Doktori értekezés
FÉLSZÁRAZ ALFÖLDI HOMOKTERÜLETEK SÖTÉT SZEPTÁLT ENDOFITON (DSE) GOMBÁINAK VIZSGÁLATA
Knapp G. Dániel
Biológia Doktori Iskola Iskolavezető: Prof. Erdei Anna, az MTA rendes tagja Kísérletes Növénybiológia Doktori Program Programvezető: Prof. Szigeti Zoltán
Témavezető: Dr. habil. Kovács M. Gábor, egy. docens, ELTE TTK, Biológiai Intézet, Növényszervezettani Tanszék Eötvös Loránd Tudományegyetem, Biológiai Intézet Növényszervezettani Tanszék
Budapest 2015
TARTALOMJEGYZÉK BEVEZETÉS AZ ENDOFITON GOMBÁK ÁTTEKINTÉSE 1.1 Endofiton szervezetek 1.2 Endofiton gombák 1.2.1 A C-endofitonok 1.2.2 Az NC-endofitonok 1.3 Gyökérkolonizáló nem patogén gombák 1.3.1 Mikorrhiza képző gombák 1.3.2 Gyökérendofiton gombák 2. A DSE GOMBÁK IRODALMI ÁTTEKINTÉSE 2.1 Történeti áttekintés 2.2 A DSE gombák 2.2.1 A DSE gombák elterjedése 2.2.2 A DSE gombák rendszertani besorolása 2.2.3 A DSE gombák általános jellemzői 2.2.4 A DSE gombák propagulumai 2.3 A DSE gombák vizsgálata 2.3.1 A DSE gombák növényre gyakorolt hatásának vizsgálata 2.3.2 A DSE gombák kolonizációjának fénymikroszkópos vizsgálatai 2.3.3 A DSE gombák ultrastruktura vizsgálatai 2.3.4 A gombák molekuláris taxonómiai vizsgálata 2.3.5 Az Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) módszer 2.3.6 A fluoreszcens in situ hibridizáció (FISH) alapjai 3. CÉLKITŰZÉSEK 4. ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK 4.1 A mintavételi területek 4.2 A mintázott növények 4.3 A gombák izolálása a gyökerekből 4.4 Molekuláris vizsgálatok 4.4.1 DNS kivonás 4.4.2 Csoportspecifikus PCR és primer fejlesztés 4.4.3 Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) vizsgálatok 4.4.4 DNS régiók amplifikálása és szekvenálása 4.4.5 Filogenetikai analízis 4.5 Fluoreszcens in situ hibridizáció (FISH) 4.5.1 A FISH próbák 4.5.2 A minták előkészítése 4.5.3 Hibridizációs lépés 4.5.4 Poszthibridizációs lépés 4.6 Inokulációs rendszerek 4.6.1 In vitro kísérletek a DSE sajátságok teszteléséhez 4.6.2 A FISH vizsgálatok inokulációs rendszere 4.6.3 A TEM vizsgálatokhoz összeállított inokulációs rendszer 4.7 Mikroszkópos vizsgálatok 4.7.1 Fluoreszcens mikroszkópia 4.7.2 Festés és fénymikroszkópos vizsgálatok 4.7.3 A minták előkészítése és ultrastruktura vizsgálata, TEM 4.7.4 Spóraképzés indukálása
1.
oldalszám 4 5 5 5 6 7 8 8 9 10 10 11 11 13 14 16 17 17 18 19 20 21 22 24 25 25 26 26 27 27 28 28 28 30 32 32 32 33 33 34 34 34 35 36 36 36 37 37
2
EREDMÉNYEK 5.1 A félszáraz alföldi területek endofiton gombái 5.1.1 Terepi minták mikroszkópos vizsgálatai 5.1.2 Az izolátumok 5.2 Az inokulációs tesztek eredményei 5.3 Az azonosított DSE gombák 5.3.1 A tizennégy DSE csoport 5.3.2 Gazda és terület specficitás, szezonalitás és inváziós növények 5.4 DSE csoportok ISSR vizsgálatának eredményei 5.4.1 A kiválasztott DSE csoportok 5.4.2 A DSE-1 és DSE-7 izolátumok célzott gyűjtése és a specifikus PCR 5.4.3 ISSR primerek és PCR-ek eredményei 5.4.4 Az ISSR profilok eredményei 5.5 Az in planta FISH eredményei 5.6 Az ultrastruktura vizsgálatok eredményei 5.7 A taxonómiai vizsgálatok eredményei 5.7.1 Az izolátumok spóraképzése 5.7.2 Molekuláris taxonómiai eredmények 5.7.3 A három új nemzetség és az új fajok taxonómiai leírása 6. DISZKUSSZIÓ 6.1. Alföldi félszáraz területek DSE gombái 6.1.1 A terepi gyökerek kolonizációja 6.1.2 A DSE közösség fontosabb csoportjai 6.1.3 A DSE-k gazda- és területspecificitása és szezonalitása 6.1.4 A DSE közösség vizsgálatának konklúziói 6.2. A 3 DSE csoport izolátumainak ISSR vizsgálata 6.3. Az in planta FISH 6.4. A Cadophora sp. kolonizációjának TEM vizsgálata 6.5. A leírt DSE taxonok 6.5.1 Az új DSE nemzetségek elhelyezkedése 6.5.2 A Darksidea nemzetségbe tartozó más szekvenciák/izolátumok 6.5.3 Ivaros alak és spóraképzés a DSE gombáknál 7. ÖSSZEFOGLALÁS 8. SUMMARY 9. IRODALOMJEGYZÉK 10. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS 11. FÜGGELÉK 12. PUBLIKÁCIÓS LISTA 5.
39 39 39 39 39 40 43 45 45 45 46 47 47 51 52 55 55 57 62 70 70 70 71 74 75 76 77 79 81 82 83 84 85 86 87 103 104 115
3
BEVEZETÉS A szárazföldi edényes növények többsége különböző nem patogén gombákkal él együtt, az esetek többségében gyökerüket sokféle gomba kolonizálhatja, köztük endofitonok is. Az endofiton gombák életciklusuk teljes, vagy egy meghatározó szakaszán tünetmentesen élnek a gazdanövényben. Ezek egy formacsoportját alkotják a sötét szeptált endofitonok (DSE), melyek elnevezésüket a gyökérben inter- és intracellulárisan futó, legtöbb esetben pigmentált, szeptált hifáikról kapták. Ezekről a gombákról viszonylag kevés ismerettel rendelkezünk, annak ellenére, hogy jelen vannak az összes ökoszisztémában, különösen abiotikus stressznek kitett, például száraz-félszáraz élőhelyeken. A DSE gombák életmenet stratégiájáról, életközösségekben betöltött szerepéről, diverzitásáról, a kolonizációs lépéseiről és rendszertani besorolásáról információink meglehetősen hiányosak. Dolgozatom témáját alföldi félszáraz homokterületek DSE gombáinak több irányú vizsgálata adja, mely közelebbi betekintést adhat a fent említett alapvető kérdések megértéséhez. A dolgozatban szereplő DSE közösség vizsgálatok már a munkába kapcsolódásom előtt megkezdődtek (Pintye és Kovács 2006). Mivel ezen korábbi részeredmények az általam kapottakkal együtt elemezhetők és értelmezhetők jól, továbbá számos új vizsgálatot is végeztem ezekkel a törzsekkel, a dolgozatomban, jelölve, ezek az eredmények is szerepelnek.
4
1. AZ ENDOFITON GOMBÁK ÁTTEKINTÉSE 1.1 Endofiton szervezetek A növények különböző szervezetekkel élnek együtt, melyek a növény felszínén, vagy szöveteiben is jelen vannak. Az endofiton elnevezés a görög endo (= belül) és phyton (= növény) szavakból ered, és magában foglalja a növények szöveteiben jelen lévő organizmusok széles spektrumát a baktériumoktól kezdve a gombákon keresztül a metazoákig (Wilson 1995). Anton de Bary német botanikus-növénypatológus már 1886-ban használta
az
endofiton
kifejezést,
melyet
a
növények
hajtásaiban
jelenlévő
mikroorganizmusok összefoglalására használt (Wilson 1995 alapján). Az endofiton megnevezés nem feleltethető meg a szimbiózis egyik „de Bary-féle” klasszikus típusának sem (pl. mutualizmus, kommenzalizmus, parazitizmus), egyedül az adott szervezet növényben való jelenlétére vonatkozik (Saikkonen és mtsai 1998, Schulz és Boyle 2005, Junker és mtsai 2012, Andrade-Linares és Franken 2013). Az endofitonok életmenet stratégiájuk szerint lehetnek például látens patogének, látens szaprotrófok vagy egyértelműen mutualista gombák is (Porras-Alfaro és Bayman 2011). 1.2 Endofiton gombák Az endofiton gombák sokféle definíciója ismeretes. Legtöbb esetben azokat a gombákat nevezzük endofitonoknak, melyek életciklusuk teljes, vagy egy meghatározó szakaszán megtalálhatók a gazdanövényben, nem okozva látható szöveti károsodást (Petrini 1991, Hirsch és Braun 1992, Wilson 1995, Saikkonen és mtsai 1998, Stone és mtsai 2000, Hyde és Soytong 2008). Az endofitonok inter- és intracellulárisan kolonizálják a növények különböző szöveteit, megtalálhatóak az összes biomban és éghajlati övben, így fontos szerepet tölthetnek be az ökoszisztémákban (Porras-Alfaro és Bayman 2011). Az endofiton gombákat több féle szempontot figyelembe véve számos módon kategorizálhatjuk (Hyde és Soytong 2008). Történeti és gazdasági szempontok alapján már a kezdetektől két nagy csoportra osztották őket, megkülönböztetve/elkülönítve a fás szárú növények és a fűfélék hajtásainak endofitonjait (Saikkonen és mtsai 1998). A fűfélék endofitonjait mezőgazdasági jelentőségük miatt főként mezőgazdasági és alkalmazott mikológiai szempontok alapján kezdték vizsgálni. A biológiai, taxonómiai vagy ökológiai különbségek csak erősítették az eltérő megközelítésmódot a két különállónak tekintett endofiton csoportnál (Saikkonen és mtsai 1998). A gazdanövények rendszertani helye és életmenet stratégiája mellett további alapvető eltérés mutatkozott a két endofiton csoport 5
terjedési stratégiájában (pl. Saikkonen és mtsai 1998, Cheplik és Faeth 2009), mely történhet ivaros spórával, konídiummal, vagy egyéb képlettel (horizontális terjedés) és a gombák a növény szaporító képleteiben (pl. mag, szemtermés) is átkerülhetnek a következő gazda generációba (vertikális terjedés) (Rodriguez és mtsai 2009). A dolgozatban Rodriguez és mtsai (2009) által bevezetett kategóriák szerint ismertetem az endofiton gombákat (1. táblázat). Ez a jelenleg is általánosan használt rendszer (pl. Porras-Alfaro és Bayman 2011, Su és mtsai 2013) az endofitonokat történeti, filogenetikai, funkcionális, kolonizációs és terjedési sajátosságaik alapján kategorizálja. E szerint az endofiton gombák két fő csoportba sorolhatók; (i) az egyiket a Clavicipitaceae (Sordariales, Ascomycota) családba tartozó, fűféléket kolonizáló gombák alkotják, ezeket Cendofitonoknak nevezzük (CE, Clavicipitaceous endophytes vagy „class-1” endofitonok), (ii) a másik csoportot a Clavicipitaceae-től eltérő rendszertani csoportokba tartozó NCendofitonok (NCE, non-Clavicipitaceous endophytes) alkotják. Az NC-endofitonokat további három „funkcionális csoportra” oszthatjuk („class-2”, „class-3” és „class-4”, lásd 1. táblázat) (Rodriguez és mtsai 2009). Ezen csoportokba sorolt gombáknak nincs meghatározott
gazdanövény
csoportja,
alacsonyabb
rendű
növények,
harasztok,
nyitvatermők és zárvatermők szöveteit is kolonizálhatják. 1. táblázat Az endifiton gombák csoportosítása Rodriguez és mtsai (2009) szerint, módosítva
C-endofitonok
NC-endofitonok
szempontok
class-1
class-2
class-3
class-4
gazda spektrum
szűk
széles
széles
kolonizált szerv
hajtás és rizóma
hajtás
gyökér
kolonizáció mértéke növényen belüli diverzitás mértéke
kiterjedt
széles hajtás, rizóma és gyökér kiterjedt
limitált
kiterjedt
alacsony
alacsony
magas
nem ismert
vertikális és horizontális
vertikális és horizontális
horizontális
horizontális
terjedési stratégia
1.2.1 A C-endofitonok A C-endofitonok a Clavicipitaceae családba tartozó gombák (pl. Epichloë fajok; anamorf: Neotyphodium), melyek szisztémásan (jelenlétük nem csak egy szervre-szövetre korlátozódik) kolonizálják a pázsitfűfélék föld feletti hajtásait (Clay és Schardl 2002, Rodriguez és mtsai 2009). A C-endofitonokat általánosan a gazdanövény mutualista partnerének tekintik, főként az intercelluláris terekben fordulnak elő és vertikálisan (szemterméseken keresztül) is terjednek (Schardl és mtsai 2004, Andrade-Linares és Franken 6
2013). Az endofiton gombák a C-endofitonoknak köszönhetően kerültek fókuszpontba az 1970-es évek végén, amikor Bacon és mtsai (1977) felfedezték, hogy a legelőfüvekben előforduló Clavicipitaceae családba tartozó endofiton gombák toxikusak a marhákra és egy régóta ismert szindróma okozói. Az ezt követő tanulmányok rávilágítottak, hogy mind az endofitonok, mind a toxinok okozta szindrómák általánosak és elterjedtek. Emiatt válhattak a C-endofitonok az „egyik legérdekesebb és gazdaságilag legfontosabb típusává” a gombanövény interakcióknak (Andrade-Linares és Franken 2013), melyekkel azóta is számos tanulmány, összefoglaló cikk, könyvfejezet és könyv foglalkozik (pl. Stone és mtsai 2000, Bacon és White 2000, Faeth és Fagan 2002, Arnold és Lutzoni 2007, Spatafora és mtsai 2007, Cheplick és Faeth 2009, Porras-alfaro és Bayman 2011).
1.2.2 Az NC-endofitonok Az NC-endofitonokról és ökológiai jelentőségükről relatíve kevesebb ismerettel rendelkezünk, és csak nagy általánosságokban beszélhetünk erről a csoportról, mivel rendkívül sokféle gomba sorolható ide. Ezeket feltételezett tulajdonságaik és funkcióik alapján legalább három csoportba sorolhatjuk (1. táblázat) Rodriguez és mtsai (2009) kategóriái szerint. A
class-2
endofitonok
(1.
táblázat)
többségükben
az
aszkuszos
gombák
Pezizomycotina altörzsébe tartoznak. Példaként említhetjük többek közt a „Phoma”, Arthrobotrys, Fusarium culmorum, Colletotrichum magna és a Yellowstone hőforrásoknál izolált Curvularia protuberata (Redman és mtsai 2002) fajokat. A class-2 endofitonok a növény gyökerét, szárát és levelét is kolonizálhatják, horizontálisan és vertikális módon is terjedhetnek. Általában egy speciális élőhelyen kölcsönös „habitat-adaptációt” biztosíthatnak egymás közt a gazdanövénnyel, illetve egyes esetekben elengedhetetlenek lehetnek a növény normális fejlődéséhez (Garbary és Macdonald 1995, Rodriguez és mtsai 2009). A „habitatadaptált előnyt” abiotikus és biotikus stressznek kitett növényeknek biztosíthatnak, többek között növelhetik a gyökér és hajtás biomasszáját (pl. Mucciarelli és mtsai 2003), a patogénekkel szembeni ellenállóképességet (pl. Narisawa és mtsai 2002) és a szárazság-, sóés hőtűrést (Redman és mtsai 2002, Rodriguez és mtsai 2008). A class-3 endofitonok (1. táblázat) kizárólagosan a növények föld fölötti szöveteiben fordulnak elő, horizontálisan terjednek és extrém magas növényen belüli (in planta) diverzitás jellemző rájuk. Ide sorolható a legtöbb endofiton gomba, melyek a moháktól kezdve a zárvatermő növényekig, a trópusitól a sarki életközösségekig előfordulnak
7
(Rodriguez és mtsai 2009) a növények szárában, levelében, kérgében, virágában, gyümölcsében és ide tartoznak a trópusi fák levelében jelen lévő extenzíven vizsgált endofitonok is (Arnold és mtsai 2000, Tejesvi és mtsai 2005, Arnold és Lutzoni 2007). A csoport magas diverzitásának köszönhetően nehéz ökológiai vagy egyéb funkcióiról általános következtetést levonni. A class-4 csoportba (1. táblázat) olyan endofiton gombák tartoznak, melyek kolonizációja
a
növények
gyökerére
korlátozódik.
E
gyökérendofiton
gombákat
részletesebben tárgyaljuk az 1.3.2 alfejezettől kezdve. 1.3 Gyökérkolonizáló nem patogén gombák 1.3.1 Mikorrhiza képző gombák A szárazföldi edényes növények többsége mikorrhiza képző gombákkal él együtt. A tudományos irodalomban növények gyökeréhez asszociált gombák tekintetében legtöbb esetben ezzel a kapcsolattal találkozhatunk. A mikorrhizák „az abszorpció kettős szervei, melyek akkor jönnek létre, mikor szimbiotikus gombák kolonizálják a szárazföldi növények többségének és számos vízi növény és epifiton egészséges felszívó szerveit” (Trappe 1996). A mikorrhiza képző gombák túlnyomó többsége a valódi gombák három törzsébe, a Glomeromycota, az Ascomycota és a Basidiomycota törzsekbe tartoznak. A különböző típusú mikorrhiza kapcsolatokban a gomba partner segíthet a növénynek a víz és a benne oldott ásványi anyagok felvételében, míg a gombának a növény többek közt asszimilátumot (cukrokat és más szerves anyagokat) ad át (Smith és Read 2008). Ez a legtöbb esetben egyértelműen mutualista kapcsolat a gazdanövény és a gomba között, melynek alapja a kölcsönös anyagátadás, mely sok esetben jól megfigyelhető struktúrákon (pl. intracelluláris arbuszkulum (AM), intercelluláris Hartig-háló (EcM)) keresztül zajlik (Smith és Read 2008). Habár a különböző mikorrhizaképző gombákat az endofiton gombák közé sorolhatnánk az utóbbiak definiciója szerint, azonban viszonylag jól meghatározott funkcionális tulajdonságaik (pl. mutualista kapcsolat, direkt tápanyag transzfer (Brundrett 2002), és strukturális bélyegeik (pl. köpeny, Hartig-háló, arbuszkulum) alapján a mikorrhizaképző csoportokat külön kezelik.
8
1.3.2 Gyökérendofiton gombák A növények láthatóan egészséges gyökereiben gombák széles spektruma megtalálható (Vandenkoornhuyse és mtsai 2002), melyek között az aszkuszos gombák előfordulása kiemelkedő mértékű (Addy és mtsai 2005), de mikorrhizát nem képző bazidíumos gombák is kolonizálhatják a gyökereket (Porras-Alfaro és Bayman 2011, Herrera és mtsai 2010). A bazídiumos gyökérendofitonok közé tartozik a Piriformospora indica (Basidiomycota, Sebacinales), melyet egy Indiából származó talajmintában lévő arbuszkuláris mikorrhiza (AM) képző gomba spórájából izoláltak (Verma és mtsai 1998). Relatíve alapos ismerettel rendelkezünk e gombáról számos élettani, molekuláris biológiai és kolonizációs vizsgálatnak köszönhetően (pl. Waller és mtsai 2005, Zuccaro és mtsai 2011, Lahrmann és mtsai 2013). Néhány tanulmányban mikroszkópos megfigyelések alapján elkülönítették a „fine endofitonokat”, melyek a gyökerekben általánosan előforduló nagyon vékony, alig látszó és nehezen festhető hifákkal rendelkeznek és korábban az arbuszkuláris mikorrhiza képző gombák (AMF) közé sorolták őket Glomus tenue gyűjtőnéven (Olsson és mtsai 2004, Postma és mtsai 2007). A „fine endofitonok” rendszerani hovatartozása még tisztázatlan és irodalmi adataik is elenyészők. Az irodalomban több helyen találkozhatunk a „gyökérasszociált gomba” (RAF, rootassociated fungi) kifejezéssel, mely a gyökerekkel együtt előforduló gombákat jelenti, és sok esetben (pl. Green és mtsai 2008, Herrera és mtsai 2010, Khidir és mtsai 2010) a gyökerek felszín-sterilizálását követő molekuláris vizsgálatok során csak DNS szinten kimutatott gombákat jelöli. A gyökérendofitonok közül az aszkuszos gombák közé tartozó, pigmentált hifákkal rendelkező endofiton gombákról viszonylag több ismerettel rendelkezünk, mivel a sötét hifák relatíve könnyen detektálhatók a gyökerekben és ezek a gombák táptalajon általában könnyen tenyészthetők (Narisawa és mtsai 2003, Addy és mtsai 2005). A dolgozat további fejezeteiben az Ascomycota törzs, Rodriguez és mtsai (2009) szerint class-4 csoportjába (1. táblázat) tartozó, a növények gyökerét kolonizáló és többnyire pigmentált sejtfalú hifákkal rendelkező sötét szeptált endofiton gombák kerülnek részletesebb bemutatásra.
9
2. A SÖTÉT SZEPTÁLT ENDOFITONOK IRODALMI ÁTTEKINTÉSE 2.1 Történeti áttekintés A pigmentált hifákkal rendelkező gyökérkolonizáló gombák történeti áttekintését Jumpponen és Trappe (1998a) munkája alapján ismertetem röviden. A gyökereket kolonizáló szeptált hifákról először a XX. század elején Gallaud írt két növény (Allium sphaerocephalum, Ruscus aculeatus) esetében. A 1920-as évek elején Peyronel hasonló struktúrákat figyelt meg a nyári búza (Triticum aestivum) gyökerében, majd Melin izolált „barnás feketés hifákkal rendelkező steril gombákat”, melyeknek a Mycelium radicis atrovirens (MRA) és a Rhizoctonia sylvestris nevet adta. Előbbi intracellulárisan, utóbbi a gyökér felszínén képzett szkleróciumokat (lásd Jumpponen és Trappe 1998a). Szintén Peyronel pár évvel később 135 zárvatermő növényfaj gyökerében figyelt meg sötéten pigmentált, a kéregsejteiben pedig aggregált, vastag falú hifákat. A megfigyelt képleteket „Rhizoctonia-szerű” struktúraként írta le, de tisztában volt vele, hogy ezeket nem csak ez az egy csoport képzi. Melin később „pszeudomikorrhiza”-ként nevezte meg ezeket a kapcsolatokat, mivel olyan növényfajokat vizsgált, melyek nem képeznek mikorrhizát és ezt a kapcsolatot inkább parazita jellegűnek, mint mutualistának tekintette. De tudjuk, hogy ezek a gombák mikorrhiza képző és nem mikorrhiza képző növények gyökerét egyaránt kolonizálják (lásd Jumpponen és Trappe 1998a). A gyökereket kolonizáló, pigmentált és szeptált hifákkal rendelkező gombákkal a korábbi leírásokban több néven találkozhatunk: alkalmi mikorrhizás endofiton („casual mycorrhizal endophytic”), pszeudomikorrhizás („pseudomycorrhizal”), Rhizoctonia-szerű, szeptált endofiton (septate endophytes) és sötét szeptált (dark septate, DS) endofiton (lásd Jumpponen és Trappe 1998a). Napjainkban, bár még mindig többféle megnevezéssel találkozhatunk (pl. MRA, Narisawa és mtsai 2002; DS endofitonok, Cázares és mtsai 2005), és bár O’Dell és mtsai (1993) már több mint húsz éve jogosan felvetették, hogy a „szeptált endofiton” elnevezés lenne megfelelő a többek között sok, csak hialin hifával rendelkező gyökérendofiton miatt, a sötét szeptált endofiton (DSE, Dark Septate Endophytes) maradt a legszélesebb körben használt megnevezés ezekre a gyökérendofiton gombákra.
10
2.2 A DSE gombák 2.2.1 A DSE gombák elterjedése A gyökérszerű szöveteket kolonizáló arbuszkuláris mikorrhizaképző gombákat már körülbelül 450 millió éves ősharasztokban is detektáltak már (Remy és mtsai 1994), ami arra enged következtetni, hogy a növények szárazföldre lépése idején már meglehetett a szimbiotikus kapcsolat a gombákkal. Krings és mtsai (2007) egy alsó devon korban jellemző ősharaszt
(Nothia
aphylla)
rizómájának
rizoidszerű
struktúráiban
figyeltek
meg
intracelluláris, nem AMF-re jellemző gombákat, ezért elmondható, hogy endofiton gombák már legalább 400 millió éve jelen vannak a növények felszívó szerveiben. Klymiuk és mtsai (2013) mikroszkleróciumhoz hasonló struktúrákat írtak le már az eocénból is. DSE gombákat 144 növénycsalád közel 600 fajából mutattak ki, melyek közt mikorrhizát képző és nem képző növények is voltak (Jumpponen és Trappe 1998a, Sieber és Grünig 2013). A DSE gombák a mikorrhizakápző növényfajok gyökerében a több különböző mikorrhizaképző gombával egyidejűleg jelen lehetnek (Jumpponen és Trappe 1998a). Mandyam és Jumpponen (2005) tanulmányukban a különböző ökoszisztémákban előforduló növények és DSE interakcióinak eloszlását és gyakoriságát foglalták össze. Habár a DSE gombák jelen vannak az összes nagyobb biomban és éghajlati övben, előfordulásuk különösen jelentős a szubarktikus, alpesi, mérsékelt övi és száraz területeken, ahol szerepük a mikorrhizákéhoz is mérhető lehet (Jumpponen 2001), ennek ellenére az elterjedésüket és diverzitásukat vizsgáló tanulmányok száma elenyésző. Egy korai, mérföldkőnek számító tanulmány, mely az alpin területek növényeivel együtt élő DSE gombákra irányult (Read és Haselwandter 1981), azt feltételezte, hogy a DSE gombák jelentősége és előfordulása a növekvő abiotikus stressznek megfelelően emelkedik egy adott területen. A melanintartalom is összefüggésbe hozható az abiotikus stressz, különösen a szárazságstressz meglétével (Bell és Wheeler 1986), és a melanizált sejtfallal rendelkező gombákkal összeállított kísérleti rendszerekben valóban megnövekedett hőmérsékleti és szárazságstressz elleni rezisztenciát mutattak ki (Redman és mtsai 2002, McLellan és mtsai 2007). Ezek alapján feltételezhetjük, hogy a legtöbbször pigmentált hifákkal rendelkező DSE gombák fontos szerepet játszhatnak az alacsony vízellátottságú ökoszisztémákban. A szélsőséges körülményeknek kitett élőhelyeken vizsgált növények gyökerében jelentős mértékben előforduló pigmentált hifák alapján többen valószínűsítették, hogy kedvezőtlen körülmények között a DSE gombák az arbuszkuláris mikorrhizák szerepét
11
tölthetik be egyes területeken (Haselwandter és Read 1982, Treu és mtsai 1996, Jumpponen 2001, Postma és mtsai 2007). Számos gyökérendofitonokkal foglalkozó, többségükben az észak-amerikai füves területeken végzett tanulmány is foglalkozott száraz és félszáraz területek gyökér asszociált gombáival (pl. Porras-Alfaro és mtsai 2008, Mandyam és mtsai 2010, Khidir és mtsai 2010), és egyre több vizsgálat irányul a DSE gombákra, azonban számos alapvető tulajdonságuk még nem teljesen ismert, például, hogy ezek a gombák mutatnak-e bármiféle gazda- és területspecificitást, vagy jellemző-e rájuk valamiféle szezonalitás. Habár a legtöbb magyarországi mikorrhizáltsági státuszvizsgálat során a szeptált hifák általi kolonizációt külön jelezték (Kovács 2008), egyes élőhelyek DSE gombáira kevés kutatás irányult. Alföldi homokterületek vizsgálata során például jelentős gyakoriságú DSE kolonizációt figyeltek meg (Kovács és Bagi 2001, Kovács és Szigetvári 2002). A fülöpházi homokgyep növényeinek mikorrhizáltsági státuszvizsgálata során 89 vizsgált növényfajból 63 növény esetében figyeltek meg szeptált gomba általi kolonizációt és 36 esetben találtak mikroszkleróciumot (Kovács és Szigetvári 2002). Ezek az alföldi homokgyepek a DSE gombák gyakoriságának köszönhetően ideális területek a DSE közösség vizsgálatához. Egy
endofiton
közösségben
más
gombaközösségekhez
hasonlóan
lehetnek
gyakori/domináns és generalista gomba csoportok, melyek több növényfajban, többször és tömegesen fordulnak elő, és lehetnek egy adott növényfajhoz vagy mikrohabitathoz köthető szórványosan előforduló gombák (pl. Otero és mtsai 2004). Ha szeretnénk információt szerezni egy gombaközösség általános funkciójáról, a generalista és domináns csoportok azonosítása és vizsgálata lehet az első lépés. Tájidegen növények inváziójának a terület növényközösség szerkezetére való föld fölött jelentkező hatásával régóta tisztában vannak, azonban a földalatti közösségekre gyakorolt hatásával csak az utóbbi évtizedekben kezdtek el foglalkozni (Hawkes és mtsai 2005). Belnap és mtsai (2005) kimutatták, hogy egy másik fűféle által dominált száraz területre
betörő
fedélrozsnok
(Bromus tectorum)
szignifikánsan lecsökkentette a
talajközösség diverzitását az ízeltlábúaktól a fonalférgeken át a gombákig és feltételezhetően az eredeti mikrokörnyezethez kevésbé specializálódott fajok maradtak jelen. Az inváziós növények terjedési sikeressége nagymértékben függ a talajban lévő mikroorganizmusoktól (Richardson és mtsai 2000, Callaway és mtsai 2004). Rudgers és mtsai (2005) vizsgálatai során azt az eredményt kapták, hogy egy mutualista endofiton gomba jelenléte is szignifikánsan növelheti a terjedés és megtelepedés sikerességét egy 12
területre betörő növényfaj esetén. A mikorrhizaképző inváziós növények is sok esetben arbuszkuláris mikorrhizát képző gombákkal élhetnek együtt, melyekről ismert, hogy általában generalisták (Richardson és mtsai 2000, Moora és mtsai 2011). Feltételezhetjük, ha egy inváziós növény gombakapcsolatban él, a gomba generalista lehet, mivel egy specifikus kapcsolattól való függés gátja lenne a növény sikeres terjedésének. DSE gomba kolonizációt már kimutattak inváziós növényekből magyarországi mikorrhizáltsági státuszvizsgálatok során (Kovács és Bagi 2001, Kovács és Szigetvári 2002), azonban nincs információnk arról, hogy milyen gyökérendofitonok fordulnak elő ezekben a növényekben. 2.2.2 A DSE gombák rendszertani besorolása Mivel a DSE gombák a gyökérben előforduló, aszkuszos gombákhoz tartozó endofitonok egy formacsoportját alkotják (Jumpponen és Trappe 1998a), az ide tartozó fajok néhány tulajdonságának hasonlósága nem feltétlenül jelent közeli filogenetikai rokonságot. A
DSE
gombákat
a
molekuláris
filogenetikai
filogenetikai
módszerekkel
való
meghatározások előtt az aszkuszos és imperfekt gombák különböző csoportjaiba sorolták (Jumpponen és Trappe 1998a), majd a molekuláris filogenetikai vizsgálatok alapján is az aszkuszos gombák törzsének számos rendjébe illeszkedtek. A DSE gombák leginkább a Pezizomycotina altörzsbe és ezen belül többek között a Helotiales,
Pleosporales,
Xylariales,
Microascales,
Hypocreales,
Chaetothyriales,
Capnodiales, Eurotiales és Sordariales rendekbe tartoznak (lásd Jumpponen és Trappe 1998a, Addy és mtsai 2005, Kageyama és mtsai 2008, Newsham 2011, Andrade-Linares és Franken 2013, Diene és mtsai 2013, Walsh és mtsai 2014). A legújabb DSE fajok leírását is tartalmazó tanulmányok (pl. Diene és mtsai 2013, Walsh és mtsai 2014) ellenére körülbelül csak 20-25 leírt DSE fajról tudunk (Wang és Wilcox 1985, Jumpponen és Trappe 1998a, Andrade-Linares és Franken 2013, Sieber és Grünig 2013). A legtöbb imerettel a Helotiales (Leotiomycetes) rendbe tartozó DSE gombákról rendelkezünk, melyek például a Cadophora finlandica (syn.: Phialophora finlandia (Harrington és McNew 2003)), Cadophora orchidicola (syn.: Leptodontidium orchidicola (Day és mtsai 2012) valamint a relatíve jól ismert és számos tanulmányban vizsgált Phialocephala fortinii sensu lato - Acephala applanata fajkomplex (PAC) (pl. Haselwandter és Read 1982, Wilcox és Wang 1987, O’Dell és mtsai 1993, Stoyke és Currah
13
1993, Fernando és Currah 1996, Jumpponen és Trappe 1998b, Narisawa és mtsai 2002, Upson és mtsai 2009). A Pleosporales rend a Dothideomycetes osztály legnagyobb és a legtöbb életközösségben magas fajszámmal reprezentált rendje (Schoch és mtsai 2009, Zhang és mtsai 2012), mely a legtöbb, félszáraz és száraz területek gyökér asszociált gomba közösségét vizsgáló tanulmányban is egyike a domináns, a szekvenciák/izolátumok/fajok többségét tartalmazó rendeknek (pl. Porras-Alfaro és mtsai 2008). Ennek ellenére elsősorban csak egy ebbe a rendbe tartozó fajt, a Periconia macrospinosa-t vizsgálták több tanulmányban (pl. Mandyam és mtsai 2012). 2.2.3 A DSE gombák általános jellemzői A DSE gombákra jellemzők a sötéten pigmentált, szeptált hifák (1. ábra), melyek interés intracellulárisan egyaránt kolonizálják a gyökeret (Currah és mtsai 1993), valamint a kéregállományban intracellulárisan jellegzetes
létrehozott
struktúrák,
a
mikroszkleróciumok (2. ábra) (Read és Haselwandter 1981, Jumpponen és Trappe 1998a). esetben
Sok azonban
jelenlévő,
kevésbé
jól
detektálható képletek a hialin hifák, melyek többnyire csak festést
követően
válnak
1. ábra Egy MMN táptlajon fenntartott Cadophora (DSE-1 csoport) izolátum sötéten pigmentált, szeptált hifái. Mérce = 30 µm.
láthatóvá, sok esetben pedig még akkor sem (Mandyam és Jumpponen 2008). A sötéten pigmentált, szeptált hifák könnyen azonosíthatók a gyökérben festés nélkül is. A hifák struktúrája és pigmentáltsága változhat többek közt kortól, fiziológiás állapottól és környezeti tényezőktől függően (Zhang és Zhuang 2004, Addy és mtsai 2005). A hifák sejtfalában a melanin akkumulációja viszonylag gyakori jelenség alacsony hőmérsékleten a talajokban előforduló gombáknál és fontos szerepet játszhat a hifák környezeti szélsőségek elleni védelmében (Robinson 2001). A mikroszkleróciumok legtöbbször a gyökér kéregsejtjeiben elhelyezkedő, általában erősen pigmentált, vastag sejtfalú struktúrák, azonban lehetnek kevéssé melanizáltak is és
14
sok esetben általánosan használt festékekkel is jól festhetők (2. ábra). Megfigyeltek már vékony falú, hialin struktúrákat is, de valószínű, hogy csupán fiatal, fejlődésük korai stádiumában lévő mikroszkleróciumokról lehetett szó (Mandyam és Jumpponen 2008). Jumpponen és Trappe (1998a) a kéregsejtekben intracellulárisan megjelenő melanizált hifák összességeként nevezte meg a struktúrát, azonban intercelluláris képződést is megfigyeltek (pl. Münzenberger és mtsai 2009). A mikroszklerócium pontos funkcióját nem ismerjük, a legnagyobb valószínűség szerint vegetatív szaporító- illetve kitartóképlet lehet, mivel többnyire vastag falú, pigmentált sejtek alkotják, nagy mennyiségben tartalmaz glikogént, fehérjéket, polifoszfátot, valamint számos sejtmag található benne (Yu és mtsai 2001). A
hialin
kevésbé
hifák
vizsgált
vizsgálható
és
struktúrák,
melyek hasonlóan a sötét hifákhoz,
szeptáltak
és
intra- és intercellulárisan futnak, azonban erősebben vakuolizáltak
és
nem
pigmentáltak (Barrow és Aaltonen 2001, Yu és mtsai 2001, Mandyam és Jumpponen Barrow
és
2008). Aaltonen
2. ábra A DSE1049 Cadophora izolátum (DSE-1 csoport) által kukorica gyökérben képzett intra- és intercelluláris hifák, valamint a sejtekben létrejövő kéken festődő mikroszkleróciumok. Mérce = 40 µm.
(2001) elképzelhetőnek tartotta, hogy a hialin hifák falából hiányozhat a kitin, mely általános alkotóeleme a valódi gombák sejtfalának. Munkájuk során azt tapasztalták, hogy a hifák nehezen festődnek tripán-kékkel, azonban sudan IV festék használatával láthatóak lettek, mivel ez megfestette a vakuólumokban található lipidcseppeket (Barrow és Aaltonen 2001). Egyes feltevések szerint a hialin hifák szerepet játszhatnak a gombák esetleges növénnyel kialakított anyagcsere-kapcsolatában (Barrow és Aaltonen 2001). Mások azt valószínűsítik, hogy ezek még pre-melanizációs állapotban lévő, később pigmentálttá váló hifák (Yu és mtsai 2001).
15
2.2.4 A DSE gombák terjedése A
DSE
gombák
ivartalan
alakban
vannak
jelen,
az
anamorf-teleomorf
megfeleltethetőségeik és kapcsolataik nem ismertek (Jumpponen és Trappe 1998a, Grünig és mtsai 2008, Rodriguez és mtsai 2009). Ivartalan spóraképzés (pl. konidiogenezis) a DSEknél nagyon ritka, és sok esetben is csak specifikus kezeléseket követően indukálható (Wang és Wilcox 1985, Sieber és Grünig 2006). A konídiumot képző gyökérendofiton gombák esetében megfigyeltek blasztikus akropetális (a konídiumlánc csúcsán van a legfiatalabb konídium), blasztikus bazipetális (a konídiumlánc alján van a legfiatalabb konídium) és arthrikus (a vegetatív hifa feldarabolódásával keletkeznek a konídiumok) konídiumképzést is, melyek alapján már régóta feltételezték a DSE gombák taxonómiai heterogenitását (Addy és mtsai 2005). Annak ellenére, hogy a DSE gombák általánosan jelen vannak a nagyobb ökoszisztémákban és az idetartozó fajok legtöbbször széles körben elterjedtek és különböző éghajlati övekből is előkerültek, terjedési stratégiájukról kevés ismeret áll rendelkezésre. Az ivaros spóraképzés hiánya, a csak néhány törzsnél megfigyelhető konídiumképzés vagy a néhányszor megfigyelt, spórát nem tartalmazó steril termőtestek megjelenése (Currah és mtsai 1993, Grünig és mtsai 2009) alapvető kérdéseket vet fel e gombák terjedésével kapcsolatban. Ha csak érintőlegesen is, de két tanulmányban foglalkoztak ezzel a kérdéssel, melyek során lehetségesnek tartották, hogy a DSE gombák, kolonizált gyökérdarabokkal és mikroszkleróciumokkal, emlősállatok közvetítésével terjedhetnek (Herrera és mtsai 2011a, Fracchia és mtsai 2011). Herrera és mtsai (2011a) észak-amerikai félszáraz területeken négy növényevő emlős friss ürülékéből mutatott ki a terület gyökérasszociált gomba közösségébe tartozó szekvenciákat, melyek az összes szekvencia közel 8%-át tették ki. Ezek alapján azt feltételezték, hogy a gyökerek elfogyasztásával a növényevők szerepet játszhatnak a gyökérasszociált gombák terjesztésében, ami a gyér földfeletti növényzet miatt száraz területeken még nagyobb jelentőségű lehet. Fracchia és mtsai (2011) tanulmányukban egy kistestű rágcsáló (Ctenomys knighti) a DSE gombák terjesztésében játszott lehetséges szerepét vizsgálták az Argentin Monte-sivatag száraz területein. A rágcsáló ürülékéből származó gyökérdarabok több mint 96%-át kolonizálták DSE gombák. A vízben feloldott, kevert és kiszárított ürüléket inokulumnak használva búzával összeállított in vitro tesztek során a növények 100%-át kolonizálta DSE, valamint további kísérleteik során kilenc, a területre jellemző növényfajból nyolc esetében figyeltek meg DSE általi kolonizációt.
