ILMU KELAUTAN Indonesian Journal of Marine Sciences

www.ijms.undip.ac.id

ISSN 0853 - 7291

ILMU KELAUTAN Indonesian Journal of Marine Sciences ILMU KELAUTAN (Indonesian Journal of Marine Sciences) adalah jurnal ilmiah terakreditasi nasional berdasarkan Surat Keputusan Dirjen Dikti No. 111/DIKTI/KEP/1998 tanggal 8 April 1998, No. 395/DIKTI/KEP/2000 tanggal 27 November 2000, No. 52/DIKTI/KEP/2002 tanggal 12 November 2002, No. 55/DIKTI/KEP/2005 tanggal 17 November 2005, dan N0. 83/DIKTI/KEP/2009 tanggal 6 Juli 2009, terbit 4 (empat) kali setahun (Maret, Juni, September dan Desember). ILMU KELAUTAN (Indonesian Journal of Marine Sciences) diterbitkan bersama antara Jurusan Ilmu Kelautan, Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Universitas Diponegoro dengan Himpunan Ahli Pengelolaan Pesisir Indonesia (HAPPI)

SUSUNAN PENGELOLA KETUA DEWAN REDAKSI:

SEKRETARIS REDAKSI:

Editor in Chief

Editor Secretary

Prof. Ambariyanto, MSc.

Retno Hartati, MSc.

REDAKSI PELAKSANA Executive Editor Dr. Delianis Pringgenis, MSc Bambang Yulianto, PhD Chrisna A. Suryono, Mphil Ali Djunaedi, Mphil

ANGGOTA DEWAN REDAKSI Editorial Board Prof. Ocky K. Radjasa, PhD Prof. Dr. Agus Sabdono Prof. Feliatra, PhD Prof. Ove Hoegh-Guldberg Prof. Indra Jaya,PhD Craig J. Starger, PhD Tomas Cedhagen, PhD Agus Trianto, PhD Diah Permata Wijayanti, PhD Prof. Raphael Paris Prof. Ian Dutton Prof. Agoes Soegianto, PhD

SIRKULASI:

BENDAHARA:

Circulation

Treasurer

Ita Riniatsih, MSi.

Ken Suwartimah, MSi Widianingsih, MSc.

ALAMAT REDAKSI: Editorial Address Jurusan Ilmu Kelautan FPIK – UNDIP Kampus Ilmu kelautan FPIK – UNDUP, Tembalang, Semarang Telp./Fax. 62.24.7474698 Email: [email protected] Website: www.ijms.undip.ac.id Bank: BNI Cabang UNDIP: 0162816376 (Widianingsih) Foto Cover: Gintung Patantis (Hal. 136 )

www.ijms.undip.ac.id

ISSN 0853 - 7291

ILMU KELAUTAN Indonesian Journal of Marine Sciences DAFTAR ISI

Volume 18 No. 3 September 2013 1.

Transmission of White Spot Syndrome Virus and Possible Use of Physical Barrier as Preventive Measure

Hal 119 - 126

Arief Taslihan, Bambang Sumiarto, and Kamiso H. Nitimulyo

2.

Comparison of Adsorption Models for Cd and Zn in the Berau Delta: Water–Sediment System

Hal 127 - 133

Fitri Budiyanto and Lestari

3.

Peta Keanekaragaman Bakteri Spons Aaptos sp.di Perairan Taman Nasional Kepulauan Seribu

Hal 134 - 142

Gintung Patantis, Hedi Indra Januar dan Dewi Seswita Zilda

4.

Aplikasi Pakan Alami Kaya Karotenoid untuk Post Larvae Penaeus monodon fab.

Hal 143 - 149

Hermin Pancasakti Kusumaningrum dan Muhammad Zainuri

5.

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Ekosistem Mangrove

Hal 150 - 156

Irma Dewiyanti dan Yunita

6.

Phytomedicinal Investigation from Six Mangrove Tree Species, North Sumatra, Indonesia

Hal 157 - 164

Mohammad Basyuni, Lollie A.P. Putri, Hirosuke Oku

7.

Dinamika Populasi Ikan Kurisi (Nemipterus hexodon) dari Selat Madura

Hal 165 - 171

Sutjipto, D.O, Muhammad, S, Soemarno dan Marsoedi

8.

Reproduction pattern and multispecific spawning of Acropora spp in Spermonde Islands Reef, Indonesia Syafyudin Yusuf, Jamaluddin Jompa, Neviaty P. Zamani, M. Zairin Junior

Hal 172 - 178

ILMU KELAUTAN

(Indonesian Journal of Marine Science) Kampus Ilmu Kelautan Undip Tembalang, Semarang 50239 Telp/Fax: 024 7474698 Email: [email protected]; www.ijms.undip.ac.id

COPYRIGHT TRANSFER STATEMENT When this article is accepted for publication, its copyright is transferred to Jurnal Ilmu Kelautan – UNDIP. The copyright transfer covers the exclusive right to reproduce and distribute the article, including reprints, translations, photographic reproductions, microform, electronic form (offline, online) or any other reproductions of similar nature. The author warrants that this article is original and that the author has full power to publish. The author signs for and accepts responsibility for releasing this material on behalf of any and all co-authors. In regard to all kind of plagiarism in this manuscript, if any, only the author will take full responsibility. If the article is based on or part of student’s skripsi or thesis, the student needs to sign as his/her agreement that his/her works is going to be published.

Title of article ……………………………………………............................................................................................ ……………………………………………………………………………………………………………………...................................... ……………………………………………………………………………………………………………………......................................

Author(s) ………………………………………………………………………………….……………………................................... ……………………………………………………………………………………………………..……………………………………….….…. ………………………………………………………………………........................................................................................

Author’s signature ………………………………………………………………………..…….………...................................

Student’s signature …………………………………………………………………………..………....................................

Date ………………………………………………………………………………………………….…………...................................

ILMU KELAUTAN September 2013 Vol. 18(3):119-126

ISSN 0853-7291

Transmission of White Spot Syndrome Virus and Possible Use of Physical Barrier as Preventive Measure Arief Taslihan1*, Bambang Sumiarto2, and Kamiso H. Nitimulyo3 1Balai

Besar Pengembangan Budidaya Air Payau, Jl. Pemandian Kartini PO BOX No.1 Jepara, Indonesia. 59401 2University of Gadjah Mada, Faculty of Veterinary Medicine, Jl. Fauna 2 Karangmalang, Yogyakarta, Indonesia. 55281 3University of Gadjah Mada, Faculty of Agriculture, Jl Flora, Bulaksumur, Yogyakarta, Indonesia. 55281 Email: [email protected]

Abstrak Transmisi White Spot Syndrome Virus dan Penggunaan Barier Fisik Sebagai Upaya Pencegahan Penyakit bercak putih viral hingga saat ini masih menjadi masalah dalam budidaya udang. Munculnya penyakit tersebut diikuti kematian massal, sehingga menimbulkan kerugian besar. Penyakit yang disebabkan white spots syndrome virus (WSSV) menular cepat dari satu petakan tambak ke petakan lain. Penelitian bertujuan melakukan uji kuantitas WSSV pada transmisi virus baik melalui air dan kohabitasi. Metode penelitian adalah bioassay dilakukan skala laboratorium. Penularan melalui air disimulasi pada akuarium disekat dengan 3 jenis kasa berukuran pori berbeda, yaitu 300μ, 700μ dan 2 mm. Kohabitasi dilakukan dengan memelihara udang terinfeksi WSSV secara buatan dengan udang dan moluska sehat. Hasil penelitian didapatkan bahwa WSSV menimbulkan infeksi pada udang sehat yang ditempatkan terpisah dari udang sakit menggunakan sekat kasa. Virus bercak putih juga menular secara kohabitasi udang sakit dengan udang sehat baik dari udang windu ke udang windu (sejenis) maupun udang windu ke udang vannamei (berlainan jenis). Hasi penelitian menunjukkan bahwa trisipan bukan karier WSSV, karena tidak menularkan. Analisis LT-50 (lethal time 50%) didapatkan bahwa udang yang diuji tantang WSSV melalui inkubasi dengan air mengandung ekstrak WSSV didapatkan konsentrasi 2,75x102 WSSV copy.mL-1 menyebabkan kematian 50% dalam waktu 108 jam atau hampir lima hari. Penggunaan kasa putih meskipun tidak sepenuhnya menahan, dapat menghambat sebagian transmisi WSSV. Hasil kajian memberikan gambaran tentang kecepatan penyebaran WSSV di lingkungan budidaya udang serta memberikan panduan bagaimana mengendalikan WSSV. Kata kunci: penyakit, transmisi WSSV, udang, kohabitasi, trisipan

Abstract White spot viral disease has devastated shrimp industry in Indonesia. The emergence of this disease is always followed by massive death causing huge losses. Disease is caused by a virus namely White spots syndrome virus (WSSV) is rapidly transmitted from one pond to other ponds. This study aims to quantify WSSV upon transmission process at different route of transmission either through water, the cohabitation ant to cerithidae. A model has developed to fascilitate transmission through water. Aquarium capacity of 60 liter use in this research, each made into two compartment with separation by 3 different screen with pore sizes, 300μ, 700μ and 2 mm. Healthy tiger shrimp Penaeus monodon, reared in one compartment and artifitially diseased shrimp in another compartment. Cohabitation was done by rearing healthy shrimp of tiger shrimp and vannamei shrimp together with artifially infected shrimp with WSSV. For transmission through snails, snail fed with infected shrimp and reared together with infected live shrimp. Transmission also done through bathing healthy shrimp into water contained WSSV extract. The result showed that WSSV is able to cause infection in healthy shrimp eventhough are spaced apart from diseased shrimp using different mesh size screen. White spot virus can also be transmitted by cohabitation from diseased tiger shrimp either to tiger shrimp (same species) or to vannamei shrimp (different species). The result showed that snail is not a career for WSSV. LT-50 of challenge of shrimp with WSSV through incubation with water contained of WSSV extract found that innocula at concentration 2,75 x 105 WSSV copy.μl-1

*) Corresponding author © Ilmu Kelautan, UNDIP

Diterima/Received : 09-06-2013 Disetujui/Accepted : 10-07-2013

ijms.undip.ac.id h


causing mortality at 50% within 108 hours. White screen, eventhough not fully efective, but still can retarded WSSV transmission. Result of study provide a greater understanding of how the virus be transmitted in the shrimp farm, and as guidance strategy in controlling in shrimp aquaculture. Keywords: disease, transmission of WSSV, cohabitation, shrimp, snail

Introduction

Material and Methods

Shrimp farming industry is still promising until now, because of the potential market (Mohan et al., 2008). The price of shrimp is also relatively higher than other fisheries product beside market demand is also stable (Oktaviani and Erwidodo, 2005). Increased production through shrimp farming is still being encouraged, because the land to increase shrimp production is still quite widely available, amounting to 682 725 ha (Statistik Perikanan, 2010). Government through the fisheries industrialization program has also determined that shrimp production should be improved, including farm demonstration activities (demfarm).The main obstacle to the cultivation of shrimp is white spots disease cause by the White spot syndrome virus (WSSV). Disease-causing agent is a virus of the genus Whispovirus, Nimaviridae family. In some cases of disease outbreaks, mortality can reach 100% of the population. Among virus infecting shrimp, WSSV is a larger virus that has the size of 300 mμ.

The equipment used to conduct research is aquarium 60 cm x 30 cm x 30 cm in size. Each aquarium was separated into two compartment by a different mesh size of screen which are white (300 μm), green (700 μm) and black (5 mm) (Figure 1). Testing of molecular biology performed by using thermocycler machine (Thermo Scientific), set of micropipette, centrifuge and Uvi-vis spectrophotometer (Schimadzu), Gel doc for PCR documentation. Applied Biosystems 7500 Fast Instrument Real Time also use for Quantitative analysis on the WSSV extract.

The white spot syndrome virus was first discovered in Japan in 1993 (Nakano et al., 1994; Chou et al., 1995) and then appeared attacking tiger shrimp in Thailand 1994 (Wongteerasupaya et al., 1995; Lo et al., 1996), and quickly spread to the ASEAN countries, then spread to America because of the importation of frozen shrimp containing virus (Nunan et al., 1998). Diseased shrimp characterized by clinical symptoms such as white patches on the carapace. Transmission of the virus can occur through several types of crustaceans and non-crustaceans crayfish career: Trachipenaeus curvirostris, Metapenaeus ensis, and Exopalaemon orientalis, (Chang et al., 1998), also attacked the lobster species Panulirus penicillatus and Panulirus versicolor. Freshwater shrimp Macrobrachium sp. is also can be transmitted by virus without any sign of disease. In addition, WSSV was also found on the marine worm Nereis sp. (Vijayan et al., 2005). This research determines Lethal Time 50% of WSSV to tiger shrimp (Penaeus monodon), transmission of diseased to healthy shrimp through water, cohabitation and either ingestion or cohabitation by snail and possibilities use of physical barrier to prevent transmission.

120

Tiger shrimp (Penaeus monodon Fab.) used for testing is specific pathogen free status (SPF) for WSSV produced in the Main Center for Brackishwater Aquaculture Development (BBPBAP) Jepara, 5 grams in size, and White leg shrimp (Litopenaeus vannamei) at same size. Virus isolates is originated from naturally infected shrimp with WSSV, collected from ponds with white spot viral disease based on diagnosis by PCR, and has been kept in -80oC deep freezer. Other material are includes material for conducting PCR, electrophorezing system and histopathological work. Transmission through cohabitation shrimp with shrimp Tiger shrimp, SPF (Specific pathogen free) status, size of 5 grams, obtained from BBPBAP. Virus isolates is a collection from WSSV infected ponds. Previously healthy tiger shrimp artificially infected by feeding on naturally infected shrimp. Subsequently infected shrimp were then place in aquarium together with healthy tiger shrimp, vannamei shrimp and cerithide. Observations were base on death after 1, 2, 4, 6, 12, 24, 48, 72, 96 hours post feeding, death shrimp were then checked for PCR. Survivor shrimp after 96 hours were processed for histopathology examination. Ingestion of WSSV infected shrimp by cerithide snail Cerithide, a marine snail taken from shrimp pond, were placed in aquaria size 60 liter. Previously, aquarium filled with sand substrate at thickness of 5 cm, filled with water to a depth of 10 cm. Cerithide then were placed into aquarium as

Transmission of White Spot Syndrome Virus (A. Taslihan et al.)


many as 20 snail/aquarium. Snails were fed with WSSV naturally infected shrimp. Analysing of WSSV infections were performed after 120 hours of post feeding by PCR and histopathology. Transmission through immersion Gill of WSSV infected shrimp used in previous treatments is used as source of virus. A total of 0.1 g of gill is place in a microtube containing 900 mL of sterile seawater, and homogenized. After homogenization, solution was then centrifuged at 3000 rpm for 20 min at 4OC, and the supernatant was taken. Supernatant was centrifuged again at 8000 rpm for 30 minutes. Finally supernatant was filtered with a 0.45 μm filter. Filtrate containing virus was the dilutied in series of 1000, 10.000, and 100.000 as treatment I, treatment II and treatment III, respectively. Healthy tiger shrimp as many as 8 shrimp are bath in a solution containing WSSV at different concentration as mentioned previously for 30 minute. Furthermore, shrimp transferred to 60liter tank containing sterile seawater and equiped with aeration system. The treatment is also accompanied by controls, which are shrimp soaked in sterile seawater. Shrimp mortality was observed at 24 hours, 48 hours, 72 hours, 96 hours and 120 hours post-treatment. A total of 4 shrimps were then taken up to 120 hours when shrip still alive and tested for both PCR and histopathology. Use of physical barrier Eight shrimp is maintained in the same aquarium with other eight shrimp artificially infected by feeding carcass of naturally infected shrimp with WSSV. The two groups were separated by screen at different mesh size, which is white colour, medium green color and the size of the biggest black one. Shrimp mortality was observed at 1, 2, 4, 6, 12, 24, 48, 72, 96 hours post-infection. Checking of infected shrimp done by PCR. Shrimp which are still alive up to 96 hours performed fixation with Davidson solution for further histopathological procedures. Biomolecular and histopathological examination Polymerase Chain Reaction examination was done by firstly extracting DNA from 0.2 gram tissue of swimming legs, gills and muscle in the micro tube the homogenized with a mortar. Cerithide tissue was done by crushing shell, then the meat was treated like those of shrimp. Digestion buffer (50 mM Tris-Cl pH 7.4, 10 mM NaCl, 10 mM EDTA, 1% SDS) and freshly added 400 μl proteinase K was added to homogenizing tissue to a final concentration of 300 μg.ml-1. Tubes were incubated in a shaking incubator or incubator adjusted at 37OC for 1 hour. Equal volume of phenol was added and


then centrifuged at a speed of 11,600 g for 5 min. The aqueous phase is separated and transferred to a new Eppendorf, then added phenol CIAA (Chloroform Isoamyl Alcohol) (25:24:1) with equal volume of phenol and centrifuged divorteks with the speed of 11,600 g for 5 min. Aqaeous phase are carefully taken and transferred to a new tube, then added 1/10 volume of 2 M Na-acetate pH 4.8 and 2x volume of cold absolute ethanol and incubated in the freezer, tube twisted around, and centrifuged at 11,600 g for 5 speed minutes to pellet precipitate, the solution was poured subsequently disposed of by way of air-dried. The final stage is dissolving pellets in TE buffer (100 mM Tris pH 8.0, 0.5 mM EDTA pH 8.0). DNA concentration was measured by optical density (OD, optical density) at a wavelength of 260 nm and 280 nm. DNA concentration is calculated as follows: level= value OD x dilution factor x 50 ug.ml-1. Furthermore, empirically, DNA levels were also observed by electrophoresis on 0.8% agarose gel. Determination of DNA concentration = value OD x dilution factor x 50 ug.ml-1. Furthermore, empirically, DNA levels were also observed by electrophoresis on 0.8% agarose gel. DNA amplification was done based on Lo et al. (1996) protocol (OIE) using a set of forward Primer, 146 F1, 5'-ACT ACT CTA AAC TTC TCT AGC AG -3 ', and riverse: 146 R1, 5'-TAA TGC GTT CTT GGG TGT AAT ACG A-3', while for nested primers used 146 F2: 5 '- ACT GCC CCT GTA ATC TCC TCC A - 3' and 146 R2: 5 '- TAC GGC TGC TGC AGC ACC TTG T - 3'. Amplification protocol for implementation is comprised of a hot start, heating at 94 oC for 4 min, annealing temperature at 52.5OC for 1st step, and 54OC for 2nd tep, for 1 min and extension 72OC for 2 minutes. Subsequently a total of 39 cycles with each 94OC for 1 min, 55OC for 1 min and 72OC for 2 minute and final extention at 72OC for 5 minutes. PCR products is 1447 bp for first step, and 941 bp for second step. Quantitative analyses were performed using Real-time quantitative analysis using qRT-PCR, Applied Biosystems 7500 Fast Instrument. Reagent and protocol for performing qRT-PCR were also provided by Applied Biosystem.

Results and Discussion Transmission of WSSV through different species of shrimp and snail and mode of route are shown in Table 1. Water quality is monitore during commencing trial. Water quality parameters showed in good condition, such as dissolved oxygen (DO) is greater than 4 mg.L-1, temperature of about 27OC and pH 7.8.

121


Transmission in cohabitation and ingestion Results of cohabitation by culture of healthy shrimp together with artifitially infected shrimp in one container without insulation for 24 hours was found that, healthy shrimp became sick and infected with WSSV after rearing with infected shrimp. Snail (Cerithidae) reared together with artifitially infected tiger shrimp and fed with WSSV infected shrimp carcasses, that cause disease to shrimp, up to 120 hours did not indicate the presence of WSSV infection, which was confirmed by checking using PCR and histopathology (Table 2.). Lethal Time 50 (LT-50) of WSSV to tiger shrimp Extraction WSSV from gills and diluted 100 time getting optical density (OD) of 0.693 to 0.646 for the 260 and 280 wavelengths. Based on the calculation, the DNA content of 3000 mg.ml-1. Quantitative analysis were performed on extract by Qantitative Realtime PCR analysis (qRT-PCR, Applied Biosystems 7500 Fast Instrument resulting of 2,75 x 105 copy virus.μL-1. Immersion using shrimp gill extracts was found that the extract with 1000 times dilution (final concentration 2,75 x 105 WSSV copy .μl-1) caused mortality of 16.7%, 33.3% and 66.7% after 72 hours, 96 hours and 120 hours postimmersion respectively. Treatment with the extract solution at dilution 10,000 times (final concentration 2,75 x 104 WSSV copy.μl-1) results in mortality at 8.3% after 120 hours post-immersion. PCR results showed that death shrimp were infected with WSSV. Survivor shrimp bath with extract dilution 1000 time and 10,000 time also found infected by WSSV. Dilution 100,000 times did not cause the death of up to 120 hours post-immersion, and also negative WSSV in PCR test. Based on the figure 3, LT-50 (lethal time at 50%) could be calculated. Challenge with WSSV innocula at concentration 2,75 x 102 WSSV copy.ml-1 causing mortality at 50% is 108 hours or almost five days Figure 1. Durand and Lightner (2002) during their study on P. vannamei found LT-50 at concentration of 1 x 102 copy WSSV.ml-1 is 136 hours or day 7. Use of screen as physical barrier Result of transmission through water showed that previously healthy shrimp reared together with WSSV infected shrimp eventhough separated by screen turned out to be sick and dying. Testing by PCR of dead shrimp confirmed that it was infected WSSV. Transmission in trial I (white screen, mesh size 300μm) relatively mild compared with the green filter (mesh size 700 μm) and by a black screen having larger porosity (mesh size 5 mm). On trial using black color screen, WSSV could be detected in group of shrimp that previously healthy

122

at either PCR step 1 (2 of 3 aquarium) and step 2 (3 aquarium). Treatment with green screen, WSSV can be detected in a previously healthy group at PCR first step in one out of three aquaria and detected at the second step in the all aquarium. At trial using white screen, WSSV could be detected in second step two of the three aquariums. Results of treatmen are presented in Table 2, which is a summary of the images electrophoresis as shown Figure 2. Table 1. WSSV transmission test results in cohabitation, shrimp with shrimp, black tiger shrimp White shrimp and tiger shrimp with snail. Treatment

Replicate

Cohabitation Monodon --> aritifitially infected monodon shrimp Cohabitation Vannamei --> aritifitially infected monodon shrimp Ingestion Cerithide --> Naturally infected shrimp

Ingestion Cerithide --> Naturally infected shrimp

PCR Step 1

Step 2

1

Positive

Positive

2

Negative

Positive

3

Negative

Positive

1

Negative

Negative

2

Negative

Negative

3

Negative

Positive

1

Negative

Negative

2

Negative

Negative

3

Negative

Negative

1

Negative

Negative

2

Negative

Negative

3

Negative

Negative

Results of the study indicate that WSSV can be transmitted through different mechanism, and water is the most effective way in transmitting the disease. Based on the study, when diseased shrimp rear in the same aquaria with healthy shrimp shrimp in a the same container eventhough it’s separated by various sizes of screen, healthy shrimp has become infected. Shrimp bathed in a solution containing virus extracted from WSSV infected shrimp, with a ratio of 0,1 gr (100 μg) of infected carcass per liters also become infected and lead to death at mortality rate of 67% within 120 hours and alive shrimp also has infected. Mortality rate at 8.3% until 120 hours post treatment on bathing shrimp in 10 μg infected carcass in one litre sea water, and alive shrimp positively infected with WSSV. In lesser concentration of infected shrimp produce neither mortality nor infection on healthy shrimp. In the shrimp grow out ponds, the factors that trigger the death of shrimp which are temperature and low oxygen levels. On the condition of the shrimp stress virus will copy itself to reach levels that can cause death.



80 70

(%)(%) Mortality Shrimp Mortalitas udang

60 50 40 30 20 10 0 24

48

72

96

120

TimePasca after infection (h) Waktu Infeksi (jam) Figure 1. Cumulative mortality tiger shrimp challenge with WSSV innocula by immersion at concentration of 2,75 x 10 5 WSSV copy.μL-1 and 2,75 x 104 WSSV copy.μL-1. Challenge with lower concentration is not represent in this figure because no mortality observed. Notes: : 2,75 x 10E5, : 2,75 x 10E4 M

M

K+

K+

K-

K1

K-

Hi1

K2

K3

Hi2

Hi3

P1

Hj1

P2

Hj2

P3

Hj3

Figure 2. Results of electrophoresis of PCR products on test samples shrimp transmission through water. K + = positive control internal PCR, K-= control negative internal PCR, K= shrimp uninfected, P= treatment with white screen, Hi= treatment with black screen, Hj= treatment with green screen, M= marker 100 bp, number in arabic is replication.


123


Table 2. WSSV transmission test results conducted on the water through the aquarium container sealing diberik gauze range of pore sizes Screen

Replicate

White (pore: 300 μm) Green (pore: 500 μm) Black (pore: 1 cm) Control

1 2 3 1 2 3 1 2 3 1 2 3

PCR Analysis Step 1 Step 2 Negative Positive Negative Negative Negative Positive Positive Positive Negative Positive Negative Positive Negative Positive Positive Positive Positive Positive Negative Negative Negative Negative Negative Negative

The study found WSSV can be transmitted by cohabitation from virus infected monodon to monodon, monodon to vannamei but did not occur in cerithide Cerithide fed with WSSV infected shrimp carcass were not infected, confirmed by PCR test and histopathology. Transmission requires a specific career, in order to become a carrier, the host organism must have a special site for virus attachment. Although WSSV can be transmitted by several species of shrimp, Artemia, a crustasid is not a carrier for WSSV (Waikhom et al., 2006) and is also not a viral vector (Hameed et al., 2002). Some organisms may be viral vectors, such as birds, worms Polychaeta, but these animals carry the virus only for a limited time. Some species of birds such as herons and gulls can be an intermediary vector for WSSV in stay virulens just a few hours in the digestive tract (van Patten et al., 2004). WSSV transmission is fast during outbreak make the worst situation in the shrimp farm area. In shrimp farming areas, if a pond affected by outbreaks, it is quickly transmitted from one pond to pond surrounding through infected water seepage on the bank. Based on the LT-50, transmission followed by mortality only take 4-5 days at WSSV

concentration at 102 copy.ml-1 water. During outbreak, dead shrimp contained 109 to 1010 copy DNA.gr-1 of shrimp (Oidtmann et al., 2011). This study also clearly explain that in pond with sand texture allows the intensity of transmission more intense. The more impermeable pond, then the possibility of transmission is also getting lesser. Embankment with holes formed by crabs also make the water flow is greater than one pond to adjacent ponds. Once the shrimp in the pond has been infected by WSSV, when environmental quality conditions decline will induce stress to shrimp, meanwhile virus multiplication will take place followed by shrimp death. Furthermore dead shrimp will be eaten by healthy shrimp resulting in the chain of transmission, but it is also the event of cohabitation, the shrimp were infected with the virus will spread to other shrimp. Although the rate of transmission by cannibalism is much larger than the through cohabitation (Soto and Lotz, 2001), but this cohabitation transmission can reach to a wider area because of infected shrimp alive and still able to reach out to a wider area. Cerithide that usually found abandon in pond with sandy texture of soils and presumed as carrier like those of worm (Vijayan et al., 2005). Based on this research, it was found that cerithide is not a carrier for WSSV. Proper preparation of pond before stock by drying is an effective way to prevent transmission from one crop to next crop. Cerithide, even it is still alive is not a threat for further crop outbreak. At the time of an outbreak of WSSV in shrimp farming areas, the water in surrounding ponds is rich in virus, so shrimp in ponds is likely be soaked in a basin water containing WSSV at high concentration. Virus at concentration as low as 10 copy.ml-1 may causing mortality and has potential to infect shrimp. At the time of such conditions, transmission intensity will be high so that outbreaks are becoming increasingly rapid.

Table 3. Water quality conditions, including dissolved oxygen (DO), temperature and pH WSSV transmission through water testing performed on the aquarium container sealing diberik gauze range of pore sizes

Screen

124

Water quality parameter during trial Dissolved oxygen (mg.L-1)

Temperature (OC)

pH

White (pore: 300 μm)

4,2 ± 0,2

27,3 ± 0,2

7,8 ± 0,1

Green (pore: 500 μm)

4,5 ± 0,8

27,4 ± 0,4

7,8 ± 0,1

Black (mesh size 1 mm)

5,2 ± 0,7

27,3 ± 0,4

7,8 ± 0,1

Control

4,8 ± 0,5

27,4 ± 0,4

7,8 ± 0,1



Pond located in coastal areas, that is low level is like vessel related each other because ponds separated by sandy textured embankment so that it becomes easier for the transmission. Ponds constructed at a higher tidal (supratidal) and has the texture clayish allow farms relatively safer from the possibility of WSSV transmission, so it’s increase the opportunity to success. White screen for screening water even could not totally prevent WSSV, however still prevent partly WSSV to enter system. The mechanism of preventing may trapping floc contain WSSV particles. This finding also relevant to reports by Mohan et al. (2008) that considered using screen of 300μm as to protect shrimp pond from WSSV transmission.

Conclusion WSSV could pass screen of 300 μm mesh size therefor can transmitted through the medium of water. WSSV can be transmitted through cohabitation between shrimp and from shrimp to shrimp vanname. Cerithid is neither infected nor as carrier for WSSV. Proper preparation of pond is an effective way to prevent transmission from one crop to another.

