Doktori (Ph.D.) értekezés tézisei OVARIALIS SZTEROIDOK SZEREPE A HYPOPHYSIS TROP HORMONOK SZABÁLYOZÁSÁBAN Dr. HEINZLMANN ANDREA
Semmelweis Egyetem Humánmorfológiai és Fejlődésbiológiai Intézet Szentágothai János Idegtudományi Iskola Neuroendocrinológia Program
Témavezető: Dr. Köves Katalin, egyetemi tanár, MTA doktora Hivatalos bírálók:
Med. Habil. Dr. Rékási Zoltán, egyetemi docens, Ph.D. Dr. Várbíró Szabolcs, egyetemi tanársegéd, Ph.D.
Szigorlati bizottság elnöke: Dr. Sándor Péter, egyetemi tanár, MTA doktora Szigorlati bizottság tagjai: Dr. Halász Zita, klinikai főorvos, Ph.D. Dr. Fekete Márton, MTA tudományos főtanácsosa, MTA doktora
Budapest 2011
TARTALOMJEGYZÉK
Oldal I. BEVEZETÉS
5.
1. AZ ENDOCRIN HYPOTHALAMUS SZERKEZETE ÉS MŰKÖDÉSE
6.
Nagysejtes hypophyseotrop magok
6.
Kissejtes hypophyseotrop magok
6.
2. HYPOTHALAMICUS HYPOPHYSEOTROP HORMONOK ÁTTEKINTÉSE 7. Thyreotropin-releasing hormon (TRH)
7.
Corticotropin-releasing hormon (CRH)
8.
Gonadotropin-releasing hormon (GnRH)
8.
Growth hormon-releasing (GH-RH) és inhibiting hormon (Somatostatin)
10.
Prolactin-releasing (PRF) és inhibiting factor (PIF)
10.
Melanocyta stimuláló hormon-releasing (MSHRF) és inhibiting factor (MSHIF)
11.
3. AGYALAPI MIRIGY (HYPOPHYSIS) SZERKEZETÉNEK ÉS MŰKÖDÉSÉNEK ÁTTEKINTÉSE
11.
Neurohypophysis
11.
Adenohypophysis
12.
4. TROP HORMONOK A MELLSŐ LEBENYBEN
13.
Somatotrop (α1)-sejtek
13.
Lactotrop (α2)-sejtek
14.
Gonadotrop (δ1- δ2)-sejtek
16.
Corticotrop (β1)-sejtek
17.
Thyreotrop (β2)-sejtek
17.
5. NEUROPEPTIDEK A MELLSŐ LEBENYBEN
18.
VIP
18.
PACAP
19.
6. AZ IVARMIRIGYEK ÉS A MELLÉKHERE FUNKCIONÁLIS ANATÓMIÁJA 20. Petefészek (ovarium)
20.
Here (testis)
20.
1
Mellékhere (epididymis)
21.
Ondóhólyag (vesicula seminalis)
21.
7. OVARIALIS SZTEROID HORMONOK
22.
OE és P képződése, metabolizmusa
22.
OE és P hatásai
22.
OE és P receptorai
23.
OE receptorok
23.
P receptorok
23.
OE receptorok előfordulása a hypothalamusban
24.
P receptorok előfordulása a hypothalamusban
24.
OE receptorok előfordulása a hypophysis mellső lebenyében
25.
P receptorok előfordulása a hypophysis mellső lebenyében
25.
OE receptorok előfordulása egyéb szervekben
25.
P receptorok előfordulása egyéb szervekben
26.
II. IRODALMI ELŐZMÉNYEK
26.
III. KÍSÉRLETI CÉLKITŰZÉSEK
31.
IV. ANYAG ÉS MÓDSZER
34.
Kísérleti állatok
34.
Hormontartalmú kapszulák készítése
34.
Kísérleti csoportok
34.
Módszerek
36.
Direkt PRL és GH radioimmunassay (RIA)
36.
Direkt LH és FSH radioimmunassay (RIA)
37.
Immunhisztokémia (IHC)
38.
V. KÍSÉRLETI EREDMÉNYEK
40.
1. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HÜVELYMEMBRÁN MEGNYÍLÁSÁRA,
40.
TESTSÚLYRA ÉS TESTHOSSZRA
Hüvelymembrán megnyílása
40.
Hüvelycitológia kezeletlen és kezelt nőstényekben
40.
Testhossz alakulása kezeletlen és kezelt állatokban
41.
Testsúly alakulása kezeletlen és kezelt állatokban
44.
2. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A SZERVSÚLYOK ALAKULÁSÁRA A KÜLÖNBÖZŐ
2
47.
KÍSÉRLETI CSOPORTOKBAN
Hypophysis mellső lebeny súlyok alakulása kezeletlen és kezelt
állatokban
47.
Ovarium súlyok alakulása kezeletlen és kezelt állatokban
49.
Testis súlyok alakulása kezeletlen és kezelt állatokban
50.
Vesicula seminalis súlyok alakulása kezeletlen és kezelt állatokban
52.
3. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA RIA-val MÉRT PLAZMA HORMON-SZINT
53.
VÁLTOZÁSOKRA
LH-szint változások
53.
FSH-szint változások
55.
PRL-szint változások
57.
GH-szint változások
59.
4. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HYPOPHYSIS MELLSŐ LEBENYÉBEN LÉVŐ KLASSZIKUS TROP-HORMON TERMELŐ SEJTEK ELOSZLÁSÁRA
62.
LH és FSH sejtek eloszlása
62.
PRL sejtek eloszlása
63.
GH sejtek eloszlása
65.
5. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HYPOPHYSIS MELLSŐ LEBENY VIP, PACAP ÉS FOLLICULOSTELLATE SEJTJEINEK ELOSZLÁSÁRA
67.
VIP sejtek eloszlása
67.
PACAP sejtek eloszlása
69.
Folliculostellate sejtek eloszlása
69.
VI. MEGBESZÉLÉS
72.
VII. A DOLGOZATBAN FOGLALT KÍSÉRLETEK ÚJ EREDMÉNYEI
86.
VIII. AZ EREDMÉNYEK ÖSSZEFOGLALÁSA
88.
IX. IRODALOMJEGYZÉK
92.
AZ ÉRTEKEZÉS TÉMÁJÁBAN MEGJELENT KÖZLEMÉNYEK
130.
NEM AZ ÉRTEKEZÉS TÉMÁJÁBAN MEGJELENT KÖZLEMÉNYEK
131.
KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS
133.
3
RÖVIDÍTÉSEK ABC Kit: avidin-biotin komplex Kit ACTH: adrenocorticotrop hormon APO: area preoptica APV: area periventricularis ARC: nucleus arcuatus bFGF: basic fibroblast growth factor BSA: bovin serum albumin CRH: corticotropin-releasing hormon CRH1: corticotropin-releasing hormon receptor1 CRH2: corticotropin-releasing hormon receptor2 CRH2a: corticotropin-releasing hormon receptor2a CRH2b: corticotropin-releasing hormon receptor2b DA: dopamin DA2: dopamin receptor-2 DAB: diaminobenzidin hidroklorid DDT: diklór-difenil-triklór-etán DES: dietilstilbösztrol DES+P: dietilstilbösztrol + progeszteron E2: 17-beta ösztradiol EB: ösztradiol-benzoát EDTA: etiléndiamin-tetraecetsav EE: etinil ösztradiol EM: eminentia mediana ERα: ösztrogén receptor alpha ERβ: ösztrogén receptor beta FITC: fluoreszcens izotiocianát FS: follikuláris sejtek FSH: folliculus stimuláló hormon FSS: follikulosztellát sejtek GABA: gamma-aminovajsav GH: growth hormon GHRH: growth hormon-releasing hormon GnRH: gonadotropin-releasing hormon GnRH1: gonadotropin-releasing hormon receptor-1 GnRH2: gonadotropin-releasing hormon receptor-2 GTP: guanozin trifoszfát hCG: humán choriogonadotropin icv: intracerebroventricularis IGF: insulin-like growth factor IgG: immunglobulin-G IH: inhibiting hormon IHC: immunhisztokémia IL-6: interleukin-6 ir: immunreaktivitás KPB: kálium foszfát puffer LH: luteinizáló hormon LHRH: luteinizáló hormon-releasing hormon
MBH: mediális bazális hypothalamus mRNS: messenger ribonukleinsav MSHRF: melanocyta stimuláló hormonreleasing hormon MSHIF: melanocyta stimuláló hormoninhibiting hormon NDM: nucleus dorsomedialis NO: nitrogén-monoxid NPV: nucleus paraventricularis NPVa: nucleus periventricularis anterior NPY: neuropeptid-Y NSO: nucleus supraopticus NVM: nucleus ventromedialis OE: ösztrogén OXY: oxytocin P: progeszteron PACAP: pituitary adenylate cyclase activating polypeptide PACAP27: pituitary adenylate cyclase activating polypeptide 27 PACAP38: pituitary adenlate cyclase activating polypeptide 38 PBS: foszfát puffer PCR: polimeráz lánc reakció PEG: polietilén glikol PIF: prolactin-inhibiting factor POMC: proopiomelanocortin PR-A: progeszteron receptor-A PR-B: progeszteron receptor-B PR-C: progeszteron receptor-C PRF: prolactin-releasing factor PRL: prolactin RH: releasing hormon RIA: radioimmunassay SCH: nucleus suprachiasmaticus SOM: somatostatin SP: substance-P SSTR: somatostatin receptor STH: somatotrop hormon T3: trijódtironin T4: tiroxin TCDD: 2,3,7,8-tetraklorodibenzo-p-dioxin TGF- β1: tumor growth factor-beta1 TGF- β3: tumor growth factor-beta3 TRH: thyreotropin-releasing hormon TRITC: tetrametilrodamin-5,6-izotiocianát TSH: thyroidea stimuláló hormon VEGF: vascular endothelial growth factor VIP: vasoactive intestinal polypeptide VP: vasopressin VPAC1: vasoactive intestinal polypeptide receptor1 VPAC2: vasoactive intestinal polypeptide receptor2 α-MSH: melanocyta stimuláló hormon
4
BEVEZETÉS Az emberi szaporodási szervek élettani működésének feltétele a belső elválasztású mirigyek és célszerveik bonyolult összhangja. A neuroendokrin szabályozás során a hypothalamus által termelt releasing és inhibiting hormonok a portális keringésbe jutva érik el a hypophysis mellső lebeny trophormon termelő sejtjeit. Az itt termelődő hormonok a vér útján befolyásolják az endokrin célszervek (petefészek, here, mellékvese, pajzsmirigy) működését. A szexuál szteroidok (ösztrogén-OE, progeszteron-P) fő forrása a petefészek, here és a mellékvese kéregállománya. Az OE és P részben a hypothalamuson keresztül, részben a mellső lebeny szintjén hatva befolyásolják a hypophysis mellső lebeny hormon-termelő és nem hormon-termelő sejtjeinek működését (feed-back mechanizmus).
1. ábra A hypothalamus-neurohypophysis és a hypothalamus-adenohypophysis rendszer sémás rajza. A klinikai endokrinológia és anyagcsere-betegségek kézikönyve. Szerkesztette: Leövey András. Halász Béla: Neuroendocrin integráció, 9. oldal
5
AZ ENDOKRIN HYPOTHALAMUS SZERKEZETE ÉS MŰKÖDÉSE A hypothalamus a diencephalon (köztiagy) része. A thalamus alatt helyezkedik el, a III. agykamra oldalfalának és fenekének alkotásában vesz részt. A hypothalamusban található, a neuroendokrin szabályozásban résztvevő hypophyseotrop magokat két csoportra osztjuk: nagy- (magnocelluláris) és kissejtes (parvocelluláris) magcsoportot különítünk el.
Nagysejtes hypophyseotrop magok A nagysejtes magok (nucleus supraopticus, [NSO] és paraventricularis, [NPV]) neuroszekréciós sejteket tartalmaznak, amelyek oxytocint (OXY) és vasopressint (VP) termelnek. A hypothalamus ezen magjait idegrostok (tractus supraoptico- és paraventriculo-hypophysealis) kötik össze a neurohypophysissel (hypophysis hátsó lebeny). Az OXY és VP a rostok mentén a neurohypophysisbe kerül, ott neuroszekréciós granulumokban tárolódik, szükség esetén az idegvégződésekből a véredényekbe ürül (Dean és mtsai, 1968; Gainer és mtsai, 1977).
Kissejtes hypophyseotrop magok Az
ún.
kissejtes
magok
az
area
preopticaban
(APO),
a
nucleus
ventromedialisban (NVM) és a nucleus arcuatusban (ARC) helyezkednek el. Az itt található neuroszekretoros sejtek releasing (RH) és release inhibiting (IH) hormonokat termelnek. A neuroszekretoros sejtek axonjai az eminentia medianában (EM) végződnek, ahol hiányzik a vér-agy gát. Az EM és a hypophysis mellső lebenyének ún. pars tuberálisának határán a felső hypophysis artériák kapillarizálódnak, és egy sűrű érfonatot hoznak létre. Ebből az érfonatból indulnak ki az EM primér portális erei. A hypothalamikus faktorok a primér portális ereket körülvevő ún. perikapilláris térbe ürülnek. A primér portális ereket fenesztrált endothel béleli. Ez a speciális szerkezet lehetővé teszi, hogy a hypothalamikus faktorok a portális erekbe jussanak. A portális erek a hypophysis sinusaiban folytatódnak. Ezek a sinusok elérik az adenohypophysist, ahol újból kapillarizálódnak, és az íly módon idejutott hypothalamikus faktorok az elülső lebeny hormon ürítését serkentik, vagy gátolják (Harris, 1950). A NVM-t, az
6
ARC-t és az EM-t nagyon gyakran endokrin hypothalamusnak is nevezik neuroendokrin feladatuk miatt. Kilenc
hypothalamikus
thyreotropin-releasing
hormon
hypophyseotrop (TRH),
hormont
különböztetünk
corticotropin-releasing
hormon
meg: (CRH),
gonadotropin-releasing hormon (GnRH), growth hormone-releasing hormon (GHRH) és somatostatin (SOM), prolactin -releasing és inhibiting factor (PRF, PIF), melanocyta stimuláló hormon-releasing és inhibiting factor (MSHRF, MSHIF).
HYPOTHALAMICUS HYPOPHYSEOTROP HORMONOK ÁTTEKINTÉSE
Thyreotropin-releasing hormon (TRH) A TRH volt az első hypothalamikus hormon, amit elsőként izolált Guillemin és Schally munkacsoportja 1968-ban. A TRH egy TRH prekurzorból (proTRH) származik (Jackson és mtsai, 1985). A TRH 3 aminosavból álló tripeptid (Reichlin, 1989). A TRH gén α és alegységet tartalmaz (Lee és mtsai, 1988). TRH szintézise elsősorban a NPVben és a nucleus periventricularis anteriorban (NPVa) történik (Martin és Reichlin, 1972). A NPV-ből származó TRH-t tartalmazó axonok az EM-ben végződnek (Lechan és Jackson, 1982), TRH tartalmukat a portális erekbe ürítik (Shioda és Nakai, 1983). TRH a hypophysis mellső lebeny TSH szekrécióját regulálja (Redding és mtsai, 1970). A TRH hatását TRH receptorokon keresztül fejti ki, amelyek a G-fehérjékhez kapcsolódó receptorok családjába tartoznak (Wojcikiewicz és mtsai, 1986; Aub és mtsai, 1986). A receptorok hét transzmembrán doménnel rendelkező fehérjéből állnak. Ezekről a receptorokról a jelzést a heterotrimer GTP-kötő fehérjék közvevítik a sejt számára, amelyeket röviden G-fehérjéknek is neveznek. Három receptor típust különítünk el: TRα1, TRβ1 és TRβ2. A NPV TRH sejtjein elsősorban a TRα1 és TRβ1 fordul elő (Lechan és mtsai, 1994). TRH receptor az adenohypophysisben: a thyreotrop, lactotrop, kisebb mennyiségben a somatotrop sejtek sejtmembránján helyezkedik el. A TRH szekrécióját néhány neuropeptid, mint pl. somatostatin (Bennett és Whitehead, 1983) képes gátolni. GH csökkenti a TSH érzékenységét a TRH iránt (Root és mtsai, 1970). A TRH szintézisét a NPV-ben a keringő paizsmirigy hormonok negatívan szabályozzák a transzkripció szintjén. 17-beta ösztradiol (E2) up-regulálja a patkány
7
hypophysis sejtek TRH receptor kötő aktivitását (Kimura és mtsai, 1994). Környezeti hatások közül a stressz képes a TRH szintet emelni (Martin és Reichlin, 1987).
Corticotropin-releasing hormon (CRH) Vale és mtsai 1981-ben izolálták elsőként a 41 aminosavból álló hypothalamikus CRH-t. A CRH egy prepro-CRH-ból képződik, elsősorban a NPV-ben, a NPVa-ban szintetizálódik, de találtak CRH termelő sejteket a nucleus dorsomedialisban (NDM), NVM-ben (Merchenthaler és mtsai, 1984), a NSO-ban (Hashimoto és mtsai, 1982; Morin és mtsai, 1999) és az ARC-ben (Hashimoto és mtsai, 1982). A NPV-ből származó rostok az EM külső zónáját érik el, ahol a CRH a portális keringésbe kerül. Hatását specifikus receptorokon keresztül fejti ki, amelyek a G-fehérjékhez kapcsolódó receptorok családjába tartoznak (Chen és mtsai, 1993). CRH1, CRH2a és CRH2b receptor típusokat különítünk el (Perrin és Vale, 1999; Hillhouse és Grammatopoulos, 2006). CRH2-t írtak le a NPV-ben (Wigger és mtsai, 2004). CRH1 fordul elő a hypophysis elülső és közti lebenyében (Perrin és mtsai, 1995, Van Pett és mtsai, 2000), CRH2a -t írtak le hypophysis mellső lebenyében (Sánchez és mtsai, 1999). A NPV neuronok CRH mRNS és CRH tartalma az adrenocorticotrop hormon (ACTH) és a glukokortikoidok negatív szabályozása alatt áll. A CRH szekrécióját számos neurotranszmitter és neuropeptid (acetylcholine, serotonin, histamin, opioidok) regulálja (Martin, 1987; Rivier és Plotsky, 1986). Stressz aktiválja a CRH mRNS transzkripcióját. A CRH a mellső lebeny corticotrop sejtjeinek ACTH termelését és ürítését fokozza (Vale és mtsai, 1981), valamint gátolja a GnRH (Nikolarakis és mtsai, 1988) és growth hormon (GH) ürítést (Barbarino és mtsai, 1990; 1992), fokozza a stressz indukálta OXY aktivációját és szekrécióját (Bruhn és mtsai, 1986), valamint stimulálja a Leydigsejtekben a szteroidogenesist (Huang és mtsai, 1995).
Gonadotropin-releasing hormon (GnRH) A GnRH-t, amelyet luteinizáló hormon-releasing hormonnak (LHRH) is neveznek Schally és mtsai izolálták (1971), Matsuo és mtsai karakterizálták (1971). A GnRH tíz aminosavból épül fel (dekapeptid), amely egy precursor molekulából hasad le. Rágcsálókban a GnRH a APO neuronjaiban szintetizálódik (Merchenthaler és mtsai, 1989), míg más emlősökben a MBH-ban lévő sejttestek termelik a GnRH-t (Knobil,
8
1980). Azokat a GnRH neuronokat nevezzük hypophyseotropnak, amelyek az EM felületes zónájában végződnek és az általuk termelt hormon a hypophysis portális ereibe ürül. A pálya öt kötegből áll: egy medián, két mediális és két laterális kötegből (Merchenthaler és mtsai, 1980; Réthelyi és mtsai, 1981). A GnRH axonok többsége a laterális kötegben a Palkovits által 1984-ben leírt retrochiasmaticus kapun áthaladva az EM-be caudálisabban, oldalt lépnek be, és az ott található primer kapilláris hurkokon végződnek. A GnRH receptorokhoz kötődve fejti ki hatását (Jennes és Conn, 1994), ezek a G-proteinekhez kötött receptorok családjához tartoznak (Tsutsumi és mtsai, 1992). A hypothalamikus GnRH-t GnRH-I-nek nevezzük, amely a hypopyhsis mellső lebenyében expresszálódó GnRH1-es típusú receptorokon fejti ki hatását (Millar és mtsai, 2004). Az elmúlt években a GnRH egy második isoformáját, a GnRH-II-t fedezték fel, amely emlősökben is megtalálható, hatását a GnRH2-es típusú receptoron fejti ki (Millar és mtsai, 2001; 2003). A hypophysis mellső lebenyében a GnRH1 típus található meg (Badr és Pelletier, 1988; Okada és mtsai, 2003). A hypophysisen kívül is írtak le GnRH receptorokat, pl: hippocampusban (Jennes és mtsai, 1990; Albertson és mtsai, 2008), amygdalában (Albertson és mtsai, 2008), ARC-ben (Jennes és mtsai, 1997; Albertson és mtsai, 2008), NVM-ben (Jennes és mtsai, 1996; 1997). A GnRH ürítést egyéb neuropeptidek: neuropeptid-Y [NPY] (Kerkerian és mtsai, 1985; Ziecik és mtsai, 1999), galanin (Lopez és Negro-Vilar, 1990; Sahu és mtsai, 1994; Ziecik és mtsai, 1999), endogén opioidok (Ellingboe és mtsai, 1982; Chen és mtsai, 1989; Li és Pelletier, 1993; Ziecik és mtsai, 1999), gamma-aminovajsav (GABA) (Jennes és mtsai, 1983; Nikolarakis és mtsai, 1988; Sulliven és Moenter, 2004), CRH (Gambacciani és mtsai, 1986; Nikolarakis és mtsai, 1986; Rivest és mtsai, 1993) is befolyásolják. A GnRH-t szekretáló sejtek működését az OE pozitív ill. negatív feed-back útján befolyásolja. Pozitív feed-back szükséges az ovulációt megelőző LH-csúcs létrejöttéhez (Müller és Nistico, 1989). A GnRH befolyásolja a mellső lebeny gonadotrop sejtjeinek tónusos szekrécióját, amelyet a gonadális szteroidok negatív feed-back útján képesek modulálni közvetlenül hypophysis mellső lebenyben, a hypothalamus szintjén egyrészt közvetett módon hisztaminerg neuronokon keresztül, valamint közvetlenül GnRH neuronokon hatva, mivel e neuronokon ERβ receptort írtak le (Hrabovszky és mtsai, 2000; Fekete és mtsai, 1999).
9
Growth hormon-releasing hormon (GHRH) és somatostatin (SOM) A GHRH-t először Guillemin és mtsai 1984-ben humán pancreas tumorból izolálták. Két formája van, a GHRH (1-40)-OH (patkány) és a GHRH (1-44)-NH2 (humán), amelyek 40 ill. 44 aminósavból állnak. Mindkét típus közös precursorból (prepro-GHRH) származik. GHRH ürül a MBH-ból, ARC-ből és a NVM-ből. A GHRH receptorok a G-proteinekhez kötött receptorok családjába tartoznak (Müller és mtsai, 1999), a hypothalamusban és a hypophysis mellső lebenyében fordulnak elő (Godfrey és mtsai, 1993, Morel és mtsai, 1999), valamint extrahypothalamikus szövetekben, pl: cortexben, agytörzsben, herében, placentában (Matsubara és mtsai, 1995; Connor és mtsai, 2002). A glukokortikoidok és az OE fiziológiás szabályozói a GHRH receptor gén expressziójának (Bennett és mtsai, 1996; Mayo és mtsai, 2000). OE vagy glukokortikoidok adása csökkenti a GHRH receptorok számát (Lam és mtsai, 1996, Bennett és mtsai, 1996). A GHRH neuronok működését a GH negatív feed-back útján szabályozza, a GHRH szekréciót SOM, (amely GH IH), gátolja (Grossman és mtsai, 1986; Katakami és Matsukura, 1992). A hypophysis mellső lebenyében lévő somatotrop sejtek működését a GHRH serkenti (Mayo és mtsai, 2000). SOM elsősorban a NPVaban szintetizálódik. A SOM gátolja a GH sejtek működését a hypophysis mellső lebenyében. Öt receptorát írták le (SSTR1-5) agyban, gyomor-bél rendszerben, vesében (Yamada és mtsai, 1992), és hypophysis mellső lebenyében (Mitsuma és mtsai, 1995). Prolactin releasing (PRF) és inhibiting faktor (PIF) A PRF egy kis peptid, amit Ben Jonathan 1989-ben írt le először a közti-hátsó lebenyben. Nagy valószínűséggel a közti-hátsó lebenyben a PRF aktivitásáért a Tóth és mtsai (2001) által izolált salsolinol, egy dopamin anyagcsere melléktermék a felelős. A PRF szintézisét és szekrécióját a prolactin (PRL) negatív feed-back útján képes befolyásolni, míg a dopamin (DA) tónusos gátlást idéz elő. OE hatására a PRF a rövid portális ereken keresztül eléri az adenohypophysis lactotrop sejtjeit és fokozza a PRL szekréciót és releaset. Polipeptid természetű PIF-et még nem sikerült eddig azonosítani, de a DA az ARC dopaminerg neuronjaiból ürül a portális keringésbe, ami a jelenleg elfogadott PIF (Ben Jonathan , 1985; Ben-Jonathan és mtsai, 1989). Más neuropeptid is képes a PRL szintet emelni, pl.: TRH (Faglia, 1998; Rabeler és mtsai, 2004), vasoactiv intestinalis polypeptid (VIP) (Leong, és mtsai, 1983), OXY
10
(Samson és Schell, 1995; Ben-Jonathan, 2001), β-endorphin, enkephalin (Butelman és Kreek, 2001; Andrews és Grattan, 2003), neurotensin és pituitary adenilate cyclase activating polypeptide (PACAP) (Arborgast és Voogt, 1994). Szisztémásan adott PACAP38 injekció szignifikánsan és dózisfüggően emelte a plazma PRL és növekedési hormon szinteket hím és elválasztott laktáló nőstényekben, viszont folyamatosan szoptató anyákban nincs hatása a plazma PRL koncentrációjára. Laktáló nőstényekben a PACAP38 a szopás indukált PRL válaszhoz hasonló nagyságú elválasztást okozott. Az in vivo serkentő hatással ellentétben, sejtkultúrában és reverz hemolitikus plaque assayben a PACAP38 dózisfüggően gátolta a PRL leadását (Nagy és mtsai, 1993). Melanocyta Stimuláló Hormon-Releasing (MSHRF) és Inhibiting Factor (MSHIF) Az MSHRF valószínűleg az OXY molekula egy fragmense, az NPV-ben termelődik. Az MSHIF feltehetően azonos az ARC-ben termelődő DA-val. A hypophysis közti-lebeny melanotrop sejtjei melanocyta stimuláló hormont (α-MSH) termelnek, működésüket a két fent említett faktor szabályozza (Schally és mtsai, 1978). Az
-MSH-nak
szerepe
van
a
táplálék
felvétel
szabályozásában.
Intracerebroventricularis (icv) α-MSH adása csökkenti a táplálék felvételt és a testsúlyt (Pétervári és mtsai, 2010). AGYALAPI MIRIGY (HYPOPHYSIS) SZERKEZETÉNEK ÉS MŰKÖDÉSÉNEK ÁTTEKINTÉSE A hypothalamus által termelt faktorok az agyalapi mirigy (hypophysis) működését befolyásolják, amelyet a hypothalamussal a hypophysis-nyél köt össze. A hypophysis két fő részből épül fel: adenohypophysis és neurohypophysis.
Neurohypophysis A hátsó lebeny legnagyobb hányadát a hypothalamus magnocelluláris magcsoportjából (NSO, NPV) származó idegrostok (tractus supraoptico-paraventriculohypophysealis) alkotják, amelyek a hypophysis-nyélen át elérik a hátsó lebenyt, ahol fenesztrált kapillárisok szomszédságában végződnek. A magnocelluláris magok által
11
termelt OXY és VP a fent említett rostokban tárolódnak, és szükség esetén innen szabadulnak fel, és jutnak az általános keringésbe.
Adenohypophysis Az adenohypophysis az alábbi három részből áll: 1. pars distalis (mellső lebeny), 2. pars tuberalis, 3. pars intermedia (közti lebeny). Munkámban a mellső lebeny szteroid szabályozásával foglalkozom, ezért csak a pars distalis szerkezetét irom le. Pars distalis (mellső lebeny) A mellső lebeny sejtjei által termelt anyagok két csoportra oszthatók: trop hormonok, amelyek távoli célszerveken hatnak, és kisebb molekulájú peptidek, amelyek autokrin vagy parakrin módon befolyásolják a mellső lebeny működését. A mellső lebeny sejtjei fészkekbe rendeződnek. A sejteket két csoportba oszthatjuk a festési eljárások alapján: festéket nem szerető, chromophob és festéket szerető, chromophil sejtekre. A chromophob sejtek a mellső lebeny sejtjeinek kevesebb, mint a felét alkotják. Átlagos átmérőjük 10-12m, hagyományos festési eljárással csak a magjuk festődik, citoplazmájuk halvány, bennük specifikus granuláció nem látható. Ehhez a csoporthoz tartoznak a hosszú nyúlványokkal rendelkező, ún. follikuláris sejtek (FS) és follikulosztellát sejtek (FSS). Az FS és FSS jelenlétét hypophysis mellső lebenyében 1953-ban írták le először (Rinehart és Farquhar, 1953). Ezek a sejtek a trop hormont termelő sejtek között találhatók. Az FSS sejtek S-100 proteint, az FS sejtek cytokeratint expresszálnak (Yamashita és mtsai, 2005), és az itt található sejtpopuláció mintegy 10%-át adják. Az FSS sejtek által expresszált S-100 protein egy idegszövetszelektív protein, az FSS sejtek fenotípusának kimutatására alkalmas. Az FS sejtek epitheloid sejtek, mivel nemcsak a hypophysis mellső lebenyében, hanem a neurohypophysisben is előfordulnak, ennek alapján feltételezik, hogy ezek a sejtek a hypophysisben neuroektodermális eredetűek (Velasco és mtsai, 1982; Kasper, 1992). Az FS és FSS sejtek finom citoplazmatikus nyúlványokkal rendelkeznek, amelyekről leírták, hogy az endokrin sejtek körül finom hálózatot hoznak létre (Miyazaki és mtsai, 1988). A nyúlványok a lamina basalissal közeli kapcsolatban vannak, közöttük réskapcsolatok találhatók. Az FSS sejtek parakrin módon szabályozzák a PRL és gonadotrop hormon szekréciót (Denef, 1990, 2008). Az FSS sejtek különböző
12
citokineket és növekedési faktorokat termelnek, pl: interleukin-6 (IL-6) (Vankelekom és mtsai, 1993), vascular endothelial growth factor (VEGF) (Ferrara és mtsai, 1991), follistatin (Kaiser és mtsai, 1992), basic fibroblast growth factor (bFGF) (Marin és Boya, 1995). Ezen faktorok közül a bFGF és az IL-6 stimuláló, a többi faktor gátló hatással rendelkezik, és nemcsak a mellső lebenyben lévő hormon termelő sejtek működésének szabályozásában játszanak szerepet, de a sejtek között az ún. intrahypophyseális kommunikációt is képesek befolyásolni (Denef és mtsai, 1989). A chromophil sejtek a mellső lebeny sejtjeinek több mint a felét adják, átlagos átmérőjük 12-15m. A chromophil sejteket savanyú és bázikus festékkel való festhetőségük alapján acidophil és basophil festődésű sejtekre osztjuk. Klasszikus festési eljárásokkal sikerült az acidophil és basophil sejtek között további sejttípusokat elkülöníteni, ennek alapján beszélhetünk: 1, 2 acidophil, valamint 1, 2, 1, 2 basophil sejtekről. TROP HORMONOK A MELLSŐ LEBENYBEN
Somatotrop (1) sejtek A somatotrop sejtek a GH-t termelik, a mellső lebeny sejtpopulációjának mintegy 50%-át adják. Az GH termelő sejtek kicsik, kerekek, szekréciós granulumaik a sejt széli részén helyezkednek el. A GH epizódikusan ürül, amelynek frekvenciája és amplitúdója változik. A GH egy pre-GH molekulából hasad le. A GH 191 aminosavból épül fel. GH receptorokon fejti ki hatását. GH receptor található a májban (Husman és mtsai, 1985; Gomez és mtsai, 1998), a zsírszövetben (Chipkins és mtsai, 1989; Tiong és Herington, 1991), immunsejteken (Asakawa és mtsai, 1986), pancreasban, (Billestrup és Martin, 1985; Nielsen és mtsai, 1990), vékonybélben (Lobie és mtsai, 1990), tüdőben (Amit és mtsai, 1987), vesében (Tiong és Herington, 1991; Chin és mtsai, 1992), agyban, harántcsíkolt izomban (Tiong és Herington, 1991; Mertani és Morel, 1995), porcban (Nilsson és mtsai, 1990; Vidal és mtsai, 1997), ovariumban (Carlsson és mtsai, 1992; Kolle és mtsai, 1998) és herében (Breier és mtsai, 1998; Gomez és mtsai, 1998). A GH fokozza a csont (Thorngren és Hansson, 1977), izom (Loughna és mtsai, 1992), agy, szív és más testi sejtek növekedését (Redmond, 1981). Fokozza a protein szintézist, a szénhidrát–zsír metabolizmust (Redmond, 1981; Chipkin és mtsai, 1989), az epiphysis
13
fugák növekedését (Nilsson és mtsai, 1994), növeli az inzulin és a glukagon szekréciót, növeli a tiroxin (T4) trijódtironinná (T3) való átalakulását. A GH szekrécióját a GHRH, a SOM (Devesa és mtsai, 1991; Mayo és mtsai, 2000), szexuálszteroidok (El Etreby és mtsai, 1979; Devesa és mtsai, 1991; Mayo és mtsai, 2000) és az insulin-like growth factor (IGF) regulálja (Volpe és mtsai, 1992; Bertherat és mtsai, 1995). A GH ürítésében szexuális különbségek figyelhetők meg (Jansson és mtsai, 1985; Martinoli és mtsai, 1991; Chowen és mtsai, 1996). Hímekben a GH pulzusok száma magasabb, de amplitúdója alacsonyabb, mint nőstényekben. A szexuálszteroidok a hypothalamus szintjén közvetlenül befolyásolják a SOM és a GHRH expresszióját (Chowen és mtsai, 1996). Emberben is megfigyelhetők szexuális különbségek a GH szekréciójában: a GHRH stimulált GH release nőknél magasabb, mint férfiaknál, mivel az pozitívan követi a menstruációs ciklus során megfigyelhető OE szintjében bekövetkező változásokat (Benito és mtsai, 1991; Soares-Welch és mtsai, 2005). Mind az OE, mind az androgén emeli a GH pulzus amplitúdóját, habár az orálisan adott OE negatívan befolyásolja a GH/IGF-1 tengelyt, mivel az OE valószínűleg csökkenti a máj IGF-1 termelését (Weissberger és mtsai, 1991; Rooman és mtsai, 2005). A pajzsmirigy hormonok, elsősorban a T3, pozitívan szabályozzák a GH gén transzkripcióját. Pubertás során az OE emeli a GH receptorok számát nőstény patkányok májában, a receptor mennyisége megkétszereződik terhesség során. A GH upregulálja a GH és PRL receptort. A pubertás utáni GH és PRL expresszióban szexuális dimorfizmus figyelhető meg: hímekben a GH, míg nőstényekben a PRL szintje magasabb (Gonzales-Parra és mtsai, 1996).
