Doktori (Ph.D.) értekezés tézisei
A FOTODINAMIKUS HATÁST MEGELŐZŐ FOLYAMATOK PORFIRINEK KÖTŐDÉSE ÉS MEGOSZLÁSA TREHALÓZ MENTES ÉS TREHALÓZT TARTALMAZÓ LIPOSZÓMA – HUMÁN SZÉRUM ALBUMIN MODELLRENDSZEREKBEN
Készítette: dr. Bárdosné dr. Nagy Irén Biofizikai és Sugárbiológiai Intézet
Semmelweis Egyetem Doktori Iskola Elméleti orvostudományok Ionizáló és nem ionizáló sugárzások biológiai hatásai c. program Programvezető: Dr. Rontó Györgyi Budapest, 2001
Bevezetés, irodalmi áttekintés A kutatók mellett a praktizáló orvosok érdeklődését is felkeltette az a tapasztalat, hogy bizonyos porfirin származékok (pl. hematoporfirin, Photofrin) a daganatos sejtekben szelektíven halmozódnak fel és fotokémiai úton sejtpusztulást eredményezhetnek. Az 1970-es évektől kezdődően egyre többen tanulmányozták a porfirin vegyületeket és származékaikat, a rákos daganatok kezelésének új módja, a porfirin fotokémiára épülő ún. fotodinamikus terápia (PDT) módszereinek kidolgozása céljából [1-6]. A fotodinamikus terápia során a sejtépítő biológiai struktúrák foto-oxidáció révén roncsolódnak, amit a kiválasztott célsejtekben megfelelő fényérzékeny festékmolekula (szenzibilizáló) megvilágításával idéznek elő [2,3,7]. A PDT kezelés során a szenzibilizáló molekulát mesterségesen, a terápia első lépéseként juttatják a megfelelő szövetekbe. Ezt követi a szövetekben felhalmozódott festék megvilágítása, aminek következtében a fényérzékeny anyag gerjesztett triplett állapotba kerül. A gerjesztett állapotnak megfelelő energiatöbbletet a sejtben/szövetben jelenlévő molekuláris oxigénnek, illetve egyéb vegyületeknek átadva citotoxikus hatású oxidáló termékek – többnyire szabad gyökök – keletkeznek [2,3,7-10]. A fotodinamikus terápia a 70-es - 80-as években kezdett tért hódítani a modern terápiás eljárások között. A hematoporfirin mellett újabb, hatékonyabb, stabilabb és kevesebb mellékhatással rendelkező szenzibilizáló vegyületeket fedeztek fel (Photofrin, tetrafenil-porfin, benzo-porfirin, ftalocianin, klorin származékok stb.), és kezdtek a klinikai gyakorlatban is használni [8,11-14]. A legújabb irány a d-aminolevulinsav (ALA) alkalmazása, amely a protoporfirin biológiai szintézisének alapvegyülete. Segítségével a fényérzékeny vegyület, a protoporfirin – az eljáráshoz szükséges mennyiségben – közvetlenül a célsejten belül alakítható ki. A fényérzékenyítésre használt vegyületek rendszerbe juttatásának, a megfelelő sejtekbe épülésének, a fényforrás spektrumának és a megvilágítás intenzitásának optimalizálásán túl a folyamat mechanizmusának felderítése is jelentős szerepet kapott [15-18]. A lejátszódó folyamatok pontosabb és részletesebb megismerésével a terápiás eljárások hatékonyságát fokozni tudták [1,4,8]. Felismerték azt is, hogy a porfirinek szelektív feldúsulása és/vagy fotofizikai tulajdonságai diagnosztikai eljárásokban is felhasználhatók [7,19,20]. 2