Acknowledgment We thank to Fish health section, Main Center for Brackiswater Aquaculture Development, Jepara, Indonesia for providing facility and asisstance for PCR, Rt-PCR and Histopathological analysis. Thaks also to anynomous reviewers for their suggestions in improving this manuscript.

References Chang, J-S., H-C Chen & Yu-Chi Wang. 1998. Detection of white spot syndrome associated baculovirus in experimentally infected wild shrimp, crab and lobster by in situ hybridization. Aquaculture. 164: 233-242. Chou, H.Y., C.Y. Huang, C.H. Chiang & C.F. Lo. 1995. Pathogenicity of a baculovirus infection causing white spot syndrome in cultured penaeid shrimp in Taiwan. Dis. Aquatic. Org. 23:165173. Durand, S.V. & D.V. Lightner. 2002. Quantitative real time PCR for the measurement of white spot syndrome virus in shrimp. J. Fish Dis. 25:381389.


Hameed, A. S. S., B.L.M. Murthi, M. Rasheed, S. Sathish, K. Yoganandhan, V. Murugan & K. Jayaraman. 2002. An investigation of Artemia as a possible vector for white spot syndrome virus (WSSV) transmission to Penaeus indicus. Aquaculture. 204:1–10. Lo, C-F, J-H. Leu, C-H. Ho, C-H. Chen, S-E Peng, Y-T. Chen, C-M. Chou, P-Y. Yeh, C-J. Huang, H-Y. Chou, C-H. W & G-H. Kou. 1996. Detection of baculovirus associated with white spot syndrome (WSBV) in penaeid shrimps using polymerase chain reaction. Dis. Aquat. Org. 25:133-141. Mohan, C. V., M.J. Phillips , B.V. Bhat, N.R. Umesh & P.A. Padiyar. 2008. Farm-level plans and husbandry measures for aquatic animal disease emergencies. Rev. sci. tech. Off. int. Epiz., 27(1):161-173. Nakano H., H. Koube, S. Umezaea, K. Momoyama, M. Hirauka, K. Inouye & N. Oseko. 1994. Mass mortalities of cultured kuruma shrimp P. japonicus in Japan in 1993: epizootiological survey and infection trials. Fish Pathol. 29:135139. Nunan, L. M., B. T. Poulos & D. V. Lightner. 1998. The detection of white spot syndrome virus (WSSV) and Yellow head virus (YHV) in imported commodity shrimp. Aquaculture. 160:19-30. Oidtmann, B. & G.D. Stentiford 2011. White Spot Syndrome Virus (WSSV) concentration in crustacean tissues – a review of data relevant to assess the risk associated with commodity trade. Transbondary and Emerging Diseases. Crown copyright. UK. Pp.: 1–3. Oktaviani, O. & Erwidodo. 2005. Indonesia’s shrimp exports: meeting the challenge of quality standars. Managing the challenge of WTO participation: case study 18. In Gallagher P., P. Low & A. L. Stoler (Eds.): Compilation of 45 case studies which documents among economies in addressing the challeges of participating in the WTO (World Trade Organization), rue de Lausanne 154, CH-1211 Geneva 21, Switzerland. Soto, M.A. & J.M. Lotz. 2001. Epidemiological parameters of white spot syndrome virus infections in Litopenaeus vannamei and L. setiferus. J. Inverteb. Pathol. 78:9-15. Statistik Perikanan. 2010. Buku saku statistik perikanan budidaya tahun 2009. Direktorat

125


Jenderal Perikanan Budidaya. ISSN: 1979844X. Van Patten, K. A., L. M. Nunan & D. V. Ligtner. 2004. Seabirds as potential vectors of penaeid shrimp viruses and the development of a surrogate laboratory model utilizing domestic chickens. Aquaculture. 241:31-46. Vijayan, K.K., V. Stalin-Raj, C.P. Balasubramaniam, S.V. Alavandi, V.T. Sekhar & T.C. Santiago. 2005. Polychaeta worms – a vector for white spot syndrome virus (WSSV). Dis. Aquat. Org. 63:107-111.

126

Waikhom, G., K.R. John, M.R. George, M.J. & P. Jeyaseelan. 2006. Differential host passaging alters pathogenicity and induces genomic variation in white spot syndrome virus. Aquaculture. 261:54–63. Wongteerasupaya, C., Vickers, J.E., Sriurairalana, S., Nash, G.L., Akarajamorn, A., Boonsaeng, V., Panyim, S. Tassnakajon, A., Withyachumnarnkul, B. & T.W. Flegel. 1995. A nonoccluded, systemic baculovirus that occurs in cells of ectodermal and mesodermal origin and causes high mortality in the black tiger prawn, Penaeus monodon. Dis. Aquat. Org. 21(2):69-77.



ISSN 0853-7291

Comparison of Adsorption Models for Cd and Zn in the Berau Delta: Water–Sediment System Fitri Budiyanto* and Lestari Research Center for Oceanography-Indonesian Institute of Sciences Jl. Pasir Putih 1 No. 1, Ancol Timur, Jakarta, Indonesia. 14430 Email: [email protected], Telp. 085692107575

Abstrak Perbandingan Model Penyerapan Cd dan Zn di Delta Berau: Sistem Perairan-Sedimen Adsorpsi merupakan proses penting dalam mengontrol transfer logam dari larutan ke padatan. Cd dan Zn merupakan logam yang banyak digunakan manusia sehingga berpotensi banyak dibuang ke lingkungan. Penelitian ini membandingkan model adsorpsi Cd dan Zn dalam sistem air laut-sedimen di delta Berau, Kalimantan Timur. Sampel air dan sedimen didapat di 12 stasiun. Untuk mendapatkan konsentrasi Cd dan Zn, sampel air dianalisis menggunakan metode back extraction yang menggunakan bahan kimia organik (Amonium pirolidinditio karbamat dan metili sobutil keton) dan anorganik (asam nitrat). Sampel sedimen dianalisis menggunakan distruksi asam yang mengacu metode dari USEPA 3050b. Data yang didapat dikalkulasi berdasar model adsorpsi yaitu: Model partisi, Freundlich Model dan Langmuir Model. Dalam perhitungan di studi ini, Delta Berau dibagi menjadi dua bagian: bagian utara dan bagian selatan. Dari kedua bagian ini, Model isotermis langmuir merupakan model yang paling cocok untuk proses adsorpsi dalam sistem air sedimen. Di sungai bagian utara, hasil perhitungan linearitas memberikan angka R 2=0.949 untuk Cd dan R2=0.838 untuk Zn, sedangkan, untuk sungai bagian selatan nilai R 2=0.575 untuk Cd dan R2=0.944 untuk Zn. Kapasitas adsorpsi maksimum Cd adalah 0,5-0,6 mg.kg-1 sedangkan kapasitas adsorpsi maksimum untuk Zn adalah 12-43 mg.kg-1. Prediksi kapasitas maksimal sedimen menggambarkan total kapasitas sedimen sebagai Cd dan Zn deposit. Penambahan Cd dan Zn akan menyebabkan logam-logam tersebut tidak teradsorpsi dan berpotensi racun bagi organisme perairan. Kata kunci: delta Berau, adsorpsi, air, sedimen, model isotermis langmuir

Abstract Adsorption is important process for controlling metals transfer from dissolved phase to solid phase. Cd and Zn become trace metal which generally used in human activity and the release of those trace metals into aquatic environment cannot be evaded.The purpose of this work was to compare adsorption models of Cd and Zn in water-sediment system in Berau Delta, East Kalimantan. Sediment and water sample were collected at 12 stations. Measuring Cd and Zn concentration, water sample analysis was conducted using organic chemicals (Ammonium Pyrrolidine Dithio Carbamate and Methyl Isobutyl Ketone) and inorganic chemicals (nitric acid) based on back extraction procedure. On the other hand, sediment analysis was conducted using acid destruction according to USEPA method 3050b. The data would be calculated in some different adsorption model: Partition model, Freundlich model and Langmuir model. In this study, Berau Delta was divided into two groups: North river stream (N) and South river stream (S). In both groups,Langmuir isotherm model was the most representative model for adsorption process in water-sediment system. In North stream, the linearity of data gave R 2=0.949 for Cd and R2=0.838 for Zn, whereas, R2=0.575 for Cd and R2=0.944 for Zn calculated in the South stream. Maximum adsorption capacity of Cd was 0.5-0.6 mg.kg-1 and maximum adsorption capacity of Zn was 12-43 mg. kg-1. Those maximal adsorption capacities illustrated the total capability of sediment as Cd and Zn deposit. Another Cd and Zn input will not be adsorbed and probably become bioavailable for aquatic life. Keywords: Berau delta, adsorption, water, sediment, langmuir isotherm model


ijms.undip.ac.id

Diterima/Received: 19-05-2013 Disetujui/Accepted: 24-06-2013


Introduction Trace metals like Cd and Zn are essential, however, in particular concentration level, metals can potentially become endanger organisms (Lane et al., 2005). Below an inorganic zinc concentration of about 2 pmol.kg-1, some species of phytoplankton become growth limited (Ellwood, 2004). Having Znlimited content in environment, phytoplankton will uptake Cd instead of Zn to maintain its growth rate although Cd cannot completely replace Zn. Cd is toxic metal for human and it can cause lung and kidney damage, decalcification of bone as well (Fernández et al., 2010). Anthropogenic activities, in most locations, alter trace metals concentration via riverine runoff and atmospheric fallout (Luoma and Rainbow, 2008; Hosono et al., 2010; Wang et al., 2011). Metals input in aquatic ecosystem can be absorbed/ adsorbed by seston (plankton and inorganic particle) (Hendry et al., 2008) or sink into bottom sediment (Sakellari et al., 2011). Adsorption in sediment is important process for decreasing dissolved trace metals concentration in the water column (DaliYoucef et al., 2006; Apeti et al., 2009), however, benthic organisms are treated by sediment enriched metals (Lepland et al., 2010).Ecological risk of metal isnot determined by total metal content alone, the adsorption ability of metals to particulate phase is also important (Luoma and Rainbow, 2008). There were three models generally used to predict adsorption process: Partitioning model, Freundlich model and Langmuir model (Muzakky, 2008). Partitioning model is the relative concentration of each contaminant in each phase and become useful parameter to compare the sorptive capacities of different materials for any particular ions (Luoma and Rainbow, 2008; Seo et al., 2008). On the other hand, Langmuir and Freundlich model were used in both riverine (Jain et al., 2004) and estuarine system (Gerringa et al., 1995) and usefull to predict sorption capacity of particle (Kozar et al., 1992; Holmes et al., 2012). Freundlich equation is used for heterogenous surface energy term and widely use to model adsorption of pollutant from aqueous medium (Dahiya et al., 2008). Langmuir equation can be used not only in adsorption of gases to solids but adsorption of subtances, in solution form, on an insoluble adsorbent also (Ghabbour and Davies, 2011). Estuarine environment is dynamic ecosystem influenced by terrestrial and oceanic area (Sanusi, 2006). Human activities have greatly influenced Berau Delta causing ecological pressure (Pemkab Berau, 2012). The purpose of this work was to

128

compare adsorption models of Cd and Zn in the Berau Delta that perhaps demonstrate sediment role in controlling pollution.

Material and Methods Sediment and water samples were collected from Berau Delta at 12 stations, along geographycal area 1170 41’ 7” E - 1170 53’ 59” E and 20 1’ 28”N - 20 12’ 27” N (Figure1). In each station, water sample was collected using van dorn water sampler.About 1 L of the water sample was filtered using 0.45 µm nitrate-celloluse Whatmann filter and acidify to pH<2. The preserved water samples were transferred into pre-cleaned polyethylene box. Whereas, surface sediment sample, 0-10 cm beneath water column-bed sediment interface, was taken using stainless steel grap. Homogenous sediments was stored in polyethylene box under cool temperature (Hutagalung et al., 1997). To ensure clean method, all glasswares and polyethylene boxes were rinsed for 24 hours in HNO3 (1+1) before used (Standard Method, 1992). In Inorganic Chemistry Laboratory-Research Center for Oceanography, Cd and Zn in sediment analyses were conducted using USEPA (1996) 3050b method. Acid digestions of dried sediment (1 g) with mixtures of concentrated HNO3, H2O2 30% and concentrated HCl were performed for almost 5 hours on hotplate reflux. Cd and Zn in water samples were extracted using organic solvent according to back-extraction procedure (Standard Method, 1992) that was first developed by Magnusson and Westerlund (1981). APDC 4% and MIBK, as organic solvent, was used in first step of extraction. Cd and Znwere back-extracted, from organic phase to inorganic phase, by ultra pure water then be digested using concentrated HNO3 under room temperature. Determination of Cd and Zn contents in both sediment and water sample was performed with Flame Atomic Absorption Spectrophotometer Varian SpectrAA 20 type. After the measurement of Cd and Zn in all sea water and sediment samples, the data would be calculated in order to model adsorption of Cd and Zn in the sea water and sediment. The detail formula for each model was described as below: Partitioning model Partitioning behaviour/ partitioning model can be expressed as distribution coefficients, KD.KD can be expressed as:

Kd =

C metals on se dim ent mg kg 1 C metals inwaters mg l 1

Comparison of Adsorption Models for Cd and Zn in the Berau Delta (F. Budiyanto & Lestari)


Figure 1. Sampling locations for sediments and water samples at Berau Delta, East Kalimantan

Freundlich model

Results and Discussion

The original form of the Freundlich equation (Dahiya et al., 2008; Seo et al., 2008) can be written as:

Stations could be devided into 2 group due to difference of point source, north stream (N) and south stream (S). Stations 1-6 were grouped in N and stations 7-12 were categorized in S. Closed to and point source of south main stream, station 7 was clustered in S although its river basically flow from same point source with N (Figure 1). The reason of this classification was the difference of main river stream flowing in the delta. The anthropogenic activities along those two main streams probably difference, as a result, the composition of sediment and metal released by human may be difference. In order to minimize the bias of calculation, those two main river streams were separated.

1

q = KCe n q represent adsorption capacity (mg.kg-1), the metal concentration in the sorbent material, K is constants incorporating all factors affecting the adsorption capacity, Ce is the concentration of solution (mg.L-1) and n is empirical parameter related to the intensity of sorption. This original form of Freundlich equation can be re-arranged in logarithmic form as:

log q = log K +

1 logCe n

Where Ce (mg.L-1) and q (mg.kg-1) represent the concentration of metal in solution and the mass b are the maximum adsorption capacity of metals and constant related to the binding strength of metal adsorbed on sediment, respectively. a and metal, respectively. Equation 4 can be re-arranged as:

The distribution coefficient (KD; l kg-1) of Zn (102-104) was greater than that Cd (up to 101) (Table 1). Having 100 to 1000 fold ofKD value above Cd, Zn tend to bind strongly onto sediment. These values less than another report, Feng et al. (1999) found that KD value of Zn was greater Cd did in magnitude of (103.4-106.2) for Zn and (103-104) for Cd and there was an agreement of partitioning behaviour of the elements. This phenomenon was derived by metals character and the presence of interference. Cd forms very strong complex with chlorine than Zn Neither Cd nor Zn indicated the lowest determination coefficient (Figure 2 and Figure 3). This result implied that partition model/distribution coeficient could not demonstrate natural adsorption processes precisely.

Ce 1 1 = + Ce q ab a

Freundlich model could not interprate adsorption process for Cd (R2<1), however, it described transfer process of Zn onto surface

Langmuir model The original form of Langmuir equation (Seo et al., 2008) can be written as:

q=

abCe 1  bCen


129


2D Cd concentration in sediment, mg/kg dw

Cd concentration in Sediment, mg/kg dw

2A 0,07 0,06 0,05 0,04

y = 0,022x + 0,046 R² = 2E-05

0,03 0,02 0,01 0,00

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,09 0,08

y = 1,725x + 0,044 R² = 0,098

0,07 0,06 0,05 0,04 0,03 0,02

0,01 0,00

0,010

0

Cd Concentration in water, mg/l

0,002

0,004

0,006

0,008

0,01

2B

-2

-1,5

-1

-3 -0,5

0 0

log [Cd] in sediment, mg/kg dw

-0,2 -0,4

-0,6

y = 0,033x - 1,26 R² = 0,005

-2,5

-2

-1,5

-1

-0,5

0,5

-0,8 -1

-0,2 0

-0,6

y = 0,105x - 1,046 R² = 0,032

-0,8 -1 -1,2 -1,4

-1,2

-1,6

-1,4

log [Cd] in water, mg/l

-1,6

-1,8

0,18 0,16 0,14

0,12 0,1

y = 20,35x + 0,006 R² = 0,949

0,06 0,04 0,02 0

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,010

Cd concentration in water, mg/l

2F [Cd in water]/[Cd in sediment] kg/l

[Cd in water]/[Cd in sediment], kg/l

2C 0,2

0,08

0,5

-0,4

log [Cd] in sediment, mg/kg dw

-2,5

2E 0

log [Cd] in water, mg/l -3

0,012


0,3

0,25

y = 15,96x + 0,021 R² = 0,575

0,2

0,15 0,1 0,05 0

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

0,010

0,012


Figure 2. Different adsorption model for Cd in north stream (N) and south stream (S): 2A) N Partition model; 2B) N Freundlich model; 2C) N Langmuir model; 2D) S Partition model; 2E) S Freundlich model and 2F) S Langmuir model.

south stream

north stream

Table 1. KD Value for Cd and Zn stations KD Cd; l kg-1

130

KD Zn; l kg -1

ST. 1

30

8x103

ST. 2 ST. 3 ST. 4 ST. 5 ST. 6 ST. 7 ST. 8 ST. 9 ST. 10 ST. 11 ST. 12 ST. 13

20 20 5 10 10 8 10 7 4 10 10 20

5x103 1x103 1x104 6x103 2x104 1x104 1x104 9x102 2x104 8x103 2x103 4x103

particle (R2>0.5) (Figure 2B, Figure 2E, Figure 3B and Figure 3E). Langmuir model was the most representative model for both Cd and Zn, 0.949 and 0.575 in R2 value of Cd for N and S, respectively, 0.838 and 0.944 in R2 value of Zn for both N and S, respectively (Figure 2C, Figure 2F, Figure 3C, Figure 3F). Cdmaximum adsorption capability did not show significant differentiation, 0.05 mg.kg-1 for N and 0.06 mg.kg-1 for S. Whereas, Zn showed different character, Zn in the N has 12.7 mg kg -1 in maximum adsorption capability and Zn in S has 43.5 mg.kg-1 in maximum adsorption capability. Dissolved Cd and Cd in the sediment showed insignificant correlation, interprated by low R2 value in S (R2=0.575), eventhough high showed in the Nin the N highR2 value R2 value showed (R2=0,949).



70 60 50

40 30

y = -5081x + 79,73 R² = 0,658

20 10 0

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

3D Zn concentration in sediment, mg/kg dw

Zn concentration in sediment, mg/kg dw

3A 80

0,010

0,012

80,00 70,00 60,00 50,00

y = -510,7x + 67,59 R² = 0,501

40,00 30,00 20,00 10,00 0,00

0,014

0

Zn concentration in waters, mg/l

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05

Zn concentration in water, mg/l

3B

3E

2

2

log [Zn] in sediment, mg/kg dw

1,8

log [Zn] in sediment, mg/kg dw

1,5 1

y = -0,997x - 0,581 R² = 0,639

0,5 0

-3

-2,5

-2

-1,5

-1

-0,5

0

1,6 1,4

y = -0,157x + 1,459 R² = 0,528

1,2 1 0,8 0,6 0,4

0,5

0,2

-0,5

0

-3

-2,5

-1

log [Zn] in water, mg/l

-2

-1,5

-1

-0,5

0

3C 0,0007

y = 0,080x - 0,000 R² = 0,838

0,0005

0,0004 0,0003 0,0002 0,0001 0

0,000

0,002

0,004

0,006

0,008

3F [Zn in water]/[Zn in sediment] kg/l

[Zn in water]/[Zn in sediment] kg/l

0,0008

0,0006

0,010

0,012

0,5

log [Zn] in water, mg/l

0,014

0,0012 0,001 0,0008

0,0006

y = 0,023x - 6E-05 R² = 0,944

0,0004 0,0002 0

0,000


0,010

0,020

0,030

0,040

0,050


Figure 3. Different adsorption model for Zn in north stream (N) and south stream (S): 3A) N Partition model; 3B) N Freundlich model; 3C) N Langmuir model; 3D) S Partition model; 3E) S Freundlich model and 3F) S Langmuir model.

(R2=0,949). Sanusi (2006) and Luoma and Rainbow (2008) explained that cadmium will bind in anionic element, like Cl-, and make chloride-cadmium complex. This complex will inhibit cadmium adsorption to particulate surfaces or Fe/Mn Oxide. This cadmium behavior influenced cadmium adsorption capability, as a result, particulate matter could not adsorp cadmium optimally. Different phenomenon showed by Zn, Zn have greatly influenced by particulate/sediment condition. DaliYoucef et al. (2006) discovered that Zn adsorption performances were strongly affected by their initial concentration and carbonate phase concentration.

This sediment condition would affect adsorption capability, different location should have different sediment/particulate condition.

Conclusion Langmuir isotherm model was the most representative model to interprate Cd and Zn transfer from water column to bed sediment. Maximum adsorption capability of Cd was 0.05 mg. kg-1 for N and 0.06 mg.kg-1 for S. Whereas, maximum adsorption capability of Zn in the N was


131


12.7 mg kg-1 in and Zn in S was 43.5 mg kg-1. Cadmium behavior to make complex in soluble form inhibit its adsorption onto particulate surface and Zn adsorption was greatly influenced by sediment condition. This study represented the maximum adsorption of Cd and Zn concentration in sediment in order to illustrate the maximum capacity of sediment as contaminant deposit. Another input of Cd and Zn to this system will not be adsorbed and tend to endanger aquatic life due to abundance of ambient Cd and Zn.

Acknowledgment We ackowledge Dr. Deddy Setyapermana as chief researcher in this project and Abdul Rozak and M. Taufik Kaisupy who supported this project both in field and in the Laboratory.

References Apeti, D.A., G.G. Lauenstein & G.F. Riedel. 2009. Cadmium distribution in coatal sediments and mollusks of the US. Mar. Poll. Bull. 58:10161024. Dahiya, S., R.M. Tripathi & A.G. Hegde. 2008. Biosorption of heavy metals and radionuclide from aqueous solution by pre-treated arca shell biomass. J. Hazard. Mater. 150:376-386. Dali-Youchef, N., B. Ouddane & Z. Derriche. 2006. Adsorption of zinc on natural sediment of Tafna River (Algeria). J. Hazard. Mater. A137:12631270. Ellwood, M.J. 2004. Zinc and cadmium speciation in subantarctic waters east of New Zealand. Mar. Chem. 87:37-58. Feng, H., J.K. Cochran & D.J. Hirschberg. 1999. 234Th and 7Be as tracers for transport and dynamics of suspended particle in a partially mixed estuary. Geochim. Cosmochim. Acta. 63:24872505. Fernández, P.V., Houlbrèque, F., Boisson, F., Mulsow, S., Teyssié, J.L., Oberhaënsli, F., Azemard,S. & Jeffree,R. 2010. Cadmium bioaccumulation and retention kinetics in the Chilean blue mussel Mytilus chilensis: Seawater and food exposure pathways. Aquat. Toxicol. 99: 448456. Gerringa, L.J.A., P.M.J. Herman & T.C.W. Poortvliet 1995. Comparison of the linear Van den

132

Berg/Ružić transformation and a non-linear fit of the Langmuir isotherm applied to Cu speciation data in the estuarine environment. Mar.Chem. 48:131-142. Ghabbour, E.A. & G. Davies. 2011. Environmental insights from Langmuir adsorption site capacities. Colloids Surf. A: Physicochem. Eng. Aspects. 381:37-40. Hendry, K.R., R.E.M. Rickaby, J.C.M. De Hoog, K. Weston & M. Rehkämper. 2008. Cadmium and phosphate in coastal Antarctic seawater: Implication for Southern ocean nutrient cycling. Mar. Chem. 112:149-157. Holmes, L.A., A. Tumer & R.C. Thompson. 2012. Adsorption of trace metals to plastic resin pellets in the marine environment. Environ. Poll. 160:42-48. Hosono, T., C.C. Su, F. Siringan, A. Amano & S.I. Onodera. 2010. Effect of environmental regulations on heavy metal pollution decline in core sediments from Manila Bay. Mar. Poll. Bull. 60:780-785. Hutagalung, H.P., Setiapermana, D. & Riyono. S.H. 1997. Metode analisis air laut, sedimen dan biota, Buku 2. P3O LIPI. p: 53. Jain, C.K., Singhal, D.C. & Sharma, M.K. 2004. Adsorption of Zinc on bed sediment of River Hindon: Adsroption models and kinetics. J. Hazard. Mater. B114:231-239. Kozar, S., H. Bilinski, M. Branica & M.J. Schwuger. 1992. Adsorption of Cd(II) and Pb(II) on bentonite under estuarine and seawater conditions. Sci. Tot. Environt. 121:203-216. Lane, T.W., M.A. Saito, G.N. George, I.J. Pickering, R.C. Prince & F.M.M. Morel. 2005. A cadmium enzyme from marine diatom. Nature. 435:42. Lepland, A., T.J. Andersen, A. Lepland, P.H. ArpH, E. Alve, G.D. Breedveld & A. Rindby. 2010. Sedimentation and chronology of heavy metal pollution in Oslo harbor, Norway. Mar. Poll. Bull. 60:1512-1522. Luoma, S.N. & Rainbow, P.S. 2008. Metal contamination in aquatic environments: Science and lateral management. Cambridge University Press, UK. p: 7-64. Magnusson, B. & S. Westerlund. 1981. Solvent extraction procedures combined with backextraction for trace metal determinations by



Atomic Absorption Spectrophotometry. Anal. Chim. Acta.131:63-72. Muzakky. 2008. Adsorption model of Mn2+, Cd2+ and Hg2+ in the water-sediment systems along Code River, Yogyakarta. Indo. J. Chem. 8(3):314-319. Pemkab Berau. 2012. Status lingkungan hidup daerah. www.beraukab.go.id. Accessed 1 May 2012. Sakellari, A., M. Plavsic, S. Karavoltsos, M. Dassenakis & M. Scoullos. 2011. Assessment of copper, cadmium and zinc remobilization in Mediterranean marine coastal sediments. Est. Coast. Shelf Sci. 91:1-12. Sanusi, H.S. 2006. Kimia laut: Proses fisik kimia dan interaksinya dengan lingkungan. Departemen Ilmu dan Teknologi Kelautan, Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Institut Pertanian Bogor. Bogor. p:188.

Seo, D.C., K. Yu & R.D. DeLaune. 2008. Comparison of monometal and multimetal adsorption in Mississippi River alluvial wetland sediment: Batch and column experiments. Chemosphere. 73:1757-1764. Standard Methods. 1992. Standard Methods for The Examination of water and Wastewater. American Public Health Association, American Public Works Association Water Environment Federation, USA, p:3-15. USEPA. 1996. Test methods for evaluating solid waste. SW-846. Methods 3050b. Wang, B.S., N.F. Goodkin, N. Angeline, A.D. Switzer, C.F. You & K. Hughen. 2011. Temporal distribution of anthropogenic Al, Zn and Pb in Hong Kong Porites coral during the last two centuries. Mar. Poll. Bull. 63:508-515.