Lactotrop (2) sejtek A lactotrop sejtek PRL-t termelnek, az adenohypophysis sejtpopulációjának 510%-át adják. A PRL 199 aminosavból áll. A PRL termelő sejtek kicsik, a granulumok a sejt egyik oldalán halmozódnak fel csésze alakot kölcsönözve az immunfestett sejteknek. A PRL termelő sejtek között vannak olyanok, amelyek GH-t is termelnek, ezeket a sejteket lacto-somatotrop sejteknek nevezzük. PRL hatását PRL receptorok közvetítik, amelyek az emlőben (Kato és mtsai, 1976; Binart és mtsai, 2000), az ovariumban (Saito és Saxena, 1975; Mitani és Dufau, 1986; Shirota és mtsai, 1990; Clarke és mtsai, 1993), az uterusban (McWay és mtsai, 1982; Gu és mtai, 1996;
14
Prignet-Tessier, 2001), a placentában (McWay és mtsai, 1982), a herében, a mellékherében, a vesicula seminálisban, a prostatában (Barkey és mtsai, 1977; Keenan és mtsai, 1979; Wahlström és mtsai, 1983; Nevalainen és mtsai, 1996) fordulnak elő. Receptorok találhatók még az agyban (Mustafa és mtsai, 1995; Pi és Grattan, 1998), májban (Posner és mtsai, 1974; Mustafa és mtsai, 1995; Kloehn és mtsai, 2001) pancreasban (Tesone és mtsai, 1980; Polak és mtsai, 1990), nyirokszervekben is (Dardenne és mtsai, 1991; O’Neal és mtsai, 1991). A hypothalamikus DA neuronok (NPV, APO, NVM, ARC, NSO) tartalmaznak PRL receptort (Walsh és mtsai, 1990; Pi és Grattan, 1999; Léránt és Freeman, 1998; Fujikawa és mtsai, 2005; Blume és mtsai, 2009). A PRL a tejelválasztás legfontosabb hormonja (Hiba és mtsai, 1977; Whitworth, 1988; Rillema, 1994). Szerepet játszik az emlő (Oka és Topper, 1972; Horseman, 1999), a prostata, a vesicula seminalis fejlődésében és növekedésében, az ozmoregulációban (Bussieres és mtsai, 1987), a zsír és szénhidrát háztartás szabályozásában (Ben Jonathan és mtsai, 2006), a reprodukcióban (Ben Jonathan és mtsai, 2008), a granulosasejtek luteinizációjában (Adashi és Resnick, 1987; Gaytán és mtsai, 2001), befolyásolja azok P termelését (Wang és Chan, 1982), és valószínűleg közvetett módon képes gátolni a hypophysis LH szekrécióját (Richards és Williams, 1976). Befolyásolja a luteális sejtek LH receptor számát (Advis és mtsai, 1981; Casper és Erickson, 1981). Magas PRL szint (pl. laktáció, hiperprolaktinémia) gátolja a P termelést és gátolja az ovulációt (Liu és mtsai, 1997; Murata és mtsai, 1991). Szerepet játszik az anyai magatartás kialakulásában (Kinsley és Bridges, 1988; Bridges és mtsai, 1997; Blume és mtsai, 2009), és az angiogenezis regulátora (Goldhar és mtsai, 2005; Uedva és mtsai, 2006), az endotheliális sejtek receptorokat tartalmaznak, amelyek szerkezetileg és funkcionálisan is eltérnek a klasszikus PRL receptoroktól, ezek PRL fragmenseket képesek megkötni (Ferrara és mtsai, 1991). A PRL interakcióban van az OE-vel, P-vel és az OXY-val. Mivel a PRL hat a gonádokra, ezért a gonadotrop hormonok közé soroljuk. A PRL-t a DA tónusosan gátlolja (Demaria és mtsai, 1998; Ben Jonathan és Hnasko, 2001; Andrews és Grattan, 2004;) míg az α-MSH és OE képes a DA gátló hatását legyőzni (Lamberts és mtsai, 1986; Garris és Ben Jonathan, 1991; Arbogast és Voogt, 2002). A neuropeptidek közül a TRH (Faglia, 1998; Rabaler és mtsai, 2004), a VIP (Fazekas és mtsai, 2000; Gomez és Balsa, 2004) és az OXY képes jelentősen befolyásolni a PRL ürítést (Samson és Schell, 1995; Ben Jonathan, 2001). Más neuropeptid: -MSH, NPY,
15
neurotensin, angiotensin II, calcitonin (Freeman és mtsai, 2000; Ben Jonathan és Hnasko, 2001) és a PRL maga is részt vesz a PRL szekréció szabályozásában parakrin vagy autokrin módon (Oliver és mtsai, 1977; Mangurian és mtsai, 1992). A neurotranszmitterek közül a serotonin (Van de Kar és mtsai, 1996), hisztamin, GABA, nikotin,
glutamát,
nitrogen
monoxid
(NO)
szerepet
játszik
a
PRL ürítés
szabályozásában. A terhesség alatt az OE és P magas szintje miatt az emlőben a PRL receptorok száma alacsony, majd a laktáció ideje alatt a PRL receptorok száma emelkedik, az ovariális szteroidok szintjében bekövetkező csökkenés miatt (McNeilly, 1980). Gonadotrop (1 - 2) sejtek A 1 és 2 sejtek a mellső lebeny sejtjeinek mintegy 14%-át adják, mind hím, mind nőstény patkányokban. A 1 sejtek az LH-t, a 2 sejtek a folliculus stimuláló hormont (FSH) termelik. Az LH és FSH glikoproteinek, α- és β-láncból épülnek fel. Az α-lánc a két hormonban közös, míg a β-lánc különböző, az LH-ra és az FSH-ra specifikus. Az α-alegység 92 aminosavból, a β-alegység mindkét hormonban 115 aminósavból és két szénhidrát molekulából áll. Ezek a sejtek lehetnek kerekek, vagy oválisak, általában nagyobbak a fent említett két sejttípusnál, szekréciós granulumaik kisebbek, és a sejt perifériáján találhatók. Az LH és FSH immunreaktivitás (ir) között részleges kolokalizáció van, ami arra utal, hogy vannak olyan sejtek, amelyek mindkét hormont termelik (Denef és mtsai, 1976). A gonadotrop sejtek a mellső lebeny ún. gonadotrop zónájában helyezkednek el. Hypophysis mellső lebenyében a gonadotrop zóna hím és nőstény patkányokban a pars distálison belül dorsoventrálisan helyezkedik el. Mind hímben, mind nőstényben a gonadotropok eloszlása antero-posterior irányú polaritást mutat (Dada és mtsai, 1984). Mindkét gonadotropin saját receptorán keresztül fejti ki hatását. LH receptorok a tüsző granulosahámjában, a theca internában és a Leydig sejteken találhatók. FSH receptor az ovarium granulosasejtjein és a here Sertolisejtjein figyelhető meg. Az LH stimulálja a szteroidogenezist, az ovulációt és a corpus luteum kialakulását nőstényekben. Hímekben az LH fokozza a Leydig-sejtek tesztoszteron termelését, indirekt módon fokozza a spermatogenezist a tesztoszteron termelés befolyásolásán keresztül. Az FSH nőstényekben valószínűleg közvetett hatást
16
gyakorol a tüszőérésre és az oogenesisre. Hímekben az FSH fokozza a spermatogenezist és a Sertoli-sejtek által termelt inhibin szekrécióját. A GnRH-n kívűl még az LH, hímekben a tesztoszteron, nőstényekben az OE és P játszik szerepet az FSH szekréció szabályozásában. A follistatin és inhibin gátolják, míg az activin stimulálja az FSH szekréciót. Az LH-ß promoter OE receptor kötőhelyet tartalmaz (Shupnik és mtsai, 1989).
Corticotrop (1) sejtek A corticotrop sejtek ACTH-t termelnek. Az adenohypophysis sejtjeinek kb. 1015%-át adják. Az ACTH preprohormonja a proopiomelanocortin (POMC). Az ACTH termelő sejtek kerek vagy ovális alakúak, szekréciós granulumaik egy vagy két sorban a sejtmembrán közelében helyezkednek el. A POMC gén expresszióját, ezáltal az ACTH termelését és ürülését a CRH képes stimulálni a corticotrop sejtekben. Ezenkívűl VIP, GHRH szinergistaként hat a CRH-val. A POMC szekrécióra a glukokortikoidok fejtenek ki gátló hatást. Az ACTH fokozza a mellékvesekéregben zona fasciculata glukokortikoid szintézisét és ürítést.
Thyreotrop (2) sejtek A 2 sejtek a thyroidea stimuláló hormont (TSH) termelik. A TSH α- és ßláncból épül fel. Az α-lánc az LH, FSH és a humán choriogonadotropin (hCG) hasonló alegységével azonos, míg a -lánc különbözik. Ezek a sejtek csillag alakúak, granulumaik elrendeződése hasonlít az STH és LH sejtekben található granulumok elrendeződéséhez. A TSH a pajzsmirigy által termelt hormonok, a T3, a T4 szintézisét és ürítését serkenti. A TSH bioszintézisének és ürítésének pozitív regulátora a TRH, míg a SOM gátolja a TRH-t, valamint a bazális és a TRH indukálta TSH release-t. A pajzsmirigy által termelt hormonok negatív feed-back útján mind a hypophysis, mind a hypothalamus szintjében gátolják a TSH szekrécióját. Az OE növeli a TRH receptorok számát a thyreotropokon, ezáltal fokozza a TSH ürítést, és emeli a plazma szintet. A noradrenalin emeli a TSH releaset, míg a DA gátolja azt dopamin-2-es receptoron (DA2) keresztül, valamint gátolja a TSH α- és β-alegységek gén expresszióját.
17
NEUROPEPTIDEK A MELLSŐ LEBENYBEN A
klasszikus
hormonokon
kívül
a
hypophysis
polipeptid
természetű
neurohormonokat: VIP-et, PACAP-ot, β-lipoproteint, β-endorphint, dynorphint, enkephalint, NPY-t, angiotensin-II-t, gastrint, substance-P-t (SP), neurotensint, bombesint is termel (Köves és mtsai, 1998; Houben és Denef, 1990), amelyek a hypophysisben autokrin vagy parakrin módon hatnak. Munkánkban a VIP-pel és a PACAP-pal foglalkoztunk, ezért csak ezekre a peptidekre vonatkozó adatokat tekintem át.
VIP A VIP 28 aminosavból álló bioaktív polipeptid, amely a glukagon-szekretin család tagja. 1970-ben Said és Mutt izolálták először sertés vékonybélből vazodilatációs hatása, valamint erős bronchus dilatátor hatása alapján. A VIP szekvenciája emberben, patkányban, marhában, kutyában, birkában hasonló. A VIP szekvenciája 68%-os homológiát mutat a PACAP jóval kisebb mennyiségben előforduló, 27 aminósavból álló formájával a PACAP27-el (Miyata és mtsai, 1989). A VIP gén nagy mennyiségben expresszálódik emlős és humán gyomor-bél rendszerben, cerebrális cortexben és a hypothalamusban (Besson és mtsai, 1986), VIP messenger ribonukleinsav (mRNS) expresszálódik a központi és a perifériás idegrendszerben, kortikális és thalamikus magokban, a n. suprachiasmaticusban (SCH) (Gozes és mtsai, 1989; Glazer és Gozes, 1994), valamint kis mennyiségben patkány hypophysis mellső lebenyében (Arnaout és mtsai, 1986; Hsu és mtsai, 1989; Byrne és mtsai, 1992). A VIP hatását receptorokon fejti ki. Ezek a 7 transzmembrán doménnel rendelkező, G-proteinhez kötött receptorok csoportjához tartoznak. Két receptort karakterizáltak, amit ma VIP receptor1 (VPAC1) és VIP receptor2 (VPAC2)-nek nevezzünk (Harmar és mtsai, 1998). A VPAC1-et legnagyobb mennyiségben a tüdő expresszálja, de a vékonybélben, thymusban, cerebrális cortexben és a hippocampusban is írtak le VPAC1–t. VPAC2 mRNS-t találtak a gyomorban és a herében. A központi idegrendszerben VPAC2 mRNS az SCH-ban és az NSO-ban található (Usdin és mtsai, 1994). VIP receptort Wanke és mtsai (1990) nőstény patkányok hypophysis mellső lebenyében, elsősorban lactotrop sejteken írtak le, amelyen keresztül a VIP stimulálta a PRL ürítését. A hypothalamusból
18
származó VIP a portális ereken keresztül eléri a mellső lebenyt és stimulálja a PRL, GH és LH szekrécióját (Rostene, 1984; Bluet-Pajot, 1998; Arnaout és mtsai, 1986; Kato és mtsai, 1978; Nagy és mtsai, 1988, López és mtsai, 1989; Maas és mtsai, 1991).
PACAP A PACAP-ot új releasing faktorok után kutatva Miyata és mtsai 1989-ben izolálták birka hypothalamusból azon képessége alapján, hogy az adenilát cikláz működését erélyesen stimulálta hypophysis mellső lebeny sejtkultúrában.
A
szervezetben két biológiailag aktív amidált formában található: a nagyobb mennyiségben előforduló PACAP38, és a jóval kisebb mennyiségben előforduló, 27 aminosavból álló rövidebb forma, a PACAP27 (Miyata és mtsai, 1989, 1990). Ez utóbbi szekvenciája 68%-ban homológ a VIP-el. A PACAP legnagyobb mennyiségben a hypothalamusban található. PACAP immunpozitív sejteket írtak le a hypothalamus magno- és parvocelluláris rendszerében (Köves és mtsai, 1990, 1991). A perifériás idegrendszerben a spinális ganglionok érzőidegsejtjei (Kausz és mtsai, 1998) ill. a preés postganglionáris neuronok tartalmaznak PACAP-ot (Sundler és mtsai, 1992). Az agyalapi erek és a perifériás szervek ereinek falában is vannak PACAP pozitív rostok (Uddman és mtsai, 1993; Köves és mtsai, 1993). A PACAP a hypothalamus után legnagyobb mennyiségben a hypohysisben és a herében fordul elő (Arimura és mtsai, 1991). A hypophysis mellső lebenyében elsősorban a gonadotrop sejtek termelik, ahol a PACAP ir részben LH és FSH ir-rel kolokalizál (Köves és mtsai, 1998). A PACAP számára a szervezetben többféle kötőhelyet írtak le (Gottschall és mtsai, 1990). VPAC1 receptort 1992-ben Ishihara izolálta patkány tüdőből, 1993-ban Sreedharan és mtsai emberi szövetből. A receptor azonos affinitással köti a VIP-et és a PACAP-ot. Széles eloszlást mutat az agykéregben, hippocampusban, májban, tüdőben. VPAC2 receptor típust 1993-ban Lutz és mtsai izolálták patkány bulbus olfactoriusából. Ez a típus a thalamusban, NSO-ban, pancreasban, zsírszövetben, herében található. PAC1 szelektív receptort 1993-ban Pisegna és Wank izolálták patkány pancreas carcinoma sejtvonalból. A peptid neuroendokrin szerepéről mind in vivo, mind in vitro rendszerben több megfigyelés született. Az in vitro vizsgálatok zöme arra utal, hogy a PACAP stimulálja az LH szekréciót hypophysis sejtkultúrákban (Tsuji és mtsai, 1994), míg in vitro az icv adott
19
PACAP a plazma LH pulzusok amplitúdóját és frekvenciáját csökkenti (Sawangjaroen és Curlevis, 1994). Köves és mtsai (1994), valamint Kántor és mtsai (2000) leírták, hogy a PACAP38 icv adva a proösztrusz délutánján a kritikus periódus előtt, amikor az idegrendszer felkészül a fokozott LHRH, majd LH kidobásra, gátolja az ovulációt. AZ IVARMIRIGYEK ÉS A MELLÉKHERE FUNKCIONÁLIS ANATÓMIÁJA Petefészek (ovarium) A petefészek (ovarium) páros szerv, a belső nemi szervekhez tartozik. A petefészek lapmetszetén velőállományt (medulla) és kéregállományt (cortex) különítünk el. A velőállomány az ovarium közepén helyezkedik el, sok érátmetszetet tartalmaz. A cortex kötőszöveti rostokban gazdag. A kéregállományban találhatók a petefészek tüszői. A folliculusok belsejében egy-egy petesejt fejlődik, amelyet follikuláris hám borít. A tüszők érése és növekedése során a follikuláris hámot alkotó sejtek is növekednek és szaporodnak. A folliculust körülvevő stromában a stromasejtek felszaporodnak és tokszerűen (theca folliculi) körbe veszik azt. A theca belső részét theca folliculi internának nevezzük, amely szteroid hormon termelő tulajdonsággal rendelkezik, sejtjei androsztendiont szintetizálnak, amit a granulosasejtek ösztradiollá alakítanak. Ivarérés után 28 naponként következik be az ovuláció. Az ovuláció után corpus haemorrhagicum, majd corpus luteum képződik. A corpus luteumot a granulosa és theca folliculi sejtjei hozzák létre. A petefészek hormon termelő sejtjeinek, a granulosa, a theca, majd a lutein sejteknek az a különlegessége, hogy élettartamuk rövid. Átalakulásaikat egyrészről a gonadotrop hormonok, másrészről magában a petefészekben termelt szteroid hormonok autokrin és parakrin mechanizmusokon keresztül befolyásolják.
Here (testis) A herék a herezacskóban (scrotum) fekszenek. A here morfológiailag és funkcionálisan két részből áll: a here parenchymát alkotó herecsatornácskákból, amelyekben a hím ivarsejtek fejlődnek, és interstitiumból, amelyben a hím nemi hormont (tesztoszteron) termelő Leydig-sejtek helyezkednek el. A Leydig-sejtek
20
tesztoszteron termelése az LH pozitív reguláló hatása alatt áll. A tesztoszteron egy része a véráramba kerül, másik része közvetlenül hat a kanyarulatos herecsatornácskák Sertoli-sejtjeire, amelyek a spermiumok fejlődéséhez fontosak. Ezek a sejtek az inhibin nevű gátló hormont termelik, amely az FSH termelő sejtekre gátlólag hat. A Sertolisejtek az FSH és tesztoszteron pozitív szabályozó hatása alatt állnak. Mellékhere (epididymis) A here hátsó széléhez hozzánőve fekszik a mellékhere. Fejet (caput epididymidis), testet (corpus epididymidis) és farki részt (cauda epididymidis) különítünk el. A feji része tartalmazza azokat a csatornákat (ductuli efferentes testis), amelyek a herét a mellékherével kötik össze. Ezek a felszálló herecsatornácskák aztán a mellékherében egyetlen csatornává (ductus epididymidis) egyesülnek. Ezek a csatornák a spermiumok végső éréséhez szükséges anyagokat szekretálják, és perisztaltikus mozgással továbbítják azokat az ondóvezeték (ductus deferens) felé. Ondóhólyag (vesicula seminalis) Retrovesicalisan elhelyezkedő páros mirigyes szerv, amely fruktóz, aminósavak, C-vitamin, prosztaglandin tartalmú, erősen viszkózus anyagot termel, ami az ondó részét képezi. A fent említett endokrin szervek által termelt szteroidok a központi idegrendszer hypothalamo-hypophysealis rendszerére pozitív és negatív feed-back mechanizmuson keresztül hatva serkentik vagy gátolják annak működését.
21
OVARIALIS SZTEROID HORMONOK OE ÉS P képződése, metabolizmusa Az OE és a P négy gyűrűs koleszterin-származék, amelyek a vérplazmában csaknem teljes mennyiségükben plazmafehérjékhez kötődve keringenek. Csak a fehérjéhez nem kötött szteroidok hordoznak biológiai aktivitást. A petefészekben az OE hormonok kizárólag androgéneken keresztül keletkeznek, szintézisük a granulosa és a theca interna sejtjeiben játszódik le. A theca interna sejtjeiben P-ből androsztendion keletkezik, ami a lamina basalison keresztül, diffúzió útján jut át a környező granulosasejtekbe. Ott tesztoszteronná alakulva aromatizálódik és belőle ösztron vagy E2 képződik, majd hidroxiláció után ösztriol keletkezik. Az ovarium corpus luteumában is megtalálhatók azok az enzimek, amelyek a mellékvesekéregben részt vesznek a szteroid hormonok szintézisében. Itt túlnyomó részben P keletkezik. A petefészek hormontermelése ciklusos jellegű, a keletkező szteroid hormonok lipofil, membránpermeábilis molekulák, amelyek diffúzióval távoznak a sejtből. A szteroid hormonok inaktiválása elsősorban a májban történik. A hormonokból képződött ún. redukált metabolitok glukoronsavval vagy szulfáttal konjugálódnak, vízoldékonnyá válva többnyire a vesén keresztül választódnak ki. A szexuálhormonok számos élettani folyamatot szabályoznak. OE és P hatásai Az OE és a P részt vesz a reprodukciós célszervek működésének (méh, emlő, hüvely) szabályozásában. Közvetlen hatást fejtenek ki a petefészekre, befolyásolják a tüszőérési folyamatokat. Az OE felerősíti az FSH hatását a granulosasejteken, ezzel előkészíti az ovulációt. Az ovuláció létrejöttében az OE hatás közvetett: az OE váltja ki a gonadotrop sejtek fokozott LH kidobását, az ún. proösztruszos LH-csúcsot. Ez utóbbi hozza létre az ovulációt. Ezeken a hatásokon kívül a központi idegrendszer hypothalamo-hypophysealis
rendszerére
is
visszahatnak,
pozitív
ill.
negatív
visszacsatolás révén serkentik, ill. gátolják a gonadotrop hormon elválasztást. A központi idegrendszerben fontos szerepük van a szexuális hypothalamus fejlődésében, a szexuális viselkedés befolyásolásában (Zhou és mtsai, 2005; Temple és mtsai, 2003; Amateau és mtsai, 2004). Az OE fontos szerepet játszik a tanulásban, a memóriában
22
(Liu és mtsai, 2008) és a neuroprotekcióban (Pozzi és mtsai, 2006; Hoffman és mtsai, 2006; Singh és mtsai, 2006; Dubal és mtsai, 2006; Pozo Devoto és mtsai, 2008). Hatást fejtenek ki a keringési rendszerre, valamint az anyagcsere folyamatokra is. OE és P receptorok A szteroidok klasszikus hatásaikat specifikus szteroid receptorokon keresztül fejtik ki. Ezen receptorok a szteroid, pajzsmirigyhormon, retinsav, D3-vitamin és árva magreceptorok közös családjába tartoznak. OE és P receptorok a sejtek belsejében, a sejtmagban helyezkednek el (Welsnons és mtsai, 1984; Ozawa és mtsai, 1999). Az intracelluláris receptorok transzkripciós faktorok, amelyek saját specifikus ligandjuk megkötésekor aktiválódnak. A ligand – receptor kötődés specifikus DNS-szakasszal (reszponzív elem) rendelkező gént aktivál. OE receptorok aktiválódása sejt-specifikus válaszokat hoz létre.
1. OE receptorok Két OE receptor típust írtak le:
alpha (ER) és
beta (ER) ösztrogén receptort. Az ER-t Koike és mtsai 1987-ben, az ER-t Kuiper és mtsai 1996-ban
klónozták. A receptorok eloszlását különböző technikák: Western-blot (Sanchez-Criado és mtsai, 2005), in situ hybridizáció (Pelletier és mtsai, 1988; Romano és mtsai, 1989; Simerly és mtsai, 1996; Laflamme és mtsai, 1998; Shimizu és mtsai, 2005), transzkripciós – PCR technika (Wilson és mtsai 1998; Taylor és mtsai, 2000), immuncitokémiai vizsgálat (Perrot-Applanat, 1985; González és mtsai, 2008) és immunhisztokémiai vizsgálat (Wilson és mtsai, 1998; Mitra és mtsai, 2003; GarridoGracia és mtsai, 2007) segítségével derítették fel.
2. P receptorok P receptornak három formája ismeretes:
progeszteron-A (PG-A),
progeszteron-B (PG-B) és
progeszteron-C (PG-C).
23
A receptorok eloszlását és mennyiségét különböző technikák: Western-blot (Guerra-Ariaza és mtsai, 2003; Turgeon és mtsai, 2006; Garrido-Gracia és mtsai, 2007), Northern-blot (Turgeon és mtsai, 1999), autoradiográfia (Shi és Zhu, 1990), in situ hybridizáció (Hagihara és mtsai, 1992), immunhisztokémia (Morel és mtsai, 1984) és immuncitokémia (Gréco és mtsai, 2001) segítségével tanulmányozták. AZ OE receptorok előfordulása a hypothalamusban ER-t írtak le a APO-ban (Gréco és mtsai, 2001; Kruijver és mtsai, 2002; Mitra és mtsai, 2003; Halldin és mtsai, 2006), a NPVa-ban (Wintermantel és mtsai, 2006), a NPV-ben (Kruijver és mtsai, 2002), a lateralis hypothalamicus areaban (Kruijver és mtsai, 2002), az SCH-ban (Kruijver és mtsai, 2002; Vida és mtsai, 2008), a NVM-ben (Kruijver és mtsai, 2002) és a nucleus interstitialis striae terminalisban (Gréco és mtsai, 2001; Kruijver és mtsai, 2003). ER-t mutattak ki a PAO-ban a GnRH termelő neuronokon (Shughrue és mtsai, 1996; Kruijver és mtsai, 2003; Mitra és mtsai, 2003; Temple és mtsai, 2003; Skinner és Dufourny, 2005; Halldin és mtsai, 2006; Hrabovszky és mtsai, 2007), az NPVa-ban (Gréco és mtsai, 2001), az NPV-ben (Shughrue és mtsai, 1996; Gréco és mtsai, 2001; Mitra és mtsai, 2003; Hrabovszky és mtsai, 2004), az NSO-ban (Shughrue és mtsai, 1996; Gréco, és mtsai, 2001; Kruijver és mtsai, 2003; Hrabovszky és mtsai, 2004), az NVM-ben (Kruijver és mtsai, 2003), az SCH-ban (Kruijver és mtsai, 2003; Vida és mtsai, 2008) és a nucleus interstitialis striae terminalisban (Shughrue és mtsai, 1996; Gréco és mtsai, 2001; Kruijver és mtsai, 2003; Mitra és mtsai, 2003). P receptorok előfordulása a hypothalamusban A P receptorok az OE receptorokhoz hasonlóan megtalálhatók: az APO-ban (MacLusky és McEwen, 1980; Shi és Zhu, 1990; Hagihara és mtsai, 1992; Quadros és mtsai, 2002;), az NPVa-ban (Gréco és mtsai, 2001), az SCH-ban (Shi és Zhu, 1990), az NPV-ben (Shi és Zhu, 1990; Hagihara és mtsai, 1992), az ARC-ben (MacLusky és McEwen, 1980; Hagihara és mtsai, 1992), az NVM-ben (MacLusky és McEwen, 1980; Hagihara és mtsai, 1992) és a nucleus interstitialis striae terminalisban (Gréco és mtsai, 2001).
24
OE receptorok előfordulása a hypophysis mellső lebenyében ER-t találtak: a lactotrop sejteken (Scully és mtsai, 1997; Mitchner és mtsai, 1998; González és mtsai, 2008;), a gonadotrop sejteken (Scully és mtsai, 1997; Mitchner és mtsai, 1998; González és mtsai, 2008;), a somatotrop sejteken (González és mtsai, 2008), a thyreotrop sejteken (González és mtsai, 2008), a melanotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998), a corticotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998), és az FSS sejteken (Mitchner és mtsai, 1998). ER-t találtak: a lactotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998; González és mtsai, 2008), a gonadotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998; Wilson és mtsai, 1998; González és mtsai, 2008), a somatotrop sejteken (González és mtsai, 2008), a melanotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998), a corticotrop sejteken (Mitchner és mtsai, 1998), és az FSS sejteken (Mitchner és mtsai, 1998). P receptorok előfordulása hypophysis mellső lebenyében P receptorokat írtak le: gonadotrop sejteken (Morel és mtsai, 1984; Turgeon és mtsai, 1999), lactotrop sejteken (Morel és mtsai, 1984) és somatotrop sejteken (Morel és mtsai, 1984). OE receptorok előfordulása egyéb szervekben ERα-t írtak le: uterus endometriumban (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998), ovarium stroma sejteken (Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998), testisben (Kuiper és mtsai, 1998), epididymisben (Kuiper és mtsai, 1998). ERβ-t találtak: uterus endometriumban (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998), ovarium granulosasejteken (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998; Kuiper és mtsai, 1996), tuba uterinában (Taylor és Al-Azzwi, 2000), prostatában (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998; Kuiper és mtsai, 1996) és testisben (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998). P receptorok előfordulása egyéb szervekben.
25
P receptorokat női nemi szervekben írtak le: uterusban (Shi és Zhu, 1990; MacLusky és McEwen, 1980; Lee és mtsai, 1979), vaginában (Shi és Zhu, 1990), cervixben (Shi és Zhu, 1990) és tuba uterinában (Shi és Zhu, 1990). IRODALMI ELŐZMÉNYEK Mind hím, mind nőstény patkányokban in vivo és in vitro modellekben vizsgálták az OE-nek és P-nek a hypophysis mellső lebeny klasszikus hormon termelő sejtjeinek működésére kifejtett hatását (Fink és mtsai, 1988; Goth és mtsai, 1996; Sánchez-Criado és mtsai, 2004; Garrido-Gracia és mtsai, 2007; Rey-Roldán és mtsai, 2008). Munkacsoportunk korábbi kísérleteiben a hosszú ideig nyak bőre alá ültetett dietilstilbösztrol (DES) tartalmú szilasztik kapszula hatására a hypophysis mellső lebenyében csökkent az LH, az FSH és a TSH hormon termelő sejtek száma, míg a PRL és a GH termelő sejtek száma és mérete növekedett, a PRL sejtek prolaktinomákat képeztek. Az ACTH sejtek a kezelésre nem reagáltak. A VIP sejtek szintén felszaporodtak, VIP-omát hozva létre (Köves és mtsai, 1990, 1996). Az OE a hypopyhsis mellső lebenyében hatszorosára emelte a VIP mRNS expresszióját (Mantagne és mtsai, 1995). Haemolytikus plaque assay segítségével vizsgálva leírták, hogy krónikus OE kezelés hatására a PRL-t szekretáló sejtek száma és a szekretált PRL mennyisége emelkedett, habár a GH-t szekretáló sejtek száma és a szekretált GH mennyisége csökkent. In situ hybridizáció során azt az eredményt kapták, hogy E2 adása emelte a PRL mRNS mennyiségét, míg a GH mRNS mennyiségét csökkentette (Goth és mtsai, 1996). Ugyanez a kutatócsoport nem talált kolokalizációt a PRL mRNSt és GH mRNS-t expresszáló sejtek között kontroll hím patkányok hypopyhsis mellső lebeny sejtkultúrájában, habár az E2-vel kezelt sejtkultúrákban a PRL szekretáló sejtek körülbelül 10%-a GH mRNS-t is expresszált. Egy másik kutatócsoport feltételezése szerint az OE-nek fontos szerepe lehet a hypophysis mellső lebenyben lévő lactotrop sejtek fejlődésében. ER knock-out egereket használtak modellként ezen feltevés bizonyítására. Azt az eredményt kapták, hogy a PRL mRNS szintje és a PRL sejtek száma csökkent a normál fenotípusú egerekhez képest. Az eredmények alapján az ERnak szerepe van a PRL gén transzkripciójában és a lactotrop sejtek növekedésében (Scully és mtsai, 1997).
