5. BEZPEČNOSTNÍ OPATŘENÍ PŘI POUŽITÍ A MANIPULACI

N-Histofine Simple Stain AP (M) Univerzální imuno-alkalická fosfatáza polymer, anti-myší N-Histofine imunohistochemické barvicí reagens Skladovat při 2-8 °C

1. ÚVOD Firma Nichirei vyvinula jedinečný imunohistochemický barvicí postup nazvaný metoda Universalního Immuno-enzymového Polymeru (UIP). Tento originální barvicí postup je patentován firmou Nichirei. N-Histofine Simple Stain AP (M) se vyznačuje jak vysokou citlivostí metody tak úsporou času a práce při histochemickém použití.

2. SLOŽENÍ Tekutý přípravek, k okamžitému použití. N-Histofine Simple Stain AP (M) (Univerzální imuno-peroxidázový polymer, anti-myší) je značený polymer připravený spojením aminokyselinového polymeru s alkalickou fosfatázou a kozími anti-myšími imunoglobuliny, redukovanými na Fab fragment. Tento polymer je uchováván v MOPS (3morfolinpropansulfonová kyselina) pufru (pH 6,5) obsahujícím stabilizátor a antibakteriální agens. Popis N-Histofine Simple Stain AP (M) (Univerzální imuno-peroxidázový polymer, antimyší): Purifikované IgG z imunizovaného kozího séra se rozštěpí na F(ab)2 frakce. Antigenspecifické F(ab)2 jsou afinitně čištěné s antigenem. Absorbce na pevné fázi byla provedena s proteiny lidského séra. Fab fragmentent získaný redukcí F(ab)2, je pak navázán na aminokyselinový polymer s navázanou alkalickou fosfatázou.

3. POUŽITÍ N-Histofine Simple Stain AP (M) je navržen na použití v imunohistochemických studiích; myší primární protilátky si uživatel dodává sám. Tato reagencie je běžně použitelná pro řezy lidských tkání fixované formaldehydem a zalité parafinem. Pro barvení řezů zmrazených lidských tkání prostudujte prosím kapitolu 6. POSTUP BARVENÍ. Pokud se týká použití těchto reagencií v ostatních případech, kontaktujte prosím marketingové oddělení firmy EXBIO Olomouc s.r.o. .

4. PRINCIP Komplex antigen/protilátka/univerzální imuno-alkalická fosfatáza polymer vzniká vazbou UIP na primární myší protilátky navázané na antigeny řezu tkáně. Enzymatická aktivita tohoto komplexu závisí na množství barviva a poloze antigenu.

5. BEZPEČNOSTNÍ OPATŘENÍ PŘI POUŽITÍ A MANIPULACI 1) Před použitím si přečtěte návod k použití 2) Nepoužívejte reagencie s prošlou expirační dobou 3) Vzorky (před i po fixaci; všechen materiál který s nimi přišel do styku) jsou biologickým rizikovým materiálem, s nímž je nutno pracovat dle patřičných bezpečnostních pravidel.

PDF vytvořeno zkušební verzí pdfFactory www.fineprint.cz

4) Inhalace nebo požití vysoce alergického fixátoru formaldehydu je nebezpečné. Používejte ochrannou masku. Při požití vyvolejte zvracení. Při kontaminaci kůže nebo očí, důkladně omyjte postižené místo vodou. 5) Organické reagencie jsou hořlavé. Nepoužívejte je v blízkosti otevřeného ohně. 6) Nikdy nepipetujte reagencie ústy a chraňte se před jejich stykem s kůží, sliznicemi a oděvem. 7) Vyvarujte se mikrobiální kontaminaci reagencií; může vést k nesprávným výsledkům. 8) Vyvarujte se rozstřikování reagencií nebo vzniku aerosolu.

6. POSTUP BARVENÍ n Požadovaný materiál a reagencie (nejsou součástí dodávky) · Primární protilátky, myší · Xylen · 100 % etanol · 95 % etanol · Dobarvovací roztok (pozadí) · PBS pufr pH 7,6 ± 0,2 (NaCl 7,75g; K2HPO4 1,50g; KH2PO4 0,20g v 1 l dest. vody) · 0,1M TBS (pH 7,5 ± 0,2) roztok A 100 ml, roztok B 100 ml, destil. voda 800 ml. Složení roztoku A: C4H11NO3-CH3COOH (pH 7,5 ± 0,2) 12,11g, dest.voda 1 l. Složení roztoku B: NaCl 87,66g, dest. voda 1 l. · Chromogenní substrát (N-Histofine New Fuchsin substrate kit kat.kód 415161F) · zkumavka pro odběr krve s EDTA. · Reagencie pro negativní kontrolu · Krycí sklíčka · Světelný mikroskop · Destilovaná voda · Vlhká komůrka pro inkubaci vzorků (sklíček) · Montovací médium · Stopky · Držák na vzorky/sklíčka nebo Coplinova nádoba · Buničina k osušení · BFA: NaH2PO4 15mg, K2HPO4 120mg, dest.voda 30ml, aceton 45ml, formalin 25ml. · Adhezivum pro přichycení řezu tkáně (0,02 % poly-L-lyzin, silan atd.) n Příprava vzorku [Nátěry] 1. Odeberte krev do zkumavky s EDTA a udělejte nátěr na sklíčku. 2. Vysušte sklíčko vzduchem 20-30 minut. 3. Fixujte buňky pomocí BFA při 4°C 30 sekund. 4. Opláchněte pod vodovodem 30-60 sekund. 5. Setřeste vodu a ponořte do PBS na 5 minut. [Pro parafinové řezy] Pokud jsou vzorky vystaveny vysoce koncentrovanému fixačnímu reagens nebo jsou fixována dlouhou dobu, může dojít k histologické desintegraci nebo denaturaci antigenu. Pro optimální fixaci se zachovalou tkáňovou morfologií a antigenní aktivitou, doporučujeme používat co


