
feltételezett
kimérákat
CHIMERA_CHECK 2.7 (Ribosomal Database Project II; http://rdp.cme.msu.edu) programmal ellenőriztük. A kimérákat, a nem Glomeromycota eredetű, valamint a rossz minőségű szekvenciákat minden esetben kizártuk a filogenetikai elemzésekből. A nukleotidszekvenciák illesztésére a MUSCLE (http://www.ebi.ac.uk/Tools/msa/muscle/) programot használtuk, a filogenetikai fa készítését MEGA (Molecular Evolutionary Genetics Analysis) 4.0 szoftverrel végeztük (TAMURA et al. 2007) neighbor-joining algoritmussal (SAITOU és NEI 1987), Kimura 2-paraméteres modellel (KIMURA 1980), 1000 véletlenszerű ismétléses bootstrap analízissel. A törzsfa készítéséhez a 97%-os hasonlósági szinten Mothur v.1.4.0 programmal (SCHLOSS et al. 2009) elkülönített „molekuláris operatív taxonómiai egység”-ek, MOTU-k 15 (molecular operational taxonomic unit) reprezentánsait használtuk a referencia szekvenciák mellett. A MOTU-k reprezentatív szekvenciáit összevetettük a MaarjAM (http://maarjam.botany.ut.ee/) Glomeromycota adatbázisban megtalálható virtuális taxonokkal. A legmagasabb szekvenciaazonosságot mutató virtuális taxonok főbb taxonómiai egységeit reprezentáló leírt fajok szekvenciáit referenciaként használtuk a filogenetikai elemzés során. A nemparaméteres fajszámbecslő görbéket (ACE és Chao1), a ritkasági ún. „rarefaction” görbéket, a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékeket16 és az AM gombaközösségek között lévő átfedések mértékét kifejező Théta indexeket ( (YUE és CAYTON 2005) szintén a Mothur v.1.4.0 programmal határoztuk meg 97%-os hasonlósági szinten. AZ AM gombaközösségek hierarchikus osztályozását szintén Mothur programmal végeztük, UPGMA algoritmussal. A kukorica gyökér mikorrhizáltsági százalékainak és a rizoszféra talajok AM gomba spóraszámának meghatározásával kapott eredményeink statisztikai elemzésére az R Statisztikai Szoftver 2.13.2. –es verzióját használtuk (R Development Core Team 2011; http://www.rproject.org/). A különböző kezelések közötti összefüggéseket lineáris modellezéssel vizsgáltuk, a korreláció meglétét vagy hiányát p= 0 ‘***’; 0,001 ‘**’; 0,01 ‘*’ és 0,05 ‘.’ szignifikancia szinteken határoztuk meg.
15 16
Optimális esetben egy MOTU egy filotípust reprezentál, de az elemzési módok miatt ezek nem szinonim fogalmak. A fajok számának és abundanciájának egyidejű figyelembe vételével kapott érték.
42
4. EREDMÉNYEK 4.1. A növényi egyedsűrűség AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata A 2007-es év során állapotfelmérésre irányuló vizsgálatokat végeztünk a hosszú távú monokultúrás termesztésből származó kukorica növények mikorrhizáltságára, illetve az általunk választott
molekuláris
módszerek
alkalmazhatóságára
vonatkozóan.
A
vizsgálatokba
a
„Növénytermesztési tényezők hatását vizsgáló tartamkísérletből” (3.1.4. fejezet) a 70.000 növény ha-1 (normál, ND), illetve a 100.000 növény ha-1 (magas, HD) tőszámú, a kontroll, trágyázás nélküli parcellák Norma SC hibridkukorica növényeket vontunk be intenzív kukorica monokultúrából.
4.1.1. Gyökérkolonizáció és a rizoszféra-talaj AM gomba spóraszáma eltérő tőszámú kukorica monokultúrákban A kukorica gyökerek mikorrhizáltságának vizsgálata során négy ismétlésben meghatároztuk a szimbiotikus kapcsolat erősségére utaló gyökérkolonizációk mértékét és az 1 gramm rizoszfératalajokra vonatkoztatott AM gomba spóraszámokat, melyeknek átlag értékei a 4. táblázatban vannak feltüntetve eltérő tőszámonként. 4. táblázat. A két különböző növényi egyedsűrűségű kukorica monokultúra állományból gyűjtött növények átlagos gyökérkolonizációja és az 1 gramm rizoszféra-talajokban lévő spórák száma.
70 000 növény ha-1 (ND) -1
100 000 növény ha (HD)
Gyökérkolonizáció (%)
Spóraszám (db g-1 talaj)
36,50 ± 4,12
2,75 ± 0,50
37,50 ± 3,42 n.sz.
2,50 ± 0,58 n.sz.
n.sz.: nem szignifikáns
A normál 70.000 növény ha-1 (ND) és a magas 100.000 növény ha-1 (HD) tőszámú parcellákról gyűjtött kukorica gyökerek kolonizációs értékei között, valamint a rizoszféra-talajok 1 grammjában található spórák számában sem találtunk szignifikáns különbséget.
4.1.2. Eltérő tőszámú kukorica monokultúrák AM gomba-közösségeinek összetétele A kukorica gyökereket aktívan kolonizáló AM gomba fajok azonosítása – a rRNS gének 18S konzervatív régióira SAITO et. al. (2004) által tervezett oligonukleotidokkal kivitelezett – 43
nested-PCR reakcióval történt. A 40 izolált DNS templátról (1 mintavétel x 2 különböző tőszám x 4 ismétés x 5 laterális gyökérrész) az első PCR reakcióban eukarióta specifikus AMV4.5F-AMV4.5R primerekkel ~750 bp-, majd ezt templátként felhasználva a második PCR reakcióban a Glomeromycota specifikus AMV4.5NF-AMV4.5NR primerekkel ~650 bp nagyságú fragmenteket kaptunk minden reakcióban, a várt méreteknek megfelelően. Összesen 80 PCR reakciót végeztünk. A ~650 bp méretű PCR fragmenteket agaróz gélelektroforézissel történő elválasztást követően visszaizoláltuk, és az ugyanazon tőszámokhoz tartotó 20 pozitív PCR fragmenteket együttesen pGEM®-T Easy vektorba (3015 bp) építettük, majd E. coli DH5α törzsbe transzformáltuk. A rekombináns plazmidot hordozó transzformáns telepek kiválogatását ún. „kék-fehér” szelekcióval végeztük (az IPTG és X-gal tartalmú táptalajon felnövő rekombináns plazmidot hordozó transzformáns telepek fehér színűek lettek, mivel az inszert DNS beépülése elrontja a βgalaktozidáz gént). A beépített fragment meglétét a transzformáns sejtekben kolónia PCR-rel és agaróz gélelektroforézissel ellenőriztük. A 70 000 növény ha-1 (ND) és a magas 100 000 növény ha1
(HD) tőszámú kukorica monokultúrákból 20-20 rekombináns plazmid nukleotidsorrendjét
határoztuk meg a klónozó hely egyik oldaláról kiindulva T7 oligóval. A megszekvenált klónok adatai elérhetőek az NCBI adatbázisában az FJ794820 - FJ794852 azonosító kódok alatt. Az NCBI adatbázisban történő BLASTN keresés eredménye alapján a kapott szekvenciák 7,5%-a nem Glomeromycota (Chytridiomycota) eredetű szekvenciának bizonyult. Kimérákat 5%ban találtunk, rossz minőségű szekvenciák szintén 5%-ban fordultak elő. Ezeket és az összes nem AM gomba eredetű szekvenciát kizártuk a filogenetikai elemzésből. 33 Glomeromycota szekvencia
17
(82,5%) került további elemzésre. A BLASTN keresés eredménye előzetes
információt szolgáltatott a különböző tőszámokhoz tartozó AM gombaközösségek összetételéről, mely alapján a Glomeromycota szekvenciák a Glomerales rend Claroideoglomeraceae családjának Claroideoglomus nemzetségéhez, valamint a Glomeraceae család Septoglomus, Rhizophagus és a sensu lato Glomus nemzetségeihez tartoztak. A Glomeromycota eredetű szekvenciák elemzése A 33 Glomeromycota szekvencia szerkesztését követően Mothur programmal 97%-os hasonlósági szinten 9 MOTU-t sikerült elkülönítenünk, melyek mindegyikéből 1-1 reprezentáns szekvenciát választottunk. Mind a 9 reprezentáns ≥ 97% szekvenciaazonosságot mutatott virtuális taxonokkal a MaarjAM adatbázisban történő keresés eredményeképpen. A filogenetikai elemzésbe a Mothur programmal 97% hasonlósági szinten elkülönített 9 MOTU egy-egy reprezentáns
17
A normál (ND; 70 000 növény ha-1) növényi egyedsűrűséghez 18, a magas (HD; 100 000 növény ha-1) növényi egyedsűrűséghez 15 szekvencia tartozott.
44
képviselőjét, illetve referenciaként az ezekkel legmagasabb szekvenciaazonosságot mutató virtuális taxonokhoz tartozó leírt fajok szekvenciáit vontuk be (14. ábra). HD07/MOTU 04 (4) VTX00099/AF213462
Rhizophagus intraradices, R. irregularis, R. fasciculatus Rhizophagus proliferus
VTX00069/AJ133706
Sclerocystis sinuosa
VTX00113/FJ009602 96
Ab
HD09/MOTU 07 (7) VTX00214/HQ323545 VTX00199/FR772325
Glomus macrocarpum
VTX00109/GU353730
73
Ad
Glomus sp Glo7
Ac
Glomeraceae
99
Glomus sp Glo45
ND29/MOTU 05 (1) ND11/MOTU 08 (1) 98
HD37/MOTU 09 (2)
99
VTX00155/HM153421
Glomus iranicum
(Glomus Group A)
99
VTX00154/FJ831568 ND59/MOTU 06 (1) VTX00067/U96141
Funneliformis mosseae Septoglomus constrictum
VTX00064/AJ506090
82
VTX00063/AJ505812
99 98
Glomus viscosum BEG 126
ND111/MOTU 03 (14)
VTX00060/AM713423 VTX00023/Y17633
95
VTX00284/AJ619940 VTX00255/AJ306434
VTX00055/AB076342 97
89
Acaulospora laevis
Acaulosporaceae
Pacispora scintillans
Pacisporaceae Gigasporaceae
Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum, C. lamellosum...
HD28/MOTU 02 (1) 99
Diversisporaceae
Dentiscutata heterogama...
VTX00193/Z14008
100
Diversispora celata, D. eburnea
Gigaspora rosea...
VTX00039/X58726 99 95
Aa
GroupBb
Claroideoglomeraceae (Glomus Gr B)
Ambispora leptoticha, A. callosa
Ambisporaceae
Geosiphon pyriformis
Geosiphonaceae
Paraglomus laccatum
Paraglomeraceae
Archaeospora trappei
Archaeosporaceae
ND08/MOTU 01 (2) VTX00242/AB015052
VTX00241/Y15904 VTX00281/AM295493 VTX00245/Y17634 AF157145 Mortierella verticillata
0.01
14. ábra. A 97%-os hasonlósági szinten elkülönített 9 MOTU reprezentáns Glomeromycota 18S rDNA szekvencia alapján, szomszéd-összevonás módszerrel készült konszenzus törzsfa 22 virtuális taxon bevonásával Külcsoport: Mortierella verticillata. A fa szerkesztése, 1000 véletlenszerű ismétlést (bootstrap) figyelembe véve, a MEGA4 programcsomag „Neighbor-Joining” algoritmusának felhasználásával történt. A 65%-nál nagyobb bootstrapértékek az elágazásoknál vannak feltüntetve. A távolság mátrixot a ’Kimura 2-Parameter’ opcióval számítottuk. A végső adatsor 429 pozíciót tartalmazott. Skála: 0,01 szubsztitúció nukleotid pozíciónként. A MOTU-kban található szekvenciák száma zárójelben, dőlttel szedve látható.
45
A filogenetikai elemzés alapján hét MOTU (a szekvenciák 90,9 %-a) a Glomeraceae (korábbi Glomus Group A), 2 MOTU (9,1%) a Claroideoglomeraceae (korábbi Glomus Group B) családhoz tartozott. A Glomeraceae családon belül a szekvenciák 46,67%-a a Septoglomus nemzetségbe (korábbi Glomus Group Aa egy része), 13,33%-a a Rhizophagus nemzetségbe (korábbi Glomus Group Ab egy része), 23,33%-a a Glomus Group Ad „fajcsoporthoz” 18 , és a maradék 16,67%-a a Glomeraceae család bizonytalan rendszertani pozícióval rendelkező, sensu lato Glomus nemzetségének tagjaihoz tartozott. A Diversisporales, az Archaeosporales és a Paraglomerales rend családjaiból nem mutattunk ki MOTU-kat. A legtöbb szekvenciát (42,42%) magába foglaló MOTU 03 a MaarjAM adatbázisban megtalálható Glomus viscosum BEG 126 izolátumot 19 képviselő VTX00063 virtuális taxonhoz tartozik, és a Septoglomus nemzetségben helyezkedik el. A Glomeromycota szekvenciák 21,21%-a a MOTU 07-ben foglal helyet, mely a Glomus Group Ad „fajcsoportban” elhelyezkedő VTX00214, Glomus Glo7 filotípust reprezentáló virtuális taxonhoz tartozik. A harmadik legtöbb szekvenciát (12,12%) tartalmazó MOTU 04 a VTX00113, Rhizophagus intraradices izolátumot reprezentáló virtuális taxonnal áll szoros filogenetikai rokonságban. MOTU-k eloszlása a különböző tőszámú kukorica monokultúrák között A normál tőszámú parcellákról összesen 7 MOTU-t, míg nagyobb növénysűrűségnél összesen 5 MOTU-t mutattunk ki (15. ábra.) A 70 000 növény ha-1 egyedsűrűségű állományokban az AM gombaközösség 61,11%-át (MOTU 03) a Septoglomus (korábbi Glomus Group Aa fajcsoport egy része) nemzetséghez tartozó MOTU alkotta, melynek részaránya csupán 20% volt a 100 000 növény ha-1 tőszámú állományokban. Ez utóbbinál a domináns AM gombaközösség alkotó MOTU (a szekvenciák 40 %-a) a Glomus Group Ad „fajcsoporthoz” tartozik, de a Rhizophagus és a Septoglomus nemzetségekhez tartozó két másik MOTU is (MOTU 04 és MOTU 03) a szekvenciák 20-20%-át foglalják magukba.
18
A Glomus Group Ad „fajcsoport” jelenleg még a bizonytalan rendszertani pozícióval rendelkező sensu lato Glomus nemzetség tagjaihoz tartozik, ettől függetlenül a dolgozatban külön rendszertani egységként kezeljük. 19
DNS szekvencia elemzés alapján a Septoglomus constrictum izolátummal filogenetikai rokonságban álló Glomus viscosum BEG 126 egyértelműen különbözik az ugyanezen néven ismert Glomus viscosum BEG 27-től, mely utóbbi a Claroideoglomus nemzetséghez tartozik. Feltehetőleg két különböző AM gombáról van szó, a Glomus viscosum BEG 126 átnevezése és végleges rendszertani pozíciójának tisztázása még várat magára.
46
%
70
60
50
40
30
20
10
MOTU 04 Rhizophagus intraradices Sclerocystis sinuosa
MOTU 07 Glomus sp. Glo7
MOTU 08 Glomus sp. Glo45
MOTU 05 MOTU 09 Glomus iranicum
MOTU 06 Septoglomus constrictum
MOTU 03 Glomus viscosum BEG 126 Claroideoglomus etunicatum
MOTU 02
ND
Glomus sp.Glo59
HD
MOTU 01 Mortierella verticillata
15. ábra. A normál, 70 000 növény ha-1 (ND) és a magas, 100 000 növény ha-1 (HD) tőszámú kukorica monokultúrából származó MOTU-k %-os eloszlása.
4.1.3. Eltérő tőszámú kukorica monokultúrák AM gomba-közösségeinek diverzitása A 70 000 növény ha-1 (ND) és a magas 100 000 növény ha-1 (HD) tőszámnál is – 97% hasonlósági szinten alkalmazott Mothur programmal – meghatároztuk a nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékeket és a ritkasági ún. „rarefaction” görbéket, valamint a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékeket (5. táblázat). Az átlagolt nemparaméteres fajszámbecslő értékek (ACE és Chao1) és a ténylegesen elkülönített MOTU-k számát összevetve, a kettő hányadosaként (százalékban kifejezve) kiszámítottuk, hogy az általunk kimutatott 47
biodiverzitás hány százaléka a lehetséges biodiverzitásnak. Ebből és a ritkasági ún. „rarefaction” görbék telítettségéből következtethetünk a szekvenáltatás intenzitásának hatékonyságára is, ami alapján el tudjuk dönteni, hogy a megszekvenált klónok mennyisége elegendő volt-e a biodiverzitás feltérképezésére, így ha a görbék közel vannak a plató eléréséhez, a megszekvenált klónok számát is elegendőnek tekinthetjük. 5. táblázat. Nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékek, a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékek. Jelölések: ND: 70 000 növény ha-1, HD: 100 000 növény ha-1
ND HD
Kapott MOTU-k száma 7 5
K/Ba % 41,18 95,24
Becsült MOTU-k száma ACE CHAO Átlag 22,00 12,00 17,00 5,50 5,00 5,25
Diverzitás index Shannon (H') 1,35 1,46
a: a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a nemparaméteres fajszámbecslő átlag értékek hányadosa százalékban
Az általunk elkülönített és becsült MOTU-k száma is magasabb volt a normál 70 000 növény ha-1 egyedsűrűségű állományokban, de mivel a MOTU-kban lévő szekvenciák száma egyenletesebben oszlott meg a magas, 100 000 növény ha-1 tőszám esetén, ezért ez utóbbi esetében magasabb Shannon-Wiener diverzitás index értéket kaptunk. Az átlagolt nemparaméteres fajszámbecslő értékek (ACE és Chao1) és a ténylegesen elkülönített MOTU-k számának összevetése alapján elmondhatjuk, hogy a magas, 100 000 növény ha-1 (HD) állománysűrűségnél sikerült az AM gomba közösség jelentős részét, 95,24%-át feltérképezni, míg a normál 70 000 növény ha-1 tőszámnál (ND) ez az érték csak 41,18% volt. Ez utóbbi esetében a ritkasági ún. „rarefaction” görbe sem érte el a telítettséget (16. ábra), így ennél a növényi egyedsűrűségnél a megszekvenált klónok száma kevésnek bizonyult. A két tőszámhoz tartozó AM gombaközösség diverzitásának összevetésével kapott eredényeinkből így messzemenő következtetéseket nem vonhatunk le. 8
ND
MOTU-k száma
7
HD
6 5 4 3 2 1 0 1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
Szekvenciák száma
16. ábra. A normál, 70 000 növény ha-1 (ND) és a magas, 100 000 növény ha-1 (HD) tőszámú kukorica monokultúrából származó származó szekvenciák ritkasági görbéi (rarefaction curves) ND: 70.000 növény ha-1, HD: 100.000 növény ha-1
48
A normál (70 000 növény ha-1; ND) és a magas (100 000 növény ha-1; HD) tőszámú kukorica monokultúrákban végzett vizsgálataink eredménye alapján az általunk választott molekuláris módszereket alkalmasnak találtuk diverzitás vizsgálatok végzésére, néhány szükségszerű változtatással. A forralásos módszerrel nyert (DI BONITO et al. 1995) ún. „crude” DNS – tisztaságából és így eltarthatóságából kifolyólag – számos probléma forrásává vált, ezért a 2008-as évben vett mintáinkból a DNS izolálást a Qiagen által forgalmazott DNeasy®plant Mini Kit-tel végeztük, emellett törekedtünk a kezelésenkénti szekvenciaszámok optimalizálására is.
4.2. A tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata kukorica monokultúrában 2008-ban a szerves és a szervetlen eredetű tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata céljából 4 mintavételi időpontban (3.2.2. fejezet) meghatároztuk a kukorica növények gyökérkolonizációjának mértékét és a rizoszféra-talajok 1 grammjára vonatkoztatott AM gomba spóraszámot. Az AM gombák molekuláris diverzitás vizsgálatára – figyelembe véve a különböző kezelések gyökérkolonizációra gyakorolt hatását – a legnagyobb mértékű aktív mikorrhiza kapcsolatra utaló augusztusi mintavételi időpontot választottuk ki a kiindulási, júniusi mintavételi időpont mellett. A „Trágyázási tartamkísérletből” a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyázott (IF), a „Kukoricaszáras tartamkísérletből” a kontroll (NON) 20 és a 7,5 t ha-1 ha kukoricaszár beforgatást (OF) kapott kezelések Norma SC hibridkukorica növények gyökereit gyűjtöttük be a 3.2.2. fejezetben leírtak szerint. 4.2.1. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények gyökérkolonizációja és rizoszféra-talajainak AM gomba spóraszáma A kontroll (NON) és a trágyázott parcellákból (IF, OF) származó kukorica gyökerek mikorrhizáltságának vizsgálata során négy ismétlésben meghatároztuk a szimbiotikus kapcsolat erősségére utaló gyökérkolonizációs százalékokat (17. ábra). Az adatok statisztikai elemzése során (M6 melléklet) kimutattuk, hogy a kezeléseknek és az időpontoknak is szignifikáns hatása volt a gyökérkolonizáció alakulására. A vegetációs periódus során a kontroll (NON) és a trágyázott kezeléseknél is (IF, OF) növekvő mikorrhizás kolonizáció volt mérhető, mely maximális értéket a kukorica biológiai érésének fázisában, augusztusban mutatott. Júniusban a kontroll és a trágyázott
20
Mindkét tartamkísérletnek külön kontroll (trágyázás nélküli) kezelése volt, de mivel a „Trágyázási tartamkísérletben” nagy mennyiségű szervetlen műtrágyát kapott parcellák voltak a kontroll parcellák közvetlen szomszédságában, nem vontuk be ez utóbbiakat a vizsgálatokba.
49
növények gyökérkolonizációs értéke átlag 30% volt, októberben 42%. Ebben a két időpontban nem mutattunk ki szignifikáns különbséget a kolonizációs értékekben a kontroll és a trágyázott kezelések között, míg júliusban (41%) a szervetlen (IF), augusztusban (52,5%) a szerves (OF) tápanyagutánpótlásból származó növények gyökérkolonizációs értékei szignifikánsan magasabbak voltak a kontroll (NON) kezelésből származó növények ugyanazon időpontokban mért gyökérkolonizációs értékeinél (júliusban 34%, augusztusban 47%). Június Július Augusztus Október
Gyökérkolonizáció (%) _
80 70 60 50
bc de
d
40
a bcd
bcd
b
cde e
e
bcd
e
30 20 10 0 IF
OF
NON
17. ábra. A kontroll (NON), a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kezelésekből gyűjtött kukorica növények gyökérkolonizációja
A rizoszféra talajok AM gomba spóraszáma is változott a vegetációs periódus során (18. ábra), vagyis az időpontoknak – hasonlóan a gyökérkolonizációs eredményekhez – szintén szignifikáns hatása volt. Júniusban az 1 gramm talajra vonatkoztatott átlagos spóra mennyisége minden kezelésnél 3-4 db spóra volt, ami a szerves és a szervetlen eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kukoricanövényeknél 12-15 spóra g-1 talajra növekedett augusztusra, vagyis a gyökérkolonizáció eredményeihez hasonlóan a kukorica biológiai érésekor, augusztusban mértük a legmagasabb értékeket. Szemmel is látható, hogy augusztus és október között a trágyázott kezeléseknél csökken a spóraszám, a kontrollban pedig növekszik. A kontroll parcelláknál szintén 15 db átlagos spóraszámot állapítottunk meg augusztusban, ez viszont tovább növekedett 19 db spóra g-1 talajra az októberi mintavételi időpontig. Októberben tehát a trágyázott kezelések rizoszféra-talajaiban szignifikánsan alacsonyabb AM gomba spóraszám volt, mint a kontroll parcellák rizoszfératalajaiban.