133


ISSN 0853-7291

Peta Keanekaragaman Bakteri Spons Aaptos sp. di Perairan Taman Nasional Kepulauan Seribu Gintung Patantis*, Hedi Indra Januar, Dewi Seswita Zilda Balai Besar Penelitian dan Pengembangan Pengolahan Produk dan Bioteknologi Kelautan dan Perikanan Jl. KS Tubun Petamburan VI, Jakarta, Indonesia 11420 Email: [email protected]; Telp. (021) 53650157

Abstrak Senyawa metabolit pada spons diketahui memiliki keterkaitan dengan mikroba baik yang bersimbion maupun dalam lingkungan sekitarnya. Perubahan lingkungan baik yang disebabkan oleh pengaruh antropogenik maupun perubahan iklim dapat berpengaruh terhadap lingkungan perairan yang secara tidak langsung dapat mempengaruhi struktur komunitas bakteri di lingkungan tersebut. Penelitian ini dilakukan untuk mengetahui peta keanekaragaman bakteri yang berasosiasi dengan Aaptos sp. Sampel yang diuji adalah Aaptos sp. dan air dari wilayah perairan Taman Nasional Kepulauan Seribu (TNKpS). Analisis keragaman bakteri dilakukan menggunakan teknik Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism (T-RFLP). Hasil penelitian dari 8 lokasi pengambilan sampel Aaptos sp. memperlihatkan bahwa bakteri di wilayah ini memiliki rentang indek keanekaragaman Shannon-Weiner (H) sebesar: 0,12–2,56, kekayaan (R): 4-29, dan kerataan (E): 0,09–0,78. Sementara itu, rentang H, R, dan E dari air berturut-turut: 1,28-1,97; 6-17; 0,58-0,90. Analisis lanjutan menunjukan tidak adanya korelasi yang signifikan antara indeks keanekaragaman bakteri Aaptos sp. dan air di perairan TNKpS (R= 0,310 pada P<0,01). Peta keanekaragaman bakteri menunjukan wilayah dengan keanekaragaman tertinggi adalah di perairan utara dan selatan TNKpS. Hal ini selaras dengan kualitas perairan terbaik di wilayah perairan tersebut, oleh karena itu kondisi lingkungan yang baik perlu terus dijaga agar kekayaan alam yang terkandung didalamnya juga tetap terjaga. Kata kunci: peta, keanekaragaman, bakteri, T-RFLP, Taman Nasional Kepulauan Seribu

Abstract Bacterial Diversity Map in Aaptos sp. from Seribu Islands National Park Sponge metabolites were reported to be related with their associated microbes and the environment where the sponges grow. Environment changes caused by anthropogenic stressor and climate changes can affect the waters, and indirectly can affect bacterial community structure in the environment and in the sponges. The aim of this study was to determine the map of the bacteria diversity associated with Aaptos sp. Samples tested were Aaptos sp. and water from the Seribu Islands National Park (TNKpS). Bacterial diversity analysis was conducted using Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism (T-RFLP) technique. The results showed that the diversity of bacteria in Aaptos sp. from the 8 sampling sites had a range of Shannon-Weiner diversity index (H) of 0.12 to 2.56, richness (R) of 4-29, and evenness (E) of 0.09 to 0.78. Meanwhile, the range of H, R, and E of waters were 1.28-1.97; 6-17; 0.58 to 0.90, subsequently. Further analysis showed that no significant correlation between bacterial diversity index of Aaptos sp. and water in the TNKpS waters (R = 0.310 at P<0.01). Diversity map showed that the areas with highest bacterial diversity were in the north and south of TNKpS waters. This was consistent with the best water quality in these areas, therefore environmental conditions is crucial to maintain its natural resources. Keywords: map, diversity, bacteria, T-RFLP, Seribu Islands National Park

Pendahuluan Spons mendiami hampir setiap jenis lingkungan laut, dari perairan kutub, subtropis *) Corresponding author © Ilmu Kelautan, UNDIP

sampai tropis, dari laut dangkal sampai dalam (Van Soest, 1989; Barthel dan Tedal, 1993; McClintock et al., 2005). Diperkirakan lebih dari 8.000 spesies telah diketahui, sementara yang belum jumlahnya

ijms.undip.ac.id



diperkirakan dua kali lipat. Spons termasuk kedalam phylum Porifera dengan ciri utama tubuh berpori dan filter feeder. Beberapa jenis spons dapat memompa air kedalam tubuhnya setiap 5 detik yang berfungsi sebagai suplai makanan, oksigen dan membersihkan sisa-sisa hasil metabolismenya (Hooper dan Van Soest, 2002). Aaptos sp. merupakan salah satu jenis spons yang menghasilkan beragam senyawa bioaktif salah satunya adalah aaptamin. Senyawa ini mempunyai bioaktifitas yang beragam (penghambat enzim, antiviral, antimikroba, antifungi, antiparasit, antiouling) (Larghi et al., 2009). Senyawa metabolit pada spons memiliki keterkaitan dengan mikroba baik yang bersimbion maupun dalam lingkungan sekitarnya (Haygood et al., 1999). Perubahan lingkungan disebabkan pengaruh antropogenik maupun perubahan iklim berpengaruh terhadap lingkungan perairan yang secara tidak langsung mempengaruhi struktur komunitas bakteri di lingkungan tersebut (Thiyagarajan et al., 2010) dan pada akhirnya dapat mempengaruhi produksi metabolit spons. Teknik T-RFLP telah banyak digunakan untuk mengetahui keanekaragaman baik bakteri (Katsivela et al., 2005; Hullar et al., 2006), fungi (Johnson et al., 2004; Genney et al., 2006) dan gen fungsional lain (Tan et al., 2003; Rasche et al., 2006). Prinsip metode ini adalah adanya fragmen (TRFs) dengan ukuran yang berbeda dari masingmasing gen jika dipotong dengan enzim restriksi. Primer yang digunakan terlebih dahulu diberi label pewarna fluoresen. Data T-RFs dapat ditransformasikan dalam bentuk peta kontur sehingga dapat menggambarkan secara jelas profil T-RFs dari tiap lokasi pengambilan sampel. Penelitian ini dilakukan untuk mengetahui peta keanekaragaman bakteri yang berasosiasi dengan Aaptos sp. sehingga diketahui wilayah yang mempunyai potensi sumber senyawa penting.

Materi dan Metode Sebanyak 8 sampel Aaptos sp. dan air diambil di perairan TNKpS, Jakarta. Sampel diambil dari perairan di zonasi TNKpS yaitu Pulau Kayu Angin Bira (1) mewakili zona inti: Pulau Jagung (2) dan Sebaru Besar (3) zona penyangga: Pulau Melinjo (4), Pelangi (5), dan Kotok (6) zona pemanfaatan wisata: Gosong Panggang (7), dan Pulau Kelapa (8) zona pemukiman, sehingga diharapkan dapat mewakili kondisi TNKpS. Sampel spons Aaptos sp. dan air diambil dari wilayah TNKpS dengan menggunakan peralatan SCUBA diving dari kedalam 5-10 m. Aaptos sp.

Peta Keanekaragaman Bakteri Spons Aaptos sp. (G. Patantis et al.)

diambil sebanyak +10 gr dan air 4 L disaring menggunakan kertas filter 0,22 µm. Masing-masing sampel Aaptos sp. dan kertas filter hasil penyaringan air laut dimasukan dalam tabung steril dan disimpan dalam suhu dingin, selanjutnya dibawa ke laboratorium untuk di ekstrak DNA total. Kertas saring 0,22 µm yang telah berisi mikroorganisme hasil penyaringan dari air laut dipotong kecil-kecil dan ditambahkan bufer ekstraksi (100 mM Tris-Cl pH 8; 100 mM Na-EDTA; 100 mM Na-Phospat pH 8; 1,5 M NaCl dan 1% CTAB), kemudian divortek dengan kecepatan penuh selama 10 menit dan disentrifugasi 10.000 xg selama 10 menit. Pelet yang didapat digunakan untuk ekstraksi DNA. Sekitar 10 g sampel Aaptos sp. dihancurkan dan ditambahkan 10 ml bufer ekstraksi kemudian disentrifugasi bertahap pada 200 xg, 600 xg selama 2 menit dan 10.000 xg selama 5 menit, setiap tahapan diambil supernatan dan dipindahkan ke dalam tabung baru, pelet yang diperoleh pada tahap akhir digunakan untuk ekstraksi DNA total. Metode ekstraksi DNA total mengikuti metode Zhou et al. (1996) dengan modifikasi. Pelet yang diperoleh dari perlakuan awal dihomogenkan dengan 750 μl bufer ekstraksi kemudian disentrifugasi pada 14.000 xg selama 30 detik. Supernatan dipindahkan ke dalam tabung mikrosentrifuse dan dibekukan pada -70OC, selanjutnya segera dicairkan pada 65OC (tahapan ini diulang dua kali). Sampel ditempatkan pada suhu ruang, selanjutnya ditambah 5 μl proteinase-K dan diinkubasi pada suhu 37OC selama 30 menit. Selanjutnya sampel ditambahkan 150 μl 10% larutan sarkosyl kemudian diinkubasi pada suhu 65OC selama 30 menit, dengan dibalik setiap 10 menit. Tahap selanjutnya dilakukan sentrifugasi pada 10.000 xg selama 5 menit, dan supernatant dipindahkan ke tabung baru, kemudian ditambah dengan Phenol:Chlorofom:Isoamilalkohol (25:24:1) dengan volume yang sama. Sampel selanjutnya disentrifugasi pada 14.000 xg selama 5 menit. Fase air yang diperoleh dipindahkan ke tabung baru kemudian ditambahkan klorofom dengan volume yang sama dan dibalik-balik sampai homogen. Sampel disentrifugasi pada 14.000 xg selama 5 menit dan fase airnya ditambah dengan 0.6 x volume isopropanol dingin dan diinkubasi pada 20OC selama 20 menit. Sampel selanjutnya disentrifugasi pada 16.000 xg selama 5 menit. Supernatant dibuang dan pelet yang terbentuk dicuci dengan etanol 70% dan dikeringkan. Pelet dilarutkan dalam 50-100 μl Tris-Cl pH 8. DNA yang diperoleh divisualisasi pada agarose 1% dengan buffer TAE dan diwarnai dengan SYBR Gold (Invitrogen). DNA total dimurnikan dengan Plus Wizard Genome Purification Kit (Promega) sesuai protokol pabrik.

135


Gambar 1. Lokasi pengambilan sampel Aaptos sp. di TNKpS (Holtrof, 2004) Keterangan : 1. Pulau Kayu Angin Bira; 2. Jagung; 3. Sebaru Besar; 4. Melinjo; 5. Pelangi; 6. Kotok; 7. Gosong Panggang dan 8. Kelapa

Gambar 2. Sampel yang Aaptos sp. yang digunakan dalam penelitian

Gen 16S-rRNA diamplifikasi dengan primer 27F-FAM (5’-AGA GTT TGA TCC TGG CTC AG-3’) yang telah diberi label phosphoramidite fluorochrome 5carboxyfluorescein (FAM) diposisi 5’- dan 1387R (5’GGG CGG WGT GTA CAA GGC-3’) (Marchesi et al., 1998). Campuran reaksi PCR terdiri dari: 12,5 μL GoTaq (Promega), 1 μl primer 27F dan 1387R primer (25 pmol.µl-1), 9,5 μL ddH2O, dan 1 μl DNA sebagai templet. Perlakuan suhu yang digunakan adalah sebagai berikut : denaturasi awal pada 95ºC

selama 5 menit, kemudian 30 siklus (denaturasi pada 94OC selama 60 detik, annealing pada 56ºC selama 75 detik, ekstensi pada 72OC selama 90 detik), dan ekstensi akhir 72OC selama 20 menit dan terakhir 4OC ~. Produk PCR dielektroforesis menggunakan gel agarose 1%. Produk PCR terlabel yang dihasilkan dipotong dengan enzim restriksi Msp1 selama 4 jam pada suhu 37OC. Total reaksi adalah 30 µl yang terdiri dari 3 µl enzim restriksi, 3 µl 10x bufer restriksi, dan 24 µl produk PCR. DNA

136



hasil restriksi dijalankan pada alat sekuensing DNA ABI Prism Avant 3100 Geentic Analyser (Applied Biosystem, USA) menggunakan program GenScan dan menggunakan GS 500 ROX (Applied Biosystem, USA) sebagai marker. Analisis di laboratorium 1 st Base, Singapura. Keragaman komunitas bakteri dianalisis dengan indek kekayaan (R), Shannon-Weiner (H), dan Evenness (E). Indek kekayaan dihitung berdasarkan jumlah T-RFs masing-masing sampel, indek Shannon-Weiner dihitung berdasarkan persamaan H=-Σ(pi)(lnpi) yang merupakan perbandingan dari area T-RFs sampel dengan keseluruhan area T-RFs. Evennes dihitung dari persamaan H/Hmax, Hmax = lnR (Allen et al., 2009). Selanjutnya dilakukan analisis non-parametrik Spearman untuk mengetahui korelasi antara tiap nilai indek. Pembuatan peta dilakukan dengan Surfer 8.

Hasil dan Pembahasan Teknik T-RFLP banyak digunakan untuk penelitian ekologis, karena sampel lingkungan dalam jumlah banyak dapat secara cepat dianalisis dalam waktu yang realtif singkat. Setiap sampel dapat dibandingkan kesamaannya dan dapat mendeteksi perubahan kondisi lingkungan baik secara spasial maupun temporal, tanpa harus menganalisis setiap fragmen T-RFs (Danovaro et al., 2006; Edlund et al., 2006) Analisis T-RFLP menghasilkan pola T-RFs yang berbeda dari tiap sampel. Pada analisis ini hanya digunakan 1 jenis enzim restriksi yaitu Msp1. Menurut Pringault et al. (2008) penggunaan 1 enzim restriksi sudah cukup untuk mengestimasi keanekaragaman bakteri disuatu komunitas menggunakan T-RFLP. Penggunaan 2 atau lebih enzim mungkin memberikan nilai yang berbeda tetapi tidak meningkatkan nilai perkiraaan dari keanekaragaman bakteri. Hasil dari penggunaan 2 atau lebih enzim adalah informasi lebih mengenai komposisi dari komunitas bakteri tersebut. Berikut adalah hasil analisis T-RFLP dari masing-masing sampel Aaptos sp. dan air (Gambar 3). Gambar 3. menunjukkan adanya perbedaan pola T-RFs dari masing-masing sampel yang dihasilkan dari pemotongan gen 16S rRNA dengan enzim restriksi Msp1. Perbedaan tersebut tidak hanya pada banyaknya T-RFs melainkan juga tinggi dan luas area T-RFs tersebut (data tidak ditunjukan). Perbedaan ukuran T-RFs (base pair) menunjukkan perbedaan sisi pemotongan oleh enzim restriksi pada sekuens gen 16S rRNA (perbedaan sekuen


gen 16S rRNA/ jenis bakteri), sedangkan perbedaan area akan menentukan kelimpahan relatif dari T-RFs (perbedaan jumlah) (Schutte et al., 2008). Walaupun mempunyai pola yang berbeda tetapi ada beberapa fragmen T-RFs yang muncul disemua lokasi pengambilan sampel, yaitu T-RFs ukuran 63 pada sampel Aaptos sp. dan ukuran 63, 203 dan 486 pada sampel air (data tidak ditunjukan). Hal ini diduga karena keberadaan jenis bakteri yang diwakili oleh T-RFs itu kurang dipengaruhi oleh kondisi lingkungan. Hasil penelitian Pringault et al. (2008) menunjukan bahwa ada beberapa fragmen T-RFs dari gen 16S rRNA yang diisolasi dari sedimen laut memiliki kemunculan 67% pada 23 kali sampling selama 2 tahun. Pada beberapa lokasi juga ditemukan fragmen T-RFs yang muncul baik pada sampel Aaptos sp. maupun pada sampel air, seperti fragmen 202 di pulau Kayu Angin Bira, Sebaru, Kelapa; 448 di Melinjo, Katok, Sebaru dan 489 di Kayu Angin Bira, Sebaru dan Kelapa. Kesamaan ini menunjukkan bahwa bakteri yang hidup diperairan sekitar habitat Aaptos sp. juga hidup di dalam spons tersebut. Hal ini selaras dengan pendapat Hooper dan Van Soest (2002) bahwa beberapa dari jenis spons dapat memompa air kedalam tubuhnya setiap 5 detik yang berfungsi sebagai suplai makanan, oksigen dan membersihkan sisa-sisa hasil metabolismenya. Air yang dipompa mengandung partikel termasuk bakteri yang ikut terserap kedalam tubuh spons dan hidup di dalamnya. Salah satu komunitas bakteri yang hidup dalam tubuh spons mempunyai kemiripan dengan bakteri yang hidup di air laut sekitarnya. Hasil Gambar 3 dapat di diubah menjadi indeks keanekaragaman seperti indek kekayaan (R), keragaman Shannon-Weiner (H), dan kemerataan (E) menggunakan rumus seperti yang dijelaskan Allen et al. (2009). Indek keragaman (H) T-RFs Aaptos sp. berada pada posisi rendah sampai sedang, begitu juga air, menurut kriteria Santosa (2008). Nilai H tertinggi terlihat di lokasi Pulau Sebaru Besar yaitu 2,56 untuk Aaptos sp. dan 1,97 untuk air, sedangkan nilai terendah ditunjukkan oleh sampel Aaptos sp. di Pulau Panggang yaitu 0,12 dan pada air di Pulau Pelangi yaitu 1,28. Hal yang sama ditunjukkan pada nilai R, dimana nilai tertinggi juga ditemukan di Pulau Sebaru Besar yaitu 29 untuk Aaptos sp. dan 17 untuk air. Perbedaan terlihat pada nilai R terendah yang ditunjukkan oleh sampel air di Pulau Kayu Angin Bira. Nilai dominasi (E) menunjukan adanya dominasi pada jenis bakteri tertentu baik pada sampel Aaptos sp. maupun sampel air.

137


Korelasi indeks keanekaragaman bakteri antara Aaptos sp. dan air tidak signifikan (Tabel 2.). Nila korelasi antara H Aaptos sp. dan H Air adalah 0,310; dan antara R Aaptos sp. dan R Air sebesar 0,301; dimana nilai tersebut masih tergolong dalam korelasi yang cukup (Sarwono, 2006). Walaupun spons hewan filter feeder yang memompa air kedalam tubuhnya tidak serta merta semua bakteri

yang terperangkap di dalam tubuhnya dapat hidup, hal ini dibuktikan dengan tidak semua fragmen TRFs pada Aaptos sp. dan air sama. Untuk melihat gambaran lebih jelas tentang keanekaragman bakteri yang terdapat pada Aaptos sp. dan sampel air di wilayah TNKpS, nilai keragaman (H) ditranformasikan ke dalam bentuk peta kontur seperti pada Gambar 4.

1

2

3

4

5

6

7

8

(a)

(b)

Gambar 3. Pola T-RFs sampel (a) Aaptos sp. dan (b) air (1. Pulau Kayu Angin Bira; 2. Jagung; 3. Sebaru Besar; 4. Melinjo; 5. Pelangi; 6. Kotok; 7. Gosong Panggang dan 8. Kelapa)

138



Peta profil keanekaragaman bakteri di TNKpS dapat dilihat pada Gambar 4. Korelasi indek H antara Aaptos sp. dan air tidak signifikan (0,310), walaupun demikian peta profil keanekaragaman keduanya masih menunjukan tipe yang sama yaitu: pusat keanekragaman bakteri baik pada sampel Aaptos sp. maupun air terpusat pada daerah utara dan selatan TNKpS. Hal ini membuktikan bahwa terjadi interaksi antara Aaptos sp. dan air. Hasil pengukuran kualitas air yang dilakukan pada saat pengambilan sampel juga menunjukan pola yang sama yaitu perairan dengan kualitas air yang baik adalah pada kedua wilayah tersebut (Chasanah et al., 2010; 2013). Patantis et al. (2012) juga melaporkan bahwa keanekaragaman bakteri dan metabolit sekunder pada Nepthea spp. tertinggi di TNKpS terdapat pada lokasi bagian utara.

beradaptasi dengan kondisi tersebut. Perairan dengan jumlah amonia korelasi antara H Aaptos sp. dan H Air adalah 0,310; dan antara R Aaptos sp. dan R Air sebesar 0,301; dimana nilai tersebut masih tergolong dalam korelasi yang cukup (Sarwono, 2006). Walaupun spons hewan filter feeder yang memompa air kedalam tubuhnya tidak serta merta semua bakteri yang terperangkap di dalam tubuhnya dapat hidup, hal ini dibuktikan dengan tidak semua fragmen T-RFs pada Aaptos sp. dan air sama. Korelasi indek H antara Aaptos sp. dan air tidak signifikan (0,310), walaupun demikian peta profil keanekaragaman keduanya masih menunjukkan tipe yang sama (Gambar 4) yaitu: pusat keanekragaman bakteri baik pada sampel Aaptos sp. maupun air terpusat pada daerah utara dan selatan TNKpS. Hal ini membuktikan bahwa terjadi interaksi antara Aaptos sp. dan air. Hasil pengukuran kualitas air yang dilakukan pada saat pengambilan sampel juga menunjukan pola yang sama yaitu perairan dengan kualitas air yang baik adalah pada kedua wilayah tersebut (Chasanah et al., 2010).

Wilayah utara merupakan wilayah yang jauh dari stresor antrophogenik sehingga masih memiliki kualitas perairan yang baik (pencemaran rendah). Kualitas perairan yang baik memungkinakan bakteri untuk berkembang dengan baik pula, apabila ada satu atau lebih sifat fisika, kimia yang menonjol, maka hanya bakteri tertentu saja yang mampu

Tabel 1. Indek keragaman Shannon-Weiner (H), kekayaan (R), dan kemerataan (E) dari T-RFs sampel Aaptos sp. dan air dari tiap lokasi pengambilan sampel di TNKpS

No

Lokasi Pengambilan Sampel (Pulau)

1

Aaptos sp.

Air

H

R

E

H

R

E

Kayu Angin Bira

1,55

17

0,55

1,61

6

0,90

2

Jagung

0,48

7

0,25

1,68

11

0,70

3

Sebaru Besar

2,56

29

0,76

1,97

17

0,70

4

Melinjo

1,81

9

0,83

1,33

8

0,64

5

Pelangi

1,37

10

0,59

1,28

9

0,58

6

Katok

0,81

9

0,37

1,55

14

0,59

7

Gosong Panggang

0,12

4

0,09

1,62

9

0,74

Kelapa

2,49

24

0,78

1,94

12

0,78

Rata-rata

1,40

14

0,53

1,62

11

0,70

8

Tabel 2. Korelasi Spearman dari indek keragaman Shannon-Weiner (H), kekayaan (R), dan kemerataan (E) T-RFs sampel Aaptos sp. dan air tiap lokasi pengambilan sampel di TNKpS Korelasi Spearman H Aaptos sp. RAaptos sp. EAaptos sp.

H Air

R Air

E Air

Kooefisien korelasi

0,310

0,228

0,144

P (2-arah)

0,456

0,588

0,734

Kooefisien korelasi

0,347

0,301

0,205

P (2-arah)

0,399

0,468

0,627

Kooefisien korelasi

-0,048

0,000

-0,096

P (2-arah)

0,911

1,000

0,821

Keterangan: P<0,01


139


20

20

18

18

16

16

2.4

2.1 14

14

12

12

1.8

1.5

1.2 10

10

8

8

0.9

0.6

0.3 6

6

4

4 6

8

(a)

10

6

8(b)

10

Gambar 4. Peta profil keanekaragaman bakteri (a) Aaptos sp. (b) air di TNKpS

Patantis et al. (2012) juga melaporkan bahwa keanekaragaman bakteri dan metabolit sekunder pada Nepthea spp. tertinggi di TNKpS terdapat pada lokasi bagian utara. Wilayah utara merupakan wilayah yang jauh dari stresor antrophogenik sehingga masih memiliki kualitas perairan yang baik (pencemaran rendah). Kualitas perairan yang baik memungkinkan bakteri untuk berkembang dengan baik pula, apabila ada satu atau lebih sifat fisika, kimia yang menonjol, maka hanya bakteri tertentu saja yang mampu beradaptasi dengan kondisi tersebut. Perairan dengan jumlah amonia yang berlebih akan cenderung didominasi bakteri nitrifikasi, begitu pula apabila perairan tersebut memiliki suhu yang lebih tinggi maka cenderung akan didominasi oleh bateri thermofilik. Chasanah et al. (2013) melaporkan bahwa komunitas bakteri pada Aaptos sp. di perairan TNKpS didominasi oleh Actinobactearia, Flavobacteria, -proteobacteria, δ-proteobacteria dan -proteobacteria. Data keanekaragaman bakteri pada Aaptos sp., air, Netphea spp. metabolit sekunder dan kualitas air mengindikasikan bahwa pada lokasi dengan kondisi perairan yang baik mempunyai potensi sebagai sumber plasma nutfah yang potensial. Oleh karena itu, pentingnya menjaga

kondisi lingkungan agar tetap dalam kondisi baik perlu dilakukan.

140


Kesimpulan Peta keanekaragaman bakteri baik pada Aaptos sp. maupun air di wilayah TNKpS memperlihatkan pola yang sama yaitu pada daerah dengan kondisi lingkungan yang baik (utara dan selatan) mempunyai keanekaragaman yang tinggi. Hasil penelitian ini menegaskan bahwa kondisi lingkungan yang baik perlu dijaga agar plasma nutfah yang terkandung tetap terjaga.

Ucapan Terima Kasih Ucapan terima kasih disampaikan kepada Ariyanti Suhita atas dokumentasi sampel dan Staf Taman Nasional Kepulauan Seribu untuk bantuannya dalam pelaksanaan kegiatan penelitian di lapangan: Sahiran, Satibi, dan Hamdani. Saya ucapkan juga kepada semua pihak yang tidak dapat penulis sebutkan satu persatu yang telah membantu jalannya penelitian.


Daftar Pustaka Allen, B., M. Kon & B.Y. Yaneer. 2009. A New Phylogenetic Diversity Measure Generalizing The Shannon Index and Its Application to Phyllostomid Bats. The American Naturalist. 174:2. Barthel, D. & O.S. Tendal 1993. The Sponge Association of The Abyssal NorwegianGreenland Sea: Species Composition, Substrate Relationships and Distribution. Sarsia. 78(2): 83-96. Chasanah, E., G. Patantis, A.S. Dewi, E. Marraskuranto, H.I. Januar, S. Stella, S. Soka & Yogiara. 2013. Analysis of Bacterial Community Associated with Aaptos sp. from Rote and Seribu Islands. Microbiol. Indonesia. 7(1):37– 44. Chasanah, E., Dwiyitno, , H.I. Januar, Marraskuranto, E., A.S. Dewi, P. Nandang, N. Rachmawati, G. Patantis & Yogiara. 2010. Pengkajian Efek Perubahan Iklim dan Stresor Antropogenik pada Senyawa Bioaktif Ekologis Biota Invetebrata Terumbu Karang di Lingkungan CTI. Laporan Teknis. Balai Besar Riset Pengolahan Produk dan Bioteknologi Kelautan dan Perikanan. Jakarta. 99 pp. Danovaro, R., G.M. Luna, A. Dell’Anno &, B. Pietrangeli. 2006. Comparison of Two Fingerprinting Techniques, Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism and Automated Ribosomal Intergenic Spacer Analysis, for Determination of Bacterial Diversity in Aquatic Environments. Appl. Environ. Microbiol. 72: 5982–5989. Edlund, A., T. Soule, S. Sjoling & J.K. Jansson. 2006. Microbial Community Structure in Polluted Baltic Sea Sediments. Environ. Microbiol. 8: 223–232. Genney, D.R., I.C. Anderson & I.J. Alexander. 2006. Fine-Scale Distribution of Pine Ectomycorrhizas and Their Extramatrical Mycelium. New Phytol. 170:381–390. Haygood, M.G., E.W. Schmidt, S.K. Davidson & D.J. Faulkner. 1999. Microbial Symbionts of Marine Invetebrates: Opportunities for Microbial Biotecnology. Molecular Microbiol. Biotechnol. 1(1):33-43. Holtrof, G.W. 2004. Jakarta Jabodetabek: Peta Jalan dan Index. Edisi 14.PT Djambatan, Indonesia.


Hooper, J.N.A. & R.W.M. Van Soest. 2002. In Systema Porifera: A Guide to The Classification of Sponges, Kluwer/Plenum. New York. Hullar, M.A.J., L.A. Kaplan & D.A Stahl. 2006. Recurring Seasonal Dynamics of Microbial Communities in Stream Habits. Appl. Environ. Microbiol. 72:713–722. Johnson, D., P.J. Vandenkoornhuyse, J.R. Leake, L. Gilbert, R.E. Booth, J.P. Grime, J.P.W. Young & D.J. Read. 2004. Plant Communities Affect Arbuscular Mycorrhizal Fungal Diversity and Community Composition in Grassland Microcosms. New Phytol. 161:503–515. Katsivela, E., E.R.B. Moore, D. Maroukli, C. Strompl, D. Pieper & N. Kalogerakis. 2005. Bacterial Community Dynamics During in Situ Bioremediation of Petroleum Waste Sludge in Land Farming Sites. Biodegradation. 16:169– 180. Larghi, E.L., M.L. Bohn, & T.S. Kaufman. 2009. Aaptamine and Related Products. Their Isolation, Chemical Syntheses, and Biological Activity. Tetrahedron. 65:4257-4282. Marchesi, J.R., T. Sato, A.J. Weigtman, T.A. Martin, J.C. Fry, S.J. Hiom, D. Dymock & W.G. Wades. 1998. Design and Evaluation of Useful Bacterium-Specific PCR Primers That Amplify Genes Coding for Bacterial 16S rRNA. Appl Environ Microbiol. 64:795-799. McClintock, J.B., C.D. Amsler, B.J. Baker &, R.W.M. Van Soest. 2005. Ecology of Antarctic Marine Sponges: An Overview. Integr. Comp. Biol. 45:359–368. Patantis, G., H.I. Januar & E. Chasanah. 2012. Korelasi Keanekaragaman Bakteri Terhadap Metabolit Sekunder Nepthea spp. dari Perairan Taman Nasional Kepulauan Seribu. Widyariset. 15(3):509-517. Pringault, O., R. Duran, S. Jacquet & J.P. Torreton. 2008. Temporal Variations of Microbial Activity and Diversity in Marine Tropical Sediments (New Caledonia Lagoon). Microb. Ecol. 55(2): 247–258. Rasche F, V. Hodl, C. Poll, E. Kandeler, M.H. Gerzabek, J.D. Van Elsas & A. Sessitsch. 2006. Rhizosphere Bacteria Affected by Transgenic Potatoes with Antibacterial Activities Compared with The Effects of Soil, Wild-Type Potatoes, Vegetation Stage and Pathogen Exposure. FEMS Microbiol. Ecol. 56:219–235.

141


Santosa, Y., E.P. Ramadhan & D.A. Rahman. 2008. Studi Keragaman Mamalia pada Beberapa Tipe Habitat di Stasiun Penelitian Pondok Ambung Taman Nasional Tanjung Putting Kalimantan Tengah. Media Konservasi. 13(3):1-7. Sarwono, J. 2006. Metode Penelitian Kuantitatif dan Kualitatif. Yogyakarta: Graha llmu. 288 pp. Schutte, U.M.E., Z. Abdo, S.J. Bent, C. Shyu, C.J. Williams, J.D. Pierson & L.J. Forney. 2008. Advances in The Use of Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism (T-RFLP) Analysis of 16S rRNA Genes to Characterize Microbial Communities. Appl. Microbiol. Biotechnol. 80:365–380.

