UNIVERSITEIT GENT FACULTEIT DIERGENEESKUNDE

UNIVERSITEIT GENT FACULTEIT DIERGENEESKUNDE Academiejaar 2009-2010

TRICHODINA EN COSTIA BIJ DE KARPER; EEN CASUSVERSLAG door Davy DEBRUYN

Promotor: Dierenarts A. Garmyn Medepromotor: Prof. Dr. A. Martel

Casereport in het kader van de masterproef

Trichodina en Costia bij de karper

Davy Debruyn

De auteur en de promotor geven de toelating dit studieproject voor consultatie beschikbaar te stellen en delen hiervan te kopiëren voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van gegevens uit deze studie. Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze literatuurstudie berust bij de promotor. De auteur en de promotor zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze casereport geciteerd en beschreven zijn.

1


Davy Debruyn

DANKWOORD Eerst en vooral wil ik mijn promotor An Garmyn bedanken voor de tijd die ze heeft vrijgemaakt om me te helpen bij het maken van deze casebespreking. Ik kon altijd terecht met al mijn vragen bij haar en ze gaf me altijd goede tips om mijn tekst te verbeteren. Ook stak ze veel tijd in het grondig nakijken van mijn werk, wat zeker een meerwaarde heeft gegeven aan dit casereport. Bedankt daarvoor! Ook Professor An Martel zou ik willen bedanken voor het nakijken van mijn werk. Bedankt daarvoor! Verder zou ik graag de vakgroep bijzondere dieren willen bedanken voor het bezorgen van de case en ook voor de informatie die ik nodig had om het casereport te vervolledigen. Bedankt daarvoor!

2


Davy Debruyn

INHOUDSOPGAVE

INHOUDSOPGAVE.............................................................................................................................. SAMENVATTING ............................................................................................................................... 1 2.

INLEIDING............................................................................................................................. 2

3.

CASUS .................................................................................................................................. 3 3.1. ANAMNESE ................................................................................................................ 3 3.2. KLINISCH ONDERZOEK............................................................................................ 3 3.3. DIAGNOSE ................................................................................................................. 4 3.4. BEHANDELING........................................................................................................... 4

4.

BESPREKING ....................................................................................................................... 5 4.1. NITRIETVERGIFTIGING............................................................................................. 5 4.1.1. Epidemiologie van nitrietvergiftiging............................................................... 5 4.1.2. Pathogenese en klinische tekenen van nitrietvergiftiging .............................. 5 4.1.3. Diagnose van nitrietvergiftiging ...................................................................... 6 4.1.4. Preventie en behandeling van nitrietvergiftiging ............................................ 6 4.2. PROTOZOAIRE INFECTIES BIJ DE KARPER .......................................................... 6 4.2.1. Trichodina sp.................................................................................................. 7 4.2.2. Costia (Ichthyobodo necator) ......................................................................... 9

5.

CONCLUSIE........................................................................................................................ 11

6.

LITERATUURLIJST............................................................................................................. 12

7.

BIJLAGEN ........................................................................................................................... 13 BIJLAGE I: BEHANDELINGSSCHEMA VOOR FORMALDEHYDE ................................... 13

3

SAMENVATTING

Een eigenaar komt langs met enkele karpers uit zijn vijver die witte vlekken vertonen. Ook is er reeds een vis gestorven. Uit het klinisch onderzoek kan men vaststellen dat het nitrietgehalte van het water te hoog is en dat de huid van de vissen geparasiteerd wordt door Trichodina sp. en Costia sp.. In het eerste deel van dit werk volgt een uiteenzetting van de casus. De anamnese, het klinisch onderzoek, de diagnose en de ingestelde behandeling worden besproken. In het tweede deel wordt er dieper ingegaan op de twee oorzaken van de ziekte bij deze vissen, namelijk de waterkwaliteit en de parasitaire infecties. Eerst wordt de nitrietvergiftiging besproken aan de hand van de epidemiologie, pathogenese en klinische symptomen, diagnose en preventie en behandeling. Vervolgens worden de eigenschappen, pathogenese en symptomen, diagnose en behandeling van de parasieten Trichodina en Costia onder de loep genomen.


1.

Davy Debruyn

INLEIDING

Een slechte waterkwaliteit en parasitaire infecties zijn de twee belangrijkste ooraken van ziekten bij vissen. Belangrijke waterparameters zijn het zuurstofgehalte, de temperatuur, de hardheid en de ammoniak-, nitriet- en nitraatconcentraties. Elke afwijking in deze parameters gaat gepaard met specifieke symptomen. Om afwijkingen te onderkennen is het dus belangrijk om als eigenaar op regelmatige basis het vijver- of aquariumwater te testen aan de hand van de een testkit. Bij de parasitaire infecties zijn deze met ectoparasieten de meest voorkomende bij vissen. Symptomen die zich kunnen voordoen bij deze infecties zijn vinknijpen, schuren, flitsen en een overmatige productie van slijm, waardoor een witachtig vlekkenpatroon op de huid te zien is. Als de kieuwen geparasiteerd zijn kan dit ook leiden tot ademhalingsstoornissen. Beide aandoeningen verzwakken de vis en tasten de beschermende slijmlaag aan. Dit predisponeert voor secundaire infecties met bacteriën en schimmels, die de huid nog verder beschadigen. Bovenstaande problematiek wordt mooi geïllustreerd aan de hand van volgende casus.

2


2.

CASUS

2.1.

ANAMNESE

Davy Debruyn

De eigenaars hebben sinds 6 maanden een huis met vijver gekocht waarin graskarpers, andere karpers en tinken zitten. Ze komen op consultatie met de klacht dat enkele vissen witte vlekken vertonen. Enkele van deze vissen hebben ze meegebracht. Er is een witte verkleuring te zien die begint aan de kop en geleidelijk naar de kieuwen uitbreidt. Grote vissen lijken er meer last van te hebben. Eén vis vertoont een bult met groen wier en -volgens de beschrijving van de eigenaar‘orange boontjes’ erop. Er is ook al een vis overleden. De vijver heeft een oppervlakte van 180 m2 en is 1 m diep. Er is dus ongeveer 180 m3 water in de vijver. Deze is meer dan 35 jaar oud en werd nog nooit gereinigd. Er staan geen bomen vlakbij de vijver, maar er liggen wel bladeren in. Rond de vijver zijn er hortensia’s, dotterbloemen, verschillende waterplanten, azalea’s en een rozenstruik. Hij ligt ook vlak bij weiland. De vijver is gewoon uitgegraven in de grond zonder enig speciaal bodem- of wandmateriaal. Het teveel aan water loopt weg en als het waterpeil te laag staat, is er een pomp om grondwater in de vijver te laten lopen. De waterkwaliteit is nog nooit getest geweest. Ook is er geen filter, UV-lamp of enige vorm van zuurstofvoorziening (fontein, waterval…) aanwezig. Volgens de eigenaars zitten er weinig algen in het water.

2.2.

KLINISCH ONDERZOEK

Het routineonderzoek bij de vis bestaat uit 3 delen: de observatie, het testen van de waterkwaliteit en het nemen van stalen. Bij de observatie was er niet veel te zien aan het gedrag van de vissen omdat deze niet in hun natuurlijke omgeving zitten. Wel waren duidelijk de witte vlekken te zien. Dit komt door de hogere slijmproductie van de vis als reactie op een parasitaire besmetting. Een volgend belangrijk onderdeel van het onderzoek bij vissen is het testen van de waterkwaliteit. Deze werd aan de hand van het Tetrapond® Test Set getest op carbonaat hardheid (normaalwaarde gemiddeld tussen 8-12 graden dH° (= Duitse hardheid), de zuurtegraad (normaalwaarde voor karpers tussen 6,8 pH en 7,5 pH) en de zuurstof- en koolstofgehaltes. Met de testkits van Colombo® werden de nitriet- (NO 2 -), nitraat- (NO 3 ) en ammoniakgehaltes (NH 3 ) getest. De afwijkende waarden in deze vijver waren een verhoogd nitrietgehalte met een waarde tussen de 0,25-0,5 mg/l, en een licht verhoogde pH waarde tussen 7,5-8. Tenslotte werden ook de huidafkrabsels en een kieuwbiopt genomen. Hiervoor werd met de stompe zijde van een bistourimesje wat slijmhuid weggeschraapt met de richting van de schubben mee ter hoogte van de basis van de rug- en staartvin en ook ter hoogte van de aanzet van de 3


Davy Debruyn

borstvinnen. Een kieuwbiopt werd bekomen door met een klein schaartje een stukje van de kieuwen te knippen. Vervolgens werden de huidafkrabsels en het kieuwbiopt op een draagglaasje uitgewreven, een druppel vijverwater toegevoegd en onder de microscoop bekeken. Trichodina sp. en Costia sp.werden in grote hoeveelheden waargenomen op vergroting 100x.

2.3.

DIAGNOSE

Aan de hand van het klinisch onderzoek werd de diagnose gesteld van een parasitaire infectie met Trichodina en Costia en een slechte waterkwaliteit met verhoogde nitriet- en pH waarden.

2.4.

BEHANDELING

De vissen werden behandeld met formaldehyde (zie bijlage) tegen de parasieten Trichodina en Costia. Aangezien de formaldehydebehandeling inhoud dat een groot deel van het water ververst wordt, zal tegelijkertijd ook het nitrietgehalte normaliseren. Echter, om nitrietvergiftiging in de toekomst te vermijden, werd de eigenaars aangeraden om een biologische filter te installeren, de zuurstofvoorziening te verbeteren (bijvoorbeeld door het plaatsen van een fontein of zuurstofpomp), overbevolking en overvoeden te vermijden en op regelmatige basis de waterkwaliteit te testen. Het was niet nodig om iets aan de pH waarde te veranderen aangezien het om een geringe afwijking ging en karpers dit goed kunnen verdragen.

4


3.

BESPREKING

3.1.

NITRIETVERGIFTIGING

Davy Debruyn

De slechte waterkwaliteit zou in dit geval aan de basis van het parasitologisch probleem kunnen liggen. De vissen verzwakken, de beschermende slijmlaag wordt aangetast en parasieten en secundaire infecties (bacteriën en schimmels) kunnen makkelijker aanslaan. De nitrietwaarde in de vijver is te hoog (tussen de 0,25-0,5 mg/l). Deze ligt best niet hoger dan 0,1 mg/l en sterfte treedt op vanaf 2 mg/l zoals in deze case ook het geval was. Het ammoniakgehalte moet normaal best onder de 0,01 mg/l blijven, wat hier wel het geval is. De pH is aan de hoge kant, maar karpers kunnen dit goed verdragen, zolang er geen plotse schommelingen zijn (Lammens, 2007).

3.1.1.