26
Endokrin betegségek kezelésére használt 6-10 hónapos OE adás után férfiakban és nőkben is megfigyelték a PRL sejtek proliferációját és prolaktinomák képződését és a szérum PRL szint megemelkedését (Gooren és mtsai, 1988; Garcia és Kapcala, 1995). A P-nek a hypopyhsis mellső lebeny hormon termelő sejtjeinek működésére kifejtett hatásairól kevés irodalmi adat található, és ezek is ellentétes eredményekről számolnak be. A P védő hatását az OE okozta nem kívánatos hatások kivédésére és mérséklésére mintegy húsz évvel ezelőtt írták le Inoh és mtsai (1985), miszerint a DES ill. E2 adása okozta emlő daganat nagysága patkányban P adására csökkent. Lumb és mtsai 1985-ben hosszú idejű kombinált szteroid kezelés hatását tanulmányozták patkányban. A kezelés következtében a hypophysis megnagyobbodott, a chromophob sejtek száma emelkedett, a sejtek megnagyobbodtak, míg az eosinophil sejtek számát alacsonyabbnak találták a kontrollokhoz viszonyítva. A klinikumban a P hüvelykúp formában való adagolása a koraszülések számát csökkenti (Meis és Aleman, 2004). Genazzani és mtsai (1990) ovariectomizált állatokban
a
P
és
különböző
medroxiprogeszteron-acetát,
szintetikus
norethiszteron
származékainak
enantát)
hatását
(dezogesztrel, vizsgálták
a
hypothalamikus GnRH és hypophyseális LH és PRL koncentrációra, valamint az ösztradiol-benzoát (EB) adása okozta változásokra. Két hetes kezelés után a P és származékai emelték az EB okozta csökkent hypothalamikus GnRH szintet, csökkentették az emelkedett LH és PRL szintet hypopyhsis mellső lebenyében, míg a plazma LH szintek alacsonyak maradtak. A P és származékai nem befolyásolták a plazmában és a hypophysisben a PRL szintet, de az EB okozta emelkedést visszafordították. Cho és mtsai (1993) megfigyelték, hogy az OE hatása részben antagonizálható P együttes adásával. P egyszeri injekciója csökkenti mind a bazális, mind az OE indukálta PRL mRNS szintet. Az S-100 proteint expresszáló FSS sejtek eloszlására jellemző, hogy intakt állatokban mindig jelen vannak, és egyenletes eloszlást mutatnak. Chaturvedi és mtsai (2004) leírták, hogy E2 jelenlétében a tumor growth factor-beta3 (TGF-β3) fokozza az FSS sejtek bFGF releaset hypophysis mellső lebenyében, ez a faktor stimulálja a lactotrop sejtek proliferációját. Oomizu és mtsai (2004) megfigyelték, hogy a FSS sejtek növelik az E2 mitotikus aktivitását lactotrop sejteken, valamint ezen sejtek érzékenységét szteroidok iránt patkány hypophysis elülső lebenyében. Jeyaraj és mtsai
27
(2001) harminc napig intramuszkulárisan adagolt P hatását vizsgálták a szérum hormon szintekre hím és nőstény patkányokban. P hatására mindkét nemben alacsony szérum PRL szintet detektáltak. Hímekben mind az LH, mind az FSH szint csökkent, míg nőstényekben csak az FSH érték volt alacsony. A GH és TSH plazma szintekben változást a kezelés nem okozott egyik nemben sem. Lam és mtsai 1989-ben hypothyreotikus patkány mellső lebeny sejtjeiben emelkedett bazális VIP szekréciót figyeltek meg. Ugyanez a kutatócsoport ovariectomizált patkányokat öt napig E2-vel kezelt. Az E2 kezelés hatására emelkedett VIP expressziót és emelkedett VIP mRNS-t írtak le hypophysis mellső lebenyében (Lam és mtsai, 1990). Chew és mtsai (1996) hiperösztrogenizált állatban in situ hybridizációs technika segítségével VIP mRNS-t detektáltak hypophysis mellső lebenyében, valamint VIP mRNS-t írtak le PRL termelő sejtek szbpopulációjában. Ennek alapján feltételezték, hogy a VIP-nek autokrin szerepe van a PRL szekréciójában OE kezelt állatokban. Hsu és mtsai (1989) immunhisztokémiai módszerrel VIP ir-t mutattak ki hypophysis adenomákban és posztmortem humán adenohypophysisben. Kettős jelölést alkalmazva VIP ir-t lehetett megfigyelni lactotrop, thyreotrop, corticotrop és gonadotrop sejtekben. Ezenkivül jól ismert tény, hogy a VIP, mint PRLreleasing peptid szerepet játszik a PRL gén expressziójában (Xu és mtsai, 1996). A születésszabályozás különböző „módszerei” több ezer éves múltra tekintenek vissza. A modern kor születésszabályozási rendeletét Dr. Aletta Jacobs vezette be 1882ben Hollandiában. Az 1920-as években Ludwig Haberlandt innsbrucki professzor volt az első, aki petefészek-kivonatok adását javasolta fogamzásgátlás gyanánt. A hormonális fogamzásgátlás alapjául az a megfigyelés szolgált, miszerint terhesség alatt a peteérés szünetel. Haberlandt professzor felvetésére a tudomány húsz évig nem reagált. Majd 1929-ben az OE-t, 1932-ben a sárgatest hormont fedezték fel. Djerassi (1950) állította elő az első félszintetikus sárgatest hormon-származékot, a noretiszteront. A progesztinek fogamzásgátló hatásának első klinikai kipróbálása Puerto Ricóban történt 1956-ban. 1959-ben Enovid néven jelent meg az első kombinált fogamzásgátló tabletta az amerikai gyógyszertárakban. A szteroidokat kezdetben menstruációs problémák kezelésére, majd fogamzásgátlásra kezdték el használni (Kurzrok, 1937; Banik és mtsai, 1969; Chang és mtsai, 1970; Nocke, 1975; Mishell, 1978; Müller-
28
Janncke, 1988; Goldzieher és mtsai, 1993). A fogamzásgátló tabletták fejlődése azóta is töretlen. A fogamzásgátló tabletták két fő csoportra oszthatók: kombinált (szintetikus OE + szintetikus P), valamint csak P-t tartalmazó (monokomponens) készítményekre. A kombinált készítményeket három héten keresztül minden nap be kell venni, majd a tabletta szedését negyedik héten szüneteltetni kell, ez idő alatt úgynevezett megvonásos vérzés jelentkezik. A monokomponens P készítményeket kis dózisban, folyamatosan kell szedni. A fogamzásgátló módszerekhez tartoznak még a szubkutan implantátumok. Az implantátumok levonorgesztrel tartalmú polisziloxán kapszulák, amelyeket ambulanter, helyi érzéstelenítésben, kis metszésen keresztül ültetnek be a felkar bőre alá. Egy 10Ch vastagságú trokáron keresztül hat darab kapszulát helyeznek el legyezőszerűen, ily módon biztosítják a hatékony fogamzásgátláshoz szükséges magas vérszintet. A hatóanyag gátolja az ovulációt, hatására megnő a cervixnyák viszkozitása, ami meggátolja a spermiumok átjutását. A beültetett kapszulák öt éven keresztül hatásosak. Mivel a kapszulák nem bomlanak le a szervezetben, így azokat el kell távolítani, és újakat kell behelyezni. A kapszulák végleges eltávolítása után visszatér az ovuláció és a fogamzóképesség. Amerikában a fogamzásgátlás módszerei közül a fogamzásgátló tabletta a legnépszerűbb, de a nők bizonyos százaléka a P injekciót valamint a bőr alá implantálható P-készítményeket is igénybe veszi. Magyarországon a fogamzóképes nők kb. 30%-a fogamzásgátló tablettát szed. Ma már egyre gyakoribb a tizenévesek között is a rendszeres fogamzásgátlás (Bigler, 1989). A mai fiatalok testi fejlődése felgyorsult (akceleráció), ezért hamarabb érik el a szexuális érettséget, mint a korábbi nemzedékek idején. Egy hazai felmérés szerint a 15 évesek fele már túl van az első szexuális tapasztalaton, és a nem kívánt terhességek aránya a serdülőknél magasabb, mint felnőtt nők esetében. A serdülőkori fogamzásgátlás szükséges még akkor is, ha ez vitatott téma az orvosok körében. A serdülők számára a legkényelmesebb és legmegbízhatóbb módszer a fogamzásgátló tabletta, amelynek felírása esetén figyelembe kell venni egy nőgyógyászati kritériumrendszert. Megbízhatóbb védelmet a kombinált fogamzásgátlók jelentenek. Ezenkívül fogamzásgátló tablettákat írnak fel serdülő lányoknak és fiatal nőknek menstruációs problémák esetén (Caufriez, 1991), akne különböző formáinak kezelésére (Schindler, 2004; Lucky és mtsai, 2008), endometriozis (Huang, 2008), policisztás
29
ovarium (Ruchhoft és mtsai, 1996; Nugent és mtsai, 2000) diagnózisa esetén. A klimax utáni tünetek: csontritkulás, érszövődmények, szexuális zavarok és egyéb kellemetlen szubjektív tünetek (pl. hőhullám, száraz hüvelynyálkahártya) enyhítésére hormonpótló kezelés alkalmazható (Burger, 2003; Utiah és mtsai, 2008; Tivis és mtsai, 2008). A hormonpótlás, ami nem más, mint OE-pótlás, az életkort meghosszabbító és az életminőséget javító hatással bír. A hormonkezelés időtartama egyéntől függ, például az oszteoporózis és a keringési betegségek megelőzésére legalább 5 éves alkalmazásra van szükség. Hormonpótló kezelést alkalmaznak a méh és ovarium eltávolítása után fellépő hormonhiányos állapot megszüntetésére is. Megtartott méh esetén fokozzák a méhtestrák kialakulását, ezért ebben az esetben a lehető legkisebb dózisú (1 mg) OE-t progesztinekkel kombinálva adják, amellyel csökkentik a daganat kialakulásának kockázatát. Ösztrogén kezelést alkalmaznak adjuvánsként férfiak esetében androgen szint csökkentése mellett prosztata rák kezelésére (Merseburger és mtsai, 2008). Mintegy tíz éve kezdődött meg az ún. fitoösztrogének tudományos kutatása. Gyakorlati jelentőségét akkor nyerte el ez a téma, amikor Ausztráliában a múlt század első felében felfigyeltek arra, hogy bizonyos takarmánynövények OE-szerű hatással rendelkeznek. Egyes legelőkön található ún. subterran hereféleségek (Trifolium Subterraneum) az ott legelő juhok meddőségét okozták, így ezt a here angol neve után clover betegségnek nevezték el (Adams, 1979). Ez a megfigyelés indította el az olyan növényi anyagok azonosítását és analízisét, amelyek képesek az OE hatásait utánozni az állatokban, ezeket ma együttesen növényi ösztrogéneknek (fitoösztrogének) nevezzük. Ezek az OE-szerű hatással rendelkező anyagok agonistaként vagy antagonistaként (antiösztrogénként) viselkednek attól függően, hogy jelen van-e egy erősebb antagonista. Így a legtöbb OE analóg kevert agonista-antagonista sajátságokkal bír. A fitoösztrogének mellett leírtak egy másik, az állati és emberi endokrin háztartást felborító vegyület csoportot is, az ún. xenoösztrogéneket (pl. flutamid, bisfenol-A, DDT, nehéz fémek). Ezek az anyagok az ipari vagy mezőgazdasági tevékenység során keletkező környezet szennyeződésből származnak. Ezek a vegyületek bekerülnek a táplálkozási láncba és az ivóvízbe, majd a szennyezett táplálék és ivóvíz fogyasztása során az állati és emberi szervezetbe. Mivel ezek a vegyületek zsírban oldódó anyagok, a zsírszövetben felhalmozódva évekig a szervezetben maradnak, és károsító hatást fejtenek ki az endokrin rendszerre. Hatásukat elsősorban ERβ-n keresztül fejtik ki
30
(Kuiper és mtsai, 1998). Legnagyobb veszélynek a terhes anyák és magzataik vannak kitéve, mivel ezek az anyagok a placentán keresztül képesek elérni a magzatot. További veszélyt jelent az is, hogy laktáció során az anyatejbe is bekerülnek és felhalmozódnak (Lederman, 1996, Massart és mtsai, 2005). Kreuzer és mtsai (1997) három halva született újszülött és tizenhét hirtelen csecsemő halálban elhunyt csecsemő zsírszövetében egy xenoösztrogént, a 2,3,7,8-tetraklorodibenzo-p-dioxin (TCDD) tartalmát vizsgálta Az anyatejjel táplált csecsemők zsírszövetében a TCDD koncentrációja magasabb volt a nem anyatejjel táplált csecsemőkhöz képest. A magzatban ill. csecsemőkben felhalmozódott vegyületek hatással vannak mind a magzat, mind az újszülött reproduktív rendszerének fejlődésére. Egy, az 1990-es években megjelent tanulmány, amely különböző országokban vizsgálta a férfiak reproduktív képességét, a spermiumok csökkenő minőségéről, ezzel párhuzamosan a hererák, hiposzpadiazis és kriptorhizmus előfordulásának gyakoriságáról számolt be. Nagy mennyiségű OE, valamint xenoösztrogén adása terhesség során kriptorhizmus és hererák megjelenésének gyakoriságához vezet mind humánban történő megfigyelések, mind állat kísérletek során (Toppari és mtsai, 1996; Weir és mtsai, 2000; Norgil Damgaard és mtsai, 2002). Mind a klinikai, mind a laboratóriumi eredmények arra mutatnak, hogy a fent említett elváltozások kialakulásának okai a magzati ill. gyermekkorban keresendők (Toppari és mtsai, 1996).
KÍSÉRLETI CÉLKITŰZÉSEK A fent említett okok kezelésére a klinikumban akár több hónapig, vagy akár évekig szexuál szteroidokat alkalmaznak. Kísérleteinkben hím és nőstény patkányokon a klinikai kezelést utánozva, DES-t, P-t vagy azok kombinációját rövidebb és hosszabb ideig (két hónap és öt hónap) kapszulákba töltve az állatok nyakbőre alá ültetve alkalmaztuk, és vizsgáltuk a hüvelymembrán megnyílását és a hüvely citológiát nőstény állatokban, valamint a testsúly, testhossz változását, a belső elválasztású szervek közül a hypophysis mellső lebeny, ovarium, testis és vesicula seminalis súlyát, valamint a hypophysis mellső lebenyében lévő klasszikus trop hormon termelő ill. a VIP, PACAP és FSS
31
(S-100 immunreaktív) sejtek eloszlását, az LH, FSH, GH és PRL bazális plazma szintjét mindkét nemben. A DES az első xenoösztrogén, amelyet 1938-ban brit tudósok szintetizáltak. A xenoösztrogének mesterséges vegyszerek, amelyek a szervezetben OE hatást fejtenek ki természetes OE receptorokon keresztül. A DES-t „csodagyógyszernek” tartották, és olyan terhes nők esetében alkalmazták, akiknél azt gondolták, hogy a túl alacsony OEszint koraszülést vagy vetélést okozhat. USA-ban, Európában és Latin-Amerikában kb. öt millió nőt kezeltek vele, nem gondolva a mellékhatásokra. Ezenkívül a DES-t korábban Stilboestrol néven a prosztatarák kezelésére is használták. A XX. század közepén kezdték felismerni a xenoösztrogének mellékhatásait. Az utódokban a nemi- és vizeletkiválasztó
szervek
károsodásához,
valamint
az
emlőrák
előfordulási
gyakoriságának növekedéséhez vezetett (Palmer és mtsai, 2006). A fent említett mellékhatások ellenére kísérleti modellekben előszeretettel használják a DES-t, mivel több hónapos kezelésre, folyamatos szérum szint fenntartására alkalmas. Vízoldékony, így a testnedvek képesek feloldani és kimosni a kapszulából (Köves és mtsai, 1990). Ezért mi is ezt a mesterséges OE származékot választottuk kísérleteinkhez. A P szintén vízoldékony készítmény, így a DES-hez hasonlóan a kapszula falán a testnedvek képesek kimosni, így az általános keringésbe jutva fejti ki hatását (Casas and Chang, 1970). Patkány ösztruszciklus fázisainak leírása és elnevezése kb. száz éve Heape-től származik (1900). Patkány ovariális ciklusának hosszát és egyes ciklusstádiumok hüvelykenettel való összefüggését Long és Evans írták le először (1922). A ciklus hossza átlagosan 4-5 nap. A ciklus első napját proösztrusznak nevezzük, a kenetben ilyenkor kerek magvas, csoportokat alkotó hámsejtek láthatók. A ciklus második napján, azaz ösztruszban magvatlan hámsejteket figyelhetünk meg. A ciklus harmadik (metaösztrusz) és negyedik (diösztrusz) napján a magvas hámsejtek mellett fehérvérsejtek jelennek meg, a diösztruszos kenetben metilénkékkel metakromáziásan festődő nyák is megfigyelhető.
32
2. ábra. Négy napos ciklusú nőstény patkány hüvelykenet képe. Metilénkék festés. PRO = proösztrusz, OEST = ösztrusz, MET = metösztrusz, DI = diösztrusz
Kísérleteinkben arra kerestük a választ, hogy: I. Kettő és öt hónapig in vivo alkalmazott DES és P kezelés miként befolyásolja a: 1. hüvelymembrán megnyílását és a hüvely citológiát nőstény patkányban, 2. testsúly és testhossz változását, 3. belső elválasztású szervek (hypophysis mellső lebeny, ovarium, testis, vesicula seminalis) súlyát, 4. hypophysis mellső lebenyében lévő klasszikus trop hormon termelő, valamint a VIP, PACAP és FSS S-100 immunreaktív sejtek eloszlását, valamint 5. a trop hormonok plazma bazális szintjeire kifejtett hatásait hím és nőstény patkányokban. II. Kombinált DES és P kezelés során vizsgáltuk, vajon a P képes-e befolyásolni a DES okozta változásokat: 1. a hüvelymembrán megnyílásában és a hüvely citológiában nőstény patkányban, 2. testsúly és testhossz változásában, 3. a belső elválasztású szervekben bekövetkező változásokban, 4. az agyalapi mirigy elülső lebenyében lévő klasszikus trop hormon termelő, VIP, PACAP és FSS sejtek eloszlásában, 5. a klasszikus trop hormon válaszokban mindkét nemhez tartozó állatokban. III. DES kapszula kimozdítása a DES kezelés okozta változásokat képes-e visszafordítani a kontroll szintre: 1. a mellső lebeny klasszikus hormon termelő, VIP és FSS sejtek eloszlásában, 2. a szervsúlyokban és 3. a plazma bazális hormon szintjeiben.
33
ANYAG ÉS MÓDSZER Kísérleti állatok Kísérleteinkhez 25 napos Sprague-Dawley hím és nőstény patkányokat használtunk. Az állatokat légkondicionált állatházban tartottuk állandó hőmérsékleten (22±2ºC), periodikus megvilágításban (világos periódus 5-19h). Az állatokat standard patkánytáppal etettük és vizet ad libitum kaptak. Az állatokat 1986-ban Strasburg-ban az Európai Unió által kiadott szabályzat szerint kezeltük (European Convention for the protection of vertebrate animals used for experimental and other scientific purposes). Az állatkísérleteket a Budapesti Állategészségügyi Intézet által kiadott engedély alapján végeztük. Engedély száma: 775/000/2005. Az állatok nyak bőre alá DES tartalmú kapszulát vagy DES és P tartalmú vagy csak P tartalmú kapszulát ültettünk be munkacsoportunk korábbi leírása szerint (Köves és mtsai, 1990). Hormon tartalmú kapszulák készítése Szilikon kapszulákat (10 mm hosszú, 1,55 mm-szer 3,13 mm-es átmérőjű) DESsel vagy P-vel töltöttük meg. A kapszulák végeit Szilorfix-el, egy szilikon alapú ragasztóval zártuk le. A ragasztó száradásához egy napra volt szükség, ez után használtuk fel a kapszulákat. Felmerül a kérdés, mi bizonyítja, hogy a DES és P tartalmú kapszulák az öthónapos kezelés alatt is biztosították az elegedően magas DES és P szintet. Nőstény kísérleti állataink plazmájából történt nem közölt P RIA mérések szerint a csak P kapszulával rendelkező nőstényekben a P értékek konstansan magasabb szintet mutattak, mint más kísérleti csoportok még az öt hónapos kezelés végén is. DES ellenanyag nem állt rendelkezésre, ezért RIA-t nem tudtunk végezni. Azonban a durván emelkedett súlyú, prolaktinomákat tartalmazó hypophysisek, folyamatosan, az ötödik hónap végén is fennálló perzisztáló ösztrusz és a magas PRL szintek egyértelműen bizonyítják a DES hatását. Kísérleti csoportok A következő csoportokat hoztuk létre mindkét nemből: I. Kísérlet
34
1. DES implantált 2. DES + P implantált 3. P implantált 4. Vak kapszula implantált (ezek az állatok csak üres, Szilrofix-el lezárt kapszulát kaptak) 5. Azonos korú kontroll csoportok (intakt). 85 nőstény és 79 hím állat tartozott ehhez a kísérlethez. Az állatokat 2 hónapig hagytuk életben. II. Kísérlet Az I. kísérletben felsorolt csoportokat hoztuk létre itt is. 65 nőstény és 56 hím tartozott ehhez a kísérlethez. Ezeket az állatokat 5 hónap után áldoztuk fel. III. Kísérlet 18 nőstény és 17 hím állatból a műtétet követően két hónap múlva a DES tartalmú kapszulákat eltávolítottuk. Az állatok egyik felét (9 nőstény, 8 hím) a kapszulák eltávolítása után 1 hónappal, az állatok másik felét (9 nőstény, 9 hím) 2 hónappal áldoztuk fel. Mindegyik kísérleti csoport azonos korú kontroll csoportot is tartalmazott. A kezelt és kezeletlen nőstény állatok hüvelymembrán megnyílásának idejét ellenőriztük, a hüvelymembrán megnyílása után 2 héten át, majd a feláldozás előtt újabb 2 héten keresztül hüvelykenetet vettünk. A nőstények hüvelykenet vétele megfelelt az ún. ’handling’ folyamatának. A hím állatokat a feláldozásuk előtt 2 héttel minden nap a ketrecükből egy másik ketrecbe tettük, majd visszahelyeztük, ezzel a módszerrel próbáltuk a stresszhatást csökkenteni (handling). A kísérlet végén mindegyik csoport állatainak megmértük a testsúlyát és testhosszát, majd délelőtt 9 és 11 óra között dekapitációval feláldoztuk azokat. A kapszulákat kivettük, tartalmukat ellenőríztük. A dekapitáció után a törzsvért összegyűjtöttük, a véralvadás gátlására 5%-os etiléndiamin-tetraecetsavat (EDTA) használtunk. A vérmintákból hormonszint meghatározást (LH, FSH, PRL, GH) végeztünk radioimmunassay (RIA) segítségével. A belső elválasztású szerveket (hypophysis mellső lebeny, ovarium, here, mellékhere) eltávolítottuk. A szerveket megtisztítottuk, súlyukat megmértük. A hypophysis mellső lebenyeket Bouin oldatban (150 ml telített pikrinsav, 50 ml tömény formaldehid, 10 ml tömény ecetsav) fixáltuk.
35
Módszerek Direkt PRL és GH radioimmunoassay (RIA) A vérmintákat 4ºC-on 20 percig 1500-as fordulatszámon lecentrifugáltuk. Az így nyert plazmát a felhasználásig –20ºC-on tároltuk. Felhasználás előtt a plazmát ismét 1000-es fordulatszámon, 20 percig lecentrifugáltuk, majd az így nyert felülúszót 2x50µl mennyiségben kipipettáztuk. A jóddal való jelöléshez a Chloramin-T módszert követtük, a szabad és a kötött hormonok szétválasztásához protein A-t (BactASorb, Human Rt, Gödöllő) használtunk. A kimért felülúszóhoz 350 µl assay puffert (pH 7,6) (21,85 mM Na2HPO4, 3,15 mM NaH2PO4, 140 mM NaCl, 1% NaN3, 2% BSA) és 50 µl pufferben hígított radioaktív
125
J-el jelzett PRL és GH tracer-t adtunk. A szabad és a
kötött antigének elkülönítésére kettős antitest módszert használtunk. A jelölt mintákhoz 50 µl nyúlban termelt PRL anti-szérumot vagy majomban termelt GH anti-szérumot adtunk, amelyek végső titere a RIA csőben lévő össztérfogatban PRL esetén 1:10000 és GH esetén 1:12000. Majd a mintákat szobahőmérsékleten 24 óráig inkubáltuk. 200 µl/cső nyúl ellenes IgG anti-szérumot vagy 200 µl/cső majom ellenes IgG anti-szérumot adtunk a mintákhoz. Nemzetközi Hormon és Peptid Program, NHPP, NIDDK és Dr. Parlow bocsájtotta rendelkezésünkre az ellenanyagokat. A mintákat 60 percig szobahőmérsékleten állni hagytuk, ezt követően 500 µl PEG oldatot (20% polietilén glikol [PEG], 0,01 M PBS, 0,025 M EDTA, pH 7,6) adtunk hozzá, majd újabb 60 percet hagytuk szobahőmérsékleten állni. A mintákat 2800-3000-es fordulatszámon 30 percig 4ºC-on lecentrifugáltuk, a felülúszót dekantáltuk, és a csőben maradt csapadék radioaktivitását CliniGamma készülék (Kirkland, Canada) segítségével mértük meg. A hormon szinteket a program ng/ml-ben adja meg. Az egyes méréseken belüli és a mérések közötti variancia 10% ill. 14% volt. A PRL mérés érzékenysége 0,5 ng/ml patkány plazma volt a PRL RP-3 standard használatakor. A GH mérés érzékenysége 1,25 ng/ml patkány plazma volt a GH RP-3 standard használatakor, az egyes méréseken belüli és a mérések közötti variancia 0,9686 % volt. Minden állatból két paralel hormon mérés történt, majd az így kapott két érték számtani közepét vettük eredménynek, amelyeket a Student-féle kétmintás t-próbával értékeltük. Szignifikánsnak azokat az értékeket tekintettük, ahol a p<0,05. A kezelt állatok értékeit mindig az intakt csoporthoz viszonyítottuk. Az oszlopdiagrammokat GraphPad Prisma Program
36
(GarphPad Software, Inc. La Jolla, CA) segítségével készítettük. Az oszlopok felett a standard errort tüntettük fel. Direkt LH és FSH radioimmunoassay (RIA) A vérmintákat 4ºC-on 20 percig 1500-es fordulatszámon lecentrifugáltuk. Az így nyert plazmát a felhasználásig – 20ºC-on tároltuk. Felhasználás előtt a plazmát ismét 1000-es fordulatszámon, 20 percig lecentrifugáltuk, majd az így nyert felülúszót 2x50µl mennyiségben kipipettáztuk. A jóddal való jelöléshez a Chloramin-T módszert követtük, a szabad és a kötött hormonok szétválasztásához protein A-t (BactASorb, Human Rt, Gödöllő) használtunk A kimért felülúszóhoz 500 µl assay puffert (21,85 mM Na2HPO4, 3,15 mM NaH2PO4, 140 mM NaCl, 0,5% NaN3, 1% BSA, pH 7,6) és 100 µl tracer-t (radioaktív
125
J-el jelzett LH és FSH,
125
J felezési ideje: 60 nap) adtunk
hozzá. A szabad és a kötött antigének elkülönítésére kettős antitest módszert használtunk. A jelölt mintákhoz 100 µl nyúlban termelt LH ill. FSH anti-szérumot adtunk, amelyek végső titere a RIA csőben lévő össztérfogatban LH esetén 1:14000 és FSH esetén 1:10600. A
csöveket
tartalmazó
állványokat
zárt
műanyagzacskóba
helyezve
szobahőmérsékleten 24 óráig inkubáltuk. Inkubálás után 100 µl/cső nyúl ellenes IgG anti-szérumot adtunk. Nemzetközi Hormon és Peptid Program, NHPP, NIDDK és Dr. Parlow bocsájtotta rendelkezésünkre az ellenanyagokat. A mintákat 30 percig szobahőmérsékleten állni hagytuk, ezt követően 500 µl PEG oldatot (20% polyethylen glykol (PEG), 0,01 M PBS, 0,025 M EDTA, pH 7,6) adtunk hozzá. A mintákat 3000-es fordulatszámon 30 percig 4 ºC-on lecentrifugáltuk, a felülúszót dekantáltuk és a csőben maradt csapadékból LH és FSH hormonok bazális plazma szint meghatározását végeztünk Clinigamma készülék segítségével. A hormon szinteket ng/ml-ben határoztuk meg. Az egyes méréseken belüli és a mérések közötti variancia 10% ill. 15% volt. Az LH mérés érzékenysége 0,02 ng/ml, valamint az FSH mérés érzékenysége 0,10 ng/ml patkány plazma volt az LH és FSH RP-3 standard használatakor. Minden állatból két paralel hormon mérés történt, majd az így kapott két érték számtani közepét vettük eredménynek, amelyeket a Student-féle kétmintás t-próbával értékeltük. Szignifikánsnak azokat az értékeket tekintettük, ahol a p<0,05. A kezelt állatok értékeit mindig az intakt csoporthoz viszonyítottuk. Az oszlopdiagrammokat
37
GraphPad Prisma Program (GarphPad Software, Inc. La Jolla, CA) segítségével készítettük. Az oszlopok felett a standard errort tüntettük fel. Immunhisztokémia (IHC) A Bouin oldatban fixált hypophysis mellső lebenyeket két nap múlva 0,1 M-os kálium-foszfát pufferral (KPB, pH 7,4) átmostuk és cryoprotectansként felszálló cukor oldatba (10-20-30%) tettük. Egy nappal később a szövetet „Cryomatrixba” ágyaztuk, és 20 µm vastagságú 8 paralel sorozat fagyasztott metszetet készítettünk cryostat segítségével. A fagyasztott metszetek egy részén hematoxilin-eozin festést végeztünk a prolaktinomák jelenlétének kimutatására, míg a metszetek másik részén a mellső lebeny hormontermelő sejtjeinek kimutatására indirekt fluoreszcens technikát alkalmaztunk. A VIP és S-100 pozitív sejtek kimutatásához ABC Kit-et használtunk. Az antigén-antitest kötés
helyét
streptavidin-alexa
fluorescens
konjugátum
vagy
nikkel-DAB
(diaminobenzidin hidroklorid) reakció segítségével tettük láthatóvá. Néhány metszeten az S-100 pozitív sejtek kimutatásához indirekt fluoreszcens technikát is használtunk. Amikor csak DAB-ot használtunk az S-100 immunreaktív sejtek kimutatásához, a háttérfestéséhez hematoxilin-eozint alkalmaztunk. Az alábbi első ellenanyagokat használtuk kísérleteinkben: LH, FSH és GH tengeri malacban termelt első ellenanyag 1:500-as hígításban (Nemzetközi Hormon és Peptid Program). A PRL ellenes első ellenanyagot nyúlban termelték Nagy és mtsai, Demaria és mtsai karakterizálták (2000), 1:500-as hígításban használtuk. Nyúlban termelt VIP ellenes első ellenanyagot Görcs és mtsai állították elő, Gulyás és mtsai karakterizálták (1990), 1:10000-es hígításban használtuk. A PACAP ellenanyagot Arimura készítette, Köves és mtsai karakterizálták (1991), a nyúlban termelt PACAP ellenanyagot 1:3000-es hígításban használtuk. S-100 ellenes első ellenanyagokat nyúlban termelték (DAKO Corporation, Carpinteria, CA), és 1:5000-es hígításban kerültek felhasználásra. A következő fluoreszcens-jelölt második ellenanyagokat használtuk kísérleteinkben: nyúl anti-tengeri malac IgG FITC-el konjugálva, kecske anti-nyúl IgG Cy3-al konjugálva, mindkét második ellenanyagot 1:300-as hígításban használtuk (DAKO A/S, Glostrup, Denmark). Néhány metszeten PRL és GH kettős immunfestést végeztünk fluoreszcens technika segítségével. Az első PRL festést monoklonális ellenanyaggal végeztük 1:300-as hígításban. Az ellenanyagot Scammel és
38
mtsai állították elő, Köves és mtsai karakterizálták (Köves és mtsai, 1990, 1996). A második egér ellenes ellenanyagot TRITC-el konjugálva használtuk. A GH immunreaktív sejtek kimutatásához a fent említett ellenanyagokat használtunk. A VIP immunreaktív sejtek számszerű meghatározásához Image-Pro Plus Programot (Media Cybernitics, Acton, Mo) használtuk. Az analizálandó képeket Axiophot (Zeiss, Germany) mikroszkóp segítségével készítettük. Az oszlopdiagramokat GraphPad Prizma Program használatával készítettük (La Jolla, CA, USA).
39
KÍSÉRLETI EREDMÉNYEK I. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HÜVELYMEMBRÁN MEGNYÍLÁSRA, A TESTSÚLYRA ÉS A TESTHOSSZRA 1. Hüvelymembrán megnyílása A kontroll állatokban a hüvelymembrán megnyílása 31,36±0,80 postnatális napon történt. Azoknál a nőstényeknél, amelyek DES kapszulát kaptak a hüvelymembrán megnyílásának ideje előbbre tolódott. Az vak kapszula (29,09±0,51) és a P (28,36±0,47) nem befolyásolta szignifikánsan a hüvelymembrán megnyílást, míg a DES önmagában jelentősen, szignifikánsan előrehozta azt (27,50±0,31, p<0,01). A DES-el együtt adott P nem védte ki a DES hatását. A különbség a kontrollhoz képest
hüvelymembrán megnyílásának napja
szignifikáns (27,90±0,43, p<0,01) (3.ábra).
30
*
*
20 10 0
8
8
10
10
6
intakt
vak
DES
DES+P
P
* = p < 0.01 intakt csoporthoz viszonyítva
3. ábra. Hüvelymembrán megnyílása 25 napos korban történő beültetés után.
Hüvelycitológia alakulása kezeletlen és kezelt nőstényekben DES hatására az állatok hüvelykenete jellegzetes változást mutatott. A ciklus megszünt, és a kenetben csak ösztruszra jellemző magvatlan hámsejteket lehetett látni. DES + P vagy csak P adása esetén a ciklus nem szűnt meg, de szabálytalanná vált és metaösztruszra jellemző kép dominált. Vak kapszula alkalmazása a ciklust nem befolyásolta. Már egy hónappal a DES kapszulák eltávolítása után a kenetmenet visszatért a kontroll állatoknál megfigyelhető képre.
40
2. Testhossz alakulása kezeletlen és kezelt állatokban Két hónapos DES, DES + P kezelés szignifikánsan csökkentette az állatok testhosszát, test és farok hosszát mindkét nemben a kontroll csoporthoz képest (4. és 5. ábra). Öt hónapos kombinált kezelés esetén a P enyhítette a DES hatását, nőstényekben a testhossz elérte a kontroll értékeket (6. ábra), míg hímekben a kontroll érték alatt maradt (7. ábra). A vak kapszula és P egyedül nem befolyásolta az említett paramétereket egyik csoportban sem (6. és 7. ábra). A DES kapszulák eltávolítása után két hónappal a testhossz nőstényekben elérte (8. ábra), míg hímekben nem érte el a kontroll értékeket (9. ábra). 40
***
***
17
18
cm
30 20
***
***
17
18
10
19 0
13
intakt vak
19
14
DES DES+P P
13
intakt vak
14
DES DES+P P
test - és farokhossz
testhossz
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 4. ábra. Testhossz változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
40
***
***
16
13
cm
30 20
***
***
16
13
10
19 0
10
intakt vak
DES DES+P
19
13 P
10
intakt vak
13
DES DES+P
test - és farokhossz
testhossz
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 5. ábra. Testhossz változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
41
P
**
40
***
cm
30
***
20 10
10 0
12
13
intakt vak
10
10
7
DES DES+P P
12
13
intakt vak
10
7
DES DES+P P
test - és farokhossz
testhossz
** = p < 0.005 ; *** = p < 0.0002 intakt csoporthoz viszonyítva 6. ábra. Testhossz változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
50
** 40
***
cm
30
*** ***
20 10
8
9
intakt
vak
12
9
10
8
9
P
intakt
vak
12
9
10
0 DES DES+P
DES DES+P
test - és farokhossz
testhossz
** = p < 0.005; *** = p < 0.001 intakt csoporthoz viszonyítva 7. ábra. Testhossz változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
42
P
40
***
cm
30
**
***
20 10
19
13
19 13
intakt DES
intakt DES
testhossz
test - és farokhossz
8
8
9
9
7
7
10
10
0 intakt DES 1 hónap testhossz
intakt DES 1 hónap
intakt DES 2 hónap
test - és farokhossz
testhossz
intakt DES 2 hónap test - és farokhossz
** = p < 0.005; *** = P <0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 8. ábra. Testhossz változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
50
***
***
cm
40
***
30
***
20
***
***
10 19 0
16
intakt DES testhossz
19
16
intakt DES test - és farokhossz
9
9
9
intakt DES 1 hónap testhossz
7
9
intakt DES 1 hónap test - és farokhossz
10
7
intakt DES 2 hónap
intakt DES 2 hónap
testhossz
test - és farokhossz
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 9. ábra. Testhossz változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
43
10
3. Testsúly alakulása kezeletlen és kezelt állatokban Két hónapos DES, DES + P kezelés szignifikánsan csökkentette az állatok testsúlyát mindkét nemben a kontroll csoporthoz képest (10. és 11. ábra). Öt hónapos kombinált kezelés esetén a P enyhítette a DES hatását mindkét nemben (12. és 13. ábra). Vak kapszula és a P egyedül nem befolyásolta a fent említett paramétereket két hónapos kezelés során, míg öt hónapos kezelés esetén a P enyhén csökkentette a testsúlyt hímekben (12. és 13. ábra). A DES kapszulák eltávolítása után a csökkent testsúly nem tért vissza a kontroll értékre egyik nemben sem (14. és 15. ábra).
testsúly (gr)
300 200
***
***
100
19
13
18
18
14
intakt
vak
DES
DES+P
P
0 *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 10. ábra. Testsúly változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
testsúly (gr)
400 300 200
***
***
100
19
10
18
12
13
intakt
vak
DES
DES+P
P
0 *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 11. ábra. Testsúly változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
44
testsúly (gr)
300
**
200
***
100 0
87
9
7
5
6
intakt
vak
DES
DES+P
P
** = p < 0.007; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 12. ábra. Testsúly változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
600
*
testsúly (gr)
500
**
400 300
***
200 100
8
10
13
9
11
intakt
vak
DES
DES+P
P
0 * = p < 0.03; ** = p < 0.005; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 13. ábra. Testsúly változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
45
*
testsúly (gr)
300
*
***
200 100
19 4 13
9
9
10
10
intakt
DES 1hónap
intakt
DES 2 hónap
0 intakt
DES
* = p < 0.02; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 14. ábra. Testsúly alakulása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
500
testsúly (gr)
*** 400
***
300
***
***
200 100
19
18
9
9
intakt
DES
intakt
7
10
intakt
DES 2 hónap
0 DES 1 hónap
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 15. ábra. Testsúly alakulása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
46
II. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A SZERVSÚLYOK ALAKULÁSÁRA A KÜLÖNBÖZŐ KÍSÉRLETI CSOPORTOKBAN 1. Hypophysis mellső lebeny súlyok alakulása kezeletlen és kezelt állatokban Mind nőstény, mind hím állatokban a hypophysis mellső lebenyének súlya két hónapos DES és DES + P kezelések hatására szignifikánsan emelkedett (16. és 17. ábra). Az öt hónapos kombinált kezelés alkalmazása során a P visszafordította a szerv súlyának emelkedését mindkét nemben (18. és 19. ábra). Vak és P kapszula beültetése nem befolyásolta a mellső lebeny súlyokat sem nőstény, sem hím állatok esetében. Már egy hónappal a DES kapszulák kimozdítása után a hypopyhsis mellső lebeny súlya
hypophysis mellső lebeny (mg)
visszatért a kontroll szintre mindkét nemben (20. és 21. ábra).