nejčerstvější vzorky tkáně o malém rozměru (1cm x 1 cm x 0,5 cm). Dále doporučujeme tuto fixaci: Fixační reagens 10 % formaldehyd nebo pufrovaný formaldehyd 20 % formaldehyd

Doba fixace 24 - 48 hod 12 – 24 hod

Řezy (3 - 6 µm silné) jsou umístěny na podložní sklíčka. Při další manipulaci jako např. odkrytí antigenů, tepelně indukované odhalení epitopu nebo působení trypsinu, musí být podložní sklíčko potaženo adhesivem např. 0,02 % poly-L-lyzinem nebo silanem. 1. xylen a) Ponořte sklíčka do xylenu. Po 3 minutách je vytáhněte a setřeste nadbytečný xylen. b) Opakujte krok 1.a) dvakrát s čerstvým xylenem 2. etanol a) Ponořte sklíčka do 100% etanolu. Po 3 minutách je vytáhněte a setřeste nadbytečný etanol. b) Opakujte krok 2.a) jedenkrát s čerstvým 100% etanolem. c) Postup zopakujte s 95% etanolem. 3. omytí Po setřepání nadbytečného etanolu, ponořte sklíčka do PBS na 5 minut. [Pro tkáně zmrazené] Vzorky jsou ponořeny do média (např. OTC medium) a rychle zmrazeny v n-hexanu chlazeném suchým ledovým acetonem nebo tekutým dusíkem. Řezy z kryostatu jsou umístěny na podložní sklíčko potažené adhesivem (např. 0,02 % polyL-lyzinem nebo silanem) a nechají se dobře zaschnout na vzduchu. Potom se zafixují buď 100 % acetonem (10 min.) při pokojové teplotě nebo 4 % roztokem paraformaldehydu v PBS při 4 °C s následným barvením. Optimální koncentrace a inkubační doba reakce primárních protilátek musí být otestována. V některých případech je doporučeno naředění primárních protilátek aby nedošlo k přebarvení. [Kontrolní vzorky] K posouzení výsledků neznámého vzorku je potřeba zároveň ošetřit stejným způsobem pozitivní a negativní vzorky. n Doporučený postup barvení 1. Přidání a reakce primárních protilátek (1) Opatrně osušte okolí řezu (2) Přidejte 2 kapky primární protilátky na vzorek, pozitivní a negativní kontrolu tak, aby pokryly celou plochu řezu (3) Pro potvrzení barvicí reakce, na kontrolní sklíčko, dejte 2 kapky negativního kontrolního činidla (normální sérum) místo primárních protilátek. (4) Inkubujte při pokojové teplotě nebo 4 °C (podle informace na příbalovém letáku protilátek). (5) Promyjte třikrát 5 minut pokaždé v čerstvém PBS.


2. Přidání a reakce N-Histofine Simple Stain AP (M) (Univerzální imuno-alk. fosfatáza polymer, anti-myší) (1) Opatrně osušte okolí řezu (2) Přidejte 2 kapky Simple Stain AP (M) na všechny vzorky tak, aby pokryly celou plochu řezu. Inkubujte 30 minut při pokojové teplotě. (3) Promyjte třikrát 5 minut pokaždé v čerstvém PBS. (4) Promyjte v TBS 5 minut. 3. Přidání a reakce s chromogenním substrátem (1) Opatrně osušte okolí řezu (2) Přidejte 2 kapky chromogenu/substrátu na všechny vzorky tak, aby pokryly celou plochu řezu. Inkubujte 5 - 20 minut při pokojové teplotě. (3) Promyjte třikrát 5 minut pokaždé v čerstvém PBS. 4. Dobarvení (1) Ponořte vzorky do dobarvovacího roztoku (2) Promyjte vzorky tekoucí vodou 5. Montování preparátu Při použití substrátu New Fuchsin, na řezy použijeme ve vodě rozpustné montovací médium, nebo vzduchem vysušíme, vyčistíme pár sekund v xylenu a aplikujeme permanentní montovací médium. n Interpretace výsledků 1. Mikroskopické pozorování Pro zjištění pozitivní reakce se vzorky prohlédnou pod světelným mikroskopem. Pro interpretaci výsledků je nezbytné provedení všech tří typů kontroly. · Pozitivní kontrola Vzorek obsahuje cílový antigen který prochází stejným procesem jako vyšetřovaný neznámý vzorek · Negativní kontrola Vzorek neobsahuje cílový antigen který prochází stejným procesem jako vyšetřovaný neznámý vzorek · Kontrola reakce Zpracuje se kontrolní vzorek stejným procesem jako vyšetřovaný testovaný vzorek, avšak místo primární protilátky se použije negativní kontrolní reagens. Pokud je tento vzorek zbarven, došlo pravděpodobně k nespecifické reakci navázáním na nespecifický protein.