50
Június Július Augusztus Október
Spóraszám (db g-1 talaj)
30 25
abcd
20
10
ab
abc
15
bcdef
de
efg
g
5
bcdef
c
cde fg
a
0 IF
OF
NON
18. ábra. A kontroll (NON), a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kezelésekből gyűjtött kukorica 1 gramm rizoszféra-talajában lévő spórák száma
4.2.2. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények AM gomba-közösségeinek összetétele Az eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények AM gomba-közösségeinek molekuláris meghatározása során DNS izolálás két időpontban, kiinduláskor, júniusban valamint a legnagyobb gyökérkolonizációt mutató időpontban, augusztusban történt. Az AMV4.5F-AMV4.5R eukarióta, majd AMV4.5NF-AMV4.5NR Glomeromycota specifikus indítószekvenciákkal a kontroll (NON) és a trágyázott (OF, IF) kezelésekhez tartozó kukorica növények 5 különböző laterális gyökérrészéből izolált 120 DNS templátról (2 mintavétel x 3 különböző tápanyagutánpótlás x 4 ismétés x 5 laterális gyökérrész) nested-PCR módszerrel sikeresen amplifikáltuk a mikorrhiza gomba 18S rDNS gén egy részét. A kezelésenként és időpontonként kapott (20 pozitív PCR/kezelés/időpont) nested-PCR (~650bp) DNS szakaszainak együttes klónozását követően összesen 252 klón (42/kezelés/időpont) nukleotid sorrendjét határoztuk meg. Nyers szekvenciák elemzése A szekvenciák 15 %-a – az NCBI adatbázisban történő BLASTN keresés eredménye alapján – nem Glomeromycota eredetű szekvenciának bizonyult. Ezek közé legnagyobb számban Blastocladiomycota
(26,5%),
Basidiomycota
és
Zygomycota
(31,5-31,5%)
valamint
Chytridiomycota (10,5%) eredetű szekvenciák tartoztak. A nem Glomeromycota eredetű szekvenciák 78%-át az augusztusi mintavételi időpontban végzett molekuláris vizsgálatok során kaptuk. Kimérákat 8,5%-ban találtunk, rossz minőségű szekvenciák 5,5%-ban fordultak elő. Ezeket és az összes nem AM gomba eredetű szekvenciát kizártuk a további elemzésből.
51
A BLASTN keresés alapján a Glomeromycota szekvenciák a Glomerales rend Claroideoglomeraceae családjának Claroideoglomus, Glomeraceae családjának Funneliformis, Septoglomus, Rhizophagus, Sclerocystis és sensu lato Glomus nemzetségeihez, az Archaeosporales rend
Archaeosporaceae
családjának
Archaeospora,
valamint
a
Paraglomerales
rend
Paraglomeraceae családjának Paraglomus nemzetségeihez tartoztak. A Glomeromycota szekvenciák elérhetőek az NCBI adatbázisában a GU598262-GU598313 a GU598365-GU598641 és a GU598415-GU598464 azonosító kódok alatt.21 A Glomeromycota eredetű szekvenciák elemzése 252 szekvenciából 179 (71%) a Glomeromycota-khoz tartozott. A szekvenciák szerkesztését követően Mothur programmal 97%-os hasonlósági szinten 21 MOTU-t sikerült elkülönítenünk. A 21 MOTU reprezentáns szekvenciáit összevetettük a MaarjAM adatbázisban megtalálható virtuális taxonokkal. 19 szekvencia mutatott ≥ 97% szekvenciaazonosságot a keresés eredményeképpen, 2 – ezek ún. „singleton” MOUT-k szekvenciái – pedig 95-95% értéket kapott. A legmagasabb szekvenciaazonosságot mutató virtuális taxonokhoz tartozó leírt fajok szekvenciáit referenciaként használtuk a 21 MOTU reprezentáns Glomeromycota 18S nrDNA szekvencia filogenetikai elemzése során (19. ábra). A filogenetikai elemzés alapján 18 MOTU (a szekvenciák 96,09 %-a) a Glomeraceae (korábbi Glomus Group A), 1 (1,12%) a Claroideoglomeraceae (korábbi Glomus Group B), 1 (0,56%) az Archaeosporaceae és 1 (2,23%) a Paraglomeraceae családhoz tartozott. A Glomeraceae családon belül a szekvenciák 9,88%-a a Rhizophagus, 14,53%-a a Sclerocystis nemzetségbe (ezek a korábbi Glomus Group Ab), 0,56%-a a Funneliformis, 33,72% a Septoglomus nemzetségbe (ezek a korábbi Glomus Group Aa), 18,02%-a a Glomus Group Ad „fajcsoporthoz”, és 23,26%-a a Glomeraceae család bizonytalan rendszertani pozícióval rendelkező sensu lato Glomus nemzetségének tagjaihoz tartozott. A Diversisporales rend családjaiból nem mutattunk ki MOTUkat.
21
További 27 szekvencia beküldés alatt van az NCBI adatbázisába.
52
OF1S6B7/MOTU 10 (1) VTX00247/FN429383 Rhizophagus intraradices, IF1S6G01/MOTU 11 (13) R. irregularis, 86 VTX00113/FJ009602 R. fasciculatus… NON1S6G9/MOTU 14 (3) 99 VTX00248/GQ140618 Ab Rhizophagus proliferus VTX00099/AF213462 90 99 IF1S1C07/MOTU 12 (22) VTX00309/GQ140606 OF3S6G7/MOTU 13 (3) 77 VTX00069/AJ133706 Sclerocystis sinuosa 99 IF3S1H10/MOTU 19 (16) VTX00093/GQ140621 Ad 70 NON1S2E2/MOTU 17 (15) 99 VTX00214/HQ323545 Glomus sp Glo7 VTX00199/AF485889 Glomus hoi Ac NON3S2B7/MOTU 18 (2) 79 VTX00130/EU350065 Glomus iranicum VTX00155/HM153420 OF3S2D5/MOTU 21 (15) 98 VTX00156/FR693620 92 99 OF10701/MOTU 15 (5) 77 VTX00109/GQ140619 Glomus sp Glo45 NON1S6B10/MOTU 16 (3) Glomus sp Glo4 VTX00145/EU123455 IF1S1C10/MOTU 20 (15) VTX00154/FJ831568 99 NON3S6A11/MOTU 04 (1) Funneliformis mosseae VTX00067/U96141 65 NON1S2E6/MOTU 05 (10) 97 99 OF10704/MOTU 07 (1) Septoglomus constrictum VTX00064/FJ831626 Aa NON1S2E11/MOTU 08 (2) Glomus viscosum BEG 126 VTX00063/GU353861 86 NON3S2B1/MOTU 06 (1) 92 98 OF1S2H5/MOTU 09 (44) 86 Acaulospora laevis VTX00023/AF074347 Pacispora scintillans VTX00284/AJ619940 70 Diversispora celata, D. eburnea VTX00060/AM713423 Dentiscutata heterogama... VTX00255/AJ306434 99 Gigaspora margarita... VTX00039/AJ567844 VTX00055/AB076342 Claroideoglomus claroideum, OF1S6E6/MOTU 03 (2) 98 99 VTX00193/GQ140614 C. etunicatum, C. lamellosum... Ambispora leptoticha, A. callosa VTX00242/AB047302 92 Geosiphon pyriformis VTX00241/AJ276074 75 VTX00009/JF414182 88 99 IF1S1C05/MOTU 01 (1) Archaeospora trappei VTX00245/Y17634 83 Paraglomus laccatum VTX00281/HQ657114 99 IF1S1D04/MOTU 02 (4) AF157145 Mortierella verticillata 92
100
(Glomus Group A)
Glomeraceae
74
Acaulosporaceae Pacisporaceae Diversisporaceae Gigasporaceae Claroideoglomeraceae (Glomus Gr B) Ambisporaceae Geosiphonaceae Archaeosporaceae Paraglomeraceae
0.02
19. ábra. A 97%-os hasonlósági szinten elkülönített 21 MOTU reprezentáns Glomeromycota 18S rDNA szekvencia alapján, szomszéd-összevonás módszerrel készült konszenzus törzsfa 30 virtuális taxon bevonásával Külcsoport: Mortierella verticillata. A fa szerkesztése, 1000 véletlenszerű ismétlést (bootstrap) figyelembe véve, a MEGA4 programcsomag „Neighbor-Joining” algoritmusának felhasználásával történt. A 65%-nál nagyobb bootstrapértékek az elágazásoknál vannak feltüntetve. A távolság mátrixot a ’Kimura 2-Parameter’ opcióval számítottuk. A végső adatsor 436 pozíciót tartalmazott. Skála: 0,02 szubsztitúció nukleotid pozíciónként. A MOTU-kban található szekvenciák száma zárójelben, dőlttel szedve látható.
53
A legtöbb szekvenciát (24,58%) magába foglaló MOTU 09 a MaarjAM adatbázisban megtalálható, Glomus viscosum BEG 126 izolátumot képviselő VTX00063 virtuális taxonhoz tartozik, és a Septoglomus nemzetségben helyezkedik el. A Glomeromycota szekvenciák 12,29%-a a MOTU 12-ben foglal helyet, mely a Sclerocystis sinuosa izolátumot képviselő VTX0069 virtuális taxonhoz közel álló VTX00309-es virtuális taxonnal áll szoros filogenetikai rokonságban. A harmadik legtöbb szekvenciát (8,94%) tartalmazó MOTU 19 a Glomus Group Ad „fajcsoportban” elhelyezkedő VTX00214 (Glomus Glo7 filotípust reprezentáló) virtuális taxonnal rokon VTX00093 virtuális taxonhoz tartozik. A szekvenciák eloszlását a MOTU-kban kezelésenként és mintavételi időpontonként, valamint a MOTU-k százalékos eloszlását a Glomeromycota szekvenciák között az 6. táblázat foglalja össze. 6. táblázat. A szekvenciák eloszlása a Mothur programmal 97%-os hasonlósági szinten elkülönített MOTU-kban, valamint a MOTU-k százalékos eloszlása a Glomeromycota szekvenciák között. Kezelések: 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), 7,5 t ha-1 ha kukoricaszár beforgatás (OF), kontroll (NON) AM gomba nemzetség Archaeospora MOTU 01 Paraglomus MOTU 02 Claroideoglomus MOTU 03 Funneliformis MOTU 04 Septoglomus MOTU 05 MOTU 06 MOTU 07 MOTU 08 MOTU 09 Rhizophagus MOTU 10 MOTU 11 MOTU 14 Sclerocystis MOTU 12 MOTU 13 sensu lato Glomus MOTU 15 MOTU 16 MOTU 17* MOTU 18 MOTU 19* MOTU 20 MOTU 21 Σ (n )
Kezelések és mintavételi időpontok IF OF Jún. Aug. Jún. Aug.
Jún.
NON Aug.
Σ (n )
%
1
-
-
-
-
-
1
0,56
1
1
-
1
1
-
4
2,23
-
1
1
-
-
-
2
1,12
-
-
-
-
-
1
1
0,56
-
-
4 1 14
11
3 2 13
3 1 6
10 1 1 2 44
5,59 0,56 0,56 1,12 24,58
4 -
5 -
1 1 -
1 -
1 2
1 1
1 13 3
0,56 7,26 1,68
18 -
4 -
-
2
-
1
22 3
12,29 1,68
4 9 37
9 5 25
4 2 1 2 1 32
2 1 7 25
1 3 9 3 38
2 1 5 22
5 3 15 2 16 15 15 179
2,79 1,68 8,38 1,12 8,94 8,38 8,38 100,00
* Glomus Group Ad „fajcsoport”
54
MOTU-k eloszlása a különböző kontroll és a trágyázott kezelések között A
különböző
tápanyag-utánpótlást
kapott
kezelésekből
származó
MOTU-k
reprezentánsainak filogenetikai elemzése információt nyújthat az AM gombák tápanyag-utánpótlás iránti érzékenységére vonatkozóan. A 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát (IF) kapott kezelésből összesen 7 MOTU-t, a kontroll (NON) és a 7,5 t ha-1 kukoricaszárat (OF) kapott kezelésekből egyaránt 14-14 MOTU-t mutattunk ki. Míg a NON és az OF kezelésekből származó szekvenciák 30,74% és 43,88%-a egy ugyanazon domináns MOTU-ban, a MOTU 09-ben található, addig az IF kezelésből származó szekvenciák többsége 4 főbb abundáns MOTU-ban (MOTU 11-, 12-, 19- és 20) oszlik el (20. ábra).
55
%
50
40
30
20
10
MOTU 14 MOTU 10 MOTU 11 Rhizophagus intraradices
MOTU 12 MOTU 13 Sclerocystis sinuosa
MOTU 19 MOTU 17 Glomus sp. Glo7
MOTU 20 MOTU 21 MOTU 18 MOTU 16 MOTU 15 Glomus sp. Glo45
MOTU 04 Funneliformis mosseae
MOTU 05 MOTU 07 Septoglomus constrictum
MOTU 08 MOTU 06 MOTU 09 MOTU 03 Claroideoglomus etunicatum
MOTU 01
IF
Archaeospora trappei
OF
MOTU 02 Paraglomus laccatum
NON
Mortierella verticillata
20. ábra. A kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények gyökereiből kimutatott MOTU-k %-os eloszlása.
56
Az AM gombaközösségek összehasonlítása A kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyagutánpótlásban részesült kezelések között megoszló MOTU-k számát (21.A. ábra) és a különböző kezelések páronkénti összehasonlításával kapott Théta indexeket (21.B. ábra) Mothur program segítségével határoztuk meg. 0,9 0,8
OF
2
3
0,7
Théta index (
IF 2
2 0
7
0,6 0,5 0,4 0,3 0,2
5
0,1
A.
NON
0
B.
IF - OF
IF - NON
NON - OF
21. ábra. A kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kezelések között megoszló MOTU-k száma (A.) és a különböző kezelések páronkénti összehasonlításával kapott Théta indexek (B.).
A kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kezelések között megosztott MOTU-k számából látszik, hogy a kezelések között hány közös, vagy az egyes kezeléseknél hány egyedi MOTU található. A kontroll (NON) kezelésnél például 5 ritka (arányuk 5% alatt) MOTU (MOTU 04, 06, 08, 14 és 16) is megtalálható volt (lásd 21.A. ábra), melyek mind a szerves, mind a szervetlen tápanyag-utánpótlás hatására teljesen eltűntek. Míg 3 MOTU, a MOTU 03 (Claroideoglomus nemzetség tagjai), a MOTU 19 (Glomus Group Ad „fajcsoport” egyik tagja) és a MOTU 20 (sensu lato Glomus) csak a tápanyagutánpótlásban részesült kezeléseknél fordult elő. Ez utóbbi a MaarjAM adatbázisban megtalálható 145-ös virtuális taxonnal (VTX00145) áll filogenetikai rokonságban, melyhez leírt AM gomba fajt ugyan nem tudunk hozzárendelni, azonban az ide tartozó Glo4 filotípust már számos agroökoszisztémából kimutatták, köztük kukorica gyökéren is (HELGASON et al. 1998, DANIELL et al. 2001, ALGUACIL et al. 2008). A kontroll (NON) és a szerves (OF) kezelés 9 MOTU-n osztozott, a kontroll (NON) és a szervetlen (IF) kezelés 2 MOTU-n, a szerves (OF) és a szervetlen (IF) kezelések 5 MOTU-n osztoztak. A Théta indexek alapján – mely figyelembe veszi a megosztott MOTU-k abundanciáját is – az AM gombaközösség összetételében a legnagyobb hasonlóság (81,58%) a 7,5 t ha-1 beforgatott kukoricaszár (OF) és a kontroll (NON) kezelések között mutatkozik. A legkisebb hasonlóság (1,52%) pedig a kontroll (NON) és a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát (IF) kapott kezelések 57
AM gombaközösségei között figyelhető meg. A szervetlen tápanyag-utánpótlás hatására tehát jelentős mértékben megváltozott az AM gombaközösség összetétele. A kontroll (NON) és a trágyázott (OF, IF) kezelések AM gombaközösségeinek hierarchikus osztályozását dendogram segítségével ábrázoltuk (22. ábra), melyen jól látszik, hogy a szervetlen tápanyag-utánpótlás (IF) AM gombaközössége jelentősen eltér a szerves (OF) és a kontroll (NON) kezelések közel hasonló AM gombaközösségétől.
OF NON IF 0.1
22. ábra. A 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), a 7,5 t ha -1 ha kukoricaszár beforgatás (OF) és a kontroll (NON) kezelések AM gomba-közösségeinek Mothur programban UPGMA algoritmussal végzett hierarchikus osztályozása.
Archaeospora eredetű szekvenciát (MOTU 01) csak a szervetlen trágyázott területről detektáltunk, ugyanakkor kis mennyiségben, de minden kezelésből azonosítottunk Paraglomus nemzetséghez tartozó szekvenciát, melyek mindegyike az MOTU 02-ben található. A másik olyan filotípus, amely minden kezelésnél jelen van, a MOTU 11, mely a Rhizophagus intraradices és a R. fasciculatum AM gombafajokat képviselő virtuális taxonnal áll szoros filogenetikai rokonságban. Ez a MOTU, igaz minden kezelésből, de többségében a szervetlen tápanyag-utánpótlásból tartalmaz szekvenciát, utalva a szakirodalomból már ismert generalista jellegére. Míg a Sclerocystis nemzetséghez tartozó domináns MOTU 12 kizárólagosan szervetlen tápanyag-utánpótlásból eredő szekvenciákat foglal magába. A Rhizophagus és a Sclerocystis nemzetségek (a kettő együtt a korábbi Glomus Group Ab fajcsoport) tagjai tehát megtalálhatóak voltak mind a kontroll mind pedig a trágyázott területek kukorica gyökereiben, az AM gombaközösség 47,73%-át alkották a szervetlen műtrágyázott, 10,77%-át a kontroll és 9,13%-át a kukoricaszár beszántásánál. A szervetlen műtrágyázott területek kukorica gyökereiben nem tudtunk Funneliformis és Septoglomus (a kettő együtt a korábbi Glomus Group Aa) nemzetségekhez tartozó MOTU-kat kimutatni, míg a kukoricaszár beszántásával kezelt területen ezek több mint 51,69%-át alkották az AM gombaközösségnek. Arányuk a kontroll állományban is elérte a 48,68%-ot.
58
4.2.3. Eltérő tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica növények AM gomba-közösségeinek diverzitása A kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyagutánpótlásban részesült kezeléseknél külön a júniusi és az augusztusi mintavételi időpontokra vonatkoztatva is – Mothur programmal 97% hasonlósági szinten – meghatároztuk a nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékeket és a ritkasági ún. „rarefaction” görbéket, valamint a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékeket (7. táblázat). A legalacsonyabb értékeket a szervetlen eredetű tápanyag-utánpótlásnál (IF) kaptunk mind a júniusi, mind az augusztusi mintavételi időpontban (6-6 MOTU és H’: 1,64-1,82). Júniusban a ténylegesen kimutatott MOTU-k száma és a Shannon-Wiener diverzitás index értékek a kontroll (NON) és a szerves tápanyag-utánpótlásban részesült (OF) állományoknál megegyeztek (10-10 MOTU), a becsült MOTU-k számát tekintve viszont az OF felülmúlta a kontroll kezelést. Augusztusban az OF kezelésnél lecsökkent a ténylegesen kimutatott MOTU-k száma és a H’ érték is, míg a kontroll esetében a lehetséges MOTU-k száma és a diverzitási index értéke is megemelkedett. Az első mintavételi időpontban a kapott MOTU-k alapján a NON=OF>IF, a becsült MOTU-k alapján az OF>NON>IF, és a Shannon-Wiener diverzitás index értékek alapján a NON=OF>IF sorrendet állíthatjuk fel a kontroll (NON), valamint a szerves (OF) és a szervetlen (IF) eredetű tápanyag-utánpótlásban részesült kezelések között. Míg a harmadik mintavételi időpontban mind a ténylegesen kimutatott MOTU-k alapján, mind a becsült MOTU-k alapján (mind pedig a Shannon-Wiener diverzitás index értékek alapján)22 a NON>OF>IF sorrendet állíthatjuk fel.
7. táblázat. Nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékek, a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékek. Kezelések: 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), 7,5 t ha-1 kukoricaszár beforgatás (OF), kontroll (NON). Mintavételi időpont: Június (-1), Augusztus (-3)
IF-1 IF-3 OF-1 OF-3 NON-1 NON-3
K/Ba % 80,90 84,16 80,77 74,67 87,54 42,79
Becsült MOTU-k száma ACE CHAO Átlag 7,83 7,00 7,42 7,26 7,00 7,13 13,26 11,50 12,38 10,75 8,00 9,38 11,85 11,00 11,42 29,24 17,50 23,37
Kapott MOTU-k száma 6 6 10 7 10 10
Diverzitás index Shannon (H') 1,64 1,82 2,20 1,87 2,20 2,38
a: a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a nemparaméteres fajszámbecslő átlag értékek hányadosa százalékban
Az átlagolt nemparaméteres fajszámbecslő értékek (ACE és Chao1) és a ténylegesen elkülönített MOTU-k számának összevetése alapján elmondhatjuk, hogy – a kontroll kezelés augusztusi 22
A kontroll augusztusi mintavételénél a szekvenciák száma nem elegendő, hogy rangsoroljuk augusztusban a kezeléseket Shannon-Wiener diverzitás index értékek szerint.
59
mintavételi időpontját kivéve – sikerült az AM gombaközösség nagy részét, átlagosan 81,6%-át feltérképezni. A ritkasági ún. „rarefaction” görbék telítettségét a 23. A. és a 23. B. ábra szemlélteti, mely alapján a megszekvenált klónok száma a fentebb említett kivétellel elégségesnek bizonyult. Augusztusban a kontroll kezelésnél nem láttuk értelmét további klónok nukleotid sorrendjének meghatározásának, mivel a megszekvenált klónok több mint 50%-ában fordult elő nem Glomeromycota eredetű szekvencia. 12
IF1
MOTU-k száma
10
OF1 8
NON1
6 4 2 0 1
3
5
7
9
11
13
A.
15
17
19
21
23
25
27
29
31
33
35
37
Szekvenciák száma
12
IF3
MOTU-k száma
10
OF3 NON3
8 6 4 2 0
B.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25
Szekvenciák száma
23. ábra. A júniusi (A) és az augusztusi (B) mintavételekhez tartozó szekvenciák ritkasági görbéi (rarefaction curves) Kezelések: 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), 7,5 t ha-1 ha kukoricaszár beforgatás (OF), kontroll (NON).