20
***
**
10
18
12
17
18
14
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
** = p < 0.001; *** = p < 0.0004 intakt csoporthoz viszonyítva
hypophyzis mellső lebeny (mg)
16. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
***
***
20 10 0
19
10
18
10
13
intakt
vak
DES
DES+P
P
*** = p <0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 17. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
47
hypophysis mellső lebeny (mg)
** 30 20 10 0
11
13
12
11
13
intakt
vak
DES
DES+P
P
** = p<0.008 intakt csoporthoz viszonyítva
hypophysis mellső lebeny (mg)
18. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
**
40 30 20 10
7
9
14
9
11
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
* = p<0.07 intakt csoporthoz viszonyítva
hypophysis mellső lebeny (mg)
19. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
***
20 10
18
17
9
inakt
DES
intakt
10
0
DES 1 hónap
10
10
intakt
DES 2 hónap
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 20. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
48
hypophysis mellső lebeny (mg)
*** 20 10 0
19
18
12
intakt
DES
intakt
12
10
DES 1 hónap
intakt
12 DES 2 hónap
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 21. ábra. Hypophysis mellső lebeny súlyának változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
2. Ovarium súlyok alakulása Két hónapig tartó DES és DES + P együttes adása során az ovariumok súlya jelentősen csökkent (22. ábra). Az öt hónapos kombinált kezelés során a P enyhítette a DES hatását, míg P egyedüli adása kis mértékben, de szignifikánsan csökkentette az ovárium súlyokat (23. ábra). Vak kapszula beültetése nem volt hatással az ovarium súlyára. A DES kapszulák eltávolítása után már egy hónappal a szervsúlyok elérték a
ovarium (mg)
kontroll szintet (24. ábra).
100
***
***
50
19
13
16
18
14
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 22. ábra. Ovarium súlyok változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
49
ovarium (mg)
150
* 100
***
50
10
13
7
10
13
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
* = p < 0.01; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva
ovarium (mg)
23. ábra. Ovarium súlyok változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
100
***
50
19
16
9
9
9
7
intakt
DES
intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
0
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 24. ábra. Ovarium súlyok változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
3. Testis súlyok alakulása Mind a két hónapos DES, mind a két hónapos kombinált kezelés szignifikáns csökkenést idézett elő a testis súlyokban. A kombinált kezelés alkalmazása esetén a P nem tudta a nagyfokú súlycsökkenést megakadályozni. Öt hónapos DES kezelés nagyfokban csökkentette a testisek súlyát, míg DES+P kezelés során a P jelentősen enyhítette a DES hatását (26. ábra). A DES tartalmú kapszulák kivétele után a testisek súlyában bekövetkező nagyfokú csökkenés enyhén mérséklődött, de még két hónappal a kapszulák eltávolítása után is szignifikánsan alacsonyabb volt, mint a hozzátartozó kontroll csoportban (27. ábra).
50
testis (mg)
3000 2000 1000
15
8
intakt
vak
*** 14
*** 14
DES
DES+P
13
0 P
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 25. ábra. Testis súlyok változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
testis (mg)
4000
*
3000 2000
*** 13
1000
8
9
intakt
vak
7
11
DES+P
P
0 DES
* = p< 0.03; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 26. ábra. Testis súlyok változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
testis (mg)
4000
**
3000
**
2000
***
1000
10
16
5
5
3
5
intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
0 intakt
DES
** = p <0.001; *** = p <0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 27. ábra. Testis súlyok változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
51
4. Vesicula seminalis súlyok alakulása Két hónapos DES és kombinált (DES+P) kezelés szignifikáns csökkenést idézett elő a vesicula seminalis súlyokban. A kombinált kezelés alkalmazása esetén a P nem tudta a nagyfokú súlycsökkenést megakadályozni a két hónapos kezelés végére (28. ábra). Azonban öt hónapos kezelés végére a P kivédte a DES súlycsökkentő hatását (29. ábra). A DES tartalmú kapszulák kivétele után a vesicula seminalisok súlyában bekövetkező nagyfokú csökkenés fokozatosan visszatért közel a kontroll szintre (30. ábra).
1500 1000 500
14
10
intakt
vak
*** 15
*** 13
DES
DES+P
13
0 P
*** = p<0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva
vesicula seminalis (mg)
28. ábra. Vesicula seminalis súlyok változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
2500 2000 1500 1000
***
500
8
10
intakt
vak
0
14 DES
7
11
DES+P
P
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 29. ábra. Vesicula seminalis súlyok változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
52
vesicula seminalis (mg)
2500 2000 1500
**
1000
*** 15
500
19
9
9
7
DES
intakt
10
0 intakt
DES
intakt
1 hónap
DES
2 hónap
** = p < 0.001; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 30. ábra. Vesicula seminalis súlyok alakulása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
III. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA RIA-VAL MÉRT PLAZMA HORMON - SZINT VÁLTOZÁSOKRA 1. LH szint változások Nőstényekben sem a két, sem az öt hónapos DES kezelés nem befolyásolta a bazalis LH szinteket (31. és 33. ábra). Hímekben mind a DES, mind a DES + P két hónapos kezelés esetén szignifikáns csökkenést okozott az LH szintben (32. ábra), ez a csökkent érték öt hónappal a DES és P kapszulák együttes beültetése után is megfigyelhető volt (34. ábra). Vak kapszula és P önmagában nem okozott változást az LH szintekben. Nőstényekben a DES kapszulák eltávolítása után sem történt változás az LH szintekben (35. ábra) míg hímekben a DES kapszulák eltávolítása után egy hónappal is az LH értékek a kontrollnál alacsonyabbak, míg két hónappal a kimozdítás
LH (ng/ml)
után már a kontrollhoz hasonlóak voltak (36. ábra).
0.5
17
7
16
20
14
intakt
vak
DES
DES+P
P
0.0
31. ábra. LH bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
53
LH (ng/ml)
2.0 1.5 1.0 0.5 0.0
*
*
19
4
13
13
11
intakt
vak
DES
DES+P
P
* = p < 0.03 intakt csoporthoz viszonyítva 32. ábra. LH bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
LH (ng/ml)
1.5 1.0 0.5 0.0
8
10
8
8
7
intakt
vak
DES
DES+P
P
LH ng/ml
33. ábra. LH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
**
0.5 0.0
9
6
10
12
13
intakt
vak
DES
DES+P
P
** = < p 0.001 intakt csoporthoz viszonyítva
LH (ng/ml)
34. ábra. LH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
0.5 0.0
17
16
5
5
5
5
intakt
DES
intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
* = P < 0.05 intakt csoporthoz viszonyítva
35. ábra. LH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
54
LH /ng/ml)
1.5 1.0
** 5
*
0.5
19
13
4
intakt
DES
intakt
0.0
DES 1 hónap
5
5
intakt
DES 2 hónap
* = p < 0.03; ** = p < 0.001 intakt csoporthoz viszonyítva 36. ábra. LH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
2. FSH szint változások Nőstény állatokban a bazális FSH szintekben a két és öt hónapos szteroid kezelések nem okoztak változásokat (37. és 39. ábra). Hím állatokban mind a DES, mind a kombinált kezelés csökkentette az FSH bazális értékét két hónapos kezelés során (38. ábra), míg öt hónappal a kapszulák beültetése után az értékek hasonlóak voltak mindegyik csoportban ugyanúgy, mint nőstényeknél (40. ábra). Vak kapszula és P nem okozott változást az FSH szintekben egyik nemben sem. A DES kapszula kimozdítása után az FSH szint nőstény állatokban nem változott, végig a kontroll szinten maradt (41. ábra), míg hímekben a DES kapszulák eltávolítása után két hónappal az FSH szint
FSH (ng/ml)
szignifikánsan alacsonyabb maradt a kontroll értékekhez képest (42. ábra).
10 5
19
16
19
14
DES
DES+P
P
12
0 intakt
vak
37. ábra. FSH bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
55
FSH (ng/ml)
*** 15
5
15
7
intakt
vak
** 13 13
0 DES
DES+P
P
** = p < 0.002; *** p < 0.0009 intakt csoporthoz viszonyítva
FSH (ng/ml)
38. ábra. FSH bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
2.5 0.0
8
10
8
9
7
intakt
vak
DES
DES+P
P
FSH (ng/ml)
39. ábra. FSH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
10 5
8
0 intakt
12 6
11
vak
DES
13 DES+P
P
FSH (ng/ml)
40. ábra. FSH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
10 5
19
16
5
6
5
5
intakt
DES
intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
0
41. ábra. FSH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
56
FSH (ng/ml)
*** 15
5 0
*
17
5
5
intakt
DES
* 5 5
intakt DES 1 hónap
intakt DES 2 hónap
* = p < 0.02; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 42. ábra. FSH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
5. PRL szint változások A DES drasztikusan emelte a bazális PRL szintet mindkét nemben, míg két hónap múlva a DES-el együtt adott P kezelés során az emelkedés kisebb mértékű volt mind hím, mind nőstény állatokban (43. és 44. ábra). Öt hónapos túlélési idő esetén a P teljesen visszafordította a DES hatását a PRL szintekre mindkét nemben (45. és 46. ábra). P egyedül és a vak kapszula nem okozott változást a PRL szintekben. A DES kapszula eltávolítása után a PRL szintje fokozatosan visszatért a kontroll értékre mind hímekben, mind nőstényekben (47. és 48. ábra).
PRL (ng/ml)
*** 150 100 50
** 15
6
intakt
vak
19
18
DES
DES+P
15
0 P
** = p < 0.005; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 43. ábra. PRL bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
57
PRL (ng/ml)
*** ***
100 50
22
11
intakt
vak
19
12
14
DES
DES+P
P
0 *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 44. ábra. PRL bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
PRL (ng/ml)
*** 150 100 50
8
10
11
intakt
vak
DES
0
10
11
DES+P
P
*** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 45. ábra. PRL bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
250
***
PRL ng/ml
200 150 100 50
8 8
0 intakt
vak
15 DES
12 10 DES+P
P
*** = < 0.0005 intakt csoporthoz viszonyítva 46. ábra. PRL bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
58
PRL (ng/ml)
** 150 100 50
15
0 intakt
19 DES
8
9
9
9 intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
** = p < 0.002 intakt csoporthoz viszonyítva 47. ábra. PRL bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
***
PRL (ng/ml)
150 100
*
50
22
19
intakt
DES
0
9
8
intakt
DES 1 hónap
7 intakt
9 DES 2 hónap
* = p < 0.02; *** = p < 0.0001 intakt csoporthoz viszonyítva 48. ábra. PRL bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
6. GH szint változások A bazális GH szintek alakulása ellentmondást tükröz. Mindkét nemben a bazális GH szintek nagyon alacsonyak voltak. Nőstényekben csak a két hónapos DES kezelés csökkentette szignifikánsan a GH szintet (49. ábra), öt hónapos kezelés esetén nem volt szignifikáns különbség az értékekben (51. ábra). P kezelés nem befolyásolta a GH szintet. Vak kapszula a GH szintekben eltérést nem okozott. Hímekben csak a két hónapos DES + P kezelés emelte szignifikánsan a GH bazalis szintjét (50. ábra), míg öt hónapos kezelések nem befolyásolták azt (52. ábra). Nőstényekben a DES kapszulák eltávolítása után a GH szint már egy hónap múlva elérte a kontroll értéket (53. ábra).
59
Hímekben a DES kapszula kimozdítása után a GH értékek minden csoportban a
GH (ng/ml)
kontrollhoz hasonlóak voltak (54. ábra).
14
5
12
14
* 13
9
DES
DES+P
0 intakt
vak
P
* = p < 0.05 intakt csoporthoz viszonyítva
GH (ng/ml)
49. ábra. GH bazális szintjének alakulása kezeletlen és két hónapig kezelt nőstény állatokban.
10
** 5
13
10
8
intakt
vak
DES
10
10
0
DES+P
P
** = p < 0.001 intakt csoporthoz viszonyítva
GH (ng/ml)
50. ábra. GH bazális szintjének változása kezeletlen és két hónapig kezelt hím állatokban.
10 5
10
12
9
11
12
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
51. ábra. GH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt nőstény állatokban.
60
25
GH (ng/ml)
20 15 10 5
8
8
10
9
9
intakt
vak
DES
DES+P
P
0
GH (ng/ml)
52. ábra. GH bazális szintjének változása kezeletlen és öt hónapig kezelt hím állatokban.
10
* 13
5 0
3
3
3 4
14 intakt
DES
intakt
DES 1 hónap
intakt
DES 2 hónap
* = p < 0.01 intakt csoporthoz viszonyítva
GH (ng/ml)
53. ábra. GH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal nőstény állatokban.
10 5
13
8
3
3 3
4
DES 1 hónap
intakt
0 intakt
DES
intakt
DES 2 hónap
54. ábra. GH bazális szintjének változása DES kapszula eltávolítása után egy és két hónappal hím állatokban.
61
IV. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HYPOPHYSIS MELLSŐ LEBENYÉBEN LÉVŐ KLASSZIKUS TROP HORMON TERMELŐ SEJTEK ELOSZLÁSÁRA 1. LH és FSH sejtek eloszlása Az LH és FSH immunreaktív sejtek intakt állatokban legnagyobb mennyiségben a hypophysis mellső lebeny ún. gonadotrop zónájában találhatók, a lebeny más részében a sejtek eloszlása egyenletes (55. ábra). A hypophysis mellső lebenyében a gonadotrop zóna hím és nőstény patkányokban a pars distális dorsomedialis részén helyezkedik el. Ezek a sejtek kerekek, vagy oválisak. Az ábrán fehér csillag jelzi a gonadotrop zónát. A kezelések hatása az LH és FSH ir-re a két nemben hasonló volt. Két hónapos DES kezelés hatására az LH és FSH sejtek száma csökkent. Öt hónapos DES kezelés után a DES hatása kifejezettebb volt. Kombinált kezelés során a DES gonadotrop sejtekre kifejtett hatását a P részben kivédte, azonban a gonadotrop sejtek sűrűsége a rostralis pólusban valamivel alacsonyab volt, mint a kontroll állatokban. Az 56. ábra nőstény állatokban mutatja be az LH ir változásait. P kezelés és a vak kapszula beültetése a gonadotrop sejtek eloszlásában változást nem okozott. DES kimozdítás után a sejtek eloszlása és száma már egy hónap múlva a kontrollhoz hasonló volt.
55. ábra. LH és FSH ir intakt, kezeletlen nőstény (A és C) és hím (B és D) patkány hypophysis mellső lebenyében. Immunfluoreszcens festés. Csillag a gonadotrop zónát jelzi. Lépték: 200m.
62
56. ábra. LH ir DES (A és B) és DES+P kezelt nőstény állatok hypophysis mellső lebenyében két és öt hónappal a kapszula beültetése után (C és D). Immunfluoreszcens festés. Csillag a gonadotrop zónát jelzi. Lépték: 200m.
2. PRL sejtek eloszlása A PRL sejtek intakt állatok mellső lebenyében egyenletes eloszlást mutattak. Hímekben a PRL sejtek kisebbek, mint nőstényekben (57. ábra, A és B). A PRL termelő sejtek kicsik, kerekek, az immunreaktív anyag a sejt egyik oldalán halmozódik fel csésze alakot (cup-shape) kölcsönözve a sejteknek (57. ábra, D). A PRL immunreaktív sejtek a kötőszövetes tok alatt egy igen intenzíven festődő réteget alkotnak. Szteroid kezelések hatására a PRL ir változása mindkét nemben hasonló volt. DES kapszula beültetése után két hónappal a PRL sejtek mérete és száma megnövekedett (57. ábra, C), a sejtek ovális vagy kerek alakot vettek fel, átmérőjük kétszeresére nőtt a kontroll állatok mellső lebenyében lévő normál sejtek átmérőjéhez képest (57. ábra, D és E). Öt hónapos DES kezelés során a mellső lebenyben a PRL immunreaktív sejtek proliferáltak és hipertrofizáltak, kisebb-nagyobb adenomákat (prolaktinomákat) alkottak.
63
57. ábra. PRL ir intakt nőstény és hím, valamint DES és DES+P kezelt hím hypophysis mellső lebenyében. Intakt állatokban a PRL sejtek egyenletes eloszlást mutatnak (A és B). Az immunreaktív sejtek kicsik, csésze alakúak (D), míg DES és DES+P kezelés után méretük megnő, és kerek vagy ovalis alakot vesznek fel (C, E és F). Lépték: A, B és C képen 200m, D, E és F képen 50m.
Hematoxilin-eozin festéssel az adenomák jól körülírtak, szomszédságukban erős erezettséget figyeltünk meg (58. ábra, A és B). PRL immunfestéssel az adenomák nehezebben határolhatók körül (58. ábra, C és D). Két hónapos DES + P kezelés során a PRL sejtek csak kis mértékben nagyobbodtak meg, adenomákat nem képeztek, lazábban helyezkedtek el, de elvesztették a normál sejtekre jellemző csésze alakot, mivel az immunreaktív anyag a sejteket teljesen kitöltötte (57. ábra, F). P-vel kezelt és vak kapszulával implantált állatokban a PRL immunreaktív sejtek eloszlásában és nagyságában semmiféle változást nem lehetett megfigyelni.
64
58. ábra. Öt hónapos DES kezelés során kialakult prolaktinomák szövettani képe hematoxilin-eozin festéssel (A és B) és PRL fluorescens immunfestéssel (C és D). Az A, B és C képen nyilak körvonalazzák a daganatos sejtcsoportokat. Az A képen nyílhegyek erős erezettségre mutatnak. A B képen fekete csillagok tágult ereket jelölnek az adenoma környezetében. A C képen hipertrofizált sejtcsoportokat fehér nyilakkal jelölt sövények választják el. A D kép egy jól fejlett prolaktinomát mutat. Közepében látható nekrotizált területet fehér csillag jelöli. Lépték: 200m az A, B és D, 100 m a C képen.
DES kimozdítás után már egy hónappal a sejtek eloszlása és száma a kontroll állatokban megfigyelt eloszláshoz hasonló megjelenést mutatott. 3. GH sejtek eloszlása A GH termelő sejtek kicsik, kerekek, a mellső lebeny sejtpopulációjának jelentős részét adják. Intakt állatban egyenletes eloszlást mutatnak, de hiányoznak a mellső lebeny elülső pólusából. Hímben és nőstényben nincs különbség az immunhisztokémiai megjelenésben (59. ábra, A és B).
65
59. ábra. GH ir kontroll nőstény és hím állat hypophysis mellső lebenyében (A és B). DES kezelt hím állatok hypophysis mellső lebenyében két hónappal a kapszula beültetése után kisebb üres foltok jelentek meg (C), öt hónappal a beültetés után a foltok nagysága megnőtt. Fehér nyilak körvonalazzák az üres területeket (D). DES+P és P kezelés esetén az eloszlás egyenletes (E és F). GH sejtek a gonadotrop zónában is vannak (*) .Immunfluoreszcens festés. Csillag a gonadotrop zónát jelzi. Lépték: 200m.
Két hónapos DES kezelés során a GH immunreaktív sejtek eloszlásában nagyfokú változást nem lehetett megfigyelni, bár kisebb üres foltok már megjelentek (59. ábra, C). Öt hónapos DES kezelés után azonban a sejtek eloszlása jelentősen megváltozott (59. ábra D). DES+P kezelés alkalmazása esetén a szövettani kép a kontroll képhez volt hasonló (59.ábra, E), viszont GH sejteket ebben a modellben a gonadotrop zónában is meg lehetett figyelni a PRL sejtekhez hasonlóan. P kezelés esetén a kép a DES+P kezelt állatokhoz volt hasonló (59. ábra, F). Vak kapszula beültetése nem okozott változást a sejtek eloszlásában.
66
PRL és GH kettős festés egyértelműen arra utal, hogy az öt hónapos DES kezelés után GH festéssel látható üres területek prolaktinomák. A GH sejtek a prolaktinomákban csak elvétve fordulnak elő, míg a prolaktinomát gyűrűszerűen ölelik körül (60. ábra).
60. ábra. PRL (piros) és GH (zöld) kettős immunfluoreszcens festés öt hónapos DES kezelés után. Csillag a prolaktinomát jelzi. Nyilak a prolaktinomát körülölelő GH sejtekre mutatnak. Lépték: 150m.
A DES kapszula eltávolítása után már egy hónap múlva a sejtek denzitása és eloszlása a kontroll állatokban megfigyelt eloszláshoz közeledett. Két hónappal a kapszula kimozdítása után a sejtek eloszlása a kontrollnak megfelelő képet mutatott. V. SZTEROID KEZELÉSEK HATÁSA A HYPOPHYSIS MELLSŐ LEBENY VIP, PACAP ÉS FOLLICULOSTELLATE SEJTJEINEK ELOSZLÁSÁRA 1. VIP sejtek eloszlása VIP immunreaktív sejteket egyáltalán nem, vagy csak igen kis számban találtunk patkány hypophysis mellső lebenyében ( 61. ábra, A). Szteroid kezelések mindkét nemben hasonló változásokat eredményeztek. DES kapszula implantációja után két hónappal a VIP immunreaktív sejtek számának emelkedését lehetett megfigyelni hypophysis mellső lebenyben (61. ábra, B). Öt
67
hónapos DES kezelés következtében nem csak a VIP sejtek száma nőtt, hanem méretük is igen nagymértékben megnagyobbodott. A VIP sejtek VIP-omákba rendeződtek (61. ábra, C).
61. ábra. VIP ir hím állatok hypophysis mellső lebenyében. ABC technika. Antigén-antitest kötés helyét Nickel-DAB reakcióval tettük láthatóvá. A. Kontroll állatokban a VIP immunreaktív sejtek száma nagyon alacsony. B. Két hónapos DES kezelés a VIP immunreaktív sejtek számát emelte, amelyek kisebb csoportokba rendeződtek. C. Öt hónapos DES kezelés hatására a VIP sejtek száma jelentősen megemelkedett. A sejtek VIPomákat alkottak. D. Két hónapos DES+P kezelés során a P kivédte a DES hatását, a VIP sejtek száma a kontroll állatokra jellemző képet mutatott. E. DES kapszula eltávolítása után egy hónappal a VIP sejtek száma csökkent. F. DES kapszula eltávolítása után két hónappal a kép a kontroll állatokban megfigyelt képhez volt hasonló. Nyílhegyek az A, B, D, E és F képeken a VIP sejtekre mutatnak, míg a C képen VIP-omát jelölnek. Lépték: 50m az A és D képen, 100m a B, E és F képen, és 200 m a C képen.
Kombinált kezelés során a P kivédte a DES által létrehozott VIP-omák megjelenését, így VIP sejteket csak szétszórva láttunk (61. ábra, D). P kezelés és vak kapszula implantációja a VIP sejtek megjelenésében változást nem okozott. DES kapszulák eltávolítása után egy hónappal a VIP sejtek száma csökkent, de a különbség még nem szignifikáns (61. ábra, E), majd két hónappal a kapszulák kimozdítása után jelentősen, szignifikánsan csökkent, közelítette a kontroll értéket (61. ábra, F). A VIP sejtek számának mennyiségi analízise alátámasztotta azokat a megfigyeléseket, amelyeket a szövettani kép alapján tettünk (62. ábra).
68
VIP sejtek száma
* 300
200
*
* *, #
100
0 intakt
DES 2 hó túlélés
DES+P
DES 5 hó túlélés
DES elt 1 hó
DES elt 2 hó
62. ábra. VIP immunreaktív sejtek számának mennyiségi analízise hypohysis mellső lebenyben különböző kísérleti csoportokban. VIP sejtek számolása minden állat mellső lebenyéből készült metszetnek három látóteréből történt. * p < 0,05 intakt versus DES, DES eltávolítás után egy hónap (DES elt 1 hó) és DES eltávolítás két hónap (DES elt 2 hó), # p < 0,05 DES eltávolítás két hónap (DES elt 2 hó) versus DES két hó túlélés csoportok esetén.
2. PACAP sejtek eloszlása PACAP immunreaktív sejteket a rendelkezésre álló ellenanyaggal történő festés esetén nőstény állatokban csak a proösztrusz napján találtunk. A sejtek a mellső lebenyben egyenletes eloszlást mutattak. Szteroid kezelések nem idézték elő a PACAP ir megjelenését egyik nem mellső lebenyében sem. 3. FSS sejtek eloszlása S-100 ir a FSS sejtek markere (63. ábra). Az S-100 sejtek a hypophysis mellső lebenyben nyúlványosak, csillagszerűek. Finom citoplazma nyúlványaik a trop hormon termelő sejteket körülölelik. Az S-100 sejtek intakt állatokban mindig jelen vannak. Ezek a sejtek egyenletes eloszlást mutatnak a mellső lebenyben, de a mellső és a közti lebeny határán egy éles vonalat alkotnak, mintegy demarkálva a két lebenyt egymástól (64. ábra). Hagyományos festési eljárással csak a magjuk festődik, citoplazmájuk halvány, bennük specifikus granuláció nem látható.
69
63. ábra. S-100 immunreaktív sejtek intakt hím állatok hypophysis mellső lebenyében. A. Az S-100 immunfestés ABC technikával készült. Az antigen-antitest kötés helyét Nickel-DAB kromogénnel tettük láthatóvá. Nyíl nyúlványos FSS sejtre mutat. B. Az S-100 immunfestés indirekt fluoreszcens módszerrel készült. Az FSS sejteket zöld fluoreszcencia jelzi (nyíl). Lépték: 15m az A képen, 20m a B képen.
64. ábra. S-100 immunfestés ABC technikával készült. Az antigen-antitest kötés helyét DAB kromogénnel tettük láthatóvá. Hematoxilin-eozin háttérfestés. Nyilak a mellső lebenyben lévő FSS sejtekre, nyílhegyek a mellső és közti lebeny határán lévő barrierre mutatnak. Lépték: 100m.
70
65. ábra. S-100 immunfestés öt hónapos DES kezelt hím állatok hypophysis mellső lebenyében. A FSS sejtek a prolaktinomát körülölelik, a környezettől demarkálják. Nyilak a demarkációs határt körvonalazzák. A. ABC technikával készült festés, B. immunfluoreszcens festés. Lépték 200m az A képen, 150 m a B képen.
Két hónapos DES kezelés során az S-100 immunreaktív sejtek eloszlásában jelentős változást nem lehetett megfigyelni. Öt hónapos DES kezelés hatására a korábban már említett prolaktinomák körül az S-100 sejtek koncentrikus elrendeződést mutattak, és demarkálták a daganatot (65. ábra, A és B). PRL és S-100 kettős festést alkalmazva megfigyelhettük, hogy a prolaktinomákban az S-100 immunreaktív sejtek csak elvétve fordultak elő (66. ábra).
66. ábra. S-100 és PRL kettős festés. A. Kettős immunfluoreszcens festés. Piros fluoreszcencia a PRL sejteket mutatja, kékes-zöld fluoreszcencia az S-100 ir-t jelzi. B. S-100 festés ABC technikával és Nickel-DAB kromogén használatával történt, a PRL sejteket zöld fluoreszcencia jelzi, S-100 sejt fekete. Nyilak S-100 immunreaktív sejtekre mutatnak. Lépték: 100m az A képen, 50m.
Kombinált, DES+P kezelés során az S-100 sejtek eloszlása a kontrollhoz hasonló volt. P hatására az S-100 sejtek az azonos korú kontroll állatokban megfigyelhető egyenletes eloszláshoz hasonló képet mutattak. Vak kapszula beültetése az S-100 sejtek eloszlásában változást nem okozott. A DES kapszula eltávolítása után az S-100 sejtek eloszlása szintén a kontrollhoz hasonló képet mutatott.
71
MEGBESZÉLÉS A nemkívánatos terhesség megelőzésére elsősorban OE és P tartalmú tabletták, P injekciók, illetve a bőr alá ültethető P készítmények alkalmazása a legnépszerűbb a fogamzó képes nők körében. Az akcelerációnak köszönhetően egyre hamarabb válnak szexuálisan éretté a mai fiatalok, ezért a tizenévesek között is egyre gyakoribb a fogamzásgátlás
(Bigler,
1989).
Klinikai
gyakorlatban
szexuális
szteroidokat
alkalmaznak több hónapig az ovariális ciklus szinkronizációjához, funkcionális diszmenorrhea, premenstruációs tünetek, endometriozis kezelésére (Nocke, 1975; Caufriez, 1991) és menopauzában (Utiah és mtsai, 2008). Férfiakban OE adása adjuvánsként a kialakult prosztata rák terápiájában használatos (Oh, 2002; Merseburger és msai, 2008). A fent említett kezelések során a páciens OE-t, P-t vagy azok kombinációját kapja. Ezeket orvosi kontroll mellett évekig szedheti. Az irodalomban található vizsgálatok zöme in vivo vagy in vitro kísérlet. A klinikumban általában krónikus hormonkezeléseket alkalmaznak, amelyeknek számos mellékhatása is van. Ezért kísérleteinkben hosszan tartó (két és öt hónapos) gonad szteroid kezelések hatását vizsgáltuk a hypophysis hormon szekréciójára, különös gondot fordítva a két nemben fellelhető különbségekre, és arra hogy a P miként befolyásolja a hosszantartó OE kezelés nem kívánt hatásait. Másrészt vizsgáltuk, hogy a két hónapig tartó OE kezelés nem kívánt hatásai visszafordíthatók-e az OE tartalmú kapszula kimozdítása után. A DES kezelés önmagában durva változásokat eredményezett az állatok testméretének alakulásában, a hypophysis, ovarium, testis és vesicula seminalis súlyban, az LH, FSH és PRL szekrécióban. Kezelések hatása a PRL szekrécióra A PRL szekréció mindkét nemben egyformán változott. A PRL sejtek hipertrofizáltak, az öt hónapos kezelés végére prolaktinomák képződtek. Elsősorban ezeknek a sejteknek a proliferációja tehető felelőssé a hypophysis mellső lebeny súlyemelkedéséért. A prolaktinomákban S-100 immunreaktív sejteket csak elvétve találtunk. Ezek a sejtek a prolaktinomát körülölelték, mintegy barriert képezvén körülötte. A barrieren belül számos tágult ér volt megfigyelhető. A PRL sejtek
72
hipertrofiájával párhuzamosan nőtt a VIP sejtek száma, öt hónapos kezelés végére VIPomák képződtek. Eredményeink összhangban vannak korábbi megfigyelésekkel. Maurer 1979ben leírta, hogy E2 kezelés nőstény állatokban a mellső lebeny súlyának emelkedéséhez, valamint a PRL sejtek proliferációjához és emelkedett plazma PRL szinthez vezetett. Lloyd és mtsai (1983) Fischer 344 patkányokat kilenc és tizenkét héten át DES-el kezeltek. A DES kezelés megnagyobodott mellső lebeny súlyokhoz, a PRL sejtek hiperpláziájához és a kontroll PRL értékekhez képest szignifikánsan magas PRL értékekhez vezetett, míg a mellső lebeny egyéb trop hormon termelő sejtjeinek száma csökkent. Az S-100 sejteknek és a VIP-nek fontos szerepet tulajdonítanak a PRL sejtek proliferációjában. RIA-val mért eredmények is azt mutatják, hogy OE fokozza a VIP tartalmat hypophysis mellső lebenyben (Rosténe, 1984). VIP ellenanyag alkalmazása csökkentette a mellső lebeny PRL termelését (Hagen és mtsai, 1986), valamint a PRL sejtek számát hypophysis mellső lebeny sejtkultúrában (Carretero és mtsai, 2006). Hemolitikus plaque assay segítségével Nagy és mtsai (1988) kimutatták, hogy a VIP a PRL releaset autokrin módon stimulálja. Korábbi vizsgálataink során PRL és VIP sejtek között kolokalizációt találtunk, ami alátámasztja a fent említett feltevést, miszerint a VIP autokrin módon hat a PRL szekréciójára (Köves és mtsai, 1990; 1996). Gomez és Balsa (2003) OE-re különösen érzékeny Fischer 344 patkányok bőre alá ültetett DES kapszulát. Huszonöt nappal később VIP receptor antagonistával kezelte az állatokat. A DES önmagában növelte a szérum PRL szintet, a hypophysis PRL tartalmát, a PRL mRNS expressziót, a hypophysis súlyt és a proliferáló nucleáris antigént. A DES kezelés növelte a hypophysis VIP tartalmát és a VIP mRNS szintet, míg csökkentette a lactotrop sejtek által termelt tumor growth factor-beta1-et (TGF-1), de növelte a VEGF tartalmat. A VIP antagonista megfordította a fent említett változásokat. A szerzők feltételezték, hogy VIP közvetítette az OE hatását a lactotrop hipertrofiára, a TGF-1-re és az angiogenezisre. Saját kísérleti anyagunkban a P kivédte a VIP sejtek szaporodását DES kezelés hatására, feltehetően ily módon védte ki a lactotrop hipertrofiát. Kérdés, hol a P támadáspontja, miként védi ki a VIP sejtek szaporodását. Calderon és mtsai már 1987-ben leírták, hogy az OE ERs nuclearis akkumulációjat és PRs megjelenését idézi elő a hypophysis mellső lebenyében,
73
ugyanakkor a hypothalamusban nem befolyásolta ezek szintjét. Ennek alapján feltételezték, hogy a P az OE-re adott választ a hypophysis szintjén befolyásolta. Saját, még nem közölt adataink szerint DES kezelés jelentősen megnövelte az ER denzitást a hypophysis mellső lebenyében, és ezt a hatást P kivédte. Természetesen a hypothalamuson keresztüli
hatás sem
kizárt.