16
Eredményeik alapján lehetségesnek tartották, hogy rágcsáló fontos szerepet játszik a terület DSE gombáinak terjesztésében. 2.3 A DSE gombák vizsgálata 2.3.1 A DSE gombák növényre gyakorolt hatásának vizsgálata Számos
vizsgálat
irányult
DSE
gombák
és
gazdanövényük
kapcsolatának
megismerésére, mely során a gombák növényre gyakorolt pozitív, semleges és negatív hatását is kimutatták (Jumpponen és Trappe 1998a, b, Jumpponen 2001, Addy és mtsai 2005). Az elmúlt években két meta-analízis (Newsham 2011, Mayerhofer és mtsai 2013) az addigi hatásvizsgálatokat foglalta össze. Mindkét esetben csak kevés tanulmány volt összehasonlítható és együtt elemezhető, és a két meta-analízis eredményei ellentmondók voltak. Newsham (2011) által elemzett kutatásokban a DSE gombáknak egyik vizsgált paraméter alapján sem volt negatív hatása a növényekre. A DSE gombákkal inokulált növények esetében hajtás és gyökér biomassza, valamint a hajtás nitrogén és foszfor tartalma is szignifikánsan magasabb volt a kontroll növényekhez képest (Newsham 2011). Ezzel szemben Mayerhofer és mtsai (2013) által elemzett kutatásokban a DSE gombák szignifikánsan negatív hatással voltak a teljes növényi biomasszára, a legtöbb más vizsgált paraméter (pl. gyökér és hajtás biomassza, nitrogén- és foszfortartalom) esetében neutrálisak voltak. Ezeket az ellentmondó eredményeket a vizsgálatokban különböző gomba- és növényfajok és kísérleti körülmények beállítása, valamint eltérő paraméterek mérése magyarázhatja. Például ha egy kísérletben a gomba növényi biomasszára gyakorolt hatását vizsgálják, nem tapasztalnak szignifikáns hatást, ha azonban a gazdanövény patogénekkel szembeni ellenállóképességének növekedését vizsgálnák, pozitív hatást tapasztalának (pl. Redman és mtsai 2001, Rice és Currah 2002, Addy és mtsai2005). Egyes hipotézisek szerint több DSE gomba látens patogén, és csak a növény legyengülésére „vár” (Promputtha és mtsai 2007). A
DSE
gombák
növényre
gyakorolt
hatását
számos
kísérletben,
számos
gazdanövényen vizsgálták. Az inokulációs kísérleteket legtöbb esetben Helotiales rendbe tartozó gombafajokkal és ezek közt is kiemelkedően sokszor a Phialocephala fortinii sensu lato - Acephala applanata fajkomplex (PAC) törzseivel végezték (pl. Fernando és Currah 1996, Jumpponen és Trappe 1998b, Caldwell és mtsai 2000, Tellenbach és mtsai 2011, Reininger és mtsai 2012).
17
A DSE gombák gazdanövényre (általában ennek biomasszájára) gyakorolt pozitív hatását
többféle
módon
magyarázhatjuk,
például
növelhetik
a
gazdanövény
ellenállóképességét a patogénekkel szemben. Több DSE-nél is megfigyelték, hogy antibiotikumok termelésével csökkenthetik a rhizoszférában található patogének számát (pl. Schulz és mtsai 1999, Xu és mtsai 2008). Az endofiton gombák képesek erős védekezési reakciót kiváltani a gazdanövényben (Schulz és mtsai 1999), ezáltal növelve annak rezisztenciáját azokkal a patogénekkel szemben, amelyek enélkül képesek lehetnek válaszreakció kiváltása nélkül betörni a gyökerekbe (Narisawa és mtsai 2002). A talajba kiválasztott enzimeik révén a DSE gombák a növények számára jobban felvehetővé, jobban mobilizálhatóvá teszik a talajban oldott szerves és szervetlen anyagokat. Bontóenzimek (cellulázok, lakkázok, amilázok, lipázok, pektinázok, xylanázok, fehérjebontó enzimek, tirozinázok, polifenol oxidázok) széles spektrumát kimutatták már különböző DSE gombáknál (Caldwell és mtsai 2000). A DSE gombák mineralizálhatják a talajban előforduló szerves nitrogént, aminosavakból tápanyagokat szabadíthatnak fel (Mandyam és Jumpponen 2005, Upson és mtsai 2009), valamint elősegíthetik különböző ionok (pl. magnézium) felvételét (Postma és mtsai 2007). A pigmentált hifák sejtfalában található melanin szerepet játszhat a szárazságstressz folyamán létrejött oxigéngyökök megkötésében (Bell és Wheeler 1986, Redman és mtsai 2002). 2.3.2 A DSE gombák kolonizációjának fénymikroszkópos vizsgálatai Annak ellenére, hogy Gallaud már több mint 100 éve írt gyökerekben futó sötéten pigmentált hifákról (lásd Jumpponen és Trappe 1998a), ismereteink hiányosak a DSE gombák
gyökérkolonizációjáról.
Kevés
tanulmány
helyezte
középpontba
a
gyökérendofitonok strukturális és ultrastruktúrális vizsgálatát, és ezek is néhány kivételtől eltekintve fénymikroszkópos vizsgálatok voltak (lásd Peterson és mtsai 2008). A DSE gombák mikroszkópos vizsgálataiból származó információkat és a kolonizációs sajátosságaikat kritikusan kell kezelnünk, mivel ismereteink főként egy adott rendbe (Helotiales) tartozó néhány gombafaj (PAC, Cadophora finlandica, C. orchidicola) által kolonizált, főként mikorrhizaképző fásszárú zárvatermők (nyár (Populus sp.), nyír (Betula sp.) és fűz (Salix sp.)) és nyitvatermők (kéttűs fenyő fajok.) gyökereiről származnak (Jumpponen és Trappe 1998b, Peterson és mtsai 2008). A PAC fajok általánosságban a fenyők, vagy más erdőalkotó fafajok gyakori endofitonjai (Grünig és mtsai 2002), ismereteink viszont hiányosak a száraz területeken megtalálható DSE gombákról és az ottani
18
füves területek növényeinek (főként az itt domináló fűfajok) kolononizációjáról (de lásd pl. Mandyam és mtsai 2012). A jól megfigyelhető pigmentált hifák mellett a hialin hifák láthatóvá tétele gyakran, például a Periconia macrospinosa (Pleosporales rend) esetében nehézkes, mivel a hagyományosan használt festékek (pl. anilinkék, gyapotkék, tripánkék, tinta) nem minden esetben festik meg a gomba sejtfalat (Barrow és Aaltonen 2001, Mandyam és Jumpponen 2008). 2.3.3 A DSE gombák ultrastruktura vizsgálatai Peterson és mtsai (2008) saját eredményeik bemutatása mellett összefoglalják a gyökérkolonizáló endofiton gombák transzmissziós elektronmikroszkópos (TEM) és fénymikroszkópos vizsgálatával foglalkozó meglehetősen kevés számú tanulmányt. Peterson és mtsai (2008) cikkéből kiindulva kerülnek bemutatásra az eddigi eredmények és ismereteink erről a témáról. A legtöbb ultrastruktura vizsgálat során a különböző növények gyökerét kolonizáló Phialocephala
fortinii
által
képzett
struktúrákat
és
a
kolonizáció
sajátosságait
tanulmányozták. Több esetben hasonló struktúrák kialakulásáról vagy meglétéről számoltak be, például a két rokon fafaj, egy fűz (Salix glauca) illetve egy nyár (Populus tremuloides) faj kolonizálásának vizsgálatánál Fernando és Currah (1996) illetve Cameron (1998) a P. fortinii azonos kolonizációs tulajdonságait, strukturáit írták le, miszerint elsősorban a gyökérszőrökön keresztül penetráltak a hifák, majd képeztek mikroszkleróciumot. Más esetekben teljesen eltérő eredményeket kaptak, például P. fortinii-val inokulált közeli rokon fenyő fajok (Pinus contorta, P. strobus) kolonizációja teljesen eltérő volt. A gyökérben nem figyeltek meg ektomikorrhizákra jellemző struktúrákat (köpenyt és Hartig-hálót) csak intracelluláris hifákat és mikroszkleróciumokat (O’Dell és mtsai 1993, Jumpponen és Trappe 1998b), más esetekben pedig Hartig-háló képződött az intracelluláris hifák mellett és nem találtak mikroszkleróciumot a gyökérben (Peterson és mtsai 2008). A P. fortinii ultrastruktura vizsgálata mellett más gombákon, többek közt a rezgőnyár gyökerét kolonizáló Cryptosporiopsis radicicola (Tsuneda és mtsai 2009) és a kínai káposztát kolonizáló Heteroconium chaetospira (Ohki és mtsai 2002, Yonezawa és mtsai 2004, Usuki és Narisawa 2007) endofiton gombákon végeztek hasonló kísérleteket.
19
Többek közt a kevés vizsgálatnak és tanulmánynak köszönhetően számos fontos kérdés mind tisztázatlan. Nem ismerjük a kolonizáció első lépéseit, a penetráció helyét és módját, illetve hogy hogyan alakulnak ki a jellegzetes gomba struktúrák és milyen sejtszintű változásokat indít el a kolonizáció mind a gomba mind a növényi sejtekben. 2.3.4 A gombák molekuláris taxonómiai vizsgálata Mivel a gyökérendofitonok ivartalan alakban fordulnak elő, karakterekben szegények, ráadásul csak néhányuk képez konídiumokat, melyek segíthetnének a határozásban, rendszertani besorolásuk nehézségekbe ütközhet. A molekuláris módszerek használata azonban lehetővé teszi a morfológiai alapon nehezen, vagy nem meghatározható szervezetek elkülönítését. A molekuláris filogenetikai taxonómiai vizsgálatokban a különböző szervezetek homológ DNS szakaszainak összevetésével lehet következtetni a rokonsági kapcsolatokra. A vizsgálni kívánt DNS szakasz kiválasztása általában az összehasonlítani kívánt csoportok rendszertani szintjétől is függ. A magasabb taxonok (pl. osztály, rend) vizsgálatánál kevésbé változó, konzervatív régiókat használunk, viszont ha fajok közti különbségeket keresünk, akkor a DNS egy variábilisabb szakaszát vetjük össze. A gombáknál legtöbbször vizsgált szakasz, a sejtmagi genomban több kópiában előforduló, konzervatívabb és variábilisabb szakaszokat tartalmazó riboszómális RNS génkomplex. A fonalas gombák fajszintű taxonómiai vizsgálatainál legtöbbször a sejtmagi riboszomális DNS (nrDNS) Internal Transcribed Spacer (ITS) régióját alkalmazzák, mely két variábilis nem kódoló szakaszból áll (ITS1, ITS2), melyek a 18S (Small Subunit, SSU), 5,8S és 28S (Large Subunit, LSU) alegységek között helyezkednek el és azokkal egyetlen transzkripciós egységet alkotnak a kromoszómákon. A gombák nemzetség és faj szintű meghatározására alkalmasnak tartott ITS régiót közel 25 éve használják (White és mtsai 1990) rendszertani azonosításhoz és filogenetikai elemzésekhez. Schoch és mtsai (2012) számos gombafaj több DNS szakaszának elemzése alapján is az ITS régiót tartották a legalkalmasabb „DNS barcode marker”-nek, mivel magas kópiaszámában van jelen, könnyen amplifikálható-szekvenálható és a valódi gombacsoportok nagyrészénél lehetővé teszi a fajszintű elkülönítést. A GenBankban és más adatbázisokban is a valódi gombák esetében az ITS régiók szekvenciája szerepel legtöbbször, melynek használata könnyebbé teszi az adott szervezetek másokkal való összevetését.
20
Több esetben azonban nem, vagy csak kevéssé használható a gombák esetében „vonalkódnak” tekintett ITS régió fajok elkülönítésére, mivel a több kópiában lévő ITS régiók különbözhetnek fajon belül, vagy azonosak lehetnek különböző fajok esetében (pl. Geiser és mtsai 2007, Nilsson és mtsai 2008, Kovács és mtsai 2011, Kiss 2012, Carlson és mtsai 2015). Az ITS mellett más lokuszokat is sokszor használnak a gombák molekuláris taxonómiájával foglalkozó tanulmányokban. Ilyenek például a kevésbé variábilis 18S és 28S nrRNS gének, valamint fehérjéket (pl. aktin, tubulin, kalmodulin, transzlációs elongációs faktor és RNS polimeráz) kódoló DNS szakaszok. Számos esetben például az aktin gén szekvenciák (pl. Voigt és mtsai 2000) vagy a tubulin és elongációs faktor gén szekvenciák (pl. Quaedvlieg és mtsai 2014) eredményeznek az ITS régiónál nagyobb és jobb feloldást vagy faj szintű elkülönülést. Az elmúlt években a taxonómiai és filogenetikai témájú tanulmányok túlnyomó többségében már több gén szekvenciáján alapuló elemzésekkel találkozhatunk, és már meghatározott gomba genomok több száz lókuszának filogenetikai elemzése sem ritka (pl. Galagan és mtsai 2005, Fitzpatrick és mtsai 2006, Nagy és mtsai 2014). 2.3.5 Az Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) módszer Egy gomba fajon belüli genetikai variabilitásának vizsgálatához variábilis DNS szakaszok meghatározása mellett használhatunk más technikákat is. Egy egyszerű módszer az Inter Simple Sequence Repeat (ISSR) polimeráz láncreakció (PCR), mely során egy mikroszatellit szekvenciát használnak primerként. A mikroszatellitek olyan DNS szakaszok, melyek szekvenciája néhány (1-6) nukleotid tandem ismétlődése (Weising és mtsai 2005, Lim és mtsai 2004). Ha egy mikroszatellit amplifikálható távolságon belül fordított helyzetben
ismétlődik,
akkor
a
PCR
a
mikroszatellitek
által
határolt
szakasz
felszaporodásához vezet (Reddy és mtsai 2002). Mivel az ilyen szakaszokból a genomokban több van, a PCR során több különböző méretű amplikon keletkezik. Ezeket gélelektroforézis után a gélképen vizsgálhatjuk és ideális esetben az amplikonok több DNS sávból álló mintázatot adnak (3. ábra). Ez a mintázat az ISSR profil, és ennek egy-egy sávja taxonra, fajra vagy törzsre is jellemző lehet (Grünig és mtsai 2001, Reddy és mtsai 2002, Bornet és mtsai 2005) az ITS régióénál jóval nagyobb lehet a felbontása. Az ISSR profilok elemzése alkalmas lehet intraspecifikus genetikai variabilitás felmérésére és adott törzsek/izolátumok azonosítására gombák esetében is (Grünig és mtsai 2001, Alaniz és mtsai 2009). Az ISSR
21
3. ábra 12 Cadophora sp. (DSE-1) izolátum ISSR profilja. Az (AAG)6 primerrel végzett PCR termékek láthatók agaróz gélen futtatva (a létrák balról az 1., 7. és 15. zseb).
előnyei, hogy egyszerűen és viszonylag gyorsan kivitelezhető és az egész genomról ad információt („ujjlenyomatot”). Más DNS fragment elemzésen alapuló technikával szemben (pl. RAPD, random amplified polymorphic DNA; AFLP, amplified fragment-lenght polimorphism) nagyobb polimorfizmust mutathat és jobb reprodukálhatósággal rendelkezik (Bornet és Branchard 2001, Grünig és mtsai 2001, Reddy és mtsai 2002). 2.3.6 A fluoreszcens in situ hibridizáció (FISH) alapjai Egy egészséges gyökeret egyszerre számos nem-patogén gomba kolonizálhat (Vandenkoornhuyse és mtsai 2002). Ahhoz, hogy közelebb kerüljünk az endofiton gombák funkciójának megértéséhez, a különböző endofiton gombafajok növény gyökerén belüli specifikus detektálása, mely mind a terepi gyökerek vizsgálatánál, mind a különböző gombákkal beállított inokulációs kísérleteknél alapfeltétel. Nem volt olyan tanulmány, amiben a tenyésztéses és a szekvencia-alapú detektálás mellett ténylegesen egyszerre festettek meg specifikusan két különböző gyökérendofiton gombát. Az endofiton gombák gyökéren belüli hagyományos festése sokszor nehézkes a sejtfal sokszor nem konzekvens és következetes festődése miatt (Barrow és Aaltonen 2001), a fajspecifikus festés pedig rengeteg akadályba ütközik. A különböző molekuláris technikákkal végzett diverzitás vizsgálatok során nagy gombaközösség diverzitással találkozunk (Hibbett és mtsai 2009), azonban még nem áll rendelkezésre egy általánosan használt és bevált technika arra, hogy specifikusan tegyük láthatóvá és lokalizáljunk gombafajokat a növényekben.
22
Vannak módszerek, melyek a hifák egyes sejtfal-komponenseinek festésén (pl. Hood és Shew 1996, Séjalon-Delmas és mtsai 1998), a hifák autofluoreszcenciáján (pl. Dickson és Kolesik 1999, Hoch és mtsai 2005, Vierheilig és mtsai 2005, Dreyer és mtsai 2006, Diagne és mtsai 2011), vagy egyes transzformált gombatörzsek esetén az expresszálódó fluoreszcens fehérjék detektálásán alapulnak (pl. Lorang és mtsai 2001, Bergero és mtsai 2003, Czymmek és mtsai 2005). A növényi szöveteken belüli fajspecifikus lokalizációját azonban e módszerek sem teszik lehetővé. Egy specifikus jelölési módszer a fluoreszcens in situ hibridizáció (FISH, fluorescence in situ hybridization), melyet mikrobiális közösségek fajainak azonosítására is használnak (Lundberg és mtsai 2012, Wagner és Haider 2012). A FISH-t már használták szabadon élő gombák azonosítására (pl. Baschien és mtsai 2008, Jones és mtsai 2011) és gyökéren kívüli AMF hifák jelölésére is (Trouvelot és mtsai 1999). Az RNS-FISH során fluorofórral jelölt DNS
oligonukleotid
próbák
hibridizálnak
a
komplementer
RNS
szakaszokkal,
leggyakrabban a riboszómális RNS-ekkel. Így a sejtek „citoplazmáját” (az abban lévő rRNSeket) festhetjük fluoreszcensen (Daims és mtsai 2005, Wagner és Haider 2012). A gombák 18S és 28S rRNS szekvenciáit használva, az RNS-FISH taxonspecifikus módon teszi lehetővé a célszervezetek vizsgálatát (Daims és mtsai 2005, Baschien és mtsai 2008). A jelölés intenzitása a riboszómák mennyiségétől függ, így az információt nyújthat a sejtek állapotáról és metabolikus aktivitásáról is (Daims és mtsai 2005, Baschien és mtsai 2008, Wagner és Haider 2012). Az rRNS-FISH alkalmazásakor gombák esetén nehézséget jelenthet a már említett gombasejtek vagy azok környezetének (pl. növényi ill. állati szövetek) autofluoreszcenciája, a sejtfal aspecifikus festődése a próbákkal, illetve fonalas gombák esetén az a jelenség, hogy a különböző korú hifaszakaszok eltérő mértékben festődnek (Vierheilig és mtsai 2005). Egy RNS-FISH alapú módszer kidolgozásával lehetővé válna a taxon specifikus jelölés, melynek köszönhetően megoldható lenne egy adott DSE gomba specifikus jelölése akár terepi mintán, akár egy kísérletben egy másik gomba mellett.
23
3. CÉLKITŰZÉSEK Célunk volt a generalista domináns DSE csoportok azonosítása az őshonos és inváziós növények gyökeréről gyűjtött izolátumok alapján, valamint alföldi félszáraz homokterületek DSE közösségének kompozicionális diverzitás vizsgálata. Célunk volt a DSE gombák szezonalitás és terület specificitás vizsgálata, in vitro inokulációs rendszerekben tesztelni, hogy egy izolátum valóban DSE gomba. Célunk volt még a kiválasztott, domináns DSE csoportokba tartozó izolátumok további gyűjtését követően, azok genetikai variabilitásának tesztelése az általánosan használt ITS (internal transcribed spacer) régió „felbontásán” túlmutató és a teljes genomról információt nyújtó ISSR (inter sample sequence repeat) vizsgálatokkal. Kérdésünk volt, hogy elkülöníthetővé válnak-e a konspecifikus DSE izolátumok ezzel a módszerrel. Célunk volt egy domináns DSE gomba gyökéren belüli specifikus jelölésére alkalmas fluoreszcens mikroszkópiai módszer adaptálása, beállítása és alkalmazása, mellyel terepi mintákban és különböző gombákkal egyszerre kolonizált gyökerekben is detektálhatjuk a DSE gombákat. Célul tűztük ki egy domináns DSE gomba funkcionális anatómiájának jellemzését ultrastruktara vizsgálatokkal (TEM), mely új ismereteket nyújtana nem csak a vizsgált gomba, hanem a DSE-k kolonizációjáról és stratégiájáról. Viszonylag kevés jól meghatározott DSE fajról vannak ismereteink, ezért célul tűztük ki a munkánk során előkerülő azonosítatlan DSE gombák taxonómiai vizsgálatát és az esetleges új DSE taxonok leírását.
24
4. ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK 4.1 A mintavételi területek Mintavételi
területeink
a
Kiskunságban
elhelyezkedő
bugaci,
fülöpházi
és
tatárszentgyörgyi félszáraz homokterületek voltak (4. ábra). Ezek meleg-száraz területek, ahol az éves napsütéses órák száma 2000-2100 körüli, a csapadékmennyiség 500 és 600 mm közötti és az évi középhőmérséklet 10-12oC. A területek tengerszint feletti magassága 100-150 m között van, és a humusztartalom mindhárom területen 1%-nál alacsonyabb (Várallyai 1993, Kovács-Láng és mtsai 2000). A Bugac környéki terület szélhordta homokkúpság-síkság. Talaja túlnyomórészt futóhomok, de löszös betelepülések is találhatóak. A talaj enyhén bázikus (pH=7,6-7,8), a K2O-tartalom 45-70 mg/kg, a P2O5-tartalom 35-50 mg/kg, az NH4-N tartalom 2-2,5 mg/kg, a NO3-N pedig 2-2,5 mg/kg és a CaCO3 3-6 m/m% körül mozog. A Fülöpháza melletti terület (4. ábra) homokbuckáit dunai eredetű, szél által szállított bázikus homok alkotja, melynek pH értéke 8-8,2. A talajban a K2O-tartalom 40-60 mg/kg, a P2O5-tartalom 20-35 mg/kg, az NH4-N tartalom 3-3,5 mg/kg, a NO3-N pedig 0,8-1,3 mg/kg. A CaCO3 10-13 m/m% körül mozog. A Tatárszentgyörgynél elterülő futóhomokos terület talajának pH értéke 7,5-7,7. A K2O-tartalom 55-80 mg/kg, a P2O5-tartalom 35-50 mg/kg, az NH4-N tartalom 2-2,5 mg/kg, a NO3-N pedig 3,5-4 mg/kg. A CaCO3 6-9 m/m% körül mérhető. A területekről gyűjtött talajminták analízisét az MTA TAKI szolgáltató laborjában végezték. A
kompozicionális
diverzitás,
terület
specificitás és szezonalitás vizsgálatához területről
a
három
vettünk
gyökérmintákat. további
A
vizsgálatokhoz
szükséges,
célzottan
gyűjtött egyedül
fel
izolátumok a
fülöpházi
homokpusztagyepről származnak.
4. ábra A fülöpházi homokpusztagyep
25
4.2 A mintázott növények A félszáraz területek DSE közösségének vizsgálata során nyolc őshonos és három tájidegen növényfajról gyűjtöttünk mintákat. A mintázott növényfajok gyakoriak a területen, több életforma típust és rendszertani csoportot reprezentálnak. Őshonos növények a közönséges boróka (Juniperus communis), ékes napvirág (Helianthemum ovatum), heverő naprózsa (Fumana procumbens), fehér nyár (Populus alba), serevényfűz (Salix rosmarinifolia), közönséges csikófark (Ephedra dystachia), magyar csenkesz (Festuca vaginata) homoki árvalányhaj (Stipa borysthenica) és az apró lucerna (Medicago minima). Inváziós növények pedig az ürömlevelű parlagfű (Ambrosia artemisiifolia), selyemkóró (Asclepias syriaca), és a bálványfa (Ailanthus altissima). A gyökérmintákat 2005 és 2009 között gyűjtöttük véletlenszerűen kiválasztott, egészségesnek látszó növényekről. A szezonalitás és terület specificitás vizsgálatokhoz mintáinkat mindhárom területen 10-10-10 megjelölt közönséges boróka egyedről gyűjtöttük két éven át (2008-2009) három évszakban, tavasszal, nyáron és ősszel. A genetikai variabilitás vizsgálatokhoz szükséges további mintákat közönséges boróka, serevényfűz és a bálványfa gyökeréről gyűjtöttük 2012 tavaszán. A taxonómiai munkákhoz szükséges további izolátumok három őshonos domináns fűféle, a homoki árvalányhaj, magyar csenkesz és a fedélrozsnok (Bromus tectorum) gyökeréről lettek gyűjtve 2012 nyarán. A mintázott növények gyökereit kiástuk, vagy a kisebb növények esetében az egész gyökérzetet távolítottuk el a talajból. A gyökereket nedves homokkal nylon zacskókban 8oCon tároltuk a feldolgozásukig, legfeljebb 3 napig. A DSE közösség vizsgálatánál a mintavételek és az izolálálások egy részét már korábban elvégezték (Pintye és Kovács 2006). Mivel ezen korábbi részeredmények az általam kapottakkal együtt elemezhetők és értelmezhetők jól, továbbá számos új vizsgálatot is végeztem ezekkel a törzsekkel, a dolgozatomban, jelölve, ezek az eredmények is szerepelnek.
4.3 A gombák izolálása a gyökerekből A gyökerek alapos tisztítását és mosását követően 1-1,5 cm hosszú, különböző elhelyezkedésű és fejlettségű szakaszokat vágtunk le a gyökérről. Ezeket a gyökérdarabokat felszín-sterilizáltuk (90 mp 2%-os nátrium-hipoklorit, 60 mp 70%-os etilalkohol és 3-4 p 26
steril desztillált víz), 4 részre vágtuk sterilizált szikével, majd a 3-4 mm-es gyökér szegmenseket 9 cm-es Petri-csészében MMN táptalajra (Marx 1969; 250 mg/l (NH4)2HPO4; 500 mg/l KH2PO4; 150 mg/l MgSO4 x 7H2O; 50 mg/l CaCl2 x 2H2O; 25 mg/l NaCl; 20 mg/l FeEDTA; 10 g/l glükóz; 3 g/l malátakivonat; 0,1 g/l Tiamin HCl; 15 g/l agar; pH=5,8; 10 μg/ml Streptomycin) helyeztük és 18°C-on sötétben tartottuk. A néhány nap után gyökerekből kinövő gombákat növekedési jellemzőik alapján szétoltottuk, hogy tiszta tenyészeteket kapjunk. Növényegyedenként a hasonló növekedésű és morfológiájú telepeket azonosnak tekintettük, és csak egy törzsből vontunk ki DNS-t. Az izolátumokat fenntartásuk során 18oC-on sötétben tároltuk és négy-hat havonta átoltottuk. A taxonómiai és genetikai variabilitás vizsgálatokhoz kiválasztott DSE gombák további törzseinek célzott izolálását a fent leírtakhoz hasonlóan végeztük. Ebben az esetben a gyökérből kinövő telepekből egy kis micéliumdarabot 30 μl TE pufferben inkubáltunk (96°C, 10 perc), majd ezt használtuk a diagnosztikai PCR során, ahol az adott csoportra specifikus primer párokat használtuk. A pozitív reakciókat adó izolátumokat szétoltottuk és MMN táptalajon tartottuk fent. 4.4 Molekuláris vizsgálatok 4.4.1 DNS kivonás A DSE közösség molekuláris vizsgálatához DNS kivonást végeztünk a különböző tenyészetekből kivágott néhány mm-es micéliumdaraból, egyszerűsített CTAB módszerrel. A mintákat 400 l CTAB pufferben (2% CTAB; 20 mM pH=8 EDTA; 100 mM pH=9 TrisHCl; 1,4 mM NaCl) sterilizált kvarchomokkal és üvegtörővel tártuk fel, majd 50 percen keresztül 60 oC-on szárazblokkban (M.R.C. LTD., Izrael) inkubáltuk. A mintákat 400 l kloroform hozzáadásával tisztítottuk, 20 percig 13230 g-n centrifugáltuk (Hettich Mikro200), majd a felülúszóhoz 1 térfogatnyi kloroformot mértünk és újabb 20 perc centrifugálás után a felülúszóhoz 2 egység 96%-os etanolt és 0,1 egység nátriumacetátot (3M pH=4,6, Sigma) adtunk majd 16-18 órán keresztül -20oC-on tartottuk. Ezután a mintákat 50 percig centrifugáltuk 13230 g-n, majd felülúszó eltávolítása és 600 l 70%-os etanol hozzáadása után újabb 15 percig. A kiszárított pelleteket 30 l steril milli-Q vízben oldottuk. A taxonómiai vizsgálatoknál a DNS kivonást több esetben UltraCleanTM Microbial DNA Isolation Kit (Mo Bio Laboratories, Inc., Solana Beach, CA, USA) segítségével végeztük a gyártó használati utasítása szerint.
27
4.4.2 Csoportspecifikus PCR és primer fejlesztés A terület domináns DSE csoportjainak azonosítását követően a DSE-1 és DSE-7 csoportokra specifikus diagnosztikai PCR-eket terveztünk, melyek lehetővé teszik az izolátumok gyors azonosítását, és igazolhatják azok illeszkedését a keresett csoportokba. Csoportokra
specifikus
primereket
terveztünk
a
Primer3
(http://primer3.ut.ee/cgi-
bin/primer3) online program segítségével a már meghatározott ITS szekvenciák alapján. A csoportokba tartozó összes eddigi általunk izolált törzs ITS szekvenciáinak és GenBankból (http://www.ncbi.nlm.nih.gov) származó szekvenciák illesztése alapján választottuk ki és a primereket az ITS1 és ITS2 régiók csoportra specifikus szakaszaira terveztük. A csoportspecifikus detektáláshoz használt PCR profilok és reakcióelegyek leírása a F1. d. táblázatban található. 4.4.3 Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) vizsgálatok Munkánk során az ISSR PCR-hez a már azonosított DSE-1, DSE-3 és DSE-7 csoportokba tartozó törzsek DNS kivonatait használtuk. A kivonatok DNS koncentrációit NanoDrop 1000 spektrofotométerrel (Thermo Fisher Scientific, USA) mértük, majd egységesített töménységű (30-40 ng/l DNS) oldatokkal dolgoztunk tovább. Tizenegy különböző ISSR primert választottunk ki tesztelésre ((AAC)6, (AAG)6, (AGG)6, (AGC)6, (CCG)6, (ATC)6, (ACG)6, (AC)8, (AG)9, (AAT)6, (AT)8) Lim és mtsai (2004) tanulmánya alapján, melyben 14 gomba genomban vizsgálták mikroszatellit régiók szekvenciáit és ezek gyakoriságát. A néhány törzs DNS kivonatával végzett gyors tesztelést követően az (AAC)6, (AAG)6, (AGG)6, (ATC)6, (CCG)6, (AC)8, (AG)9 primereket használtuk az ISSR vizsgálatokhoz. Ez utóbbi primerek használatával a vizsgált DSE csoport törzsei esetén értékelhető, több sávot tartalmazó ISSR profilt kaptunk. Az ISSR PCR profiljai és a reakcióelegyek az F1. c. táblázatban szerepelnek. A sávok által adott mintázat vizsgálatához 10 µl amplifikált terméket futtattunk etídium-bromidot tartalmazó 2%-os agaróz gélben (100 V, 180 percig). Az ISSR PCR termékeket UV fény átvilágítással detektáltuk. 4.4.4 DNS régiók amplifikálása és szekvenálása A DSE közösség vizsgálatánál a törzsek azonosításához a nrDNS ITS régióját határoztuk meg az ITS1F (Gardes és Bruns 1993) és ITS4 (White és mtsai 1990) primer párral, valamint az LSU egy részét az LR0R (Rehner és Samuels 1994) és LR5 (Vilgalys és Hester 1990) primerekkel. A polimeráz lánc-reakcióhoz Biometra T-Gradient 96 típusú 28
készüléket használtunk. Az amplikonok tisztítását és szekvenálását az amplifikációhoz használt primerekkel az LGC GmbH (Berlin, Németország) cég végezte. A PCR reakcióelegyek és profilok részletei a F1. a. táblázatában szerepelnek. A taxonómiai munkánál vizsgált izolátumokat és a meghatározott DNS régiókat a F2. táblázat tartalmazza. Munkánk során az izolátumok nrDNS-ének egy nagyobb szakaszát amplifikáltuk V9G (de Hoog és Gerrits van den Ende 1998) és LR5 primerekkel, majd az ITS5 (White és mtsai 1990) és ITS4 illetve az LR0R és LR5 primerekkel végeztük az ITS és LSU régió szekvenálását. A nrDNS kis alegységét (SSU) az NS1 és NS4 (White és mtsai 1990) primer párral, az aktin gént (ACT) Act-512F (Carbone és Kohn 1999) és ACT-2Rd (Quaedvlieg és mtsai 2011) primerekkel, az elongációs faktor 1-α gént (EF) pedig aEF1728F (Carbone és Kohn 1999) és EF-2Rd (Groenewald és mtsai 2013) primer párral amplifikáltuk és szekvenáltuk. CAL-228F (Carbone és Kohn 1999) és CAL-2Rd (Groenewald és mtsai 2013) primerekkel amplifikáltuk és szekvenáltuk a kalmodulin gént (CAL), és a Cyltub1F (Groenewald és mtsai 2013), Bt-2b (Glass és Donaldson 1995) primer párral pedig a β-tubulin gént (TUB). A hiszton-H3 gén amplifikálása és szekvenálása sikertelennek bizonyult a CylH3F és CylH3R (Crous és mtsai 2004) valamint a H3-1a és H3-1b (Glass és Donaldson 1995) primer párokkal különböző kombinációkat, PCR profilt és reakcióelegyeket használva, így erről nem teszünk több említést. A PCR termékeket BigDye Terminator v. 3.1 Cycle Sequencing Kit használatával (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) szekvenáltuk a használati utasítás szerint, majd a mintákat Sephadex (SigmaAldrich Co. LLC, USA) segítségével tisztítottuk. A szekvenálási reakció termékének elektroforézisét ABI Prism 3730XL Sequencer (Applied Biosystems) készülékkel végezték. A munkánk során használt polimeráz láncreakciók profiljai az F1. b. táblázatban vannak összefoglalva. A reakciók sikerességét agaróz gélelektroforézis segítségével ellenőriztük, mely során 4 µl amplifikált terméket futtattuk etídium-bromid vagy Sybr Safe (Invitrogen) fluoreszcens DNS festéket tartalmazó 1,5%-os agaróz gélen. A PCR termékeket UV fény átvilágítással detektáltuk a BIO-RAD Geldoc készülékkel. A kapott elektroforegramokat a Pregap4 és Gap4 programokkal (Staden 2000) ellenőriztük és javítottuk. A szekvenciákat a GenBank (National Center for Biotechnology Information, http://www.ncbi.nlm.nih.gov) adatbázisban deponáltuk. Szekvenciáinkat a GenBank BLASTn keresőjével (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/blast) (Altschul és mtsai 1990) vetettük össze a nyilvános adatbázisban szereplő szekvenciákkal.
29
4.4.5 Filogenetikai analízis A DSE közösség összetételének azonosításához az ITS szekvenciák illesztését a MAFFT 6 online programmal (Katoh és Toh 2008) végeztük, majd az alignment ellenőrzéséhez a ProSeq2.9 (Filatov 2002) programot használtuk. Az előzetes Minimum Evolúciós fát MEGA4 software-rel (Tamura és mtsai 2007) készítettünk a Maximum Composite Likelihood modellt és gap-ek páronkénti ignorálását beállítva. Bootstrap módszert
(Felsenstein
1985)
alkalmaztunk
az
elágazások
megbízhatóságának
meghatározására, melyek értékeit 1000 ismétlésből számítottuk. Az ISSR vizsgálatokhoz az egyes minták ISSR profiljai alapján a látható 200bp és 2000bp
hosszúság
közötti
sávokat
prezencia/abszencia
alapján
GelAnalyser
(http://www.gelanalyzer.com) program segítségével bináris adat formájában rögzítettük. Az adathalmazból a TREECON programmal (Van de Peer és De Wachter 1994) a Nei és Li (1979) koefficiens alapján UPGMA módszert alkalmazva állítottuk elő a dendrogrammot. A molekuláris taxonómiai munkák során a molekuláris filogenetikai vizsgálatokhoz három adatsor elemzését végeztük. A kiválasztott DSE csoportok „rend szintű” elemzéséhez számos
taxont
tartalmazó
adatsort
használtunk,
hogy
információt
kapjunk
elhelyezkedésükről a Pleosporales rendben. A DSE-7 csoport reprezentatív izolátumainak „család szintű” elemzéséhez a Lentitheciaceae család összes ismert fajának szekvenciáit használtuk, hogy ez esetben a családon belüli elhelyezkedésükről kapjunk képet. Egy további adatsor a DSE-7 csoport estében a csoporton belüli viszonyok alaposabb vizsgálatához volt szükséges. A szekvenciák illesztését a MAFFT 6 online programmal (Katoh és Toh 2008) végeztük. A megfelelő nukleotid szubsztitúciós modellt a jModelTest 0.1.1 (Posada 2008) program AIC (Akaike information criterion) tesztet alkalmazva választottuk ki. Az alignmenteket MEGA5 (Tamura és mtsai 2011) programmal ellenőriztük. A filogenetikai elemzést a MrBayes 3.1.2 (Huelsenbeck és Ronquist 2001, Ronquist és Huelsenbeck 2003) programmal végeztük, majd a topológiai konvergenciákat az AWTY online software-rel (Nylander és mtsai 2008) ellenőriztük. A „rend-szintű” és a „család szintű” több lókuszos filogenetikai elemzést az LSU, SSU és TEF szekvenciák alignmentje alapján a következő paraméterek beállításával végeztük: GTR+I+G szubsztitúciós modellt alkalmaztunk a SSU és TEF, illetve SYM+I+G modellt az LSU-hoz. A „rend-szintű” elemzés esetében a négy Markov-lánc 10.000.000 generáción keresztül futott, minden ötszázadik esetben vettünk mintát és az elemzés során az első 7500
30
fát nem vettük figyelembe (burn-in), a „család-szintű” elemzésnél négy Markov-lánc 10.000.000 generáción keresztül futott, minden ezredik esetben vettünk mintát és az elemzés során az első 3000 fát nem vettük figyelembe (burn-in). A DSE-7 törzsek csoporton belüli elhelyezkedésének vizsgálatához szükséges több lókuszos filogenetikai elemzést a variábilisabb CAL és TEF szekvenciák illesztése (alignmentje) alapján a következő paraméterek beállításával végeztük: GTR+I+G szubsztitúciós modellt alkalmaztunk az ITS, ACT, TUB és TEF, illetve K2P modellt a CAL esetén. Ahhoz, hogy információt kapjunk az ITS alignment indel régióiból (Nagy és mtsai 2012), a GapCoder program (Young and Healy 2003) használatával kódoltuk a gap-eket és bináris adatsort hoztunk létre. Ennek elemzéséhez Mk2 Lewis modellt alkalmaztunk. A négy Markov-lánc 10.000.000 generáción keresztül futott, minden ezredik lépésnél vettünk mintát és az elemzés során az első 3000 fát nem vettük figyelembe (burn-in). A RAxML analízist a raxmlGUI 1.3 (Silvestro és Michalak 2012) segítségével végeztük a GTR+G szubsztitúciós modellt és az ágak támogatásának teszteléséhez 1000 ismétléses ML bootstrap vizsgálatot alkalmazva. A törzsfákat a FigTree 1.4.0 (http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree) és a MEGA5 (Tamura és mtsai 2011) programcsomagokkal szerkesztettük.
