Biológiailag aktív anyagok kölcsönhatása sejtmembránt modellezı rendszerekkel

Doktori értekezés

Biológiailag aktív anyagok kölcsönhatása sejtmembránt modellezı rendszerekkel Schnöller Donát

ELTE TTK Kémia doktori iskola Iskolavezetı: Dr. Inzelt György egyetemi tanár Analitikai, kolloid- és környezetkémia, elektrokémia program Programvezetı: Dr. Záray Gyula egyetemi tanár Témavezetı: Dr. Kiss Éva egyetemi tanár ELTE Fizikai Kémiai Tanszék Budapest, 2012

Köszönetnyilvánítás Ez úton szeretnék köszönetet mondani Dr. Inzelt György egyetemi tanárnak, az ELTE TTK Kémia Doktori Iskola vezetıjének, valamint Dr. Záray Gyula egyetemi tanárnak, az Analitikai, kolloid- és környezetkémia, elektrokémia program vezetıjének, amiért lehetıvé tették, hogy doktori munkámat elkészíthessem. Köszönöm Dr. Gilányi Tibor egyetemi tanárnak, a Határfelületi és Nanoszerkezetek Laboratórium vezetıjének, hogy lehetıvé tette és jó tanácsaival elısegítette a laboratóriumban való munkámat. Külön köszönettel és tisztelettel tartozom témavezetımnek, Dr. Kiss Éva egyetemi tanárnak maximális segítségéért, hasznos tanácsaiért, gondolataim helyes irányba való tereléséért és megértı türelméért, amelyek nagymértékben hozzásegítettek doktori munkám elvégzéséhez és disszertációm megírásához. Szeretném megköszönni Hórvölgyi Zoltánné Petı Idának a gyakorlati munkám során nyújtott folyamatos maximális segítségét, türelmét együttmőködését, intelmeit és jó tanácsait. Köszönettel tartozom Pénzes Csanád Botondnak az atomi erı mikroszkópiás (AFM) felvételekért, a közös munkáért és a folyamatos együttmőködésért. Köszönetemet fejezem ki Gyulai Gergı, Dr. Hill Katalin, Kobzi Balázs, Pribransky Kinga kollégáimnak a közös munkáért, segítségért és együttmőködésért. Köszönetet mondok Dr. Bısze Szilvia tudományos fımunkatársnak, Dr. Horváti Kata tudományos munkatársnak, és az MTA-ELTE Peptidkémiai Kutatócsoportnak a kísérleteim során felhasznált hatóanyagok szintetizálásáért, és szakmai együttmőködésükért. Köszönöm Kiskó Máriának a készséges segítségét.

A dolgozat a TB-Inter Jedlik pályázat, valamint az OTKA 68120 és 68358 támogatásával készült.

Tartalom

1 Bevezetés

3

2 Irodalmi áttekintés

6

2.1

6

Határfelületek

2.1.1 Monomolekulás film képzıdése folyadék-gáz határfelületen

7

2.1.2 Filmképzı anyagok

7

2.2

8

A Langmuir-filmek

2.2.1 Oldalnyomás-terület izoterma

9

2.2.2 Egyszerő membrán modellek – Lipid filmek

13

2.2.3 A lipid Langmuir-filmek alkalmazásának áttekintése

15

2.3

20

Langmuir-Blodgett filmek

2.3.1 Szilárd hordozók

21

2.3.2 Az LB-film elıállítása

21

2.3.3 Az LB-film vizsgálata

22

2.4

24

Antibakteriális hatóanyagok

2.4.1 In silico azonosított hatóanyagjelöltek és konjugátumaik

24

2.4.2 Antibakteriális polimerek

24

2.5

26

A membrán affinitás jellemzése

3 Célkitőzés

28

4 Kísérleti anyagok és módszerek

30

4.1

30

Kísérleti anyagok

4.1.1 Membránalkotó lipidek

30 1

4.1.2 Hatóanyagok

31

4.1.3 Egyéb anyagok

35

4.2

36

Kísérleti módszerek

4.2.1 Langmuir-technika

36

4.2.2 Langmuir-Blodgett film készítése

40

4.2.3 Atomi erı mikroszkópia

41

5 Eredmények és értelmezésük

43

5.1 Lipid monorétegek

43

5.1.1 A különbözı lipid rendszerek oldalnyomás-terület izotermái

43

5.1.2 A lipid Langmuir-filmek stabilitása

51

5.2

54

Penetráció mérések

5.2.1 Antituberkulotikum jelölt molekulák

54

5.2.2 Hatóanyag konjugátumok penetrációja

56

5.2.3 A penetrációs küszöb

63

5.2.4 Antimikrobiális polimerek penetrációja

67

5.3 Szerkezetváltozások

72

6 Összefoglalás

80

7 Summary

81

8 Irodalomjegyzék

82

9 Rövidítések

91

2

1 Bevezetés A tuberkulózis (TBC) a világ egyik vezetı, halálos kimenetelő, baktérium okozta krónikus betegsége. A kórokozó Mycobacterium tuberculosis (Mtb) humán patogén baktérium több mint 8 millió embert fertız meg, és közel két millió ember halálát okozza évente [1]. Az Egészségügyi Világszervezet (World Health Organization, WHO) 2012-ben megállapította, hogy 2011-ben 8,7 millió új TB fertızést (közöttük 13% HIV vírussal is fertızöttet) regisztráltak, továbbá 1,4 millió ember halt meg tuberkulózisban, közöttük közel egy millió HIV-negatív, valamint 430 000 HIV-pozitív egyén halálesetét jegyezték fel. A tuberkulózis az egyik vezetı halálokozó a nık körében, 300 000 HIV-negatív, és 200 000 HIV-pozitív nı halt meg tuberkulózisban 2011-ben. India, Kína, az Orosz Föderáció és DélAfrika lakosságában lévı fertızöttek teszi ki a világ hatóanyag multirezisztens tuberkulózis (MDR-TB) fertızöttjeinek 60%-át. A hatóanyag multirezisztens tuberkulózis (MDR-TB) által fertızöttek legnagyobb része Kelet-Európában és Közép-Ázsiában van. A gyerekek körében fél millió fertızést és 64 000 halálesetet jegyeztek fel 2011-ben. [2]. A Mtb sejtfallal rendelkezı obligát parazita, amely gyógyszerekkel szemben rendkívül ellenálló [3, 4]. A Mtb meglehetısen nagy, 2-4 µm hosszú és 0,2-0,4 µm átmérıjő, pálcika alakú baktérium (bacillus). A gazdaszervezet bizonyos immunsejtjeiben (makrofágokban) képes a túlélésre (fakultatív intracelluláris élısködı), és lassan, 15-20 óránként osztódik. A Mtb aerob bacilus, így a TBC betegség során klasszikus esetben mindig a levegıvel jól átjárt, magasabb tüdılebenyekben találhatók a baktériumtelepek. A Mycobacterium fajokat saválló baktériumokként tartják nyilván, mert bizonyos festékeket sejtfaluk nem ereszt át, illetve savas oldattal való kezelés után megtartják színezetüket [5]. A Mtb sejtfal szerkezete külön figyelmet érdemel, mert egyedülálló a prokarióták között és a baktérium virulenciáját jelentısen meghatározza. Az összetett sejtfal tartalmaz peptidoglikánokat (mureint) is, de a mikobaktérium sejtfala 60%-ban különbözı lipidekbıl áll. A sejtfalat más alkotók mellett a mikolsav és az un. cord faktor D építik fel. A mikolsav erısen hidrofób lipid, melybıl a baktérium körüli lipid váz épül fel, és a sejt felszínének állandó tulajdonságait adja. Ez teszi a baktériumot a kationos fehérjékkel és a szabad oxigén gyökökkel szemben ellenállóvá, és ez teszi ki a sejt burkolat (sejthártya+sejtfal) száraz tömegének 50%-át. A cord faktor a spirális baktérium telepek kialakulásában játszik szerepet. Az emlıs sejtek számára mérgezı, a fehérvérsejtek (leukociták) vándorlásának inhibitora, és a kórokozó sejtvonalak termelik nagy mennyiségben [5]. 3

A tuberkulózis terápiája során sok nehézség lép fel. A gyógyulás jelenleg sokáig tartó, nagy dózisú, több hatóanyagból álló gyógyszeres kezeléssel érhetı el, ráadásul a jelenlegi gyógyszerek toxikus hatásúak, amelyeknek súlyos mellékhatásaik vannak, mint például máj és vesekárosodás, továbbá könnyen kialakul a Mtb gyógyszerrel szembeni rezisztenciája. A gyógykezelés idıtartamának lerövidítése és a káros mellékhatások csökkentése szükséges. Ennek érdekében több irányban folynak kutatások új gyógyszerek kifejlesztésére. Az egyik lehetıség a meglévı, ma is használatos gyógyszerek, mint például az izoniazid (INH) módosításával (konjugálásával) nagyobb hatékonyságú gyógyszer elıállítása. A módosítást olyan módon tervezik, hogy a célsejt felületén elhelyezkedı specifikus receptorokon való kötıdést segítse elı, vagy a hatóanyag polaritását változtassa meg oly módon, hogy várhatóan növekedjen a sejtmembránnal való kölcsönhatása. Egy másik módszer a hatékony gyógyszerjelölt molekulák megtalálásának új metódusa: a különféle molekulák „in silico” (számítógépes szimulációs) azonosítása, melyek képesek blokkolni a baktérium életfontosságú enzimjeit. Az enzim kristályszerkezetének ismeretében annak aktív centrumába illeszkedı molekulák közül a gyógyszerjelölteket további szelekcióval választják ki. Az antibakteriális hatóanyagok nagy csoportjának aspecifikus hatásmechanizmusa a sejtmembrán szerkezetének megzavarásán, a lipid kettısréteg roncsolásán alapul. Erre a membránroncsolásra vagy „kilyukasztásra” általában kationos molekulák, peptidek, polimerek (pl. penetratin) alkalmasak. Ilyen célra szintetikus polielektrolitokat is fejlesztenek, melyek szerkezetét, polaritását, töltését, hidrofób jellegét szisztematikusan változtatják, keresve a leghatásosabb anyagot. Munkám során a fent említett módszerekkel elıállított hatóanyag jelöltek sejtmembrán modellhez való affinitását vizsgáltam Langmuir, illetve Langmuir-Blodgett technikával. A gyógyszereknek a fertızött célsejt elérése érdekében különféle membránokon kell keresztüljutniuk, ezért a gyógyszerjelölt molekulák lipid membránnal való molekuláris kölcsönhatását vizsgáltam elsısorban. A legegyszerőbb biológiai szervezetek is rendkívül összetett felépítésőek. Alkotó elemeik különbözı szervezıdési szinteken bonyolult kapcsolathálózatot hoznak létre, amely folyamatos, dinamikus változásban van. Az ilyen összetett rendszerek vizsgálata meglehetısen bonyolult, különösen akkor, ha egy adott folyamat kapcsán szeretnénk meghatározni az azt befolyásoló paramétereket. Ennek kiküszöbölésére érdemes olyan modell rendszereket létrehozni, melyek lehetıség szerint a legegyszerőbbek, de a vizsgálni kívánt folyamatokat jól modellezik. A 4

biológiai folyamatok nagy része határfelületeken zajlik, melyek különbözı összetételő térrészeket határolnak el egymástól. A határfelület minısége jelentısen befolyásolja, hogy milyen természető anyagok képesek azzal kölcsönhatásba lépni: megkötıdni, vagy átjutni azon. A Langmuir monoréteg az egyik legegyszerőbb sejtmembrán modell. Sokkal kevésbé komplex, mint bármelyik biológiai membrán, de egy jól definiált rendszer, mely lehetıvé teszi sok paraméter változtatását, mint például a tömörségét, denzitásét, a lipidek természetét úgy, mint az alsó fázis összetételét és a hımérsékletét [6, 7]. A Langmuir monoréteg technika elterjedt módszer a membránt alkotó lipidek, a gyógyszerjelölt molekulák és más összetevık közötti molekuláris kölcsönhatás jellemzésére [8-14]. Az amfifil (hidrofób és hidrofil molekularészt egyaránt tartalmazó) lipid molekulákból álló rendezett, tömör, egyenletes vastagságú monomolekuláris réteg Langmuir mérlegben levegı-víz határfelületen készült.

5

2 Irodalmi áttekintés

2.1 Határfelületek Két fázis egymással való érintkezése során létrejövı átmeneti réteget határfelületnek nevezzük [15, 16]. A határfelület az azt létrehozó két fázis segítségével definiálható, de mindkét tömbfázistól különbözik, fizikai és kémiai tulajdonságai az átmenet irányában változnak, az arra merıleges síkban viszont azonosak. A határfelületi réteg vastagsága általában néhány molekularéteg, amely a tömbfázisokéhoz képest elhanyagolhatóan kicsi. A kolloidkémia a határfelületeket és a diszperz rendszereket vizsgálja. A határfelületek az azokat létrehozó fázisok halmazállapota alapján csoportosíthatók: fluid: folyadék-gáz és folyadék-folyadék, illetve nem fluid vagy szilárd határfelületek: szilárd-gáz, szilárd-folyadék, szilárd-szilárd [15]. A határfelület vastagsága és lokális tulajdonságai általában nem mérhetı mennyiségek. A határfelület jellemzésére olyan integrált mennyiségeket kell bevezetni, melyek mérhetık, vagy valamilyen mérésbıl számolhatók. Ezek a mennyiségek általánosan a következı integrál formájában adhatók meg:

xγ=∫αβ X (z)dz, melyben X a határfelület valamely lokális tulajdonsága és z a határfelületre merıleges koordináta. Az integrál az α fázisból a β fázisba történı átmenet során az X mennyiség összegzését jelenti [15]. A határfelületnek a tömbfázisok energiájához képest többletenergiája van. Ez a többletenergia a határfelületen lévı molekulák szomszédjaikkal való kölcsönhatásának, illetve a szomszédok számának következményeként jön létre. A felületi többletenergia miatt a határfelület létrehozásához munkát kell végezni. Ennek következtében a felület síkjában a felületet összehúzó erı hat. Egységnyi hosszúságú szakaszra vonatkoztatva ezt az erıt nevezzük felületi feszültségnek. Szintén a felületi többletenergia következménye, hogy bizonyos anyagok a határfelületen a tömbfázisokétól eltérı mennyiségben lehetnek jelen, (dúsulhatnak, illetve elszegényedhetnek). A tömbfázisban oldott felületaktív anyag molekuláinak felületen való dúsulását pozitív adszorpciónak, míg a felületen kialakuló, az

6

egyenletes

eloszláshoz

képest

csökkent

felületaktív

anyag

koncentrációt

negatív

adszorpciónak nevezzük [15, 17, 18].

2.1.1Monomolekuláris film képzıdése folyadék-gáz határfelületen A folyadék-gáz határfelületen egy molekularéteg vastagságú film kétféleképpen alakulhat ki. Az egyik folyamat az adszorpció, mikor a folyadékban oldott, felületaktív anyag molekulái a határfelületen feldúsulnak [15, 16, 19]. A másik lehetıség a monomolekuláris film képzésére a felületaktív anyag folyadék felszínre való terítése.

2.1.2 Filmképzı anyagok A filmképzı anyagok minden esetben amfipatikus molekulák, azaz hidrofób és hidrofil molekularésszel egyaránt rendelkeznek. A folyadékból történı adszorpció esetén a molekuláknak szükségszerően jól kell oldódniuk vízben, azonban apoláris molekularészletük miatt a határfelületen való elhelyezkedésük kedvezıbb. Vízre terítés esetén a víz és a filmképzı anyag közötti kölcsönhatás határozza meg, hogy az anyag mennyire képes filmet képezni a víz felületén. Ha a víz molekulái között nagyobb a vonzó kölcsönhatás, mint az anyag és a víz molekulái között, akkor az anyag jelentıs hányada a felületen marad [22]. Langmuir-filmet olyan anyagból lehet képezni, amely hidrofil részeinek vízhez való affinitása megfelelı, ugyanakkor hidrofób része elég nagy ahhoz, hogy a molekula ne tudjon a vízbe beleoldódni [17, 20, 21, 23, 24]. Doktori munkám során filmképzı anyagként különbözı lipideket használtam. Az egyik a Phospholipon® 100 H, mely egy tiszta foszfatidilkolin-zsírsav készítmény, ami 85 t% sztearin savat, valamint 15 t% palmitin savat tartalmaz. A másik filmképzı anyag, amit a legtöbb

mérésben

alkalmaztam

a

dipalmitoil-foszfatidilkolin

(DPPC),

mely

két

palmitinsavnak és egy foszfokolinnak (2-foszfo-acetoxi-N,N,N-trimetiletánamin) a glicerin (1,2,3 propántriol) észtere. Ezen kívül keverék lipid filmeket is elıállítottam és tanulmányoztam.

Töltéssel

rendelkezı

lipidként

a

negatív

töltéső

dipalmitoil-

foszfatidilglicernit (DPPG) kevertem a DPPC-vel. Míg az antituberkulotikumok vizsgálatához a Mycobacterium tuberculosis sejtfalában elıforduló mikolsavat kevertem különbözı arányban DPPC-hez.

7

2.2 Langmuir-filmek

Irving Langmuir Nobel-díjas amerikai fizikus és vegyész 1917-ben fejlesztette tovább Agnes Pockels készüléket, melyet késıbb Langmuir-mérlegnek neveztek el. Annak ellenére, hogy az amfifil molekulákkal már elıtte is sokan foglalkoztak – nemcsak Pockels és Rayleigh, hanem más francia és brit fizikusok is – mégis Langmuir-ról nevezték el ezt a rendszert, hiszen ı volt az elsı, aki ezen anyagok szerkezetének molekuláris szinten modern értelmezést adott. Az amfifil molekulákból álló, egyenletes vastagságú, folyadékfelszínen elhelyezkedı, molekulárisan rendezett réteget nevezzük Langmuir-filmnek [25]. Az oldatra terítéses módszerrel képzett Langmuir-filmek esetében az összes amfifil molekula a folyadék felületén, egymolekulás rétegben halmozódik fel. A Langmuir-filmet képezı molekulák mennyiségének és az adott folyadékfelszín nagyságának ismeretében a folyadékfelszín felületi borítottsága kiszámítható. A Langmuir-mérleg egy teflonból készült néhány mm mély kád, melynek szélességével párhuzamosan egy, vagy kettı polioxi-metilénbıl, vagy teflonból készült, a kád hosszúságával párhuzamosan mozgatható gát található, mely érintkezik a kádban lévı, és abból kidomborodó folyadékkal. A Langmuir-mérlegben lévı folyadék felületi feszültség változását Wilhelmy-lemezhez csatlakoztatott erımérı segítségével lehet nyomon követni. A felületi feszültség értékekbıl az oldalnyomás a következı egyenlet alapján számolható:

π=γo-γ ahol π az oldalnyomás, γo a tiszta víz felületi feszültsége, γ a mérés során a folyadékfelszín film jelenlétében mért pillanatnyi felületi feszültsége. Az oldalnyomás a film által a gát mozgása ellenében kifejtett (expanziós, vonal menti) nyomás. A Wilhelmy-lemez platinából készül, amely helyettesíthetı Whatman CHR1 kromatográfiás szőrıpapírral is. A kromatográfiás szőrıpapír méreteinek és száraz tömegének ismeretében ugyanúgy kiszámolható a felületi feszültség, mintha platina lemezt használnánk, elınye viszont, hogy a lemez tisztításának nehézségei nem állnak fent. A lemezre a folyadékfázis irányba a gravitációs erı, valamint a felületi feszültség hat, felfelé pedig a felhajtóerı [26].

8

A Wilhelmy-lemezre ható erı:

F= ρl g tl ll wl + 2γ tl wl cosθ – ρf g tf wf hf Ahol ρl a Wilhelmy-lemez sőrősége, tl ll és wl a lemez vastagsága, szélessége és hosszúsága, ρf a folyadék sőrősége, tf wf és hf, a lemez folyadékba merülı részének vastagsága, szélessége és hosszúsága, γ a folyadék felületi feszültsége, g a nehézségi gyorsulás, cosθ a folyadék peremszögének koszinusza a Wilhelmy-lemez felületén. Ha a folyadék tökéletesen nedvesíti a lemezt, akkor cosθ=1, így

π= γo- γ=-∆γ= ∆F/ 2 (tl+ wl) ahol ∆F a γo-hoz, illetve γ-hoz tartozó erık közötti különbség.

2.2.1 Oldalnyomás-terület izoterma A Langmuir-film a következıképpen hozható létre: A filmképzı anyag vízzel nem elegyedı, víznél alacsonyabb forráspontú oldószerrel alkotott híg oldatából néhány (10100)µl-t a víz felszínére kell csepegtetni. Az illékony oldószer elpárolgását követıen, mely néhány percet vesz igénybe, a víz felszínén csak a filmképzı molekulák találhatók egy rétegben, hidrofil részükkel a víz felé, illetve hidrofób részükkel a levegı felé orientálódva, film szigeteket alkotva. A gát mozgatásával a filmképzı anyag tömöríthetı egységes, összefüggı Langmuir-filmmé. A filmképzı molekulák csökkentik a víz felületi feszültségét, így az erımérıhöz kapcsolt Wilhelmy-lemez segítségével a kísérletileg mérhetı mN nagyságrendő erıkbıl számítható felületi feszültség adatokkal jellemezhetı a film állapota. A gát folyamatos mozgatásával, a vízfelszínre felvitt filmképzı molekulák rendelkezésére álló terület csökkentésével a filmet tömörítjük, miközben az oldalnyomást folyamatosan rögzítjük. Az oldalnyomást a terület függvényében ábrázolva kapható meg a Langmuir-film izotermája. A molekulatömeg és a felszínre felvitt molekulák mennyiségének ismeretében az egy molekulára jutó helyigény kiszámolható. A Langmuir-film állapotától függıen az izoterma különbözı meredekségő szakaszokat tartalmaz. A felvitel után a filmképzı anyag molekulái között nagy a távolság, a köztük lévı laterális kölcsönhatás minimális. Ezt gáz-analóg állapotnak nevezzük. Ideális esetben a film a gáz-analóg állapotban a felületi feszültséget minimálisan csökkenti (π < 0,05mN/m). A gát mozgatásával csökkentve a molekulák rendelkezésére álló területet a molekulák egyre közelebb kerülnek egymáshoz, és egy bizonyos területnél az oldalnyomás emelkedni 9

kezd. Ekkor alakul ki a film állapotában a gáz-analóg és a expandált folyadék-analóg (LE) átmenet. További összenyomás esetén a expandált folyadék állapotból kondenzált folyadék állapot (LC) alakul ki, az átmenet során az oldalnyomás gyakorlatilag változatlan. Ez sok anyag esetében pillanatszerő, de néhánynál platóként jelenik meg az izotermában. Erre jó

π (mN/m)

példa a dipalmitoil-foszfatidilkolin (DPPC) izotermája, mely az 1. ábrán látható.