A különböző kezelések mikorrhiza diverzitásra gyakorolt hatását bemutató 7. táblázat alapján megállapíthatjuk, hogy a kontroll, trágyázatlan kukorica monokultúra rendelkezett a legmagasabb diverzitás értékekkel (H’:2,2-2,38). A 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott (IF) kukorica monokultúrában alacsonyabb (H’:1,64-1,82), míg a 7,5 t ha-1 ha beforgatott kukoricaszárat (OF) kapott kukorica monokultúrában kezdetben megegyező (H’: 2,2), majd a vegetációs idő előrehaladtával szintén alacsonyabb (H’: 1,87) AM gomba diverzitást mutattunk ki a kontroll kezeléshez képest.
60
4.3. Monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlítása A kukorica monokultúra és 3 különböző vetésforgó rendszer összehasonlítása céljából 4 mintavételi időpontban – június, július, augusztus és október (3.2.2. fejezet) – meghatároztuk a növények gyökérkolonizációjának mértékét és az 1 gramm rizoszféra-talajban lévő AM gomba spóraszámot. Az AM gombák molekuláris diverzitás vizsgálatára a gyökérkolonizációs százalékok alapján itt is az augusztusi mintavételi időpontot választottuk a júniusi mintavételi időpont mellé. Mintáinkat kukorica monokultúrából (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) és kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) trágyázásban nem részesült vetésforgókból 23 gyűjtöttük, 4 ismétlésben. A CRM, CR3 és a CR5 termesztési rendszerekből Norma SC hibridkukorica növények, míg a Norfolk típusú (CR7) vetésforgóból az Mv Magvas őszi búza24 növények gyökereit vizsgáltuk. 4.3.1. Gyökérkolonizáció és a rizoszféra-talaj AM gomba spóraszáma monokultúrás és vetésforgó rendszerekben A kukorica monokultúrából és a vetésforgó rendszerekből származó növények gyökereinek kolonizációs értékei a 24. ábrán láthatóak. A mintavételi időpontoknak és a kezeléseknek egyaránt szignifikáns hatása volt mind a gyökérkolonizáció, mind a spóraszám alakulására (M6 melléklet). A legalacsonyabb kolonizációs százalékokat júniusban (CRM: 23,75% - CR7: 41,00%) a virágzásban lévő kukorica és a teljes érésben lévő búza gyökereken, valamint októberben a tarlókból származó kukorica és a búza gyökereken mértük (CRM: 35,75% - CR7: 43,75%). A Norfolk típusú (CR7) vetésforgóból származó búza növények gyökérkolonizációjának értékei – melyek a búza viaszérésében és a sárgulásában elérték a 61,25% és a 60,50%-ot is – szignifikánsan magasabbak voltak a monokultúrában termesztett kukorica növények gyökérkolonizációs értékeihez képest minden mintavételi időpontban. Júliusban a lucerna-kukorica (CR3) és a búza-kukorica (CR5) vetésforgó rendszerekből szignifikánsan alacsonyabb átlagos gyökérkolonizációs százalékokat (43,88%
és
41%)
kaptunk,
a
kukorica
monokultúrából
származó
növények
átlagos
gyökérkolonizációs értékéhez (51,25%) képest.
23
A megelőző évben (2007-ben) a CR3 és a CR5 vetésforgókban szintén kukorica volt soron, a Norfolk típusú vetésforgóban borsó. 24 Az őszi búza betakarítása az augusztus eleji (3.) mintavétel után közvetlenül történt, a kukorica növényeké az októberberi (4.) mintavétel előtt. Így az októberi mintavétel búza esetében 2,5 hónapos, a kukorica esetében 1 hetes tarlóból történt.
61
Gyökérkolonizáció (%) _
80 a
70 60
b
bc
40
bcd
cde
50
a
abcd e
ef
efg
e
Június Július Augusztus Október bcde
def
fgh
gh h
30 20 10 0 CRM
CR3
CR5
CR7
24. ábra. A kukorica monokultúra (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgókból származó kukorica növények, valamint a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgóból származó búza növények átlagos gyökérkolonizációja.
Júniusban a rizoszféra-talajok AM gomba spóraszáma átlagosan 3 db spóra volt 1 gramm talajban, kivéve a CR5 és CR7 vetésforgókat, melyeknél ekkor egyáltalán nem találtunk spórát (25. ábra). Júlisban a kukorica monokultúrából (CRM) származó kukorica növények rizoszféra talajaira átlagosan 10 db spóra g-1 talaj volt jellemző, ekkor csak a búza-kukorica (CR5) vetésforgóból mitattunk ki ennél szignifikánsan alacsonyabb átlagos AM gomba spóraszámot (5,5 db spóra g-1 talaj). Augusztusban a kukorica monokultúra (CRM) 13,5 db g-1 talaj átlagos spóraszámmal rendelkezett és ettől a rotációs rendszerek egyike sem tért el szignifikánsan ebben az időpontban. Októberben minden rotációs rendszerből szignifikánsan alacsonyabb spóraszámot mutattunk ki (CR3: 15,5; CR5: 8; CR7: 14 db spóra g-1), mint a kukorica monokultúrából, ahol ekkor átlagosan 24,5 db AM gomba spórát találtunk a rizoszféra talajok 1 grammjában.
Június Július Augusztus Október
Spóraszám (db g -1 talaj)
30 a
25
bcd
20 15
cde
bc e
cde
cde
def
10 5
bcde
bcde
b
f
fg g
X
0 CRM
CR3
X
CR5
CR7
25. ábra. A kukorica monokultúra (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgókból származó kukorica növények, valamint a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgóból származó búza növények rizoszféra-talajainak 1 grammjára vonatkoztatott átlagos AM gomba spóraszáma. X: nulla
62
4.3.2. Monokultúrás és vetésforgó rendszerek AM gomba-közösségeinek összetétele A kukorica monokultúra (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgókból származó kukorica növények, valamint a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgóból származó búza növények AM gombaközösségeinek molekuláris meghatározását – a gyökérkolonizációs százalákok alapján – a júniusi és az augusztusi mintákon végeztük. 160 DNS templátról (2 mintavétel x 4 különböző termesztési rendszer x 4 ismétés x 5 laterális gyökérrész) nested-PCR módszerrel sikeresen amplifikáltuk az AM gomba 18S rDNS gén egy részét. A termesztési rendszerenként és időpontonként kapott 20 pozitív nested-PCR (~650bp) DNS szakaszainak együttes klónozását követően összesen 340 klón (42-44 klón/kezelés/időpont) nukleotid sorrendjét határoztuk meg. Nyers szekvenciák elemzése A kapott szekvenciák 35%-a (29% a harmadik mintavételi időponthoz tartozott) – az NCBI adatbázisban történő BLASTN keresés eredménye alapján – nem Glomeromycota eredetű szekvenciának
bizonyult.
Ezek
közé
legnagyobb
számban
Blastocladiomycota
(33%),
Basidiomycota (22%), Amoebozoa (17%) és Chytridiomycota (15%) eredetű szekvenciák tartoztak. Kimérákat 6%-ban találtunk, rossz minőségű szekvenciák szintén 6%-ban fordultak elő. Ezeket és az összes nem AM gomba eredetű szekvenciát kizártuk a filogenetikai elemzésből. 179 AM gomba szekvencia (52%) került további elemzésre. A BLASTN keresés eredménye alapján a Glomeromycota Claroideoglomus,
szekvenciák
a
Glomeraceae
Glomerales családjának
rend
Claroideoglomeraceae
Funneliformis,
Septoglomus,
családjának Rhizophagus,
Sclerocystis és sensu lato Glomus nemzetségeihez, a Paraglomerales rend Paraglomeraceae családjának Paraglomus, valamint a Diversisporales rend Diversisporaceae családjának Diversispora nemzetségeihez tartoztak. A Glomeromycota szekvenciák adatai elérhetőek az NCBI adatbázisában a GU810731 – GU810537 azonosító kódok25 alatt. A Glomeromycota eredetű szekvenciák elemzése A 179 Glomeromycota szekvencia szerkesztését követően Mothur programmal 18 MOTU-t sikerült elkülönítenünk, melyekből 15 reprezentatív szekvencia mutatott ≥ 97% szekvenciaazonosságot virtuális taxonokkal a MaarjAM adatbázisban történő keresés eredményeképpen, 3 – ezek 2 vagy 1
25
Az következő azonosító kódok alatt megtalálható (kiméra) szekvenciák vissza lette hívva az NCBI adatbázisából, és a további elemzésekbe sem lettek bevonva: GU810540, GU810547, GU810554, GU810555, GU810558, GU810566, GU810568, GU810587, GU810613, GU810623, GU810626, GU810629, GU810639, GU810643, GU810661, GU810663
63
szekvenciát tartalmazó, ritka MOUT-k (arányuk 5% alatt) reprezentánsai– pedig 95-96% közötti értéket mutatott.
A filogenetikai elemzésbe a Mothur programmal 97% hasonlósági szinten
elkülönített 18 MOTU egy-egy reprezentáns képviselőjét és az ezekkel legmagasabb szekvenciaazonosságot mutató virtuális taxonokból egy-egy főbb taxonómiai egységet reprezentáló leírt fajok szekvenciáit vontuk be (26. ábra). 12 MOTU (a szekvenciák 91%-a) a Glomeraceae (korábbi Glomus Group A), 3 (4%) a Claroideoglomeraceae (korábbi Glomus Group B), 1 a Diversisporaceae (1%) és 2 (4%) a Paraglomeraceae családokhoz tartozott. A Glomeraceae családon belül a szekvenciák 32,52%-a a Rhizophagus, 1,23%-a a Sclerocystis nemzetségbe (ezek a korábbi Glomus Group Ab), 5,52%-a a Funneliformis, 17,79% a Septoglomus nemzetségbe (ezek a korábbi Glomus Group Aa), 1,84%-a a Glomus Group Ad „fajcsoporthoz”, és 41,10%-a a Glomeraceae család bizonytalan rendszertani pozícióval rendelkező sensu lato Glomus nemzetségének tagjaihoz tartozott. Az Archaeosporales rend családjaiból nem mutattunk ki MOTU-kat. A legtöbb szekvenciát (32,96%) magába foglaló MOTU 12 a MaarjAM adatbázisban megtalálható 145-ös virtuális taxonnal (VTX00145) mutatott legmagasabb homológiát, amibe a tápanyag-utánpótlást kapott kezeléseknél már kimutatott (4.2.2. fejezet) Glo4 filotípus is tartozik. A Glomeromycota szekvenciák 29,5%-a a MOTU 14-ben foglal helyet, mely a VTX00113 (Rhizophagus intraradices és a R. fasciculatum izolátumokat tartalmazó) virtuális taxonnal áll szoros filogenetikai rokonságban. A harmadik legtöbb szekvenciát (14,53%) tartalmazó MOTU 07 a Glomus viscosum BEG 126 izolátumot képviselő VTX00063 virtuális taxonhoz tartozik, mely a Septoglomus constrictum izolátumot képviselő VTX00064 virtuális taxonnal együtt a Septoglomus nemzetségben helyezkedik el. A szekvenciák eloszlását a MOTU-kban, valamint a MOTU-k százalékos eloszlását a Glomeromycota szekvenciák között a 8. táblázat foglalja össze.
64
86
100
72
Rhizophagus intraradices, R. irregularis, R. fasciculatus Rhizophagus proliferus
Ab
Sclerocystis sinuosa
Ad Ac
Glomus sp Glo45 Glomus sp Glo4 Glomus iranicum
(Glomus Group A)
Glomus sp Glo7 Glomus hoi
Glomeraceae
CR73S09/MOTU 14 (52) VTX00113/FJ009602 VTX00114/AM412061 VTX00099/AF213462 CRM1S11/MOTU 13 (1) 98 VTX00069/AJ133706 CR31S30/MOTU 15 (2) 70 76 99 VTX00309/FJ194511 CR71S21/MOTU 09 (3) 99 VTX00214/AF074370 VTX00199/AF485889 CRM1S17/MOTU 08 (2) 86 VTX00109/FN263176 CR31S01/MOTU 12 (59) 89 VTX00145/EU123455 VTX00155/EU123436 99 CR71S23/MOTU 10 (5) 98 VTX00130/EU332720 CR31S16/MOTU 11 (1) 99 VTX00156/AM412109 99 CR31S21/MOTU 04 (9) VTX00067/AJ505618 CRM1S10/MOTU 05 (1) 99 VTX00064/AJ506090 87 CR51S19/MOTU 06 (2) CRM1S19/MOTU 07 (26) 65 92 VTX00063/AJ505812 VTX00023/AF074347 VTX00284/AJ619940 VTX00039/AJ567844 99 VTX00255/AJ306434 CRM3S14/MOTU 03 (2) 99 VTX00060/AM713423 99 CR31S25/MOTU 18 (4) VTX00193/Y17639.2 CRM3S06/MOTU 16 (1) 99 99 VTX00055/AB076342 CR33S20/MOTU 17 (2) 99 VTX00278/FJ194513 VTX00245/AJ006800 VTX00242/AB047302 99 VTX00241/AJ276074 CR31S18/MOTU 01 (1) CR31S19/MOTU 02 (6) 99 99 VTX00281/AM295493 AF157145 Mortierella verticillata 98
99
Funneliformis mosseae Septoglomus constrictum
Aa
Glomus viscosum BEG 126 Acaulospora laevis Pacispora scintillans Gigaspora margarita, G. decipiens... Dentiscutata heterogama… Diversispora celata, D. eburnea
Acaulosporaceae Pacisporaceae Gigasporaceae
Diversisporaceae
Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum, C. lamellosum... Claroideoglomeraceae (Glomus Gr B)
Glomus sp Glo80 Archaeospora trappei Ambispora leptoticha, A. callosa Geosiphon pyriformis
Archaeosporaceae Ambisporaceae Geosiphonaceae
Paraglomus laccatum
Paraglomeraceae
0.02
26. ábra. A 97%-os hasonlósági szinten elkülönített 18 MOTU reprezentáns Glomeromycota 18S rDNA szekvencia alapján, szomszéd-összevonás módszerrel készült konszenzus törzsfa 27 virtuális taxon bevonásával Külcsoport: Mortierella verticillata. A fa szerkesztése, 1000 véletlenszerű ismétlést (bootstrap) figyelembe véve, a MEGA4 programcsomag „Neighbor-Joining” algoritmusának felhasználásával történt. A 65%-nál nagyobb bootstrapértékek az elágazásoknál vannak feltüntetve. A távolság mátrixot a ’Kimura 2-Parameter’ opcióval számítottuk. A végső adatsor 462 pozíciót tartalmazott. Skála: 0,02 szubsztitúció nukleotid pozíciónként. A MOTU-kban található szekvenciák száma zárójelben, dőlttel szedve látható.
65
8. táblázat. A szekvenciák eloszlása a Mothur programmal 97%-os hasonlósági szinten elkülönített MOTU-kban, valamint a MOTU-k százalékos eloszlása a Glomeromycota szekvenciák között. Jelölések: kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók (vizsgált növények: CRM, CR3 és CR5 – kukorica, CR7 – őszi búza). AM gomba nemzetség
Kezelések és mintavételi időpontok CR3 CR5 Jún. Aug. Jún. Aug.
Paraglomus MOTU 01 1 MOTU 02 3 Diversispora MOTU 03 Funneliformis MOTU 04 2 Septoglomus MOTU 05 MOTU 06 MOTU 07 sensu lato Glomus MOTU 08 MOTU 09* MOTU 10 MOTU 11 1 MOTU 12 16 Rhizophagus MOTU 13 MOTU 14 2 Sclerocystis MOTU 15 2 Claroideoglomus MOTU 16 MOTU 17 1 MOTU 18 1 Total (n ) 29 * Glomus Group Ad „fajcsoport”
CR7 Jún. Aug.
CRM Jún. Aug.
Σ (n )
%
-
3
-
-
-
-
-
1 6
0,56 3,35
-
-
-
-
-
-
2
2
1,12
-
-
-
5
-
-
2
9
5,03
-
1 8
-
-
-
1 1 10
8
1 0,56 2 1,12 26 14,53
19
1 8
13
2 4 2
1
2 1 -
-
2 1,12 3 1,68 5 2,79 1 0,56 59 32,96
2
4
12
10
19
1 3
-
1 0,56 52 29,05
-
-
-
-
-
-
-
2
1,12
1 1 23
25
25
1 24
20
19
1 1 14
1 2 4 179
0,56 1,12 2,23 100,00
MOTU-k eloszlása a kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek között Kukorica monokultúrából (CRM) összesen 11 MOTU-t, a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) vetésforgóból 9 MOTU-t, a 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) valamint a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgó rendszerekből 6-6 MOTU-t mutattunk ki. Míg a CRM, a CR3 és a CR7 kezelésekből származó szekvenciák legnagyobb része – 54,89%, 68,89% és 68,33% – egy-egy domináns MOTU-ban, a MOTU 07, a MOTU 12 és a MOTU 14-ben található, addig a CR5 kezelésből származó szekvenciák nagy része ugyanezekben a MOTU-kban egyenletesebben oszlik el (27. ábra). A Norfolk típusú vetésforgónál, ahol a rotációban ekkor őszi búza volt, a legtöbb szekvenciát magába foglaló MOTU 14 a Rhizophagus nemzetséghez tartozik, és a Rhizophagus intraradices és a R. fasciculatum AM gombafajokat képviselő virtuális taxonnal áll szoros filogenetikai rokonságban.
66
%
80
70
60
50
40
30
20
10
MOTU 14 Rhizophagus intraradices
MOTU 13 MOTU 15 Sclerocystis sinuosa
MOTU 09 Glomus sp. Glo7
MOTU 08 Glomus sp. Glo45
MOTU 10 MOTU 11 MOTU 12 Glomus sp. Glo4
MOTU 04 Funneliformis mosseae
MOTU 05 Septoglomus constrictum
MOTU 06 MOTU 07 MOTU 03 Diversispora celata
MOTU 18 Claroideoglomus etunicatum
CR3 (kukorica)
MOTU 16 MOTU 17
CR5 (kukorica)
Glomus sp. Glo80
MOTU 01
CR7 (őszi búza)
MOTU 02 Paraglomus laccatum
CRM (kukorica)
Mortierella verticillata
27. ábra. Kukorica monokultúrából és a vetésforgó rendszerekből származó MOTU-k %-os eloszlása Kezelések: kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók
67
Az AM gombaközösségek összehasonlítása A kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gombaközösségei között lévő átfedések felderítését a termesztési rendszerek között megosztott MOTU-k számának megadásával (28. A. ábra), mértékét a Théta indexek ( meghatározásával végeztük (28. B. ábra) Mothur program segítségével.
0 CRM
2
1
5
0.7
CR3 4 0
0
1
CR7 0
1 0
2
0
CR3- CR5 CR3 - CR7
0.6
1
1
Theta index (
CR5
CR5 - CR7
0.5
CR3 - CRM
0.4
CR5 - CRM CR7 - CRM
0.3 0.2 0.1 0
A.
B.
28. ábra. A monokultúra és a vetésforgó rendszerek között megosztott MOTU-k száma (A.) valamint a különböző rendszerek páronkénti összehasonlításával kapott Théta indexek (B.) Jelölések: kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók (vizsgált növények: CRM, CR3 és CR5 – kukorica, CR7 – őszi búza).
Kukorica monokultúrában (CRM) 5 ritka MOTU (arányuk 5% alatt) is megtalálható volt (MOTU 03, 05, 08, 13, 16), melyeket a vetésforgó rendszerekből nem mutattunk ki. Ezek közül a MOTU 03 a Diversispora nemzetségbe, a MOTU 05 a Septoglomus, a MOTU 08 a sensu lato Glomus, a MOTU 13 a Rhizophagus és a MOTU 16 a Claroideoglomus nemzetségbe sorolható. A 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) vetésforgóban 4 olyan, szintén ritka MOTU található, melyek csak erre a rendszerre voltak jellemzőek. Ezek a Paraglomus (MOTU 01), a Claroideoglomus (MOTU 17), a Sclerocystis (MOTU 15) és a sensu lato Glomus (MOTU 11) nemzetség tagjai. A CR5 és a CR7 vetésforgó rendszerekben nem figyeltünk meg kizárólagosan jellemző MOTU-kat. Az egyetlen MOTU, amit minden termesztési rendszerből kimutattunk, a Rhizophagus nemzetségbe tartozó MOTU 14 volt, mely a Norfolk típusú (CR7) vetésforgó őszi búzájának domináns AM gombaközösség alkotója is egyben. A Théta indexek alapján a legnagyobb hasonlóság (66%) a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) és a 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgó rendszerek kukorica növényeinek AM gombaközösségei között mutatkozik. A legkisebb hasonlóság (1,23%) pedig a kukorica monokultúra (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) vetésforgó kukorica növényeinek AM gombaközösségei között figyelhető meg. A kukorica monokultúra (CRM) AM gombaközössége a 68
búza-kukorica (CR5) vetésforgó kukorica növényeinek AM gombaközösségeivel mutatta a legnagyobb (22%) hasonlóságot. A kezelések AM gomba-közösségeinek hierarchikus osztályozását dendogram segítségével ábrázoltuk (29. ábra), melyen jól látszik, hogy a kukorica monokultúra (CRM) AM gombaközössége jelentősen eltér a három vetésforgó rendszerétől.
CRM CR7 CR5 CR3 0.1
29. ábra. A kukorica monokultúra (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) vetésforgókból származó kukorica növények, valamint a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgóból származó búza növények AM gomba-közösségeinek Mothur programban, UPGMA algoritmussal végzett hierarchikus osztályozása.