31
4.5 Fluoreszcens in situ hibridizáció (FISH) Az alábbi fejezetben ismertetett in planta FISH protokollt előkísérlet sorozatok előzték meg, melyek során megoldást találtunk az autofluoreszcencia és a jelölések specificitási problémáira és beállítottuk az oldatok szükséges koncentrációit és az optimális hőmérsékleteket. A dolgozatban csak a végleges munkákhoz használt protokoll szerepel. 4.5.1 A FISH próbák A DSE-1 (Cadophora sp.) csoportra specifikus RNS-FISH próbát a már meglévő LSU szekvenciák alapján terveztük az LSU gén D1-D2 régiójára. Ahhoz, hogy kikerüljük a problémát, melyet a növényi szövetek erős autofluoreszcenciája okoz, számos, különböző életfoma-típust
és
rendszertani
kategoriát
reprezentáló
növény
gyökerének
gerjesztési/emissziós spektrumát vizsgáltuk, és a spektroszkópiai eredmények alapján olyan hullámhossz tartományban fluoreszkáló fluorofórokat használtunk az oligonukleoditok jelölésére, melyben az autofluoreszcencia elég gyenge a próbák detektálásához. A Cadophora specifikus oligonikleotid 5’ vége 546 nm hullámhosszon fluoreszkáló Alexa Fluor 546 (Sigma) fluorofórral lett jelölve (CadoLSU01_af546: 5’-[A546] GAG AGG AGC CAC ATT CCC AA 3’). A tervezett DSE-1 csoport specifikus FISH próba mellett AMF specifikus próbát is terveztünk a Rhizophagus intraradices (Glomus intraradices) LSU régiója alapján (GintrLSU01_af488: 5’-[A488] CAT ACG GGC AAG TAC ACC CAA 3’), így lehetővé téve két különböző gyökérkolonizáló gomba együttes, specifikus jelölését. 4.5.2 A minták előkészítése Az inokulációs rendszerekben nevelt növény gyökereinek alapos mosása és a talajszemcsék eltávolítása után 6-8 mm hosszú gyökérszakaszokat vágtunk le. A gyökér szegmenseket (a lipidek eltávolításához és membránok permeabilizálásához) CSK pufferbe helyeztük (100 mM NaCl, 300 mM szaharóz, 3 mM MgCl2, 10 mM PIPES, 1% Triton X100, 1 mM EGTA vízben oldva, pH=6.8) és 30 percig szobahőmérsékleten vákuumban tartottuk. Ezután a gyökereket 4%-os paraformaldehides foszfátpufferbe (PBS, 0.07 M, pH=7.2) helyeztük és 60 percig inkubáltuk szobahőmérsékleten, közben kétszer oldatot cserélve. A gyökérmintákat 70%-os etanolban posztfixáltuk és a felhasználásig -20°C-on tároltuk. A gyökerekből 90–120 μm vastagságú metszeteket készítettünk Reichert fagyasztó mikrotommal (Reichert, Austria), majd ezeket hibridizációs pufferben (20 ml pufferhez: 2 32
ml 20× SSC (NaCl - nátrium-citrát; 3 M NaCl, 0.3 M nátrium-citrát, pH=7.0), 2 g dextrán szulfát (Sigma), 2 mg BSA (Sigma), 8 ml desztillált víz és 50% dimetilformamid (Sigma)) inkubáltuk szobahőmérsékleten 1 órán át. 4.5.3 Hibridizációs lépés A hibridizációs folyamat első lépéseként a metszeteket foszfát pufferben inkubáltuk az etanol kimosódásához, majd 400 μl hibridizációs pufferbe helyeztük mely 1 μl RNáz inhibítort (RiboLock RNase Inhibitor 40 U/μl, Fermentas), 60 μl lazac DNS-t (10 mg/ml vízben feloldva, Sigma) és 5 μl FISH próba oldatot is tartalmazott. A FISH próba oldat 20 μg fluorofórral jelölt nukleotidot tartalmazott 5 μl TE pufferben (10 mM Tris–HCl, 1 mM EDTA, pH=7.5) oldva. A hibridizációs lépés során a formamid koncentráció és a hőmérséklet változtatásával tudjuk beállítani jelölés specificitását. Ahhoz, hogy a hibridizációs beállítások optimalizálásával növeljük specifikus jelölés hatékonyságát két próba keverékét tettük a pufferbe és a próbákat (CadoLSU01 és GintrLSU01) a Cadophora izolátum tiszta tenyészetén teszteltük. A formamid koncentráció állandó értéken tartása mellett a mosási hőmérséklet mértékét és hosszát változtattuk. Az előzetes eredmények alapján mintáinkat 50%-os formamid koncentrációt alkalmazva 46°C-on inkubáltuk egy éjszakán keresztül 0.2 ml csövekben PCR készülékben (Hybaid PCR Sprint). 4.5.4 Poszthibridizációs lépés A próbák hibridizációja során a felesleges próbák kimosását 1.5 ml csövekben végeztük 48°C-on MRC szárazblokkon (M.R.C. Ltd). A gyökér mintákat háromszor mostuk 20 percig az előmelegített hibridizációs oldattal (mely nem tartalmazott dextrán szulfátot, RNáz inhibítort, lazac sperma DNS-t és próbát), ezt követően ismét háromszor 30 percig mostuk 2xSSC pufferben, majd 4x SSC-ben tároltuk és Fluoroshield (Sigma) lefedőszerrel fedtük le.
33
4.6 Inokulációs rendszerek 4.6.1 In vitro kísérletek a DSE sajátságok teszteléséhez Az in vitro kísérletek során a különböző izolátumokkal póréhagymákat (Allium porrum) inokuláltunk, melyek könnyen csíráztathatók, kisméretűek, gyorsan nőnek és alig pigmentált, jól vizsgálható gyökereik vannak. A póréhagyma magjait három percig 30%-os H2O2-ban, 10 percig majd 15 percig steril csapvízben felszínsterilizáltuk. Ezután steril csapvízzel
benedvesített
szűrőpapíron
Petri-csészékben
csíráztattuk
őket.
A
gyökérendofitonok ITS szekvenciái alapján kapott törzsfa csoportjaiból 1-1 reprezentáns izolátumot (5. ábra) vizsgáltunk az inokulációs teszttel, hogy el tudjuk dönteni, az adott csoport DSE gombának tekinthető-e. A növényre látható negatív hatással nem lévő, annak gyökereit kolonizáló és mikroszkleróciumot képző, és ezekkel egy csoportban lévő izolátumokat tekintettük DSE gombáknak. A tenyészetekből pár mm-es, micéliumot tartalmazó agarkockákat vágtunk ki, melyeket 9 cm-es Petri csészében cukormentes MS táptalajra (Murashige és Skoog 1962, Sigma Basal Salt Mixture M5524, 15 mg/l agar, pH=5,8, 10 μg/ml Streptomycin) helyezett 14-15 napos hagymanövények mellé tettünk. Egy csíranövény gyökere mellé két telepdarab került és izolátumonként öt növényt inokuláltunk. Minden vizsgálatsorozatban kontrollként öt nem inokulált növényt is beállítottunk. A vizsgált növényeket SANYO MRL-350 fényszekrényben neveltük (megvilágítás: 24 oC, 14 óra, kevert fény; sötét: 22 oC, 10 óra) 8-9 héten keresztül. Az inokulálás időtartama alatt a növényeket rendszeresen ellenőriztük és elrendezésüket változtattuk. 4.6.2 A FISH vizsgálatok inokulációs rendszere A FISH vizsgálatokhoz DSE gomba partnernek egy DSE-1 kládhoz (Cadophora sp., Helotiales, Ascomycota) tartozó, Salix rosmarinifolia gyökeréről származó DSE1049 törzset használtuk, és ezzel végeztük az inokulációt. A másik gyökérkolonizáló gomba a Rhizophagus intraradices (Glomus intraradices, Glomeromycota) volt. A G. intraradices oltóanyagot Yoram Kapulnik (ARO Volcani Center, Israel) bocsátotta rendelkezésünkre. A növénypartner kukorica (Zea mays) volt, melynek a póréhagymáéhoz hasonlóan kevéssé pigmentált gyökerei vannak, azonban jóval rövidebb idő alatt nagyobb gyökérzetet fejleszt.
34
A kukorica szemterméseit 50 ml-es Falcon csövekben, csapvízben és 70%-os etanolban felváltva kétszer-kétszer 1 percig ráztuk, majd a terméseket steril körülmények között 3 percig 30%-os H2O2-ban, 10 percig majd még 15 percig steril csapvízben tartva felszínsterilizáltuk. A csíráztatás a fentebb írtakkal megegyező módon történt. A körülbelül egy hetes csíranövényeket, a gomba inokulumokat és a kétszer sterilizált (2x 30 perc 121°Con, és 24 óra szobahőmérsékleten való inkubáció a két autoklávozás között) ültető közeget (fülöpházi területről származó homoktalaj és zeolit 2:1 arányú keveréke) tartamazó műanyagcserepekbe helyeztük. A két gombapartnerrel való inokuláláskor a talajba ~40 ml G. intraradices inokulumot, valamint 10-12 db 5 mm átmérőjű telepdarabot helyeztünk, melyek MMN táptalajra oltott telepek aktívan növekvő részeiből lettek kivágva. A csak DSE gombával inokulált rendszerek esetén a cserepek nem tartalmaztak AMF inokulumot. A vizsgált növényeket SANYO MRL-350 fényszekrényben neveltük (megvilágítás: 24oC, 14 óra, kevert fény; sötét: 22oC, 10 óra) 6 héten keresztül. Az inokulálás időtartama alatt a növényeket rendszeresen ellenőriztük és a cserepeket elrendezését változtattuk. 4.6.3 A TEM vizsgálatokhoz összeállított inokulációs rendszer Az ultrastruktura vizsgálatokhoz az in vitro kísérletek során póréhagymát (Allium porrum) inokuláltunk a DSE-1 kládhoz (Cadophora sp.) tartozó fentebb már bemutatott DSE1049 izolátummal. A póréhagyma magjainak felszín-sterilizálását és nevelését 4.6.1 fejezetben leírtak szerint végeztük. Ebben a vizsgálatban azonban úgy nevezetett „kivezetett” inokulációs rendszereket alkalmaztunk. Enyhén megdöntött 9 cm-es műanyag Petri-csészékbe MS táptalajt öntöttünk, majd a táptalaj megszilárdulását követően izzított csipesszel kb 2-3 mm széles és mély vájatot égettünk a Petri-csésze alsó részének peremébe (azon a részen ahol a ferdén öntött MS a legnagyobb teret engedte) és 2-3 mm széles és teljes mélységű rést a Petri-csésze felső részének peremébe is. Így a Petri-csésze két részét megfelelően összeillesztve kapott 2-3 mm átmérőjű lyuk lehetővé teszi a növény kivezetését a csésze oldalán. A körülbelül két hetes hagymákat úgy helyeztük a táptalajt tartalmazó Petricsészébe, hogy a gyökérnyak lehetőleg pontosan a résnél legyen és a gyökér bent legyen a csészében. A Cadophora telepekből pár mm-es micéliumdarabokat vágtunk ki és a gyökerek mellé helyeztük. A Petri-csészét parafilmmel lezártuk, ügyelve arra, hogy ne legyen rés a növény mellett. A Petri-csészéket alufóliával borítottuk be, hogy a gyökereket és a gombákat minél kevesebb fény érje.
35
A rendszereket folyamatosan ellenőriztük (sztereo- és fénymikroszkóppal), és alkoholos filc-tollal a Petri-csésze alján jelöltük, hogy a gyökerek mely részeit mikor érik el a hifák. Ezt az időpontot tekintettük a kolonizációs folyamatok kezdetének az adott gyökérszakaszon. Innentől kezdve 6 héten keresztül kísértük figyelemmel az eseményeket, és olyan gyökérszakaszokat gyűjtöttünk le, melyek 1, 2, 3, 4, 5 vagy 6 hete lehettek kolonizálva. Időpontonként összesen 15-20 gyökeret gyűjtöttünk. 4.7 Mikroszkópos vizsgálatok 4.7.1 Fluoreszcens mikroszkópia A FISH-próbával való jelölés és a gyökérminták előkészítési lépései a 4.5 fejezetben szerepelnek. mikroszkópot
A
lefedett
gyökérminták
alkalmaztunk.
Az
vizsgálatára
fluoreszcens
epifluoreszcens
vizsgálatokat
Nikon
és
konfokális
Eclipse
80i
epifluoreszcens mikroszkóppal végeztük, a fényképeket pedig Spot 7.4 Slider (Diagnostic Instruments Inc.) típusú digitális kamerával készítettük. A konfokális vizsgálatok során a 3D rekonstrukcióhoz Zeiss 410 konfokális lézer scanning mikroszkóppal (CLSM) 1024 x 1024 pixeles 8 bites szürkeárnyalatos képeket készítettünk. Az Alexa488-al jelölt DSE próbák esetén argon lézert (488 nm) és 465–495 nm-es gerjesztőszűrőt, 510 nm-es dikroikus tükröt és 525–550 nm-es zárószűrőt használtunk. Az Alexa546 fluorofórral ellátott AMF próbák esetén hélium-neon lézerrel (543 nm), 527–556 nm gerjesztési tartományban használható szűrőkockával, 565 nm felett átengedő dikroikus tükörrel és 575–630 nm-es fénytartományt átengedő zárószűrővel dolgoztunk. Az optikai szeletek vastagságát a mikroszkóp szoftvere által javasoltak alapján állítottuk be. A projekciókat a próbák emissziós hullámhosszának megfelelően színeztük Adobe Photoshop 5.1 használatával. A két próba együttes alkalmazásánál a képeket összeolvasztottuk, hogy a különböző struktúrák különböző színben látszódjanak. 4.7.2 Festés és fénymikroszkópos vizsgálatok A mintavételi területeken mintázott növények gyökeréből és a gombákkal inokulált póréhagymák gyökereiből fénymikroszkópos vizsgálatokhoz preparátumokat készítettünk. A gyökereket alapos tisztítás után néhány cm-es részekre vágtuk, majd 10 percig 65 oC-on 10%-os KOH oldatban színtelenítettük, háromszor 15 percig mostuk desztillált vízben,
36
ezután további 10 percen keresztül tejsavas vízben savanyítottuk. A mintákat Anilin-kékkel festettük meg, majd tejsavas desztillált vízben mostuk ki a felesleges festéket. A festett gyökereket PVLG-ben (poli vinil alkohol-tejsav-glicerol) fedtük le. A preparátumokat Nikon Eclipse 80i fénymikroszkóppal vizsgáltuk hagyományos és Nomarski-féle optikát (DIC) használva. 4.7.3 A minták előkészítése és ultrastruktura vizsgálata, TEM A póréhagymák különbőző ideje kolonizált, a táptalajban, vagy annak felszínén futó gyökérszakaszait szikével óvatosan körbevágtuk, és vékony (1-2 mm) agar réteget hagytunk a gyökér körül, hogy az annak felszínén levő hifák hozzávetőleges elhelyezkedéséről is információt
kapjunk.
A
gyökérszakaszokat
tartalmazó
táptalajhasábokat
2,5%-os
glutáraldehidben fixáltuk, 30 percre szobahőmérsékleten vákuumba helyeztük, majd felhasználásukig 4 oC-on tároltuk. A mintákat foszfát pufferben (0,07 M, pH=7,2) mostuk 2 órán át 4x puffert cserélve. A mintákat OsO4 1%-os foszfát pufferes oldatában 2 óráig utófixáltuk / kontrasztosítottuk, majd a mintákat ismét foszfát pufferben mostuk 3x 20 percig a puffert cserélve. Ezt követően mintáinkat sztereomikroszkóp alatt még kisebb (3x1x1 mm) darabokra vágtuk és a felszálló alkoholsoros víztelenítést követően Durcupan ACM (Fluka Chemie
AG)
műgyantába
ágyaztuk.
A
félvékony
hosszmetszeteket
neofuxin-
kristályibolyával festettük, majd fénymikroszkóppal vizsgáltuk. Az ultravékony metszeteket Reichert Jung ULTRACUT mikrotommal (Ausztria) készítettük, majd uranil-acetáttal és ólom-citráttal festettük (Reynolds 1963) és Hitachi 7100 (Japán) transzmissziós elektronmikroszkóppal, 75 kV gyorsítófeszültséggel vizsgáltuk. 4.7.4 Spóraképzés indukálása A taxonómiai vizsgálatok során az izolátumok esetleges spóra képzését a szakirodalomban ismert módszerekkel próbáltuk indukálni. A telepeket 9 cm-es Petricsészékben különböző táptalajokra helyeztük és szobahőmérsékleten inkubáltuk. A táptalajok PDA (potato-dextrose agar), SNA (synthetic nutrient-poor agar) MEA (malt extract agar), OA (oatmeal agar) (lásd Crous és mtsai 2009), valamint MMN és MS voltak. Az utóbbi két táptalajra újra törzseket oltottunk és ezeket 10°C-on inkubáltuk. Továbbá az izolátumokat szobahőmérsékleten és 10°C-on is SNA táptalajra helyezett sterlizált növényi szervekre, illetve szövetek mellé oltottuk, melyek segíthetik a spóraképzést. Ezek a növényi részek árpa levelek, fekete fenyő tűlevelek, csalán szár
37
darabok és rozsnok gyökerek, valamint MS táptalajra helyezett vénic-szil ág darabok voltak. A növényi részekre oltott törzseket 2 ismétlésben szobahőmérsékleten valamint 10°C-on inkubáltuk. További három egyidejű kezeléshez MMN-re és MEA-ra oltott törzseket használtunk, melyeket (i) izzított lándzsatűvel égettünk meg néhány helyen majd, 4 hétig szobahőmérsékleten tároltuk, (ii) 3 napon keresztül UV fénynek tettük ki őket napi 3x 10 percig, ezután 4 hétig szobahőmérsékleten, majd 4°C-on sötétben, valamint (iii) lezárás nélkül tároltuk a törzseket, ezt követően 3 hónapon keresztül hagytuk őket kiszáradni.
38
5. EREDMÉNYEK 5.1 A félszáraz alföldi területek endofiton gombái 5.1.1 Terepi minták mikroszkópos vizsgálata A terepen gyűjtött különböző inváziós és őshonos növények festett gyökérpreparátumainak mikroszkópos vizsgálata során minden esetben találtunk DSE gombákra jellemző mikroszkleróciumokat, sötéten pigmentált és kéken festődő szeptált hifákat, továbbá legtöbbször AM gombák általi kolonizációt is megfigyeltünk a gyökerekben. 5.1.2 Az izoláltumok Az alföldi félszáraz homokterületek DSE közösségének megismeréséhez közel 200 gyökérmintát vettünk fel a három félszáraz homokterület őshonos és inváziós növényeiről. A felszín-sterilizált gyökerekből 296 törzset izoláltunk, melyek közül 241 ITS régióját határoztuk meg (ezek közül korábban 43 izolátum gyűjtése és azonosítása történt meg (Pintye és Kovács 2006)). A 241 izolátum az ITS szekvenciáik alapján 7 nagyobb (tíznél több izolátum) és 34 kisebb csoportba rendeződtek (5. ábra, F3. táblázat). A csak néhány (<8) izolátum által reprezentált kisebb csoportok kizárólag őshonos, vagy inváziós növényekről kerültek elő, míg a nagyobb törzsszámú csoportok őshonos és inváziós növények gyökerét is kolonizálták. Egy kivételével minden izolátum az aszkuszos gombákhoz tartozott. Ennek ITS szekvenciája az Auricularia nemzetségbe (Basidiomycota, Auriculariales) tartozó gombákéval mutatott hasonlóságot, azonban a törzs egy idő után nem volt fenntartható táptalajon és elvesztettük. 5.2 Az inokulációs tesztek eredményei Számos tanulmány használja azt az egyszerű meghatározást, hogy endofitonnak nevezzük azokat a gombákat, melyeket felszínsterilizált egészséges gyökérből izolálhatunk (Porras-Alfaro és Bayman 2011). Munkánk során azonban csak egésszéges növények felszínsterilizált gyökeréből izolált, majd in vitro inokulácios kísérletekben a gyökereket kolonizáló és mikroszkleróciumot képző, a növényben látható károsodást nem okozó izolátumokat valamint ezekkel egy csoportba tartozó izolátumokat tekintettük DSE-nek. Az in vitro inokulációs tesztekhez 59 izolátumot választottunk ki, melyek 41 csoportot reprezentáltak. Ezek közül 16 izolátummal korábban végezték el az in vitro kísérleteket (Pintye és Kovács 2006). A nagyobb csoportok esetén több izolátummal végeztük a 39
kísérleteket. Az egészségesnek látszó póréhagymák 8-9 hét után fejlett gyökérzettel és 3–4 levéllel rendelkeztek. Kilenc izolátumnak volt egyértelmű negatív hatása a növényekre, ezek 4–5 héten belül elpusztultak. Huszonegy izolátum esetében az inokulált növények nem különböztek a kontroll növényektől, azonban gyökereiket nem kolonizálták. 29 izolátum esetében figyeltünk meg az egészségesnek látszó póréhagymák gyökerében gombák általi kolonizációt. A 14 csoportot reprezentáló 29 izolátum mindegyike intracelluláris hifákkal kolonizálta a gyökereket és mikroszkleróciumokat képzett. A póréhagymák gyökereit kolonizáló hifák a legtöbb esetben nem voltak pigmentáltak és anilin kékkel jól festődtek, valamint kéken festődő és erősen pigmentált mikroszkleróciumokat is megfigyeltünk. Az egy csoportba tartozó, inokulumként használt izolátumok minden esetben hasonló kolonizációt mutattak. Az in vitro kísérletek eredményeként tehát 14 csoportot tekintettünk DSE-nek. A két leggyakoribb, általunk nem DSE gombának tekintett csoportot ismert és szélesen elterjedt patogének, az Ilyonectria macrodidyma (25. csoport) és Fusarium oxysporum (27. csoport) alkották (5. ábra). A többi nem DSE csoportba is sok esetben patogén gombák tartoztak. Fontos hangsúlyoznunk, hogy az in vitro kísérleti rendszereinkben használt, de az általunk felállított DSE kritériumoknak nem megfelelő izolátumok lehetséges, hogy DSE gombák, csak a kísérleti körülményeink között nem bizonyultak annak. 5.3 Az azonosított DSE gombák Az összes izolátum által alkotott 41 csoportból 14, a 241 izolátumból pedig 142 bizonyult DSE gombának. Így a DSE csoportok az összes csoport ~35%-át, a DSE izolátumok pedig az összes izolátum közel 60%-át reprezentálták. A 14 DSE csoportot a dolgozatban ezen túl DSE-1–DSE-14 csoportoknak nevezzük (5. ábra, F3. táblázat). A filogenetikai elemzések alapján összes DSE gomba az aszkuszos gombák különböző rendjeibe tartozott. A Pleosporales (7 csoport), Helotiales (2 csoport), Hypocreales (2 csoport), Eurotiales (1 csoport), Xylariales (1 csoport) és a Glomerellales rendbe (1 csoport). Néhány DSE csoportot faj és nemzetség szinten, másokat csak magasabb taxonómiai szinten lehetett meghatározni (F4. táblázat). Több DSE csoport (DSE-2, -4, -5, -12) esetében sem az ITS, sem az LSU szekvenciák nem mutattak hasonlóságot a GenBank-ban lévő szekvenciákkal (F4. táblázat). A DSE gombák ITS szekvenciáinak BLAST elemzésénél a hasonló szekvenciák eltérő éghajlati övek és területek növényeinek gyökeréből vagy a talajból származtak.
40
REF057 (DSE-2) REF058 (DSE-2 , X) REF059 (DSE-2) REF060 (DSE-2) REF061 (DSE-2) REF001 (DSE-1)
REF062 (DSE-3)
*
REF063 (DSE-3)
REF002 (DSE-1 , X)
REF064 (DSE-3)
REF003 (DSE-1)
REF065 (DSE-3)
REF004 (DSE-1)
REF066 (DSE-3)
REF005 (DSE-1)
REF067 (DSE-3)
REF006 (DSE-1)
REF068 (DSE-3)
REF007 (DSE-1)
REF069 (DSE-3)
REF008 (DSE-1)
REF070 (DSE-3)
REF009 (DSE-1)
REF071 (DSE-3)
REF010 (DSE-1)
REF072 (DSE-3)
REF011 (DSE-1)
REF073 (DSE-3)
REF012 (DSE-1)
REF074 (DSE-3)
REF013 (DSE-1)
REF075 (DSE-3)
REF014 (DSE-1)
REF076 (DSE-3)
REF015 (DSE-1)
REF077 (DSE-3)
REF016 (DSE-1)
REF078 (DSE-3 , X)
REF017 (DSE-1)
REF079 (DSE-3)
REF018 (DSE-1)
REF080 (DSE-3)
REF019 (DSE-1)
REF081 (DSE-3)
REF020 (DSE-1)
REF082 (DSE-3)
REF021 (DSE-1)
78 81
72
71
REF083 (DSE-3)
REF022 (DSE-1)
REF084 (DSE-3 , X)
REF023 (DSE-1)
REF085 (DSE-3)
REF024 (DSE-1)
REF086 (DSE-3)
REF025 (DSE-1 , X)
REF087 (DSE-3)
REF026 (DSE-1)
REF088 (DSE-3 , X)
REF027 (DSE-1)
REF089 (DSE-3)
REF028 (DSE-1)
REF090 (DSE-3)
REF029 (DSE-1)
REF091 (DSE-3)
REF030 (DSE-1)
REF092 (DSE-3)
REF031 (DSE-1)
REF093 (DSE-3)
REF032 (DSE-1)
REF094 (DSE-3)
REF033 (DSE-1)
REF095 (DSE-3)
REF034 (DSE-1)
REF096 (DSE-3 , X)
REF035 (DSE-1)
REF097 (DSE-3)
REF036 (DSE-1)
REF098 (DSE-3)
REF037 (DSE-1 , X)
REF099 (DSE-4)
REF038 (DSE-1)
99
99 99
REF039 (DSE-1 , X) REF040 (DSE-1)
84
99
REF103 (6, X)
REF042 (DSE-1) 96
REF043 (DSE-1)
76
REF044 (DSE-1)
REF104 (DSE-5 , X) 99
REF107 (DSE-6)
99
REF046 (2, X)
REF108 (DSE-6 , X)
REF047 (3, X)
REF109 (DSE-6 , X)
REF048 (4)
87
99
REF105 (DSE-5)
REF106 (DSE-6 , X)
REF045 (1, X) 77
91
REF049 (4, X)
REF110 (DSE-6) REF111 (7 , X)
REF050 (5, X)
99
REF112 (8, X)
REF051 (DSE-2) 83
REF114 (9)
90
REF115 (9, X)
REF054 (DSE-2) 99
REF055 (DSE-2 , X) 91
REF118 (10) REF119 (10)
REF058 (DSE-2 , X)
99
REF059 (DSE-2)
REF122 (10)
REF061 (DSE-2) REF063 (DSE-3)
REF120 (10) REF121 (10, X)
REF060 (DSE-2) REF062 (DSE-3)
REF116 (9) REF117 (9)
REF056 (DSE-2) REF057 (DSE-2)
*
REF113 (9)
99
REF052 (DSE-2) REF053 (DSE-2)
99
REF101 (DSE-4 , X)
REF102 (6)
REF041 (DSE-1)
97
REF100 (DSE-4)
REF123 (DSE-7 , X) 97
**
REF124 (DSE-7) REF125 (DSE-7)
REF064 (DSE-3)
REF126 (DSE-7)
REF065 (DSE-3)
REF127 (DSE-7)
5. ábra Az őshonos (O)(DSE-3) és inváziós (▲) növényekről gyűjtött 241 izolátum ITS szekvenciái alapján MEGA 4 REF066 97 REF128 (DSE-7 , X) REF067 (DSE-3) Evolution fa, mely Maximum Composite Likelihood model-t alkalmazva készült a programmal készített Minimum REF129 (DSE-7) 86 (DSE-3) gap-ek páronkénti REF068 ignorálásával. A csoportok nevei zárójelben szerepelnek, 99és REF130 jelöltük (X)X) az inokulációs (DSE-7 REF069 (DSE-3) 98 REF131 kísérletekben használt törzseket. A bootstrap értékek (≥ 70) százalékként szerepelnek. A (DSE-7) mérce 100 karakteren 2 REF070 (DSE-3) REF132 (DSE-7 , X) változásnak megfelelő ághosszat jelöl. REF071 (DSE-3) REF133 (DSE-7)
REF072 (DSE-3) REF073 (DSE-3) REF074 (DSE-3) REF075 (DSE-3) REF076 (DSE-3) REF077 (DSE-3) REF078 (DSE-3 , X)
98
REF134 (DSE-7)
73 81
REF135 (DSE-7) REF136 (DSE-7) REF137 (DSE-7) REF138 (DSE-7) REF139 (DSE-7) REF140 (DSE-7 , X)
41
REF109 (DSE-6 , X) 91
REF170 (18, X)
REF110 (DSE-6)
REF171 (19, X)
REF111 (7 , X) 99
REF172 (20, X)
REF112 (8, X)
REF173 (21, X) REF113 (9)
99
REF174 (22, X)
REF114 (9)
90
REF175 (23, X)
97
REF115 (9, X)
REF176 (24, X)
REF116 (9)
99
5. ábra Folytatás.
REF177 (25)
REF117 (9) 98
REF118 (10)
REF179 (25)
REF119 (10)
**
95
REF120 (10)
99
REF182 (25)
REF122 (10)
REF183 (25)
REF123 (DSE-7 , X)
***
REF124 (DSE-7) REF125 (DSE-7)
REF184 (25) REF185 (25) REF186 (25)
REF126 (DSE-7) 97 86 99
REF127 (DSE-7)
REF187 (25)
REF128 (DSE-7 , X)
REF188 (25)
REF129 (DSE-7)
REF189 (25) REF190 (25)
REF130 (DSE-7 X)
98
REF191 (25)
REF131 (DSE-7)
REF192 (25)
REF132 (DSE-7 , X) 99
REF133 (DSE-7) 98
REF134 (DSE-7)
73 81
REF180 (25) REF181 (25, X)
REF121 (10, X)
97
REF178 (25)
REF193 (25) REF194 (25)
REF135 (DSE-7)
REF195 (25)
REF136 (DSE-7)
REF196 (25)
REF137 (DSE-7)
REF197 (25)
REF138 (DSE-7)
REF198 (25)
REF139 (DSE-7)
REF199 (25)
REF140 (DSE-7 , X)
REF200 (25)
REF141 (11, X)
REF201 (25, X)
REF142 (12, X)
REF202 (25)
REF143 (DSE-8A, X)
REF203 (26, X)
REF144 (DSE-8B, X)
99 99
REF145 (DSE-8)B )
82
REF146 (DSE-9)
REF207 (26)
REF148 (DSE-9 , X)
REF208 (26)
REF149 (DSE-9)
89
REF209 (DSE-14)
REF150 (DSE-9 , X)
91
REF210 (DSE-14 , X)
99
REF151 (DSE-9)
REF211 (DSE-14)
REF152 (DSE-9)
99
REF212 (27, X)
REF153 (DSE-9) 74
REF154 (DSE-10 , X)
99
REF215 (27)
REF156 (DSE-10) 72
REF157 (13, X)
99
REF159 (14, X)
REF218 (27)
REF160 (14)
REF219 (27)
REF161 (14)
REF220 (27) REF221 (27)
REF162 (14) 99
REF163 (15, X) 96
99
REF222 (27)
REF164 (16, X)
REF223 (27)
REF165 (DSE-12 , X)
REF224 (27) REF166 (DSE-13)
99
REF225 (27)
REF167 (DSE-13)
REF226 (27)
REF168 (DSE-13 , X)
REF227 (27)
REF169 (17, X)
REF228 (27)
REF170 (18, X)
REF229 (27)
REF171 (19, X)
REF230 (27)
REF172 (20, X)
REF232 (27)
REF173 (21, X)
REF232 (27)
REF174 (22, X)
REF233 (27)
REF175 (23, X)
97
REF234 (27)
REF176 (24, X)
REF235 (27)
REF177 (25) 98
REF236 (27)
REF178 (25)
REF237 (27)
REF179 (25) 95
REF216 (27) REF217 (27)
REF158 (DSE-11 , X) 99
REF213 (27) REF214 (27, X)
REF155 (DSE-10)
99
REF205 (26) REF206 (26, X)
REF147 (DSE-9) 95
REF204 (26)
99
REF238 (27)
REF180 (25)
REF239 (27)
REF181 (25, X)
REF240 (27)
REF182 (25)
REF241 (27)
REF183 (25) REF184 (25) REF185 (25)
0.02
REF186 (25) REF187 (25)
***
REF188 (25) REF189 (25) REF190 (25) REF191 (25) REF192 (25) 99
REF193 (25) REF194 (25) REF195 (25) REF196 (25) REF197 (25)
42
5.3.1 A tizennégy DSE csoport Az inokulációs kísérletekkel bizonyíthatóan DSE gombának tekintett izolátumokat az aszkuszos gombák számos gyökérkolonizáló endofitont is magában foglaló rendjeibe tartoztak. A DSE törzseink ITS és LSU szekvenciájuk alapján a következő rendekbe tartoztak: Helotiales (DSE-1,2), Pleosporales (DSE-3,4,5,6,7,8,9,10), Xylariales (DSE-11), Eurotiales (DSE-12), Glomerellales (DSE-13) és Hypocreales (DSE-14). A legtöbb izolátum (44) a DSE-1 csoprotba tartozott, ITS szekvenciáik a Cadophora nemzetségbe tartozó fajokéval mutattak hasonlóságot és a BLAST találatok fák gyökeréből, talajból és gyümölcsökről is származtak. A DSE-1 csoport amellett, hogy egyértelműen egy leszármazási vonalat reprezentál, az elemzéseink alapján két alcsoportra bontható (REF001–REF038 és REF039–REF044, 5. ábra) A másik Helotiales rendbe tartozó csoport a DSE-2 volt, melybe 12 törzs tartozott. Az adatbázisok hasonló szekvenciái legtöbb esetben nem azonosított nemzetségként vagy fajként voltak megnevezve. Volt ektomikorrhizát és erikoid mikorrhizát képző gombának nevezett találat is. A második legnagyobb (37 izolátum) csoportot (DSE-3) a BLAST találatok alapján, kétséget kizáróan Rhizopycnis vagum (Pleosporales) izolátumok alkották, melyek több növényfaj gyökereiről származtak. A DSE-4 csoport három izolátumot tartalmazott, melyek ITS és LSU szekvenciái annyira különböztek a leghasonlóbb BLAST találatoktól is, hogy még család szintű azonosításuk sem volt lehetséges. A csoporttal később részletesebben foglalkozunk. A DSE-5 csoportba két izolátum tartozott, a BLAST vizsgálatok alapján egyértelműen az Alternaria nemzetségébe tartoztak. A DSE-6 csoportot alkotó izolátumok ITS szekvenciái teljes egyezést mutattak száraz területek különböző növényeinek gyökereiről származó gomba szekvenciákkal. Volt olyan találat is (Setophoma sacchari), mely az általában szárazabb helyekről származó adatokkal szemben nedves élőhelyekre jellemző pelyhes selyemperje (Holcus lanatus) gyökeréből származott (Sánchez-Márquez 2008). A DSE-7 csoport annak ellenére, hogy rendkívül változatos telepmorfológiát mutató és egymástól eltérő ITS szekvenciával rendelkező izolátumokat foglalt magában, egyértelműen egy leszármazási vonalat képviselt (5. ábra). Taxonómiai azonosítása még család szinten sem sikerült, annak ellenére, hogy a GenBankban számos ide tartozó, csak
43
szekvenciaként létező találat szerepelt. Ezek a szekvenciák kivétel nélkül több kontinens száraz és félszáraz füves területek fűféléinek gyökeréből és az ottani talajból származtak. E csoport részletesen az 5.7 alfejezetben kerül tárgyalásra. A DSE-8 csoportot három izolátum alkotta, és bár a telepmorfológiák és szekvenciák alapján is látszott, hogy valószínűleg ezek két alcsoportot reprezentálnak, mivel viszonylag kis eltérés volt az ITS szekvenciák között és a BLAST találatok is hasonló eredményt adtak, egy csoportként kezeltük őket. Ezt a csoportot a Periconia macrospinosa két izolátuma (REF144 és REF145), és egy ezekhez hasonló izolátum alkotta (REF143). A DSE-9 csoportba tartozó 8 izolátum őshonos növényekről került elő, melyek közt fás és lágyszárú kétszikűek és fűfélék is voltak. A BLAST találatok alapján megállapíthatjuk, hogy a csoportot az Embellisia nemzetségbe tartozó izolátumok alkotják. A DSE-10 csoportot a Curvularia nemzetségbe sorolható három izolátum alkotta, melyeket fás szárú növényekről izoláltunk és hasonló BLAST találataik száraz területek talajából és gyökerekből származtak. A DSE-11 csoportot egy Microdochium nemzetségbe (Xylariales) tartozó izolátum alkotta, mely szekvenciái száraz és félszáraz területek talajából és gyökerekről származó szekvenciákkal mutattak hasonlóságot. A DSE-12 csoportot egy izolátum alkotta, melynek ITS szekvenciájától még a legnagyobb hasonlóságot mutató szekvenciák is jelentősen különböztek. Ezek közt (pl. Aspergillus
spp.,
Chaetosartorya
spp.,
Thermoascus
crustaceus)
nem
voltak
törzsgyűjteményben elhelyezett, publikált, vagy biztosan jól meghatározott törzsek szekvenciái, így ezek alapján sem feltétlenül következtethetünk a rendszertani helyzetükre. A DSE-13 csoportot három törzs alkotta, melyek a Plectosphaerella nemzetségbe, és valószínűleg a P. cucumerina fajhoz tartoztak. A DSE-14 csoportot a széles körben elterjedt, talajban és növényekben dominánsan jelenlévő és legtöbbször növényi patogénként ismert Fusarium nemzetségbe tartozó 3 izolátum alkotta. A különböző DSE csoportokba tartozó izolátumok telepmorfológiája és növekedési jellemzői egymásétól jól láthatóan különböztek, az egy csoportba tartozó törzseknél a legtöbb esetben ezek a jellemzők megegyezetek. Ez alól a DSE-7 és DSE-8 csoportok voltak kivételek, melyek részletes tárgyalására a 5.7. fejezetben kerül sor.
44
5.3.2 Gazda és terület specificitás, szezonalitás és inváziós növányek A terület specificitás és szezonalitás vizsgálatokhoz 48 DSE gombának bizonyuló izolátumot gyűjtöttünk a jelölt közönséges borókákról a három területen, 3 évszakban. Az izolátumok egy kivételével a DSE-1, DSE-2 és DSE-3 csoportokba tartoztak. A DSE-1 csoportba mindhárom területről és mindhárom évszakban gyűjtött izolátumok tartoztak, míg a DSE-2 csoport két területről származó (Fülöpháza, Tatárszentgyörgy) és mindhárom évszakban izolált törzseket foglalt magában. A DSE-3 csoportba két területről (Fülöpháza, Tatárszentgyörgy) és két évszakban (tavasz, nyár) gyűjtött izolátumok tartoztak. Egyik DSE csoport sem tartalmazott csak egy területről származó vagy csak egy évszakban gyűjtőtt izolátumokat. A gyakori DSE csoportok őshonos és inváziós növényekről izolált törzseket egyaránt magukban foglaltak. Az egy izolátum által reprezentált (szingleton) DSE csoportok mellett (DSE-11, DSE-12) a kisebb csoportok izolátumai csak inváziós (DSE-5, DSE-13 és DSE14) vagy csak őshonos növényekről (DSE-4 és DSE-8) származtak. A DSE-9 csoportba tartozó 8 izolátum csak őshonos növényekről és egy területről került elő. A szingleton csoportok mellett a DSE-4, DSE-5 és a DSE-8 csoport izolátumai származtak csak egy évszakból vagy egy területről, a DSE-10 csak egy évszakban, a DSE-6 és DSE-9 pedig csak egy területről került elő (F3. táblázat).
5.4 DSE csoportok ISSR vizsgálatának eredményei Az
félszáraz
területeken
végzett
DSE
gombák
kompozicionális
diverzitás
vizsgálatának eredményeként megkaptuk melyek a terület gyakori, domináns és generalista DSE csoportjait. Ezek közül választottunk ki hármat (DSE-1, DSE-3 és DSE-7), melyek izolátumai közötti genetikai variabilitást vizsgáltuk.
5.4.1 A kiválasztott DSE csoportok A DSE-1 (Cadophora sp.) csoportba tartozott a legtöbb izolátum. Ezek ITS régiója viszonylag
nagy
heterogenitást
mutatott,
azonban
számos
izolátum
szekvenciái
megegyeztek. Az ITS alapján két, egyértelműen elkülönülő alcsoportba sorolódtak a törzsek (REF001–REF038 és REF039–REF044). A legtöbb ide tartozó törzs bórókáról származott és megegyező telepmorfológiával rendelkezett.