50 45 40 35 30 25 20 15 10 5 0 15

20

25

30

35

40

45

50

55

60

65

70

75

80

85 90

95

2

A (Å /molek.)

1. ábra: DPPC oldalnyomás (π)-terület (A) izoterma (kompressziós szakasz, 24 ºC)

A kondenzált folyadék állapotú filmet tovább komprimálva a szilárd-analóg állapot (S) érhetı el, ekkor az oldalnyomás fokozottabban emelkedik, a görbe meredeksége növekszik. A Langmuir-film ebben az állapotában tömör, rendezett szerkezető. Ha a filmet még tovább komprimáljuk, akkor bekövetkezik a kollapszus, azaz a filmképzı molekulák már nem képesek tömörebb szerkezetet alkotni, ezért a film összetörik, és a monoréteg darabok egymásra csúsznak. Ekkor hirtelen oldalnyomás esés figyelhetı meg az izotermán. A kollapszus oldalnyomás értéke jellemzı a filmképzı anyagra. A 2. ábra az arachinsav izotermáját ábrázolja, melyen jól látható a kondenzált folyadék állapot és szilárd-analóg állapot közötti átmenet.

10

2. ábra: Arachinsav oldalnyomás (π)-terület (A) izoterma (kompresszió és expanzió, 24 ºC)

A fluiditás, vagy kompresszibilitás, fontos jellemzıje a monorétegnek [27]. A kompresszibilitási modulus (K) az oldalnyomás-terület izotermából határozható meg: K = −A

dπ dA

ahol A az egy molekulára jutó terület, π pedig az oldalnyomás. Ha az oldalnyomás meredeken emelkedik a film komprimálásával, az azt jelenti, hogy a film kevéssé összenyomható, merev, K értéke nagy. A Langmuir-filmek mechanikai tulajdonságai nagymértékben függnek a filmet alkotó molekulák típusától, arányától és a hımérséklettıl [12, 13]. Telítetlen szénláncot tartalmazó molekulák esetén a molekulák rendezettsége, a tömör illeszkedés fokozatosan alakul ki, így ezek a filmek nagyobb összenyomhatóságot mutatnak, vagyis lágyabbak, ami kisebb K értéknek felel meg. Leide P. Cavalcanti és munkatársai Brewster szög mikroszkópiával kombinálták disztearoil foszfatidil-etanolamin (DSPE), illetve dioleoil foszfatidil-etanolamin (DOPE) molekulákat tartalmazó lipid monorétegek oldalnyomás változásának vizsgálatát Langmuir kádban. Megállapították, hogy a tanulmányukban szereplı DOPE keverékek lágy

11

monorétegek, a K kisebb, mint a DSPE keverékek esetén, amelyek merevebb monorétegek [28]. Hogy egy adalék komponens beépülése a monorétegbe lágyítja vagy merevebbé teszi a réteget, a molekulaszerkezeti tulajdonságok mellett attól is függ, milyen a Langmuir-filmet alkotó molekulák felületi koncentrációja, vagyis mekkora az adott oldalnyomás. Z. Khattari és munkatársai is erre a következtetésre jutottak nátrium dodecilszulfát (NaDS) és dodeciltrimetilammóniumbromid (DTAB) metil-oktadekanoát Langmuir-film kompresszibilitására gyakorolt hatását tanulmányozva. Eredményeik azt mutatták, hogy a NaDS, illetve a DTAB jelenléte a monoréteg elaszticitására különbözıképpen hat. A különbözı felületaktív anyag koncentrációjú szubfázison felvett monoréteg izotermák megırizték a monoréteg jellegzetes viselkedését, ahogy azt fluoreszcenciás mikroszkópos felvételek mutatták. A NaDS koncentráció függvényében csökkentı kompresszibilitás volt megfigyelhetı 5mN/m oldalnyomásnál, míg 10mN/m-nél mindkét felületaktív anyag lággyá tette a monoréteget [29]. A szteránvázas vegyületek családjának leginkább elterjedt tagja, a koleszterin jellemzı komponense a sejtmembrán lipid kettısrétegének. A közel sík, győrős szerkezető molekulák szorosan illeszkedve egymáshoz, illetve a lipid alkil láncai közé, a felszínre merıleges orientációjúak. A foszfolipid és koleszterin keverék izotermákból meghatározott területek általában kisebbek, mint a komponensek egyedi területigényének összege. Ez a megfigyelés arra vezet, hogy erıs vonzó kölcsönhatásokat, illetve kedvezı illeszkedést tételezzünk fel a foszfolipid és a koleszterin molekulák között. Ez a magyarázata a koleszterin lipid réteget merevítı hatásának, a kompresszibilitási modulus növekedı értékének. Ugyanakkor azt is figyelembe kell venni, hogy a foszfolipid rendezett szerkezetei egy bizonyos hımérsékleten, Tm, fázisátmenetet mutatnak, amit a „láncok olvadásá”-nak is neveznek. A gélfolyadékkristály átmeneti hımérséklet felett a láncok rendezetlenek, és az alacsonyabb hımérsékleten csaknem kizárólag jellemzı transz konformáció a gél fázisban számos helyen gauche konformációjú kötéssé alakul. A koleszterin jelenlétének erıteljes hatása a foszfolipid kettısréteg tulajdonságaira a hımérséklettıl függ. A hatás abban nyilvánul meg, hogy folyadékkristály állapotban a szénláncok fluiditását csökkenti, míg gél állapotban növeli. [30]

2.2.2 Egyszerő membrán modellek – Lipid filmek Egy adott molekula sejtmembránnal való kölcsönhatásának felderítése érdekében különféle módszerek alkalmazhatók [6]. A folyamatokat élı sejteken in situ nyomon követéssel is lehet vizsgálni, vagy akár a sejtmembrán egy izolált darabjával is végezhetık kísérletek. Ez esetben 12

a membrán természetes összetételő, így a legjobban tükrözi az in vivo folyamatokat. Hátránya viszont, hogy éppen a sejtmembrán nagyfokú komplexitásából adódó számtalan zavaró tényezı miatt a vizsgálandó molekula membránnal való kölcsönhatása rendkívül nehezen vizsgálható. A fent említett vizsgálathoz célszerő egyszerőbb membránmodellt alkalmazni. Többféle modell membránt kifejlesztettek az eddigi kutatások során. A leggyakrabban alkalmazott modell a már több évtizede ismert lipid kettısréteg (BLM) (3. ábra) [31-34].

3. ábra A lipid kettısréteg sematikus rajza

Ez legfıképpen iontranszport folyamatok feltérképezésére, illetve membrán fehérjék specifikus mőködésének tanulmányozására használható. A széles körben elterjedt modellek közé tartoznak a lipid vezikulumok is (4. ábra) [35-38]. Az ezekkel folytatott kísérletek technikailag könnyen hajthatók végre, és különbözı spektroszkópiás analíziseket is el lehet velük végezni [39]. A vezikulumok belsejében lévı vizes fázis alkalmassá teszi azokat membrán permeabilitással kapcsolatos vizsgálatokra is. Hátránya, hogy számos lipidbıl nem lehetséges jól definiált szerkezető vezikulumokat elıállítani. A méret és réteg szám tekintetében homogén vezikulum szuszpenzió elıállítása is komoly nehézségekbe ütközik. Nem hagyható figyelmen kívül az a körülmény sem, hogy a vezikulumokat alkotó membrán görbületi sugara meglehetısen nagy, ami a membránt alkotó lipidek poláris fejcsoportjainak sztérikusan kedvezıtlen. Emiatt a vezikulum aggregáció és fúzió gyakori, spontán bekövetkezı jelenség.

13

4. ábra Többfalú és egyfalú liposzóma sematikus képe [40]

A lipid Langmuir monoréteg a sejtmembránnak csak egyik rétegét modellezi (5. ábra), ezért bizonyos vizsgálatokra, így a transzmembrán folyamatok tanulmányozására kevéssé alkalmas [41]. Transzmembrán folyamatok alatt az élı sejtek membrán kettısrétegein keresztül végbemenı anyag transzport értendı. Ide tartozik az endocitózis vagy fagocitózis, az exocitózis, az ionpumpákon keresztül végbemenı aktív iontranszport, az eukariota (valódi sejtmagvas) sejtek közé tartozó bizonyos típusú mirigysejtek szekréciója, a sejtek belsejében lévı sejtszervecskéken belül, illetve a sejtplazma és a sejtszervecskék között lejátszódó anyagtranszport, mint például a fotoszintézis, a terminális oxidáció, stb.

5. ábra Rendezett lipid monoréteg sematikus képe

Ugyanakkor a lipid Langmuir monoréteg molekuláris kölcsönhatások tanulmányozására sokkal inkább alkalmas, mint a kettıs rétegő modell. Kevésbé komplex, mint bármelyik biológiai membrán, emellett jól definiált rendszer, mely lehetıvé teszi számos paraméter változtatását, mint például a tömörségét, a lipidek természetét úgy, mint az alsó fázis összetételét és a hımérsékletét [6, 7, 42, 43]. A Langmuir-technikával képzett lipid 14

membránok összetétele tetszılegesen változtatható, melynek eredményeképpen a biológiai membránok összetételét közelítı modellrendszer állítható elı. A monoréteg modell kialakítására leggyakrabban választott lipid a DPPC. Tulajdonságai jól ismertek, nagy tisztaságban elérhetı, és a sejtmembrán meghatározó komponense. Emellett nagy mennyiségben fordul elı a tüdı felületaktív anyagban is. Zsírsav láncai telítettek, fejcsoportja ikerionos, fázisátmeneti hımérséklete 41oC. A természetben elıforduló más fejcsoportok a foszfatidil glicerin (PG) és a foszfatidil szerin (PS), amelyekben glicerin vagy szerin kapcsolódik a foszfát csoporthoz, és így ennek negatív töltése van [30]. A foszfatidilglicerin nagy mennyiségben (11%) található a tüdı felületaktív anyagban, valamint meghatározó komponense (20%) baktériumok sejtmembránjának [13, 44]. A DPPC és a DPPG kompatibilis keveréket képez, így a keverék monoréteg negatív töltéső membrán modelljeként használható. A vizsgálni kívánt biomolekula szerepéhez alkalmazott módon is összeállíthatjuk a modell lipid monoréteget [45-48]. Antituberkulotikus hatóanyaggal való kölcsönhatás tanulmányozásához a Mycobacterium tuberculosis sejtmembránjának fontos komponensét, a mikolsavat is a monoréteg membránba illeszthetjük [12, 49, 50]. A mikolsavak, hosszú szénláncú (60-90 szénatomos) zsírsavak keveréke, a mikobaktériumok sejtfalának 60%-át teszik ki, és nagyban felelısek azért, hogy a sejtfal nehezen járható át [51]. Különféle folyamatok és kölcsönhatások modellezhetıek a lipid filmek segítségével [52, 53]. A monoréteg technika alkalmas arra, hogy a membránt alkotó lipidek, valamint gyógyszerjelölt molekulák, vagy más összetevık közötti molekuláris kölcsönhatást kvantitatíve jellemezzük [8-10]. A lipid monoréteg Langmuir-mérlegben könnyen elıállítható, a körülmények pedig kontrollálhatóak. Azonos fizikai körülmények között különbözı lipidekbıl készült monorétegek azonos hatóanyagokkal különbözı mértékben lépnek kölcsönhatásba [8]. Modellezhetı egy, az extracelluláris mátrixból a célsejthez érkezı, vízoldható fehérje membránnal való kölcsönhatása is [54, 55]. Értékes információk nyerhetık az egyes hatóanyagok membránszerkezetre, illetve membrán permeabilitásra gyakorolt hatásáról, valamint a hatóanyag lipid rétegbe való behatolásáról (penetráció) és beépülésének módjáról.

2.2.3 A lipid Langmuir-filmek alkalmazásainak áttekintése A monoréteg technika széles körben elterjedt az elmúlt két évtizedben, mert egyszerő és könnyen kezelhetı eszközök alkalmazásával értékes információt szolgáltat a molekuláris kölcsönhatásokról [6, 8, 56]. 15

Egyre több közlemény jelenik meg különbözı hatóanyagok biológiai membránokhoz való affinitásának tanulmányozásáról. Az ilyen vizsgálatok hozzásegítenek a különbözı hatóanyagok hatásmechanizmusának felderítéséhez, melynek következtében korszerő gyógyszerhordozó rendszerek kifejlesztésére nyílik lehetıség, ami gyógyszerészeti és gyógyászati szempontból jelentıs. E. A. Montanha és munkatársai azt vizsgálták, hogy a nanobiotechnológiai alkalmazásokhoz szükséges, jelölt nukleinsavak nitrogén tartalmú bázisainak biológiai membránokra való horgonyzását segítik-e a liponukleozidok. Ennek felderítésére egyszerő sejtmembrán modellként Langmuir-monoréteget alkalmaztak, és tanulmányozták az öt lipidált nukleozid membránba való beépülését. Ezek a molekulák a kovalens kötéssel kapcsolódó lipid csoportokban különböznek egymástól, a nukleobázis és a hidrofób rész a nukleozidhoz kapcsolódik. Mind az öt lipidált nukleozidot felületaktívnak találták és alkalmasnak arra, hogy stabil monorétegeket képezzenek. Képesek voltak DPPC monorétegbe is beépülni, közülük négy megnövelte a DPPC izoterma oldalnyomását, és lecsökkentette a DPPC kompressziós modulusát. Ezzel ellenkezıleg az egyik, három alkillánc módosítással rendelkezı nukleozid erısen kondenzált monoréteget képezett, valamint film kondenzációt indukált és megnövelte a DPPC monoréteg kompresszibilitási modulusát, mely rávilágít a nukleozid molekulák szoros elrendezıdési képességének fontosságára [57]. Sarathi Kundu és munkatársai a DPPC és marha szérumalbuminból (BSA) képzett Langmuir-film oldalnyomás-terület izotermáinak pH függését vizsgálták röntgen reflektivitás méréssel kiegészítve. A Ca2+ ionokat tartalmazó alsó fázis pH értékét 4,0 és 9,0 között változtatták. Mind az izoterma, mind a reflektivitás analízis kimutatta, hogy a BSA DPPC-vel való kölcsönhatása a teljes vizsgált pH tartományban megvalósul, a komplexképzıdés végbemegy a BSA pH=4,8 izoelektromos pontjánál kisebb és nagyobb pH értékeken is. Csak egy BSA réteg található a lipid réteg alatt, és ennek lehetséges okaként a komplexképzıdést tételezik fel [58]. Yuriko Ikeda és munkatársai a Bohadschia argus nevő tengeri uborkából extrahált két cerebrozid, a BAC-2a, és a BAC-4 Langmuir monorétegekben mutatott felületi tulajdonságait vizsgálták. A BAC-2a és a BAC-4 kémiai szerkezetének fı különbsége a fejcsoport (a BAC2a fejcsoportja glükóz, míg a BAC-4-é galaktóz). A monorétegben való elkeveredést és a cerebrozidok DPPC-vel való kölcsönhatását szisztematikusan vizsgálták. A DPPC, a két cerebrozid, illetve ezek bináris kombinációiból készült monorétegek oldalnyomás-terület (πA), felületi potenciál-terület (∆V-A), illetve dipólus momentum (µ ⊥) - terület (A) izotermáit mérték Wilhelmy-, illetve ionizációs elektród módszerekkel. A BAC-4 stabil folyadék16

expandált (LE) monoréteget képez, míg a BAC2a monoréteg 298,2 K-en, 0,15 mol/dm3 NaCl tartalmú alsófázison expandált folyadék (LE)- kondenzált folyadék (LC) kezdeti fázisátmenetet mutat. A BAC2a látszólagos moláris mennyiségeinek megváltozását, valamint mindkét cerebrozid monorétegek lényeges tulajdonságait R. J. Demchak [59] mővére hivatkozva, az abban leírt felületi dipólus momentum- és a három réteg modellre alapozzák. A cerebrozidok DPPC-vel való keveredését a molekuláris helyigény függvényében, és a felületi potenciált a cerebrozid moltörtjének függvényében vizsgálták. Állításuk szerint a kétkomponenső DPPC/BAC-2a és DPPC/BAC-4 monorétegek elegyednek. A monoréteg állapotban végbemenı elegyedést a BAM-os, fluoreszcens mikroszkópiás (FM) és atomi erı mikroszkópos morfológiai megfigyelések is igazolták [60]. Runguang Sun és munkatársai a szulfatidok mielin membránban való szerepét tanulmányozták Langmuir technikával elıállított lipid membrán modell segítségével. A szulfatidok az agy mielin membrán fontos összetevıi, és úgy gondolják, hogy a biológiai membránok domain szerkezetének kialakításában részt vesz. Munkájukban a cerebrozid 3szulfátnak a 1,2-dipalmitoil-glicero-3-foszfatidilkolinnal (DPPC), valamint 1, 2-dipalmitoilglicero-3 foszfoetanolaminnal (DPPE) való kölcsönhatását, és az így kapott különbözı összetételi arányú keverék filmek tulajdonságait tanulmányozták. Az ideális elegy elméletre alapozva a keverékfilmeket alkotó mindkét kétkomponenső rendszer keveredését kiértékelték a molekuláris helyigény (Am), a molekuláris többlet terület (∆A(ex)), a felületi többlet szabadenergia (∆G(ex)), a kölcsönhatási paraméter (ω), valamint az aktivitási koefficiensek (f1 és f2) szerint. A termodinamikai analízis a két bináris rendszernek az ideális viselkedéstıl való negatív eltérését jelzi. A keveredés szabadenergia értékeinek megfelelıen a cerebrozid 3szulfát-DPPC Xsul = 0.4 stabil keveréket képez minden kiválasztott oldalnyomás érték mellett (Xsul a cerebrozid 3-szulfát anyagmennyiség aránya a bináris keverékben). A cerebrozid 3szulfát-DPPE rendszer esetén π = 5 és 30 mN/m oldalnyomás értékekhez tartozó minimális keveredési szabadenergia értékeket az Xsul = 0.6 és 0.2 összetételi változóknál kapták [61]. Agata Więcek és munkatársai edelfozin (1-O-oktadecil-2-O-metil-sn-glicero-3foszfokolin) nevő alkil-lizofoszfolipid (ALP) DPPC-hez való affinitását vizsgálták. Az edelfozin nagyon ígéretesnek látszik a rákellenes terápiában. A foszfolipidekhez hasonló szerkezete miatt képes beépülni a biomembránokba, nem támadja meg a DNS-t, valamint önmagában is filmképzı. A tiszta DPPC és edelfozin membránok mellett különbözı összetételi arányú edelfozin-DPPC membránok izotermáit is vizsgálták. A kísérletek során megállapítható volt, hogy az edelfozin és a DPPC közötti adhézió meglehetısen gyenge, az edelfozin és a DPPC egymással negatív additivitást mutat. A Brewster-szög mikroszkópiás 17

(BAM) vizsgálatok kimutatták, hogy a különbözı összetételi arányú monorétegekben 5mN/m-nél kisebb oldalnyomáson az edelfozin és a DPPC keveredett egymással, de nagyobb oldalnyomás értékek mellett a két lipid szeparálódott egymástól és szigeteket képzett. A DPPC arányának követésével a lipid film oldalnyomása növelhetı volt, de a tiszta edelfozin kollapszus oldalnyomásának értéke körül a keverékfilmekbıl az edelfozin teljes mértékben kivált, és az izotermában un. elsı kollapszus következett be [62]. Gladys Matar és munkatársai a HIV-1 egyik burokfehérjéjének, a magas triptofán tartalmú gp41W peptidnek lipid monorétegekkel való kölcsönhatását vizsgálták. A gp41W peptid különbözı lipid membránokhoz való affinitását az oldalnyomás változásból követték nyomon és megmutatták, hogy a peptid a DPPC, DPPG és DPPC-koleszterin membránokhoz egyaránt kötıdik. A fent felsorolt monorétegekhez kötıdött gp41W peptid másodlagos szerkezetét polarizáció modulációs infravörös reflexió abszorpciós spektroszkópiával (PMIRRAS) való vizsgálatok során határozták meg. Az eredmények megmutatták, hogy a peptid

α-helix szerkezető a DPPG monorétegben. A három monoréteg peptid indukált szerkezeti változását BAM-mal elemezték. A DPPG monorétegben bekövetkezett peptid-indukált változások arra engednek következtetni, hogy a gp41W megzavarta a lipidek intermolekuláris kölcsönhatását. Ezen túlmenıen a peptid késleltette a DPPC és DPPC-koleszterin Langmuirfilmek kondenzált állapotának kialakulását, jelezvén, hogy bár a PM-IRRAS nem mutatta ki a gp41W jelenlétét, az mégis jelen volt a DPPC, illetve DPPC-koleszterin monorétegekben [63]. A membrán modell komponenseinek megfelelı megválasztásával a szelektív kötıdés is meghatározható. Erre példa Silvia Belem-Goncąlves és munkatársainak munkája, melyben a bovin tesztisz (bikahere) hyaluronidáz enzim (btHyal) különbözı modell membránokhoz való affinitását vizsgálták. A btHyal-nak közvetlen hatása van a rákos sejtekre, emellett membrán asszociációs képességgel is rendelkezik. Három lipidet választottak modell membránnak, melybıl kettıben a hyaluronsav származéka, így a btHyal szubsztrátja megtalálható: az N-acetil-glükózamint a koleszteril-trietoxi-N-acetil-glükózamin (Chol-E3GlcNAc) tartalmazza, a karboxil csoportot pedig a dipalmitoil-foszfatidilszerin (DPPS). A harmadik membránalkotó lipid a DPPC volt. A kísérleti eredmények szerint a btHyal szignifikánsan kötıdik a tiszta Chol-E3-GlcNAc és DPPS membránokhoz, míg a DPPC membránhoz nem mutat affinitást. A különbözı összetételi arányú Chol-E3-GlcNAc-DPPC keverék membránokkal folytatott kísérletek eredményeképpen a membrán DPPC tartalmának növelésével a btHyal membránaffinitása csökken. Az enzim DPPS-hez való affinitása még a szabad GlcNAc jelenlétében sem mutatott csökkenést [64]. 18

Annak tanulmányozása, hogy a hatóanyag hogyan épül be a lipid filmbe, fontos lehet a megfelelı stabilitású liposzómás gyógyszerhordozók kialakítása szempontjából is. Marcelle C. Colhone és munkatársai szerint a membrán fehérjék liposzóma membránba való visszaépítése hasznos eszköze az immunitást kiváltó antigén komponensek elıállításának. Munkájuk során a dipalmitoil-foszfatidilkolin (DPPC)-koleszterin összetételi változójának a Leishmania amazonensis glükóz-6-foszfát izomeráz membrán fehérje (GPI-protein) keverék lipidbıl készült liposzómákba, illetve Langmuir monorétegekbe való beépülésére gyakorolt hatását tanulmányozták. Úgy találták, hogy a DPPC-koleszterin anyagmennyiség arány változtatása

a

GPI-fehérje

beépülésének

képességét

szignifikánsan

megváltoztatja.