DA2 knock-out
egerekben
a
hypophysisben emelkedett a VEGF protein és mRNS, ami arra utal, hogy intakt állatban a DA gátolja a VEGF expresszióját. Ha a szteroid kezelések gátolják a DA releaset, az nemcsak magas PRL szintet, hanem magas VEGF szintet is eredményez (Cristina és mtsai, 2005). Intakt patkány hypophysis mellső lebenyének vérellátását a hypophysealis portális erek biztosítják. Elias és Weiner 1984-ben már számoltak a DA szerepével. OE nem csak tumorgenezist indukált a hypophysis mellső lebenyében, hanem új artériák képződését is, amely fokozta a daganat vérellátását. Ezek az újonnan megjelenő erek nem a portális erekből származnak, hanem szisztémás vért szállítanak, amelyből hiányzik a DA. A DA gátlás megszűnése, valamint az OE stimuláló hatása együttesen hypophysis daganat kialakulásához vezet. Szteroid kezelések nem idézték elő PACAP sejtek megjelenését hypophysis mellső lebenyében. Ez nem meglepő adat, mert Ortmann és mtsai (1999) leírták, hogy OE és kombinált OE és P jelentősen (kb. 50 %-al) csökkenti a PACAP indukált cAMP releaset hypophysis mellső lebeny sejtkultúrában. Ez arra utal, hogy az OE a PACAP-ra gátló hatású. Az S-100 sejtek specialis elrendeződése a prolaktinoma körül, és szerepük a lactotrop hiperpláziában és hipertrófiában arra utal, hogy a PRL sejt proliferáció nem intersticiális, hanem appozicionális. Az újonnan képződött sejtrétegek az adenoma külső felszínén rakódnak rá a már meglévő sejtekre. Erre utal Shimon és mtsai-nak (1998) megfigyelése, akik leírták, hogy a proliferációban szerepet játszó bFGF-4-et kódoló gén (heparin binding secretory transforming gene) az újonnan képződő erek körül kívülről van jelen, de nem mutatható ki a prolaktinoma belsejében. Fischer 344 és SpragueDawley patkányok bőre alá ültetett, EB tartalmú kapszulák hatását vizsgálták Schechter és mtsai (1987). Az állatokat tíz és húsz nap után áldozták fel. A kezelés hatására a hypophysis mellő lebeny súlyok és a plazma PRL szintek emelkedtek, ez az emelkedés a Fischer 344 patkányokban sokkal kifejezettebb volt, mint a Sprague Dawley patkányokban. Mindkét állatfajtánál viszont a mammotropok hipertrofiája kifejezett
74
volt. Ezenkívűl a kezelt állatokban sérült és endothel béléssel nem rendelkező kapillárisokat figyeltek meg. Lloyd és mtsai (1991) OE hatását vizsgálták mellső lebeny sejtek proliferációjára. Az tapasztalták, hogy a magas OE koncentráció csökkenti a sejtnövekedést, míg kisebb koncentráció fokozza a PRL szekrécióját. Tehát az OE bifázisos módon hat a hypophysis mellső lebeny sejtjeinek proliferációjára. Az OE szerepet játszik a PRL gén metilációjában in vivo, amely befolyásolja a PRL mRNS expresszióját. Az OE ezen kívül befolyásolja a szignál transzdukciós folyamatokat protein kináz C aktivációján keresztül, és szerepet játszik a c-myc és a c-fos protoonkogének működésében, ily módon befolyásolja a sejtnövekedést és a tumorgenezist. Zhang és mtsai (1999) egy új hypophyseális tumor transzformáló gént (PTTG) klónoztak. In situ hibridizációval ezt a gént humán hypophysis mellső lebeny adenomákban sikerült kimutatni, míg normál mellső lebeny szövetében nagyon minimális mennyiségben fordul elő. A PTTG egy olyan marker, ami a hormon termelő daganatokban nagy mennyiségben expresszálódik, szerepet játszik a daganat kialakulásában, és befolyásolja annak inváziós képességét. A PTTG kulcs fontosságú pl. a sejtek mitózisában, transzformációjában, DNS repair mechanizmusban. Hypophysis adenomákban a PTTG mennyisége emelkedett, ezzel párhuzamosan a PTTG–kötő fehérje expressziója is fokozódik. A PTTG fokozza a FGF2 receptorának expresszióját, ezen keresztül receptor mediált hatását, ami a daganat kialakulásához és annak növekedéséhez vezet (McCabe és mtsai, 2003). Az OE befolyásolja az epidermal growth factor (EGF), és a TGF-1 működését is, amelyek szerepet játszanak a sejtproliferáció szabályozásában. Wu és mtsai (1999) E2-vel, EGF-fel és TGF-1-gyel hypophysis mellső lebeny sejtkultúrákat kezeltek. Harminchat órás E2-vel ill. EGF-fel való inkubálás után azt tapasztalták, hogy PRL mRNS mennyisége szignifikánsan magasabb volt, míg kombináltan adva azokat a PRL mRNS mennyisége magasabb volt a csak E2-vel vagy csak EGF-fel kezelt sejtkultúrákban mért értékekhez képest. A TGF1-gyel való kezelés csökentette a PRL mRNS mennyiségét. Amikor a TGF-1-et E2vel együtt adták, az E2 csökkentette a TGF-1 hatását. A hosszan tartó (két hónapos) DES kezelés nem okozott maradandó változást a hypophysis súlyokban és a PRL szekrécióban egyik nemben sem. A hypophysis súlyok gyorsabban, már egy hónap után, míg a PRL értékek kicsit lasabban, a második hónap végére tértek vissza a kontroll szintre.
75
Kezelések hatása az LH és az FSH szekrécióra A DES hatásában a bazális LH és FSH plazma szintre szexuális különbség figyelhető meg. Két hónapos kezelés végén csak hím állatokban csökkent az LH és FSH szint, P ezt a változást nem védte ki. Öt hónapos DES kezelés végén a bazális LH és FSH értékek nem különböztek a kontrolltól, de a DES+P kezelés esetén az LH szint alacsony maradt. Az FSH szekréció és a testisek két hónapos kezelés esetén maradandó károsodást szenvedtek, mert a DES kapszula kimozdítása után a testis súlyok és az FSH szint nem tért vissza a kontroll szintre két hónap után sem, míg nőstényekben az ovarium súlyok igen. Ellentmondásnak tűnik, miért nem csökkent a basalis FSH szint hímekben öt hónapos DES kezelés esetén. A DES előidézte plazma LH és vesicula seminalis súlycsökkenés a kapszula kimozdítása után két hónappal rendeződött. Az LH és az FSH release-ben intakt állatokban a két nem között nagyobb fokú különbség van, mint a PRL szekrécióban. Míg nőstényekben az LH és FSH szint ciklusos, és a ciklusos változások vezetnek az ovulációhoz, addig hímekben nincs ciklusos változás. Igy érthető, hogy a szexual szteroidok hatása is jelentős szexualis különbséget mutat. A idegi LH release apparátust Everett és Sawyer írták le először (1949, 1950). Később egyértelművé vált, hogy patkányban a medialis septalis areaban és APO-ban találhatók azok az idegsejtek, amelyek GnRH-t termelnek, ez a hormon befolyásolja a mellső lebeny gonadotrop sejtjeinek tónusos és ciklusos szekrécióját. Nőstény rágcsálókban az APO-ban, míg más emlősökben az MBH-ban lévő GnRH-t szekretáló sejtek működését az OE pozitív feed-back útján befolyásolja, aminek következtében stimulálja az ovulációt megelőző fokozott GnRH kidobást, és az azt követő LH-csúcsot (Müller és Nistico, 1989). Hím állatokban a GnRH ürülés tónusos, nincs LH-csúcs, tehát hímekben az OE pozitív feed-back hiányzik (szexuális dimorfizmus), valamint a hímek aciklikus hypothalamusában hiányzik az OE-szenzitív GnRH pulzus generátor (Bourguignon és mtsai, 1993). Prepubertális nőstény állatokban szexuális különbséget lehetett megfigyelni a GnRH és LH szteroid kezelés iránti érzékenységében. OE kezelt prepubertális
nőstényekben
a
P
szignifikáns
változást
okozott
a
GnRH
koncentrációjában az APO-ban és az SCH-ban, ez a változás hímekben nem volt megfigyelhető (Dluzen és Ramirez, 1982). Szexuális különbséget írtak le a gonadotropin α-alegység promoter aktivitásában a GnRH iránt (Colin és mtsai, 1996).
76
Shukuwa és mtsai (2006) különböző mennyiségű DES hatását vizsgálták FSH, LH és PRL sejtekre, ER és ER eloszlására hím egerek hypophysis mellső lebenyében immunhisztokémiai módszerrel. A DES-t húsz napig adták az állatoknak. A DES csökkentette az FSH, LH, és emelte a PRL sejtek számát dózis-függő módon. ERβ-t írtak le DES kezelés hatására lactotropokon, de ez a hatás ERα knock-out egereken nem volt megfigyelhető. Úgy tűnik, hogy a DES direkt ERα-n keresztül fejti ki a hatását. Vizsgálták a pituitary-specific positive transcription factor 1 (Pit1) gén megjelenését is PRL sejtekben DES kezelés hatására. Azt tapasztalták, hogy a Pit1 pozitív sejtek száma emelkedett DES kezelés hatására, és néhány FSH és LH sejt is Pit1 pozitivitást mutatott, és azok a PRL-lel kolokalizáltak. Ennek alapján feltételezték, hogy a DES nem csak a PRL sejtek proliferációját stimulálja, hanem előidézi az FSH és LH sejtek transzdifferenciációját PRL sejtekké. Smythe és mtsai (1981) krónikus (három hónapos) OE kezelés után magas PRL szintet, alacsony LH, FSH, TSH és GH szintet figyeltek meg. Akut, de nem a krónikus bromokriptin adása normalizálta a PRL, GH és TSH szinteket, de az LH és FSH szinteket nem. Mivel magyarázható, hogy a testisek súlya nem, de a vesicula seminalisok súlya a DES kapszula kimozdítása után visszatért a kontroll szintre? Az LH felelős a tesztoszteron termelésért és a vesicula seminalis működésének fenntartásáért. Mivel az LH szintek hímben a kapszula kimozdítása után két hónap múlva visszatértek a kontroll értékekhez, érthető, hogy a tesztoszteron függő vesicula seminalisok súlya is rendeződött. Az FSH szintek a kapszula kimozdítása után továbbra is szignifikánsan a kontroll szint alatt maradtak. Miután az FSH felelős a spermiogenezisért, érthető, hogy a testis súlyok is alacsonyabbak voltak a kontroll értékeknél. Jehan és mtsai (1971) felnőtt patkányokat kezeltek emelkedő dózisú intramuszkuláris E2-vel vagy E2 és P kombinációjával harminc napon keresztül. Mindkét kezelés csökkentette a testisek súlyát, károsította a spermiogenezist és a tesztoszteron termelését. A kezelés megszünte után harminc nappal a felépülés csak részleges volt. Amador és mtsai (1989) Fischer felnőtt hím 344 patkányokat DES tartalmú, ill. vak kapszulával kezeltek tizennégy hétig. Az állatok egy csoportjából a DES kapszulákat hét hét után eltávolították. A DES kezelés csökkentette az állatok testsúlyát, a here és a vesicula seminalisok súlyát. A DES kezelés hatására emelkedett a tesztikuláris LH receptorok mennyisége, míg a
77
plazma gonadotropinok szintje csökkent, ezzel párhuzamosan a plazma PRL szintje emelkedett. A DES kapszulák eltávolítása után a szervek visszanyerték eredeti súlyukat. Egy másik kutató csoport szintén a DES hatását vizsgálta újszülött hím patkányokon. Az állatokat az első posztnatális (P1) naptól a P4 napig DES szubkutan injekciójával kezelték, majd az állatokat a P11 napon áldozták fel. A kezelés hatására a testis súlyok és a herecsatornák átmérője csökkent. Az LH szint emelkedett, míg az FSH szint csökkent. Posztnatális szteroid környezet nagyobb fokban befolyásolja a here működését, és a szteroidogenezist, mint felnőtt állatokban (Mikkila és mtsai, 2006). Kísérleteinkben DES kapszulákat huszonöt napos állatok bőre alá ültettük be, ebben az időpontban végzett kezelés is súlyos károsodást okozott, mivel a kapszulák kimozdítása után a testis súlyok nem tértek vissza a kontroll szintre. Toyama és mtsai (2001) a vér-here gát megjelenését vizsgálták újszülött patkányokban DES kezelés hatására. Az állatok tíz µg DES-t kaptak a P2 naptól a P12 napig, majd a testiseket hetente P105 napos korig fény-, elektron és konfokális mikroszkóp segítségével tanulmányozták. A DES kezelés hatására a vér-here gát négy héttel később alakult ki a kontroll állatokhoz képest. A kezelés során éretlen, a meiozist be nem fejező spermatocyták váltak le a here kanyarulatos csatornáinak hámjáról. Ezen eredmények alapján úgy tűnik, hogy az újszülöttkori szteroid környezet nem csak a vérhere gát megjelenését, de a spermatocyták érését is befolyásolja. A fent említett adatok alapján valószínű, hogy kísérleteinkben a folyamatos OE hatás miatt nem fejlődött ki a vér-here gát, ami irreverzibilis here károsodáshoz vezetett.. Az OE hatását a testisre valószínűleg közvetlenül fejti ki. Mind ERα-t, (Kuiper és mtsai, 1998), mind ERβ-t írtak le testisben (Taylor és Al-Azzwi, 2000; Kuiper és mtsai, 1998; Shughrue és mtsai, 1998). A GH és a PRL szerepe sem kizárt. A testis GH (Breier és mtsai, 1998; Gomez és mtsai, 1998) és PRL receptorokat is expresszál (Barkey és mtsai, 1977; Keenan és mtsai, 1979; Wahlström és mtsai, 1983; Nevalainen és mtsai, 1996). A GH nemcsak a tesztikuláris sejtek növekedését fokozza (Redmond, 1981), hanem befolyásolja a Leydig sejtek tesztoszteron termelését, és ennek közvetítésével a spermiogenezist (Hull and Harvey, 2000). A magas PRL szint csökkenti a tesztoszteron termelést (Sluczanowska-Glabowska, 2004), ezt a hatását közvetlenül PRL receptor mRNS-t expresszáló Leydig sejteken keresztül fejtheti ki
78
(Hondo és mtsai, 1995). Kísérleteinkben az OE komoly hiperprolaktinémiát idézett elő, és ezekben az állatokban a here súlyok alacsonyak voltak. Ma a fogamzásgátló tabletták tartalmának a nem megfelelően tisztított ivóvizbe kerülése környezeti szennyezésként komoly veszélyeket rejt magába. Howdeshell és mtsai (2008) terhes anyákat kezeltek etinil ösztradiol (EE) fogamzásgátló tablettával. A hím utódokban felnőtt korra alacsonyabb volt a testis és a vesicula seminalis súlya, és csökkent a spermium szám az epididymisben. Kezelések hatása a testsúlyra, testhosszra és a GH szekrécióra Két hónapos DES és DES+P kezelés szignifikáns csökkenést okozott a testhossz, test és farok hosszában mindkét nemben. Az öt hónapos kombinált kezelés során a P kivédte a DES testhossz csökkentő hatását nőstényekben. Vak kapszula és P nem okozott változást egyik nemben sem a testhosszban. A DES kapszula kimozdítása után két hónappal a testhossz nőstényekben elérte, míg hímekben nem érte el a kontroll értéket. Két hónapos DES, DES+P kezelés jelentős csökkenést okozott a testsúly értékekben mindkét nemben. A P öt hónapos kombinált kezelés során enyhítette a DES hatását. A DES kapszulák kimozdítása után a csökkent testsúly egyik nemben sem tért vissza a kontroll állatokban megfigyelt értékekre. Irodalmi adatok egyértelműen arra utalnak, hogy az OE hatással van az epiphysis fugák záródására. Nilsson és mtsai (2003) leírták, hogy az epiphysis fugák OE receptorokat expresszálnak, amelyen keresztül az OE befolyásolja az epiphysis fugák záródását. Kísérleteinkben a hosszan tartó OE kezelés feltehetően az epiphysis fugákon hatva okozott testhossz és testsúly csökkenést. A hypophysis lacto-somatotrop sejtjein található, G-fehérjékhez kapcsolódó receptorokat hypothalamikus neuropeptidek, mint a GHRH és VIP is képes aktiválni. A receptor-ligand kötés az adenilát ciklázt aktiválja, aminek hatására emelkedik az intracelluláris cAMP szint, ami a cAMP-dependens protein kinázt aktiválja, aminek következtében fokozódik a GH és PRL szintézis (Gourdji és mtsai, 1979; Kato és mtsai, 1978), valamint a sejtek proliferációja (Suzuki és mtsai, 1999). Rawlings és mtsai (1995) klónozott somatotrop sejteken (GH4C1) VPAC2-es típusú receptort írtak le. Ez a receptor típus PACAP-ot és VIP-et egyforma affinitással képes kötni. PACAP38 a ciklikus adenozin monofoszfát (cAMP)/protein kináz A (PKA) útvonalat aktiválva
79
fokozza a PRL gén expresszióját (Liang és mtsai, 1992; Coleman és mtsai, 1996). Kievit és mtsai (2001) GH3 sejteket vizsgálva azt tapasztalták, hogy a magas intracelluláris cAMP mennyisége stimulálja a mitogen activált protein kinázt (MAPK), valamint egy GTP-kötő fehérjét, a Rap1-et. Ezek a faktorok szerepet játszanak a PRL gén transzkripciójában. Tehát a lacto-somatotrop sejtekben egy cross-talk figyelhető meg MAPK kaszkád és a cAMP/PKA útvonal között. Romano és mtsai (2003) leírták, hogy mind a PACAP38, mind a VIP aktiválja a Rap1-et VPAC2 receptoron keresztül, ami fokozza a PRL gén transzkripcióját lacto-somatotrop sejtekben. Transzplantábilis PRL-t expresszáló, valamint GH-t és PRL-t expresszáló hypophysis daganatokban PACAP1, VPAC1, valamint VPAC2 receptorokat írtak le (Vertongen és mtsai; 1996). Tehát a VIP VPAC receptorokon keresztül is képes a PRL szekrécióját befolyásolni. DES kezelések hatására a testhossz szignifikánsan csökkent mindkét nemben. A csontok hosszirányú növekedésében az epiphysis fugáknak fontos szerepe van. Az OE szerepet játszik a pubertás körüli hossznövekedés megindításában, valamint az epiphysis fugák záródásában. Az OE szerepét az epiphysis fugák záródásában két genetikai betegség támasztja alá. Az egyik esetben az aromatáz enzim kódolásáért felelős gén mutációja (Morishima és mtsai, 1995), a másik esetben az ERα kódoló gén mutációja epiphysis fugák záródási elégtelenségéhez vezetett (Smith és mtsai, 1994). Az epiphysis fugákban Nilsson és mtsai (2002) három zónát (nyugalmi-proliferációsdegenerációs zóna) különítettek el. Vizsgálták ezeknek a zónáknak különböző posztnatális korú patkányokban ill. nyulakban az ERα és ERβ expresszióját. Mind nyúl, mind patkány epiphysis fugák mindkét receptor típust hordozzák, viszont eloszlásuk különböző. Mindkét fajban a nyugalmi és a proliferatív zónában mindkét receptor típus detektálható, míg a degenerációs zónában a korai posztnatális életben, kisebb mennyiségben voltak jelen, majd számuk emelkedett egészen az epiphysis fugák záródásáig. Tehát az OE közvetlenül saját receptorain keresztül fejti ki hatását az epiphysis fugákban. Vidal és mtsai (2000) ERα és ERβ knock-out egerekben vizsgálta a csontok hosszirányú növekedését. Csak az ERα mutációja okozott csökkent növekedést. Tehát az OE hatása az epiphysis fugákon ERα-n keresztül valósul meg. Mind hím, mind nőstény patkányok epiphysis fugája expresszál OE receptorokat, amelyek a jól ismert klasszikus útvonalon keresztül képesek az epiphysis fugák működését befolyásolni. McMillan és mtsai (2006) szerint az OE egy szex-specifikus MAPK útvonalon keresztül
80
is képes az epiphysis fugák működését befolyásolni. Ezt a hatást csak nőstény állatokban lehetett megfigyelni. Kísérleteikben bordaporcból származó porcsejteket E2vel kezeltek. A kezelés a MAPK gyors foszforilációjához és így annak aktivációjához vezetett, ami befolyásolta a PKC útvonalat. Tehát nőstényekben az OE klasszikus és egy szex-specifikus útvonalon keresztül vesz részt az epiphysis fugák működésében. Az elmúlt években több olyan enzimet írtak le a porcsejtek növekedési zónájában, amelyek a porcsejten belüli E2 termelésében játszanak szerepet. Chagin és mtsai (2006) humán porcsejttenyészet E2 termelését mérték meg RIA segítségével, azt tapasztalták, hogy a sejtek szignifikáns mennyiségben termeltek E2-t. Aromatáz inhibitor és OE receptor antagonista kezelés gátolta a porcsejtek proliferációját és fokozta azok apoptózisát. Úgy tűnik, hogy a lokálisan termelődő OE proliferatív és apoptotikus hatású szemben a szisztémásan ható OE-nel. Kísérleteinkben a DES kezelések a testsúly értékeket szintén csökkentették mind hím, mind nőstény állatokban. A testsúly csökkenésben nőstényeknél valószínűleg a relatíve alacsony GH és mindkét nemben magas PRL szint is szerepet játszhat. GH receptor található a májban (Husman és mtsai, 1985; Gomez és mtsai, 1998), zsírszövetben (Chipkins és mtsai, 1989; Tiong és Herington, 1991), pancreasban, (Billestrup és Martin, 1985; Nielsen és mtsai, 1990). A GH-hoz hasonlóan a PRL receptorok májban (Posner és mtsai, 1974; Mustafa és mtsai, 1995; Kloehn és mtsai, 2001), pancreasban (Tesone és mtsai, 1980; Polak és mtsai, 1990) is megtalálhatók. A GH fokozza a protein szintézist, a szénhidrát és zsír metabolizmust (Redmond, 1981; Chipkin és mtsai, 1989). A PRL szerepe a testsúly szabályozásában nem egyértelmű, a szerzők egy része növekedést, míg más része csökkenést írt le (Ben Jonathan és mtsai, 2006). OE és P lehetséges hatásmechanizmusa Felmerül a kérdés, a kezelés során hogyan fejti ki hatását az OE ill. hogyan képes a P az OE okozta változásokat befolyásolni? Mind az OE, mind a P hatásukat a már korábban említett specifikus receptorokon keresztül fejtik ki. Az agyban és a hypophysis mellső lebenyében is írtak le OE és P receptorokat, így a szexuális szteroidok hatásukat a hypothalamuson keresztül vagy közvetlenül hypophysis szintjén fejtik ki. Gonzales és mtsai (2008) ERα típusú receptort írtak le legnagyobb számban a
81
lactotrop sejteken. A mellső lebeny egyéb trop hormon termelő sejtjei is hordoznak ERα-t, a lactotropok után a somatotrop sejtek, a thyreotrop sejtek, legkisebb számban, pedig a gonadotrop sejtek hordozzák ezt a receptor típust. Az ERβ kisebb számban fordul elő a mellső lebenyben, amelyet a somatotropokon, lactotropokon és gonadotropokon írtak le. PR-A ir-t a gonadotrop sejtek magjában írtak le (GarridoGracia és mtsai, 2007). A hypothalamusban Merchenthaler és mtsai (2004) nagyon alaposan feltérképezték az OE mindkét receptor típusának (ERα és β) eloszlását. Legnagyobb számban az ARC, az elülső APV expresszál ERα-t, míg ERβ a NPV-ben és APO-ban található. Ezekben a magokban az ERβ ir kolokalizál a GnRH ir-rel (Hrabovszky és msai, 2001). PR tartalmú neuronokat az ARC ventrolaterális és mediális részében írtak le (Leranth és mtsai, 1992). További tanulmányok találhatók az OE-nek arról a hatásáról, ahogyan az a hypophysis mellső lebeny sejtjeinek proliferációját váltja ki (Chaturvedi és mtsai, 2004). Az OE ERα-n keresztül indukálja a lactotropok TGF-β3 termelését, amely fokozza az FSS sejtek bFGF termelését, amelynek következtében a lactotropok proliferációja jön létre. A kombinált kezelések során alkalmazott P hatásmechanizmusa még nem teljesen tisztázott. Calderon és mtsai (1987) ovariectomizált ivaréretlen OE-vel kezelt nőstény patkányokban vizsgálták a P hatását hypothalamusban és hypophysis mellső lebenyében. OE hatására az ERs sejtmagon belüli akkumulációja fokozódott, és a PRs megjelenése tizenkét óra múlva érte el a csúcsát, majd számuk folyamatosan csökkent, végül elérte a kontroll szintet. Abban az esetben, ha P-vel kezelték az állatokat a PR csúcs idején, az OE okozta ERs magon belüli akkumulációja csökkent. Ezeket a változásokat csak a mellső lebenyben lehetett detektálni. Ennek a kutató csoportnak a kövekeztetései szerint a P befolyásolja a mellső lebeny OE iránti érzékenységét. Úgy tűnik, hogy egy cross-talk figyelhető meg az ER és PR között. Az irodalmi adatok alapján a P védő hatását a következő módon magyarázhatjuk: 1. PR-A típusú receptort írtak le gonadotrop sejteken. A P ezeken a sejteken keresztül parakrin módon befolyásolhatja az OE lactotrop sejtekhez való kötődését, és megakadályozhatja a TGF-β3 termelését, ezáltal a proliferációjukat. 2. A lactotrop sejteken található ER-nek van egy P reszponzív eleme, amelyen keresztül a P közvetlenül képes ezekhez a sejtekhez kötődni, és megakadályozni a TGF-β3 termelését. Humán adenoma sejtkultúrában a E2-nek stimuláló, míg a P-nek gátló
82
hatása volt a sejtnövekedésre (Caronti és mtsai, 1993). Ez a hatás független volt a sejtek hormon tartalmától. A P csökkentette a DES okozta hypophysis daganat nagyságát, a sejtmagban lévő ERs számát, a cytosolban lévő PRs mennyiségét, valamint a PRL szintet patkányokban (Piroli és mtsai, 1996). A P hypothalamuson kifejtett hatására nem áll rendelkezésre elegendő adat. Mivel a hypothalamus különböző magjaiban PRs-t írtak le, így feltételezhető, hogy a P nem csak a hypophysis, de a hypothalamus szintjében is képes hatni.
83
Szteroid kezelések hatásának dinamikája A szteroid kezeléseink hatásának dinamikáját a különböző paraméterek változására az alábbi táblázatok szemléltetik.
ÖSSZEFOGLALÓ TÁBLÁZAT I. KEZELÉSEK HATÁSA NŐSTÉNY ÁLLATOKBAN
2 hó DES
2 hó DES+P
2 hó P
5 hó DES
5 hó DES+P
5 hó P
Vak
DES elt. 1 hó
DES elt. 2 hó
−
testhossz
↓↓
↓↓
−
↓↓
−
−
−
↓
testsúly
↓↓
↓↓
−
↓↓
↓
−
−
↓
hypophysis mellső lebeny súlyok
↑↑
↑
−
↑↑
−
−
−
−
−
ovarium súlyok
↓↓
↓↓
−
↓↓
−
↓
−
−
−
LH bazális plazma szintek
−
−
−
−
−
−
−
−
−
FSH bazális plazma szintek
−
−
−
−
−
−
−
−
−
PRL bazális plazma szintek
↑↑
−
↑↑
−
−
−
−
−
GH bazális plazma szintek
↓
−
−
−
−
−
−
−
↑
↓
↑↑: az értékek nagyfokú emelkedését jelzi; ↑: az értékek kis fokú emelkedését jelzi; ↓↓: az értékek nagyfokú csökkenését jelzi; ↓: az értékek kisfokú csökkenését jelzi; −: az értékek nem mutattak változást. Minden változást a saját kontroll értékhez viszonyítottunk. DES: dietilstilbösztrol; P: progeszteron 2 hó DES: 2 hónapos DES kezelés; 2 hó DES+P: 2 hónapos kombinált kezelés; 2 hó P: 2 hónapos P kezelés 5 hó DES: 5 hónapos DES kezelés; 5 hó DES+P: 5 hónapos kombinált kezelés; 5 hó P: 5 hónapos P kezelés Vak: üres kapszula beültetése DES elt. 1 hó: DES kapszula eltávolítása után 1 hónapos túlélés; DES elt. 2 hó: DES kapszula eltávolítása után 2 hónapos túlélés
84
ÖSSZEFOGLALÓ TÁBLÁZAT II. KEZELÉSEK HATÁSA HÍM ÁLLATOKBAN
2 hó DES
2 hó DES+P
2 hó P
5 hó DES
5 hó DES+P
5 hó P
Vak
DES elt. 1 hó
DES elt. 2 hó
testhossz
↓↓
↓↓
–
↓↓
↓↓
–
–
↓↓
↓↓
testsúly
↓↓
↓↓
–
↓↓
↓
↓
–
↓↓
↓↓
hypophysis mellső lebeny súlyok
↑↑
↑↑
–
↑↑
–
–
–
–
–
testis súlyok
↓↓
↓↓
–
↓↓
↓
–
–
↓
↓
vesicula seminalis súlyok
↓↓
↓↓
–
↓↓
–
–
–
↓
–
LH bazális plazma szintek
↓
↓
–
–
↓
–
–
↓
–
FSH bazális plazma szintek
↓↓
↓
–
–
–
–
–
↓
↓
PRL bazális plazma szintek
↑↑
↑↑
–
↑↑
–
–
–
↑
–
GH bazális plazma szintek
–
↑
–
–
–
–
–
–
–
↑↑: az értékek nagyfokú emelkedését jelzi; ↑: az értékek kisfokú emelkedését jelzi; ↓↓: az értékek nagyfokú csökkenését jelzi; ↓: az értékek kisfokúcsökkenését jelzi; −: az értékek nem mutattak változást. Minden értéket a saját kontrolljához viszonyítottunk. DES: dietilstilbösztrol; P: progeszteron 2 hó DES: 2 hónapos DES kezelés; 2 hó DES+P: 2 hónapos kombinált kezelés; 2 hó P: 2 hónapos P kezelés 5 hó DES: 5 hónapos DES kezelés; 5 hó DES+P: 5 hónapos kombinált kezelés; 5 hó P: 5 hónapos P kezelés Vak: üres kapszula beültetése DES elt. 1 hó: DES kapszula eltávolítása után egy hónapos túlélés; DES elt. 2 hó: DES kapszula eltávolítása után két hónapos túlélés
85
A DOLGOZATBA FOGLALT KÍSÉRLETEK ÚJ EREDMÉNYEI
1.
A PRL szintek változása két és öt hónapos DES kezelés hatására a két nemben azonos
volt, a bazális plazma PRL szintekben nagymértékű emelkedést figyeltünk meg, és a hypophysis mellső lebenyében mindkét nemben prolaktinomák képződtek, ami együtt járt a h mellső lebeny nagyfokú súlynövekedésével. A P két hónap után enyhítette, öt hónapos kezelés esetén kivédte a DES hatását. Két hónappal a DES kapszula eltávolítása után az értékek normalizálódtak, azaz a DES kezelés nem okozott irreverzibilis károsodást ebben a vonatkozásban.
2.
A bazális LH és FSH szintek változása a kezelések hatására szexuális
dimorfizmust mutatott. Csak hím állatokban következett be LH és FSH szekréció csökkenés. Két hónappal a DES kapszula eltávolítása után sem az FSH szintek, sem a testisek súlya nem tért vissza a kontroll szintre. Valószínű, hogy kísérleteinkben a folyamatos OE hatás miatt nem fejlődött ki a vér-here gát, ami irreverzibilis here károsodáshoz vezetett, ugyanakkor az LH szekréció és a vesicula seminalisok súlya normalizálódott. Nőstényeknél a bazalis LH és FSH szinteket a kezelések nem befolyásolták, míg az ovariumok súlya DES hatásra jelentősen csökkent. A DES kapszula eltávolítása után az alacsony ovarium súlyok normalizálódtak, mivel az ovuláció visszatértével megjelentek a sárgatestek. 3.
Enyhe szexuális különbséget figyeltünk meg a plazma GH szintekben. A két hónapos
DES kezelt nőstényeknél a GH szint szignifikánsan alacsonyabb volt a kontroll állatokénál, hímeknél ugyanakkor a DES+P kezelés enyhén emelte a GH szintet. A testhossz és testsúly DES kezelésre mindkét nemben csökkent. Az öt hónapos kombinált kezelés során a P részben tudta csak enyhíteni hímekben a testsúly csökkenését, míg nőstényekben a testhosszban bekövetkező csökkenést kivédte és a testsúly csökkenést enyhítette. Hímekben a testsúly alacsony maradt a DES kapszula eltávolítása után, míg nőstényeknél az értékek közeledtek a kontroll szinthez. 4.
A kezelések egyformán befolyásolták a hypophysis mellső lebeny VIP sejtjeinek számát
mindkét nemben. A VIP immunreaktív sejtek számának nagyfokú növekedését a hypophysis mellső lebenyében a P jelentős mértékben kivédte mind két, mind öt hónapos kezelés esetén. A DES előidézte növekedés reversibilis, mert a DES kapszula kimozdítása után a VIP immunreaktív sejtek száma jelentősen lecsökkent a mellső lebenyében. 5.
A különböző kezelések nem idézték elő a PACAP immunreaktív sejtek megjelenését,
egyik nemben sem a hypophysis mellső lebenyében
86
6.
Öt hónapos DES kezelés hatására az FSS sejtek több sejtrétegből álló barriert képeztek
a prolaktinomák körül, ami arra utal, hogy ezek a sejtek DES hatására szaporodnak, és ezek felelősek a prolaktinoma appozicionális növekedéséért.