45
A DSE-3 (Rhizopycnis vagum) csoportba tartozott a második legtöbb izolátum, melyek több gazdanövényről kerültek elő, és egy, az ITS alapján szinte teljesen homogén csoportot alkottak. Habár az ITS alapján két alcsoportot alkottak az izolátumok, a két alcsoportba teljesen azonos ITS régióval rendelkező izolátumok tartoztak és a csoportotok csupán 1 nukleotidban különböztek. Az izolátumok telepmorfológiája ez esetben is teljesen azonos volt. A DSE-7 (Pleosporales sp.) csoport volt a harmadik legnagyobb izolátumszámmal rendelkező DSE csoport. Az izolátumok, annak ellenére, hogy voltak azonos ITS szekvenciával rendelkező alcsoportok, összességében nagymértékű heterogenitást mutattak, és szinte minden telep morfológiája, növekedési jellemzője különbözött. Érdekesség, hogy az ITS amplikonok gélelektroforézisét követően a gélképeken még az azonos ITS régióval rendelkező izolátumok amplikonjai is eltértek, mivel számos esetben az ITS1F primer az SSU 3’ végétől a megszokottnál távolabb kötött be, jóval nagyobb amplikont eredményezve. 5.4.2 A DSE-1 és DSE-7 izolátumok célzott gyűjtése és a specifikus PCR A DSE-3 csoport esetén relatíve sok izolátum állt rendelkezésünkre, melyek számos különböző gazdanövényről származtak és nagyon kis eltérés volt az ITS szekvenciáik közt. Emiatt ebben az esetben nem gyűjtöttünk további izolátumokat. Ezért a kevesebb gazdanövényfajról származó, az ITS régiókban nagyobb változatosságot mutató DSE-1 csoport és a nagy ITS különbségekkel és változatos telepmorfológiával rendelkező DSE-7 csoport esetében gyűjtöttünk további izolátumokat. A kiválasztott csoportok törzseire tervezett specifikus primereket használtuk a gyors azonosításhoz: DSE-1: DSE1F: 5’ AGT CGT CGA ACC TCT CGG AGA A 3’, DSE1R: 5’ GAC AGG CAC CGC CAC TGA TT 3’. Amplifikált szakasz mérete: ~350bp. DSE-7: DSE7F: 5’ GTT GTT TCC TCG GCA GGT C 3’, DSE7R: 5’ ACG ACC GCT GCC AAT ACC 3’. Amplifikált szakasz mérete: ~330bp. A tervezett primerekkel összeállított specifikus PCR kidolgozását a két csoport meglévő összes izolátumán és az ezekkel közeli rokonságot mutató, azonban más csoportba tartozó izolátumokon teszteltük. A DSE-1 (Cadophora sp.) és DSE-7 csoportokra specifikus PCR-ek segítségével összesen további 13 DSE-1 (F3. táblázat) és 19 DSE-7 törzset (F2. táblázat) izoláltunk. Az újonnan gyűjtött izolátumok ITS régióját meghatároztuk, és a szekvenciák kivétel nélkül megerősítették az izolátomok két kiválasztott csoportba tartozását. Nem volt olyan izolátum,
46
ami pozitív reakciót adott a specifikus PCR során és az ITS szekvenálás alapján nem a két csoportba tartozott volna, valamint a két csoporthoz közeli csoportok izolátumainak tesztelése során sem tapasztaltunk pozitív reakciót. Ezek alapján elmondható, hogy a DSE-1 és DSE-7 csoportokra tervezett diagnosztikai primerek specifikus PCR-t adtak, és lehetővé teszik a gyors és célzott izolátumgyűjtést, azonosítást. 5.4.3 ISSR primerek és PCR-ek eredményei Az (AAT)6 és (AT)8 primereket az előzetes tesztelések során elvetettük, mivel a legtöbb esetben nem kaptunk pozitív reakciót, a (ACG)6 és (AGC)6 primerekkel végzett ISSR PCR esetében pedig az ISSR profilok nehezen kiértékelhető mintázatokat mutattak. Az (AAC)6, (AAG)6, (AGG)6, (ATC)6, (CCG)6, (AC)8, (AG)9 primerekkel beállított ISSR PCR profilok beállításával (F1. táblázat) minden esetben értékelhető, 200 és 2000 bp mérettartományban jól látható és elkülönülő sávokat tartalmazó ISSR mintázatokat kaptunk. Munkánk során hét primerrel és összesen 111 (55 DSE-1, 25 DSE-3 és 31 DSE-7) izolátum DNS kivonatával végeztünk hét ISSR PCR-t a kapott mintázatok kiértékelése alapján létrehozott és összesített bináris adatsorokból képeztünk dendrogramot (6–8. ábra). 5.4.4 Az ISSR profilok eredményei A DSE-1 csoport esetében a hét ISSR profil alapján készített UPGMA fán jól látható, hogy az ITS régió alapján azonos törzsek is elkülönültek egymástól, sőt négy izolátum kivételével (REF021–REF024) nincs két olyan izolátum, melynek az összes vizsgált ISSR mintázata megegyezne (6. ábra). Az ITS régió alapján elkülönülő B alcsoport (6. ábra) izolátumai a REF042 kivételével ISSR profiljaik alapján is együtt helyezkedtek el. Általánosságban véve az izolátumok alcsoportokon belüli elhelyezkedése eltérő volt az ITS alapú csoportosulásukhoz képest (6. ábra). Az ISSR mintázatok alapján az elrendeződés nem mutatott összefüggéseket sem az izolátumok gyűjtési dátumával, sem a gyűjtési évszakkal, sem a származási területtel, sem az eltérő gazdanövényekkel. A DSE-3 csoport esetén sem tapasztaltunk összefüggéseket az izolátumok csoportosulása és a gyűjtési dátum és évszak, származási terület és gazdanövény fajok között sem. Ebben az esetben is elkülönült az ITS alapján létrejövő két alcsoport (A és B), melyek izolátumainak ITS szekvenciái egyetlen nukleotid különbségben tértek el. Az ISSR profilok elemzésével jóval finomabb felbontást tapasztaltunk. Kilenc izolátumot nem számítva (REF066–REF068, REF095–REF098 és REF089–REF090) a legtöbb esetben lehetővé vált az azonos ITS régióval rendelkező izolátumok elkülönítése (7. ábra).
47
a
b
A A
B A B
B
A
6. ábra (a) A DSE-1 (Cadophora sp.) csoport izolátumainak ITS alapú Minimum Evolution (ME) fája, mely Maximum Composite Likelihood model-t alkalmazva készült a gap-ek páronkénti ignorálásával. A bootstrap értékek (≥ 70) százalékként szerepelnek. A mérce 100 karakteren 2 változásnak megfelelő ághosszat jelöl. (b) A DSE-1 csoport izolátumainak ISSR profilja alapján készítétett UPGMA dendrogram. Az ITS szekvenciák alapján létrejövő alcsoportokat jelöltük (A és B). A mérce a karakterek alapján kapott eltéréseket jelöli 10%-onként.
48
A
B
7. ábra A DSE-3 (Rhizopycnis vagum) csoport izolátumainak ISSR profilja alapján készítétett UPGMA dendrogram. Jelöltük a két alcsoportot (A és B) melyek ITS szekvenciái alcsoportonként azonosak voltak, de a csoportok egy nukleotid különbségben eltértek. Nem lett volna informatív egy ITS alapú ME fa. A mérce a karakterek alapján kapott eltéréseket jelöli 10%-onként.
A DSE-7 csoport esetében sem tapasztaltunk korrelációt a már említett vizsgált tényezőkkel. Ebben az esetben is néhány szekvencia eltérő pozíciójától eltekintve megkaptuk az ITS alapján elkülönülő hat nagyobb alcsoportot (A, B, C, D, E, F) (7. ábra). A legtöbb izolátumot tartalmazó „A” alcsoport egyértelműen elvált az ISSR profil alapján is a többi alcsoporttól, de míg az ITS régiói ezeknek az izolátumoknak sok esetben azonosak voltak, az UPGMA fán jól látható, hogy két kivétellel (REF025-REF026) minden izolátum egyedi ISSR mintázattal rendelkezett. A kisebb alcsoportok esetében általánosan nagyobb különbségeket kaptunk az ISSR alapján, és a hosszú ágakkal rendelkező taxonok nem pontosan olyan rokonságot tükröztek az UPGMA fán, mint amilyet az ITS fa alapján vártunk. Ezért a kisebb alcsoportok esetében (B–F) elmondható, hogy egyértelműen elkülönülnek az „A” csoporttól, és mind az alcsoportok egymástól, mind pedig saját izolátumaik is jelentősen különböznek.
49
A DSE-7 csoport izolátumainak ISSR vizsgálata esetében kaptuk a legnagyobb távolságokat az izolátumok között, melyből arra következtethettünk, hogy egy komplex és heterogén csoportról van szó, mely több fajt is magában foglalhat. Elmondható, hogy mindhárom csoport esetében néhány kivételtől eltekintve, a törzsek egyedi ISSR profillal rendelkeztek, mely lehetővé teheti a törzs szintű azonosítást ezzel a módszerrel.
a
pl_28 pl_33 pl_29 pl_34 ref_137 pl_23 ref_137 99 ref_139 ref_136 pl_04 pl_24 pl_25 A pl_26 pl_27 pl_22 ref_138 pl_30 pl_02 ref_132 pl_01 ref_133 pl_06 ref_127 95 ref_128 B 82 pl_31 ref_124 C pl_03 95 ref_129 D 89 ref_130 pl_32 E 85 ref_131 F
b
A
D E B C B F
0.002
8. ábra (a) A DSE-7 csoport izolátumainak ITS alapú Minimum Evolution (ME) fája, mely Maximum Composite Likelihood model-t alkalmazva készült a gap-ek páronkénti ignorálásával. A bootstrap értékek (≥ 70) százalékként szerepelnek. A mérce 100 karakteren 2 változásnak megfelelő ághosszat jelöl. (b) A DSE-7 csoport izolátumainak ISSR profilja alapján készítétett UPGMA dendrogram. Az ITS szekvenciák alapján létrejövő alcsoportokat jelöltük (A, B, C, D, E és F). A mérce a karakterek alapján kapott eltéréseket jelöli 10%onként.
50
5.5 Az in planta FISH eredményei A kifejlesztett és beállított protokoll szerint eljárva specifikusan tudtunk jelölni a gyökéren belüli DSE-gomba struktúrákat (9. ábra). A kukorica gyökerében a sejtfalak autofluoreszcenciája csak kismértékben zavarta a detektálást. A konfokális mikroszkópos vizsgálatoknak köszönhetően kijelenthetjük, hogy a Cadophora sp. az epidermisz és kortex sejtjeit egyaránt kolonizálta és mindkét sejttípusban képzett mikroszkleróciumot (9.b. ábra), azonban a központi szövethengerben nem volt megtalálható.
a
b
c
d
9. ábra FISH próbával jelölt gyökérkolonizáló gombák kukorica gyökerében. a. Cadophora sp. (DSE1049) intracelluláris rövid tagú elágazó (balra) és „felfújódott” hifái (jobbra). b. A Cadophora sp. mikroszkleróciumai a kortex sejtekben. c, d. Rhizophagus intraradices és Cadophora sp. (DSE1049) jelölése kukorica gyökérmetszeten a GintrLSU01_af488 és CadoLSU01_af546 próbákat alkalmazva. Zöld színnel látszik (Alexa Fluor 488) a Rhizophagus, a Cadophora sp. pedig narancssárga (Alexa Fluor 546). c. R. intraradices intercelluláris hifái és sejten belüli Cadophora sp. képletek, d. AMF vezikulum és DSE intracelluláris szeptált hifák. Mérce =10 μm. A 9. b, c, d ábrák Vági és mtsai (2014) által publikált képek.
51
Mintáinkban intra- és intercelluláris hifákat is megfigyeltünk. A sejteket kolonizáló hifák morfológiájukat tekintve különböztek egymástól és alapvetően kétféle hifát figyeltünk meg. Egyik esetben sűrűn elágazó és rövid tagokkal rendelkező hifákat figyeltünk meg a gyökérsejtekben (9. a. ábra), máskor pedig „moniliform” struktúrákat. Néhány esetben „átmeneti”, kissé teltebb tagokkal rendelkező hifák is előfordultak. A Cadophora sp. izolátumra specifikus, és az AMF specifikus próbákat együtt alkalmazva is specifikusan festették meg a különböző gombák által képzett struktúrákat (9. c, d. ábra). A különböző AM struktúráktól (hifák, vezikulum) jelölődésük alapján egyértelműen elkülönültek a Cadophora sp. által képzett hifák és mikroszkleróciumok (9. a, b. ábra). 5.6 Az ultrastruktura vizsgálatok eredményei A Cadophora törzs (DSE1049) kolonizációjának ultrastruktura vizsgálata során a gyökérszakaszok legyűjtését és fixálását követően nem figyeltünk meg egyértelmű kolonizációt
a
különböző
„kolonizációs
idejű”
gyökérszakaszok
esetén
sem
sztereomikroszkóppal, sem fénymikroszkóppal. A minták OsO4-os kontrasztosítása során sem volt látható kolonizáció egyik fixált mintánk esetében sem, így a beágyazás a gyökérszakaszok véletlenszerű kiválasztásával történt. A különböző „kolonizációs idejű” gyökérszakaszok félvékony metszetein csak a hat hetes gyökérszakaszokban volt megfigyelhető kismértékű, hifák általi kolonizáció. Ezért munkánk során a minták összehasonlítása helyett a legidősebb és a hifák által leghosszabb ideje elért gyökérszakaszokat vizsgáltuk alaposabban. A hat hetes gyökérszakaszok TEM vizsgálata során néhány gyökérszakaszban megfigyeltünk kolonizációt, ezek ultrastrukturájáról felvételeket készítettünk. Annak ellenére, hogy csak néhány gyökérrészen volt kolonizáció, a növényi sejtek felszínén, valamint élő és nekrotikus növényi sejtekben is sikerült hifákat megfigyelnünk. A nekrotizálódott növényi sejtekben a hifák körül a legtöbb esetben egy, valószínűleg a gombák által kiválasztott fibrilláris anyag volt látható (10. a, b. ábra). Ezt az anyagot általában kondenzálódott növényi citoplazma vette körül (10. b. ábra). Több esetben is másodlagos sejtfalvastagodásokat figyeltünk meg a hifák közelében lévő növényi sejtekben.
52
a
b
10. ábra Cadophora sp. (DSE1049) izolátummal inokulált póréhagyma gyökerek hifák által hat hete elért szakaszairól készült TEM felvételek a, b: Nektrotizált növényi sejtekben futó gombafonalak hossz- illetve keresztmetszetei. CCP: kondenzált növényi citoplazma, FCP: gomba citoplazma, FM: fibrilláris anyag, N: gomba sejtmag, NPC: nekrotizált növényi sejt, S: szeptum, V: gomba vakuoluma, WB: Woronin-test, fekete nyílhegy: gomba sejtmembrán, fekete kettős nyílhegy: gomba sejtfal, fehér nyílhegy: vakuolum membrán, fehér kettős nyílhegy: növényi sejtfal. Mérce: a = 500 nm; b = 2 µm. Dr. Bóka Károly felvételei.
Megfigyeltünk teljesen ép citoplazmával rendelkező növényi sejtben futó hifákat is (11. a, b. ábra). Itt a hifa és a növényi sejt citoplazmáját is a saját ép sejtmembránja határolta (11. b. ábra). Mind a gomba, mind a növényi sejtmembrán esetében membrán betűrődések voltak láthatók. A hifa körüli növényi sejtmembránt nem határolta növényi sejtfal, és a gomba sejtfala és a növényi plazmamembrán között egy kevésbé elektrondenz laza mátrix anyag volt megfigyelhető (11. b. ábra).
53
a
b
11. ábra Cadophora sp. (DSE1049) izolátummal inokulált póréhagyma gyökerek hifák által hat hete elért szakaszairól készült TEM felvételek. a, b: Növényi sejtet kolonizáló intracelluláris hifa két nagyítással készült keresztmetszeti képe. FCP: gomba citoplazma, M: mitokondrium, N: gomba sejtmag, P: peroxiszóma, PCP: növény citoplazma, PP: polifoszfát szemcsék, PV: növényi sejt vakuolum, V: gomba vakuolum, *: membrán betűrődés/vezikulum, fekete nyílhegy: gomba sejtmembrán, fekete kettős nyílhegy: gomba sejtfal, fehér nyílhegy: növényi sejt membrán, fehér kettős nyílhegy: mátrix anyag. Mérce: a, d = 500 nm; b, c = 2 µm. Dr. Bóka Károly felvételei.
54
5.7 A taxonómiai vizsgálatok eredményei A DSE közösség vizsgálatát követően három Pleosporales rendbe tartozó, de ennél pontosabban nem meghatározható DSE csoport taxonómiai vizsgálatát végeztük el. A munkákhoz a rendkívül változatos, és a harmadik legnagyobb izolátumszámmal rendelkező DSE-7 csoportot választottuk, melyhez az ISSR vizsgálatokhoz gyűjtött, további 19 izolátummal rendelkeztünk. Ezek mellé az ismert, adatbázisokban elhelyezett és az általunk meghatározott többi izolátum szekvenciáitól is nagyban különböző DSE-4 csoportot választottuk ki taxonómiai vizsgálatokhoz. Harmadik vizsgálandó csoportként a DSE-8A alcsoport lett kijelölve, mivel a két Periconia macrospinosa izolátumtól (REF144 és REF145, DSE-8B alcsoport, 5. ábra) valószínűleg elkülönülő harmadik izolátum (REF143, DSE-8A alcsoport) külön taxont képviselhet. A korábban, az ISSR vizsgálatokhoz szükséges izolálátumgyűjtés során sikerült ezzel az izolátummal egy leszármazási vonalat alkotó törzset (DSE-8/A), valamint egy további P. macrospinosa (DSE-8/B) izolátumot gyűjtenünk. Így két izolátumunk ált rendelkezésre a DSE-8A alcsoport taxonómiai vizsgálatához. Az újonnan izolált P. macrospinosa-t referenciaként használtuk a csoport vizsgálatakor. A taxonómiai munkához használt törzseket a 16. ábra és az F2. táblázat mutatja. Munkánk során összesen 40 izolátumot vizsgáltunk (34 DSE-7 izolátum, 3 DSE-4, 2 DSE-8A és 1 DSE-8B (Periconia macrospinosa)), és ezek ITS, LSU, SSU, ACT és CAL régióit, a DSE-7 csoport esetén még két további régiót (TEF és TUB) határoztuk meg (F2. táblázat). A DSE-7/9 izolátum esetén csak az ITS állt rendelkezésünkre, a DSE-7/10 és a DSE-7/29 izolátumoknál pedig a TEF illetve a CAL régiókat nem sikerült meghatározni (F2.
táblázat).
Izolátumainkat
elhelyeztük
a
CBS
Fungal
Biodiversity
Centre
gyűjteményébe (CBS 135627–CBS 135664, CBS 135760–CBS 135761, F2. táblázat), és ezentúl a CBS számok alapján nevezzük meg a korábban izolált törzsinket is. 5.7.1 Az izolátumok spóraképzése Annak ellenére, hogy számos táptalajon és különböző kezeléssel próbáltunk spóraképzést indukálni, csak néhány törzs esetében figyeltünk meg termőtesteket. Ezeket SNA táptalajra helyezett sterilizált csalán szár darabokra oltott törzsek képezték szobahőmérsékleten az inokulálást követő 3-4. héten (12. ábra). Csak a DSE-7 csoport több izolátuma esetén figyeltünk meg ilyen képleteket, a DSE-4 és DSE-8 csoportok esetében nem tapasztaltunk hasonlót. A DSE-7 csoport több izolátuma képzett sötétbarna,
55
gömbölyded termőtesteket aszkuszokkal és aszkospórákkal. Az izolátumok többségét tartalmazó első (pl. CBS 135650, CBS 135652, CBS 135660), valamint második (CBS 135637), harmadik (CBS 135634) és hatodik alcsoport (CBS 135640) esetében figyeltünk meg termőtesteket (12. ábara). A fénymikroszkópos vizsgálatok során megfigyeltük, hogy a képletet létrehozó törzsek egy kivételével 180–250µm átmérőjű, gömb alakú ivaros termőtestet hoztak létre, melyekben 4–6 spórát tartalmazó aszkuszok voltak. A CBS 135634 törzs által képzett képlet, bár hasonló színű, alakú és méretű volt a többi törzs által képzettekhez, azonban ezek oszciólummal rendelkező, steril, majdnem gömb alakú piknídium-szerű struktúrák voltak. A törzsek egyszeri alkalommal képeztek termőtesteket, és bár azonos körülmények között többször megismételtük kísérletet, soha többé nem sikerült újra indukálni ezeket a struktúrákat.
12. ábra Darksidea fajok aszkuszai és aszkospórái. A–E: Darksidea zeta (CBS 135640). A, B: termőtest; C, D: aszkuszok; e: aszkospórák. f–j: Darksidea alpha (CBS 135650); F,G: termőtest; H, I; aszkuszok; J: aszkospórák. Mérce: A, B = 200 µm, F, G = 180 um, minden más = 10 µm. Dr. Perdo W. Crous felvételei, Knapp és mtsai (2015) által publikált ábra.
56
5.7.2 Molekuláris taxonómiai eredmények A „rend-szintű” filogenetikai vizsgálatok során (13. ábra) mindhárom kiválasztott DSE csoport a Pleosporales rend Massarineae alrendjébe illeszkedett. A DSE-4 csoport a Morosphaeriaceae család bazális csoportjaként, míg a DSE-8B csoport a Massarinaceae családhoz közeli erősen támogatott incertae sedis kládba került a Massarina igniaria (CBS 845.96), Noosia bankssiae (CPC 17282) és a Periconia macrospinosa (DSE-8A, CBS 135663) törzsekkel együtt. A DSE-7 csoport reprezentatív szekvenciái egyértelműen a Lentitheciaceae családba illeszkedtek és egy leszármazási vonalat alkottak a Tingoldiago graminicola testvércsoportjaként. A család-szintű filogenetikai vizsgálatok során (14. ábra) a DSE-7 csoport izolátumai szintén egy leszármazási vonalat alkottak a Tingoldiago graminicola törzsekkel. Izolátumaink egy nagyobb csoportot alkottak a Keissleriella és Lentithecium nemzetségek több fajával és a Pleurophoma pleurospora törzseivel. A család típusfaja, a Lentithecium fluviatile külön leszármazási vonalat képviselt a családon belül, míg a L. arundinaceum és a Stagonospora macropycnidia, valamint a két bambuszon előforduló faj, a Katumotoa bambusicola és az Ophiosphaerella sasicola is külön alkládokat alkottak. A DSE-7 izolátumok a csoporton belüli elhelyezkedésük vizsgálatánál különálló és sokszor erősen támogatott alcsoportokat alkottak (15. ábra). Egy klád tartalmazta az izolátumok többségét (23 izolátum), ezek nagy heterogenitást mutattak. A második klád három izolátumot tartalmazott, és testvércsoportja volt a szintén három kládot tartalmazó harmadik kládnak. A negyedik kládba ugyancsak három izolátum illeszkedett, és ennek a testvércsoportja egy szingleton csoport volt egy izolátummal. A hatodik kládot szintén egy izolátum alkotta, mely az összes DSE-7 izolátum testvércsoportjaként helyezkedett el (15. ábra). A DSE-7 csoport ISSR módszerrel végzett csoporton belüli genetikati variabilitás vizsgálata során megkaptuk körülbelül azokat a csoportokat (8. ábra), melyek az öt variábilisabbnak mondható lókusz elemzésével is kialakultak (15. ábra). Ez esetben is nagyobb felbontást tapasztaltunk és az izolátumok csoportokon belüli elhelyezkedései többször eltérőek voltak. Az egy csoportba tartozó izolátumok morfológiai és biológiai jellemzői is sokszor különböztek. Eredményeink alapján a három DSE csoport három új nemzetséget reprezentál a Pleosporales rend Massarineae alrendjében.
57
Alternaria alternata CBS 916.96 Cochliobolus heterostrophus CBS 134.39 Setosphaeria monoceras AY016368 Cochliobolus sativus DAOM 226212 99 Pleospora herbarum CBS 191.86 100 77 Pyrenophora phaeocomes DAOM 222769 Pyrenophora triticirepentis OSC 100066 82 Pleospora ambigua CBS 113979 Leptosphaeria dryadis CBS 643.86 Phaeosphaeria elongata strain CBS 120250 Phoma betae CBS 109410 Camarosporium quaternatum CBS 483.95 95/86 100 Chaetosphaeronema hispidulum CBS 216.75 99 Entodesmium rude CBS 650.86 97/ Loratospora aestuarii JK 5535B 96/ 100 Phaeosphaeria avenaria DAOM 226215 100 Phaeosphaeria eustoma CBS 573.86 Phaeosphaeriopsis musae CBS 120026 - /75 Ophiosphaerella herpotricha CBS 620.86 Phaeosphaeria caricis CBS 120249 Phaeosphaeria luctuosa CBS 308.79 Phaeosphaeria ammophilae CBS 114595 Setomelanomma holmii CBS 110217 Phoma radicina CBS 111.79 100 Cucurbitaria berberidis strain CBS 394.84 100 75 Pyrenochaeta unguishominis strain CBS 378.92 Pyrenochaeta nobilis CBS 407.76 Phoma heteromorphospora CBS 115.96 Leptosphaeria biglobosa CBS 303.51 98 Leptosphearia maculans DAOM 229267 Leptosphaeria doliolum CBS 505.75 Neophaeosphaeria filamentosa CBS 102202 100 Dothidotthia aspera strain CPC 12933 Dothidotthia symphoricarpi strain CPC 12929 94 Ascochyta pisi CBS 126.54 100 Phoma complanata CBS 268.92 82 Phoma exigua CBS 431.74 Didymella exigua CBS 183.55 Monascostroma innumerosum CBS 345.50 92 Phoma herbarum CBS 276.37 CBS 528.66 94 - /80Phoma glomerata Leptosphaerulina argentinensis CBS 569.94 82 Phoma bryoniae CBS 133.96 100 Saccothecium sepincola CBS 278.32 73 Leptosphaerulina australis CBS 317.83 Phoma zeae-maydis CBS 588 69 Tingoldiago graminicola strain KH 155 99/100 Tingoldiago graminicola strain KH 68 93/ Tingoldiago graminicola strain KH 891 99/ Darksidea beta (CBS 135637) 96/ Darksidea epsilon (CBS135658) 100 Darksidea Darksidea alpha (CBS 135650) 100 95/ Darksidea zeta (CBS 135640) 100 Keissleriella cladophila CBS 104.55a 100 Keissleriella cladophila strain CBS 104.55b 99 72 99 Keissleriella genistae strain CBS 113798 98 97 Pleurophoma pleurospora CBS 130329 97 Lentithecium lineare voucher IFRD 2008 Pleurophoma pleurospora CBS 116668 Lentithecium aquaticum CBS 123099 100 Lentithecium fluviatile CBS 122367 100 98 Lentithecium fluviatile strain CBS 123090 97 Leptosphaeria calvescens strain CBS 193.87 100 Katumotoa bambusicola MAFF 239641 87 Ophiosphaerella sasicola MAFF 239644 100 Lentithecium arundinaceum CBS 619.86 89 Lentithecium arundinaceum strain CBS 123131 Stagonospora macropycnidia CBS 114202 Wettsteinina lacustris CBS 618.86 Keissleriella rara CBS 118429 Helicascus nypae strain BCC 36751 //2/3 100 Helicascus nypae strain BCC 36752 100 Kirschsteiniothelia elaterascus HKUCC 7769 Kirschsteiniothelia elaterascus strain A22 11B 100 Morosphaeriaceae Morosphaeria ramunculicola BCC 18405 100 100 Morosphaeria ramunculicola strain JK 5304B 100 Morosphaeria velataspora isolate BCC 17058 93 100 Morosphaeria velataspora isolate BCC 17059 100 100 Aquilomyces patris (CBS 135661) Aquilomyces patris (CBS 135760) Aquilomyces 94 99 100 Aquilomyces patris (CBS 135662) Pithomyces valparadisiacus culture collection CBS 113339 Asteromassaria pulchra CBS 124082 100 100 Falciformispora lignatilis BCC 21117 100 Falciformispora lignatilis BCC 21118 100 100 Halomassarina thalassiae isolate BCC 17055 98 //2/3 99 100 100 Halomassarina thalassiae JK 5262D Trematosphaeriaceae 100 Trematosphaeria pertusa CBS 122371 99 100 Trematosphaeria pertusa strain CBS 122368 Splanchonema platani CBS 221.37 Bimuria novaezelandiae CBS 107.79 Didymocrea sadasivanii CBS 438.65 99 94 100 Kalmusia scabrispora MAFF 239517 100 Kalmusia scabrispora NBRC 106237 Phaeodothis winteri CBS 182.58 94 100 Phaeosphaeria brevispora MAFF 239276 91 71 100 Phaeosphaeria brevispora NBRC 106240 100 Karstenula rhodostoma CBS 690.94 100 99 Paraconiothyrium minitans CBS 122788 99 Montagnula opulenta CBS 168.34 100 Letendraea helminthicola CBS 884.85 100 Letendraea padouk CBS 485.70 99 Massarina igniaria CBS 845.96 Periconia macrospinosa (CBS 135663) 100 92 Noosia banksiae culture collection CPC 17282 100 100 Flavomyces fulophazii (CBS 135664) Flavomyces 100 Flavomyces fulophazii (CBS 135761) Byssothecium circinans CBS 675.92 Corynespora olivacea CBS 114450 Corynespora olivacea strain CBS 484.77 70 Massarina cisti strain CBS 266.62 - 87 Massarina eburnea CBS 473.64 80 Neottiosporina paspali CBS 331.37 100 Julella avicenniae BCC 18422 100 Julella avicenniae BCC 20173 Melanomma pulvis-pyrius strain CBS 124080 - /97 Melanomma pulvis-pyrius SMH 3291 Melanomma pulvis-pyrius CBS 371 75 100 96 Melanomma rhododendri ANM 73 100 100 Monotosporella tuberculata CBS 256 84 100 Pleomassaria siparia CBS 279 74 100 Arthopyrenia salicis 1994 Coppins 100 Arthopyrenia salicis CBS 368 94 91 100 Roussoella hysterioides CBS 125434 100 - 95 Roussoella hysterioides MAFF 239636 Roussoella pustulans MAFF 239637 100 Roussoellopsis sp. MAFF 239638 94/ -
100/83
98 70 84
Pleosporaceae
Phaeosphaeriaceae
Pleosporineae
Cucurbitariaceae
Leptosphaeriaceae
Dothidotthiaceae
Didymellaceae
Lentitheciaceae
Massarineae
97 -
Montagnulaceae
Massarinaceae
Julellaceae
96 -
Melanommataceae / Pleomassariaceae
Massariaceae?
13. ábra A három sötét szeptált endofioton nemzetség (pirossal jelölve), a Darksidea, az Aquilomyces, a Flavomyces és Dothydeomycetes osztály reprezentatív szekvenciái alapján készült filogenetikai fa. Részletek a következő oldalon.
58
Lophiostoma alpigenum GKM 1091b Lophiostoma arundinis CBS 621.86 Lophiostoma caulium CBS 623.86 Lophiostoma compressum IFRD 2014 100 Lophiostoma crenatum CBS 629.86 98 Lophiostoma scabridisporum strain BCC 22835 99 100 Preussia funiculata CBS 659.74 73 100 Preussia terricola DAOM 230091 100 Preussia lignicola CBS 264.69 98 100 92 Sporormiella minima CBS 524.50 96 100 Westerdykella angulata CBS 610.74 100 100 Westerdykella ornata CBS 379.55 98 Westerdykella cylindrica CBS 454.72 Lindgomyces breviappendiculata HHUF 28193 100 90 Lindgomyces ingoldianus ATCC 200398 Pleosporales 100 Lindgomyces rotundatus HHUF 27999 Massariosphaeria grandispora CBS 613.86 100 Pseudotetraploa curviappendiculata KT 2558 100 Pseudotetraploa curviappendiculata MAFF 239495 100 100 Triplosphaeria maxima MAFF 239682 90 Tetraplosphaeria nagasakiensis KT 1682 100 Aigialus grandis 2Q 99 100 100 Aigialus grandis JK 5244A 100 80 Aigialus parvus A6 76 100 100 Aigialus rhizophorae strain BCC 33573 98 Rimora mangrovei JK 5246A Massaria anomia CBS 591.78 96 100 Gloniopsis arciformis GKM L166A Rhytidhysteron rufulum CBS 306.38 100 Gloniopsis praelonga CBS 112415 85 Gloniopsis subrugosa CBS 123346 Hysterobrevium mori GKM 1013 97 100 100 Oedohysterium insidens CBS 238.34 76 100 Oedohysterium sinense CBS 123345 98 100 Hysterium angustatum CBS 123334 75 Hysterium barrianum ANM 1495 100 Hysterobrevium smilacis CBS 114601 91 Psiloglonium araucanum CBS 112412 Psiloglonium clavisporum CBS 123338 Kirschsteiniothelia maritima CBS 221.60 100/ Lophium elegans EB 0366 100 91 Mytilinidion acicola EB 0349 // 100 100 Mytilinidion tortile EB 0377 100 1/2 76 100 100 Mytilinidion andinense CBS 123562 98 Mytilinidion californicum EB 0385 100 Mytilinidion mytilinellum CBS 303.34 Lophium mytilinum CBS 269.34 100 Mytilinidion resinicola CBS 304.34 100 Mytilinidion scolecosporum CBS 305.34 Bagnisiella examinans CBS 551.66 Botryosphaeria dothidea CBS 115476 Macrophomina phaseolina CBS 227 33 99 Botryosphaeria tsugae CBS 418.64 100 100 Diplodia mutila CBS 431.82 77 100 Macrovalsaria megalospora 178149 100 100 Neofusicoccum ribis CBS 115475 Otthia spiraeae CBS 114124 86 Spencermartinsia viticola CBS 117009 Guignardia citricarpa CBS 102374 Saccharata proteae CBS 115206 Cercospora beticola CBS 116456 100 100 Mycosphaerella heimii CBS 110682 100 79 99 Phaeocryptopus gaeumannii CBS 267.37 87 Pseudocercospora vitis CPC 11595 99 Dothistroma septosporum CBS 112498 94 70 Mycosphaerella endophytica CBS 114662 100 100 Mycosphaerella graminicola CBS 115943 99 100 97 Mycosphaerella punctiformis CBS 113265 Mycosphaerella marksii CBS 110942 100 Ramichloridium cerophilum CBS 103.59 100 Zasmidium cellare CBS 146.36 100 98 100 Verrucisporota daviesiae CBS 116002 100 Aulographina pinorum CBS 174.90 100 100 Catenulostroma abietis CBS 459.93 Teratosphaeria suberosa CPC 11032 100 Catenulostroma elginense CBS 111030 100 98 Friedmanniomyces simplex CBS 116775 100 83 Teratosphaeria associata CBS 112224 93 Batcheloromyces proteae CBS 110696 100 Teratosphaeria cryptica CBS 110975 99 74 100 Teratosphaeria fibrillosa CBS 121707 90 100 93 Teratosphaeria stellenboschiana CBS 116428 100 Aureobasidium pullulans CBS 584.75 100 100 Columnosphaeria fagi CBS 171.93 100 Kabatiella caulivora CBS 242.64 100 Delphinella strobiligena CBS 735.71 100 100 Sydowia polyspora CBS 116.29 99 Phaeocryptopus nudus CBS 268.37 Dothidea hippophaes CBS 188.58 100 Dothidea insculpta CBS 189.58 100 95 Dothidea sambuci DAOM 231303 100 100 Stylodothis puccinioides CBS 193.58 97 100 Dothiora cannabinae CBS 737.71 99 Dothiora ellyptica CBS 736.71 Opegrapha dolomitica DUKE 0047528 Schismatomma decolorans DUKE 0047570 100 100
98/86 97/75 100/98
Lophiostomataceae
Sporomiaceae Lindgomycetaceae Tetraplosphaeriaceae Aigialaceae
Hysteriales
Mytilinidiales
Botryosphaeriales
Mycosphaerellaceae
Teratosphaeriales
Dothideales
0.2
13. ábra folytatása A három sötét szeptált endofioton nemzetség (pirossal jelölve), a Darksidea, az Aquilomyces, a Flavomyces és a Dothydeomycetes osztály reprezentatív szekvenciái a Bayes analízis alapján készült filogenetikai fán (50%-os többségi-szabály konszenzus), mely három lókusz (LSU, SSU, TEF) kombinált adatsora bayes elemzésével készült. Az ágak fölött a Bayes analízis során kapott, posterior valószínűségi értékek százalékként szerepelnek (≥90), míg az ágak alatt a 70%-nál nagyobb RAxML bootstrap értékek találhatók. A színezett háttér a családot vagy a rendet jelzi ahova a törzsek besorolhatók. A külcsoport a Schismatomma decolorans (DUKE 0047570) volt. Knapp és mtsai (2015) által publikált ábra. A mérce 100 karakteren 2 változásnak megfelelő ághosszat jelöl.
59
Darksidea alpha (CBS 135660) Darksidea alpha (CBS 135628) 99/72 Darksidea alpha (CBS 135650) 100 100 Darksidea alpha(CBS 135652) Darksidea alpha (CBS 135631) Darksidea 100 Darksidea gamma (CBS 135634) 100 Darksidea beta (CBS 135637) 100 Darksidea delta (CBS 135638) 100 Darksidea epsilon (CBS 135658) 91/ 100/99 98 Darksidea zeta (CBS 135640) Tingoldiago graminicola strain KH 155 96 Tingoldiago graminicola strain KH 68 95 Tingoldiago graminicola strain KH 891 Lentithecium aquaticum CBS 123099 Pleurophoma pleurospora CBS 116668 Lentithecium lineare voucher IFRD Keissleriella rara CBS 118429 Pleurophoma pleurospora CBS 130329 84 76 Keissleriella genistae strain CBS 113798 Keissleriella cladophila strain CBS 104.55b 100 100 Keissleriella cladophila CBS 104.55a Lentithecium fluviatile CBS 122367 99 100 98 Lentithecium fluviatile strain CBS 123090 97 undescribed CBS strain 193.87 Ophiosphaerella sasicola MAFF 239644 100 77 Katumotoa bambusicola MAFF 239641 100 100 Stagonospora macropycnidia CBS 114202 100 Lentithecium arundinaceum strain CBS 123131 89 94/86 Lentithecium arundinaceum CBS 619.86 Wettsteinina lacustris CBS 618.86 Neottiosporina paspali CBS 331.37 Massarina eburnea CBS 473.64 99/71
0.2
14. ábra A Lentitheciaceae családba tartozó fajok és a Darksidea nemzetség reprezentatív szekvenciái (vastagítva) a Bayes analízis alapján készült filogenetikai fán (50%-os többségi-szabály konszenzus), mely három lókusz (LSU, SSU, TEF) kombinált adatsora bayes elemzésével készült. Az ágak fölött a Bayes analízis során kapott, posterior valószínűségi értékek százalékként szerepelnek (≥90), míg az ágak alatt a 70%-nál nagyobb RAxML bootstrap értékek találhatók. A külcsoport a Massarina eburnea (CBS 47364) volt. Knapp és mtsai (2015) által publikált ábra. A mérce 100 karakteren 2 változásnak megfelelő ághosszat jelöl.
60
DSE7/30 (CBS 135656) 100/99
100/86
DSE7/28 (CBS 135654) DSE7/29 (CBS 135655) DSE7/33 (CBS 135659)
100/100
DSE7/34 (CBS 135660) 100 100
100/98
DSE7/5 (CBS 135631) DSE7/6 (CBS 135632)
DSE7/16 (CBS 135642) DSE7/17 (CBS 135643) DSE7/19 (CBS 135645) DSE7/18 (CBS 135644)
D. alpha
DSE7/22 (CBS 135648) DSE7/23 (CBS 135649) 98/100
DSE7/24 (CBS 135650) DSE7/27 (CBS 135653)
- /77
DSE7/26 (CBS 135652) 98 84
DSE7/25 (CBS 135651) DSE7/20 (CBS 135646) DSE7/4 (CBS 135630)
- /70
DSE7/1 (CBS 135627) DSE7/2 (CBS 135628)
96/ -
DSE7/15 (CBS 135641) 98/ -
DSE7/21 (CBS 135647) DSE7/10 (CBS 135636)
100 96/74 99
DSE7/11 (CBS 135637)
99 99
DSE7/31 (CBS 135657) 100 100
99/78
1/2
DSE7/8 (CBS 135634)
D. gamma
DSE7/3 (CBS 135629)
100 99 98 96
DSE7/7 (CBS 135633)
D. beta
DSE7/12 (CBS 135638)
D. delta
DSE7/13 (CBS 135639) DSE7/32 (CBS 135658)
DSE7/14 (CBS 135640)
D. epsilon D. zeta
DSE4/100 (CBS 135760) 0.02
15. ábra A hat Darksidea faj izolátumainak szekvenciái a Bayes analízis alapján készült filogenetikai fán (50%-os többségi-szabály konszenzus), mely öt lókusz (ITS ACT, TUB, TEF, CAL) kombinált adatsora Bayes elemzésével készült. Az ágak fölött a Bayes analízis során kapott, posterior valószínűségi értékek százalékként szerepelnek (≥90), míg az ágak alatt a 70%-nál nagyobb RAxML bootstrap értékek találhatók. A külcsoport az Aquilomyces patris (CBS 135760) volt. Knapp és mtsai (2015) által publikált ábra. A mérce 100 bázispárra jutó 2 változásnak megfelelő ághosszat jelöl.
61
5.7.3 A három új nemzetség és az új fajok taxonómiai leírása Ebben a fejezetben a DSE-4 és DSE-8A csoportok izolátumai (16. ábra) által reprezentált két monospecifikus nemzetség, valamint a DSE-7 csoport által alkotott nemzetség és ebbe tartozó hat faj (16. ábra) leírását mutatjuk be. A taxonok hivatalos leírását Knapp és mtsai (2015) közölték és jelen dolgozatban a taxonok diagnózisát nem fordítottuk le, ez eredeti (angol) nyelven szerepel. Aquilomyces patris D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, gen. & spec. nov. MycoBank MB810756 (nemzetség); MB810757 (faj); Angol diagnózis. Aquilomyces patris differs from its closest phylogenetic neighbour, Morosphaeria ramunculicola (BCC 18405) by unique fixed alleles in the LSU and SSU loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: LSU positions: 129 (T), 139 (A), 145 (C), 232 (T), 335 (C), 349 (C), 355 (A), 357 (T), 369 (A), 382 (T), 422 (G), 478 (G), 550 (T), 661 (C), 662 (T), 669 (T); SSU positions: 24 (C), 70 (T), 71 (C), 72 (C), 79 (C), 80 (T), 295 (G), 1002 (C), 1094 (C), 1123 (C).