Koleszterin hiányában a visszaépítés nehezebb és proteoliposzómák nem készíthetıek. Eredményeik fontos információt szolgáltatnak, melyek alkalmazhatók a Leishmania amazonensis által okozott betegség elleni vakcina rendszer fejlesztésére, vagy más GPI rendszerek biológiai alkalmazására használhatóak [65]. Tapanendu Kamilya és munkatársai a vízoldható, felületaktív fehérjének, az ovalbuminnak (OVA) különbözı modell membránokkal, a kationos oktadecilamin (ODA), az ikerionos dipalmitoil-foszfatidilkolin (DPPC) és az anionos sztearinsav (SA) monorétegekkel való kölcsönhatását, illetve a membránokba való beépülését tanulmányozták. Az ovalbumin ODA membránba való beépülésének mértékét, összehasonlítva a DPPC és SA membránokba való beépüléssel, nagyobbnak találták. A monorétegbe való fehérje adszorpció kinetikája azt mutatta, hogy az OVA kevésbé lép kölcsönhatásba a DPPC membránnal, mint az SA és ODA monorétegekkel. A π–A izotermák és kompresszibilitás vizsgálatok információt nyújtanak a fehérje-lipid keverékfilmek különbözı állapotáról. Nagyobb oldalnyomáson az OVA kiszorul a lipid monorétegekbıl. A fluoreszcens vizsgálatok feltárták, hogy a fehérje szerkezet módosul az ODA és SA rendszerekben, összehasonlítva a DPPC monorétegben mutatott szerkezettel. Az eredmények azt mutatják, hogy a DPPC monoréteg alkalmasabb fehérje-lipid keverékfilm képzésre, mint az ODA és SA monorétegek [66]. Eduardo Guzmán és munkatársai a szilika nanorészecskéknek a monorétegek termodinamikai és szerkezeti tulajdonságaira gyakorolt hatását vizsgálták Langmuirtechnikával és Brewster-szög mikroszkópiával (BAM). A monorétegeket DPPC-bıl, palmitinsavból (PA), illetve ezek keverékébıl állították elı. Kísérleteikbıl arra az eredményre jutottak, hogy a vizes alsó fázisban lévı szilika nanorészecskék hatással vannak a lipid film oldalnyomás-terület izotermájára, mely a monoréteg más fázistulajdonságaihoz vezet. A megfigyelt jelenségeket azzal magyarázták, hogy a szilika nanorészecskék beépültek a monorétegekbe,

mely

a

lipid

molekulák 19

nanorészecskékre

történı

adszorpcióját

eredményezte, és ez által a nanorészecskéket erısebben hidrofóbbá tette. Ez a folyamat megakadályozza a rendezıdést és hatással volt a vizsgált lipid monorétegekre, szignifikánsan megváltoztatva azok kvázi egyensúlyi dilatációs rugalmasságát [67]. Az általuk közölt eredmények hasznosak lehetnek annak tisztázásában, milyen hatást gyakorolnak a nanorészecskék a tüdı felületaktív anyag fizikai-kémiai tulajdonságaira.

2.3 Langmuir-Blodgett-filmek Irving Langmuir mutatott rá elsıként arra, hogy a monorétegek a levegı-folyadék fázishatárról szilárd hordozóra vihetık át további tanulmányozás céljából. Katherine Burr Blodgett-tel közösen megmutatták, hogy több monoréteget is fel lehet vinni ugyanarra a hordozóra, amelyek így tetszıleges vastagságú, többrétegő filmet alkotnak. Ezeket a tetszıleges vastagságú, szilárd hordozóra felvitt rétegeket hívjuk Langmuir-Blodgett filmeknek. Az LB-filmek különbözı szerkezetvizsgáló módszerekkel tanulmányozhatók, melyek közé az atomi erı mikroszkópia, a nagy felbontású röntgenszórás és más egyéb módszerek is tartoznak [24]. A Langmuir-film szilárd hordozóra való átvitelénél célja lehet felületmódosítás, de számos esetben a szerkezetvizsgálatok elvégezhetısége érdekében állítanak elı LB-filmet. Az LB-filmekkel

manapság

sok

kísérletet

végeznek,

széleskörő

kutatások

folynak

felhasználásukkal és alkalmazásukkal kapcsolatban. A felhasználás elengedhetetlen követelménye az LB-filmek különbözı behatásokkal szembeni stabilitása és a speciális szerkezet megırzése. Különbözı alkalmazások és felhasználások különféle stabilitásokat igényelnek. Például az LCD monitorok esetén sugárzás-, hı- és elektrokémiai stabilitás szükséges [68]. Az optikai gázszenzorokban legfontosabb követelmény a vákuum-, sugárzásés levegıstabilitás [69]. Mesterséges biológiai membránok esetén a vizes közegben mutatott stabilitás és a membrán mőködésének megfelelı pH intervallumban való pH stabilitás a fontos [70]. G. Chimote és R. Banerjee, módosított marha tüdı felületaktív anyag (Survanta™), valamint cord faktort is tartalmazó Survanta™ és mikolsav kölcsönhatását tanulmányozta. A kölcsönhatás során kialakuló lipidfilm-szerkezet változás felderítésének érdekében a lipid filmet LB-technikával frissen hasított csillámra vitték át 37°C-on 25 mN/m oldalnyomás mellett 2 mm/min filmátviteli sebességgel [71]. Hasonlóképpen jártak el egy másik közleményük szerint DPPC-POPC, DPPC-PE, DPPC-PA és DPPC-koleszterin 9:1 20

anyagmennyiség arányú keverék membránok mikolsavval való kölcsönhatásának vizsgálata során is [50].

2.3.1 Szilárd hordozók A szilárd hordozók hidrofób vagy hidrofil felületőek lehetnek. Ilyen szempontból való megválasztásuk attól függ, hogy hidrofób vagy hidrofil felülető LB-film elıállítása a cél. A hidrofil hordozóra mindig páratlan rétegszámú film vihetı fel, az így kapott LB-film felszíne hidrofób lesz. Ha hidrofil felszínő LB-film elıállítására van szükség, hidrofób hordozót kell választani, melyre páros rétegszámú Langmuir-film vihetı fel az egyszerő, bemártási/kihúzási ciklust alkalmazva. A membrán kísérletek során hidrofil hordozónak általában frissen hasított csillámot, vagy megtisztított üveglapot célszerő használni. Hidrofób hordozónak trimetil-klórszilánnal, vagy egyéb, hidrofobizáló szililezı szerrel kezelt üveglap, vagy sima grafit felület, un. nagymértékben orientált pirolitikus grafit (HOPG) használható.

2.3.2 Az LB-film elıállítása A Langmuir film filmlift segítségével szilárd hordozóra vihetı fel [72, 73]. A szilárd hordozó a mozgatható karon lévı csipesz segítségével a filmlifthez rögzíthetı. A hidrofil hordozót az alsó fázisba kell meríteni a filmképzı anyag felvitele elıtt és a filmhúzás megkezdéséig ott tartani. A kívánt tömörségő Langmuir-film elkészítése után a hordozót egyenletes sebességgel húzva a monoréteg az alsó fázis felé nézı hidrofil részével a folyadékból egyenletesen felfelé emelkedı hordozóra tapad, miközben a monoréteg oldalnyomása csökken. Ezt a szilárd hordozóra történı átvitel függvényében gát(ak) egyenletes lassú komprimáló mozgatásával kell kiküszöbölni, és az oldalnyomást állandó értéken tartani a film szerkezetének megtartása érdekében. Hidrofób hordozóra való átvitel során a fentiekhez hasonlóan kell eljárni azzal a különbséggel, hogy a hordozót a Langmuirfilm elkészülte után kell egyenletes sebességgel az alsó fázisba meríteni, majd a maximális bemerítés után azonnal, a bemerítési sebességgel kihúzni. A bemerítés során a monoréteg a hidrofób felével fog a hordozóra tapadni és vele együtt az alsó fázisba merülni, miközben hidrofil felével az alsó fázissal érintkezik. A kihúzás során egy második Langmuir-réteg fog hidrofil felével az elsı rétegre tapadni.

21

A filmhúzás sikerét a transzferarányból (TR) állapítjuk meg:

a szilárd hordózóra átvitt egyrétegő film területe TR=

---------------------------------------------------------a szubfázisba merített szilárd hordozó területe

Az egyhez közeli érték valószínősíti a film áttapadását.

2.3.3 Az LB-film vizsgálata Az LB-film szerkezetvizsgálatára számos, elsısorban reflexiós spektroszkópiai technika, szórási módszerek reflexiós, vagy súroló szöges változatai, valamint speciális felületvizsgáló módszerek alkalmasak. Ezek közül mi az atomi erı mikroszkópiát használtuk, ami az LB-film felületérıl ad morfológiai képet igen nagy felbontásban [74, 75]. A mérés során vizsgálandó minta felületével egy kb. 1 µm hosszú, és 10 nm-nél kisebb görbületi sugarú, hegyes tő érintkezik, mely egy 100 µm hosszú laprugó (cantilever) végén helyezkedik el [76]. A laprugó rugóállandója a vizsgálandó mintát alkotó atomok és molekulák kohéziós és adhéziós erejénél kisebb (0.05 N/m), ezért a tő mintához közeledı, illetve attól távolodó mozgása során a tő hegye és a minta felülete között ébredı atomi erık képesek elhajlítani a laprugót. A rugó elhajlását annak felületérıl visszaverıdı lézersugárral és egy négyosztatú fotodetektorral alkalmazhatjuk képalkotásra. Az AFM felépítésének vázlatos képe a 6. ábrán látható.

6. ábra Az atomi erı mikroszkóp felépítése [76] nyomán

22

Korábbi munkánkban már tapasztaltuk, hogy kadmium-arahidát kétrétegő LB-filmek szerkezetének és különbözı közegekben mutatott adhéziós stabilitásának vizsgálatában az AFM fontos információt nyújt. Meghatározható volt a filmvastagság mellett a domainek mérete, alakja és a vizes, illetve elektrolit oldattal való kölcsönhatás eredményeképpen változó borítottság is [77]. Az atomi erı mikroszkópia alkalmazható Langmuir-Blodgett technikával szilárd hordozóra felvitt modell membránok vizsgálatára is [13, 78, 79], bár erre az irodalomban nem sok példát találunk. A mérés bármilyen anyagi minıségő, nem túl érdes felszínre felvitt filmen elvégezhetı és nem igényel bonyolult elıkészítési eljárást. A mérırendszer lehetıséget ad a felület 500-5 nm-es felbontású vizsgálatára is. G. Chimote és R. Banerjee több munkájában ezzel a módszerrel követte nyomon a lipid monorétegekben bekövetkezett szerkezeti változásokat, ha a lipidet különbözı más molekulákkal keverték. A mikobaktérium egyik sejtfalalkotó lipidjének, az ún. cord faktornak a tüdı egyik felületaktív anyagára, a DPPC-re gyakorolt hatását vizsgálta [71]. A DPPC monorétegbıl húzott egy rétegő LB film AFM felvétele sima, homogén felületet mutatott, míg a cord faktorral kevert filmben aggregátumok jelentek meg, mely által a film érdessége megnövekedett. A cord fakor hasonló viselkedést mutatott, ha a lipid filmet marha tüdı felületaktív anyag (Survanta™)-ból készítették. Az AFM vizsgálatokból megállapították, hogy a tiszta Survanta™-ból készült LB-film egyenletes felszínő, néhány kis domain-t tartalmaz, mely az irodalmi leírásnak felel meg. A cord faktort 0,5 anyagmennyiség arányban tartalmazó Survanta™ lipid réteg szerkezetében jelentıs változás következett be. A domainek sokkal nagyobbak lettek, az egyenletes lipid réteg szerkezete megbomlott, jelentıs mérető, sötét színnel jelzett, kisebb rétegvastagságú területek jelentek meg, melyek a cord faktor aggregációjára utalnak [71]. Egy másik vizsgálati lehetıség, amelyben a Langmuir-mérleges, tenziometrikus mérést sikerrel egészíti ki az AFM nyújtotta képalkotás az enzimreakciókhoz kapcsolódik. Konstantin Balashev és munkatársai a Vipera russelli mérgében, a vipoxinban található A2 foszfolipáz enzim (PLA2) degradáló hatását vizsgálták AFM-mel kétrétegő, DPPC-bıl készült, csillám hordozóra felvitt LB-filmekre. A DPPC kettısréteg lebomlásáról idıben egymást követı képeket kaptak, melyeken a kettısréteg hibák növekedési mértékét figyelték meg, amelybıl az enzimreakciók kinetikájára vonatkozó következtetéseket tudtak levonni [80].

23

2.4 Antibakteriális hatóanyagok 2.4.1 In silico azonosított hatóanyagjelöltek és konjugátumaik Az eddig alkalmazottaknál hatékonyabb gyógyszermolekulák kifejlesztésére, vagy ezek felhasználásával hatékonyabb gyógyszerformula kialakítására, melyekkel a terápia eredményesebb lesz, több stratégia követhetı. Új gyógyszerjelölt molekulák azonosításának ígéretes, hatékony módja a számítógépes molekuláris dinamikus dokkoló módszer. Az ELTE Számítógéptudományi Tanszékén, Dr. Grolmusz Vince kutatócsoportjában kifejlesztett dokkoló algoritmus segítségével a baktérium anyagcseréjében létfontosságú enzimekhez kötıdı molekulákat azonosítottak. Ezek az in silico azonosított molekulák a Mycobacterium tuberculosis létfontosságú dUTPáz (dezoxiuridin-trifoszfatáz) enzimjének szelektív inhibitor molekulái. A dUTPáz enzim a nukleotid metabolizmusban vesz részt [81,-84]. Csökkenti az uracil intracelluláris koncentrációját és így megakadályozza, hogy az uracil a timidin helyett beépüljön a baktérium DNS-ébe [85]. Az enzim kristályszerkezetének vizsgálata során számítógépes szimulációval az enzim aktív centrumába illeszkedı, és azt blokkoló molekulák kerültek kiválasztásra, egy több millió molekulából álló vegyülettár elemei közül [86, 87]. Munkámban az in silico azonosított vegyületekkel, illetve ezek módosított, peptiddel konjugált változataival végeztem membrán affinitási vizsgálatokat. A konjugálásra alkalmas származékok tervezése, elıállítása és a vegyületek kapcsolása oligopeptid, illetve lipopeptid típusú hordozóhoz az ELTE-MTA Peptidkémiai kutatócsoportjában Dr. Bısze Szilvia és Dr. Horváti Kata munkája [88, 89]. A kovalens kötést tartalmazó hatóanyag-peptid konjugátumok elıállítása jól reprodukálható és a termék kémiailag pontosan jellemezhetı. A konjugálás célja, hogy a hatóanyag molekulát olyan célba juttató egységhez kapcsoljuk, amely specifikusan a makrofágok sejtfelszínén található struktúrához kötıdik. A szelektív sejtbejuttatás biztosítása mellett a konjugálás kedvezıen befolyásolhatja a vegyület fiziko-kémiai tulajdonságát (pl. vízoldékonyság, polaritás) és biológiai sajátságait (pl. biodisztribúció).

2.4.2 Antibakteriális polimerek Az antibakteriális polimerek legfontosabb elınyös tulajdonsága a kis molekulás antibakteriális anyagokkal szemben, hogy határfelületi adszorpciójuk, más polimerekhez

24

hasonlóan, gyakorlatilag irreverzibilis. Így olyan alkalmazásokban különösen hatásosak, ahol felülethez rögzítve kell hatásukat kifejteni. A különbözı antibakteriális bevonatok fontos szerephez jutnak a víztisztításban, textíliák higiénikus kikészítésében, kórházi eszközök, berendezések, falfelületek tartós tisztántartásában [90]. Alexandra Muñoz-Bonilla és munkatársai átfogó képet adnak az antimikrobiális szintetikus polimerek világáról. Ismertetik az antibmikrobiális polimer rendszerek elmúlt évtizedbeli helyzetét, és a szintetikus polimerek négy nagy csoportba való osztályozását: (a) önmagukban antimikrobiális aktivitást mutatnak, (b) azok, melyek csíraölı aktivitása kémiai módosításon keresztül biztosított, (c) azok, melyek magukban foglalnak kis, vagy nagy molekulatömegő antimikrobiális szerves vegyületeket, és (d) azok, melyek magukban foglalnak aktív szervetlen rendszereket [91]. Ronald Adelmann és munkatársai amfipatikus, antibakteriális tulajdonságokkal rendelkezı polimereket állítottak elı (7. ábra). Ehhez P(HEMA)-t reagáltattak fenilkloroformiáttal, az hogy P(PCEMA)-t kapjanak. A meglehetısen reaktív fenoxikarboniloxi csoportokat nukleofilekkel való polimer analóg reakciókhoz használták, hogy ionos/hidrofil és hidrofób oldalláncú polimereket állítsanak elı. Különbözı, hosszú alkilláncú, vagy tercier aminocsoportokat tartalmazó aminokat reagáltattak a fenoxikarboniloxi csoportokat tartalmazó polimerekkel [92].

7. ábra: Baktériumok folyadék táptalajon való növekedésével arányos optikai sőrőség az idı függvényében. 1: kezeletlen táptalaj, 2: bakteriosztatikumot tartalmazó táptalaj, 3: polimert tartalmazó táptalaj.

Chris Zhisheng Chen és munkatársai kvaterner ammónium funkcionált polipropilénimin

dendrimereket

szintetizáltak

és

antimikrobiális

tulajdonságaikat

biolumineszcensz módszerrel értékelték ki. Antibakteriális tulajdonságuk a dendrimerek méretétıl, a kvaterner ammónium csoport hidrofób alkilláncának hosszától és a molekula 25

anionjainak számától függ. Ezek a dendrimerek monodiszperzek, jól jellemezhetıek és hatékony rendszerként szolgálnak a szerkezet-aktivitás összefüggésének tanulmányozásában. Az újfajta csíraölık antimikrobiális hatékonyságát a bromid ionok növelik a klorid ionokkal szemben. A hiper-elágazó polimerek csíraölı származékait is elıállították és valamivel kevésbé hatékonynak találták [93]. Nicolas Pasquier és munkatársai polietilén-iminbıl és kationos, hidrofób, vagy amfifil csoportokat hordozó funkcionális etilén karbonátokból készítettek amfifil polimereket. Egy egylépéses addícióval különbözı funkciójú etilén karbonátokat reagáltattak a PEI primer amino csoportjaival. Meghatározták E. coli szaporodás gátló képességüket és hemolitikus aktivitásukat. Elemezték a PEI antimikrobiális aktivitásának molekula tömeg, alkillánc hossz, valamint alkil-kation csoport arány függvényében való változását [94]. Mi ez utóbbi vegyületcsoport néhány tagjával végeztünk modell kísérleteket lipid Langmuir-film alkalmazásával, annak jellemzésére, milyen mértékő membrán affinitást mutatnak a különbözı szerkezető polimerek a kiindulási PEI-hez képest.

2.5 A membrán affinitás jellemzése A

gyógyszer

hatóanyagok

farmakokinetikai

tulajdonságainak

meghatározása

szempontjából kulcsfontosságú adat a lipofilitás érték, melynek meghatározása a sejtmembrán és sejtplazma, valamint a sejtmembrán és a sejten kívüli tér közötti biológiai megoszlásán alapul. Ez az n-oktanol/víz megoszlásával modellezhetı [95]. A lipofilitás összefüggésben áll a hatóanyag adszorpciójával, a receptorokkal való kölcsönhatással, valamint a hatóanyag toxicitásával, metabolizmusával és szervezeten belüli eloszlásával. A hatóanyag n-oktanol/víz megoszlási hányadosa és lipofilitása egyenesen arányos. A molekulák számára in vivo lipofil környezetet a kettıs rétegő sejtmembrán biztosít, míg az extracelluláris mátrix, vagy a vérszérum hidrofil környezetet jelent a kis megoszlási hányadossal bíró anyagoknak [95]. Az n-oktanol/víz megoszlási hányados az alábbi egyenlet szerint kapható meg:

P=[hatóanyag]o/[hatóanyag]v

ahol P a megoszlási hányados, [hatóanyag]o a hatóanyag oktanolban lévı egyensúlyi koncentrációja, [hatóanyag]v pedig a hatóanyag vízben lévı egyensúlyi koncentrációja.

26

Amennyiben a vizsgált molekula disszociábilis csoportokat is tartalmaz, azok pK értékkel jellemezhetı disszociációs állapota a megoszlást befolyásolja, ezért azt a megoszlási hányados számolásánál figyelembe kell venni. Amennyiben a vizsgált hatóanyag pKa értéke ismeretlen, és nincs lehetıség P értékének korrekciójára, akkor a megoszlási hányados helyett alkalmazható a látszólagos megoszlási hányados (Papp) [96]. A log P meghatározása megoszlási kísérleti módszerrel lehetséges, ami viszonylag nagy mennyiségő anyagot igényel. A HPLC-vel való meghatározás alapja a fordított fázisú rendszerben mérhetı retenciós idı megfelelı referencia anyagokéhoz hasonlítása. Ugyanakkor kidolgoztak becslési módszereket is [97], melyek az adott molekula szerkezete alapján atomokhoz, csoportokhoz rendelt értékek összegzésébıl állítják elı a lipofilitást jellemzı adatot [98]. Mindezek alapján elfogadott, hogy a hatóanyag-jelölt polaritását jelzı szám,

bár

fontos

paraméter,

csupán

tájékoztató

jellegő

a

sejtmembránnal

való

kölcsönhatásának, illetve biodisztribúciójának megítélésében. A gyógyszer hatóanyag terápiás hatását és a mellékhatásokat is nagymértékben befolyásolja, hogy milyen mértékben és milyen módon veszi azt fel a célsejt. Mindenképpen indokolt tehát sejtfelvételi vizsgálatokat végezni, és ezek eredményét felhasználni egy adott hatóanyag-jelölt további tanulmányozásának során. Ezek a vizsgálatok alkalmasan megválasztott sejteken történnek, és így errıl a konkrét rendszerrıl nyújtanak információt. Amennyiben az a célunk, hogy az adott molekula aspecifikus kölcsönhatását ismerjük meg a sejtmembránnal, érdemes egyszerő, de jól definiált kísérleti modelleket alkalmazó vizsgálatokhoz fordulni. Ezek segítenek megérteni a legfontosabb paraméterek hatását a membrán affinitásra, így a sejtmembránon át történı nem specifikus transzportra.

27

3 Célkitőzés Munkám célja, hogy különbözı összetételő lipid Langmuir-monoréteg modellek segítségével jellemezzem bioaktív komponensek (hatóanyag, hatóanyag-peptid konjugátum, antibakteriális

polimer)

sejt

membránnal

való

molekuláris

kölcsönhatását.