Célkitűzések A porfirin származékok orvosi alkalmazásainak egyik kritikus kérdése az alkalmazott fényérzékenyítő vegyület felhalmozódása a daganatos sejtekben. A szervezetbe juttatott festék molekuláinak legalább a célsejt membránjába be kell jutnia ahhoz, hogy megvilágítás után roncsoló hatását szelektíven fejthesse ki. A különböző szenzibilizáló szerek sejtmembránnal való kölcsönhatásának vizsgálata éppen ezért a fotodinamikus terápia kutatási irányain belül fontos területet foglal el. A sejtmembrán állapota, a festék kémiai tulajdonságai, a fiziológiástól esetlegesen eltérő környezeti paraméterek mind hatással vannak a felhalmozódási folyamatra. Bonyolítja a helyzetet, ha a szenzibilizáló szer a daganatos sejtekhez a vérárammal jut el. Emiatt a vér komponenseivel (alakos elemek membránja, szérum fehérjék, stb.) való kölcsönhatás is módosító tényező. Az utóbbi időben egyre elterjedtebben alkalmazzák a fényérzékenyítő anyagok szervezetbe juttatását liposzómába zárt formában is, hogy az esetleges mellékreakciók hatásait csökkentsék. Ilyen esetekben természetesen nemcsak a felhalmozódás mértéke, hanem mechanizmusa is megváltozik. Nemkívánatos folyamatokat eredményezhet, ha a festéket tartalmazó liposzómát a felhasználásig liofilizált formában tárolják. Ugyanis a liofilizálás során bekövetkező vízvesztésnek a liposzóma szerkezetére gyakorolt negatív hatását stabilizáló szerek (többnyire oligo- és diszacharidok) adagolásával ellensúlyozzák, így a készítmény felhasználásakor egy újabb vegyület esetleges hatásaival is számolni kell. Munkám során a porfirinek terápiai és diagnosztikai alkalmazásának molekuláris szintű alapjelenségeit vizsgáltam. A vizsgálatokat modellrendszer segítségével végeztem: a sejtmembránt különböző összetételű (DMPC ill. DMPC/DMPG 19/1 tömegarány), kis méretű unilamelláris liposzómákkal modelleztem. Fényérzékenyítő vegyületként fémmentes (MP) és Mg2+ ionokat tartalmazó mezoporfirint (MgMP) használtam, a vérszérum komponensei közül pedig a nagy koncentrációban jelenlevő általános szállító fehérjét, a szérum albumint (HSA) választottam. Vizsgálataim alapján a következő - a fenti rendszerre a szakirodalomban még nem vizsgált - kérdésekre kerestem választ: i.) van-e és ha igen, akkor milyen szerepe van a membrán összetételének a festékek felhalmozódásában, illetve transzportjában 3
ii.) fémion-tartalmú- vagy fémmentes porfirin kedvezőbb-e a membránnal, illetve a fehérjével való kölcsönhatás, valamint a membrán és a fehérje közötti megoszlás szempontjából iii.) a liposzómák, illetve a fehérjék szerkezetének stabilizálására alkalmazott vegyületek (pl. a trehalóz) jelenléte módosítja-e a porfirineknek a membránhoz, illetve a fehérjéhez történő kapcsolódását, megváltoztatja-e a porfirin transzportját a membrán és a fehérje között.
Alkalmazott anyagok, módszerek és eszközök A kísérletekhez használt lipidek (DMPC, DMPG), az egyszer kristályosított és liofilizált HSA, az a-a trehalóz és a mezoporfirin-dihidroklorid Sigma készítmények voltak. A MgMP-dinátrium sója a Porphyrin Products-tól származott. A liposzómák és a porfirin oldatok készítéséhez szükséges szerves oldószerek Merck gyártmányok voltak. A puffer oldatok készítéséhez (10 mM-os, 7,4-es pH-jú foszfát puffer) spektroszkópiai tisztaságú vegyszereket használtam. A trehalóz hatását 30 mM trehalózt tartalmazó puffer oldatokban vizsgáltam. A SUV liposzómákat ultrahang segítségével (MSE Desintegrator P. 6/527) állítottam elő. A HSA tisztítását oszlopkromatográfiás módszerrel végeztem, Pharmacia Superdex75-ös oszlopot használva. A mérésekhez a 67 kDa molekulatömegű frakciót használtam. A modellrendszert alkotó komponensek között kialakuló kölcsönhatásokat