87
ÖSSZEFOGLALÁS A klinikumban az ösztrogént (OE), a progeszteront (P), vagy ezek kombinációját nemcsak fogamzásgátlásra alkalmazzák, hanem menopauzában, cikluszavarok vagy a méh és petefészek teljes eltávolítása után fellépő hormonhiányos állapot okozta tünetek enyhítésére is. Férfiakban a kialakult prosztata rák kezelésére adjuvánsként használnak OE preparátumot. A fent említett esetekben ezeket a készítményeket akár évekig is alkalmazzák. Kísérleteinkben a klinikumban használatos krónikus kezeléseket próbáltuk utánozni. Huszonöt napos Sprague-Dawley hím és nőstény patkányok nyak bőre alá. diethylstilbestrol (DES), progeszteron (P) vagy azok kombinációját tartalmazó szilasztik kapszulát ültettünk be. Két és öt hónapos túlélés után a következő paramétereket vizsgáltuk: 1. DES kezelés hogyan befolyásolja a hüvelymembrán megnyílását, hüvely citológiát, az adenohypophysis, a gonadok és a vesicula seminalis súlyát, LH, FSH, PRL, GH, VIP, PACAP immunreaktív és folliculostellate (S-100 immunreaktív) sejtek eloszlását a hypophysis mellső lebenyben, valamint a bazális plazma hormon szinteket. 2. Arra kerestünk választ, vajon a kombinált DES és P kezelés során a P képes-e befolyásolni a DES okozta változásokat a hüvelymembrán megnyílásban, a hüvely citológiában és a fent említett szervsúlyokban, az adenohypophysis hormon termelő sejtjeinek, a VIP, PACAP és S-100 immunreaktív sejtek eloszlásában, és a bazalis plazma hormonszintekben. 3. Végül vizsgáltuk, hogy a DES kapszula eltávolítása után vajon ezek a paraméterek képesek-e visszatérni a kontroll szintre. A következő eredményeket kaptuk: 1. A hormon kezelések szignifikánsan előrehozták a hüvelymembrán megnyílás időpontját. DES kezelés perzisztáló ösztruszt eredményezett, DES+P és P kezelés szabálytalanná tette a ciklust, a kenetben metaösztrusz dominált. 2. A DES csökkentette az állatok testsúlyát és testhosszát mindkét nemben. Öt hónapos P kezelés enyhítette a DES hatást nőstényekben a testhosszra és a testsúlyra, míg hímekben csak a testsúlyra. 3. DES kezelés növelte a hypophysis mellső lebeny és csökkentette a gonadok és a vesicula seminalis súlyát. P enyhítette a DES hatását a fent említett szervsúlyokra. Két hónappal a DES kapszula eltávolítása után a hypophysis mellső lebeny, az ovarium és vesicula seminalis súlyok visszatértek a kontroll szintre, a testis súly közelítette, de nem érte el a kontroll szintet. 4. A PRL kivételével a trop hormonok változásában sexualis dimorfizmust figyeltünk meg kezelések hatására. A PRL szintek változása DES kezelések hatására a két nemben azonos volt, a bazális plazma PRL szintekben nagymértékű emelkedést figyeltünk meg, és prolaktinomák képződtek, ami együtt járt a hypophysis mellső lebeny nagyfokú súlynövekedésével. A P két hónap után enyhítette, öt hónapos kezelés esetén kivédte a DES hatását. A DES kezelés ebben a vonatkozásban nem okozott irreverzibilis károsodást, a DES kapszula kimozdítása után a PRL
88
szintek és a hypophysis mellső lebeny súlyok visszatértek a kontroll szintre. A bazális LH és FSH szintek változása szexuális dimorfizmust mutatott. Csak hím állatokban következett be DES és DES+P kezelések esetén LH és FSH szint csökkenés. Két hónappal a DES kapszula eltávolítása után sem az FSH szintek, sem a testisek súlya nem tért vissza a kontroll szintre, ugyanakkor az LH szekréció és a vesicula seminalisok súlya normalizálódott. Nőstényeknél a DES hatására kialakult alacsony ovárium súlyok DES kapszula eltávolítása után normalizálódtak, mivel az ovuláció visszatértével megjelentek a sárgatestek. Enyhe szexuális különbséget figyeltünk meg a GH szintekben. A két hónapos DES kezelt nőstényeknél csökkentette a GH szinte, de hímeknél nem befolyásolta azt, bár a testhossz és testsúly DES kezelésre mindkét nemben csökkent. Az öt hónapos kombinált kezelés során a P részben tudta csak enyhíteni mindkét nemben a testsúly vesztést, nőstényekben a testhosszban bekövetkező csökkenést kivédte. Hímekben a testsúly alacsony maradt a DES kapszula eltávolítása után, míg nőstényeknél az értékek megközelítették a kontroll szintet. 5. Az immunhisztokémiai kép összhangban volt a plazma hormon értékekkel. DES kezelés hatására az LH és FSH sejtek száma jelentősen csökkent, míg a PRL sejtek száma nőtt, prolaktinomák képződtek. GH sejtek egyenletes eloszlást mutattak, de a prolaktinomából hiányoztak. P kivédte a változásokat. A DES kapszula kimozdítása után két hónappal a szövettani kép a kontrollhoz hasonló volt. 6. A VIP sejtek száma DES kezelés hatására mindkét nemben jelentősen nőtt, öt hónapos túlélés esetén VIP-omák alakultak ki. A VIP sejtek számbeli növekedését a P jelentős mértékben kivédte. 7. A különböző kezelések nem idézték elő a PACAP sejtek megjelenését hypohysis mellső lebenyében egyik nemben sem. 8. Az S-100 immunreaktív folliculostellate sejtek a prolaktinomát körülölelték, de a prolaktinomában csak elvétve fordultak elő. Saját nem közölt és irodalmi adatok alapján valószínűsíthető, hogy a DES és a P hatásukat a hormonális változásokra közvetlenül a hypophysisben lévő specifikus receptorokon keresztül fejtik ki.
89
SUMMARY
In the clinical practice estrogen (E), progesterone (P) or their combination are used not only for contraception, but to relief the symptomes caused by menopause, disturbed ovarian cyclicity, surgical removal of ovaries and uterus. The mentioned conditions result in hormone deficiency. In men E is frequently chosen as adjuvant to treat prostate cancer. In the abovementioned diseases these preparations may be administered for years. In our experiments we tried to imitate the chronic treatments likewise in clinical practices. Twenty-five-day old Sprague-Dawley female and male rats were used for our experiments. Silastic capsule containing diethylstilboestrol (DES), progesterone (P) or their combination were implanted under the skin of the neck. After two or five month survival the following parameters were investigated. 1. The effect of a long-term DES treatment on the opening of the vaginal membrane, the vaginal smears, the weight of anterior pituitary, gonads and seminal vesicles, the distribution of LH, FSH, PRL, GH, VIP, PACAP and S-100 immunoreactive folliculostellate cells in the anterior pituitary, and the basal plasma hormon levels. 2. It was also investigated whether the P is able to influence the changes caused by DES in the opening of the vaginal membrane, vaginal smears, the weight of the above-mentioned organs, in the distribution of the hormon producing and VIP, PACAP and S-100 immunoreactive cells, and in the basal plasma hormone levels. 3. Finally we studied that, after removing of DES capsule, these parameters are able to return to the control levels. We have received the following results. 1. Upon steroid treatments the opening of the vaginal membrane was significantly advanced. DES resulted in persistent estrus. DES+P and P did not interrupt the cyclicity but it was irregular and metestrus predominated. 2. DES treatment diminished the body weight, body length in both sexes. In five months P attenuated the effect of DES on the body length and body weight of females and the body weight of males. 3. DES enhanced the weight of the anterior pituitaries and diminished the weight of gonads and seminal vesicals. P blunted the effect of DES on the weight of the above-mentioned organs. Two months after the removal of DES capsule the weight of anterior pituitaries, ovaries and seminal vesicals returned to the control level; however, the weight of testes gradually neared to, but not reached the control level. 4. Except of PRL there was a sexual dimorfism in the changes of tropic hormone levels upon the treatments. The effect of DES treatments on PRL levels was the same in both genders, the basal PRL levels extremly enhanced and prolactinomas developed, it was accompanied by the enhancement in the weight of anterior pituitaries. P in the case of twomonth treatment attenuated, and in the case of five-month treatment prevented the effect of DES. The changes was reversible. After the removal of DES capsule the PRL levels and the
90
weight of anterior pituitaries returned to control level. The changes in the basal LH and FSH levels showed sexual dimorfism. Basal LH and FSH levels declined only in male rats upon DES and DES+P treatment. After the removal of DES capsule the FSH levels and the weight of testes remained low; however, the LH levels and the weight of seminal vesicles normalized by the end of the second month. The reduced weight of ovaries caused by DES treatment also normalized because after the removal of DES the ovulation returned and the corpora lutea appeared. There was a mild sexual dimorfism in the GH levels. In the case of two-month treatment DES depressed the GH level in females but did not influenced it in males; however, the body length and body weight were lower in both male and females than in their control groups. In the case of five-month DES+P treatment P could partially attenuate the loss of body weight of of both sexes and prevented the decrease in body length of females. In the case of the removal of DES the body weight remained lower in males than in the control group, in females it came nearer the control level. 5. We have found correlation between the immunohistochemistry and the basal plasma hormone levels. DES extremly depressed the number of LH and FSH cells, although the number of PRL cells enhanced, in the case of five-month survival prolactinomas developed. GH cells were evenly distributed but they were not present in the prolactinomas. P prevented the above-mentioned changes. Two months after the removal of DES capsule the immunohistochemical appearance of LH, FSH, PRL and GH cells were similar to that of the control animals. 6. The number of VIP immunoreactive cells enhanced upon DES treatment in both sexes. In the case of five-month survival VIP-omas developed. P prevented the effect of DES. 7. In both sexes the different treatments did not cause the occurrance of PACAP immunoreactive cells in the anterior pituitary. 8. The S-100 immunoreactive folliculostellate cells embraced the prolactinomas, but inside them they rarely appeared. It was concluded that there was a sexual dimorfism in the effect of steroid treatments on the basal plasma LH and FSH levels, the body length and body weight, and the weight of gonads and seminal vesicles; however, the steroid treatments similarly influenced the PRL levels, the weight of pituitaries, the number and distribution of VIP and folliculostellate cells in both sexes. On the bases of our unpublished data and those available in the literature we suppose that DES and P affects the pituitary hormone secretion through specific receptors present in the anterior pituitary itself.
91
IRODALOMJEGYZÉK 1. Adams NR. Altered response of cervical and vaginal epithelia to oestradiol benzoate in ewes after prolonged exposure to oestrogenic pasture. J. Reprod. Fert, 1979, 56:611-613 2. Adashi EY and Resnick CE. Prolactin as an inhibitor of garnulosa cell luteinization: implication for hyperprolactinemia-associated luteal phase dysfunction. Fertil Steril, 1987, 48:131-9 3. Advis JP, Richards JS, Ojeda SR. Hyperprolcatinemia-induced precocious puberty: studies on the mechanism(s) by which prolactin enhances ovarian progesterone
responsiveness
to
gonadotropins
in
prepubertal
rats.
Endocrinology, 1981, 108:1333-42 4. Albertson AJ, Navratil A, Mignot M, Dufourny L, Cherrington B, Skinner DC. Immunorective GnRH type I receptors in the mouse and sheep brain. J Chem Neuroanat, 2008, 35:326-33 5. Amador AG, Esquifino AI, Bartke A, Chandrashekar V, Fernandez-Ruiz JJ, Steger RW, Hodges SL. Effects of diethylstilboestrol on testicular function and luteinizing hormone receptors. Rev Esp Fisiol, 1989, 45:245-53 6. Amateau SK, Alt JJ, Stamps CL, McCarthy MM. Brain estradiol content in newborn rats: sex differences, regional heterogenity, and possible de novo synthesis by the female telencephalon. Endocrinology, 2004, 145:2906-17 7. Amit T, Barkey RJ, Guy J, Youdim MB. Specific binding sites for prolactin and growth hormone in the adult rabbit lung. Mol Cell Endorinol, 1987, 49:17-24 8. Andrews ZB and Grattan DR. Opioid receptor subtypes involved in the regulation
of
prolactin
secretion
during
pregnancy and
lactation.
J
Neuroendocrinol, 2003, 15:227-236 9. Arbogast LA and Voogt JL. Pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide (PACAP) increases prolactin release and tuberoinfundibular dopaminergic neuronal activity. Brain Res, 1994, 29:17-24 10. Arbogast LA and Voogt JL. Progesterone induces dephosphorylation and inactivation of tyrosine hydroxylase in rat hypothalamic dopaminergic neurons. Neuroendocrinology, 2002, 75:273-281
92
11. Arnaout MA, Garthwaite TL, Martinson DR, Hagen TC. Vasoactive intestinal polypeptide is synthesized in anterior pituitary tissue. Endocrinology, 1986, 119:2052-7 12. Arimura A, Somogyvári-VÍgh A, Miyata A, Mizuno K, Coy DHC, Kitada C. Tissue distribution of PACAP as determined by RIA: Highly abundant in the rat brain and testes. Endocrinology, 1991, 129:2778-2789 13. Asakawa K, Hedo JA, McElduff A, Rouiller DG, Waters MJ, Gorden P. The human growth hormone receptor of cultured human lymphocytes. Structural characteristics and glycosylation properties. Biochem J, 1986, 238:379-86 14. Aub DL, Frey EA, Sekura RD, Cote TE. Coupling of the thyrotropin-releasing hormone receptor to phospholipase C by a GTP-binding protein distinct from the inhibitory or stimulatory GTP-binding protein. J Biol Chem, 1986, 261:933340Badr M and Pelletier G. Characterization and autoradiographic localization of LHRH receptors in the rat brain. Synapse, 1987, 1:567-71 15. Badr M and Pelletier G. High resolution autoradiographic localization of LHRH receptors in the rat anterior pituitary using fixed sections. Mol Cell Endocrinol, 1988, 58:257-61 16. Banik UK, Revesz C, Herr F. Orally active oestrogens and progestins in prevention of pregnancy in rats. J Reprod Fertil, 1969,18:509-15 17. Barbarino A, Corsello SM, Della Casa S, Tofani A, Sciuto R, Rota CA, Bollanti L, Barini A: Corticotropin-releasing hormone inhibition of growth hormonereleasing hormone-induced growth hormone release in man. J Clin EndocrinolMetab, 1990, 71:1368-74 18. Barbarino A, Corsello SM, Tofani A, Sciuto R, Della Casa S, Rota CA, Colasanti S, Barini A. Corticitropin-releasing hormone inhibition of paradoxical growth hormone response to thyrotropin-releasing hormone in insulin-dependent diabetics. Metabolism, 1992, 41:949-53 19. Barkey RJ, Shani J, Amit T, Barzilai D. Specific binding of prolactin to seminal vesicle, prostate and testicular homogenates of immature, mature and aged rats. J Endocrinol, 1977, 74:163-73 20. Ben Jonathan N and Hnasko R. Dopamine as a prolactin (PRL) inhibitor. Endocr Rev, 2001, 22:724-763
93
21. Ben Jonathan N, Arbogast LA, Hyde JF. Neuroendocrine regulation of prolactin release. Progress in Neurobiology, 1989, 33:399-447 22. Ben Jonathan N, Hugo ER, Brandenbourg TD, LaPensee CR. Focus on prolactin as a metabolic hormone. Trends Endocrinol Metab, 2006, 17:110-6 23. Ben Jonathan N, Lapensee CR, Lapensee EW. What can we learn from rodents about prolactin in humans? Endocrine Rewiews, 2008, 29:1-41 24. Ben Jonathan N. Dopamine: a prolactin-inhibiting hormone. Endocr Rev, 1985, 6:564-589 25. Benito P, Avila L, Corpas MS, Jimenez JA, Cacicedo L, Sanchez Franco F. Sex differences in growth hormone response to growth hormone-releasing hormone. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism, 1991, 14:265-268 26. Bennete GW, and Whitehead SA. Mammalian Neuroendocrinology. New York: Oxford University Press, 1983 27. Bennett PA, Levy A, Carmignac DF, Robinson IC, Lightman SL. Differential regulation of the growth hormone receptor gene: effects of dexamethasone and estradiol. Endocrinology, 1996, 137:3891-6 28. Bertherat J, Bluet-Pajot MT, Epelbaum J. Neuroendocrine regulation of growth hormone. Eur J Endocrinol, 1995, 132:12-24 29. Besson J, Sarrieau A, Vial M, Marie JC, Rosselin G, Rostene W. Characterization and autoradiographic distribution of vasoactive intestinal peptide binding sites in cenrtal nervous system. Brain Res, 1986, 398:329-36 30. Bigler MO. Adolescent sexual behavior in the eighties. SIECUS Rep 1989; 8:69. 31. Billestrup N and Martin JM. Growth hormone binding to specific receptors stimulates growth and function of cloned insulin-producing rat insulinoma RIN5AH cells. Endocrinology, 1985, 116:1175-81 32. Binart V, Ormandy CJ, Kelly PA. Mammary gland development and the prolactin receptor. Adv Exp Med Biol, 2000, 480:85-92 33. Bluet-Pajtot MT, Epelbaum J, Gourdji D, Hammond C, Kordon C. Hypothalamic and hypophyseal regulation of growth hormone secretion. Cell Mol Neurobiol, 1998, 18:101-23
94
34. Blume A, Torner L, Liu Y, Subburaju S, Aguilera G, Neumann ID. Prolactin activates mitogen-activated protein kinase signaling and corticotropin releasing hormone transcription in rat hypothalamic neurons. Endocrinology, 2009, 150:1841-9 35. Bourguignon JP, Gérard A, Alvarez Gonzalez ML, Franchimont P. Control of pulsatile secretion of gonadotrophin releasing hormone from hypothalamic explants. Hum Reprod, 1993, 2:18-22 36. Breier BH, Vickers MH, Gravane CG, Casey PJ. Therapy with growth hormone: major prospects for the treatment of male subfertlity? Endocrine Journal, 1998, 45:53-60 37. Bridges RS, Robertson MC, Shiu RP, Sturgis JD, Henriquez BM, Mann PE. Central lactogenic regulation of maternal behavior in rats: steroid dependence, hormone spcificity, and behavioral potencies of rat prolactin and rat placental lactogen I. Endocrinology, 1997, 138:756-63 38. Bruhn TO, Sutton SW, Plotsky PM, Vale WW. Central administration of corticotropin-releasing factor modulates oxytocin secretion in the rat. Endocrinology, 1986, 119:1558-1563 39. Burger H. Hormone replacement therapy in the post-Women’Health Initiative era. Report a meeting held in Funchal, Madeira, 2003, Climacteric, 1:11-36 40. Bussieres L, Laborde K, Dechaux M, Sachs C. Effects of prolactin on Na-KATPase activity along the rat nephron. Pflugers Arch, 1987, 409:182-7 41. Butelman ER and Kreek MJ. Қ-Opioid receptor agonist-induced prolactin release in primates is blocked by dopamine D(2)-like receptor agonists. Eur J Pharmacol, 2001, 423:243-249 42. Byrne JM, Jones PM, Hill SF, Bennet WM, Ghatei MA, Bloom SR. Expression of messenger ribonucleic acids encoding neuropeptide-Y, substance-P and vasoactive intestinal polypeptide in human pituitary. J Clin Endocrinol Metab, 1992, 75:983-7 43. Calderon JJ, Muldoon TG, Mahesh VB. Receptor-mediated interrelationships between progesterone and estradiol action on the anterior pituitary-hypothalamic axis of the ovariectomized immature rat. Endocrinology, 1987, 120:2428-35
95
44. Carlsson B, Bergh C, Bentham J, Olsson JH, Norman MR, Billig H, Roos P, Hillensjo T. Expression of functional growth hormone receptors in human granulosa cells. Human Reprodution, 1992, 7:1205-1209 45. Caronti B, Palladini G, Bevilacqua MG, Petrangeli E, Fraioli B, Cantore G, Tamburrano CM, Carapella CM, Jaffrain-Rea ML. Effectofs 17 beta-estradiol, progesterone and tamoxifen on in vitro proliferation of human pituitary adenomas: correlation with specific cellular receptors. Tumour Biol, 1993, 14:59-68 46. Carretero J, Angoso M, Rubio M, Blanco EJ, Sierra E, Herrero JJ, Perez E, Burks DJ. Anat Embryol, 2006, 211:11-18 47. Casas JH and Chang MC. Effects of subcutaneous implantation or intrauterine insertion of silastic tube containing steroids on the fertility of rats. Biol Reprod, 1970, 2: 315-325 48. Casper RF and Erickson GF. In vitro heteroregulation of LH receptors by prolactin and FSH in rat granulosa cells. Mol Cell Endocrinol, 1981, 23:161-71 49. Caufriez A. Menstrual disorders in adolescence: pathophysiology and treatment. Horm Res 1991, 36:156-9. 50. Chagin AS, Chrysis D, Takigawa M, Ritzen EM, Sävendhal L. Locally produced estrogen promotes fetal rat metatarsal bone growth; an effect mediated through increased chondrocyte proliferation and decreased apoptosis. J Endocrinol, 2006, 188:193-203 51. Chang MC, Casas JH, Hunt DM. Prevention of pregnancy in the rabbit by subcutaneous implantation of silastic tube containing oestrogen. Nature, 1970, 226:1262-3. 52. Chaturvedi K, Sarkar DK. Involvment of protein kinase C-dependent mitogenactivated protein kinase p44/42 signaling pathway for cross-talk between estradiol and transforming growth factor-beta3 in increasing basic fibroblast growth factor in folliculostellate cells. Endocrinology, 2004,145:706-15 53. Chen R, Lewis KA, Perrin MH, Vale WW. Expression cloning of a human corticotropin-releasing-factor receptor. Proc Natl Acad Sci USA, 1993, 90:896771
96
54. Chen WP, Witkin JW, Silverman AJ. beta-Endorphin and gonadotropinreleasing
hormone
synaptic
input
to
gonadotropin-releasing
hormone
neurosecretory cells in the male rat. J Copm Neurol, 1989, 286:85-95 55. Chew LJ, Seah V, Murphy D, Carter D. Anterior pituitary vasoactive intestinal peptide mRNA is colocalized with prolactin mRNA in hyperoestrogenized rats. J Mol Endocrinol, 1996,16:211-20 56. Chin E, Zhou J, Bondy CA. Renal growth hormone receptor gene expression: relationship to renal insulin-like growth factor system. Endocrinology, 1992, 131:3061-6 57. Chipkin SR, Szecowka J, Tai LR, Kostyo JL, Goodman HM. Different growth hormone-receptor interactions mediate insulin-like and lipolytic response of rat adipose tissue. Endocrinology, 1989, 125:450-8 58. Cho BN, Suh YH, Yoon YD, Lee CC, Kim K. Progesterone inhibits the estrogen-induced prolactin gene expression in the rat pituitary. Mol Cell Endocrinol, 1993, 93:47-52 59. Chowen JA, Garcia-Segura LM, González-Parra S, Argente J. Sex steroid effects on the development and functioning of the growth hormone axis. Cell Mol Neurobiol, 1996, 16:297-310 60. Clarke DL, Arey BJ, Linzer DI. Prolactin receptor messenger ribonucleic acid expreesion in the ovary during the rat estrus cycle. Endocrinology, 1993, 133:2594-603 61. Coleman DT, Chen X, Sassaroli M, Bancroft C. Pituitary adenylate cyclaseactivating polypeptide regulates prolactin promoter activity via a protein kinase A-mediated pathway that is independent of the transcriptional pathway employed by thyrotropin-releasing hormone, Endocrinology, 1996, 137:12761285 62. Colin IM, Bauer-Dantoin AC, Sundaresan S, Kopp P, Jameson JL. Sexually dimorphic transcriptional responses to gonadotropin-releasing hormone require chronic in vivo exposure to estradiol. Endocrinology, 1996, 137:2300-7 63. Connor EE, Ashwell MS, Dahl GE. Characterization and expression of the bovine growth hormone-releasing hormone (GHRH) receptor. Domest Anim Endocrinol, 2002, 22:189-200
97
64. Cristina C, Diaz-Torga G, Baldi A, Góngora A, Rubinstein M, Low MJ, BecúVillalobos D. Increased pituitary vascular endothelial growth factor-a in dopaminergic D2 receptor knockout female mice.Endocrinology, 2005, 146:2952-2962 65. Dada MO, Campbell GT, Blake CA. The localization of gonadotrophs in normal adult male and female rats. Endocrinology, 1984, 114:397-406 66. Dardenne M, Kelly PA, Bach JF, Savino W. Identification and functional activity of prolactin receptors in thymic epithelial cells. Proc Natl Acad Sci USA, 1991, 88:9700-4 67. Dean CR, Hope DB, Kazic T. Evidence for the storage of oxytocin with neurophysin-I and of vasopressin with neurophysis-II in separate neurosecretory granules. Br J Pharmacol, 1968, 34:192-3 68. Demaria JE, Livingston JD, Freeman ME. Ovarian steroids influence the activity of neuroendocrine dopaminergic neurons. Brain Res, 2000, 879:139-47 69. Demaria JE, Livingstone JD, Freeman ME. Characterization of the dopaminergic input to the pituitary gland throughout the estrous cycle of the rat. Neuroendocrinology, 1998, 67:377-383 70. Denef C, Hautekeete E, Rubin L. A specific population of gonadotrophs purified from immature female rat pituitary. Science, 1976,194:848-51 71. Denef C, Maertens P, Allaerts W, Mignon A, Robberecht W, Swennen L, Carmeliet P. Cell-to-cell communication in peptide target cells of anterior pituitary. Methodes in Enzymology, 1989,168:47-72 72. Denef C. Paracrine signals in the adenohypophysis. Verh K Acad Geneeskd Belg, 1990, 52:353-69 73. Denef C. Paracrinicity: the story of 30 years of cellular pituitary crosstalk. J Neuroendocrinol, 2008, 20:1-70 74. Devesa J, Lois N, Arce V, Diaz MJ, Lima L, Tresguerres JA. The role of sexual steroids in the modulation of growth hormone (GH) secretion in humans. J Steroid Biochem Mol Biol, 1991, 40:165-73 75. Dluzen DE and Ramirez VD. A functional domorphism in the response of the hypothalamic-pituitary axis of prepubertal rats to steroid treatment. Biol Reprod, 1982, 27:456-61
98
76. Dubal DB, Rau SW, Shughrue PJ, Zhu H, Yu J, Cashion AB, Suzuki S, Gerhold LM, Bottner MB, Dubal SB, Merchenthaler J, Kindy MS, Wise PM. Differential modulation of estrogen receptors (ERs) in ischemic brain injury: a role for ERalpha in estradiol-mediated protection against delayed cell
death.
Endocrinology, 2006, 147:3076-84 77. El Etreby MF, Gräf KJ, Günzel P, Neuman F. Evaluation of effects of sexual steroids on the hypothalamic-pituitary system of animals and man. Arch Toxicol Suppl, 1979, 2:11-39 78. Elias KA and Weiner RI. Direct arterial vascularization of estrogen-induced prolactin-secreting anterior pituitary tumors. Proc Natl Acad Sci USA, 1984, 81:4549-4553 79. Ellingboe J, Veldhuis JD, Mendelson JH, Kuehnle JC, Mello NK. Effect of endogenous opioid blockadthe amplitude and frequency of pulsatile luteinizing hormone secretion in normal men. J Clin Endocrinol Metab, 1982, 54:854-7 80. Ewerett JW and Sawyer CH. A 24-hour periodicity in the „LH-release apparatus” of female rats disclosed by barbiturate sedation. Endocrinology, 1950 47:198-218 81. Ewerett JW and Sawyer CH. A neural timing factor in the mechanism by which progesterone advances ovulation in the cyclic rat. Endocrinology, 1949, 45:58195 82. Faglia G. The clinical impact of the thyrotropin-releasing hormone test. Thyroid, 1998, 8:903-908 83. Fazekas I, Bácsy E, Varga I, Slowik F, Bálint K, Pásztor E, Czirják S, Gláz E. Effect of vasoactive intestinal polypeptide (VIP) on growth hormone (GH) and prolactin (PRL) release and cell morphology in human pituitary adenoma cell cultures. Folia Histochem Cytobiol, 2000, 38:119-127 84. Fekete Cs, Strutton PH, Cagampang FR, Hrabovszky E, Kalló I, Shughrue PJ, Dobó E, Mihály E, Baranyi L, Okada H, Panula P, Merchenthaler I, Coen CW, Liposits Zs. Estrogen receptor immunoreactivity is present in the majority of central histaminergic neurons: evidence for a new neuroendocrine pathway associated with luteinizing hormone-releasing hormone-synthesizing neurons in rats and humans. Endocrinology, 1999, 140:4335-41
99
85. Ferrara N, Clapp C, Weiner R. The 16K fragment of prolactin specifically inhibits basal or fibroblast growth factor stimulated growth of capillary endothelial cells. Endocrinology, 1991, 129:896-900 86. Ferrara N, Leung DW, Cachianes G, Winer J, Henzel WJ. Purification and cloning of vascular
endothelial growth factor secreted by pituitary
folliculostellate cells. Methods Enzymol, 1991,198:391-405 87. Fink G. Gonadotropin secretion and its control. In Knobil E & neill J, Editors. The Physiology of Reproduction. New York: Raven Press; 1988, pp 1349-77 88. Freeman ME, Kanyicska B, Lérant A, Nagy G. Prolactin: structure, fundtion, and regulation of secretion. Physiol Rev, 2000, 80:1523-1631 89. Fujikawa T, Tamura K, Kawase T, Mori Y, Sakai RR, Sakuma K, Yamaguch A, Ogata M, Soya H, Nakashima K. Prolactin receptor knockdown in the rat paraventricular nucleus by a morpholino-antisense oligonucleotide causes hypocalcemia and sterss gastric erosion. Endocrinology, 2005, 146:3471-80 90. Gainer H, Sarne Y, Brownstein MJ. Biosynthesis and axonal transport of rat neurohypopysial proteins and peptides. The Journal of Cell Biology, 1977, 73:366-381 Gaitan E, Cobo E, Mizrachi M. Evidence for the differential secretion of oxytocin and vasopressin in man. Journal of Clinical Investigation, 1964, 43:2310-22 91. Garcia
MM,
Kapcala
LP.
Growth
of
a
microprolactinoma
to
a
macroprolactinoma during estrogen therapy. J Endocrinol Invest, 1995, 18:45055 92. Gambacciani M, Yen SS, Rasmussen DD. GnRH release from the mediobasal hypothalamus:
in
vitro
inhibition
by
corticotropin-releasing
factor.
Neuroendocrinology, 1986, 43:533-6 93. Garrido-Gracia JC, Gordon A, Bellido C, Aguilar R, Barranco I, Millán Y, de Las Mulas JM, Sánchez-Criado JE. The integrated action of oestrogen receptor isoforms and sites with progesterone receptor in the gonadotrope modulates LH secretion: evidence from tamoxifen –treated ovariectomized rats. J Endocrinol, 2007,193:107-19 94. Garris PA and Ben Jonathan N. Estradiol rapidly stimulates dopamine release from the posterior pituitary in vivo. 1991, Neuroendocrinology, 53:601-607
100
95. Gaytán F, Bellido C, Morales C, Sánchez-Criado JE. Luteolytic effect of prolactin is dependent on the degree of differentiation of luteal cells in the rat. Biol Reprod, 2001, 65:433-41 96. Genazzani AR, Petraglia F, Silferi M, Lattesa AM, Coukos G, Genazzani AD, Artini P, Nappi C, Volpe A. Progestins modulate the action of estrogen on gonadotropin-releasing hormone, luteinizing hormone and prolactin in the rat. Gynecol Obstet Invest, 1990, 29:197-202. 97. Glazer R, Gozes I. Diurnal oscillation in vasoactive intestinal peptide gene expression independent of enviromental light entraining. Brain Res, 1994, 644:164-7 98. Godfrey P, Rahal JO, Beamer NG, Copeland NG, Jenkins NA, Mayo KE. GHRH receptor of little mice contains a missense mutation inmthe extracellular domain that disrupts receptor function Nat Genet, 1993, 4:227-232 99. Goldhar AS, Vonderhaar BK, Trott JF, Hovey RC. Prolactin-induced expression of vascular endothelial growth factor via Egr-1. Mol Cell Endocrinol, 2005, 232:9-19 100.
Goldzieher JW. The history of steroidal contraceptive development: the
estrogens. Perspect Biol Med, 1993, 36:363-8 101.
Gomez JM, Loir M, Le Gac F. Growth hormone receptors in testis and
liver during the spermatogenetic cycle in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Biology of Reproduction, 1998, 58:483-491 102.
Gomez O and Balsa JA. Autocrine/paracrine action of pituitary
vasoactive intestinal peptide on lactotroph hyperplasia induced by estrogen. Endocrinology, 2003, 144:4403-4409 103.
Gomez O and Balsa JA. Implication of pituitary vasoactive intestinal
peptide in dopaminergic inhibition of estrogen-induced pituitary hyperplasia and vascular endothelial growth factor expression. Neuroendocrinology, 2004, 80:324-331 104.
González M, Reyes R, Damas C, Alonso R, Bello AR: Oestrogen
receptor alpha and beta in females rat pituitary cells: an immunochemical study. Gen Comp Endocrinol, 2008, 155:857-68
101
105.
González-Parra S, Chowen JA, Garciá Segura LM, Argente J. Ontogeny
of pituitary transcription factor- 1 (Pit-1), growth hormone (GH) and prolactin (PRL) mRNA levels in male and female rats and the differential expression of Pit-1 in lactotrophs and somatotrophs. J Neuroendocrinol, 1996, 8:211-25 106.
Gooren LJ, Assies J, Asschheman H, de Slegte R, van Kessel H.
Estrogen-induced prolactinoma in a man. Clin Endocrinol Metab, 1988, 66:44446 107.
Goth MI, Lyons CE Jr, Ellwood MR, Barett JR, Thorner MO. Chronic
estrogen treatment in male rats reveals mammosomatotropes and allows inhibition of prolactin secretion by somatostatin. Endocrinology, 1996, 137:27480 108.
Gottshall PE, Tatsuno I, Miyata A, Arimura A. Characterization and
distribution of binding sites for the hypothalamic peptide, pituitary adenylate activating polypeptide. Endocrinology, 1990, 127:272-277 109.
Gourdji D, Bataille D, Vauclin N, Grouselle D, Rosselin G, Tixier-Vidal
A. vasoactive intestinal peptide (VIP) stimulates prolactin (PRL) release and cAMP production in a rat pituitary cell line (GH3/B6). Addictive effects of VIP and TRH on PRL release. Febs Letters, 1979, 104:165-168 110.
Gozes I, Avidor R, Biegon A, Baldino F Jr. Lactation elevates vasoactive
intestinal peptide messenger ribonucleic acid in rat suprachiasmatic nucleus. J Endocrinol, 1989,124:181-6 111.
Gréco B, Allegretto EA, Tetel MJ, Blaustein JD. Coexpression of ER
beta with ER alpha and progestin receptor proteins in the female rat forebrain: effects of estradiol treatment. Endocrinology, 2001, 142:5172-81 112.
Grossman A, Savage MO, Besser GM. Growth hormone releasing
hormone. Clin Endocrinol Metab, 1986, 15:607-27 113.
Gu Y, Srivastava RK, Clarke DL, Linzer DI, Gibori G. The decidual
prolactin receptor and its regulation by decidua-derived factors. Endocrinology, 1996, 137:4878-85 114.
Guerra-Araiza C, Villamar-Cruz O, Gonzalez-Arenas A, Chavira R,
Camacho-Arroyo I. Changes in progesterone receptor isoforms content in the rat
102
brain during the oestrus cycle and after oestradiol and progesterone treatments. J Neuroendocrinol, 2003,15:984-90 115.
Guilleman R, Brazeau P, Bohlen P, Böhlen P, Esch F, Ling N,
Wehrenberg WB, Bloch B, Mougin C, Zeytin F, Baird A. Somatocrinin, the growth hormone releasing factor. Recent Progress in Hormone Research, 1984, 40:233-299 116.