Ehhez

meghatároztam a hatóanyag molekulák lipid monorétegbe való penetrációját, valamint az ennek következtében, nanométeres léptékben kialakuló szerkezetváltozást. A membrán affinitási eredményeket a molekula felépítését figyelembe véve, a polaritási, felületaktivitási tulajdonságaival összevetve értelmezem.

A kutatás során a következı vizsgálatokat terveztem:

1. A természetes membránok modelljeként egy vagy két komponenső rendezett, lipid monorétegeket elıállítása, és ezeket Langmuir-mérleges jellemezése. A modell rendszerek: Phospholipon® 100 H, DPPC, DPPC+DPPG, valamint DPPC +mikolsav,

ami

a

Mycobacterium

tuberculosis

sejtfalának

meghatározó

komponense.

2. A lipid filmek terület-oldalnyomás izotermáinak meghatározása, és a különbözı tömörségő filmek stabilitásának összehasonlítása 23 és 36 oC-on.

3. Hatóanyagok, hatóanyag konjugátumok és antibakteriális polimerek penetráció képességének tanulmányozása különbözı körülmények és modellek esetében

4. A

hatóanyagok

membránaffinitását

jellemzı penetrációs

küszöb

értékek

meghatározása különbözı hımérsékleteken

5. A penetrált filmek szerkezetvizsgálata egyrétegő LB-film formájában

A penetrációs képességet, a membránaffinitást a különbözı bioaktív anyagok molekulaszerkezetével és fizikai-kémiai tulajdonságaival összefüggésében értelmezem. Mivel a vizsgálni kívánt bioaktív komponensek egyrészt tuberkulózis elleni hatóanyag jelölt 28

molekulák és ezek konjugátumai, másrészt antimikrobiális polielektrolitok, ezen ismeretek segíthetik a nagyszámú jelölt közötti szelektálást, és a log P mellett a hatóanyag biológiai viselkedését jellemzı adatként hasznosíthatóak a gyógyszertervezésben.

29

4 Kísérleti anyagok és módszerek 4.1 Kísérleti anyagok 4.1.1 Membrán alkotó lipidek

1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-foszfokolin (dipalmitoil-foszfatidilkolin) (DPPC) (M=734.039 g/mol, tisztaság > 99.9%, Sigma-Aldrich)

8. ábra A DPPC szerkezeti képlete

1,2-dihexadekanoil-sn-glicero-3-foszfo-(1'-rac-glicerol) (nátrium só) (DPPG) (M=744.952 g/mol, tisztaság > 99% Avanti Polar Lipids Inc.)

9. ábra A DPPG szerkezeti képlete

Phospholipon® 100 H: tiszta foszfatidil-kolin készítmény, amely 85 t% sztearin savat és 15 t% palmitin savat tartalmaz (tisztaság > 99.9%, Nattermann GmbH Köln, Deutschland). 1',3'-bisz[1,2-dioleoil-sn-glicero-3-foszfo]-sn-glicerin (nátrium só) (Kardiolipin)

10. ábra A Kardiolipin szerkezeti képlete 30

Mikolsav (α-, metoxi- és keto to-mikolsavak keveréke) (tisztaság > 98%, M: 1100-1300 g/mol, Sigma-Aldrich)

11. ábra A mikolsavak szerkez ezeti képletei

4.1.2 Hatóanyagok

Ismert antituberkulotikum

Izonikotinsav hidrazid (Izoniaz azid) (INH) (TBC elleni terápiában használato atos, tisztaság > 99%, Sigma-Aldrich Kft. Magyarors ország, M=137,14 g/mol) MIC=0,16 µg/ ml

12. ábra Az INH szerkezete

31

Hatóanyag konjugátumok

INH konjugátumok: INH-red-Ser: INH-CH2-CO-91SEFAYGSFVRTVSLPV106 (M=1934,0 g/mol) MIC=2,26 µg/ ml

pal-T5-(INH)2 (M=1120,7 g/mol) MIC=0,125 µg/ ml

A peptidet és az INH-t tartalmazó konjugátumokat az MTA Peptidkémiai Kutatócsoportjában Dr. Bısze Szilvia és Dr. Horváti Kata tervezték és szintetizálták. A 91

SEFAYGSFVRTVSLPV106 epitop peptidet szilárd fázisú szintézissel manuálisan állították

elı Fmoc-Rink-amid MBHA gyanta alkalmazásával Fmoc/tBu stratégiával. Az izoniazidból glioxilsavval származékot állítottak elı, melyet szilárd fázison kapcsoltak a peptidhez (13. ábra). A TKPKG (T5) peptidet 4-metilbenzhidrilamin (MBHA) gyantán Boc/Bzl stratégia alkalmazásával manuálisan állították elı. A palmitinsavat a peptid N-terminálisához kötötték N,N’-diizopropilkarbodiimid (DIC) és1-hidroxibenzotriazol (HOBt) reagensek segítségével. A konjugátumok kémiai szerkezetét (14. és 15. ábra) fordított fázisú nagyhatékonyságú folyadékkromatográfiával (RP-HPLC), elektrospray ionizációs tömegspektrometriával (ESIMS) és aminosav analízissel ellenırizték [99].

13. ábra Az INH peptiddel való konjugációjának fıbb lépései

14. ábra Az INH-red-Ser szerkezete 32

15. ábra A pal-T5-(INH)2 szerkezete

In silico meghatározott hatóanyag jelölt molekulák és módosulataik

A Mycobacterium tuberculosis túléléséhez fontos, enzimaktivitású fehérjéhez kötıdı hatóanyag jelölt molekulákat in silico módszerrel azonosították egy adatbázis felhasználásával [100]. A ligandumok dokkolása dUTPáz enzimhez történt, mely a baktérium anyagcseréjében kulcsfontosságú szerepet játszik [101]. A dokkolást követıen a fehérje – ligandum közti kötıdési erısség alapján a legjobb molekulákat megvásárolták [88]. A hatóanyag jelöltek in vitro antituberkulotikus hatását Mbt H37Rv törzsön vizsgálták Sula félszintetikus táptalajban, és a MIC értékkel jellemezték. A MIC az a legkisebb hatóanyag mennyiség, amely 1ml térfogatban gátolja a baktériumtörzs szaporodását. Mértékegysége mol/l vagy mg/l [102]. A kísérleteket az Országos Korányi TBC és Pulmonológiai

Intézet

területén

található

Bakteriológiai

Laboratóriumban

(Corden

International Magyarország Kft.), Dr. Szabó Nóra irányításával és Dávid Sándor közremőködésével végezték [88]. A vizsgált koncentráció tartomány 0,5 - 50µg/ml volt. Összesen 19 hatóanyag jelölt in vitro antibakteriális hatását mérték. A vizsgált molekulák közül 10 vegyület gátolta a baktérium növekedését 50 µg/ml koncentráció alatt. Ezek közül az

33

alább felsorolt hatóanyag jelöltek, illetve azok módosulatainak lipid filmmel való kölcsönhatását vizsgáltam.

TB501: (M= 436,5 g/mol), C25H28N2O

MIC: 40 µg/ml

TB502: (M= 294.3 g/mol), C18H14O4

MIC: 20 µg/ml

TB505: (M= 343.2 g/mol), C17H11O3Br

MIC: 5 µg/ml

TB8: (M= 268.0 g/mol), C15H16N4O

MIC: 1 µg/ml

TB803, TB803-peptid-konjugátum, TB852, és TB852-peptid-konjugátum. Ezek a hatóanyagjelöltek a TB8 származékai, melyekrıl több információ szabadalmi okok miatt nem közölhetı. OH Br

N N

HO

O

O

HO

O

O

O

HO

O

O

O

16.ábra A TB501, TB502 és TB505 szerkezete

Antibakteriális polimerek A kationos amfifil polimereket ojtásos stratégiával állították elı az elágazó polietilénimin (PEI) funkcionalizálásával az aacheni egyetem Polimerkémiai Intézetében Dr. Keul és munkatársai [94]. Egylépéses addícióval különbözı hosszúságú alkilláncot, kvaterner ammónium csoportot és etilénoxid láncot tartalmazó etilén karbonátokat reagáltattak a PEI primer amin csoportjaival. Ehhez az elsı lépésben etilén karbonátot szubsztituáltatták különbözı alkil és kvaterner ammónium csoportokkal. Az így kapott, szubsztituált győrős karbonátok a 17. ábrán láthatók. Elágazó PEI-hez kapcsolva hidrofób, kationos és hidrofil csoportokat tartalmazó, PEI-QI-An-J szerkezető szubsztituált PEI sorozatot készítettek (18. ábra). A sor tartalmaz különbözı hosszúságú alkilláncokkal (An, n=8, 10, 12, 14, és 16) szubsztituált molekulákat, kvaterner ammónium jodid só (QI), poli-etilén oxid (J) (M= 1000 g/mol), és fluoreszcens pirén (P) csoportot tartalmazó származékokat. Ezek közül néhány származék membránaffinitását vizsgáltam, és az eredeti PEI viselkedésével hasonlítottam össze.

34

17. ábra A különbözı funkciós csoportokat tartalmazó ciklikus karbonátok szerkezete

18. ábra A funkcionális etilén karbonát és PEI felhasználásával elıállított hidrofób polikation szintézis útja.

4.1.3 Egyéb anyagok, hordozók

Polietilén-imin (PEI) BASF, M= 25000g/mol Na2HPO4 (tisztaság > 99.0%)Sigma- Aldrich Kft. Hungary KH2PO4 (tisztaság > 99.99%) Sigma- Aldrich Kft. Hungary NaCl (p.a., Riedel de Haën) Kloroform Optigrade HPLC (tisztaság > 99.9%) Promochem Diklór-metán Optigrade HPLC (tisztaság > 99.9%) Metanol Optigrade HPLC (tisztaság > 99.9%) Promochem Dimetil szulfoxid (tisztaság > 99.9%) Sigma-Aldrich A.C.S. reagens, melyet a TB502 és a TB505 gyógyszerjelölt molekulák oldásához használtunk. 35

Kétszer desztillált víz, melynek tisztaságát a vezetıképességével (<5 mS) és a felületi feszültségével (> 72.0mN/m 24 ºC-on) ellenıriztük. Foszfát puffer (PBS, ion erısség: 0.30, pH= 7.4, cNaCl= 0.15 mol/l), nagy tisztaságú Na2HPO4 és KH2PO4 sóból készült. A NaCl-ot hevítéssel tisztítottuk 600 ºC-on az esetleges felületaktív szennyezıdések eltávolítása érdekében.

A lipid filmet az AFM-es vizsgálatok elvégzéséhez Langmuir-Blodgett technikával szilárd hordozóra vittük át. Hogy a szerkezeti változások nagy pontossággal mérhetıek legyenek, ennek a szilárd hordozónak rendkívül simának kell lenni. A muszkovit csillám frissen hasított lemezei molekulárisan sima, és tiszta, jól definiált, hidrofil felületek. A kémiai összetételt a 19. ábrán látjuk.

19. ábra Muszkovit csillám kémiai szerkezete: K2Al4(Si6Al2)O20(OH)4 [103]

4.2 Kísérleti módszerek 4.2.1 Langmuir-technika A hatóanyagoknak modell membránokkal való kölcsönhatásnak vizsgálatához az egy molekula vastagságú, rendezett lipid filmeket „MiniMicro” típusú Langmuir-mérlegben (KSV, Finnország) állítottam elı. A Langmuir-mérleg részei: egy termosztálható alumínium 36

alapra ragasztott teflonból készült, kb. 1 cm mély kád, melyben egy 5 cm mély gödör található (20. ábra). A kád térfogata 75 ml. Mivel a kád teflonból készült, melyet a víz rosszul nedvesít, a kádban lévı alsó fázis, mely minden esetben víz, vagy vizes oldat, kidomborodik a kád peremei fölé. A kádban lévı gödör az LB-film készítése során a szilárd hordozó bemerítését teszi lehetıvé.

20. ábra KSV gyártmányú, kétgátas „MiniMicro” Langmuir-mérleg filmlifttel

A kád felszínén két, egymással szemben mozgatható gát helyezkedik el, amely elrendezés a film szimmetrikus, egyenletes komprimálását biztosítja. A gátakat a kívánt sebességgel számítógép-vezérelt motor mozgat 0,01 mm/min és 400 mm/min sebességtartományban. A gátak anyaga szintén teflon, vagy polioxi-metilén (POM). Ha a gát teflonból készült, az alsó fázis nem nedvesíti azt jól, ezért a gátnál a folyadék felszín lefele görbül, melynek következtében lipid Langmuir filmek összenyomásakor a lipid molekulák kis hányada képes átmenni a gát alatt. Ennek kiküszöbölésére célszerő ilyen mérések esetén POM gátat alkalmazni, mert azt az alsó fázis jól nedvesíti, így a folyadék felszín a gátak mellett felfele görbül. A mérleghez tartozik egy elektronikus erımérı, melyhez Wilhelmy-lemez csatlakozik (21. ábra). Ezzel a felületi feszültség 0,01 mN/m pontossággal mérhetı.

37

21. ábra A Wilhelmy-lemez és a folyadék meniszkusz térbeli ábrázolása

A platina Wilhelmy-lemez tisztítása komoly nehézségekbe ütközik, de helyettesíthetı eldobható kromatográfiás szőrıpapírból készült mérılapkával. Munkám során Whatman Chr1 kromatográfiás szőrıpapírból házilag készített Wilhelmy-lemezeket használtam. Használat elıtt a megfelelı méretre vágott, és analitikai mérlegen lemért szőrıpapírokat kétszer desztillált vízben 10 percen keresztül, folyamatos keverés mellett áztattam az esetleges szennyezıdések lemosása, kioldása érdekében. Az áztatást egymás után háromszor végeztem el. A kiáztatott papírlapokat csipeszekre egyenként felcsíptettem és 24 órán keresztül szobahımérsékleten szárítottam. A filmlift is tartozéka a Langmuir-mérlegnek, mely az LB-filmek készítéséhez szükséges, és amelynek részei egy állandó sebességgel fel-le mozgatható kar, melynek végén a hordozót befogó csipesz található, és amelyet számítógép által vezérelt motor mozgat. A filmhúzási sebesség 0,1 mm/min és 85 mm/min értékek közötti tartományban választható meg. A Langmuir filmek elıállítása elıtt a teflonból készült gátakat, illetve a kádat diklórmetánnal tisztítottam, azt követıen pedig kétszer desztillált vízzel leöblítettem. A POM gátak tisztítása során metanolt alkalmaztam. A tisztítás után a Langmuir-mérleget összeállítottam és kétszer desztillált vízzel feltöltöttem, majd 15 percen keresztül áztattam. Minden egyes mérés elıtt háromszor végeztem el a tisztítási folyamatot és az erımérı kalibrációját. A kádba töltött szubfázis (kétszer desztillált víz) tisztaságát felületi feszültség mérésével ellenıriztem. Ez alatt a szubfázis termosztálását megkezdtem.

38

A Langmuir-mérlegen négy különbözı típusú mérést végeztem. Az egyik a különbözı, egy illetve több membránalkotó lipidet tartalmazó lipid filmek izotermáinak meghatározása volt. A másik a lipid filmek idıbeli stabilitásának vizsgálata az idı függvényében. A harmadik a különbözı hatóanyagokkal való kölcsönhatásának, illetve a hatóanyagok

Langmuir-filmbe

való

behatolásának

(penetráció)

vizsgálata

az

idı

függvényében. A negyedik pedig a lipid filmekbıl való LB-film készítés.

A lipid filmek izotermáinak meghatározása A tiszta és keverékfilmek elıállítására való lipideket kloroform-metanol 3:1 arányú elegyében oldottam fel. Az így készült terítıoldatból 87µl-t Hamilton mikropipettával cseppenként terítettem az alsó fázis felületére, majd az elızı fejezetrészben leírtak szerint 10 perig várakoztam, hogy az oldószer elpárologjon. Ez után a gátak mozgatásával Langmuirfilmmé tömörítettem a lipid molekulákat a kollapszus közelében lévı, de annál kisebb oldalnyomásig (kompresszió), majd a gátak ellenkezı irányba való mozgatásával hagytam a lipid filmet a kiindulási állapotába visszatérni (expanzió). Nem volt várakozási idı a kompressziós és expanziós szakaszok között. A mért oldalnyomást a terület függvényében rögzítettem és ábrázoltam. Minden mérés során háromszor ismételtem meg a kompressziósexpanziós ciklust, mellyel az izoterma reprodukálhatóságát is ellenıriztem. Az elsı és a második izoterma között kis különbség mutatkozott, mely a film kondicionálásából ered, ezzel szemben a második és harmadik izoterma között semmilyen eltérés nem volt tapasztalható. Az oldalnyomás mérések pontossága ±0,05 mN/m volt. A gátak mozgatási sebessége 0,5 mm/min volt. A terítıoldatok koncentrációja 0,1 g/l volt az összes oldott anyagra nézve. A lipid filmek idıbeli stabilitásának vizsgálata A tiszta és keverékfilmek stabilitásának vizsgálata elıtt ” A lipid filmek izotermáinak meghatározása” fejezetrészben leírtak szerint jártam el azzal a különbséggel, hogy a lipid film izotermáját csak kétszer vettem fel. Ez után a lipid monoréteget megfelelı oldalnyomásúra tömörítettem, majd a gátakat megállítottam, és az oldalnyomás változást az idı függvényében 3600 másodpercen keresztül rögzítettem. A stabilitás vizsgálatok összehasonlítási alapot nyújtanak a hatóanyagok lipid filmmel való affinitásának, illetve lipid filmbe történı penetrációjának vizsgálatához. A lipidfilm stabilitás méréseket 15, 20, 25, illetve bizonyos esetekben 30 mN/m kezdeti oldalnyomásokon végeztem. A stabilitás vizsgálatokat legalább 39

10 független kísérletben, a pe penetráció vizsgálatok elıtt, majd ellenırzés zésképpen a mérések között is többször elvégezte ztem. Ezekbıl átlagértéket számoltam, és ehhez hasonlítva határoztam meg a penetrációt. ót.

22. ábra A Langmuir-mérleg se sematikus rajza

Penetráció mérés A penetrációs vizsgál gálatokat a „A lipidfilmek idıbeli stabilitá itásának vizsgálata” fejezetrészben leírtakhoz haso sonló módon végeztem. A gátak megállítása sa után 10 perccel az alsó fázisba injektáltam a ható atóanyag oldatot olyan koncentrációban, hogyy az a elkeveredés után az alsó fázisban a hatóanyagg koncentrációja 2 µmol/dm3 legyen (22.. ábra). á A várakozás hosszának megválasztása azér zért 10 percre esett, mert ezen idı alatt a lipi ipidfilm oldalnyomás esése minimálisra csökken.. Az A injektálást követıen a kölcsönhatás köv övetkeztében fellépı oldalnyomás változást az idı függvényében fü rögzítettem 3600 másodpercen en keresztül. A penetrációs méréseket 24 °C-on °C és 36°C-on végeztem. A penetráció érté rtékek meghatározása általában 3 független, azonoss körülmények k között végzett mérésbıl történt. nt.

4.2.2 Langmuir-Blodgett-film m készítése A Langmuir-Blodgett tt filmek f készítéséhez szükséges tiszta Langmui uir-filmeket „A lipid filmek idıbeli stabilitásánakk vizsgálata” v fejezetrészben leírtak szerint, a penetráltatott lipid filmeket pedig a „Penetráció ió mérés” m fejezetrészben leírtak szerint állítottam ttam elı. A Langmuir filmekbıl 30, illetve 60 perc rc elteltével készítettem LB filmeket. A szilár lárd hordozó minden esetben hidrofil felszínő volt olt: vagy megtisztított üveg, vagy frissen hasított, h muszkovit csillám. A filmlift sebességé gét 2 mm/min-nek választottam. Ez kellıen lassú sebesség a Langmuir-film szilárd hordo rdozóra való hatékony átviteléhez. Azokat kat az LB-filmeket

40

tanulmányoztuk tovább, amelyek átvitele eredményes volt, vagyis a transzfer arány egyhez közeli értéknek adódott. Az általam készített LB-filmek mind egyrétegőek voltak. A penetráltatott lipid filmekbıl készített LB filmek mellé referenciaként hasonló

körülmények között, tiszta lipid filmbıl készített LB-filmet is elıállítottam. Továbbá olyan kísérletet is végeztem, amikor a szilárd hordozót a hatóanyag oldatában áztattam a penetrációval megegyezı idıtartamig, annak tisztázására, hogy a hatóanyag adszorbeálódik-e a szilárd felületre a filmhúzás megkezdése elıtt. A penetráció értékelésekor ezeknek a mintáknak az AFM felvételeit is figyelembe vettük. Az LB-filmeket vákuum exszikkátorban szárítottam, illetve tároltam az atomi erı mikroszkópiás vizsgálatok megkezdéséig.

4.2.3 Atomi erı mikroszkópia (AFM)

23. ábra: Az AFM-et alkotó elemek vázlata [104]

Az atomi erı mikroszkóp segítségével a szilárd hordozóra átvitt lipid film felületérıl kapunk nagy felbontású, 3D képet (23. ábra). A lipid és a bioaktív anyagok által penetrált lipid LB-filmekrıl készítettünk AFM felvételeket. Ezek elemzésébıl következtettünk a penetráció okozta szerkezeti változásokra. A felvételeket Pénzes Csanád Botond az ELTE

41

Kémai Doktori Iskola PhD hallgatója, a Határfelületi és Nanoszerkezetek Laboratórium munkatársa készítette. Az általunk használt atomi erı mikroszkóp paramétereit és a mérés körülményeit a következı pontokban foglalom össze: 1. Készülék: PSIA XE-100 (PSIA Inc. XE-100, Dél-Korea) (szeparált X-Y és Z irányú mozgatás) Kiértékelı program: XEI 1.6 (PSIA Inc., Dél-Korea)

2. Mérési körülmények: T= 24°C, légköri nyomás mód: szilárd/levegı határfelületen, kontakt mód laprugó CSC38 (MikroMasch) kis rugóállandójú (átlagosan k=0,05N/m), Al reflektáló felülető tő: Si3N4 anyagú, görbületi sugara < 10nm mintavételezés: átlagosan 5-6 véletlenszerően kiválasztott helyen pásztázási frekvencia: 1-2 Hz pásztázott területek nagysága 5 x 5 µm

3. Vizsgált minták: Hordozó: Csillám, üveglap (fedılemez fénymikroszkóp mintákhoz) Minták: Phospholipon® 100H, illetve DPPC lipid filmbe penetrált TBC elleni hatóanyagjelöltek, DPPC lipid filmbe penetrált antibakteriális polimer, valamint ezekhez referencia minták

42

5 Eredmények és értékelésük 5.1 Lipid monorétegek 5.1.1 A különbözı lipid rendszerek oldalnyomás-terület izotermái

Phospholipon® 100 H A hatóanyagok lipidekkel való kölcsönhatásának vizsgálata céljából elıször a lipid rendszerek tulajdonságainak ismeretére van szükség. Méréseim során különbözı lipid rendszereket alkalmaztam. Ezek közül a tiszta DPPC-vel, a Phospholipon® 100 H -val, a DPPC-mikolsav különbözı összetételi arányú keverékeivel, és a DPPC-DPPG 3:1 tömegarányú keverékével, illetve DPPC-kardiolipin keverékével hoztam kölcsönhatásba a

π (mN/m)

különbözı hatóanyagokat. A lipidek izotermáit 24°C-on és 36°C-on vizsgáltam.