a porfirinek és a HSA-ban lévő triptofán (Trp) fluoreszcencia paramétereinek vizsgálatával, illetve fényszórás méréssel követtem. A porfirin–liposzóma, porfirin–fehérje kötődési állandókat a fluoreszcencia spektrumokban bekövetkező változások alapján határoztam meg. A kötődési állandók ismeretében az emissziós spektrum eltolódása alapján a porfirinek liposzóma és HSA közötti megoszlása is tanulmányozható volt. A fluoreszcencia intenzitás lecsengésének vizsgálata, a fluoreszcencia élettartam meghatározása lehetőséget adott a porfirinek és a HSA közötti rezonáns energiaátadás mérésére, és a porfirin–Trp távolság becslésére. A
4
porfirinek fluoreszcencia anizotrópia jelének ismeretében a porfirinek liposzómán belüli helyzetére következtethettem. A fluoreszcencia emissziós és gerjesztési spektrumokat, a fluoreszcencia anizotrópiát és a fluoreszcencia időbeli lecsengését az Edinburgh Analytical Instruments CD900 típusú luminométerén mértem, aminek fényforrása a spektrum felvételeknél egy 75 W teljesítményű Xe lámpa, míg az élettartamméréseknél egy nF900 40 kHz frekvenciájú nanoszekundumos villanó lámpa volt. A fluoreszcencia lecsengést idő-korrelált, egyfoton számlálásos technikával mértem, az adatokat iteratív rekonvolúciós módszerrel az FL900CDA program csomag (Edinburgh Analytical Instruments) segítségével értékeltem. A fluoreszcencia anizotrópia méréseknél a megvilágító és az emittált fényt a fényútba helyezett Glan - Thompson prizmával polarizáltam. A monokromátornak a horizontálisan és vertikálisan polarizált fényre vonatkozó különböző áteresztőképességét – az adott hőmérsékleten és hullámhosszon meghatározott – ún. G faktorral korrigáltam. A liposzómák méretének, méretváltozásának meghatározása dinamikus fényszórásméréssel történt, egy ALV goniométer segítségével. A mintát 35 mW-os, 632,8 nm hullámhosszon emittáló He-Ne lézer fényforrás világította meg, a szórt fényt 90 fokos szögnél detektáltam. A szórt fény intenzitásának autókorrelációs függvényéből a részecskék diffúziós állandója, valamint ezen keresztül a mérési hőmérséklet, és az oldat viszkozitásának ismeretében – gömb alakú részecskéket tételezve fel – a részecskék átlagos sugara számolható volt. A liposzómák méreteloszlásának meghatározásához a maximum entrópia módszert használtam. A porfirin és a fehérje oldatok koncentrációjának meghatározása Cary 4E UV-VIS spektrofotométer segítségével történt.
5
Kísérleti eredmények A munkám során gyűjtött kísérleti adatok értékelése alapján a vizsgált modellrendszer komponensei közötti kölcsönhatásokra a következő megállapításokat tettem: 1. Porfirin - HSA kölcsönhatás: a) a vizsgált kísérleti körülmények között a porfirinek a HSA-val 1:1 arányú komplexet képeznek b) a porfirin – HSA kölcsönhatás következtében a porfirinek és a HSA Trp fluoreszcencia élettartama is megváltozik c) a Trp és a porfirinek közötti rezonáns energiaátadás hatásosságának mértékéből meghatároztam a Trp – porfirin távolságokat d) a porfirin – HSA kölcsönhatás kvantitatív jellemzését a különböző rendszerekben az I. táblázatban összefoglalt eredmények mutatják: K (M-1) Porfirin
Ligandum
MP
HSA DMPC lip. DMPC/DMPG (19/1) lip.
10 mM pH 7,4 foszf. puff. (2,5 ± 0,7) × 107 (1,3 ± 0,8) × 105 (3,2 ± 0,6) × 104
MgMP
HSA DMPC lip. DMPC/DMPG (19/1) lip.