Gulyás A, Görcs TJ, Freund T. Innervetion of different peptide-
containing neuron in the hippocampus by GABA-ergic septal afferents. Neuroscience, 1990, 37:31-44 117.
Hagen TC, Arnaout IMA, Scherzer WJ, Martinson DR, Garthwaite TC.
Antisera to vasoactive intestinal polypeptide inhibit basal prolactin release from dispersed anterior pituitary cells. Neuroendocrinology, 1986, 43:641-645 118.
Hagihara K, Hirata S, Osada T, Hirai M, Kato J. Distribution of cells
containing progesterone receptor mRNA in the female rat di- and telencephalon: an in situ hybridization study. Brain Res Mol Brain Res, 1992,14:239-49 119.
Halász
Béla,
endokrinológiába.
A
Hunyady klinikai
László,
Balázs
endokrinológia
Csaba.
és
Bevezetés
az
anyagcsere-betegségek
kézikönyve. Szerkeztette: Leövey András, I. Fejezet: 1-45, 2001, Medicina Könyvkiadó Rt, Budapest 120.
Halldin K, Axelsson J, Holmgren C, Brunström B. Localizaton of
estrogen receptor-alpha and -beta mRNA in brain areas controlling sexual behavior in Japanise quail. J Neurobiol, 2006, 66:148-54 121.
Harmar AJ, Arimura A, Gozes I, Journot L, Laburthe M, Pisegne JR,
Rawlings SR, Robberecht P, Said SI, Sreedharan SP, Wank SA, Waschek JA. Nomenclature of receptors of vasoactive intestinal peptide and pituitary adenylate-cyclase activating polypeptide. International Union of Pharmacology XVIII. Pharmacological Rev, 1998, 50:265-70 122.
Harris GW. Neural control of the pituitary gland. Arnold, London, 1950
123.
Hashimoto K, Ohno N, Aoki Y, Kageyama J, Takahara J, Ofuji T.
Distribution and characterization of corticotropin-releasing factor and arginine vasopressin in rat hypothalamic nuclei. Neuroendocrinology, 1982, 34:32-7
103
124.
Heape W: The „sexual season” of mammals and the relation of the
„prooestrus” to menstruation. QJ Micr Sci, 1900, 44:1-70 125.
Hiba J, Pozo ED, Genazzani A, Pusteria E, Lancranjan I, Sidiropoulos D,
Gunti J. Hormonal mechanism of milk secretion in the newborn. J Clin Endocrinol Metab, 1977, 44:973-6 126.
Hillhouse EW and Grammatopoulos DK. The molecular mechanism
underlying the regulation of the biological activity of corticotropin-releasing hormone receptors: implications for physiology and pathophysiology. Endocr Rev, 2006, 27:260-286 127.
Hoffman GE, Merchenthaler J, Zup SL. Neuroprotection by ovarian
hormones in animal models of neurological disease. Endocrine, 2006,29:217-31 128.
Hondo E, Kurohmaru M, Sakai S, Ogawa K, Hayashi Y. Prolactin
receptor expression in rat spermatogenic cells. Biol Reprod, 1995, 52:1284-90 129.
Horseman ND. Prolactin and mammary gland development. Journal of
Mammary Gland Biology and Neoplasia, 1999, 4:79-88 130.
Houben H and Denef C. Regulatory peptides produced in the anterior
pituitary. Trends in Endocrinology and Metabolism, 1990, 1:398-403 131.
Howdeshell KL, Furr J, Lambright CR, Wilson VS, Ryan BC, Gray Le
Jr. Gestational and lactational exposure to ethinyl estradiol, but not bisphenol A, decreases androgen-dependent reproductive organ weights and epididymal sperm abundance in the male long evans hooded rat. Toxicol Sci, 2008, 102:371-82 132.
Hrabovszky E, Kalló I, Steinhauser A, Merchenthaler I, Coen CW,
Petersen SL, Liposits Z. Estrogen receptor-beta in oxytocin and vasopressin neurons of the rat and human hypothalamus: Immunocytochemical and in situ hybridization studies. J Comp Neurol, 2004, 473:315-33 133.
Hrabovszky E, Kalló I, Szlávik N, Keller E, Merchenthaler I, Liposits Z.
Gonadotropin-releasing neurons express estrogen receptor-beta. J Clin Endocrinol Metab, 2007, 92:2827-30 134.
Hrabovszky E, Shughrue PJ, Merchenthaler I, Hajszán T, Carpenter CD,
Liposits Z, Petersen SL. Detection of estrogen receptor-beta messenger
104
ribonucleic acid and 125I-estrogen binding sites in luteinizing hormone-relasing hormone neurons of the rat brain. Endocrinology, 2000, 141:3506-9 135.
Hrabovszky E, Steihauser A, Barabas K, Shughrue PJ, Petersen SL,
Mercenthaler I, Liposits Z. Estrogen receptor-beta immunoreactivity in luteinizing hormone neurons of the rat brain. Endocrinology, 2001, 142:3261-4 136.
Hsu DW, Riskind PN, Hedley-Whyte ET. Vasoactive intestinal peptide
in the human pituitary gland and adenomas. An immunocytochemical study. Am J Pathol, 1989,135:329-38 137.
Huang BM, Stocco DM, Huston JC, Norman RL. Corticotropin-releasing
hormone stimulates steroidogenesis in mouse Leyding cells. Biol Reprod, 1995, 53:620-6 138.
Huang HY. Medical treatment of endometriosis. Chang Gung Med J,
2008, 31:431-40 139.
Hull KL and Harvey S. Growth hormone: a reproductive endocrine-
paracrine regulator? Reviews of Reproduction, 2000, 5:175-82 140.
Husman B, Andersson G, Norstedt G, Gustafsson JA. Characterization
and subcellular distribution of somatogenic receptor in rat liver. Endocrinology, 1985, 116:2605-11 141.
Inoh A, Kamiya K, Fujii Y, Yokoro K: Protective effects of progesterone
and tamoxifen in estrogen-induced mammary carcinogenesis in ovariectimized W/Fu rats. Jpn J Cancer Res, 1985, 76:699-704 142.
Ishihara T, Shigemoto R, Mori K, Takahashi K, Nagata S. Functional
expression and tissue distribuiton of a novel receptor for VIP. Neuron, 1992, 8:811-819 143.
Jackson IM, Wu P, Lechan RM. Immunohistochemical localisation in the
rat brain of the precursor for thyrotropin-releasing hormone. Science, 1985, 229:1097-9 144.
Jannson JO, Edén S, Isaksson O. Sexual dimorphism in the control of
growth hormone secretion. Endocr Rev, 1985, 6:128-50 145.
Jehan Q, Kamboj VP, Chowdhury AR, Kar AB. Effect of estrogen on
biochemival composition of the rat seminiferous tubulus. Acta Biol Med Ger, 1971, 26:543-50
105
146.
Jennes L and Conn PM. Gonadotropin-releasing hormone and its
receptors in rat brain. Front Neuroendocrinol, 1994, 15:51-77 147.
Jennes L, Dalati B, Conn PM. Distribution of gonadotropin releasing
hormone agonist biding sites in the rat central nervous system. Brain Res, 1988, 452:156-64 148.
Jennes L, Eyigor O, Janovick JA, Conn PM. Brain gonadotropin
releasing hormone receptors: localization and regulation. Recent Prog Horm Res, 1997, 52:475-90 149.
Jennes L, Janovick J, Braden T, Conn PM. Gonadotropin releasing
hormone binding sites in rat hippocampus: Different structure/binding relationships compared to the anterior pituitary. Mol Cell Neurosci, 1990, 1:1217 150.
Jennes L, McShane T, Brame B, Centers A. Dynamic changes in
gonadotropin releasing hormone receptor mRNA content in the mediobasal hypothalamus during the rat estrus cycle. J Neuroendocrinol, 1996, 8:275-81 151.
Jennes L, Stumpf WE, Tappaz ML. Anatomical releationships of
dopaminergic and GABAergic system with the GnRH-system in the septohypothalamic area. Immunohistochemical studies. Exp Brain Res, 1983, 50:91.9 152.
Jeyaraj DA, Mani Maran RP, Aruldhas MM, Govindarajulu P.
Progesterone induced modulations of serum hormonal profiles in adult male and female rats. Endocr Res, 2001, 27:223-32 153.
Kaiser UB, Lee BL, Carroll RS, Unabia G, Chin WW, Childs GV.
Follistatin gene expression in the pituitary: localization in gonadotropes and folliculostellate cells in diestrous rats. Endocrinology, 1992, 130:3048-56 154.
Kasper M. Cytokeratins in intracranial and intraspinal tissues. Adv Anat
Embryol Cell Biol, 1992,126:1-82 155.
Katakami H and Matsukura S. Regulation of growth hormone-releasing
hormone gene expression and secretion. Nippon Naibunpi Gakkai Zasshi, 1992, 68:1057-72 156.
Kato Y, Iwasaki Y, Iwasaki J, Abe H, Yanaihara N, Imura H. Prolactin
release by vasoactive intestinal polypeptide in rats. Endocrinology, 1978, 103:554-558
106
157.
Kato Y, Ohgo S, Imura H. Radioreceptor assay of prolactin. Nippon
Rinsho, 1976, 34:491-6 158.
Kausz M, Köves K, Arimura A. Distribution
and somatotopical
localization of pituitary adenilate activating polypeptide (PACAP) in the trigeminal ganglion. Anat. Anz. Suppl, 1998, 11:529-532 159.
Kawaminami M and Takahashi M. Induction of daily PRL surges in rats
by chronic treatment with progesterone. Endocrinol Jpn, 198, 34:37-44 160.
Kántor O, Molnár J, Arimura A, Köves K. PACAP38 and PACAP27
administered intracerebroventricularly have an opposite effect on LH secretion. Peptides, 2000, 21:817-820 161.
Keenan EJ, Kemp ED, Ramsey EE, Garrison LB, Pearse HD, Hodges
CV. Specific binding of prolactin by the prostate gland of the rat and man. J Urol, 1979, 122:43-6 162.
Kerkerian L, Guy J, Lefévre G, Pelletier G. Effects of neuropeptide Y
(NPY) on the release of anterior pituitary hormone in the rat. Peptides, 1985, 6:1201-4 163.
Kievit P, Jeffrey D, Lauten D, Maurer RA. Analysis of the role of the
mitogen-activated protein kinase in mediating cyclic-adenosine 3’, 5’monophosphate effects on prolactin promoter activity. Molecular Endocrinology, 2001, 15:614-24 164.
Kimura N, Arai K, Sahara Y, Suzuki H, Kimura N. Estradiol
transcriptionally up-regulates thyrotropin-releasing hormone receptor messenger ribonucleic acid in rat pituitary cells. Endocrinology, 1994, 134:432-40 165.
Kinsley CH and Bridges RS. Prolactin modulation of the maternal-like
behavior displayed by juvenile rats. Horm Behav, 1988, 22:49-65 166.
Kloehn S, Otte C, Korsanke M, Arendt T, Clemens A, Glasow A,
Bornstein SR, Fölsch UR, Mönig H. Expression and distribution of the prolactin receptor in normal rat liver and in experimental liver chirrosis. Horm Metab Res, 2001, 33:394-401 167.
Knobil E: The neuroendocrine control of the menstrual cycle. Recent
Progress in Hormone Research, 1980, 36:53-88
107
168.
Koike S, Sakai M, Muramatsu M. Molecular cloning and caracterization
of rat estrogen receptor cDNA. Nucleic Acids Res, 1987, 34:37-44 169.
Kolle S, Sinowatz F, Boie G, Lincoln D. Developmental changes in the
expression of the growth hormone receptor messenger ribonucleic acid and protein in the bovine ovary. Biology of Reproduction, 1998, 836-842 170.
Köves K, Gottschall PE, Görcs T, Schammell JG, Arimura A. Presence
of immunoreactive Vasoactive Intestinal Polypeptide in anterior pituitary of normal male and long term estrogen-treated female rats: A light microscopic immunohistochemical study. Endocrinology, 1990, 126:1756-63 171.
Köves K, Arimura A, Görcs TJ, Somogyvári-Vigh A, Miller J.
Comparative distribution of immunoreactive pituitary adenylate cyclase activating polypeptide and vasoactive intestinal polypeptide in rat forebrain. Neuroendocrinology, 1991, 54:159-169 172.
Köves K, Arimura A, Vigh S, Somogyvári-VÍgh A, Miller J.
Immunohistochemical localization of PACAP in the ovine digestive system. Peptides, 1993, 14:449-455 173.
Köves K, Görcs T, Kausz M, Arimura A. PACAP and VIP
immunoreactivities in the hypothalamic magnocellular neurons in rat and cat. Colocalization study with oxytocin. International Symposium on VIP, PACAP and releated regulatory peptides. Editor: Rooselin G., Word Scientific, Singapore-New Jersey-London-Hong Kong, 1994, pp. 259-271 174.
Köves K, Chen I-Li, Görcs T, Scammell JG, Arimura A. Different
ultrastructural localization of VIP and prolactin in anterior pituitary cells of rats chronically treated with estrogen. Endocrine, 1996, 5:219-223 175.
Köves K, Kántor O, Scammell JG, Arimura A. PACAP colocalizes with
luteinizing and follicle-stimulating hormone immunoreactivities in the anterior lobe of the pituitary gland. Peptides, 1998, 19:1069-1072 176.
Kreuzer PE, Csanády GA, Baur C, Kessler W, Päpke O, Greim H, Filser
JG. 2,3,7,8-Tetrachlorodibenzo-p-dioxin (TCDD) and congeners in infants. A toxicokinetic model of human lifetime body burden by TCDD with special emphasis on its uptake by nutrition. Arch Toxicol, 1997, 71:383-400
108
177.
Kruijver FP, Balesar R, Espila AM, Unmehopa UA, Swaab DF. Estogen-
receptor-beta distribution in the human hypothalamus: similarities and differences with ER alpha distribution. J Comp neurol, 2003, 466:251-77 178.
Kruijver FP, Balesar R, Espila AM, Unmehopa UA, Swaab DF. Estrogen
receptor-alpha distribution in the human hypothalamus in releation to sex and endocrine status. J Com Neurol, 2002, 454:115-39 179.
Kuiper GG, Enmark E, Pelto-Huikko M, Nilsson S, Gustafsson JA.
Cloning of a novel receptor expressed in rat prostate and ovary. Proc Natl Acas Sci USA, 1996, 93:5925-30 180.
Kuiper GG, Lemmen JG, Carlsson B, Corton JC, Safe SH, van der Saag
PT, van der Burg B, Gustafsson JA. Interaction of estrogenic chemicals and phytoestrogens with estrogen receptor beta. Endocrinology, 1998, 139:4252-63 181.
Kuiper GG, Shughrue PJ, Merchenthaler I, Gustafsson JA. The estrogen
receptor beta subtype: a novel mediator of estrogen action in neuroendocrine systems. Front Neuroendocrinol, 1998, 19:253-86 182.
Kurzrok R. The prospects for hormonal sterlizisation. J Contracept, 1937,
2:27-9 183.
Laflamme N, Nappi RE, Drolet G, Labrie C, Rivest S. Expression and
neuropeptidergic characterisation of estrogen receptors (ERalpha and ERbeta) throughout the rat brain: anatomical evidence of distinct roles of each subtype. J Neurobiol, 1998, 36:357-78 184.
Lam KS, Lee MF, Tam SP, Srivastava G. Gene expression of the
receptor for growth-hormone-releasing hormone is physiologically regulated by glucocorticoids and estrogen. Neuroendocrinology, 1996, 63:475-80 185.
Lam KS, Reichlin S. Pituitary vasoactive intestinal peptide regulates
prolactin secretion in the hypothyroid rat. Neuroendocrinology, 1989, 50:524-8 186.
Lam KS, Srivastava G, Lechan RM, Lee T, Reichlin S. Estrogen
regulates the gene expression of vasoactive intestinal peptide in the anterior pituitary. Neuroendocrinology, 1990, 52:417-21 187.
Lamberts SW, Verleun T, Hofland L, Oosterom R. Differences in the
interaction between dopamine and estradiol on prolactin release by cultured
109
normal and tumorous human pituitary cells. J Clin Endocrinol Metab, 1986, 63:1342-1347 188.
Lechan RM, Jackson IM. Immunohistochemical localization of
thyrotropin-releasing hormone in the rat hypothalamus and pituitary. Endocrinology, 1982, 111:55-65 189.
Lechan RM, Qi Y, Jackson IM, Mahdavi V. Identification of thyroid
hormone receptor isoforms in thyrotropin-releasing hormone neurons of the hypothalamic paraventricular nucleus. Endocrinology, 1994, 135:92-100 190.
Lederman SA. Enviromental contaminants in breast milk from the
Central Asian Republics. Reproductive Toxicology, 1996, 10:93-104 191.
Lee H, Davies IJ, Ryan KJ. Progesterone receptor in the hypothalamic
cytosol of female rats. Endocrinology, 1979, 104:791-800 192.
Lee SL, Stewart K, Goodman RH. Sctructure of the gene encoding rat
thyrotropin releasing hormone. The Journal of Biological Chemistry, 1988, 32:16604-09 193.
Leong DA, Frawley LS, Neill JD. Neuroendocrine control of prolactin
secretion. Annual Review of Physiology, 1983, 45:109-127 194.
Lerant A and Freeman ME. Ovarian steroids differentially regulate the
exression of PRL-R in neuroendocrine dopaminergic neuron populations: a double label confocal microscopic study. Brain Res, 1998, 802:141-54 195.
Leranth C, MacLusky NJ, Brown TJ, Chen EC, Redmond DE Jr,
Naftolin. Transmitter content and afferent connections of estrogen-sensitive progestin
receptor-containing
neurons
in
the
primate
hypothalamus.
Neuroendocrinology, 1992, 55:667-82 196.
Li S and Pelletier G. Opioid regulation of gonadotropin-releasing
hormone gene expression in the male rat brain as study by in situ hybridization. Neuroreport, 1993, 4:331-3 197.
Liang J, Kim KE, Schoderbeck WE, Maurer RA. Characterization of a
non-tissue-specific, 3’,5’-cyclic adenosine monophosphate-responsive element in the proximal region of the rat prolactin gene. Molecular Endocrinology, 1992, 6:885-892
110
198.
Liu F, Day M, Muňiz LC, Bitran D, Arias R, Revilla-Sanchez R, Grauer
S, Zhang G, Kelley C, Pulito V, Sung A, Mervis RF, Navarra R, Hirst WD, Reinhart PH, Marquis KL, Moss SJ, Pangalos MN, Brandon NJ. Activation of estrogen receptor-beta regulates hippocampal synaptic plasticity and improves memory. Nat Neurosci, 2008,11:334-43 199.
Lloyd RV, Jin L, Fields K, Kulig E. Effects of estrogens on pituitary cell
and pituitary tumor growth. Pathol Res Pract, 1991, 187:584-6 200.
Lloyd RV. Estrogen-induced hyperplasia and neoplasia in the rat anterior
pituitary gland. An immunohistochemical study. Am J Pathol, 1983, 113:198206 201.
Lobie PE, Breipohl W, Waters MJ. Growth hormone receptor expression
in the rat gastrointestinal tract. Endocrinology, 1990, 126:299-306 202.
Long EA, Evans HM. The estrous cycle of the rat and its associated
phenomena. Mem Univ Calif, 1922, 6:1-148 203.
Lopez FJ and Negro-Vilar A: Galanin stimulates luteinizing hormone-
releasing hormone secretion from arcuate nucleus-median eminence fragments in vitro: involvment of an alpha-adrenegic mechanism. Endocrinology, 1990, 127:2431-6 204.
López FJ, Dominquez JR, Sánchez-Franco F, Negro-Vilar A. Role of
dopamine and vasoactive intestinal peptide in the conrtol of pulsatile prolactin secretion. Endocrinology, 1989, 124:527-3592:836-40 205.
Loughna PT, Mason P, Bates PC. Regulation of insulin-like growth
factor 1 gene expression in skeletal muscle. Symp Soc Exp Biol, 1992, 46:31930 206.
Lucky AW, Koltun W, Thiboutot D, Niknian M, Sampson-Landers C,
Korner P, Marr J. A combined oral contraceptive containing 3-mg drospirenone / 20-microg ethynil estradiol in the treatment of acne vulgaris: a randomized, double-blind, placebo-controlled study evaluating lesion counts and participant self-assessment. Cutis, 2008, 82:143-50 207.
Lumb G, Mitchell L, De la Iglesia FA. Regression of pathologic changes
induced by long-term administration of contraceptive steroids to rodent. Toxicol Pathol, 1985, 13:283-95
111
208.
Lutz EM, Sheward WJ, West KM, Fink G, Harmar AJ. The VIP2
receptor: molecular characterization of a cDNA encoding novel receptor for VIP. FEBS Lett, 1993, 334:3-8 209.
Maas DL, Arnaut MA, Martinson DR, Erdmann MD, Hagen TC.
Vasoactive intestinal polypeptide and thyrotropin-releasing hormone stimulates newly synthesized, not stored prolactin. Endocrinology, 1991, 128:1015-20 210.
MacLusky NJ, McEwen BS. Progestin receptors in rat brain: distribution
and properties of cytoplasmic progestin-binding sites. Endocrinolgy, 1980, 106:192-202 211.
Mangurian LP, Walsh RJ, Posner BI: Prolactin enhancement of its own
uptake at the choroid plexus. Endocrinology, 1992, 131:698-702 212.
Mantagne MN, Dussaliant M, Chew LJ, Beod A, Lamberts SJ, Carter
DA, Roste W. Estradiol induces vasoactive intestinal peptide and prolactin gene expression in the rat anterior pituitary independently of plasma prolactin levels., Neuroendocrinology, 1995, 7:225-31 213.
Marin F, Boya J. Immunocytochemical localization of basic fibroblast
growth factor in the human pituitary gland. Neuroendocrinology, 1995, 62:523-9 214.
Martin JB, and Reichlin S. Clinical Neuroendocrinology, 1987, 2nd
edition, Philadelphia: FA. Davis 215.
Martin JB, and Reichlin S. Plasma thyrotropin (TSH) response to
hypothalamic electrical stimulation and to injection of synthetic thyrotropin releasing hormone (TRH)1,2. Endocrinology, 1972, 90:1079-85 216.
Martinoli MG, Ouellet J, Rhéaume E, Pelletier G. Growth hormone and
somatostatin gene expression in adult aging rats as measured by quantitative in situ hybridization. Neuroendocrinology, 1991, 54:607-15 217.
Massart F, Harrell JC, Federico G, Saggese G. Human breast milk and
xenoestrogen exposure: a possible impact on human health. Journal of Perinatology, 2005, 25:282-288 218.
Matsubara S, Sato M, Mizobuchi M, Niimi M, Takahara J. Differential
gene expression of growth hormone (GH)-releasing hormone (GRH) and GRH receptor in various rat tissues. Endocrinology, 1995, 136:147-50
112
219.
Matsuo H, Baba Y, Nair RMG, Arimura A, Schally AV. Structure of the
porcine LH- and FSH-releasing hormone. I. The proposed amino acid equence. BBRC, 1971, 43:1334-1339 220.
Maurer RA. Estrogen-induced prolactin and DNA synthesis in immature
female rat pituitaries. Moll Cell Endocrinol, 1979, 13:291-300 221.
Mayo KE, Miller T, DeAlmeida V, Godfrey P, Zheng J, Cunha SR.
Regulation of the pituitary somatotroph cell by GHRH and its receptor. Recent Prog Horm Res, 2000, 55:237-66 222.
McCabe CJ, Khaira JS, Boelaert K, Heaney AP, Tannahill LA, Hussain
S, Mitchell R, Olliff J, Sheppard MC, Franklyn JA, Gittoes NJ. Expression of pituitary tumour transforming gene (PTTG) and fibroblast growth factor-2 (FGF-2) in human pituitary adenomas: relationships to clinical tumour behaviour. Clin Endocrinol (OxF), 2003, 58:141-50 223.
McMillan J, Fatehi-Sedeh S, Sylvia VL, Bingham V, Zhong M, Boyan
BD, Schwartz Z. Sex-specific regulation of growth plate chondrocytes by estrogen is via multiple MAP kinase signaling pathways. Biochim Biophys Actam 2006, 1763:381-92 224.
McNeilly AS. Prolactin and the control of gonadotrophin secretion in the
female. J Reprod Fertil, 1980, 58:537-49 225.
McWay LA, Singhas CA, Rogol AD. Prolactin binding sites on human
chorion-decidua tissue. Am J Obset Gynecol, 1982, 144:283-8 226.
Meis PJ, Aleman A. Progesterone treatment to prevent preterm birth.
Drugs, 2004, 64:2463-74 227.
Merchenthaler I, Kovács G, Lavász G, Sétáló G. The preoptico-
infundibular LH-RH tract of the rat. Brain Res, 1980, 198:63-74 228.
Merchenthaler I, Lane ML, Numan S, Dellovade TL. Distribution of
estrogen receptor α and β in the mouse central nervous system: in vivo autoradiographic and immunocytochemical analyses. J Comp Neurol, 2004, 473:270-91 229.
Merchenthaler I, Sétáló G, Csontos C, Petrusz P, Flerkó B, Negro-Vilar
A. Combined retrograde tracing and immunocytochemical identification of luteinizing hormone - releasing hormone - and somatostatin containing neurons
113
projecting to the median eminence of the rat. Endocrinology, 1989,125:28122821 230.
Merchenthaler I, Vígh S, Schally AV, Stumpf WE, Arimura A.
Immunocytochemical localization of corticotropin releasing factor (CRF)-like immunoreactivity in the thalamus of the rat. Brain Res, 1984, 323:119-22 231.
Merseburger A, Belka C, Behmenburg K, Stenzl A. Secondary hormonal
manipulation. In Controversies in the Treatment of Prostate Cancer. Moser L, Schostak M, Miller K, Hinkelbein W, editors. Basel, Karger, 2008. pp 93-102 232.
Mertani HC and Morel G. In situ gene expression of growth hormone
(GH) receptor and GH binding protein in adult male rat tissues. Mol Cell Endocrinol, 1995, 109:47-61 233.
Mikkila TF, Toppari J, Paranko J. Effects of neonatal exposure to 4-tert-
octylphenol, diethilstilbestrol, and flutamide on steroidogenesis in infantile rat testis. Toxicol Sci, 2006, 91:456-66 234.
Millar RP, Lowe S, Conklin D, Pawson A, Maudsley S, Troskie B, Ott T,
Millar M, Lincoln G, Sellar R, Faurholm B, Scobie G, Kuestner R, Terasawa E, Katz A. A novel mammalian receptor for the evolutionary conserved type II GnRH. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98:9636-41 235.
Millar RP. GnRH II and type II GnRH receptors. Trends Endocrinol
Metab, 2003, 14:35-43 236.
Millar RP, Lu Z-L, Pawson AJ, Flanagan CA, Morgan K, Maudsley SR.
Gonadotropin-releasing hormone receptors. Endocrine Rev, 2004, 25:235-275 237.
Mishell DR Jr. Contraception. Am J Dis Child 1978; 132:912-20.
238.
Mitani M and Dufau ML. Purification and characterization of prolactin
receptors from rat ovary. J Biol Chem, 1986, 261:1309-15 239.
Mitchner NA, Garlick C, Ben-Jonathan N. Cellular distribution and gene
regulation of estrogen receptors alpha and beta in the rat pituitary gland. Endocrinology, 1998, 139:3976-83 240.
Mitra SW, Hoskin E, Yudkovitz J, Pear L, Wilkinson HA, Hayashi S,
Pfaff DW, Ogawa S, Rohrer SP, Schaeffer JM, McEwen BS, Alves SE. Immunolocalization of estrogen receptor beta in the mouse brain: comparison with estrogen receptor alpha. Endocrinology, 2003, 144:2055-67
114
241.
Mitsuma T, Rhue N, Sobue G, Kayama M, Yokoi Y, Izumi M, Adachi K,
Hirooka Y, Izumi M, Adachi K, Hirooka Y, Nogimora T, Sakai J, Sugie II. Distribution of somatostatin receptor type 1 in the rat. An immunohistochemical study. Endoc Regul, 1995, 4:189-193 242.
Miyamoto K, Hasegawa Y, Minegishi T, Nomura M, Takahashi Y,
Igarashi M, Kangawa K, Matsuo H. Isolation and characterization of chicken hypothalamic luteinizing hormone-releasing hormone. Biochem Biophys Res Commun, 1982, 107:820-7 243.
Miyata A, Arimura A, Dahl RD, Minamino N, Uehara A, Jiang L, Culler
MD, Coy DH. Isolation of a novel 38 residue-hypothalamic polypeptide which stimulates adenylate cyclase in pituitary cells. Biochem Biophys Res Commun, 1989, 164:567-74 244.
Miyata A, Dahl RD, JiangL, Kitada C, Cubo K, Fujino M, Minamino M,
Arimura A. Isolation of a neuropeptide corresponding to the N-terminal 27 residues of PACAP 38. BBRC, 1990, 170:643-648 245.
Miyazaki H, Toya S, Otani M, Kameya T, Wada C. Folliculo-stellate
cells in normal human adenohypopyses and in pituitary adenomas. No Shinkei Geka, 1988, 16:713-9 246.
Morel G, Dubois P, Gustaffson JA, Radojcic JA, Radanyi C, Renoir M,
Baulieu
EE.
Ultrastructural
evidence
of
progesterone
receptor
by
immunochemistry. Exp Cell Res, 1984, 155:283-8 247.
Morel G, Gallego R, Boulanger L, Pintos E, Garcia-Caballero T,
Gaudreau P. Restricted presence of the growth hormone-releasing hormone receptor to somatotropes in rat and human pituitaries. Neuroendocrinology, 1999, 70:128-136 248.
Morin SM, Ling N, Liu XJ, Kahl SD, Gehlert DR. Differential
distribution
of
urocortin-and
corticotropin-releasing
factor-like
immunoreactivities in the rat brain. Neuroscience, 1999, 92:281-91 249.
Morishima A, Grumbach MM, Simpson ER, Fischer C, Qin K.
Aromatase deficiency in male and female siblings caused by a novel mutation and the physiological role of estrogens. J Clin Endocrinol Metab, 1995, 80:3689-98
115
250.
Murata T, Saito S, Shiota K, Takahashi M. Lactational (correction of
Lacational) anovulation in rats and its dependency on progesterone. Proc Soc Exp Biol Med, 1991, 196:97-101 251.
Mustafa A, Nyberg F, Bogdanovic N, Islam A, Suliman I, Lindgren U,
Roos P, Adem A. Prolactin binding sites in rat brain and liver: effects of longterm ovariectomy and ovarian steroids. Neurosci Lett, 1995, 200:179-82 252.
Müller EE and Nistico G. Brain messengers and the pituitary. San Diego:
Academic Press, 1989 253.
Müller EE, Locatelli V, Cocchi D. Neuroendocrine control of growth
hormone secretion. Physiol Rev, 1999, 79:511-607 254.
Müller-Janncke
WD.
Ludwig
Haberlandt
(1885-1932)
and
the
development of hormonal contraception. Z. Gesamte inn Med, 1988, 43:420-2 255.
Nagy GM, Mulchahey JJ, Neil JD: Autocrine control of prolactin
secretion by vasoactive intestinal peptide. Endocrinology, 1988, 122:364-6 256.
Nagy GM, Vígh S and Arimura A. PACAP induces prolactin and growth
hormone release in lactating rats separated from their pups. Endocrine Journal, 1993, 1:169-173 257.
Nevalainen MT, Valve EM, Ingleton PM, Härkönen PL. Expression and
hormonal regulation of prolactin receptors in rat dorsal and lateral prostate. Endocrinology, 1996, 137:3038-88 258.
Nielsen JH, Møldrup A, Billestrup N. Expression of the growth hormone
receptor gene in insulin producing cells. Biomed Biochim Acta, 1990, 49:1151-5 259.
Nikolarakis KE, Almeida OF, Herz A. hypothalamic opioid receptors
mediate the inhibitory actions of corticotropin-releasing hormone on luteinizing hormone release: further evidence from a morphine-tolerant animal model. Brain Res, 1986, 450:360-3 260.
Nikolarakis KE, Loeffler JP, Almeida OF, Herz A. Pre- and postsynaptic
actions of GABA on the release of hypothalamic gonadotropin-releasing hormone (GnRH). Brain Res Bull, 1988, 21:677-83 261.
Nilsson A, Carlsson B, Mathews L, Isaksson OG. Growth hormone
regulation of the growth hormone receptor mRNA in cultured rat epiphyseal chondrocytes. Mol Cell Endocrinl, 1990, 70:237-46
116
262.
Nilsson A, Ohisson C, Isaksson OG, Lindahl A, Isgaard J. Hormonal
regulation of longitudinal bone growth. Eur J Clin Nutr, 1994, 1:150-8 263.
Nilsson O, Abad V, Chyrsis D, Ritzén EM, Sävendhal L. Estrogen
receptor-α and –β are expressed throughout postnatal developmen in the rat and rabbit growth plate. Journal of Endocrinology, 2002, 173:407-414 264.
Nilsson O, Chrysis D, Pajulo O et al. Localization of estrogen receptors-
alpha and –beta and androgen receptor in the human growth plate at different pubertal stages. J Endocrinol 2003; 177:319-26. 265.
Nocke W. Indications for the therapeutic use of contraceptive steroids.
Med Welt 1975; 6:1509-17. 266.
Norgil Damgaard I, Main KM, Toppari J, Skakkebaek NE. Impact of
exposure to endocrine disrupters in utero and in childhood on adult reproduction. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab, 2002, 16:289-309 267.
Nugent D, Vandekerchove P, Hughes E, Arnot M, Lilford R.
Gonadotrophin therapy for ovulation induction in subfertility associated with polycystic ovary syndrome. Cochrane Database Syst Rev, 2000, (4): CD000410 268.
O’Neal KD, Schwarz LA, Yu-Lee LY. Prolactin receptor gene
expression in lymphoid cells. Mol Cell Endocrinol, 1991, 82:127.35 269.
Oh WK. The evolving role of estrogen therapy in prostate canser. Clin
Prostate Canser, 2008, 1:81-89 270.
Oka T and Topper YJ. Is prolactin mitogenic for mammary epithelium?
Proc Natl Acad Sci USA, 1972, 69:1693-6 271.
Okada Y, Fujii Y, Moore JP Jr, Winters SJ. Androgen receptors in
gonadotrophs in pituitary cultures from adult male monkeys and rats. Endocrinology, 2003, 144:267-73 272.
Okada Y, Murota-Kawano A, Kakar SS, winters SJ. Evidence that
gonadotropin-releasing hormone (GnRH) II stimulates luteinizing hormone and follicle-stimulating hormone secretion from monkey pituitary cultures by activating the GnRH I receptors. Biol Reprod, 2003, 69:1356-61 273.
Oliver C, Mical RS, Porter JC. Hypothalamic-pituitary vasculature:
evidence for retrograde blood flow in the pituitary stalk. Endocrinology, 1977, 101:598-604
117
274.
Oomizu S, Chaturvedi DK, Sarkar DK. Folliculostellate cells determine
the susceptibility of lactotropes to estradiol’s mitogenic action. Endocrinology, 2004, 145:1473-80 275.