7. SKLADOVÁNÍ Skladujte v temnu při 2 – 8 °C.

8. OMEZENÍ Tkáňové barvení závisí také na manipulaci a procesech, kterými tkáň prošla před barvením. Nevhodná fixace, zmrazení, rozmrazení, promytí, osušení, zahřátí nebo řezání může vést k nesprávným nebo špatným výsledkům.


Pokud použijete k barvení starý či nepufrovaný fixační prostředek, nebo když dojde k nadměrnému zahřátí při vkládání do média pro řezání či během umístění na podložní sklíčko, nemusí být výsledky barvení optimální. Nesprávné výsledky barvení mohou vzniknout z důvodu vazby na nespecifické proteiny. Ačkoliv N-Histofine Simple Stain AP (M) nevyžaduje zvláštní použití blokátorů, v některých případech může aplikace blokátoru před inkubací s primární protilátkou vést k potlačení nežádoucího zabarvení pozadí.

9. PODMÍNKY POUŽITÍ Prodejci a distributoři Nichirei, ani firma Nichirei Corporation nejsou zodpovědní za přímé i nepřímé přestupky proti místním zákonům a patentům vzniklé použitím N-Histofine Simple Stain AP (M), ani za porušení patentových práv vzniklých nesprávným použitím výrobků.

10. PROBLÉMY A JEJICH ŘEŠENÍ Problém ○ Nedošlo k zbarvení nebo pouze slabému zbarvení u pozitivní kontroly a neznámého vzorku. Možná příčina - Řešení 1. Vyschnutí vzorků během barvení. - Nenechte vzorky zaschnout. 2. Došlo k použití nevhodného média pro zalití do bloku nebo k nedostatečnému odstranění parafinu ze vzorku. - a) Použijte vhodné médium nebo zcela odstraňte parafin ze vzorku b) Vyměňte xylen/etanol za nový 3. V pufru je přítomen azid sodný který inaktivoval peroxidázu. - a) Použijte pufr bez NaN3 b) Použijte jiný pufr 4. Došlo k neadekvátní inkubaci enzymu a protilátky - a) Vyměňte starý chromogenní substrát b) Odstraňte po každém promytí přebytečný roztok c) Dodržte správný čas pro reakci s protilátkou. Každá primární protilátka vyžaduje jiný čas po přidání. ○ Neznámý vzorek není zbarven a pozitivní kontrola ano 1. Antigen byl denaturován nebo zamaskován během fixace nebo zalévání - a) Některé antigeny jsou citlivé na fixaci a zalévání do bločků. Použijte slabší fixační reagens a zkraťte dobu fixace b) U některých tkání je nutná příprava před barvením vedoucí k odmaskování antigenů (Antigen Recovery, HIER) 2. Antigen byl zničen autolýzou - Použijte tkáně získané biopsií nebo chirurgicky, pokud je to možné 3. Na řezu je přítomno málo antigenů - Prodlužte dobu inkubace


○ Došlo k intenzivnímu zbarvení pozadí na všech sklíčkách 1. Nebyla celkově zablokována enzymatická aktivita - Ujistěte se že proces inaktivace endogenních peroxidáz proběhl správně 2. Došlo k tvorbě nespecifických vazeb - Před přidáním primárních protilátek přidejte 10 % kozí sérum 3. Autolýzou vznikl v histologických roztocích přebytek antigenů - Pokud je to možné použijte čerstvou tkáň 4. Nebyl správně odstraněn parafin - Vyměňte xylen/etanol za nový 5. Nebyla správně vymyta proilátka - Zajistěte pečlivé vymytí protilátky 6. Vysoká teplota v laboratoři urychlila enzymatickou reakci - a) Udržujte teplotu laboratoře na 15 - 20 °C b) Zkraťte reakční dobu ○ Během barvení došlo k odloupnutí vzorku od podložního skla 1. Některé antigeny vyžadují tepelně indukované odhalení nebo delší reakční čas s primární protilátkou což může vést k snadnému odloupnutí vzorku/řezu od podložního skla - Pokládejte řezy pouze na podložní sklíčka potažená adhezivem (např. 0,02 % poly-Llyzinem nebo silanem)


5. BEZPEČNOSTNÍ OPATŘENÍ PŘI POUŽITÍ A MANIPULACI

Recommend Documents