Environmental Conditions on Nifh gene Pools in Roots of Rice. Environ. Microbiol. 5:1009– 1015. Thiyagarajan, V., S. Lau, M. Tsoi, W. Zhang & P.Y. Qian. 2010. Monitoring Bacterial Biodiversity in Surface Sediment Using Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism Analysis (TRFLP): Application to Coastal Environment. Coas. Environ. Ecosyst. Issues of the East China Sea.: 151-163. Van Soest R.W.M. 1989. The Indonesian Sponge Fauna: A Status Report. Netherlands J. Sea Res. 23(2):223-230.

Tan, X.Y., T. Hurek & B. Reinhold-Hurek. 2003. Effect of N-Fertilization, Plant Genotype and

Zhou, J., M.A. Bruns & J.M. Tiedje. 1996. DNA recovery from soils of diverse composition. Appl. Environ. Microbiol. 62(2):316-322

142



ISSN 0853-7291

Aplikasi Pakan Alami Kaya Karotenoid untuk Post Larvae Penaeus monodon Fab. Hermin Pancasakti Kusumaningrum*1 dan Muhammad Zainuri2 1Laboratorium

Genetika, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam, Universitas Diponegoro, Biologi laut, Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan, Universitas Diponegoro, Jl. Prof.Dr. Soedarto, Tembalang, Semarang, Indonesia. 50275 Email: [email protected] 2Laboratorium

Abstrak Udang windu (Penaeus monodon Fab.) merupakan komoditas unggulan Indonesia sedangkan ketersediaan benih udang windu mengalami penurunan mencapai 50% disebabkan serangan berbagai penyakit dan keterbatasan pakan. Aplikasi pakan rekombinan hasil fusi protoplas yang kaya karotenoid telah terbukti meningkatkan bobot dan kelulushidupan larva udang windu skala laboratorium. Teknik fusi protoplas telah terbukti mampu menghasilkan rekombinan yang memiliki gabungan karotenoid dari berbagai alga sehingga jumlah karotenoidnya semakin meningkat. Dunaliella menghasilkan karotenoid β-karoten dan zeaxantin dalam jumlah besar sedangkan Chlorella menghasilkan lutein, β-karoten dan astaxanthin. Tujuan khusus penelitian ini adalah mengaplikasikan pakan alami hasil fusi protoplas kedua jenis mikroalga pada larva udang windu di Balai Budidaya Air Payau Jepara untuk meningkatkan ketahanan terhadap serangan penyakit. Penelitian ini melakukan kultivasi induk dan rekombinan diikuti analisis pigmen karotenoid dan aplikasi pakan rekombinan secara in vitro. Aplikasinya pada skala in vitro telah meningkatkan berat badan udang dan kelulushidupannya dibandingkan pakan buatan dan pakan alami saja. Selain itu pertumbuhan pakan rekombinan stabil baik di air tawar maupun air asin, mampu berkembangbiak secara alami dan konsumsinya aman bagi hewan budidaya dan lingkungan. Kata kunci: karotenoid, fusi protoplas , Dunaliella salina, Chlorella vulgaris,

Abstract Applications Rich Natural Carotenoids Feed for Post Larvae of Penaeus monodon Fab. Tiger shrimp (Penaeus monodon Fab.) is one of the main commodities of aquaculture products in Indonesia. The availability of Tiger shrimp larvae has decreased up to 50% due to the attack of various diseases and feed limitation. Application of feed from recombinant of protoplast fusion rich in carotenoids have been shown to increase weight and survival rate of tiger shrimp larvae on laboratory scale. Protoplast fusion technique has been shown to produce a recombinant that has combined various carotenoids from algae thus increasing their catotenoids number. Dunaliella produce carotenoids β - carotene and zeaxantin in large numbers while Chlorella produce lutein, β - carotene and astaxanthin. The specific objective of this research is to apply natural food of protoplast fusion recombinant from both of microalgae to Tiger shrimp larvae in Brackish Water Aquaculture Center Jepara to improve resistance to disease. This study conducted cultivation of parent and recombinant followed by carotenoid pigment analysis and application of recombinant feed in vitro. Application on a in vitro scale have increased body weight and shrimp survival compared to artificial food and natural food. Additionally feed recombinant growth were stable in both freshwater and saltwater. They also able to breed naturally and safe for animal consumption and environment. Keywords: carotenoid, protoplast fusion, Dunaliella salina, Chlorella vulgaris

Pendahuluan Udang windu (Penaeus monodon Fab.) merupakan salah satu komoditas unggulan di Indonesia dan penyumbang devisa yang besar. Ketersediaan benih udang windu semakin


mengalami penurunan akibat keterbatasan dan kenaikan harga pakan, serangan penyakit dan manajemen pakan serta lingkungan budidaya yang kurang tercermati. Harga pakan bagi hewan budidaya akuakultur cenderung terus mengalami kenaikan apalagi harga suplemen dengan nutrisi

ijms.undip.ac.id



esensial. Kecenderungan penggunaan pakan alami untuk alasan kesehatan semakin meningkatkan kebutuhan dan harga pakan alami β-karoten komersial. Estimasi kebutuhan untuk β-karoten alam adalah 10-100 ton.th-1 dengan harga lebih dari 750 €.kg-1 (Mendoza et al., 2008). Padahal konsumsi pakan menghabiskan hampir 60% dari biaya budidaya. Penyediaan nutrisi pakan merupakan aspek yang sangat menentukan dalam bududaya hewan akuakultur karena sangat berpengaruh terhadap produksi dan nilai jual. Kebutuhan nutrisi karotenoid dalam budidaya akuakultur sangatlah tinggi, misalnya kebutuhan astaxantin komersial adalah 3000 μg.g-1. Karotenoid utamanya dibutuhkan untuk meningkatkan pigmentasi dan kelulushidupan hewan budidaya akuakultur (Zainuri et al., 2003; Kusumaningrum et al., 2004; Zainuri et al., 2008a,b,c). Hewan budidaya tersebut membutuhkan suplemen antioksidan seperti karotenoid namun tidak mampu mensintesisnya de novo. Selama ini pemenuhan kebutuhan akan karotenoid lebih didominasi oleh produksi karotenoid sintetik dengan harga tinggi mencapai 2,000 $.kg-1 contohnya astaxantin. Antisipasi yang dilakukan petani adalah menggunakan pakan alami diantaranya mikroalga karena harganya terjangkau yaitu Rp. 50,000100,000 L-1. Permasalahan yang muncul adalah mikroalga yang mampu menghasilkan karotenoid pada lingkungan budidaya sangat terbatas jumlah dan jenisnya, dibatasi oleh musim, tidak tersedia setiap saat dan rawan kontaminasi. Selain itu, penggunaan mikroalga saja belum dapat mencukupi kebutuhan karotenoid yang dibutuhkan oleh hewan budidaya karena jumlahnya sangat sedikit.

Materi dan Metode Kultivasi organisme Media pertumbuhan cair untuk Dunaliella dan Chlorella adalah media Walne dengan komposisi: EDTA 45 g.L-1, FeCl3.6H2O 1.3 mg.L-1, H3BO3 33.6 g.L-1, MnCl2.4H2O 0.36 g.L-1, NH4NO3 100 g.L-1, Na2PO4 20 g.L-1, B12 vitamin 0.001 ppm, air steril sampai 1 L. Sterilisasi dilakukan dengan autoklaf pada suhu 121OC selama 15 menit 15 lb in-2 (103 kPa dan 120OC). Medium digunakan dengan menambahkan 0.5 ml medium dalam 1l air laut. Semua bahan diperoleh dari Laboratorium Genetika Jurusan Biologi FMIPA UNDIP. Kultur alga ditumbuhkan dalam medium cair dengan menggunakan aerator 2-4 ppm dan illuminasi homogen sebesar 1000-2000 lux atau 60 mmols.

144

m-2s-1 dan agitasi 150-200 rpm (Jesus dan Filho, 2010). Fusi protoplas (Uppalaty dan Fujita, 2002) Isolasi protoplas. Sel dengan kepadatan 107 direndam dalam larutan bufer sodium suksinat (pH 4,5) ; 0.7 M (NH4)2SO4 ; 0.6 M KCl dan 0.1 M 2-merkaptoetanol. Protoplas diperoleh dengan menambahkan 2-3 mg.ml-1 lisozim selama 2-3 jam.Proses Fusi protoplas. Protoplas kedua sel difusikan dengan cara dicampur dalam larutan bufer fosfat (pH 6) yang mengandung 35% PEG (polyethylene glycol) dan 0.1 ml CaCl2 selanjutnya diinkubasi selama 45 menit. Regenerasi protoplas dilakukan dengan menumbuhkan mutan pada medium agar lunak dan diinkubasi selama 5-7 hari. Analisis pigmen rekombinan hasil fusi. Rekombinan dianalisis dengan disentrifugasi dengan kecepatan 3000 rpm selama 10 menit. Selanjutnya filtrat diambil dan ditambah n-heksana lalu dikocok. Pigmen yang terkandung dalam nheksana ditambah dengan air distilasi untuk menghilangkan aseton. Air dalam ekstrak dihilangkan dengan melakukan penambahan 5-10 gram Na2SO4.100 ml-1. Ekstrak ini diukur dengan menggunakan spektrofotometer pada panjang gelombang 470 nm (E1%1cm= 1600). Pengukuran pigmen dinyatakan sebagai konsentrasi dalam miligram pigmen per gram berat kering sel. Analisis produksi karotenoid Pembuatan kurva pertumbuhan dan produksi pigmen. Produksi pigmen dilakukan pada media Walne pH 6 yang telah disterilkan dengan autoklaf selama 20 menit pada suhu 121oC dan tekanan 1 atm. Media diinokulasi dengan 5% v/v starter yang memiliki kepadatan 107-108 sel.ml-1. Setiap biakan diinkubasi selama 120 jam pada rotary shaker dengan kecepatan 180 rpm. Pengukuran pertumbuhan dan produksi pigmen dilakukan setiap 12 jam inkubasi. Pengukuran produksi pigmen. Kultur sebanyak 2 ml dimasukkan dalam tabung eppendorf lalu disentrifugasi selama 10 menit dengan kecepatan 4500 rpm lalu dibuang supernatannya. Pelet dicuci dengan akuades dan ditambah dengan 0.1 M sodium fosfat pH 7 sebanyak 1 ml dan dimethyl sulfoxide (DMSO) sebanyak 1 ml yang telah dipanaskan pada suhu 550C. Campuran dikocok selama 15 menit kemudian ditambah 2 ml pelarut organik (dietil eter) lalu dikocok kembali kemudian disentrifugasi. Pigmen yang terdapat pada fasa atas diambil, selanjutnya dievaporasi untuk menghilangkan pelarut organik. Setelah kering ditambahkan pelarut organik (methanol dengan volume sesuai dengan jumlah pigmen yang dihasilkan. Pengukuran pigmen

Aplikasi Pakan Alami Kaya Karotenoid untuk Post Larvae (H.P.Kusumaningrum dan M. Zainuri)


karotenoid dilakukan menurut metode modifikasi dari An et al. (1989) dalam Johnson dan Schroeder (1996) dan korelasi Lichtenthaler (Henriques et al., 2007). Aplikasi pakan pada post larva udang windu Pakan yang digunakan pada penelitian ini ada 2 jenis, yaitu: pakan buatan (A), berupa pelet dengan sel rekombinan dan pakan alami Dunaliella, berupa pelet dengan sel rekombinan dan pakan alami Chlorella. Pakan alami Dunaliella dan Chlorella menggunakan kepadatan 2700 individu per ml. Pakan buatan merupakan formulasi pakan udang, dengan penambahan variasi konsentrasi rekombinan. Biota yang diuji adalah udang windu PL-60 dengan berat awal 0.2–0.5 gram. Pemeliharaan dilakukan dalam akuarium berukuran 25 cm x 60 cm x 35 cm, dengan volume air 10 liter. Kepadatan setiap akuarium adalah 5 ekor. Pemberian pakan dilakukan sejumlah 5% dari berat tubuh, dan diberikan dua kali sehari untuk pakan buatan. Pakan alami tetap dengan kepadatan 2700 ind.ml-1. Pemeliharaan dilakukan selama lima minggu. Pengukuran kualitas air media meliputi salinitas, temperatur, oksigen terlarut dan pH dilakukan setiap hari.

Hasil dan Pembahasan Kultivasi induk C. vulgaris dan D.salina C. vulgaris adalah mikroalga penghasil betakaroten dan lutein alami sebagai pigmen utama dengan produksi 860 µg.g-1 dari seluruh pigmen yang dihasilkan. Kedua induk D. salina dan C. vulgaris memiliki gambaran morfologis dan ukuran sel yang cukup berbeda (Gambar 1). Kultivasi pada kultur cair dilakukan untuk isolasi dan fusi protoplas.

Gambar 1. Induk C. vulgaris (atas) dan induk D. salina (bawah) (1000 x)

Kultivasi D. salina dilakukan pada media air laut. Pertumbuhan optimum D. salina pada suhu 2627oC dibawah perlakuan iluminasi dan aerasi, pH optimum pertumbuhan 7.2. Dunaliella salina

bersifat halofilik. Sel berbentuk oval, pergerakan sangat aktif dengan dua flagel di ujung. Pada fase logaritmik sel berwarna hijau cerah dan pada fase stasioner berubah warna menjadi hijau kekuningan yang diduga berkaitan dengan pembentukan karotenoid. Pertumbuhan D. salina dalam medium Walne memiliki siklus hidup tujuh hari yang diperlihatkan pada Gambar 2. Kerapatan sel tertinggi dicapai pada hari ke-3 dan mulai menurun pada hari ke-4. Pertumbuhan fusan Kultivasi fusan dilakukan pada media air payau. Pertumbuhan fusan terjadi pada suhu 2629oC dengan perlakuan iluminasi dan aerasi yang diperlihatkan pada Gambar 2. Menurut Garcia et al. (2007) mikroalga D. viridis tumbuh optimal pada suhu 260C sedangkan D. salina pada 220C. Pertumbuhan pada suhu yang lebih tinggi akan mendorong produksi karotenoid yang lebih besar. Sel fusan pada fase logaritmik berwarna hijau cerah dan pada fase stasioner berubah warna menjadi hijau kekuningan yang berkaitan dengan pembentukan karotenoid. Pertumbuhan induk D. salina dan C. vulgaris serta fusan dalam medium Walne memiliki siklus hidup tujuh hari. Kepadatan sel tertinggi pada fusan terletak pada hari ke 4. Hasil ini berbeda dengan kedua induk dimana D. salina mempunyai kepadatan sel tertinggi di hari ke3 dan C. vulgaris pada hari ke-5. Sel fusan mempunyai beberapa bentuk dan ukuran sel terkait dengan jumlah sel induk yang berfusi. Kecepatan pertumbuhan dipengaruhi oleh produksi karotenoid. Fungsi utama karotenoid adalah sebagai fotoprotektor dan pigmen aksesoris pengumpul cahaya. Fungsi fotoprotektor sangat penting karena akan mencegah kerusakan akibat fotooksidasi. Hal ini berarti bila tersedia oksigen, fotosintesis tidak dapat berlangsung tanpa adanya karotenoid. Bila klorofil terkena cahaya maka akan segera mengalami fotooksidasi. Dalam proses ini klorofil sangat peka akan kerusakan karena klorofil akan membentuk triplet yang bila berikatan dengan oksigen akan membentuk oksigen tunggal (singlet oxygen). Oksigen tunggal merupakan oksidan kuat yang akan mengoksidasi klorofil, asam lemak, protein dan asam nukleat sehingga menyebabkan kematian organisme. Karotenoid dapat mencegah proses fotooksidasi yang berbahaya ini dengan mencegah terbentuknya triplet klorofil sehingga tidak dapat menghasilkan oksigen tunggal. Selain itu, karotenoid juga akan segera menetralkan oksigen tunggal melalui proses detoksifikasi. Pada D.salina menurut Mendoza et al. (2008) dan peneliti lain, produksi karotenoid ditentukan oleh beberapa


145


6

Mortalitas Udang (%)

5 4 3 2 1 0 1

2

3

4

5

6

7

Waktu Pasca Injeksi (jam) Gambar 2. Pertumbuhan Induk D. salina, Induk C. vulgaris dan fusan Keterangan : : C. vulgaris, : fusan, : D. salina

paramater yaitu kecepatan pembelahan sel, kandungan karotenoid sel, produksi biomassa, perbandingan jumlah klorofil dan karotenoid, ukuran sel dan kompleksitas sel. Semua hal tersebut akan berpengaruh terhadap kecepatan pertumbuhan. Produksi karotenoid pada mikroalga karotenogenik seperti D. salina dalam kondisi cekaman, akan berakibat pada hambatan pembelahan sel dimana kadar salinitas yang semakin meningkat akan meningkatkan produksi β-karoten. Produksi karotenoid fusan D. salina dan C.vulgaris Hasil pengukuran produksi pigmen total fusan D. salina memperlihatkan peningkatan produksi dibanding induk. D. salina merupakan mikroalga produsen karotenoid alami terutama βkaroten dan zeaxantin. Karotenoid yang berasal dari D. salina mengandung campuran β-karoten, αkaroten, dan beberapa carotenoid lain dan lemak. Diantara β-karoten tersebut sekitar 54%, 37%, dan 9% berada dalam bentuk all-trans, 9- trans & dan 13- trans dan bentuk lain (Olson, 1994). Produksi pigmen total mikroalga C. vulgaris mencapai 95 µg.g1 bks sedangkan produksi pigmen total D. salina mencapai 102 µg.g-1 bks. Produksi pigmen total fusan D. salina dan C. vulgaris mencapai 112 µg.g-1 bks. Produksi karotenoid semakin meningkat seiring dengan tahap menuju kematian sel. Hal ini menunjukkan bahwa fusi protoplas itu mampu meningkatkan jumlah karotenoid yang dimulai pada saat fase stasioner, seperti yang dikemukakan oleh Kusumaningrum (2008) bahwa produksi pigmen total Dunaliella sp. semakin meningkat sejalan dengan bertambahnya usia sel sampai menuju

146

kematian, sehingga karotenoid merupakan metabolit sekunder yang dihasilkan setelah produksi klorofil dan pertumbuhan menurun sampai menuju fase kematian. Peningkatan total pigmen pada saat fase stasioner dikarenakan pigmen yang dihasilkan digunakan untuk pertahanan hidup sel saat nutrisi dalam medium mulai menipis. Produksi karotenoid pada C. vulgaris mempunyai waktu dan pola yang berbeda. Gouveia et al. (1996) memperlihatkan pada saat pertumbuhan sel C. vulgaris meningkat, karotenoid yang akan dihasilkan adalah neoxantin, violaxantin, lutein, klorofila, klorofil-b dan b-karoten. Pada saat sel mulai berubah warna, maka karotenoid yang terbentuk adalah violaxantin, lutein, astaxantin, klorofil-a, klorofil-b, cantaxantin dan astaxantin ester. Hal ini berarti, b-karoten dihasilkan pada awal pertumbuhan yaitu selama fase logaritmik bersamaan dengan klorofil-a kemudian konsentrasinya akan menurun saat jalur karotenogenik mulai berjalan. Setelah fase logaritmik terjadi transformasi oksidatif b-karoten menjadi cantaxantin dan hidroksilasinya menjadi zeaxantin atau lutein. Komponen ini akan menjadi prekursor bagi hidroksilasi atau oksidasi astaxantin. Fusi protoplas antara dua spesies induk yang mampu menghasilkan karotenoid pada waktu yang berbeda akan meningkatkan peluang bagi fusan untuk menghasilkan karotenoid dengan jumlah dan jenis yang lebih tinggi. Fusan yang membentuk gabungan lebih dari satu sel berpotensi menyerap cahaya lebih banyak sehingga akan meningkatkan produksi karotenoid. Cahaya merupakan faktor utama yang menentukan pembentukan pigmen. Jika cahaya



yang tersedia itu jumlahnya berlebihan, maka karotenoid bersifat sebagai fotoprotektor. Jika cahaya kurang mencukupi maka klorofil akan dibantu pigmen karotenoid dalam penyerapan cahaya yang tidak dapat diserap oleh klorofil. Selanjutnya energi yang dihasilkan akan dikirim ke kloroplas dan energi eksitasi akan terperangkap transfer elektron. Karotenoid juga berfungsi sebagai penstabil struktur protein dan fasilitator perakitan kompleks pigmen-protein, regulator aliran dan pertukaran energi dan elektron serta oksigen tunggal, dan donor elektron untuk kompleks protein pigmen. Klorofil dan karotenoid akan disintesis secara seimbang di dalam kloroplas. Pada saat keseimbangan ini berubah akibat naiknya karotenoid, maka struktur plastida akan berubah dan sebagai akibatnya klorofil akan terdegradasi. Pigmen yang dihasilkan nantinya tidak klorofil tetapi karotenoid (Frank, 2004; Kusumaningrum, 2008). Sel akan mempertahankan kestabilan rekombinan dan produksi karotenoid untuk menyesuaikan dengan kesetimbangan di dalam sel, karena sel memiliki kapasitas yang terbatas dalam membawa dan mempertahankan rekombinan (Gouveia dan Emphis, 2003). Aplikasi pakan in vitro untuk menguji ketahanan terhadap penyakit Penelitian telah mengaplikasikan pakan fusan secara in vitro terhadap larva udang Penaeus monodon Fab. PL 60. Efek pemberian pakan secara in vitro terhadap bobot larva udang diperlihatkan pada Gambar 3. Aplikasi pakan terhadap udang

memperlihatkan bahwa pakan secara keseluruhan penambahan pakan alami mikroalga D. salina dan C. vulgaris terhadap post larva udang windu telah meningkatkan bobot udang. Gambar 3 juga memperlihatkan bahwa pakan buatan yang ditambah dengan Chlorella memperlihatkan pertumbuhan yang lebih tinggi dibanding pakan dengan penambahan Dunaliella, bahkan melebihi pakan yang ditambah fusan Dunaliella. Hal ini disebabkan selain karotenoid, Chlorella juga menghasilkan protein dalam jumlah yang cukup tinggi. Namun bila dicermati kenaikan bobot udang dengan penambahan fusan Dunaliella maupun Chlorella memperlihatkan pengaruh peningkatan yang sangat cepat terhadap bobot udang. Peningkatan bobot larva udang yang tertinggi dicapai dengan penambahan pakan hasil fusi protoplas antara D. salina dan C. vulgaris. Apabila dilihat dari kelulushidupan udang, penambahan pakan alami juga membuat udang lebih bertahan pada kematian. Larva udang yang tidak diberi tambahan pakan alami membuat udang lebih cepat mati. Larva udang yang diberi pakan tambahan kedua jenis mikroalga baik induk maupun fusan masih tetap hidup. Patut dicermati bahwa peningkatan bbot tertinggi dan kelulushidupan udang dicapai pasca penambahan pakan fusan Chlorella dan Dunaliella. Kemampuan hidup dan bertahan dari kematian disebabkan pakan alami Dunaliella salina merupakan organisme yang mengakumulasi sejunlah besar β-karoten dalam selnya.

250

Mortalitas Udang (%)

200

150

100

10

0

Keterangan :

1

2

3 4 Waktu Pasca Injeksi (jam)

5

Gambar 3. Aplikasi pakan in vitro pada larva udang : pakan buatan, : pakan buatan + Dunaliella, : pakan buatan + fusan Dunaleilla : pakan buatan + Chlorella, : pakan buatan + fusan Chlorella, : pakan buatan + fusan Chlorella dan Dunaleila


147


Menurut Jesus dan Filho (2010), karotenoid D.salina dihasilkan dalam kondisi cekaman dimana pembelahan sel terhambat. Kondisi cekaman tersebut diduga akibat terbentuknya sel fusan itu sendiri yang menyebabkan pembelahan sel secara normal terganggu. Induk D. salina merupakan mikroalga yang mampu hidup pada kisaran salinitas yang tinggi dimana mikroalga lainnya dan organisme penyebab penyakit tidak mampu hidup. Pisal dan Lele (2005) dan Mendoza et al. (2008) juga menyatakan bahwa sintesis beta karoten D. salina akan meningkat dalam kondisi fisiologis yang kurang seimbang dalam sel yang disebabkan oleh berbagai faktor tekanan lingkungan sebagai upaya untuk melindungi sel dan mempertahankan pertumbuhan serta adaptasi terhadap lingkungan. Caranya adalah dengan meningkatkan produksi beta karoten untuk menangkal radikal bebas yang berbahaya dan racun lainnya yang masuk ke dalam tubuhnya. Hal ini menyebabkan Dunaliella lebih mampu bertahan terhadap kondisi lingkungan ekstrim dibandingkan dengan mikroalga lainnya. Hasil penelitian secara keseluruhan memperlihatkan produksi pigmen karotenoid yang meningkat pada fusan interspesies. Produksi jenis karotenoid pada waktu yang berbeda hasil penggabungan pola metabolisme antara Dunaliella dan Chlorella juga meningkatkan peluang bagi fusan untuk lebih tahan terhadap berbagai kondisi lingkungan. Hal ini juga diindikasikan dengan meningkatnya bobot dan penurunan kematian larva. Keunggulan yang sangat potensial dari fusan dan hasil aplikasinya semakin meningkat potensi dan peluang yang lebih besar dalam penggunaannya sebagai pakan.

Kesimpulan Hasil penelitian memperlihatkan bahwa fusi protoplas telah memperoleh fusan dengan produksi karotenoid rekombinan interspesies yang meningkat sehingga dapat meningkatkan bobot larva udang. Fusan berpotensi sebagai pakan unggul untuk diaplikasikan pada larva udang sehingga akan meningatkan ketahanan terhadap penyakit.

Ucapan Terima Kasih Tim Peneliti mengucapkan terimakasih pada Direktorat Jenderal Perguruan Tinggi, Kementerian Pendidikan dan Kebudayaan yang telah membiayai penelitian ini sesuai dengan surat perjanjian Pelaksanaan Hibah Penelitian Multi

148

Tahun TA. 2013 No: 154a-12/UN7.5/PG/2013 tanggal 15 Pebruari 2013. Kepada seluruh pihak yang membantu sampai selesainya penelitian ini.

Daftar Pustaka Frank, H.A. 2004. Carotenoids in Photosynthesis. Department of Chemistry, University of Connecticut, Storrs, CT 06269-3060. USA :1-8 Garcia, F., Y. Freile-Pelegrın & D. Robledo. 2007. Physiological characterization of Dunaliella sp. (Chlorophyta, Volvocales) from Yucatan, Mexico. Bioresource Tech. 98:1359–1365. Gouveia, L., V. Veloso, A. Reis, H. Fernandes, J. Novais & J. Empis. 1996. Evolution of pigment Composition in Chlorella vulgaris. Bioresource Tech. 57:157-163. Gouveia, L & J. Empis. 2003. Relative stabilities of microalgal carotenoids in microalgal extracts, biomass and fish feed: effect of storage conditions. Innovative Food Sci. Emerging Tech. 4:227–233. Henriques M., A. Silva & J. Rocha. 2007.Extraction and quantification of pigments from a marine microalga: a simple and reproducible method. In: A. Méndez-Vilas (Ed.). Communicating Current Research and Educational Topics and Trends in Applied Microbiology. Formatex. P:586-593. Jesus, S. & R.M. Filho. 2010. Modeling Growth of Microalgae Dunaliella salina under Different Nutritional Conditions. American J. Biochem. Biotechnol. 6(4):279-283. Johnson, E.A. & Schroeder, W.A. 1996. Advances in Biochemical Engineering /Biotechnology. In: A. Fiechter (ed.) Microbial Carotenoids. SpringerVerlag, Berlin. P:141-145. Kusumaningrum, H.P., J. Soedarsono, E. Kusdiyantini & T. Yuwono. 2004. The Effect of Various Salinity Level to the Growth and Characterization of Dunaliella sp Isolated from Jepara Waters. Ilmu Kelautan. 9(3):136-140. Kusumaningrum, H.P. 2008. Karakterisasi Alga Hijau Dunaliella sp. dan Isolat Sianobakteria serta Deteksi Gen DXS Penyandi. Disertasi Mendoza, H., A. Jara, K. Freijanes, L. Carmona, A.Al.Ramos, V.S. Duarte, & J.C.S. Varela. 2008. Characterization of Dunaliella salina strains by flow cytometry: a new approach to select carotenoid hyperproducing strains. Electronic J. Biotechnol. 11(4):1-13



Olson, J.A. 1994. Absorption, transport, and metabolism of carotenoids in humans. Pure Appl. Chem. 66(5):1011-1016, Pisal, D.S. & S.S. Lele. 2005. Carotenoid Production from Microalga, Dunaliella salina. Indian J. Biotechnol. 4:476-483. Uppalapati S.R. & Y. Fujita 2002. A simple method for mass isolation of protoplasts from species of Monostroma, Enteromorpha and Ulva (Chlorophyta, Ulvales). Springer. J. Appl. Phycology. 14(3):165-168. Zainuri, M, E. Kusdiyantini, Widjanarko, J. Soedarsono & T. Yuwono. 2003. Preliminary Study on the Use of Yeast Phaffia rhodozyma as pigment source on the Growth of Tiger Shrimp (Penaeus monodon Fabricius ). Ilmu Kelautan. 8 (1):47-52.