4.3.3. Monokultúrás és vetésforgó rendszerek AM gomba-közösségeinek diverzitása A kukorica monokultúrára és a vetésforgó rendszerekre – külön a júniusi és az augusztusi mintavételi időpontokra vonatkoztatva is – meghatároztuk a nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékeket, a ritkasági ún. „rarefaction” görbéket, valamint a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékeket (9. táblázat). A júniusi mintavételi időpontra vonatkozóan a kimutatott MOTU-k alapján a CR3>CRM>CR5=CR7, a becsült MOTU-k szerint a CR3>CRM>CR5>CR7, a Shannon-Wiener diverzitás index értékek alapján pedig a CR3>CRM=CR7>CR5 sorrendet állíthatjuk fel a különböző termesztési rendszerek között. Augusztusban a kimutatott MOTU-k száma és a különböző diverzitásmutatók értékei alacsonyabbak voltak a júniusban kimutatott értékekhez képest mind a kukorica monokultúrában (CRM), mind a vetésforgó rendszerekben. Az augusztusi mintavételi időpontra vonatkozóan a kimutatott MOTU-k alapján a CRM>CR3=CR5>CR7, a becsült MOTU-k alapján a CRM>CR3=CR5>CR7, a Shannon-Wiener diverzitás index értékek alapján CRM>CR5>CR3>CR7 sorrendet állíthatjuk fel. A kimutatott és a becsült MOTU-k száma, valamint a divezitás indexek értékei is erőteljesen csökkentek a kukorica monokultúrától (CRM) a Norfolk típusú vetésforgó rendszerig, kiváltképpen az augusztusi mintavételi időpontban. Júniusban a CR3 vetésforgó rendszernél (H’:1,63), augusztusban a kukorica monokultúránál (H’:1,25) mutattuk ki a legmagasabb AM gomba diverzitást. A 9. táblázat alapján megállapíthatjuk, hogy a kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gomba diverzitása a vegetációs periódus előrehaladtával is csökken. 69
9. táblázat. Nemparaméteres fajszámbecslő (ACE és Chao1) értékek, a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a Shannon-Wiener diverzitás index (H’) értékek. Kezelések: kukorica monokultúra (CRM), valamint 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5) és kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók. Mintavételi időpontok: Június (-1), Augusztus (-3). (Vizsgált növények: CRM, CR3 és CR5 – kukorica, CR7 – őszi búza)
CR3-1 CR3-3 CR5-1 CR5-3 CR7-1 CR7-3 CRM-1 CRM-3
K/Ba % 59,68 69,57 80,66 88,89 96,35 100,00 56,67 81,08
Becsült MOTU-k száma ACE CHAO Átlag 18,51 15,00 16,76 7,00 4,50 5,75 7,88 7,00 7,44 5,00 4,00 4,50 6,45 6,00 6,23 2,00 2,00 2,00 14,70 10,00 12,35 7,00 5,33 6,17
Kapott MOTU-k száma 10 4 6 4 6 2 7 5
Diverzitás index Shannon (H') 1,63 0,64 1,53 1,05 1,54 0,20 1,54 1,25
a: a ténylegesen elkülönített MOTU-k száma és a nemparaméteres fajszámbecslő átlag értékek hányadosa százalékban
Az átlagolt nemparaméteres fajszámbecslő értékek (ACE és Chao1) és a ténylegesen elkülönített MOTU-k számának összevetése alapján a kukorica monokultúrából (CRM) augusztusban, a CR5 és a CR7 vetésforgókból júniusban és augusztusban is sikerült az AM gombaközösség nagy részét, 80100 %-át feltérképezni. Ezeknél a termesztési rendszereknél a ritkasági görbék lefutása (30. ábra) alapján a megszekvenált klónok számát is elegendőnek tekinthetjük. 10
CR31S CR51S
MOTU-k száma
8
CR71S 6
CRM1S
4
2
0 1
A.
2
3
4
5
6
7
8
9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29
Szekvenciák száma 10
CR33S CR53S
MOTU-k száma
8
CR73S 6
CRM3S
4
2
0
B.
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25
Szekvenciák száma
30. ábra. A júniusi (A) és az augusztusi (B) mintavételekhez tartozó szekvenciák ritkasági görbéi (rarefaction curves). Kezelések: kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók
70
Júniusban a CRM és a CR3, augusztusban a CR3 termesztési rendszereknél az AM gombaközösség 56-70%-át térképeztük fel, de a 4.2.3. fejezetnél már említett okból kifolyólag nem láttuk értelmét további klónok nukleotid sorrendjének meghatározására. A termesztési rendszerek közötti rangsor viszont már ettől függetlenül is kirajzolódott.
71
4.4. Új tudományos eredmények
A Kárpát-medence régiójából, így Magyarországon is, elsőként szolgáltattunk adatokat mezőgazdaságilag művelt terület arbuszkuláris mikorrhiza (AM) gombaközösségére vonatkozóan.
Elsőként vizsgáltuk a növényi egyedsűrűség AM gombaközösségre gyakorolt hatását kukorica monokultúrában. A normál, 70 000 növény ha-1 egyedsűrűségű kukorica monokultúrában, az AM gombaközösség 41,18%-os feltérképezettsége mellet is, a kimutatott és a becsült molekuláris operatív taxonómiai egységek (MOTU-k) száma magasabb volt, mint a 100 000 növény ha-1 tőszámú kukorica monokultúrában, ahol a feltérképezett AM gombaközösség 95,25%-os volt.
A kukorica monokultúrából magasabb AM gomba diverzitás értéket és több MOTU-t sikerült kimutatnunk, mint amit ez idáig kukorica monokultúrából molekuláris technikával kimutattak.
A normál növénysűrűségű, alacsony tápanyag-ellátottságú monokultúrában termesztett kukorica AM gombaközösségében a Septoglomus nemzetséghez tartozó MOTU dominál. Jelenlétét sem a nagy mennyiségű szervetlen tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica monokultúrában, sem a pillangós növényt tartalmazó vetésforgókban nem tudtuk kimutatni, ezért feltételezzük, hogy az az AM gomba, mely ezt a MOTU-t reprezentálja, érzékeny a talaj magasabb tápelem-koncentrációjára, leginkább a talaj nitrogén szintjére.
A különböző termesztési rendszerek összehasonlítása során eltérő MOTU-kat találtunk domináns AM gombaközösség alkotónak. A kimutatott és a becsült MOTU-k száma, valamint a divezitás indexek értékei is erőteljesen csökkentek a kukorica monokultúrától a Norfolk típusú vetésforgó rendszerig, kiváltképpen az augusztusi mintavételi időpontban.
72
5. KÖVETKEZTETÉSEK ÉS JAVASLATOK A tartamkísérletek kiváló lehetőséget nyújtanak annak tanulmányozására, hogy a különböző termesztési és talajhasználati eljárások hosszú távon milyen hatással vannak a talajban élő mikroorganizmusok diverzitására. Ezt a lehetőséget megragadva a jelen kutatás során a MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron beállított hosszú távú monokultúrás és különböző vetésforgó rendszerekből származó növények mikorrhizáltságának vizsgálatát végeztük el a rizoszféra talajok AM gomba spóraszámának meghatározásával, valamint a gyökérkolonizáció mértékére utaló mikorrhizáltsági százalékok becslésével. A gyökérkolonizáció kialakulását és mértékét, illetve az AM gomba-spóraképződést számos biotikus és abiotikus tényező, valamint antropogén hatás befolyásolja. Ezek közül legfontosabbak a talaj fizikai és kémiai tulajdonságai, így a talaj pH-ja, foszfor- és szervesanyag tartalma, a gazdanövény és az aktív gyökérkolonizációt kialakító, illetve abban részt vevő AM gombafajok rendszertani hovatartozása (CARRENHO et al. 2001). Emellett a szimbiózis kialakulása és fenntartása valószínűleg a két partner együttes irányítása alatt áll, melynek molekuláris háttere még nem teljesen tisztázott (PARNISKE 2008). Az, hogy a különböző AM gombafajok eltérő mértékben alakítanak ki a növényekkel kapcsolatot, többek között – a növénytől kapott szénhidrát mennyiségére vonatkozóan – eltérő mértékű szénhidrát igényüknek is köszönhető (VIERHHEILIG et al. 2008). A gyökérkolonizáció meghatározása tehát az AM gombák jelenlétének kimutatására és a szimbiotikus kapcsolat mértékének megállapítására alkalmas, arról azonban nem nyújt információt, hogy az aktív szimbiotikus kapcsolatban mely AM gombák vesznek rész. A rizoszféra-talajokban jelenlévő AM gomba-spórák sem adnak információt erről, hiszen néhány AM gombafaj a gyökéren belül, vagy egyáltalán nem sporulál (BEVER et al. 1996). Ezért a növények gyökerét aktívan kolonizáló AM gombaközösség tagjainak azonosítását és az AM gombaközösség filogenetikai viszonyainak feltárását molekuláris technikával végeztük. A 2007. év során állapotfelmérésre irányuló vizsgálatokat végeztünk a hosszú távú monokultúrás termesztésből származó kukorica növények mikorrhizáltságára, illetve az általunk választott molekuláris módszerek alkalmazhatóságára vonatkozóan (4.1. fejezet). A vizsgálatokba két, eltérő növényi egyedsűrűségű kukorica monokultúrát vontunk be, egy normál, 70 000 és egy magasnak számító 100 000 növény ha-1 tőszámú állományt. A növénysűrűségnek a talaj mikroszervezeteire, köztük az AM gombákra kifejtett hatása kevéssé tanulmányozott jelenség, így eredményeinket nehéz összevetni a szakirodalommal. Az eddigi vizsgálatok elsősorban a gyökérkolonizáció és az AM gombák externális hifahosszának meghatározására terjedtek ki 73
(EISSENSTAT és NEWMAN 1990, ALLSOPP és STOCK 1992), melyek során a nagyobb növényi egyedsűrűség mellett megnövekedett mikorrhizációs kolonizációt figyeltek meg. Ezeket a vizsgálatokat azonban tenyészedény kultúrában végezték, és nem kukorica növényt vizsgáltak. Abból kiindulva viszont, hogy a nagyobb növényi egyedsűrűség a lombozat átfedéseinek következtében csökkenti a növények fotoszintézisét – a fotoszintézis csökkenésével az AM gombák számára elérhető növényi szénhidrátok mennyiségét is (BETHLENFALVAY és PACOVSKY 1983) –, feltételeztük, hogy a gyökérkolonizáció mértékében is csökkenés mutatkozik majd, mint ahogy azt SCHROEDER és JANOS (2005) is kimutatták tenyészedény kultúrában nevelt kukorica növényen. Mi azonban a normál, 70 000 növény ha-1 (ND) és a magas, 100 000 növény ha-1 (HD) tőszámú parcellákról gyűjtött kukorica gyökerek átlagos kolonizációs értékei (36,50 ± 4,12 % és 37,50 ± 3,42 %) között, valamint a rizoszféra-talajok 1 grammjában átlagosan található spórák számában (átlag 2,75 ± 0,5 és 2,5 ± 0,58 db g-1 talaj) sem találtunk szignifikáns különbséget. Ennek egyik magyarázata az lehet, hogy a mintavétel június közepén történt, amikor az állomány még nem zárt teljesen. Másrészről tudjuk, hogy a különböző AM gombafajok a növényi szénhidrátok mennyisségére vonatkozóan eltérő igénnyel rendelkeznek (SAITO et al. 2004), így a gyökérkolonizációban részt vevő AM gombaközösség szerkezetében akár változás is történhetett, ami viszont a gyökérkolonizációban és a spóraszámban nem feltétlenül mutatkozik meg. A szakirodalomban fellelhető, kukorica monokultúrára vonatkozó gyökérkolonizációs értékek és a rizoszféra-talajok 1 grammjában lévő AM gomba-spóraszámok nagy változatosságot mutatnak, legfőképpen az eltérő klimatikus és termesztési körülményeknek köszönhetően. Nyugat-Kenyában MATHIMARAN et al. (2007) vas-oxidokban gazdag (pH 5,0), vörös trópusi talajban augusztustól januárig termesztett kukorica növények rizoszféra-talajaiból 0,94 ± 0,08 db g-1 talaj átlagos AM gomba-spóraszámot állapítottak meg januárban, közvetlenül a kukorica betakarítását követően, míg OEHL et al. (2003) Franciaország és Németország barna erdőtalajaiban (pH 3,9-7,6) 2,5-8,0 db g-1 talaj átlagos AM gomba-spóraszámot állapított meg márciusban, a kukorica vegetációs periódusát megelőzően, három kukorica monokultúra esetében. Mexikóban ALGUACIL et al. (2008) 39,5 % gyökérkolonizációs százalékot állapítottak meg május végén, magas agyagtartalmú vertisol talajban termesztett kukorica növényen, mely hasonló érték, mint amit vizsgálataink során kaptunk júniusban. A 2008-as évben a tápanyag- utánpótlás (400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya valamint 7,5 t ha-1 beforgatott kukoricaszár) AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata (4.2. fejezet), valamint a kukorica monokultúra vetésforgó rendszerekkel (3 év lucerna – 5 év kukorica, 2 év búza – 2 év kukorica, kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza [Norfolk típus]) történő összehasonlítása (4.3. fejezet) során a növények gyökérkolonizációját és a rizoszféra talajokban lévő AM gombaspóra számokat 4 mintavételi időpontban, júniusban, júliusban, augusztusban és októberben 74
vizsgáltuk. A gyökérkolonizáció és az rizoszféra talajok AM gomba-spóraszáma is változott a vegetációs periódus során. A szakirodalomban fellelhető, hogy a kukorica gyökérkolonizációja az R1 generatív (bibekitolás) fejlődési stádiumában éri el a maximális értéket, míg a talajban lévő spórák száma egészen a növény fiziológiai érettségéig (R6) növekszik, azoknál a talajoknál, melyeknél szántás nélküli talajművelést végeznek. A szántásos talajművelés, ahogy az esetünkben is történt, az AM gomba inokulum potenciáljának csökkentésével a gyökérkolonizáció és sporuláció időbeli eltolódását eredményezi (KABÍR 2005), ami eredményeinken is megmutatkozott. A gyökérkolonizáció minden esetben júniustól növekedett és maximális értéket augusztusban mutatott, a kukorica biológiai érésekor – valamint a Norfolk típusú (CR7) vetésfogónál az őszi búza sárgulásakor –, majd augusztustól csökkent. A kukorica rizoszféra talajok AM gomba-spóraszáma – a sporuláció időbeli eltolódásának megfelelően – tovább növekedett a vegetációs periódus során egészen októberig – a tápanyag-utánpótlás hatásának vizsgálata során – a kontroll (NON) kukorica monokultúrában, valamint – a monokultúra vetésforgó rendszerek összehasonlítása során – a kukorica monokultúrában (CRM) és a 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3) vetésforgóban is. A rizoszféra talajok AM gomba-spóraszámának vegetációs periódus során bekövetkező változását BHADALUNG et al. (2005) szintén kimutatta hosszú időtartamú, 27 éves tápanyag-utánpótlási tartamkísérletben, Thaiföldön. Az általuk vizsgált kukorica monokultúra talaja viszont agyagos vályog volt (pH 7,4), és a klimatikus viszonyoknak megfelelően a kukorica vegetációs periódusa augusztustól januárig tartott. Az általunk vizsgált kukorica monokultúrában a szerves, 7,5 t ha-1 beforgatott kukoricaszár (IF) és a szervetlen, 400 kg ha-1 NPK (OF) tápanyag-utánpótlás – egyforma mértékben – szintén csökkentette a rizoszféra-talajokban lévő AM gomba-spóraszámot, mely a kukorica betakarítását követően, októberben vált hangsúlyossá. Ez nem meglepő, hiszen az AM gomba-növény kapcsolat a növény öregedésével és halálával véget ér, így az AM gombák sporulációja a hifákban és vezikulumokban raktározott szénhidrátok, illetve a még rendelkezésére álló növényi szénhidrátok erejéig fokozódik. A jobb tápanyag-ellátottságú növények azonban kevésbé vannak rászorulva az AM gomba nyújtotta előnyökre (JOHNSON 1993), így a szimbiózis számukra több költséggel járhat, mint haszonnal, ezért a szimbiózis fenntartására is kevesebb szénhidrát fordítódik. Ennek következtében kevesebb növényi- és raktározott szénhidrát állhat rendelkezésre az AM gombák sporulációját szolgáltató energiaként. BHADALUNG et al. (2005) a már említett 27 éve fenntartott tápanyag-utánpótlási tartamkísérletben végzett vizsgálataik során kimutatták, hogy a szervetlen tápanyag-utánpótlás 0-0-ról 180-180 N-P2O5 kg ha-1 évre történő növelése 70%-al csökkentette az AM gombák spóraszámát a talajban (47-ről 14 spóra g-1 talaj). A gyökérkolonizációs értékek vonatkozásában a kukorica monokultúra (CRM) a vetésforgó rendszerekkel összevetve összességében második helyen áll a Norfolk típusú vetésforgó (CR7) után, 75
míg a rizoszféra-talajokban októberre képződő AM gomba-spóra számok tekintetében egyértelműen első helyet foglal el. A Norfolk típusú vetésforgó búza növényeinek szignifikánsan magasabb gyökérkolonizációs értékei valószínűleg a megelőző növény (borsó) hatásának köszönhetőek (JEFWA et al. 2006, MATHIMARAN et al. 2005), másrészről az őszi búza fenológiai fázisai időben jóval megelőzik az kukoricáét, így a kolonizáció korábban, már kora tavasszal kialakulhatott. Az alacsony spóra produkció viszont magának a növénynek a hatását tükrözheti, hiszen a kukoricával ellentétben a búza fakultatívan mikotróf növénynek számít (PLENCHETTE et al. 2005). Például a legkisebb átlagos spóraprodukciót eredményező 2 év búza – 2 év kukorica vetésforgó rendszerben (CR5) is kizárólag búza váltakozik a kukoricával. A búza-kukorica rotáció hazánkban igen elterjedt, de úgy tűnik, hogy az AM gomba-spóraprodukcióra negatív hatással lehet. Eredményeinktől
eltérően,
kukorica
monokultúrák
vetésforgó
rendszerekkel
történő
összehasonlítása során OEHL et al. (2003) alacsonyabb AM gomba-spóraszámot (átlag 2,5-8,0 db g-1 talaj) állapított meg a kukorica monokultúrákban, mint a hét éves időtartamú vetésforgók talajaiban (átlag 9,7-12,5 db g-1 talaj). A vizsgálatot viszont márciusban, a kukorica vegetációs periódusát megelőzően (pH 3,9-7,6) végezték, és a három kukorica monokultúra mindegyike műtrágyázott volt (170-70 N-P2O5 kg ha-1), míg a két vetésforgó kisebb mennyiségű műtrágyát kapott (150-70 és 96-25 N-P2O5 kg ha-1) szerves kiegészítéssel (istállótrágya és szennyvíziszap). A mi esetünkben sem a kukorica monokultúra, sem a vetésforgók nem részesültek tápanyagutánpótlásban. Ahhoz, hogy a termesztési és talajhasználati eljárások AM gombákra gyakorolt hatásait mélyrehatóbban tanulmányozhassuk, molekuláris technikával azonosítottuk a hosszú távú monokultúrás és különböző vetésforgó tartamkísérletekből származó növényi gyökereket aktívan kolonizáló AM gombaközösségek tagjait, és feltártuk azok filogenetikai viszonyait. A 2007. év során
az
általunk
választott
molekuláris
módszerek
alkalmazhatóságát
eltérő
növényi
-1
egyedsűrűségű (70 000 és 100 000 növény ha ) kukorica monokultúrákból származó növényeken teszteltük, júniusban (4.1. fejezet). Ennek eredménye alapján a választott molekuláris módszert – a szekvencia számok optimalizálásával – alkalmasnak találtuk AM gomba diverzitás-vizsgálatok végzésére, így a 2008. évben a tápanyag-utánpótlás hatását (4.2. fejezet), valamint a kukorica monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlítását (4.3. fejezet) két mintavételi időpontban vizsgáltuk, júniusban és augusztusban. Ezt a két időpontot a gyökérkolonizációs értékek alapján választottuk ki, így az első, kiindulási, júniusi mintavételi időpont mellé a legnagyobb mértékű aktív mikorrhiza kapcsolatra utaló augusztusi időpontot választottuk. A vetésforgókkal összehasonlított kukorica monokultúránálban (CRM) ugyanúgy, mint a különböző tőszám hatását vizsgáló kísérlet (4.1.2. fejezet) normál, 70 000 növény ha-1 76
egyedsűrűségű (ND), valamint a tápanyag-utánpótlás hatását vizsgáló kísérlet (4.2.2. fejezet) kontroll (NON) kukorica monokultúráinál a kukorica növények AM gombaközösségében a Septoglomus nemzetséghez tartozó Glomus viscosum BEG 126 AM gombafajjal filogenetikai rokonságban álló molekuláris operatív taxonómiai egységek, MOTU-k (CRM – MOTU 07, ND – MOTU 03, NON – MOTU 09) domináltak. Az ezekkel a MOTU-kkal rokonságban álló AM gombafajokat (Septoglomus constrictum) és általánosságban a korábbi Glomus Group Aa fajcsoporthoz, vagyis a jelenlegi Septoglomus és Funneliformis nemzetségekhez tartozó AM gombafajokat már detektálták domináns AM gombaközösség alkotóként kukorica monokultúrában (BAINARD et al. 2012, OEHL et al. 2005). A növényi egyedsűrűség (70 000 és 100 000 növény ha-1) hatásának vizsgálata során a magasabb, 100 000 növény ha-1 tőszámú kukorica monokultúra állománynál viszont a legtöbb szekvenciát (40%) magába foglaló MOTU 07 a Glomus Group Ad fajcsoporthoz tartozott. Ebből a fajcsoportból jelenleg még nem ismerünk leírt AM gombafajt, de jelenlétüket már a természetes és az antropogén ökoszisztémákban egyaránt kimutatták (HELGASON et al. 1998, SAITO et al. 2004, BALESTRINI et al. 2010). Az általunk vizsgált magas, 100 000 növény ha-1 tőszámú kukorica monokultúrában átvette a domináns szerepet a Septoglomus nemzetségtől, pedig ennek a Glomus Group Ad fajcsoportnak a tagjai feltételezetten magas szénhidrát igénnyel rendelkeznek SAITO et. al. (2004) szerint, akik a Miscanthus és Zoysia fűfélék defoliációjának hatásvizsgálta során eltérő csoportokba sorolták a különböző AM gomba-fajcsoportokat azok növényi szénhidrát-mennyiségre vonatkozó igénye alapján. A növényi egyedsűrűség AM gomba közösségre gyakorolt hatásának vizsgálatáról