Epidemiologie van nitrietvergiftiging

Een nitrietvergiftiging doet zich typisch voor na een ammoniakpiek. Deze kan het gevolg zijn van een te groot visbestand of een te grote hoeveelheid organisch materiaal in de vijver door bijvoorbeeld overvoederen, dode bladeren en dergelijke. Het ammoniakgehalte blijft best onder de 0,01 mg/l en vanaf 0,2 mg/l doen zich afhankelijk van de andere waterparameters problemen voor (Lammens, 2007). De ammoniak wordt door Nitrosomonas sp. omgezet tot nitriet. Vervolgens wordt nitriet (NO 2 -) omgezet tot het minder giftige nitraat (NO 3 -) door Nitrobacter sp.. Deze bacteriën hebben tijd nodig om geactiveerd te worden zodat bij een hoog nitrietgehalte deze kan accumuleren (Noga, 2000). Nitrosomonas sp. zijn beter bestand tegen koude dan de Nitrobacter sp.. Daarom kan men na de winter vaak een piek in het nitrietgehalte zien omwille van de gedaalde omzetting van nitriet naar nitraat (Gradley, 2005). Bij deze case vond de consultatie plaats in april. Dus hier is het hoge nitrietgehalte misschien een gevolg van de piek na de winter. Eventueel zou het feit dat de vijver in de buurt van weiland ligt hier ook mee kunnen te maken hebben, als na een regenbui met mest gecontamineerd water uit de wei in de vijver terecht komt.

3.1.2.

Pathogenese en klinische tekenen van nitrietvergiftiging

Nitriet wordt actief getransporteerd door de kieuwen, waarna het in de bloedbaan terecht komt (Lewis en Morris, 1986). Daar gaat het in competitie met zuurstof voor de binding op het hemoglobine, welke geoxideerd wordt tot methemoglobine. Hierdoor krijgt het bloed en bruine kleur. Uitwendig is de vis bleek met bleekbruine kieuwen. Vissen met een uitgesproken methemoglobinemie vertonen dyspnee, aangezien zuurstof niet meer of verminderd bindt aan de

5


Davy Debruyn

methemoglobine. Als gedragsverandering ziet men lethargische vissen die kort tegen het wateroppervlak blijven (Noga, 2000).

3.1.3.

Diagnose van nitrietvergiftiging

De diagnose wordt gesteld aan de hand van het nitrietgehalte in het water dat bepaald wordt aan de hand van commerciële kits of via een spectrofotometer (Lammens, 2007). Voor een nog nauwkeurigere diagnose kan men in principe het methemoglobinegehalte in het bloed bepalen en dit linken aan het nitrietgehalte in het water. Bloed nemen bij een levende vis kan op twee manieren: ter hoogte van de anus wordt net onder de laterale lijn met een naald gestoken tot tegen de wervelkolom en vervolgens zachtjes teruggetrokken tot men in de caudale vene terechtkomt. Een andere methode die men kan toepassen bij kleine vissen is een hartpunctie (Lammens 2007). Het methemoglobinegehalte van het bloed schommelt altijd een beetje, maar concentraties van meer dan 25% kunnen als abnormaal beschouwd worden (Noga, 2000). In dit praktijk wordt dit echter zelden toegepast.

3.1.4.

Preventie en behandeling van nitrietvergiftiging

Het belangrijkste is een evenwichtige vijver die nitrietschommelingen kan opvangen. Dit kan bekomen worden door een goede filter, genoeg vijverplanten en geen overbezetting van vissen om het organisch afval en bijgevolg het ammoniakgehalte zo laag mogelijk te houden. Het is ook belangrijk dat je in een nieuwe vijver niet te snel vissen inbrengt aangezien de Nitrosomonas- en Nitrobacter populaties nog laag zijn en zich moeten aanpassen. Ook is het raadzaam regelmatig de waterkwaliteit met behulp van een testkit te controleren. Indien er zich toch een te hoog nitrietgehalte voordoet, ververs je best zoveel mogelijk water en voeg je zout toe (3g NaCl/l). Het chloride-ion zal namelijk in competitie gaan met nitriet om door de kieuwen opgenomen te worden (Lammens, 2007). Bij deze case is dit achterwege gelaten wegens de formol behandeling, aangezien formol in combinatie met zout kieuwbrand kan veroorzaken.

3.2.

PROTOZOAIRE INFECTIES BIJ DE KARPER

Protozoa zijn een belangrijke groep van parasieten bij de vissen die bijna elk orgaan of weefsel van de gastheer kan aantasten. Men kan ze onderverdelen in vijf fyla: de flagellaten (vb. Costia, Hexamita, Trypanosoma, e.a.), de ciliaten (vb. Chilodonella, Trichodina, Trichdinella, e.a.), de amoeben, de apicomplexa met als subklasse de coccidia (vb. Eimeria, e.a.) en tenslotte de microspora (Wildgoose, 2001).

6


Davy Debruyn

In dit geval zal een nitrietvergiftiging de parasitaire infectie in de hand gewerkt hebben. Aangezien in deze casus Trichodina sp. en Costia sp. werden gediagnosticeerd, zullen deze twee soorten in de volgende paragrafen verder uitgewerkt worden.

3.2.1.

Trichodina sp.

3.2.1.1. Eigenschappen van Trichodina sp.

Trichodina sp. behoren tot de groep der ciliaten binnen de grotere groep van de protozoa. Ze zijn discusvormig en hebben interne messen of dentikels (zie figuur 1). Aan de

Dentikels

hand van de morfologie van deze laatsten kan de species bepaald worden. Hun grootte bedraagt ongeveer 70 µm. Ze planten zich voort door middel van eenvoudige binaire deling en kunnen zich makkelijk vasthechten en losmaken van de vis gastheer. Ze komen zowel in zoet- als zoutwater voor, meestal als ectoparasieten op de huid en kieuwen. Enkele

soorten

worden

ook

inwendig

gevonden

Cilia

(Wildgoose, 2001). De parasiet kan zich vermenigvuldigen bij een temperatuur tussen 4°C en 30°C en is dus één van de weinige

Figuur 1: Trichodina sp.; A) Frontaal

parasieten, samen met Costia en Witte Stip die men het

aanzicht; B) Lateraal aanzicht (naar

hele jaar op de vis kan aantreffen. De vermenigvuldiging

Ruangpan, 1982).

gebeurt sneller in vuil water (Lammens, 2007).

3.2.1.2. Pathogenese en symptomen van Trichodinosis

Trichodina is één van de parasieten die ‘slijmziekte’ bij zoetwatervissen kan veroorzaken. ‘Slijmziekte’ kenmerkt zich door een overmatige productie van slijm door de slijmbekercellen als reactie op de parasiet, waardoor de vissen een wit-grijze film op de huid vertonen (zie figuur 2). Door de voortdurend draaiende beweging van de parasiet, worden met zijn dentikels delen van de huid of kieuwen afgeschraapt om als voedsel te dienen. Hierdoor ontstaan kleine irriterende wondjes, waarop de vissen reageren met vinknijpen, schuren of flitsen. Ook kan de Figuur 2: ‘Slijmziekte’ bij een Koi (foto van www.gardenbanter.co.uk)

vis ademhalingsmoeilijkheden vertonen wanneer de kieuwen zijn aangetast. Bij dit laatste zullen ze zich in een

7


Davy Debruyn

vroeg stadium rustig houden op de bodem om zo weinig mogelijk zuurstof te verbruiken. In een later stadium gaan ze lucht happen aan het oppervlak (Lammens, 2007). Over het algemeen is Trichodinosis een relatief milde ziekte die zich presenteert door chronische morbiditeit en mortaliteit (Hoffmann, 1978). Trichodina infecteert enkel de oppervlakte van de huid, maar toch veroorzaakt ze schade door de adhesie en suctie op het epitheel. Zwaar geïnfecteerde vissen zijn anorectisch, vertonen een slechte conditie en hebben normaal een lage mortaliteit (1% per week). Maar de mortaliteit kan veel hoger liggen bij jonge vissen en bij secundaire bacteriële infecties. Trichodina-infecties bij vissen zijn meestal het gevolg van andere oorzaken (Noga, 2000), zoals in dit geval hoogstwaarschijnlijk een slechte waterkwaliteit.

3.2.1.3. Diagnose van Trichodinosis

De diagnose is relatief makkelijk te maken door middel van een huidafkrabsel of een coupe, omwille van de karakteristieke morfologie van de parasiet. Ze kunnen herkend worden aan hun ronde doorsnede in bovenaanzicht en ook de dentikels en cilia zijn goed herkenbaar onder de microscoop op een vergroting van 100-200x (zie figuur 3). Het is belangrijk dat bij het nemen van een huidafkrabsel of een coupe een levende of net gestorven vis gebruikt wordt, aangezien na het sterven de parasiet de vis deze verlaat binnen de twintig minuten. Ook is het van belang het staal direct te onderzoeken, omdat de beweeglijkheid

Figuur 3: Een natief preparaat van een

van de parasieten snel afneemt (Lammens, 2007).

Trichodina parasiet. C= cilia; D= dentikels (uit Noga, 2000).

3.2.1.4. Behandeling van Trichodinosis

Volgens Demasières (2008) kunnen vissen behandeld worden door ze één maal per week in een zeewaterbad te plaatsen van 1% gedurende 30 minuten, en dit gedurende vier weken. Ook één maal aan een dosis van 10-15 g/l water NaCl gedurende 20 minuten wordt beschreven (Amlacher, 1972; Khan, 1991). Formaldehyde 37% (20-25 ml/100 l water gedurende 30-45 minuten), malachietgroen (0,2-0,25 ppm) en kaliumpermanganaat (1 g/l gedurende 30-45 seconden, 1 g/100 l gedurende 90 minuten) zijn ook goede behandelingen (Amlacher, 1972). Aangezien de parasiet zich niet zo diep ingraaft, is één behandeling met één van deze laatste drie producten al voldoende (Lammens, 2007). Soms kan enkel het verbeteren van de waterkwaliteit al voldoende zijn om de parasiet te bestrijden (Noga, 2000).

8


3.2.2.

Davy Debruyn

Costia (Ichthyobodo necator)

3.2.2.1. Eigenschappen van Costia

Costia behoort tot de groep der flagellaten (zie figuur 4). Het is een ovaal of niervormig organisme (10 x 20 µm groot) met een puntig einde en twee flagellen (Hoole et al., 2001). Het is één van de kleinste ectoparasieten bij vissen. Costia komt voor in zoet water, maar kan de transfer naar zout water overleven. De parasiet is vooral gevaarlijk voor jonge vissen, ofwel

bij

oudere

vissen

mits

de

aanwezigheid

van

predisponerende factoren (Noga, 2000). Costia bestaat in twee vormen: een mobiele vorm met flagellen, waarbij de vis zich voortbeweegt in het water, en een peervormige vorm waarbij de parasiet zich vasthecht aan de vis en penetreert in het epitheel om zich te voeden. Figuur 4: Costia (Ichthyobodo necator) (naar Joyon en Lom, 1969).

De overgang tussen de twee fasen is een kwestie van minuten (Joyon en Lom, 1969). Costia heeft een directe levenscyclus waarbij de parasiet in

het water van vis tot vis zwemt. De voortplanting gebeurt door binaire deling. Deze kan bij temperaturen tussen de 2-30°C. Dit wil zeggen dat de parasiet net als Trichodina en Witte Stip ook in de winter voorkomt.