Zainuri, M., H.P. Kusumaningrum & E. Kusdiyantini. 2008a. Microbiological and Ecophysiological Characterisation of Green Algae Dunaliella sp. for Improvement of Carotenoid Production. J. Natur Indonesia. 10(2):66-69. Zainuri, M., H.P. Kusumaningrum & E. Kusdiyantini. 2008b. Application of Aquaculture Natural Food Produce by Protoplast Fusion process of Dunaliella salina and Phaffia rhodozyma. Ilmu Kelautan. 13(3):135-140. Zainuri, M., H.P. H. Endrawati, H.P Kusumaningrum & E. Kusdiyantini. 2008c. Kontribusi Pakan Chlorella sp. dan Tetraselmis chuii terhadap Densitas Copepoda. Ilmu Kelautan. 13(1):43-46.


149

ILMU KELAUTAN September 2013 Vol. 18(3):150–156

ISSN 0853-7291

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Ekosistem Mangrove Irma Dewiyanti1* dan Yunita2 1Jurusan 2Jurusan

Ilmu Kelautan, Koordinatorat Kelautan dan Perikanan, Universitas Syiah Kuala, Banda Aceh, Biologi, Fakultas Matematika dan Ilmu Pengetahuan Alam, Universitas Syiah Kuala, Banda Aceh Jl. T. Nyak Arief Darussalam, Banda Aceh, Indonesia 23111 Email: [email protected]

Abstrak Peristiwa tsunami pada tahun 2004 mengakibatkan hampir seluruh kawasan mangrove di sepanjang provinsi Aceh rusak. Penghijauan kembali hutan mangrove yang rusak memerlukan upaya rehabilitasi. Salah satu penyebab ketidakberhasilan rehabilitasi adalah adanya jenis hama yang merusak tanaman mangrove tersebut. Tujuan penelitian ini adalah untuk mengidentifikasi jenis hama dan kelimpahannya, serta membandingkan kelimpahan hama antara petak contoh rehabilitasi mangrove yang berbeda ketinggian pasang-surutnya. Pengambilan data semai dan hama menggunakan transek kuadrat 1m x 1m. Terdapat 4 jenis hama yang ditemukan adalah Balanus amphitrite, Sesarma sp., Pteroma plagiophleps, dan Clibanarius sp. Jenis B. amphitrite memiliki kelimpahan tertinggi, dan terdapat perbedaan yang signifikan antara kelimpahan B. amphitrite dalam petak contoh dekat laut dengan dekat darat. Kestabilan komunitas rendah, ditunjukkan oleh rendahnya keanekaragaman, serta tingginya dominansi jenis. Tinggi dan rendahnya kelimpahan hama tidak dipengaruhi oleh kondisi substrat dan fisika-kimia perairan. Hasil penelitian ini menunjukkan bahwa salah satu penyebab ketidakberhasilan rehabilitasi mangrove di Aceh adalah hama yang didominasi oleh B. amphitrite. Kata kunci: identifikasi, hama, semai, rehabilitasi mangrove, Aceh

Abstract Identification and Abundance of Pest Causing Unsuccessful Mangrove Rehabilitation Wide areas mangrove forest at Aceh have been destroyed due to tsunami event in 2004. Damaging mangrove vegetation becomes a problem, especially in decreasing the production of organic matter and caused coastal abration. Rehabilitation is the most common solution to reforest mangrove area. However, this program has been unsuccessful in some areas possibly because of pest. The purposes of this study were to identify species of pests and their abudance, and to compare the abudance of pest under different inundation regime. Sampling of seedling of mangrove rehabilitation and pests were done by using transect quadrate 1m x 1m. The results showed that there were four species of pest found in the area, i.e. Balanus amphitrite, Sesarma sp., Pteroma plagiophleps, and Clibanarius sp. B. amphitrite had the highest abudance, and there was a significantly different the abudance of B. amphitrite between site next to sea and site next to the land. The stability of community was low; it showed by low diversity index, and high dominance. There was a correlation between salinity and abudance of pest, so the higher the salinity the higher the pest abudance. The results of this study indicate that one of the causes of the failure of mangrove rehabilitation in Aceh is a pest that is dominated by B. amphitrite. Keywords: identification, pest, seedling, mangrove rehabilitation, Aceh

Pendahuluan Hutan mangrove didefinisikan sebagai vegetasi pantai tropis dan subtropis yang didominasi oleh beberapa jenis pohon yang tumbuh di sepanjang pantai berlumpur dan dipengaruhi oleh pasang surut (Bengen, 2000). Habitat mangrove yang memiliki produktivitas tinggi dimanfaatkan


secara umum sebagai tempat bermukimnya berbagai jenis fauna (Holguin et al., 2001). Jenis biota yang paling banyak dijumpai hidup di hutan mangrove tergolong dalam invertebrata, seperti udang dan kepiting (krustasea), gastropoda dan bivalvia, dan polychaeta (Indarjo et al., 2005: Hidayat, 2011; Vazirizadeh et al., 2011; Tapilatu dan Pelasula, 2012). Biota yang sifatnya sebagai hama

ijms.undip.ac.id



juga ditemukan pada daerah mangrove seperti kepiting/ketam, tritip, dan ulat. Hama merupakan organisme yang dianggap merugikan dan tidak diinginkan karena menyebabkan kerusakan pada suatu ekosistem (Wibisono et al., 2006). Hama yang sering menyerang bibit mangrove adalah kepiting, yang menyerang tanaman dengan memotong tunas muda, dan ulat daun sering menyerang daun mangrove (Arief, 2003). Hama teritip melekat pada batang maupun akar sehingga dapat merusak kulit dan mengakibatkan kematian individu mangrove (Wibisono et al., 2006). Mangrove di dalam pertumbuhannya mempunyai masa kritis, sehingga dibutuhkan perlindungan dari hama mulai dari tahap pembibitan, semaian serta tahap anakan. Tanaman mangrove biasanya sangat disukai oleh hama seperti serangga dan kepiting sejak pembibitan sampai umur 1 tahun, sehingga sekitar 60-70% mangrove akan mati sebelum berusia 1 tahun karena hama (Bengen, 2000). Di Aceh program rehabilitasi mangrove telah banyak dilakukan pasca bencana tsunami oleh instansi pemerintah, lembaga swadaya masyarakat, dan masyarakat setempat dengan tujuan untuk pemulihan kembali kawasan pesisir yang rusak (Kusmana et al., 2005; Suryadiputra, 2006). Namun tidak semua program tersebut berhasil karena banyaknya tanaman mangrove yang mati pasca penanaman baik yang disebabkan oleh faktor alami (hama, binatang ternak, kondis perairan, dan substrat), maupun campur tangan manusia. Persentase ketidak-berhasilan rehabilitasi mangrove disebabkan oleh faktor alami seperti hama, sulit dalam pencegahan dan penanggulangannya. Informasi data mengenai jenis hama pada kawasan rehabilitasi sangat dibutuhkan untuk menganalisa keberhasilan program rehabilitasi selanjutnya (Wibisono et al., 2006). Penelitian ini bertujuan untuk mengidentifikasi jenis dan kelimpahan hama di kawasan rehabilitasi mangove yang berlokasi dekat laut dan daratan berdekatan dengan laut dan berdekatan dengan darat.

Materi dan Metode Mangrove yang menjadi target kawasan penelitian merupakan vegetasi baru terbentuk pasca program rehabilitasi dan masih tergolong pada tingkat semaian (tinggi batang <1 m). Penentuan lokasi stasiun dilakukan dengan metode survey, kemudian ditentukan petak contoh pengamatan. Penentuan petak contoh dilakukan secara purposive dengan metode acak berstratifikasi yaitu dengan membagi lokasi penelitian menjadi beberapa strata sesuai dengan tujuannya. Karakteristik yang diperhatikan seperti: penyebaran vegetasi mangrove yang berdekatan

dengan laut dan darat (perbedaan ketinggian pasang surut), dan termasuk dalam kategori semaian. Data diambil dari 5 stasiun dimana setiap stasiun diambil 2 petak contoh sebagai perwakilan yang berdekatan dengan laut dan darat. Pengambilan data dilakukan pada kawasan rehabilitasi mangrove yaitu Desa Lampageu, Lamguron, dan Lamnga di Aceh Besar, Deah Glumpang dan Desa Deah Baroe di Banda Aceh. Pengamatan biologi meliputi pengambilan data mangrove dan hama tanaman. Data jumlah individu semai dan hama diambil di dalam petak contoh dengan menggunakan transek kuadrat 1x1 m2 dengan tiga kali pengulangan. Hama yang sudah terkumpul disimpan dalam botol dan diawetkan dengan alkohol 70%, kemudian diidentifikasi menurut Nair (2000), Edmondson (2001), Rahayu dan Davie (2002). Parameter lingkungan perairan yang diukur meliputi suhu, salinitas, DO, dan pH. Pengambilan contoh substrat dilakukan satu kali pada setiap plot penelitian. Contoh substrat dimasukkan ke dalam kantong plastik untuk selanjutnya dibawa ke Laboratorium Tanah, Fakultas Pertanian, Unsyiah untuk dianalisis tekstur substrat dan kandungan C-organiknya. Tekstur substrat dikelompokkan berdasarkan persentase pasir, liat, dan debu. Perhitungan kandungan C-organik dengan metode Walkey dan Black, kemudian dikategorikan berdasarkan persentasenya, yaitu sangat rendah jika kandungan <1.00; rendah 2.01-3.00; sedang 12.00; dan tinggi >5.00 (Fitriana, 2006). Analisa data yang dilakukan meliputi kelimpahan jenis hama, keanekaragaman, kese-ragaman serta dominansi dengan tujuan untuk melihat kestabilan komunitas. Program MINITAB digunakan untuk melihat hubungan kelimpahan hama dengan kerapatan vegetasi mangrove, kelimpahan hama dengan kondisi substrat dan hubungan kelimpahan hama dengan fisika-kimia perairan pada semua petak contoh. Analisa yang digunakan adalah regresi dengan melihat hubungan antara 2 atau lebih peubah. T-test digunakan untuk melihat apakah terdapat perbedaan yang signifikan antara kelimpahan hama yang berada pada petak contoh dekat laut dan dekat darat.

Hasil dan Pembahasan Kondisi vegetasi mangrove Vegetasi mangrove yang diamati adalah kategori semai, dimana tinggi pohon <1 m. Jenis mangrove yang ditemukan adalah Rhizophora sp. Semaian Rhizophora sp. mempunyai rerata tinggi 72.3 cm, diameter 0.8 cm, jumlah daun 10 helai dan kerapatan 4 ind.m-2 dan memiliki pola sebaran yang luas dan adaptasi hidup yang lebih mudah.

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Mangrove (I.Dewiyanti dan Yunita)

151


ISSN 0853-7291

Tabel 1. Kelimpahan (ind.m-2) Hama Selama Pengamatan Stasiun 1 Stasiun 2 No Genus/spesies T1 T2 T1 T2 340 42 432 69 1 Balanus amphitrite 1 2 0 1 2 Sesarma sp. 1 2 0 0 3 Pteroma plagiophleps 2 3 2 1 4 Clibanarius sp. T1= Petak contoh dekat laut, T2= Petak contoh dekat darat

Kerapatan semai pada semua stasiun pengamatan baik pada petak contoh yang berdekatan dengan laut ataupun darat memperlihatkan nilai yang hampir sama, hal ini disebabkan karena daerah penelitian merupakan daerah rehabilitasi yang telah ditentukan jarak penanamannya. Pertumbuhan semaian pada saat pengamatan cukup baik walaupun banyak ditemukan semai yang mati di setiap stasiun pengamatan. Matinya semai yang ditanam di sebabkan oleh hama tanaman, hewan ternak, benih yang ditanam masih terlalu muda dan tidak kesesuaian substrat. Hal ini sesuai dengan pendapat Ramadevi dan Raji (2005) yang mengatakan keberhasilan hidup tanaman mangrove sangat ditentukan pula oleh kelimpahan dan keanekaragaman organisme yang bersifat hama. Kondisi substrat dan parameter fisika dan kimia perairan Substrat yang diamati meliputi tekstur substrat dan C-Organik. Tekstur substrat ditentukan berdasarkan fraksi pasir, debu, dan liat. Kandungan yang paling dominan pada lokasi penelitian adalah fraksi pasir hingga mencapai 90% bila dibandingkan persentase debu maupun liat sehingga tekstur substrat yang diperoleh adalah pasir, pasir berlempung, dan lempung berpasir. Hal ini karena lokasi penelitian mendapat masukan air laut akibat pasang surut sehingga pasir yang terbawa dari arah laut mengendap pada stasiun pengamatan. COrganik berasal dari hewan dan tumbuhan yang telah membusuk dan terakumulasi (Tue et al., 2011). C-Organik di lokasi penelitian termasuk sangat rendah berkisar 0.12-0.77%. Kandungan COrganik dapat dikategorikan sangat rendah jika kandungan karbon <1.00 (Fitriana, 2006). Rendahnya kandungan C-Organik berhubungan dengan tingginya persentase pasir. Hal ini disebabkan lokasi pengamatan merupakan daerah rehabilitasi yang baru ditanami mangrove sehingga masih sedikitnya sumbangan C-Organik dari daun yang jatuh ke tanah dan membusuk. Kisaran suhu selama pengamatan adalah 32.7–28.8 0C, DO berkisar antara 2.4–1.8 ppm, dan pH berkisar 8.6-7.2. Rata-rata salinitas yang diperoleh menunjukkan perbedaan yang jauh, dimana daerah yang berdekatan dengan laut

152

Stasiun 3 T1 T2 205 8 2 1 0 1 1 1

Stasiun 4 T1 T2 29 3 0 1 0 0 0 3

Stasiun 5 T1 T2 144 68 1 1 2 2 1 2

memiliki salinitas yang lebih tinggi dibandingkan dengan daerah yang berdekatan dengan darat. Salinitas tertinggi pada daerah dekat laut adalah 31.3 ppt dan salinitas terendah pada daerah dekat darat adalah 11.3 ppt. Perbedaan parameter salinitas disebabkan karena faktor-faktor alam yang terjadi seperti curah hujan, penguapan, dan masukan air tawar. Hama yang ditemukan Hama yang ditemukan umumnya hidup menempel pada akar dan batang semai mangrove, dan pada permukaan substrat. Hal ini sesuai dengan pernyataan Vazirizadeh et al. (2011) bahwa klasifikasi fauna di dalam ekosistem mangrove berdasarkan habitat adalah epifauna, infauna dan fauna pohon. Dari hasil pengamatan, ditemukan 4 jenis hama. Spesies Balanus amphitrite memiliki kelimpahan yang tertinggi baik pada petak contoh yang berdekatan dengan laut (T1) maupun petak contoh yang berdekatan dengan darat (T2) (Tabel 1). Hasil yang diperoleh menunjukkan bahwa terdapat perbedaan yang signifikan antara kelimpahan jenis hama Balanus amphitrite pada kedua petak contoh (P<0.05) (Table 2), dimana ratarata hama pada T1 (230 ind.m-2) lebih tinggi dibandingkan T2 (38 ind.m-2). Perbedaan kelimpahan pada kedua kawasan ini disebabkan oleh kebiasaan adaptasi dari B. amphitrite, dimana spesies ini lebih menyukai daerah yang memiliki kadar salinitas yang lebih tinggi. Wen and Yuan (1999) menyatakan bahwa tingkat hidup dari embrio dan larva Balanus amphitrite meningkat pada salinitas 40 ‰ jika dibandingkan dengan larva yang berada pada salinitas 6-12‰. Hasil penelitian yang diperoleh Anil et al. (1995) menunjukkan kelangsungan hidup Balanus sp. rendah pada kadar salinitas dan temperatur yang rendah. Rata-rata kelimpahan hama Sesarma sp., Pteroma plagiophleps, dan Clibanarius sp. baik pada T1 maupun T2 sangat rendah, individu yang ditemukan hanya berkisar antara 1-3 ind.m-2. Rendahnya kelimpahan ketiga jenis hama ini di sebabkan oleh sifat mobile Sesarma sp. dan Clibanarius sp. sedangkan Pteroma plagiophleps bukan merupakan fauna asli vegetasi mangrove (Tabel 1). Tidak terdapat perbedaan yang signifikan antara jenisjenis hama Sesarma sp., P. plagiophleps, dan

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Ekosistem Mangrove (Irma Dewiyanti dan Yunita)


Clibanarius sp. antara kedua petak contoh tersebut (P>0.05), disebabkan rata-rata kelimpahan dari ketiga jenis tersebut hampir sama.

untuk mencari makan. Makanannya adalah daun, moluska dan crustacea kecil (Vannini et al., 1997). Sesarma sp. di jumpai pada lokasi pengamatan dan merupakan salah satu hama yang mengganggu semai mangrove. Kepiting memakan buah bakau terutama yang masih muda secara melingkar hingga putus sehingga suplai makan terputus. Pencegahan yang dapat dilakukan adalah menyimpan buah selama 5-7 hari agar buah mengkerut dan aroma buah hilang. Wibisono et al. (2006) menyatakan bahwa kepiting sangat menyukai buah bakau muda karena aromanya. Pada lokasi penelitian, penanggulangan terhadap kepiting adalah membunuh kepiting-kepiting tersebut ketika di didapati berada pada semaian mangrove. Kepiting sangat suka menyerang tanaman mangrove sampai berumur 1 tahun.

Deskripsi hama yang ditemukan Balanus amphitrite Balanus amphitrite bersifat hermaphrodite dan mudah berkembang biak sehingga memiliki populasi yang padat. Hewan ini bertelur dan larvanya mengembara mencari tempat yang cocok, hidupnya sessil dan tidak berpindah. B. amphitrite terkenal dengan nama teritip merupakan remis yang berbentuk kerucut dan memiliki warna keputihan. Teritip yang ditemukan di lokasi penelitian lebih banyak terdapat di batang mangrove bagian bawah sampai ke akar daripada batang bagian atas, hal ini disebabkan karena teritip lebih menyukai hidup pada daerah yang terendam air laut dibandingkan bagian atas batang yang kering dan hanya terendam jika air laut pasang. Teritip merupakan penyebab utama ketidak-berhasilan pada rehabilitasi mangrove di daerah penelitian. Hama teritip sangat melimpah pada lokasi penelitian sehingga sulit ditangani. Wibisono et al. (2006) menyatakan apabila serangan hama teritip hebat maka dapat menyebabkan kematian bibit mangrove. Teritip akan merusak kulit batang terutama pada Rhizophora sp. Masyarakat setempat telah melakukan pemberantasan hama teritip secara manual yaitu dengan mengerik teritip dari batang bakau, namun cara ini tidak efektif. Cara penanggulangan yang lain yang pernah dilakukan pada stasiun 1 adalah dengan menutup bibit yang baru ditanan dengan pipa paralon dan hasilnya hanya beberapa tertip yang ditemukan, namun cara ini membutuhkan banyak biaya.

Pteroma plagiophleps Hasil penelitian yang di lakukan oleh Santhakumaran et al. (1995) di kawasan Goa Coast menunjukkan bahwa kawasan persemaian dan anakan mangrove mengalami kerusakan di sebabkan oleh bagworms (Lepidoptera:Psychidae), hama ini menyebabkan gundulnya anakan mangrove dan membuat tanaman ini tumbuh tidak subur. Penelitian ini menemukan 90% semai terserang oleh Pteroma plagiophleps dan menyebabkan kerusakan pembibitan mangrove. Remadevi dan Raji (2005) menemukan banyak anakan Rhizophora di West coast ditempati oleh P. plagiophleps. Setiap induk betina dari bagworm ini menghasilkan 50-200 telur. Ulat memakan jaringan mesophyll dari daun sehingga memperlihatkan warna lapisan epidermal daun berwarna kecoklatan dan seperti tambalan. Pada lokasi penelitian, P. plagiophleps merupakan penyebab gundulnya semaian mangrove, karena ulat ini menggrogoti pinggiran daun mangrove dan membuat banyak lobang di daun sehingga lama kelamaan akan menyebabkan matinya pohon mangrove. Nair (2000) menyatakan hama yang umumnya di temukan pada mangrrove di Indonesia adalah scale insect yang menempelkan dirinya pada tunas dan memakan daun muda.

Sesarma sp. Sesarma sp. dikenal dengan kepiting pemanjat umum ditemukan pada kawasan mangrove, khususnya pada Rhizophora dan Sonneratia. Dia sering memanjat akar mangrove untuk menghindari air pasang dan predator serta

Tabel 2. Indeks Keanekaragaman, Keseragaman, Dominansi Hama pada lokasi penelitian Stasiun 1 2 3 4 5 Rata-rata

H’ T1 0,109 0,042 0,122 0,211 0,220 0,141

E T2 0,814 0,213 1,278 1,449 0,465 0,844

T1 0,054 0,042 0,077 0,211 0,110 0,099

D T2 0,407 0,135 0,639 0,914 0,232 0,465

T1 0,977 0,991 0,971 0,936 0,947 0,964

T2 0,742 0,945 0,554 0,388 0,869 0,699

T1= Petak contoh dekat laut, T2= Petak contoh dekat darat


153


Tabel 3. Regresi linier antara Kelimpahan hama dengan Kerapatan Vegetasi mangrove Jenis hama Balanus amphitrite Sesarma sp. Pteroma plagiophleps Clibanarius sp. α =0.05

R 0,35 0,55 0,43 0,91

Error 28,0 2,75 10,75 0,75

P-value 0,560 0,327 0,469 0,028

Tabel 4. Regresi Linier antara Kelimpahan Hama dengan substrat dan kondisi peraian Aspek R P-value α =0.05

Pasir 0,38 0,27

Debu 0,33 0,35

Liat 0,36 0,31

C-Organik 0,5 0,10

Clibanarius sp. Clibanarius sp. (hermit crab) di kenal dengan nama kelomang yang umumnya ditemukan pada hutan mangrove dan menggunakan cangkang dari moluska Cerithium sp. dan Nassarius sp. Cangkang moluska yang dipakai sebagai rumah cenderung besar dan berat. Kelomang ini sering dijumpai terperangkap pada tongkak-tongkak kayu atau ranting-ranting mangrove ketika air surut. Kelomang mangrove diyakini oleh masyarakat pada lokasi penelitian sebagai salah satu faktor kerusakan semaian mangrove walaupun permasalahan yang ditimbulkan tidak begitu serius. Kelomang ini sering ditemukan di lantai mangrove dan terkadang menggerogoti akar mangrove muda. Kelomang bersifat omnivora, memangsa hewan kecil dan merupakan pemakan sampah atau material yang membusuk. Keanekaragaman (H’), keseragaman (E), dan dominansi (D) Kestabilan komunitas dapat diketahui dengan melihat indeks keanekaragaman, keseragaman, dan dominansi (Odum dan Barrette, 2005). Keanekaragaman (H’) yang diperoleh pada T1 adalah 0.141 dan T2 adalah 0.844 (Tabel 2.) Nilai ini menunjukkan bahwa keanekaragaman pada lokasi penelitian rendah dimana H’<3.32. Nilai indeks keseragaman (E) berkisar antara 0-1. Nilai E yang diperoleh pada lokasi penelitian sebesar 0.099 pada T1 dan 0.465 pada T2. Nilai E yang diperoleh mendekati 0, ini berarti penyebaran jumlah individu tiap spesies tidak sama dan dalam ekosistem tersebut ada kecenderungan terjadinya dominansi (Odum dan Barrett, 2005; Fitriana, 2006). Tidak meratanya jumlah individu setiap spesies berhubungan dengan pola adaptasi, tipe substrat, makanan dan kondisi lingkungan. Nilai dominansi digunakan untuk mengetahui ada atau tidak adanya spesies tertentu yang mendominansi. Nilai indeks dominansi (D) berkisar antara 0-1 (Odum dan Barret, 2005). Nilai D yang diperoleh

154

Suhu 0,36 0,30

Salinitas 0,64 0,04

DO 0 0,97

pH 0,5 0,09

sebesar 0.964 pada T1 dan 0.699 pada T2. Indeks dominansi yang diperoleh mendekati 1. hal ini berarti bahwa adanya spesies yang mendominansi pada lokasi penelitian yaitu Balanus amphitrite yang memiliki kelimpahan tertinggi. Keadaan ini mencerminkan struktur komunitas di lokasi penelitian dalam keadaan kurang stabil. Hubungan kelimpahan hama dengan kerapatan semaian, substrat, dan kondisi fisika-kimia perairan Tabel 3 memperlihatkan hubungan antara kelimpahan hama dengan kerapatan semai pada lokasi penelitian. Tidak terdapat hubungan yang nyata antara kelimpahan jenis hama Balanus amphitrite, Sesarma sp., dan Pteroma plagiophleps dengan kerapatan semai (P>0.05) dan terdapat hubungan yang signifikan antara kelimpahan Clibanarius sp. dengan kerapatan anakan dimana P<0.05. Nilai korelasi yang terbesar juga terdapat pada hubungan antara Clibanarius sp. dengan kerapatan semaian, dimana koefisien korelasinya mendekati 1 dan berbanding lurus, hal ini mengindikasikan bahwa semakin rapat mangrove maka kelimpahan Clibanarius sp. juga akan semakin tinggi dan sebaliknya (Fitriana, 2006). Hasil analisa menunjukkan bahwa tidak terdapat hubungan antara aspek pasir, debu, liat, COrganik, suhu, DO, dan pH dengan kelimpahan hama (P>0.05), sehingga berdasarkan data dapat di katakan bahwa tinggi dan rendahnya kelimpahan hama tidak dipengaruhi oleh kondisi substrat dan fisika-kimia perairan yang tersebut diatas. Namun tidak sama halnya dengan salinitas, hasil yang diperoleh berbeda nyata (P<0.05) (Tabel 4), yang berarti terdapat hubungan yang signifikan antara kelimpahan hama dengan salinitas. Berdasarkan nilai korelasinya, didapatkan bahwa kelimpahan hama berkorelasi paling besar dengan salinitas dan berbanding lurus, dimana koefisien korelasinya mendekati 1. Semakin rendah kadar salinitas, maka kelimpahan hama juga akan rendah.

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Mangrove (I. Dewiyanti dan Yunita)


Kesimpulan Terdapat 4 jenis hama pada rehabilitasi mangrove yaitu Balanus amphitrite, Sesarma sp., Pteroma plagiophleps, dan Clibanarius sp. Spesies Balanus amphitrite memiliki nilai kelimpahan yang tertinggi, dan terdapat perbedaan yang signifikan antara kelimpahan B. amphitrite pada petak contoh yang berdekatan dengan laut dengan petak contoh yang berdekatan dengan darat Kestabilan komunitas pada lokasi penelitian tergolong rendah, ditunjukkan nilai keanekaragaman yang rendah, Keseragaman mendekati 0, dan dominansi mendekati 1. Terdapat hubungan yang signifikan antara salinitas perairan dengan kelimpahan hama. Kelimpahan hama tidak dipengaruhi oleh kondisi substrat dan fisika-kimia perairan. Hasil menegaskan bahwa hama yang didominasi B. amphitrite merupakan salah satu penyebab ketidakberhasilan rehabilitasi mangrove di Aceh.

Ucapan Terima Kasih Penulis mengucapkan terimakasih kepada Kepala Desa, Roby, Fahni, Owen, Samsul, Dina dan Dini. Penelitian ini tidak akan berjalan dengan baik tanpa bantuan, informasi, dan saran dari mereka. Penelitian ini didanai oleh Universitas Syiah Kuala, Kementerian Pendidikan Nasional melalui penelitian tahun 2010.

Daftar Pustaka Arief, A. 2003. Hutan Mangrove Fungsi dan Manfaatnya. Penerbit Kanisius. Jakarta. Bengen, D.G. 2000. Pedoman Teknis Pengenalan dan Pengelolaan Ekosistem Mangrove. PKSPL IPB. Bogor. Edmondson, C.H. 2001. Hawaii Biological Survey 2001. Iowa. Fitriana, Y.R. 2006. Keanekaragaman dan Kemelimpahan Makrozoobentos di Hutan Mangrove Hasil Rehabilitasi Taman Hutan Raya Ngurah Rai Bali. J. Biodiversitas. 7(1):67-72. Hidayat, J.W. 2011. Metode Pengendalian Wideng (Sesarma spp.) Hama Bibit Mangrove melalui Kegiatan Budidaya Kepiting Bakau Scylla spp. Bioma.13(1):25-33. Holguin, G., P. Vazquez & Y. Bashan. 2001. The role of sediment microorganisms in the productivity, conservation, and rehabilitation of mangrove ecosystems. Biol. Fertil. Soils. 33:265–278.