(1,7 ± 0,5) × 107 (1,2 ± 0,7) × 104 (1,5 ± 0,6) × 104
30 mM trehalóz10 mM pH 7,4 foszf. puff. (3,5 ± 0,6) × 107 (4,0 ± 0,8) × 104 (4,4 ± 0,5) × 104 (1,4 ± 0,6) × 107 (2,9 ± 0,8) × 104 (2,7 ± 0,4) × 104
2. Porfirin - liposzóma kölcsönhatások: a) a porfirinek a liposzómákhoz is kötődnek, de kisebb mértékben, mint a HSA-hoz (az egyensúlyi állandókat az I. táblázat tartalmazza)
6
b) a fémmentes MP kötődési állandója a DMPC és a DMPC/DMPG liposzómákhoz valamivel nagyobb a MgMP-nál mért értékeknél c) a trehalóz jelenléte (a MP–DMPC rendszer kivételével) elősegíti a porfirin kötődését a liposzóma felületéhez d) a MP kötődése jelentősen gyengül a semleges felületű DMPC liposzómához a trehalózt is tartalmazó rendszerben e) a MP- ill. a MgMP – liposzóma rendszerek fluoreszcencia intenzitásának hőmérséklet függése egymástól különböző, és a trehalóz hatása is eltérő a két porfirin különböző liposzóma oldatokban mért fluoreszcencia intenzitásának hőmérséklet függésére f) a porfirin származékok fluoreszcencia anizotrópiájának hőmérséklet függése szintén eltérő módon változik, és a trehalóz hatása is különböző 3. HSA - liposzóma kölcsönhatások: a) a HSA Trp fluoreszcencia élettartamának lecsengését a liposzómák jelenléte a lipid koncentrációtól függően megváltoztatja b) a Trp fluoreszcencia élettartamára a lipid koncentráció mellett a liposzóma felületi töltése is hatással van c) a trehalóz jelenléte önmagában nem változtatja meg a HSA-ban lévő Trp fluoreszcencia élettartamának lecsengését, de a HSA - liposzóma rendszerekben módosítja a fluoreszcencia élettartamot d) a liposzóma felületi töltésének a Trp fluoreszcencia lecsengési idejére gyakorolt hatását a trehalóz jelenléte csökkenti e) a HSA a liposzómák méreteloszlását és az eloszlás időbeli változását is módosítja f) trehalózt is tartalmazó rendszerekben a HSA hatása a liposzómák méretének alakulására eltér a trehalóz mentes rendszernél tapasztalttól 4. Porfirinek megoszlása a liposzóma és a HSA között: a) a porfirinek liposzóma és fehérje közötti megoszlása az egyensúlyi állandóknak megfelelően alakul, a folyamat a vizes fázison keresztül játszódik le
7
b) a MP transzportja trehalóz mentes esetben a negatív felületi töltésű liposzómából a vizes fázisba egy kritikus HSA koncentráció arány felett gátolt
Az eredmények értékelése 1. Porfirinek kölcsönhatása humán szérum albuminnal A modellben használt porfirin származékok kötődnek a HSA-hoz. A kötődés mértéke a fém-porfirin esetében kisebb, ami a fémes- és fémmentes porfirin eltérő geometriájával és töltéseloszlásával magyarázható. A kísérletek során alkalmazott trehalóz koncentráció a porfirin–HSA kölcsönhatást számottevő mértékben nem befolyásolja. 2. A porfirinek kötődése a modellrendszert alkotó liposzómákhoz A fluoreszcencia paraméterek (spektrum eltolódás, intenzitás változás, fluoreszcenciaélettartam és anizotrópia értékek) alapján megállapítottam, hogy a MP és a MgMP a semleges és a negatív felületi töltésű liposzómához is kötődik. A fémmentes és a fémiont tartalmazó porfirinnek a liposzómában elfoglalt helye eltérő: a MP a mélyebb hidrofób, a MgMP pedig a fejcsoporthoz közelebbi régióban helyezkedik el. A meghatározott kötődési állandók azt mutatják, hogy a MP mindkét liposzómához kissé erősebben kötődik, amit az eltérő szimmetria tulajdonságokkal és töltéseloszlással értelmeztem. A trehalóz jelenléte a kötődés helyét és mértékét is befolyásolja, a liposzóma és/vagy a porfirin típusától függően. 3. Humán szérum albumin – liposzóma kölcsönhatás A Trp élettartam- és a dinamikus fényszórás mérések is alátámasztják, hogy a HSA a DMPC, ill. a DMPC/DMPG liposzómákkal egyaránt kölcsönhatásba lép. A kölcsönhatás módja és mértéke a HSA/lipid koncentráció arányának nagyságától és a liposzóma felületi töltésétől függ. A fehérje–liposzóma kölcsönhatást a trehalóz – még az alkalmazott viszonylag kis koncentrációban is – számottevően módosítja.