3.2.2.2. Symptomen van Costiosis

Ook de algemene symptomen (‘slijmziekte’, vinknijpen, flitsen, schuren, e.d.) zullen zich bij een infectie met Costia voordoen. Bij jonge vissen kan Costiosis massaal sterfte veroorzaken. Ook bij oudere vissen onder slechte omstandigheden kan sterfte optreden. Soms treedt de sterfte op zonder duidelijke pathologieën, maar soms kan je spongiosis (i.e. intercellulair oedeem in de epidermis) en het loskomen van het epitheel waarnemen (Noga, 2000).

3.2.2.3. Diagnose van Costiosis

De diagnose is relatief makkelijk te maken op huidafkrabsels of kieuwbiopten die bij grote vergroting onder de microscoop bekeken worden (zie figuur 5). De mobiele vorm vertoont een warrige, spiraalvormige beweging (Wildgoose, 2001). Vastgehechte parasieten zijn moeilijker te vinden, maar bij zware infecties kunnen ze gelokaliseerd worden door op en neer te focussen op

9


Davy Debruyn

400x vergroting op de rand van het kieuwepitheel, waar ze palissades vormen. Ook kunnen ze traag heen en weer zwaaiend waargenomen worden wanneer ze vastgehecht zijn (Noga, 2000). Costia heeft ook de eigenschap om tegen de stroom in te zwemmen, zodat je ze duidelijk kan onderscheiden (Lammens, 2007). Figuur 5: Een natief preparaat van Costia parasieten. F= Flagellen (uit Noga, 2000)

Dezelfde

principes

in

verband

met

staalname

als

beschreven bij Trichodina gelden hier ook (i.e. op levende vis, snel onderzoeken).

3.2.2.4. Behandeling van Costiosis

Volgens Demasières (2008) is een behandeling met metronidazole, secnidazole of triclabendazole (40 g/kg voeder gedurende tien dagen) 100% effectief (Tojo en Santamarina, 1998c). Een zoutbad 0,3% NaCl is ook effectief tegen Costia in zoetwater. Zijn er echter na drie dagen nog van deze parasieten op te merken, dan heeft men te maken met resistente parasieten en mag de zoutconcentratie opgedreven worden tot 0,6% (maximum 0,9%). Men kan ook behandelen met formaline. Hierbij moet men wel opletten met zout en kaliumpermanganaat, aangezien die in combinatie met formaline brandwonden op de huid kunnen veroorzaken (Lammens, 2007). Het is ook mogelijk te behandelen met waterstofperoxide (3% USP), welke direct op de geïnfecteerde plaatsen aangebracht kan worden met een stukje katoen of een verbandgaasje (Johnson, 2006). Tenslotte wordt ook kaliumpermanganaat aangeraden of kan men de temperatuur van het water boven 30°C brengen (Noga, 2000). Meestal is één behandeling voldoende aangezien de parasiet geen eitjes legt die resistent kunnen zijn aan de behandeling (Lammens, 2007).

10


4.

Davy Debruyn

CONCLUSIE

Afwijkingen aan de waterkwaliteit en parasitaire infecties zijn de meest voorkomende problemen die ziekte veroorzaken bij vissen. Het eerste probleem, namelijk een slechte waterkwaliteit, is relatief makkelijk te voorkomen door een goed management (bijvoorbeeld overbevolking voorkomen, niet overvoederen, bomen rond vijver vermijden, e.d.) en een regelmatige controle van de waterkwaliteit. Zeker bij nieuwe vijvers en na de winter dient dit laatste te gebeuren aangezien het bacterieel evenwicht (Nitrosomonas sp./Nitrobacter sp.) in de vijver nog niet op punt staat, of verslecht kan zijn. Kleine schommelingen kunnen snel aangepast worden, maar grote afwijkingen van de waterkwaliteit vergen een intensieve behandeling. Parasitaire infecties zijn veel moeilijker te voorkomen. Bij aankoop van nieuwe vissen en planten of door waterdieren uit de natuur kunnen er parasieten mee in de vijver sluipen. Doch zijn deze aandoeningen makkelijk te diagnosticeren. Bij het zien van de eerste algemene symptomen van een parasitaire infectie (bijvoorbeeld vinknijpen, flitsen, schuren, e.d.) is het belangrijk om snel in te grijpen en te behandelen om secundaire bacteriële en/of schimmelinfecties te voorkomen.

11


Davy Debruyn

5.

LITERATUURLIJST



Amlacher E. (1972). Taschenbuch der fishkrankheiten. Zweite Auflage. Magnus Poser, Jena, p. 89-90.



Demasières E. (2008). De behandeling van parasieten bij vissen. Universiteit Gent, faculteit diergeneeskunde, p. 4-5, 15-16.



Gradley M. (2008). An introduction to the microbial world. Internetreferentie : http://www.koioriental.com/michelle/37/an-introduction-to-the-microbial-world.



Hoffmann G.L. (1978). Ciliates of freshwater fishes. In : Kreier J.P. (Editor). Parasitic Protozoa, vol 2, New York, Academic Press, p. 583-632.



Hoole D. (2001). Diseases of carp and other cyprinid fishes. In : Bucke D., Burgess P. en Wellby I. (Editors), p. 65-66.



Jojon en Lom (1969). Etude cytologique, systematique et pathologique d’Ichthyobodo necator (Henneguy, 1883) Pinto, 1928 (Zooflagelle). Protozool. 16, 703-19.



Khan R.A. (1991). Mortality in Atlantic salmon (Salmo solar) associated witch trichodinid ciliates, Journal of Wildlife Diseases 27 (1), 153-155.



Lammens M. (2007). De Koi Dokter, Leidraad voor een gezonde Koi, p. 22, 67-68, 72-73.



Lewis JR. W.M. en Morris D.P. (1986). Toxicity of Nitrite to Fish: A Review. Transactions of the American Fisheries Society 115, 183-195.



Noga E.J. (2000). Fisch disease, diagnosis and treatment. First Iowa State University Press Edition, p. 66-68, 99-101, 108-110.



Ruangpan L. (1982). Diseases and parasites of seabass, Lates calcarifer, figuur 4,6.



Tojo J.L., Santamarina M.T. (1998c). Oral pharmalogical treatments for parasitic diseases of rainbow trout Oncorhynchus mykiss. III. Ichthyobodo necator. Diseases of Aquatic Organisms 33 (3), 195-199.



Wildgoose W.H. (2001). BSAVA Manual of ornamental fish, second edition. In : Feist S.W. en Longshaw M. (Editors). Chapter 21: Parasitic diseases, p. 167-170.

12


6.

Davy Debruyn

BIJLAGEN

BIJLAGE I: BEHANDELINGSSCHEMA VOOR FORMALDEHYDE (naar de universiteit gent, faculteit diergeneeskunde, vakgroep bijzondere dieren)

FORMALDEHYDE 37% NEERSLAGVRIJ



Bij een watertemperatuur van 15 °C

- dag 1: 2,5 ml formaldehyde / 100 liter water - dag 2: 50 % van het water verversen en de helft van de dosis van dag 1 nadoseren (dwz. 1,25 ml formaldehyde / 100 liter water) - dag 3: 50 % water verversen - dag 8: idem dag 1 - dag 9: idem dag 2 - dag 10: idem dag 3 - dag 15: idem dag 1 - dag 16: idem dag 2 - dag 17: idem dag 3 - dag 31: eventueel vissen nog eens door dierenarts laten controleren.




- dag 1: 2,0 ml formaldehyde / 100 liter water - dag 2: 50 % van het water verversen en de helft van de dosis van dag 1 nadoseren (dwz. 1,0 ml formaldehyde / 100 liter water) - dag 8: idem dag 1 - dag 9: idem dag 2 - dag 15: idem dag 1 - dag 16: idem dag 2




- dag 1: 1,5 ml formaldehyde / 100 liter water - dag 2: 50 % van het water verversen en de helft van de dosis van dag 1 nadoseren (dwz. 0,75 ml formaldehyde / 100 liter water)

13




Davy Debruyn

Algemene richtlijnen

- NOOIT formol samen met ZOUT toedienen (gevaar voor kieuwverbranding) dwz. indien er reeds zout in de vijver aanwezig is dient er EERST 7/8 van het water ververst te worden vooraleer de formolbehandeling te starten !!! - Juiste hoeveelheid formol oplossen in een aantal emmers water en gelijkmatig verspreiden over het wateroppervlak. - Bij een watertemperatuur lager dan 8°C is formaldehyde niet meer werkzaam, dus wacht je best tot de omgevingstemperatuur gestegen is. - Vissen tijdens de behandeling niet voederen. - Extra zuurstof toedienen (pomp / goed werkende fontein / waterval). - Absorberende massa’s uit de filter verwijderen (actieve kool / zeoliet).

14

UNIVERSITEIT GENT FACULTEIT DIERGENEESKUNDE Academiejaar 2009-2010

VIRALE AANDOENINGEN BIJ DE KOIKARPER; EEN CASUSVERSLAG door Davy DEBRUYN

Promotor: Dr. A. Garmyn Medepromotor: Prof. Dr. A. Martel

Casereport in het kader van de masterproef

Virale aandoeningen bij de koikarper

Davy Debruyn

De auteur en de promotor geven de toelating dit studieproject voor consultatie beschikbaar te stellen en delen hiervan te kopiëren voor persoonlijk gebruik. Elk ander gebruik valt onder de beperkingen van het auteursrecht, in het bijzonder met betrekking tot de verplichting de bron uitdrukkelijk te vermelden bij het aanhalen van gegevens uit deze studie. Het auteursrecht betreffende de gegevens vermeld in deze literatuurstudie berust bij de promotor. De auteur en de promotor zijn niet verantwoordelijk voor de behandelingen en eventuele doseringen die in deze case geciteerd en beschreven zijn.

1


Davy Debruyn

DANKWOORD Eerst en vooral wil ik mijn promotor An Garmyn bedanken voor de tijd die ze heeft vrijgemaakt om me te helpen bij het maken van deze casebespreking. Ik kon altijd terecht met al mijn vragen bij haar en ze gaf me altijd goede tips om mijn tekst te verbeteren. Ook stak ze veel tijd in het grondig nakijken van mijn werk, wat zeker een meerwaarde heeft gegeven aan dit casereport. Bedankt daarvoor! Ook Professor An Martel zou ik willen bedanken voor het nakijken van mijn werk. Bedankt daarvoor! Verder zou ik graag de vakgroep bijzondere dieren willen bedanken voor het bezorgen van de case en ook voor de informatie die ik nodig had om het casereport te vervolledigen. Bedankt daarvoor!

2


Davy Debruyn

INHOUDSOPGAVE

INHOUDSOPGAVE.............................................................................................................................. SAMENVATTING ............................................................................................................................... 1 1.

INLEIDING............................................................................................................................. 2

2.

CASUS .................................................................................................................................. 3 2.1. ANAMNESE ................................................................................................................ 3 2.2. KLINISCH ONDERZOEK............................................................................................ 3 2.2.1. Algemeen onderzoek ..................................................................................... 3 2.2.2. Autopsie ......................................................................................................... 4 2.2.3. Histopathologisch onderzoek ......................................................................... 4 2.2.4. Bacteriologisch onderzoek ............................................................................. 5 2.2.5. Virologisch onderzoek.................................................................................... 5 2.3. DIAGNOSE ................................................................................................................. 5 2.4. BEHANDELING........................................................................................................... 5

3.