Indarjo, A., Widianingsih & A.B. Abdulah. 2005. Distribusi dan Kelimpahan Polychaeta di Kawasan Hutan Mangrove Klaces dan Sapuregel, Segara Anakan, Cilacap Ilmu Kelautan. 10(1):24-29. Kusmana, C., S. Basuni, S. Wilarso, I. Ichwandi, O. Haridjaja, A. Soleh & Samsuri. 2005. Directives For Mangrove Forest And Coastal Forest Rehabilitation In Earthquake And Tsunami Disaster Area In The Provinces Of Nanggroe Aceh Darussalam And Sumatera Utara (Nias Island), Indonesia. J. Manaj. Hutan Tropika XI(2):70-84. Nair, K.S.S. 2000. Insect Pests and Deseases in Indonesian Forests. Center for International Forestry Research (CIFOR). SMT Grafika Desa Putera, Indonesia. Odum, E.P. & G.W. Barrett. 2005. Fundamentals of Ecology. 5th Edition. Thomson Learning. U.S. Rahayu, D.L. & P.J.F. Davie. 2002. Two New Species and a New Record of Sesarma (Decapoda, Brancyhura) from Indonesia. Crustaceana. 75(34):597-607. Remadevi, O.K. & B. Raji. 2005. Psychids as major pests of nursery plants of Rhizophora mucronata, an important mangrove species along the West Coast. Working Papers of the finnish forest research Institute. India. p:37-40. Santhakumaran, L.N., O. Remadevi & V.R. Sivaramakrishnan. 1995. A new record of the insect defoliator, Pteroma plagiophleps (Lepidoptera: Psychidae) from mangroves along the Goa coast (India). Indian Forester. 121: 153155. Suryadiputra, I.N.N.2006. Kajian Kondisi Lingkungan Pasca Tsunami di Beberapa Lokasi Nanggroe Aceh Darussalam dan Nias. Wetlands International-Indonesia Programme/CPSG/Univ. Syiah Kuala. Bogor. xxvi + 421. Tapilatu, Y. & D. Pelasula. 2012. Biota Penempel Yang Berasosiasi dengan Mangrove di Teluk Ambon Bagian dalam Fouling Organisms Associated With Mangrove In Ambon Inner Bay. J. Ilmu Teknol. Kel. Tropis. 4(2):267-279. Tue, N.T., H. Hamaoka, A. Sogabe, T.D. Quy, M.T. Nhuan & K. Omori. 2011. Sources of Sedimentary Organic Carbon in Mangrove Ecosystem from Ba Lat Estuary Red River, Vietnam. In: K. Omori, X. Guo, N. Yoshies, N. Fuji, I.C. Handoh, A. Isobe & S. tanabe (Eds.). Interdisciplinary Studies on Environmental


155


Chemistry. Marine Environment Modeling & Abalysis. Terrapub. 2011:151-157. Vazirizadeh, A., R. Kamalifar., A. Safaheeh, M. Mohammadi, A. Khalifi, F. Namjoo & A. Fakhri. 2011. Macrofauna Community Structure of Bardestan Mangrove Swamp. Persian Gulf. World J. Fish. Mar. Sci. (4):323-331. Vannini, M., A. Oluoch & R.K. Ruwa. 1997. The treeclimbing crabs of Kenyan mangroves. In:

156

Mangrove Ecosystems Studies in Latin America and Africa (B. Kjerfve, B.L. De Lacerda and E.S. Diop, eds.), pp. 325–338. UNESCO Technical Papers in Marine Sciences. New York: UNESCO Wibisono, I.T.C., E.B. Priyanto & Suryadiputra, I.N.N. 2006. Panduan Praktis Rehabilitasi Pantai: Sebuah Pengalaman Merehabilitasi Kawasan Pesisir. Wetlands International – Indonesia Program, Bogor.

Identifikasi dan Kelimpahan Hama Penyebab Ketidakberhasilan Rehabilitasi Mangrove (I. Dewiyanti dan Yunita)

ILMU KELAUTAN September 2013 Vol 18(3):157–164

ISSN 0853-7291

Phytomedicinal Investigation from Six Mangrove Species, North Sumatra, Indonesia Mohammad Basyuni1*, Lollie A.P. Putri2, Hirosuke Oku3 1Department

of Forestry, Faculty of Agriculture, University of Sumatera Utara of Agroecotechnology, Faculty of Agriculture, University of Sumatera Utara Jl. Tri Dharma Ujung No. 1 Kampus USU, Medan, Indonesia 20155 3Tropical Biosphere Research Center, University of the Ryukyus, 1 Senbaru, Nishihara, Okinawa 903-0123, Japan E-mail: [email protected]; Telp/Fax. 061-8201920. 2Department

Abstrak Investigasi Fitomedisinal Enam Spesies Mangrove, Sumatera Utara, Indonesia Mangrove adalah tanaman yang toleran terhadap garam dan dikenal kaya sebagai sumber metabolit sekunder dengan potensi bahan obat alami seperti triterpenoida, alkaloida dan fitosterol. Zat kimia ini merupakan senyawa aktif untuk pengembangan agen bioaktif baru. Investigasi fitomedicin terhadap daun dan akar dari enam spesies mangrove di Sumatera Utara, Indonesia, yaitu Acanthus ilicifolius, Bruguiera parviflora, Ceriops tagal, Rhizophora apiculata, Sonneratia caseolaris dan Xylocarpus granatum dianalisis untuk karakterisasi profil kimianya. Identifikasi struktur fitokimia diverifikasi dengan perbandingan waktu retensi pada kolom GC dengan standar otentik dan interpretasi spektrum GC-MS. Skrining fitokimia menghasilkan pentasiklik triterpenoida dari golongan lupane, oleanane, ursane, kolesterol, fitol, squalene dan fitosterol. Triterpenoida dan fitosterol merupakan proporsi terbesar dari senyawa yang diisolasi. Komponen triterpenoida dan fitosterol masing-masing terdiri 7 dan 4 senyawa. Komponen utama dari triterpenoida adalah lupeol, a-amyrin, b-amyrin dan taraxerol. Fitosterol utama terdiri dari b-sitosterol, campesterol dan stigmasterol. Data ini dapat berkontribusi sebagai sumber bahan baku untuk pengembangan konstituen fitomedicin dan agrokimia dari tanaman mangrove. Kata kunci: bioaktif, b-sitosterol, lupeol, mangrove, fitokimia, fitomedicin, fitosterol, triterpenoid

Abstract Mangroves are salt tolerant plant and rich sources of secondary metabolites with potential medicinal value such as triterpenoids, alkaloids and phytosterols. These chemicals are promising active compounds for the development of novel bioactive agents. Phytomedicinal investigation of the fresh leaves and roots from six mangrove species, namely Acanthus ilicifolius, Bruguiera parviflora, Ceriops tagal, Rhizophora apiculata, Sonneratia caseolaris and Xylocarpus granatum from North Sumatra, Indonesia were analyzed to characterize their chemical profile. Identifications of the phytochemical structures were verified by comparison of their retention time on the GC column with those of authentic standards and on the interpretation of GC-MS spectra. Phytochemical screening yielded pentacyclic triterpenoids of lupane, oleanane and ursane group, cholesterol, phytol, squalene and phytosterols. Triterpenoids and phytosterols comprised the major proportion of compounds isolated. The triterpenoids and phytosterols consisted of 7 and 4 compounds, respectively. The major components of triterpenoids were lupeol, a-amyrin, b-amyrin and taraxerol. The main phytosterols consist of bsitosterol, campesterol and stigmasterol. These data are likely to contributing a raw material source for development of phytomedicinal and agrochemical constituents from mangroves. Keywords: bioactive compound, -sitosterol, lupeol, mangrove, phytochemical, phytomedicinal, phytosterol, triterpenoid

Introduction Mangrove forests are widespread in the inter-tidal zone of tropical and subtropical regions, and are known as a source of natural products with


unique bioactivity. Indonesia is one of the world’s great mangrove nations, cover over 300,000 square kilometers, which is 22.6 % of the global total (Giri et al., 2011). Mangrove plants produce various secondary metabolites, which is useful in its


ijms.undip.ac.id h


interaction with the environment, various environmental stresses as well as in the development of the resistance against external attack (Sudha and Ravishankar, 2002). Plant secondary metabolites represent a vast resource of complex molecules valued and exploited for their pharmacological and other properties (OksmanCaldentey and Inze, 2004). Because of their wide range of biological activities, isoprenoids that include triterpenoids and phytosterols are regarded as important as potential natural sources for medicinal compounds (Sparg et al., 2004) and mangrove plants have long been used in traditional medicine to treat disease (Bandaranayake, 1998). Furthermore, a number of biological activities such as antiviral, antioxidant, anticancer, antimicrobial, and many other agents from different mangrove plants have been reported for triterpenoids and phytosterols (Bandaranayake, 2002; Wu et al., 2008; Patra and Thatoi, 2011). These studies suggest that the mangrove tree species may become a potential source of natural medicinal compounds, which may open up another possibility of mangrove utilization. Mangroves are also unique in these halophyte plants have cellular mechanisms to be tolerant with the high salinity, and have mechanism to take up water despite strong osmotic potentials (Tomlinson, 1986). Our previous studies shed some light on the triterpenoid content and gene expression of triterpenoid synthase in salt-adapted mangrove plants (Oku et al., 2003; Basyuni et al., 2009, 2011, 2012a, 2012b). These results suggested that triterpenoids function as self-protecting barrier against the external salt stress. In spite of the importance of triterpenoids and phytosterols as potential sources of chemical constituents and

pharmaceutical development, little information on the quantitative of triterpenoids and phytosterols distribution for North Sumatran mangrove has previously been available. Therefore, detailed analyses of nonsaponifiable lipid of North Sumatran mangroves with the special reference to triterpenoids and phytosterols composition were required to provide some insight into the importance of mangrove utilization as a source of novel phytomedicinal and biologically active compounds. NSL basically represent simple lipid fractions except for fatty acids (saponifiable lipids) after alkaline hydrolysis of the total lipids, and contain sterols, long-chain alcohols and alkanes. Thus, these observations in concert prompted us to report triterpenoids and phytosterols distribution of the leaves and roots of six North Sumatran mangroves, Acanthus ilicifolius, Bruguiera parviflora, Ceriops tagal, Rhizophora apiculata, Sonneratia caseolaris and Xylocarpus granatum for the first time.

Materials and Methods Sample collection Six mangrove species commonly thriving in Pulau Sembilan, North Sumatra, Indonesia were collected: Acanthus ilicifolius L. (Acanthaceae), Bruguiera parviflora (Roxb.) Wight and Arn. ex Griffith (Rhizophoraceae), Ceriops tagal (Perr.) C.B. (Rhizophoraceae), Rhizophora apiculata Bl. (Rhizophoraceae), Sonneratia caseolaris (L.) Engl. (Sonneratiaceae) and Xylocarpus granatum K.D. Koen. (Meliaceae).

OH

O

Lupeol

Germanicol

Betulin

Lupenone

HO

HO

HO

HO

HO

-Amyrin

HO

Taraxerol

a-Amyrin

Figure 1. Structure of triterpenoids isolated from six mangrove leaves and roots. Identifications of triterpenoids were based on GC and GC-MS analysis as described in the method.

158

Phytomedicinal Investigation from Six Mangrove Species (M. Basyuni et al.)


Campesterol

HO

HO

HO

HO

Stigmasterol

 -Sitosterol

Cycloartenol

Figure 2. Structure of phytosterols isolated from six mangrove leaves and roots. Identifications of the phytosterols structures GC-MS analysis as described in the method. Table 1. Total lipid and NSL contents of five species of mangrove leaves and roots Species Tissue Total Lipid/tissue (mg/g) NSL/tissue (mg/g) Acanthus ilicifolius Leaves 1,55 0,07 Roots 1,01 0,07 Bruguiera parviflora Leaves 7,85 0,53 Roots 0,65 0,37 Ceriops tagal Leaves 3,20 0,69 Roots 1,45 0,03 Rhizophora apiculata Leaves 1,76 0,02 Roots 1,25 0,44 Sonneratia caseolaris Leaves 2,41 0,05 Roots 1,11 0,11 Xylocarpus granatum Leaves 3,19 0,32 Roots 1,78 0,33

Lipid extraction The leaves or roots (4 to 5 g in wet weight, respectively) were first grinded in liquid nitrogen, and extracted with 25 times volume of chloroformmethanol (2:1 by volume) (CM21). The cell wall debris insoluble to CM21 was removed by filtration through No. 2 filter paper (Advantec, Tokyo, Japan), and the extract was partially purified for lipid analysis as described previously (Basyuni et al., 2009). The extract was concentrated to dryness, and the lipid weight was measured gravimetrically. Total lipid content was expressed as tissue weight (mg.g-1 tissue). Analysis of nonsaponifiable lipid (NSL) The lipid extract containing 1 mg of total lipid was concentrated to dryness with nitrogen stream, saponified at 60ºC overnight with 3% KOH in 94% ethanol. The NSL were partitioned into hexane by vigorous mixing, and basically contained sterols, alcohols and alkanes. The NSL were analyzed by gas chromatograph (GC 2014, Shimadzu, Kyoto, Japan) or gas chromatograph-mass spectrometer (GC-MS QP 2010, Shimadzu). An Rtx-1 (0.25 mm ID × 15 m, Restek, Bellefonte, PA, USA) column was used, and the column temperature was programmed as isothermal 300ºC for 15 min. The carrier gas was helium with a flow rate of 0.70 ml.min-1 (20 cm.s-1), the temperatures for the injector and detector were 300ºC and 300ºC, respectively. For the

NSL/Total Lipid (mg/g) 0,04 0,07 0,07 0,58 0,22 0,02 0,01 0,35 0,02 0,10 0,10 0,18

measurement of NSL content, approximately 1 mg of total lipid was saponified in 2 ml of 20% KOH (in 50% ethanol) at 90 ºC for 10 min with reflux. NSL was extracted into 2 ml of hexane by vigorous shaking, and its weight was measured gravimetrically. NSL content was also expressed on the basis of fresh tissue weight (mg.g-1 tissue) or total lipid weight (mg.mg-1 total lipid). Identification of chemical structure The chemical structures of NSL were mainly identified by comparison of their retention time on GC column with those of authentic standards, and by interpretation of the mass spectrum. Authentic standards of b-amyrin, a-amyrin, lupeol, lupenone and cycloartenol were purchased from Extrasynthese (Genay, France). b-Sitosterol, stigmasterol and campesterol were purchased from Tama Biochemical (Tokyo, Japan), cholesterol from Wako Pure Chemical Industries (Osaka, Japan). Identifications of others (phytol and squalene) were only based on the similarities of their mass spectra to those in the mass spectra library (NIST 147 and 27, Shimadzu). The similarity indices were greater than 0.8 for these compounds. Ionization of sample was by electron impact (EI) at 70 eV for estimation of chemical structure, or by chemical ionization with methane as a reaction gas for the determination of molecular weight. The similarity search of the spectrum was carried out with the mass-spectrum library (NIST 147 and 27).

Phytomedicinal Investigation from Six Mangrove Species (M. Basyunil et al.)

159


Mevalonic acid

FPP

Squalene

＋

＋

HO

HO

O

Protosteryl cation

Lanosterol synthase (LAS)

Dammarenyl cation

2,3-Oxidosqualene

Cycloartenol synthase (CAS)

-amyrin synthase (bAS)

Lupeol synthase (LUS)

HO

Cyloartenol

HO

HO

HO

-amyrin

Lanosterol

Lupeol

HO

Phytosterol (e.g. -sitosterol)

Figure 3. A Schematic of biosynthetic pathway of triterpenoids and phytosterols widely distributed in mangrove plants are biosynthesized from a common precursor 2,3-oxidosqualene by the enzyme oxidosqualene cyclases (OSCs). Enzymatic cylization of 2,3-oxidosqualene into sterols proceeds via the protosteryl cation, which is then converted to cyloartenol or lanosterol. Triterpenoid synthesis, on the other hand, involves cylization of the dammarenyl cation to produce a variety of triterpenoid.

Results and Discussion The present study described the phytochemical distribution of six mangrove leaves and roots existed in North Sumatra, Indonesia. Special emphasis was on the triterpenoid and phytosterol compositions because these compounds were useful as biologically active medicinal components from mangroves. The chemical structures for triterpenoids identified in the six mangrove leaves and roots, A. ilicifolius, B. parviflora, C. tagal, R. apiculata, S. caseolaris, and X. granatum are presented in Figure 1. The pentacylic triterpenoids largely are derived from three types of skeletons: lupanes (lupeol, lupenone, betulin); oleananes (b-amyrin, germanicol, taraxerol); an ursane (a-amyrin). a-amyrin, b-amyrin, lupeol, lupenone and betulin were identified by comparison of their retention time on GC column and massspectra with those of authentic standards. Identifications of chemical structures for germanicol

160

and taraxerol were accomplished by comparing their retention times and MS spectra with those in our previous report (Basyuni et al., 2007a). Figure 2 illustrates the chemical structures of phytosterol isolated from six mangroves leaves and roots. Campesterol, stigmasterol, b-sitosterol and cycloartenol were identified by authentic references as described above, comparison of retention time on GC analysis and mass spectra. Table 1 shows the total and NSL content of six species mangrove leaves. Total lipid content of the mangrove leaves ranged from 1.6 to 7.8 mg.g-1 tissues with average of 3.3 mg.g-1. The average was almost a one-quarter and a one-half of those reported for mangroves of India, 11.9 mg.g -1 and Okinawan mangroves, 6.0 mg.g-1, respectively (Ghosh et al., 1985; Basyuni et al., 2007b). Lipid content in the leaves for A. ilicifolius was slightly lower than the other 5 species. NSL content in the leaves was the lowest for A. ilicifolius, and the



highest for C. tagal. NSL comprised 1 to 22% of total lipids, and the average for 6 species was 8%. The lipid content of mangrove roots was lower than mangrove leaves with average of 1.2 mg.g-1 (Tabel 1). B. parviflora had the lowest lipid content in the roots. On the other hand, NSL content in the roots was the lowest for C. tagal, and the highest for R. apiculata. NSL in the roots comprised 2 to 58% of total lipids, and the average for 6 species was 22%. Table 2 and 3 summarize the triterpenoids, cholesterol, phytol, squalene and phytosterols contents of six mangrove leaves. Diversity compound was notable in the composition of phytochemical identified. Triterpenoids were the largest constituent for A. ilicifolius, C. tagal, S. caseolaris, and X. granatum (>50%). It was also noteworthy that the lupeol was predominant content of C. tagal leaves (79.1%). In contrast, to these triterpenoids-rich species, phytosterols were rather dominant in the species of B. parviflora (53.1%) with the major content of b-sitosterol (20.6%) and campesterol (20.5%). Phytol probably resulted from chlorophyll was present in NSL fractions of C. tagal, R. apiculata and X. granatum. Squalene, a precursor in the isoprenoid biosynthesis, was also detectable with appreciable quantities in all species. The phytochemical contents of mangrove roots consisting of triterpenoids, squalene and phytosterols were listed in Table 4 and Table 5. Diversity compound with the species was also notable in the phytochemical composition of root. As was the cases for the leaves, triterpenoids and phytosterols comprised the main proportion in the roots. It is interesting to note that triterpenoids were predominantly present in six mangrove species (62.7%). The root of R. apiculata and S. caseolaris showed a higher concentration of b-sitosterol compared with other species. This result suggested that the acyl-transferase of mangrove may prefer triterpenoid alcohols rather than phytosterols as the esterification substrate (Oku et al., 2003). Major six species distributed on Pulau Sembilan, North Sumatra were analyzed for their triterpenoid and phytosterol composition. The triterpenoid distribution showed variation with the mangrove species (Tables 2 and 3). Important variations in some of triterpenoid compounds suggested both inter- and intra specific variation. This observation is well in agreement with the previous results that the leaves of mangroves are chemotaxonomically distinguishable on the basis of their marker component (Hogg and Gillan, 1984; Ghosh et al., 1985; Wu et al., 2008; Basyuni et al., 2012c). The diversity in the NSL distribution has been noted with mangrove species for both leaves and roots, implying the occurrence of divergent enzyme systems for isoprenoid biosynthesis. Despite diversity in the

carbon skeleton, all triterpenenoids and phytosterols are biosynthesized from a common precursor substrate 2,3-oxidosqualene via oxidosqualene cyclases (OSCs) (Figure 3). 2,3-Oxidosqualene therefore locates at the branching point of isoprenoid pathway toward phytosterols or triterpenes biosynthesis (Abe et al., 1993). The cyclization of oxidosqualene into triterpenoids and phyosterols are one of the most fascinating reactions found in nature and their biosynthetic pathway has been shown to be complicated and divergent (Figure 3). The enzymes, which perform these reactions, belong to OSCs family. In higher plants, OSC family member cycloartenol synthase and lanosterol synthase are responsible for sterol biosynthesis, and other OSCs are involved for triterpenoid synthesis. Several biological activities have been demonstrated for triterpenoids: anti-inflammatory activity for taraxerol, a-amyrin, b-amyrin, lupeol and germanicol (Akihisa et al., 1996; Singh et al., 2002; Kim et al., 2005); anti-carcinogenic activity for taraxerol and germanicol (Takasaki et al., 1999; Jang et al., 2004); insecticidal activity for taraxerol (Williams, 1999); anti-microbial, anti-protozoal, antiproliferative, anti-invasive, anti-angiogenic and cholesterol lowering agent has been shown to lupeol (Gallo and Sarachine, 2009; Siddique and Saleem, 2011). Recently, it has been reported that pentacyclic triterpenes of the lupane, oleanane and ursane group as tools in cancer therapy (Laszczyk, 2009). Among these triterpene-type, oleananes and lupanes showed strong antitumor effect on kinds of cancers (Man et al., 2010). In this respect, mangrove species distributed in North Sumatra can be exploited as a source of medicinal compounds. For this reason, the mangrove tree species are potential medicinal plants, which may open up another possibility of mangrove utilization. It is however should be mentioned that C. tagal may be mainly valuable because of its abundance in lupeol as stated above, lupeol has several biological activities, and its abundance may be beneficial for the purification of this compound from the raw material. It is also noteworthy that triterpenoid abundant in the roots was scarcely detected in the leaves. This was almost true for all mangrove species, and suggested that the type of triterpenoid synthase in the root may differ from that in the leaf even in the same species. In this context, triterpenoid alcohols have been structurally distinguished from phytosterols, even though they share common biosynthetic pathway and hence the similar chemical structure (Figure 3). However, there has been no scientific rationale to distinguish functionally these compounds as the membrane structural lipid. The occurrence


161


Table 2. Triterpenoids contents (%) of six mangrove leaves Triterpenoids Species Betulin Germanicol Lupenone α-amyrin β-amyrin A. Ilicifolius 11,2±0,1 9,2±2,3 nd 10,0±4,3 nd B. parvoflora 8,8±3,2 2,9±1,5 7,5±3,8 2,9±1,9 3,5±1,7 C. tagal nd nd nd nd nd R. apiculata 7,6±0,8 7,8±0,3 nd 3,7±0,0 nd S. caseolaris 18,4±4,6 6,8±0 8,7±0,0 nd nd X. granatum 8,3±1,2 6,7±0,6 4,4±0,7 8,0±1,5 6,2±0,4 Data are represented as the mean of triplicate analyses ± SE, nd= not detected

Lupeol

Taraxerol

10,2±1,7 6,7±4,3 79,1±1,4 11,7±3,1 15,3±0,0 9,2±2,4

11,9±3,4 8,7±3,7 nd 10,5±0,3 3,2±0,0 8,6±2,8

Table 3. Cholesterol, phytol, squalene and phytosterols contents (%) of six mangrove leaves Phytosterols Species Cholesterol Phytol Squalene Campesterol Cycloartenol β-sitosterol A. Ilicifolius 6,7±3,3 nd 4,7±1,6 12,5±0,6 8,9±2,7 7,0±0,9 B. parvoflora 3,3±0,8 nd 2,6±0,7 20,6±2,9 20,5±7,1 nd C. tagal nd 12,9±0,6 6,4±0,9 nd nd nd R. apiculata 3,9±1,2 7,5±0 5,3±1,3 4,3±0,2 4,3±0,2 nd S. caseolaris 8,4±1,8 nd 4,2±1,0 9,1±2,1 12,3±4,0 nd X. granatum 7,5±1,0 7,1±4,1 5,9±2,4 7,7±1,9 7,2±1,7 6,5±0,3 Data are represented as the mean of triplicate analyses ± SE, nd= not detected Table 4. Triterpenoids contents (%) of six mangrove roots Triterpenoids Species Betulin Germanicol Lupenone α-amyrin β-amyrin A. Ilicifolius 17,7±4,2 13,2±2,3 8,7±1,9 5,7±0,5 4,4±1,0 B. parvoflora 3,0±0,9 12,0±1,9 21,9±4,5 8,8±2,1 9,8±4,3 C. tagal 14,9±1,4 12,1±1,5 7,8±2,5 6,8±1,5 7,7±1,0 R. apiculata 3,9±1,2 5,1±0,5 8,2±0,5 11,2±3,9 7,4±1,2 S. caseolaris 8,7±3,7 5,6±1,2 5,7±1,0 8,5±2,9 6,5±0,0 X. granatum 6,4±1,6 9,0±2,0 6,3±0,0 5,6±0,0 7,7±2,6 Data are represented as the mean of triplicate analyses ± SE, nd= not detected

Lupeol 13,6±2,0 7,1±0,06 10±3,0 9,3±3,2 8,4±1,2 4,9±1,9

Table 5. phytosterols contents (%) of six mangrove roots Phytosterols Species Squalene Campesterol Cycloartenol β-sitosterol A. Ilicifolius 2,9±1,7 5,4±0,8 4,2±1,3 7,8±1,0 B. parvoflora 3,7±0,7 7,4±3,1 5,3±2,6 3,5±0,9 C. tagal 4,3±0,7 6,5±1,1 7,4±2,5 4,4±0,3 R. apiculata 3,5±1,3 21,7±3,9 5,5±2,5 nd S. caseolaris 2,0±1,3 20,9±1,2 8,0±3,7 nd X. granatum 4,1±1,6 11,2±0,2 17±0,4 5,0±0,9 Data are represented as the mean of triplicate analyses ± SE, nd= not detected

of squalene, an intermediate of isoprenoids biosynthesis, in the root may also support this view (Table 4 and Table 5). Furthermore, a number of studies have been suggested that phytosterol to show antiinflammatory, antibacterial, antifungal, and antitumor activities (Ling and Jones, 1995; Akihisa et al., 1996; Awad and Fink, 2000). For example, stigmasterol, a common plant steroid, relatively abundant present in A. illicifolius, B. parviflora, S. caseolaris, R. apiculata and X. granatum, has been shown to have hypercholesterolemic effects (Bandaranayake, 2002). b-Sitosterol, the predominant phytosterol content in this study

162

Total 52,5 41,0 79,1 41,3 52,4 51,4

Stigmaterol

Total

9,5±2,9 12,0±7,6 1,6±0,0 2,6±0,4 13,6±3,8 6,6±0,2

36,1 53,1 1,6 42,0 35,0 28,0

Taraxerol 8,6±1,3 9,5±4,1 10,9±2,8 11,7±0,2 12,1±4,3 9,6±1,8

Stigmaterol 7.7±2,1 8,1±2,3 7,2±2,8 12,5±2,9 13,8±0,2 13,2±3,9

Total 72,0 72,0 70,2 56,8 55,5 49,5

Total 25,1 24,3 25,2 39,7 42,5 46,4

particularly in the B. parviflora and R. apiculata leaves, R. apiculata and S. caseolaris roots have been reported to posses potent anti-inflammatory and antipyretic activities (Gupta et al., 1980). This finding suggested that phytosterols as well as triterpenoids are known as potent actives and highly characterized in mangrove plants, may become an ideal raw material for pharmaceutical development.

Conclusion Our present data showed that triterpenoids and phyosterols as potential source to contribute medical value and agrochemical compounds,



especially found in C. tagal, because of its abundance in lupeol. It is also important that triterpenoid abundant in the roots was scarcely detected in the leaves. This was almost true for six mangrove species, and suggested that the type of triterpenoid in the root may differ from that in the leaf even in the same species, on the other hand, the triterpenoids in the root was biosynthesized in situ, not a translocation of the synthate from the leaves. The findings presented here require further studies may lead to phytopharmaceutical development. Exploration of the chemical constituent and other biological activities for triterpenoids promisingly potentiates the usefulness of mangrove plants.

Acknowledgements A Part of this study was supported by a Grant-in-Aid for a Competence Grant (Contract No. 115/SP2H/PL/Dit.Litabmas/III/2012) and a Grantaijin-Aid for a Fundamental Grant (Contract No. 4268/UN5.1.R/KEU/2013) from the Directorate for Research and Community Service, Ministry of Education and Culture, Republic of Indonesia.

References Abe, I., M. Rohmer & Prestwich, G.D. 1993. Enzymatic cyclization of squalene and oxidosqualene to sterols and triterpens. Chem. Rev. 93:2189-2208. Akihisa, T., K. Yasukawa, H. Oinuma, Y. Kasahara, S. Yamanouchi, M. Takido, K. Kumaki & T. Tamura. 1996. Triterpene alcohols from the flowers of compositae and their antiinflammatory effects. Phytochemistry. 43:12551260. Awad, A.B. & C.S. Fink. 2000. Phytosterols as anticancer dietary components: evidence and mechanism of action. J. Nutr. 130:2127-2130. Bandaranayake, W.M. 1998. Traditional and medicinal uses of mangroves. Mangrove Salt Marshes. 2:133-148. Bandaranayake, W.M. 2002. Bioactivities, bioactive compounds and chemical constituents of mangrove plants. Wetl. Ecol. Manag. 10:421452. Basyuni, M., H. Oku, E. Tsujimoto, K. Kinjo, S. Baba & K. Takara. 2007a. Triterpene synthases from the Okinawan mangrove tribe, Rhizophoraceae. FEBS J. 274:5028-5042.