8
4. A porfirinek megoszlása a liposzóma és a humán szérum albumin között A MP és a MgMP liposzóma és fehérje közötti megoszlásáról megállapítottam, hogy a porfirinek transzportja a liposzóma töltésétől és a porfirinszármazék típusától is függ. Azokban az esetekben, amikor a HSA–liposzóma kölcsönhatás valamilyen okból gátolt, a porfirin a vizes fázison keresztül jut a HSA-ba. Erőteljesebb HSA–liposzóma koordináció (MP–DMPC/DMPG–HSA rendszer) megakadályozza a porfirin vizes fázisba jutását, a megoszlási folyamat az előzőtől eltérő módon játszódik le. A trehalóz jelenléte – a HSA–liposzóma kölcsönhatás paramétereinek módosítása miatt – megváltoztathatja a porfirinek liposzóma és fehérje közötti megoszlását, és ezen keresztül a liposzómához kötődő porfirin hasznosítását.
9
Összefoglalás A dolgozatban ismertetett munka célja a fotodinamikus terápia és diagnosztika molekuláris hátterének vizsgálata volt. Fényérzékeny vegyületként mezoporfirint és Mg-mezoporfirint használtam. A sejtmembrán modelljéül semleges (DMPC) és negatív töltésű (DMPC/DMPG) kisméretű unilamelláris liposzómák szolgáltak. Az esetleges környezeti változásoknak a festék lokalizációjára gyakorolt hatását a vér ismert, porfirineket is szállító komponensének, a humán szérum albuminnak a segítségével vizsgáltam. A liposzómát stabilizáló szereknek a porfirinek feldúsulási folyamatában játszott szerepét a trehalóz segítségével tanulmányoztam. A porfirinek kötődési állandóját a humán szérum albuminhoz valamint a semleges és negatív felületi töltésű liposzómához fluoreszcencia mérések alapján határoztam meg, trehalóz mentes és trehalózt tartalmazó oldatokban egyaránt. A porfirinek szérum albuminhoz kötődését a fluoreszcencia élettartam mérések és a meghatározott rezonáns energia átadás értékei is alátámasztották. Az eredmények azt mutatták, hogy a mezoporfirin - a trehalóz jelenlététől függetlenül - a szérum albuminhoz és a liposzómához is erőteljesebben kötődik, mint a Mg-mezoporfirin. Ez a különbség a két porfirin származék eltérő geometriájával magyarázható. A trehalóz jelenléte csökkentette a mezoporfirin kötődését a DMPC liposzómához. Ezt a jelenséget a liposzóma-trehalóz kölcsönhatásban kialakuló H-híd kötések eredményezhetik. Az összes többi rendszerben a trehalóz jelenléte kismértékben növelte a kötődési állandókat mutatva, hogy a trehalóz H-hídas kötődése a fehérje, ill. a liposzóma felületén nincs számottevő hatással a porfirinek kötődési folyamatára, ha a folyamatot elektrosztatikus erők (negatív töltésű felület, Mg2+ ionok jelenléte) szabályozzák. A porfirin származékok fluoreszcencia intenzitásának és fluoreszcencia anizotrópiájának hőmérséklet függéséből arra következtettem, hogy a két porfirin lokalizációja a liposzómában nem azonos: a mezoporfirin a liposzóma mélyebb, hidrofób részébe ágyazódik, a vezikula felületi töltésétől és a trehalóz jelenlététől függetlenül, míg a fémiont tartalmazó porfirin a liposzóma felületéhez közel, a
10
fejcsoportok közelében helyezkedik el. A magnézium-mezoporfirin liposzómán belüli helyzetére a vezikulák töltése és a trehalóz jelenléte is hatással volt. Munkám során a humán szérum albumin és a liposzómák közötti kölcsönhatást is tanulmányoztam. A szérum albuminban lévő triptofán fluoreszcencia élettartam lecsengésének mérése valamint a különböző rendszerek dinamikus fényszórás mérése alapján igazoltam, hogy a szérum albumin a liposzómák felületéhez kötődik. A kötődés mértéke a negatív felületi töltésű liposzómánál erőteljesebb, ami az elektrosztatikus erőknek a folyamatban betöltött fontos szerepére utal. A trehalóz jelenléte a szérum albumin kötődését a DMPC liposzómához erősítette, míg a DMPC/DMPG liposzómához gátolta. A stabilizáló szernek a két rendszerben mutatott ellentétes hatása a trehalóz-liposzóma komplexek kialakulásával magyarázható: a semleges felületű liposzómához kapcsolódó trehalóz a H-híd kötések kialakulásának esélyét növelve elősegíti a fehérje kötődését, míg negatív felületi töltésű liposzómánál a H-hidakkal a felülethez rögzített trehalóz a felületi töltést árnyékolva éppen akadályozza azt. A porfirinek liposzómák és fehérje közötti megoszlását tanulmányozva megállapítottam, hogy a porfirin transzportja a vezikulából a fehérjébe a legtöbb rendszerben a vizes fázison keresztül lejátszódó folyamat, melyben a kötődési állandók különbsége a hajtóerő. Az általános viselkedéstől számottevő eltérést a mezoporfirin DMPC/DMPG liposzómából való kiáramlása mutatott: a porfirin effluxot a szérum albumin jelenléte egy kritikus koncentráció felett erősen gátolta. Vizsgálataim szerint a fehérjének ezt a hatását a negatív felületi töltésű liposzóma körül kialakított, viszonylag stabil „fehérje-köpeny” okozza. A trehalóz jelenléte, csökkentve a fehérje-liposzóma kölcsönhatás erősségét, lehetővé tette a porfirin szabad kiáramlását és a transzportnak a vizes fázison keresztül történő lefolyását.