nem
található
információ
a
szakirodalomban,
bár
a
diverzitás
pontos
meghatározásához a fajszám-becslések tesztjei alapján nem bizonyult elegendőnek a szekvenciák száma, így következtetéseket erre vonatkozóan nem kívánunk levonni. Viszont azt meg kell jegyeznünk, hogy a normál, 70 000 növény ha-1 egyedsűrűségű kukorica monokultúrában, annak ellenére, hogy az AM gombaközösséget csak 41,18%-osan sikerült feltérképeznünk, a kimutatott és a becsült molekuláris operatív taxonómiai egységek (MOTU-k) száma is magasabb volt, mint a 100 000 növény ha-1 tőszámú kukorica monokultúrában, ahol a feltérképezett AM gombaközösség 95,25%-os volt. A tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata során kimutatott MOTU-k száma a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott kezelésnél fele annyi volt (7 MOTU), mint a kontroll és a 7,5 t ha-1 kukoricaszárat kapott kezeléseknél (14-14 MOTU). Ez utóbbiaknál ugyanaz a MOTU dominált, vagyis a már említett Septoglomus nemzetségbe tartozó Glomus viscosum BEG 126 AM gombafajjal filogenetikai rokonságban álló MOTU. Kukorica monokultúrában a Septoglomus és Funneliformis nemzetségekhez (a korábbi Glomus Group Aa fajcsoport) tartozó AM gombafajok domináns jelenléte tehát általános (OEHL et al. 2005), melyek 77
közül a F. mosseae és a Septoglomus constrictum gombákat szerves eredetű tápanyag-utánpótlást preferáló fajokként (OEHL et al. 2004) jellemezhetjük. A F. mosseae emellett BHADALUNG et. al. (2005) vizsgálataiban érzékenynek bizonyult a nagy mennyiségű N-P2O5 utánpótlásra. Ezek alapján domináns jelenlétük a 7,5 t ha-1 kukoricaszárat kapott kezelésnél, valamint hiányuk az 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott kezelésnél indokoltnak mondható. A 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott kezelésnél a szekvenciák többsége 4 főbb abundáns MOTU-ban oszlott el, melyek a Rhizophagus, a Sclerocystis, a Glomus Ad „fajcsoport” és a Glo4 filotípussal a tágabb értelemben vett Glomus nemzetségekhez tartoztak. A Rhizophagus és a Sclerocystis nemzetség tagjainak domináns jelenléte a műtrágyázott kezelésnél nem meglepő, hiszen a talaj magas tápanyagellátottságára – főképpen a talaj foszfortartalmára – leggyakrabban a Rhizophagus nemzetség tagjai toleránsak, ezek közül is legtöbb esetben a Rhizophagus intraradices dominanciáját mutatták ki (JOHNSON 1993, MATHIMARAN et al. 2005), esetünkben pedig a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott parcellák AL-P2O2 tartalma például háromszor olyan magas volt (103,5 ppm), mint a kontroll parcelláké (29,8 ppm), míg a 7,5 t ha-1 kukoricaszárat kapott kezeléseké csak kétszer akkora (57,5 ppm). A Glo4 filotípust ÖPIK et al. (2006) enyhén ruderális taxonként jellemzik, SAITO et. al. (2004) pedig a magas növényi szénhidrát igénnyel rendelkező csoportba sorolták, ami összefüggésbe hozható a nagy mennyiségű szervetlen tápanyag-utánpótlásnál megfigyelhető domináns jelenlétükkel, ugyanúgy mint hiányukkal a kontroll parcellákban. Az általunk kimutatott domináns MOTU-k olyan ruderális, generalista AM gombafajokhoz tartoznak, melyek jellemzőek a mezőgazdaságilag művelt területekre (JANSA et al. 2002a), emellett a kukorica monokultúrára is (OEHL et al. 2005). Abban, hogy a különböző AM gombák hogyan reagálnak a tápanyagutánpótlásra, közvetlen és közvetett hatások egyaránt szerepet játszanak. Ez összefügghet például a szimbionta partner rendelkezésére álló növényi szénhidrátok mennyiségével és minőségével (DOUDS és SCHENCK 1990, OLSSON et al. 2005), a talaj felvehető nitrogén tartalma által okozott gyökérmorfológiai változásokkal (JOHNSON 1993), valamint a kukoricaszár beforgatás hatására a talaj szaprotróf gombaközösségében bekövetkező változásokkal. A nagy mennyiségű szervetlen tápanyag-utánpótlás a szakirodalom szerint negatív hatással van az AM gomba diverzitásra (OEHL et. al. 2005) amellett, hogy változást idéz elő az AM gombaközösség összetételében (BHADALUNG et. al. 2005). Eredményeink szintén ezt mutatják, hiszen a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott kezelésből származó, valamint a kontroll, trágyázásban nem részesült növények AM gombaközössége jelentősen eltért (a hasonlóság csupán 1,52%-os volt). BHADALUNG et. al. (2005) ezt 27 éves tápanyag-utánpótlási tartamkísérletben, agyagos vályogtalajon (pH 7,4) mutatta ki, 0-180 kg N-P2O5 kg ha-1 szervetlen tápanyag-utánpótlás hatásának vizsgálata során. A szervetlen tápanyag-utánpótlás – feltételezetten a növényi gyökérből az ammónium felvételét követő protonkiáramlás következtében (MARSCHNER és DELL 1994) – a 78
rizoszféra-talaj pH értékének csökkenéséhez vezet, mely hatással van az AM gombaközösség szerkezetére (CLARK 1997, GIOVANNETTI 2000). Talajadataink (M4 melléklet) nem közvetlenül a rizoszférára vonatkoznak, de a 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágyát kapott parcellák talajainak pH-ja például alacsonyabb volt (pH 5,82), mint a kontroll és a 7,5 t ha-1 kukoricaszárat kapott kezelések talajainak pH-ja (pH 6,05 és 6,23). A 7,5 t ha-1 kukoricaszárat kapott kezelés növényeinek AM gombaközössége 81,58%-ban megegyezett a kontroll parcellák növényeiével, és júniusban az AM gomba diverzitás is egyformán alakult (H’: 2,20), azonban augusztusra ez lecsökkent (H’: 1,87), míg a 400 kg ha-1 NPK szervetlen kezelésnél e tekintetben javuló tendencia figyelhető meg (H’:1,64-ről 1,82-re nőtt augusztusra). Ennek oka lehet, hogy a műtrágya és a kukoricaszár eltérő dinamikájú tápanyag-feltáródással rendelkezik, így a gyökér ammónium fölvétele és a rizoszféra talajok pH-ja is eltér a két esetben, mely különbségek a vegetációs periódus során mérséklődhettek. Eredményeinktől eltérően HIJRI et. al. (2006) 170-70 N-P2O5 kg ha-1 műtrágyát kapott kukorica monokultúrából molekuláris technikával alacsonyabb (H’: 0,8) AM gombadiverzitás értéket állapított meg, ami egyrészről a technikák és a használt markerek közötti különbségekből, másrészről az eltérő talajadottságokból adódhat. Ezzel szemben OEHL et. al. (2010) 190-40 N-P2O5 kg ha-1 műtrágyát kapott kukorica monokultúra talajából (cambisol) kiemelkedően magas (H’: 2,31) diverzitás értéket mutattak ki – összesen 25 detektált AM gombafajjal –, viszont eredményük a talajból izolált AM gomba-spórák morfológiai vizsgálatán alapszik. Trágyázatlan és beforgatott kukoricaszárat kapott monokultúrára vonatkozó AM gomba diverzitás érték kevés található a szakirodalomban, BHADALUNG et. al. (2005) a már fentebb említett 27 éves tápanyag-utánpótlási tartamkísérletből származó, agyagos vályogtalajon (pH 7,4) termesztett kukorica monokultúrában a kontroll, trágyázatlan kezelésnél H’: 2,1-2,3 AM gomba diverzitást állapítottak meg, azonban ezt ők is a talajból izolált AM gomba-spórák morfológiai vizsgálatára alapozva végezték. A monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gomba-közösségeinek meghatározása során a lucerna – kukorica vetésforgóból (CR3) 9 MOTU-t mutattunk ki, itt a Glo4 filotípushoz tartozó MOTU, míg a Norfolk típusú vetésforgó (CR7) búza növényén a Rhizophagus intraradices AM gombafajjal rokon MOTU dominált. Ebből a vetésforgóból csupán 6 MOTU-t mutattunk ki, hasonlóan a búza – kukorica vetésforgóhoz (CR5), viszont ez utóbbinál az eddig felsorolt abundáns MOTU-kban egyenletesebben oszlottak meg a szekvenciák. A kukorica monokultúrából (CRM) összesen 11 MOTU-t különítettünk el, melyek közül itt is a Septoglomus nemzetségbe tartozó Glomus viscosum BEG 126 AM gombával filogenetikai rokonságban álló MOTU volt domináns. Azokból a rotációs rendszerekből, melyekben pillangós növény szerepelt a növényi összetételben (CR3 és CR7) ez a filotípus teljesen eltűnt, ugyanúgy, mint a 400 kg ha-1 NPK szervetlen tápanyagutánpótlás (4.2.2. fejezet) hatására. Mindebből arra következtetünk, hogy az alacsony tápanyag79
ellátottságú kukorica monokultúrában annak az AM gombának, mely ezt a MOTU-t képviseli, kiemelkedő szerepe lehet a kukorica növény tápanyag-ellátásában. Ez a szerep a tápanyagszint növekedésével valószínűleg veszít jelentőségéből, így nyújtva teret a nagy szénhidrát igényű, ruderális és generalista AM fajoknak, mint amilyen a Rhizophagus intraradices vagy a Glo4 filotípusú AM gomba is. Ezt az is alátámasztja, hogy a Glo4 filotípushoz tartozó MOTU-k a 3 év lucerna – 5 év kukorica vetésforgóban (CR3; MOTU 12) és a 400 kg ha-1 NPK szervetlen tápanyagutánpótlásban részesült (4.2.2. fejezet) kukorica monokultúrában (IF; MOTU 20) dominánsan voltak jelen. Ugyanez érvényes a Rhizophagus intraradices AM gombafajjal szoros filogenetikai rokonságban álló MOTU-kra a kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza, Norfolk típusú vetésforgóban (CR7; MOTU 14) és a szervetlen tápanyag-utánpótlásban részesült kukorica monokultúrában (IF; MOTU 11, MOTU 12) (4.2.2. fejezet). Összefoglalva eredményeinket, kijelenthetjük, hogy a vetésforgó jelentős változást okozott az AM gombaközösség összetételében a kukorica monokultúrával összevetve, ami a szakirodalmi adatokkal megegyezik (JOHNSON et al. 1991, HENDRIX et al. 1995, DANIELL et al. 2001). Eredményeink szintén alátámasztják azt a tényt, hogy a növényi gyökereket aktívan kolonizáló AM gombák közül csak néhány dominál még a magas növényi diverzitással rendelkező ökoszisztémákban is (DEBELLIS és WIDDEN 2006, HUSBAND et al. 2002; STUKENBROCK és ROSENDAHL 2005). A kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gomba diverzitása – az AM gombaközösség szerkezetének változása következtében – a vegetációs idő előrehaladtával csökkent, mely megegyezik az AM diverzitás szezonális változásával kapcsolatos szakirodalmi eredményekkel (DANIELL et al. 2001, BAINARD et al. 2012). A növényi gyökeret aktívan kolonizáló AM gombák versengése az új kolonizációs helyekért és a növény fotoszintetikus produktumaiért egy-két sikeresebb AM gomba dominanciáját eredményezi, kiszorítva ezzel a többi gombát. A domináns gyökérkolonizálók ezután szinte egyeduralkodóvá válnak az AM gombaközösségben, melyből a többi gomba akár teljesen el is tűnhet. Ez a folyamat az AM diverzitás csökkenéséhez vezethet a gazdanövény vegetációs idejének előrehaladtával, mint ahogy azt eredményeink is tükrözték, legszembetűnőbben a Norfolk típusú vetésforgó búzájánál, ami augusztus elejére már teljesen lesárgult. A jelenséget DUMBRELL et al. (2010) „overdominance”-ként emlegeti, viszont a különböző szerzők eredményeinek összehasonítása során nem talált összefüggést az ökoszisztémák és dominánsan jelenlévő AM gombák között. Azt, hogy a különböző szerzők eltérő AM gomba filotípusokat azonosítottak az AM gombaközösségek domináns alkotóiként, a domináns AM gombáknak a talajok fizikai és kémiai tulajdonságához való lokális adaptációjával és a növényközösség meghatározó szerepével magyarázták. Eredményeink alapján a vetésforgó alkalmazása – a monokultúrához képest – nem gyakorolt pozitív hatást az AM gomba diverzitásra, kivéve a 3 év lucerna – 5 év kukorica vetésforgóban (CR3) 80
termesztett, virágzásban lévő kukoricánál. Összességében a Norfolk típusú vetésforgó (CR7) – az éppen soron lévő búzával –, valamint a búza – kukorica vetésforgó (CR5) bizonyult a legkevésbé kedvezőnek az AM gomba diverzitás szempontjából.
Ezekből arra következtetünk, hogy a
vetésforgó növényi összetétele határozza meg az AM gombaközösség szerkezetét, és ezt is inkább indirekt módon, a talaj tápanyag-ellátottságára gyakorolt hatásán keresztül. Korábbi tanulmányok is azt mutatják, hogy a növényi összetétel hatással van az AM gombközösség szerkezetére, kiváltképpen az alacsony tápanyag-ellátottságú talajok esetén (HELGASON et. al. 2007, DUMBRELL et. al. 2010). Az ilyen talajokban néhány AM gombának kiemelkedő szerepe lehet a növény tápanyag-ellátásában. A kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gomba diverzitásának összehasonítása során kapott eredményeink eltérnek a szakirodalomban megtalálható, vetésforgó alkalmazásával kapcsolatos pozitív eredményektől (HIJRI et al. 2006, OEHL et al. 2003, OEHL et. al. 2009). Ez valószínűleg annak köszönhető, hogy különböző szerzők által vizsgált monokultúrák és vetésforgó rendszerek mindegyike valamilyen formában részesült tápanyagutánpótlásban. OEHL et. al. (2003 és 2009) a vizsgálataikat márciusban, a kukorica vegetációs periódusát megelőzően (pH 3,9-7,6) végezték a talajból izolált spórák morfológiai azonosításával, és az általuk vizsgált három kukorica monokultúra mindegyike műtrágyázott volt (170-70 NP-P2O5 kg ha-1), míg a két vetésforgó (7 év: két és fél év lóhere kaszáló, burgonya, cékla, és gabonafélék) kisebb mennyiségű műtrágyát kapott (150-70 és 96-25 NP-P2O5 kg ha-1) szerves kiegészítéssel (istállótrágya és szennyvíziszap). HIJRI et. al. (2006) pedig ugyanezeket a területeket vizsgálta. Javaslatok Az általunk vizsgált kukorica monokultúra a közel 50 év óta alkalmazott intenzív termesztési módszerek ellenére is gazdag AM gombaközösséggel rendelkezik – összehasonlítva más európai és amerikai kukorica kultúrákkal (ALGUACIL et al. 2008, HIJRI et al. 2006) –, amely arra utalhat, hogy Magyarország klimatikus és talajadottságai kedvező hatással vannak az AM gombaközösségek diverzitására, így az AM gomba diverzitás megóvása és fenntartása hazánkban az integrált növénytermesztés szerves részeként kiemelkedően fontos jelentőséggel bírhat. Eredményeink agroökológiai szempontból fontosnak tekinthetőek, hiszen az elterjedőben lévő ökológiai (organic farming) és kis ráfordítású (low input) gazdálkodások során gyakran alakul ki negatív tápanyagmérleg a talajban, amit a mikorrhiza-növény interakciók előnyös hatásainak kihasználásával – a megfelelő termesztési eljárás és növényfajta megválasztásán keresztül – mérsékelni lehetne, ha elegendő információval rendelkeznénk az agrotechnikai eljárások AM gombákra gyakorolt hatásairól. Segítséget nyújtva a gyakorlati mezőgazdaság számára, a jelen kutatás eredményei gyarapíthatják meglévő ismereteinket egy hatékony és a termesztési rendszerekhez
leginkább
adaptálódott
AM
gomba 81
oltóanyag-kombináció
összetételének
megállapításában. Az általunk kimutatott domináns MOTU-k közül számos olyan volt, melyekhez tartozó filotípusokról (Glo4, Glo7) a szakirodalomban már jelentős információ áll rendelkezésünkre, ugyanakkor leírt AM gombafajt még nem tudunk hozzárendelni. A molekuláris módszereket a jövőben ezért érdemes lenne spóramorfológiai vizsgálatokkal kiegészíteni, amelyek lehetővé tennék ezeknek az AM gombáknak az izolálását. Ahhoz azonban, hogy az AM gomba – növény interakció előnyös hatásait a mezőgazdasági termesztésben hatékonyan ki tudjuk használni, a gombák izolálása mellett elengedhetetlenül fontos a magyarországi agroökoszisztémákra jellemző AM gombaközösség szerkezetének pontos feltárása, melyhez a jelen munka is hozzá kívánt járulni.
82
6. ÖSSZEFOGLALÁS Munkánk során az MTA Mezőgazdasági Kutatóintézet kísérleti területén, Martonvásáron beállított hosszú távú monokultúrás és különböző vetésforgó tartamkísérletekből származó kukorica növények mikorrhizáltságának vizsgálatát végeztük el a rizoszféra talajok AM gomba spóraszámának meghatározásával, valamint a gyökérkolonizáció mértékére utaló mikorrhizáltsági százalékok becslésével. A növényi gyökereket aktívan kolonizáló arbuszkuláris mikorrhiza (AM) gombák kimutatását és azonosítását molekuláris módszerrel, a 18S rRNS gének konzervatív régióira tervezett indítószekvenciákkal kivitelezett nested-PCR eljárással végeztük. Eredményeink alapján választ vártunk arra a kérdésre, hogy a különböző agrotechnikai beavatkozások milyen változást idéznek elő az AM gombafajok előfordulásában és egymáshoz viszonyított arányában. E célból vizsgáltuk a növénysűrűség (i), valamint a szervetlen műtrágyázás és szerves tápanyagutánpótlás (ii) AM gombaközösség összetételére és szerkezetére gyakorolt hatásait kukorica monokultúrában. Ezen kívül, összehasonlítottuk a kukorica monokultúra és három különböző vetésforgó (3 év lucerna – 5 év kukorica, 2 év búza – 2 év kukorica, kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza) alkalmazásának AM gombaközösségre gyakorolt hatását (iii). Eredményeink alapján megállapítható, hogy a vizsgált kukorica monokultúra a közel 50 év óta alkalmazott intenzív termesztési módszerek ellenére is gazdag AM gombaközösséggel rendelkezik – az általunk detektált filotípusok száma magasabb volt, mint amit eddig molekuláris technikákkal kimutattak kukorica monokultúrából. A gyökérkolonizáció mértéke és a talaj AM gomba spóraszáma nem függött a kukorica állománysűrűségétől, viszont igazoltuk a tápanyagutánpótlás negatív hatását a talajban lévő AM gomba spórák számának változására. A szervetlen tápanyag-utánpótlás negatív hatással volt kolonizációban résztvevő AM gombaközösség diverzitására, és befolyásolta annak összetételét. Kukorica monokultúrában és vetésforgó rendszerekben is igazoltuk az AM gyökérkolonizáció és a talajban lévő AM gombaspórák számának szezonális változását. A vetésforgóban termesztett növények AM gomba-közösségeinek összetétele jelentősen eltért a monokultúrában termesztett kukorica AM gombaközösség összetételétől. Mindemellett a vetésforgó alkalmazása – a monokultúrához képest – nem gyakorolt pozitív hatást az AM gomba diverzitásra, kivéve a 3 év lucerna – 5 év kukorica vetésforgóban (CR3) termesztett, virágzásban lévő kukoricánál. A kukorica monokultúra és a vetésforgó rendszerek AM gombaközösségeinek diverzitása a vegetációs idő előrehaladtával csökkent.
83
7. SUMMARY We assessed the diversity of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) associated with maize in a 50 years old long-term monocropping experiment, established at Martonvásár by Agricultural Research Institute of the Hungarian Research Academy of Sciences. The presence of AMF was verified by estimating spore abundance in the soil and by mycorrhizal roots colonization. Community composition of AMF in roots was analysed with molecular approach amplifying a portion of AM fungal 18S rDNA by nested-PCR. The effect of (i) organic/inorganic fertilization and (ii) plant densities on AMF community diversity and structure was evaluated as well as the effect of (iii) different crop rotation models (3 years alfalfa - 5 years maize, 2 years maize - 2 year wheat, maize - spring barley – peas - wheat). In maize monoculture we found a relatively rich AMF community even after such an extreme and durable reduction of host plant diversity, with a number of phylotypes detected higher then others found in previous works by molecular tools. Root colonization and spores abundance were not affected by plant density whereas we verified the negative influence of the inorganic fertilization on spores abundance in the soil. The inorganic fertilization influenced the composition of AMF assemblages associated to the corn roots with a negative impact on the diversity. A seasonal change in root colonization and in spores abundance was observed in the crop rotation trials as well as in the maize monoculture. Significant differences in the composition and structure of AMF communities were detected between the maize monocropping and the crop rotation systems. In addition crop rotation had not a positive effect on the diversity of the AMF except for flowering maize in the 3 years alfalfa - 5 years maize rotation system. The diversity of the AMF was also found to decrease with time both in the monoculture and in the crop rotation trials.