BESPREKING ....................................................................................................................... 6 3.1. KOI HERPES VIRUS .................................................................................................. 6 3.1.1. Etiologie.......................................................................................................... 6 3.1.2. Epidemiologie................................................................................................. 6 3.1.3. Pathogenese .................................................................................................. 7 3.1.4. Symptomen en letsels.................................................................................... 8 3.1.5. Diagnose ........................................................................................................ 8 3.1.6. Bestrijding en preventie................................................................................ 10 3.2. LENTEVIREMIE OF SPRING VIRAEMIA OF CARP................................................ 12 3.2.1. Etiologie........................................................................................................ 12 3.2.2. Epidemiologie............................................................................................... 12 3.2.3. Pathogenese ................................................................................................ 13 3.2.4. Symptomen en letsels.................................................................................. 13 3.2.5. Diagnose ...................................................................................................... 14 3.2.6. Behandeling ................................................................................................. 14 3.3. KARPERPOKKEN..................................................................................................... 15 3.3.1. Etiologie........................................................................................................ 15 3.3.2. Epidemiologie............................................................................................... 15 3.3.3. Pathogenese ................................................................................................ 15 3.3.4. Symptomen en letsels.................................................................................. 15 3.3.5. Diagnose ...................................................................................................... 16 3.3.6. Behandeling ................................................................................................. 16 3


Davy Debruyn

4.

DISCUSSIE EN CONCLUSIE ............................................................................................. 18

5.

LITERATUURLIJST............................................................................................................. 19

BIJLAGE I : AUTOPSIE BIJ EEN VIS .............................................................................................. 23 BIJLAGE II : PROCEDURE VOOR VIRUSISOLATIE BIJ KHV....................................................... 24

4

SAMENVATTING

Een eigenaar komt langs met een karper uit zijn vijver die evenwichtstoornissen en puntbloedingen op de schubben vertoont. Op enkele weken tijd zijn er reeds 6 koikarpers gestorven. Uit het algemeen klinisch onderzoek kan men buiten de uitwendige symptomen van de vis niets afwijkends vaststellen. Daarom besluit men om bijkomende onderzoeken te doen, waaruit men enkel kan besluiten dat het waarschijnlijk om een virale infectie zal gaan. In het eerste deel van dit werk volgt een uiteenzetting van de casus. De anamnese, het klinisch onderzoek met algemeen en bijkomend onderzoek, de diagnose en de behandeling worden besproken. In het tweede deel volgt een uiteenzetting van de meest voorkomende virussen bij karpers. Achtereenvolgens wordt het Koi Herpes Virus, Lenteviremie en karperpokken besproken aan de hand van de etiologie, epidemiologie, pathogenese, symptomen en letsels, diagnose en bestrijding en preventie. Tenslotte worden de 3 virussen nog eens met elkaar vergeleken in een overzichtstabel. Om te concluderen wordt besproken welk virus de meest waarschijnlijke ziekteverwekker is in deze case.


1.

Davy Debruyn

INLEIDING

Vissengeneeskunde is nog een relatief nieuw vakgebied binnen de diergeneeskunde. Bovendien is binnen dit vakgebied de kennis van virale aandoeningen bij vissen relatief beperkt. Als voorbeeld kan het Koi Herpes Virus aangehaald worden dat pas in 1998 werd ontdekt en waar men nu nog volop onderzoek naar verricht. Over de spreiding en de pathogenese van de meeste virussen zijn er nog vele vraagtekens. Wel is gekend dat de pathogenese meestal afhankelijk is van de watertemperatuur. Symptomen kunnen soms zeer specifiek en andere dan weer heel aspecifiek zijn. De diagnose kan over het algemeen gesteld worden aan de hand van PCR of virusisolatie, maar dan moet men wel de juiste procedures voor het virus gebruiken. De behandeling van virale aandoeningen bij vissen blijft nog steeds zeer moeilijk, er bestaat nog steeds geen effectief antiviraal geneesmiddel en vaak is totale depopulatie de enige mogelijke oplossing. Goed werkende vaccins voor vissen zijn nog niet op de markt, aangezien men niet zeker weet of de immuniteit van een vis op dezelfde manier werkt als bij zoogdieren. Om het virus volledig uit de vijver te krijgen moet deze leeggemaakt, gereinigd en ontsmet worden, wat zeer omslachtig is. Preventief is een goede quarantaine bij aankoop van nieuwe vissen het belangrijkste dat men kan doen. In deze case zullen de belangrijkste virale aandoeningen bij karpers besproken en vergeleken worden, met als doel om deze in de toekomst beter te onderkennen en te kunnen onderscheiden van elkaar.

2


2.

CASUS

2.1.

ANAMNESE

Davy Debruyn

Een eigenaar komt op consultatie met de klacht dat zes van zijn koikarpers gestorven zijn binnen een periode van één tot anderhalve maand. Nu is er ook een gewone karper ziek. Zijn windes blijven onaangetast. Qua symptomen merkt de eigenaar op dat de vissen eerst een periode op hun zijde zwemmen en erna op hun rug gaan zwemmen. De vijver heeft een inhoud van 10000 liter en wordt gevuld met leidingwater. Het bouwmateriaal bestaat uit polyester en ook is er een schaduwgedeelte voorzien. Er zijn vijverplanten aanwezig, maar onlangs werden er geen nieuwe bij geplant. Momenteel zitten er nog één koikarper, één andere soort karper, zes à zeven windes en een steur in de vijver. Drie weken geleden is het slib uit de vijver verwijderd. Qua filtratie is er een pomp met een capaciteit van 12000 l/u. De volledige vijver kan dus ieder uur door de filter gepompt worden. Er is een Japans filtersysteem en ook nog een ander type filter geïnstalleerd. In de nieuwe filter zit standaard een UV lamp. Voor de aankoop van deze filter was er een extra UV lamp geïnstalleerd. Voor de zuurstofvoorziening is er een fontein en ook het water dat uit de filter stroomt, zorgt voor extra zuurstof in het water. Als externe factoren werden er vroeger vaak reigers gespot rond de vijver, maar dat probleem is nu over. Gedurende de zomer zijn er ook veel algen in het water. De eigenaar sloot toxische stoffen in het water, eventueel als kwaad opzet, niet uit. In de zomer hebben de vissen ook een darminfectie doorgemaakt, die toen behandeld is, maar de soort parasiet en de gebruikte behandeling weet de eigenaar niet meer.

2.2.

KLINISCH ONDERZOEK

2.2.1.

Algemeen onderzoek

Het routineonderzoek bij de vis bestaat uit 3 delen: de observatie, het testen van de waterkwaliteit en het nemen van stalen. Bij de observatie viel meteen op dat de vis die de eigenaar had meegebracht op zijn rug zwom. Ook waren er puntbloedingen te zien, verspreid over het hele lichaam. Een volgend belangrijk onderdeel van het onderzoek bij vissen is het testen van de waterkwaliteit. Deze werd aan de hand van het Tetrapond® Test Set getest op carbonaat hardheid (normaalwaarde gemiddeld tussen 8-12 dH° (= graden Duitse hardheid), de zuurtegraad (normaalwaarde voor karpers tussen 6,8 pH en 7,5 pH) en de zuurstof- en koolstofgehaltes. Met de testkits van Colombo® werden de nitriet- (NO 2 -), nitraat- (NO 3 ) en 3


Davy Debruyn

ammoniakgehaltes (NH 3 ) getest. De waterparameters waren allemaal normaal. Enkel het nitraat was hoognormaal, maar nog niet verontrustend. Tenslotte werden ook de huidafkrabsels en een kieuwbiopt genomen. Hiervoor werd met de stompe zijde van een bistourimesje wat slijmhuid weggeschraapt met de richting van de schubben mee ter hoogte van de basis van de rug- en staartvin en ook ter hoogte van de aanzet van de borstvinnen. Een kieuwbiopt werd bekomen door met een klein schaartje een stukje van de kieuwen te knippen. Vervolgens werden de huidafkrabsels en het kieuwbiopt op een draagglaasje uitgewreven, een druppel vijverwater toegevoegd en onder de microscoop bekeken. Beide stalen waren parasitologisch negatief. Er werd besloten om deze vis te euthanaseren (aan de hand van benzocaïne opgelost in ethanol) en vervolgens een lijkschouwing op te doen in de hoop om zo alsnog tot een diagnose te komen en de overblijvende vissen in de vijver te kunnen helpen.

2.2.2.

Autopsie

Een lijkschouwing op een vis is enkel zinvol wanneer deze zeer vers is (best minder dan een half uur). Het weefselverval en de postmortale contaminatie treden immers zeer snel op bij vissen. Het laatste kan zelfs al vlak voor de dood beginnen optreden (Decostere, 1998). Het eerste onderdeel van de autopsie bestond uit het uitwendig onderzoek van de huid en de kieuwen. Op de huid waren puntbloedingen ter hoogte van de schubben te zien, verspreid over het hele lichaam. Vervolgens werd de vis op zijn rechterzijde gelegd. Om de kieuwen beter te kunnen inspecteren, werd het linker kieuwdeksel weggeknipt. Hier was niets afwijkend aan te zien. Het volgende deel was het inwendige onderzoek. Hiervoor werd de vis opengeknipt aan de ventrale zijde ter hoogte van de mediaanlijn van de kieuwstreek tot de anus. Vanaf de anus knipte men naar dorsaal en daarna geleidelijk richting craniaal, waarbij men de grens van de buikholte volgde. Nu waren de gonaden en de darmen zichtbaar, deze konden respectievelijk naar boven en naar beneden worden omgeklapt om zo de nier en andere organen beter te visualiseren (zie bijlage 1). Inwendig werden er ook geen afwijkingen gevonden. Het laatste deel van de autopsie was het nemen van stalen. Voor histopathologisch onderzoek werden volgende stalen genomen: lever, een schub met puntbloedingen, nier en hersenen. Voor bacteriologie: lever, nier en hersenen. En tenslotte voor virologie: nier, hart, milt en hersenen.

2.2.3.

Histopathologisch onderzoek

In de lever waren uitgebreide bloedingen diffuus verspreid in het weefsel zichtbaar, het parenchym was vrijwel niet herkenbaar. Ziehl Nielsen kleuring was negatief.

4


Davy Debruyn

De nier vertoonde talrijke eosinofiele cytoplasmatische inclusies in het tubulus epitheel. Ongeveer 50% van de tubuli waren aangetast. In de schub was er apoptose van individuele epitheelcellen in de epidermis te zien. Als morfologische diagnose was het beeld indicatief voor een virale nefritis.

2.2.4.

Bacteriologisch onderzoek

Alle stalen waren bacteriologisch negatief.

2.2.5.

Virologisch onderzoek

Er werd een PCR onderzoek uitgevoerd naar Koi Herpes Virus (KHV) maar deze was negatief. Ook werd er een celcultuur geïnoculeerd, maar ook dit onderzoek bleek negatief te zijn (zie bijlage 2 voor de procedure).

2.3.

DIAGNOSE

Aan de hand van het histopathologisch onderzoek kan er vermoed worden dat het om een virale infectie gaat, maar dit kon niet aangetoond worden met het virologisch onderzoek.