11
Summary The aim of this study was to investigate the molecular background of the Photodynamic Therapy and Diagnosis. Freebase- and Mg-mesoporphyrin (MP and MgMP) were used as sensitizer molecules. Small unilamellar vesicles of DMPC (neutral surface charge) and DMPC/DMPG (negatively charged) were the models for differently charged cell membranes. HSA, a well-known porphyrin carrier in the blood, was used to examine the potential environmental effect on the localization of the sensitizer. To study the effect of liposome stabilizers on the accumulation process, the distribution of porphyrins in the presence of trehalose was also examined. Based on fluorescence intensity measurements, the binding constants of MP and MgMP to HSA, and to both liposomes (neutral and negatively charged) were determined in the absence and in the presence of trehalose. Binding of MP and MgMP to HSA was verified also by fluorescence lifetime and resonance energy transfer measurements. We found that independently from the presence of trehalose, the MP binds stronger to the HSA and also to the liposomes than the MgMP. We explained this difference with the dissimilar geometry of the two porphyrin derivatives. The presence of trehalose decreased the binding constant of MP to the DMPC liposomes, which we interpret as an effect of the H-bonded trehalose on the liposome surface. The presence of sugar in all the other systems enhanced the binding constants a little bit, suggesting that the H-binding of trehalose to the protein and to the liposomes has not too characteristic effect if electrostatic forces (negatively charged surface, presence of Mg2+ ion in the porphyrin ring) regulate the binding process. The temperature dependence of fluorescence intensity and -anisotropy of MP and MgMP suggested the distinct localization of the two porphyrin derivatives within the liposomes: the MP was embedded by the hydrophobic deeper part of the liposomes independently of the surface charge of the vesicles and of the presence of trehalose, whereas the MgMP was located next to the head-groups of lipids, close to the surface of liposomes. The position of MgMP within the vesicles was affected by the surface charge of the liposomes and also by the presence of trehalose in the system.
12
The interaction between the HSA and the liposomes was also studied. Fluorescence lifetime measurements of HSA tryptophan and dynamic light scattering measurements of various systems supported the view that HSA binds to the surface of the liposomes. The binding is stronger in the case of the negatively charged liposomes suggesting the importance of the electrostatic forces in the process. The presence of the trehalose augmented the coordination of HSA to the DMPC liposomes and hindered it for the DMPC/DMPG liposomes. We explained this difference in the effect of sugar to the formation of trehalose–liposome complexes. The H-bonding of trehalose to the neutral surface guides the coordination of HSA to the liposome, whilst in the case of the negatively charged liposome the bound trehalose covering the surface charges decreases the binding of HSA. The distribution of porphyrins between the liposomes and HSA was also studied. The transfer of porphyrins from liposomes to HSA in most of the systems took place trough the aqueous phase directed by the differences of the association constants. The efflux of the MP from DMPC/DMPG liposome, however, was strongly inhibited above a critical concentration range of HSA. This effect was interpreted as a result of the formation of HSA-coating on the liposome surface. The presence of trehalose, by modifying the HSA–liposome interaction, resulted in the transfer of MP to the HSA above the critical concentration range as well.