45

Phospholipon izoterma 87µl, 0,1 mg/ml, 24 °C és 36 °C

40 35 30 25 20 15 10 5 0 60

70

80

90

100

110

120

130

140

150

2

A (Å /molekula)

24. ábra Phospholipon® 100 H oldalnyomás-terület izoterma 24 és 36oC-on, az üres jelek az expanziós ágat mutatják.

43

A 24. ábrán a Phospholipon® 100 H monoréteg 24 és 36oC-on meghatározott oldalnyomás-terület izotermáját tüntettem fel. Az izotermák alakja tükrözi a lipid molekulák molekuláris kölcsönhatását és a monoréteg tömörségét. Az izoterma széles oldalnyomás tartományában igaz, hogy a lipid film magasabb hımérsékleten kevésbé tömör [105]. Azonos oldalnyomásnál lényegesen kisebb a felületi koncentráció, ami arra mutat, hogy a lipid molekulák zsírsav láncai sokkal kevésbé rendezettek, mint az alacsonyabb hımérsékleten. A penetráció méréshez használt lipid filmek kezdeti oldalnyomás értéke 15 mN/m vagy annál nagyobb. Az izotermák szerint ebben a tartományban már mindkét hımérsékleten nagy a lipid molekulák felületi koncentrációja, a film meglehetısen tömör. A két hımérsékleten mért izotermák 20mN/m-nél nagyobb értéknél gyakorlatilag egybeesnek.

A lipid molekulák felületi sőrőségével összefüggı oldalnyomás mellett a film állapotának fontos jellemzıje a fluiditás, vagyis a film összenyomhatósága, ami várhatóan befolyásolja a biomolekulák penetrációját. A víz felszínen úszó Langmuir-filmnek éppen ez a tulajdonsága teszi a lipid monoréteget jó membrán modellé, megjelenítve a sejtmembrán deformálhatóságát, fluiditását. A 25. ábra a fenti izotermákból számított kompresszibilitási modulus értékeket tünteti fel a terület függvényében. A lipid film csaknem nulla kompresszibilitási modulussal jellemezhetı, tehát könnyen összenyomható kb. 75 A2/molekula molekuláris helyigény eléréséig. A monoréteget tovább komprimálva erısen nı a modulus értéke, ami a kondenzált szakaszban a legnagyobb. Ezzel szemben 36oC-on a kompresszibilitási modulus az izoterma kezdetétıl érzékelhetı. Lényeges növekedés hasonlóan az alacsonyabb hımérsékleten vizsgált réteghez a 70 és 80 A2/molekula közötti tartományban kezdıdik, majd az izoterma kondenzált tartományában a modulusok közel párhuzamosan növekednek. Jellemzı azonban, hogy a nagyobb felületi koncentrációknál a 36oC-on adódó kompresszibilitási modulus kisebb, mint 24oC-on. A magasabb hımérsékleten a film fluiditása, komprimálhatósága nagyobb, mint ahogy azt alacsonyabb hımérsékleten megfigyelhetjük.

44

200

K (mN/m) o

24 C o 36 C

175 150 125 100 75 50 25 0 50

60

70 80 90 A(A2/molekula)

100

110

120

25. ábra: A Phospholipon® 100 H lipid film kompresszibilitási modulusa 24 °C-on (■), illetve 36 °C-on (□).

DPPC, valamint DPPC-DPPG és DPPC-kardiolipin keverék filmek A DPPC izotermái az irodalmi leírásnak megfelelıek voltak mindkét hımérsékleten.

A DPPG és a kardiolipin bakteriális lipid membránok fontos komponense. Mindkettı negatív töltéső fejcsoporttal rendelkezik, a kardiolipin 4 olajsav láncot tartalmaz, és fejcsoportja kétszeres negatív töltéső. Egyes baktériumokban a sejtfal lipidtartalmának 1040%-a PG, míg a kardiolipin tartalom az 50%-ot is megközelíti. Modell rendszerül a 25% negatív töltéső lipidet tartalmazó DPPC réteget választottuk. A DPPC oldalnyomás terület izotermáját a DPPC+DPPG rendszeréhez hasonlítva mutatja a 26. ábra. Bár a DPPG egy kis oldalnyomás növekedést okoz az izotermák gáz-analóg tartományában a fejcsoportok közötti taszító elektrosztatikus kölcsönhatás következtében, lényeges hatása nincs az izoterma alakjára az alkalmazott keverési aránynál.

45

35

∆π (mN/m)

30 25 20 15 10 5 0 40

50

60

70

80

90

100 110 120

2

A(A /molekula)

π (mN/m)

26. ábra Tiszta DPPC (-) és DPPC-DPPG 3:1 (- - -) tömegarányú keverékfilm izotermája 24ºC-on. 30 25 20 15 10 5 0 40

50

60

70

80

90

2

100

110

A (Å /molekula)

27. ábra DPPC (piros) és DPPC-kardiolipin 3:1 (kék) tömegarányú keverékfilm izotermája 24ºC-on. A kardiolipin jelenléte a DPPC filmben jelentısen módosítja az izoterma alakot. 25% kardiolipin hatására eltőnik a DPPC fázisátmenetére utaló plató szakasz, és folyamatos, egyenletes oldalnyomás növekedést látunk a terület csökkentésével (27. ábra). Ez a DPPC és a kardiolipin eltérı molekula felépítése és az ennek következtében kedvezıtlen illeszkedés eredménye lehet. Ugyanakkor a 15mN/m-nél nagyobb oldalnyomásokon a tiszta DPPC izotermától való eltérés csekély. 46

Mikolsavat tartalmazó lipid film A DPPC a Langmuir monoréteg tanulmányokból jól ismert lipid [106, 107], míg a mikolsavat azért választottam, mert kulcsfontosságú alkotója a Mycobacterium tuberculosis sejtfalának. A különbözı összetételő DPPC-mikolsav keverékfilm izotermák DPPC izotermákhoz és egymáshoz viszonyított eltéréseinek értelmezéséhez tiszta mikolsav izotermákat is elı kellett állítani. A tiszta mikolsav stabil monoréteget alkot a víz felszínén [108]. A tiszta DPPC és tiszta mikolsav izotermák jelentıs különbséget mutatnak. A 24 ºC-on készült izotermák alakja (28. ábra) általában gáz-analóg vagy folyadék-expandált analóg állapotot mutat, kivéve a mikolsav izotermát, melynek sokkal összetettebb a viselkedése (28. ábra). A molekuláris helyigény értékek nagyban megegyeznek Hasegawa és munkatársainak α-mikolsav vizsgálata során kapott eredményeivel [109], bár az általam használt minta tartalmazta mindhárom fı mikolsav típust: az α-, a MeO- és a ketomikolsavakat. A gáz-analóg állapotot követı nagy oldalnyomás növekedés a jellemzı vonása a monoréteg viselkedésének, ami a molekulában lévı különbözı hosszúságú alkilláncok konformáció változásával kapcsolatos. A felületet tovább csökkentve az izoterma meredeksége csökken, összenyomhatóbb filmet mutatva a közepes oldalnyomás tartományban (15 mN/m).

47

π (mN/m)

35,0

Mikolsav 1, 2. izoterma 140µl, 0,1 mg/ml, 24 °C

32,5 30,0 27,5 25,0 22,5 20,0 17,5 15,0 12,5 10,0 7,5 5,0 2,5 0,0 35

40

45

50

55

60

65

70

75

80 85 90 2 A (Å /molekula)

28. ábra A mikolsav egy mérés során felvett elsı (fekete) és második (kék) izotermája 24 °Con.

A 28. ábrán látható mikolsav monoréteg két, kompressziós-expanziós ciklusa a monoréteget alkotó molekulák konformáció változását jelzi. Az elsı ciklusban a 20 mN/m-es oldalnyomás értéket elérve a monoréteget expandálni hagytuk. Egy hiszterézis hurok alakult ki feltehetıleg azért, mert az egyik molekula konformációból a másikba való átmenet sebessége kisebb, mint az expanziós sebesség. Az oldalnyomás 0.5 mN/m körüli értékre való csökkenésével ismét összenyomtuk a monoréteget. Nem volt különbség az elsı és a második kompressziós görbe között, ami azzal magyarázható, hogy az összenyomás során kapott konformáció változás reverzibilis. A második ciklusban a monoréteget 30 mN/m értékre nyomtuk össze, mellyel elértük a kondenzált állapotot (28. ábra). Az egy molekulára jutó helyigény 40 Å2/molekula értékre csökkent. Ez összhangban van azzal az állítással, hogy a monorétegben lévı molekulák hosszabb alkilláncainak teljes kiegyenesedésére csak a monoréteg nagyon összenyomott, szilárd analóg állapotában van lehetıség [109]. A mikolsav molekulák oldalláncainak különbözı dılésszögeit jól mutatja az a tény, hogy a hiszterézis hurok sokkal nagyobb a szilárd-analóg állapotból induló expanzió során.

48

A hatóanyagok membránokhoz való affinitásának vizsgálatához különbözı összetételő DPPC-mikolsav keverékfilmeket állítottam elı. A következı összetételi arányú DPPCmikolsav lipidkeverékekkel dolgoztam:

Koncentráció

összetétel arány (m/m)

0,1 mg/ml

DPPC-mikolsav 1:1

0,1 mg/ml

DPPC- mikolsav 3:1

0,1 mg/ml

DPPC- mikolsav 4:1

0,1 mg/ml

DPPC- mikolsav 9:1

A keverékfilmekben lévı kölcsönhatásokat a komponensek keveredésének szemszögébıl lehet tanulmányozni. Ha egy egyszerő, kétkomponenső keverékfilmet képezünk, akkor ideális esetben állandó oldalnyomáson a keverékfilmben lévı komponens helyigénye (Aid) a következıképpen számítható ki:

Aid = A1x1 + A2x2, ahol x1 és x2 a keverékben lévı molekulák móltörtjei, míg A1 és A2 a tiszta, egy komponenső monorétegben lévı lipid molekulák helyigényei. Akár ideálisan elegyedik két komponens egymással, akár egyáltalán nem elegyednek, Aid egyenlı lesz A12-vel, mely a keverékfilmben lévı aktuális molekuláris helyigény. Ha eltérés van a kísérletileg meghatározott, keverékfilmben lévı molekuláris helyigény és az ideális keveredés feltételezett értéke között, a többlet területet a keveredı komponensek kölcsönhatásának mértékeként kell figyelembe venni.

∆A = A12 − Aid A keverékfilmekben az additivitástól való eltérés (∆A) a megnövekedett tömörségnek, a vonzó kölcsönhatásnak, vagy komplex képzıdésnek tulajdonítható, ha ∆A < 0, vagy a taszító kölcsönhatásnak, ha expanzió tapasztalható (∆A > 0).

49

-1

20

*molekula

0

∆A / Aid /

2

A

10

0,0

0,1

0,2

0,3

0,4

0,5

0,6 XMik

-10

-20

29. ábra A különbözı összetételő (m/m) DPPC-mikolsav monorétegek relatív többlet molekuláris helyigényei (∆A/Aid) 15 mN/m (▲), 20 mN/m (▼), és 25 mN/m (●) oldalnyomásokon, 24 ºC-on, (teli szimbólumok) és 36 ºC-on (üres szimbólumok).

Az izotermák additivitás analízisének eredményét foglalja össze a 29. ábra azokat az oldalnyomásokat tekintve, amelyeknél penetráció vizsgálatokat végeztem. A DPPC közel ideális keveréket képezett a mikolsavval 36 ºC-on 0.25-ös moltörtig. Ennél nagyobb mikolsav tartalomnál eltérés van az ideális elegytıl, a keverékfilm kiterjedtebb, mint amennyire az a komponensek individuális izotermái alapján várható. A molekuláris kölcsönhatás, az alkotóelemek kölcsönhatására összetettebb 24 ºC-on. Kis mértékő expanzió figyelhetı meg kis mikolsav koncentráció mellett, de jelentıs negatív többlet terület mutatkozott nagyobb mikolsav koncentrációknál (3:1 és 1:1 tömegarány). A keverékfilm tömörsége DPPC-mikolsav 3:1 tömegaránynál 24 ºC-on a legnagyobb, ami a molekulák megnövekedett tömörödését mutathatja. Ez az elrendezıdés egyedinek tőnik a keverékfilm szerkezeti tulajdonságainak megváltozása szempontjából. A 3:1 tömegarányú DPPC-mikolsav filmek bizonyultak a legérdekesebb rendszernek additivitásuk nagy hımérsékletfüggése miatt [110]. Az ezekbıl készült monoréteget szilárd hordozóra vittük át, majd további vizsgálatnak vetettük alá, melyekrıl a fejezet késıbbi részeiben számolok be.

50

5.1.2 A lipid Langmuir-filmek stabilitása A Langmuir-filmek stabilitásán azt értjük, hogy a lipid réteget egy adott oldalnyomásra komprimálva, állandó területet tartva, idıben változik-e az oldalnyomás. Ennek a stabilitásnak másik meghatározási lehetısége a fordított módszer, amikor azt mérjük, hogy milyen területváltoztatást kell végezni ahhoz, hogy az oldalnyomás érték ne változzon. Mivel kísérletileg biztosabban (pontosabban) megoldható az elsı változat, méréseimben ezt a módszert követtem. Ahhoz, hogy a penetrációs méréseket megfelelıen ki tudjam értékelni és az eredményeket értelmezni, elızetesen referenciaként a lipid filmek idıbeli stabilitását is meg kellett vizsgálnom. A méréseket 15 mN/m, 20 mN/m és 25 mN/m kezdeti oldalnyomásokon végeztem 24°C-on és 36°C-on egyaránt. A film oldalnyomás változását egy órán keresztül regisztráltam, mivel a penetráció idıtartama is ilyen volt. A mért oldalnyomás csökkenést, ∆π, a penetráció mértékének meghatározásakor figyelembe vettem. A stabilitás méréseket megelızıen egymás után kétszer komprimáltam, illetve expandáltam a monoréteget, hogy kondicionált Langmuir-filmet kapjak a stabilitás-mérésekhez.

s á t i l i b a t s i l e b d i H 0 0 1 n o p i l o h p s o h P

π (mN/m)

C ° 6 3 + C ° 4 2 , l m / g m 1 , 0 , l 7 8

30

µ

25 20 15 10 5 0 0

600

1200

1800

2400

3000

3600

t (s) 30.ábra Phospholipon® 100 H lipid filmek stabilitásai 24°C-on 15 mN/m, 20 mN/m és 25 mN/m, valamint 36 °C-on 15 mN/m, 20 mN/m és 25 mN/m kezdeti oldalnyomásokon.

Általános jelenség, amit Phospholipon® 100 H esetére a 30. ábra mutat, hogy a lipid filmek stabilitás görbéi a kívánt oldalnyomás elérése és a gát megállítása után oldalnyomás 51

esést mutatnak. Ennek oka a lipid filmek összenyomás utáni relaxációja. Ez összhangban áll azzal a megfigyeléssel, hogy a kívánt oldalnyomás elérése után tíz perccel az oldalnyomás esés mértéke jelentısen lecsökken. (Felmerülhet az is, hogy a lipid filmet alkotó molekulák valamilyen módon átjutnak a gát alatt a normális esetben lipidet nem tartalmazó, gát mögötti felszínre. Ebben az esetben azonban az oldalnyomás esés egyenletes és drasztikus, az ilyen, rendkívül ritkán elıforduló esetekben már a stabilitás mérések megkezdése elıtt felvett izotermákon látszik a területigény változás. Ilyen esetben a stabilitás mérést értelmetlen megkezdeni, a Langmuir kádat és a gátakat célszerő alaposan, akár többször egymás után megtisztítani.) Mivel a relaxáció mértéke függ a komprimálás sebességétıl, ez minden izoterma felvételénél és penetrációmérésnél azonosnak választottam. A lipid film stabilitása, vagyis a molekulák rendezıdése a komprimálás közben és a gát megállítása után nagymértékben függ az összetételtıl is. Ezért miden lipid rendszerre és vizsgálati hımérsékletre meghatároztam a stabilitás értékeket. Az 1. táblázatban a Phospholipon® 100 H, és a DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú keverék Langmuir-filmek stabilitás méréseinek 3600 s-nál kapott oldalnyomás értékeit foglaltam össze.

π0 (mN/m) ∆π (mN/m) Phospholipon® 100 H DPPC-mikolsav 3:1 24°C

36°C

24°C

36°C

15

3,4

4,0

3,2

3,2

20

3,7

4,6

4,4

3,0

25

4,7

6,2

6,2

4,9

1. táblázat A Phospholipon® 100 H, és a DPPC-mikolsav 3:1 (m/m) keverék Langmuirfilmek stabilitás méréseinek 3600 s-nál kapott oldalnyomás értékei, a szórás 0.5mN/m-en belüli.

52

π (mN/m)

KülönbözL lipidfilmek idLbeli stabilitásai 87µl, 0,1 mg/ml, 24°C 20mN/m

30 25 20 15 10 5 0 0

600

1200

1800

2400

3000

3600 t (s)

31. ábra: Különbözı lipid Langmuir-filmek stabilitásai 24°C-on 20 mN/m kezdeti oldalnyomáson: Phospholipon® 100 H, DPPC, DPPC-POPC 1:1, DPPC-mikolsav 1:1, DPPC-mikolsav 3:1, mikolsav.

A 31. ábrán 20mN/m kezdeti oldalnyomásra komprimált, különbözı összetételő Langmuir-filmek stabilitását hasonlítjuk össze. Legnagyobb mértékő relaxációt a mikolsav film mutat, valamint a miklosav tartalmú DPPC filmek. Ez összhangban van azzal a szerkezet változással, ami a kompressziós expanziós az izoterma szakasz hiszterézisében is jól megfigyelhetı volt (28. ábra). A mikolsavakban a 16, 18 szénatomot jóval meghaladó és különbözı hosszúságú szénláncok találhatók, amelyek feltehetıen kevésbé orientáltak, rendezettek, mint a DPPC molekuláké, illetve a konformációjuk a molekulák számára rendelkezésre álló helytıl erısen függ.

53

5.2 Penetráció mérések 5.2.1 Antituberkulotikum jelölt molekulák

A TB501, TB502 és TB505 penetrációja Egy in silico módszerrel azonosított, potenciális gyógyszermolekula három változatát, a TB501-t, a TB502-t és a TB505-t vizsgáltam a penetrációs kísérletek során. A TB502-t és a TB505-t a többi hatóanyaggal ellentétben dimetil-szulfoxidban (DMSO) oldottam fel. Az azonos mennyiségő tiszta DMSO oldalnyomás változtató hatását külön kísérletben ellenıriztem, és elhanyagolhatónak találtam (32. ábra).

∆π (mN/m)

ó á

10

DMSO penetr ci ja Phospholipon 100H-ba o (24 C 15mN/m)

8

6

4

2

0 0

600

1200

1800

2400

3000 3600 t (s)

32. ábra: DMSO Phospholipon® 100 H lipidfilmmel való kölcsönhatása során fellépı oldalnyomás-változás (∆π) 24°C-on 15 mN/m kezdeti oldalnyomás mellett.

A penetrációs méréseket az elızı fejezetrészekben leírtaknak megfelelıen 15 mN/m, 20 mN/m és 25 mN/m kezdeti oldalnyomásokon végeztem 24°C-on és 36°C-on egyaránt [111]. Példaként a TB501 penetrációs eredményei három különbözı oldalnyomáson, 24°C-on a 33. ábrán látható. A TB501 penetrációs képessége kisebb tömörségő monorétegbe (15mN/m) nagyobb, de fontos megjegyezni, hogy érzékelhetı oldalnyomás változás volt megfigyelhetı 20,

és

még

25mN/m-nél

is.

Ez

egyértelmő

kölcsönhatásnak. 54

bizonyítéka

a

membrán-hatóanyag

A hatóanyag lipid membránnal való kölcsönhatásának (penetráció) mutatója az oldalnyomás növekedése (∆π). A penetráció nagyságának meghatározásához összevetettem a tiszta lipid film stabilitásakor kapott oldalnyomás értékeket a lipid film hatóanyaggal való kölcsönhatásakor kapott oldalnyomás értékekkel. A TB501 és TB502 Phospholipon® 100 H rétegbe való penetrációjának mértékét jellemzı ∆π értékeket a 2. táblázatban foglaltam össze

∆π (mN/m)

a két hımérsékleten és különbözı oldalnyomásoknál. 5 4 15mN/m 20mN/m 25mN/m

3 2 1 0 -1 0

600

1200

1800

2400

3000 t (s)

33. ábra A TB501 penetrációja (∆π) Phospholipon® 100 H monorétegbe 24°C-on, 15 mN/m (□), 20 mN/m (○), és 25 mN/m (∆) kezdeti oldalnyomásoknál.

π0 (mN/m)

∆π (mN/m) TB501

TB502

24°C

36°C

24°C

36°C

15

2,4 ±0,5

3,0 ±0,5

1,5 ±0,4

3,7±0,5

20

1,3 ±0,3

2,1 ±0,2

0,7 ±0,2

3,2±0,5

25

0,9 ±0,2

1,1 ±0,1

0,3 ±0,1

2,7±0,3

2. táblázat A TB501 és a TB502 penetrációjának mértéke (∆π) 15, 20 és 25mN/m-es Phospholipon® 100 H filmbe 24 és 36oC-on

55

A TB501 és a TB502 csekély, de szignifikáns és hasonló membrán affinitást mutat 24oC-on, míg a penetráció a lipid réteg tömörségével egyre gyengül 20 és 25mN/m-nél. Különbséget találtunk azonban 36oC-on a TB502 és a TB501 penetrációs viselkedése között. A TB502 határozottan nagyobb fokú penetrációt mutat, mint a másik vegyület. Ezen tulajdonság tesztelésére kiterjesztettük a kísérletet 30mN/m-es oldalnyomású lipid rétegre is, és számottevı affinitásbeli különbséget kaptunk ebben az esetben is. A két molekula felépítésében a legszembetőnıbb különbség a nagyobb helyigény a TB501 esetében. A molekularészlet, amely a TB502-n hiányzik, poláros csoportot is tartalmaz. A MIC értékek pedig azt mutatják, hogy ennek a molekularészletnek nincs szerepe az antibakteriális hatásban. Tehát a TB502-es változat elınyösebb hatóanyag jelölt a membránaffinitás és az antibakteriális hatás szempontjából is. A

TB505

egyik

hımérsékleten

és

oldalnyomáson

sem

mutatott

mérhetı

membránaffinitást. Ez a molekula szerkezetét figyelembe véve annak tulajdonítható, hogy Br tartalmú oldalcsoportja miatt nagyobb a vízoldhatósága, mint a másik két vegyületé.