2.4.

BEHANDELING

Er werd geen behandeling ingesteld.

5


3.

Davy Debruyn

BESPREKING

Aangezien het in deze case waarschijnlijk om een virale aandoening gaat, maar de bijkomende onderzoeken geen uitsluitsel konden geven om welk virus het hier gaat, zullen hieronder de meest courante virale aandoeningen bij de (koi)karper besproken en vergeleken worden.

3.1.

KOI HERPES VIRUS

3.1.1.

Etiologie

Met het Koi Herpes Virus (KHV) bedoelt men het cyprinide herpesvirus type 3. Er bestaan ook nog twee andere types, namelijk het cyprinide herpesvirus type 1, welke karperpokken veroorzaakt en het cyprinide herpesvirus type 2, dat hematopoëtische necrose veroorzaakt bij goudvissen. Het virus wordt geklasseerd onder de dubbelstrengige DNA virussen binnen de familie van de Herpesviridae (Hartman et al., 2008), onder een nieuwe subfamilie van de Alloherpesviridae, die herpesvirussen van vissen en amfibieën bevat (McGeoch et al., 2006). Over dit laatste bestond er aan het begin van de ontdekking van het virus discussie. KHV heeft namelijk een groter genoom (277 kilobasenparen (kbp)) dan de rest van de leden van de Herpesviridae familie (250 kbp) (Pokorova et al.,2005). Daarom werd het virus tot voor kort als een apart virus beschouwd onder de naam Karper Nefritis en Kieuw Necrose Virus (Carp Nephritis and Gill Necrosis Virus (CNGV)). Aan de andere kant heeft men bij het virus een paar genen geïdentificeerd die grote gelijkenissen vertonen met het kanaalmeerval virus (Channel Catfish Virus) en andere herpesvirussen (Way et al., 2004). In een studie uit 2005 door Waltzek et al. heeft men aan de hand van genetische en morfologische gelijkenissen kunnen aantonen dat het hier wel degelijk om een derde type van de cyprinide herpesvirussen ging.

3.1.2.

Epidemiologie

Het is een vrij recent ontdekt virus. De eerst officieel herkende case met KHV was in Engeland in 1996. Sindsdien komt het virus voor in praktisch elk land dat koi’s en/of karpers cultiveert, uitgezonderd Australië (Hartman et al., 2008). Volgens Pokorova et al. uit 2005 werd het virus het eerst gediagnosticeerd in de Verenigde Staten van Amerika (VSA) in 1998 door onderzoek van stalen uit Israël en de VSA na een uitbraak in karperkwekerijen. In België wordt het virus gedetecteerd sinds 1999 met mortaliteit tot 90% en occasioneel voorkomen van symptomen. In 2002 en 2003 waren er uitbraken in ons land. In 2003 vond de eerste grote uitbraak bij consumptievissen plaats in Japan, wat leidde tot een tijdelijk importverbod in verschillende Europese landen (Lammens, 2007). De snelle spreiding van deze ziekte werd vooral in de hand

6


Davy Debruyn

gewerkt door grote internationale koi bijeenkomsten, waar er op dat moment nog geen controles gebeurden. Men vreest vooral voor landen waar grote hoeveelheden karper gekweekt worden voor de voedselindustrie of waar koi’s gekweekt worden als siervissen. Daarom werd in januari 2007 ook besloten om het KHV op de lijst van aangifteplichtige ziektes bij vissen door de Wereldorganisatie voor dierengezondheid (OIE). Sinds 2008 is de ziekte ook in de Europese Unie aangifteplichtig. In principe geldt dit ook in België, maar in de praktijk wordt er door de overheid niet veel gedaan. Deze maatregel dient vooral om de prevalentie van de ziekte in kaart te brengen. Verder zijn er nog geen regelgevingen betreffende bijvoorbeeld het opruimen van aangetaste visbestanden.

3.1.3.

Pathogenese

De verspreiding gebeurt via geïnfecteerde karpers en koi’s, via besmet water, via vogels, via bepaalde parasieten of via filtermateriaal. Het is ook aangetoond dat goudvissen en andere siervissen het virus kunnen dragen en mogelijk uitscheiden (Bergman et al., 2006). In theorie kan het virus ook overgaan via eieren en sperma van de oudervissen naar de jongen toe (Lammens, 2007). Eens het virus in het water komt, blijft het ongeveer vier uur infectieus, wat de hoge besmettingsgraad in vijvers verklaart (Perelberg et al., 2003). Tot voor kort was niet gekend hoe het virus werd opgenomen in het lichaam van de vis. Men dacht aan opname via de kieuwen of het intestinaal kanaal (Hendrick et al., 2000; Perelberg et al., 2003). Maar vrij recent heeft een studie uit 2009 door Costes et al. aan de diergeneeskundige faculteit te Luik aangetoond dat de belangrijkste ingangspoort van het virus de huid is. Twee dagen na de infectie zag men elektronenmicroscopisch al vermeerdering in de huid vanwaar het gemakkelijk in de rest van het lichaam zou kunnen spreiden. Van hieruit zou ook verspreiding naar andere vissen toe gebeuren, aangezien op datzelfde moment de vissen schuurgedrag begonnen te vertonen aan voorwerpen maar ook aan elkaar. Hierdoor zou rechtstreekse overdracht kunnen plaatsvinden. Er wordt nog verder onderzocht of huidlesies door bijvoorbeeld voorgaande parasitaire infecties de intrede van het virus vergemakkelijken. Hoe de pathogenese verder gaat moet nog grondiger onderzocht worden, maar men neemt aan dat wanneer het virus in de bloedbaan terecht komt het makkelijk spreid naar de nieren en zich daar in de witte bloedcellen nestelt (nieren bij vissen bevatten ook lymfoïed weefsel). Via de witte bloedcellen zou het virus makkelijk naar andere organen kunnen getransporteerd worden en ook naar het nierweefsel waar het een interstitiële nefritis veroorzaakt (Pikarsky et al., 2004). De incubatieperiode duurt minimaal twee weken (Lammens, 2007). Na het doormaken van de ziekte kunnen de vissen ofwel sterven ofwel levenslang drager worden en het virus uitscheiden. Speciaal in de pathogenese van KHV is de temperatuurafhankelijkheid (Yuasa et al, 2008). Zoals bij alle poikilotherme dieren is de omgevingstemperatuur bepalend voor het ziekteverloop. Hierdoor zijn de mortaliteit en morbiditeit afhankelijk van de watertemperatuur. (Ahne et al., 2002). Watertemperatuur bepaalt de ergheid van een virale infectie door het verhogen van de virusvermeerdering en onrechtstreeks ook door het verhogen van de gastheerimmuniteit 7


Davy Debruyn

(Alcorn et al., 2002). Mortaliteit bij KHV komt typisch voor tussen 22,5° en 25°C. Bijna geen mortaliteit komt voor onder deze temperatuur. Ook komt er praktisch geen ziekte voor boven de 30°C (OATA, 2001; Goodwin, 2003). 3.1.4.

Symptomen en letsels

Aangezien

KHV

immunosuppressief

is,

zijn

de

symptomen vaak aspecifiek. De vissen zijn lusteloos en stoppen met eten. Uitwendig vertonen ze een verhoogde slijmproductie, vaatinjecties, blaren op de huid en ingevallen ogen. Ook de kieuwen zijn aangetast met zichtbare necrose en bloedingen (zie figuur 1). Inwendig zijn de organen meer dan normaal vergroeid en hebben ze een gespikkeld uitzicht. Door de kieuwbeschadiging hebben ze een versnelde Kieuw

necrose

als

ademhaling en blijven ze aan het wateroppervlak. Ook

Figuur

zijn hun zwembewegingen ongecoördineerd.

gevolg van het Koi Herpes Virus

24 à 48 uur na het verschijnen van de eerste klinische

(foto: www.visclublint.be).

1:

tekenen treedt er vaak sterfte op (tot 90%). Histopathologisch ziet men massale proliferatie van het kieuwepitheel met degeneratieve- en necrotische veranderingen en intranucleaire inclusies. Microscopisch onderzoek van de lever, milt, nier en gastrointestinum toont necrose van parenchymcellen en talrijke macrofagen met opgenomen cellulair debris. Het nierweefsel blijkt het meest gevoelig voor schade. Zenuwweefsel blijft relatief gespaard (Hendrick et al., 2000).

3.1.5.

Diagnose

Allereerst kan men kijken naar typische klinische symptomen, die een vermoeden van KHV kunnen geven, zoals opvallende kieuwnecrose, huidletsels en massale sterfte. Op histologie valt vooral de massale proliferatie van het kieuwepitheel op (zie figuur 2). Ook degeneratie, necrose en intranucleaire inclusies kunnen waargenomen worden in verschillende organen (lever, milt, nier en gastrointestinaalstelsel) (zie figuur 3).

8


Davy Debruyn

Figuur 2: Figuur van de massale kieuwproliferatie door het Koi Herpes Virus. A= dag 0; B= dag 2; C= dag 6 (Pikarsky et al., 2004).

Figuur 3: Interstitiële nefritis door het Koi Herpes Virus. A= dag 0; E= dag 8; I= detail van dag 8 met een intranucleaire inclusie in de rechter bovenhoek (Pikarsky et al., 2004).

Een andere diagnostische methode is de virusisolatie. Hierbij wordt het virus gekweekt in Koi Fin cellen (KF-1 cellen) (zie figuur 4). Deze techniek neemt echter een paar weken in beslag voor men de diagnose kan stellen. Ook kan men het niet uitvoeren op een bevroren staal.

Figuur 4: Een celcultuur op KF-1 cellen geïnfecteerd met Koi Herpes Virus. In de rechterbovenhoek zijn er endoplasmatische vacuoles te zien (Pikarsky et al., 2004).

9


Davy Debruyn

De meest gebruikte techniek om de diagnose te stellen is Polymerase Chain Reaction (PCR). De voordelen ten opzichte van de virusisolatie zijn de snelheid - resultaten kunnen al na één dag al bekomen worden - en het feit dat je het kan uitvoeren op een bevroren staal. Daarenboven kan je PCR uitvoeren op stalen van de kieuwen, milt en nieren, terwijl dit bij virusisolatie beter van de milt en de nieren gebeurt in plaats van de kieuwen aangezien deze vaak besmet zijn met andere kiemen (Amita et al., 2002; Gilad et al., 2002). Een nieuwere techniek waarbij KHV DNA gekwantificeerd kan worden is via Real Time PCR (RT-PCR) (Gilad et al., 2004). Nog een nieuwe techniek die kan gebruikt worden is de Loop-mediated isothermal amplification (LAMP-techniek). Deze recent ontwikkelde techniek kan KHV DNA vermenigvuldigen en detecteren met hoge sensitiviteit, specificiteit en snelheid aan een constante temperatuur. Deze methode kan zeer nuttig zijn in routine diagnoses, controle- en quarantaine procedures (Gunimaladevi et al., 2004). Een andere diagnostische techniek is de detectie van KHV antigenen of antistoffen door Enzyme-Linked Immuno Sorbent Assay (ELISA). In Israël heeft men een diagnostische testkit ontwikkeld om KHV antigenen snel op te kunnen sporen in de faeces van geïnfecteerde vissen. Het is gebaseerd op de reactie tussen antistoffen tegen KHV gebonden aan microtiterplaatjes en de antigenen in de darminhoud van geïnfecteerde vissen. De evaluatie gebeurt via spectrofotometrie. Het voordeel van deze techniek is dat het snel en eenvoudig uit te voeren is; na een paar uur weet men het resultaat al. Het nadeel is dat deze nog niet beschikbaar is voor routine diagnose (Pokorova et al., 2005). Er bestaan ook indirecte ELISA testen waarbij men niet het antigeen, maar de antistoffen tegen het virus gaat opsporen (Hendrick et al., 2000). Deze kan aantonen dat een vis blootgesteld en geïnfecteerd is of is geweest door het virus. Deze kan echter niet uitmaken of de infectie persisteert in de vis, daarom wordt dit niet als standaard diagnostische test gebruikt (Pokorova et al., 2005).