84
8. MELLÉKLETEK M1. Irodalomjegyzék ABBOTT L.K., ROBSON A.D. (1977): The distribution and abundance of vesicular-arbuscular endophytes in some Western Australian soils. Australian Journal of Botany, 25: 515-522. p. AKIYAMA K., MATSUZAKI K., HAYASHI H. (2005): Plant sesquiterpenes induce hyphal branching in arbuscular mycorrhizal fungi. Nature, 435 (7043): 824-827. p. ALGUACIL M.M., LUMINI E., ROLDÁN A., SALINAS-GARCIA J.R., BONFANTE P., BIANCIOTTO V. (2008): The impact of tillage practices on arbuscular mycorrhizal fungal diversity in subtropical crops. Ecological Applications, 18: 527-536. p. ALLSOPP N., STOCK W.D. (1992): Density dependent interactions between VA mycorrhizal fungi and even-aged seedlings of two perennial Fabaceae species. Oecologia, 91(2): 281287. p. ALTSCHUL S.F., MADDEN T.L., SCHÄFFER A.A., ZHANG J., ZHANG Z., MILLER W., LIPMAN D.J. (1997): Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Research, 25 (17): 3389-3402. p. AMES R.N., SCHNEIDER R.W. (1979): Entrophospora, a new genus in the Endogonaceae. Mycotaxon, 8 (2): 347-352. p. AN Z.-Q., HENDRIX J.W., HERSHMAN D.E., FERRISS R.S., HENSON G.T. (1993): The influence of crop rotation and soil fumigation on a mycorrhizal fungal community associated with soybean. Mycorrhiza, 3 (4): 171-182. p. ANTONIOLLI Z.I., SCHACHTMAN D.P., OPHEL-KELLER K., SMITH S.E. (2000): Variation in rDNA ITS sequences in Glomus mosseae and Gigaspora margarita spores from a permanent pasture. Mycological Research, 104 (6): 708-715. p. AUGÉ R.M., TOLER H.D., SAMS C.E., NASIM G. (2008): Hydraulic conductance and water potential gradients in squash leaves showing mycorrhiza-induced increases in stomatal conductance. Mycorrhiza, 18 (3): 115-121. p. AZCÓN-AGUILAR C., BAREA J.M. (1996): Arbuscular mycorrhizas and biological control of soil-borne plant pathogens - An overview of the mechanisms involved. Mycorrhiza, 6 (6): 457-464. p. BAGAYOKO M., BUERKERT A., LUNG G., BATIONO A., RÖMHELD V. (2000): Cereal/legume rotation effects on cereal growth in Sudano-Sahelian West Africa: soil mineral nitrogen, mycorrhizae and nematodes. Plant and Soil, 218: 103-116. p. BAGO B., PFEFFER P., SHACHAR-HILL Y. (2001): Could the urea cycle be translocating nitrogen in the arbuscular mycorrhizal symbiosis? New Phytologist, 149 (1): 4-8. p. 85
BAINARD L.D., KOCH A.M., GORDON A.M., KLIRONOMOS J.N. (2012): Temporal and compositional differences of arbuscular mycorrhizal fungal communities in conventional monocropping and tree-based intercropping systems. Soil Biology and Biochemistry, 45: 172-180. p. BALESTRINI R., MAGURNO F., WALKER C., LUMINI E., BIANCIOTTO V. (2010): Cohorts of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) in Vitis vinifera, a typical Mediterranean fruit crop. Environmental Microbiology Reports, 2 (4): 594-604. p. BAREA J.M., POZO M.J., AZCÓN R., AZCÓN-AGUILAR C. (2005): Microbial co-operation in the rhizosphere. Journal of Experimental Botany, 56 (417): 1761-1778. p. BASTMEYER M., DEISING H.B., BECHINGER C. (2002): Force exertion in fungal infection. Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure, 31: 321-341. p. BECKER W.N., HALL I.R. (1976): Gigaspora margarita, a new species in the Endogonaceae. Mycotaxon, 4 (1): 155-160. p. BESSERER A., PUECH-PAGÈS V., KIEFER P., GOMEZ-ROLDAN V., JAUNEAU A., ROY S., PORTAIS J.C., ROUX C., BÉCARD G., SÉJALON-DELMAS N. (2006): Strigolactones stimulate arbuscular mycorrhizal fungi by activating mitochondria. Plos Biology, 4: 12391247. p. BETHLENFALVAY G.J., PACOVSKY R.S. (1983): Light effects in mycorrhizal soybeans. Plant Physiology, 73(4): 969-972. p. BEVER J.D., MORTON J.B., ANTONOVICS J., SCHULTZ P.A. (1996): Host-dependent sporulation and species diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in a mown grassland. Journal of Ecology, 84 (1): 71-82. p. BHADALUNG N.N., SUWANARIT A., DELL B., NOPAMORNBODI O., THAMCHAIPENET A., RUNGCHUANG J. (2005): Effects of long-term NP-fertilization on abundance and diversity of arbuscular mycorrhizal fungi under a maize cropping system. Plant and Soil, 270 (1): 371-382. p. BIANCIOTTO V., BONFANTE P. (1992): Quantification of the nuclear DNA content of two arbuscular mycorrhizal fungi. Mycological Research, 96 (12): 1071-1076. p. BIDARTONDO M.I., REDECKER D., HIJRI I., WIEMKEN A., BRUNS T.D., DOMÍNGUEZ L., SÉRSIC A., LEAKE J.R., READ D.J. (2002): Epiparasitic plants specialized on arbuscular mycorrhizal fungi. Nature, 419 (6905): 389-393. p. BLACK R., TINKER P.B. (1979): The development of endomycorrhizal root systems. II. Effect of agronomic factors and soil conditions on the development of vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in barley and on the endophyte spore density. New Phytologist, 83 (2): 401-413. p. 86
BLASZKOWSKI J. (1988): Three new vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi (Endogonaceae) from Poland. Bulletin of the Polish Academy of Sciences. Biological Sciences, 36: 10-12. p. BODDINGTON C.L., DODD J.C. (2000): The effect of agricultural practices on the development of indigenous arbuscular mycorrhizal fungi. I. Field studies in an Indonesian ultisol. Plant and Soil, 218: 137-144. p. BÖRSTLER B. (2010): Diversity of cultured isolates and field populations of the arbuscular mycorrhizal fungus "Glomus intraradices": development and application of molecular detection methods for mitochondrial haplotypes. PhD Thesis. University of Basel, Faculty of Science. BRACHMANN A. (2006): Plant-fungal symbiosis en gros and en détail. New Phytologist, 171 (2): 242-246. p. BRUNDRETT M.C. (2002): Coevolution of roots and mycorrhizas of land plants. New Phytologist, 154 (2): 275-304. p. CARRENHO R., SILVA E.S., TRUFEM S.F.B., BONONI V.L.R (2001): Successive cultivation of maize and agricultural practices on root colonization, number of spores and species of arbuscular mycorrhizal fungi. Brazilian Journal of Microbiology 32: 262-270. p. CLAPP J.P., YOUNG J.P.W., MERRYWEATHER J.W., FITTER A.H. (1995): Diversity of fungal symbionts in arbuscular mycorrhizas from a natural community. New Phytologist, 130 (2): 259-265. p. CLAPP J.P., FITTER A.H., MERRYWEATHER J.W. (1996): Arbuscular mycorrhizas. S. Hall, Editor, Methods for the Examination of Organism Diversity in Soils and Sediments, CAB International, New York. 145-161. p. CLAPP J.P., FITTER A.H., YOUNG J.P.W. (1999): Ribosomal small subunit sequence variation within spores of an arbuscular mycorrhizal fungus Scutellospora sp. Molecular Ecology, 8 (6): 915-921. p. CLAPP J.P., RODRIGUEZ A., DODD J.C. (2001): Inter- and intra-isolate rRNA large subunit variation in Glomus coronatum spores. New Phytologist, 149 (3): 539-554. p. CLAPP J. P., RODRIGUEZ A., DODD J.C. (2002): Glomales rRNA gene diversity - all that glistens is not necessarily glomalean? Mycorrhiza, 12 (5): 269-270. p. CLARK R.B. (1997): Arbuscular mycorrhizal adaptation, spore germination, root colonization, and host plant growth and mineral acquisition at low pH. Plant and Soil, 192 (1): 15-22. p. COMANDINI O., CONTU M., RINALDI A.C. (2006): An overview of Cistus ectomycorrhizal fungi. Mycorrhiza, 16 (6): 381-395. p. CORDIER C., POZO M.J., BAREA J.M., GIANINAZZI S., GIANINAZZI-PEARSON V. (1998): Cell defense responses associated with localized and systemic resistance to Phytophthora 87
parasitica induced in tomato by an arbuscular mycorrhizal fungus. Molecular PlantMicrobe Interactions, 11(10): 1017-1028. p. COUGHLAN A.P., DALPÉ Y., LAPOINTE L., PICHÉ Y. (2000): Soil pH-induced changes in root colonization, diversity, and reproduction of symbiotic arbuscular mycorrhizal fungi from healthy and declining maple forests. Canadian Journal of Forest Research, 30 (10): 15431554. p. CROLL D., GIOVANNETTI M., KOCH A.M., SBRANA C., EHINGER M., LAMMERS P.J., SANDERS I.R. (2009): Nonself vegetative fusion and genetic exchange in the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices. New Phytologist, 181 (4): 924-937. p. DANIELL T.J., HUSBAND R., FITTER A.H., YOUNG J.P.W. (2001): Molecular diversity of arbuscular mycorrhizal fungi colonising arable crops. FEMS Microbiology Ecology, 36 (2-3): 203-209. p. DEARNALEY J.D.W. (2007): Further advances in orchid mycorrhizal research. Mycorrhiza, 17 (6): 475-486. p. DEBELLIS T., WIDDEN P. (2006): Diversity of the small subunit ribosomal RNA gene of the arbuscular mycorrhizal fungi colonizing Clintonia borealis from a mixed-wood boreal forest. FEMS Microbiology Ecology, 58 (2): 225-235. p. DEL VAL C., BAREA J.M., AZCÓN-AGUILAR C. (1999): Diversity of arbuscular mycorrhizal fungus populations in heavy-metal-contaminated soils. Applied and Environmental Microbiology, 65 (2): 718-723. p. DI BONITO R., ELLIOTT M.L., DES JARDIN E.A. (1995): Detection of an arbuscular mycorrhizal fungus in roots of different plant species with the PCR. Applied and Environmental Microbiology, 61 (7): 2809-2810. p. DONG X., ZHAO B. (2006): Nested multiplex PCR - A feasible technique to study partial community of arbuscular mycorrhizal fungi in field-growing plant root. Science in China Series C: Life Sciences, 49 (4): 354-361. p. DOUDS D.D. Jr., SCHENCK N.C. (1990): Relationship of colonization and sporulation by VA mycorrhizal fungi to plant nutrient and carbohydrate contents. New Phyotologist, 116 (4): 621-627. p. DOUDS D.D. Jr., JANKE R.R., PETERS S.E. (1993): VAM fungus spore populations and colonization of roots of maize and soybean under conventional and low-input sustainable agriculture. Agriculture, Ecosystems and Environment, 43 (3-4): 325-335. p. DOUDS D.D. Jr., GALVEZ L., FRANKE-SNYDER M., REIDER C., DRINKWATER L.E. (1997): Effect of compost addition and crop rotation point upon VAM fungi. Agriculture, Ecosystems and Environment, 65 (3): 257-266. p. 88
DOUDS D.D. Jr., MILLNER P. (1999): Biodiversity of arbuscular mycorrhizal fungi in agroecosystems. Agriculture, Ecosystems and Environment, 74 (1-3): 77-93. p. DREW E.A., MURRAY R.S., SMITH S.E., JAKOBSEN I. (2003): Beyond the rhizosphere: growth and function of arbuscular mycorrhizal external hyphae in sands of varying pore sizes. Plant and Soil, 251 (1): 105-114. p. DUMBRELL A.J., NELSON M., HELGASON T., DYTHAM C., FITTER A.H. (2010): Relative roles of niche and neutral processes in structuring a soil microbial community. The ISME Journal, 4: 337-345. p. EISSENSTAT D.M., NEWMAN E.I. (1990): Seedling establishment near large plants: effects of vesicular-arbuscular mycorrhizas on the intensity of plant competition. Functional Ecology, 4 (1): 95-99. p. ERŐS-HONTI
Z.S.,
JAKUCS
ochraceobrunnescens”
+
E.,
KOVÁCS
Helianthemum
M.G.
canum
(L.)
(2008): Baumg.
„Helianthemirhiza Descriptions
of
Ectomycorrhizae, 11/12: 711-75. p. FITTER A.H. (2001): Specificity, links and networks in the control of diversity in plant and microbial communities. Huntly M.C., Levin S. (eds.) Ecology: achievement and challenge. British Ecological Society Symposium 41,. Oxford: Blackwell Scientific Publications. 95114. p. FITTER A.H. (2005): Darkness visible: reflections on underground ecology. Journal of Ecology, 93 (2): 231-243. p. FRANCIS R., READ D.J. (1994): The contributions of mycorrhizal fungi to the determination of plant community structure. Plant and Soil, 159 (1): 11-25. p. FRANCIS R., READ D. J. (1995): Mutualism and antagonism in the mycorrhizal symbiosis, with special reference to impacts on plant community structure. Canadian Journal of Botany, 73 (S1): 1301-1309. p. FRANK B.F. (1885): Über die auf Wurzelsymbiose beruhende Ernährung gewisser Bäume durch unterirdische Pilze. Berichte der deutschen botanischen Gesellschaft, 3: 128-145. p. FRANKE-SNYDER M., DOUDS D.D., GALVEZ L., PHILLIPS J.G., WAGONER P., DRINKWATER L., MORTON J.B. (2001): Diversity of communities of arbuscular mycorrhizal (AM) fungi present in conventional versus low-input agricultural sites in eastern Pennsylvania, USA. Applied Soil Ecology, 16 (1): 35-48. p. FRIESE C.F., ALLEN M.F. (1991): The spread of VA mycorrhizal fungal hyphae in the soil: inoculum types and external hyphal architecture. Mycologia, 83 (4): 409-418. p.
89
FÜZY A., BIRÓ B., TÓTH T., HILDEBRANDT J., BOTHE H. (2008): Drought, but not salinity determines the apparent effectiveness of halophytes colonized by arbuscular mycorrhizal fungi. Journal of Plant Physiology, 165 (11): 1181-1192. p. GALVEZ L., DOUDS D.D., DRINKWATER L.E., WAGONER P. (2001): Effect of tillage and farming system upon VAM fungus populations and mycorrhizas and nutrient uptake of maize. Plant and Soil, 228 (2): 299-308. p. GAVITO M.E., MILLER M.H. (1998): Changes in mycorrhiza development in maize induced by crop management practices. Plant and Soil, 198 (2): 185-192. p. GENRE A., CHABAUD M., FACCIO A., BARKER D.G., BONFANTE P. (2008): Prepenetration apparatus assembly precedes and predicts the colonization patterns of arbuscular mycorrhizal fungi within the root cortex of both Medicago truncatula and Daucus carota. The Plant Cell, 20 (5): 1407-1420. p. GERDEMANN J.W., NICOLSON T.H. (1963): Spores of mycorrhizal Endogone species extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactions of the British Mycological Society, 46 (2): 235-244. p. GERDEMANN J.W., TRAPPE J.M. (1974): The Endogonaceae in the Pacific Northwest. Mycologia Memoir, 5: 1-76. p. GILDON A., TINKER P.B. (1983): Interactions of vesicular-arbuscular mycorrhizal infection and heavy metals in plants: I. The effects of heavy metals on the development of vesiculararbuscular mycorrhizas. New Phytologist, 95 (2): 247-261. p. GIOVANNETTI M., MOSSE B. (1980): An evaluation of techniques for measuring vesicular arbuscular mycorrhizal infection in roots. New Phytologist, 84 (3): 489-500. p. GIOVANNETTI M. (2000): Spore germination and presymbiotic mycelial growth. In: Kapulnik Y., Douds D.D. (Eds.), Arbuscular Mycorrhizas: Physiology and Function. Kluwer Academic Publishers, Dortrecht, The Netherlands, 47-68. p. GIOVANNETTI M., SBRANA C., AVIO L., STRANI P. (2004): Patterns of below-ground plant interconnections established by means of arbuscular mycorrhizal networks. New Phytologist, 164 (1): 175-181. p. GOLLOTTE A., VAN TUINEN D., ATKINSON D. (2004): Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi colonising roots of the grass species Agrostis capillaris and Lolium perenne in a field experiment. Mycorrhiza, 14 (2): 111-117. p. GOTO B.T., MAIA L.C. (2006): Glomerospores: a new denomination for the spores of Glomeromycota, a group molecularly distinct from the Zygomycota. Mycotaxon, 96: 129132. p.
90
GRAHAM J.H., LEONARD R.T., MENGE J.A. (1981): Membrane-mediated decrease in root exudation responsible for phosphorus inhibition of vesicular arbuscular mycorrhizae formation. Plant Physiology, 68 (3): 548-552. p. GRYNDLER M., LESTINA J., MORAVEC V., PRIKYL Z., LIPAVSKY J. (1990): Colonization of maize roots by VAM-fungi under conditions of long-term fertilization of varying intensity. Agriculture, Ecosystems and Environment, 29 (1-4): 183-186. p. GRYNDLER M., HRŠELOVÁ H., SUDOVÁ R., GRYNDLEROVÁ H., ŘEZÁČOVÁ V., MERHAUTOVÁ V. (2005): Hyphal growth and mycorrhiza formation by the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus claroideum BEG 23 is stimulated by humic substances. Mycorrhiza, 15 (7): 483-488. p. GUGGENBERGER G., FREY S., SIX J., PAUSTIAN K., ELLIOT E. (1999): Bacterial and fungal cell-wall residues in conventional and no-tillage agroecosystems. Soil Science Society of America Journal, 63 (5): 1188-1198. p. GUTTAY A.J.R., DANDURAND L.M.C. (1989): Interaction of the vesicular-arbuscular mycorrhizae of maize with extractable soil phosphorus levels and nitrogen-potassium fertilizers. Biology and fertility of soils, 8 (4): 307-310. p. HARAMOTO E.R., GALLANDT E.R. (2004): Brassica cover cropping for weed management: A review. Renewable Agriculture and Food Systems, 19: 187-198. p. HARINIKUMAR K.M., BAGYARAJ D.J. (1988): Effect of crop rotation on native vesiculararbuscular mycorrhizal propagules in soil. Plant and Soil 110 (1): 77-80. p. HARRISON M. J. (2005): Signaling in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Annual Review of Microbiology, 59: 19-42. p. HAYMAN D.S. (1983): The physiology of vesicular-arbuscular endomycorrhizal symbiosis. Canadian Journal of Botany, 61: 944-963. p. HELGASON T., DANIELL T., HUSBAND R., FITTER A.H., YOUNG J. (1998): Ploughing up the wood-wide web? Nature, 394 (6692): 431. p. HELGASON T., MERRYWEATHER J.W., DENISON J., WILSON P., YOUNG J.P.W., FITTER A.H. (2002): Selectivity and functional diversity in arbuscular mycorrhizas of co-occurring fungi and plants from a temperate deciduous woodland. Journal of Ecology, 90 (2): 371-384. p. HELGASON T., MERRYWEATHER J.W., YOUNG J.P.W., FITTER A.H. (2007): Specificity and resilience in the arbuscular mycorrhizal fungi of a natural woodland community. Journal of Ecology, 95 (4): 623-630. p. HENDRIX J.W., GUO B.Z., AN Z.-Q. (1995): Divergence of mycorrhizal fungal communities in crop production systems. Plant and Soil, 170 (1): 131-140. p. 91
HIJRI M., SANDERS I.R. (2004): The arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices is haploid and has a small genome size in the lower limit of eukaryotes. Fungal Genetics and Biology, 41 (2): 253-261. p. HIJRI I., SÝKOROVÁ Z., OEHL F., INEICHEN K., MÄDER P., WIEMKEN A., REDECKER D. (2006): Communities of arbuscular mycorrhizal fungi in arable soils are not necessarily low in diversity. Molecular Ecology, 15 (8): 2277-2289. p. HILDEBRANDT U., JANETTA K., OUZIAD F., RENNE B., NAWRATH K., BOTHE H. (2001): Arbuscular mycorrhizal colonization of halophytes in Central European salt marshes. Mycorrhiza, 10 (4): 175-183. p. HILDEBRANDT U., REGVAR M., BOTHE H. (2007): Arbuscular mycorrhiza and heavy metal tolerance. Phytochemistry, 68 (1): 139-146. p. HOPKINS N. A. (1986): Mycorrhizae in a California serpentine grassland community. Canadian Journal of Botany, 65: 484-487. p. HOSNY M., GIANINAZZI-PEARSON V., DULIEU H. (1998): Nuclear DNA content of 11 fungal species in Glomales. Genome, 41 (3): 422-428. p. HUSBAND R., HERRE E.A., TURNER S.L., GALLERY R., YOUNG J.P.W. (2002): Molecular diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and patterns of host association over time and space in a tropical forest. Molecular Ecology, 11 (12): 2669-2678. p. IANSON D.C., ALLEN M.F. (1986): The effects of soil texture on extraction of vesiculararbuscular mycorrhizal fungal spores from arid sites. Mycologia, 78 (2): 164-168. p. INOUE H., NOJIMA H., OKAYAMA H. (1990): High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene, 96 (1): 23-28. p. JACQUOT E., VAN TUINEN D., GIANINAZZI S., GIANINAZZI-PEARSON V. (2000): Monitoring species of arbuscular mycorrhizal fungi in planta and in soil by nested PCR: application to the study of the impact of sewage sludge. Plant and Soil, 226 (2): 179-188. p. JACQUOT-PLUMEY
E.,
VAN
TUINEN
D.,
CHATAGNIER
O.,
GIANINAZZI
S.,
GIANINAZZI-PEARSON V. (2001): 25S rDNA-based molecular monitoring of glomalean fungi in sewage sludge-treated field plots. Environmental Microbiology, 3 (8): 525-531. p. JANSA J., MOZAFAR A., ANKEN T., RUH R., SANDERS I.R., FROSSARD E. (2002a): Diversity and structure of AMF communities as affected by tillage in a temperate soil. Mycorrhiza, 12 (5): 225-234. p. JANSA J., MOZAFAR A., BANKE S., MCDONALD B.A., FROSSARD E. (2002b): Intra- and intersporal diversity of ITS rDNA sequences in Glomus intraradices assessed by cloning and sequencing, and by SSCP analysis. Mycological Research, 106 (6): 670-681. p.
92
JANSA J., MOZAFAR A., KUHN G., ANKEN T., RUH R., SANDERS I.R., FROSSARD E. (2003): Soil tillage affects the community structures of mycorrhizal fungi in maize roots. Ecological Applications, 13 (4): 1164-1176. p. JASPER D.A., ABBOTT L.K., ROBSON A.D. (1993): The survival of infective hyphae of vesicular - arbuscular mycorrhizal fungi in dry soil: an interaction with sporulation. New Phytologist, 124 (3): 473-479. p. JASPER D.A., ABBOTT L.K., ROBSON A.D. (1989): Soil disturbance reduces the infectivity of external hyphae of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 112 (1): 93-99. p. JEFWA J.M., SINCLAIR R., MAGHEMBE J.A. (2006): Diversity of glomale mycorrhizal fungi in maize/sesbania intercrops and maize monocrop systems in southern Malawi. Agroforestry Systems. 67 (2): 107-114. p. JOHNSON D., IJDO M., GENNEY D.R., ANDERSON I.C., ALEXANDER I.J. (2005): How do plants regulate the function, community structure, and diversity of mycorrhizal fungi? Journal of Experimental Botany, 56 (417): 1751-1760. p. JOHNSON N.C., PFLEGER F.L., CROOKSTON R.K., SIMMONS S.R., COPELAND P.J. (1991): Vesicular-arbuscular mycorrhizas respond to corn and soybean cropping history. New Phytologist, 117 (4): 657-663. p. JOHNSON N.C., PFLEGER F.L. (1992): Vesicular-arbuscular mycorrhizae and cultural stress. Bethlenfalvay G.J., Linderman R.G. (eds) Mycorrhizae in sustainable agriculture. ASA, Madison, Wis.I, 71-100. p. JOHNSON N.C., COPELAND P.J., CROOKSTON R.K., PFLEGER F.L. (1992): Mycorrhizae: Possible explanation for yield decline with continuous corn and soybean. Agronomy Journal, 84 (3): 387-390. p. JOHNSON N.C. (1993): Can fertilization of soil select less mutualistic mycorrhizae? Ecological Applications, 3 (4): 749-757. p. JOHNSON N.C., ROWLAND D.L., CORKIDI L., EGERTON-WARBURTON L.M., ALLEN E.B. (2003): Nitrogen enrichment alters mycorrhizal allocation at five mesic to semiarid grasslands. Ecology, 84 (7): 1895-1908. p. JONER E.J., BRIONES R., LEYVAL C. (2000): Metal-binding capacity of arbuscular mycorrhizal mycelium. Plant and soil, 226 (2): 227-234. p. KABIR Z., O'HALLORAN I.P., FYLES J.W., HAMEL C. (1997): Seasonal changes of arbuscular mycorrhizal fungi as affected by tillage practices and fertilization: Hyphal density and mycorrhizal root colonization. Plant and Soil, 192 (2): 285-293. p.