5.2.2. Hatóanyag konjugátumok penetrációja

INH és az INH-red-Ser penetrációja Phospholipon® 100 H filmbe A hatóanyag és hatóanyag jelölt molekulák peptid konjugátumait azzal a céllal tervezték és állították elı az MTA-ELTE Peptidkémiai Kutatócsoportban, hogy elısegítse a hatóanyag molekula receptor mediált endocitózisát. Ezek a kapcsolódó molekulák oligopeptidek, amelyek egyben amfipatikus tulajdonságúak is lehetnek, így a hatóanyag konjugátum polaritása és várhatóan aspecifikus membrán affinitása is növekedni fog.

56

a b H 0 0 1 n o p i l o h p s o h P a j ó i c á r t e n e p H N I 蔕

9

m / N m 5 1 C o 4 2

10

蔔

8 7 ∆π (mN/m)

6 5 4 3 2 1 0 -1 0

600

1200

1800

2400

3000

3600

t (s)

34. ábra Az INH Phospholipon® 100 H lipidfilmmel való kölcsönhatása során fellépı oldalnyomás-változás (∆π) 24°C-on 15 mN/m kezdeti oldalnyomás mellett.

A 34. ábrán az idı függvényében ábrázoltam az INH-oldat szubfázisba való injektálását követı oldalnyomás változást (∆π), mely a penetráció mértékérıl ad információt. Az INH hatóanyag penetrációjának mértéke (∆π) 24°C-on 15 mN/m kezdeti oldalnyomás mellett, az injektálást követı 3600.-ik másodpercben 0,002 mN/m volt. Ez oly mértékben csekély penetráció, ami nem haladja meg a statisztikai hibahatárt. Az izoniazid jól oldódik vízben, ami gyógyszerként való alkalmazásában azt jelenti, hogy nagy dózisra van szükség, mivel a biológiai rendszerben való eloszlása, a sejtek általi felvétele polaritás alapján nem kedvezı.

57

π (mN/m)

30

INH-redSer Phospholipon 100H-ba valÒ penetr¾ciÒja 87µl, 0,1 mg/ml, 24°C

25 20 15 10 5 0 0

600

1200

1800

2400

3000

3600 t (s)

35. ábra Phospholipon® 100 H stabilitás görbéje (fekete), valamint az INH-red-Ser lipid monoréteggel való kölcsönhatását mutató görbe (piros) 20 mN/m kezdeti oldalnyomásnál 24°C-on.

A 35. ábrán az INH-red-Ser hatóanyag konjugátum lipid monoréteggel való kölcsönhatását mutató görbe, valamint a lipid film stabilitási görbéje látható. A kettı különbségébıl megkapható a kölcsönhatás során fellépı oldalnyomás változás (∆π) az idı függvényében. Eszerint az INH-red-Ser mutat szignifikáns membránaffinitást, szemben az eredeti INH molekulával. Magasabb hımérsékleten az INH-konjugátum penetrációja nagyobb, tehát a lipid filmhez való affinitást jelentısen növelte a peptiddel való konjugálás (36. ábra).

58

∆π (mN/m)

ó

8

INH-red-Ser penetr¾ci ja Phospholipon 100H-ba o o (24 C+36 C 20mN/m)

6

4

2

0 0

600

1200

1800

2400

3000 3600 t (s)

36. ábra Az INH-red-Ser Phospholipon® 100 H lipidfimmel való kölcsönhatása során fellépı oldalnyomás-változás (∆π) 20 mN/m kezdei oldalnyomás mellett 24°C-on (kék), illetve 36°Con (piros).

TB8-konjugátumok penetrációja Phospholipon® 100 H filmbe A peptiddel való konjugálást tekintve hasonló eredményre vezetett más, in silico azonosított hatóanyag jelölt kismolekulák (TB), illetve ezek módosított változatainak kapcsolása tufsin típusú peptid szakasszal.

59

∆π (mN/m)

8

6

4

2

0 0

300

600

900 1200 1500 1800 2100 2400 2700 3000 t (s)

37. ábra A TB852 jelzéső (fekete) és a TB852-peptid-konjugátum (piros) Phospholipon® 100 H lipidfilmmel való kölcsönhatása során fellépı oldalnyomás-változás (∆π) 15 mN/m kezdeti

∆π (mN/m)

oldalnyomás mellett 24°C-on.

8

6

4

2

0 0

300

600

900 1200 1500 1800 2100 2400 2700 3000 t (s)

38. ábra A TB803 jelzéső és a TB803-peptid-konjugátum (----) Phospholipon® 100 H lipidfilmmel való kölcsönhatása során fellépı oldalnyomás-változás (∆π) 15 mN/m kezdeti oldalnyomás mellett 24°C-on 60

Mindkét TB8-konjugátum lényegesen nagyobb penetrációs képességet mutatott Phospholipon® 100 H filmbe, mint az eredeti kismolekulák (37. és 38. ábra).

A pal-T5-(INH)2

penetrációja Phospholipon® 100 H filmbe, illetve DPPC-mikolsav

keverékfilmekbe A pal-T5-(INH)2 az izoniazidnak olyan konjugátuma, amelyben a tufsin-típusú peptidszakasz mellett egy palmitinsav lánc is kapcsolódik a molekulához. 24 és 36oC-on végeztem el a penetrációs kísérleteket a szokásos három különbözı oldalnyomás mellett. Ezúttal a Phospholipon® 100 H lipid film mellett a megelızı kísérletek alapján kiválasztott mikolsav tartalmú DPPC monoréteg is szerepelt, mint membrán modell. A mért penetráció értékeket a 3. táblázatban foglaltam össze.

π0 (mN/m)

∆π (mN/m) Phospholipon® 100 H

DPPC-mikolsav 3:1

24°C

36°C

24°C

36°C

15

8,6 ± 0,3

7,0 ± 0,5

15,0 ± 0,6

9,3 ± 2,0

20

5,2 ± 0,7

5,7 ± 0,7

13,0 ± 1,2

7,1 ± 1,0

25

3,3 ± 1,0

4,3 ± 0,8

10,6 ± 1,0

5,7 ± 0,4

3. táblázat A pal-T5-(INH)2 penetrációjának mértéke (∆π) 15, 20 és 25mN/m-es Phospholipon® 100 H és DPPC-mikolsav 3:1 filmbe 24 és 36oC-on

A legszembetőnıbb eltérés az eddig vizsgált anyagok penetrációs viselkedésétıl a jóval nagyobb membrán affinitás. A molekula hidrofób zsírsavlánccal való kapcsolása jelentısen megnövelte a hidrofobitását, vagyis amfipatikus jellegét, ennek a következménye a penetrációs képesség többszörözıdése pl. az INH-red-Ser-hez hasonlítva. Ezt a hidrofobitás növekedést a log P meghatározásával is bemutattuk. Az INH, mint hidrofil hatóanyag logP értéke -1,14. Ez nagyságrenddel, -0,2-re növekedett a pal-T5-(INH)2 esetében.

Érdemes az egy óra penetrációs idınél meghatározott, átlagos oldalnyomás növekedési adatok (3. táblázat) mellett az oldalnyomás idıbeli változását is megfigyelni. A 39. ábrán a Phospholipon filmmel való kölcsönhatás mérés tipikus görbéi láthatóak az idı függvényében 24 és 36oC-on. Egyértelmő tendencia látszik a ∆π kezdeti oldalnyomástól való függésében.

61

Általánosan érvényes, hogy a kisebb tömörségő filmbe való penetráció mértéke nagyobb. 15

∆π (mN/m)

T=24°C π=15 mN/m, π=20mN/m, π=25mN/m

10

10

5

5

0 0

600

1200

1800

2400

T=36°C π=15 mN/m, π=20mN/m, π=25mN/m

∆π (mN/m)

15

0

3000 3600 t (s)

0

600

1200

1800

2400

3000

t (s)

3600

39. ábra Pal-T5-(INH)2 penetrációja (∆π) Phospholipon® 100 H monorétegbe 24 és 36ºC-on 15 mN/m (■), 20 mN/m (●), és 25 mN/m (▲) kezdei oldalnyomásoknál. Ugyanakkor 24oC-on az oldalnyomás változás arra utal, mintha a penetráció egy óra alatt nem fejezıdne be, kis mértékő, de folyamatos oldalnyomás növekedést tapasztaltunk. Ez még inkább igaz a mikolsav-DPPC filmmel való kölcsönhatásra (40. ábra). Ez a jellegzetesség különbözik a más körülmények között kapott, többi penetrációs eredménytıl. A pal-T5-(INH)2 mikolsav-DPPC keverékfilmmel való kölcsönhatása minden kezdeti oldalnyomásnál és mindkét hımérsékleten nagyobb, mint a Phospholipon® 100 H filmhez való affinitás. DPPC-mikolsav keverékfilm esetén a penetráció foka különösen nagy alacsonyabb hımérsékleten (40. ábra). Mind a nagy membrán affinitás, mind a jellegzetes folyamatos oldalnyomás növekedés a mikolsav jelentéhez köthetı a lipid rétegben.

62

-1

∆π /mN m

15

10

5

0 0

600

1200

1800 t /s

2400

3000

3600

40. ábra Pal-T5-(INH)2 penetrációja (∆π) DPPC-mikolsav (3:1) monorétegbe 24 ºC-on 15 mN/m (■), 20 mN/m (●), és 25 mN/m (▲) kezdeti oldalnyomásoknál.

5.2.3 Penetrációs küszöb A modell rendszerek segítségével végzett penetrációs mérések célja, hogy becslést adjunk arra, képes-e az adott molekula a sejtmembránnal kölcsönhatásba lépni, és abba behatolni. Az élı sejtmembrán oldalnyomását kb. 30mN/m-nek tekintik [111]. Eszerint ilyen oldalnyomású filmbe való penetrációt kellene mérni. Célravezetıbb azonban, ha több, kisebb oldalnyomású filmbe való penetrációt határozzuk meg, és ebbıl extrapolálunk, és így határozzuk meg azt a kritikus oldalnyomást (π*), a penetrációs küszöböt, amelynél nagyobb tömörségő filmbe már nincs penetráció [112]. Így jártunk el az INH-red-Ser konjugátum esetében is (41. ábra)

63

14

∆π (mN/m)

12 10 8 6 4 2 0 10

15

20

25

30

35

40

π0 (mN/m)

41. ábra INH-red-Ser penetrációja (∆π) Phospholipon® 100 H, illetve különbözı összetételi arányú DPPC-mikolsav keverék filmekbe a lipid film kezdeti oldalnyomásának függvényében 24oC-on

A penetrációs küszöb 30-32 mN/m-nek adódott, függetlenül attól, hogy Phospholipon® 100 H vagy DPPC-mikolsav keverékek voltak a lipid monorétegek. Eszerint az INH-red-Ser lipidréteg kölcsönhatásban a mikolsavnak nincs kitüntetett szerepe, de a konjugátum alkalmas arra, hogy behatoljon a biológiai membránhoz hasonló oldalnyomású monorétegbe.

Az in silico meghatározott gyógyszerjelölt molekulák lipid monorétegbe történı, kezdeti oldalnyomások függvényében ábrázolt penetrációs eredményeit a 42. ábrán (24°C-on) és a 43. ábrán (36°C-on) győjtöttem össze. Mivel a TB505 nem mutat érzékelhetı penetrációt sem 24, sem 36 ºC-on, ezért a TB505 hatását nem mutattam az ábrákon. A penetrációs küszöb értékek, vagyis az a legnagyobb oldalnyomása a lipid monorétegnek, amely mellett a hatóanyag még képes penetrálni, tipikusan 30 mN/m körüliek mind a TB501, mind pedig a TB502 hatóanyag esetén 24oC-on, és valamivel kisebbek a TB501 esetén 36ºCon. Ezzel szemben a TB502 36ºC-on jóval nagyobb penetrációs képességet mutatott, a penetrációs küszöb nagyobb, mint 50mN/m. Ez az érték arra mutat, hogy az adott körülmények között ez a hatóanyag képes lenne a membránon áthatolni. Ez figyelemre méltó tulajdonsága a molekulának, tekintve, hogy az 50mN/m-es penetrációs küszöb jóval nagyobb, mint különbözı biológiai membránokra megállapított oldalnyomás értékek. Seelig és munkatársa eritrocita membránra 31-35 mN/m-et, míg a vér-agy gátra πM ~ 35 mN/m-et adott meg [113]. 64

∆π (mN/m)

o

TB501 24 C o TB502 24 C

4

3

2

1

0 15

17

19

21

23

25

27

29

31

π0 (mN/m)

42. ábra: TB501 (■), valamint TB502 (●) Phospholipon® 100 H monorétegbe történı, kezdeti oldalnyomások (π0) függvényében ábrázolt penetrációs (∆π) eredményei 24°C-on.

∆π (mN/m)

4

o

TB501 36 C o TB502 36 C

3

2

1

0 15 18 21 24 27 30 33 36 39 42 45 48 51 54 π 0(mN/m)

43. ábra TB501 (■), valamint TB502 (●) Phospholipon® 100 H monorétegbe történı, kezdeti oldalnyomások (π0) függvényében ábrázolt penetrációs eredményei (∆π) 36°C-on.

A pal-T5-(INH)2 Phospholipon® 100 H lipidfilmbe, illetve DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú keverékfilmbe való penetrációjának küszöb értékeit a fentiekhez hasonlóan ábrázoltam 24oC-on (44. ábra) és 36oC-on (45. ábra) egyaránt. Minden esetben 30mN/m-nél 65

nagyobb penetrációs küszöb értéket határoztam meg. A Phospholipon® 100 H-ba való penetráció során 24oC-on – a fent említett TB501 és TB502 penetrációjához hasonlóan – 32 mN/m körüli küszöbértéket kaptam, míg a DPPC-mikolsav 3:1 lipidrétegbe való penetrációs küszöbe ennél jóval magasabb, 49 mN/m körüli értéknek adódik. 36 oC-on a két különbözı lipid filmmel kapott küszöb értékek 40mN/m közeliek. Ez azt mutatja, hogy a DPPCmikolsav filmmel mutatott erısebb kölcsönhatás mindkét hımérsékleten érezteti hatását, és valószínősíti a membránba való behatolást. A pal-T5-(INH)2 Phospholipon® 100 H-ba való penetrációs képessége jelentıs növekedést mutat a hımérséklet emelkedésével, a penetrációs

∆π (mN/m)

küszöb érték 40 mN/m körülinek adódik.

16

Phospholipon 100 H 24oC DPPC-mikolsav 3:1 24oC

14 12 10 8 6 4 2 0 15

20

25

30

35

40

45

50

π0 (mN/m)

44. ábra pal-T5-(INH)2 Phospholipon® 100 H monorétegbe (■), valamint DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú monorétegbe (●) történı, kezdeti oldalnyomások (π0) függvényében ábrázolt penetrációs eredményei (∆π) 24°C-on.

66

∆π (mN/m)

12

Phospholipon 100 H 36oC DPPC-mikolsav 3:1 36oC

11 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 15

20

25

30

35

40

45

π0 (mN/m)

45. ábra pal-T5-(INH)2 Phospholipon® 100 H monorétegbe (■), valamint DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú monorétegbe (●) történı, kezdeti oldalnyomások (π0) függvényében ábrázolt penetrációs eredményei (∆π) 36°C-on.

5.2.4 Antimikrobiális polimerek penetrációja

A DPPC oldalnyomás-terület izotermája alapján megválasztott két különbözı, a 8 mN/m és 20 mN/m kezdeti oldalnyomású lipidfilmmel végeztem penetrációs kísérleteket az antimikrobiális polimerekkel. A vizsgált anyagok az eredeti, elágazó szerkezető poli-(etilén imin), PEI, és ennek két, kvaterner ammónium csoportokkal, különbözı hosszúságú alkil láncokkal, és PEO lánccal kapcsolt módosulata. Ezek jele: PEI-QI-A8-J és PEI-QI-A16-J, ahol a A8 oktil, míg az A16 hexadecil láncok kapcsolását jelenti a PEI amin csoportjaihoz. A PEO láncok szerepe a hidrofobizált kationos polielektrolit vízoldhatóságának növelése volt. Az

amfifil

polielektrolitok

membránokkal

való

kölcsönhatási

képességének

jellemzésére Langmuir-filmbe való penetrációs kísérleteket végeztünk, majd az LB-filmek szerkezetét AFM-mel is tanulmányoztuk. Három különbözı lipid monoréteget választottunk a membrán affinitás méréséhez. Az egyik a DPPC, a másik kettı töltéssel rendelkezı lipidet is tartalmaz 25t%-ban. Ezek a töltéssel rendelkezı lipidek a bakteriális lipid kettısrétegben nagyobb mennyiségben elıforduló DPPG és kardiolipin voltak. Általában jellemzı, hogy rendkívül nagy mértékő oldalnyomás növekedést tapasztaltunk az amfifil polielektrolitok penetrációjának mérésekor. Példaként a PEI-QI-A8-J 67

polimer penetrációs görbéjét tüntettük fel a 46. és 47. ábrákon, a DPPC-kardiolipin film 8 és 20mN/m-es kezdeti oldalnyomásánál. A mindkét oldalnyomásnál érvényesülı nagy membrán affinitás mellett az is látszik az ábrákon (piros görbe), hogy az alkalmazott 25µg/ml-es koncentrációban a polimer szignifikáns felületaktivitást is mutat. Ez a kisebb membrán affinitást mutató, korábban vizsgált anyagok egyikénél sem volt tapasztalható. Ugyanakkor az is látszik, hogy ez a felület aktivitás kisebb, mint a lipid filmmel való kölcsönhatás következtében kialakuló oldalnyomás növekedés. Vagyis a felületaktivitáshoz hasonlítva nagyobb membrán affinitás tapasztalható. A polimerek felületaktivitását a nagyobb pontosság

π (mN/m)

érdekében független (függı csepp) módszerrel határoztuk meg.

Penetráció DPPC-Klipin filmbe (24 °C 8mN/m)

30 25 20 15 10 5 0 0

600

1200

1800

2400

3000

3600

4200

4800

t (s)

46. ábra A PEI-QI-A8-J polimer penetrációja DPPC-kardioliplin monorétegbe 8 mN/m kezdeti oldalnyomásnál 24°C-on. A pirossal jelzett görbe a lipiddel nem borított vízfelszínen mért felületi feszültség csökkenés, ∆γ.

68

Penetráció DPPC-Klipin filmbe (24 °C, 20 mN/m) 40

π (mN/m)

35 30 25 20 15 10 5 0 0

600

1200

1800

2400

3000

3600

4200 4800 t (s)

47. ábra A PEI-QI-A8-J polimer penetrációja DPPC-kardioliplin monorétegbe 20 mN/m kezdeti oldalnyomásnál 24°C-on. A pirossal jelzett görbe a lipiddel nem borított vízfelszínen mért felületi feszültség csökkenés, ∆γ.

A 48. ábrán a két amfifil polielektrolit és az eredeti PEI penetrációs értékeit tüntettük fel DPPC-be, és az egyik negatív töltéső lipidrétegbe (DPPC-DPPG). A PEI csekély membrán affinitást mutat. Egyértelmően látszik, hogy a PEI hidrofób láncokkal való módosítása jelentısen megnövelte a membrán affinitást mindkét tömörségő és összetételő lipid filmbe. A

∆π értékek 13 és 27 mN/m között változnak. A kevésbé komprimált filmbe (8 mN/m) való penetráció mértéke nagyobb, az észlelt oldalnyomás növekedés a tömörebb (20 mN/m) monoréteg esetében szintén számottevı. A DPPG negatív töltéső lipid, mely képes elektrosztatikus kölcsönhatásba lépni a polikationos antibakteriális polimer molekulákkal, és ez által elısegíteni az ilyen polimer molekulák lipid filmbe való penetrációját. Ezért meglepı, hogy a semleges és a negatív töltéső lipid rétegbe való penetráció lényegében nem különbözik egymástól.

69

a

25

π0=8mN/m

30

π0=20mN/m

25

π0=8mN/m

b

π0=20mN/m

20

20 ∆π (mN/m)

∆π(mN/m)

30

15 10

15 10 5

5

0

0 0

8

cn

16

0

8

cn

16

48. ábra Változó alkillánc hosszúságú (An) PEI-QI-An-J polimerek penetrációs értékei (∆π), a DPPC monorétegbe (a), illetve a DPPC-DPPG 3:1 tömegarányú keverékfilmbıl (b) képzett monorétegbe történı penetráció során 8, illetve 20mN/m kezdeti oldalnyomásokon. A tiszta PEI (akil lánc nélkül: n=0) penetrációját szintén feltüntettük. Az alsó fázis PBS.

Ennek oka lehet az alsó fázis elektrolit tartalma, ami az elektrosztatikus vonzó kölcsönhatást mérsékli. Ezért bizonyos penetrációs kísérleteket megismételtük alsó fázisként kétszer desztillált vizet alkalmazva. Ebbıl a közegbıl a polimerek adszorpciója és penetrációja a lipid rétegbe eltérı eredményt mutatott a PBS közeghez képest. A várt nagyobb membrán affinitás a negatív lipid réteghez azonban itt sem mutatkozott.

Közeg

Víz

Polimerek

PEI-QI-A8-J PEI-QI-A16-J PEI-QI-A8-J PEI-QI-A16-J

∆γ

11,9

7,1

16,5

11,3

DPPC

18,7

10,4

27,0

15,3

DPPC+DPPG

22,0

12,1

24,7

16,3

DPPC+kardiolipin

21,0

9,8

_

_

(mN/m)

∆π (mN/m)

PBS

4. táblázat Antibakteriális hatású amfifil polieletrolitok (PEI-QI-A8-J és PEI-QI-A16-J) felületi feszültség csökkentı hatása és penetrációja különbözı lipid monorétegekbe, víz illetve PBS közegben. A kezdeti oldalnyomás (π0) 8mN/m. A polimer koncentráció 25µg/ml. 70

A két amfifil polimer egy adott oldalnyomású (8mN/m), de különbözı összetételő lipid rétegekbe való penetrációjának eredményeit a 4. táblázatban foglaltuk össze összehasonlítva a víz, illetve PBS közegben végzett méréseket. A penetrációs eredmények értelmezéséhez a polimerek felületaktivitását is meghatároztuk. A penetrációs mérések során az alsó fázisban kialakuló polimer koncentrációnak megfelelı koncentrációjú vizes polimer oldatok felületi feszültségét mértük. A tiszta oldószer és polimer oldat felületi feszültségének különbségeként kapott felület aktivitásokat (∆γ) is a 4. táblázat tartalmazza. Szembetőnı, hogy mind a felület aktivitás, mind a megfelelı penetrációs értékek rendre nagyobbak a PBS közegben, mint a vízben. A PBS rosszabb oldószere lehet a polimereknek, mint a víz, így az határfelületi adszorpcióban is ez a különbség nyilvánul meg. A két polimerre vonatkozó értékek összehasonlításából az látszik, hogy a hosszabb hidrofób láncokat tartalmazó, erısebben hidrofób molekula felületaktivitása és membrán affinitása is kisebb, mint a másik molekuláé. Ez a tapasztalat ellentmondásban van azzal, hogy a membránalkotó lipidekkel való kölcsönhatás a megnövelt hidrofobitású molekuláknál kedvezményezett. Ennek a nem várt viselkedésnek az egyik lehetséges magyarázata a polimerek oldhatóságbeli különbsége. A hexadecil láncokat tartalmazó molekula hidrofobitása esetleg olyan nagy, hogy egy része nem is oldódik, és így a penetrációban nem vesz részt. Ezért a szokásos 25µg/ml-es penetrációs koncentrációnál három kisebb koncentrációnál is elvégeztem a penetrációs kísérletet. Ennek eredményét mutatja a 49. ábra. A koncentráció csökkenésével a penetráció mértéke fokozatosan csökken, de a két polimer esetén a görbe jellegében nincs eltérés. Ebbıl arra következtethetünk, hogy valószínőleg nem az eltérı oldhatóság áll a penetrációs viselkedés hátterében, legalábbis nem a telített oldat értelmezés szerint.