3.1.6.

Bestrijding en preventie

Een effectieve antivirale behandeling tegen KHV is er momenteel nog niet op de markt. Studies hebben aangetoond dat de ziekte kan overleefd worden als de watertemperatuur tot 30°C opgedreven wordt (Ronen et al., 2003). Dit verhoogt namelijk de afweer van de vissen. Tegelijkertijd moet men wel de zuurstofvoorziening verhogen en de voedselgift verlagen. Aangezien het verwarmen van een hele vijver zeer onpraktisch is, kan men dit in kleinere hospitaaltanken doen (Lammens, 2007). Maar deze maatregel verlaagt de mortaliteit slechts minimaal en bovendien wordt de kans groter op besmettingen met bacteriën en parasieten. Om deze reden kan men de vissen best behandelen met een ondersteunende dosis chloramine T, acriflavine of kopersulfaat (Lammens, 2007). Bovendien kunnen de koi’s die de ziekte overleefd hebben dragers van het virus worden. Deze zijn een bron van besmetting voor gevoelige vissen. 10


Davy Debruyn

Aangezien het KHV grote verliezen kan veroorzaken in kwekerijen van koi’s en karpers, is het ethisch verantwoord, wanneer een vis in een bestand positief is bevonden voor KHV, het hele bestand te elimineren. Zo wordt het ontstaan van dragers en de verdere verspreiding van het virus tegengegaan. Verder dient men ook de vijver en de filter te ontsmetten met Chloramine T of kaliumpermanganaat. Men dient wel eerst zoveel mogelijk organisch materiaal te verwijderen om de activiteit van de ontsmettingsmiddelen niet te verlagen. Indien men de vijver niet wil behandelen met producten kan men ook opteren om deze minimum een maand droog te zetten (Lammens, 2007). Momenteel is de enige effectieve methode voor preventie quarantaine. Tijdens deze periode worden vissen in aparte bakken gehouden en wordt er per vis apart materiaal gebruikt (netjes, emmers e.d.). De quarantaine wordt gedurende minstens 30 dagen aan een temperatuur van 24°C aangehouden. Aan het einde van een quarantaine periode worden zieke vissen onderzocht om KHV uit te sluiten. Als alle vissen gezond lijken neemt men bloed om op antistoffen te testen (Hartman et al., 2008). Tijdens de quarantaine kan men eventueel een vis toevoegen uit de eigen populatie om te zien of deze al dan niet ziek wordt, dit wordt de kruisingstest genoemd (Lammens, 2007). Verder kan men ter preventie stress proberen te vermijden, aangezien de ziekte voornamelijk voorkomt tijdens stressperiodes. Dit kan men door een goede waterkwaliteit te voorzien, overbezetting te vermijden en tijdig in te grijpen bij parasitaire ziektes (Lammens, 2007). Aangezien het virus globaal verspreid is, wordt er ook onderzoek gedaan naar het ontwikkelen van een vaccin. Bij een studie uit 2003 door Ronen et al. heeft men een geattenueerd

virus

intraperitoneaal

ingespoten bij gewone karpers (Cyprinus carpio). De resultaten waren positief in die zin dat de vissen wel degelijk een humorale Figuur 5: Anti-KHV antistoffen titers na intraperitoneale injectie van een geattenueerd KHV vaccin (Ronen et al., 2003).

respons hadden op het vaccin en dus antistoffen tegen het KHV aanmaakten (zie figuur

5).

Perelberg

et

al.

(2005)

experimenteerde met het toedienen van

een geattenueerd KHV vaccin in het water. De resultaten toonden aan dat wanneer de vissen 10 minuten in water gebracht werden, waaraan het vaccin was toegevoegd, voldoende was om immuniteit op te bouwen. Vervolgens werden deze vissen getest door ze samen te huisvesten met geïnfecteerde vissen. De gevaccineerde vissen overleefden de ziekte. Dit zou een zeer eenvoudige en economisch verantwoorde methode zijn om de vissen te vaccineren. Toch is er nog discussie dat deze vissen drager kunnen worden en naïeve vissen kunnen besmetten. Ook zouden indirecte diagnostische testen verwarrend zijn (Hartman et al., 2008). Vandaag de dag wordt er nog niet grootschalig gebruikt gemaakt van het vaccin.

11


Davy Debruyn

3.2.

LENTEVIREMIE OF SPRING VIRAEMIA OF CARP

3.2.1.

Etiologie

Spring Viraemia of Carp (SVC) wordt veroorzaakt door een Rhabdovirus. Dit virus werd voor het eerst in 1971 geïsoleerd uit vissen die aan infectieuze waterzucht leden. Deze ziekte bestond uit twee vormen, namelijk een acute, ascites vorm en een chronische , ulceratieve vorm. Uit de acute vorm kon men het Rhabdovirus

isoleren.

Dit

virus

werd

dan

het

Rhadovirus carpio genoemd en de ziekte kreeg de naam Spring Viraemia of Carp (Fijan et al., 1971). Later, in 1977, ontdekte men dat de letsels bij de chronische vorm van infectieuze waterzucht niet door het SVC virus maar door een bacterie van het genus Aeromonas veroorzaakt werden. Deze aandoening werd dan karper erythro-dermatitis genoemd (Bootsma

Figuur

et al., 1977).

microscopische opname en de

R. carpio is een kogelvormig RNA virus, 60-90 nm

schematische

breed en 80-180 nm lang. Het is opgebouwd uit vijf

Rhabdovirus carpio (Ahne et al.,

structurele proteïnen (Ahne et al., 2002) (zie figuur 6).

2002).

6:

Een

elektronen-

opbouw

van

Het virus wordt geclassificeerd onder het genus van de Vesiculovirussen van de familie van de Rhabdoviridae (Walker et al., 2000).

3.2.2.

Epidemiologie

SVC is een virus dat ziekte veroorzaakt bij de gewone karper (Cyprinus carpio). De koi is een kleurmutatie van de gewone karper en bij gevolg is deze ook vatbaar voor het virus. Het ziektecomplex dateert al terug sinds de Middeleeuwen, maar was dan gekend onder andere namen zoals infectieuze waterzucht, rubella, infectieuze ascites, hemorrhagische septicemie en rode bemettelijke ziekte (Hofer, 1904; Schäperclaus, 1930; Tomasec et al., 1964; Bauer en Faktorovich, 1969). Deze ziektes zorgden voor grote economische verliezen in de karpervijver visserijen in Centraal- en Oost-Europa. Over de ziekteverwekker bestond veel twijfel tot men in 1971 (Fijan et al., 1971) het virus uit vissen kon isoleren is. Sindsdien wordt de ziekte Spring Viraemia of Carp genoemd en het virus Rhabdovirus carpio (Ahne et al., 2002). Aangezien het virus economisch grote verliezen kan veroorzaken, is het door het OIE uitgeroepen tot een aangifteplichtige ziekte. Het OIE heeft ook een handleiding gepubliceerd

12


Davy Debruyn

waarin wordt uitgelegd hoe men het virus kan diagnosticeren. Bovendien zijn er lijsten met ‘SVC-vrije’ statuten voor aquacultuurbedrijven en geografische regio’s (zie www.oie.int) (Petty et al., 2002).

3.2.3.

Pathogenese

Het virus dringt de vis binnen via de kieuwen. Daar zal het zich vermeerderen in het kieuwepitheel van waaruit het zich naar verschillende organen (zwemblaas, milt, lever, hart, nieren, intestinaal kanaal, peritoneum en skeletspieren) zal spreiden (Ahne, 1978; Baudouy et al., 1980; Wolf, 1988). Het virus wordt in de omgeving uitgescheiden via faeces en mucoïede afscheidsels. Bloedzuigende parasieten, zoals bloedzuigers en de karperluis van het genus Argulus kunnen ook het virus verspreiden (Pfeil-Putzien, 1977; Ahne, 1985). Mechanische spreiding door vogels en materiaal wordt ook vermoed door de langleefbaarheid van het virus in water, modder of zelfs na uitdroging (Ahne, 1982a; Ahne, 1982b). De aanwezigheid van het virus in ovariële en seminale

vloeistoffen

doet

vermoeden

dat

verticale transmissie mogelijk is (Fijan, 1999). Net als bij het KHV bepaalt de watertemperatuur voor een groot deel het ziekteverloop (zie figuur 7). In vitro is de optimale temperatuur voor virusvermenigvuldiging 20-22°C, maar dit is ook de optimale temperatuur voor immuunrespons van de gastheer. Maximum mortaliteit kan Figuur 7: Effect van de watertemperatuur

verwacht worden bij watertemperaturen onder

op het verloop van het SVC (Ahne, 1980).

de 18°C, aangezien bij lagere temperaturen de immuunrespons van de gastheer daalt (Fijan, 1999; McAllister, 1993).

3.2.4.


Aan het gedrag valt op dat de vissen een vertraagde ademhaling hebben, lethargisch zijn, en sommigen op de bodem rusten. Ook vertonen de vissen een verlies van evenwicht (Wolf, 1988). Uitwendig kan men een uitzetting van het abdomen zien en puntbloedingen op de kieuwen en schubben. Soms komen ook bloedingen voor aan de ogen en exofthalmie. Het huidpigment kan iets donkerder zijn dan normaal. De vissen hebben last van mucoïede

Figuur

8:

Zwemblaas

puntbloedingen bij een karper met SVC (Wolf, 1988).

13

met


Davy Debruyn

faeces. De kieuwen zijn bleek en de skeletspieren fibrilleren ongecontroleerd (Wolf, 1988). Inwendig zijn de vissen algemeen haemorrhagisch en oedemateus met ascites. Voornamelijk in de zwemblaas vallen de multipele focale bloedingen op (zie figuur 8). De milt is vergroot en in het hart, de lever, de nieren, het spijsverteringsstelsel, het peritoneum en de skeletspieren zijn er puntbloedingen zichtbaar. In het spijsverteringsstelsel doet zich een katarrhale enteritis voor, welke aanleiding geeft tot de mucoïede faeces (Wolf, 1988). Histopathologisch ziet men necrose van de leverbloedvaten en het leverparenchym. In de nieren zijn duidelijk de excretorische en hematopoëtische functies beschadigd. De renale tubuli raken verstopt door celdebris en in de tubuluscellen ziet men intracytoplasmatische inclusies en hyaliene degeneratie. Het epitheel van de zwemblaas verandert van een éénlagig epitheel naar een discontinue meerlagig epitheel. In de submucosa zijn de bloedvaten gedilateerd en bevatten ze geaccumuleerd bloed. Het hart ondergaat eveneens necrose (Wolf, 1988). Deze symptomen komen voornamelijk voor bij infecties onder experimentele omstandigheden. In de praktijk zijn deze vaak gecompliceerd voornamelijk door secundaire bacteriële infecties.