93
KABIR Z. (2005): Tillage or no-tillage: Impact on mycorrhizae. Canadian Journal of Plant Science, 85 (1): 23-29. p. KAHILUOTO K., KETOJA E., VESTBERG M., SAARELA I. (2001): Promotion of AM utilization through reduced P fertilization 2. Field studies. Plant and Soil, 231(1): 65-79. p. KERNAGHAN G. (2005): Mycorrhizal diversity: Cause and effect? Pedobiologia, 49 (6): 511-520. p. KHAN A.G. (1972): The effect of vesicular-arbuscular mycorrhizal associations on growth of cereals: I. Effects on maize growth. New Phytologist, 71(4): 613-619. p. KIMURA M. (1980): A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences. Journal of Molecular Evolution, 16 (2): 111-120. p. KJØLLER R., ROSENDAHL S. (2001): Molecular diversity of glomalean (arbuscular mycorrhizal) fungi determined as distinct Glomus specific DNA sequences from roots of field grown peas. Mycological Research, 105 (9): 1027-1032. p. KOIDE R.T., DICKIE I.A. (2002): Effects of mycorrhizal fungi on plant populations. Plant and Soil, 244 (1-2): 307-317. p. KOSKE R.E., WALKER C. (1986): Glomus globiferum: a new species of Endogonaceae with a hyphal peridium. Mycotaxon, 26: 133-142. p. KOSUTA S., CHABAUD M., LOUGNON G., GOUGH C., DÉNARIÉ J., BARKER D.G., BÉCARDG. (2003): A diffusible factor from arbuscular mycorrhizal fungi induces symbiosis-specific MtENOD11 expression in roots of Medicago truncatula. Plant Physiology, 131 (3): 952-962. p. KOVÁCS G.M., JAKUCS E. (2001): „Helianthemirhiza hirsuta” + Helianthemum ovatum (Viv.) Dun. Descriptions of Ectomycorrhizae, 5: 49-53. p. KOVÁCS G.M., BALÁZS T., PÉNZES ZS. (2007): Molecular study of arbuscular mycorrhizal fungi colonizing the sporophyte of the eusporangiate rattlesnake fern (Botrychium virginianum, Ophioglossaceae). Mycorrhiza, 17 (7): 597-605. p. KOVÁCS M.G. (2008): Magyarországi növények mikorrhizáltsági vizsgálatainak összefoglalása. Mit mondhatnak ezek az adatok? Kitaibelia, 13 (1): 62-73. p. KRÜGER M., STOCKINGER H., KRÜGER C., SCHÜßLER A. (2009): DNA-based species level detection of Glomeromycota: one PCR primer set for all arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 183 (1): 212-223. p. KRÜGER M., KRÜGER C., WALKER C., STOCKINGER H., SCHÜßLER A. (2012): Phylogenetic reference data for systematics and phylotaxonomy of arbuscular mycorrhizal fungi from phylum to species level. New Phytologist, 193 (4): 970-984. p. 94
KURLE J.E., PFLEGER F.L. (1994): Arbuscular mycorrhizal fungus spore populations respond to conversions between low-input and conventional management practices in a corn–soybean rotation. Agronomy Journal, 86 (3): 467-475. p. KURLE J.E., PFLEGER F.L. (1996): Management influences on arbuscular mycorrhizal fungal species composition in a corn-soybean rotation. Agronomy Journal, 88 (2): 155-161. p. LANDWEHR M., HILDEBRANDT U., TÓTH T., BIRÓ B., BOTHE H. (2002): The arbuscular mycorrhizal fungus Glomus geosporum in European saline, sodic and gypsum soils. Mycorrhiza, 12 (4): 199-211. p. LANFRANCO L., WYSS P., MARZACHI C., BONFANTE P. (1995): Generation of RAPD-PCR primers for the identification of isolates of Glomus mosseae, an arbuscular mycorrhizal fungus. Molecular Ecology, 4 (1): 61-68. p. LANFRANCO L., DELPERO M., BONFANTE P. (1999): Intrasporal variability of ribosomal sequences in the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Molecular Ecology, 8 (1): 37-45. p. LEE J., LEE S., YOUNG J.P.W. (2008): Improved PCR primers for the detection and identification of arbuscular mycorrhizal fungi. FEMS Microbiology Ecology, 65 (2): 339-349. p. LEYVAL C., TURNAU K., HASELWANDTER K. (1997): Effect of heavy metal pollution on mycorrhizal colonization and function, physiological, ecological and applied aspects. Mycorrhiza, 7 (3): 139-153. p. LLOYD-MACGILP S., CHAMBERS S.M., DODD J.C., FITTER A.H., WALKER C., YOUNG J.P.W. (1996): Diversity of the ribosomal internal transcribed spacers within and among isolates of Glomus mosseae and related mycorrhizal fungi. New Phytologist, 133 (1): 103112. p. LU S., MILLER M.H. (1989): The role of VA mycorrhizae in the absorption of P and Zn by maize in field and growth chamber experiments. Canadian Journal of Soil Science, 69 (1): 97-109. p. LUPWAYI N.Z., RICE W.A., CLAYTON G.W. (1998): Soil microbial diversity and community structure under wheat as influenced by tillage and crop rotation. Soil Biology and Biochemistry, 30 (13): 1733-1741. p. MÄDER P., EDENHOFER S., BOLLER T., WIEMKEN A., NIGGLI U. (2000): Arbuscular mycorrhizae in a long-term field trial comparing low-input (organic, biological) and highinput (conventional) farming systems in a crop rotation. Biology and Fertility of Soils, 31(2): 150-156. p. MÄDER P., FLIEßBACH A., DUBOIS D., GUNST L., FRIED P., NIGGLI U. (2002): Soil fertility and biodiversity in organic farming. Science, 296 (5573): 1694-1697. p. 95
MAILLET F., POINSOT V., ANDRÉ O., PUECH-PAGÈS V., HAOUY A., GUEUNIER M., CROMER L., GIRAUDET D., FORMEY D., NIEBEL A., MARTINEZ E.A., DRIGUEZ H., BÉCARD G., DÉNARIÉ J. (2011): Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza. Nature, 469 (7328): 58-63. p. MARSCHNER H., DELL B. (1994): Nutrient uptake in mycorrhizal symbiosis. Plant and Soil, 159 (1): 89-102. p. MARTIN F., GIANINAZZI-PEARSON V., HIJRI M., LAMMERS P., REQUENA N., SANDERS I.R., SHACHAR-HILL Y., SHAPIRO H., TUSKAN G.A., YOUNG J.P.W. (2008): The long hard road to a completed Glomus intraradices genome. New Phytologist, 180 (4): 747750. p. MATHIMARAN N., RUH R., VULLIOUD P., FROSSARD E., JANSA J. (2005): Glomus intraradices dominates arbuscular mycorrhizal communities in a heavy textured agricultural soil. Mycorrhiza, 16 (1): 61-66. p. MATHIMARAN N., RUH R., JAMA B., VERCHOT L., FROSSARD E., JANSA J. (2007): Impact of agricultural management on arbuscular mycorrhizal fungal communities in Kenyan ferralsol. Agriculture, Ecosystems and Environment, 119 (1-2): 22-32. p. MCGONIGLE T.P., MILLER H. (1996): Mycorrhizae, phosphorus absorption, and yield of maize in response to tillage. Soil Science Society of America Journal, 60 (6): 1856-1861. p. MERRYWEATHER J., FITTER A. (1998): The arbuscular mycorrhizal fungi of Hyacinthoides non-scripta - II. Seasonal and spatial patterns of fungal populations. New Phytologist, 138 (1): 131-142. p. MILLER R.M., JASTROW J.D. (1992): The role of mycorrhizal fungi in soil conservation. Bethlenfalvay G.J., Linderman R.G. (eds.) Mycorrhizae in Sustainable Agriculture, ASA Special Publication. American Society of Agronomy, Madison, 29-44. p. MORTON J.B., BENNY G.L. (1990): Revised classification of arbuscular mycorrhizal fungi (Zygomycetes): a new order, Glomales, two new suborders, Glomineae and Gigasporineae, and two new families, Acaulosporaceae and Gigasporaceae, with an emendation of Glomaceae. Mycotaxon, 37 (1): 471-491. p. MORTON J.B., REDECKER D. (2001): Two new families of Glomales, Archaeosporaceae and Paraglomaceae, with two new genera Archaeospora and Paraglomus, based on concordant molecular and morphological characters. Mycologia, 93 (1): 181-195. p. MORTON J.B., MSISKA Z. (2010): Phylogenies from genetic and morphological characters do not support a revision of Gigasporaceae (Glomeromycota) into four families and five genera. Mycorrhiza, 20 (7): 483-496. p.
96
MORTON J.P. (1993): Properties of infective propagules at the suborder level. (Glominae versus Gigasporineae). INVAM Newsletter, 3. MOSSE B., STRIBLEY D.P., LE TACON F. (1981): Ecology of mycorrhizae and mycorrhizal fungi. Advances in Microbial Ecology, 5: 137-210. p. MÜHLMANN O., BACHER M., PEINTNER U. (2008): Polygonum viviparum mycobionts on an alpine primary successional glacier forefront. Mycorrhiza, 18 (2): 87-95. p. MYERS R.M., MANIATIS T., LERMAN L.S. (1987): Detection and localisation of single base changes by denaturing gel electrophoresis. Methods in Enzymology, 155: 501-527. p. O’DONOVAN J.T., MCANDREW D.W. (2000): Effect of tillage on weed populations in continuous barley (Hordeum vulgare). Weed Technology, 14 (4): 726-733. p. OEHL F., TAGMANN H.U., OBERSON A., BESSON J.M., DUBOIS D., MÄDER P., ROTH H.R., FROSSARD E. (2002): Phosphorus budget and phosphorus availability in soils under organic and conventional farming. Nutrient Cycling in Agroecosystems, 62 (1): 25-35. p. OEHL F., SIEVERDING E., INEICHEN K., MÄDER P., BOLLER T., WIEMKEN A. (2003): Impact of land use intensity on the species diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in agroecosystems of Central Europe. Applied and Environmental Microbiology, 69 (5): 28162824. p. OEHL F., SIEVERDING E., MÄDER P., DUBOIS D., INEICHEN K., BOLLER T., WIEMKEN A. (2004): Impact of long-term conventional and organic farming on the diversity of arbuscular mycorrhizal fungi. Oecologia, 138 (4): 574-583. p. OEHL F., SIEVERDING E., INEICHEN K., RIS E.A., BOLLER T., WIEMKEN A. (2005): Community structure of arbuscular mycorrhizal fungi at different soil depths in extensively and intensively managed agroecosystems. New Phytologist, 165 (1): 273-283. p. OEHL F., DE SOUZA F.A., SIEVERDING E. (2008): Revision of Scutellospora and description of five new genera and three new families in the arbuscular mycorrhiza-forming Glomeromycetes. Mycotaxon, 106: 311-360. p. OEHL F., SIEVERDING E., INEICHEN K., MÄDER P., WIEMKEN A., BOLLER T. (2009): Distinct sporulation dynamics of arbuscular mycorrhizal fungal communities from different agroecosystems in long-term microcosms. Agriculture, Ecosystems and Environment, 134 (3-4): 257-268. p. OEHL F., LACZKO E., BOGENRIEDER A., STAHR K., BOSCH R., VAN DER HEIJDEN M., SIEVERDING E. (2010): Soil type and land use intensity determine the composition of arbuscular mycorrhizal fungal communities. Soil Biology and Biochemistry, 42 (5): 724-738. p.
97
OEHL F., DA SILVA G.A., GOTO B.T, MAIA L.C., SIEVERDING E. (2011): Glomeromycota: two new classes and a new order. Mycotaxon, 116: 365-379. p. OLIVEIRA C.A., SÁ N.M.H., GOMES E.A., MARRIELL I.E., SCOTTI M.R., GUIMARAES C.T., SCHAFFERT R.E., ALVES V.M.C. (2009): Assessment of the mycorrhizal community in the rhizosphere of maize (Zea mays L.) genotypes contrasting for phosphorus efficiency in the acid savannas of Brazil using denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE). Applied Soil Ecology, 41 (3): 249-258. p. OLSSON P.A., VAN AARLE I.M., GAVITO M.E., BENGTSON P., BENGTSSON G. (2005): 13C incorporation into signature fatty acids as an assay for carbon allocation in arbuscular mycorrhiza. Applied and Environmental Microbiology, 71 (5): 2592-2599. p. ÖPIK M., MOORA M., LIIRA J., ZOBEL M. (2006): Composition of root-colonizing arbuscular mycorrhizal fungal communities in different ecosystems around the globe. Journal of Ecology, 94 (4): 778-790. p. ÖPIK M., VANATOA A., VANATOA E., MOORA M., DAVISON J., KALWIJ J.M., REIER Ü., ZOBEL M. (2010): The online database MaarjAM reveals global and ecosystemic distribution patterns in arbuscular mycorrhizal fungi (Glomeromycota). New Phytologist, 188 (1): 223-241. p. ORITA M., IWAHANA H., KANAZAWA H., HAYASHI K., SEKIYA T. (1989): Detection of polymorphisms of human DNA by gel electrophoresis as single-strand conformation polymorphisms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 86 (8): 2766-2770. p. PALMA R.M., ARRIGO N.M., SAUBIDET M.I., CONTI M.E. (2000): Chemical and biochemical properties as potential indicators of disturbances. Biology and Fertility of Soils, 32 (5): 381384. p. PARNISKE M. (2008): Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology, 6: 763-775. p. PHILLIPS J.M., HAYMAN D.S. (1970): Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British Mycological Society, 55 (1): 158-161. p. PIROZYNSKI K.A., MALLOCH D.W. (1975): The origin of land plants: a matter of mycotropism. Biosystems, 6: 153-164. p. PLENCHETTE C., CLERMONT-DAUPHIN C., MEYNARD J.M., FORTIN J.A. (2005): Managing arbuscular mycorrhizal fungi in cropping systems. Canadian Journal of Plant Science, 85 (1): 31-40. p.
98
POZO M.J., CORDIER C., DUMAS-GAUDOT E. (2002): Localized versus systemic effect of arbuscular mycorrhizal fungi on defence responses to Phytophthora infection in tomato plants. Journal of Experimental Botany, 53 (368): 525-534. p. POZO M.J., AZCÓN-AGUILAR C. (2007): Unravelling mycorrhiza-induced resistance. Current Opinion in Plant Biology, 10: 393-398. p. R DEVELOPMENT CORE TEAM (2011): R: A language and environment for statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria. ISBN 3-900051-07-0 RASMUSSEN H.N. (2002): Recent developments in the study of orchid mycorrhiza. Plant and Soil, 244 (1-2): 149-163. p. RATNAYAKE M., LEONARD R.T., MENGE J.A. (1978): Root exudation in relation to supply of phosphorus and its possible relevance to mycorrhizal formation. New Phytologist, 81 (3): 543-553. p. REDDY S.R., PINDI P.K., REDDY S. M. (2005): Molecular methods for research on arbuscular mycorrhizal fungi in India: problems and prospects. Current science, 89 (10): 1699-1709. p. REDECKER D., THIERFELDER H., WALKER C., WERNER D. (1997): Restriction analysis of PCR-amplified internal transcribed spacers of ribosomal DNA as a tool for species identification in different genera of the order Glomales. Applied and Environmental Microbiology, 63 (5): 1756-1761. p. REDECKER D. (2000): Specific PCR primers to identify arbuscular mycorrhizal fungi within colonized roots. Mycorrhiza, 10 (2): 73-80. p. REMY W., TAYLOR T.N., HASS H., KERP H. (1994): Four hundred-million-year-old vesiculararbuscular mycorrhizae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 91 (25): 11841-11843. p. RENKER C., BLANKE V., BUSCOT F. (2005): Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in grassland spontaneously developed on area polluted by a fertilizer plant. Environmental Pollution, 135 (2): 255-266. p. RENKER C., WEIßHUHN K., KELLNER H., BUSCOT F. (2006): Rationalizing molecular analysis of field-collected roots for assessing diversity of arbuscular mycorrhizal fungi: to pool, or not to pool, that is the question. Mycorrhiza, 16 (8): 525-531. p. RILLIG M.C., WRIGHT S.F., EVINER V.T. (2002): The role of arbuscular mycorrhizal fungi and glomalin in soil aggregation: comparing effects of five plant species. Plant and Soil, 238 (2): 325-333. p. ROBINSON D., FITTER A. (1999): The magnitude and control of carbon transfer between plants linked by a common mycorrhizal network. Journal of Experimental Botany, 50: 9-13. p.
99
RODRIGUEZ A., DOUGALL T., DODD J.C., CLAPP J.C. (2001): The large subunit ribosomal RNA genes of Entrophospora infrequens comprise sequences related to two different glomalean families. New Phytologist, 152 (1): 159-167. p. ROLDÁN A., SALINAS-GARCIA J.R., ALGUACIL M.M., CARAVACA F. (2007): Soil sustainability indicators following conservation tillage practices under subtropical maize and bean crops. Soil and Tillage Research, 93 (2): 273-282. p. SAITO K., NISHIWAKI A., SUGAWARA K. (2000): DNA extraction from arbuscular mycorrhizal roots of Miscanthus sinensis Anderss. collected in the native grassland. Grassland Science, 46 (2): 182-184. p. SAITO K., NISHIWAKI A., SUGAWARA K. (2001): Nested PCR amplification of arbuscular mycorrhizal fungal 18 S rRNA genes from field-collected roots. Grassland Science, 47 (1): 1-8. p. SAITO K., SUYAMA Y., SATO S., SUGAWARA K. (2004): Defoliation effects on the community structure of arbuscular mycorrhizal fungi based on 18S rDNA sequences. Mycorrhiza, 14 (6): 363-373. p. SAITOU N., NEI M. (1987): The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Molecular Biology and Evolution, 4 (4): 406-425. p. SANDERS I.R., ALT M., GROPPE K., BOLLER T., WIEMKEN A. (1995): Identification of ribosomal DNA polymorphisms among and within spores of the Glomales: application to studies on the genetic diversity of arbuscular mycorrhizal fungal communities. New Phytologist, 130 (3): 419-427. p. SCHENCK N.C., SMITH G.S. (1982): Additional new and unreported species of mycorrhizal fungi (Endogonaceae) from Florida. Mycologia, 74 (1): 77-92. p. SCHENCK N.C., SPAIN J.L., SIEVERDING E., HOWELER R.H. (1984): Several New and Unreported Vesicular-Arbuscular Mycorrhizal Fungi (Endogonaceae) from Colombia. Mycologia, 76 (4): 685-699. p. SCHLOSS P.D., WESTCOTT S.L., RYABIN T., HALL J.R., HARTMANN M., HOLLISTER E.B., LESNIEWSKI R.A., OAKLEY B.B., PARKS D.H., ROBINSON C.J., SAHL J.W., STRES B., THALLINGER G.G., VAN HORN D.J., WEBER C.F. (2009): Introducing mothur: Open-source, platform-independent, community-supported software for describing and comparing microbial communities. Applied and Environmental Microbiology, 75 (23): 7537-7541. p. SCHROEDER M.S., JANOS D.P. (2005): Plant growth, phosphorus nutrition, and root morphological responses to arbuscular mycorrhizas, phosphorus fertilization, and intraspecific density. Mycorrhiza, 15 (3): 203-216. p. 100
SCHÜßLER A., SCHWARZOTT D., WALKER C. (2001): A new fungal phylum, the Glomeromycota: phylogeny and evolution. Mycological Research, 105 (12): 1413-1421. p. SCHÜßLER A., SCHWARZOTT D., WALKER C. (2003): Glomeromycota rRNA genes —the diversity of myths? Mycorrhiza, 13 (4): 233-236. p. SCHÜßLER A., WALKER C. (2010): The Glomeromycota: a species list with new families and new genera. + Corrigendum (2011). Schüßler A., Walker C. Gloucester. Published in libraries at The Royal Botanic Garden Edinburgh, The Royal Botanic Garden Kew, Botanische Staatssammlung Munich, and Oregon State University. SCHWARZOTT D., WALKER C., SCHÜßLER A. (2001): Glomus, the largest genus of the arbuscular mycorrhizal fungi (Glomales), is nonmonophyletic. Molecular Phylogenetics and Evolution, 21 (2): 190-197. p. SCULLION J., EASON W.R., SCOTT E.P. (1998): The effectivity of arbuscular mycorrhizal fungi from high input conventional and organic grassland and grass-arable rotations. Plant and Soil, 204 (2): 243-254. p. SELOSSE M.-A., RICHARD F., HE X., SIMARD S.W. (2006): Mycorrhizal networks: des liaisons dangereuses? Trends in Ecology and Evolution, 21 (11): 621-628. p. SIEVERDING E. (1990): Ecology of VAM fungi in tropical agrosystems. Agriculture, Ecosystems and Environment, 29 (1-4): 369-390. p. SIEVERDING E. (1991): Vesicular-arbuscular mycorrhiza management in tropical agrosystems. Published by Deutsche Gesellschaft fur Technische Zusammenarbeit, Eschborn, Germany SIMARD S.W., PERRY D. A., JONES M.D., MYROLD D.D., DURALL D.M., MOLINA R. (1997): Net transfer of carbon between ectomycorrhizal tree species in the field. Nature, 388 (6642): 579-582. p. SIMON L.M., LALONDE T.D., BRUNS T.D. (1992): Specific amplification of 18S fungal ribosomal genes from vesicular-arbuscular endomycorrhizal fungi colonizing roots. Applied and Environmental Microbiology, 58 (1): 291-295. p. SMITH F.A., SMITH S.E. (1997): Tansley review No. 96. Structural diversity in (vesicular)arbuscular mycorrhizal symbioses. New Phytologist, 137 (3): 373-388. p. SMITH S.E., READ D.J. (1997): Mycorrhizal Symbiosis, 2nd ed. Academic Press, London. SMITH S.E., SMITH F.A., JAKOBSEN I. (2003): Mycorrhizal fungi can dominate phosphate supply to plants irrespective of growth responses. Plant Physiology, 133 (1): 16-20. p. SMITH S.E., READ D.J. (2008): Mycorrhizal Symbiosis, 3rd ed. Academic Press, London. STOCKINGER H., KRÜGER M., SCHÜßLER A. (2010): DNA barcoding of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 187 (2): 461-474. p.
101
STRAKER C.J. (1996): Ericoid mycorrhiza: ecological and host specificity. Mycorrhiza, 6 (4): 215225. p. STREIT B., STAMP P., RICHNER W. (2000): Impact of different tillage intensities on weed populations in arable lands. Journal of Plant Diseases and Protection, S7: 41-46. p. STUKENBROCK E.H., ROSENDAHL S. (2005): Distribution of dominant arbuscular mycorrhizal fungi among five plant species in undisturbed vegetation of a coastal grassland. Mycorrhiza, 15 (7): 497-503. p. SYLVIA D.M., SCHENCK N.C. (1983): Germination of chlamydospores of three Glomus species as affected by soil matric potential and fungal contamination. Mycologia, 75 (1): 30-35. p. TAMURA K., DUDLEY J., NEI M., KUMAR S. (2007): MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) software version 4.0. Molecular Biology and Evolution, 24 (8): 1596-1599. p. TAYLOR D.L., BRUNS T.D. (1997): Independent, specialized invasions of ectomycorrhizal mutualism by two nonphotosynthetic orchids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 94 (9): 4510-4515. p. TAYLOR T.N., REMY W., HASS H., KERP H. (1995): Fossil arbuscular mycorrhizae from the Early Devonian. Mycologia, 87 (4): 560-573. p. THOMPSON J.P. (1991): Improving the mycorrhizal condition of the soil through cultural practices and effects on growth and phosphorus uptake in plants. Johansen C., Lee K.K., Sahrawat K.L. (Eds.), Phosphorus Nutrition of Grain Legumes in the Semi Arid Tropics. ICRISAT Publishing, India. 117-137. p. TOLJANDER J.F., SANTOS-GONZÁLEZ J.C., TEHLER A., FINLAY R.D. (2008): Community analysis of arbuscular mycorrhizal fungi and bacteria in the maize mycorrhizosphere in a long-term fertilization trial. FEMS Microbiology Ecology, 65 (2): 323-338. p. TONIN C., VANDENKOORNHUYSE P., JONER E.J., STRACZEK J., LEYVAL C. (2001): Assessment of arbuscular mycorrhizal fungi diversity in the rhizosphere of Viola calaminaria and effect of these fungi on heavy metal uptake by clover. Mycorrhiza, 10 (4): 161-168. p. TRAPPE J. W. (1977): Three new Endogonaceae: Glomus constrictus, Sclerocystis clavispora, and Acaulospora scrobiculata. Mycotaxon, 6 (2): 359-366. p. TROUVELOT A., KOUGH J.L. GIANINAZZI-PEARSON V. (1986): Mesure du taux de mycorhization VA d’un système radiculaire. Recherche de méthodes d’estimation ayant une signification fonctionnelle. Gianinazzi-Pearson V., Gianinazzi S. (eds.). Physiological and Genetical Aspects of Mycorrhizae, INRA Press, Paris. 217-221. p.