13
Az értekezés témájában megjelent saját közlemények Cikkek Bárdos-Nagy I., Galántai R., Kaposi A.D., Fidy, J. (1998) Int. J. Pharm; 175, 255-267; Difference in the transport of metal and free-base porhyrins. Steady-state and time-resolved fluorescence studies Galántai R., Bárdos-Nagy I. (2000) Int. J. Pharm. 195, 207-218; The interaction of human serum albumin and model membranes Galántai R., Bárdos-Nagy I., Módos K., Kardos J., Závodszky P., Fidy J. (2000) Arch. Biochem. Biophys. 373, 261-270, Serum albumin – lipid membrane interaction influencing the uptake of porphyrins Bárdos-Nagy I., Galántai R., Fidy, J. (2001) Biochim. Biophys. Acta 1512, 125-134, Effect of trehalose in low concentration on the binding and transport of porphyrins in liposome - human serum albumin system Referált absztraktok Bárdos-Nagy I. Studies on the binding of BRLP-42 to the cell constituent hem proteins, Semmelweis Science Fair, Medical Science Monitor, Vol. 2. supplement 3, pp. 15., (1996. 09. 26-27) Bárdos-Nagy I., Galántai R., Fidy J. Effect of Mg-ion on the binding of mesoporhyrin to human serum albumin and liposomes, The 2nd European Biophysics Congress, Orleans, France (1997. 07. 13-17.) Eur. Biophys. J. 1997. Vol.26. Number 1. p. 13. Előadások és poszterek Bárdos-Nagy, I., Galántai, R., Fidy, J. Effect of Mg-ion on the binding of mesoporhyrin to human serum albumin and
14
liposomes, XVIII. National Meeting of the Hungarian Biophysical Society, Pécs, (1997. 07. 6-9.) Bárdos-Nagy, I., Galántai, R., Fidy, J. Effect of Mg-ion on the binding of mesoporhyrin to human serum albumin and liposomes, The 2nd European Biophysics Congress, Orleans, France (1997. 07. 13-17.) Bárdos-Nagy, I., Galántai, R., Fidy, J. Effect of Mg-ion on the binding of mesoporhyrin to human serum albumin and liposomes, VI. Semmelweis Tudományos Fórum Budapest, (1997. 11. 5-7.) Galántai, R., Nagy, I., Kardos, J., Závodszky, P., Fidy, J. A humán szérum albumin - membrán kölcsönhatásának szerepe a porfirin transzportban, A Magyar Biofizikai Társaság XIX. Vándorgyűlése, Kecskemét (1999. 08. 25-28.) Bárdos-Nagy I., Galántai R. Porfirin transzport HSA - liposzóma rendszerekben, Előadás a Magyar Biofizikai Társaság Membrán Szekció ülésén Budapest (2000. 03. 23.) Bárdos-Nagy I., Galántai R., Fidy J. Porfirinek fehérje - membrán közötti transzportjának vizsgálata modellrendszerekben, A Magyar Biofizikai Társaság XXX. Membrán-transzport konferenciája, Sümeg (2000. 05.23-26.) Bárdos-Nagy I., Galántai R. A trehalóz szerepe a kisméretű unilamelláris liposzóma - humán szérum albumin rendszerek kölcsönhatásában, A Magyar Biofizikai Társaság XXXI. Membrán-transzport konferenciája, Sümeg (2001. 05.22-25.) Bárdos-Nagy I., Galántai R. Porfirinek kötődése és megoszlása trehalóz mentes és trehalózt tartalmazó liposzóma – humán szérum albumin modellrendszerekben, A Magyar Biofizikai Társaság XX. Vándorgyűlése, Budapest (2001. 07. 5-7.)