3.2.5.

Diagnose

SVC is een aangifteplichtige ziekte en de diagnose gebeurt via richtlijnen gegeven door het OIE (OIE, 2009). Men kan een vermoeden hebben als de bovenvermelde symptomen zich voordoen bij een (koi)karper in de lente bij een watertemperatuur onder de 18°C. Verder worden op pathologie de histopathologische veranderingen (zie hoger) microscopisch onderzocht. Vervolgens wordt het virus aangetoond via virus isolatie of sneller door indirect fluorescent antibody test (IFAT) of ELISA op geïnfecteerde weefsels. Ideaal gezien zou directe diagnose via IFAT of ELISA geconfirmeerd moeten worden door virusisolatie gevolgd door virusneutralisatie of RT-PCR en sequentie-analyse (voor procedures zie OIE, 2009).

3.2.6.

Behandeling

De meest praktische behandelingswijze is het verhogen van de watertemperatuur tot boven 20°C. Dit zorgt ervoor dat de mortaliteit, die normaal gezien tot 90% kan oplopen, vrijwel tot nul kan herleid worden. Bij echte uitbraken is het best om het volledige visbestand te euthanaseren, de vijver te laten leeglopen en te desinfecteren. Dit laatste kan zeer moeilijk zijn, aangezien het virus zeer resistent is in de omgeving. Het kan gedurende vijf weken overleven in het vijverwater bij 10°C, langer dan zes weken in vijvermodder bij 4°C en vier weken aan 10°C (Ahne, 1982a). Het virus kan geïnactiveerd worden door formaline, ozon, natrium hypochloriet (Chloor aan 500 ppm gedurende 10 minuten), organische iodoforen, gamma- en ultraviolet straling, pH extremen (< 4 of > 10) of verhitten tot 60°C gedurende 15 min (Smail en Munro 1989; Fijan, 1999).

14


Davy Debruyn

Er was vroeger ook een vaccin op de markt dat een relatief goede werking had (Fijan, 1999), maar dit is nu niet meer verkrijgbaar.

3.3.

KARPERPOKKEN

3.3.1.

Etiologie

Karperpokken worden niet zoals de naam het zegt door een pokkenvirus

veroorzaakt,

maar

door

het

cyprinide

herpesvirus type 1 (zie figuur 9) (Hendrick et al., 1990; Lammens, 2007; Wolf, 1988).

3.3.2.

Epidemiologie Figuur

9:

Een

elektronen-

Het is een goedaardig tumorvormend virus dat voornamelijk

microscopische opname van

bij karperachtigen voorkomt. Bij lage temperaturen, zoals in

het cyprinide herpesvirus type

de herfst en winter, vertonen de vissen ziekte, die spontaan

1 (Hendrick et al., 1990).

verdwijnt naar de zomer toe. De ziekte veroorzaakt geen mortaliteit en dus ook geen verliezen in het visbestand (Hendrick et al., 1990; Lammens, 2007; Wolf, 1988).

3.3.3.

Pathogenese

Het virus spreidt zich in het water en vermeerdert zich in de epidermis van de vissen. Eens de vissen het virus hebben overwonnen, kunnen ze latente drager worden en het virus terug uitscheiden bij stressomstandigheden (overbevolking, slechte waterkwaliteit, lage temperatuur e.a.) (Hendrick et al., 1990; Lammens, 2007; Wolf, 1988).

3.3.4.


De letsels zijn oppervlakkig en over het algemeen glad en stevig. In oppervlakte kunnen de letsels enkele centimeter meten, maar in de dikte zijn ze hoogstens enkele millimeter. Het uitzicht is glazig tot waxachtig (alsof er met kaarsvet over de rug van de vis is gegoten).

Inwendig

ziet

men

geen

afwijkingen,

aangezien de tumor niet invasief is en niet metastaseert. Figuur 10: Letsels bij een Koi met karperpokken (Hermans, 2010).

15


Davy Debruyn

Histopathologisch ziet men dat de groei bestaat uit epidermale cellen met intacte intercellulaire juncties, maar zonder stratum-vorming. Op sommige plaatsen vormen de cellen papillen. Er zijn veel mitoses te zien en intranucleaire inclusies. De groeiende cellen penetreren de basaalmembraan niet. Ook vertonen ze geen tekenen van necrose (Wolf, 1988).

3.3.5.

Diagnose

De diagnose is makkelijk te stellen aan de hand van de typische letsels die zich voordoen bij koudere temperaturen. Als je echt wil zeker zijn kan je de tumoren histologisch onderzoeken of het virus isoleren (Wolf, 1988).

3.3.6.

Behandeling

Het belangrijkste is om de immuniteit van de vis te verhogen. Dit kan men door de watertemperatuur te verhogen boven de 20°C of door het toevoegen van vitamine C, propolys of immunostimulantia in het water of het voer. Bij overmatige groei kan men de karperpokken chirurgisch verwijderen, maar deze kunnen na verloop van tijd terugkomen (Lammens, 2007).

Hieronder een vergelijkende tabel (zie tabel 1), die de 3 belangrijkste virale aandoeningen bij karpers samenvat:

Tabel 1:

Vergelijking tussen Koi Herpes Virus (KHV), Lenteviremie bij karpers (SVC) en karperpokken KHV

SVC

Karperpokken

Synoniemen

Cyprinide herpesvirus type 3; Kaper nefritis en kieuwnecrosevirus

Infectieuze buikwaterzucht bij karpers

Cyprinide herpesvirus type 1; koi pokken; karper herpesvirus; herpesvirus epidermale proliferatie bij karpers, herpesvirus septicemie bij karpers

Viraal agent

Herpesvirus (DNA virus)

Rhabdovirus carpio (RNA virus)

Herpesvirus cyprini (DNA virus)

Gewone karper, koi, andere soorten kunnen drager zijn

Gewone karper, koi, goudvis, graskarper, groothoofdkarper, zilverkarper en Kroeskarper

Gewone karper, koi

Aangetaste vissoorten

16


Davy Debruyn

18-27°C

5-18°C

<20°C

Direct contact, faeces, water, modder, materiaal, vectoren



Lethargie, kort tegen wateroppervlak, ademhalingsstoornisse n, abnormaal gedrag

Lethargisch, op de bodem liggen, abnormaal zwemmen

Geen

Extern

Kieuwnecrose, ingevallen ogen, secundaire bacteriële en parasitaire infecties

Exofthalmie, puntbloedingen, abdominale uitzetting, slijm uit anale opening

Gladde wax-achtige huidlesies

Intern

Weinig, variabele symptomen

Oedeem, ontsteking, puntbloedingen op verschillende organen waaronder zwemblaas

Geen

Direct (virusisolatie, PCR); Indirect (ELISA en virusneutralisatie)

Virusisolatie; IFAT of ELISA gevolgd virusisolatie en neutralisatie of RT-PCR

Virusisolatie

Ja

Ja

Ja

Aangifteplichtig

Aangifteplichtig met maatregelen voor diagnose, behandeling en import

Geen

Depopulatie, quarantaine en testen

Depopulatie, quarantaine en testen

Qaurantaine en testen

Chloor (200 ppm gedurende 1 uur), quaternaire ammoniumverbindingen (500 ppm voor 1 uur)

Chloor (500 ppm gedurende 10 minuten), ozon, gamma/UV stralen, pH <4 of>10, verwarmen tot 60°C gedurende 15 min

Chloor (200ppm gedurende 1 uur), quaternaire ammoniumverbindingen (500 ppm gedurende 1 uur)

Optimale watertemperatuur

Overdracht

Symptomen: Gedrag

Virus aantonen

Dragers

Wetgeving

Preventie/controle

Desinfectie

naar Hartman et al., 2008

17


4.

Davy Debruyn

DISCUSSIE EN CONCLUSIE

Wanneer men de verschillende virussen met mekaar vergelijkt, is het eenvoudiger uit te maken welke aandoening mogelijk de oorzaak is van ziekte in deze case. Koi Herpes Virus kan in deze case de oorzaak zijn door de sterfte van koi’s en ziekte van een karper, terwijl de andere vissen onaangetast bleven. Bovendien kunnen de vissen evenwichtsstoornissen vertonen, wat hier ook het geval was. Wat tegen KHV pleit, is het feit dat er niets uitgekomen was op virusisolatie en PCR analyse. De resultaten van de virusisolatie (zie bijlage 2) hadden misschien wel beter kunnen zijn wanneer men KF-1 cellen had gebruikt. Ook histologisch zijn er bevindingen die tegen KHV pleiten, aangezien er in deze case intracytoplasmatische inclusies zijn vastgesteld, terwijl KHV intranucleaire inclusies veroorzaakt. Wat nog tegen KHV pleit is het feit dat de consultatie in de winter plaatsvond en het virus enkel bij temperaturen tussen 22,5°C en 25°C mortaliteit veroorzaakt. Deze watertemperaturen zijn weinig waarschijnlijk in de winter, tenzij de vijver verwarmt zou zijn, wat niet bleek uit de anamnese. Lenteviremie is in deze case een mogelijke oorzaak van de ziekte. Het virus kan sterfte specifiek bij karpers veroorzaken, zoals ook hier het geval. Het virus kan ook coördinatiestoornissen en puntbloedingen op de huid veroorzaken. Bovendien kan het ziekte verwekken bij lagere watertemperaturen (5°-18°C). Maar wat zeer sterk doet vermoeden dat het in dit geval om SVC gaat, is het feit dat er op histopathologisch onderzoek diffuse bloedingen in het leverparenchym en eosinofiele intracytoplasmatische inclusies

in de niertubuli zijn

gevonden, wat typisch voorkomt bij dit virus. Aangezien het virus lange tijd kan overleven in vijvermodder, kan het misschien bij het verwijderen van het slib uit vijver, dat enkele weken voor de consultatie plaatsvond, terug in het vijverwater zijn terechtgekomen. De diagnose had men kunnen stellen aan de hand van virusisolatie of PCR analyse. Een mogelijke oorzaak dat men in deze case de diagnose niet heeft kunnen stellen, is het feit dat het staal misschien niet vers genoeg meer was of dat de meest juiste procedure om SVC te isoleren zoals aangegeven door het OIE niet is toegepast, aangezien men nog niet vermoedde dat het om deze aandoening ging. Karperpokken zijn in deze case niet belangrijk in de differentiaal diagnose, aangezien deze geen sterfte teweegbrengen en opvallende uitwendige letsels veroorzaken. Ter conclusie kan men stellen dat ondanks uitgebreid onderzoek (autopsie, histopathologisch onderzoek, bacteriologisch onderzoek en virologisch onderzoek) de oorzaak van de ziekte niet gevonden is. Uit de verschillende onderzoeken leek een virologische oorzaak, ondanks negatieve isolatie, het meest waarschijnlijke. Na het bestuderen van de literatuur omtrent virale aandoeningen bij de karper, bleek dat het lentevirus mogelijks aan de basis lag van de ziekte.