71

30

∆π (mN/m)

25

cn = 8

20 15 cn = 16 10 5 0

5

10

15

20

25 c (µg/ml)

49. ábra A PEI-QI-A8-J és PEI-QI-A16-J amfifil polielektrolitok penetrációja különbözı polimerkoncentráció esetén

Tovább vizsgálva a két polimer oldatot, azt állapítottuk meg, hogy az azonos koncentrációjú vizes oldatok turbiditása eltérı. A PEI-QI-A16-J oldatának a teljes tanulmányozott koncentráció tartományban nagyobb a zavarossága, mint a PEI-QI-A8-J oldaté (50. ábra). Ebbıl arra következtethetünk, hogy az erısebb hidrofób jelleg miatt más konformációt vesz fel a PEI-QI-A16-J molekula, ami elısegíti az adott koncentrációnál a kezdıdı aggregációt.

0,04

A (320nm)

0,03

0,02

0,01

0,00 0

5

10

15

20

25

c (µg/ml)

50. ábra PEI-QI-A8-J (■) és PEI-QI-A16-J (●) vizes oldatának zavarossága (A) 320 nm-en mérve

72

A PEI-QI-A16-J molekula kevésbé effektív felületaktivitása és membrán affinitása tehát inkább konformációs okokra vezethetı vissza. A PEI-QI-A16-J molekula viselkedése arra utal, hogy a hidrofób láncok a molekulán belül asszociálódnak, ami az egész molekula hidrofób jellegét csökkenti. Hasonló konformációs változásokról, un. unimolekuláris micellák képzıdésérıl számoltak be korábban a blokk kopolimerek [114–116] és a hidrofób módosított kationos polielektrolitok esetében [117]. A hosszú hidrofób láncok közötti kölcsönhatás következtében kezdıdı aggregáció, illetve konformáció változás lehet az oka a vártnál kisebb penetrációs képességnek.

5.3 Szerkezetváltozások A penetrációs folyamat eredménye az LB-technikával csillám hordozóra felvitt lipid réteg AFM felvételein megfigyelhetı. A tiszta Phospholipon® 100 H réteg 24 ºC-on nagymértékben homogén felszínt mutat kiemelkedı szigetekkel. A vonal szekció analízis inkább sima felszínt mutat 0.1-0.2nm érdességgel. A domainek vastagságát 2.4 nm-nek találtuk, egybevágóan a monorétegben majdnem függıleges térállásban elhelyezkedı alkil láncok hosszával. A Phospholipon® 100 H réteg hasonló homogeneitást mutat 36 ºC-on, bár a szigetek közötti árkok szélesebbek és a monoréteg vastagsága kisebb (1.5nm), mely a lipid molekulák magasabb hımérsékleten lévı kevésbé orientált szerkezetét tükrözi (51. ábra).

73

a

b

51. ábra Phospholipon® 100 H monorétegbıl muszkovit csillám hordozóra 15mN/m oldalnyomás mellett felvitt LB-filmek AFM képei 24 ºC-on (a), és 36 ºC-on (b) A TB501-gyel, valamint TB502-vel 24 és 36oC-on penetráltatott Phospholipon® 100 H filmeket muszkovit csillám szilárd hordozóra vittem át LB technikával 15mN/m oldalnyomáson. Ezeknek az egyrétegő filmeknek a felszínét kontakt módban felvett AFM képekkel jellemeztük. A komplex rétegek morfológiája az 52. ábrán látható. Az AFM felvételek fontos különbségeket mutatnak mind a TB501, mind pedig a TB502 Phospholipon® 100 H monoréteggel való kölcsönhatásának hımérséklet függésében. A TB501 penetrált filmek topográfiája jelentékeny laterális heterogenitást mutat. A domaines szerkezet észlelhetı, de a penetrált molekulák jelenlétével zavart, mely 24oC-on megnövekedett felületi érdességhez, illetve magasabb hımérsékleten nagy aggregátumok kialakulásához vezet (52. ábra). A lipid monorétegeken megjelenı két fajta szerkezeti

74

változás tisztán reprezentálja a gyógyszerjelölt molekulák lipid réteggel való kölcsönhatásának hatását.

a

b

52. ábra Phospholipon® 100 H monoréteg TB501 (a) 24 oC-on és 36oC-on (b) bekövetkezett penetrációja után.

A domaines szerkezet alapvetıen fennmarad a TB502 penetrációját követıen is (53. ábra), míg a tiszta lipid filmmel összevetve kapott jellemzı változás a lipid domainek közötti borítatlan területek szignifikáns csökkenése. Különösen a 36oC-on TB502-vel penetráltatott lipid film képe mutat fontos szerkezeti változásokat a jelentıs érdességő, nagyobb tömörségő szigetek közötti területekkel.

a

b

53. ábra Phospholipon® 100 H monoréteg TB502 (a) 24 oC-on és 36oC-on (b) bekövetkezett penetrációja után.

75

Összevetve a felületi képalkotás eredményeit a penetrációs kísérletek eredményeivel az a következtetés vonható le, hogy a feloldott gyógyszerjelölt molekulák lipid rétegbe való penetrációja a monoréteg szerkezetében való jelentékeny, látható zavarhoz vezetett. A molekuláris mérettıl és szerkezettıl függıen a kölcsönhatás különbözı mechanizmusokat mutat és ebbıl eredıen különbözı szerkezet változásokat okoz. Habár a TB501 és TB502 penetrációs mértéke hasonló, a TB502 szerkezet változtató képessége kevésbé figyelhetı meg a lipid domaineken, ami összefüggésben áll azzal a ténnyel, hogy a TB502 a TB501-nél kisebb molekula. Inkább a domainek közötti régiókban koncentrálódik, összhangban a komplex LB-filmek AFM képeivel.

A DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú Langmuir-filmek bizonyultak a legérdekesebb rendszereknek, melyek hımérsékletfüggı kompatibilitást mutatnak. Az ilyen monorétegeket, melyeket szilárd hordozóra vittem át, további vizsgálatoknak vetettük alá. Az egyrétegő LB filmek AFM képei az 54. ábrán láthatók. A DPPC-mikolsav 3:1 tömegarányú Langmuirfilmeket 20 mN/m oldalnyomáson üveglapra vittem át. A 24ºC és 36ºC-on készített monorétegek morfológiáját jellemeztük. Habár az AFM felvételek nem mutatják a monorétegben lévı egyedi molekulák elhelyezkedését, néhány jellemzı szerkezeti sajátság megmutatható és összehasonlítható. A 24ºC-on készítet keverékfilm nagyon heterogén felülete figyelhetı meg az 54. ábrán. Valószínőleg a rendezett lipid molekulákból formálódott, jól definiált és meglehetısen sík szint teraszként jelenik meg, míg kisebbnagyobb aggregátumok e fölé a szint fölé emelkednek. A keresztmetszeti profil kimutatta, hogy a „terasz” vastagsága 2 nm körüli. Ez a DPPC molekulák hosszához közeli, de annál kisebb érték, tehát a lipid molekulák a hordozó felszínén a normálishoz képest megdılten állhattak. Az aggregátumok magassága 7 és 10 nm között változik, ami a mikolsav molekulák hosszának tartományában van, vagy abból egy kicsit kiemelkedik. A megnyúlt alkilláncú mikolsav molekulák hosszúságára hozzávetılegesen 7 nm-t adtak meg korábban [109]. Az aggregátumok a domaineken belül és közöttük is változó alakban vannak jelen. Ez a komponensek aggregációját és kondenzációját jelzi 3:1 tömegaránynál 24ºC-on. A monoréteg ezen szerkezete összhangban van az additivitás analízis eredményével, mely szerint ez a rendszer az ideális keveréknél kisebb területigényő. Homogénebb, tipikus szigetes megjelenéső lipid domainek láthatók az ugyanolyan összetételő, 36ºC-on készített monoréteg AFM képén (54. ábra). A kerek domainek vastagsága az alacsonyabb hımérsékleten készültekéhez hasonló. Csillag alakú és széles

76

oldalsó kierjedéső, magas aggregátumok szintén láthatóak. Ez a sajátság megegyezik azzal, amely az azonos hımérsékleten készített tiszta mikolsav filmen figyelhetı meg [110]. Figyelembe véve ezeket a szerkezeti részleteket és az ezzel megegyezı többlet felület értékeket, a DPPC-mikolsav 3:1 összetételi arányú rendszerben fázis szeparáció inkább lehetséges 36ºC-on, mint 24ºC-on. Ráadásul a hidrofób aggregátumok megjelenésében különbség van, ami diszperzebbnek látszik az alacsonyabb hımérsékleten készült filmben.

77

51 ábra DPPC-mikolsav (3:1) monorétegbıl szilárd hordozóra 20mN/m oldalnyomás mellett felvitt LB-filmek AFM képei 24 ºC-on (a), és 36 ºC-on (b). 78

Ha összevetjük az INH lipopeptid konjugátumának (pal-T5-(INH)2) a Phospfolipon® 100 H filmbe, illetve a mikolsav tartalmú DPPC filmbe való penetrációját, azt látjuk, hogy mindkét vizsgált hımérsékleten a DPPC-mikolsav filmbe nagyobb mértékő. Ez az eredmény, tekintve a film kondenzált jellegét (∆A<0), nem várt. Ez a nagy membrán affinitás a keverékfilm sajátos

szerkezetéhez

köthetı.

A

mikolsav

molekulák

számos

aggregátuma

volt

megfigyelhetı a monorétegben. A mikolsav erısen hidrofób természetét, különösen a hajtogatott konformációét nemrégen bizonyították [108, 118]. Feltehetıleg a nagy penetrációs fok annak a következménye, hogy a szélesen kiterjedt hidrofób mikolsav domainek a hatóanyag

konjugátum

hidrofób

palmitinsav

célpontként szolgálnak.

79

oldalláncainak

kedvezı

kölcsönhatási

Összefoglaló Munkám

során

bioaktív

molekulák

kölcsönhatását

vizsgáltam

sejtmembrán

modellként szolgáló, különbözı lipid rétegekkel. A vizsgált bioaktív molekulák antibakteriális hatóanyagok, vagy hatóanyag jelöltek, melyek nagy része a tuberkulózis elleni terápiában használható. A sejtmembránnal való kölcsönhatásuk meghatározó fontosságú, hogy hatásukat kifejtsék a szervezetben. Egyszerősített membrán modellként a lipid molekulák rendezett rétegét, a vízfelszínen kialakított Langmuir-filmet használtam. A lipid réteg összetételét úgy választottam meg, hogy tartalmazza a bakteriális sejtmembrán, illetve az Mbt fıbb komponenseit. A membrán modellel való kölcsönhatás kvantitatív jellemzésére a bioaktív molekulák penetráció képességét határoztam meg Langmuir-mérlegben végrehajtott tenziometrikus mérésekkel. A lipid filmek és a hatóanyaggal penetrált lipid rétegek szerkezet vizsgálatára atomi erı mikroszkópiát használtam. Összehasonlítottam a 24 és 36oC-on adódó penetráció képességet, és az egyes hatóanyag-jelölt molekulákra meghatároztam a penetrációs küszöb értéket, ami azt a maximális lipid film oldalnyomást jelenti, amely tömörségő membránba a hatóanyag képes behatolni. A vizsgált bioaktív molekulák között szerepeltek in silico módszerrel azonosított antituberkulotikus hatóanyag jelöltek, már ismert hatóanyagok peptid, illetve lipopeptid konjugátumai, valamint antibakteriális szintetikus amfifil polimerek. Összefüggést kerestem a hatóanyag jelölt molekulák szerkezete és a penetrációs küszöb értékek között. Megállapítottam, hogy a poláris hatóanyag molekulák peptiddel való konjugálása általában növeli a membránaffinitást. Jelentıs volt a növekedés a lipopeptid konjugátum (palT5-(INH)2) esetében. Ez a hatóanyag-konjugátum az Mtb sejtmembránt modellezı mikolsav tartalmú lipid réteggel kiemelkedı kölcsönhatást mutatott. Az elektrosztatikus kölcsönhatás ugyanakkor nincs jelentıs hatással a membrán affinitásra a vizsgált rendszerek esetében. A polimer típusú amfifil antibakteriális anyagok elsısorban a hidrofób kölcsönhatáson alapuló membrán affinitást mutatnak, amelyet a molekula konformációja is befolyásol. Az AFM felvételek szerint a bioaktív molekulák penetrációja szerkezetváltozást idéz elı a lipid monorétegben: megszőnik a molekulák rendezettsége, megnövekszik a lipid film felületi érdessége. Az ilyen módon végzett membrán affinitási vizsgálatok hozzájárulhatnak a nagyszámú gyógyszerjelölt molekula közötti szelektáláshoz, illetve segíthetik komplex rendszerek tervezését. 80

Summary Interaction of bioactive compounds with various lipid layers as a model of cell membrane was investigated in my work. The molecules studied are antibacterial agents or drug candidates mainly against tuberculosis. Their interaction with cell membrane is of paramount importance in their action in the body. Langmuir monolayer which is an ordered layer of lipid molecules floating on the aqueous phase was used as a simplified model of cell membrane. The composition of the lipid layer was chosen to contain the main components of cell membrane or cell envelope of Mtb. Penetration ability of the bioactive substances was determined by Langmuir technique to characterize the molecular interaction with membrane models quantitatively. Atomic force microscopy was applied to reveal the structural details of lipid layers and the penetrated ones. Penetration degrees obtained at 24 and 36oC were compared and critical threshold pressure was determined for the drug molecules which is the maximum surface pressure of lipid above which the drug no longer penetrates the monolayer. In silico identified drug candidates, peptide and lipopetide conjugates of known antituberculotic drugs and synthetic antibacterial amphiphilic polyelectrolytes were among the molecules studied. A structure-threshold pressure relation was considered. It was found that the peptide conjugation of polar drug molecules generally increases their membrane affinity. There was a great enhancement in the case of lipopetide conjugate pal-T5-(INH)2, presenting outstanding interaction with lipid layer containing mycolic acid which mimics the cell wall of Mtb. The electrostatic interaction on the other hand, does not seem to greatly influence the membrane affinity in the systems investigated. The polymer type amphiphilic antibacterial agents present membrane affinity governed by the hydrophobic interaction, which is altered by conformational factors. Penetration of bioactive molecules induces structural changes of lipid monolayer which was visualized by AFM images. The order of lipid molecules is disturbed resulting in increased surface roughness of the layer. This type of membrane affinity studies might contribute to the selection of drug candidates and help the design of complex drug systems.

81

8 Irodalomjegyzék [1] WHO Global tuberculosis control report: 2010, WHO/HTM/TB/2010.7. [2]

World

Health

Organization

Report

2012:

http://apps.who.int/iris/bitstream/10665/75938/1/9789241564502_eng.pdf [3] R. P. Tripathi, N. Tewari, N. Dwivedi, V. K. Tiwari, Fighting tuberculosis: An old disease with new challenges. Medicinal Research Reviews 2005, 25, 93-131. [4] M. R. McNeil, P. J. Brennan, Structure, function and biogenesis of the cell envelope of mycobacteria in relation to bacterial physiology, pathogenesis and drug resistance; some thoughts and possibilities arising from recent structural information. Res. Microbiol. 1991, 142, 451–463. [5] http://textbookofbacteriology.net/tuberculosis.html [6] R. Maget-Dana, The monolayer technique: a potent tool for studying the interfacial properties of antimicrobial and membrane-lytic peptides and their interactions with lipid membranes. Biochim. Biophys. Acta 1999, 1462, 109-140. [7] É. Kiss, K. Dravetzky, K. Hill, E. Kutnyánszky, A. Varga, Protein interaction with a Pluronic-modified poly(lactic acid) Langmuir monolayer. J. Coll. Int. Sci. 2008, 325, 337345. [8] A. V. Agasøster, L. M. Tungodden, D. Cĕjka, E. Bakstad, L. K. Sydnes, H. Holmsen, Chorpromazine-induced increase in dipalmitoylphosphatidylserine surface area in monolayers at room temperature. Biochem. Pharmac. 2001, 61, 817-825. [9] E. Jabłonowska, R. Bilewicz, Interactions of ibuprofen with Langmuir monolayers of membrane lipids. Thin Solid Films 2007, 515, 3962-3966. [10] K. Hill, Cs. B. Pénzes, B. G. Vértessy, Z. Szabadka, V. Grolmusz, É. Kiss, Amphiphilic Nature of New Antitubercular Drug Candidates and Their InteractionWith Lipid Monolayer. Progr. Colloid Polym. Sci. 2008, 135, 87-92. [11]

G.

Chimote,

R.

Banerjee,

Effect

of

antitubercular

drugs

on

dipalmitoylphosphatidylcholine monolayers: implications for drug loaded surfactants. Resp. Phys. & Neurobiol. 2005, 145, 65–77. [12] G. Chimote, R. Banerjee, Lung surfactant dysfunction in tuberculosis: effect of mycobacterial tubercular lipids on dipalmitoylphosphatidylcholine surface activity. Colloids Surf. B 2005, 45, 215–223. 82

[13] G. Chimote, R. Banerjee, Inhibitory effects of mycobacterial cell wall lipids on bovine lung surfactant extract: An in vitro study at the air–aqueous interface. Coll. Surf. A, 2009, 338, 7-14. [14] P. Dynarowicz-Łątka, K. Kita, Molecular interaction in mixed monolayers at the air– water interface. Adv. Colloid Interface Sci. 1999, 79, 1–17. [15] T. Gilányi, Kolloidkémia: Nanorendszerek és határfelületek, ELTE Kolloidkémiai és Kolloidtechnológiai Tanszék Budapest 2005. [16] S. Rohrsetzer (Sz.) Kolloidika, Tankönyvkiadó, Budapest. [17] D. J. Shaw, Bevezetés a kolloid és felületi kémiába. Mőszaki Könyvkiadó, Budapest

1986. [18] E. Wolfram, Kolloidika I. Tankönyvkiadó, Budapest 1988, 85-125. [19] R. J. Hunter, Modern Colloid Science, Oxford University Press, New York 1993. [20] D. K. Chattoraj, K. S. Birdi, Adsorption and the Gibbs Surface Excess. Plenum Press, New York 1984. [21] R. G. Laughlin, The Aqueous Phase Behaviour of Surfactants. Academic Press Inc., San Diego 1994. [22] G. L. Gaines Jr., Insoluble Monolayers at Liquid–Gas Interfaces. Wiley–Interscience, New York 1966. [23] G. Ma, H. C. Allen, DPPC Langmuir monolayer at the air-water interface: probing the tail and head groups by vibrational sum frequency generation spectroscopy. Langmuir 2006, 22, 5341 – 5349. [24] F. MacRitchie, Chemistry at Interfaces. Academic Press Inc. 1990. [25] É. Kiss, Langmuir-Blodgett-filmek. A kémia újabb eredményei 2005, 11-92. [26] K. S. Birdi, Lipid and Biopolymer Monolayers at Liquid Interfaces. Plenum Press, New York 1989. [27] T-H. Chou, C-H. Chang, Thermodynamic behavior and relaxation processes of mixed DPPC/cholesterol monolayers at the air/water interface. Coll. Surf. B 2000, 17, 71-79. [28] L. P. Cavalcanti, I. Tho, O. Konovalov, S. Fossheim, M. Brandl, Compressibility study of quaternary phospholipid blend monolayers. Colloids and Surfaces B 2011, 85, 153–160. [29] Z. Khattari, U. Langer, S. Aliaskarisohi, A. Ray, Th. M. Fischer, Effects of soluble surfactants on the Langmuir monolayers compressibility: A comparative study using interfacial isotherms and fluorescence microscopy. Materials Science & Engineering C 2011, doi: 10.1016/j.msec.2011.07.020. 83

[30] G. T. Barnes, I. R. Gentle, Interfacial Science An Introduction. Oxford University Press

2005. [31] H. T. Tien, M. Dekker, Bilayer Lipid Membranes (BLM): Theory and Practice. 1974. [32] N. Fa, S. Ronkart, A. Schanck, M. Deleu, A. Gaigneaux, E. Goormaghtigh, M.-P. Mingeot-Leclercq, Effect of the antibiotic azithromycin on thermotropic behavior of DOPC or DPPC bilayers. Chem. Phys. Lipids 2006, 144, 108-116. [33] R. Pignatello, S. Guccione, F. Castelli, M.G. Sarpietro, L. Giurato, M. Lombardo, G. Puglisi, I. Toth, Enhancement of drug affinity for cell membranes by conjugation with lipoamino acids: II. Experimental and computational evidence using biomembrane models. Int. J. Pharm. 2006, 310, 53–63. [34] A. Sen, P. K. Ghosh, M. Mukherjea, Changes in lipid composition and fluidity of human placental basal membrane and modulation of bilayer protein functions with progress of gestation. Mol. Cell. Biochem. 1998, 187, 183-190. [35] G. D. Eytan, Use of liposomes for reconstitution of biological functions. Biochim. Biophys. Acta 1982, 694, 185-202. [36] A. K. Agrawal, C.M. Gupta, Tuftsin-bearing liposomes in treatment of macrophagebased infections. Adv. Drug Deliv. Rev. 2000, 41, 135–146. [37] Y. Benadie, M. Deysel, D. G. R. Siko, V.V. Roberts, S. Van Wyngaardt, S. T. Thanyani, G. Sekanka, A.M.C. Ten Bokuma, L. A. Collett, J. Grooten, M. S. Baird, J. A. Verschoor, Cholesteroid nature of free mycolic acids from M. tuberculosis. Chem. Phys. Lipids 2008, 152, 95–103. [38] C.M. Gupta, W. Haq, Tuftsin-bearing liposomes as antibiotic carriers in treatment of macrophage infections. Methods Enzymol. 2005, 391, 291–304. [39] Z. Yi, M. Nagao, D. P. Bossev, Effect of charged lidocaine on static and dynamic properties of model bio-membranes. Biophysical Chemistry 2012, 160, 20–27. [40] I. Bányai, É. Kiss, A felületi kémia elmélete és legújabb eredményei. In: Gy. Póta, Modern fizikai kémia [41] G. Brezesinski, H. Möhwald, Langmuir monolayers to study interactions at model membrane surfaces. Adv. Coll. Int. Sci 2003, 100-102, 563-584. [42] W. R. Glomm, S. Volden, Ø. Halskau Jr., M. H. G. Ese, Same system-different results: the importance of protein-introduction protocols in Langmuir-monolayer studies of lipidprotein interactions. Analytical Chemistry 2009, 81, 3042–3050.