Ortmann O, Asmus W, Diedrich K, Schulz KD, Emons G. Interactions of
ovarian steroids with pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide and GnRH in anterior pituitary cells. Eur J Endocrinol, 1999, 140:207-14 276.
Ozawa H, Ito T, Ochiai I, Kawata M. Cellular localization and
distribution of glucocorticoid receptor immunoreactivity and the expression of glucocorticoid receptor messenger RNA in rat pituitary gland. A combined double immunohistochemistry study and in situ hybridization histochemical analysis. Cell Tissue Res, 1999, 295:207-14 277.
Palkovits M. Neuropeptides in the hypothalamo-hypophyseal system:
lateral retrochiasmatic area as a common gate for neuronal fibers towards the median eminence. Peptides, 1984, 1:35-9 278.
Palmer JR, Wise LA, Hatch EE, Troisi R, Titus-Ernstoff L, Strohsnitter
W, Kaufman R, Herbst AL, Noller KL, Hyer M, Hoover RN. Prenatal diethylstilbestrol exposure and risk of breast cancer. 2006, Cancer Epidemiol Biomarkers Prev, 15:1509-14 279.
Pelletier G, Liao N, Follea N, Govindan MV. Distribution of estrogen
receptors in the rat pituitary as studied by in situ hybridization. Mol Cell Endocrinol, 1988, 56:29-33 280.
Perrin M, Donaldson C, Chen R, Blount A, Berggren T, Bilezikjian L,
Sawchenko P, Vale W. Indentification of a second corticotropin-releasing factor receptor gene and the characterisation of a cDNA expressed in hart. Proc Natl Acad Sci USA, 1995, 92:2969-73 281.
Perrin MH and Vale WW. Corticotropin releasing factor receptors and
their ligand family. Ann NY Acad Sci, 1999, 885:312-328 282.
Perrot-Applanat M, Logeat F, Groyer-Picard MT, Milgrom E.
Immunocytochemical study of mammalian progesterone receptor using monoclonal antibodies. Endocrinology, 1985, 116:1473-84 283.
Pétervári E, Garami A, Soós S, Székely M, Balaskó M. Age-dependence
of alpha-MSH-induced anorexia. Neuropeptides, 2010, 44:315-22
118
284.
Pi
XJ
and
Grattan
DR.
Distribuiton
of
prolactin
receptor
immunoreactivity in the brain of estrogen-treated, ovariectomized rats. J Copm Neurol, 1998, 394:462-74 285.
Pi XJ and Grattan DR. Increased expression of both short and long forms
of prolactin receptor mRNA in hypothalamic nuclei of lactating rats.J Mol Edocrinol, 1999, 23:13-22 286.
Piroli GG, Grillo CA, Ferrini MG, Lux-Lantos V, De Nicola AF.
Antagonism by progesterone of diethylstilbestrol-induced pituitary tumorgenesis in Fischer 344 rats: effects on sex steroid receptors and tyrosine hydroxylase mRNA. Neuroendocrinology, 1996, 63:530-539 287.
Pisegna JR, Wank SA. Molecular cloning and functional expression of
the pituitary adenylate-activating polypeptide type I receptor. Procl. Nat. Acad. Sci. USA, 1993, 90:6345-6349 288.
Polak M, Sharfman R, Ban E, Haour F, Postel-Vinay MC, Czernichow P.
Demonstration of lactogenic receptors in rat endocrine pancreases by quantitative autoradiography. Diabetes, 1990, 39:1045-9 289.
Posner BI, Kelly PA, Friesen HG. Induction of a lactogenic receptor in
rat liver: influence of estrogen and the pituitary. Proc Natl Acad Sci USA, 1974, 71:2407-10 290.
Pozo Devoto VM, Giusti S, Chavez JC, de Plazas SF. Hypoxia-induced
apoptotic cell death is prevented by oestradiol via oestrogen receptors in developing CNS. J Neuroendocrinology, 2008, 20:375-80 291.
Pozzi S, Benedusi V, Maggi A, Vegeto E. Estrogen action in
neuroprotection and brain inflammation. Ann NY Acad Sci, 2006,1089:302-23 292.
Prigent-Tessier A, Barkai U, Tessier C, Cohen H, Gibori G.
Characterization of a rat uterine cell line U(III) cells: prolactin (PRL) expression and endogenous regulation of PRL-dependent genes, estrogen receptor beta, alpha(2)-macroglobulin, and decidual PRL involving the Jak2 and Stat5 pathway. Endocrinology, 2001, 142:1242-50 293.
Quadros PS, Lopez V, De Vries GJ, Chung WC, Wagner CK.
Progesterone receptors and the sexual differentiation of the medial preoptic nucleus. J Neurobiol, 2002, 51:24-32
119
294.
Rabaler R, Mittag J, Geffers L, Ruther U, Leitges M, Parlow AF, Visser
TJ, Bauer K. Generation of thyrotropin-releasing hormone receptor-1deficient mice as an animal model of central hypothyroidism. Mol Endocrinol, 2004, 18:1450-1460 295.
Rawlings SR , Piuz I, Schlegel W, Bockaert J, Journot L. Differential
expression of pituitary adenylate cyclase activating polypeptide/vasoactive intestinal polypeptide receptor subtypes in clonal pituitary somamtotrophs and gonadotrophs. Endocrinology, 1995, 136:2088-2098 296.
Redding TW, Arimura A, Schally AV. The effect of porcine thyrotropin
(TSH) – releasing hormone (TRH) on the release of TSH from sheep and goat anterior pituitary tissue in vitro. Gen Comp Endocrinol, 1970, 14:598-601 297.
Redmod GP. Effect of ethanol on spontaneous and stimulated growth
hormone secretion. Prog Biochem Pharmacol, 1981, 18:58-74 298.
Reichlin S. TRH: Historical aspects. Ann N. Y. Acad Sci, 1989, 553:1-6
299.
Réthelyi M, Vígh S, Sétáló G, Merchenthaler I, Flerkó B, Petrusz P. The
luteinizing hormone releasing hormone-containing pathways and their cotermination with tanycyte process in and around the median eminence and in the pituitary stalk of the rat. Acta Morphol Acad Sci Hung, 1981, 29:259-83 300.
Rey-Roldán EB, Grillo CA, Pietranare L, Libertun C, Nicola AF, Piroli
GG. Levonorgestrel anatagonism on estrogen-induced pituitary tumors is mediated by progesterone receptors. Horm Metab Res, 2008, 40:245-50 301.
Richards JS and Williams JJ. Luteal cell receptor content for prolactin
(PRL) and luteinizing hormone (LH): regulation by LH and PRL. Endocrinology, 1976, 99:1571-81 302.
Rillema JA. Development of the mammary gland and lactation. Trends
Endocrinol Metab, 1994, 5:149-54 303.
Rinehart JF, Farquhar MG. Electron microscopic studies of the anterior
pituitary gland. J Histochem Cytochem, 1953, 1:93-113 304.
Rivest S, Plotsky PM, Rivier C. CRF alters the infundibular LHRH
secretory system from the medial preoptic area of female rat: possible involvement of opioid receptors. Neuroendocrinology, 1993, 57:236-46
120
305.
Rivier CL and Plotsky PM. Mediation by corticotropin releasing factor
(CRF) of adenohypophysial hormone secretion. Annual Review of Physiology, 1986, 48:475-494 306.
Romano GJ, Krust A, Pfaff DW. Expression and estrogen regulation of
progesterone receptor mRNA in neurons of the mediobasal hypothalamus: an in situ hybridization study. Mol Endocrinol, 1989, 3:1295-300 307.
Romano O, Magalon K, Ciampini A, Talet C, Enjalbert A, Gerard C.
Differential involvement of the Ras and Rap1 small GTPases in vasoactive intetinal and pituitary adenylate cyclese activating polypetides control of prolactin gene. J Biol Chem, 2003, 278:51386-94 308.
Rooman RP, De Beeck LO, martin M, van Doorn J, Mohan S, Du Caju
MV. Ethinylestradiol and testosterone have divergent effects on circulating IGF system components in adolescents with constitutional tall stature. European Jornal of Endocrinology, 2005, 152:597-604 309.
Root AW, Bongiovanni AM, Eberlein WR. Inhibition of thyroidal radio
odine uptake by human growth hormone. J Pediatr, 1970, 76:422-429 310.
Rosténe WH. Neurobiological and neuroendocrine functions of the
vasoactive intestinal peptide (VIP). Prog Neurobiol, 1984, 22:103-29 311.
Ruchhoft EA, Elkind-Hirsch KE, Malinak R. Pituitray function is altered
during the same cycle in women with polycystic ovary syndrome treated with continuous or cyclic oral contraceptives or a gonadotropin-releasing hormone agonist. Fertil Steril, 1996, 66:54-60 312.
Sahu A, Xu B, Kalra SP. Role of galanin in stimulation of pituitary
luteinizing hormone secretion as revealed by a specific receptor antagonist, galantide. Endocrinology, 1994, 143:529-36 313.
Said SI and Mutt V. Potent peropheral and splanchnic vasodilatator
peptide from normal gut. 1970, Nature, 225:863-864 314.
Saito T and Saxena BB. Specific receptors for prolactin in the ovary.
Acta Endocrinol (Copenh), 1975, 80:126-37 315.
Samson WK ans Schell DA. Oxytocin and the anterior pituitary gland.
1995, Ad Exp Med Biol, 1995, 395:355-364
121
316.
Sánchez MM, Young LJ, Plotsky PM, Insel TR. Autoradiographic and in
situ hybridization localisation of corticotropin-releasing factor 1 and 2 receptors in nonhuman primate brain. J Comp Neurol, 1999, 408:365-377 317.
Sánchez-Criado JE, de Las Mulas JM, Bellido C, Aguilar R, Garrido-
Gracia JC. Gonadotrope oestrogen receptor-alpha and – beta and progesterone receptor immunoreactivity after ovariectomy and exposure to estradiol benzoate, tamoxifen or raloxifen in the rat: correlation with LH secretion. J Endocrinol, 2005,184:59-68 318.
Sánchez-Criado JE, Martin De Las Mulas J, Bellido C, Tena-Sempere M,
Aguilar R, Blanco A. Biological role of pituitary estrogen receptors ERalpha and ERbeta on progesterone receptor expression and action and on gonadotropin and prolactin in the rat. Neuroendocrinol, 2004, 79:247-58 319.
Sawangjaroen K, Curlewis JD. Effects of pituitary adenylate-cyclase
activating polypeptide (PACAP) and vasoactive intestinal polypeptide (VIP) on prolactin, luteinizing hormone and growth hormone secretion in the ewe. J Neuroendocrinol, 1994, 6:549-555 320.
Schally AV, Arimura A, Kastin AJ, Matsuo H, Baba Y, Redding TW,
Nair RM, Debeljuk L, White WF. Gonadotropin-releasing hormone: one polypeptide regulates secretion of luteinizing and follicle-stimulating hormones. Science, 1971, 173:1036-8 321.
Schally AV, Coy DH, Meyers CA. Hypothalamic regulatory hormones.
1978, Annual Review of Biochemistry, 47:89-128 322.
Schechter J, Ahmad N, Elias K, Weiner R. Estrogen-induced tumors:
changes in the vasculature in two strains of rat. Am J Anat, 1987, 179:315-23 323.
Schindler AE. Antiandrogenic progestins for treatment of signs of
androgenisation and hormonal contraception. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol, 2004, 112:136-41 324.
Scully KM, Gleiberman AS, Lindzey J, Lubahn DB, Korach KS,
Rosenfeld MG. Role of estrogen-alpha in the anterior pituitary gland. Mol Endocrinol, 1997, 11:674-81
122
325.
Shi WL, Zhu PD. Autoradiographic localization of [3H] RU 486 and
[3H] progesterone in the uterus, pituitary and hypothalamus of the rat. Hum Reprod, 1990, 5:123-7 326.
Shimizu T. The estrogen receptor (ER) alpha, but not beta, gene is
expressed in hypothalamic growth-hormone-releasing hormone neurone of the adult female rat. Neurosci, 2005, 52:121-5 327.
Shimon I, Hinton DR, Weiss MH, Melmed S. Prolactinomas express
human heparin-binding secretory transforming gene (hst) protein product: marker of tumour invasiveness. Clin Endicrinol (Oxf), 1998, 48:23-9 328.
Shioda S, Nakai Y. Immunocytochemical localization of TRH and
autoradiographic determination of 3H-TRH-binding sites in the arcuate nucleus median eminence of the rat. Cell Tissue Res, 1983, 228:475-87 329.
Shirota M, Banville D, Ali S, Jolicoeur C, Boutin JM, Edery M, Dijane J,
Kelly PA. Expression of two forms of prolactin receptor in rat ovary and liver. Mol Endocrinol, 1990, 4:1136-43 330.
Shughrue PJ, Lane MW, Scrimo PJ, Mechenthaler I. Comparative
distribution of estrogen receptor-alpha (ERalpha) and beta (ERbeta) mRNA in the rat pituitary, gonad, and reproductive tract. Steroids, 1998, 63:498-504 331.
Shugrhue PJ, Komm B, Merchenthaler I. The distribution of estrogen
receptor-beta mRNA in the rat hypothalamus. Steroids, 1996, 61:678-81 332.
Shukuwa K, Izumi S, Hishikawa Y, Ejima K, Inouse S, Muramatsu M,
Ouchi Y, Kitaoka T, Koji T. Diethylstilbestrol increases the density f prolactin cells in male mouse pituitary by inducing proliferation of prolactin cells and transdifferentiation of gonadotropic cells. Histochem Cell Biol, 2006, 126:11123 333.
Shupnik MA, Weinmann CM, Notides AC, Chin WW. An upstream
region of rat luteinizing hormone beta gene binding estrogen receptor and confers estrogen responsiveness. J Biol Chem, 1989, 264:80-6 334.
Simerly RB, Carr AM, Zee MC, Lorang D. Ovarian steroid regulation of
oestrogen and progesterone receptor messenger ribonucleic acid in the anteroventral periventricular nucleus of the hypothalamus in the rat. J Neuroendocrinol, 1996, 8:45-56
123
335.
Singh M, Dykens JA, Simpkins JW. Novel mechanisms for estrogen-
induced neuroprotection. Exp Biol Med (Maywood), 2006, 231:514-21 336.
Skinner DC, Dufourny L. Oestrogen receptor beta-immunoreactive
neurons in the ovine hypothalamus: distribution and colocalization with gonadotropin-releasing hormone. J Neuroendocrinol, 2005, 17:29-39 337.
Sluczanowksa-Glabowska S. The effect of hyperprolactinaemia on
morphology and function of androgen receptor expressing cells in rat testis, epididymis and prostate. Ann Acad Med Stetin, 2004, 50:123-34 338.
Smith EP, Boyd GR, Takahashi H, Cohen RM, Specker B, Williams TC,
Lubahn DB, Korach KS. Estrogen resistance caused by a mutation in the estrogen-receptor gene in a man. N Engl J Med, 1994, 331:1056-61 339.
Smythe GA, Brandstater JF, Vining RF. Effects on the secretion of
piruitary growth hormone, thyroid stimulating hormone, luteinizing hormone and follicle stimulating hormone in rats rendered hyperprolactinaemic by chronic treatment with oestrogen. Aust J Biol Sci, 1981, 34:321-4 340.
Soares-Welch C, Farhy L, Mielke KL, Mahmud FH, Miles JM, Bowers
CY, Veldhuis JD. Complementary secretagogue pairs unmask prominent gender-related contrast in mechanism of growth hormone pulse renewal in young adults. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism, 2005, 90:2225-2232 341.
Sreedharan SP, Patel DR, Huang JX, Goetzl EJ. Cloning and functional
expression of a human neuroendocrine VIP receptor. BBRC, 1993, 1993:546553 342.
Sulliven SD and Moenter SM. Gamma-amonibutyric acid neurons
integrate and rapidly transmit permissive and inhibitory metabolic cues to gonadotropin-releasing hormone neurons. Endocrinology, 2004, 145:1194-202 343.
Sundler F, Ekblad E, Absood A, Hakanson R, Köves K, Arimura A.
Pituitary adenylate-cyclase activating peptide: A novel vasoactive intestinal peptide-like neuropeptide in the gut. Neuroscience, 1992, 46:439-454 344.
Suzuki S, Yamamoto I, Arita J. Mitogen-activated protein kinase-
dependent stimulation of proliferation of rat lactotrophs in culture by 3’,5’cyclic adenosine monophosphate. Endocrinology, 1999, 140:2850-2858
124
345.
Taylor AH, Al-Azzawi F. Immunolocalization of oestrogen receptor beta
in human tissues. J. Mol Endocrinol, 2000, 24:145-55 346.
Temple JL, Scordalakes EM, Bodo C, Gustafsson JA, Rissman EF. Lack
of functional estrogen receptor beta distrupts pubertal male sexual behavior. Horm Behav, 2003, 44:427-34 347.
Tesone M, Oliveira-Filho RM, Charreau EH. Prolactin binding in rat
Langerhans islets. J Receptor Res, 1980, 1:355-72 348.
Thorngren KG and Hansson LI. Effect of administration frequency of
growth hormone on longitudinal bone growth in the hypophysectomized rat. Acta Endocrinol (Copenh), 1977, 84:497-511 349.
Tiong TS and Herington AC. Tissue distribution, characterization, and
regulation of messenger ribonucleic acid for growth hormone receptor and serum binding protein in the rat. Endocrinology, 1991, 129:1628-34 350.
Tivis LJ, Ceballos NA, Chastain G, Tivis RD. Alcohol and estrogen
replacement therapy in postmenopausal women. Direct and mediated effects on cognitive component processes. Neuropsychobiology, 2008, 58:104-10 351.
Toppari J, Larsen JC, Christiansen P, Giwercman A, Grandjean P,
Guillette LJ. Jr, Jégou B, Jensen TK, Jouannet P, Keiding N, Leffers H, McLachlan JA, Meyer O, Müller J, Rajpert-De Meyts E, Scheike T, Sharpe RM, Sumpter JS, Skakkebaek NE. Male reproductive health and enviromental xenoestrogens. Environ. Health Perspect, 1996, 104:741-803 352.
Tóth BE, Homicskó K, Radnai B, Maruyama W, DeMaria JE,
Vecsernyés M, Fekete MI, Fülöp F, Naoi M, Freeman ME, Nagy GM. Salsolinol is a putative endogenous neuro-intermediate lobe prolactin-releasing faktor. J Neuroendocrinol, 2001, 13:1042-50 353.
Toyama Y, Okhawa M, Oku R, Meakawa M, Yuasa S. Neonatally
administered diethylstilbestrol retards the development of blood-testis barrier in the rat. J Androl, 2001, 22:413-23 354.
Tsuji T, Ishizaka K, Winters SJ. Effects of pituitary adenylate cyclase
activating polypeptide on gonadotropin secretion and subunit messenger ribonucleic acids in perifused rat pituitary cells. Endocrinology, 1994, 135:826833
125
355.
Tsutsumi M, Zhou W, Millar RP, Mellon PL, Roberts JL, Flanagan CA,
Dong K, Gillo B, Sealfon SC. Cloning and functional expression of a mouse gonadotropin-releasing hormone receptor. Mol Endocrinol, 1992, 6:1163-9 356.
Turgeon JL, Van Patten SM, Shyamala G, Waring DW. Steroid
regulation of progesterone receptor expression in cultured rat gonadotropes. Endocrinology, 1999, 145:2318-25 357.
Turgeon JL, Waring DW. Differential expression and regulation of
progesterone receptor isoforms in rat and mouse pituitary cells and LbetaT2 gonadotropes. J Endocrinol, 2006, 190:837-46 358.
Uddman R, Goadsby PJ, Jansen I. PACAP a VIP-like peptide:
immunohistochemical localization and effect upon cat pial arteries and cerebral blood flow. J. Cereb. Blood Flow. Metab, 1993, 13:291-297 359.
Uedva E, Ozerdam U, Chen YH, Yao M, Huang KT, Sun H, Martins-
Green M, Bertolini P, Walker AM. A molecular mimic demonstrates that phosphorylated human prolactin is a potent anti-angiogenic hormone. Endocr Relat Cancer, 2006, 13:95-111 360.
Usdin TB, Bonner TI, Mezey E. Two receptors for vasoactive intestinal
polypeptide
with
similar
specificity
and
complementary
distribution.
Endocrinology, 1994, 135:2662-80 361.
Utiah WH, Archer DF, Bachmann GA, Gallagher C, Grodstein F,
Heiman JR, Henderson VW, Hodis HN, Karas RH, Lobo RA, Manson JE, Reid RL, Schmidt PJ, Stuenkel CA. Estrogen and progesterone use in postmenopausal women: July 2008 position statemant of The North American Menopause Society. Menopause, 2008,15:584-602 362.
Vale W, Spiess J, Rivier C, Rivier J. Characterization of a 41-residue
ovine hypothalamic peptide that stimulates secretion of corticotropin and betaendorphin. Science, 1981, 213:1394–1397 363.
Van de Kar LD, Rittenhause PA, Li Q, Levy AD. Serotoninerg regulation
of renin and prolactin secretion. Behav Brain Res, 1996, 73:203-208 364.
Van Pett K, Viau V, Bittencourt JC, Chan RK, Li HY, Arias C, Prins GS,
Perrin M, Vale W, Sawchenko PE. Distribution of mRNAs encoding CRF
126
receptors in brain and pituitary of rat and mouse. J Comp neurol, 2000, 428:191212 365.
Vankelecom H, Matthys P, Van Damme J, Heremans H, Billiau A, Denef
C. Immunocytochemical evidence that S-100-positive cells of the mouse anterior pituitary contain interleukin-6 immunoreactivity. J Histochem Cytochem, 1993, 41:151-6 366.
Velasco ME, Roessmann U, Gambetti P. The presence of glial acidic
protein in the human pituitary gland. J Neuropathol Exp Neurol, 1982, 41:150063 367.
Vertongen P, Delhase M, Rajas F, Trouillas J, Hooghe-Peters E, Svoboda
M, Robberecht P. Pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide/vasoactive intestinal polypeptide receptor subtypes are differentially expressed in rat transplanted pituitary tumours (SMtTW) and in the normal gland. J Mol Endocrinol, 1996, 16:239-48 368.
Vida B, Hrabovszky E, Kalamatianos T, Coen CW, Liposits Z, Kalló I.
Oestrogen receptor alpha and beta immunoreactive cells in tha suprachiasmatic nucleus of mice: distribution, sex difference and regulation by gonadal hormones. J Neuroendocrinol, 2008, 20:1270-7 369.
Vidal NO, Ekberg S, Enerbäck S, Lindahl A, Ohisson C. The
CCAAT/enhancer-binding protein-alpha is expressed in the germinal layer of the growth plate: colocalisation with the growth hormone receptor. J Endocrinol, 1997, 155:433-41 370.
Vidal O, Lindberg MK, Hollberg K, Baylink DJ, Andersson G, Lubahn
DB, Mohan S, Gustaffson JA, Ohlsson C. Estrogen receptor sepcificity in the regulation of skeletal growth and maturation in male mice. Proc Natl Acad Sci USA, 2000, 97:5474.9 371.
Volpe A, Artini PG, Barreca A, Minuto F, Coukos G, Genazzani AR.
Effects of growth hormone administration in addition to gonadotrophins in normally ovulating women and polycyctic ovary syndrome (PCO) patients. Human Reproduction, 1992, 7:1347-1352 372.
Wahlström T, Huhtaniemi I, Hovatta O, Seppälä M. Localization of
luteinizing hormone, follicle-stimulating hormone, prolactin, and their receptors
127
in human and rat testis using immunohistochemistry and radioreceptor assay. J Clin Endocrinol Metab, 1983, 57:825-30 373.
Walsh RJ, Mangurian LP, Posner BI. The distribution of lactogen
receptor in the mammalian hyothalamus: an in vitro autoradiographic analysis of the rabbit and rat. Brain Res, 1990, 15:1-11 374.
Wang C and Chan V. Divergent effects of prolactin on estrogen and
progesterone production by granulosa cells of rat Graafian follicles. Endocrinology, 1982, 110:1085-93 375.
Wanke IE, Rorstad OP. Receptors for vasoactive intestinal peptide in rat
anterior pituitary glands: localization of binding to lactotropes. Endocrinology, 1990, 126:1981-8 376.
Weir HK, Marrett LD, Kreiger N, Darlington GA, Sugar L. Prenatal and
perinatal exposures and risk of testicular germ-cell cancer. J. Cancer, 2000, 87:438-443 377.
Weissberger AJ, Ho KK, Lazarus L. Contrasting effects of oral and
transdermal routes of estrogen replacement therapy on 24-hour growth hormone (GH) secretion, insulin-like growth factor I, and GH-binding protein in postmenopausal women. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism, 1991, 72:374-381 378.
Welshons WV, Lieberman ME, Gorski J. Nuclear localization of
unoccupied oestrogen receptors. Nature, 1984, 307:747-9 379.
Whitworth NS. Lactation in humans. Psychoneuroendocrinology, 1988,
13:171-88 380.
Wigger A, Sánchez MM, Mathys KC, Ebner K, Frank E, Liu D, Kresse
A, Neumann ID, Holsboer F, Plotsky PM, Landgraf R. Alterations in central neuropeptide expression, release, and receptor binding in rats bred for high anxiety: critical role of vasopressin. Neuropsychopharmacolog. 2004, 29:1.14 381.
Wilson ME, Price RH Jr, Handa RJ. Estrogen receptor-beta messenger
ribonucleic acid expression in the pituitary gland. Endocrinology, 1998, 139: 5151-6 382.
Wintermantel TM, Campbell RE, Porteous R, Bock D, Gröne HJ,
Todman MG, Korach KS, Greiner E, Pérez CA, Schütz G, Herbison AE.
128
Definition of estrogen receptor pathway critical for estrogen pozitive feedback to gonadotropin-releasing hormone neurons and fertility. Neuron, 2006, 52:271-80 383.
Wojcikiewicz RJ, Kent PA, Fain JN. Evidence that thyrotropin-releasing
hormone-induced increase in GTPase activity in GH3 cells are mediated by a guanine nucleotide-binding protein other than Gs or Gi. Biochem Biophys Res Commun, 1986, 138:1383-9 384.
Wu X, Zhang R, Di A, Shan H, Xu R. Effects of growth factors and
estrogen on the proliferation and prolactin gene expression in anterior pituitary cells of rats. Zhongguo Yi Xue Ke Xue Yuan Xue Bao, 1999, 21:331-7 385.
Xu M, Proudman JA, Pitts GR, Wong EA, Foster DN, el Halawani ME.
Vasoactive intestinal peptide stimulates prolactin mRNA expression in turkey pituitary cells: effects of dopaminergic drugs. Proc Soc Exp Biol Med, 1996, 212:52-62 386.
Yamada Y, Post SR, Wang K, Tager HS, Bell GI, Seino S. Cloning and
funtional characterization of family of human and mouse somatostatin receptors expressed in brain, gastrointestinal tract, and kidney. Proc Natl Acad Sci USA, 1992, 89:251-255 387.
Yamashita
M,
Qian
ZR,
Sano
T,
Horváth
E,
Kovács
K.
Immunohistochemical study on so-called follicular cells and folliculostellate cells in the human adenohypophysis. Pathol Int, 2005, 55:244-7 388.
Zhang X, Horwitz GA, Heaney AP, Nakashima M, Prezant TR,
Bronstein MD, Melmed S. Pituitary tumor transforming gene (PTTG) expression in pituitary adenomas. J Clin Endocrinol Metab, 1999, 84:761-7 389.
Zhou J, Pfaff DW, Chen G. Sex differences in estrogenic regulation of
neuronal activity in neonatal cultures of ventromedial nucleus of the hypothalamus. Proc Natl Acad Sci, 2005, 102:14907-12 390.
Ziecik AJ, Okrasa S, Kalamarz H, Lakomy M, Kraeling RR.
Concentration of neuropeptide Y, galanin, & bgr;-endorphin, vasoactive intetestinal peptide and gonadotropin relesing hormone in the hypothalamus of gilts during estrus cycle. Neuro Endocrinol Lett, 1999, 20:397-403
129
PUBLIKÁCIÓK JEGYZÉKE AZ ÉRTEKEZÉS TÉMÁJÁBAN MEGJELENT KÖZLEMÉNYEK 1. Andrea Heinzlmann, Katalin Köves. The charateristic change in the distribution of S-100 immunoreactive folliculostellate cells in rat anterior pituitary upon long-term estrogen treatment is prevented by progesterone. Endocrine, 2008, 33:342-348 (IF:1,842) 2. A. Heinzlmann, Kirilly, E., Meltzer, K., Szabó, E., Baba, A., Hashimoto, H., Köves, K. PACAP is transiently expressed in anterior pituitary gland of rats. In situ hybridization and cell immunoblot assay studies. Peptides, 2008, 29:571577 (IF 2.565). 3. Andrea Heinzlmann, Katalin Köves, Magdolna Kovács, Valér Csernus. Sexual dimorphism in the effect of concomitant progesterone administration on changes caused by long-term (two or five months) estrogen treatment in pituitary hormone immunoreactivities of rats. Med Sci Mon, 2010, accepted (IF: 1,543) 4. Andrea Heinzlmann, Katalin Köves, György M. Nagy. Effect of concomitant progesterone administration or the effect of removal of estrogen capsule on changes
caused
by
long-tem
estrogen
treatment
immunoreactivties. Endocrine, 2010, 37:396-402 (IF:1,278)
130
in
pituitary
VIP
NEM AZ ÉRTEKEZÉS TÉMÁJÁBAN MEGJELENT KÖZLEMÉNYEK 1. K. Köves, G. Kiss, A. Heinzlmann, J. Takács, R. Dochnal, M. Mancinger, Á. Pál, I. Sípos, G. Szabó. Secretin attenuates the hereditary repetitive movements in a mouse model. Journal of Molecular Neurosci, 2010, published online (IF: 2,061) 2. A. Heinzlmann, Zs. Tóth, K. Köves. Secretin mRNA in the Subdivisions of Primary Sensory Neurons in the Trigeminal Ganglion of Rats. Journal of Molecular Neurosci, 2010, published online (IF: 2,061) 3. K. Köves, M. Kausz, D. Reser, Gy. Illyés, J. Takács, A. Heinzlmann, E. Gyenge, K. Horváth: Secretin and autism: a basic morphological study about the distribution of secretin in the nervous system, Regulatory Peptides, 2004, 123:209 –216 (IF: 2,235). 4. K. Köves, O. Kántor, J Molnár, A. Heinzlmann, E. Szabó, F. Szabó, Á. Nemeskéri, J. Horváth, A. Arimura. The role of PACAP in Gonadotropic hormone secretion at hypothalamic and pituitary levels. J.Mol.Neurosci, 2003, 20:141-152 (IF:2,812). 5. F. Szabó, J. Horváth, A. Heinzlmann, A. Arimura, K. Köves: Neonatal PACAP administration in rats delays puberty through the influence of the LHRH neuronal system. Regulatory Peptides, 2002, 109:49-55 (IF:3,205). 6. O. Kántor, A. Heinzlmann, N. Suzuki, E. Vincze, K. Köves: Distribution of PACAP and its mRNA in several nonneuronal tissues of rats demonstrated by sandwich enzyme immuassay and RT-PCR technique, Regulatory Peptides, 2002, 109:103-105 (IF:3,205). 7. E. Szabó, Á. Nemeskéri, A. Heinzlmann, N. Suzuki, A. Arimura, K. Köves: Cell immunoblot assay study demonstrating the release of PACAP from individual anterior pituitarity cells of rats and the effect of PACAP on LH release. Regulatory Peptides, 2002, 109:75-81 (IF:3,205). 8. K. Köves V. Verecki, M. Kausz, O. Kántor, J. Molnár, Á. Nemeskéri, A. Heinzlmann, E. Szabó, F. Szabó, K. Fógel, A. Lakatos, G. Szeiffert, A.
131
Arimura: PACAP and VIP in photoneuroendocrine system (PNES). Medical Science Monitor 2002, 8:SR5-20 (IF:1,381). 9. O. Kántor, J. Molnár, A. Heinzlmann, A. Arimura, Zs. Fürst, K. Köves: Study on the hypothalamic factors mediating the inhibitory effect of PACAP38 on ovulation, Peptides, 2001, 22: 2163-2168 (IF:2,137). 10. O. Kántor, J. Molnár, A. Heinzelmann, Z. Fürst, A. Arimura, K. Köves: The inhibitory effect of PACAP38 on the ovulation is mediated by CRF and endogenous opioid. Ann. NY, Acad. Sci, 2000, 921: 405-409 (IF:1,381).
KÖNYVFEJEZETEK 1. K. Köves, A. Heinzlmann: The role of pituitary adenylate cyclase activating polypeptide (PACAP) in biological rhythms. In: Neuropeptides, research Signpost, New York, 2008, pp. 143-160. 2. K. Köves, A. Heinzlmann: Neurotransmitters and Neuropeptides in Autism. In: New Autism Research Developments. Ed: Mesmere B., Nova Science Publishers, Inc., New York, 2007, pp. 1-67. 3. Köves K. Vereczki V., Molnár J., Kántor O., Heinzlmann A., Szabó E.: Presence and role of pituitary adenylate cyclase activating polypeptide in the photoneuroendocrine system. In: Rhythmic biological processes. The role of biological clocks. Editors: Csernus V., Mess B. Dialóg Campus Kiadó, Budapest-Pécs, 2003, pp. 147-164
132
KÖSZÖNETNYÍLVÁNÍTÁS Ezúton szeretnék köszönetet mondani témavezetőmnek Köves Katalin Professzor Asszonynak, aki igen nagy odafigyeléssel, türelemmel és szakmai tudásának átadásával diákkorom óta irányítja és segíti tudományos munkámat. Köszönettel tartozom Oláh Imre Professzor Úrnak, intézetünk volt és Szél Ágoston Professzor Úrnak, intézetünk jelenlegi vezetőjének, akik lehetővé tették, hogy az intézetben dolgozhassam. Köszönöm nekik, hogy munkámat emberileg és anyagilag mindig támogatták. Köszönöm Takácsné Gajdos Annának, Aninak, hogy türelemmel és lelkiismerettel
megtanította
a
laboratóriumi
munka
alapvető
elemeit.
Köszönöm az immunhisztológiai munkákban nyújtott értékes segítségét. Köszönet illeti Kovács Magdolna Professzor Asszonyt, aki az LH, FSH radioimmunassay elvégzését tette lehetővé, valamint Nagy György Professzor Úrat, aki megengedte, hogy Balázs Istvánné, Marika és Szentmiklósi Lajosné, Karola, elvégezzék a PRL és GH radioimmunassay-t. Köszönöm Gerendai Ida Professzor Asszonynak és Wenger Tibor Professzor Úrnak, hogy diákkörös éveimtől támogattak. Schay Ildikónak, hogy hosszú beszélgetéseink során mindig lelket öntött belém, ami segített a munkám folytatásában. Hálás vagyok a Humánmorfológiai és Fejlődésbiológiai Intézet minden dolgozójának az intézetben kialakult családias légkörért és támogatásukért, amit Tőlük kaptam.
133 Takár Emőke: Virágok