18


Davy Debruyn

5.

LITERATUURLIJST



Ahne W. (1978). Uptake and multiplication of spring viremia of carp virus in carp, Cyprinus carpio. L. Journal of Fish Diseases 1, 265-268.



Ahne W. (1980). Rhabdovirus carpio-Infection beim Karpfen (Cyprinus carpio): Untursuchungen über Reaktionen des Wirtsorganismus. Fortschr. Vet. 30, 180-183.



Ahne W. (1982a). Untersuchungen über die stabilitët von vier fischpathogenen viren (VHSV, PFR, SVCV, IPNV). Zentralblatt fur Veterinärmedicin 29(B), 457-476.



Ahne W. (1982b). Untursuchungen zur tenzität der fishviren. Fortschritte in der Veterinärmedizin 35, 305-309.



Ahne W. (1985). Argulus foliacus L. and Philometra geometra L. as mechanical vectors of spring viremia of carp virus (SVCV). Journal of Fish Diseases 8, 241-242.



Ahne W., Bjorklund H.V., Essbauer S., Fijan N., Kurath G., Winton J.R. (2002). Spring viremia of carp (SVC). Diseases of Aquatic Organisms 52, 261-272.



Alcorn S.W., Murray A.L., Pascho R.J. (2002). Effects of rearing temperature on immune functions in sockeye salmon (Oncorhynchus nerka). Fish & Shellfish Immunology 12, 303-334.



Amita K., OE M., Matoyama H., Yamaguchi N., Fukuda H. (2002). A survey of koi herpes virus and carp edema virus in color carp cultured in Niigata Prefecture, Japan. Fish Pathology 37, 197-198.



Baudouy A.M., Danton M., Merle G. (1980). Virémie printanière de la carpe: résultats de contamination expérimentale effectuée au printemps. Annales de Recherches Vétérinaires 11, 245-249.



Bauer O.N., Faktorovich K.A. (1969). Research on infectious diseases of carp in the USSR. Bull VURH Vodnany 5 (3), 30-43.



Bergman S., Schütze H., Fichtner D., Riechardt M., Schrudde D., Meyer K., Kempter J. (2006). Koi Herpes virus (KHV) genome can also be detected in tissue of ornamental fish. Proceedings of the 5th International Symposium on Aquatic Animal Health 5, 78.



Bootsma R., Fijan N., Blommaert J. (1977). Isolation and preliminary identification of the causative agent of carp erythrodermatitis. Vet. Arh. 47, 291-302.



Costes B., Stalin Raj V., Michel B., Fournier G., Thirion M., Gillet L., Mast J., Lieffrig F., Bremont M., Vanderplasschen A. (2009). The major portal of entry of Koi Herpes virus in Cyprinus carpio is the skin. Journal of Virology 83 (7), 2819-2830.



Decostere A. (1998). Diagnostiek bij vissen. Vlaams Diergeneeskundig Tijdschrift 67, 334-339.



Fijan N. (1999). Spring viremia of carp and other diseases and agents of warm-water fish. In : Woo P.T.K., Bruno D.W. (Editors). Fish Diseases and Disorders, Volume 3, Viral, Bacterial and Fungal Infections, CABI Publishing, Oxon, UK, p. 177-244.



Fijan N., Petrinec Z;, Sulimanovic D., Zwillenberg L.O. (1971). Isolation of the viral causative agent from the acute form of infectious dropsy of carp. Vet. Arh. 41, 125-138. 19

Virale aandoeningen bij de koikarper 

Davy Debruyn

Gilad O., Yun S., Andree K.B., Adkison M.A., Zlotkin A., Bercovier H., Eldar A., Hendrick R.P. (2002). Initial characterization of koi herpes virus and development of a polymerase chain reaction assay to detect the virus in koi, Cyprinus carpio koi. Diseases of Aquatic Organisms 48, 101-108.



Gilad O., Yun S., Zagmutt-Vergara F.J., Leutenegger C.M., Bercovier H. Hendrick R.P. (2004). Concentrations of a Koi herpes virus (KHV) in tissues of experimentally infected Cyprinus carpio koi as assessed by real-time TaqMan PCR. Diseases of Aquatic Organisms 60, 179-187.



Goodwin A. (2003). Differential diagnosis: SVC vs. KHV in Koi. American Fisheries Society Fish Health Section Fish Health Newsletter 31 (1), 9-13.



Gunimaladevi I., Kono T., Venugopal M.N., Sakai M. (2004). Detection of koi herpes virus in common carp, Cyprinus carpio L., by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Fish Diseases 25, 171-178.



Hartman K.H., Yanong R.P.E., Pouder D.B., Petty B.D., Francis-Floyd R., Riggs A.C. (2008).

Koi

Herpes

virus

(KHV)

Disease.

Internetreferentie

:

Fout!

De

hyperlinkverwijzing is ongeldig.. 

Hendrick R.P., Gilad O., Yun S., Spangenberg J., Marty G., Nordhausen R., Kebus M., Bercovier H., Eldar A. (2000). A herpes virus associated with mass mortality of juvenile and adult koi, a strain of common carp. Journal of Aquatic Animal Health 12, 44-55.



Hendrick R.P., Groff J.M., Okihiro M.S., McDowell T.S. (1990). Herpes viruses Detected in Papillomatous Skin Growths of Koi Carp (Cyprinus carpio). Journal of Wildlife Diseases 26 (4), 578-581.



Hermans K. (2010). Ziekten bij vissen: Een praktische benadering. Universiteit Gent, Faculteit Diergeneeskunde, Vakgroep Bijzondere Dieren.



Hofer B. (1904). Handbuch der Fishkrankheiten. Verlag der Allgemeinen FishereiZeitung, B. Meller, Munich.



Lammens M. (2007). De Koi Dokter, Leidraad voor een gezonde Koi, p. 98-103.



McAllister P.E. (1993). Goldfish, koi and carp viruses. In : Stoskopf M.K. (Editor). Fish Medicine, W.B. Saunders Company, Philadelphia, P.A., p. 478-486.



McGeoch D.J., Rixon F.J., Davison A.J. (2006). Topics in herpes virus genomics and evolution. Virus Res. 117, 90-104.



Office International des Epizoöties (2009). Spring Viraemia of Carp. Internetreferentie : http://www.oie.int/Eng/normes/fmanual/2.3.08_SVC.pdf



Ornamental Aquatic Trade Association (OATA) (2001). Koi Herpes Virus (KHV) Westbury, Wilts, United Kingdom.



Perelberg A., Ronen A., Hutoran M., Smith Y., Kotler M. (2005). Protection of cultured Cyprinus carpio against a lethal viral disease by an attenuated virus vaccine. Vaccine 23, 3396-3403.

20


Davy Debruyn

Perelberg A., Smirnov M., Hutoran M., Diamant A., Bejerano Y., Kotler M. (2003). Epidemiological description of a new viral disease afflicting cultured Cyprinus carpio in Israel. Israeli Journal of Aquaculture 55, 5-12.



Petty B.D., Riggs A.C., Klinger R.E., Yanong R., Francis-Floyd R. (2002). Spring viremia

of

carp.

Internetreferentie

:

http://www.pondhoppers.org/Articles/UF_Spring%20Viermia-SVC.pdf 

Pfeil-Putzien C. (1977). New results in the diagnosis of spring viremia of carp caused by experimental transmission of Rhabdovirus carpio with carp louse (Argulus foliacus). Bulletin de L’Office International des Epizooties 87, 457.



Pikarsky E., Ronen A., Abramowitz J., Levavi-Sivan B., Hutoran M., Shapira Y., Steinitz M., Perelberg A., Soffer D., Kotler M. (2004). Pathogenesis of acute viral disease induced in fish by Carp Interstitial Nephritis and Gill Necrosis Virus. Journal of Virology 78 (17), 9544-9551.



Pokorova D., Vesely T., Piackova V., Reschova S., Hulova J. (2005). Current knowledge on koi herpes virus (KHV): a review. Veterinary Medicine 4, 139-147.



Ronen A., Perelberg A., Abramovitz J., Hutoran M., Tinman S., Bejerano I., Steinitz M., Kotler M. (2003). Efficiënt vaccine against the virus causing a lethal disease in cultured Cyprinus carpio. Vaccine 21 (32), 4625-4743.



Schäperclaus W. (1930). Pseudomonas punctata als Krankheitserreger bei Fischen, Untersuchungen

über

Süsswasseraalrotseuche,

Leibeshöhlenwassersucht

der

Cypriniden, indesbesondere des Karpfens, und Fleckenseuche der Weiβfische. Z Fisch 28, 289-370. 

Smail D.M., Munro L.S. (1989). The virology of teleosts. In : Roberts R.J. (Editor). Fish Pathology, Second edition. Balliere-Tindall, London, UK, p. 173-241.



Tomasec I., Brundnjak Z., Fijan N., Kunst L. (1964). Weiterer Beitrag zur Ätiologie de infektiösen Bauchwassersucht der Karpfens. Bull Int Jugoslavenske Akademija Znanosti Umjetnosti Zagreb 16, 35-44.



Walker P.J., Benmansour A., Calisher C.H., Dietzgen R. en zeven anderen (2000). Family Rhabdoviridae. In : van Regenmortel M.H.V., Fauquet C.M., Bishop D.H.L., Carstens E.B. en zeven anderen (Editors). The Seventh Report of the International Committee for Taxonomy of Viruses. Academic Press, San Diego, CA, p. 563-583.



Waltzek T.B., Kelley G.O., Stone D.M., Way K., Hanson L., Fukuda H., Hirono I., Aoki T., Davison A.J., Hedrick R.P. (2005). Koi herpes virus represents a third cyprinid herpes virus (CyHV-3) in the family Herpesviridae. Journal of General Virology 86, 1659-1667.



Way K., Le Deuff M., Stone D.M., Denham K.L., St.-Hilaire S. (2004). Diagnostics and research at CEFAS Waymouth laboratory 2000-2003. In : Report of International Workshop

on

Koi

Herpes

virus.

www.defra.gov.uk/science/Publications/Default.asp.

21

Internetreferentie

:


Davy Debruyn

Wolf K. (1988). Fish Viruses and Fish Viral Diseases. U.S. Fish and Wildlife service, Cornell University press, p. 191-216.



Yuasa K., Ito T., Sano M. (2008). Effect of water temperature on mortality and virus shedding in carp experimentally infected with Koi Herpes virus. Fish Pathology 43 (2), 83-85.

22


Davy Debruyn

BIJLAGE I : AUTOPSIE BIJ EEN VIS

(Decostere, 1998)

23


Davy Debruyn

BIJLAGE II : PROCEDURE VOOR VIRUSISOLATIE BIJ KHV

24

UNIVERSITEIT GENT FACULTEIT DIERGENEESKUNDE

Recommend Documents