84

[43] E. Guzmán, L. Liggieri, E. Santini, M. Ferrari, F. Ravera, DPPC–DOPC Langmuir monolayers modified by hydrophilic silica nanoparticles: Phase behaviour, structure and rheology. Coll. Surf. A 2012, doi:10.1016/j.colsurfa.2011.12.059. [44] P. Wadhwani, R. F. Epand, N. Heidenreich, J. Burck, A. S. Ulrich, R. M. Epand, Membrane-active peptides and the clustering of anionic lipids. Biophys. J. 2012, 103, 265274. [45] A. Preetha, N. Huilgol, R. Banerjee, Comparison of paclitaxel penetration in normal and cancerous cervical model monolayer membranes. Coll. Surf. B 2006, 53, 179-186. [46] G. W. H. Wurpel, M. Sovago, M. Bonn, Sensitive probing of DNA binding to a cationic lipid monolayer. J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 8420-8421. [47] R. Wüstneck, J. Perez-Gil, N. Wüstneck, A. Cruz, V. B. Fainerman, U. Pison, Interfacial properties of pulmonary surfactant layers. Adv. Coll. Int. Sci. 2005, 117, 33 – 58. [48] L. Zhao, S.-S. Feng, Effects of cholesterol component on molecular interactions between paclitaxel and phospholipid within the lipid monolayer at the air–water interface. J. Coll. Int. Sci. 2006, 300, 314-326. [49] T. Hasegawa, R. M. Leblanc, Aggregation properties of mycolic acid molecules in monolayer films: a comparative study of compounds from various acid-fast bacterial species. Biochim. Biophys. Acta 2003, 1617, 89–95. [50] G. Chimote, R. Banerjee, Effect of mycolic acid on surface activity of binary surfactant lipid monolayers. J. Coll. Int. Sci. 2008, 328, 288-298. [51] M. Daffe, P. Draper, The envelope layers of mycobacteria with reference to their pathogenicity. Adv. Microb. Physiol. 1998, 39, 131-203. [52] K. Hąc-Wydro, P. Dynarowicz-Łątka, J. Grzybowska, E. Borowski, Interactions of amphotericin B derivative of low toxicity with biological membrane components-the Langmuir monolayer approach. Biophys. Chem. 2005, 116, 77-88. [53] É. Kiss, A. Varga, E. I. Vargha-Butler, Interfacial behaviour of poly(lactic acid) and Pluronic6400 mixed monolayers at air-water interface. Phys. Chem. Chem. Phys. 2004, 6, 1575-1579. [54] S.-S. Feng, Interpretation of Mechanochemical Properties of Lipid Bilayer Vesicles from the Equation of State or Pressure-Area Measurement of the Monolayer at the Air-Water or Oil−Water Interface. Langmuir 1999, 15, 998-1010. [55] D. Marsh, Lateral pressure in membranes. Biochim. Biophys. Acta 1996, 1286, 183-223.

85

[56] M. Deleu, M. Paquot, T. Nylander, Fengycin interaction with lipid monolayers at the air– aqueous interface-implications for the effect of fengycin on biological membranes. J. Coll. Int. Sci. 2005, 283, 358-365. [57] E. A. Montanha, L. Caseli, O. Kaczmarek, J. Liebscher, D. Huster, O.N. Oliveira Jr., Comparative study of liponucleosides in Langmuir monolayers as cell membrane models. Biophys. Chem. 2011, 153, 154-158. [58] S. Kundu, H. Matsuoka, H. Seto, Zwitterionic lipid (DPPC)–protein (BSA) complexes at the air–water interface. Coll. Surf. B 2012, 93, 215-218. [59] R. J. Demchak, T. Fort Jr., J. Colloid Interface Sci. 1974, 46, 191–202. [60] Y. Ikeda, M. Inagaki, K. Yamada, T. Miyamoto, R. Higuchi, O. Shibata, Langmur monolayers of cerebroside with different head groups originated from sea cucumber: Binary systems with dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC). Coll. Surf. B, 2009, 72, 272–283. [61] R. Sun, C. Hao, J. Zhang, Y. Chang, C. Niu, A monolayer study on phase behavior and morphology of binary mixtures of sulfatides with DPPC and DPPE. Colloids and Surfaces B

2009, 73, 161-167. [62] A. Więcek, P. Dynarowicz-Łątka, N. Vila-Romeu, M. Nieto-Suarez, M. Flasiński, Interactions between an anticancer drug – edelfosine – and DPPC in Langmuir monolayers. Coll. Surf. A 2008, 321, 201-205. [63] G. Matar, F. Besson, Influence of the lipid composition of biomimetic monolayers on the structure and orientation of the gp41 tryptophan-rich peptide from HIV-1. Biochim. Biophys. Acta 2011, 1808, 2534–2543. [64] S. Belem-Gonçalves, G Matar, P. Tsan, D. Lafont, P. Boullanger, V. M. Salim, T. L.M. Alves, J.-M. Lancelin, F. Besson, Hyaluronidase binds differently DPPC, DPPS or GlcNAcbearing glycolipid biomimetic monolayers. Coll. Surf. B 2010, 75, 466-471. [65] M. C. Colhone, T. M. Nobre, M. E. D. Zaniquelli, R. G. Stabeli, P. Ciancaglini, Incorporation of antigenic GPI-proteins from Leishmania amazonensis to membrane mimetic systems: Influence of DPPC/cholesterol ratio. J. Coll. Int. Sci. 2009, 333, 373–379. [66] T. Kamilya, P. Pal, G.B. Talapatra, Incorporation of ovalbumin within cationic octadecylamine monolayer and a comparative study with zwitterionic DPPC and anionic stearic acid monolayer. J. Coll. Int. Sci. 2007, 315, 464–474. [67] E. Guzmán, L. Liggieri, E. Santini, M. Ferrari, F. Ravera, Influence of silica nanoparticles on phase behavior and structural properties of DPPC-Palmitic acid Langmuir monolayers. Coll. Surf. A 2011, doi:10.1016/j.colsurfa.2011.11.023.

86

[68] M. A. Glaser, N. A. Clark, Melting and Liquid Structure in Two Dimension. In I. Prigogine, S. A. Rice (Eds) Advances in Chemical Physics 1993, 83. [69] L. S. Miller, A. M. McRoberts, D. J. Walton, D. A. Perry, A. L. Newton, Optical Gas Sensing Using Langmuir-Blodgett-films. Mater. Sci. Eng. C 1995, 3, 257-262. [70] L. S. Miller, A. L. Rhoden N. Byrne J. Heptinstall and D. J. Walton, Polysiloxane based Biomembranes. Mater. Sci. Eng. C 1995, 3, 187-190. [71]

G.

Chimote,

R.

Banerjee,

Molecular

interactions

of

cord

factor

with

dipalmitoylphosphatidylcholine monolayers: Implications for lung surfactant dysfunction in pulmonary tuberculosis. Coll. Surf. B. 2008, 65, 120-125. [72] B. P. Binks, Insoluble monolayers of weakly ionising low molar mass materials and their deposition to form Langmuir-Blodgett multilayers. Adv. Coll. Int. Sci. 1991, 34, 343-432. [73] G. Roberts, Langmuir-Blodgett Films. Plenum Press, New York 1990. [74] B. Szabó, Atomi Erı Mikroszkópia. ELTE TTK, Biológiai Fizika Tanszék. [75] XE–100™ Product Datasheet, http://www.parkafm.com/ [76] XE–100™ user’s manual [77] D. Schnöller, Langmuir-Blodgett filmek adhéziós stabilitása. Diplomadolgozat, ELTE, TTK Kolloidkémiai és Kolloidtechnológiai Tanszék, Budapest, 2002. [78] F. Boury, P. Saulnier, J. E. Proust, I. Panaiotov, Tz. Ivanova, C. Postel, O. Abillon, Characterization of the morphology of poly(α-hydroxy acid)s Langmuir–Blodgett films by atomic force microscopy measurements. Coll. Surf. A. 1999, 155, 117-129. [79] A. Deák, I. Székely, E. Kálmán, Zs. Keresztes, A. L. Kovács, Z. Hórvölgyi, Nanostructured silica Langmuir–Blodgett films with antireflective properties prepared on glass substrates. Thin Solid Films 2005, 484, 310-317. [80] K. Balashev, V. Atanasov, M. Mitewa, S. Petrova, T. Bjørnholm, Kinetics of degradation of dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC) bilayers as a result of vipoxin phospholipase A2 activity: An atomic force microscopy (AFM) approach. Biochim. Biophys. Acta 2011, 1808, 191–198. [81] O. Barabás, V. Pongrácz, J. Kovari, M. Wilmanns, B. G. Vértessy, Structural insights into the catalytic mechanism of phosphate ester hydrolysis by dUTPase. J. Biol. Chem. 2004, 279, 42907-42915. [82] S. Chan, B. Segelke, T. Lekin, H. Krupka, U. S. Cho, M-y. Kim, M. So, C.-Y. Kim, C. M. Naranjo, Y. C. Rogers, M. S. Park, G. S. Waldo, I. Pashkov, D. Cascio, J. L. Perry, M. R. Sawaya, Crystal Structure of the Mycobacterium tuberculosis dUTPase: Insights into the Catalytic Mechanism. J. Mol. Biol, 2004, 341, 503-517. 87

[83] Z. Dauter, R. Persson, A. M. Rosengren, P. O. Nyman, K. S. Wilson, E. S. CedergrenZeppezauer, Crystal structure of dUTPase from equine infectious anaemia virus; active site metal binding in a substrate analogue complex. J. Mol. Biol. 1999, 285, 655-673. [84] B. Varga, F. Migliardo, E. Takács, B. G. Vértessy, S. Magazù, C. Mondelli, Neutron scattering studies on dUTPase complex in the presence of bioprotectant systems. J. Chem. Phys. 2008, 345, 250-258. [85] V. Mizrahi, S. J. Andersen, DNA repair in Mycobacterium tuberculosis. What have we learnt from the genome sequence? Mol Microbiol, 1998. 29(6): p. 1331-9. [86] ZINC: http://zinc.docking.org/ [87] R. Ördög, V. Grolmusz, Evaluating Genetic Algorithms in Protein-Ligand Docking. Bioinform Res. Appl. 2008, 4983, 402-413. [88] K. Horváti, Mycobacterium tuberculosis immundomináns fehérjéibıl származtatható mesterséges peptidantigének, valamint antituberkulotikum konjugátumok szintézise és in vitro aktivitásuk vizsgálata. Doktori értekezés Szintetikus kémia, anyagtudomány, biomolekuláris kémia program, Budapest 2009. [89] K. Horváti, B. Bacsa, N. Szabó, S. Dávid, G. Mezı, V. Grolmusz, B. Vértessy, F. Hudecz, Sz. Bısze, Enhanced Cellular Uptake of a New, in Silico Identified Antitubercular Candidate

by

Peptide

Conjugation. Bioconjugate

Chemistry,

Articles

ASAP,

2012, DOI: 10.1021/bc200221t [90] E.-R. Kenawy, S. D. Worley, R. Broughton, The Chemistry and Applications of Antimicrobial Polymers: A State-of-the-Art Review. Biomacromolecules 2007, 8, 1359-1384. [91] A. Muñoz-Bonilla, M. Fernández-García, Polymeric materials with antimicrobial activity. Prog. Poly. Sci. 2012, 37, 281-339 [92] R. Adelmann, M. Mennicken, D. Popescu, E. Heine, H. Keul, M. Moeller, Functional polymethacrylates as bacteriostatic polymers. European Polymer Journal 2009, 45, 30933107. [93] C. Z. Chen, N. C. Beck-Tan, P. Dhurjati, T. K. van Dyk, R. A. LaRossa, S. L. Cooper, Quaternary Ammonium Functionalized Poly(propylene imine) Dendrimers as Effective Antimicrobials: Structure−Activity Studies. Biomacromolecules, 2000, 1, 473-480. [94] N. Pasquier, H. Keul, E. Heine, M. Moeller, B. Angelov, S. Linser, R. Willumeit, Amphiphilic Branched Polymers as Antimicrobial Agents. Macromol. Biosci. 2008, 8, 903– 915. [95] N. K. Takácsné G. Völgyi, A fizikai-kémiai jellemzés helye és módszerei gyógyszerkutatásban. Magyar Kémiai Folyóirat 2005, 111, 169-176. 88

[96] N. K. Takácsné, Mire jó és mire nem a logP érték? A lipofilitás szerepe a gyógyszerhatásban és a gyógyszerkutatásban. Magyar Kémikusok Lapja 2009, LXIV. Évfolyam, 179-180. [97] A. Petrauskas, E. Kolovanov, ACD/Log P Method Description. Persp. in Drug Design,

2000, 19, 1–19, [98] ACD/labs: http://www.acdlabs.com/products/percepta/predictors/logp [99] K. Horváti, G. Mezı, N. Szabó, F. Hudecz, Sz. Bısze, Peptide conjugates of therapeutically used antitubercular isoniazid-design, synthesis and antimy-cobacterial effect. J. Pept. Sci. 2009, 15, 385–391. [100] J. J. Irwin, B. K. Shoichet, ZINC − A Free Database of Commercially Available Compounds for Virtual Screening. J. Chem. Inf. Model. 2005, 45, 177-182. [101] C. M. Sassetti, D. H. Boyd, E. J. Rubin, Genes required for mycobacterial growth defined by high density mutagenesis. Mol Microbiol, 2003, 48, 77-84. [102] É. Ádám, F. D. Tóth, L. Emıdy, L. Gergely, É. Gönczöl, E. Nagy, T. Pál, R. Pusztai, F. Rozgonyi, B. Szabó, Orvosi mikrobiológia. Alliter Kiadói és Oktatásfejlesztı Alapítvány Budapest, 2003. [103] http://media-2.web.britannica.com/eb-media/66/2666-004-3AD7A666.gif [104] A. Bonyár, DNS monorétegek elektrokémiai és AFM vizsgálata. TDK pályamunka, Elektronikai Technológia Tanszék, Budapest 2008. [105] J. Miñones Jr., I.R. Gómez-Serranillos, O. Conde, P. Dynarowicz-Łatka, J. Miñones Trillo, The influence of subphase temperature on miltefosine–cholesterol mixed monolayers. J. Coll. Int. Sci. 2006, 301, 258–266. [106] A. G. Serrano, J. Perez-Gil, Protein–lipid interactions and surface activity in the pulmonary surfactant system. Chem. Phys. Lipids 2006, 141, 105–118. [107] R. Rachana, R. Banerjee, Effects of albumin and erythrocyte membranes on spread monolayers of lung surfactant lipids, Coll. Surf. B 2006, 50, 9–17. [108] Z. Zhang, Y. Pen, R. G. Edyvean, S. A. Banwart, R. M. Dalgliesh, M. Geoghegan, Adhesive and conformational behaviour of mycolic acid monolayers. Biochim. Biophys. Acta

2010, 1798, 1829–1839. [109] T. Hasegawa, J. Nishijo, M. Watanabe, K. Funayama, T. Imae, Conformational characterization of α-mycolic acid in a monolayer film by the Langmuir-Blodgett technique and atomic force microscopy. Langmuir 2000, 16, 7325–7330.

89

[110] M. Villeneuve, M. Kawai, H. Kanashima, M. Watanabe, D. E. Minnikin, H. Nakahara, Temperature dependence of the Langmuir monolayer packing of mycolic acids from Mycobacterium tuberculosis, Biochim. Biophys. Acta 2005, 1715, 71–80. [111] S. Marčelja, Chain ordering in liquid crystals: II. Structure of bilayer membranes. Biochim. Biophys. Acta, 1974, 367, 165-176. [112] E. Amado, A. Kerth, A. Blume, J. Kressler, Infrared Reflection Absorption Spectroscopy Coupled with Brewster Angle Microscopy for Studying Interactions of Amphiphilic Triblock Copolymers with Phospholipid Monolayers. Langmuir 2008, 24, 10041-10053. [113] A. Seelig, G. Gerebtzoff, Enhancement of drug absorption by noncharged detergents through membrane and P-glycoprotein binding Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 2006, 2,733-752. [114] F. M. Winnik, S. T. A. Regismond, Fluorescence methods in the study of the interactions of surfactants with polymers. Coll. Surf. A 1996, 118, 1. [115] K. Nakashima, P. Bahadur, Aggregation of water-soluble block copolymers in aqueous solutions: Recent trends. Adv. Coll. Int. Sci. 2006, 123-126, 75-96. [116] M. Burkhardt, N. Martinez-Castro, S. Tea, M. Drechsler, I. Babin, I. Grishagin, R. Schweins, D. V. Pergushov, M. Gradzielski, A. B. Zezin, A. H. E. Müller, Polyisobutyleneblock-poly(methacrylic acid) Diblock Copolymers:  Self-Assembly in Aqueous Media. Langmuir, 2007, 23, 12864–12874. [117] P. Deo, N. Deo, P. Somasundaran, S. Jockusch, N. J. Turro, Conformational Changes of Pyrene-Labeled Polyelectrolytes with pH: Effect of Hydrophobic Modifications. J. Phys. Chem. B 2005, 109, 20714-20718. [118] M. Villeneuve, M. Kawai, M. Watanabe, Y. Aoyagi, Y. Hitotsuyanagi, K. Takeya, H. Gouda, S. Hirono, D.E. Minnikin, H. Nakahara, Conformational behavior of oxygenated mycobacterial mycolic acids from Mycobacterium bovis BCG. Biochim. Biophys. Acta 2007, 1768, 1717–1726.

90

9 Rövidítések AFM: atomi erı mikroszkópia ALP: alkil-lizofoszfolipid AIDS: szerzett immunhiányos tünetegyüttes (Acquired Immune Deficiency Syndrome) An: n szénatomszámú alkillánc BAC-2a, BAC-4: A leopárd tengeri uborka két cerebrozid típusa (Bohadschia argus cerebroside) BAM: Brewster-szög mikroszkópia (Brewster Angle Mycroscopy) BLM: kétrétegő lipid membrán (Bilayer Lipid Membrane) Boc: benziloxikarbonil BSA: marha szérum albumin (Bovin Serum Albumin) btHyal: bikahere hialuronidáz (bovin testis hyaluronidase) Bzl: benzil Chol-E3-GlcNAc: koleszteril-trietoxi-N-acetil-glükózamin DIC: N,N’-diizopropilkarbodiimid DMSO: dimetil-szulfoxid DNS: deroxiribo-nukleinsav DOPE: 1,2-dioleoil-sn-glicero-3-foszfoetanolamin DPPC: 1,2-dipalmitoil-sn-glicero-3-foszfokolin DPPG: 1,2-dihexadekanoil-sn-glicero-3-foszfo-(1'-rac-glicerol) DPPE: 1,2-dihexadekanoil-sn-glycero-3-foszfoetanolamin DSPE: 1,2-dioktadekanoil-sn-glicero-3-foszfoetanolamin dUTPáz: dezoxiuridin-trifoszfatáz ELTE: Eötvös Loránd Tudományegyetem ESI-MS: elektro spray ionizációs tömegspektrometria (electrospray ionization mass spectrometry) Fmoc: 9-fluorenilmetiloxikarbonil GlcNAc: N-acetil-glükózamin GPI: glükóz-6-foszfát izomeráz HEMA: hidroxietil-metakrilát HIV: emberi immunhiány-elıidézı vírus (Human Immunodeficiency Virus) HOBt: 1-hidroxibenztriazol 91

HOPG: nagy mértékben orientált pirolitikus grafit HPLC: nagy hatékonyságú folyadékkromatográfia (high performance liquid chromatoraphy) INH: izonikotinsav hidrazid (izoniazid) INH-redSer: INH-91SEFAYGSFVRTVSLPV106, az izoniazid peptiddel való konjugátuma J: poly-etilén oxid LB film: Langmuir-Blodgett film LC: kondenzált folyadék LCD: folyadékkristályos kijelzı (Liquid Crystal Display) LE: expandált folyadék log Papp: lipofilitás MBHA: 4-metilbenzhidrilamin Mbt: Mycobacterium tuberculosis MDR-TB: hatóanyag multirezisztens tuberkulózis (Multi-drug-resistant tuberculosis) MIC: minimális inhibiciós koncentráció (minimal inhibitory concentration) MTA: Magyar Tudományos Akadémia NaDS: Nátrium dodecil szulfát ODA: oktadecilamin OVA: ovalbumin P: fluorescens pirén csoport PBS: foszfát puffer (phosphate buffer saline) PA: palmitinsav (palmitic acid) Papp: látszólagos megoszlási hányados PCEMA: (fenoxi-karboniloxi)-etil-metakrilát PE: foszfatidil-etanolamin PEI: poli-(etilén-imin) PEO: poli(etilén-oxid) PG: foszfatidil glicerin P(HEMA): poli-hidroxietil-metakrilát P(PCEMA): poli-(fenoxi-karboniloxi)-etil-metakrilát PLA2: A2 foszfolipáz enzim PLGA: poli-(tejsav-glikolsav) PM-IRRAS: polarizációs modulációs infravörös reflexiós abszorpciós spektroszkópia (polarization modulation-infrared reflection absorption spectroscopy) POM: polioxi-metilén 92

POPC: 1-palmitoil-2-oleoil-sn-glicero-3-foszfokolin RP-HPLC: fordított fázisú nagy hatékonyságú folyadékkromatográfia (reverse phase high performance liquid chromatoraphy) PS: foszfatidil szerin QI: kvaterner ammónium jodid só S: szilárd (solid) SA: sztearincav (stearic acid) TB501: 501. kódú Mycobacterium tuberculosis elleni hatóanyag-jelölt molekula TB502: 502. kódú Mycobacterium tuberculosis elleni hatóanyag-jelölt molekula TB505: 505. kódú Mycobacterium tuberculosis elleni hatóanyag-jelölt molekula TB8: 8. kódú Mycobacterium tuberculosis elleni hatóanyag-jelölt molekula TB: tüdıgümıkór (tuberculosis) TBC: tüdıgümıkór tBu: terc-butil TDAB: dodecil-trimetilammóniumbromid TR: transzferarány (transfer ratio) un.: úgy nevezett WHO: Egészségügyi Világszervezet (World Health Organization)

93