Basyuni, M., Oku, H., Baba, S., Takara, K. & Iwasaki, H. 2007b. Isoprenoids of Okinawan mangroves as lipid input into estuarine ecosystem. J. Oceanogr. 63:601-608. Basyuni, M., Baba, S., Inafuku, M., Iwasaki, H., Kinjo, K. & Oku, H. 2009. Expression of terpenoid synthase mRNA and terpenoid content in salt stressed mangrove. J. Plant Physiol. 166: 1786800. Basyuni, M., Kinjo, Y., Baba, S., Shinzato, N., Iwasaki, H., Siregar, E.B.M. & Oku, H. 2011. Isolation of salinity tolerance genes from roots of mangrove plant, Rhizophora stylosa Griff., using PCRbased suppression subtractive hybridization. Plant Mol. Biol. Rep. 29:533-543. Basyuni, M., Baba, S., Kinjo, Y. & Oku, H. 2012a. Salinity increases the triterpenoid content of a salt secretor and a non-salt secretor mangrove. Aquat. Bot. 97:17-23. Basyuni, M., Baba, S., Kinjo, Y., Putri, L.A.P., Hakim, L. & Oku, H. 2012b. Salt-dependent increase in triterpenoids is reversible upon transfer to fresh water in mangrove plants Kandelia candel and Bruguiera gymnorrhiza. J. Plant Physiol. 169:1903-1908. Basyuni, M., Putri, L.A.P., Nurainun, H., Julayha, & Oku, H. 2012c. Non-saponifiable lipid composition of four salt-secretor and nonsecretor mangrove species from North Sumatra, Indonesia. Makara J. Sci. 16:89-94. Gallo, M.B.C. & Sarachine, M.J. 2009. Biological activity of lupeol. Intl. J. Biomed. Pharma. Sci. 3:44-66. Giri, C., Ochieng, E., Tieszen, L.L., Zhu, Z., Singh, A., Loveland, T., Masek, J. & Duke, N. 2011. Status and distribution of mangrove forests of the world using earth observation satellite data. Global Ecol. Biogeogr. 20:154-159. Ghosh, A., Misra, S., Dutta, A.K. & Choudhury, A. 1985. Pentacyclic triterpenoids and sterols from seven species of mangrove. Phytochemistry. 24:1725-1727. Gupta, M.B., Nath, R., Srivastava, N., Shanker, K., Kishor, K. & Bhargava, K.P. 1980. AntiInflammatory and Antipyretic Activities of βSitosterol. Planta Med. 39:157-163. Hogg, R.W. & Gillan, F.T. 1984. Fatty acids, sterols and hydrocarbons in the leaves from eleven. species of mangrove. Phytochemistry. 23:93-97.


163


Jang, D.S., Cuendet, M., Pawlus, A.D., Kardono, L.B.S., Kawanishi, K., Farnsworth, N.R., Fong, H.H.S., Pezzuto, J.M. & Kinghorn A.D. 2004. Potential cancer chemopreventive constituents of the leaves of Macaranga triloba. Phytochemistry. 65:345-350. Kim, D.K., Lim, J.P., Kim, J.W., Park, H.W. & Eun, J.S. 2005. Antitumor and anti-inflammatory constituents from Celtis sinensis. Arch. Pharm. Res. 28:39-43. Laszczyk, M.N. 2009. Pentacyclic triterpenes of the lupane, oleanane and ursane group as tools in cancer therapy. Planta Med. 75:1549-1560. Ling,

W.H. & Jones, P.J.H. 1995. Dietary phytosterols: A Review of metabolism, benefits and side effects. Life Sci. 57:195-206.

Man, S., Gao, W. Zhang, Y. Huang, L. & Liu, C. 2010. Chemical study and medical application of saponins as anti-cancer agents. Fitoterapia. 81:703-714. Oku, H., Baba, S., Koga, H., Takara, K. & Iwasaki, I. 2003. Lipid composition of mangroves and its relevance to salt tolerance. J. Plant Res. 116:37-45. Oksman-Caldentey, K.M. & Inze, D. 2004. Plant cell factories in the post-genomic era: new ways to produce designer secondary metabolites. Trends Plant. Sci. 9:433-440. Patra, J.K. & Thatoi, H.N. 2011. Metabolic diversity and bioactivity screening of mangrove plants: a review. Acta Physiol. Plant. 33:1051-1061.

164

Siddique, H.R. & Saleem, M. 2011. Beneficial health effects of lupeol triterpene: a review of preclinical studies. Life Sci. 88:285-293. Singh, B., Sahu, P.M. & Sharma, M.K. 2002. Antiinflammatory and anti-microbial activities of triterpenoids from Strobilanthes callosus Nees. Phytomed. 9:355-359. Sparg, S.G., Light, M.E. & van Staden, J. 2004. Biological activities and distribution of plant saponins. J. Ethnopharmacol. 94:219-243. Sudha, G. & Ravishankar, G.A. 2002. Involvement and interaction of various signaling compounds on the plant metabolic events during defense response, resistance to stress factors, formation of secondary metabolites and their molecular aspects. Plant Cell Tissue Organ Cult. 71:181-212. Takasaki, M., Konoshima, T., Tokuda, H. Masuda, K. Arai, Y. Shiojima, K. & Ageta, H. 1999. Anticarcinogenic activity of Taraxacum plant. II. Bio. Pharm. Bull. 22:606-610. Tomlinson, P.B. 1986. The Botany of Mangroves. Cambridge University Press. 419 pp. Williams, L.A.D. 1999. Rhizophora mangle (Rhizophoraceae) triterpenoids with insectidal activity. Naturwissenschaften. 86:450-452. Wu, J., Xiao, Q., Xu, J., Li, M.Y., Pan, J.Y. & Yang, M.H. 2008. Natural products from true mangrove flora: source, chemistry and bioactivities. Nat. Prod. Rep. 25:955-981.

Phytomedicinal Investigation from Six Mangrove Species (M. Basyuni et al.)


ISSN 0853-7291

Dinamika Populasi Ikan Kurisi (Nemipterus hexodon) dari Selat Madura Sutjipto,D.O*, Muhammad, S, Soemarno dan Marsoedi Jurusan Pemanfaatan Sumberdaya Perikanan dan Kelautan, Fakultas Perikanan dan Ilmu Kelautan Universitas Brawijaya, Jl. Veteran Malang. Indonesia 65145 Email: [email protected]; Tlp. (0341) 553512, Fax. (0341) 557837, HP. 08123384553

Abstrak Pendugaan kuantitatif atas ukuran populasi ikan sangat diperlukan dalam pengembangan dan pengelolaan sumber daya ikan. Pemanfaatan sumber daya ikan dapat dilakukan secara optimal apabila sediaan (stock) dan sebaran sumber daya ikan tersebut diketahui secara pasti sehingga langkah kebijakan eksploitasi dapat dilakukan dengan tepat tanpa membahayakan kelestariannya. Penelitian ini bertujuan menganalisa dinamika populasi dan tingkat eksploitasi Ikan Kurisi (Nemipterus hexodon) dari Selat Madura. Penelitian ini dilakukan pada bulan Februari-Desember 2010. Kajian terhadap biologi dan dinamika populasi Ikan Kurisi dilakukan dengan mengumpulkan data sebaran frekuensi panjang (LF), panjang total (TL, Total Length), berat tubuh (W, Weight), jenis kelamin, dan tingkat kematangan gonad (TKG) dan dianalisa dengan hubungan panjang berat, pertumbuhan (panjang maksimum, umur dan kecepatan pertumbuhan), yield/recruit (Y/R) dan biomass/recruit (B/R). Hasil penelitian menunjukkan bahwa hubungan panjang berat W = 0,05 L 2,47. Nisbah kelamin jantan dan betina adalah 1:1,178. Nisbah matang gonad Ikan Kurisi terjadi pada bulan Februari dan Oktober. L m = 16,42 cm dan ada 7 bulan dalam satu tahun Lc E0,5 (0,311). Hasil penelitian ini memberikan gambaran bahwa laju eksploitasi ikan Kurisi di Selat Madura harus dikurangi 35 % untuk menjaga kecukupan spawning biomass. Kata kunci: ikan kurisi, dinamika populasi, eksploitasi, Selat Madura

Abstract Population Dynamics of Kurisi Fish (Nemipterus hexodon) from Madura Strait Quantitative estimation over the size of fish populations is needed in the development and management of fish resources. Utilization of fish resources can be performed optimally when the stocks and the distribution of fish resources is known that the exploitation policy can be done properly without endangering its sustainability. This study aimed to investigate the length-weight relationship of ornate threadfin bream (Nemipterus hexodon), the growth parameters (maximum length, age and growth rate), yield/recruit (Y/R) and biomass/recruit (B/R) of threadfin bream and the level of exploitation. The research was conducted in the Madura Strait in FebruaryDecember of 2010. The biology and some aspects of population dynamics were studied. Length weight relationship W= 0.05 L2.47. Male and female sex ratio 1: 1.178. The mature fish gonad ratio of threadfin bream occurred in February and October. Lm= 16.42 cm and there were 7 months of the year L c E0,5 (0.311). The results of this study suggest that the exploitation rate should be reduced to 35% to maintain adequate spawning biomass of the fish at Madura Strait. Keywords: threadfin bream, population dynamics, exploitation, Madura Strait

Pendahuluan Salah satu ikan demersal di Selat Madura yang memiliki ekonomis penting adalah Ikan Kurisi (Nemipterus hexodon). Ikan ini berkontribusi 8% dari total penangkapan ikan demersal di selat tersebut (Sutjipto, 2008). Kebijakan modernisasi perikanan


ijms.undip.ac.id

di Selat Madura pada tahun 1980-an memberikan kontribusi peningkatan produktivitas, namun ada indikasi penurunan hasil tangkapan ikan ini di wilayah ini setiap tahunnya (Sutjipto, 2008). Kemungkinan besar tekanan alat tangkap tidak ramah lingkungan berpengaruh terhadap populasi ikan (Blanchard, 2001).



Pada pendugaan stok secara konvensional, usaha menentukan status stok ikan relatif terhadap titik acuan biologis, seperti tingkat kematian, pemijahan biomassa atau struktur umur (Smith, 1993). Hal ini digunakan untuk mendapatkan diagnosa yang dapat memberikan peringatan berkurangnya stok. Beberapa negara mencoba untuk mengembangkan dan menerapkan kebijakan pengelolaan sumberdaya ikan didasarkan pada kajian biologi dan dinamika populasi (Murty et al., 1992; Zacharia, 1998; Manojkumar, 2004). Namun kajian pendugaan potensi sumberdaya perikanan laut belum banyak dilakukan di Selat Madura. Oleh karena itu, penelitian ini bertujuan untuk menganalisis dinamika populasi, tingkat eksploitasi dan status pemanfaatan ikan Kurisi di Selat Madura.

Materi dan Metode Ikan yang diteliti adalah Ikan Kurisi (Nemipterus hexodon) yang tertangkap di Selat Madura dan didaratkan di wilayah Kecamatan Mayangan Kota Probolinggo, Kecamatan Lekok Pasuruan, Sreseh Kabupaten Sampang dan Branta Pesisir Kabupaten Pamekasan. Pengambilan sampel ikan dilakukan secara acak, kemudian diambil subsampel secara proporsional sesuai dengan kelompok ukuran untuk dilakukan pengukuran biologinya. Jumlah total ikan untuk analisis adalah 100 ekor setiap bulan per lokasi, sedangkan untuk length frequency analysis disesuaikan dengan sebaran normal ikan tersebut. Identifikasi ikan dilakukan dengan Species Identification Sheet dari FAO dan FIshbase software (www.fishbase.org). Kajian biologi dan dinamika populasi ikan dilakukan dengan mengumpulkan data sebaran frekuensi panjang (LF), panjang total (TL, Total Length), berat tubuh (W, Weight), jenis kelamin, dan tingkat kematangan gonad (TKG). Pengukuran panjang dilakukan dengan penggaris ketelitian 1 mm. Berat ikan diukur dengan timbangan elektrik ketelitian 0,01 g. Penentuan jenis kelamin dilakukan dengan pembedahan spesimen. Jika gonad belum dapat diidentifikasi, kode jenis kelaminnya = 0, untuk ikan jantan dan betina berturut-turut 1 dan 2. Penentuan tingkat kematangan gonad dilakukan secara visual dari warna, bentuk dan ukuran gonad (Sumiono dan Jamali, 2001; Effendi, 2002). TKG I dan II termasuk dalam kategori belum matang (immature, kode =0) sedangkan TKG III dan IV termasuk kategori sudah matang gonad (matured, kode= 1). Kajian aspek biologi ikan Kurisi adalah kematangan gonad, panjang pertama kali tertangkap (Length at first capture, Lc), dan panjang ikan pertama kali matang

166

gonad (Length at first mature, Lm) yang dianalisa menurut Effendi (2002). Kajian dinamika populasi meliputi pertumbuhan yang dianalisis dengan menggunakan persamaan von Bertalanffy Lt=L∞ (1-e –k(t-to)) (Pauly, 1983). Total kematian (Z), kematian alami (M), kematian penangkapan dan tingkat eksploitasi (E) telah diestimasi dengan length converted catch curve dari Pauly (1983) menggunakan distribusi frekuensi panjang ikan. Analisis yield per recruit (Y/R) dan biomass per recruit (B/R). Pendugaan berbagai parameter tersebut menggunakan program Length Frequency Data Analisys dan program Fish Stock Assessment Tolls (FISAT II) (Gayanilo et al., 2002).

Hasil dan Pembahasan Ikan Kurisi, N. hexodon, termasuk ordo Perciformes, famili Nemipteridae. Ikan demersal non-migratory ini hidup di perairan dasar berlumpur atau berpasir kedalaman 20-50 m dengan panjang maksimum 21 cm, umumnya mempunyai panjang 15 cm. Ikan Kurisi makan udang kecil, cumi-cumi, ikan kecil dan biota bentos lainnya (Russell, 1990) Hubungan panjang berat dan nisbah kelamin Hubungan panjang-berat ikan Kurisi di Selat Madura adalah W=0,05L2,47 dengan R2=0,78 yang berarti pola pertumbuhan allometrik negatif (b<3), yaitu pertumbuhan panjang lebih cepat dari pertumbuhan beratnya. Hasil ini sama dengan penelitian Gopal dan Vivikandan (1991) terhadap N. japonicus, di Veraval, India dengan nilai a= -4,059, b=2,66 R2=0,95, serta hasil penelitian Priatna dan Wijopriono (2011) pada ikan Gerot-gerot (Pomadasys sp.) yang juga ikan demersal dari perairan Bengkalis, yaitu W = 0,03L2,695 Nisbah kelamin merupakan perbandingan jumlah ikan jantan dan ikan betina. Uji Chi-square terhadap perbandingan jenis kelamin menunjukkan hasil yang tidak signifikan, dengan rasio jantan dan betina 1:1,2. Jumlah perbandingan ideal bagi ikan adalah 1:1 untuk bisa melakukan pemijahan dan mempertahankan spesies atau pada saat akan memasuki masa pemijahan, jumlah ikan jantan seimbang dengan jumlah ikan betina. Jika sudah mulai memasuki masa pemijahan, maka jumlah ikan betina lebih dominan dari pada jantan. Kondisi ideal nisbah kelamin adalah 1:1 yaitu 50% jantan dan 50% betina. Hasil penelitian terhadap nisbah kelamin Ikan Kurisi N. tambuloides oleh Brojo dan Sari (2002) di TPI Labuan, Kabupaten Pandeglang sama yaitu 1:1,1 pada kisaran panjang 7,5-26,5 cm (jantan) dan 8,1-20,6 cm (betina).

Dinamika Populasi Ikan Kurisi dari Selat Madura (Sutjipto et al.)


Gambar 1. Lokasi pengambilan sampel ikan di Selat Madura

Hasil penelitian nisbah kelamin Ikan Kurisi N. tambuloides oleh Brojo dan Sari (2002) di TPI Labuan, Kabupaten Pandeglang sama yaitu 1:1,1 pada kisaran panjang 7,5-26,5 cm (jantan) dan 8,120,6 cm (betina). Berdasarkan kelas panjang, jumlah ikan betina Ikan Kurisi (N. tombuloides) juga lebih sedikit daripada jumlah ikan jantan pada panjang rata-rata di atas 16,1 cm dan 15,5 cm (Brojo dan Sari, 2002). Ikan Kurisi digolongkan ke dalam kelompok ikan betina matang gonad lebih awal dan biasanya mati lebih dahulu daripada ikan jantan (Brojo dan Sari, 2002) yang menyebabkan ikan-ikan dewasa yang lebih muda terutama terdiri dari ikan betina, sementara ikan yang lebih besar ukurannya adalah ikan jantan. Hal ini sesuai dengan Chullasorn dan Martosubroto (1986) yang mendapatkan bahwa laju pertumbuhan Ikan Kurisi betina lebih rendah daripada ikan jantan setelah tahun kedua sebab untuk mencapai matang gonad, energi yang digunakan untuk pertumbuhan gonad lebih besar daripada untuk pertumbuhan tubuhnya. Panjang ikan Kurisi pertama kali tertangkap (Lc) dan matang gonad (Lm) Panjang ikan pertama kali matang gonad adalah panjang dimana 50% dari contoh ikan pada saat itu sudah matang gonad, yang dinyatakan dengan L50 atau Lm. Nilai Lm Ikan Kurisi dari Selat Madura adalah 16,42 cm. Hasil penelitian ini lebih besar dari pada Ikan Kurisi untuk N. peronii (15 cm) di Australia (Sainsbury dan Whitelaw, 1984).


Panjang Ikan Kurisi N. japonicus (Block) pertama kali tertangkap adalah 16,5 cm; 17 cm untuk N. tambuloides (Brojo dan Sari, 2002); 17,5 cm untuk N. peronii di Southwestern Taiwan Waters (Chi Wu et al., 2008); dan 19,1 cm untuk N. japonicus di Nothern of Persian Gulf (Kerdgari et al., 2009). Ukuran pada waktu kematangan gonad pertama kali bervariasi diantara dan di dalam spesies. Densitas stok ikan, ketersediaan makanan, temperatur air diduga mempengaruhi pertumbuhan ikan dan berpengaruh pula pada umur untuk matang gonad. Idealnya panjang ikan pertama kali tertangkap (Lc) lebih besar dari pada pertama kali matang gonad (Lm) (Herianti dan Djamal, 1993), sehingga kelestarian ikan Kurisi tetap terjaga. Namun pada penelitian ini (Tabel 1) menunjukkan bahwa Lm>Lc yang artinya ikan pertama kali tertangkap belum pernah matang gonad. Tingginya nilai Lc
167


Tingkat kematangan gonad ikan Kurisi Tabel 1. Keterangan LcLm untuk ikan Kurisi setiap bulannya di Selat Madura pada tahun 2010 Bulan Lc Februari 12,00 Maret 15.01 April 15,02 Mei 15,96 Juni 23,00* Juli 18,44* Agustus 16,19 September 23,20* Oktober 17,03* Nopember 13,34 Desember 15,86 Yang bertanda * berarti Lc > Lm

Status Lm >Lm Lm >Lm
Tingkat kematangan gonad adalah tahapan perkembangan gonad sebelum dan sesudah ikan memijah yang dapat ditentukan melalui pengamatan

pengamatan secara morfologis dan histologis (Effendie, 2002). Hasil pengamatan TKG dan nisbah kematangan gonad selama bulan Februari sampai dengan Desember 2010 dapat dilihat pada Gambar 2 dan 3. Berdasarkan hasil tersebut, Ikan Kurisi memijah hampir sepanjang tahun dan berdasarkan nisbah matang gonad puncaknya terjadi pada bulan Februari dan November. Puncak pemijahan ikan bervariasi berdasarkan habitat hidupnya, misalkan di Veravel Gujarat, musim pemijahan Ikan Kurisi N. japonicus terjadi pada bulan Nopember-Desember dan Februari (Manojkumar, 2004) sedangkan di Madras, puncak musim pemijahan N. japonicus terjadi pada bulan Desember-Maret (Vivekanandan dan James, 1986). Menurut Dan (1977) pemijahan ikan Kurisi N. japonicus di pantai Orissa terjadi antara bulan Desember-Februari dan Juni-Juli. Chullasorn dan Martosubroto (1986) mendapatkan ikan Kurisi (N. hexodon) memijah pada bulan Januari dan antara Juni–Agustus dan Bulan Juni untuk N. Tambuloides di Pandeglang (Brojo dan Sari, 2002).

80 70 Persentase (%)

60 50 40 30 20 10 0

Februari

Maret

April

Mei Juni

Juli

Agustus September

Oktober November

Persentase (%)

Bulan (t) Gambar 2. Tingkat kematangan gonad ikan Kurisi Selat Madura tahun 2010. Keterangan : Immature (TKG I) Mature (TKG II) Ripe (TKG III) 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0

Februari

Maret

April Mei Juni

Juli

Desember

Spent (TKG IV)

Agustus September Oktober November

Desember

Bulan (t) Gambar 3. Nisbah matang dan tidak matang gonad ikan Kurisi di Selat Madura tahun 2010. Keterangan : Tidak Matang Matang

168



Parameter pertumbuhan (k, L∞ dan t0) Penggabungan data frekuensi panjang Ikan Kurisi (N. hexodon) digunakan sebagai data masukan ke dalam program FISAT. Melalui program ELEFAN I dalam FISAT, dapat diperoleh nilai k dan L∞ optimum. Dari hasil analisa tersebut, parameter pertumbuhan Ikan Kurisi dengan persamaan von Bertalanffy adalah L∞= 30 cm, k= 0,4, to= -0,001, tmaks= 6 tahun, Rn= 0,224 sehingga didapatkan persamaan pertumbuhan panjang Von Bertalanffy: Lt= 30 (1–e-0,40 (t+0,01)). Hasil penelitian Ikan Kurisi di Selat Madura mempunyai panjang maksimum (L∞) 30 cm, hal ini lebih kecil dari Ikan Kurisi Peronii threadfin bream (N. peronii) di perairan barat laut Australia, yaitu L∞ = 41,90 cm, k = 0,25, to = 0,74 dengan kisaran umur 5 tahun (Sainsbury dan Whitelaw, 1984). Sedangkan menurut Russell (1990) dan Fish Base didapat L∞ masing-masing untuk N. balinensis dan N. japonicus adalah 18 dan 32 cm. Hasil penelitian yang dilakukan Gopal dan Vivekanandan (1991) N. japonicus mempunyai L∞ = 33,7 cm. Ikan Kurisi (N. hexodon) di Selat Madura mempunyai umur maksimum (tmaks) 6 tahun. Hasil penelitian Granada et al., (2004) umur maksimum Yellowbelly threadfin bream (N. bathybius) di Kagoshima Bay, perairan Selatan Jepang adalah sekitar 8 tahun untuk jantan dan 10 tahun untuk betina. Nilai k, dapat menentukan seberapa cepat ikan mencapai panjang asimtotik (L∞). Apabila diperoleh nilai k rendah, maka ikan akan memerlukan waktu yang lama atau bertahun-tahun untuk mencapai panjang maksimumnya begitu juga sebaliknya. Kisaran nilai k 0,2–1,0/tahun (Sparre et al., 1999). Ikan Kurisi di Selat Madura mempunyai nilai k = 0,4. yang lebih kecil dari N. japonicus (k=0,733) (Gopal dan Vivekanandan, 1991). Nilai k yang tinggi dapat menunjukkan cepat pulihnya kondisi perairan dari tekanan penangkapan. Sedangkan nilai k yang berbeda diduga dipengaruhi oleh faktor makanan, kompetitor, pencemaran dan faktor genetik. Hasil penelitian Asriyana dan Syafei (2012) menunjukkan bahwa menu makanan Ikan Kurisi (N. hexodon) berganti seiring dengan perubahan ukuran tubuh. Ikan Kurisi berukuran kecil menyukai fitoplankton, Thallasiothrix; kemudian ketika tumbuh membesar (kelompok sedang dan besar), cenderung mengkonsumsi ikan teri (Stolephorus commersonii). Lebih lanjut ditemukan bahwa terjadi perubahan jenis makanan ikan Kurisi berdasarkan musim. Tingkat mortalitas dan eksploitasi (E) Hasil dari metode catch curve yang digunakan dalam penelitian ini diperoleh nilai


mortalitas total (Z), mortalitas alami (M), mortalitas penangkapan (F) Ikan Kurisi (N. hexodon) di Selat Madura masing-masing 1,87; 0,75; 1,12. Dari nilai tersebut didapat dugaan laju ekploitasi (E) adalah 0,48 yang menunjukan bahwa tingkat eksploitasi Ikan Kurisi di Selat Madura dalam kondisi mendekati over-exploited. Hal yang sama terjadi di perairan Brunei Darussalam, sebanyak 25 species yang dipelajari mewakili 70 % dari total species ikan hidup di perairan dasar menunjukkan nilai k yang tinggi dan Lmaks yang rendah, tipikal kehidupan yang pendek untuk ikan-ikan tropis. Kombinasi nilai Z (0,85–3,40) dan M (0,73–3,10), Nilai F (0,03–0,72) dan E (0,02–0,27) menunjukkan rendahnya survival tahunan (Silvestre dan Garces, 2004). Yield per rekruit (Y/R) dan biomass per rekruit (B/R) Melalui knife-edge dalam program FISAT II dihasilkan Gambar 4 dan 5. Pada Gambar 4 terdapat unsur warna yang berbeda dan tiap warna memiliki arti yang berbeda, dimana warna merah pada Y/R menunjukkan makin besarnya tingkat pemanfaatan (hasil tangkapan) dari ikan tersebut. Pada penelitian ini posisi pemanfaatan sumberdaya ikan sudah berada pada warna kuning dan coklat, bahkan untuk Ikan Kurisi (N. hexodon) sudah hampir mendekati warna merah. Hal tersebut memberikan gambaran bahwa tingkat pemanfaatan sudah menunjukkan kondisi perikanan Kurisi di daerah tersebut sudah mencapai tangkap berlebih. Sebaliknya pada Gambar 5, warna biru menandakan Ikan Kurisi mengalami tekanan penangkapan cukup berat dengan nilai M/k = 2,45, Lc/L∞ = 0,3 , Y/R = 0,015 dan B/R = 0,132. Peningkatan nilai laju eksploitasi terhadap biomassa akan menurunkan stok biomassa sedangkan peningkatan nilai laju eksploitasi terhadap yield akan meningkatkan hasil tangkapan (Gambar 6.). Dibandingkan dengan nilai laju eksploitasi (E), status pemanfaatan telah mendekati over exploited, sehingga upaya penangkapan sangatlah tidak dianjurkan untuk ditingkatkan. Dengan melihat nilai E0,1=0,456, E0,5=0,311, Emaks=0,858. Laju Ekpsloitasi E saat ini 0,48>E0,5 (0,311). Untuk tujuan manajemen, laju eksploitasi Ikan Kurisi (N. hexodon) harus dikurangi 35,2%, hal ini untuk menjaga kecukupan spawning biomass. Pengurangan tingkat eksploitasi Ikan Kurisi di Selat Madura sangatlah diperlukan untuk mempertahankan kondisi biomassa tetap lestari. Stobutzki et al. (2006) menegaskan perlunya penguatan sistem perijinan penangkapan, pembatasan entry ke perikanan tangkap dan penggunaan alat tangkap yang lebih selektif dan ramah lingkungan. Penurunan yang serius tersebut

169


membutuhkan langkah kebijakan yang sangat mendesak untuk segera dilakukan Kajian yang lebih luas berkaitan dengan konteks bio-eco-techno-socioeconomic role perlu mendapat perhatian (Pitcher, 2005; Stobutzki et al., 2006).

Effendie, I. 2002. Biologi Perikanan. Yayasan Pustaka Nusantara. Yogyakarta.

Kesimpulan

Gopal, C. & E. Vivekanandan. 1991. Threadfin bream fishery and biology of Nemipterus japonicus off Veraval. Indian J. Fish. 38(2):97102.

Hubungan panjang berat Ikan Kurisi (N. hexodon) Selat Madura adalah W=0,05L2,47 dengan nisbah kelamin jantan dan betina 1:1,2. Nisbah matang gonad Ikan Kurisi terjadi pada bulan Februari dan Oktober, sebaiknya tidak melakukan kegiatan penangkapan ikan Kurisi pada bulan tersebut (close season). Panjang maksimum (Lm) Ikan Kurisi 16,42 cm dan LcE0,5=0,311, untuk tujuan manajemen laju eksploitasi ikan Kurisi harus dikurangi 35% untuk menjaga kecukupan spawning biomass.

Daftar Pustaka Asriyana & L.S. Syafei. 2012. Perubahan ontogenetik makanan ikan Kurisi , Nemipterus hexodon (Famili: Nemipteridae) di Teluk Kendari. J. Iktio. Ind. 12(1):49-57 Blanchard, F. 2001. The effect of fishing on demersal fish community dynamics: an hypothesis. ICES J. Mar. Sci. 58:711–718. Brojo, M. & R.P. Sari. 2002. Biologi Reproduksi Ikan Kurisi (Nemipterus tambuloides Blkr.) yang didaratkan di Tempat pelelangan Ikan labuan Pandeglang. J. Iktio. Ind. 2(l):9-11 Chi Wu, C., J.S. Weng, K.M. Liu, & W.C. Su. 2008. Reproductive Biology of the Notchedfin Threadfin Bream, Nemipterus peronii (Nemipteridae), in Waters of Southwestern Taiwan. Zool. Stud. 47(1):103-113. Chullasorn. S. & P. Martosubroto. 1986. Distribution and important biological features of coastal fish resources in Southeast Asia. FAO Fish. Tech. Paper. No. 278. 84 p. Dan, S.S. 1977. Intraovarian studies and fecundity in Nemipterus japonicus (Bloch). Indian J. Fish. 24:48-55.

170

Gayanilo, F.C., Jr., P. Sparre & D. Pauly, 2002. FISAT II User’s Guide. Food and Agriculture Organization of The United Nations. Rome.