15
Irodalomi hivatkozások 1. Moan, J. (1986) Porphyrin photosensitization and phototherapy, Photochem. Photobiol. 43, 681-690. 2. Gomer, C.H. (1991) Preclinical examination of first and second generation photosensitizers used in photodynamic therapy, Photochem. Photobiol. 54, 10931107. 3. Moan, J. & Berg, K. (1992) Photochemotherapy of cancer: experimental research, Photochem. Photobiol. 55, 931-948. 4. He X.Y., Sikes R.A., Thomsen S., Chung L.W.K. & Jacques S.L. (1994) Photodynamic therapy with photofrin II inducees programmed cell death in carcinoma cell lines, Photochem. Photobiol. 59, 468-473. 5. Kessel, D., Dougherty, T.J. & Chang, C.K. (1991) Photosensitization by synthetic diporphyrins and dichlorins in vivo and in vitro, Photochem. Photobiol. 53, 475 479. 6. Figge, F.H.J., Weiland, G.S. & Manganiello, L.O. J. (1948) Cancer detection and therapy. Affinity of neoplastic, embryonic and traumatized tissues for porphyrins and metalloporphyrins, Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine 68. 640-641. 7. Henderson, B.W. & Dougherty, T.J. (1992) How does photodynamic therapy work? Photochem. Photobiol. 55, 145-157. 8. Spikes J.D. (1986) Phatolocyanines as photosensitizers in biological systems and for the photodynamic therapy of tumors, Photochem. Photobiol. 43, 691-699. 9. Scully, A.d., Ostler, R.B., MacRobert, A.J., Parker, A.W., de Lara, C., O'Neill, P. & Phillips, D. (1998) Laser line-scanning confocal fluorescence imaging of the photodynamic action of aluminum and zinc phthalocyanines in V79-4 chinese hamster fibroblasts, Photochem. Photobiol. 68, 199-204. 10. Bellnier, D.A., Young, D.N., Detty, M.R., Camacho, S.H. & Oseroff, A.R. (1999) pH-dependent chalcogenopyrylium dyes as potential sensitizers for photodynamic theraphy: selective retention in tumors by exploiting pH differences between tumor and normal tissue, Photochem. Photobiol. 70, 630-636. 11. Bonnett, R., Ioannou, S., White, R.D., Winfield, U.J. & Berenbaum, M.C. (1987) Meso-tetra (hydroxyphenyl) porphyrins as tumour photosensitisers: chemical and photochemical aspects, Photochem. Photobiophys. Suppl., 45-46. 12. Spikes, J.D. & Bommer, J.C. (1986) Zinc tetrasulphophthalocyanine as a photodynamic sensitizer for biomolecules, Int. J. Radiat. Biol. 50, 41-45. 13. Gregoriadis, G., Wills, E.J., Swain, C.P. & Tavill, A.S. (1974) Drug-carrier potential of liposomes in cancer chemoterapy, Lancet June,1313-1316. 14. Reddi, E., Rodgers, M.A.J., Spikes, J.D. & Jori, G. (1984) The effect of medium polarity on the hematoporphyrin senzitized photooxidation of L-tryptophan, Photochem. Photobiol. 40, 415-421. 15. Kennedy, J. C. & Pottier, R. H. (1992) Endogenous protoporphyrin IX, a clinically useful photosensitizer for photodynamic therapy, J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 14, 275 - 292. 16. Loh, C.S., Vernon, D., MacRobert, A.J., Bedwell, J., Bown, S.G. & Brown, S.B. (1993) Endogenous porphyrin distribution induced by 5-aminolaevulinic acid in the
16
tissue layers of the gastrointestinal tract, J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 20, 47 54. 17. Krieg, R.C., Fickweiler, S., Wolfbeis, O.S. & Knuechel, R. Cell-type specific protoporphyrin IX metabolism in human bladder cancer in vitro, Photochem. Photobiol. 72, 226-233. 18. Madsen, S.J., Sun, C.H., Tromberg, B.J., Wallance, V.P. & Hirschberg, H. (2000) Photodynamic Therapy of human glioma spheroids using 5-aminolevulinic acid, Photochem. Photobiol. 72, 128-134. 19. Georgiou, S., Papazoglou, T., Dafnomili, D., Coutsolelos, A.G., Kouklaki, V. & Tosca, A. (1994) Photophysical characterisation of hematoporphyrin incorporated within collagen gels, J. Photochem. Photobiol. B: Biol. 22, 45 - 50. 20. van den Akker, J.T.H.M., de Bruijn, H.S., Beijersbergen van Henegouwen, G.M.J., Star, W.M. & Sterenborg, H.J.C.M. (2000) Photoporphyrin IX fluorescence kinetics and localization after topical application of ALA pentyl ester and ALA on hairless mouse skin with UVB-induced early skin cancer, Photochem. Photobiol. 72, 399406.
17