Telep morfológia. A telepek 24°C-on 4 hét alatt borítják be a Petri-csészét mindkét táptalajon. MMN táptalajon a telepek bolyhosak, sötétbarnás-szürkéstől a sötétbarnáig füstszürkések, élesen elhatárolható marginális zónával. MEA táptalajon a telepek kevésbé bolyhosak, sötétbarnás-szürkéstől a sötétbarnáig változhatnak, füstszürke marginális zónával. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Populus alba gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (holotípus: CBS 135661 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22895 = CBS 135661 = DSE-4/099 = REF099); (CPC 22896 = CBS 135760 = DSE-4/100 = REF100); (CPC 22897 = CBS 135662 = DSE-4/101 = REF101). Etimológia: Az erősen pigmentált hifáknak és a telepnek megfelelően (aquilus = sötét színű), és Knapp G. Dániel édesapjának emlékére és tiszteletére (patris = apa). Megjegyzések. Az Aquilomyces patris izolátumai fehérnyár (Populus alba) gyökeréből származnak a fülőpházi homokpusztagyepről. Flavomyces fulophazii D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, gen. & spec. nov. MycoBank MB810758 (nemzetség); MB810759 (faj); Angol diagnózis. Flavomyces fulophazii is a fungal root endophyte. Flavomyces fulophazii (CBS 135761) differs from its closest phylogenetic neighbour, Massarina igniaria (CBS 84596) by unique fixed alleles in the LSU and SSU loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: LSU positions: 38 (C), 48 (A), 65 (T), 74 (C), 78 (G), 84 (C), 146 (deletion), 147 (T), 174 (C), 435 (C), 456–481 (insertion), 490 (C), 624 (G), 630 (C), 658–672 (insertion), 860 (C), 862 (G), 864 (A); SSU positions: 22 (C),
62
26 (G), 34 (G), 39 (G), 71 (T), 294 (C), 408–834 (insertion), 890 (A), 971 (G), 1011 (C), 1028 (A), 1050 (G), 1081(A), 1082 (T), 1083 (A), 1084 (G), 1090 (G).
Telep morfológia. A telepek 24°C-on 4 hét alatt borítják be a Petri-csészét mindkét táptalajon. MMN esetén a telepek táptalajba süllyedtek, fehéres-sárgástól sötét-sárgáig változhatnak és diffúz élénksárga pigmentet választanak ki a táptalajba, mely tulajdonság eltűnhet egy idő után. MEA táptalajon a telepek táptalajba süllyedtek, fehérek és kissé bolyhosak. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2012, E. Zajta & D.G. Knapp (holotípus: CBS 135761 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22900 = CBS 135761 = DSE-8/S); Fülöpháza, N 46°52’E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (CPC 22899 = CBS 135644 = DSE-8/143 = REF143). Etimológia. A táptalajt jellegzetesen élénksárgára színező tulajdonságára (sárga = flavo) és a gyűjtési helyre (Fülöpháza, Magyarország) utalva. Megjegyzések. Az Flavomyces izolátumai mind magyar csenkesz (Festuca vaginata) gyökeréből származnak a fülőpházi homokpusztagyepről. Darksidea D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, gen. nov. MycoBank MB810760; Angol diagnózis. Ascomata globose, brown; ostiole not seen; wall of 3–4 layers of brown textura angularis, surface of textura epidermoidea. Pseudoparaphyses intermingled among asci, hyaline, septate, hyphal, anastomosing. Asci bitunicate, clavate to ellipsoid, with weakly developed apical chamber, stipitate, 4–6-spored. Ascospores multiseriate in asci, hyaline, guttulate, aseptate, thick-walled, ellipsoid. The genus Darksidea contains root endophytic fungi associated almost exclusively with grasses in arid and semiarid areas. Darksidea isolates can be collected from surface-sterilised roots and can be cultured and maintained on general media. Using the primer pairs DSE7F / DSE7R (this study), an approximately 300-bp-long partial ITS region of fungi belonging to the genus Darksidea can be amplified by PCR.
Típus faj. Darksidea alpha D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. Megjegyzések. Darksidea fajok telep morfológiája rendkívül változatos. A forma, a növekedési jellemzők, a szín, exudátumok és diffúz pigmentek megléte változhat egy faj izolátumai között (16. ábra). A telepek általában sterilek. Az izolátumok Festuca vaginata, Stipa borysthenica, Bromus tectorum, Fumana procumbens és Ailanthus altissima felszínsterilizált gyökeiről lettek gyűjtve. Nem tenyésztett Darksidea fajok szekvenciái Stipa hymenoides (Hawkes és mtsai 2006), Bouteloua gracilis (pl. Green és mtsai 2008), Sporobolus cryptandrus (pl. Herrera és mtsai 2011a), Stipa grandis (Su és mtsai 2010) és Ammophila arenaria (Sánchez-Márquez és mtsai 2008) földalatti szöveteiből valamint félszáraz füves területek talajából (pl. Porras-Alfaro és mtsai 2011) is előkerültek.
63
Darksidea fajok szekvenciái legalább 3 kontinens félszáraz területeinek domináns fűféléiből előkerültek (Porras-Alfaro és mtsai 2008, Su és mtsai 2010). Etimológia. A „sötét oldal” nyomán, ami a pigmentált hifákkal rendelkező sötét szeptált endofitonokra és ezek kevéssé ismert tulajdonságaira utal.
Darksidea alpha D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. MycoBank MB810761; Angol diagnózis Ascomata globose, brown, up to 180 µm diam; ostiole not seen; wall of 3–4 layers of textura angularis, 5–10 µm diam, surface of textura epidermoidea. Pseudoparaphyses intermingled among asci, hyaline, septate, hyphal, anastomosing, 2–3 µm diam. Asci bitunicate, clavate, with weakly developed apical chamber, stipitate, 60–80 40–45 µm, 4–6-spored. Ascospores multiseriate in asci, hyaline, guttulate, aseptate, thick-walled, ellipsoid, 18–30 12–17 µm. Darksidea alpha is a fungal root endophyte. Darksidea alpha (CBS 135650) differs from Tingoldiago graminicola (KH 68) by unique fixed alleles in the LSU and SSU loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: LSU positions: 30 (A); SSU positions: 442 (C), 467 (C), 555 (C), 649 (C), 675 (C), 742 (G), 743 (A), 815 (T), 816 (T).
Telep morfológia. MMN és MEA táptalajon a telepek lehetnek fehéres sárgásak (pl. CBS 135645 és CBS 135646), sötét-szürkék (pl. CBS 135630 és CBS 135643) vagy halványbarnák (pl. CBS 135653). A telepek lehetnek lassú (pl. CBS 135631 és CBS 135632 nem érték el a Petri-csésze szélét 12 hét alatt 24°C-on) vagy gyors növekedésűek (pl. CBS 135627 és CBS 135628 két hét alatt benőtte a Petri-csészét 24°C-on), laposak egy határozott telepszegélyel és kevés légmicéliummal (pl. CBS 135643 és CBS 135650), vagy bolyhosak, táptalajba süllyedt marginális zónával (pl. CBS 135655). A telepek többsége festi a táptalajt halványsárga színtől a narancs-barnán át a mélyvörösig (pl. CBS 135631, CBS 135643, CBS 135647 és CBS 135650). Két törzs vöröses kristályokat választott ki a táptalajba (CBS 135631 és CBS 135632), míg mások exudátumokat a telepen (pl. CBS 135654 és CBS 135655). Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2012, D.G. Knapp & E. Zajta (holotípus: CBS 135650 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22884 = CBS 135650 = DSE-7/24); (CPC 22862 = CBS 135628 = DSE-7/2); (CPC 22882 = CBS 135648 = DSE-7/22); (CPC 22883 = CBS 135649 = DSE-7/23); (CPC 22885 = CBS 135651 = DSE-7/25); (CPC 22886 = CBS 135652 = DSE-7/26); (CPC 22887 = CBS 135653 = DSE-7/27); (CPC 22888 = CBS 135654 = DSE-7/28); (CPC 22889 = CBS 135655 = DSE-7/29); (CPC 22890 = CBS 135656 = DSE-7/30); September 2010, D.G. Knapp (CPC 22865 = CBS 135631 = DSE7/5); (CPC 22866 = CBS 135632 = DSE-7/6); Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (CPC 22876 = CBS 135642 = DSE-7/16 = REF133); (CPC 22878 = CBS 135644 = DSE-7/18 = 64
REF136); (CPC 22880 = CBS 135646 = DSE-7/20 = REF138); (CPC 22881 = CBS 135647 = DSE-7/21 = REF139); Stipa borysthenica gyökér, Július 2012, D.G.Knapp & E. Zajta (CPC 22864 = CBS 135630 = DSE-7/4); Május 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (CPC 22877 = CBS 135643 = DSE-7/17 = REF135); (CPC 22879 = CBS 135645 = DSE7/19 = REF137); Július 2012, D.G.Knapp & E. Zajta (CPC 22893 = CBS 135659 = DSE7/33); (CPC 22894 = CBS 135660 = DSE-7/34); Bromus tectorum gyökér, Június 2012, (CPC 22861 = CBS 135627 = DSE-7/1); Tatárszentgyörgy, N 47°03.5' E 19°24.3', Ailanthus altissima gyökér, Július 2008, D.G. Knapp (CPC 22875 = CBS 135641 = DSE7/15 = REF132). Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően. Megjegyzések. Termőtestet több törzsénél figyeltük meg szobahőmérsékleten inkubált, SNA táptalajra helyezett klávozott csalán szár darabokra oltott tenyészeteknél 3-4 héttel az inokulálást követően. Darksidea beta D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. MycoBank MB810762; Angol diagnózis. Ascomata globose, brown, up to 250 µm diam; ostiole not seen; wall of 3–4 layers of textura angularis, 5–10 µm diam, surface of textura epidermoidea. Pseudoparaphyses intermingled among asci, hyaline, septate, hyphal, anastomosing, 4–5 µm diam. Asci bitunicate, ellipsoid, with weakly developed apical chamber, stipitate, 50–90 35–50 µm, 4–6-spored. Ascospores multiseriate in asci, hyaline, guttulate, aseptate, thick-walled, ellipsoid, 23–30 14–19 µm. Darksidea beta is a fungal root endophyte. Darksidea beta (CBS 135637) differs from D. alpha (CBS 135650) by unique fixed alleles in the ITS, ACT and TEF loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: ITS positions: 102 (T), 263 (T), 607 (A), 614 (deletion); ACT positions: 292 (T), 400 (C), 553 (T); TEF positions: 201 (T), 414 (A).
Telep morfológia. A telepek 24°C-on 4 hét alatt borítják be a Petri-csészét mindkét táptalajon. MMN esetében a telepek hamuszürkéstől halvány barna színig változhatnak világosbarna besüllyedt marginális zónával, és gyér légmicéliummmal. MEA táptalajon hamuszürkéstől zöldes-szürke színig változhatnak a telepek, világosbarna besüllyedt marginális zónával és exudátumokkal. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (holotípus: CBS 135637 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22871 = CBS 135637 = DSE-7/11 = REF128); (CPC 22870 = CBS 135636 = DSE-7/10 = REF127); Július 2012, D.G. Knapp & E. Zajta (CPC 22891 = CBS 135657 = DSE-7/31). Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően.
65
Megjegyzések.
Termőtestetet
figyeltük
meg
a
CBS
135637
törzs
esetében
szobahőmérsékleten inkubált, SNA táptalajra helyezett klávozott csalán szár darabokra oltott tenyészeteknél 3-4 héttel az inokulálást követően. Darksidea gamma D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. MycoBank MB810763; Angol diagnózis. Forming sterile, erumpent, subglobose, brown pycnidial-like sporocarps with a central ostiole. Ascomata globose, brown, up to 200 µm diam; ostiole not seen; wall of 3–4 layers of textura angularis, 5–10 µm diam, surface of textura epidermoidea. Pseudoparaphyses intermingled among asci, hyaline, septate, hyphal, anastomosing, 2–3 µm diam. Asci bitunicate, clavate, with weakly developed apical chamber, stipitate, 60–80 20–30 µm, 4–6-spored. Ascospores multiseriate in asci, hyaline, granular to guttulate, aseptate, thick-walled, ellipsoid, 14–25 9–14 µm. Darksidea gamma is a fungal root endophyte. Darksidea gamma (CBS 135634) differs from D. alpha (CBS 135650) by unique fixed alleles in the ITS, ACT and TEF loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: ITS positions: 104 (T), 224 (T), 498 (T), 595 (G), 601 (deletion); ACT positions: 72 (G), 134 (T), 140 (T), 161 (deletion), 164 (C), 616 (T); TEF positions: 8 (C), 113 (A), 150 (T), 619 (T), 688 (T).
Telep morfológia. A telepek mindkét táptalajon 24°C-on 2-3 hét alatt borítják be a Petricsészét. MMN táptalajon hamuszürkéstől zöldes-szürkéig változhatnak a telepek, világosbarna besüllyedt marginális zónával és gyér légmicéliummal. MEA táptalajon hamuszürkéstől zöldes-szürke színig változhatnak a telepek, jelentős mennyiségű légmicéliummal és koncentrikusan megjelenő exudátum cseppekkel. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (holotípus: CBS 135634 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22868 = CBS 135634 = DSE-7/8 = REF124); CPC 22867 = CBS 135633 = DSE-7/7 = REF123); CPC 22869 = CBS 135635 = DSE-7/9 = REF125. Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően. Megjegyzések.
Termőtesteket
figyeltük
meg
a
CBS
135634
törzs
esetében
szobahőmérsékleten inkubált, SNA táptalajra helyezett klávozott csalán szár darabokra oltott tenyészeteknél 3-4 héttel az inokulálást követően. Darksidea delta D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. MycoBank MB810764; Angol diagnózis. Darksidea delta is a fungal root endophyte. Darksidea delta (CBS 135638) differs from D. alpha (CBS 135650) by unique fixed alleles in the ITS, ACT, TEF, and CAL loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: ITS positions: 238 (T), 281 (A), 465 (C); ACT positions: 200 (T), 337 (C), 547 (T); TEF positions: 38 (C), 39 (G), 40 (A), 230 (T), 404 (T); CAL positions: 142 (A), 256 (T), 633 (T).
66
Telep morfológia. A telepek MMN táptalajon 24°C-on 3-5 hét alatt borítják be a Petricsészét. MMN táptalajon hamuszürkéstől halvány-barna színig változhatnak a telepek, jelentős mennyiségű légmicéliummal és koncentrikusan megjelenő exudátum cseppekkel. A telepek MEA táptalajon 24°C-on 6 hét alatt borítják be a Petri-csészét. Itt hamuszürkéstől kezdve a sárgáson át fehér színig változhatnak a telepek, éles marginális zónával, gyér légmicéliummal és néha exudátum cseppekkel. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (holotípus: CBS 135638 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22872 = CBS 135638 = DSE-7/12 = REF129); Június 2012, D.G. Knapp & E. Zajta (CPC 22863 = CBS 135629 = DSE-7/3); Fumana procumbens gyökér, Június 2008, D.G. Knapp (CPC 22873 = CBS 135639 = DSE-7/13 = REF130). Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően. Megjegyzések.
Termőtestet
figyeltük
meg
a
CBS
135629
törzs
esetében
szobahőmérsékleten inkubált, SNA táptalajra helyezett klávozott csalán szár darabokra oltott tenyészeteknél 3-4 héttel az inokulálást követően, bár ezek sterilek voltak Darksidea epsilon D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. MycoBank MB810765; Angol diagnózis. Darksidea epsilon is a fungal root endophyte. Darksidea epsilon (CBS 135658) differs from D. alpha (CBS 135650) by unique fixed alleles in the ITS, ACT, TUB and CAL loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: ITS positions: 86 (T), 289 (T); ACT positions: 108 (A), 189 (T), 322 (T), 406 (G); TUB positions: 37 (T), 402 (G); CAL positions: 56 (deletion), 57 (deletion), 461 (A), 579 (T).
Telep morfológia. A telepek MMN táptalajon 24°C-on 3 hét alatt borítják be a Petricsészét. MMN táptalajon zöldes-szürkéstől barnáig változhatnak a telepek, jelentős mennyiségű légmicéliummal, halvány barna marginális zónával és exudátum cseppekkel a telep közepénél. A telepek MEA táptalajon 24°C-on 6 hét alatt borítják be a Petri-csészét. Itt sárgás-fehérek a telepek, gyér légmicéliummal és exudátum cseppekkel a telep közepénél. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Stipa borysthenica gyökér, Július 2012, E. Zajta & D.G. Knapp (holotípus: CBS 135658 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22892 = CBS 135658 = DSE-7/32). Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően. 67
Megjegyzések. A CBS 135658 törzs steril maradt. Darksidea zeta D.G. Knapp, Kovács, Groenewald & Crous, sp. nov. — MycoBank MB810766; Angol diagnózis. Ascomata globose, brown, erumpent, up to 200 µm diam; ostiole not seen; wall of 3–4 layers of textura angularis, 5–10 µm diam, surface of textura epidermoidea. Pseudoparaphyses intermingled among asci, hyaline, septate, hyphal, anastomosing, 2–3 µm diam. Asci bitunicate, ellipsoid, with weakly developed apical chamber, stipitate, 60–80 40–50 µm, 4–6-spored. Ascospores multiseriate in asci, hyaline, guttulate, aseptate, thick-walled, ellipsoid, 19–30 12–15 µm. Darksidea zeta is a fungal root endophyte. Darksidea zeta (CBS 135640) differs from D. alpha (CBS 135650) by unique fixed alleles in the ITS, ACT, TUB, TEF, and CAL loci based on alignments of the separate loci deposited in TreeBASE as study S16626: ITS positions: 173 (G), 220 (C), 246 (deletion), 256 (T), 604 (A); ACT positions: 42 (T), 94 (C), 156 (C), 161 (C), 166–168 (deletion), 173 (T), 183 (G), 185 (T), 186 (C), 250 (T), 253 (A), 525 (T), 577 (T); TUB positions: 63 (T), 81 (T), 246 (C), 276 (T), 282 (T); TEF positions: 10 (C), 153 (G), 194 (T), 202 (G), 230 (G), 269 (C), 362 (T), 409 (G), 622 (T), 835 (T), 877 (C); CAL positions: 107 (T), 167 (G), 258 (G), 307 (C), 431 (G).
Telep morfológia. A telepek MMN táptalajon 24°C-on 4-5 hét alatt borítják be a Petricsészét. Itt a telepek barnás-szürkések gyér légmicéliummal, halvány barna besüllyedt marginális zónával és exudátum cseppekkel a telep közepe felé. A telepek MEA táptalajon 24°C-on 2 hét alatt borítják be a Petri-csészét. Itt fehéres-füstszürkék a telepek, közepes mennyiségű légmicéliummal és koncentrikusan megjelenő exudátum cseppekkel. Felhasznált törzsek. MAGYARORSZÁG, Fülöpháza, N 46°52’ E 19°25’, Festuca vaginata gyökér, Július 2005, G.M. Kovács & A. Pintye (holotípus: CBS 135640 törzs metabolikusan inaktív állaptban tartva, törzs ex-típus CPC 22874 = CBS 135640 = DSE-7/14 = REF131). Etimológia. A görög ábécé egymást követő betűinek megfelelően Megjegyzések.
Termőtesteket
figyeltük
meg
a
CBS
135640
törzs
esetében
szobahőmérsékleten inkubált, SNA táptalajra helyezett klávozott csalán szár darabokra oltott tenyészeteknél 3-4 héttel az inokulálást követően.
68
16. ábra A három új nemzetség és a P. macrospinosa izolátumai MMN táptalajon. a–w: Darksidea alpha; x–ac: Darksidea beta; ad–ag: Darksidea gamma; ah: Darksidea delta; ai–ak: Aquilomyces patris; al–am: Flavomyces fulophazii; an: Periconia macrospinosa. Knapp és mtsai (2015) által publikált ábra.
69
6. DISZKUSSZIÓ 6.1 Alföldi félszáraz területek DSE gombái 6.1.1 A terepi gyökerek kolonizációja A duna-tisza közi homokgyepek, különösen a mintavételi területeinkre is jellemző nyílt
gyepek,
reprezentálnak
néhol (Fekete
gyökérkolonizáló
félsivatagi és
gombákra
mtsai
tulajdonságokkal 2002).
irányuló
Ezeken
rendelkező a
vizsgálatokat,
félszáraz
területeken például
már
terüleket végeztek
mikorrhizáltsági
státuszvizsgálatot, mely során jelentős mértékű DSE gomba kolonizációt írtak le a növények gyökerében (Kovács és Szigetvári 2002). A világon több különböző szárazfélszáraz területen végeztek vizsgálatokat gyökérasszociált gombák esetében (pl. Mandyam és Jumpponen 2005, Herrera és mtsai 2010, Fracchia és mtsai 2011) és úgy tűnik ezeken a területeken általánosan gyakori gyökérkolonizálók a DSE gombák. A fülöpházi homokterületeken végzett mikorrhizáltsági státuszvizsgálat során (Kovács és Szigetvári 2002) az általunk is vizsgált növényfajok közül a selyemkóró, ürömlevelű parlagfű és a közönséges boróka esetében nem találtak, a közönséges napvirág, naprózsa, apró lucerna és a bálványfa gyökerében megfigyeltek DSE struktúrákat. Egy másik alföldi élőhelyen, a kunfehértói területeken végzett vizsgálat során szeptált endogén hifákat figyeltek meg az ürömlevelű parlagfű gyökerében, azonban mikroszkleróciumot nem találtak (Kovács és Bagi 2001). A terepen gyűjtött gyökerek vizsgálatakor sok esetben figyeltünk meg DSE és AM gombák általi együttes kolonizációt. Ez a megfigyelés összhangban van számos más tanulmányban leírtakkal, miszerint a DSE gombák és más mikorrhizaképző gombák a gyökeret egyidejűleg kolonizálhatják (pl. Jumpponen és Trappe 1998a, Kovács és Szigetvári 2002, Postma és mtsai 2007). A mintázott homokgyepeken a bálványfa, selyemkóró és a parlagfű rendkívül fontos és veszélyes, nem csak ökológiai, hanem gazdasági problémákat is okozó, területre betörő növények (Bagi 2004, Udvardy 2004, Szigetvári és Benkő 2004). Korábban csak a bálványfa és a parlagfű esetében figyeltek meg DSE kolonizációt ezeken a területeken (Kovács és Bagi 2001, Kovács és Szigetvári 2002), azonban munkánk során mindhárom inváziós
növénynél
megfigyeltünk
sötéten
pigmentált
szeptált
hifákat
és
mikroszkleróciumokat a gyökérben.
70
6.1.2 A DSE csoportok Munkánk során csak azokat az izolátumokat tekintettük DSE gombának, amelyek, vagy melyekkel egy csoportban lévő izolátumok in vitro inokulációs tesztjeink során a kolonizálta a gyökereket, képzett mikroszkleróciumot és nem volt negatív hatással a gazdanövényre. Ez azért fontos, mert a molekuláris diverzitási vizsgálatok esetében sokszor a gyűjtött szekvenciák deponálásakor csak az adatbázisokban lévő adatokkal való összevetés alapján jelölik meg a gombák stratégiáját (pl. ha ezek gyökérből származó aszkuszos gomba szekvenciák, akkor endofitonnak vagy mikorrhiza képzőnek nevezhetik) anélkül, hogy azt funkcionális vizsgálatokkal ellenőriznék (Brundrett 2009). Habár nem is volt célunk kvantitatív kérdések megválaszolására alkalmas mintavétel, az összesen 41 gomba csoport és a 14 DSE csoport (5. ábra, F2táblázat) törzsszámbeli eloszlása hasonló volt más endofitonokkal foglalkozó tanulmányban leírtakéhoz (SánchezMárquez és mtsai 2010). Az izolátumok többsége néhány nagyobb csoportba tartozott, melyeket a terület RAF közösségének domináns vagy általános tagjainak nevezhetünk, és 21 csoportot egy izolátum reprezentált. Annak ellenére, ha egy DSE csoport vizsgálataink során alacsony izolátumszámmal volt reprezentálva, nem jelenthetjük ki bizonyosan, hogy valóban nem gyakori a területen. Ugyanis ezek az eredmények nagyban függenek a vizsgálati módszerektől (pl. különböző táptalajok használata). Az izolálás alapú technikák mellett egyre több molekuláris diverzitást vizsgáló munka jelenik meg, melyekben gombaspecifikus primerekkel azonosítják a gyökerekhez asszociált gomba közösségek tagjait (pl. Herrera és mtsai 2010). Például a molekuláris módszerekkel észak-amerikai füves területeken végzett diverzitásvizsgálatok során általában bazídiumos gomba szekvenciák is előkerültek, mint gyakori tagjai a RAF közösségnek (pl. Porras-Alfaro és mtsai 2008, Khidir és mtsai 2010). Habár ettől eltérő területeken végeztük vizsgálatainkat, az izolálásaink során számos aszkuszos gomba csoportot azonosítottunk, melyek az északamerikai füves területeken is jelen voltak, azonban csak egy bazídiumos gombát sikerült izolálnunk, így arra következtethetünk, hogy az izoláláson alapuló módszerek alulreprezentálhatják a bazídiumos gombákat az aszkuszos gombákkal szemben. A DSE törzsek ITS szekvenciáinak BLAST vizsgálata során a legtöbb esetben találtunk ezekkel nagyfokú hasonlóságot mutató szekvenciákat. Ezek a GenBank találatok (F4. táblázat) nagyrészt több földrész (Észak-Amerika, Dél-Amerika, Ázsia, Európa) száraz és alpesi területeiről és általában talajmintákból vagy gyökerekből származtak (pl. Schadt és mtsai 2001, Khidir és mtsai 2010, Porras-Alfaro és mtsai 2008.
71
A DSE-1 izolátumok a Cadophora nemzetségbe tartoztak, mely széles körben elterjedt, általános gyökérkolonizáló gombákat foglal magába, többek között a C. finlandica és C. orchidicola fajokat, melyeket számos tanulmányban vizsgáltak (pl. Wilcox és Wang 1987, Fernando és Currah 1996, Jumpponen és Trappe 1998a, Andrade-Linares és mtsai 2011). Szekvenciáinkkal a legnagyobb egyezést mutató BLAST találatok a C. luteoolivacea szekvenciái voltak, melyek legtöbbször kiwi és szőlő ültetvényeken izolált patogén gombákból származtak (pl. Spadaro és mtsai 2010). Az általunk izolált Cadophora csoport (DSE-1) az ITS és az LSU szekvenciák filogenetikai elemzése alapján valóban a C. luteo-olivacea fajjal mutat egyértelmű, közelebbi rokonságot, azonban külön leszármazási vonalakat reprezentálnak. Észak-amerikai félszáraz füves területekről is izoláltak DSE törzseket, amiket a GenBank-ban szereplő szekvenciák alapján C. luteo-olivacea-ként azonosítottak (Kageyama és mtsai 2008). Ezek valószínűleg a DSE-1 csoporthoz tartoznak, azonban e szekvenciák nem lettek deponálva és publikálva, így nem tudtuk összevetni a sajátjainkkal. Érdekesség, hogy a GenBank-ban csak a DSE-1 csoport esetében találtunk DSE gombaként deponált hasonló szekvenciát, melyet egy alpesi növényből Schadt és mtsai (2001) izoláltak, ami valószínűleg C. orchidicola lehetett. A második legnagyobb csoportot (DSE-3) az irodalomban legtöbbször a dinnyefélék patogénjeként azonosított, azonban DSE gombaként is ismert Rhizopycnis vagum izolátumok alkották (Farr és mtsai 1998). Számos, ebbe a csoportba illeszkedő szekvencia különböző területről és gazdanövényről származott, például mediterrán nyitvatermő és kétszikű növényekről (Girlanda és mtsai 2002) vagy nedves szubtrópusi területek egyszikű növényéről (Xu és mtsai 2008) (F4. táblázat). Néhány tanulmány patogénként írja le a R. vagum-ot. Köztük Armengol és mtsai (2003) a R. vagum patogenitását vizsgálta különböző növényekről és területekről származó izolátumokkal, és bár csak kis mértékben, de patogénnek bizonyultak az izolátumok a sárgadinnyével összeállított kísérletekben. A R. vagum patogénként viselkedett több, szintén dinnyefélékkel végzett kísérletek során (Farr és mtsai 1998, Westphal és mtsai 2011). Az, hogy munkánk során nem voltak egyértelmű negatív hatással a kísérleti növényekre, azzal is magyarázható, hogy az endofitonok a különböző kísérleti körülmények, és a dinnyeféléktől teljesen eltérő gazdanövény miatt „endofiton életszakaszban” maradhattak, de további magyarázat lehet a konspecifikus izolátumok esetleges funkcionális eltérése is. A DSE-8 csoport egyik leszármazási vonalát biztosan alkotó P. macrospinosa egy széles körben elterjedt DSE gomba, melyet eddig fűfélék gyökeréből mutattak ki. Általában
72
nehezen megfigyelhető hialin hifákkal kolonizálja a gyökereket, azonban legtöbb esetben pigmentált, vastag falú mikroszkleróciumot hoz létre (Barrow és Aaltonen 2001, Mandyam és Jumpponen 2008). Mandyam és mtsai (2010, 2012) három különböző P. macrospinosa izolátumot használt kolonizációs kisérletekhez, melyben 5 pázsitfű és 6 kétszikű lágyszárú növényfajra gyakorolt hatását vizsgálták, és az eredmények egyfajta trendet mutattak. A gombák erősebb hatással voltak a fűfélékre, mint más növényekre. Ez alapján arra következtethetünk, hogy a P. macrospinosa funkcionális szempontok alapján is a fűfélékhez asszociált endofiton. A 8 izolátummal reprezentált DSE-9 csoport is az észak-amerikai félszáraz és füves területek RAF közösségének tagja (Green és mtsai 2008, Porras-Alfaro és mtsai 2008), de teljesen más területek növényeiből is előkerült már, például antarktiszi mohákról (Bradner és mtsai 2000). Az Embellisia nemzetség tisztázatlan taxonómiája miatt, izolátumaink faj szintű azonosítását nem tudtuk elvégezni. A DSE-10 csoportot alkotó Curvularia nemzetséget a bevezetésben is külön említettük, mivel e nemzetség egy törzsével végezték Redman és mtsai (2002) kísérleteiket, melyek során amellett, hogy a pigmentált hifákkal rendelkező endofiton gomba növelte a hőforrásnál élő növény hőmérsékleti stressztűrését, a gombának is szüksége volt a gazdanövényre az optimumnál magasabb hőmérsékleten való túléléshez. A DSE-10 csoportba tartozó izolátumaink szekvenciái azonban egyértelműen különböztek a Redman és mtsai (2002) által izolált Curvularia törzstől. A DSE-11 csoport izolátuma ITS szekvenciája alapján egyezést mutatott Kansas (USA) félszáraz füves területein izolált törzsekkel, melyeket növényre gyakorolt hatás vizsgálatokhoz és enzim aktivitás tesztekhez használtak (Mandyam és mtsai 2010, 2012). Munkánk során csak egy Xylariales (Sordariomycetes) rendbe tartozó izolátumot gyűjtöttünk annak ellenére, hogy ez a csoport a gyökérendofitonok közösségeiben egyébként sok esetben dominánsan van jelen (pl. Porras-Alfaro és Bayman 2011, PorrasAlfaro és mtsai 2011). A DSE-14 csoportot Fusarium nemzetségbe tartozó izolátumok alkották. E legtöbbször növényi patogénként ismert nemzetség izolátumait azonban sokszor lehet egészséges növények egészséges gyökeréből izolálni és szekvencia szinten is kimutatni (Khidir és mtsai 2010), és több tanulmány számol be endofiton Fusarium törzsekről is (pl. Phan és mtsai 2004, Paparu és mtsai 2006). Az izolátumainkéval teljesen megegyező ITS
73
szekvenciák ismét észak-amerikai prérik növényeinek gyökeréről is előkerültek, mint RAF (Khidir és mtsai 2010, Herrera és mtsai 2010), mely arra enged következtetni, hogy sokkal szélesebb körben lehetnek jelen nem-patogén Fusarium törzsek. 6.1.3 A DSE-k gazda- és területspecificitása és szezonalitása Az irodalomban néhány tanulmány alapján arra következtethetünk, hogy a DSE gombák széles gazda-spektrumú gyökérkolonizáló gombák (pl. Jumpponen és Trappe 1998a, Mandyam és mtsai 2012). Ennek ellenére idáig csak kevés munka foglalkozott a terület-, gazda- és szövetspecificicitás illetve a szezonalitás vizsgálatával. Herrera és mtsai (2010) különböző észak-amerikai félszáraz területeken vizsgálták a gyökérasszociált gomba közösséget fűfélékben, és csak néhány esetben találtak gyökérasszociált gomba szekvenciákat a gyökéren kívül, más szervekben. Ugyanebben a tanulmányban a több területen vizsgált RAF közösség néhány tagja csak néhány vagy egy területhez volt köthető, azonban a gyökérkolonizáló gombák domináns csoportjai általánosak voltak az összes területen. Szintén észak-amerikai félszáraz területek RAF közösségének vizsgálatakor hasonló eredményeket mutató munkájukban, Khidir és mtsai (2010) arra a következtetésre jutott, hogy a domináns gyökérkolonizáló gombacsoportok megegyeznek az Észak-amerikai félszáraz területeken. Munkánk során nem csak fűfélékről, hanem a területek őshonos és inváziós növényeiről is gyűjtöttünk izoláltumokat. A gyakori DSE gombák közül csak az Embellisia sp. (DSE-9) volt az, ami csak őshonos növényekről került elő. Eredményeink alapján elmondhatjuk, hogy a leggyakoribb DSE gombák generalisták, azonban jóval több adatra lenne szükség ahhoz, hogy egyed- és ökoszisztéma szinten és több megközelítésben értelmezhető legyen a gazda specificitás kérdésköre (Poulin és mtsai 2011). Mandyam és mtsai (2010, 2012) több Periconia izolátumot vizsgáltak és eredményeik alapján valószínűsítették a DSE gombák széles gazda spektrumát. Mandyam és mtsai (2012) több növényfajon végzett inokulációs kísérleteik során a fűfajok gyökerében nagyobb mértékű DSE gomba kolonizációt figyeltek meg, és arra a következtetésre
jutottak,
hogy
a
DSE
izolátumok
fűfélék
esetében
„nagyobb
kompatibilitással” rendelkeznek, mint más növények esetében. Ezt a következtetést és az eredményeket is kritikusan kell kezelnünk, mivel ezek az izolátumok kizárólag füvekről lettek gyűjtve és lehet, hogy más növényekről gyűjtött DSE izolátumoknál ez nem mutatkozna.
74
A DSE gombák szezonalitását több tanulmányban vizsgálták (Mandyam és Jumpponen 2008 és az itt idézett irodalom), azonban ezekben a DSE gombák általi kolonizációt figyelték terepi mintákban, nem pedig a közösségek dinamikájára fókuszáltak. A DSE közösség domináns csoportjaiban az izolátumok legalább két különböző évszakban lettek gyűjtve, így elmondhatjuk, hogy nem tapasztaltunk szezonalitást. Azonban, hogy ennél közelebb kerüljünk a DSE gombák évszakhoz köthető funkcionális és diverzitásbeli dinamikájához számos további, ezt a kérdéskört középpontba helyező vizsgálatra van szükség. A talaj mikrobiális közösségének az inváziós növényekre és terjedési sikerükre gyakorolt hatását már számos tanulmány igazolta (pl. Richardson és mtsai 2000, Callaway és mtsai 2004), és a mikorrhizaképző gombák általi kolonizáció hatását is többször vizsgálták ilyen kontextusban (Pringle és mtsai 2009). Ennek ellenére nem ismerünk olyan tanulmányt, melyben inváziós növényeket kolonizáló DSE gombákat vizsgáltak. A selyemkóró és a parlagfű DSE általi kolonizációját vizsgálták már eredeti élőhelyükön, észak-amerikai területeken. Itt mindkettő gyökerei kolonizáltak voltak, és a selyemkórót még kísérletes rendszerekben is sikeresen inokulálták Periconia-val (Mandyam és mtsai 2012). Munkánk során a domináns és gyakori DSE csoportok az őshonos és inváziós növények gyökeréről is előkerültek, ami alátámasztja azt a hipotézist, hogy ezek a gombák generalista és széles gazdaspektrumú gyökérkolonizálók. Mivel a DSE gombák gyakoriak és fontos szerepük lehet a növények kitett élőhelyeken való túlélésében, ezek a gombák talán az inváziós növények terjedési sikerességéhez is hozzájárulhatnak. 6.1.4 A DSE közösség vizsgálatának konklúziói Khidir és mtsai (2010) számos tanulmány eredménye alapján azt a hipotézist fogalmazta meg, hogy „Észak-Amerika száraz területein a fűfélék gyökerében a gomba közösségek főbb csoportjai megegyeznek”. Ezt a hipotézist saját eredményeink alapján kibővíthettük, nagyobb léptékben nézve elmondhatjuk, hogy általánosan a (fél)száraz füves területek növényeiben a DSE közösség domináns tagjai megegyeznek, habár ennek bizonyítására globális, a kontinensek félszáraz területeinek átfogó RAF / DSE vizsgálata szükséges. Eddig már számos tanulmány kiemelte (pl. Mandyam és Jumpponen 2005, Mandyam és
mtsai
2010, Porras-Alfaro és
Bayman 2011) a
DSE gombák
ökoszisztémákban való jelenlétének és funkcióinak megértésének fontosságát, melyhez
75
átfogó diverzitás vizsgálatok, további inokulációs kísérletek és rendszerbiológiai megözelítések lehetnek szükségesek (Porras-Alfaro és Bayman 2011). Munkánk során azonosított összes nagy létszámú DSE csoport generalistának tekinthető, mivel őshonos és inváziós növényekről is előkerültek, valamint nem mutattak sem terület specificitást, sem szezonalitást. Továbbá a domináns DSE csoportok szekvenciái nagy hasonlóságot mutattak több éghajlati övből és területről származó gyökérkolonizáló gombákéival, mely ugyancsak megerősíti ezek generalista életmódját. Így a félszáraz homokterületekről gyűjtött izolátumaink olyan kísérleteknél és vizsgálatoknál lehetnek használhatók, melyek segíthetnek megérteni a fél(száraz) területeken és akár más életközösségekben jelenlévő DSE közösség funkcióját. 6.2 A 3 DSE csoport izolátumainak ISSR vizsgálata Mindhárom kiválasztott csoport esetén (DSE-1, DSE-3 és DSE-7) nagyobb különbségeket tapasztaltunk ISSR vizsgálattal a csoportok izolátumai között, mint amilyet az ITS szekvenciák vizsgálatával kaptunk (6–8. ábra). A szakirodalomban több esetben írnak le a DSE-1 csoportba tartozó vagy ahhoz nagyon közel álló Cadophora luteo-olivacea törzseket, melyek egyes növényekfajok patogénkjeiként ismertek (pl. Prodi és mtsai 2008, Spadaro és mtsai 2010), de más növények esetében, más területeken tünetmentesen kolonizálják a gyökereket (pl. Kageyama és mtsai 2008). A DSE-3 csoport esetén is hasonló megfigyeléseket találhatunk. Számos tanulmányban patogénként említették a Rhizopycnis vagum-ot (pl. Farr és mtsai 1998, Westphal és mtsai 2011), más esetekben pedig endofitonként írnak róla (pl. Girlanda és mtsai 2002). Számos különböző területről, gazdáról származó patogén vagy endofitonként megnevezett törzs ISSR vizsgálatával ezek talán elkülöníthetőek lennének, mivel a gomba izolátumok nagymértékű csoporton belüli variabilitása összefügghet az esetleges funkcionális, kolonizációs és más biológiai különbségekkel. Alaniz és mtsai (2009) munkájában például, egy patogén gomba (Cylindrocarpon macrodidymum) nagyobb virulenciával rendelkező törzsei az ISSR mintázatok alapján váltak elkülöníthetővé a kevésbé virulensektől. A DSE-7 csoport esetében az 5.7 fejezetben ismertetett taxónomiai vizsgálat során megállapítottuk, hogy legalább hat fajhoz tartoznak izolátumaink. A korábban elvégzett ISSR vizsgálatok ugyanezt a mintázatot mutatták, azonban jóval nagyobb izolátumok 76
közötti különbségekkel mint a másik két DSE csoport esetében, mely alapján már látszott, hogy valószínűleg nem egy fajról van szó. Eredményeink összhangban vannak a tudomásunk szerint egyetlen, DSE gombákat ISSR mintázatok alapján vizsgáló tanulmány eredményeivel. Grünig és mtsai (2001) munkájuk során a PAC komplexbe tartozó nem sporuláló és egy sporuláló faj 14-14 törzsét vizsgálták, és a két taxon, valamint a törzsek specifikus elkülönítéséhez használtak ISSRPCR-t. Mind a 28 törzs esetében specifikus mintázatot kaptak, és az izoenzim vizsgálatok során kapott alcsoportok is megegyeztek az ISSR alapján kapottakkal. Az izolátumok esetükben sem mutattak korrelációt a gyűjtési területtel és a gazdanövényekkel. Az elsődlegesen a mérsékelt övi erdős területeken domináns DSE csoportként jelen lévő PAC (Queloz és mtsai 2011) és munkánk során félszáraz füves területek három gyakori DSE csoportjának ISSR vizsgálata alapján elmondható, hogy ezekre a DSE gombákra jellemző a nagymértékű fajon belüli genetikai variabilitás, és az alcsoportok nem korrelálnak az oda tartozó izolátumok geográfiai és gazdanövény szerinti származásával. Habár nem tapasztaltunk korrelációt a vizsgált paraméterekkel a három kiválasztott DSE csoport esetében sem, fontos eredmény, hogy az ISSR vizsgálattal nagyfokú csoporton belüli variabilitást tudtunk kimutatni, még megegyező ITS régióval rendelkező törzsek esetében is. Viszonylag könnyen találhatunk egy adott izolátumra specifikus sávot az ISSR profilban, mely lehetővé teszi egy izolátum specifikus azonosítását például a specifikus sáv meghatározásával és az erre tervezett SCAR (Sequenced Characterized Amplified Region) markerek fejlesztésével. Az izolátum-specifikus markerek konspecifikus, de eltérő izolátumok elkülönítését teszik lehetővé, így a két izolátummal külön-külön és együtt inokulált növény-kísérletek eredményeként akár az is kiderülhet, hogy ez a nagymértékű variabilitás az izolátumok közötti esetleges funkcionális eltérések mögött állhat, mely összefüggésbe hozható az ökoszisztémákban betöltött szerepükkel.