Granada, V.Y.P, Masuda & T. Matsuoka. 2004. Age and growth of the yellowbelly threadfin bream Nemipterus bathybiusin in Kagoshima Bay, Soutern Japan. Fish. Sci. 70:497-506. Herianti, I. & R. Djamal. 1993. Dinamika populasi kakap merah Lutjanus malabaricus (Bloch dan Schneider) di perairan utara Jawa. J. Pen. Perik. Laut. 78:18-25. Kerdgari, M, T. Valinassab, S. Jamili, M.R Fatemi & F. Kaymaram. 2009. Reproductive Biology of the Japanese Threadfin Bream, Nemipterus japonicus, in the Northern of Persian Gulf. J. Fish. Aq. Sci. 4(3):143-149. Manojkumar, P.P. 2004. Some aspects on the biology of Nemipterus japonicus (Bloch) from Veraval in Gujarat. Indian J. Fish. 51:185-191. Murty, V.S.R., T.A. Rao, M. Srinath, E. Vivekanandan, K.C.S. Nair, S.K. Chakraborty, S.G. Raje & P.U. Zacharia. 1992. Stock assessment of threadfin breams (Nemipterus spp.) of India. Indian J. Fish. 39:9-41. Pauly, D. 1983. Length converted catch curve. A powerful tool for fisheries research in tropics (Part-1). ICLARM, Fishbyte. 1(2):9-13. Pitcher, T. 2005. A rapid appraisal technique for fisheries (RAPFISH). Fisheries Centre. University of British Columbia, Vancouver. Canada. 89 pp. Priatna, A. & Wijopriono. 2011. Estimasi Stok Sumberdaya Ikan dengan metode hidroakustik di Perairan Kabupaten Bengkalis J. Lit. Perikan. Ind. 17(1):1-10. Russell, B.C., 1990. FAO Species Catalogue. Vol. 12. Nemipterid fishes of the world. (Threadfin breams, whiptail breams, monocle breams, dwarf monocle breams, and coral breams). Family Nemipteridae. An annotated and illustrated catalogue of nemipterid species known to date. FAO Fish. Synop. 125(12):149p. Rome: FAO.



Sainsbury, K.J & A.W Whitelaw. 1984. Biology of Perons threadfin bream, Nemipterus peronii (Valenciennes), from the North West Shelf of Australia. Aust. J. Mar. Freshw. Res. 35:167-185 Sumiono & Jamali, 2001. Pengkajian Stok Sumberdaya Ikan Perairan Indonesia. Teknik Sampling Untuk Pengkajian Stok. Pusat Penelitian Oceanografi - LIPI. Jakarta. Sutjipto, D.O. 2008. Studi perencanaan pengelolaan perikanan Kurisi di Selat Madura yang didaratkan di pelabuhan Kota Probolinggo. 229 pp. Smith, S.J. 1993. Risk evaluation and biological reference point for fisheries management: A review. In: Kruse, G., D.M. Raggers, R.J. Marasco, C. Pautzke, & T.J Quinn, T.J. (eds) Menagement Strategies for Exploited Fish Population. Alaska Sea Grant, Anchorage. pp. 339-353.

Stobutzki, G.T. Silvestre, A. Abu Talib, A. Krongprom, M. Supongpan, P. Khemakorn, N. Armada & L.R. Garces. 2006. Decline of demersal coastal fisheries resources in three developing Asian countries. Fish. Res. 78:130-142. Silvestre, T. & L.R. Garces. 2004. Population parameters and exploitation rate of demersal fishes in Brunei Darussalam (1989–1990). WorldFish Center Penang, Malaysia. Fish. Res. 69:79-90. Vivekanandan, E. & D.B. James. 1986. Population dynamics of Nemipterus japonicus (Bloch) in trawling grounds off Madras India. Indian J. Fish. 33:145-154. Zacharia, P.U. 1998. Dynamics of the threadfin breams Nemipterus japonicus exploited off Karnataka. Indian J. Fish., 45(3):265-270.

Sparre, P. & S.C. Vernema. 1999. Introduksi Pengkajian Stok Ikan Tropis. Pusat Penelitian dan Pengembangan Pertanian. Jakarta. 228 pp.


171


ISSN 0853-7291

Reproduction Pattern and Multispecific Spawning of Acropora spp. in Spermonde Islands Reef, Indonesia Syafyudin Yusuf1, Jamaluddin Jompa1, Neviaty P. Zamani2, M. Zairin Junior2, 1Fakultas

Ilmu Kelautan dan Perikanan, UNHAS, Kampus Tamalanrea Km 10 Makassar, Indonesia 90345 Perikanan dan Ilmu Kelautan, IPB, Kampus Dramaga, Bogor, Indonesia 16680 Email: [email protected]; Tlp/Fax:+62411586025.

2Fakultas

Abstrak Pola Reproduksi dan Pemijahan Multispecifik Acropora spp. di Kepulauan Spermonde, Indonesia Perairan laut tropis Indonesia yang memiliki variasi lingkungan yang hampir konstan, diduga periode pemijahan karang melebar sampai beberapa bulan dan pada fase bulan yang berbeda, sehingga sulit menentukan waktu pemijahannya dalam skala bulan, hari dan jam. Penelitian ini memberikan informasi pola reproduksi dan sinkronisasi pemijahan beberapa jenis karang Acropora spp di Kepulauan Spermonde, Makassar. Sebanyak tujuh jenis karang Acropora spp. diamati kematangan atau kemunculan gonad dan pemijahannya di alam (in situ) dan atau di laboratorium (ex situ) di Marine Station Universitas Hasanuddin. Pola reproduksi menunjukkan pemijahan berlangsung setiap musim hujan pada bulan Februari-Maret selama tiga tahun berturut-turut. Pemijahan berlangsung secara sinkron dan broadcasting pada awal bulan purnama (0 BP sampai +2 BP), pada jam 18:10–19:00. Bersamaan dengan itu, kondisi lingkungan pemijahan berlangsung saat puncak pasang tinggi dengan suhu rata-rata harian perairan 30,3ºC dan curah hujan yang masih tinggi di bulan Maret. Informasi ilmiah ini bermanfaat untuk mengembangkan riset dan tehnik reproduksi karang di alam dan laboratorium sebagai upaya merestorasi dan merepopulasi jenis karang tertentu. Kata kunci : Acropora spp, reproduksi seksual, Kepulauan Spermonde

Abstract It has been thought that Indonesian marine tropical waters have less environmental variability, so that spawning period of coral extend for several months and occured during different lunar phases. Therefore the timing of coral spawning in a year cannot be predicted especially for monthly, daily and hourly scales. This study was aimed to investigate the reproductive pattern, and the environmental cues of Acropora spp. in Spermonde Islands reefs of Makassar. Spawning corals have been determined the presence of mature gonad and spawning event in their habitats (in situ) and in the laboratory (ex situ) of Marine Station of Barrang Lompo Island, Hasanuddin University. Here we showed that seven species of Acropora spp. spawned in February and March of rainy season for consecutive three years (2010, 2011, 2012). The multispecific broadcasting spawning took place in lunar period (0–2 AFM) at 06:10–07:00 pm). The spawning time occured in high tide and the temperature was 30,3 oC. This study will be useful for development of coral reproduction research and technique in both field and laboratory as an effort to restore coral reef and enhance coral population in particular. Keywords: Acropora spp, sexual reproduction, Spermonde Islands

Introduction Studies on coral reproduction have been initiated in the 1930s by Abe in 1937. In the 1980s, study of coral reproduction has been developed in the Great Barrier Reef Australia, Red Sea and the Caribbean. During this period, they have discovered coral spawning phenomenon (Poinski, 2004). Willis et al. (1985) examined the synchronous of mass reproduction of corals in the Great Barrier Reef as a


unique phenomenon, the same thing happen to many recorded cases in Japan (Loya et al., 2009) and the Red Sea (Shlesinger and Loya, 1985). Sexual reproduction pattern is determined partly by coral species and location of latitude, geographical isolation, season, local and regional oceanographic conditions where reefs extend (Mendes and Woodley, 2002). Indonesian reefs within the low latitude region are located in true

ijms.undip.ac.id


ILMU KELAUTAN September 2013 Vol.18(3):172–178

tropical marine waters. It has two different climates consist of rainy and dry seasons. Environmental factors that influence sexual reproduction and the eventual spawning have been studied for 20th years. The coral spawning pattern is influenced by biological, chemical and physical environmental cues. These generally considered to operate on at least three inter-related temporal levels: time of year, the lunar cycle and the time of night (Willis et al., 1985; Van Woesik et al., 2006). Clearly, gamets is usually released at night, but a consistent relationship between lunar phase and the time of spawning is different throughout the world reefs. However, it is easy to observe the time of spawning around the full moon and new moon, therefore, the lunar cycle can be used to accurately predict the broadcast spawning night in many location (Willis et al., 1985). Some researches in high latitudes suggest that some coral spawning took place at the full moon, and others were found while the new moon or dark as observed in the GBR (Willis et al., 1985). In areas with relatively constant environmental conditions such as the tropics, the coral spawning extends to several months and the release of gametes occurs at different phases of the moon (Shlesinger and Loya, 1985; Szmant, 1986). Another study determined the key of environmental variable is solar insolation cycles which correlated with the selection of the month of spawning (Van Woesik et al., 2006) Several researches on coral reproduction revealed that the genus Acropora is the most common group of reproduction that has been studied. This coral group has high species diversity in many coral reef habitats and so wide distribution in coral reefs throughout Indonesia and Indo Pacific (Wallace, 1999). Inventory data and taxonomy of the Indonesian genus of Acropora recorded 91 species (Wallace and Walstenholme, 1998; Wallace, 1999). Furthermore, the coral of genus Acropora is well contains the greatest number of species of any extant coral genera and it occurs in all tropical oceans as well as most reef habitats (Wallace, 1999). Study of coral reproduction in Indonesia is still limited, e.g. Bahtiar (2002) in Lombok Strait, Munasik (2002) in Jepara Central of Java, Rani and Jompa (2005) and Romawanti (2006) in Spermonde Islands Makassar, Baird et al. (2005) in Aceh, Baird et al. (2009a) in Manado just done locally and limited species. From these researches, it is not clearly known if reproduction pattern synchronized ? This question had been answered by Edinger et al. in Tomascik et al. (1997) and Permata et al. (2012) found the multispecific synchronized spawning in the Karimunjawa reefs in Indonesia. The coral spawned

in October 1995 (Edinger et al. in Tomascik et al., 1997) and in March 2009 (Permata et al., 2012). It can be said that Karimunjawa corals had the multispecific spawning within bianual. How is the Spermode’corals reproductoin as part of the eastern Indonesian Coral in Coral Triangle Area. Therefore, this research will add information on the pattern of Acroporoid reproduction. It will be useful as an initial step to develop the sexual reproduction of Indonesian corals, especially in Makassar Spermonde Reefs.

Material and Methods This study was conducted in Spermonde Islands within the Makassar Strait for three years (2010-2012). Coral spawning observation and gonad in situ checks were carried out on the reefs of Bone Tambu Island, Langkai Island and Badi Island. In the first year (2010), maturity gonad of Acropora loripes colonies were initially observed in Langkai Island reef (no GPS, in northwest side). The second year (2011), colonies of A. digitifera, A. cerealis, A. nasuta and A. aculeus were observed in Bone Tambu Island reef (S 04O 55’ 30” E 119O 18’ 58”) of gonad maturation and their spawning on laboratory. The third year (2012) was observed for Acropora sp in Badi Island reef (S 04O 57’ 86” E 119O 17’ 14”) for the gonad maturity in reef habitat. The observation of gonad maturity was carried out at corals in nature (in situ) and in laboratory (ex situ) (Willis et al., 1985). Gonad maturity of coral can be observed by insitu method from coral branches breakage. Visible indications of gonad maturity showed colour of yellowish or orange or redish on coral breakage (Harrison et al., 1984). At the same time, coral spawning observed in the laboratory (ex situ) of Marine Station in Barrang Lompo Island. The mature coral were took from reef habitat then placed in nubin container with volum of seawater. We were waiting the coral spawning till night of full moon. Variables of coral spawning were consisted of spawning models (whether the broadcaster or brooder corals) and sex: hermaphrodites or gonochoric (Richmond and Hunter, 1990; Wallace, 1999; Thamrin, 2006) and spawning time are include month, date and hour of spawning (after sunset) (Willis et al., 1985). Environmental factors have a major impact on coral reproduction, these are sea surface temperature (SST) and tides (Oliver et al., 1988; Mendes and Woodley, 2002), lunar phase (Baird et al., 2009b) and precipitation (Mendes and Woodley, 2002). Sea surface temperature was measured

Reproduction pattern and multispecific spawning of Acropora spp (S. Yusuf et al.)

173


manually using digital thermometer, during morning (06:00-7:00am), midday (12:00-13:00) and afternoon (17:00-18.00pm). The sampling was done in the period of September 1, 2009 to 30 April 2011 in Badi Island, Spermonde Islands . Anomaly data analysis for SST was based on the normal average temperature of 29.08°C in 2004-2006. Rainfall data set (2004-2011) in Spermonde Islands were obtained from Maritime Meteorology Station (BMKG) of Paotere Makassar.

coincide with two days before full moon. The last Acropora sp was recorded on March 8, 2012 that looked visually mature gonads in Badi Island. All species of Acroporoid spawned in March for three years while around the full moon phase. These phenomenom of many species of Acroporid which is not suggest ‘mass spawning’, but this is namely ‘the multispecific synchronous spawning’ indicator. So Rani and Jompa (2005) found that A. nobilis had the mature gonad and spawned in February 2002 (Table 2). All of the time of gonads mature from small polyps of Acropora had been seing on the raining or end of raining seasons (February and March).

Results and Discussion

The studies of Acropora reproduction have been done in three Gili in Lombok Strait observing A. nobilis and A. cytherea gonads (Bahtiar, 2002) and in Panjang Island of Jepara was the Acropora aspera (Munasik and Widjatmoko, 2004). Multispecies coral spawning accoured in the tropic water in Singapore (Guest et al., 2002) and 12 species in Karimunjawa Islands in Java Sea in 1995 (Tomascik et al., 1997), and in the Sambangan Island Karimunjawa 2009 (Permata et al., 2012). In addition, as many as 17 species of the genus Acropora are ripen gonads simultaneously around the coral reefs of the Red Sea Hurgada (Hanafy et al., 2010) indicated of synchronous spawning in tropics.

Coral reproduction pattern Seven species from genus Acropora corals that have been known their gonad maturation and spawning time, namely: A. loripes, A. digitifera, A. cerealis, A. nasuta, A. aculeus, A. nobilis and Acropora sp in Spermonde Islands (Tables 2 and 3). This study was also recorded date and month that determined within the moon cycle days. On March 19, 2011 to coincide with the full moon on one night before full moon. Recorded spawning event in the same date and night time (hour) of four species of Acropora: Acropora nasuta, A. aculeus, A. digitifera and A. cerealis. Likewise in the previous year, the Acropora loripes spawned on March 4, 2010 to Table 1. Spawning time of Acroporoid in Spermonde Islands Species Location Acropora loripes Langkai Island Acropora digitifera Bone Tambu Island Acropora cerealis Bone Tambu Island Acropora nasuta Bone Tambu Island Acropora aculeus Bone Tambu Island Acropora sp Badi Island Note: L= in the laboratory, H= habitat, FM= full moon

General dates March 14, 2010 March 19, 2011 March 19, 2011 March 19, 2011 March 19, 2011 March 8, 2012 (+) after (-) before

Moon phase +1 FM 0 FM 0 FM 0 FM 0 FM -1 FM

Time 18.15 H 18.10 L 18.20 L 18.22 L 18.22 L

Table 2. Timing of Gonad Maturation and Spawning Reefs in Spermonde Islands. Seasons

Seasons (month)

Rain

December January February March

First Transition Summer Second Transition

174

April, May, June July August September October November

Spawning on

Species

February

A.nobilis A. loripes, A. digitifera A. cerealis, A. nasuta, A. aculeus Acropora sp

March

No data August September

Bigger polyp coral (Euphyllia, Galaxea) Mustafa (2011); Patiung (2011)

No data



Table 3. Model of Coral Spawning and Sex in Spermonde Islands No Type of Coral Spawning Spawning Mode 1 Acropora loripes 2 Acropora digitifera Broadcaster 3 Acropora cerealis Broadcaster 4 Acropora nasuta Broadcaster 5 Acropora aculeus Broadcaster 6 Acropora nobilis Broadcaster 7 Acropora spp -

Sex hermaprodite hermaprodite hermaprodite hermaprodite hermaprodite hermaprodite hermaprodite A. aculeus A. nasuta A. loripes A. digitifera A. loripes

33 32 31 30 29 28 27 26

01/09/20 10 15/09/20 10 29/09/20 10 13/10/20 10 27/10/20 10 10/11/20 10 24/11/20 10 06/12/20 10 22/12/20 10 05/01/20 11 19/01/20 11 02/02/20 11 16/02/20 11 02/03/20 11 16/03/20 11 30/03/20 11 13/04/20 11 27/04/20 11

25

Figure 1. Sea water temperature (SST) in Spermonde Islands, Makassar (September 2010–April 2011)

Four species A. digitifera, A. nasuta, A. cerealis and A. aculeus from Bone Tambung island took place multispecific synchronous spawning at the same hour (18:10 to 18:22). While A. loripes spawned in Langkai Island reef by insitu breakage coral branch. Rani and Jompa (1996) reported A. nobilis in Barrang Lompo spawned in 2004 different years with the four species of Acropora from the othes site of Spermonde Islands. Fukami et al. (2003) studied for the A. digitifera and A. gemmifera spawned between the hours of 21:00 to 22:00 in off southern Japan reefs, while A. tenuis spawned hours of 19:00 to 20:00 on the GBR. Synchrony of coral spawning time depends on the time of sunset, which differ according to the latitude of the earth due to coral spawning usually begin just after sunset (Brady et al., 2009). Coral reproduction patterns In Tables 2 and 3 could be seen that in Spermonde Islands, coral Acropora nobilis spawned in February, while A. loripes, A. digitifera, A cerealis, A. nasuta, A. aculeus and Acropora sp matured gonads and spawned in March (2010, 2011 and 2012). Another studied in Karimunjawa reef that

Acroporoid took place spawning on March 2009 (Permata et al., 2012). From these studies, we can say that Acroporoid corals had have mature gonad and spawning on March all the year when the end of rainy season (Table 3). While some bigger polip corals such as Heliofungia actiniformis (Romawanti, 2006), Euphyllia glabrescen (Patiung, 2011) and Galaxea (Mustafa, 2011) had gonad mature in the dry season. In normally, the rainy season accour during October to April, while the dry season during April to October (Nontji, 2006). We had not found the mature gonads and spawning of any scleractinian corals. coral reproduction occur along the year (Munasik, 2002), bianual multispecific spawning (Permata et al., 2012) in Indonesia (Java Sea case study). Munasik (2002) divided in three periods of coral reproduction pattern, namely: 1) spawning before the rainy season (October-November), 2) spawning in time and after the rainy season (January to April), 3) Spawning along the year or do not influenced by season, such as brooding coral. Based on these seasons, Acroporoid corals were placed on the second category is spawning in time and after rainy season on January to April. In Magnetic island


175


160

Tinggi pasut (cm)

140 120 100 80 60 40 20 0

17/03/2011

18/03/2011

19/03/2011

20/03/2011

21/03/2011

Figure 2. High and low tides in March 17 – 21 th , 2011 of Spermonde Islands, Makassar and its position of the high tide while spawning time of Acroporids 800 700

Curah hujan (mm)

600 500 400 300 200 100 0 Nov

Des

Jan

Feb

Mar

Apr

Mei

Jun

Jul

Agu

Sep

Okt

Figure 3. Avarage of rainfall allthe year in 2011 and average of (2004-2011) in Spermonde Island, Makassar Keterangan : = T.2004-2011, = T.2011

Acropora tenuis spawned in November and October, and in the GBR the A. tenuis took place in December (Wallace, 1999; Willis et al., 1985). While A. millepora was commonly spawning in November, December in Central GBR (Wallace, 1999), Richmond and Hunter (1990). In the Gulf of Eilat, six species of Acropora have a wide spawning time during May-June and June to July depending on the year (Shlesinger et al., 1998) Spawning model and colony sex of Acropora Coral spawning models and sex that directly observed on the specimen. All species of observed released sperm and eggs into the water column and fertilization took place outside of the polyps, namely broadcasting spawning. They were also had hermaphrodite type of sex which had eggs and sperms from same parent and polyps (Table 3). Almost all of Acropora genus showed synchronous

176

spawning mode (broadcaster) and hermaphrodites sex (Richmond and Hunter, 1990; Wallace, 1999; Baird et al., 2009a), except of Acropora palifera, A. bruegemmani and A. togianensis which released planulae larvae or brooder (Wallace, 1999). Richmond and Hunter (1990) determined that approximately 68% of all coral species in the world are hermaphrodites. Environmental cues of coral reproduction Sea surface temperature (SST) recorded during four months (January-April 2011) in Spermonde island ranged between 26.5-32.5OC with an average of 29.7±0.8OC. The average SST was higher than the annual average temperature of 29.08OC (Figure 1). At the time of coral spawning took place on March 19th 2011, SST recorded 30.3OC, it was 1 degree higher than recent and the annual average temperature. However, in the seven



days before and after spawning, water temperature ranged from 29.0 to 30.8OC. According to Baird et al. (2009b), SST was environmental factors that affect to the reproductive process of gametogenesis and scheduling the annual cycle of spawning. Although spawning occurs at water surface temperature (SST) in particular, but the temperature is not the only factor that could determine the time of spawning in the Australian east coast and west coast with the same SST pattern (Baird et al., 2009b). On the other hand, changes in solar radiation are good predictor or marker that empirically determine the spawning time of Montastrea annularis in the Caribbean Sea (van Woesik et al., 2006). While Acropora spp coral spawning event in Spermonde Islands (Figure 2) were around the peak of high tide with a 0.9 meter of tidal range, the tidal type was semidiurnal (Nontji, 2006). The study revealed a relationship between time of spawning with tidal position. Coinciding with that, the position of the full moon is called 'supermoon' which were momentary calm ocean water masses signed water current almost to zero velocity, it was an opportunity to conduct coral spawning and fertilization. Annual rainfall variability in different areas affect the time of gonad maturity and spawning of corals. Coral spawned on March were observed in tree years namely 2010-2011-2012 (Figure 4). The highest peak of rainfall during 2004-2011 were occurred in January of about 714.83 mm. While in 2011 the rainfall almost evenly distributed in January-March with the highest peak on March of 592.5 mm lower than the annual average.

Conclusion Reproduction of corals Acropora spp in Spermonde islands occurred during the rainy season between February and March. All of the Acroporid were hermaphrodites and spawned in the same time as an indicator of synchronous spawning. The broadcasting event took place at night time for several minutes after sunset (18:10 to 19:00) during full moon and after full moon (0-2 AFM). The corals were spawned around the peak of high tide with an average daily temperature of 30.3OC and the waters are still in dense of rainfall during March.

References Bahtiar, I. 2002. Promoting recruitment of Scleractinian corals using artificial substrate in the Gili Indah, Lombok Barat Indonesia. Proc 9th International Coral Reef Symposium. Bali Indonesia, October 23-27, 2000. p 425-430.

Baird, A.H., S.J. Campbell, A.W. Anggoro, R.L. Ardiwijaya, N. Fadli, Y. Herdiana, T. Kartawijaya, D. Mahyidin, A. Mukminin, S.T. Pardede, M.S. Pratchett, E. Rudi & A.M. Siregar. 2005. Acehnese reefs in the wake of the Asian tsunami. Curr. Biol. 15:1926-1930. Baird, A.H., T.P. Hughes, S. Nojima, M.S. Pratchett, R. van Woesik & H. Yamasaki. 2009a. Latitudinal pattern in spawning syncroni in the Acropora. Japan vs Great Barrier Reef. Galaxea. 11:37 Baird, A.H., J.R. Guest & B.L. Willis. 2009b. Systematic and biogeographycal patterns in the reproductive biology of scleractinian corals. Annu. Rev. Evol. Syst. 40:551-571. Brady, A.K., J.D. Hilton & P.D. Vize. 2009. Coral spawn timing is a direct response to solar light cycles and is not an entrained circardian response. Coral Reefs. 28:677-680. Fukami, H., M. Omori, K. Shimoike, T. Hayashibara & M. Hatta. 2003. Ecological and genetic aspects of reproductive isolation by different spawning times in Acropora corals. Mar. Biol. 142:679684. Guest, J.R., L.M. Chou, A.H. Baird & B.P.L. Goh. 2002. Multispecific synchronous coral spawning in Singapore. Coral Reefs. 21:422423. Hanafy, M.H., M.A. Aamer, M. Habib, A.B. Rouphael, & A.H. Baird. 2010. Synchronous reproduction of corals in the Red Sea. Coral Reefs. 29:119– 124. Harrison, G.D., J.K. Oliver, C.C. Wallace & B.L. Willis. 1984. Mass spawning in tropical reef corals. Science. 223:1186-1189. Loya, Y., K. Sakai & A. Heyward. 2009. Reproductive pattern of fungiid corals in Okinawa, Japan. Galaxea. 11:119-129. Mendes, J.M. & J.D. Woodley. 2002. Timing of reproduction in Montastrea anularis: relationship to environmental variabels. Mar. Ecol. Prog. Ser. 227:245-251. Munasik. 2002. Reproduksi seksual karang di Indonesia: Suatu kajian. Konferensi Nasional III Wilayah Pesisir dan Laut. Pengelolaan Sumberdaya Pesisir dan Lautan Indonesia; Bali 21–24 Mei 2002:157-165. Munasik & W. Widjatmoko. 2004. Sexual reproduction of coral Acropora aspera from


177


Panjang Island: (I. Gametogenesis). Kelautan. 9(4):211-216.

Ilmu

Nontji, A. 2006. Laut Nusantara. PT. Djambatan. Jakarta.

Romawanti, S.A. 2006. Studi perkembangan gonad karang Heliofungia actiniformis (Fungiidae) di Pulau Barrang Lompo Makassar Sulawesi Selatan [Bachelor Degree]. Makassar: Jurusan Biologi FMIPA, Universitas Hasanuddin.

Oliver, J.K, R.C.Babcock, P.L. Harrison, & B.L. Willis. 1988. Geographic extent of mass spawning: clues to ultimate causal factors. Coral Reefs. 27:123-132.

Shlesinger, Y. & Y. Loya. 1985. Coral community reproductive patterns: Red Sea versus the Great Barrier Reef. Science Magazine. http ://www.sciencemag.org.html [3 April 2008].

Patiung, R. 2011. Keterkaitan Sinyal Reproduksi Alam dalam Proses Reproduksi dan Perkembangan Sel Telur Karang Keras (Scleractinia) Polip Besar Di Pulau Badi Makassar. Tesis. Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian Bogor.

Shlesinger Y, T.L. Goulet & Y. Loya. 1998. Reproductive pattern of scleractinian corals in the nothern Red Sea. Mar. Biol. 132:691-701.

Poinski, M. 2004. Underwater sex: Virgin Islands coral expected to spawn soon. Cyber Diver News Network (CDNN) Eco News Science Underwater Sex Virgin Islands Corals Spawn Soon.mht. Http//:WWW.CDNN. (10 April 2008).

Thamrin. 2006. Karang: Biologi reproduksi dan ekologi. Pekanbaru: Minamandiri Press.

Mustafa, R. 2011. Studi perkembangan gonad karang keras Galaxea fascicularis (Linnaeus 1767) di Pulau Badi Kabupaten Pangkep, Sulawesi Selatan. [Thesis]. Sekolah Pascasarjana Institut Pertanian Bogor. Permata D, E Indrayanti, D Haryanti, L Fika, A Arfiyan & A. Ahmad 2012. Bianual Multispecific Spawning in Karimunjawa Archipelago, Indonesia. Coral Reefs, 31:907. DOI 10.1007/ s00338-012-0909-9. Rani, C. & J. Jompa. 2005 Tingkahlaku memijah karang Acropora nobilis dan Pocillopora verrucosa di terumbu karang tropik Pulau Barrang Lompo, Makassar. Torani. 15:221228. Richmond, R.H. & C.L. Hunter. 1990. Reproduction and recruitment of corals: comparisons among the caribean, the Tropical Pacific and the Red Sea. Mar. Ecol. Prog. Ser. 60:185-203.

178

Szmant, A.M. 1986. Reproductive ecology of Caribean reef corals. Coral Reefs. 5:43-54.

Tomascik, T., A.J. Mah, A. Nontji & M.K. Moosa. 1997. The Ecology of the Indonesian Seas Part One. Periplus Hongkong. Woesik, R., F. Lacharmoise & S. Koksal. 2006. Annual cycles of solar isolation predict spawning times of caribean corals. Ecol. Lett. 9:390-398. Wallace, C.C. 1999. Staghorn Corals of the World: A Revision of the Genus Acropora. Australia. CSIRO. Wallace, C.C. & J. Walstenholme. 1998. Revision of genus Acropora (Scleractinia: Astrocoeniina: Acroporidae) in Indonesia. Zoo. J. Linnean Soc. 123:199-384. Willis, B.L., R.C. Babcock, P.L.Harrison, J.K. Oliver & C.C. Wallace. 1985. Pattern in the mass spawning of corals on the Great Barrier Reef from 1981 to 1984. Proc. 5th Int. Coral Reef Symp. Tahiti. 4:343-348.


ILMU KELAUTAN Indonesian Journal of Marine Sciences

Recommend Documents