102
TURNAU K., RYSZKA P., GIANINAZZI-PEARSON V., VAN TUINEN D. (2001): Identification of arbuscular mycorrhizal fungi in soils and roots of plants colonizing zinc wastes in Southern Poland. Mycorrhiza, 10 (4): 169-174. p. VAN DER HEIJDEN M.G.A., BOLLER T., WIEMKEN A., SANDERS I.R. (1998a): Different arbuscular mycorrhizal fungal species are potential determinants of plant community structure. Ecology, 79 (6): 2082-2091. p. VAN DER HEIJDEN M.G.A., KLIRONOMOS J.N., URSIC M., MOUTOGLIS P., STREITWOLF-ENGEL R., BOLLER T., WIEMKEN A., SANDERS I.R. (1998b): Mycorrhizal fungal diversity determines plant biodiversity, ecosystem variability and productivity. Nature, 396 (6706): 69-72. p. VAN DER HEIJDEN M.G.A. (2002): Arbuscular mycorrhizal fungi as a determinant of plant diversity: in search for underlying mechanisms and general principles. In: van der Heijden MGA, Sanders IR. ed. Mycorrhizal Ecology. Ecological Studies 157. Springer Verlag, Heidelberg, Germany. VAN TUINEN D., JACQUOT E., ZHAO B., GOLLOTE A., GIANINAZZI-PEARSON V. (1998): Characterization of root colonization profiles by a microcosm community of arbuscular mycorrhizal fungi using 25S rDNA-targeted nested PCR. Molecular Ecology, 7 (7): 879-887. p. VANCE C.P., UHDE-STONE C., ALLAN D.L. (2003): Phosphorus acquisition and use: critical adaptations by plants for securing a nonrenewable resource. New Phytologist, 157 (3): 423447. p. VANDENKOORNHUYSE P., HUSBAND R., DANIELL T.J., WATSON I.J., DUCK J.M., FITTER A.H., YOUNG J.P.W. (2002): Arbuscular mycorrhizal community composition associated with two plant species in a grassland ecosystem. Molecular Ecology, 11 (8): 1555-1564. p. VERBRUGGEN E., RÖLING W.F.M., GAMPER H.A., KOWALCHUK G.A., VERHOEF, H. A,. VAN DER HEIJDEN M.G.A. (2010): Positive effects of organic farming on below-ground mutualists: large-scale comparison of mycorrhizal fungal communities in agricultural soils. New Phytologist, 186 (4): 968-979. p. VIERHEILIG H., COUGHLAN A.P., WYSS U., PICHE Y. (1998): Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Applied and Environmental Microbiology, 64 (12): 5004-5007. p. VIERHEILIG H., STEINKELLNER S., KHAOSAAD T., GARCIA-GARRIDO J.M. (2008): The biocontrol effect of mycorrhization on soilborne fungal pathogens and the autoregulation of the AM symbiosis: one mechanism, two effects? Varma A.N. (3rd ed) Mycorrhiza. State of 103
the Art, Genetics and Molecular Biology, ECO-function, Biotechnology, ECO-physiology, Structure and Systematics, Springer-Verlag Berlin and Heidelberg GmbH & Co. K. 307-320. p. VIVEKANANDAN M., FIXEN P.E. (1991): Cropping systems effects on mycorrhizal colonization, early growth, and phosphorus uptake of corn. Soil Science Society of America Journal, 55 (1): 136-140. p. VOETS L., DE L.A., PROVIDENCIA I.E., DECLERCK S. (2006): Glomeraceae and Gigasporaceae differ in their ability to form hyphal networks. New Phytologist, 172 (2): 185-188. p. WALKER C., RHODES L.H. (1981): Glomus albidus: a new species in the Endogonaceae. Mycotaxon, 12 (2): 509-514. p. WALKER C., SANDERS F.E. (1986): Taxonomic concepts in the Endogonaceae: III. The separation of Scutellospora gen. novum from Gigaspora Gerd. & Trappe. Mycotaxon, 27: 169-182. p. WANG B., QIU Y.L. (2006): Phylogenetic distribution and evolution of mycorrhizas in land plants. Mycorrhiza, 16 (5): 299-363. p. WARKENTIN B.P. (2001): The tillage effect in sustaining soil functions. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 164 (4): 345-350. p. WATSON C.A., ATKINSON D., GOSLING P., JACKSON L.R., RAYNS F.W. (2002): Managing soil fertility in organic farming systems. Soil Use and Management, 18 (S1): 239-247. p. WHITFILED J. (2007): Fungal roles in soil ecology: Underground networking. Nature, 449 (7159): 136-138. p. WRIGHT D.P., SCHOLES J.D., READ D.J., ROLFE S.A. (2005): European and African maize cultivars differ in their physiological and molecular responses to mycorrhizal infection. New Phytologist, 167 (3): 881-896. p. WRIGHT S.F., STARR J.L., PALTINEANU I.C. (1999): Changes in aggregate stability and concentration of glomalin during tillage management transition. Soil Science Society of America Journal, 63: 1825-1829. p. WUBET T., WEISS M., KOTTKE I., OBERWINKLER F. (2003): Morphology and molecular diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in wild and cultivated yew (Taxus baccata). Canadian Journal of Botany, 81 (3): 255-266. p. YU T.E., EGGER K.N., PETERSON R.L. (2001): Ectendomycorrhizal associations characteristics and functions. Mycorrhiza, 11 (4): 167-177. p. YUE J.C., CLAYTON M.K. (2005): A similarity measure based on species proportions. Communications in Statistics: Theory and Methods, 34 (11): 2123-2131. p 104
M2. A hivatkozott publikációkban szereplő taxonnevek jelenlegi megfelelői Hivatkozott AM gomba-taxonnevek Acaulospora longula Acaulospora paulinae Acaulospora scrobiculata Archaeospora trappei Entrophospora infrequens Entrophospora schenckii Gigaspora gigantea Gigaspora margarita Glomus aggregatum Glomus albidum Glomus caledonium Glomus claroideum Glomus clarum Glomus constrictum Glomus coronatum Glomus diaphanum Glomus etunicatum Glomus fasciculatum Glomus geosporum Glomus globiferum Glomus intraradices Glomus intraradices DAOM197198 Glomus mossae Glomus occultum Glomus proliferum Glomus viscosum BEG 27 Paraglomus occultum Scutellospora calospora Scutellospora fulgida Scutellospora heterogama Scutellospora pellucida Scutellospora verrucosa
Jelenlegi szinoním elnevezés * * * * * Archaeospora schenckii * * * * Funneliformis caledonium Claroideoglomus claroideum Rhizophagus clarus Septoglomus constrictum Funneliformis coronatus Rhizophagus diaphanus Claroideoglomus etunicatum Rhizophagus fasciculatus Funneliformis geosporum * Rhizophagus intraradices Rhizophagus irregularis Funneliformis mossae Paraglomus occultum Rhizophagus proliferus Viscospora viscosa ? * * Racocetra fulgida Dentiscutata heterogama Cetraspora pellucida Racocetra verrucosa
* Nem változott
105
Referencia SCHENCK et al. 1984 BLASZKOWSKI 1988 TRAPPE 1977 MORTON és REDECKER 2001 AMES és SCHNEIDER 1979 SCHÜßLER és WALKER 2010 GERDEMANN és TRAPPE 1974 BECKER és HALL 1976 SCHENCK és SMITH 1982 WALKER és RHODES 1981 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 OEHL et al. 2011 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 SCHÜßLER és WALKER 2010 KOSKE és WALKER 1986 SCHÜßLER és WALKER 2010 KRÜGER et al. 2012 SCHÜßLER és WALKER 2010 MORTON és REDECKER 2001 SCHÜßLER és WALKER 2010 OEHL et al. 2011 MORTON és REDECKER 2001 WALKER és SANDERS 1986 OEHL et al. 2008 OEHL et al. 2008 OEHL et al. 2008 OEHL et al. 2008
M3. Táptalajok, tápoldatok, antibiotikumok, baktérium törzsek, pufferek Transzformáláshoz: Felhasznált baktérium törzs: Escherichia coli DH5α
Jellemzők: F- gyrA96(Nalr) recA1 relA1 endA1 thi-1hsdR17(rk–mk+) glnV44 deo R (lacZYA-argF)U19680d(lacZ)M15 SOB folyékony tápoldat: 0.5 % élesztő kivonat 2 % bacto-tripton 10 mM NaCl 2.5 mM KCl 10 mM MgCl2 10 mM MgSO4 500 ml desztillált vízben (NaOH-val pH 7,00) TB puffer oldat: 10 mM Hepes 15 mM CaCl2 250 mM KCl pH 6.7-re beállítva KOH-val +55 mM MnCl2 1000 ml desztillált vízben (45 µm-es szűrőn sterilre szűrve) LB (Luria-Bertrani Medium) tápoldat és táptalaj: A tápoldatot 1 liter desztillált vízben 10 g tripton, 5 g élesztőkivonat és 10 g NaCl feloldásával állítottuk elő. A táptalaj készítésénél 16 g L-1 agar-agart adtunk a tápoldathoz LBAmpIPTG X-gal táptalaj: 20 ml LB táptalajra 40 µl X-gal oldatot (20 mg ml-1) és 4 µl IPTG oldatot (200 mg ml-1) szélesztettünk. 37 °C-on tárolva, 2 óra elteltével használtuk, mint szelektív táptalajt. Az ampicillin (Amp) antibiotikum 100 µg ml-1 végkoncentrációban került alkalmazásra. Agaróz gélelektroforézishez: STOP kék puffer: Mintafelvivő oldat, amely leállítja az enzimaktivitást, glicerin tartalma sűrűsít, brómfenolkék tartalma láthatóvá teszi a futási pozíció frontját a gélben. 106
1 ml 0,5 mol EDTA, 200 µl 10% SDS, 6,9 ml 87% glicerin, 0,0025 g brómfenolkék, 1 ml 10x TBE, 10 ml-re kiegészítve desztillált vízzel. 10xTBE: 1 mol TRIS (C4H11NO3) 0,83 mol bórsav (H3Bo3) 25 mmol Na2EDTA 1000 ml desztillált vízben (pH 8,3) 2% agaróz gél: 2 g agaróz, 0,1 µl ml-1 etidium-bromid, 100 ml 1xTBE Molekulasúly marker: Minden esetben a Gene RulerTM DNA Ladder Mix (10 kb, Fermentas) markert használtuk. Gyökérkolonizáció meghatározásához: 10%-os KOH oldat: 10 w/v% KOH, desztillált vízben. 5%-os tinta oldat (Pelikán Kék): 5 w/v% Pelikán Kék tinta, desztillált vízben. 5%-os ecetsav oldat: 5 w/v% ecetsav, desztillált vízben. 5%-os tinta-ecetsav keveréke: 5 w/v% tinta, 5%-os ecetsav oldatban. Cukorsűrűség-grádiens centrifugáláshoz: 50%-os cukoroldat: 50 w/v% szacharóz, desztillált vízben.
107
M4. Martonvásári tartamkísérletek műholdképeken
M4.Bal.Martonvásári tartamkísérletek mértékhelyes műholdképe (Google Earth program 6.0 verzió) A. Kukoricaszáras tartamkísérlet kukorica monokultúrában B. Trágyázási tartamkísérlet kukorica monokultúrában C. Növénytermesztési tényezők hatása a kukorica termésére tartamkísérlet M4.Jobb. Vetésforgó tartamkísérlet mértékhelyes műholdképe (Google Earth program 6.0 verzió)
M5. A vizsgált tartamkísérletek talajainak főbb paraméterei
A trágyázási kísérlet kezelése 400 kg ha-1 NPK (IF) A kukoricaszáras kísérlet kezelései 7,5 t ha-1 kukoricaszár (OF) Kontroll (NON) A vetésforgó kísérlet kezelései Kukorica monokultúra (CRM) 3 év lucerna - 5 év kukorica (CR3) 2 év búza - 2 év kukorica (CR5) Norfolk típusú vetésforgó (CR7) Növénysűrűség 70.000 növény ha-1 (LD) 100.000 növény ha-1 (HD)
AL-P2O5 (ppm) AL-K2O (ppm)
Humusz (%)
pH (KCl)
2,96
5,82
103,50
293,00
3,11 2,86
6,05 6,23
57,50 29,80
260,20 221,30
2,81 3,39 2,99 2,96
5,91 5,51 6,33 6,56
53,30 43,30 72,70 92,80
272,50 264,90 335,30 313,00
1,76 1,93
7,30 6,50
27,50 32,40
328,00 312,30
108
M6. Statisztikai elemzések M6.1. A statisztikai analizisekhez tartozó variancia-táblázatok és számitott p-éptékek. A különböző kezelések közötti összefüggések elemzése lineáris modellezéssel a különböző időpontokban Gyökérkolonizáció Spóraszám Estimate Std. Error t-value Pr(>|t|) Estimate Std. Error t-value Pr(>|t|) A tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata Június NONi IF OF Július
26,000 9,000 5,000
2,876 4,981 4,981
9,042 1,807 1,004
5.72e-07 0.094 0,334
3,875 -0,375 -0,875
0,876 1,518 1,518
4,422 -0,247 -0,576
0.00069 0,809 0,574
NONi 33,958 IF 7,042 OF 1,792 Augusztus
1,712 2,965 2,965
19,835 4.22e-11 2,375 0.0336 * 0,604 0,556
9,000 -2,500 1,500
0,930 1,611 1,611
9,675 -1,552 0,931
2.64e-07 0,145 0,369
NONi IF OF Október
47,500 0,000 5,000
0,809 1,401 1,401
58,740 < 2e-16 0,000 1,000 3,570 0.00342 **
15,250 -3,250 -0,250
2,319 4,017 4,017
6,575 -0,809 -0,062
1.78e-05 0,433 0,951
NONi IF OF
42,875 -0,375 3,375
1,396 30,717 1.6e-13 18,500 1,368 13,522 2,418 -0,155 0,879 -9,500 2,370 -4,009 2,418 1,396 0,186 -8,750 2,370 -3,692 Monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlítása
4.93e-09 0.00149 ** 0.00271 **
CRMi CR3 CR5 CR7 Július
29,500 -5,750 1,250 11,500
2,276 3,219 3,219 3,219
12,959 -1,786 0,388 3,572
2.04e-08 0.09935 0,705 0.00384 **
2,000 1,000 -2,000 -2,000
0,577 0,817 0,817 0,817
3,464 1,225 -2,449 -2,449
0.00468 0,244 0.03062 * 0.03062 *
CRMi CR3 CR5 CR7 Augusztus
51,250 -7,375 -10,250 10,000
2,040 2,884 2,884 2,884
25,127 -2,557 -3,553 3,467
9.58e-12 0.02515 * 0.00397 ** 0.00466 **
10,000 1,000 -4,500 2,500
1,429 2,021 2,021 2,021
6,999 0,495 -2,227 1,237
1.44e-05 0,630 0.0459 * 0,240
CRMi CR3 CR5 CR7 Október
51,000 1,500 -4,000 9,500
2,121 3,000 3,000 3,000
24,042 0,500 -1,333 3,167
1.61e-11 0,626 0,207 0.00812 **
13,500 -2,000 -2,000 -2,000
1,041 1,472 1,472 1,472
12,970 -1,359 -1,359 -1,359
2.02e-08 0,199 0,199 0,199
CRMi CR3 CR5 CR7
35,750 2,000 3,000 8,000
2,278 3,221 3,221 3,221
15,696 0,621 0,931 2,484
2.31e-09 0,546 0,370 0.0288 *
24,500 -9,000 -16,500 -10,500
1,399 1,979 1,979 1,979
17,507 -4,548 -8,337 -5,306
6.56e-10 0.000669 *** 2.46e-06 *** 0.000187 ***
Június
*Signif. codes: 0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘ ’ 1 i: Intercept
Jelölések: 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), 7,5 t ha-1 kukoricaszár beforgatás (OF), kontroll (NON), kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók
109
M6.2. A statisztikai analizisekhez tartozó variancia-táblázatok és számitott p-éptékek. A különböző kezelések és időpontok közötti összefüggések elemzése két-tényezős varianciaanalízissel. Gyökérkolonizáció Spóraszám Estimate Std. Error t-value Pr(>|t|) Estimate Std. Error t-value Pr(>|t|) A tápanyag-utánpótlás AM gombákra gyakorolt hatásának vizsgálata NONi IF OF ido2 ido3 ido4
27,573 3,917 3,792 6,667 19,25 14,125
1,5 18,379 < 2e-16 5,062 1,246 4,062 1,643 2,383 0.020458 * -3,906 1,365 -2,861 1,643 2,307 0.024636 * -2,094 1,365 -1,534 1,898 3,513 0.000866 *** 5,188 1,577 3,29 1,898 10,144 1.82e-14 *** 10,813 1,577 6,858 1,898 7,443 5.27e-10 *** 10,375 1,577 6,581 Monokultúra vetésforgó rendszerekkel történő összehasonlítása
0.000148 *** 0.005862 ** 0,130585 0.001705 ** 5.07e-09 *** 1.48e-08 ***
CRMi CR3 CR5 CR7 ido2 ido3 ido4 CR3:ido2 CR5:ido2 CR7:ido2 CR3:ido3 CR5:ido3 CR7:ido3 CR3:ido4 CR5:ido4 CR7:ido4
29,5 -5,75 1,25 11,5 21,75 21,5 6,25 -1,625 -11,5 -1,5 7,25 -5,25 -2 7,75 1,75 -3,5
2,181 3,085 3,085 3,085 3,085 3,085 3,085 4,362 4,362 4,362 4,362 4,362 4,362 4,362 4,362 4,362
0.092118 . 0,546 0,230 0,230 1.29e-05 *** 7.67e-09 *** < 2e-16 *** 1,000 0,288 0.059083 0,204 1,000 1,000 8.41e-05 *** 1.11e-07 *** 0.000642 ***
13,525 -1,864 0,405 3,728 7,051 6,97 2,026 -0,373 -2,636 -0,344 1,662 -1,204 -0,458 1,777 0,401 -0,802
< 2e-16 0.068429 0,687101 0.000509 *** 6.14e-09 *** 8.17e-09 *** 0.048321 * 0,711151 0.011259 * 0,732455 0,103035 0,234684 0,648679 0.081972 0,690077 0,426314
2,000 1,000 -2,000 -2,000 8,000 11,500 22,500 0,000 -2,500 4,500 -3,000 0,000 0,000 -10,000 -14,500 -8,500
1,164 1,646 1,646 1,646 1,646 1,646 1,646 2,327 2,327 2,327 2,327 2,327 2,327 2,327 2,327 2,327
1,719 0,608 -1,215 -1,215 4,861 6,988 13,672 0,000 -1,074 1,934 -1,289 0,000 0,000 -4,297 -6,230 -3,652
*Signif. codes: 0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘ ’ 1 i: Intercept
Jelölések: 400 kg ha-1 NPK szervetlen műtrágya (IF), 7,5 t ha-1 kukoricaszár beforgatás (OF), kontroll (NON), kukorica monokultúra (CRM), 3 év lucerna – 5 év kukorica (CR3), 2 év búza – 2 év kukorica (CR5), kukorica – tavaszi árpa – borsó – búza (Norfolk típusú, CR7) vetésforgók
110
M7. Publikációk jegyzéke Idegen nyelvű lektorált tudományos közlemények SASVÁRI Z., HORNOK L., POSTA K. (2011): The community structure of arbuscular mycorrhizal fungi in roots of maize grown in a 50-year monoculture. Biology and Fertility of Soils, 47:167–176. p. DOI 10.1007/s00374-010-0519-z SASVÁRI Z., POSTA K. (2010): Effect of different plant densities on the diversity of arbuscular mycorrhizal fungi community in a long-term maize monocrop system. Spanish Journal of Agricultural Research, 8 (S1): S123-S130. p. ISSN:1695-971-X. Idegen nyelvű konferencia kiadványok POSTA K., SASVÁRI Z. (2008): Importance of AMF diversity for typical agricultural soil of Hungary with special respect to maize cropping system. In: Feldman F, Kapulnik Y, Baar J (2008): Mycorrhiza Works, pp: 180-189. Deutsche Phytomedizinische Gesellschaft, Braunschweig, Germany. ISBN: 978-3-941261-01-3. Magyar nyelvű konferencia kiadványok SASVÁRI Z., CSIMA G., HERNÁDI I., POSTA K. (2009): Kukorica arbuszkuláris mikorrhiza diverzitásának vizsgálata hosszú időtartamú kísérletekben. Jubileumi tudományos konferencia, 2009.
október
15.
Martonvásár.
Tartamkísérletek
jelentősége
a
növénytermesztés
fejlesztésében, pp:293-298. ISBN: 987-963-8351-36-4. Egyéb tudományos közlemények SASVÁRI Z., POSTA K. (2008): Környezetkímélő és gazdaságos növénytermesztés mikorrhiza oltóanyag használatával, Agroinform, XVII. 2. pp:12-13.p Konferencia előadások/poszterek tartalmi összefoglalói (absztraktok) SASVÁRI Z., BERZSENYI Z., POSTA K., HORNOK L. (2009): Diversity of arbuscular mycorrhiza fungi colonizing maize at different plant densities. XI. International Congress of the Hungarian Society for Mycrobiology. October 15-17, 2008, Keszthely, Hungary. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 56 (Suppl): 86-87. p SASVÁRI Z., CSIMA G., BERZSENYI Z., POSTA K. (2009): Effects of long-termfertilizations on abundance and diversity of arbuscular mycorrhizal fungi under maize cropping system. Second Central European Forum for Microbiology. October 7-9, 2009, Keszthely, Hungary. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 56 (Suppl): 236-237. p 111
SASVÁRI Z., POSTA K., HORNOK L. (2008): Impact of different long-term fertilization treatments on the diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in maize. Fourth Hungarian Conference of Mycology. May 29-31 2008, Debrecen, Hungary. Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica, 55:242.p SASVÁRI Z., BERZSENYI Z., POSTA K., HORNOK L. (2008): Eltérő termesztési technológiák hatása az arbuszkuláris mikorrhiza gombák diverzitására kukoricában. 54. Növényvédelmi Tudományos Napok. Budapest, 2008. február 27-28. p:17.
112
9. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS Ezúton szeretném megköszönni témavezetőmnek Dudásné Dr. Posta Katalinnak a doktori munkámhoz nyújtott segítségét és támogatását. Köszönet illeti Dott. Franco Magurnot a szekvencia elemzésekben, Szalai Márkot pedig a statisztikai elemzésekben nyújtott segítségéért. Köszönöm a Növényvédelmi Intézet, Mikrobiológia és Környezettoxikológiai Csoport támogatását. Köszönettel tartozom MTA-SZIE-MKK Mikológiai Kutatócsoport minden egykori dolgozójának, hogy laboratóriumi munkámat segítette. Köszönetemet szeretném kifejezni az MTA Martonvásári Kutatóintézetének a mintavételi lehetőségért, valamint Dr. Berzsenyi Zoltánnak és Dr. Bónis Péternek a mintavételezéseknél nyújtott segítségükért. Végül szeretném még megköszönni családom és barátaim szeretetét, támogatását és türelmét.
113