6.3 Az in planta FISH Az elmúlt években egyre több tanulmány foglalkozik a gyökérendofiton gombák gyökéren belüli fluoreszcens jel detektálásán alapuló módszerekkel, melyek során vagy fluoreszcens sejtfalfestékek (pl. WGA, wheat germ agglutinin) használatával (pl. AndradeLinares és mtsai 2011, Lahrmann és mtsai 2013), vagy különböző GFP transzformáns
77
törzsekkel dolgoznak (pl. Maciá-Vicente és mtsai 2009, Behie és mtsai 2012, Su és mtsai 2013). Nemrég Rath és mtsai (2014) közöltek egy módszertani tanulmányt, melyben több gomba-növény interakció különböző módon való fluoreszcens jelölését és ezek konfokális mikroszkópos detektálását mutatják be részletesen. Ezek a módszerek jól alkalmazhatók olyan kísérleti rendszerekben, ahol nem cél a különböző gombák elkülönítése. Az általunk kidolgozott, a 4.5 fejezetben leírt FISH protokoll alapján specifikusan jelölhetünk két különböző gombát egy gyökérszakaszon, mely lehetővé teszi számos további kérdés tisztázását. A Cadophora sp. a központi szövethengerben nem volt megtalálható, amit néhány megfigyelés során egyes DSE gombáknál már megállapítottak és ezeket patogénnek is nevezték (pl. Su és mtsai 2013). Több esetben megfigyeltünk már más tanulmányokban néhány gyökérkolonizáló gomba esetén is leírt, „moniliform” struktúrákat (pl. Gutiérrez és mtsai 2003, Uma és mtsai 2010, Klymiuk és mtsai 2013), amiket „felfújódott” kevésbé elágazó hifatagok tömege alkotott (9. a ábra). A két eltérő intracelluláris struktúra lehetséges, hogy képződő mikroszkleróciumok két különböző ontogenetikus stádiumát mutathatja. Ezt valószínűsítheti, hogy nem találtunk olyan sejtet, ahol a „moniliform” struktúra nem töltötte volna ki nagyrészt vagy teljesen a sejtet. Néhány esetben meg is figyeltünk kissé teltebb tagokkal rendelkező hifákat is. Lahrmann és mtsai (2013) munkájuk során megfigyelték, hogy egy növény akár egymás melletti gyökérsejtjeit az endofiton Piriformospora indica különböző morfológiájú hifái kolonizálnak. Az élő sejtekben jelenlévő, vastagabb hifákból álló tömegből kiinduló vékonyabb hifák elpusztították a környező növénysejteket. A vastagabb hifákat kizárólag élő sejtekben figyeltek meg, a vékony hifákat pedig nekrotizálódó vagy teljesen halott sejtekben (Lahrmann és mtsai 2013). Az egyértelműen mutualista arbuszkuláris mikorrhiza képző gombák által kolonizált gyökér részek élő szövetek jelenlétét is bizonyítják, mivel az obligát biotróf AM gomba hifák sejtbe való bejutásának bonyolult, kétoldalú folyamatához az élő növényi sejt is szükséges (pl. Parniske 2008, Oldroyd 2013). Ez azért lehet érdekes, mert bár a DSE által kolonizált sejtek állapotáról nem mondhatunk semmit, azonban elmondható, hogy több esetben a mikroszkleróciumokat és hifákat tartalmazó sejtet határoló sejtek élő sejtek, valamint hogy a vizsgált szakaszok sem halott részei a gyökérzetnek. Legjobb tudomásunk szerint egy tanulmányban végeztek sikeres FISH jelölést gyökéren belüli gombákra, mely során egy májmoha gametofitonját kolonizáló
78
arbuszkuláris mikorrhizákat és a gombákhoz asszociált baktériumokat jelölték specifikus fluoreszcens próbákkal (Desirò és mtsai 2012). A munkában nem esik szó a sejtfalak autofluoreszcenciája okozta problémákról, sem a két jelölt organizmus specifikus jelölésének nehézségeiről. Azonban fontos különbség, hogy a vizsgálatuk során csak a baktériumok
gombák
melletti
jelenlétének
vizsgálatára
alkalmas,
vékony
keresztmetszeteket készítettek parafomaldehides fixálást követően a májmoha telepből, melynek sejtjei egészen különböznek az edényes növényekétől, és a sejtfaluk szerkezete valamint a sejtfalanyagok összetétele is különbözhet (Popper és Fry 2003). A jelölések specificitását pedig valószínűleg az, hogy két teljesen eltérő organizmust (gombát és baktériumot) vizsgáltak, már önmamagában magyarázhatja. Munkánk során egy olyan RNS FISH protokollt adaptáltunk, amely alkalmas lehet a gyökereket kolonizáló, akár több DSE gomba egyidejű specifikus detektálására és lokalizációjára. A riboszómális RNS-hez hibridizáló próbák segítségével akár terepi mintákban tudjuk specifikusan detektálni életképes gyökérkolonizáló gombákat, köztük az esetleges látens módon jelenlévő patogén gombákat, így a kifejlesztett módszer gazdasági szempontokból is fontos lehet. 6.4 A Cadophora sp. kolonizációjának TEM vizsgálata Egy gyökérszakaszt kolonizáló gombák gyökéren belüli ultrastruktura vizsgálatához a minta megfelelő gyökérszakaszának kiválasztása a DSE gombák esetében nem mindig egyszerű, mivel a kolonizációs képességükben különbözhetnek egy egyébként jól kolonizáló gombafaj eltérő törzsei (Mandyam és Jumpponen 2012), valamint a kolonizáció a gazdanövénytől és a körülményektől is függhet (Mandyam és Jumpponen 2012). És bár a minták kontrasztozásakor a magas lipid-tartalmú gomba struktúrák láthatóvá válnak és fénymikroszkóp alatt ki lehet jelölni célzottan gyökérszakaszokat a beágyazáshoz (Kovács és mtsai 2003), esetünkben ez nem nyújtott segítséget. A Cadophora sp. izolátummal inokulált póréhagyma gyökerének ultrastruktura vizsgálata során, annak ellenére, hogy mintáink csak egy kolonizációs időpontból származtak, érdekes eredményeket kaptunk, melyek több kérdésre választ adhatnak. A kísérleteink során használt kísérleti rendszer és az alkalmazott növény és gomba fajok is eltérnek az eddigi tanulmányokban vizsgáltaktól. Egyszikű növények DSE kolonizációjának ultrastruktúrális jellemzőiről legjobb tudomásunk szerint csak csak Yu és
79
mtsai (2001) és Zimmermann és Peterson (2007) számoltak be. Utóbbi számunkra kevésbé érdekes, mert egy Phialocephala fortinii-vel inokulált terresztris orchidea csírázását és fejlődését vizsgálták. Yu és mtsai (2001), tanulmányukban Asparagus officinalis gyökerében vizsgálták a P. fortinii általi kolonizációt. Vizsgálataink során néhány, a hifák környezetében lévő növényi sejt esetében papillák jelenléte volt megfigyelhető a növényi sejtfalon. Ez a sejtfal anyag appozíció egy általános jelenség a növények patogének elleni védekezésében (pl. Hückelhoven 2007). Eddig nem írtak le hasonló struktúrákat DSE gombák esetében, azonban a növényi sejtbe penetráló hifákról Currah és mtsai (1993) azt írták a P. fortinii esetében, hogy az általánosnál vékonyabb hifákkal történik a betörés és itt a növényi sejtfalban nem történik látható változás, mely következtetéseik szerint enzimatikus sejtfalbontásra utalhat. A szintén P. fortinii által kolonizált Arabidopsis thaliana gyökérben sem tapasztalták a sejtfal anyagok appozícióját a hifa közelében (Peterson és mtsai 2008). Vizsgálataink során számos esetben jól megfigyeltő volt az intracelluláris hifák körül a mátrix anyag és a kondenzálódott növényi citoplazma (10. a,b ábra), melyet számos tanulmányban megemlítenek. Currah és mtsai (1993) és Yu és mtsai (2001) a növényi sejtbe behatoló hifa körül elektrondenz anyagok jelenlétét írták le, Peterson és mtsai (2008) és Yonezawa és mtsai (2004) vizsgálataik során a hifákat fibrilláris anyag vette körül. Ezt, a több különböző kísérlet során megfigyelt elektrondenz fibrilláris anyagot Peterson és mtsai (2008) csak kondenzált citoplazmának valószínűsítik, melyet ez eredményeink is megerősítenek. Élő, teljesen ép citoplazmával rendelkező növényi sejtben is sikerült hifát megfigyelnünk (11. a ábra). A növényi sejten belül a gomba sejtfalat egy laza mátrixanyag választotta el a növényi sejtmembrántól és növényi sejtfal nem volt megfigyelhető (11. a,b ábra). Ezek alapján elmondhatjuk, hogy legjobb tudomásunk szerint először figyeltünk meg perifungális membránt
egy
DSE gomba
gyökérkolonizációja esetében.
Számos
tanulmányban említik meg külön a perifungális membrán hiányát (pl. Currah és mtsai 1993, O’Dell és mtsai 1993, Abdellatif és mtsai 2009). Yu és mtsai (2001) sem a cortex sejtekbe, sem az epidermisz sejtekbe behatoló hifák körül nem figyeltek meg perifungális membránt, és hozzájuk hasonlóan más ultrastrukturális tanulmányban sem detektálták ezt (pl. Cameron 1998, Jumpponen és Trappe 1998b, Yonezawa és mtsai 2004, Peterson és mtsai 2008). A korábban megfigyelt kolonizációhoz köthető ultrastrukturális változások és jellegek (pl. nincs perifungális membrán és nyilván nincs mátrix anyag a növényi sejt és a gomba
80
membránja között) alapján azt valószínűsítették, hogy a gyökérendofiton és a gazdanövény viszonya inkább tekinthető egy nekrotróf-patogén kapcsolatnak (Peterson és mtsai 2008), mivel az eddigi tanulmányok során a kolonizált növényi sejtek citoplazmája nekrotikus vagy degradált volt, és nem figyeltek meg élő sejtet kolonizáló hifákat sem. Mivel a gomba és növényi sejtmembránon is sokszor megfigyelhetőek voltak membrán betűrődések/vezikulumok (11. a,b ábra), feltételezhetjük, hogy jelentős endo- és exocitotikus folyamatok zajlanak mindkét sejt esetében. A mátrix anyag jelenléte is érdekes lehet, mivel az arbuszkuláris mikorrhizák esetében fontos szerepet játszik a gomba és növényi citoplazma közötti mátrix anyagnak az anyagcsere kapcsolatban (Smith és Read 2008), és nem kizárt, hogy a DSE gomba növény interakciókban is lehet szerepe. A perifungális membrán jelenlétére több magyarázat is lehetséges, kezdve a kísérletben használt organizmusokon és kísérleti rendszereken keresztül egy adott tényleges mutualista kapcsolat meglétéig, az azonban bizonyosan elmondható, hogy a kapcsolatnak van egy biotróf stádiuma. Lehetséges az is, hogy a kolonizáció még csak kezdeti szakaszban volt, és ez nem eredményezett látható degradációt a növényi sejtben. Habár ultrastruktura vizsgálataink eredményei sok kérdést vethetnek fel a DSE gombák kolonizációjáról, így életközösségekben betöltött funkciójukról is, azonban a jelenségek tisztázásához és alaposabb megismeréséhez számos további vizsgálatok szükségesek. 6.5 A leírt DSE taxonok Taxonómiai vizsgálataink során a nemzetségek és fajok leírását a megfelelő és konzekvens morfológiai karakterek mellett a DNS szekvenciák az adott taxonra jellemző és egyedülálló karakterei alapján végeztük. Új taxonok DNS szekvencia alapú leírása annak ellenére, hogy számos tanulmányban alkalmazzák (pl. Browne és mtsai 2013, Gomes és mtsai 2013) nem általánosan bevett. Azonban olyan esetekben, ahol nem állnak rendelkezésünkre megbízható morfológiai karakterek, ezen leírási mód alkalmazása szükségszerű. Annak ellenére, hogy egyre több tanulmány foglalkozik a gyökérasszociált gomba közösségek szerkezetének vizsgálatával (pl. Porras-Alfaro és mtsai 2011, Herrera és mtsai 2012) vagy új DSE fajok leírásával (pl. Walsh és mtsai 2014), még így sem több mint 20-
81
25 pontosan leírt DSE fajról tudunk (pl. Kageyama és mtsai 2008, Andrade-Linares és Franken 2013). Mindhárom, általunk leírt nemzetség a Pleosporales rend Massarineae alcsaládjába illeszkedett (13. ábra), amely főként szaprotróf vízi és szárazföldi gombákat foglal magába (Zhang és mtsai 2012). A DSE-7 csoport egy új nemzetséget és hat fajt (15. ábra) reprezentált, a DSE-4 izolátumai egy monospecifikus nemzetséget alkottak és a DSE-8B csoport szintén egy új nemzetséget reprezentált. 6.5.1 Az új DSE nemzetségek elhelyezkedése A Darksidea nemzetség a molekuláris eredményeink alapján a Lentitheciaceae (Zhang és mtsai 2009) családba tartozik, azonban mind az aszkospórák tulajdonságai alapján, mind a száraz élőhelyekhez való asszociáció alapján elkülönül a család többszörösen szeptált aszkospórájú és legtöbbször nedves vagy vizes élőhelyeken előforduló fajaitól (Zhang és mtsai 2012). A Lentitheciaceae családba a Tingoldiago graminicola
testvércsoportjaként
illeszkedtek
(14.
ábra).
A
Darksidea
fajok
telepmorfológiája rendkívül változatos lehet (16. ábra). Az Aquilomyces patris a Morosphaeriaceae (Suetrong és mtsai 2009) családba került egy új bazális csoportot alkotva a Heliascus, Kirschsteiniothelia, Morosphaeria, Pithomyces nemzetségek és az Asteromassaria pulchra mellett, melyek elsősorban tengerben és más vízi/vízes élőhelyeken előforduló gombák (Suetrong és mtsai 2009) (11. ábra). Az Aquilomyces patris telepei sötétszürkések, nemzetségnevüket is erről kapták (9. ábra). A Flavomyces fulophazii egy erősen támogatott, de különálló „incertae sedis” kládot alkotott az eddig Massarinaceae családba sorolt Massarina igniaria, Periconia macrospinosa és Noosia banksiae fajokkal. Ez a klád azonban nem képzett monofiletikus csoportot a Massarinaceae család további fajaival, melyek közé a család típusfaja (Massarina eburnea) is tartozott. Korábbi elemzések során a most F. fulophazii-val egy kládba tartozó M. igniaria a Massarinaceae család bazális elágazását alkotta (Zhang és mtsai 2009, 2012), azonban elemzéseink során használt további taxonok és más lókuszok vizsgálata megváltoztatták a csoport helyzetét (13. ábra). A F. fulophazii telepei élénksárgára színezik a táptalajokat, azonban ez a gomba festési képessége a fenntartás során egy idő után eltűnhet (16. ábra).
82
6.5.2 A Darksidea nemzetségbe tartozó más szekvenciák/izolátumok Már évekkel a Darksidea nemzetség leírása előtt számos, e nemzetség fajainak ITS szekvenciájával megegyező/hasonló GenBankban elhelyezett és lepublikált szekvenciát ismertünk. Mindegyik szekvencia száraz és félszáraz füves területről került elő diverzitás vizsgálatoknál, elsősorban nem tenyésztett gombából származó szekvenciaként. Legjobb tudomásunk szerint az első, Darksidea fajokkal jelentős mértékű hasonlóságot mutató ITS szekvenciát Hawkes és mtsai (2006) helyezték el a GenBankba, melyet Stipa hymenoides gyökeréből mutatták ki Utah (USA) félszáraz füves területeiről, majd Sánchez-Márquez és mtsai (2008) Ammophila arenaria rizómájából izolált egy ide tartozó törzset Galicia (Spanyolország) északi részén elterülő homokterületeken. Green és mtsai (2008) mutatott ki több ITS szekvenciát, melyet Új Mexikó (USA) félszáraz füves területeken dominánáló fűféle (Bouteloua gracilis) gyökerét övező talajból határoztak meg, majd Porras-Alfaro és mtsai (2011) ugyanezen a területen végzett talajközösség vizsgálatok során további Darksidea szekvenciákat mutatott ki. Ezt megelőzően a B. gracilis gyökérasszociált gomba közösségének vizsgálatát végző tanulmány során Porras-Alfaro és mtsai (2008) egy a „RAF közösségben domináló, Pleosporales rendbe tartozó új DSE csoportról” írt, melyet „A csoport”-nak nevezett és benne két alcsoportot különített el („B és C alcsoportok”). Az ITS szekvenciák sajátjainkéval való összehasonlítása alapján a „B alcsoport” egyértelműen együtt csoportosult a Darksidea nemzetséggel. Khidir és mtsai (2010) szintén gyűjtött ITS szekvenciákat, melyek az előbb említett „B alcsoport”-ba tartoztak, és ezt a csoportot Camara és mtsai (2001) által leírt Paraphaeospheria fajokkal való rokonsága alapján Paraphaeospheria sp.-nek nevezte. Ez a megnevezés, melyet később Herrera és mtsai (2010) is használtak, biztosan nem megfelelő, mivel a Paraphaeospheria nemzetség egyértelműen a Montagnulaceae családva tartozik (Zhang és mtsai 2009, Verkley és mtsai 2014). A B. gracilis RAF közösségének egy területi grádiens mentén való vizsgálata során a közösségek állandó és általános tagjaként említették a most Darksidea nemzetségbe tartozó gombákat (Herrera és mtsai 2010). E nemzetség szintén előkerült emlősök ürülékéből két különböző füves területen is (Herrera és mtsai 2011a), valamint egy másik fűféle, a Sporobolus cryptandrus gyökeréről is (Herrera és mtsai 2011b). A nemzetség előfordul az eurázsiai sztyepp öv nyugati szélén (a dolgozatban ismertetett izolátumok) és a keleti régióiban is (Su és mtsai 2010). Su és mtsai (2010) a belső mongóliai plató félszáraz sztyepp zónájában izolált Stipa grandis gyökeréről 3 törzset, melyek a Darksidea alpha fajjal mutattak nagy hasonlóságot.
83
A fent felsorolak és saját adataink alapján elmondhatjuk, hogy a Darksidea nemzetség domináns tagja a félszáraz területek DSE közösségeinek világszerte. 6.5.3 Ivaros alak és spóraképzés a DSE gombáknál Izolátumaink spóraképzésének indukálására irányuló munkáink során egyszer sikerült termőtesteket megfigyelnünk csalán száron (12. ábra), és az egyszer már működő kísérleti körülmények többszöri ismétlésének ellenére, a törzsek nem képeztek több hasonló struktúrát. Elmondhatjuk, hogy legjobb tudásunk szerint a DSE gombák esetén először sikerült ivaros alakot megfigyelnünk, és több esetben az ivaros termőtestekben aszkuszok és aszkospórák is jelen voltak (12. ábra). Ez fontos eredmény lehet, mivel a DSE gombák ivartalan gombák (Jumpponen és Trappe 1998a), melyeknél még a konídiumképzés is a legtöbb esetben csak extrém körülmények hatására indul meg (pl. Wang és Wilcox 1985, Grünig és mtsai 2009). Néhány tanulmányban a szerzők feltételezték, hogy néhány DSE gombának lehet vagy lehetett ivaros állapota (Grünig és mtsai 2009). Zaffarano és mtsai (2011) 19 PAC faj több ezer izolátumának ivaros folyamatokban szerepet játszó, párosodási típust meghatározó (mating type, MAT) lókuszainak vizsgálata alapján is azt feltételezték, hogy kriptikus ivaros folyamatok rendszeresen jelen vannak, vagy lehettek, a vizsgált DSE gombáknál. Habár populációgenetikai tanulmányok, genom vizsgálatok és a MAT lokuszok tulajdonságai az ivaros alak jelenlétét bizonyítják (pl. Zaffarano és mtsai 2011), ivaros alak megfigyelése és indukálása ezidáig nem járt eredménnyel a DSE gombák esetében. Termőtestképzést célzó kísérletek során PAC fajoknál nem figyeltek meg ivaros alakot, azonban a PAC egy közeli rokona, a Phaeomollisia piceae esetében megfigyeltek steril termőtestet (Grünig és mtsai 2009), mely hasonlított egy Currah és mtsai (1993) által Acephala fajnál (UAMH 6816) megfigyelt, spórákat szintén nem tartalmazó termőtesthez. Nem tudunk a Darksidea fajok mellett egy DSE gombáról sem, amelynél spórákat tartalmazó termőtestek képződését leírták volna. A gyakori Darksidea fajok, például a D. alpha törzseinek bizonyított ivaros spóra képzési képessége és vizsgálatokban való alkalmazása
segíthet
jobban
megérteni
a
gyökérkolonizáló
endofiton
gombák
életközösségekben való széles elterjedését és általános előfordulását.
84
7. ÖSSZEFOGLALÁS A dolgozatban bemutatott munka során alföldi félszáraz területek növényeinek gyökerét kolonizáló DSE gombákat vizsgáltuk. (1) Célul tűztük ki a vizsgált homokterület DSE közösségének kompozicionális diverzitás vizsgálatát, és az őshonos és inváziós növényeket mintázva megtalálni a generalista, gyakori és domináns DSE csoportokat. Kérdésünk volt még, hogy mutatnak-e a DSE gombák szezonalitást vagy terület specificitást. (2) Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) módszerrel teveztük vizsgálni, hogy konspecifikus DSE izolátumok elkülöníthetők-e egyes tulajdonságaik alapján. (3) Célunk volt egy fluoreszcens festési módszer fejlesztése mely lehetővé teszi bizonyos DSE gombák gyökéren belüli specifikus jelölését, valamint (4) információkat szerezni egy DSE gomba gyökérkolonizációjáról ultrastruktura (TEM) vizsgálatokkal. (5) Terveztük még a munkánk során előkerülő azonosítatlan DSE gombák taxonómiai vizsgálatát. (1) A DSE közösség vizsgálatánál összesen 14 DSE csoportot azonosítottunk és azonosítottuk a közösség domináns generalista csoportjait. Nem tapasztaltunk sem szezonalitást, sem terület specificitást. Észak-amerikai félszáraz területek gyökérkolonizáló gomba közösségével való jelentős hasonlóság alapján elmondhatjuk, hogy (fél)száraz füves területek növényeiben az DSE közösség általánosan megegyezik. (2) Az ISSR módszerrel vizsgált DSE csoportok izolátumai nem voltak elkülöníthetők gyűjtési helyük, idejük és gazdanövényeik alapján sem, azonban nagyfokú csoporton belüli variabilitást tudtunk kimutatni. Ez lehetővé teszi a különböző konspecifikus törzsek specifikus azonosítását. (3) Sikerült olyan fluoreszcens in situ hibridizációs (FISH) módszert adaptálnunk, mely lehetővé tette DSE gombák specifikus jelölését a gyökéren belül, így két különböző gomba által kolonizált gyökérben is ezek elkülöníthetővé váltak az egyidejű jelöléssel. (4) Az ultrastruktura vizsgálatok során elsőként figyeltünk meg élő növényi sejtben DSE hifát, és az ehhez kapcsolódó sejttani változásokat. A gomba- és a növényi sejt között egy laza mátrix anyagot figyeltünk meg, és először azonosítottuk a biotróf kapcsolatokra jellemző perifungális membránt a gyökerek DSE kolonizációja esetében. (5) Munkánk során előkerült három DSE csoport taxonómiai vizsgálata során három új nemzetséget és nyolc fajt írtunk le, melyek a Pleosporales rend Massarineae alrendjébe illeszkednek. (6) A polifázikus taxonómiai munka során először sikerült a DSE gombáknál ivaros alakot indukálnunk, az ivaros termőtestekben aszkuszokat és aszkospórákat megfigyelnünk. 85
8. SUMMARY In this study, we investigated dark septate endophytes originating from semiarid areas of the Great Hungarian Plain. The main objectives of this work were (1) to study the compositional diversity of DSE fungi colonizing the plants of semiarid sandy areas and to identify the generalist, dominant and frequent members of the community by comparing DSE community of indigenous and invasive plants. We aimed to test the area specificity and the seasonality as well. Our further aims were (2) to investigate whether conspecific isolates can be differentiated using Inter Sample Sequence Repeat (ISSR) method, (3) to adapt a fluorescent method for specific detection and visualization of fungal endophytes in the root, (4) to gain information on ultrastructural features of DSE colonization using TEM and (5) to describe unidentified DSE lineages revealed in our investigations. (1) More than 200 samples were taken from native and invasive plants of the three sites. According to the analyses of 296 ITS sequences obtained from 241 isolates, isolates clustered into 41 groups and found that 14 of these were DSE. The generalist and dominant DSE groups were identified, neither area specificity nor seasonality were found. According to the significant similarities with root associated fungal community of semi arid regions of North America we may extend this statement by hypothesizing that plants of semiarid grasslands share common dominant DSE fungal community. (2) Isolates of assigned DSE groups could not be differentiated based on sampling area, sampling date or host plant using ISSR, however high variability were found among the isolates that enables specific identification of conspecific strains. (3) An rRNA fluorescent in situ hybridization (FISH) method was adapted for specific labeling of fungal endophytes in root for the first time enabling simultaneous specific detection of different fungi colonizing the same root. (4) In this study, we reported DSE hypha in living plant cell and related cellular changes for the first time examined by TEM. A loose matrix material were found between the fungal and plant cell and we observed for the first time perifungal membrane that known to be specific to biotrophic interactions. (5) Based on the results of taxonomic work of three unindentified DSE groups, isolates were found to represent three novel genera with eight novel species within the suborder Massarineae in the order Pleosporales. (6) In our study, we managed for the first time to induce DSE to form their sexual morphs, where asci and ascopsores could be detected in the sporocarps. 86
9. IRODALOMJEGYZÉK Abdellatif L, Bouzid S, Kaminskyj S, Vujanovic V. 2009. Endophytic hyphal compartmentalization is required for successful symbiotic Ascomycota association with root cells. Mycological Research 113: 782–791. Addy HD, Piercey MM, Currah RS. 2005. Microfungal endophytes in roots. Canadian Journal of Botany 83: 1–13. Alaniz S, Armengol J, León M, García-Jiménez J, Abad-Campos P. 2009. Analysis of genetic and virulence diversity of Cylindrocarpon liriodendri and C. macrodidymum associated with black foot disease of grapevine. Mycological Research 113: 16–23. Altschul SF, Gish W, Miller W, Myers EW, Lipman DJ. 1990. Basic local alignment search tool. Journal of Molecular Biology 215: 403–10. Andrade-Linares DR, Franken P. 2013. Fungal endophytes in plant roots: taxonomy, colonization patterns, and functions. In: Aroca R. (eds) Symbiotic endophytes, Soil biology, Springer-Verlag, Berlin 37: 311–334. Andrade-Linares DR, Grosch R, Franken P, Karl HR, Kost G, Restrepo S, de Garcia MC, Maximova E. 2011. Colonization of roots of cultivated Solanum lycopersicum by dark septate and other ascomycetous endophytes. Mycologia 103: 710–721. Armengol J, Vicent A, Martínez-Culebras P, Bruton BD, García-Jiménez J. 2003. Identification, occurrence and pathogenicity of Rhizopycnis vagum on muskmelon in Spain. Plant Pathology 52: 68–73. Arnold AE, Lutzoni F. 2007. Diversity and host range of foliar fungal endophytes: are tropical leaves biodiversity hotspots? Ecology 88: 541–549. Arnold AE, Maynard Z, Gilbert GS, Coley PD, Kursar TA. 2000. Are tropical fungal endophytes hyperdiverse? Ecology Letters 3: 267–274. Bacon CW, Porter JK, Robbins JD, Luttrell ES. 1977. Epichloë typhina from toxic tall fescue grasses. Applied and Environmental Microbiology 34: 76–81. Bacon CW, White JF. 2000. Microbial Endophytes. Marcel Dekker, Inc., New York. Bagi I. 2004. Selyemkóró. In: In: Mihály B, Botta-Dukát Z. (eds) Biológiai inváziók Magyarországon. Özönnövények. Budapest: TermészetBÚVÁR Alapítvány Kiadó 319– 336. Barrow JR, Aaltonen RE. 2001. Evaluation of the internal colonization of Atriplex canescens (Pursh) Nutt. roots by dark septate fungi and the influence of host physiological activity. Mycorrhiza 11: 199–205. Baschien C, Manz W, Neu TR, Marvanová L, Szewzyk U. 2008. In Situ detection of freshwater fungi in an alpine stream by new taxon-specific fluorescence in situ hybridization probes. Applied and Environmental Microbiology 74: 6427–6436.
87
Behie SW, Zelisko PM, Bidochka MJ. 2012. Endophytic insect–parasitic fungi translocate nitrogen directly from insects to plants. Science 336: 1576–1577. Bell AA, Wheeler MH. 1986. Biosynthesis and functions of fungal melanins. Annual Reviews of Phytopathology 24: 411–451. Belnap J, Phillips S L, Sherrod S, Moldenke A. 2005. Soil biota can change after exotic plant invasion: does this affect ecosystem processes? Ecology 86: 3007–3017. Bergero R, Harrier LA, Franken P. 2003. Reporter genes: applications to the study of arbuscular mycorrhizal (AM) fungi and their symbiotic interactions with plant roots. Plant and Soil 255: 143–155. Bornet B, Antoine E, Françoise S, Marcaillou-Le Baut C. 2005. Development of sequence characterized amplified region markers from inter simple sequence repeat fingerprints for the molecular detection of toxic phytoplankton Alexandrium catenella (Dinophyceae) and Pseudo-nitzschia delicatissima (Bacillariophyceae) from French coastal waters. Journal of Phycology 41: 704–711. Bornet B, Branchard M. 2001. Nonanchored inter simple sequence repeat (issr) markers: reproducible and specific tools for genome fingerprinting. Plant Molecular Biology Reporter 19: 209–215. Bradner JR, Sidhu RK, Yee B, Skotnicki ML, Selkirk PM, Nevalainen KMH. 2000. A new microfungal isolate, Embellisia sp., associated with the Antarctic moss Bryum argenteum. Polar Biology. 23: 730–732. Browne AGP, Fisher MC, Henk DA. 2013. Species-specific PCR to describe local-scale distribution of four cryptic species in the Penicillium chrysogenum complex. Fungal Ecology 6: 419–429. Brundrett MC. 2002. Co-evolution of roots and mycorrhizas of land plants. New Phytologist 154: 275–304 Brundrett MC. 2009. Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. Plant and Soil 320: 37–77. Caldwell BA, Jumpponen A, Trappe JM. 2000. Utilization of major detrital substrates by dark-septate root endophytes. Mycologia 92: 230–232. Callaway RM, Thelen GC, Rodriguez A, Holben WE. 2004. Soil biota and exotic plant invasion. Nature 427: 731–733. Camara MPS, Palm ME, Berkum P van, Stewart EL. 2001. Systematics of Paraphaeosphaeria: a molecular and morphological approach. Mycological Research 105: 41–56. Cameron SL. 1998. Colonization of Populus tremuloides seedlings by the fungus phialocephala fortinii in the presence of the ectomycorrhizal fungus Thelephora terrestris. Aspen Bibliography 1315.
88
Carbone I, Kohn LM. 1999. A method for designing primer sets for speciation studies in filamentous ascomycetes. Mycologia 91: 553–556. Carlson AL, Justo A, Hibbett DS. 2015. Species delimitation in Trametes: a comparison of ITS, RPB1, RPB2 and TEF1 gene phylogenies. Mycologia (in press). Cázares E, Trappe JM, Jumpponen A. 2005. Mycorrhiza-plant colonization patterns on a subalpine glacier forefront as a model system of primary succession. Mycorrhiza 15: 405– 416. Cheplick GP, Faeth SH. 2009. Ecology and Evolution of the Grass Endophyte Symbiosis. New York, Oxford. Clay K, Schardl C. 2002. Evolutionary origins and ecological consequences of endophyte symbiosis with grasses. The American Naturalist 160: 99–127. Crous PW, Groenewald JZ, Risede J-M, Hywel-Jones NL. 2004. Calonectria species and their Cylindrocladium anamorphs: species with sphaeropedunculate vesicles. Studies in Mycology 50: 415–429. Crous PW, Verkley GJM, Groenewald JZ, Samson RA (eds). 2009. Fungal Biodiversity. CBS Laboratory Manual Series, Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands 1: 1–269. Currah RS, Tsuneda A, Murakami S. 1993. Morphology and ecology of Phialocephala fortinii in roots of Rhododendron brachycarpum. Canadian Journal of Botany 71: 1071– 1078. Czymmek KJ, Bourett TM, Howard RJ. 2005. Fluorescent protein probes in fungi. In: Savidge T, Pothoulakis C. (eds) Methods in Microbiology. Microbial Imaging Elsevier: Amsterdam 34: 27–62. Daims H, Stoecker K, Wagner M. 2005. Fluorescence in situ hybridization for the detection of prokaryotes. In: Osborn AM, Smith CJ. (eds) Molecular Microbial Ecology Taylor & Francis Group, New York 213–239. Day MJ, Hall JC, Currah RS. 2012. Phialide arrangement and character evolution in the helotialean anamorph genera Cadophora and Phialocephala. Mycologia 104: 371–381. Desiro A, Naumann M, Epis S, Novero M, Bandi C, Genre A, Bonfante P. 2013. Mollicutes-related endobacteria thrive insideliverwort-associated arbuscular mycorrhizal fungi. Environmental Microbiology 73: 132–144. Diagne N, Escoute J, Lartaud M, Verdeil JL, Franche C, Kane A, Bogusz D, Diouf D, Duponnois R, Svistoonoff S. 2011. Uvitex2B: a rapid and efficient stain for detection of arbuscular mycorrhizal fungi within plant roots. Mycorrhiza 21: 315–321. Dickson S, Kolesik P. 1999. Visualisation of mycorrhizal fungal structures and quantification of their surface area and volume using laser scanning confocal microscopy. Mycorrhiza 9: 205–213.
89
Diene O, Wang W, Narisawa K. 2013. Pseudosigmoidea ibarakiensis sp. nov., a dark septate endophytic fungus from a cedar forest in Ibaraki, Japan. Microbes and Environments 28: 381–387. Dreyer B, Morte A, Pérez-Gilabert M, Honrubia M. 2006. Autofluorescence detection of arbuscular mycorrhizal fungal structures in palm roots: an underestimated experimental method. Mycological Research 110: 887–897. Faeth SH, Fagan WF. 2002. Fungal endophytes: common host plant symbionts but uncommon mutualists. Integrative and Comparative Biology 42: 360–68. Farr DF, Miller ME, Bruton BD. 1998. Rhizopycnis vagum gen. et sp. nov., a new coelomycetous fungus from roots of melons and sugarcane. Mycologia 90: 290–296. Fekete G, Molnár Z, Kun A, Botta-Dukát Z. 2002. On the structure of the Hungarian forest steppe: grasslands on sand. Acta Zoologica Academica Scientia Hungarica 48: 137–150. Felsenstein J. 1985. Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap. Evolution 39: 783–791. Fernando AA, Currah RS. 1996. A comparative study of the effects of the root endophytes Leptodontidium orchidicola and Phialocephala fortinii (Fungi Imperfecti) on the growth of some subalpine plants in culture. Canadian Journal of Botany 74: 1071–1078. Filatov DA. 2002. ProSeq: a software for preparation and evolutionary analysis of DNA sequence data sets. Molecular Ecology Notes 2: 621–624. Fitzpatrick DA, Logue ME, Stajich JE, Butler G. 2006. A fungal phylogeny based on 42 complete genomes derived from supertree and combined gene analysis. BMC Evolutionary Biology 6: 99. Fracchia S, Krapovickas L, Aranda-Rickert A, Valentinuzzi VS. 2011. Dispersal of arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes by Ctenomys cf. knighti (Rodentia) in the northern Monte Desert of Argentina. Journal of Arid Environments 75: 1016–1023. Galagan JE, Henn MR, Ma L-J, Cuomo CA, Birren B. 2005. Genomics of the fungal kingdom: Insights into eukaryotic biology. Genome Research 15: 1620–1631. Garbary DJ, Macdonald KA. 1995. The Ascophyllum polysiphonia Mycosphaerlla symbiosis. 4. Mutualism in the Ascophyllum mycosphaerella interaction. Botanica Marina 38: 221–225. Gardes M, Bruns TD. 1993. ITS primers with enhanced specifity for Basidiomycetes – application to the identification of mycorrhizae and rusts. Molecular Ecolology 2: 113–118. Geiser DM, Klich M, Frisvad J, Peterson S, Varga J, Samson R. 2007.The current status of species recognition and identification in Aspergillus. Studies in Mycology 59: 1–10. Girlanda M, Ghignone S, Luppi AM. 2002. Diversity of sterile root-associated fungi of two mediterranean plants. New Phytologist 155: 481–498.
90
Glass NL, Donaldson G. 1995. Development of primer sets designed for use with PCR to amplify conserved genes from filamentous ascomycetes. Applied and Environmental Microbiology 61: 1323–1330. Gomes RR, Glienke C, Videira SIR, Lombard L, Groenewald JZ, Crous PW. 2013. Diaporthe: a genus of endophytic, saprobic and plant pathogenic fungi. Persoonia 31: 1– 41. Green LE, Porras-Alfaro A, Sinsabaugh RL. 2008. Translocation of nitrogen and carbon integrates biotic crust and grass production in desert grassland. Journal of Ecology 96: 1076–1085. Groenewald JZ, Nakashima C, Nishikawa J, Shin H-D, Park J-H, Jama AN, Groenewald M, Braun U, Crous PW. 2013. Species concepts in Cercospora: spotting the weeds among the roses. Studies in Mycology 75: 115–170. Grünig CR, Queloz V, Duò A, Sieber TN. 2009. Phylogeny of Phaeomollisia piceae gen. sp. nov.: a dark, septate, conifer-needle endophyte and its relationships to Phialocephala and Acephala. Mycological Research 113: 207–221. Grünig CR, Queloz V, Sieber TN, Holdenrieder O. 2008. Dark septate endophytes (DSE) of the Phialocephala fortinii s.l. – Acephala applanata species complex in tree roots: classification, population biology, and ecology. Canadian Journal of Botany 86: 1355– 1369. Grünig CR, Sieber TN, Holdenrieder O. 2001. Characterisation of dark septate endophytic fungi (DSE) using inter-simple-sequence-repeat-anchored polymerase chain reaction (ISSR-PCR) amplification. Mycological Research 105: 24–32. Grünig CR, Sieber TN, Rogers SO, Holdenrieder O. 2002. Spatial distribution of dark septate endophytes in a confined forest plot. Mycological Research 106: 832–840. Gutiérrez A, Morte A, Honrubia M. 2003. Morphological characterization of the mycorrhiza formed by Helianthemum almeriense Pau with Terfezia claveryi Chatin and Picoa lefebvrei (Pat.) Maire. Mycorrhiza 13: 299–307. Harrington TC, McNew D. 2003. Phylogenetic analysis places the Phialophora-like anamorph genus Cadophora in the Helotiales. Mycotaxon 87: 141–151. Haselwandter K, Read DJ. 1982. The significance of root-fungus association in two Carex species of high-alpine plant communities. Oecologia 53: 352–354. Hawkes CV, Belnap J, D’Antonio C, Firestone MK. 2006. Arbuscular mycorrhizal assemblages in native plant roots change in the presence of invasive exotic grasses. Plant and Soil 281: 369–380. Hawkes CV, Wren IF, Herman DJ, Firestone MK. 2005. Plant invasion alters nitrogen cycling by modifying the soil nitrifying community. Ecology Letters 8: 976–985. Herrera J, Khidir HH, Eudy DM, Porras-Alfaro A, Natvig DO, Sinsabaugh RL. 2010. Shifting fungal endophyte communities colonize Bouteloua gracilis: effect of host tissue and geographical distribution. Mycologia 102: 1012–1026.
91
Herrera J, Ravin Poudel, Khidir HH. 2011a. Molecular characterization of coprophilous fungal communities reveals sequences related to root-associated fungal endophytes Microbial Ecology 61: 239–244. Herrera J, Poudel R, Nebel KA, Collins SL. 2011b. Precipitation increases the abundance of some groups of root-associated fungal endophytes in a semiarid grassland. Ecosphere 2:art50. Hibbett DS, Ohman A, Kirk PM. 2009. Fungal ecology catches fire. New Phytologist 184: 279–282. Hirsch G, Braun U. 1992. Communities of parasitic microfungi. In: Winterhoff W. (eds) Handbook of Vegetation Science, Fungi in Vegetation Science. Dordrecht, The Netherlands: Kluwer Academic Publishers 19: 225–250. Hoch HC, Galvani CD, Szarowski DH, Turner JN. 2005. Two new fluorescent dyes applicable for visualization of fungal cell walls. Mycologia 97: 580–588. Hood ME, Shew HD. 1996. Applications of KOH-aniline blue fluorescence in the study of plant-fungal interactions. Phytopathology 86: 704–708. Hoog GS de, Gerrits van den Ende AHG. 1998. Molecular diagnostics of clinical strains of filamentous Basidiomycetes. Mycoses 41: 183–189. Huelsenbeck JP, Ronquist F. 2001. MRBAYES: Bayesian inference of phylogenetic trees. Bioinformatics 17: 754–755. Hückelhoven R. 2007. Cell wall-associated mechanisms of disease resistance and susceptibility. Annual Reviews of Phytopathology 45: 101–127. Hyde KD, Soytong K. 2008. The fungal endophyte dilemma. Fungal Diversity 33: 163– 173. Jones MD, Forn I, Gadelha C, Egan MJ, Bass D, Massana R, Richards TA. 2011. Discovery of novel intermediate forms redefines the fungal tree of life. Nature 474: 200– 203. Jumpponen A, Trappe JM. 1998a. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytologist 140: 295–310. Jumpponen A, Trappe JM. 1998b. Performance of Pinus contorta inoculated with two strains of root endophytic fungus, Phialocephala fortinii: effects of synthesis system and glucose concentration. Canadian Journal of Botany 76: 1205–1213. Jumpponen, A. 2001. Dark septate endophytes – are they mycorrhizal? Mycorrhiza. 11: 207–211. Junker C, Draeger S, Schulz B. 2012. A fine line – endophytes or pathogens in Arabidopsis thaliana. Fungal Ecology 5: 657–662. Kageyama SA, Mandyam KG, Jumpponen A. 2008. Diversity, function and potential applications of root-associated endophytes, In: Mycorrhiza: state of the art genetics and
92
molecular biology, eco-function, biotechnology, eco-physiology, structure and systematics. Springer, Berlin and Heidelberg, Germany 29–57. Katoh K, Toh H. 2008. Improved accuracy of multiple ncRNA alignment by incorporating structural information into a MAFFT-based framework. BMC Bioinformatics 9: 212. Khidir HH, Eudy DM, Porras-Alfaro A, Herrera J, Natvig DO, Sinsabaugh RL. 2010. A general suite of fungal endophytes dominate the roots of two dominant grasses in a semiarid grassland. Journal of Arid Environments 74: 35–42. Kiss L. 2012. Limits of nuclear ribosomal DNA internal transcribed spacer (ITS) sequences as species barcodes for Fungi. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 109: E1811. Klymiuk AA, Taylor TN, Taylor EL. 2013. Paleomycology of the Princeton Chert II. Darkseptate fungi in the aquatic angiosperm Eorhiza arnoldii indicate a diverse assemblage of root-colonizing fungi during the Eocene. Mycologia 105: 1100–1109. Kovács GM. 2008. Magyarországi növények mikorrhizáltsági összefoglalása. Mit mondhatnak ezek az adatok? Kitaibelia 8: 62–73.
vizsgálatainak
Kovács GM, Bagi I. 2001. Mycorrhizal status of a mixed deciduous forest from the Great Hungarian Plain with special emphasis on the potential mycorrhizal partners of Terfezia terfezioides (Matt.) Trappe. Phyton 41: 161–168. Kovács GM, Szigetvári C. 2002. Mycorrhizae and other root-associated fungal structures of the plants of a sandy grassland on the Great Hungarian Plain. Phyton 42: 211–223. Kovács GM, Kottke I, Oberwinkler F. 2003. Light and electron microscopic study on the mycorrhizae of sporophytes of Botrychium virginianum – arbuscular structures resembling fossil forms. Plant Biology 5: 574–580. Kovács GM, Jankovics T, Kiss L. 2011. Variation in the nrDNA ITS sequences of some powdery mildew species: Do routine molecular identification procedures hide valuable information? European Journal of Plant Pathology 131: 135–141. Kovács-Láng E, Kröel-Dulay GY, Kertész M, Fekete G, Mika J, Dobi-Wantuch I, Rédei T, Rajkai K, Hahn I, Bartha S. 2000. Changes in the composition of sand grasslands along a climatic gradient in Hungary and implications for climate change. Phytocoenologia 30: 385–407. Krings M, Taylor TN, Hass H, Kerp H, Dotzler N, Hermsen EJ. 2007. Fungal endophytes in a 400-million-yr-old land plant: infection pathways, spatial distribution, and host responses. New Phytologist 174: 648–57. Lahrmann U, Ding Y, Banhara A, Rath M, Hajirezaei MR, Döhlemann S, von Wirén N, Parniske M, Zuccaro A. 2013 Host-related metabolic cues affect colonization strategies of a root endophyte. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 110: 13965–13970. Lim S, Notley-McRobb L, Lim M, Carter DA. 2004. A comparison of the nature and abundance of microsatellites in 14 fungal genomes. Fungal Genetics and Biology 41: 1025–1036.
93
Lorang JM, Tuori RP, Martinez JP, Sawyer TL, Redman RS, Rollins JA, Wolpert TJ, Johnson KB, Rodriguez RJ, Dickman MB, Ciuffetti LM . 2001. Green fluorescent protein is lighting up fungal biology. Applied and Environmental Microbiology 67: 1987–1994. Lundberg DS, Lebeis SL, Paredes SH, Yourstone S, Gehring J, Malfatti S, Tremblay J, Engelbrektson A, Kunin V, del Rio TG, Edgar RC, Eickhorst T, Ley RE, Hugenholtz P, Tringe SG, Dangl JL. 2012. Defining the core Arabidopsis thaliana root microbiome. Nature 488: 86–90. Macia-Vicente JG, Jansson HB, Talbot NJ, Lopez-Llorca LV. 2009. Real-time PCR quantification and live-cell imaging of endophytic colonization of barley (Hordeum vulgare) roots by Fusarium equiseti and Pochonia chlamydosporia. New Phytologist 182: 213–228 Mandyam K, Fox C, Jumpponen A. 2012. Septate endophyte colonization and host responses of grasses and forbs native to a tall grass prairie. Mycorrhiza 22: 109–119. Mandyam K, Jumpponen A. 2005. Seeking the elusive function of root-colonising dark septate endophytic fungi. Studies in Mycology 53: 173–189. Mandyam K, Jumpponen A. 2008. Seasonal and temporal dynamics os arbuscular mycorrhizal and dark septate endophytic fungi in a tallgrass prairie ecosystem are minimally affected by nitrogen enrichment. Mycorrhiza 18: 145–155. Mandyam K, Loughin T, Jumpponen A. 2010. Isolation and morphological and metabolic characterization of common endophytes in annually burned tallgrass prairie. Mycologia 102: 813–821. Marx DH. 1969. The influence of ectotrophic mycorrhizal fungi on the resistance of pine roots to pathogenic infection. I. Antagonism of mycorrhizal fungi to root pathogenic infection fungi and soil bacteria. Phytopathology 59: 153–163. Mayerhofer MS, Kernaghan G, Harper KA. 2013. The effects of fungal root endophytes on plant growth: a meta-analysis. Mycorrhiza 23: 119–128. McLellan CA, Turbyville TJ, Wijeratne EMK, Kerschen A, Vierling E, Queitsch C, Whitesell L, Gunatilaka LAA. 2007. A rhizosphere fungus enhances Arabidopsis thermotolerance through production of an HSP90 inhibitor1. Plant Physiology 145: 174– 182. Moora M, Berger S, Davison J, Öpik M, Bommarco R, Bruelheide H, Kühn I, Kunin WE, Metsis M, Rortais A, Vanatoa A, Vanatoa E, Stout JC, Truusa M, Westphal C, Zobel M, Walther GR. 2011. Alien plants associate with widespread generalist arbuscular mycorrhizal fungal taxa: evidence from a continental-scale study using massively parallel 454-sequencing. Journal of Biogeography 38: 1305–1317. Mucciarelli M, Scannerini S, Bertea C, Maffei M. 2003. In vitro and in vivo peppermint (Mentha piperita) growth promotion by nonmycorrhizal fungal colonization. New Phytologist 158: 579–591. Murashige T, Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 155: 473–497. 94
Münzenberger B, Bubner B, Wöllecke J, Sieber TN, Bauer R, Fladung M, Hüttl RF. 2009. The ectomycorrhizal morphotype Pinirhiza sclerotia is formed by Acephala macrosclerotiorum sp. nov., a close relative of Phialocephala fortinii. Mycorrhiza 19: 4813–492. Nagy LG, Kocsubé S, Csana Z, Kovács GM, Petkovits T, Vágvölgyi C, Papp T. 2012. Remind the gap! Insertion–deletion data reveal neglected phylogenetic potential of the nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) of fungi. PLoS ONE 7: e49794. Nagy LG, Ohm RA, Kovács GM et al. 2014. Latent homology and convergent regulatory evolution underlies the repeated emergence of yeasts. Nature Communications 5: 4471. Narisawa K, Chen M, Hashiba T, Tsuneda A. 2003. Ultrastructural study on interaction between a sterile, white endophytic fungus and eggplant roots. Journal of General Plant Pathology 69: 292–296. Narisawa K, Kawamata H, Currah RS, Hashiba T. 2002. Suppression of Verticillium wilt in eggplant by some fungal root endophytes. European Journal of Plant Pathology 108: 103– 109. Nei M, Li W. 1979. Mathematical model for studying genetic variation in terms of restriction endonucleases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA 76: 5269–5273. Newsham KK. 2011. A meta-analysis of plant responses to dark septate root endophytes. New Phytologist 190: 783–793. Nilsson RH, Kristiansson E, Ryberg M, Hallenberg N, Larsson KH. 2008. Intraspecific ITS variability in the Kingdom Fungi as expressed in the international sequence databases and its implications for molecular species identification. Evolutionary Bioinformatics Online 4: 193–201. Nylander JA, Wilgenbusch JC, Warren DL, Swofford DL. 2008. AWTY (are we there yet?): A system for graphical exploration of MCMC convergence in Bayesian phylogenetic inference. Bioinformatics 24: 581–583. O’Dell TE, Massicotte HB, Trappe JM. 1993. Root colonization of Lupinus latifolius Agardh. and Pinus contorta Dougl. by Phialocephala fortinii Wang & Wilcox. New Phytologist 124: 93–100. Ohki T, Masuya H, Yonezawa M, Usuki F, Narisawa K, Hashiba T. 2002. Colonization process of the root endophytic fungus Heteroconium chaetospira in roots of Chinese cabbage. Mycoscience 43: 191–194. Oldroyd GED. 2013. Speak, friend, and enter: signalling systems that promote beneficial symbiotic associations in plants. Nature Reviews Microbiology 11: 252–263. Olsson PA, Eriksen BE, Dahlberg A. 2004. Colonization by arbuscular mycorrhizal and fine endophytic fungi in herbaceous vegetation in the Canadian High Arctic. Canadian Journal of Botany 82: 1547–1556.
95
Otero JT, Ackerman JD, Bayman P. 2004. Differences in mycorrhizal preferences between two tropical orchids. Molecular Ecology 13: 2393–2404. Paparu P, Dubois T, Gold C, Niere B, Adipala E, Coyne D. 2006. Colonisation pattern of nonpathogenic Fusarium oxysporum, a potential biological control agent, in roots and rhizomes of tissue cultured Musa plantlets. Annals of Applied Biology 149: 1–8. Parniske M. 2008. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology 6: 763–775. Peterson RL, Wagg C, Pautler M. 2008. Associations between microfungal endophytes and roots: do structural features indicate function? Botany 86: 445–456. Petrini O. 1991. Fungal endophytes of tree leaves. In: Andrews JH. & Hirano SS. (eds) Microbial Ecology of Leaves. Springer-Verlag, New York 179–197. Phan HT, Burgess LW, Summerell BA, Bullock S, Liew ECY, et al. 2004. Gibberella gaditjirrii (Fusarium gaditjirrii) sp. nov., a new species from tropical grasses in Australia. Studies in Mycology 50: 261–272. Pintye A, Kovács GM. 2006. Isolation and characterisation of root colonizing endophytic fungi from a semi-arid grassland of the Great Hungarian Plain. Annual Meeting of the Hungarian Society for Microbiology, Abstracts, Acta Microbiologica et Immunologica Hungarica 53: 333. Popper ZA, Fry SC. 2003 Primary cell wall composition of bryophytes and charophytes. Annals of Botany 91: 1–12. Porras-Alfaro A, Bayman P. 2011. Hidden fungi, emergent properties: Endophytes and microbiomes. Annual Review of Phytopathology 49: 291–315. Porras-Alfaro A, Herrera J, Natvig DO, Lipinski K, Sinsabaugh RL. 2011. Diversity and distribution patterns of soil fungal communities in a semiarid grassland. Mycologia 103: 10–21. Porras-Alfaro A, Herrera J, Sinsabaugh RL, Odenbach KJ, Lowrey T, Natvig DO. 2008. Novel root fungal consortium associated with a dominant desert grass. Applied and Environmental Microbiology 74: 1308–1315. Posada D. 2008. jModelTest: Phylogenetic Model Averaging. Molecular Biology and Evolution 25: 1253–1256. Postma JWM, Olsson PA, Falkengren-Grerup U. 2007. Root colonization by arbuscular mycorrhizal, fine endophytic and dark septate fungi across a pH gradient in acid beech forests. Soil Biology and Biochemistry 39: 400–408. Poulin R, Krasnov BR, Mouillot D. 2011. Host specificity in phylogenetic and geographic space. Trends in Parasitology 27: 355–361. Pringle A, Bever JD, Gardes M, Parrent JL, Rillig MC, Klironomos JN. 2009. Mycorrhizal symbioses and plant invasions. Annual Reviews of Ecology Evolution and Systematics 40: 699–715.
96
Prodi A, Sandalo S, Tonti S, Nipoti P, Pisi A. 2008. Phialophora-like fungi associated with kiwifruit elephantiasis. Journal of Plant Pathology 90: 487–494. Promputtha I, Lumyong S, Dhanasekaran V, McKenzie EHC, Hyde KD, Jeewon RA. 2007 Phylogenetic evaluation of whether endophytes become saprotrophs at host senescence. Microbial Ecology 53: 579–90. Quaedvlieg W, Binder M, Groenewald JZ, Summerell BA, Carnegie AJ, Burgess TI, Crous PW. 2014. Introducing the consolidated species concept to resolve species in the Teratosphaeriaceae. Persoonia 33: 1–40. Quaedvlieg W, Kema GHJ, Groenewald JZ, Verkley GJM, Seifbarghi S, et al. 2011. Zymoseptoria gen. nov.: a new genus to accommodate Septoria-like species occurring on graminicolous hosts. Persoonia 26: 57–69. Queloz V, Sieber TN, Holdenrieder O, McDonald BA, Grünig CR. 2011. No biogeographical pattern for a root-associated fungal species complex. Global Ecology and Biogeography 20: 16–169. Rath M, Grolig F, Haueisen J, Imhof S. 2014. Combining microtomy and confocal laser scanningmicroscopy for structural analyses of plant–fungus associations. Mycorrhiza 24: 293–300. Read DJ, Haselwandter K. 1981. Observations on the mycorrhizal status of some alpine plant communities. New Phytologist 88: 341–352. Reddy MP, Sarla N, Siddiq EA. 2002. Inter simple sequence repeat (ISSR) polymorphism and its application in plant breeding. Euphytica 128: 9–17. Redman R S, Sheehan KB, Stout RG, Rodriguez JR, Henson JM. 2002. Thermotolerance generated by plant/fungal symbiosis. Science 298: 1581. Redman RS, Dunigan DD, Rodriguez RJ. 2001. Fungal symbiosis from mutualism to parasitism: who controls the outcome, host or invader? New Phytologist 151: 705–716. Rehner SA, Samuels GJ. 1994. Taxonomy and phylogeny of Gliocladium analysed from nuclear large subunit ribosomal DNA sequences. Mycological Research 98: 625–634. Reininger V, Grünig CR, Sieber TN. 2012. Host species and strain combination determine growth reduction of spruce and birch seedlings colonized by rootassociated dark septate endophytes. Environmental Microbiology 14: 1064–1076. Remy W, Taylor TN, Hass H, Kerp H. 1994. Four hundred-million-year-old vesicular arbuscular mycorrhizae. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 91: 11841– 11843. Reynolds ES. 1963. The use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy. Journal of Cell Biology 17: 208–212. Rice AV, Currah RS. 2002. New perspectives on the niche and holomorph of the myxotrichoid hyphomycete, Oidiodendron maius. Mycological Research 106: 1463–1467.
97
Richardson DM, Allsopp N, D'Antonio CM, Milton SJ, Rejmanek M. 2000. Plant invasions – the role of mutualisms. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society 75: 65–93. Robinson CH. 2001. Cold adaptation in Arctic and Antarctic fungi. New Phytologist 151: 341–353. Rodriguez R, White J, Arnold A, Redman R. 2009. Fungal endophytes: diversity and functional roles. New Phytologist 182: 314–330. Rodriguez RJ, Henson J, Van Volkenburgh E, Hoy M, Wright L, Beckwith F, Kim Y, Redman RS. 2008. Stress tolerance in plants via habitat-adapted symbiosis. International Society of Microbial Ecology 2: 404–416. Ronquist F, Huelsenbeck JP. 2003. MrBayes 3: Bayesian phylogenetic inference under mixed models. Bioinformatics 19: 1572–1574. Rudgers J, Mattingly W, Koslow J. 2005. Mutualistic fungus promotes plant invasion into diverse communities. Oecologia 144: 463–471. Saikkonen K, Faeth SH, Helander M, Sullivan TJ. 1998. Fungal endophytes: A continuum of interactions with host plants. Annual Review of Ecology Evolution and Systematics 29: 319–343. Sánchez Márquez S, Bills GF, Domínguez Acuna L, Zabalgogeazcoa I. 2010. Endophytic mycobiota of leaves and roots of the grass Holcus lanatus. Fungal Diversity 41: 115–123. Sánchez Márquez S, Bills GF, Zabalgogeazcoa I. 2008. Diversity and structure of the fungal endophytic assemblages from two sympatric coastal grasses. Fungal Diversity 33: 87–100. Schadt CW, Mullen RB, Schmidt SK. 2001. Isolation and phylogenetic identification of a dark-septate fungus associated with the alpine plant Ranunculus adoneus. New Phytologist 150: 747–755. Schardl CL, Leuchtmann A, Spiering MJ. 2004. Symbioses of grasses with seedborne fungal endophytes. Annual Reviews of Plant Biology 55: 315–340. Schoch CL, Crous PW, Groenewald JZ, Boehm EWA, Burgess TI et al. 2009. A class-wide phylogenetic assessment of Dothideomycetes. Studies in Mycology 64: 1–15. Schoch CL, Seifert KA, Huhndorf S, Robert V, Spouge JL, Levesque CA, Chen W and Fungal Barcoding Consortium. 2012. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for Fungi. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 109: 6241–6246. Schulz B, Boyle C. 2005. The endophytic continuum. Mycological Research 109: 661–686. Schulz B, Römmert AK, Dammann U, Aust HJ, Strack D. 1999. The endophyte-host interaction: a balanced antagonism? Mycological Research 103: 1275–1283.
98
Séjalon-Delmas N, Magnier A, Douds DD, Bécard G. 1998. Cytoplasmic autofluorescence of an arbuscular mycorrhizal fungus Gigaspora gigantea and nondestructive fungal observations in planta. Mycologia 90: 921–926. Sieber TN, Grünig CR. 2006. Biodiversity of fungal root-endophyte communities and populations in particular of the dark septate endophyte Phialocephala fortinii. In: Schulz B, Boyle C, Sieber TN. (eds) Microbial Root Endophytes. Springer, Berlin 107–132. Sieber TN, Grünig CR. 2013. Fungal root endophytes. In: Wasel Y, Eshel A, Kafkafi U. (eds) Plant roots: the hidden half, 3rd ed, Marcel Dekker, New York 38: 1–49. Silvestro D, Michalak I. 2012. raxmlGUI: A graphical front-end for RAxML. Organisms Diversity & Evolution 12: 335–337. Smith SE, Read DJ. 2008. Mycorrhizal symbiosis. Academic Press, Cambridge. Spadaro D, Galliano A, Pellegrino C, Gilardi G, Garibaldi A, Gullino ML. 2010. Dry matter and mineral composition, together with commercial storage practices, influence the development of skin pitting caused by Cadophora luteo-olivacea on kiwifruit ‘Hayward’. Journal of Plant Pathology 92: 339–346. Spatafora JW, Sung G-H, Sung J-M, Hywel-Jones NL, White JFJ. 2007. Phylogenetic evidence for an animal pathogen origin of ergot and the grass endophytes. Molecular Ecology 16: 1701–1711. Staden R, Beal KF, Bonfield JK. 2000. The Staden package, 1998. Methods in Molecular Biology 132: 115–130. Stone JK, Bacon CW, White JF. 2000. An overview of endophytic microbes: endophytism defined. In: Bacon CW, White JF. (eds) Microbial endophytes. Dekker, New York 3–30. Stoyke G, Currah RS. 1993. Resynthesis in pure culture of a common subalpine fungusroot association using Phialocephala fortinii and Menziesia ferruginea (Ericaceae). Arctic and Alpine Research 25: 189–193. Su YY, Guo LD, Hyde KD. 2010. Response of endophytic fungi of Stipa grandis to experimental plant function group removal in Inner Mongolia steppe, China. Fungal Diversity 43: 93–101. Su ZZ, Mao LJ, Li N, Feng XX, Yuan ZL, Wang LW, Lin FC, Zhang CL. 2013. Evidence for biotrophic lifestyle and biocontrol potential of dark septate endophyte Harpophora oryzae to rice blast disease. PLoS ONE 8. e61332. Suetrong S, Schoch CL, Spatafora JW, Kohlmeyer J, Volkmann- Kohlmeyer B, et al. 2009. Molecular systematics of the marine Dothideomycetes. Studies in Mycology 64: 155–173. Szigetvári C, Benkő Z. 2004. Parlagfű. In: Mihály B, Botta-Dukát Z. (eds) Biológiai inváziók Magyarországon. Özönnövények. Budapest: TermészetBÚVÁR Alapítvány Kiadó 337–370. Tamura K, Peterson D, Peterson N, Stecher G, Nei M, and Kumar S. 2011. MEGA5: Molecular Evolutionary Genetics Analysis using maximum likelihood, evolutionary
99
distance, and maximum parsimony methods. Molecular Biology and Evolution 28: 2731– 2739. Tejesvi MV, Mahesh B, Nalini MS, Prakash HS, Kini KR, Subbiah V, Shetty HS. 2005. Endophytic fungal assemblages from inner bark and twig of Terminalia arjunia W. & A. (Combretaceae). World Journal of Microbiology and Biotechnology 21: 1535–1540. Tellenbach C, Grünig CR, Sieber TN. 2011. Negative effects on survival and performance of Norway spruce seedlings colonized by dark septate root endophytes are primarily isolate-dependent. Environmental Microbiology 13: 2508–2517. Trappe JM. 1996. What is a mycorrhiza? In: Azcon-Aguilar C, Barrea J-M. (eds) Mycorrhiza in integrated systems–from genes to plant development. Proceedings of the 4th European Symposium on Mycorrhizae, EC Report EUR 16728, Luxembourg 3–6. Treu R, Laursen GA, Stephenson SL, Landolt JC, Densmore R. 1996. Mycorrhizae from Denali National Park and Preserve, Alaska. Mycorrhiza 6: 21–29. Trouvelot S, van Tuinen D, Hijri M, Gianinazzi-Perason V. 1999. Visualization of ribosomal DNA loci in spore interphasic nuclei of glomalean fungi by fluorescence in situ hybridization. Mycorrhiza 8: 203–206. Tsuneda A, Wang W, Tsuneda I, Currah RS. 2009. Endomembrane system of aspen root cells plays a key role in defense against a common fungal root endophyte, Cryptosporiopsis radicicola. Mycologia 101: 182–189. Udvardy L. 2004. Bálványfa. In: Mihály B, Botta-Dukát Z. (eds) Biológiai inváziók Magyarországon. Özönnövények. Budapest: TermészetBÚVÁR Alapítvány Kiadó 143– 160. Uma GE, Muthukumar T, Sathiyadash K, Muniappan V. 2010. Mycorrhizal and dark septate fungal associations in gingers and spiral gingers. Botany 88: 500–511. Upson R, Read DJ, Newsham KK. 2009. Nitrogen form influences the response of Deschampsia antarctica to dark septate root endophytes. Mycorrhiza 20: 1–11. Usuki F, Narisawa K. 2007. A mutualistic symbiosis between a dark septate endophytic fungus, Heteroconium chaetospira, and a nonmycorrhizal plant, Chinese cabbage. Mycologia 99: 175–84. van de Peer Y, de Wachter Y. 1994. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment. Computer Applications in the Biosciences 10: 569–70. Vandenkoornhuyse P, Baldauf SL, Leyval C, Straczec J, Young JPW. 2002. Extensive fungal diversity in plant roots. Science 295: 2051 Várallyai Gy. 1993. Soils in the region between the rivers Danube and Tisza (Hungary). In: Szujkó-Lacza J, Kováts D. (eds) The Flora of the Kiskunság National Park. Magyar Természettudományi Múzeum, Budapest 21–42.
100
Verkley GJM, Dukik K, Renfurm R, Göker M, Stielow JB. 2014. Novel genera and species of Coniothyrium-like fungi in Montagnulaceae (Ascomycota). Persoonia 32: 25–51. Verma S, Varma A, Rexer K-H, Hassel A, Kost G, Sarabhoy A, Bisen P, Bütehorn B, Franken P. 1998. Piriformospora indica, gen. et sp. nov., a new root-colonizing fungus. Mycologia 90: 896–903. Vierheilig H, Schweiger P, Brundrett M. 2005. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiologia Plantarum 125: 393– 404. Vilgalys R, Hester M. 1990. Rapid genetic identification and mapping of enzymatically amplified ribosomal DNA from several Cryptococcus species. Journal of Bacteriology 172: 4238–4246. Voigt K, Wöstemeyer J. 2000. Reliable amplification of actin genes facilitates deep-level phylogeny. Microbiological Research 155: 179–195. Wagner M, Haider S. 2012. New trends in fluorescence in situ hybridization for identification and functional analyses of microbes. Current Opinion in Biotechnology 23: 96–102. Waller F, Achatz B, Baltruschat H, Fodor J, Becker K, Fischer M et al. 2005. The endophytic fungus Piriformospora indica reprograms barley to salt-stress tolerance, disease resistance, and higher yield. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 102: 13386–13391. Walsh E, Luo J, Zhang N. 2014. Acidomelania panicicola gen. et. sp. nov. from switchgrass roots in acidic New Jersey Pine Barrens. Mycologia 106: 856–864. Wang CJK, Wilcox HE. 1985. New species of ectendomycorrhizal and pseudomycorrhizal fungi: Phialophora finlandia, Chloridium paucisporum, and Phialocephala fortinii. Mycologia 77: 951–958. Weising K, Nybom H, Wolff K, Kahl G. (eds) 2005. DNA Fingerprinting in Plants. Principles, Methods, and Applications, 2nd ed, CRC Press, Taylor & Francis Group, USA. Westphal A, Xing L, Goodwin SB. 2011 Mature watermelon vine decline: Suppression with fumigants of a soil-borne problem and association with Rhizopycnis vagum. Crop Protection 30: 111–117. White TJ, Bruns T, Lee S, Taylor JW. 1990. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: Innis MA, Gelfand DH, Sninsky JJ, White TJ. (eds) PCR Protocols: A guide to methods and applications, Academic Press Inc., New York 315–322. Wilcox HE, Wang CJK. 1987. Mycorrhizal and pathological associations of dematiaceous fungi in roots of 7-month-old tree seedlings. Canadian Journal of Forest Research 17: 884–889. Wilson D. 1995. Endophyte: the evolution of a term, and clarification of its use and definition. Oikos 73: 274–76.
101
Xu L, Zhou L, Zhao J, Li J, Li X, Wang J. 2008. Fungal endophytes from Dioscorea zingiberensis rhizomes and their antibacterial activity. Letters in Applied Microbiology 46: 68–72. Yonezawa M, Takahashi J, Hashiba T, Usuki F. Narisawa K. 2004. Anatomical study on the interaction between the root endophytic fungus Heteroconium chaetospira and Chinese cabbage. Mycoscience 45: 367–371. Young ND, Healy J. 2003. GapCoder automates the use of indel characters in phylogenetic analysis. BMC Bioinformatics 4: 6. Yu T, Nassuth A, Peterson RL. 2001. Characterization of the interaction between the dark septate fungus Phialocephala fortini and Asparagus officinalis roots. Canadian Journal of Microbiology 47: 741–753. Zaffarano PL, Queloz V, Duò A, Grünig CR. 2011. Sex in the PAC: A hidden affair in dark septate endophytes? BMC Evolutionary Biology 11: 282. Zhang Y, Crous PW, Schoch CL, Hyde KD. 2012. Pleosporales. Fungal diversity 53: 1– 221. Zhang Y, Schoch CL, Fournier J, Crous PW, De Gruyter J, Woudenberg JHC, Hirayama K, Tanaka K, Pointing SB, Spatafora JW, Hyde KD 2009. Multi-locus phylogeny of Pleosporales: a taxonomic, ecological and evolutionary re-evaluation. Studies in Mycology 64: 85–102. Zhang YH, Zhuang WY. 2004. Phylogenetic relationships of some members in the genus Hymenoscyphus (Ascomycetes, Helotiales). Nova Hedwigia 78: 475–484. Zimmerman E, Peterson RL. 2007. Effect of a dark septate fungal endophyte on seed germination and protocorm development in a terrestrial orchid. Symbiosis 43: 45–52. Zuccaro A, Lahrmann U, Güldener U, Langen G, Pfiffi S. et al. 2011. Endophytic life strategies decoded by genome and transcriptome analyses of the mutualistic root symbiont Piriformospora indica. PLoS Pathogens 7: e1002290.
102
10. KÖSZÖNETNYILVÁNÍTÁS Első sorban szeretnék köszönetet mondani témavezetőmnek, Dr. Kovács M. Gábornak, munkámban nyújtott rengeteg segítségért, a tanácsokért, építő kritikákért, odafigyelésért, végtelen türelméért, lelkiismeretes témavezetéséért, és akinek gondolatai, támogatása és tanácsai nem csak a szakmai, hanem a mindennapi életben is nagy segítségemre voltak. Köszönöm Prof. Böddi Béla tanszékvezetőnek, hogy munkámat az ELTE Növényszervezettani Tanszékén végezhettem, valamint a tanszék minden tagjának, hogy kellemes körülmények között tudtam dolgozni. Köszönetek szeretnék mondani Dr. Vági Pálnak a munkáim során – különösen a különböző mikroszkópós vizsgálatokban – nyújtott rengeteg segítségért, valamint köszönöm Dr. Bóka Károlynak és Gergely Csillának az elektronmikroszkópos munkákban nyújtott segítséget, Dózsainé Kerekes Piroskának pedig a technikai segítséget. Szeretnék köszönetet mondani a mikológia (men(s)aa) csoport minden jelenlegi és volt tagjának – Balázs K Tímea, Lukács F Alena, Németh B Julianna, Dr. Pintye Alexandra, Seress Diána, Gáspár K Bence, Németh Z. Márk, Zajta Erik – hogy egy ilyen fantasztikus légkörben végezhettem és végezhetem munkámat. Dr. Pintye Alexandrának külön köszönöm, hogy a bevezetett a DSE gombák vizsgálatának technikai részleteibe, és Neki valamint Dr. Bereczki Zsoltnak az ISSR vizsgálatban nyújtott segítségüket. Köszönöm Prof. Pedro W. Crous-nak és Dr. Ewald Groenewald-nak segítségüket, tanácsaikat és hogy a CBS Fungal Biodiversity Centerben végezhettem taxonómiai munkák jelentős
részét,
valamint
szeretnék
köszönetet
mondani
a
CBS
Evolutionary
Phytopathology csoport minden tagjának, hogy minden szempontból fantasztikus körülmények között dolgozhattam. Köszönöm családomnak és barátaimnak, hogy támogatták a pályámat, mellettem álltak, segítettek és nem utolsó sorban nagyban segítették szakmai fejlődésemet. A dolgozatban szereplő kutatásokat az OTKA K27727 és a K109102 támogatta. A FEMS ösztöndíj támogatása nyújtott lehetőséget, hogy taxonómiai munkáim egy részét Hollandiában a CBS Fungal Biodiversity Centerben végezhettem. Köszönöm apukámnak, Knapp Gábornak, hogy megismertett a természettudományos világgal és gondolkodásmóddal. Ezért az Ő tiszteletére és emlékére ajánlom ezt a dolgozatot. 103
11. FÜGGELÉK A DSE közösség csoportjainak azonosításához az ITS és LSU régiókat határoztuk meg, és az amplifikálásához az F.1.a táblázatban szereplő reakcióelegyeket használtuk. Az elegyet 20 µl végtérfogatban mértük össze és a reakciók profilja a következő volt: 3 m 94 o C-on, ezután 35 ciklus 30 s denaturáció 94 oC-on, denaturáció 30 s annealing 52 oC-on, 90 s extenzió 72 oC-on. A ciklusok után 10 m végső extenzió következett 72 oC-on. F.1 a táblázat. Az izolátumok meghatározásához használt PCR reakcióelegyek Összetevők
Összetevők mennyisége (µl)
Target DNS H 2O MgCl2 (Fermentas, 25 mM) (NH4)2SO4 puffer (Fermentas) dNTP (Fermentas, 2 mM) F primer (Sigma, 10 µM) R primer (Sigma, 10 µM) LC Taq (Fermentas 1U/µl)
ITS
LSU
1,00 10,00 2,00 2,00 2,00 1,00 1,00 1,00
1,00 10,00 2,00 2,00 2,00 1,00 1,00 1,00
A DSE-4, DSE-7 és DSE-8 csoportok taxonómiai vizsgálatához az ITS, LSU, SSU, ACT, TUB, CAL és TEF régiókat határoztuk meg, és az amplifikálásához az F.1.b táblázatban szereplő reakcióelegyeket használtuk. Az elegyet 12,5 µl végtérfogatban mértük össze, és a reakciók profilja a következő volt: Az ITS és LSU valamint az SSU régiók esetén; 5 m denaturáció 94 oC-on, ezután 35 ciklus 30 s denaturáció 94 oC-on, 50 s annealing 48 oC-on, 2 m extenzió 72 oC-on. A ciklusok után 7 m végső extenzió következett 72 oC-on; Az aktin és tubulin gének esetében 5 m denaturáció 94 oC-on, ezután 35 ciklus 30 s denaturáció 94 oC-on, 50 s annealing 55 (ACT) illetve 22 oC-on (TUB), 1 m extenzió 72 o C-on. A ciklusok után 7 m végső extenzió következett 72 oC-on. A CAL és TEF régiók esetében touch-down PCR-t végeztünk: 5 m denaturáció 94 o C-on, ezután összesen 40 ciklus 30 s denaturáció 94 oC-on, 50 s annealing 65 oC-ról 60 oCra csökkentve 16 ciklus alatt (CAL) illetve 58 oC-ról 52 oC-ra csökkentve 10 ciklus alatt (TEF), 2 m extenzió 72 oC-on. A ciklusok után 7 m végső extenzió következett 72 oC-on. F.1 b táblázat. A taxonómiai vizsgálatokhoz használt PCR reakcióelegyek Összetevők
target DNS H 2O MgCl2 (BioLine, 25 mM) Puffer (BioLine) dNTP (Fermentas, 2 mM) F primer (10µM, Sigma, 10 µM) R primer (10µM, Sigma, 10 µM) BioTaq (BioLine, 5 U/µl) DMSO (Sigma)
Összetevők mennyisége (µl) TUB
CAL
TEF
ACT
ITS
LSU
SSU
1,00 7,77 0,75 1,25 0,50 0,25 0,25 0,10 0,63
3,00 5,26 1,26 1,25 0,50 0,25 0,25 0,10 0,00
1,00 7,45 1,00 1,25 0,50 0,25 0,25 0,10 0,70
1,00 8,65 0,50 1,25 0,50 0,25 0,25 0,10 0,00
1,00 7,06 1,26 1,25 0,70 0,25 0,25 0,10 0,63
1,00 7,06 1,26 1,25 0,70 0,25 0,25 0,10 0,63
1,00 6,25 1,00 2,50 0,50 0,25 0,25 0,05 0,70
104
Az ISSR-PCR-ekhez az F.1.c táblázatban szereplő reakcióelegyeket használtuk. Az elegyet 10 µl végtérfogatban mértük össze, és a reakciók profilja a következő volt: 5 m denaturáció 94 oC-on, ezután 35 ciklus 40 s denaturáció 94 oC-on, 30 s annealing a primereknek megfelelő hőmérsékleteken [42 oC-on az (AAG)6, (AAC)6, (ATC)6 és (AG)9, 40 oC-on az (AC)8, 56 oC-on az (AGG)6] illetve 84 oC-on a (CCG)6], 60 s extenzió 72 oC-on. A ciklusok után 10 m végső extenzió következett 72 oC-on. F.1 c táblázat. Az ISSR PCR-ekhez használt reakcióelegy Összetevők Target DNS H 2O DreamTaq puffer (Fermentas) dNTP (Fermentas, 2 mM) primer (Sigma, 10 µM) DreamTaq (Fermentas 5 U/µl)
Összetevők mennyisége (µl) 0,50 6,40 1,00 1,00 1,00 0,10
A kiválsztott DSE-1 és DSE-7 csoportokba tartozó izolátumok célzott gyűjtésekor a diagnosztikai PCR-ekhez az F.1.d táblázatban szereplő reakcióelegyeket használtuk. Az elegyet 10 µl végtérfogatban mértük össze és a reakciók profilja a következő volt: 5 m denaturáció 94 oC-on, ezután 35 ciklus 30 s denaturáció 94 oC-on, 30 s annealing 60 oC-on (DSE-1) illetve 55 oC-on (DSE-7), 40 s extenzió 72 oC-on. A ciklusok után 5 m végső extenzió következett 72 oC-on. F.1 d táblázat. A diagnosztikai PCR-ekhez használt reakcióelegy Összetevők Target DNS H 2O DreamTaq puffer (Fermentas) dNTP (Fermentas, 2 mM) F primer (Sigma, 10 µM) R primer (Sigma, 10 µM) DreamTaq (Fermentas 5 U/µl)
Összetevők mennyisége (µl) 0,50 6,40 1,00 1,00 0,50 0,50 0,10
105
F2. táblázat A taxonómiai munkákhoz használt 40 DSE izolátum adatai CBS szám
törzs szám
gazdanövény
REF szám
ITS
LSU
135627
dse-7 / 1
Bromus tectorum
-
KP183966
135628
dse-7 / 2
Festuca vaginata
-
KP183965
135629
dse-7 / 3
Festuca vaginata
-
135630
dse-7 / 4
Stipa borysthenica
135631
dse-7 / 5
135632
SSU
ACT
TUB
CAL
TEF
KP184005 KP184044
KP184093
KP184192
KP184122
KP184160
KP184035 KP184054
KP184083
KP184193
KP184123
KP184161
KP183980
KP184006 KP184067
KP184106
KP184194
KP184144
KP184183
-
KP183987
KP184032 KP184058
KP184090
KP184195
KP184126
KP184162
Festuca vaginata
-
KP183968
KP184033 KP184051
KP184101
KP184196
KP184142
KP184180
dse-7 / 6
Festuca vaginata
-
KP183969
KP184034 KP184052
KP184103
KP184197
KP184143
KP184181
135633
dse-7 / 7
Festuca vaginata
REF123
KP183984
KP184031 KP184072
KP184110
KP184198
KP184149
KP184187
135634
dse-7 / 8
Festuca vaginata
REF124
KP183985
KP184028 KP184073
KP184111
KP184199
KP184151
KP184188
135635
dse-7 / 9
Festuca vaginata
REF125
KP183986
–
–
–
–
–
135636
dse-7 / 10
Festuca vaginata
REF127
KP183976
KP184008 KP184076
KP184114
KP184200
KP184152
–
135637
dse-7 / 11
Festuca vaginata
REF128
KP183978
KP184023 KP184074
KP184112
KP184201
KP184153
KP184189
135638
dse-7 / 12
Festuca vaginata
REF129
KP183981
KP184024 KP184069
KP184107
KP184202
KP184145
KP184184
135639
dse-7 / 13
Fumana procumbens
REF130
KP183982
KP184027 KP184068
KP184108
KP184203
KP184146
KP184185
135640
dse-7 / 14
Festuca vaginata
REF131
KP183979
KP184013 KP184071
KP184115
KP184204
KP184148
KP184191
135641
dse-7 / 15
Ailanthus altissima
REF132
KP183970
KP184037 KP184055
KP184086
KP184205
KP184124
KP184163
135642
dse-7 / 16
Festuca vaginata
REF133
KP183967
KP184026 KP184053
KP184097
KP184206
KP184141
KP184182
135643
dse-7 / 17
Stipa borysthenica
REF135
KP183988
KP184022 KP184048
KP184091
KP184207
KP184139
KP184171
135644
dse-7 / 18
Festuca vaginata
REF136
KP183989
KP184030 KP184059
KP184100
KP184208
KP184127
KP184179
135645
dse-7 / 19
Stipa borysthenica
REF137
KP183990
KP184036 KP184060
KP184092
KP184209
KP184140
KP184172
135646
dse-7 / 20
Festuca vaginata
REF138
KP183994
KP184015 KP184066
KP184084
KP184210
KP184128
KP184164
135647
dse-7 / 21
Festuca vaginata
REF139
KP183997
KP184018 KP184061
KP184094
KP184211
KP184125
KP184175
135648
dse-7 / 22
Festuca vaginata
-
KP183993
KP184016 KP184062
KP184104
KP184212
KP184129
KP184165
135649
dse-7 / 23
Festuca vaginata
-
KP183991
KP184025 KP184063
KP184105
KP184213
KP184130
KP184170
135650
dse-7 / 24
Festuca vaginata
-
KP183998
KP184019 KP184049
KP184102
KP184214
KP184131
KP184166
135651
dse-7 / 25
Festuca vaginata
-
KP183996
KP184017 KP184064
KP184087
KP184215
KP184132
KP184167
135652
dse-7 / 26
Festuca vaginata
-
KP183992
KP184020 KP184050
KP184089
KP184216
KP184133
KP184168
135653
dse-7 / 27
Festuca vaginata
-
KP183995
KP184021 KP184065
KP184085
KP184217
KP184134
KP184169
135654
dse-7 / 28
Festuca vaginata
-
KP183972
KP184010 KP184045
KP184095
KP184218
KP184135
KP184176
135655
dse-7 / 29
Festuca vaginata
-
KP183975
KP184011 KP184046
KP184096
KP184219
–
KP184177
135656
dse-7 / 30
Festuca vaginata
-
KP183971
KP184007 KP184047
KP184088
KP184220
KP184136
KP184178
135657
dse-7 / 31
Festuca vaginata
-
KP183977
KP184009 KP184075
KP184113
KP184221
KP184150
KP184190
135658
dse-7 / 32
Stipa borysthenica
-
KP183983
KP184029 KP184070
KP184109
KP184222
KP184147
KP184186
135659
dse-7 / 33
Stipa borysthenica
-
KP183973
KP184012 KP184056
KP184098
KP184223
KP184137
KP184173
135660
dse-7 / 34
Stipa borysthenica
-
KP183974
KP184014 KP184057
KP184099
KP184224
KP184138
KP184174
135661
dse-4 / 099
Populus alba
REF099
KP184002
KP184041 KP184077
KP184119
–
KP184154
–
135760
dse-4 / 100
Populus alba
REF100
KP184004
KP184042 KP184078
KP184120
–
KP184155
–
135662
dse-4 / 101
Populus alba
REF101
KP184003
KP184043 KP184079
KP184121
–
KP184156
–
135663
dse-8 / B
Festuca vaginata
-
KP183999
KP184038 KP184080
KP184117
–
KP184157
–
135664
dse-8 / 143
Festuca vaginata
REF143
KP184000
KP184039 KP184081
KP184116
–
KP184159
–
135761
dse-8 / S
Festuca vaginata
-
KP184001
KP184040 KP184082
KP184118
–
KP184158
–
–
ITS: internal transcribed spacer; LSU: 28S RNS nagy alegysége; SSU: 18S RNS kis alegysége; ACT: aktin; TUB: béta-tubulin; CAL: kalmodulin; TEF: transzlációs elongációs faktor 1-alfa. CBS: CBS Fungal Biodiversity Centre, Utrecht, Hollandia
106
F3. táblázat A 241 izolátum, valamint a célzottan gyűjtött Cadophora sp. izolátumok adatai Izolátum
Csoport
REF001 REF002 REF003 REF004 REF005 REF006 REF007 REF008 REF009 REF010 REF011 REF012 REF013 REF014 REF015 REF016 REF017 REF018 REF019 REF020 REF021 REF022 REF023 REF024 REF025 REF026 REF027 REF028 REF029 REF030 REF031 REF032 REF033 REF034 REF035 REF036 REF037* REF038 REF039 REF040 REF041 REF042* REF043 REF044 REF045 REF046 REF047 REF048 REF049 REF050 REF051 REF052 REF053 REF054 REF055
DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 1 2 3 4 4 5 DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-2
GenBank szám JN859221 JN859222 JN859223 JN859224 JN859225 JN859226 JN859227 JN859228 JN859229 JN859230 JN859231 JN859232 JN859233 JN859234 JN859235 JN859236 JN859237 JN859238 JN859239 JN859240 JN859241 JN859242 JN859243 JN859244 JN859245 JN859246 JN859247 JN859248 JN859249 JN859250 JN859251 JN859252 JN859253 JN859254 JN859255 JN859256 JN859257 JN859258 JN859259 JN859260 JN859261 JN859262 JN859263 JN859264 JN859265 JN859266 JN859267 JN859268 JN859269 JN859270 JN859271 JN859272 JN859273 JN859274 JN859275
Gazdanövény
Mintavételi terület
Juniperus communis Juniperus communis Helianthemum ovatum Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Helianthemum ovatum Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Asclepias syriaca Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Populus alba Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Populus alba Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Helianthemum ovatum Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Festuca procumbens Asclepias syriaca Ailanthus altissima Helianthemum ovatum Juniperus communis
Bugac Tatárszentgyörgy Fülöpháza Bugac Bugac Bugac Tatárszentgyörgy Bugac Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Bugac Fülöpháza Bugac Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Bugac Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Bugac Bugac Bugac Fülöpháza Bugac Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Bugac Tatárszentgyörgy Bugac Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy
Gyűjtési évszak Nyár Tavasz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Tavasz Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Ősz Ősz Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Nyár Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Nyár Nyár Nyár Tavasz Tavasz Nyár Ősz Tavasz Tavasz Nyár Nyár Nyár Tavasz Tavasz
107
REF056 REF057 REF058 REF059 REF060 REF061 REF062 REF063 REF064* REF065 REF066 REF067 REF068 REF069 REF070 REF071* REF072* REF073 REF074 REF075 REF076 REF077 REF078 REF079 REF080 REF081 REF082 REF083* REF084* REF085 REF086 REF087 REF088 REF089 REF090 REF091 REF092 REF093* REF094* REF095 REF096 REF097 REF098 REF099* REF100* REF101* REF102 REF103 REF104 REF105 REF106* REF107 REF108* REF109 REF110 REF111 REF112* REF113 REF114 REF115
DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-2 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-3 DSE-4 DSE-4 DSE-4 6 6 DSE-5 DSE-5 DSE-6 DSE-6 DSE-6 DSE-6 DSE-6 7 8 9 9 9
JN859276 JN859277 JN859278 JN859279 JN859280 JN859281 JN859282 JN859283 JN859284 JN859285 JN859286 JN859287 JN859288 JN859289 JN859290 JN859291 JN859292 JN859293 JN859294 JN859295 JN859296 JN859297 JN859298 JN859299 JN859300 JN859301 JN859302 JN859303 JN859304 JN859305 JN859306 JN859307 JN859308 JN859309 JN859310 JN859311 JN859312 JN859313 JN859314 JN859315 JN859316 JN859317 JN859318 JN859319 JN859320 JN859321 JN859322 JN859323 JN859324 JN859325 JN859326 JN859327 JN859328 JN859329 JN859330 JN859331 JN859332 JN859333 JN859334 JN859335
Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Festuca procumbens Ailanthus altissima Ailanthus altissima Populus alba Asclepias syriaca Ambrosia artemisiifolia Festuca procumbens Ailanthus altissima Juniperus communis Juniperus communis Ephedra distachya Ephedra distachya Medicago minima Medicago minima Medicago minima Medicago minima Ailanthus altissima Medicago minima Ambrosia artemisiifolia Ailanthus altissima Medicago minima Medicago minima Populus alba Ephedra distachya Ailanthus altissima Ambrosia artemisiifolia Juniperus communis Medicago minima Ambrosia artemisiifolia Medicago minima Ambrosia artemisiifolia Medicago minima Ephedra distachya Ephedra distachya Ailanthus altissima Juniperus communis Ailanthus altissima Ambrosia artemisiifolia Populus alba Populus alba Populus alba Juniperus communis Juniperus communis Ambrosia artemisiifolia Ambrosia artemisiifolia Ephedra distachya Medicago minima Ephedra distachya Medicago minima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Populus alba Juniperus communis Ailanthus altissima Juniperus communis
Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Bugac Bugac Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy
Tavasz Nyár Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Tavasz Ősz Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Ősz Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Nyár Tavasz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Ősz Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Tavasz
108
REF116 REF117 REF118 REF119 REF120 REF121 REF122 REF123* REF124* REF125* REF126* REF127* REF128* REF129* REF130 REF131* REF132 REF133* REF134* REF135* REF136* REF137* REF138* REF139* REF140* REF141* REF142 REF143* REF144* REF145* REF146 REF147 REF148 REF149 REF150* REF151* REF152* REF153* REF154 REF155 REF156 REF157 REF158 REF159 REF160 REF161 REF162 REF163 REF164 REF165 REF166 REF167 REF168 REF169 REF170 REF171 REF172 REF173 REF174 REF175
9 9 10 10 10 10 10 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 DSE-7 11 12 DSE-8A DSE-8B DSE-8B DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-9 DSE-10 DSE-10 DSE-10 13 DSE-11 14 14 14 14 15 16 DSE-12 DSE-13 DSE-13 DSE-13 17 18 19 20 21 22 23
JN859336 JN859337 JN859338 JN859339 JN859340 JN859341 JN859342 JN859343 JN859344 JN859345 JN859346 JN859347 JN859348 JN859349 JN859350 JN859351 JN859352 JN859353 JN859354 JN859355 JN859356 JN859357 JN859358 JN859359 JN859360 JN859361 JN859362 JN859363 JN859364 JN859365 JN859366 JN859367 JN859368 JN859369 JN859370 JN859371 JN859372 JN859373 JN859374 JN859375 JN859376 JN859377 JN859378 JN859379 JN859380 JN859381 JN859382 JN859383 JN859384 JN859385 JN859386 JN859387 JN859388 JN859389 JN859390 JN859391 JN859392 JN859393 JN859394 JN859395
Juniperus communis Juniperus communis Helianthemum ovatum Helianthemum ovatum Festuca procumbens Festuca procumbens Festuca procumbens Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Fumana procumbens Festuca vaginata Ailanthus altissima Festuca vaginata Festuca vaginata Stipa borysthenica Festuca vaginata Stipa borysthenica Festuca vaginata Festuca vaginata Stipa borysthenica Festuca vaginata Juniperus communis Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Medicago minima Fumana procumbens Medicago minima Fumana procumbens Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Festuca vaginata Ailanthus altissima Ailanthus altissima Juniperus communis Festuca procumbens Ailanthus altissima Ailanthus altissima Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Asclepias syriaca Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Ambrosia artemisiifolia Asclepias syriaca Ailanthus altissima Ailanthus altissima
Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Bugac Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Bugac Bugac Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Bugac Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy
Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Tavasz Nyár Tavasz Nyár Nyár Tavasz Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár Ősz Tavasz Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Nyár Tavasz Tavasz Nyár Ősz Nyár Nyár Ősz
109
REF176 REF177 REF178 REF179 REF180 REF181* REF182 REF183 REF184 REF185 REF186 REF187 REF188 REF189 REF190 REF191 REF192 REF193 REF194 REF195 REF196 REF197 REF198 REF199 REF200 REF201 REF202 REF203* REF204 REF205 REF206 REF207 REF208 REF209 REF210 REF211 REF212* REF213* REF214 REF215 REF216 REF217 REF218 REF219 REF220 REF221 REF222 REF223 REF224 REF225 REF226 REF227 REF228 REF229 REF230 REF231 REF232 REF233 REF234 REF235
24 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 25 26 26 26 26 26 26 DSE-14 DSE-14 DSE-14 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27 27
JN859396 JN859397 JN859398 JN859399 JN859400 JN859401 JN859402 JN859403 JN859404 JN859405 JN859406 JN859407 JN859408 JN859409 JN859410 JN859411 JN859412 JN859413 JN859414 JN859415 JN859416 JN859417 JN859418 JN859419 JN859420 JN859421 JN859422 JN859423 JN859424 JN859425 JN859426 JN859427 JN859428 JN859429 JN859430 JN859431 JN859432 JN859433 JN859434 JN859435 JN859436 JN859437 JN859438 JN859439 JN859440 JN859441 JN859442 JN859443 JN859444 JN859445 JN859446 JN859447 JN859448 JN859449 JN859450 JN859451 JN859452 JN859453 JN859454 JN859455
Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Ephedra distachya Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Juniperus communis Ailanthus altissima Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Asclepias syriaca Asclepias syriaca Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Populus alba Ailanthus altissima Juniperus communis Ailanthus altissima Ailanthus altissima Medicago minima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Populus alba Ephedra distachya Ailanthus altissima Medicago minima Medicago minima Medicago minima Medicago minima Juniperus communis Juniperus communis Helianthemum ovatum Ailanthus altissima Ephedra distachya Ailanthus altissima Asclepias syriaca Ailanthus altissima Ailanthus altissima Ailanthus altissima Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Helianthemum ovatum
Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Bugac Tatárszentgyörgy Bugac Bugac Bugac Tatárszentgyörgy Fülöpháza Tatárszentgyörgy Bugac Bugac Bugac Bugac Fülöpháza Fülöpháza Bugac Tatárszentgyörgy Fülöpháza Bugac Tatárszentgyörgy Bugac Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Bugac Bugac Bugac Bugac Bugac Fülöpháza
Tavasz Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Tavasz Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Nyár Nyár Ősz Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Tavasz Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Ősz Ősz Nyár
110
REF236 REF237 REF238 REF239 REF240 REF241
27 27 27 27 27 27
c01 c05 c06 c08 c09 c11 c12 c13 c14 c15 c16
DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1 DSE-1
JN859456 JN859457 JN859458 JN859459 JN859460 JN859461 – – – – – – – – – – –
Populus alba Juniperus communis Juniperus communis Ailanthus altissima Medicago minima Juniperus communis
Fülöpháza Fülöpháza Tatárszentgyörgy Tatárszentgyörgy Fülöpháza Bugac
Nyár Nyár Nyár Ősz Nyár Nyár
Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Juniperus communis Salix rosmarinifolia Ailanthus altissima Populus alba Populus alba Juniperus communis
Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza Fülöpháza
Nyár Ősz Nyár Nyár Nyár Nyár Ősz Tavasz Tavasz Tavasz Nyár
* korábbi munkák során izolált és meghatározott törzsek
111
F4. táblázat A DSE csoportok reprezentáns izolátumainak legközelebbi BLAST találatai ( A BLAST keresés 2011. 11. 17-én történt) Származás / Gazdanövény
Származási Ország
u. mikorrhizás aszkuszos gomba (AY634148)
H: Epipactis atrorubens, TT: mikorrhizált gyökérszakasz, ES
Németország
100
99
Cadophora sp. (FJ666349) Cadophora sp. (GU212389) Cadophora sp. (DQ317329) Cadophora luteo-olivacea is. (FJ486274) u. Cadophora c. (EU517022) Cadophora luteo-olivacea st. (DQ404348) Cadophora luteo-olivacea st. (GU128589) Cadophora luteo-olivacea is. (GQ214536) Cadophora luteo-olivacea st. (FJ430742) u. aszkuszos gomba is. (AY833035) u. talaj gomba c. (EU490132) Cadophora luteo-olivacea (HM116748) Cadophora luteo-olivacea st. (DQ404349) Rhexocercosporidium sp. (DQ275614) u. talaj gomba c. (DQ420925) u. Leptodontidium is. (FJ378720) dark septate endophyte (AF168783) u. aszkuszos gomba is. (DQ182423) Leptodontidium orchidicola st. (AF486133) u. gomba c. (GQ921746) u. Helotiales c. (FJ197867) u. gomba c. (EU292653) u. Helotiales c. (GU327458) u. talaj gomba (GU083256) u. gomba c. (FJ553784) u. Helotiales is. (DQ182427) Ericoid mikorrhiza gomba sp. (AY046400) u. aszkuszos gomba c. (FJ440888) u. ektomikorrhizaképző gomba (Helotiales) is. (EF644169) u. ectomycorrhiza (Leohumicola verrucosa) c. (DQ497978) Leohumicola minima st. (AY706329) endofiton gomba sp. (EU686206) endofiton gomba (AF373055) endofiton gomba (AF373052) u. endophytic gomba (AJ879648) u. endophytic gomba c. (FJ524327) Rhizopycnis vagum is. (HQ610506) aszkuszos gomba sp. (HM208718) aszkuszos gomba sp. (AM944359) endofiton gomba sp. (DQ459005) gomba sp. (HM208743) Rhizopycnis vagum (AF022786) Holotype culture (TX951120) Rhizopycnis sp. (DQ682600) endofiton gomba sp. (EU250374) Pleosporales sp. (EU002891) endofiton gomba sp. (EU625406) Rhizopycnis sp. (FJ827623) aszkuszos gomba sp. (EF672295) Pleosporales sp. (FJ624263) Rhizopycnis vagum st. (FJ582640) Pithomyces valparadisiacus (EU552152) u. gomba c. (GQ921741) u. gomba is. (GU564990) Coniothyrium sp. (GU062312) u. gomba (FN397425) u. aszkuszos gomba c. (FJ553168) Coniothyrium fuckelii is. (FJ228185) aszkuszos gomba sp. (AJ972833) endofiton gomba (FN394698) u. aszkuszos gomba c. (EU490122) Saccharicola sp. (GU973718) Coniothyrium fuckelii (AY904055) u. gomba (AM260897) Alternaria helianthi st. (DQ156343) Alternaria helianthi (AY154713) Alternaria leucanthemi st. (AF314586) Alternaria leucanthemi st. (AY372684) Alternaria helianthi is. (HM449994) u. gomba c. (EU516993) Leptosphaeria lindquistii is. (HM003206) u. gomba c. (FJ237205) Leptosphaeria maculans (M96663) u. gomba c. (GU817175)
H: Populus tremuloides IS: dobozcsomagoló anyag IS: Ross Sea régió
Kanada Antarktisz Antarktisz
IS: talaj, ES IS: Actinidia deliciosa elszíneződött fatest IS: alma gyümölcs
Ausztria Olaszország Olaszország
IS: talaj H: Cephalanthera damasonium, IS: orchid mikorrhiza, ES IS: szavanna-talaj (0 - 10 cm) Prosopis glandulosa alatt, ES H: Actinidia deliciosa cv. Hayward
Csehország Franciaország USA: TX Új Zéland
H: Panax ginseng IS: talaj, ES H: Kobresia sp., ES H: Ranunculus adoneus IS: gazda gyökere, H: Cephalanthera longifolia, ES H: Platanthera hyperborea IS: talaj, ES IS: talaj, ES IS: talaj , ES H: Epipactis helleborine, IS: mikorrhizált csemete, ES IS: talaj, ES IS: erdei talaj, ES H: Cephalanthera longifolia, IS: gazdanövény gyökere, ES IS: Quercus ilex IS: Pyrola sp. gyökere, ES IS: Populus tremula ektomikorrhizált gyökérvégei, TT: ektomikorrhiza gombaköpeny, ES H: Tsuga heterophylla, IS: gyökér, ES
Kanada USA: MN Kína USA: CO
Olaszország USA: OR/CA Ausztria
99 100 100 100 97 100 100 100 100 96 98 98 97 97 97 97 99 97 97 100 95 100 92 100 100 100 99 100 97
98 97 97 97 98 96 96 96 96 97 97 96 97 96 96 96 95 96 96 99 99 97 99 97 96 96 96 96 96
Kanada
100
94
IS: vulkanikus hamu-talaj H: Scapania sp. H: Rosmarinus officinalis, IS: gazdanövény endomikorrhizája H: Pinus halepensis, IS: gazdanövény ektomikorrhizája IS: gyökérvégek, TT: ektomikorrhiza, ES IS: Oryza granulate gyökér endofiton, ES IS: fertőzött gyökér, H: Citrullus lanatus IS: gyökér, H: Rhododendron fortunei IS: Lycopersicum esculentum felszínsterilizált gyökér H: Dioscorea zingiberensis rizóma IS: gyökér, H: Rhododendron fortunei IS: Cucumis melo var. cantalupensis
Chile Wales Olaszország Olaszország Olaszország Kína USA: IN Kína Kolumbia Kína Kína USA: TX
98 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100
94 94 99 99 99 99 99 99 99 99 98 98
97 100 100 96 93 92 95 100 60 42 32 43 43 35 43 39 27 42 42 42 43 100 100 100 99 90 88 87 93 91 93
99 95 95 98 99 99 94 93 85 100 88 100 100 100 100 84 93 100 100 100 100 90 90 90 90 91 89 89 88 87 87
DSE csoport
Izolátum Legközelebbi GenBank szekvencia
1
REF025
REF039
2
3
4
5
REF058
REF078
REF101
REF104
H: Coffea arabica gyökér IS: gazdanövény gyümölcse, H: Camptotheca acuminata IS: endofiton, H: Coffea arabica, ES IS: eperfa gyökér IS: Coffea arabica endofiton H: Coffea arabica gyökér H: mangrove
Ausztralia Ausztria USA: AK Csehország. USA: AK Kanada
USA: HI Etiópia USA
H: Helianthus annus (levelek)
Délafrikai kt Ausztrália Svédország Lettország Franciaország Kanada Svédország Törökország Spanyolország USA Brazília Mexikó UK India Irán
IS: magok, H: Helianthus annuus cv. Bhanu IS: talaj, ES H: Helianthus annuus, TT: micélium IS: hóborította alpesi talaj, ES
Kína India Ausztria Kína Ausztria
H: Bistorta vivipara egyed, IS: gyökérzet
Norvégia
H: Protea lepidocarpodendron IS: talaj, ES H: Populus tremula, ES H: Alnus incana, IS: faanyag IS: T. melanosporum talaj, „kiégett terület”, ES IS:erdei talaj, ES H: Fraxinus excelsior H: Holcus lanatus IS: szavanna talaj (0 - 10 cm) Prosopis glandulosa alatt, ES IS: gyökérendofiton, H: cukorrépa H: Rosa sp., TT: szár IS: tőzeg, ES
Átfedés (Coverage)
Hasonlóság (Similarity)
112
6
REF106
REF109
7
REF123
REF128
REF130
REF132
REF140
8
9
REF144
REF148
REF150
10
REF154
Leptosphaeria sp. (DQ093683) u. aszkuszos gomba c. (EF154351) u. aszkuszos gomba c. (HM162252) u. aszkuszos gomba c. (EU358787) u. aszkuszos gomba c. (EU177123) u. talaj gomba c. (EU490117) Alternaria sp. (HQ630996) Thielaviopsis basicola is. (GQ131878) Alternaria longissima is. (DQ865104) Setophoma sacchari (FN394730) Hypocreales sp. (GQ923970) u. endofiton gomba c. (EF505610) aszkuszos gomba sp. (EF672299) Setophoma sacchari (AB499793) endofiton gomba st. (FJ450016) u. talaj gomba c. (EU480270) u. gyökérasszociált gomba c. (EU144602) gyökérasszociált gomba sp. (EU144366) u. gyökérasszociált gomba c. (FJ449545) u. talaj gomba c. (EU480184) u. gyökérasszociált gomba c. (EU144953) Pleosporales sp. (GQ923954) u. Pleosporales c. (GQ924050) gomba sp. (FJ449549) u. root-associated gomba c. (EU145013) u. root-associated gomba c. (FJ361958) gyökérasszociált gomba sp. (EU144367) u. talaj gomba c. (EU479732) u. gyökérasszociált gomba c. (FJ361994) u. talaj gomba c. (EU480264) u. root-associated gomba c. (EU145010) u. Pleosporales c. (GQ924025) Pleosporales sp. (GQ923972) u. gyökérasszociált gomba c. (EU144759) u. mikorrhizás gomba c. (AY929107) u. Pleosporales c. (HQ389473) u. Pleosporales c. (GQ924053) Periconia macrospinosa st. (FJ536208) u. aszkuszos gomba c. (HM162309) u. Periconia c. (GU055658) Periconia macrospinosa (AJ246159) Pleosporales sp. (GQ923975) u. talaj gomba c. (DQ420990) Periconia sp. (HQ631028) Periconia macrospinosa (FN393421) u. gomba c. (HQ260291) Massarina sp. (GQ141701) Periconia sp. (HQ130695) Massarina igniaria st. (EU715627) u. gomba c. (GQ999275) Periconia macrospinosa st. (HQ328037) Periconia sp. (FJ903341) endofiton gomba sp. (EU685980) Massarina igniaria st. (GQ377480) Periconia macrospinosa (AM262349) endofiton gomba sp. (EU977233) u. talaj gomba c. (EU480177) Embellisia sp. (AY345356) u. gyökérasszociált gomba c. (FJ362231) Embellisia astragali st. (FJ914716) Embellisia sp. (AY864335) Alternaria japonica (AY154703) Embellisia sp. (AF212309) u. talaj gomba c. (EU480175) u. gyökérasszociált gomba c. (EU144461) Embellisia telluster st. (FJ357316) Embellisia allii (AY278840) Embellisia allii (AB477430) Pleospora papaveracea is. (DQ885386) Chalastospora gossypii (FN868458) u. gomba (FN397304) Curvularia inaequalis (FM163616) u. Ascomycota c. (HM161938) u. endophytic gomba c. (EF505555) Curvularia coicicola (AB453880) Curvularia inaequalis st. (HM101095) Curvularia inaequalis st. (AF120261) u. ascomycete c. (EU489922) Curvularia inaequalis (AF313409) u. talaj gomba c. (DQ420883) Curvularia geniculata (AB245085) Curvularia inaequalis st. (AY941256)
IS: Pinus sylvestris pusztuló gyökér, ES H: Fagopyrum esculentum gyökér, ES IS: fű gyökér, ES H: Capsicum annuum, ES H: Capsicum annuum, IS: gyökér IS: szavanna talaj (0 - 10 cm) Prosopis glandulosa alatt, ES H: Miscanthus giganteus IS: barack gyökér, TT: micélium H: Linaria hegelmaieri H: Holcus lanatus IS: Ojuelos, H: Bouteloua gracilis H: Zea mays, IS: levelek, szár, magok ES H: Coffea arabica H: Allium fistulosum
Litvánia
IS: talaj-kéreg, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: talaj-kéreg, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: füves területek, H: Bouteloua gracilis IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: Bouteloua gracilis rizoszféra-talaj, ES IS: gyökér, H: Sporobolus cryptandrus, ES IS: talaj-kéreg, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökerek, Konza Préri, H: Bouteloua gracilis IS: Oujelos, H: Bouteloua gracilis IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES IS: gyökér; félszáraz füves területek, H: Stipa hymenoides, ES IS: gyökér, H: Sporobolus cryptandrus, ES IS: gyökerek, SNWR, H: Bouteloua gracilis IS: C4 füvek gyökerei IS: fű gyökér, ES IS: füves terület talaj IS: Avena sativa cv. Gerald gyökér IS: Ojuelos, H: Bouteloua gracilis IS: talaj, ES H: Saccharum officinarum H: Holcus lanatus gyökér IS: gyökér, H: Ericaceae, ES IS: barnarizs, H: rizs H: Warburgia ugandensis IS: branch, H: Taxus globosa IS: levegő minta, ES
USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM Kanada: SK USA: SD USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: NM USA: KS Mexikó USA: NM USA: UT USA: NM USA: NM USA: KS USA: TX Ausztria UK Mexikó USA: MN USA: LA Spanyolország USA: AK
IS: pusztuló faanyag, H: Picea abies H: Cheilolejeunea sp. H: Taxus globosa, IS: ágak H: Dactylis glomerata H: Macairea thyrsiflora IS: talaj-kéreg, ES H: Hennediella heimii IS: gyökér, H: Sporobolus cryptandrus, ES
Lettország Peru Mexikó Spanyolország Peru USA: NM Antarktisz USA: NM
H: Hennediella heimii H: Raphanus sativus (levelek) IS: talaj-kéreg, ES IS: gyökér, H: Bouteloua gracilis, ES H: Oxytropis spp.
Antarktisz Iran Antarktisz USA: NM USA: NM USA: NM
H: Allium sativum H: Papaver somniferum H: Pinus halepensis IS: Tuber melanosporum talaj, „kiégett terület”, ES IS: orrüregi váladék IS: fű gyökér, ES H: Zea mays, IS: levelek, szár, magok, ES IS: Coicis lacryma-jobi L.
Kína Spanyolország Spanyolország Franciaország Olaszország USA: TX USA Kína
IS: szavanna talaj (0 - 10 cm) C4 fűvek alatt, ES
USA
IS: talaj, ES H: Agrostis stronifela
USA: MN Japán
USA: TX Mexikó Mexikó USA TX USA: IL Olaszország Spanyolország Spanyolország Mexikó USA Kolumbia Japán
Mexikó
96 100 100 100 100 100 100 94 95 100 100 100 99 98 100 100 100 100 96 99 99 100 99 93 100 100 100 100 100 100 100 100 100 98 99 96 96 100 100 99 95 95 100 100 92 100 93 96 93 100 93 90 93 91 81 88 100 100 100 100 100 100 100 100 96 97 96 92 100 100 100 100 100 99 100 98 98 100 100 100 99 92
86 100 99 99 99 99 98 99 99 100 99 99 99 99 99 97 97 96 96 97 97 97 97 97 97 97 97 97 99 99 99 99 96 99 98 99 99 99 99 89 100 99 97 97 99 97 98 97 97 94 97 97 96 97 100 97 100 99 99 99 99 95 99 99 99 99 99 98 94 92 100 100 99 100 99 100 99 97 97 97 97 100
113
11
12
13
14
REF158
REF165
REF168
REF210
Microdochium bolleyi (AM502264) Microdochium bolleyi st. (GU566298) Microdochium sp. (AJ279489) Microdochium sp. (HQ630981) u. gomba (FN391313) Xylariales sp. (EU755004) u. endofiton gomba c. (EF505625) Microdochium sp. (FJ439588) aszkuszos gomba sp. (AY243053) Microdochium bolleyi (AM924150) u. Xylariales c. (GQ924061) Microdochium bolleyi is. (HM007082) Microdochium sp. (FJ536210) u. Xylariales c. (DQ317371) gomba sp. (HM036626) Thermoascus crustaceus st. (EU021597) Byssochlamys verrucosa (DQ073329) Thermoascus crustaceus (U18353) Penicillium inflatum (AJ608959) Penicillium inflatum st. (AF033393) Thermoascus crustaceus st. (FJ389925) Aspergillus wenti is. (FJ537089) Aspergillus wentii is. (EF652158) Aspergillus dimorphicus (FR727119) Aspergillus heteromorphus (AJ876879) Talaromyces leycettanus st. (AF454080) u. Plectosphaerella c. (GU327453) Phyllachoraceae sp. (EU755008) u. gomba (FM875855) Plectosphaerella sp. (FJ430715) u. aszkuszos gomba c. (AY615882) u. aszkuszos gomba (AM901905) u. gomba c. (GQ921802) Plectosphaerella cucumerina st. (EF495236) Plectosphaerella sp. (GQ407099) Plectosphaerella cucumerina st. (DQ779781) Plectosphaerella cucumerina (AJ492873) Plectosphaerella cucumerina (FM178318) Plectosphaerella sp. (HQ008920) Plectosphaerella cucumerina (AB469880) Colletotrichum pisi st. (EU400150) Fusarium sp. (HQ166538) Hypocreales sp. (GQ923966) Fusarium acuminatum st. (HM068325) Fusarium sp. (GU480954) Fusarium sp. (GQ505464) Fungal sp. (GQ866861) u. gyökérasszociált gomba c. (FJ362249) Fusarium solani (AB470848) Fusarium sp. (EU910079) Fusarium tricinctum (FJ233196) Hypocreales sp. (EU754934) Gibberella avenacea is. (EU255801) u. Fusarium c. (EU003042) u. talajbeli gomba c. (DQ421028) Fusarium tricinctum (AY188923) endofiton gomba is. (EU167917) u. Gibberella (FM178250) Gibberella pulicaris st. (FJ481029)
IS: rizoszféra, H: Phalaris arundinacea H: Phragmites australis gyökér H: Miscanthus giganteus IS: Tuber melanosporum talaj, „kiégett terület”, ES IS: talaj és repce gyökér, ES H: Zea mays, IS: levelek, szár, magok , ES IS: talaj H: Ammophila arenaria, IS: növények H: Elymus farctus H: Bouteloua gracilis, IS: gyökér, ES IS: Stipa grandis, IS: gyökér H: C4 füvek gyökere IS: Ross Sea régió, ES H: Pinus sylvestris, IS: gyökérvég
Czech Rep. Germany USA: IL France USA UK USA: CA Spain USA: SD China USA: KS Antarctica Lithuania Australia
TT: micélium Bulgaria H: Parthenium argentatum
USA
IS: levélfelszín IS: befertőződött kultúra
Czech Rep. Brazil
H: Epipactis helleborine, IS: mikorrhizált csemete, ES IS: talaj és repce gyökér, ES IS: biofilter, ES
Czech Rep.
IS: rizoszféra, ES IS: háztartási por, ES IS: talaj, ES IS: Paris polyphylla var. yunnanensis rizóma H: Musa acuminata, IS: gyökér, N: endofiton gomba IS: talaj H: burgonya fonalféreg H: Arrabidaea candicans H: Homo sapiens szaruhártya
Czech Rep. Nedherlands Finland Australia China Malaysia UK Australia Ecuador
H: Buxus sempervirens, IS: fertőzött levelek H: Bouteloua gracilis
Switzerland USA: SD
H: búza, IS: szemek
Mexico USA: TX China USA: NM China
H: Spiranthes sinensis (Pers.) Ames H: Yucca glauca, IS: gyökér, ES H: Larix gmelinii var. principis-rupprechtii H: Cicer arietinum H: kiwi gyümölcs IS: talaj repce gyökér, ES H: alma csemete, IS: gyökér, ES IS: talaj, ES H: Picrorhiza kurrooa IS: víz, ES H: Populus sp., IS: gyökér
China
USA: MN
100 100 100 100 100 100 100 98 96 92 92 90 92 66 83 99 99 99 99 99 98 95 95 95 99 99 100 100 100 100 100 98 98 100 100 98 100 96 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 99 100 100
100 100 100 99 99 99 99 100 99 100 99 99 100 100 99 87 87 87 87 87 87 88 88 88 87 87 99 99 99 99 99 99 99 99 98 99 98 99 98 98 97 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 100 99 99
A DSE csoportok reprezentáns izolátumainak ITS szekvenciáival legnagyobb hasonlóságot mutató GenBank találatok. Rövidítések: nem tenyésztett (u, uncultured), klón (c, clone), izolátum (is, isolate), törzs (st, strain), gazdanövény (H, Host), Izolálási hely (IS, Isolation Source), Szövet típus (TT, Tissue Type), Környezeti minta (ES,Environmental Sample)
114
12. PUBLIKÁCIÓS LISTA A PhD-dolgozat témájához kapcsolódó publikációk: Impakt faktorral rendelkező tudományos folyóiratban megjelent cikkek: Knapp DG, Kovács GM, Zajta E, Groenewald JZ, Crous PW. 2015. Dark septate endophytic pleosporalean genera from semiarid areas. Persoonia 35: 87-100. IF: 4,225 Vági P, Knapp DG, Kósa A, Seress D, Horváth A, Kovács GM. 2014. Simultaneous specific in planta visualization of root-colonizing fungi using fluorescence in situ hybridization (FISH). Mycorrhiza 24: 259–66. IF: 2,985 Knapp DG, Pintye A, Kovács GM. 2012. The dark side is not fastidious – dark septate endophytic fungi of native and invasive plants of semiarid sandy areas. PLOS ONE 7: e32570. IF: 3,730 Impakt faktorral nem rendelkező tudományos folyóiratban megjelent cikkek: Knapp DG, Kovács GM. 2010. A Medicago minima gyökérendofiton gombáinak vizsgálata a fülöpházi félszáraz homokterületen. Mikológiai Közlemények – Clusiana 49: 67–77. Konferencia – összefoglalók: Knapp DG, Kovács GM, Zajta E, Groenewald JZ, Crous PW. 2014. Alföldi félszáraz területek új sötét szeptált endofiton (DSE) taxonjai. A Magyar Mikrobiológiai Társaság 2014. évi Nagygyűlése, Keszthely. [előadás, legjobb előadó díj] Kovács GM, Balázs TK, Blaszkowski J, Buscot B, Gáspár BK, Geml J, Knapp DG, Lukács AF, Németh JB, Seress D, Wubet T. 2013. Looking for the generalists in a specific environment: mycorrhizal and root-endophytic fungi of semiarid sandy areas. Power of Microbes. Primosten, Horvátország. [előadás] Knapp DG, Zajta E, Pintye A, Kovács GM. 2013. The dominant DSE lineages of semiarid sandy areas of the Great Hungarian Plain - What can they point out? Endophytes for plant protection: the state of the art, Berlin, Németország. [előadás] Horváth ÁN, Seress D, Knapp DG, Vági P, Kovács GM. 2013. Fluoreszcens in situ hibridizációs módszer optimalizálása növény-gomba kölcsönhatások vizsgálatára. A Magyar Mikroszkópos Társaság Éves Konferenciája. Siófok. [előadás] Knapp DG, Kovács GM. 2012. Félszáraz homokgyepek sötét szeptált endofiton gombáinak ISSR (inter sample sequence repeat) vizsgálata. A Magyar Mikrobiológiai Társaság 2012. évi Nagygyűlése, Keszthely. [előadás, legjobb előadó díj] Knapp DG, Pintye A, Kovács GM. 2012. Őshonos és inváziós növények gyökérendofiton gombáinak vizsgálata alföldi félszáraz területeken. V. Magyar Mikológiai Konferencia, Budapest. [előadás]
115
Knapp DG, Pintye A, Kovács GM. 2011. Study of dark septate endophytic fungi colonizing invasive and indigenous plants on semiarid sandy areas. XVI. Congress of European Mycologists (CEM), Halkidiki, Görögország. [előadás] Knapp D, Kovács GM. 2009. Study of root colonizing dark septate endophytic fungi of invasive and indigenous plants of semiarid sandy areas. Second Central European Forum for Microbiology (CEFORM), Keszthely. [poszter, legjobb poszter díj] Knapp D, Seress D, Kovács GM. 2009. Inváziós növények nempatogén gyökérkolonizáló gombáinak vizsgálata félszáraz homokterületeken. VIII. Magyar Ökológiai Kongresszus, Szeged. [poszter] A PhD-dolgozat témájához nem kapcsolódó publikációk: Impakt faktorral rendelkező tudományos folyóiratban megjelent cikkek: Schoch CL, Seifert KA, Huhndorf S, Robert V, Spouge JL, Levesque CA, Chen W, and Fungal Barcoding Consortium (…, Knapp DG, …, Kovács GM, …). 2012. Nuclear ribosomal internal transcribed spacer (ITS) region as a universal DNA barcode marker for Fungi. Proceedings of the National Academy of Sciences USA 109: 6241– 6245. IF: 8,910 Konferencia – összefoglalók: Németh JB, Knapp DG, Tamás L, Ohm RA, Lipzen A, Nolan M., Barry KW, Grigoriev IV, Spatafora JW, Kovács GM. 2014. Szimbiózis ortológ gének vizsgálata gyökér kolonizáló sötét szeptált endofiton gombákban. A Magyar Mikrobiológiai Társaság 2014. évi Nagygyűlése, Keszthely. [előadás] Simon J, Knapp DG, Vági P, Lukács AF, Németh JB, Borsodi AK, Kovács GM. 2014. Szimbionta baktériumok kimutatása és azonosítása félszáraz területen élő gyökér endofita gombák esetében. A Magyar Mikrobiológiai Társaság 2014. évi Nagygyűlése, Keszthely. [előadás] Németh MZ, Bóka K, Kovács GM, Knapp DG, Seress D, Preininger É. 2014. Egy endofiton gomba interakciója in vitro növényi rendszerekkel. A Magyar Mikroszkópos Társaság Éves Konferenciája. Konferencia. Siófok. [előadás]
116
117
